ECOLOGIA MICROBIANA APLICADA AL SECTOR DE LA GESTIÓN DEL CÉSPED

DEPORTIVO

Dr. Marc Viñas (PhD Biology; Environmental Microbiology)

marc.vinas@irta.cat Webinar: 28 de Abril 2016

ESQUEMA DEL SEMINARIO

LOS MICROORGANISMOS Y SU RELACIÓN EN BIOPROCESOS DE INTERÉS EN LA GESTIÓN DE CÉSPEDES DEPORTIVOS

• EL MICROBIOMA DEL SUELO Y LA RHIZOSFERA, UN NUEVO CONCEPTO• GESTIÓN DEL NITRÓGENO Y FERTILIZACIÓN (ORGÁNICA/INORGÁNICA)• GASES DE EFECTO INVERNADERO Y HUELLA DE CARBONO (N2O, NO, CH4, CO2)• RESISTENCIA A FITOPATÓGENOS (INCREMENTAR LA DIVERSIDAD MICROBIANA DEL SUELO-

RHIZOSFERA ES FUNDAMENTAL)

HERRAMIENTAS DE ECOLOGÍA MICROBIANA Y SU POTENCIAL APLICACIÓN EN CÉSPEDES DEPORTIVOS

• CLASICAS DEPENDIENTES DE CULTIVO• BIOLOGÍA MOLECULAR (DNA/RNA): PCR, q(RT)PCR, DGGE, NGS

EJEMPLOS DE ESTUDIOS REALIZADOS EN NUESTRO LABORATORIO• FILTRO ARENA + CONSTRUCTED WETLAND HORIZONTAL. Agua de viveros hortícolas• CONSTRUCTED WETLAND VERTICAL. Agua residual urbana

ANALÍSIS DE ECOLOGÍA MICROBIANA OFERTADOS DESDE EL IRTA

Estrategias metabólicas que encontramos en los microorganismos del suelo

Aerobio (mineralización N y MORG , nitrificación)

Desnitrificante (GHG)

Ferro(metalo)-reductor

Sulfatoreductor

Metanogénico(GHG)

Fermentador

AnaerobioM. ORG

-240

-290-430

CO2/CH4

CO2/acetatCO2 formiat

CO2

-230SO42-/HS-SO4

2-

-200 a +300Àcids húmics

-1842,6-AQDS/2,6-ADHS2,6-AQDS

0Fe3+/Fe2+Fe3+ sòlid

+33Fumarat/succinatFumarat

+59Fe(OH)3/Fe2+Fe(OH)3

+380MnO2/Mn2+Mn4+

+430NO2-/N2NO2

-

+740NO3-/N2NO3

-

+770Fe3+/Fe2+Fe3+ soluble

+820O2/H2OO2

Potencial Redox (mV)Pareja redoxAceptor de electrones

ClO3-/ Cl- ClO−/Cl−; E0 = +1.31 V,

ClO2− /ClO− E0 = +1.28 V),ClO2

− /Cl− E0 = +1.08 VN2O)/N2 (E0 =+1.36 V),

Estrategias metabólicas que encontramos en los microorganismos del suelo

Microbiologia y ciclo del Nitrógeno

1. Fijación N (+). Industrial /Simbiontes/Libres2. Mineralización (+) 60-80 lb N/acre año3. Nitrificación (GHE ??)

Amonio-oxidación (+)Nitrito-oxidación (+)

4. Desnitrificación (-) (GHE??)5. Volatilización (-) a pH alcalinos6. Inmovilización (-)7. Lixiviación (-)

Obtención N en planta: (preferible NO3- en

césped en crecimiento) (+++)

1

1

GHG

EL CICLO DEL NITRÓGENO Y LA MICROBIOLOGÍA DEL SUELO

Cabello et al., 2004; DOI 10.1099/mic.0.27303-0

EL CICLO DEL NITRÓGENO Y LA MICROBIOLOGÍA DEL SUELO

nosZ

nor nir

nap/naramoA

nifH

AOBAOA

NOB

POBLACIONES MICROBIANAS CLAVE EN EL CICLO DEL NITRÓGENO

Fertilización inorgánica: Incentivar nitrificación (en caso de N-NH4)Evitar desnitrificación y sulfatoreducciónEvitar generación de GHG (N2O y CH4) (anòxia + MORG)

Fertilización orgánica (compost/agua regenerada/urea): Incentivar mineralización + nitrificaciónEvitar desnitrificación y sulfatoreducciónEvitar generación de GHG (N2O y CH4) (anoxia + MORG)

