Post on 03-Oct-2018
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE CIUDAD JUÁREZ
INSTITUTO DE CIENCIAS BIOMÉDICAS
DEPARTAMENTO DE CIENCIAS QUÍMICO-BIOLÓGICAS
PROGRAMA DE BIOLOGÍA
MANUAL DE PRÁCTICAS
FISIOLOGÍA VEGETAL
1
MANUAL DE PRÁCTICAS DE FISIOLOGÍA VEGETAL
COMPILADORES:
Principal: HELVIA ROSA PELAYO BENAVIDES
Colaboradores: MARCOS LIZÁRRAGA ESCOBAR
CLAUDIA VARGAS REQUENA
Revisado por: Mario Valenzuela
Miembro el Comité de Botánica del ICB
Ciudad Juárez, Chihuahua
Universidad Autónoma de Ciudad Juárez
2009
164p.
Complemento práctico del Curso de Fisiología Vegetal del Programa de Licenciatura en Biología
M. en C.S.P. Abraham Aquino Carreño
Coordinador de la Academia de Biología
D. Ph. Antonio de la Mora Covarrubias
Coordinador del Programa de Biología
Dr. Alejandro Martínez Martínez
Jefe del Departamento de Ciencias Químico-Biológicas
M.C. Hugo Staines Orozco
Director del Instituto de Ciencias Biomédicas
Comité editorial
M. en C. S. P. Abraham Aquino Carreño
M. en C. Ana Gatica Colima
M. en C. Guillermo Bojórquez Rangel
Dra. Helvia Rosa Pelayo Benavides
i
PRESENTACIÓN
El manual de prácticas de Fisiología Vegetal está preparado para estudiantes
que están cursando la asignatura del mismo nombre, en el nivel intermedio
avanzado del Programa de Biología. Las prácticas se han diseñado de tal forma
que apoyen y complementen la parte teórica del curso de Fisiología Vegetal.
Están ordenadas de acuerdo al contenido temático del curso, con la intención
de que el alumno relacione los aspectos teóricos a la práctica.
Este manual, consta de 22 prácticas, que se pueden agrupar en tres bloques
generales. El primer bloque corresponde a la importancia el agua para las
plantas, considerando algunos métodos para calcular el potencial hídrico y
analizar la vía y principales causas del flujo de agua a través de la planta; así
como la importancia del agua en la nutrición mineral de la planta.
El segundo bloque, corresponde a la importancia de la luz tanto en la
fotosíntesis como en la morfogénesis de la planta; considerando algunos
tópicos del metabolismo secundario.
Finalmente el tercer bloque, se relaciona con el ciclo de vida de las plantas, la
función de las hormonas vegetales en el mismo, y la respuesta de la planta al
estrés ambiental.
ii
REGLAMENTO DEL LABORATORIO
1. Las prácticas se inician a la a hora señalada en el horario correspondiente,
por lo que el alumno debe estar a tiempo. La tolerancia máxima será de 5
minutos, después de transcurrido este tiempo ya no se permitirá la entrada
al laboratorio.
2. El uso de bata es obligatorio.
3. Cada equipo, limpiará la mesa de trabajo antes de iniciar la práctica y al
finalizarla.
4. Si en la sesión de laboratorio, se ha utilizado el microscopio, este debe
quedar perfectamente limpio, con la intensidad de la luz en el mínimo, con el
cable enrollado, y con el objetivo de menor aumento orientado hacia la
platina.
5. Cada equipo dejará perfectamente limpia la mesa de trabajo, una vez
finalizada la práctica. No se deben dejar ninguna clase de material en el
laboratorio.
6. Para el desarrollo de cada práctica, el grupo se organizará en equipos de 3
o 4 personas.
7. Traer, por equipo, un trapo para limpiar, cinta adhesiva (masking tape),
marcador indeleble, instructivo de la práctica y bata de laboratorio.
8. Para el desarrollo de las prácticas, es indispensable el uso de material
vegetal de diferente tipo. La mayoría, de este material, se consigue
fácilmente en los mercados locales o en el Campus. Por tal razón, los
equipos que no traigan material para trabajar, no serán aceptados en el
laboratorio y la práctica correspondiente inmediatamente será calificada con
cero.
9. El reporte de cada práctica se entregará a los 8 días de finalizada la
práctica (salvo algunas excepciones que se indicaran por el instructor). Se
iii
penalizará con un punto menos por día de retraso, a partir del día de
entrega. Este reporte constará principalmente de resultados de las
actividades realizadas en el laboratorio (7 puntos), cuestionario (2 puntos),
conclusiones y bibliografía (1 punto).
10. Cada alumno deberá incluir las referencias bibliográficas y/o electrónicas del
material consultado para responder el cuestionario. No se permite citar los
apuntes del curso.
11. Es obligación del alumno asistir a todas las sesiones de laboratorio
programadas, por lo que no se aceptará el reporte de cualquier práctica a la
que no se haya asistido. Así, la inasistencia a la práctica significará un cero
en el reporte, promediable en su calificación.
ÍNDICE
PRÁCTICA 1. MEMBRANAS Y PERMEABILIDAD ................................................. 2
PRÁCTICA 2. DETERMINACION DEL POTENCIAL HIDRICO POR
OBSERVACION DE PLASMOLISIS ..................................................................... 11
PRÁCTICA 3. DETERMINACION DEL POTENCIAL HIDRICO (MÉTODO
GRAVIMÉTRICO) ................................................................................................. 18
PRÁCTICA 4. MOVIMIENTO DE AGUA EN EL TALLO ....................................... 25
PRÁCTICA 5. ESTOMAS...................................................................................... 29
PRÁCTICA 6. MECANISMO DE REGULACION DEL MOVIMIENTO DE LAS
CÉLULAS GUARDA ............................................................................................. 34
PRÁCTICA 7. VELOCIDAD DE TRANSPIRACION (MÉTODO
GRAVIMÉTRICO) ................................................................................................. 41
PRÁCTICA 8. NUTRICION VEGETAL Y DEFICIENCIAS MINERALES ............... 49
PRÁCTICA 9. RELACION SIMBIOTICA ENTRE RHIZOBIUM Y
LEGUMINOSAS .................................................................................................... 63
PRÁCTICA 10. EFECTO DE LA LUZ SOBRE EL DESARROLLO DE
PLÁNTULAS ......................................................................................................... 69
PRÁCTICA 11. EFECTO DE LA CANTIDAD Y CALIDAD DE LUZ SOBRE
FOTOSINTESIS .................................................................................................... 81
PRÁCTICA 12. SINTESIS DE ALMIDON A LA LUZ ............................................. 87
PRÁCTICA 13. ANATOMIA FOLIAR Y FIJACION DEL CARBONO POR LAS
PLANTAS .............................................................................................................. 92
PRÁCTICA 14. PIGMENTOS HIDROSOLUBLES Y LIPOSOLUBLES ................. 96
PRÁCTICA 15. METABOLITOS SECUNDARIOS .............................................. 102
PRÁCTICA 16. DOMINANCIA APICAL .............................................................. 110
1
PRÁCTICA 17. EFECTO DE LAS AUXINAS EN EL ENRAIZAMIENTO ............ 116
PRÁCTICA 18. SENESCENCIA DE LAS HOJAS ............................................... 122
PRÁCTICA 19. HORMONAS Y ABSCISION DE LAS HOJAS............................ 127
PRÁCTICA 20. BIOENSAYO PARA GIBERELINAS .......................................... 133
PRÁCTICA 21. GERMINACIÓN ......................................................................... 140
PRÁCTICA 22. ESTRÉS POR METALES PESADOS ........................................ 146
ANEXO ............................................................................................................... 164
2
PRÁCTICA 1. MEMBRANAS Y PERMEABILIDAD
Introducción
Las membranas, típicamente, se describen como estructuras semipermeables
que regulan el paso de diversas sustancias desde el exterior al interior de la
célula y de los organelos (como la vacuola) y viceversa, a diferentes
velocidades.
