Post on 17-Mar-2021
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 1
EVALUACIÓN IN VITRO DE LA CAPACIDAD ANTAGÓNICA DE HONGOS
ENDÓFITOS AISLADOS DE MORINGA OLEÍFERA (L) EN EL CONTROL DE
PESTALOTIA PALMARUM (Q).
Samia Hasay Montoya Sánchez
UNIVERSIDAD DE SANTANDER UDES
FACULTAD DE CIENCIAS EXACTAS, NATURALES Y AGROPECUARIAS
BUCARAMANGA
2019
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 2
EVALUACIÓN IN VITRO DE LA CAPACIDAD ANTAGÓNICA DE HONGOS
ENDÓFITOS AISLADOS DE MORINGA OLEÍFERA (L) EN EL CONTROL DE
PESTALOTIA PALMARUM (Q).
Samia Hasay Montoya Sánchez
Trabajo de grado presentado como requisito para optar al título de Microbióloga
Industrial
Director
Beatriz Elena Guerra Sierra PhD
UNIVERSIDAD DE SANTANDER UDES
FACULTAD DE CIENCIAS EXACTAS, NATURALES Y AGROPECUARIAS
BUCARAMANGA
2019
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 3
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 4
“A Dios por permitirme haber llegado hasta este momento tan importante de mi formación profesional.
A mi madre, por ser el pilar más importante, por ser mi gran amiga y compañera, por su amor, paciencia
y esfuerzo. Gracias madre por tu apoyo incondicional eternamente agradecida contigo. TE AMO
MONA”
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 5
Agradecimientos
Primeramente, agradecerle a Dios por ser mi guía y acompañarme en el transcurso de mi vida,
brindándome paciencia y sabiduría para culminar con éxito mis metas propuestas.
A mi madre por ser mi guía, por ser mi apoyo incondicional, por su gran esfuerzo.
A mis abuelos por estar siempre a mi lado por colaborarme siempre que fuera necesario. A mis
tíos, tías, primos y primas por acompañarme en este proceso.
A mi Tutora Beatriz Elena Guerra Sierra, por su confianza puesta en mí, por su apoyo para con mi
trabajo. Gracias por los conocimientos brindados.
A Adriana Sandoval por su gran entrega, colaboración y seguimiento en cada uno de los momentos
de mi trabajo.
Mi agradecimiento a todos, familia y amigos que de una u otra manera me brindaron su
colaboración y se involucraron en este proyecto.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 6
Contenido
Pág.
Resumen ....................................................................................................................................... 12
Abstract ........................................................................................................................................ 13
Introducción ................................................................................................................................ 14
1 Presentación del trabajo de grado ..................................................................................... 17
1.1 Planteamiento del Problema ....................................................................................... 17
1.2 Pregunta de Investigación ........................................................................................... 19
1.3 Hipótesis ..................................................................................................................... 19
1.4 Objetivos ..................................................................................................................... 19
1.4.1 Objetivo general .................................................................................................. 19
1.4.2 Objetivos específicos........................................................................................... 19
1.5 Justificación .................................................................................................................... 20
2 Marco teórico ....................................................................................................................... 22
2.1 Palma aceitera ............................................................................................................. 22
2.2 Insecto facilitador de la Pestaloptiosis ........................................................................ 24
2.3 Pestalotia palmarum................................................................................................... 26
2.3.1 Generalidades. ..................................................................................................... 27
2.4 Pestalotiopsis .............................................................................................................. 30
2.4.1 Controles Químicos. ............................................................................................ 30
2.5 Moringa oleífera Lam ................................................................................................ 32
2.6 Hongos endófitos ........................................................................................................ 34
2.6.1 Metabolitos secundarios. ..................................................................................... 36
2.6.2 Mecanismos de Acción. Los mecanismos de acción del antagonismo dual se
traducen en competencia por espacio y alimento, antibiosis, parasitismo y sinergismo. ...... 37
3 Metodología .......................................................................................................................... 39
3.1 Población y muestra.................................................................................................... 39
3.2 Sitio de estudio ........................................................................................................... 39
3.3 Manejo y tratamiento de las muestras ........................................................................ 39
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 7
3.4 Siembra de los fragmentos del material vegetal ......................................................... 40
3.5 Separación y purificación ........................................................................................... 40
3.6 Pruebas de antagonismo in vitro por cultivo dual ...................................................... 41
3.6.1 Preselección de hongos endófitos ....................................................................... 41
3.7 Análisis estadísticos .................................................................................................... 42
3.8 Identificación de las morfoespecies de hongos endófitos con mayor capacidad
antagónica.................................................................................................................................. 42
3.9 Evaluación de los mecanismos de antagonismo ......................................................... 42
3.10 Prueba cualitativa de Cocultivo de endófitos ............................................................. 43
4 Resultados y Discusión ........................................................................................................ 44
4.1 Aislamiento de hongos ............................................................................................... 44
4.2 Pruebas de antagonismo ............................................................................................. 47
4.3 Análisis estadístico ..................................................................................................... 51
4.3.1 Análisis de medias del crecimiento de hongos endófitos de M. oleífera en cultivo
dual con P. palmarum. .......................................................................................................... 51
4.3.2 Análisis de varianza ANOVA ............................................................................. 52
4.3.3 Prueba Tukey....................................................................................................... 54
4.4 Identificación de los hongos (género) con mayor capacidad antagónica ................... 56
4.5 Evaluación de los mecanismos de antagonistas. ........................................................ 60
4.6 Prueba cualitativa de cocultivo de endófitos .............................................................. 61
5 Conclusiones ......................................................................................................................... 65
6 Bibliografía ........................................................................................................................... 67
7 ANEXOS .............................................................................................................................. 77
7.1 Anexo 1....................................................................................................................... 77
7.2 Anexo 2....................................................................................................................... 77
7.3 Anexo 3...................................................................................................................... 78
7.4 Anexo 4....................................................................................................................... 79
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 8
Lista de Tablas
Pág.
Tabla 1.Codificación de hongos endófitos.................................................................................... 41
Tabla 2. Aislamiento de hongos endófitos de Moringa oleífera ................................................... 45
Tabla 3.Pruebas de antagonismos de los hongos endófitos frente a Pestalotia palmarum. .......... 48
Tabla 4.Análisis de varianza de los hongos que presentaron mayor capacidad antagónica ......... 53
Tabla 5.Análisis de varianza ANOVA.......................................................................................... 54
Tabla 6.Pruebas a posteriori Tukey .............................................................................................. 55
Tabla 7.Descripción de los hongos endófitos aislados de M.oleífera con mayor capacidad
antagónica a P. palmarum ............................................................................................................ 57
Tabla 8.Mecanismos de acción presentados entre los endófitos y el patógeno. ........................... 61
Tabla 9.Tratamientos de hongos endófitos de M. oleífera ,utilizados en prueba de cocultivo
contra P. palmarum. ...................................................................................................................... 62
Tabla 10.Pruebas que potenciaron el antagonismo de P. palmarum en cocultivo con hongos
endófitos ........................................................................................................................................ 63
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 9
Lista de Figuras
Pág.
Figura 1.Ciclo de vida de Leptopharsa gibbicarina ...................................................................... 25
Figura 2.Lesión típica en el envés de los foliolos, caracterizada por manchas, semicirculares de
color oliva a marrón oscuro, rodeadas por un borde amarillo indefinido de aspecto aceitoso. .... 26
Figura 3.Ciclo de vida de Pestalotia palmarum ............................................................................ 29
Figura 4.Beneficios, propiedades y aplicaciones de cada una de los tejidos de la planta Moringa
oleífera. ......................................................................................................................................... 33
Figura 5. Porcentaje de los aislados de Moringa oleífera por tejido ............................................. 46
Figura 6.Prueba de cultivo dual a) MT17: Trichoderma sp, b) MH5: Curvularia sp, c) MT12:
Fusarium sp d) MT11: Fusarium sp e) MT2: Fusarium sp f) MT6: Fusarium sp g) MT3:
Curvularia sp, h) Curvularia sp. .................................................................................................... 51
Figura 7. Análisis de medias de crecimiento de los hongos endófitos aislados de Moringa oleífera
en antagonismo con P. palmarum in vitro. ................................................................................... 52
Figura 8.Cepas de hongos endófitos de M. oleífera que presentan los mayores porcentajes de
inhibición in vitro contra el fitopatógeno P. palmarum : a. Trichoderma sp. b. Curvularia sp. c.
Fusarium sp. d. Fusarium sp e. Fusarium sp. f. Fusarium sp. g. Curvularia sp. h. Curvularia sp. 56
Figura 9.Estructuras microscópicas de hongos endófitos de M. oleífera que presentan los
mayores porcentajes de inhibición in vitro contra el fitopatógeno P. palmarum : a. Trichoderma
sp. b. Curvularia sp. c. Fusarium sp. d Fusarium sp . e. Fusarium sp. f. Fusarium sp. g. Curvularia
sp. h. Curvularia sp. ...................................................................................................................... 57
Figura 10.Prueba de cocultivo. Todas las figuras de la derecha muestran el anverso de los
cocultivos y las figuras de la izquierda el reverso. a. MH5 Curvularia sp), y MH2 (Curvularia sp)
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 10
en cocultivo. b) MT11 (Fusarium sp) y MT17 (Trichoderma sp). c).
MT2(Fusarium sp) y MT12(Fusarium sp). En el centro de las cajas el patógeno. ....................... 64
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 11
Lista de Anexos
Pág.
7.1 Anexo 1 .............................................................................................................................. 77
7.2 Anexo 2 .............................................................................................................................. 77
7.3 Anexo 3 ............................................................................................................................. 78
7.4 Anexo 4 .............................................................................................................................. 79
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 12
Título: Evaluación in vitro de la capacidad antagónica de hongos endófitos aislados de Moringa
oleífera (L) en el control de Pestalotia palmarum
Resumen
Autor(es): Samia Hasay Montoya Sánchez
Palabras claves: Antagonismo, Endófitos, Pestalotiopsis,
La Pestalotiopsis, producida por el hongo Pestalotia palmarum, es la principal enfermedad que
produce defoliación en los cultivos de palma aceitera en el trópico, esta enfermedad afecta de
manera considerable la sostenibilidad de los cultivos y su tratamiento convencional, implica un
daño al medio ambiente por la contaminación que genera. Por tal motivo, la búsqueda de
soluciones naturales innovadoras a esta problemática en el sector agroindustrial es de gran
importancia, como una alternativa al tratamiento químico. La adaptabilidad de los hongos
endófitos a sus hospedantes, los beneficios ecológicos que le brinda y los diversos mecanismos
antagónicos que poseen contra el control de plagas, los convierten en una buena alternativa. En
este trabajo, se evaluó la capacidad antagónica de los hongos endófitos aislados de Moringa
oleífera, en el control de Pestalotia palmarum, haciendo uso de métodos de aislamiento,
identificación y evaluación del antagonismo en conjunto con herramientas de análisis
estadísticos, que permitieran determinar si algunos de los hongos endófitos, podrían significar
una alternativa para el biocontrol de la Pestaloptiosis. Se determinó el potencial de 21 cepas de
hongos endófitos obtenidas de tejido sanos, como candidatas para el control biológico de P.
palmarum. De estos aislados, ocho cepas fúngicas fueron las más promisorias. Destacándose
entre estas, por su actividad antagónica in vitro frente al patógeno, la cepa MT17,
correspondiente a Trichoderma sp con el 87% de inhibición y MH5, correspondiente a
Curvularia sp con el 81 % de inhibición.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 13
Title: In vitro evaluation of the antagonistic capacity of endophytic fungi isolated from Moringa
oleifera (L) in Pestalotia palmarum (Q).
Abstract
Author (s): Samia Hasay Montoya Sánchez
Keywords: Antagonism, Endophytes, Pestalotiopsis
Pestalotiopsis, produced by the fungus Pestalotia palmarum, is the main disease that causes
defoliation in oil palm crops in the tropics. This disease considerably affects the sustainability of
the crops and their conventional treatment, implies damage to the environment by the pollution it
generates. For this reason, the search for innovative natural solutions to this problem in the agro-
industrial sector is of great importance, as an alternative to chemical treatment. The adaptability
of endophytic fungi to their hosts, the ecological benefits they provide and the various
antagonistic mechanisms they have against pest control, make them a good alternative. In this
work, the antagonistic capacity of the endophyte fungi isolated from Moringa oleifera was
evaluated in the control of Pestalotia palmarum, making use of methods of isolation,
identification and evaluation of the antagonism in conjunction with statistical analysis tools,
which allowed determining if some of endophytic fungi, could mean an alternative for the
biocontrol of Pestaloptiosis. The potential of 21 endophytic fungal strains obtained from healthy
tissue was determined as candidates for the biological control of P. palmarum. Of these isolates,
eight fungal strains were the most promising. Standing out among these, for its in vitro
antagonistic activity against the pathogen, strain MT17, corresponding to Trichoderma sp with
87% inhibition and MH5, corresponding to Curvularia sp with 81% inhibition.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 14
14
Introducción
La palma africana de aceite Elaeis guineensis Jacq, también conocida como palma aceitera es
considerada la principal fuente de aceite del mundo, es el cultivo oleaginoso que mayor cantidad
de aceite produce; con un rendimiento de 3 a 5 toneladas de aceite crudo de palma por hectárea y
de 600 a 1000kg de aceite de palmiste (Sánchez et al., 2013).