Futuro

Presente

Incentivar la fijación biológica de de N2 atmosféricoIncentivar procesos de nitrificaciónMonitorizar la diversidad microbiana del suelo (NGS)Estudiar evolución de la composición de la comunidad microbiana

POBLACIONES MICROBIANAS CLAVE EN EL CICLO DEL NITRÓGENO

Amonificación: Bacterias/Hongos saprófitos (Heterótrofos)

Fijadores de Nitrógeno (Eubacterias Simbiontes o libres): N2 (g) R-NH2/NH4

Simbiontes:Rhizobium (alpha-proteobacterias leguminosas simbionte)Bradyrhizobium (alpha-proteobacteria)Azospirillum (alpha-proteobacteria con gramineas)Frankia (Actinobacteria/Actinomicaetales)

Libres: Azospirillum (alpha-proteobacteria con gramineas)

Azotobacter (gamma-proteobacteria libre)Bacillus (Firmicutes)Clostridium (Firmicutes)Klebsiella (gamma-proteobacteria/Enterobacteriales)Frankia (Actinobacteria/Actinomicetale libres)Cianobacterias Podemos monitorizar las poblaciones mediante

NGS y qPCR (sondas/primers específicos)

Proceso de Nitrificación (esencial en fertilización orgánica): 1. Amonio-oxidación (NH4

+ a NO2-)

2. Nitrito-oxidación (NO2- a NO3

-)

Eubacterias Amonio-oxidantes (AOB): (gen amoA eubacterias):Nitrosomonas: β-proteobacteria (Nitrosomonadales)Nitrosospira: β-proteobacteria (Nitrosomonadales)Nitrosococcus: β-proteobacteria (Nitrosomonadales)Nitrospira: Nitropirae (Chromatiales)

Arqueas Amonio-oxidantes (AOA): (gen amoA arqueas)Nitrosopumilus (Chrenarchaeota/Thaumarchaeota)Nitrososphaera (Chrenarchaeota/Thaumarchaeota)Cenarchaeum (Chrenarchaeota/Thaumarchaeota)

Eubacterias Nitrito-oxidantesNitrobacter α-proteobacteria (Rhizobiales)Nitrospira Nitrospirae (Chromatiales)

POBLACIONES MICROBIANAS CLAVE EN EL CICLO DEL NITRÓGENO

Podemos monitorizar las poblaciones mediante NGS y qPCR (sondas/primers específicos 16S y amoA)

Es un bioproceso aerobio

PREGUNTAS CLAVE HABITUALES EN EL ESTUDIO POBLACIONES MICROBIANAS

•Qué tipo de microorganismos/comunidad microbiana tenemos en una matriz ambiental/bioproceso?

•Qué cantidad (población) de microorganismos totales o específicos tenemos?

•Cuáles y cuantos de ellos están activos en el proceso de interés? Amonio-oxidación/nitrito-oxidación, desnitrificación , sulfatorreducción, metanogénesis. Eubacteria, Arqueas, Hongos?

•Cómo están activos (Función)?

REVISIÓN MICROBIOLOGÍA EN SUELO DE CÉSPED(SHI ET AL 2007 )

????

- +

????

Hongo: Sphaerobolus stellatusDescomposición masiva de M. ORG. Depresión local de la superficie del césped ("thatch collapse“)Movimiento de la pelota poco predecible en el green .

Enfermedad del “Thatch collapse”

Image: Penn State College of Agricultural Scienceshttps://www.gcsaa.org/gcm/2016/march/thatch-collapse-in-golf-course-turf

Como podemos evitar, o tener una mayor resistencia a patógenos?

Tendència: Incrementar la diversidad microbiana del microbioma del suelo

EL MICROBIOMA DEL SUELO Y LA RHIZOSFERA, UN NUEVO CONCEPTO

Microbiología del Compost

Cepas aisladas: Pseudomonas (28%), Serratia (20%), Klebsiella (11%), Enterobacter (5%), BacillusHongos??NGS??

Muestran actividad proteolítica (29% aislados).