El agua, es una sustancia que parece atravesar las membranas a una gran
velocidad, en respuesta fundamentalmente a la condición osmótica. Mientras
que otras sustancias se mueven muy lentamente dando la impresión de ser
excluidas, este es el caso de diversos solutos. Hay que ser cuidados al
considerar que todos los solutos se mueven lentamente, pues un rasgo de las
células vivas es el transporte de solutos. Este transporte de solutos es
finamente regulado por diversos mecanismos que involucran cambios en la
estructura y permeabilidad de la membrana, propiamente, así como en la
estructura y actividad de los sistemas de proteína acarreadoras.
En general, se considera que las membranas son bicapas lipídicas, cuya
estructura precisa depende del tipo de organismo e incluso de la región
específica en que se encuentre dentro de la célula. Además de los lípidos,
presenta proteínas y carbohidratos diversos. Los cambios estructurales y
arreglo de los diversos componentes de la membrana determinan su
permeabilidad en un momento dado. El siguiente ejercicio esta diseñado para
ilustrar la permeabilidad selectiva así como el efecto de algunos factores sobre
la permeabilidad de la membrana.
Objetivo
El alumno analizará la permeabilidad de las membranas de las células
presentes en tejidos vivos a ácidos y bases así como a varios iones.
3
Materiales
Hojas de cebolla morada o roja
Dos raíces frescas de Betabel
Navaja o cuchillo
Espectrofotómetro
10 ml de KOH (0.025 N)
10 ml de NH4OH (0.025 N)
10 ml de HCl (0.025 N)
10 ml de ácido acético (0.025 N)
20 ml de acetona
50 ml de NaCl 4% (p/v)
50 ml de CaCl2 0.2% (p/v)
2 tubos de ensayo
5 vidrio de reloj
5 vasos de precipitados (100 ml)
Platina para calentamiento
Vaso de precipitados de 500 o 100 ml
1 termómetro
Regla graduada en mm
1 gradilla
Porta y cubreobjetos
Microscopio
Lupas
4
Procedimiento
1. Permeabilidad de los tejidos vivos a ácidos y bases
2. Prepare diversas tiras de la epidermis inferior de las hojas de cebolla (o
rebanadas de las hojas, según se le facilite), flótelos en agua destilada.
Sepárelos en grupos, en vidrios de reloj. Agregue a cada vidrio de reloj una
pequeña cantidad de las siguientes soluciones:
a) Agua destilada
b) KOH (0.025 N)
c) NH4OH (0.025 N)
d) HCl (0.025 N)
e) Ácido acético (0.025 N)
3. Coloque 2 tiras en agua destilada, 2 en solución de KOH y 6 en la solución
de NH4OH. Registre el tiempo que le toma a cada grupo de tiras para virar
de color (azul o similar), después de la inmersión.
4. Cuando las tiras se hayan tornado (parcial o totalmente) azules en la
solución de NH4OH, transfiera 4 de las tiras a un vaso de precipitados con
agua destilada. Tome 2 de las tiras, del vaso de precipitados, y colóquelas
en la solución de ácido acético y 2 a la solución de HCl. Registre el tiempo
que tarde en virar de color.
5. Cuando el cambio de color sea completo, transfiera las tiras de la solución
de ácido a agua destilada y luego regréselas a la solución de NH4OH.
Nuevamente registre el tiempo que se requirió para el vire de color. Repita
varias veces y calcule el tiempo promedio que requieren las tiras para virar
de color en NH4OH y en las respectivas soluciones acidas.
6. Efecto de iones, acetona y temperaturas extremas sobre las propiedades de
las membranas de las células de la raíz de betabel
5
7. Corte 8 tiras de betabel (16 para llevar el experimento por duplicado), de la
siguientes dimensiones: 2 cm de ancho, 2.5 cm de largo y 1 cm de grueso
(aproximadamente). Según vaya cortando las tiras de betabel, colóquelas en
un vaso de precipitados con agua destilada, déjelas por 5 min más o menos.
Luego decante el agua del vaso de precipitados y vuelva a añadir agua
destilada en una cantidad suficiente para cubrir las tiras, Repita este
procedimiento hasta que ya no se observe colorante rojo, liberado de las
células rotas por el corte, en el agua.
8. Transfiera un de las tira a un tubo de ensaye marcado con el numero 5 y
otra a un tubo marcado con el número 6. Tape los tubos de ensaye (una
bola de algodón será suficiente). Coloque el tubo 5 en el congelador
(CUIDADO SI EL TUBO NO ES DE VIDRIO REFRACTARIO PUEDE
ROMPERSE), y al tubo 6 en el refrigerador (±4° C) por 30 a 60 min o hasta
que se congele la muestra e betabel en el congelador. Después de la
incubación de las tiras, proceda con los siguientes tratamientos con las tiras
restantes, colocando una tira por tubo de ensaye:
a) Tubo 1: tira de betabel más 20 ml de agua destilada
b) Tubo 2: tira de betabel más 20 ml de NaCl 4% (p/v)
c) Tubo 3: tira de betabel más 10 ml de CaCl2 0.2%, más 10 ml de agua
destilada
d) Tubo 4: tira de betabel 10 ml de CaCl2 0.2%, más 10 ml de NaCl 4% (p/v)
e) Tubo 5: tira de betabel congelada más 20 ml de agua destilada
f) Tubo 6: tira de betabel refrigerada más 20 ml de agua destilada
g) Tubo 7: tira de betabel mas 20 ml de de acetona al 80% (v/v)
h) Tubo 8: tira de betabel más 20 ml de agua destilada, coloque el tubo en
agua hirviendo
i) Tubo 9: 20 ml de agua destilada
6
9. Deje las tiras en sus respectivos tratamientos por 45 min y luego decante y
recupere el líquido en tubos de ensayo. Haga observaciones por
comparación con el tubo con agua destilada, utilizando un fondo blanco o
mejor aun registre, mediante un espectrofotómetro, la absorbencia a 475 nm
de cada una de las soluciones resultantes.
Bibliografía
1. Rovalo Merino, M., Rojas Garcidueñas, M. 1982. Fisiología Vegetal
Experimental. Limusa. México, D.F. p. 25-26, 159-162.