Su rendimiento es 10 veces superior a los demás cultivos, lo cual despierta un interés económico
en los países con condiciones adecuadas para el desarrollo del mismo. Los principales
exportadores de aceite de palma son Indonesia, Malasia, Tailandia, Nueva Guinea, Nigeria, entre
otros. En América existen plantaciones en Colombia, Ecuador, Perú; países donde hay grandes
extensiones de terreno dedicados a este cultivo y que siguen en crecimiento debido al desarrollo
económico que genera (Genty, Garzón y García, 2014).
La siembra de grandes plantaciones de palma aceitera ha ocasionado una modificación del
ambiente natural debido al establecimiento de monocultivos en grandes áreas del terreno, lo cual
origina un microclima diferente, con condiciones favorables para el desarrollo de plagas y
enfermedades. Dentro de las plagas encontramos una larga lista de insectos pertenecientes a
grupos taxonómicos diferentes, con comportamientos y condiciones ambientales para su
aparición (Calvache, 2001), estas plagas son consideradas de importancia económica por los
daños que causan en el follaje, tallo, frutos y el sistema radicular. Las plagas que se alimentan
del follaje tienen doble importancia ya que además de la defoliación, originan puertas de entrada
o son facilitadoras para hongos oportunistas que pueden causar enfermedades, siendo una de las
más importantes en América Central y América del Sur, comúnmente conocida como “añublo
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 15
15
foliar” o también Pestalotiopsis causada por el hongo Pestalotia palmarum (Escalante, et al.,
2010). Esta enfermedad afecta la economía del cultivo, pues dependiendo del grado de
defoliación puede ocasionar pérdidas hasta de un 40% de la producción (Calvache, 2001)
equivalentes a 5.6 Ton/ha/año y pérdidas en el follaje comprendidas entre el 19 y 66%(Escalante,
et al., 2010).
La Pestaloptiosis es considerada como una enfermedad causada por un complejo de hongos,
cuyo síntoma es la necrosis del área foliar con el consiguiente efecto sobre la capacidad
fotosintética de la planta. Las especies más importantes que conforman este complejo son
Pestalotia palmarum y P. glandicola (Genly, et al., 2014).
Se menciona que esta enfermedad está asociada con algún tipo de estrés por ejemplo deficiencias
en nutrientes como el magnesio, tiempos prolongados de sequía (Sánchez, 1990). El agente
patógeno importante y al que se le atribuye la mayor virulencia es Pestalotia palmarum. Este
género pertenece al phyllum Ascomycetes, clase Coelomycetes y a la familia
Amphisphaeriaceae. Las especies de Pestalotia palmarum, se encuentran en ecosistemas con
climas tropicales, no presentan especificidad por sus huéspedes, por lo tanto, pueden tener la
habilidad de infectar un amplio rango de huéspedes. Con respecto al ciclo de la enfermedad, se
afirma que las especies patogénicas del genero Pestalotia palmarum inicialmente hacen contacto
con el huésped en el lugar donde ocurre la infección, donde le precede una puerta de entrada
(estomas o lesiones por defoliadores), por medio de las conidias. Este inóculo puede sobrevivir a
condiciones adversas y puede causar infecciones primarias, el inoculo secundario producido por
el tejido enfermo puede causar infecciones secundarias e incrementar la severidad de esta
enfermedad. (Escalante, et al., 2010).
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 16
16
Uno de los aspectos importantes en la producción agrícola es el control y manejo de plagas y
enfermedades; (Maharachikumra, Guo, Chukeatirote, Bahkali y Hyde, 2011). La utilización
extensiva de compuestos químicos para el control de enfermedades, la emergencia de patógenos
resistentes a fungicidas, y el deterioro en la salud de productores y consumidores, han promovido
la búsqueda de alternativas viables que garanticen una mayor sostenibilidad en la producción
agrícola, minimizando el impacto sobre el medio ambiente.
Una de las alternativas para el manejo de plagas en cultivos de importancia económica, es el
control biológico, el cual utiliza agentes de control basados en microorganismos vivos o
productos naturales, que tienen un potencial comprobado para el manejo de plagas y se han
utilizado en todo el mundo (Chandler, et al., 2011)
Los hongos antagonistas utilizados en control biológico, constituyen una amplia gama de
especies entre los que se encuentran los hongos endófitos, estos organismos viven en asociación
con plantas en la mayor parte o en todo su ciclo de vida, se ubican en los espacios intercelulares
y, algunas veces, intracelularmente en diferentes tejidos como hojas, tallos, raíces, frutos y
semillas de muchas de ellas (Sánchez et al., 2013). Los hongos endófitos se han encontrado
asociados a plantas con propiedades medicinales (Mosquera, 2018, Gómez, López, Martínez y
Chacón,2016). Estos hongos presentan un interés particular debido a que se consideran
sintetizadores químicos al interior de la planta, ya que producen gran variedad de compuestos
que han sido utilizados ampliamente en la medicina, la agricultura y la industria por sus efectos
antibióticos o antimicóticos (Mosquera, 2018, Gómez, López, Martínez y Cachon 2016,
Giusiano, Rodolfi, Magianterra, Piontelli y Pico, 2010).
El propósito de este trabajo estuvo dirigido a aislar hongos endófitos de M. oleífera para evaluar
la capacidad antagónica frente a Pestalotia palmarum en ensayos in vitro.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 17
17
1 Presentación del trabajo de grado
1.1 Planteamiento del Problema
La palma de aceite es el cultivo oleaginoso que mayor cantidad de aceite produce por unidad de
superficie. Con un contenido del 50% en el fruto, puede rendir de 3.000 a 5.000 Kg de aceite de
pulpa por hectárea (Mosquera, Gómez y Bernal, 2007) además de permitir el aprovechamiento
de la tierra mediante la utilización de cultivos marginales de manera que se considera una opción
supremamente rentable para la agroindustria de los países tropicales. (Gonzales, 2012)
A medida que el área de palma plantada en América latina ha logrado extenderse de manera
considerable, han surgido problemas de enfermedades no registradas anteriormente en regiones
tradicionalmente cultivadoras como África, Malasia e Indonesia (Sanchez, 1990). Algunas de
estas enfermedades han ocasionado millones de pérdidas en plantaciones de Colombia, como es
el caso de la Pestalotiopsis, causada por el hongo Pestalotia palmarum y que produce en la
planta una consecuente disminución del área foliar especialmente dañina en este tipo de
palmáceas, afectando considerablemente la tasa fotosintética de la planta, hecho que repercute
también en la producción del fruto. La enfermedad causada por este hongo, puede encontrarse
circunscrita solamente sobre los foliolos de las palmeras o avanzar hasta la base del peciolo de
las hojas, llegando en ocasiones a colonizar el pseudotallo y afectar al crecimiento de la palmera,
así como llegar a producir la muerte total de la planta (Gonzales, 2012)
En relación con su severidad, se han reportado disminuciones importantes en la producción de
palma aceitera, así como altos sobrecostos en el tratamiento y control de la enfermedad, el cual
tradicionalmente se hace mediante absorción radicular de un pesticida sistémico. Estos
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 18
18
tratamientos químicos, a medida que pasa el tiempo, se vuelven cada vez más ineficaces ya que,
aumentan su dosificación, por efectos de resistencia microbiana, y la frecuencia de aplicación es
cada vez más corta, por lo que se convierten en métodos insostenibles para las plantaciones de
palma de aceite (Mendez, 2000)
Es así como el control biológico se convierte en una opción atractiva para el tratamiento de
enfermedades en plantas, si se tiene en cuenta que los costos respecto al uso de tratamientos
químicos pueden resultar menores y de mayor eficiencia, pues, aunque los antagonistas pueden
actuar en forma más lenta y en menor escala, su acción puede ser muchísimo más estable y
duradera que la de los tratamientos convencionales. (Tovar, 2008)
Constantemente los seres humanos han realizado variados esfuerzos por encontrar productos que
ayuden a mejorar los cultivos partiendo específicamente desde lo sintético y recientemente
teniendo un énfasis en productos de origen natural; por lo cual las investigaciones se han visto
obligados a buscar fuentes naturales que promuevan la producción de componentes activos para
ser aplicados a nivel farmacéutico, industrial y agronómico, llevando así a los investigadores a
explorar la microbiota endófita, que ha sido objeto de atención en los últimos años debido al
abundante potencial que posee este para producir gran variedad de metabolitos secundarios que
bien podrían ser de gran ayuda a la sociedad en la cura o tratamiento de distintas patologías o
enfermedades, así como la solución a problemas agropecuarios.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 19
19
1.2 Pregunta de Investigación
¿Los hongos endófitos de Moringa oleífera (L) presentan algún mecanismo de antagonismo para
el control de Pestalotia palmarum?
1.3 Hipótesis
Los hongos endófitos de M. oleífera tienen la capacidad de inhibir el fitopatógeno
Pestalotia palmarum in vitro
Los hongos endófitos de M. oleífera no tienen la capacidad de inhibir el fitopatógeno
Pestalotia palmarum in vitro
1.4 Objetivos
1.4.1 Objetivo general
Evaluar la capacidad antagónica de los hongos endófitos aislados de Moringa oleífera sobre
Pestalotia palmarum.
1.4.2 Objetivos específicos
Aislar hongos endófitos de los diferentes tejidos vegetales a partir de Moringa oleífera.
Determinar el efecto antagónico in vitro de hongos endófitos de Moringa oleífera frente
al hongo Pestalotia palmarum.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 20
20
1.5 Justificación
Las investigaciones en los últimos años han estado enfocadas principalmente a la búsqueda de
soluciones biológicas para las enfermedades de los cultivos de importancia agroindustrial, para
mitigar los daños causados por productos químicos en el ambiente que también son causa del
calentamiento global (Li, et al. 2008; Molina, Pimente, Bertuci y Pastore 2012). Una de las
alternativas que surge para el control de fitopatógenos, son los hongos endófitos (Rodríguez
,2009); especies microbianas que son capaces de vivir y colonizar los espacios inter e
intracelulares de los tejidos de plantas superiores sin causar un daño aparente de los tejidos de la
planta, donde viven estos microorganismos, liberando una gran variedad de metabolitos
secundarios bioactivos, algunos son antibióticos con propiedades antifúngicas, antibacteriales e
insecticidas que pueden inhibir eficazmente el desarrollo de un gran número de microorganismos
,incluyendo fitopatógenos (Li, et al.,2008), como Pestalotia , un hongo fitopatógeno que
aprovecha las heridas causadas por el daño mecánico o por insectos, para invadir los tejidos de
las hojas de palma aceitera, causando marchitez o secamiento foliar por el complejo fungoso
denominado Pestalotiopsis, , constituyendo uno de sus principales problemas fitosanitarios que
reduce drásticamente el área foliar fotosintéticamente activa y afecta en forma significativa la
producción de racimos de fruta fresca. (Motta, 2004).
Se han utilizado diversos controles químicos y biológicos, pero hasta el momento es escasa o
nula la literatura que reporte datos de ensayos in vitro de preselección de hongos endófitos de
Moringa oleífera, con potencial antagónico para el agente causal de la Pestaloptiopsis lo que
representa una oportunidad interesante para reconocer si los hongos que se aislaron en este
trabajo poseen capacidad inhibitoria y por lo tanto podrían considerarse como una opción en el
tratamiento de esta enfermedad que afecta la palma de aceite en Colombia. Por lo tanto, el
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 21
21
conocimiento de la capacidad antagónica in vitro de los hongos endófitos asociados a plantas con
efectos medicinales, como Moringa oleífera, presentan un interés particular debido a que se
consideran sintetizadores químicos al interior de la planta, ya que producen gran variedad de
compuestos que han sido utilizados ampliamente en la medicina, la agricultura y la industria
(Sánchez, et al 2013) por sus efectos antibióticos o antimicóticos.
La preselección in vitro de los endófitos y la evaluación de su capacidad antagónica es el primer
paso en investigación, para estudios posteriores de aislamiento de extractos y compuestos
bioactivos de interés. El conocimiento sobre los hongos endofíticos genera gran interés por sus
posibles aplicaciones como biocidas eficientes, de baja toxicidad y alta compatibilidad con el
medio ambiente; además de ser promotores para el desarrollo de productos que estarían
destinados al control de hongos fitopatógenos, (Strobel y Daysi 2003).
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 22
22
2 Marco teórico
2.1 Palma aceitera
La palma de aceite (Elaeis guineensis Jacq) es un cultivo de climas cálidos que crece por debajo
de los 500 metros sobre el nivel del mar La expansión del cultivo en Colombia inició en la
década de 1960 y hoy ya cuenta con casi 500.000 ha sembradas, distribuidas en 105 municipios y
16 departamentos, que a su vez conforman las cuatro zonas palmeras del país (Fedepalma, 2014):
Zona Norte: Magdalena, Norte del Cesar, Atlántico, Guajira, Norte de Bolívar,
Córdoba, Urabá antioqueño y Sucre.
Zona Central: Santander, Norte de Santander, Sur del Cesar, Sur de Bolívar.
Zona Oriental: Meta, Cundinamarca, Casanare, Caquetá.
Zona Occidental: Nariño y Cauca.
Este cultivo se destaca por su alta rentabilidad y por su mayor producción de aceite. Debido a su
expansión en área de cultivo sembrado, ha generado un gran impacto ambiental y social debido a
que se han erradicado grandes extensiones de bosques de arbustos y árboles maderables,
afectando el equilibrio biológico del ecosistema y las propiedades del microclima (Henson,
1995). Esta erradicación de bosques también ha traído la aparición de enfermedades que no se
habían visto antes en otras zonas cultivadas, uno los casos más conocidos es la alta incidencia de
pudrición del cogollo en palma sembradas en áreas que una vez fueron bosque tropical húmedo
(Sánchez, 1990). Por otro lado, es el cambio a variedades con alguna susceptibilidad en
particular lo que causa la expresión de la enfermedad, como en el caso del hibrido OxG y la
Pestalotiopsis (Labarca, Sanabria y Arcia 2006).
