Post on 12-Mar-2020
QFB. María del Rosario Vázquez Larios
1er Encuentro de Innovación en el Laboratorio Clínico.
27 de Noviembre 2015
“Fortaleciendo las competencias
del Laboratorio Clínico”
Baron, E.J. Cumitech 1C Blood Cultures. IV. ASM Press. Washington, DC .2005
CLSI. Principles and Procedures for Blood Cultures; Approved Guideline. M47-A.Wayne PA. 2007
LINEAMIENTOS
Practice of quality assurance in laboratory medicine in developing countries. In Health laboratory services in support of primary health care in developing countries. World Health Organization, New Delhi, 1994:77-137.
OMS (5 correctos)
PACIENTE CORRECTO
(MISP1)
MUESTRA CORRECTA
RESULTADO CORRECTO
TIEMPO CORRECTO OPORTUNO
INTERPRETACION
CORRECTA
ETAPA ACTIVIDADES
Pre-pre analítica
Selección del examen para diagnóstico
Solicitud del examen DATOS
Pre – analítica
Identificación del paciente (MISP1) Preparación del paciente
Toma de muestra
Identificación de la muestra
Transporte de la muestra
Analítica
Siembra de la muestra
Selección de medios de cultivo
Condiciones generales de incubación
Pruebas de identificación
Pruebas de susceptibilidad antimicrobiana
Post- analítica
Transcripción del resultado
Validación del resultado
Post- post analítica
Acciones terapéuticas realizadas
Tiempo de respuesta
BU
EN
AS
PR
AC
TIC
AS
TOMA DE MUESTRA
Realizar higiene de manos.
• Verificar la identificación del paciente. MISP 1 • Cotejar con la solicitud del estudio.
Insumos necesarios
• Jeringas • Frascos previamente identificados. • Remover tapas de las botellas. • Frotar el tapón de goma con alcohol al 70%
• Colocarse los guantes , cubrebocas y goggles . • Aplicar el torniquete. • Preparar el sitio de piel a puncionar.
Occupational Safety and Health Administration (OSHA)
TOMA DE MUESTRA
Alcohol isopropilico durante 30
segundos
Solución yodada durante 1 minutos *.
Cubrir un área circular de 2-4 cm
(sitio de punción hacia afuera).
Inocular la cantidad establecida en las
botellas y mezclar **.
•Pacientes alérgicos realizar dos limpiezas con alcohol
isopropílico.
** No se recomienda el cambio de aguja
CLSI. Principles and Procedures for Blood Cultures; Approved Guideline. M47-A.Wayne PA. 2007
MUESTRA
COLECCIÓN
NÚMERO DE HEMOCULTIVOS
VOLUMEN
Dilución sangre / medio de
cultivo.1:10.
Efectuar la toma en condiciones de asepsia. En paciente febril tomarlos sin fiebre. El mejor momento es en escalofrío.
Niños ( > 10 UFC/ml ) 1 a 5 mL
Adultos ( < 10 UFC/ml ) 10 mL
CLSI. Principles and Procedures for Blood Cultures; Approved Guideline. M47-A.Wayne PA. 2007
1 set de hemocultivos/24 horas) Aerobio, anaerobia. Aerobias
Bacteriemia/catéter (periférica, catéter)
MICROORGANISMOS
GRAMNEGATIVO
Escherichia coli
Klebsiella
Enterobacter
Pseudomonas
Salmonella
GRAMPOSITIVO
Staphylococcus aureus.
E.C.N.
Esptreptococos grupo viridans.
Enterococos.
Pneumococo
GRAMPOSITIVO
CONTAMINANTE
? Bacillus
Corynebacterium
Propionabacterium
ECN
FASTIDIOSOS
Brucella.
Campylobacter
Estreptococos deficientes.
HACEK.
LEVADURAS
HONGOS
MEDIOS DE CULTIVO.
Caldo de soya tripticaseína.
Caldo infusión cerebro corazón.
Caldo de tioglicolato.
Caldo de Brucella
Caldo Columbia
Aditivos:
• Anticoagulante (PSS).
• Resinas.
• Carbón activado
Suplementos:
• Extracto de levadura.
• Vitaminas.
• Aminoácidos.
• Amortiguadores.
• Coenzimas.