2. Witham, F.H., Blaydes, D.F. y Devlin, R.M. 1986. Exercises in Plant
Physiology. 2da. Edición. Prindle, Weber & Schmidt. Boston. p.11-14.
Reporte
Tabla 1. Permeabilidad de las células epidérmicas de cebolla a ácidos y bases
Tratamiento Tiempo promedio de viraje
(segundos) Observaciones
Agua destilada
KOH (0.025 N)
NH4OH (0.025 N)
NH4OH a agua destilada y
luego HCl (0.025 N)
NH4OH a agua destilada y
luego Ácido acético (0.025
N)
HCl a agua destilada y
luego NH4OH
Ácido acético a agua
7
Tratamiento Tiempo promedio de viraje
(segundos) Observaciones
destilada y
luego NH4OH
Tabla 2. Efecto de diversos iones, acetona y temperaturas extremas sobre la
membrana plasmática de las células de la raíz de betabel
Tratamiento
Absorbencia a 475 nm (ó
intensidad relativa del color
rojo)
Observaciones
agua destilada
NaCl 4% (p/v)
CaCl2 0.2% mas agua
destilada
CaCl2 0.2% , mas 10 ml
de NaCl 4% (p/v)
congelación
refrigeración
acetona al 80% (v/v)
agua caliente
Cuestionario
1. ¿Por qué las células vegetales no se revientan cuando se colocan en agua
destilada?
8
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿Qué efecto tienen los ácidos y las bases sobre el color de las
antocianinas?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
3. ¿Qué son las antocianinas (químicamente) y donde se localizan en el
interior celular?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
9
4. Explique cualquier diferencia observada con respecto a las bases y ácidos
utilizados.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
5. Explique los efectos que pueden ejercer el Na+ y Ca2+ sobre las propiedades
de la membrana que resulten en la alteración de su permeabilidad.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
10
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
11
PRÁCTICA 2. DETERMINACION DEL POTENCIAL HIDRICO POR
OBSERVACION DE PLASMOLISIS
Introducción
El potencial hídrico (Ψ) es una medida de la tendencia del agua a moverse
hacia o dentro de un sistema, como son los tejidos vegetales, el suelo o la
atmosfera.
Si los líquidos de un tejido vegetal, cualesquiera, están en equilibrio osmótico
con alguna solución externa circundante (Ψ = 0) y no existe presión de
turgencia en el tejido (Ψp = 0), entonces el potencial osmótico del líquido
intracelular puede ser igual a la presión osmótica de la solución circundante.
El problema para esta determinación, es el tener realmente un valor de cero
para la presión de turgencia, sin cambiar las otras propiedades osmóticas. Una
aproximación consiste en el denominado método de determinación de la
presión osmótica por detección de la plasmólisis incipiente. La plasmólisis
incipiente ocurre, si más o menos la mitad de las células comienzan a
plasmolizarse (separándose la membrana plasmática de la pared celular), y se
considera que esto corresponde a una presión de turgencia igual a cero.
Entonces el potencial osmótico de la solución que causa plasmólisis incipiente,
equivale al potencial osmótico dentro de las células, después de que han
llegado al equilibrio con la solución.
Objetivos
1. Observar al microscopio células turgentes y células plasmolizadas
2. Identificar la vacuola en una célula vegetal madura
3. Calcular valores de potencial hídrico por el método de plasmólisis incipiente
12
Materiales
150 ml de sacarosa 1 M
Epidermis de cebolla morada
Microscopios
10 portaobjetos
10 cubreobjetos
10 cajas de Petri
Procedimiento
1. Prepare una serie de soluciones de sacarosa de 0.1 a 1 M, y póngalas en
las cajas de Petri. El tejido será 1 cm x 1 cm.
2. Sumerja los tejidos de 20 a 30 minutos en cada solución. Transcurrido este
tiempo, saque las muestras de tejido, de una en una y colóquese en el
portaobjetos o vidrio de reloj con una pequeña cantidad de la solución en la
que se encontraba.
3. Cuente bajo el microscopio el número de células plasmolizadas y no
plasmolizadas, moviendo el campo hasta que se hayan examinado por lo
menos 50 células. Repítase el procedimiento para cada concentración.
Bibliografía
1. Rovalo Merino, M., Rojas Garcidueñas, M. 1982. Fisiología Vegetal
Experimental. Limusa. México, D.F. p. 17, 18.
2. Sabater, B. 1998. Problemas resueltos de Fisiología Vegetal. Universidad de
Alcalá. p.15 a 31.
13
Reporte
TABLA 1. Número de células plasmolizadas (sobre 50), en soluciones de
diferente molaridad
Concentración de
Sacarosa
Número de células
plasmolizadas (de 50)
Porcentaje de células
plasmolizadas
Agua
0.2 M
0.4 M
0.6 M
0.8 M
1.0 M
1. Haga una gráfica representando el porcentaje de las células plasmolizadas
contra la concentración de la solución en la que se sumergieron. Utilice
papel milimétrico (página anexa).
2. ¿A qué concentración molar se observa el 50% de las células se
plasmolizadas? ________________________________________________
3. Calcule el potencial hídrico del tejido cuando alcanza el 50% de sus células
la plasmólisis (condición anterior),utilizando siguiente fórmula:
Ψ= Ψ P + Ψ S
________________________________________________________________
________________________________________________________________
15
4. En plasmólisis incipiente P es igual a cero, calcule el potencial hídrico en
esta condición, utilizando la siguiente fórmula:
Ψs= -imRT
m = molaridad de la solución que induce un 50% de células
plamolizadas en el tejido
i = Constante de ionización (se considera generalmente igual a uno
aunque en el caso del NaCl se considerará igual a 2)
R = Constante general de los gases (0.0083143 L MPa mol-1 °K-1)
T = Temperatura absoluta (considere 20 C, recuerde que para pasarlos a
K tiene que sumarle 273 al valor en C)
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
5. ¿Fue fácil calcular la plasmólisis incipiente por el método gráfico? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Cuestionario
1. ¿Cuál sería el valor de la presión de turgencia (ΨP) si las células estuvieran
plenamente turgentes?
________________________________________________________________
16
2. ¿Por qué las células no llegan a la plasmólisis completa en todas las
soluciones aunque pase mucho tiempo?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
3. Haga un esquema de una célula completamente plasmolizada.
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
17
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
18
PRÁCTICA 3. DETERMINACION DEL POTENCIAL HIDRICO
(MÉTODO GRAVIMÉTRICO)
Introducción
Cuando un tejido vegetal se coloca en una solución acuosa de sacarosa (o
alguna sal), experimenta un movimiento neto de agua hacia el tejido o saliendo
del mismo (dependiendo de los potenciales hídricos relativos: el agua se
moverá del potencial hídrico menos negativo al mas negativo), a menos que la
solución y el tejido esté en equilibrio.
El movimiento de agua se puede determinar registrando el peso antes y
después de un periodo de incubación en la solución de interés. Si una serie de
soluciones de diferentes concentraciones se usan, la concentración de azúcar o
sales, en la que no se produciría cambio en el peso, se puede determinar al
graficar el cambio en peso contra concentración de la solución acuosa
correspondiente.