(% ) cepas aisladas de compost muestran suppresión patógenos:

Sclerotinia homeocarpa (52% de las cepas bacterianas del compost) Pythium graminicola (31%)Typhula ishikariensis (32%)Microdochium nivale (19%)

Applicación de compost maduro al suelo para incrementar diversidad microbiana y combatir fitopatógenos

LA DIVERSIDAD MICROBIANA

Habitat Cultivables (%) Referencias

Ecosistema marino 0.001-0.1 (Kogure et al., 1980; Ferguson et al., 1984)

Aguas continentales 0.25 (Jones, 1977)

Lago mesotrófico 0.1-1 (Staley y Konopka, 1985)

Estuarios 0.1-3 (Ferguson et al., 1984)

Lodos activados 1-15 (Wagner et al., 1993; Wagner et al., 1994)

Sedimentos 0.25 (Jones, 1977)

Suelo 0.3 (Torsvik et al., 1990)

Microorganismos cultivables: 0,0001% - 1%

Técnicas dependientes de cultivo

Técnicas independientes de cultivo

Aislamiento en placa, NMP, medios

selectivos, BiologTM

PCR, qPCR, PLFA, ARDRA,

DGGE, TGGE, SSCP, T-RFLP. FISH,

NGS (454, Ion torrent, MiSeq )

LA DIVERSIDAD MICROBIANA PREDOMINANTE NO ÉS CULTIVABLE

•Culture-dependent methods :(quantifying microbial populations of interest, microcosm assays, tailored media for isolation of degraders/enrichment, production of inocula)

•Culture-independent methods: (DNA/RNA-based studies, microbial communitystructure (PCR-DGGE, NGS), molecular identification (DNA sequencing), microbialquantification (qPCR))

MÉTODOS PARA EL ESTUDIO DE COMUNIDADES MICROBIANAS Y MICROORGANISMOS DIANA

Principal Objetivo:

UTILIDAD Y OBJETIVOS DE LA ECOLOGÍA MICROBIANA

•Estudios para la detección, identificación, y potenciales interacciones de “microbialkey players” y comunidades microbianas complejas.

•Diagnóstico de fisiología y grupos microbianos activos en las condiciones in-situ ambientales .

M2047R1C1

M2048R1C1

M2049R1C1

M2050R1C1

M2051R1C1

M2052R1C1

M2053R1C1

M2054R1C1

M2055R1C1

M2056R1C1

M2057R1C1

OTU_1

OTU_5

OTU_7

OTU_8

OTU_9

OTU_10 OTU_14

OTU_16

OTU_22

OTU_23

OTU_24

OTU_25

OTU_27

OTU_28

OTU_29

OTU_30

OTU_35

OTU_43

OTU_45

OTU_47

OTU_50

OTU_51

OTU_53

OTU_57

OTU_58

OTU_64

OTU_65

OTU_68

OTU_69

OTU_70

OTU_71

OTU_72

OTU_80OTU_84

OTU_85

OTU_88

OTU_91

OTU_99

OTU_129

OTU_138

OTU_172

OTU_177

OTU_196

OTU_208

OTU_223

OTU_241

OTU_309

OTU_343

OTU_390

OTU_405

OTU_433

OTU_435

OTU_455

OTU_466

OTU_508

OTU_521

OTU_528OTU_535OTU_574

OTU_585

OTU_659

OTU_704

OTU_718

TAN

VFA

HRT

SRT

-2,5

-1,5

-0,5

0,5

1,5

-2,5 -1,5 -0,5 0,5 1,5 2,5

F2 (1

4,4

6 %

)

F1 (77,78 %)

CCA analyisis cDNA 16S Archaea (>0,01%) Without Singletons Gráfico ACC / Simétrico(ejes F1 y F2: 92,24 %)

Canonical Correspondence Analysis (CCA) : cDNA 16S rRNA Archaea

R1 and R2 TAN>3

R1 and R2 TAN<3

MethanosarcinaMethanocculeus

Methanobacterium

TAN

VFA

SRT

HRT

CW/HSSFWater samples (0,2 µm filtrate)

Soil/Sand/Gravel samples

Nucleic Acid extraction Culture-dependent methods

Pathogen detection/monitoringFusarium Pythium

PhytophthoraPseudomonas syringae

qPCR methods

16SrRNAamoAnosZmcrA

16SPathogens

NGS454/MiSeq

16SrRNA/ITS

DGGE/Clone libraryFunctional genes

nosZ/nirK/SKey players?