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 23
23
El cultivo de la palma de aceite ha venido creciendo de manera exponencial en el país llegando a
posicionarlo como el cuarto productor de aceite de palma en el mundo (Fedepalma, 2014).
Colombia tiene aproximadamente 500.000 ha en producción, de las cuales 177.000 ha están
localizadas en los llanos orientales y con algunos proyectos de siembra por realizar ya que las
condiciones climáticas son favorables, además hay bastante mercado para el aceite de palma
(Fedepalma, 2014). Con este aumento de área cultivada los problemas sanitarios han aumentado
y se pueden encontrar enfermedades y plagas que hace 15 años no se conocían, enfermedades
letales como la marchitez letal y sorpresiva son las principales que afectan el cultivo ya que hasta
el momento su único control es la erradicación de las palmas enfermas; gracias al cruce de las
palmas Elaeis guineensis y Elaeis oleífera se creó el hibrido OxG el cual es resistente a la
marchitez letal y la pudrición de cogollo (Henson,1995). A pesar de esto hay una enfermedad a
la cual ha sido muy susceptible y aunque no causa la muerte si afecta a la producción, conocida
como Pestalotiopsis; esta es una enfermedad que afecta el follaje de la palma de aceite la cual es
producida por un el hongo Pestalotia palmarum el cual está presente en el ambiente por medio
de esporas (Labarca, et al., 2006).
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 24
24
2.2 Insecto facilitador de la Pestaloptiosis
La chinche de encaje, Leptopharsa gibbicarina Froeschner (Hemiptera: Tingidae), se encuentra
en plantaciones de palma de aceite en Colombia en las zonas Central y Norte, este insecto cobra
importancia económica debido a su relación con la enfermedad conocida como Pestalotiopsis,
causa un daño directo al succionar la savia de los foliolos por el envés de éstos, ocasionando la
aparición de puntos cloróticos en el haz, estas heridas que ocasiona en los foliolos facilitan la
entrada y establecimiento de diferentes hongos como Colletrotrichum sp., Curvularia sp.,
Helminthosporium sp., Gloesporium sp., Macrophoma sp., destacándose por su virulencia
Pestalotiopsis palmarum (Cooke) Steyaert y P. glandicola (Castagne) (Labarca et al., 2006;
Escalante et al., 2010).
El complejo Leptopharsa - Pestalotiopsis puede llegar a disminuír la producción de palma hasta
un 36% y sus efectos negativos pueden llegar a afectar la producción hasta por tres (Labarca et
al. 2006). La dinámica poblacional de L. Gibbicarina es afectado por varias especies de
organismos benéficos como son de Predadores, parasitoides y entomopatógenos (Aldana,
Aldana, Calvache y Franco 2010).
L gibbicarina, insecto facilitador de la Pestaloptiosis, llega a medir en su estado adulto de 2,69
mm a 2,91mm, no se puede definir una caracterización morfológica precisa por cuanto esta varía
de acuerdo a la patogenia. La especie está caracterizada principalmente por la presencia en el
pronoto de tres carenas dorsales, de las cuales la central es muy desarrollada y termina adelante
por una estructura globosa en forma de giba con células bien desarrolladas. La duración total del
ciclo es de 69 a 73 días, el cual comprende un periodo de incubación de huevo 16 días, ninfales
de 18 días y 36 días de vida para el adulto (Figura, 1). El ciclo dura 69 a 73 días, el cual
comprende un periodo de incubación de 15 días, 5 instares ninfales de 22 días y 32 días de vida
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 25
25
para el adulto macho o 36 días para la hembra, todo su período de vida lo desarrolla sobre el
envés de los foliólos, encontrándose el mayor número preferencialmente en los foliólos de la
parte media y apical de las hojas; ubicados a lo largo del foliolo generalmente en la parte media y
basal de éstos y sobre todo donde se presentan depresiones o pliegues. Son poco móviles y sólo
vuelan al ser molestados o cuando se trasladan a otra hoja u otra planta. (Genty, 2014).
Figura 1.Ciclo de vida de Leptopharsa gibbicarina
Fuente: (Cenipalma, 2014)
En la época de verano principalmente se desarrolla la Pestaloptiosis , las condiciones de luz,
permiten al insecto desarrollarse favorablemente, contaminando poco a poco el follaje de la
planta cuyo inicio generalmente se concentra en la parte media inferior, facilitando la entrada de
los hongos, “En la medida que las hojas de los niveles inferiores van siendo afectadas por el
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 26
26
hongo, las poblaciones del chinche se van desplazando hacia los niveles superiores, en donde las
hojas son más apetecibles” (Genty, 2014).
Una vez que el insecto pica la planta, provoca en ella una lesión y posteriormente en un par de
días se observa la aparición de las manchas foliares (Figura, 2), “Inicialmente se observa en el
envés del foliolo y por transparencia, manchas pequeñas de color azul verdoso, rodeadas por un
halo clorótico indefinido, que en fondo opaco presentan un aspecto aceitoso” (Jiménez, 1977).
Sin embargo, con el paso del tiempo las manchas cambian de color, sea por la transformación e
incubación del hongo, volviéndose de un color marrón rojizo, con un halo amarillento que
corresponde a la fase evolutiva del hongo dentro del parénquima.
Figura 2.Lesión típica en el envés de los foliolos, caracterizada por manchas,
semicirculares de color oliva a marrón oscuro, rodeadas por un borde amarillo indefinido de
aspecto aceitoso.
Fuente: Samia Montoya
2.3 Pestalotia palmarum
Pestalotia palmarum, agente principal causante del complejo “Pestaloptiosis”, es un hongo
cuyos síntomas iniciales se caracterizan por la aparición de manchas negras pequeñas y
circulares en el envés de los foliolos de la palma, a medida que la infección del hongo va
avanzando, estas lesiones se agrandan observándose de color blanco con bordes negros bien
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 27
27
marcados. En la zona central de las lesiones se observan los cuerpos fructíferos de este hongo.
Puede afectar tejidos que ya han sido afectados por otros patógenos más agresivos (Carmona,
Zapata y Wright, 1990).
Descripción Taxonómica:
Reino: Fungí
Sub-Reino: Dikarya
Filo: Ascomycota
Sub-Filo: Pezizomycotina
Clase: Sordariomycetes
Subclase: Xylariomycetidae
Orden: Xylariales
Familia: Amphisphaeriaceae
Género: Pestalosphaeria (anamorfo Pestalotiopsis).
La taxonomía de Pestalotia palmarum en sí misma resulta complicado describirla, ya que la
misma varía en características dependiendo en muchos casos de la especie con la que tienen
relación filogénica.
2.3.1 Generalidades.
Las especies de Pestalotiopsis no son altamente específicas del hospedador y los taxones pueden
tener la capacidad de infectar un rango de hospedadores (Keith, Velásquez y Zee, 2006). Las
especies de Pestalotiopsis causan una variedad de enfermedades en las plantas, incluidas las
lesiones del cancro, la muerte de los brotes, las manchas foliares, el tizón de la aguja, el tizón de
la punta, el tizón gris, el chancro, la clorosis severa, las pudriciones de la fruta y las manchas
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 28
28
foliares (Pirone 1978, Xu, Kusakari, Hosom, Todoya y Ouchi,1999, Tagne y Mathur 2001,
Sousa, Tavares, Geros y Lino,2004). Las especies de Pestalotiopsis son patógenos débiles u
oportunistas y pueden causar poco daño a las plantas ornamentales (Pirone, 1978), sin embargo,
algunas especies de Pestalotiopsis pueden causar graves daños a las plantas cultivadas en
macetas (Tagne y Mathur, 2001). Las especies patógenas de Pestalotiopsis inicialmente hacen
contacto con el huésped donde ocurre la infección (inóculo), probablemente por medio de las
conidias o esporas fragmentadas (Xu, et al.,1999). Estos inóculos pueden sobrevivir durante
condiciones climáticas adversas y pueden causar infecciones primarias. El inóculo secundario
producido en el tejido enfermo puede causar infecciones secundarias y aumentar la gravedad de
la enfermedad. (Keith et al., 2006).
Otras fuentes de contaminación están dadas por los desechos de los cultivos, las plantas en
existencia, los medios de cultivo utilizados, el suelo y las herramientas de viveros contaminados,
las gotas de agua salpicada (McQuilken y Hopkins, 2004, Elliott, Broschat, Uchida y Simone,
2004) y también esporas en el aire (Xu et al., 1999). La fase patógena se puede desencadenar por
una combinación de factores ambientales, susceptibilidad de las plantas y la virulencia del
patógeno. Sin embargo, se necesita más investigación para probar la relación patógena endofítica
en el género. Pestalotiopsis también se considera un patógeno débil (Madar, Solel y Kimchi,
1991), y la mayoría de los patógenos débiles penetran en el huésped a través de aberturas
naturales como estomas, lenticelas e hidatodos (Agrios, 2005).
Especies de Pestalotiopsis solo infectan plantas heridas o estresadas, por lo que las heridas de
poda u otros medios físicos desempeñan un papel importante en el desarrollo de la enfermedad
(Elliott et al., 2004, McQuilken y Hopkins, 2004, Keith et al., 2006, Wright, Rivera y
Flynn,1998). Las plantas también pueden estar estresadas debido a insectos, pesticidas o daños
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 29
29
por el sol. La alta temperatura, la alta precipitación y las actividades humanas también pueden
desencadenar infecciones, y esto puede conducir al desarrollo de la enfermedad (Tuset, Hinajeros
y Mira, 1999, Elliott et al., 2004). Las relaciones y ciclos de vida anamorfo-teleomorfas no son
bien conocidas para la mayoría de las especies, ya que la etapa sexual no se desarrolla a menudo
(Wright, 1998). Por lo tanto, los conidios, parecen jugar un papel clave en el suministro de los
inóculos. La fase anamórfica y Teleomórfica del patógeno se muestran en la Figura, 3.
Figura 3.Ciclo de vida de Pestalotia palmarum
(Maharachchikumbura, et al., 2011)
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 30
30
2.4 Pestalotiopsis
2.4.1 Controles Químicos.
La Pestaloptiosis ocasiona un daño económico en la palma aceitera causando la destrucción del
follaje, en específico este problema ha cobrado gran importancia considerando el área de cultivos
que están siendo afectadas en diversas plantaciones del país, las medidas de control han
considerado medidas preventivas y medidas curativas, de modo que se evite la propagación.
Entre las medidas de control se pueden verificar:
Nebulización de insecticidas
La aplicación de insecticidas nebulizables con equipos especiales ha resultado eficiente para
pequeños focos en cultivo joven (4 a 8 años). Con este sistema el producto llega con gran
facilidad a las áreas de mayor concentración de las poblaciones, ya que la nube asciende
lentamente y permanece durante un buen tiempo en la masa del follaje. Con el propoxur
nebulizable 5% a razón de 1 l/ha (PC) se han obtenido excelentes resultados haciendo dos
aplicaciones con intervalo de 15 a 20 días y con un rendimiento de 2 hectáreas/hora. Es muy
importante respetar el lapso de tiempo entre la primera y segunda aplicación, para asegurar la
destrucción de las últimas posturas eclosionadas y así poder lograr el corte completo del ciclo.
Una condición inevitable, es que los tratamientos se deben realizar en tiempo fresco, es decir en
las primeras horas de la mañana y de la noche (Genty,2014).
Fumigación aérea
Este tipo de aplicación se considera especialmente útil, para el control simultáneo de poblaciones
del chinche y defoliadores, los cuales en conjunto pueden ocasionar fuertes daños al cultivo. Se
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 31
31
usa igualmente cuando por dificultad de personal o falta de otros medios, sea éste el único
recurso disponible. Es importante recordar que los insecticidas, por tóxicos que sean, si están
correctamente empleados pueden evitar grandes perjuicios, no sólo a la palma directamente, sino
también a la fauna auxiliar. Una de las principales razones de lo anterior, es el uso de químicos
sobre áreas reducidas que permiten eliminar una fuerte infestación de plagas, con la seguridad de
que la fauna útil destruida en esta ocasión, será reemplazada muy rápidamente desde las zonas
exteriores. Al contrario, si se deja de tratar un sector pequeño por no dañar la fauna útil, es
posible que después de 2 o 3 generaciones, el problema sea de tal amplitud que habrá necesidad
de tratar con químicos una gran superficie destruyendo toda la fauna útil, sin la esperanza de
recolonizar en parásitos y predadores esta área grande antes de mucho tiempo (Genty, 2014).
Inyección Insecticidas
Este método de control ha resultado muy promisorio considerando su efectividad para la plaga e
inocuidad para la fauna auxiliar. Básicamente esta práctica consiste en efectuar una perforación
en el tallo de los árboles e introducirles insecticidas de acción sistémica, a la altura de 1 m., sobre
el nivel del suelo. Sobre el estipe se practica una perforación con una inclinación de 45 ° y con la
ayuda de una jeringa grande (50 ml.), se inyecta la dosis programada. Para impedir la entrada de
agua y patógenos, al siguiente día de aplicada la dosis total, se taponan las perforaciones con
trozos de madera fina (7 x 1,5 x 1,5 cm.), recubiertos por una pasta fungicida (mancozeb o
maneb). (Genty,2014).