El potencial hídrico del tejido, se corresponderá a aquel de la solución que no
provoque cambio en el peso.
Objetivos
1. Calcular el potencial osmótico celular por medio de una gráfica con valores
gravimétricos.
2. Observar la hidratación y deshidratación de un tejido por medio de cambios
en peso.
Materiales
1 galón de solución de sacarosa 1 M (342.3 g/mol)
1 galón de solución de NaCl 1 M (58.44 g/mol)
Balanza analítica
19
Por equipo
Cuchillo
Tabla para picar
Papel aluminio para pesar
7 vasos desechables
Servilletas o toallas de papel
Regla 30 cm graduada en milímetros
3 papas de buen tamaño
Papel milimétrico
Procedimiento
1. Corte 18 tiras de papa de 5 cm de largo, por 1 cm de ancho y 1 cm de alto,
no utilice zonas con cascara. Utilice el cuchillo. Anote las dimensiones
correspondientes y calcule el volumen las tiras en cm3 (largo x ancho x alto o
grueso).
2. Seque ligeramente las tiras con toallas de papel y péselos en grupos de tres
hasta el centigramo.
3. Coloque cada grupo de 3 tiras en los 6 vasos, que contendrán un rango de
soluciones de sacarosa de 0.1 a 0.5 M así como de solución de NaCl de 0.1
a 5 M. Incluyendo un testigo con agua.
4. Deje transcurrir una hora, y vuelva a pesar las tiras. Antes de pesar
séquelos ligeramente con una toalla de papel. Para manipular las tiras,
utilice directamente sus dedos.
Bibliografía
1. Rovalo Merino, M., Rojas Garcidueñas, M. 1982. Fisiología Vegetal
Experimental. Limusa. México, D.F. p. 17, 18
20
2. Sabater, B. 1998. Problemas resueltos de Fisiología Vegetal. Universidad de
Alcalá. p.15 a 31.
3. Reiss, C. 1994. Experiments in Plant Physiology. Prentice Hall. New Jersey.
p. 79-80.
Reporte
TABLA 1. Cambio en el peso como respuesta al aumento de concentración de
Sacarosa
Concentración Peso inicial
(3 tiras)
Peso final
(3 tiras)
Peso final – Peso
inicial
Agua
0.1 M
0.2 M
0.3 M
0.4 M
0.5 M
TABLA 2. Cambio en el peso como respuesta al aumento de concentración de
cloruro de sodio
Concentración Peso inicial
(3 tiras)
Peso final
(3 tiras)
Peso final –Peso
inicial
Agua
0.1 M
0.2 M
0.3 M
21
Concentración Peso inicial
(3 tiras)
Peso final
(3 tiras)
Peso final –Peso
inicial
0.4 M
0.5 M
1. Haga una gráfica de pérdida o ganancia en peso contra concentración de
sacarosa y de pérdida o ganancia en peso contra concentración de NaCl; y
determine la molaridad de la solución en la que el tejido no muestra cambio
en peso (página anexa). Si es necesario, interpole.
________________________________________________________________
2. Calcule la presión osmótica de la solución en la cual el tejido no experimenta
flujo neto de agua ni hacia el interior ni hacia el exterior. Utilizando la
fórmula: Ψs= -imRT
m = molaridad de la solución que no causa cambio en el peso del tejido
i = Constante de ionización (se considera generalmente igual a uno
aunque en el caso del NaCl se considerará igual a 2)
R = Constante general de los gases (0.0083143 L MPa mol-1 °K-1)
T = Temperatura absoluta (considere 20 C, recuerde que para pasarlos a
K tiene que sumarle 273 al valor en C)
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
23
Cuestionario
1. ¿Cree que el potencial osmótico que calculó es igual al potencial hídrico en
el momento de plasmólisis incipiente? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿Cómo será el valor de la presión de turgencia con el tejido plenamente
turgente? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
24
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
25
PRÁCTICA 4. MOVIMIENTO DE AGUA EN EL TALLO
Introducción
Las hojas y los pétalos de las plantas presentan pequeños poros, denominados
estomas. El agua en forma de vapor escapa por estos poros. De tal forma que
la planta transporta agua a través de tallo, desde las raíces que la obtienen del
suelo circundante. Es a través de la transpiración que la planta genera el
gradiente de potencial hídrico necesario para mover el agua a través de los
haces vasculares. Los colores azul y rojo son muy adecuados para marcar la
ruta de movimiento de agua, lo que permite la disección de la ruta de
movimiento en corte transversal.
Objetivos
1. Confirmar que el tejido responsable del movimiento de agua es el xilema.
2. Observar el efecto de la sacarosa sobre el movimiento de agua.
Materiales
Tres hojas de apio y tres flores blancas con tallo
Colorante para alimentos solubles en agua azul o rojo
Tres recipientes de aprox. 250 ml de capacidad
Cuchillo para cortar los tallos
Regla de 30 cm
Sacarosa
Procedimiento
1. Prepare una solución acuosa con los colorantes. Una de las soluciones
deberá contener sacarosa al 1%.
2. Vierta parte de la solución acuosa en un recipiente y en otro, solución
colorida con sacarosa al 1%. Coloque una porción de apio por contenedor.
26
3. Espere de 6 a 12 horas y observe. Para un mejor monitoreo, cheque cada 1
o 2 horas, revisando el nivel de las soluciones tanto en el contenedor como
en las flores.
Bibliografía
VanCleave, J. 1993. A+ Projects in Biology. Winning experiments for science
fairs and extra credit. John Wiley & Sons, Inc. N.Y. p. 63 – 68.
Reporte
Tabla 1. Efecto de la solución colorida comparada con agua
TIEMPO
(horas) OBSERVACIONES TALLOS
OBSERVACIONES HOJAS O
PETALOS
0
Tabla 2. Efecto de la solución colorida con sacarosa 1% comparada con agua
TIEMPO
(horas)
OBSERVACIONES
TALLOS
OBSERVACIONES HOJAS O
PETALOS
0
27
TIEMPO
(horas)
OBSERVACIONES
TALLOS
OBSERVACIONES HOJAS O
PETALOS
Cuestionario
1. ¿Cuáles y qué son los tejidos conductores o vasculares de las plantas?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. Mencione las características más importantes del xilema.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
28
3. ¿Qué teoría explica el movimiento de agua en las plantas? Explique
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
29
PRÁCTICA 5. ESTOMAS
Introducción
Los estomas, son estructuras que se pueden encontrar en diversos grupos de
plantas, formando parte importante de la epidermis de las hojas. Los estomas
son microscópicos, y están bordeados por dos células guarda, las que controlan
la apertura y cierre estomático. Cuando esta totalmente abierto, el poro
estomático puede tener un ancho de entre 2 y 12 µm y un largo de entre 10 y
40 µm. Los estomas suelen ser mas abundantes en la superficie inferior de las
hojas (abaxial), pero en muchas especies pueden presentarse en ambas
superficies. Dependiendo de la especies, la superficie de las hoja puede tener
de 1000 a 60,000 estomas por centímetro cuadrado. Aunque los estomas son
tan pequeños, que aun estando totalmente abiertos, cubren solamente del 1 al
2% de la superficie total de la hoja.