Data analysisQIIME/MOTHURMVA : PCA, CA

Biota Pathogens?Key players?GH emitters? New Monitoring Data

MPN/culturingmethods

Caracterización global de las poblaciones microbianasen muestras ambientales

Métodos no dependientes de cultivo para el estudio de comunidades microbianas

Caracterización de poblaciones microbianas totales y activasen muestras ambientales

Total DNA + RNA (-80ºC)

Samples from Bioreactors/Environment

Biomass Pellet -80ºCSimultaneous

DNA + RNA extraction

Total DNA + cDNA (-80ºC)

RT (PrimeScript)

qPCR(Quantitative assessment)

16S rRNA genes (DNA + cDNA)mcrA genes (DNA + cDNA)

Other functional genes

NGS (MiSeq/454/Ion Torrent) (Qualitative assessment)

16S rRNA (Eubacteria)16Sr RNA (Archaea)

Centrifuging step (4ºC)

Extremophiles WorkshopTorre Marimon 2015 July 3th

Raw data (sff/fastq)

QIIME/MothurBioinformatics

SILVA/greengenesalignment

Pick OTUs

OTUs distribution

Diversity indicesTaxonomy (RDP)

PCA/CA/CCA New targets. Inocula

Lifeguard/RNA later

De 1 copia de DNA generamos 236

copias de la región de interés (un gen)

En 2 horasTaq DNA polimerasa termoestable

MÉTODOS INDEPENDIETES DE CULTIVO PCR DEPENDIENTES

Cuantificación de genes y microorganismos diana mediante qPCR

Sondas TaqMan Química SybrGreen

Emisión de fluorescencia positiva cuando existe amplificación de la región diana de DNA a estudiar Curvas de calibración de qPCR

Shokralla, et al., 2012

Estudio de comunidades microbianas complejas mediante secuenciación masiva (NGS)

Estudio de comunidades microbianas complejas mediante secuenciación masiva (NGS).

Cuantificando la diversidad

OTUsinv.

simpson chao shannon

Top-Gravel (T0) 452 3,9 1467 2,2

Intermediate -Gravel (T0) 1585 129,5 2085 5,9

Bottom-Gravel (T0) 1333 181,5 2113 6

Effluent CW (T0) 1084 187,9 1811 5,9

Effluent CW (T1) 1015 4,2 1404 3,1

Top-Gravel (T1) 831 18,3 1830 4,1

Intermediate -Gravel (T1) 1401 101,4 1964 5,8

Bottom-Gravel (T1) 1465 69,8 2117 5,6

Figure S1: Microbial community assessment by NGS (MiSeq). CW (Cabrils) T0-T1. Rarefaction curves, number of

OTUs, diversity and richness indexes.

Emisión de gases de efecto invernadero (GEI) . Huella del carbono condicionada por las comunidades

microbianas del suelo

N2

N2CO2

Gases efecto invernadero(CH4, N2O, CO2)

Microbiota

Gases acidificantes (SO2, NOx, H2S, NH3)

Origen emisiones gaseosas: antropogénico, vulcanismo y microbianas

Metanógenos

Nitrificantes

Desnitrificantes

Microbiota

Filtro horizontal arena

Constructed Wetland

Emisión de gases efecto invernadero y actividades de nitrificación-desnitrificación en filtro de arena y

Constructed wetland. Proyecto Cleanleach

Objetivo: Tratamiento de lixiviados ricos en nitratos en viveros hortícolas. Buscando la máxima sostenibilidad del proceso.

Filtro de arena horizontal

GHG: Cabrils (IRTA) (May 2014-Feb 2015)

Emisión de gases efecto invernadero y actividades de nitrificación-desnitrificación en filtro de arena y Constructed

wetland. Proyecto Cleanleach

Reducción de 3-4 ordenes de magnitud la población fúngica del inflow

Eubacterias (Clase en RDP)

arenaInflow outflow

Comunidad microbiana en el Filtro horizontal de arena

T1: antes de aplicar C. ORG.T3: después de aplicar C.ORGBiofilm

Estable

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

80%

90%

100% others

methanosarcina

aciduliprofundum

methanothermobacter

methanimicrococcus

halobacterium

halorubrum

methermicoccus

methanobacterium

methanothermococcus

methanococcus

candidatus nitrososphaera

thermococcus

methanobrevibacter

nitrososphaera

methanosaeta

methanotorris

candidatus nitrosoarchaeum

cenarchaeum

Gradiente poblacionesaerobias-anaerobias

Eubacterias (Filum)

Arqueobacterias (Filum)Inestable

Evolución de poblaciones microbianas antes y despuésde aplicar C. ORG en el Constructed Wetland