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 32
32
2.5 Moringa oleífera Lam
M. oleífera es un árbol adaptado a trópicos y subtrópicos, nativo del Himalaya en India, pero
ampliamente distribuido en otras regiones de India, Asia, África, Sur de florida, Islas del Caribe
y América del Sur. Las características del árbol son: altura entre 10-12 m, tronco leñoso y recto
de diámetro entre 20-40 cm, rápido crecimiento alcanzando en un año 5 m de altura, algunas
variedades son anuales y pueden llegar a vivir 20 años, posee copa abierta tipo paraguas y alta
resistencia a plagas y enfermedades, su cultivo aporta gran cantidad de nutrientes al suelo,
además de protegerlo de factores externos como la erosión y la desecación, puede ser propagado
de manera sexual o asexual y cultivado en suelos pobres con escases de lluvia. (Duke, 1983) El
cultivo de M. oleífera es de rápido crecimiento y fácilmente cultivable en varias regiones secas
del trópico, bajo siembra intensiva puede mantenerse con 500 mil plantas/ha, la altitud máxima
del cultivo es 1.500 m.s.n.m, precipitación anual entre 250 mm y 4.000 mm, tolera varios
periodos de sequía, aunque se reduce la producción de hojas, se mantiene a temperatura ente 15 -
30º C, puede sobrevivir a 0º C por cortos periodos de tiempo con pérdidas de nuevo crecimiento,
requiere de suelos con pH entre 4,5-9, arenosos o con buen drenaje, tolerando suelos arcillosos
(Radovich, 2009).
Cultivo multipropósito del cual se puede derivar gran cantidad de subproductos de gran potencial
económico, generando nuevas perspectivas de progreso para los campesinos de la región Andina
y del Caribe Colombiano, sin generar impactos negativos al ambiente, el árbol presenta
características químicas como presencia de alcaloides, flavonoides, antocianinas,
proantocianinas, cinamatos y alto contenido de aceites, proteínas y azucares, por lo que la
especies es una fuente importante para la aplicación en varios sectores económicos. (Martin,
2013).
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 33
33
Los beneficios de esta planta (Figura, 4), van desde su sabor que es agradable y además no tiene
efectos secundarios y, sus hojas poseen proteínas, aminoácidos, vitaminas y minerales, además
de ello sus semillas segregan un aceite que contiene un 73% de ácido oleico, similar al aceite de
oliva que de sus semillas también se han visto características como las de presentar coagulantes
naturales, aclaramiento de aguas, indicador de contaminación. (Alfaro Y Martínez ,2008).
Figura 4.Beneficios, propiedades y aplicaciones de cada una de los tejidos de la planta
Moringa oleífera.
(Castro,2014).
El cultivo de M. oleífera, puede ser aprovechado para saneamiento y descontaminación de aguas
superficiales a partir de la semilla y la producción de carbón activado producto de sus residuos,
se ha comprobado su aplicación con éxito en programas de reforestación, protección y
fertilización de suelos, mejoramiento del ganado y aplicación en la industria farmacéutica, tales
características han superado las de otras especies vegetales usados con los mismos fines, por lo
cual en Colombia se tienen cultivos , pero no se ha explotado según sus propiedades, para la
cual se propone cultivos en la región Andina y Caribe, en donde el objetivo principal es una
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 34
34
sensibilización acerca de las propiedades y usos potenciales de la especie. (Alfaro y Martínez
2008).
Los metabolitos secundarios son de gran importancia en muchos campos de la investigación,
estos son derivados de hongos endófitos presentes en los tejidos de plantas medicinales como
M.oleífera, sus metabolitos pueden ser aislados y procesados para beneficio, en área
farmacéutica (Sousa et al., 2004). Los metabolitos secundarios mayormente obtenidos de la
planta medicinal Moringa oleífera son: los flavonoides, flavonoles, antocianinas, polifenoles,
alcaloides y taninos (Echavarria et al., 2016), los cuales son metabolitos de gran importancia en
la agricultura y en la medicina.
2.6 Hongos endófitos
Para iniciar la conceptualización y descripción de los hongos endófitos, resulta conveniente
destacar que los hongo son seres vivos con estructuras filamentosas y características
morfológicas complejas, denominados organismos heterótrofos que obtienen los nutrientes por
absorción de un sustrato determinado (Steinberg, 2007).Son microorganismos eucariotas, que se
reproducen tanto de forma asexual como sexual (Steinberg, 2007). Constituyen un grupo
bastante diverso en cuanto a su morfología, tamaño, hábitat y formas de nutrición. Están
relacionados de forma lejana con las plantas y más estrechamente relacionados con los animales,
pero son diferentes de cualquiera de los dos grupos. En su mayoría desarrollan cuerpos muy
difusos formados por una red de filamentos muy estrechos, tubulares y ramificados llamados
hifas. Estos filamentos o hifas, exudan enzimas y absorben los alimentos y su crecimiento se
realiza apicalmente. Aunque estos filamentos son muy estrechos, son colectivamente muy largos
y pueden explorar y explotar sustratos de alimentos de manera muy eficiente. Usualmente se
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 35
35
reproducen por medio de esporas, y posteriormente son liberadas al medio ambiente por diversos
mecanismos, conformando una gran diversidad morfológica de estructuras tanto macroscópicas
como microscópicas .El número de hongos que existe en el planeta no se puede determinar con
exactitud ,pues hay aún muchos subregistros y especies nuevas por estudiar, en una reciente
publicación de Hawksworth y Lücking, (2017 ), se estima que el número de especies podría
estar entre 2.2 y 3.8 millones.
Por otra parte, la palabra endófito, desde la concepción etimológica significa literalmente “dentro
de la planta”, pero específicamente se refiere a microorganismos, sean bacterias u hongos que no
producen daño aparente a la planta hospedera(Wilson, 1995).
Los hongos endófitos fueron descubiertos más o menos en el año de 1898, pero se predice que su
concepto o su palabra como tal “endófito” fue descrita por el señor Bary en (1866),con muy poca
importancia en su tiempo, pero que en años siguientes tomo fuerza en el área investigativa,
dando a conocer su capacidad de colonizar tejidos de plantas, sin ser patógeno para ellas y que
conforman una importante base de investigación farmacológica, dándonos a conocer su gran
importancia como agente antimicrobianos por la producción de metabolitos secundarios,
ayudando a la disminución de infecciones causadas por patógenos adyacentes.
Los microorganismos endófitos son aquellos hongos que permanecen dentro de tejidos vivos de
su hospedero, como agentes de protección, mostrando su aparición en una gran diversidad de
plantas, presentando características adaptativas bióticas y abióticas. (Steinberg, 2007).Los
hongos endófitos son organismos que viven en asociación simbiótica con las plantas en la mayor
parte o en todo su ciclo de vida, se encuentran en los espacios intercelulares y, algunas veces,
intracelularmente en las hojas y los tallos de muchas plantas, sin producir daños aparentes en los
tejidos, en algunos casos, los hongos endófitos confieren beneficios a la planta que pueden
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 36
36
resultar mutuos; utilizan los nutrientes que sintetiza la planta y ésta se beneficia de los
metabolitos bioactivos que ellos producen (Salgado y Caridad 2005).
El hongo endófito adquiere forma y función de acuerdo a la planta hospedera, así la relación
entre éstas puede variar, bien desde una patogénesis hasta el mutualismo, no obstante,
independiente una de la otra, en cualquiera de las relaciones ambos organismos producen
metabolitos secundarios potencialmente tóxicos. El hongo endófito produce factores de
virulencia, como exoenzimas y metabolitos fitotóxicos, mientras que la planta produce defensas,
tanto mecánicas como bioquímicas (Schütz y Boyle, 2005).
2.6.1 Metabolitos secundarios.
Los hongos endófitos pueden contribuir a la protección de su planta hospedera contra factores
bióticos (patógenos y herbívoros) y abióticos (estrés salino, térmico, presencia de metales, etc.),
por medio de tres mecanismos: 1) Directos: por medio de enzimas y/o metabolitos secundarios
con actividad anti-patógeno, producidos directamente por el hongo endófito. 2) Indirectos:
consisten en la inducción o incremento de la expresión de mecanismos de defensa químicos o
fisiológicos intrínsecos a su planta hospedera. 3) Ecológicos: se llevan a cabo por ocupación del
nicho ecológico, hiperparasitismo y predación (Gao, 2010). Un ejemplo de mecanismo de
defensa directo contra los patógenos de la hospedera es la producción de compuestos orgánicos
volátiles (VOCs, por sus siglas en inglés) del hongo endófito Muscodor yucatanensis, aislado de
Bursera simaruba (Burseraceae). Los extractos orgánicos derivados del medio de cultivo y del
micelio de M. yucatanensis y, principalmente, la mezcla de VOCs que produce, son letales para
los fitopatógenos Alternaria solani, Rhizoctonia sp., Phytophthora capsici y Phytophthora
parasitica. Algunos de los VOCs identificados son: octano, 2-pentilfurano, cariofileno,
aromadendreno, derivados del naftaleno, entre otros. El segundo mecanismo de protección a las
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 37
37
hospederas es evidenciado en la investigación realizada por Waller y colaboradores (2005), en
donde demostraron que la resistencia en la cebada (Hordeum vulgare, Poaceae) al ataque de
microorganismos patógenos es debida a la colonización de las raíces por el endófito
Piriformospora indica.
2.6.2 Mecanismos de Acción. Los mecanismos de acción del antagonismo dual se
traducen en competencia por espacio y alimento, antibiosis, parasitismo y
sinergismo.
Competencia por nutrientes: La inanición es la causa más común de muerte para
microorganismos, la competencia por nutrientes limitantes, resulta en un control
biológico de hongos Fitopatógenos, antagonistas y micoparasitos (Chet et al., 1997). Un
ejemplo claro de este mecanismo de acción se encuentra representado en hongos
filamentosos, donde la toma de hierro es esencial para la viabilidad de los mismos. Bajo
condiciones de deficiencias de hierro, el hongo excreto agentes quelantes específicos de
bajo peso molecular llamados sideroforos, que le permiten tomar el hierro en forma
reducida (Chávez, 2004).
La antibioticiosis: es un mecanismo benéfico indirecto que produce una interacción
negativa, lo cual será expuesto en lo sucesivo. Es una interacción biológica que consiste
en la imposibilidad de vivir unos organismos en las inmediaciones de otros, debido a que
éstos segregan una sustancia, llamada antibiótico, que provoca la muerte de aquellos.
Este tipo de interacción es muy comúnmente estudiada entre insectos y aquellas plantas
hospedadoras de las que se alimentan. Se llama antibiosis al efecto que se produce
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 38
38
cuando una especie produce una sustancia nociva para otra especie que compite con ella.
(Benítez et al., 2004).
Micoparasitismo: El ataque directo de un hongo a otro es un proceso muy complejo que
involucra eventos secuenciales, incluye reconocimiento, ataque y penetración
subsecuente y muerte al huésped. Trichoderma sp puede ejercer control directo por el
rango de parasitismo de hongo, detectando otros hongos y creciendo sobre él. (Benítez et
al., 2004).
Sinergismo: El sinergismo entre la actividad de enzimas líticas y antibióticos, es la mejor
estrategia para ser un buen controlador, además de abrir el campo para posibles cepas
transformantes que puedan producir las diferentes enzimas logrando un sinergismo que
sea relevante (Benítez, 2004). Es una interacción positiva en la que los miembros
cooperan y comparten nutrientes. Básicamente, remueven productos inhibitorios; se
estimulan mutuamente; incrementan aspectos benéficos de su fisiología; equilibran
microbiológicamente el suelo y crean un medio ambiente favorable para el crecimiento
de la planta. (Chávez, 2004).
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 39
39
3 Metodología
Diseño del estudio: experimental y descriptivo
3.1 Población y muestra
El muestreo se realizó en media hectárea de la Finca Manzanares, ubicada en el Municipio de
Piedecuesta, Santander, Latitud: 6.98743, Longitud: -73.0495 6° 59′ 15″ Norte, 73° 2′ 58″ Oeste.
Las muestras fueron tomadas al azar, se escogieron 20 plántulas de las cuales se tomaron hojas y
tallos (Pseudotallos) de tejidos sanos, de tonalidad más verdosa, jóvenes y sin fracturas.
Población N=20 plantas.
La cepa del hongo patógeno (P. palmarum) fue donada por la Plantación de palma aceitera
Indupalma, ubicada en el municipio de San Alberto del Departamento del Cesar.
3.2 Sitio de estudio
El desarrollo de la parte experimental del trabajo de grado se realizó en las instalaciones del
laboratorio de investigación e innovación en Biotecnología agroambiental de la Universidad de
Santander (LIIBAAM) UDES.
3.3 Manejo y tratamiento de las muestras
Los tejidos vegetales de M.oleífera fueron recolectadas de cultivos sanos en la finca Manzares,
Las muestras de plantas fueron recolectadas en bolsas de papel. El aislamiento de los hongos
endófitos se realizó a las 24 h de la recolección de muestras de plantas. Las muestras fueron
cortadas en segmentos de 1cmx 1cm. La esterilización se realizó de acuerdo al protocolo de
Arnold et al. (2007), con mínimas modificaciones.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 40
40
La esterilización superficial se realizó por inmersión consecutiva durante 1 min en alcohol 70%
(v/v), 3 min en hipoclorito de sodio 0,8%, 1 min en alcohol 70% (v/v) y cinco lavados de 1 min
cada uno con agua destilada estéril. La efectividad del proceso de esterilización superficial se
comprobó mediante impresión del tejido sobre medio de cultivo con antibiótico.
3.4 Siembra de los fragmentos del material vegetal
Posterior al tratamiento de lavado y desinfección del material “sano” de M. oleífera, se procedió
con el corte de las hojas de cada lavado por separado en segmentos y después se hizo la siembra
de 4 fragmentos por caja de Petri. Uno alejado del otro ocupando la mayor distancia disponible
entre ellos, y este mismo proceso por triplicado de cada tratamiento en agar PDA suplementado
con Cloranfenicol de 0,05g/L con el fin de evitar el crecimiento bacteriano, sellados con parafilm
e incubados a 27 ± 2C por 5 - 8 día en cámara incubadora.