Los estomas tienen un importante papel en la fisiología de las plantas. Es a
través del poro estomático que se da el intercambio de oxígeno y bióxido de
carbono, importante en la respiración y en la fotosíntesis, respectivamente.
También, una importante cantidad de agua absorbida por las plantas se pierde
en forma de vapor a través de la abertura estomática como resultado de la
transpiración. Ciertamente, la pérdida de agua por transpiración es muy
importante en término de crecimiento y sobrevivencia de las platas.
Objetivos
1. Aplicar la técnica de impresión de estomas en diversas especies
2. Determinar la localización y abundancia de los estomas
Materiales
Barniz de uñas transparente y de color
Portaobjetos
Cubreobjetos
30
Papel milimétrico (una hoja)
Navaja para rasurar
Agua corriente
Microscopio
Procedimiento
1. Seleccione una especie vegetal (arbórea o herbácea), cuyas hojas no sean
excesivamente pilosas.
2. Coloque una capa de barniz ya sea sobre el haz o el envés de las hojas.
Permita que se seque y con sumo cuidado, desprenda la capa de barniz y
coloque la impresión obtenida entre porta y cubre. En ocasiones una gota de
agua sobre el portaobjetos facilita la operación. Procurando que la superficie
en contacto con la epidermis de la hoja quede hacia el cubreobjetos.
3. Distinga la estructura de las células epidérmicas y localice los estomas.
4. Cuente la cantidad de estomas presentes por 1 mm2. En el haz y el envés.
5. Reporte al menos la cantidad correspondiente a tres especies.
Bibliografía
1. Rovalo Merino, M., Rojas Garcidueñas, M. 1982. Fisiología Vegetal
Experimental. Limusa. México, D.F. p. 31 y 32, p.169 y170
2. Witham, F.H., Blaydes, D.F. y Devlin, R.M. 1986. Exercises in Plant
Physiology. 2da. Edición. Prindle, Weber & Schmidt. Boston. P.11-12.
31
Reporte
Tabla 1. Distribución de los estomas sobre la lámina foliar
Especie No. Estomas/ mm2
Haz Envés
Cuestionario
1. En términos generales, se supone que la mayor cantidad de estomas se
encuentran en el envés, ¿usted pudo observar este comportamiento en las
especies analizadas en la práctica? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
32
2. ¿Cómo explicaría este tipo de distribución (mayor número de estomas en el
envés), considerando el proceso de transpiración?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
3. Indique si pudo observar estomas abiertos ¿por qué?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
4. ¿La impresión de estomas se puede utilizar para analizar la cantidad y
distribución de los estomas en las hojas de cualquier tipo de planta?
Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
33
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
34
PRÁCTICA 6. MECANISMO DE REGULACION DEL MOVIMIENTO
DE LAS CÉLULAS GUARDA
Introducción
Los estomas responden a la luz, abriéndose. Esta abertura puede ser disparada
directamente por luz azul; la que provoca que la ATPasa de la membrana
plasmática de las células guarda, se active, causando un cambio en su
potencial de membrana, el cual resulta en la entrada de iones K+, lo que a su
vez provocará una entrada de agua a las células; resultando en un aumento de
la turgencia lo que finalmente se traduce en la abertura estomática.
La luz roja, también puede estimular la apertura de los estomas al iniciarse la
fotosíntesis en las células guarda. La subsecuente disminución en la
concentración de CO2 estimula la apertura del estoma al inducir la entrada de
iones K+. El mecanismo que involucra a la luz roja, no se conoce a detalle.
En esta práctica, realizaremos algunos de los experimentos que demostraron la
participación de los iones K+ en el movimiento de las células guarda. A la vez
que de manera complementaria se evaluará la presencia de K+ por un método
histoquímico, el cual se basa en el uso del cobalnitrato de sodio, compuesto
que al intercambiar sodio por potasio se vuelve insoluble, esto en el interior de
las células.
Objetivos
Evaluar el efecto de la luz y de los iones potasio en la apertura estomática
Materiales
Navajas de rasurar
Portas y cubreobjetos
Pipetas Pasteur y bulbos
Vasos de precipitados
35
Microscopios
KCl 100mM en MOPS 2.5mM
Manitol 200 mM en MOPS 2.5mM
Cloruro de colina 100 mM en MOPS 2.5mM
KCl 100mM + ABA (ácido abscísico) 10-5 M en MOPS 2.5mM
Na3Co(NO3)6 en ácido acético al 10%
Sulfito de amonio al 5%
Plantas de Vicia faba (haba), de 6 semanas de edad, mantenidas en oscuridad
24 horas antes
Procedimiento
1. Mecanismo involucrado en el movimiento de las células guarda
a. Prepare 5 vasos de precipitados a los que le añadirá aproximadamente 50
ml de las siguientes soluciones, en las condiciones indicadas:
i. 100 ml de KCl , luz
ii. 100 ml de KCl , obscuridad
iii. 200 mM manitol, luz
iv. 100 mM de cloruro de colina, luz
v. 100 ml de KCl , 10-5 M de ABA (ácido abscísico), luz
b. Remueva una hoja sana de la planta de haba, que ha estado en la
obscuridad por 24 horas. Tire de la hoja por la parte paralela a la vena
media, jalando hacia usted con una mano y en dirección opuesta con la
otra mano. Las tiras de epidermis serán evidentes en los bordes de las
porciones de la hoja separadas. Corte las porciones de epidermis
separándolas del resto de la hoja, no permita que se sequen, colocándolas
inmediatamente en alguna de las soluciones antes mencionadas.
36
c. Coloque lo vasos de precipitados conteniendo las tiras de epidermis y las
soluciones a la luz, con excepción de los tratamientos que deben
permanecer en obscuridad (estos se pueden colocar cuidadosamente
dentro de un cajón o una gaveta). Espere al menos una hora, luego
observe las tiras de epidermis con el microscopio y evalúe la apertura
estomática. Establezca si están ampliamente abiertos, abiertos, medio
cerrados o cerrados. Una forma de analizar esta información es establecer
la cantidad relativa de cada una de las condiciones descritas en una área
determinada de las epidermis, como se muestra a continuación:
Ampliamente abiertos abiertos medio cerrados cerrados
48 14 12 6
d. Al clasificar de manera individual a los estomas, podrá establecer cual
tratamiento tiende a provocar la abertura o cierre de los estomas.
2. Localización histoquímica del potasio
a. Coloque algunas de las tiras de epidermis de haba, en la solución 100 mM
de KCl. Unas déjelas en presencia de luz y otras póngalas en oscuridad.
b. Después de transcurrida una hora, recupere las tiras de epidermis y
enjuáguelas en agua destilada a 0°C y luego incúbelas, por separado las
tratadas en presencia de luz u oscuridad, en 10 ml de la solución
concentrada de cobaltinitrito de sodio a 0°C, déjelas por 30 minutos.
c. Luego, enjuague las tiras en agua destilada (a 0°C) hasta que no salga
más color. Entonces colóquelas en una solución de sulfito de amonio y
déjelas por 2 minutos a temperatura ambiente. Enjuague las tiras con
agua destilada a temperatura ambiente, Se pueden almacenar en
refrigeración colocadas en agua destilada, para su posterior análisis.
d. Observe al microscopio y registre la presencia de precipitados negros en
las células guarda.