Potencial desnitrificante en el biofilm del CW (qPCR gen nosZ): gen nosZ elevado en todas las profundidades

Incremeo de nosZ superfície después de añadir NO3y C ORG

LABORATORIO DE MICROBIOLOGIA AMBIENTAL

Infraestructura Room 1: DNA/RNA extraction and PCR-q(RT)PCR room1. Vertical flow cabinet1. Nanodrop 1 Spectrophotometer1. Incubator 1- Optical microscopy1. Gradient PCR Mastercycler(PCR) (Eppendorff)1. qPCR equipment (Mx3000P)1. Autoclave (clean materials)2. Refrigerator/ 1Freezer -20ºC2. Centrifugue (RT/4ºC)

Room 2: Classical microbiology, Cloning, electrophoresis1. Vertical flow cabinet1. Cabinette for VOCs-chemicals2. Horizontal electrophoresis1. DGGE (CBS-4001)1. Gel imaging1. Autoclave Freezer -80ºC/-20ºC

Environmental shaker

Room 3:

Bioinformatics: QIIME/MOTHUR

Tipos de actividades y colaboraciones

• Tasks in comprehensive on-going research projects at GIRO

• Scientific collaboration with other programs IRTA and other national and international research groups (contract research and funded projects)

• Private contract research with national and international companies (Biotechnological Services)

Current fields of application

• Research in environmental bioprocesses and bioreactors:

Wastewater treatment

Soil-water systems (Bioremediation, Biodeterioration , denitrification) n,

Constructed wetlands

Anaerobic digestion,

Biolectrochemical systems

• Applied research for environmental engineering companies and technological centers

LABORATORY OF MICROBIAL ECOLOGY

Strategic plan 2016-2020 (GIRO)

LABORATORY OF MICROBIAL ECOLOGY

Detail of most common analyses

Microbial community analysis (DGGE/NGS (454/Illumina, Ion Torrent):• Total Eubacteria (16SrRNA gene)• Total Archaea (16SrRNA gene)• Total Fungi (ITS1rRNA gene)• Denitrifyers (nosZ gene)

Quantifying functional genes (qPCR and RT-qPCR):•Ammonia oxidizers : Nitrification (amoA eub and amoA arch)•Denitrification (nosZ)• Methanogens (mcrA)

•Syntrophic oxidizing bacteria SAO (fhs)

•Anammox (hzo)•Hydrocarbon biodegradation (tod, alkB, bssA)• Reductive dehalogenation (vcrA, bvcB, tceA)•Target species: Dehalococcoides, Methanosaeta, Methanosarcina

Hydrocarbon/Chlorinated VOCs degraders by MPN(Het, Hydrocarbons/ETBE/DCM degraders)

DNA/cDNA

DNA/cDNA

ACHIEVEMENTS (sct)

LABORATORY OF MICROBIAL ECOLOGY

Activity of Microbial Ecology

Projects 2012-2015: (12): 8 on going projects

Classical Anaerobic Digestión (3): PROGRAMO (INIA) , ADAW (SME) , ORION (SME)

Bioelectrochemical systems (2): MFC-SWINE (MINECO), INBENT (INIA)

Constructed wetlands (1): CLEANLEACH : (UE) ECO/12/332862

Bioremediation/Biodegradation (2): IMOTEC-BOX, BIOPLANT (FP7 EU)

Deep litter in dairy cows (1): COWCOMPOST (MINECO)

Wastewater and Pathogens (1) : AQUATEST (Indigo FP7)

Gut Microbiome in Rabbits: (1): FEED A GENE (H2020)

Green House emissions in paddy rice field (1) : LIFE ADMICLIM-EBRO . ENV/ES/001182 LIFE

(EU).

1. Sotres,A., Cerrillo, M., Viñas,M., Bonmatí, A. (2015) Nitrogen recovery from pig slurry in a two-chambered bioelectrochemical system. Bioresource Technology194:373-382

2. Sotres, A., Cerrillo, M., Viñas, M., Bonmatí, A. (2015) Nitrogen removal in a two-chambered microbial fuel cell: establishment of a nitrifying-denitrifying microbial community on an intermittent aerated cathode. The Chemical Engineering Journal. DOI: 10.1016/j.cej.2015.08.100

3. Corbella, C.; Guivernau, M.; Viñas, M.; Puigagut, J. (2015). Operational, design and microbial aspects related to power production with microbial fuel cells implemented in constructed wetlands. Water Research DOI: In Press doi:10.1016/j.watres.2015.06.005