Se sembraron cuatro fragmentos por caja de Petri, con el fin de asegurar una amplia gama de
posibilidades de crecimiento por segmento sembrado, incrementando de esta forma los
organismos posibles presentes.
3.5 Separación y purificación
De las puntas hifales de los hongos en crecimiento, se recortó micelio (1x1cm2), y
posteriormente se sembraron en agar PDA suplementado con cloranfenicol, transferidos
asépticamente, se incubaron a 25°C por 8 días. Como medida de control de los hongos se
rotularán con la siguiente codificación:
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 41
41
Tabla 1.Codificación de hongos endófitos
3.6 Pruebas de antagonismo in vitro por cultivo dual
3.6.1 Preselección de hongos endófitos
Cada uno de los hongos antagonistas fue colocado por triplicado en un extremo de la caja de
Petri, con un disco de 5 mm de PDA suplementado con cloranfenicol 0.005g/l. a 1cm de la pared
de la placa de Petri. Después de un periodo de incubación a temperatura 25°C y con base en la
velocidad de crecimiento de los hongos, en el extremo opuesto de la caja de Petri, se colocó
otro disco de agar de 5 mm con el hongo patógeno a confrontar. El crecimiento de los
organismos en cada uno de los enfrentamientos fúngicos, fue evaluado cada 24 h. Se
consideraron tres repeticiones para cada enfrentamiento y para el tratamiento testigo. La
evaluación final fue considerada a los 9 días, cuando el patógeno cubrió totalmente la caja de
Petri en el tratamiento testigo (sin hongo antagonista). Para medir el efecto inhibitorio, de los
hongos antagónicos hacia el patógeno, se midió el crecimiento de estos últimos. El porcentaje de
inhibición se estimó con base en la diferencia obtenida entre el crecimiento obtenido de patógeno
Planta Moringa oleífera
(M)
Tejido vegetal :
Tallo (T)
Hoja(H)
Fecha: Corresponde a la
fecha de aislamiento
No. De
aislamiento
(1)
Ejemplo 03/10/18
MT1
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 42
42
confrontado con la cepa antagónica y el crecimiento de la cepa del respectivo patógeno sin
antagonista.
3.7 Análisis estadísticos
Los halos de inhibición del patógeno obtenidos con los veintidós hongos endófitos fueron
analizados por triplicado y los resultados obtenidos se analizaron teniendo en cuenta la
comparación de las medias utilizando análisis de varianza y pruebas a posteriori de comparación
de medias de Tukey (P ≤ 0.05), con un paquete estadístico SPSS versión 25.
3.8 Identificación de las morfoespecies de hongos endófitos con mayor capacidad
antagónica.
Los hongos más eficientes en el biocontrol de P.palmarum fueron identificados hasta el nivel de
género, con base en las características morfológicas , tanto macroscópicas como microscópicas,
estas últimas basadas en la observación, descripción e identificación de estructuras de
reproducción de los hongos , visualizadas en montajes con coloraciones específicas(azul de
lactofenol, Fushina, ácido láctico más etanol) y utilizando las herramientas de la microscopia
fotónica de luz y contraste de fases, siguiendo el protocolo descrito en la clave taxonómica de
Villegas (2005) y Samuels et al., (1999).
3.9 Evaluación de los mecanismos de antagonismo
A partir de las pruebas de inhibición del crecimiento de P. palmarum por los hongos
endófitos en los ensayos in vitro tanto en cultivo dual como cocultivos, se procedió a escoger
las mejores cepas fúngicas, para la evaluación y observación de la interacción entre las hifas de
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 43
43
los antagonistas con aquellas del patógeno por separado.
Los cultivos duales se utilizaron para evaluar dos mecanismos de antagonismo: A) Antibiosis y
B) Micoparasitismo. La antibiosis se estableció al comparar el crecimiento del Fitopatógeno en la
última evaluación antes del contacto hifal con el del testigo para igual período de tiempo.
Para indicar el micoparasitismo como posible mecanismo de acción de se realizaron
observaciones macroscópicas de los cultivos duales, tomándose como índice de micoparasitismo,
la invasión del antagonista sobre la superficie del micelio patógeno .Fue necesario comprobar el
micoparasitismo, por medio de microscopía, utilizando el microscopio de Fluorescencia y DIC
con aumento de 40x, donde se debieron analizar las interacciones de las hifas antagonistas con
las del patógeno, ya sea por enrollamiento o por penetración.
3.10 Prueba cualitativa de Cocultivo de endófitos
Preselección de los aislamientos nativos de los hongos endófitos por su antagonismo a Pestalotia
palmarum. En el centro de cajas Petri, con medio de cultivo PDA, se colocó un disco de 5 mm de
diámetro de medio PDA colonizado por el hongo patógeno y sobre el eje horizontal, a una
distancia de 3 cm del borde, cada uno de los 6 hongos endófitos seleccionados. Las cajas Petri
fueron incubadas a 25 °C. Durante un período de 9 de días, cada tercer día se registró la
inhibición y la esporulación de los hongos.
Patógeno
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 44
44
4 Resultados y Discusión
4.1 Aislamiento de hongos
A partir de hojas y tallos de M. oleífera, se lograron aislar e identificar 21 hongos, pertenecientes
a la clase Ascomicetes (Tabla2), obteniendo mayor porcentaje del tallo, 62% y el 38% de hojas
(Fig.5). Mosquera, W (2018) encontró un mayor número de hongos endófitos del área foliar, sin
embargo estos resultados pueden variar dependiendo de varios factores como edad de los
cultivos, tipo de semillas y suelos , se sabe muy poco acerca de la distribución de los hongos
endófitos en los tejidos de un mismo órgano, siendo posible encontrar diferentes especies en
cada uno de los tejidos de una hoja: parénquima, haces vasculares, dermis, etc., demostrando la
capacidad de cada especie de usar ciertos substratos específicos (Rodríguez, 1994).
En este trabajo aislamos 21 endófitos, un número muy similar de endófitos, fue aislado por
Souza et., al (2016) de esta misma especie vegetal, demostrando la biodiversidad endófitica en el
cultivo.
En este trabajo, los principales taxa aislados, en número fueron: Fusarium sp (8 morfoespecies),
Mycelia sterilia, micelios sin fructificaciones, (5 morfoespecies), Curvularia sp (4
morfoespecies), Trichoderma sp (1 morfoespecie), Cladosporium sp (1morfoespecies), Bipolaris
sp (1morfoespecie), Acremonium sp (1 morfoespecie), estos dos últimos, junto con Curvularia se
encuentran comúnmente en el aire como epifitos o en asociación con diversos sustratos (Kiffer &
Morelet, 1997).
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 45
45
Tabla 2. Aislamiento de hongos endófitos de Moringa oleífera
Género
fúngico
Codificación
fúngica
Tejido Planta
Curvularia sp MH5 Hoja
Mo
ringa
ole
ífer
a
Mycelia
sterilia
MT16 Tallo
Fusarium sp MT12 Tallo
Fusarium sp MT6 Tallo
Mycelia
sterilia
MT15 Tallo
Fusarum sp MT11 Tallo
Fusarium sp MT9 Tallo
Fusarium sp MH3 Hoja
Cladosporium
sp
MT8 Tallo
Fusarium sp MT18 Tallo
Mycelia
sterilia
MT7 Tallo
Curvularia sp MT3 Tallo
Mycelia
sterilia
MT5 Tallo
Acremonium
sp
MH8 Hoja
Bipolaris sp MT13 Hoja
Curvularia sp MH1 Hoja
Curvularia sp MH2 Hoja
Trichoderma
sp
MT17 Tallo
Fuasrium sp MT1 Tallo
Mycelia
sterilia
MT14 Hoja
Fusarium sp MT2 Hoja
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 46
46
Figura 5. Porcentaje de los aislados de Moringa oleífera por tejido
Algunos hongos endófitos, aislados se consideran patógenos como los géneros de Fusarium sp,
se conoce su distribución cosmopolita, su habilidad fitopatogénica en diversos hospedadores, la
producción de micotoxinas, su oportunismo y también su rol endofítico (Rubini, et al., 2005). Sin
embargo, algunas especies de Fusarium sp también ha sido reportado como un endófito con
amplia actividad biocontroladora. Según investigaciones recientes sobre poblaciones de hongos
endofíticos presentes en tejidos internos de raíces de banano y plátano, se ha determinado que
Trichoderma sp y Fusarium sp son los géneros más abundantes y tienen un alto potencial como
antagonistas de los nemátodos. Se han encontrado reducciones de hasta un 90% en la población
final de Radopholus similis en el sistema radical de plantas de banano protegidas con hongos
endofíticos de los géneros Fusarium sp y Trichoderma sp. (Bacony Yates, 2006). Las Cepas no
patogénicas de F. oxysporum han sido ampliamente documentadas como antagonistas de los
nemátodos fitoparásitos. Se ha observado que ciertos metabolitos producidos por esta especie
38%
62%
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
Porcentaje
PO
RC
ENTA
JE
TEJIDO VEGETAL
hoja Tallo
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 47
47
provocan la muerte de los nemátodos en diversos cultivos. (Bacon y Yates, 2006, Chet, Inbar y
Jadar, 2006, Howell, 2003, Schulz, y Boyle, 2005).
Esta relación plantas- endófitos sugiere una producción activa de los metabolitos secundarios,
segregados por los dos organismos, el vegetal proporcionara defensas y el hongo fomentara
metabolitos de característica virulenta como los fitotóxicos y además algunas enzimas dañinas
como las exoenzimas. Por esta razón requiere un equilibrio conocida como la relación endofítica,
si no se da una relación equilibrada, el hongo por su capacidad virulenta se mostrará como
agente patógeno. (Schulz y Boyle, 2005).
4.2 Pruebas de antagonismo
Las especies de Pestalotia sp, son considerados un grupo diverso de hongos que afectan a
muchos cultivos diferentes a la palma aceitera, (Satini, et al., 2013, Zhang,
Maharachchikumbura, Tian y Hyde, 2013). Con relación a su biología, no hay claridad, pues aún
no se sabe si son parásitos obligados, o presentan especificidad con relación al huésped, o si son
endófitos que puedan llegar a ser patógenos una vez que el huésped se debilita. Actualmente hay
reportados 601 nombres de especies de Pestalotiopsis (Schulz y Boyle, 2005).
Para la selección de los hongos endófitos de M. oleífera, con mayor capacidad antagónica se
realizó la prueba de cultivo dual enfrentando los veintiún (21) hongos aislados con el hongo
patógeno P.palmarum , en medio de cultivo micológico agar papa dextrosa.
Se tomaron 3 medidas del crecimiento radial de los hongos endófitos a los 3,6, y 9 días,
expresadas en cm. Estas mediciones del crecimiento fúngico, se evaluaron como promedios del
porcentaje de inhibición del patógeno por los endófitos (Tabla 3).
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 48
48
Tabla 3.Pruebas de antagonismos de los hongos endófitos frente a Pestalotia palmarum.
Género
fúngico
Codificación
fúngica
Crecimiento del endófito
en cultivo dual en la
relación al patógeno (cm)
Promedio
del
crecimient
o
Promedi
o en
porcentaje
de
inhibición
3
días
6
días
9
días
Curvularia sp MH5 7 7 8 7,33 81,48%
Mycelia
sterilia
MT16 4 4 4,5 4,17 46,30%
Fusarium sp MT12 5,5 6 7 6,17 68,52%
Fusarium sp MT6 4,5 4,5 5 4,67 51,85%
Mycelia
sterilia
MT15 4 4 4 4,00 44,44%
Fusarium sp MT11 5 6,5 6,5 6,00 66,67%
Fusarium sp MT9 3,5 3,5 4 3,67 40,74%
Fusarium sp MH3 3 4 4 3,67 40,74%
Cladosporiu
m sp
MT8 3 3,5 3,5 3,33 37,04%
Fusarium sp MT18 3 3,5 4 3,50 38,89%
Mycelia
sterilia
MT7 3 3 3 3,00 33,33%
Curvularia sp MT3 4,5 4,5 5 4,67 51,85%
Mycelia
sterilia
MT5 3,5 4 4 3,83 42,59%
Acremonium
sp
MH8 3,5 3,5 3,5 3,50 38,89%
Bipolaris sp MT13 3,5 3,5 3,5 3,50 38,89%
Curvularia sp MH1 4 4 4,5 4,17 46,30%
Curvularia sp MH2 4 4,5 5 4,50 50,00%
Trichoderma
sp
MT17 7,5 8 8 7,83 87,04%
Fuasrium sp MT1 3,5 4 4 3,83 42,59%
Mycelia
sterilia
MT14 3 3,5 5 3,83 42,59%
Fusarium sp MT2 4,5 5 5,5 5,00 55,56%
Medi
a
4,48 49,82%
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 49
49
De acuerdo a los datos obtenidos en la Tabla 3, se aprecia que el mayor porcentaje de inhibición
del crecimiento de P. palmarum debido al antagonismo de cada uno de los hongos endófitos,
presentarón diferencias en relación al porcentaje de inhibición. Se encontraron ocho hongos, con
los mayores porcentajes de inhibición para el crecimiento del patógeno, estos valores estuvieron
por encima de la media de los 21 endófitos (Figura, 6). El mejor hongo fue el MT17, que
correspondió al genéro Trichoderma sp no solo por su inhibición, de crecimiento del patógeno,
como se observa en la figura 6, sino también por su tasa de crecimiento en cultivo dual frente al
patógeno, demostrando una competencia por el sustrato de crecimiento (ver anexo 4), además
estos datos fueron corroborados estadísticamente por el valor obtenido en la desviación estándar,
lo cual hace, que sea un dato confiable al mantenerse entre las medias. (Figura,7).
b.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 50
50
a.
d.
c.
e.
d.
f.
g.
b.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 51
51
Figura 6.Prueba de cultivo dual a) MT17: Trichoderma sp, b) MH5: Curvularia sp, c)
MT12: Fusarium sp d) MT11: Fusarium sp e) MT2: Fusarium sp f) MT6: Fusarium sp g) MT3:
Curvularia sp, h) Curvularia sp.