37
Bibliografía
1. Rovalo Merino, M., Rojas Garcidueñas, M. Fisiología Vegetal Experimental.
Prácticas de laboratorio. Editorial LIMUSA. México, D.F. p. 31 y 32, p.169
y170.
2. Reiss, C. 1994. Experiments in Plant Physiology. Prentice Hall. New Jersey.
p. 99-105.
Reporte
Tabla 1. Efecto de diferentes factores sobre la apertura estomática
No. Tratamiento ampliamente
abiertos abiertos
medio
cerrados cerrados
el
tratamiento
induce
1 KCl, luz
2 KCl,oscuridad
3 Manitol, luz
4 ChCl, luz
5 KCl, ABA, luz
Esquema de las células guarda mostrando la localización del precipitado negro
Luz Obscuridad
38
Cuestionario
1. Establezca los argumentos teóricos que hay de tras de cada tratamiento.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿Qué condiciones son necesarias para la apertura de los estomas y por
que? Haga referencia específicamente a sus resultados.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
39
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
40
________________________________________________________________
________________________________________________________________
41
PRÁCTICA 7. VELOCIDAD DE TRANSPIRACION (MÉTODO
GRAVIMÉTRICO)
Introducción
Tal vez la forma la forma más simple de observar la transpiración en las plantas
es pesar a una planta en maceta desde el principio al fin de un lapso de tiempo
determinado. Es importante que la superficie del suelo sea cubierta y la maceta
envuelta con aluminio u algún otro material repelente al agua con la intención
de evitar la evaporación desde la superficie del suelo. La pérdida de peso en un
periodo relativamente corto de tiempo se deberá casi exclusivamente a la
transpiración.
El método que se utilizara en esta práctica es aplicable únicamente a pequeñas
macetas. Sin embargo, es adecuado para el estudio de la influencia de varios
factores ambientales sobre la velocidad relativa de transpiración y la intensidad
de transpiración en plantas pequeñas.
Objetivo
Estimar la tasa de transpiración registrando los cambios de peso de plantas en
maceta sometidas a diferentes condiciones ambientales.
Materiales
Dos macetas chicas o medianas, con una planta cada una (por equipo)
Bolsas de plástico
Papel parafilm
Balanza granataria
Algodón para curación
42
Procedimiento
1. Riegue las macetas de manera excesiva y luego déjelas reposar para que
se drene el exceso de agua. Luego envuelva las macetas con material
repelente al agua, incluyendo la superficie del suelo, dejando el tallo y las
hojas descubiertas.
2. Inmediatamente registre el peso de la maceta y coloque la maceta en la
condición ambiental deseada (oscuridad o luz).
3. Pese la maceta cada dos horas por un periodo de 8 horas y luego a las 24 y
48 horas. Registre los pesos y determine la cantidad de agua perdida de
cada maceta, restando al peso inicial el peso de cada pesada dentro del
periodo de tiempo designado.
4. Al terminar el experimento, quite todas las hojas de la planta y trácelas sobre
hojas de papel milimétrico y calcule el área total de las hojas. Determine la
cantidad de agua perdida por área total de las hojas por cada pesada (es
decir por cada 2 horas).
Bibliografía
1. Rovalo Merino, M., Rojas Garcidueñas, M. 1982. Fisiología Vegetal
Experimental. Limusa. México, D.F. p. 31 y 32, p.169 y170
2. Witham, F.H., Blaydes, D.F. y Devlin, R.M. 1986. Exercises in Plant
Physiology. 2da. Edición. Prindle, Weber & Schmidt. Boston. P.11-12.
Reporte
1. Describa cualquier cambio que experimenten las plantas durante el ensayo
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
43
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
______________________________________________________________
2. Que valores corresponden al área total de las hojas en:
Planta en obscuridad: _____________________________________________
Planta en fotoperiodo:_____________________________________________
3. Complete las siguientes tablas:
Tabla 1: Planta en obscuridad
Hora de
la
pesada
Tiempo
trascurrido
(horas)
Clave Peso en
gramos
Diferencia de peso en gramos
0 T 0
T 1 Peso a T 0 – peso a T 1=
T 2 Peso a T 1 – peso a T 2 =
T 3 Peso a T 2 – peso a T 3=
T 4 Peso a T 3 – peso a T 4=
T 5 Peso a T 4 – peso a T 5=
T 6 Peso a T 5 – peso a T 6=
T 7 Peso a T 6 – peso a T 7=
T 8 Peso a T 7 – peso a T 8=
44
Tabla 2. Planta en fotoperiodo
Hora de
la
pesada
Tiempo
trascurrido
(horas)
Clave Peso en
gramos Diferencia de peso en gramos
0 T 0
T 1 Peso a T 0 – peso a T 1=
T 2 Peso a T 1 – peso a T 2 =
T 3 Peso a T 2 – peso a T 3=
T 4 Peso a T 3 – peso a T 4=
T 5 Peso a T 4 – peso a T 5=
T 6 Peso a T 5 – peso a T 6=
T 7 Peso a T 6 – peso a T 7=
T 8 Peso a T 7 – peso a T 8=
Tabla 3. Efecto de la luz sobre la transpiración
Tiempo
trascurrido
(horas)
Diferencia de peso en gramos/área total de las hojas en cm2
(Pérdida de agua por transpiración / área foliar)
Planta en obscuridad Planta en fotoperiodo
0
45
Tiempo
trascurrido
(horas)
Diferencia de peso en gramos/área total de las hojas en cm2
(Pérdida de agua por transpiración / área foliar)
Planta en obscuridad Planta en fotoperiodo
4. Haga una grafica donde en las ordenadas indique la cantidad de agua
perdida por unidad de área (1 cm2) en las ordenadas y contra tiempo
(abscisas) [página anexa].
Cuestionario
1. Interprete sus resultados respecto a los factores ambientales que influyen en
la transpiración así como la participación de la resistencia estomática.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
46
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿Esperaría que el comportamiento registrado en las plantas en macetas
seria equivalente al de las plantas en el campo? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
______________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
______________________________________________________________
48
Bibliografía consultada
______________________________________________________
______________________________________________________
______________________________________________________
______________________________________________________
______________________________________________________
______________________________________________________
______________________________________________________
______________________________________________________
______________________________________________________
______________________________________________________
______________________________________________________
______________________________________________________
______________________________________________________
__
49
PRÁCTICA 8. NUTRICION VEGETAL Y DEFICIENCIAS
MINERALES
Introducción
Este ejercicio esta diseñado para ilustrar los requerimientos que tienen las
plantas por varios elementos (denominados elementos esenciales) que son
necesarios para el crecimiento, desarrollo, reproducción y sobrevivencia de la
planta.