• Sacarosa.
Baron, E.J. Cumitech 1C Blood Cultures. IV. ASM Press. Washington, DC 2005.
MEDIOS DE
CULTIVO
pH
ESTERILIDAD
FUNCIONALIDAD
CLSI. Quality Control for Commercially Prepared Microbiological Cultue Media. M22A3. Wayne PA. 2004.
CULTIVO POSITIVO A LAS 48 (72 HORAS) 5 a 30 UFC/frasco
0.5 ML DE LA SUSPENSIÓN (50 UFC/mL)
DILUCIÓN 1/100, 1/100,1/100 (100 UFC/mL)
SUSPENSIÓN ESCALA 0.5 MC FARLAND
CULTIVO DE 24 HORAS
FUNCIONALIDAD
Baron, E.J. Cumitech 1C Blood Cultures. IV. ASM Press. Washington, DC 2000 Bactec 9000 Seeded Blood .Culture Preparation Bactec 9000 Validation Protocol.
CLSI. Quality Control for Commercially Prepared Microbiological Cultue Media. M22A3. Wayne PA. 2004.
CEPAS CONTROL
MEDIO AEROBIO
• Streptococcus pneumoniae ATCC 6305 *
• Streptococcus pyogenes ATCC 19615
• Staphylococcus aureus ATCC 25923
• Escherichia coli ATCC 25922
• Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853
• Alcaligenes faecalis ATCC 8750
• Neisseria meningitidis ATCC 13090
• Haemophilus influenzae ATCC 19418
• Candida glabrata ATCC 66032
* CLSI
CLSI. Quality Control for Commercially Prepared Microbiological Cultue Media. M22A3. Wayne PA. 2004 BD Bactec Plus Aerobic/F* Plus Anaerobic/F* Frascos de cultivo.
MÉTODOS
MANUALES
AUTOMATIZADOS
ECONÓMICO: LABORATORIO.- Disminución de
las horas/hombre, disminución de los costos del material de resiembra, disminución del
riesgo de cortapunzantes, HOSPITAL una
disminución de los días de uso de antibióticos de amplio espectro (más caros y con mayor toxicidad) y también una disminución de los días/cama.
CLÍNICO: Disminución del tiempo de respuesta y un aumento de la sensibilidad de los hemocultivos. Esto permite mejorar la capacidad diagnóstica en bacteriemias y un uso más racional de la terapia antimicrobiana
MICROBIOLÓGICO: Disminución de la carga de trabajo con posibilidades de procesar grandes volúmenes de muestras, una disminución de la contaminación cruzada por técnicas de detección no invasivas y un aumento del espectro de microorganismos que se detectan por estos sistemas.
EPIDEMIOLÓGICO: El soporte computacional que poseen estos sistemas permiten obtener listados de positividad por pacientes, por muestra, por microorganismo, conocer el rendimiento (% de positividad) y la contaminación de los hemocultivos. lo que constituyen gran aporte en el control de las bacteriemias intrahospitalarias.
IMPACTO
SUBCULTIVO CON MÉTODO CONVENCIONAL
Resembrar a ciegas /12, 18 y 72 horas y 7 días de incubación
INCUBAR 48 HORAS
HEMOCULTIVOS
POSITIVOS
TINCION GRAM SUBCULTIVO
ID/SUSCEPTIBILIDAD
PRELIMINAR
ID/ SUSCEPTIBILIDAD FINAL.
POSITIVO
24/48horas.
HEMOCULTIVOS NEGATIVOS
NEGATIVO / 7 ó 14 dias Subcultivo
INCUBAR 48 HORAS
VERDADERO NEGATIVO
FALSO NEGATIVO
POSITIVO
• Sin desarrollo por cinco días o por el tiempo de
incubación establecido.
Si las botellas permanecen negativas
• Una de las muestras positiva con un microorganismo habitual de la piel o contaminante. Contacte al laboratorio si requiere más información.
Cuando una de las dos muestras o una muestra única desarrolla ECN, Bacillus, Corinebacterias, Micrococcus o Streptococcus.
• Realizar identificación y estudio de sensibilidad de ambos aislamientos.
• Si son la misma especie con idéntico perfil de sensibilidad, se considera bacteriemia real.