4.3 Análisis estadístico
Para evaluar los halos de inhibición y/o el crecimiento de los endófitos en cultivo dual con el
patógeno, se analizaron los resultados, teniendo en cuenta la comparación de las medias
obtenidas en los triplicados (Figura 7), utilizando análisis de varianza y pruebas a posteriori de
comparación de medias de Tukey (P ≤ 0.05), mediante las herramientas que ofrece el programa
de SPSS versión 25.
4.3.1 Análisis de medias del crecimiento de hongos endófitos de M. oleífera en cultivo
dual con P. palmarum.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 52
52
Figura 7. Análisis de medias de crecimiento de los hongos endófitos aislados de Moringa
oleífera en antagonismo con P. palmarum in vitro.
*Los nombres de los géneros fúngicos correspondientes a cada código, que se muestran
en la tabla 2*
Como se observa en la Figura 7, inicialmente para seleccionar las mejores cepas de endófitos en
el biocontrol del fitopatógeno, se consideraron los valores que se ubicaron por encima de la
media promedio, para realizar el análisis de varianza y la prueba de Tukey.
4.3.2 Análisis de varianza ANOVA
Una vez realizado el análisis de media, se procedió a realizar el análisis de varianza como se
muestra a continuación.
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
8,0
9,0
Cre
cim
ien
to i
n v
itro
( c
m )
de
ho
ng
os
end
ófi
tos
de
M.o
leif
era
en c
ult
ivo
du
al
co
n P
esta
loti
a p
alm
aru
m
Hongos endofitos aislados
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 53
53
Tabla 4.Análisis de varianza de los hongos que presentaron mayor capacidad antagónica
ANOVA
Grupos Repeticiones Suma Promedio Varianza
MT17 3 23,5 7,833 0,083
MH5 3 22 7,333 0,333
MT12 3 18,5 6,167 0,583
MT11 3 18 6,000 0,750
MT2 3 15 5,000 0,250
MT6 3 14 4,667 0,083
MT3 3 14 4,667 0,083
MH2 3 13,5 4,500 0,250
Los códigos corresponden, MT17: Trichoderma sp, MH5, MT3 Y MH2: Curvularia sp, MT12 y
MT2: Fusarium sp y MT11: Fusarium sp
Al realizar el análisis de varianza por los 8 grupos de hongos que obtuvieron mejor media, se
obtuvieron la respectiva suma de sus cuadrados, los grados de libertad, el valor F, la probabilidad
con el fin de identificar la significancia de los datos, como se muestra a continuación.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 54
54
Tabla 5.Análisis de varianza ANOVA
Origen de
las
variaciones
Suma
de
cuadrados
Grados
de libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilidad Valor
crítico
para F
Entre
grupos
34,656 7 4,951 16,389 0,0000034 2,6572
Dentro de
los grupos
4,833 16 0,302
Total 39,490 23
Al obtener el promedio de los cuadrados o cuadrado medio del error entre grupos se observa que
el valor de F es 16,389 y es mayor al valor crítico para F (2,6572); por lo tanto, las medias
difieren significativamente o existe diferencia significativa en el promedio de inhibición en los
hongos.
Por lo tanto, se utilizó ANOVA, para que no se infle el error tipo 1, ya que el análisis se realizó
por grupos y no por parejas. Al tener el nivel de significancia del 0,05 o nivel de confianza del
95%, como la probabilidad es de 0,0000034 y es menor que 0,05, la hipótesis nula se rechaza
“Los hongos endófitos de M. oleífera no tienen la capacidad de inhibir el fitopatógeno Pestalotia
palmarum in vitro”, al menos un grupo el promedio es diferente.
4.3.3 Prueba Tukey
Para revisar los grupos que mostraron diferencias, se aplicó la prueba de Tukey, en primera
medida hallamos el MSe o cuadrado del error medio dividiendo la suma de cuadrados entre los
grados de libertad dentro de los grupos; el Multiplicador Qα lo hallamos a través de la tabla de
valores críticos para la prueba Tukey (ver Anexo 2).
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 55
55
Tabla 6.Pruebas a posteriori Tukey
Codificació
n fúngica
MT1
7
MH
5 MT12 MT11 MT2 MT6 MT3 MH2
MT17 0,5000
1,666
7
1,833
3
2,833
3
3,166
7
3,166
7
3,333
3
MH5
1,166
7
1,333
3
2,333
3
2,666
7
2,666
7
2,833
3
MT12
0,166
7
1,166
7
1,500
0
1,500
0
1,666
7
MT11
1,000
0
1,333
3
1,333
3
1,500
0
MT2
0,333
3
0,333
3
0,500
0
MT6
0,000
0
0,166
7
MT3
0,166
7
MH2
Los códigos corresponden, MT17: Trichoderma sp, MH5, MT3 Y MH2: Curvularia sp, MT11,
MT12 y MT2: Fusarium sp.
Los valores que se encuentran por encima del recuadro negro son la diferencia de las medias
entre cada grupo; por lo tanto, los valores que causan diferencia significativa son aquellos que se
encuentran subrayados en amarrillo, es decir MT17 y MH5 no tienen diferencia significativa, lo
mismo pasa con los valores de MH5, MT12 y MT11; los valores de MT12 con MT11, MT2,
MT6 y MT3; los valores de MT11 con MT2, Mt6, MT3 y MH2; los valores de MT2 con: MT6,
MT3 y MH2; los valores de MT3 con MH2.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 56
56
4.4 Identificación de los hongos (género) con mayor capacidad antagónica
Las cepas microbianas, las estructuras y descripción de los hongos con mayor capacidad
antagónica, se resumen en las figuras 8 y 9(Tabla 7).
Figura 8.Cepas de hongos endófitos de M. oleífera que presentan los mayores
porcentajes de inhibición in vitro contra el fitopatógeno P. palmarum : a. Trichoderma sp. b.
Curvularia sp. c. Fusarium sp. d. Fusarium sp e. Fusarium sp. f. Fusarium sp. g. Curvularia sp.
h. Curvularia sp.
c.
d.
e.
f.
g.
h.
a.
b.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 57
57
Figura 9.Estructuras microscópicas de hongos endófitos de M. oleífera que presentan los
mayores porcentajes de inhibición in vitro contra el fitopatógeno P. palmarum : a. Trichoderma
sp. b. Curvularia sp. c. Fusarium sp. d Fusarium sp . e. Fusarium sp. f. Fusarium sp. g.
Curvularia sp. h. Curvularia sp.
Tabla 7.Descripción de los hongos endófitos aislados de M.oleífera con mayor
capacidad antagónica a P. palmarum
Codificación
fúngica
Género
fúngico
Descripción
Macroscópica
Descripción
Microscópica
Taxonomía
MT17
Trichoderma
sp
Colonias que
crecen rápidamente y
esporulan en 3 días a
25ºC en
, Agar papa-
dextrosa y Agar
malta. Las colonias
son algodonosas al
inicio y luego se
compactan y
esporulan tomando
color verde de textura
granular
formando parches
concéntricos
Presenta hifas
hialinas septadas,
conidióforos, fiálides
y conidios. Los
conidióforos
Son ramificados y
pueden
ocasionalmente
disponerse en forma
piramidal.
Las fiálides son en
forma de botella
unidas a los
conidióforos en
ángulo recto. Las
fiálides se
observaron tanto
solitarias como
División:
Ascomycota
Clase:
Sordariomycetes
Orden:Hypocreal
es
Familia:Hypocrea
ceae
a.
c.
b.
f. e.
d.
h. g.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 58
58
dispuestas en grupo.
Las conidias
miden entre 2,8
3,0 µm de diámetro
aproximadamente de
forma redonda u
ovalada
MH5
Curvularia
sp
Colonias: de
crecimiento
rápido, parecidas a
las de la gamuza, de
color negro, grisáceo.
Conidióforos
erectos, de forma
recta, septados,
conidios en sucesión
simpodial. Conidios
de forma semilunar,
redondeados en los
extremos marrón
pálido, De 3-tabiques.
División:
Ascomycota
Clase:Dothideom
ycetes
Orden:Pleosporal
es
Familia:Pleospora
ceae
MT12
Fusarium
sp
Colonias de
crecimiento rápido ,
su micelio es aéreo ,
abundante,
algodonoso y con
coloración variable
de blanco a rosado
durazno.
El micelio está
formado por hifas
septadas y los
conidióforos
presentan racimos de
macroconidias.
División:Ascomy
cota
Clase:Sordariomy
cetes
Orden:Hypocreal
es
Familia:Nectriace
ae
MT11
Fusarium
sp
Colonias de
crecimiento rápido ,
su micelio es aéreo ,
abundante,
algodonoso y con
color blanco.
El micelio está
formado por hifas
septadas y los
conidióforos
presentan racimos de
microconidias .
División:
Ascomycota
Subdivisión:
Pezizomycotina
Clase:Dothideom
ycetes
Orden:Pleosporal
es
Familia:Pleospora
ceae
MT2
Fusarium
sp
Colonias de
crecimiento rápido,
su micelio es aéreo ,
abundante,
algodonoso y con
coloración variable
de blanco a rosado
durazno.
El micelio está
formado por hifas
septadas y los
conidióforos
presentan racimos de
macroconidias.
División:Ascomy
cota
Clase:Sordariomy
cetes
Orden:Hypocreal
es
Familia:Nectriace
ae
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 59
59
MT6
Fusarium
sp
Colonias de
crecimiento rápido,
su micelio es áereo ,
abundante,
algodonoso y con
coloración variable
de blanco a rosado
durazno.
El micelio está
formado por hifas
septadas y los
conidióforos
presentan racimos de
macroconidias.
División:
Ascomycota
Clase:
Sordariomycetes
Orden:Hypocreal
es
Familia:Nectriace
ae
MT3
Curvularia sp
Colonias: de
crecimiento
rápido, parecidas a
las de la gamuza, de
color negro verdoso.
Conidióforos erectos,
de forma recta,
septados, conidios en
sucesión simpodial.
Conidios de forma
semilunar,
redondeados en los
extremos marrón
pálido, De 3-tabiques
División:Ascomy
cota
Clase:Dothideom
ycetes
Orden:Pleosporal
es
Familia:Pleospora
ceae
MH2
Curvularia sp
Colonias: de
crecimiento
rápido, parecidas a
las de la gamuza, de
color marrón oscuro.
Conidióforos erectos,
de forma recta,
septados, conidios en
sucesión simpodial.
Conidios de forma
semilunar,
redondeados en los
extremos marrón
pálido, De 3-tabiques
División:
Ascomycota
Clase:
Dothideomycetes
Orden:Pleosporal
es
Familia:Pleospora
ceae
Los hongos con mayor capacidad antagónica se identificaron como morfoespecies, hasta género,
con las descripciones macroscópicamente y por los análisis microscópicos de las estructuras
reproductivas de cada hongo, la identificación se realizó con el apoyo de las claves taxonómicas
ya mencionadas. Los endófitos que presentaron actividad antagónica in vitro frente a P.
palmarum fueron: MT17: Trichoderma sp, MH5, MT3 y MH2: Correspondiente a diferentes
morfoespecies de Curvularia sp, MT11, MT12, MT2 Y MT6: Correspondiente a diferentes
especies de Fusarium sp.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 60
60
Mosquera, et al., (2018), realizó el aislamiento de hongos endófitos de M. oleífera de diferentes
tejidos de la planta, aislando diversas especies, las morfoespecies fúngicas similares con este
trabajo fueron: Curvularia sp y Mycelia sterilia, demostrando que existe una biodiversidad de
endófitos en esta especie de planta. Otros trabajos de endófitos con diferente especie de planta,
han mostrado una baja biodiversidad de endófitos (Sánchez et al., 2013)
4.5 Evaluación de los mecanismos de antagonistas.
Los ocho hongos que presentaron mayor actividad antagónica frente al patógeno P. palmarum,
mostraron tamaños de halos de inhibición significativos, expresados en diámetro (cm2) mayores
a 5 cm2 de (Figura 6) y en porcentaje de inhibición de crecimiento del patógeno P. palmarum,
por encima del 50% (Figura, 7), demostrando su tasa de crecimiento rápida y su actividad
antagónica, la cual se resume en la Tabla 8. A excepción de Trichoderma sp que mostró
Micoparasitismo, verificado por el enrollamiento que mostraron sus hifas en el crecimiento
micelial del patógeno P. palmaris en pruebas in vitro, todos los demás endófitos inhibieron al
patógeno por “antibiosis” (Tabla 8).
En relación a Trichoderma sp, se pudo observar como sus hifas crecieron a una tasa que supero
el crecimiento del patógeno, pudiéndose comprobar visualmente (ver anexo 3). Las especies del
género Trichoderma sp son los antagonistas más utilizados para el control de enfermedades de
plantas producidos por hongos Fitopatógenos, debido a su ubicuidad, a su facilidad para ser
aisladas y cultivadas, a su crecimiento rápido en un gran número de sustratos ya que no atacan a
plantas superiores. (Infante, et al., 2009). La actividad antagónica de cada una de las cepas
seleccionadas, también fue confirmada mediante pruebas de enfrentamiento dual en cultivos
modificados en lámina (ver anexo 3).