Los elementos minerales esenciales para el desarrollo exitoso de la mayoría de
las plantas son nitrógeno, fósforo, potasio, calcio, azufre, magnesio y hierro. Los
siguientes elementos – manganeso, zinc, boro, cobre, y molibdeno – son
necesarios para la mayoría de las plantas pero se requieren en cantidades
traza. Algunos otros elementos traza que requieren algunas plantas para su
desarrollo normal son sodio, silicio, cloro, galio y cobalto. Estos elementos son
normalmente absorbidos del suelo, al estar disueltos en la solución del suelo.
Con la intención de observar los efectos de varios elementos sobre el
crecimiento vegetal, las plantas se ponen a crecer en medios artificiales, o
arena blanca lavada, a los cuales se les añade una solución con todos los
elementos con excepción del elemento a evaluar. Otro método consiste en
crecer las plantas en medio liquido (llamado hidropónico) conteniendo una
proporción adecuada de todos los elementos con excepción del elemento de
interés.
Es importante hacer notar que los experimentos en los que se utilizan medios
líquidos suelen actuar como medios externos para la deficiencia de elementos
ya que al tener concentraciones optimas del resto de los elementos esenciales,
estos inhiben marcadamente las reacciones para que se requiera el elemento
no presente. Mientras que en el campo, la deficiencia de algún elemento en
particular no es tan evidente ya que las concentraciones de los otros elementos
suelen ser bajas.
50
Sin embargo, los síntomas característicos de la deficiencia por algún elemento
ayudan a los agricultores para aplicar el fertilizante apropiado, especialmente
cuando las observaciones de campo se correlacionan con los niveles de los
elementos en la planta como se ha demostrado en análisis de laboratorio.
Además, los botánicos a menudo usan sistemas hidropónicos y medios
artificiales para estudiar el papel de los elementos en el metabolismo y
crecimiento y translocación de ciertos elementos. Por ejemplo algunos
elementos, se consideran móviles y serán translocados a las hojas mas jóvenes
cuando hay carencia de dicho elemento, mientras otros elementos son
inmóviles y permanecen en las hojas mas viejas. En el primer caso los síntomas
de deficiencia se manifiestan en las hojas más viejas mientras que en el
segundo caso se manifiestan en las hojas más jóvenes.
Objetivo
Observar los síntomas por deficiencia mineral al crecer a las plantas en
diversas soluciones nutritivas.
Materiales
40 plántulas de fríjol de 7 a 10 días de edad
13 soluciones madre
12 matraces volumétricos de 1 L de capacidad para la preparación de las
soluciones madre
13 pipetas de 5 ml
11 jarras de cristal de 250 ml
11 bolsas de plástico
11 cubiertas con perforaciones
Marcador indeleble
Algodón
51
Regla
Procedimiento
Material Vegetal
1. Diversas especies vegetales se pueden utilizar para demostrar los efectos
de las deficiencias minerales. Sin embargo el tomate, el girasol, el tabaco y
el frijol son las más utilizadas ya que los síntomas son bastante notorios.
Para obtener plántulas de la edad deseada (de 7 a 10 días), esterilice las
semillas por inmersión en solución de hipoclorito comercial el cual se utiliza
diluido (1:6) en agua destilada. Si las semillas tienden a flotar, cúbralas con
algodón absorbente saturado con la solución.
2. Después de la esterilización, coloque las semillas en vermiculita en macetas
o en charolas y cúbralas con media pulgada de vermiculita adicional. Las
semillas deben germinar rápidamente a temperatura ambiente. Para regar
las plántulas utilice únicamente agua destilada.
Soluciones madre.
1. Prepare las soluciones madre colocando la cantidad adecuada de cada uno
de los compuestos químicos (Tabla 1) en un vaso de precipitados y agregue
después agua destilada hasta un volumen total de 1 litro.
2. Utilice solo un compuesto químico por contenedor. Si requiere menos haga
los cálculos pertinentes, y utilice las cantidades adecuadas.
Contenedores y cubiertas
1. Se pueden utilizar varios tipos de contenedores, tales como botes de helado,
frascos o jarras de Mason, cubiertas con materiales que protejan de la luz
(papel aluminio, cartoncillo negro, etc.) se pueden utilizar.
2. Los recipientes deben estar perfectamente limpios antes de usarse. Las
cubiertas se pueden preparar con unicel, al que se le harán las
52
perforaciones correspondientes a las plantas por utilizar, estas deberán
embonar perfectamente en la boca del frasco o recipiente elegido.
Preparación de las soluciones nutritivas
1. Lave los contenedores de 250 ml con detergente y enjuague varias veces
con agua corriente. Cubra el exterior de los contenedores con papel
aluminio, cubriéndolo completamente Luego envuelva cada contenedor con
una bolsa de plástico.
2. Prepare diversas soluciones nutritivas (soluciones nutritivas específicas para
cada equipo, la que designará el responsable del laboratorio), llenando cada
contenedor hasta la mitad con agua destilada a la que se le agregaran los ml
correspondientes de las soluciones madre de acuerdo a la Tabla 2. La
cantidad indicada en la tabla es la que se requiere para preparar un litro de
solución. Adecue los volúmenes de solución madre al volumen del
contenedor en el que se este preparando la solución nutritiva
correspondiente. Cada solución madre debe ser agregada lentamente y
totalmente disuelta antes de agregar la siguiente. Evite la contaminación de
las soluciones madre.
3. Después de haber agregado las soluciones madre, se llenan los
contenedores hasta el borde con agua destilada. Llene de agua destilada un
contenedor extra (este servirá como control). Ponga las tapas y marque
cada uno de los contenedores tan pronto como los haya llenado.
Transferencia de las plántulas a las soluciones nutritivas
1. Antes de transferir las plántulas, es necesario que este se encuentre
completamente embebido en agua destilada de tal forma que las plántulas
puedan ser retiradas con el mínimo daño posible a las raíces. Las raíces se
limpiaran con agua destilada suficiente para ser inmediatamente colocadas
en la solución nutritiva.
53
2. Coloque tres plántulas de 7 a 10 días de edad en cada contenedor,
colocando una plántula en cada perforación y dejando un cuarto hoyo para
la aireación. Mantenga erectas las plántulas colocando algodón, no muy
compacto, alrededor del tallo de tal forma que las raíces estén totalmente
inmersas en las soluciones. Inmediatamente llene los contenedores hasta la
tapa con agua destilada.
3. Durante los primeros días, las plántulas dañadas o infectadas serán
sustituidas. Posteriormente no se harán cambios y se anotara cualquier
situación en la bitácora de laboratorio.
4. Revise los cultivos al menos tres veces a la semana. Rellene
alternadamente con agua destilada o solución nutritiva, según se vaya
reduciendo el volumen. Al mismo tiempo, se debe mantener aireada la
solución. Cuando las raíces estén bien desarrolladas, se permitirá que el
nivel de la solución este un poco por debajo del nivel inicial.