La presencia de estos microorganismos en las dos
muestras
• Se reportan como causantes de bacteriemia real estén en una o en las dos muestras extraídas.
• Realizar identificación y estudio de sensibilidad de ambos aislamientos.
La presencia de otros microorganismos diferentes a los
anteriores.
• Si la muestra extraída por el catéter es positiva por lo menos dos horas antes que la muestra extraída por vena periférica.
• Se considera bacteriemia relacionada a catéter.
Hemocultivos diferenciales. (catéter y vena periférica)
REPORTE DE RESULTADOS
Bazet, Seija. Procesamiento de muestras bacteriológicas para diagnóstico de las principales infecciones asociadas a los cuidados de salud.
Infecciones hospitalarias y resistencia antimicrobiana. 2014
Informar inmediatamente al médico por vía telefónica al médico responsable del paciente.
Informar la morfología de los
microorganismos, el resultado de la tinción de Gram, el número de hemocultivos positivos con referencia al total de los extraídos y la fecha de obtención de los mismos (referir catéter o periférico)
Registrar el día, hora y el nombre de la persona que emite y recibe el informe.
HEMOCULTIVOS POSITIVOS
“VALOR ALERTA”
Meta 2. Estándares del Consejo de Salubridad General. 2012
Meta 2. Comunicación efectiva
Escuchar-Escribir-Leer y Confirmar.
SISTEMAS AUTOMATIZADOS
INSTRUMENTO MEDIOS CULTIVO
HEMOCULTIVOS
Sistema Subcultivo/tinción Interpretación
+ + Verdadero positivo
+ - Falso positivo
- + Falso negativo
- - Verdadero negativo
Baron, E.J. Cumitech 1C Blood Cultures. IV. ASM Press. Washington, DC 2005
LEUCOCITOS
GLUCOSA
pCO2
FALSOS POSITIVOS <2.0 %
TECNICA
ANTISEPTICOS
Keri K. Hall and Jason A. Lyman. Blood Culture Contamination. Clinical Microbiology Reviews, Oct. 2006, p. 788–802 Vol. 19, No. 4 2006.
ERRORES
Mayores
(--, --)
Menores
(+, --)
FALSOS NEGATIVOS < 0.5 %
Pseudomonas
Candida
M. ALFA,1,2* S..Continuous Quality Improvement for Introduction of Autmated Blood Culture Instrument Journal Of Clinical Microbiology, May 1995, p. 1185–1191 Vol. 33, No. 5
1
10
1 2 3 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 48
Tiempo en horas
UF
C /
mL
CAUSAS FRECUENTES DE CONTAMINACIÓN
DE LOS HEMOCULTIVOS.
3%.
Mala desinfección de la piel en el sitio
de toma de muestra.
Uso de antisépticos
contaminados.
Uso de medios de cultivo
contaminados.
Procesos invasivos del
subcultivo inadecuado.
Keri K. Hall and Jason A. Lyman. Blood Culture Contamination. Clinical Microbiology Reviews, Oct. 2006, p. 788–802 Vol. 19, No. 4 2006.
• Cumplimiento tiempos de traslado.
• % de contaminación de los hemocultivos de sangre periférica (SP).
• % de botellas de hemocultivo con volumen adecuado de sangre.
• % de contaminación de los hemocultivos de sangre periférica (SP)
• % de número de botellas por paciente.
Etapa pre-
analítica
• % de concordancia del gram del hemocultivo con la identificación final en el cultivo.
Etapa analítica
• % cumplimiento de plazos de entrega de resultados de exámenes.
• % informes corregidos.
• % de aviso de valores de alerta (VA) almédico tratante antes del tiempo establecido
• % Falsos positivos
• % Falsos negativos
Etapa post-
analítica
G.AD. Implementación de 9 indicadores de calidad en un laboratorio hospitalario. Rev Med Chile 2011; 139: 205-214 CLSI. Principles and Procedures for Blood Cultures; Approved Guideline. M47-A.Wayne PA. 2007.
INDICADORES
PORCENTAJE DE HEMOCULTIVOS
POSITIVOS
Tabular y analizar los datos de
hemocultivos positivos.
Tiempo de detección.
Microorganismos aislados.
Baron, E.J. Cumitech 1C Blood Cultures. IV. ASM Press. Washington, DC 2005.