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 61
61
Tabla 8.Mecanismos de acción presentados entre los endófitos y el patógeno.
Codificación
fúngica
Género Mecanismo de acción
sobre Pestalotia palmarum
M17 Trichoderma
sp
Micoparasitismo
MH5 Curvularia sp Antibiosis
MT12 Fusarium sp Antibiosis
MT11 Fusarium sp Antibiosis
MT2 Fusarium sp Antibiosis
MT6 Fusarium sp Antibiosis
MT3 Curvularia sp Antibiosis
MH2 Curvularia sp Antibiosis
4.6 Prueba cualitativa de cocultivo de endófitos
Para esta prueba cualitativa se realizaron 56 tratamientos (Tabla 9), se logró enfrentar en varias
combinaciones los ocho hongos que mostraron mayor actividad antagónica frente al patógeno
P. palmarum. Para estos tratamientos se consideraron combinaciones con dos diferentes
morfoespecies de cada uno de los 8 endófitos seleccionados , los cuales se enfrentaron in vitro
con el fitopatógeno en estudio. , El cocultivo se llevó a cabo en medios micológicos ,logrando
evidenciar que todos los tratamientos realizados alcanzaron la inhibición del patógeno, en mayor
o menor grado, sin embargo, no todos lograron un porcentaje de inhibición mayor en en
relación a la acción de Trichoderma sp o de Curvularia sp. Un resultado evidente para mostrar
en este trabajo consistió en que cuando se evaluaron en Cocultivo morfoespecies del mismo
género por ejemplo Fusarium sp MT2 y Fusarium sp, MT12 frente al patógeno, o Curvularia sp
MH5 y Curvularia sp MH2 frente al patógeno, (Figura 10) se potenció la actividad antagónica
de cada endófito, en comparación de la capacidad de antagonismo que ejerce la cepa del
endófito aisladamente, cuando se enfrenta en cultivo dual con el patógeno, mostrando que el
cocultivo podría favorecer a ciertas especies del mismo género para la inhibición del patógeno,
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 62
62
también se observó que en cocultivo, la inhibición de la esporulación del patógeno fue mayor,
demostrando que en conjunto especies del mismo género ejercen acción sinérgica frente de P.
palmarum. (Figura 10). Por el contrario, la cepa endófita de Trichoderma sp, no trabaja en
cocultivo con los demás endófitos, demostrando su capacidad antagónica y su gran potencial
para el control biológico.
En la tabla 10 se muestran los resultados de las 15 combinaciones de endófitos que mostraron la
mayor inhibición del patógeno P. palmarum se muestra, en la columna de la izquierda la
codificación del endófito utilizado en el ensayo y en cada una de las columnas de la derecha los
tratamientos o combinaciones. Cabe resaltar que algunos hongos en la prueba de cultivo dual no
tuvieron el mejor resultado, pero al colocarlo en crecimiento in vitro con otro hongo
preferiblemente de su mismo género los resultados fueron los mejores.
Tabla 9.Tratamientos de hongos endófitos de M. oleífera ,utilizados en prueba de
cocultivo contra P. palmarum.
Tratamientos/Hong
o
MT17
vs
MH5
vs
MT12
vs
MT11
vs
MT2
vs
MT6
vs
MT3
vs
MH2
vs
1 MT1
1
MH2 MT1
7
MT2 MT1
2
MT1
2
MT1
2
MH5
2 MT1
2
MT1
2
MT1
2
MH5 MH5 MH5 MH5 MT1
2
3 MT2 MT2 MT2 MH2 MH2 MH2 MH2 MT2
4 MH5 MT1
7
MH5 MT1
7
MT1
7
MT1
7
MT1
7
MT1
7
5 MH2 MT1
1
MH2 MT1
1
MT1
1
MT1
1
MT1
1
MT1
1
6 MH3 MT6 MT6 MT6 MT6 MT6 MT6 MT6
7 MH4 MT3 MT3 MT3 MT3 MT3 MT3 MT3
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 63
63
Tabla 10.Pruebas que potenciaron el antagonismo de P. palmarum en cocultivo
con hongos endófitos
Codificación
fúngica
Tratamientos
1 2 3 4 5 6 7
MT17
MH5 X X
MT12 X X
MT11 X X X
MT2 X X
MT6 X X
MT3 X X
MH2 X X
a.
c.
b.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 64
64
Figura 10.Prueba de cocultivo. Todas las figuras de la derecha muestran el anverso de
los cocultivos y las figuras de la izquierda el reverso. a. MH5 Curvularia sp), y MH2
(Curvularia sp) en cocultivo. b) MT11 (Fusarium sp) y MT17 (Trichoderma sp).
c). MT2(Fusarium sp) y MT12(Fusarium sp). En el centro de las cajas el patógeno.
Por su versatilidad, adaptabilidad y fácil manipulación, los hongos del género Trichoderma sp
han sido estudiados y utilizados como fungicidas biológicos en la agricultura, son de crecimiento
rápido y prolífico productor de esporas (Schuster y Schmoll, 2010) además, son conocidos como
estimuladores de crecimiento en las plantas. Trichoderma sp es resistente y tolerante a diversos
plaguicidas utilizados en la agricultura (Chaparro, Carvajal y Orduz, 2011), y es considerado
como uno de los hongos más importantes en aplicaciones industriales y como bioplaguicida
(Shoresh, Harman y Mastouri 2010).
Los hongos endófitos son comúnmente aislados de diferentes tipos de plantas y utilizados como
antagonistas, sin embargo, es escasa o nula la literatura en la que utilicen hongos endófitos
aislados de Moringa oleífera como antagonistas para P. palmarum. Los resultados obtenidos en
este trabajo son inéditos y por lo tanto pretenden servir como base para la continuación de los
trabajos de control biológico que adelanta el grupo de investigación Microbiota de la UDES.
c.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 65
65
5 Conclusiones
En general, los hongos fitopatógenos foliares son una grave amenaza para la economía y
productividad de cultivos de interés agrícola como la palma aceitera, y también pueden
llegar a afectar la seguridad alimentaria mundial. Para contrarrestar estos patógenos, el
control biológico es una herramienta ecológicamente amigable.
En este trabajo se aislaron ocho hongos endófitos de M. oleífera que mostraron actividad
antagónica in vitro contra Pestalotia palmarum, fitopatógeno foliar de la palma aceitera,
estos correspondieron a Trichoderma sp, 1 aislamientos, Curvularia sp 3 aislamientos y
Fusarium sp, 4 aislamientos, demostrando su potencial para la obtención de compuestos
bioactivos de utilidad en control biológico.
Trichoderma sp, cepa MT17, fue el endófito que mostró mayor actividad antagónica para
P. palmarum por su tasa de crecimiento y micoparasitismo, este aislamiento se reporta
por primera vez en este trabajo como endófito de tallos de M. oleífera con un alto
porcentaje de inhibición en cultivo dual (87%), mostrando el gran potencial que tiene este
hongo en control de la Pestaloptiosis.
Curvularia sp cepa MH5 es otro endófito de importancia que debe ser considerado en el
control de la Pestaloptiosis en este trabajo mostro inhibición del patógeno en un 81%
seguido de Trichoderma sp.
Las pruebas de cocultivos con endófitos de M. oleífera para el control de P. palmarum
permitieron evidenciar mecanismos de Sinergismo entre diferentes especies, sin embargo,
los resultados de antagonismo no fueron mejores que las pruebas antagónicas del
patógeno en los ensayos de antagonismo dual.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 66
66
La preselección in vitro de hongos endófitos con potencial biocontrolador frente a
fitopatógenos de interés en cultivos agrícolas de importancia económica, es el primer
paso para estudios posteriores y aplicaciones biotecnológicas en la obtención e
identificación de metabolitos secundarios activos.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 67
67
6 Bibliografía
Agrios, G. (2005) Plant pathology, 5th edn. Elsevier Academic, USA Aly AH, Debbab A,
Kjer J, Proksch P.Fungal endophytes from higher plants: a prolific source of
phytochemicals and other bioactive natural products. Fungal Divers 41:1–16.
Aldana, R., Aldana, J., Calvache, H. y Franco, P. (2010). Manual de plagas de palma de
aceite en Colombia. Cuarta edición. Convenio Sena - Cenipalma.
Alfaro, N. y Martínez, W. (2008). Uso potencial de la moringa (Moringa oleífera, Lam).
Para la producción de alimentos nutricionalmente mejorados. Consejo Nacional de
Ciencia y Tecnología (CNCYT), Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología
(SENACYT).
Anjorin, T., P, Ikokoh. and Okolo, S. (2010). Mineral composition of Moringa oleifera
leaves, pods and seeds from two regions in Abuja, Nigeria. International Journalof
Agriculture and Biology, 12: 431–43.
Arakawa, Y., Murakami, M., Suzuki, K., Ito, H., Wacharotayankun, R., Ohsuka, S. y
Ohta, M. (1995). A novel integron-like element carrying the metallo-betalactamasegene
blaIMP. Antimicrobial agents and chemotherapy, 39: 1612-1615.
Arnold, A. (2005). Diversity and ecology of fungal endophytes in tropical forests.
Biodiversity of fungi, their role in human life.
Arnold, A., Henk, A., Eells R., Lutzoni F. y Vilgalys, R. (2007) Diversity and
phylogenetic affinities of foliar fungal endophytes in loblolly pine inferred by culturing
and environmental PCR.Mycologia 99(2):185–206.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 68
68
Arnold, A., Mejía, L., Kyllo, D., Rojas, E., Maynard, Z., Robbins, N. y Herre, E. (2003).
Fungal endophytes limit pathogen damage in a tropicaltree. Proceedings of the National
Academy of Sciences, 100(26), 15649-15654.
Bacon, C. y Yates, I. (2006). Endophytic root colonization by Fusarium species:
histology, plant interactions and toxicity. Soil Biology.9: 133-152.
Barrios, C. y Bustillo, A. (2014). Biología de la chinche de encaje Leptopharsa
gibbicarina y su control con hongos entomopatógenos. Ceniavances. 180:1-4.
Barrios, C., Cuchimba, M. y Bustillo, A. (2015). Parámetros poblacionales de
Leptopharsa gibbicarina (Hemiptera: Tingidae) plaga de la palma de aceite. Revista
Colombiana de Entomología, 41(1): 1-4.
Bary, A. (1866). Morphologir and physiologie der pilze, flecten and myximyceten.
Bashan, Y. (1998). Inoculants of plant growth-promoting bacteria for use in
agriculture. Biotechnology advances, 16(4), 729-770.
Benítez, T., Rincon, A., Limon, M. y Codon, A. (2004). Biocontrol mechanism of
trichoderma strainns, International Microbiology,7: 249-260.
Buitrago, V. y Nieto, L. (1995). Fungi associated with spear and bud rots of oil palm
(Elaeis guineensis Jacq.) in the Colombian Oriental Plains.
Calvache, H. (2001). Algunas consideraciones en el majeño de las plagas en el cultivo de
la palma de aceite. Palma, 12(1):29-37.
Carmona, M., Zapata, R. y Wright, E. (1990). Mancha foliar del pindó (Arecastrum
romazoffianum) ocasionada por Pestalotpsis palmarum. - VII Jornadas Fitosanitarias
Argentinas. Libro de resúmenes. Ciudad de Salta.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 69
69
Castro., M. (2014). El árbol Moringa (Moringa oleífera Lam.).: una alternativa renovable
para el desarrollo de los sectores económicos y ambientales de Colombia (Bachelor's
thesis, Universidad Militar NuevaGranada).
Cenipalma. (2010). Plagas de la Palma de Aceite en Colombia. Bogotá, Colombia:
Cenipalma.
Cenipalma. (2012). Guía de evaluación. Colombia: Cenipalma.
Chandler, D., Bailey, A., Tatchell, G., Davidson, G., Greaves, J. y Grant, W. (2011). The
development, regulation and use of biopesticides for integrated pest management.
Philosophical Transactions of the Royal Society B. Biological Sciences, 366(1573),
1987-1998.
Chaparro, A., Carvajal, H. y Orduz, S. (2011). Fungicide tolerance of Trichoderma
asperelloides and T. harzianum strains. Agricultural sciences, 2(3), 301-
Chávez, D. (2004). Caracterización molecular de especies de Trichoderma. Trabajo de
grado, Microbiología agrícola y veterinaria.
Chet, I, Viterbo, A., Brotman, y Lousky, T. 2006.Enhancement of plant disease resistance
by the biocontrol agent Trichoderma. Life Sciences. Weizmann Institute of Science.
Chet, l., Inbar, J. y Hadar, L. (1997). Fungal antagonists and mycoparasites, in: eicklow
DT, soderstrom Bthe mycota lV: Enviromental and microbial relationships. Springer-
Verlag, Berlin.165-184.
Duarte, S. (2007). Pruebas de patogenicidad in vitro con microorganismos aislados de
palmas afectadas por marchitez letal.
Duke, J. (1983). Handbook of energy crops.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 70
70
Echavarria, A., Regnault, H., Lisbeth, N., Matute, L., Jaramillo, C., de Astudillo, L. y
Benitez, R. (2016). Evaluación de la capacidad antioxidante y metabolitossecundarios de
extractos de dieciséis plantas medicinales/Evaluation ofantioxidant capacity and
secondary metabolites of sixteen medicinal plants extracts. Ciencia Unemi, 9(20), 29-35.
Elliott. M., Broschat. T., Uchida, J. y Simone, G. (2004). Diseases and disorders of
ornamental palms. American Phytopathological Society, St. Paul.