4. Lladó, S.; Covino, S.; Solanas, A.M.; Petruccioli, M.; D'Annibale, A.; Viñas, M. (2015). Pyrosequencing reveals the effect of mobilizing agents and lignocellulosicsubstrate amendment on microbial community compositionin a real industrial PAH-polluted soil. Journal of Hazardous Materials 283 :35-43

5. Martinez-Pascual, E.; Grotenhuis, T.; Solanas, A.M.; Viñas, M. (2015). Coupling chemical oxidation and biostimulation: effects on the natural attenuation capacity and resilience of the native microbial community in alkylbenzene-polluted soil. Journal of Hazardous Materials 300 :135-143

6. Calderer, M; Martí, V.; De Pablo, J.; Guivernau, M.; Prenafeta-Boldú, F.X.; Viñas, M. (2014). Effects of enhanced denitrification on hydrodynamics and microbial community structure in a soil column system. Chemosphere 111 :112-119

7. Prenafeta-Boldú, F.X.; Rojo, N.; Gallastegui, G.; Guivernau, M.; Viñas, M.; Elías, A. (2014). Role of Thiobacillus thioparus in the biodegradation of carbon disulfidein a biofilter packed with a recycled organic pelletized material. Biodegradation 25 :557-568

8. Lladó, S.; Covino, S.; Solanas, A.M.; Petruccioli, M.; D'Annibale, A.; Viñas, M. (2014). Pyrosequencing reveals the effect of mobilizing agents and lignocellulosicsubstrate amendment on microbial community composition in real industrial PAH-polluted soil. Journal of Hazardous Materials 283 :35-43

9. Lladó, S.; Solanas, A.M.; Lapuente, J.; Borras, M.; Viñas, M. (2012). A diversified approach to evaluate biostimulation and bioaugmentation strategies for heavy-oil-contaminated soil. Science of the Total Environment 435-436 :262-269

10. Lladó, S.; Covino, S.; Solanas, A.M.; Viñas, M.; Petruccioli, M.; Annibale, A. (2013). Comparative assessment of bioremediation approaches to highly recalcitrant PAH degradation in a real industrial polluted soil. Journal of Hazardous Materials 248-249 :407-414

11. Lladó, S.; Gràcia, E.; Solanas, A.M.; Viñas, M. (2013). Fungal and bacterial microbial community assessment during bioremediation assays in an aged creosote-polluted soil. Soil Biology & Biochemistry 67 :114-123

12. Sotres A, Diaz-Marcos J, Guivernau M, Illa J, Magrí A, Prenafeta-Boldú FX , Bonmatí A, Viñas M (2014). Microbial community dynamics in two-chamberedmicrobial fuel cells: effect of different ion exchange membranes. Journal of Chemical Technology and Biotechnology 90(8):1497–1506

13. Prenafeta-Boldú FX, Summerbell RC, De Boer W, Boschker HTS, Gams W (2014). Biodiversity and ecology of soil fungi in a primary succession of a temperatecoastal dune system . Nova Hedwigia 99(3-4):347-372

14. Isola D, Selbmann L, de Hoog GS, Fenice M, Onofri S, Prenafeta-Boldú FX, Zucconi L (2013). Isolation and screening of black fungi as degraders of volatile aromatichydrocarbons. Mycopathologia 175:369-379

15. Bonmatí A, Sotres A, Mu Y, Rozendal R, Rabaey K (2013). Oxalate degradation in a bioelectrochemical system: Reactor performance and microbial communitycharacterization Bioresource Technology 143:147–153

16. Prenafeta-Boldú, F.X.; Guivernau, M.; Gallastegui, G.; Viñas, M.; De Hoog, G.S.; Elías, A. (2012). Fungal/bacterial interactions during the biodegradation of TEX hydrocarbons (toluene, ethylbenzene and p-xylene) in gas biofilters operated under xerophilic conditions. FEMS Microbiology Ecology 80 (3 ):722-734

List of Publications (2012-2015)

ACHIEVEMENTS (sct)

LABORATORY OF MICROBIAL ECOLOGY

Activity of Microbial Ecology

Muchas gracias por su atención

Datos de contacto:

Dr. Marc Viñasmarc.vinas@irta.cathttps://www.researchgate.net/profile/Marc_Vinaswww.irta.es

IRTA, Torre Marimon s/n, Caldes de Montbui (Barcelona)E-08140+34 902