Escalante y otros. (2010). Diagnóstico y evaluación de Pestalotiopsis e insectos
inductores en plantaciones de palma aceitera al Sur del Lago de Maracaibo, Edo. Zulia
Venezuela. Bioagro, 22.
Fedepalma. (2014). Sector palmero le apuesta a la conservación de la biodeversidad, de la
mano con el instituto Alexander von Humboldt y WWF.
Gamboa, M. (2006). Hongos Endófitos tropicales: Conocimiento actual y perspectivas.
Bogotá: Universidad Nacional de Colombia.
Gao, F. (2010). Mechanisms of fungal endophytes in plant protection against pathogens.
Microbiol Afr, 1346-1351.
Genty, P., Garzón, A. y García, R. (2014). Daños y control del complejo Leptopharsa-
Pestalotiopsis en la palma africana. Fedepalma.
Giménez, C. y Cabrera, R. (2009). Isolation and identification of endophytic fungi from
vascular plants. Journal of Chinese Materia Medica.
Giusiano, G., Rodolfi, M., Mangiaterra, M., Piontelli, E., y Picco, A. (2010). Endophytic
fungi in medicinal plants of northeast of Argentina. I: Morphotaxonomic approach of
their foliar community. Boletín Micológico, 25: 15-27.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 71
71
Gómez, A., López, C., Martínez, M. y Cachón, X. (2016). Caracterización morfológica
de hongos endófitos aislados de Hamelia patens Jacq. y Lantana camara L. de Chetumal,
Quintana Roo, México. Teoría y Praxis, (19): 33-44.
Gómez, B. y Guerreo, W. (2007). Efecto de diferentes insumos y tipos de sombra sobre el
comportamiento de las principales plagas del cultivo del café.
Gonzales, G. (2012). Caracterizacion cultural de Pestalotia. Fitopatología agrícola, 344.
Guo, B., Dai, J., Ng, S., Huang, Y., Leong, C., Ong, W. y Carté, B. (2000). Cytonic acids
A and B: novel tridepside inhibitors of hCMV protease from the endophytic fungus
Cytonaema species. Journal of Natural Products, 63(5), 602604.
Harman, G., Howel, C., Viberto, A., Chet, l. y Lorito, M. (2004). Trichoderma species
opportunistic, avirulent plant symbionts. Nature reviews 2:43-56.
Hawksworth, D. L., & Lücking, R. (2017). Fungal Diversity Revisited: 2.2 to 3.8 Million
Species. Microbiology spectrum, 5(4).
Henson, I. (1995). Impactos ambientales de las plantaciones de palma de aceite en
Malasia. Palmas, 16(4), 49-66.
Hernández, E., Castillo, F., H., Herrera, R., Fuentes, S., Drouaillet, B. y Santillán, J.
(2016). Actividad antagónica de Trichoderma spp. sobre Rhizoctonia solani in
vitro. Investigación y Ciencia: de la Universidad Autónoma de Aguascalientes, (67), 5-
11.
Howell, C. (2003). Mechanisms employed by Trichoderma species in the biological
control of plant diseases: the history and evolution of current concepts. Plant disease,
87(1), 4-10.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 72
72
Infante, D., Martínez, B., González, N., y Reyes, Y. (2009). Mecanismos de acción de
Trichoderma frente a hongos fitopatógenos. Revista de protección vegetal, 24(1), 14-21.
Jiménez, O. y Reyes, R. (1977). Estudio de una necrosis foliar que afecta varias
plantaciones de palma de aceite (Elaeis guineensis Jacq.) en Colombia. Fitopatología
Colombiana (Colombia) v. 6 (1) p. 15-32.
Kusari, S., Pandey, S. y Spiteller, M. (2013). Untapped mutualistic paradigms linking
host plant and endophytic fungal production of similar bioactive secondary metabolites.
Phytochemistry, 91: 81-87.
Labarca, M., Sanabria, N. y Arcia, A. (2006). Patogenicidad de Pestalotiopsis palmarum
Cooke, sobre plantas de vivero de palma aceitera (Elaeis guineensis Jacq.). Revista de la
Facultad de Agronomía, 23(4), 420-428.
Li, J., Zhao, G., Chen, H., Wang, H., Qin, S., Zhu, W. y Li, W.(2008). Antitumour and
antimicrobial activities of endophytic streptomycetes from pharmaceutical plants in
rainforest. Letters in applied microbiology, 47(6), 574-580.
Madar, Z., Solel, Z. y Kimchi, M. (1991). Pestalotiopsis canker of cypress in
Israel. Phytoparasitica, 19(1), 79-81.
Maharachchikumbura, S., Guo, L., Chukeatirote, E., Bahkali, A. y Hyde, K. (2011).
Pestalotiopsis—morphology, phylogeny, biochemistry and diversity. Fungal
Diversity, 50(1), 167-187.
Martín, C., Martín, G., García, A., Fernández, T., Hernández, E. y Puls, J. (2013).
Potenciales aplicaciones de Moringa oleifera. Una revisión crítica. Pastos y Forrajes,
36(2), 137-149.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 73
73
Martínez, J., Herrera, A. y Román, L. (2011). Valoración de las propiedades nutricionales
de Moringa oleífera en el departamento de Bolívar. Revista de Ciencias, 15, 23-30.
McQuilken, M. y Hopkins, K. (2004). Biology and integrated control of Pestalotiopsis on
container‐grown ericaceous crops. Pest Management Science: formerly Pesticide
Science, 60(2), 135-142.
Méndez, G. (2000). Manejo integrado de pestalotiopsis en una plantación comercial de
palma de aceite. Integrated management of pestalotiopsis in a commercial oil palm
plantations.
Mendieta, B. (2011). Moringa oleifera as an alternative fodder for dairy cows in
Nicaragua.
Molano, L. (2011). LAS SEMILLAS DE Moringa Oleífera Lam. Universidad Industrial
de Santander, Bucaramanga, Departamento de Quimica, Monografia de Especialista en
Quimica Ambiental, 1-43.
Molina, G., Pimentel, M., Bertucci, T. y Pastore, G. (2012). Application of fungal
endophytes in biotechnological processes. Chemical Engineering Transactions, 27.
Mosquera Rivera, W. (2018). Actividad antimicrobiana de hongos endófitos de plantas
medicinales Mammea americana (Calophyllaceae) y Moringa Oleífera (Moringaceae).
Mosquera, M., Gómez, P. y Bernal, P.(2007). Establecimiento de plantaciones
competitivas de palma de aceite en Colombia. Factores para considerar. Palmas vol. 28.
Motta, D. (2004). Relación entre la nutrición del cultivo y la incidencia de la
pestalotiopsis de la palma de aceite en las zonas Norte y Central de Colombia. Revista
Palmas, 18-24.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 74
74
Pirone, P. (1978). Diseases and pests of ornamental plants. John Wiley & Sons.
Quiroz, V., Ferrera, R., Alarcón, A., Hernández, L. y Encarnación, M. (2008).
Antagonismo in vitro de cepas de Aspergillus y Trichoderma hacia hongos filamentosos
que afectan al cultivo del ajo. Revista mexicana de micología, 26, 27-34.
Radovich, T. (2011). Farm and forestry production and marketing profile for Moringa
(Moringa oleifera). Specialty crops for Pacific island agroforestry.
Rodrigues, K. (1994). The foliar fungal endophytes of the Amazonian palm Euterpe
oleracea. Mycologia, 86(3), 376-385.
Royse, D. y Ries, S. (1978). The influence of fungi isolated from peach twigs on the
pathogenicity of Cytospora cincta. Phytopathology, 68(4), 603-607.
Rubini, M., Silva, R., Pomella, A., Maki, C., Araújo, W., Dos Santos, D. y Azevedo, J.
(2005). Diversity of endophytic fungal community of cacao (Theobroma cacao L.) and
biological control of Crinipellis perniciosa, causal agent of Witches' Broom
Disease. International Journal of Biological Sciences, 1(1), 24
Salgado, S. y Cepero, M. (2005). Aislamiento de hongos endófitos en rosa. Rosa hybrida,
Centro de Investigaciones Microbiológicas CIMIC, Departamento de Ciencias
Biológicas, Universidad de los Andes, Bogotá, Colombia.
Sánchez, A. (1990). Enfermedades de la palma de aceite en América Latina. Revista
Palmas, 11(4), 5-38.
Sánchez, R. (2013). Hongos endófitos: fuente potencial de metabolitos secundarios
bioactivos con utilidad en agricultura y medicina. TIP. Revista especializada en ciencias
químico-biológicas, 132-146.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 75
75
Sánchez, R., Sánchez, B., Monserrat, Y., Ulloa, A., Armendáriz, B., García, M. y Macías,
M. (2013). Endophytic fungi: a potential source of bioactive secondary metabolites and
their application in agriculture and medicine.
Sánchez, Y., Martínez, G., Sinagawa, S. y Vázquez, J. (2013). Moringa oleífera;
importancia, funcionalidad y estudios involucrados. Revista Científica de la Universidad
Autónoma de Coahuila, 5(9), 25-30.
Santini, A., Ghelardini, L., De Pace, C., Desprez, M., Capretti, P., Chandelier, A., ... &
Hantula, J. (2013). Biogeographical patterns and determinants of invasion by forest
pathogens in Europe. New Phytologist, 197(1), 238-250.
Schulz, B. y Boyle, C. (2006). What are endophytes? In Microbial root endophytes (pp.
1-13). Springer, Berlin, Heidelberg.
Schuster, A., y Schmoll, M. (2010). Biology and biotechnology of Trichoderma. Applied
microbiology and biotechnology, 87(3), 787-799.
Sousa, M. Tavares, R. Gerós, H. y Neto, T. (2004). First report of Hakea sericea leaf
infection caused by Pestalotiopsis funerea in Portugal.
Steinberg, G. (2007). Hyphal growth: a tale of motors, lipids, and the
Spitzenkörper. Eukaryotic cell, 6(3), 351-360.
Strobel, G. (2002). Rainforest endophytes and bioactive products. Critical reviews in
biotechnology, 22(4), 315-333.
Strobel, G. y Daisy, B. (2003). Bioprospecting for microbial endophytes and their natural
products. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 67(4), 491-502.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 76
76
Tagne, A. y Mathur, S. (2001). First report of chlorotic spot of maize caused by
Pestalotiopsis neglecta: NEW DISEASE REPORT. Plant Pathology, 50(6), 791-791.
Tovar, J. (2008). Evaluacioin de la capacidad antagonista "in vivo" de Trichoderma spp
frente al hongo fitopatógeno Rizoctonia solani. Bogota: Universidad Pontificia Javeriana.
Tuset, J., Hinarejos, C. y Mira, J. L. (1999). First report of leaf blight on sweet
persimmon tree by Pestalotiopsis theae in Spain. Plant disease, 83(11), 1070-1070.
Widden, P, (1997). In The Mycota IV: Environmental and Microbial relationships.
(ed.Wicklow, D. T. & Sönderström, B.). 135-147 (Springer-Verlang, Alemania, 1997).
Wilson, D. (1995). Endophyte: the evolution of a term, and clarification of its use and
definition. Oikos, 274-276.
Wright, E., Rivera, M. y Flynn, M. (1998). First report of Pestalotiopsis guepini and
Glomerella cingulata on blueberry in Buenos Aires (Argentina). EPPO Bulletin, 28(1‐2),
219-220.
Xu, L., Kusakari, S., Hosomi, A., Toyoda, H. y Ouchi, S. (1999). Postharvest disease of
grape caused by Pestalotiopsis species. Japanese Journal of Phytopathology, 65(3), 305-
311.
Zhang, Y., Maharachchikumbura, S. S., Tian, Q., & Hyde, K. D. (2013). Pestalotiopsis
species on ornamental plants in Yunnan Province, China. Sydowia, 65(1), 113-128.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 77
77
7 ANEXOS
7.1 Anexo 1
Figura 1. Estructuras microscópicas y cultivo de P. palmarum. a) Conidias típicas asexuales de
P.palmarum, mostrando cuatro septos, tres células centrales oscuras y una terminal hialina en
cada extremo, con tres apéndices apicales y uno basal más corto. b) Cepa Fúngica de Pestalotia
palmarum en agar papa-dextrosa.
7.2 Anexo 2
Tabla 1. Test de Tukey
HSD= 1,554887009
Multiplicador= 4,9
Mse= 0,302083333
n= 3
a.
b.
b.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 78
78
7.3 Anexo 3
Figura 2. Interacción de hifas de endófitos de M. oleífera con el patógeno, P.palmarum en
prueba dual. a) MT17: Trichoderma sp, invadiendo toda la lámina e inhibiendo el crecimiento
del patógeno b) MH5: Curvularia sp, mostrando halo de inhibición o antibiosis frente al
patógeno, c) MT12: Fusarium sp mostrando halo de inhibición o antibiosis frente al patógeno d)
MT11: Fusarium sp mostrando halo de inhibición o antibiosis frente al patógeno e) MT2:
Fusarium sp mostrando halo de inhibición o antibiosis frente al patógeno f) Curvularia sp
mostrando halo de inhibición frente al patógeno.
a.
b.
d.
c.
d.
e.
f.
EVALUACIÓN IN VITRO HONGOS ENDÓFITOS 79
79
7.4 Anexo 4
Figura 3. Velocidad de crecimiento de Trichoderma sp y de Pestalotia palmarum (patógeno)
en cultivo dual
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1 2 3 4 5 6 7 8
Cre
cim
iento
ex
´res
ado e
n
dia
met
ro (
cm)
Crecimiento fúngico en días
Trichoderma sp Patogeno
a.
c.
b.