Crecimiento de las plántulas y observaciones
1. Haga observaciones semanales y tome nota de la apariencia de as plantas.
Registre el aspecto de las plantas después de 3 a 5 semanas de crecimiento
(Tabla 3). Dado que los síntomas están relacionados con deficiencias
específicas que son en general diferentes entre las diferentes especies. No
hay descripciones de estas deficiencias que concuerden del todo para todas
las plantas.
2. Sin embargo, los síntomas más comunes observados en plantas de fríjol
creciendo en soluciones nutritivas carecientes en P, N, Ca, Mg, K, Fe y S se
listan en la Tabla 4. Considerando sus observaciones, escriba el nombre del
elemento deficiente que mejor corresponde a los síntomas.
3. En la conclusión del experimento (después de 5 de semanas del trasplanté),
coseche las plantas de cada recipiente. Registre la longitud de la parte
54
aérea, la longitud de la raíz, peso fresco de parte aérea, peso fresco de las
raíces, peso seco de parte aérea y peso seco de las raíces.
Tabla 1. Formulación de las soluciones madre
Compuesto Químico Formula Cantidad
(g/L) Molaridad (M)
A. Fosfato ácido de amonio NH4H2PO4 23 0.2
B. Nitrato de amonio NH4 NO3 40 0.5
C. Nitrato de calcio Ca (NO3)2 189 1.15
D. Cloruro de calcio Ca Cl2 29 0.26
E. Cloruro de magnesio MgCl2·6H2O 41 0.2
F. Nitrato de magnesio Mg(NO3)2·6H2O 51 0.2
G. Sulfato de magnesio MgSO4·7H2O 99 0.4
H. Fosfato ácido de potasio KH2PO4 27 0.2
I. Nitrato de potasio KNO3 121 1.2
J. Sulfato de potasio K2SO4 87 0.5
K. Cloruro férrico FeCl3 10 0.04
L. Solución madre de microelementos aforada a 1L con agua
desionizada
Molaridad (X
10-2)
Acido bórico H2BO3 0.72 1.2
Cloruro de cobre CuCl2·2H2O 0.02 0.012
Cloruro de manganeso MnCl2·4H2O 0.45 0.230
Cloruro de zinc ZnCl2 0.06 0.044
Acido molíbdico H2MoO4·H2O 0.01 0.006
55
Compuesto Químico Formula Cantidad
(g/L) Molaridad (M)
M. Fe EDTA (complejo de hierro en ácido etilendiaminotetraacético):
Disuelva 1340 mg etilendiaminotetraacetato de sodio (Na2C10H14O3N2 • 2H2O en
agua desionizada y caliente. Mientras esté aun caliente añada 990 mg de
FeSO4 y agite vigorosamente.
Tabla 2. Formulación de las soluciones nutritivas
Solución deficiente en
Soluciones
Madre (ml) Nada N P K Ca Mg S Fe1 Fe2
Micro-
elementos
A 5 - - 5 5 - - 5 5 5
B - - 1 6 8 6 - - - -
C 5 - 5 5 - 5 5 5 5 5
D 5 21 5 5 - 5 - 5 5 5
E - - - - - - 5 - - -
F - - - - - - 5 - - -
G 5 5 5 5 5 - - 5 5 5
H - 5 - - - 5 5 - - -
I 5 - 5 - 5 1 5 5 5 5
J - 5 - - - 4 - - - -
K - - - - - - - - 2 -
L 2 2 2 2 2 2 2 2 2 -
56
Solución deficiente en
Soluciones
Madre (ml) Nada N P K Ca Mg S Fe1 Fe2
Micro-
elementos
M 2 2 2 2 2 2 2 - - 2
Los números indicados representan la cantidad de mililitros de soluciones
madre necesarios para preparar 1L de solución de prueba
Bibliografía
Witham, F.H., Blaydes, D.F., Devlin, R.M. 1986. Exercises in Plant Physiology.
2nd. Ed. Prindle, Weber & Schmidt. Boston. p. 68-74.
Reporte
Tabla 3. Síntomas de deficiencia mineral observados
Elemento
deficiente
Observaciones
3 semanas
Observaciones
5 semanas
Ninguno
N
59
Elemento
deficiente
Observaciones
3 semanas
Observaciones
5 semanas
Fe2
Cuestionario
1. ¿Cuales son algunas de las ventajas (al menos 3) y desventajas (al menos
3) de utilizar hidroponía para el estudio de la nutrición mineral en plantas?
2. De acuerdo a los síntomas descritos, indique el elemento deficiente en la
tabla a continuación:
Tabla 4. Características generales de los síntomas a deficiencias en ciertos
nutrientes minerales
Síntomas Elemento deficiente
1. Plantas generalmente verde pálido, aunque
algunas pueden aparecer de un color rojizo; hojas
inferiores generalmente amarillentas, marchitas de
un color café claro y estas escasas; crecimiento
pobre con tallos cortos y delgados.
2. Plantas generalmente verde oscuro, pero a
menudo desarrollan coloración roja o púrpura; hojas
60
Síntomas Elemento deficiente
inferiores algunas veces amarillentas, marchitas de
color café verdoso o negro; defoliación temprana;
plantas enanas con tallos delgados y hojas
pequeñas.
3. Hojas inferiores moteadas o cloróticas (clorosis
intervenosa en hojas mas antiguas); las hojas
pueden tener manchas con tejido muerto, pueden
enrojecerse y tener loa ápices y márgenes
incurvados.
4. Las hojas mas antiguas (inferiores) moteadas o
cloróticas con manchas de tejido muerto,
generalmente en los ápices y entre la venas;
muestran obscurecimiento de los márgenes de las
hojas; tallos delgados; hojas curvadas hacia arriba.
5. Hojas terminales amarillas permaneciendo las
hojas mas viejas de color verde; crecimiento
reducido, muerte reversa de las hojas terminales,
crecimiento anormal de tallos jóvenes, seguido por
muerte reversa, tallo huecos por putrefacción del
centro de tallo; raíces cortas y engrosadas alguna
veces con puntos negros; raíces mucosas en
apariencia y al tacto.
6. Hojas jóvenes cloróticas, la clorosis intervenosa a
manera de red, seguido por obscurecimiento de las
hojas en los crecimientos jóvenes; nervaduras
principales típicamente verdes; tallos cortos y
delgados.
61
Síntomas Elemento deficiente
7. La yema terminal permanece viva mientras que
se las hojas mas jóvenes e incluso las que rodean a
yema están marchitas o cloróticas; hojas jóvenes
con las venas y el tejido intervenoso de color verde
claro.
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
63
PRÁCTICA 9. RELACION SIMBIOTICA ENTRE RHIZOBIUM Y
LEGUMINOSAS
Introducción
Una de las más importantes interacciones entre microorganismos y plantas es
la relación simbiótica entre Rhizobium y leguminosas. Las bacterias de este
género establecen la iteración con las plantas a través de sus pelos radicales
de manera específica. En el caso del trébol (Trifolium) produce una serie de
señales químicas que atraen específicamente al Rhizobium trifolii, el cual migra
hacia la zona de pelos radicales iniciando una serie de reacciones de
reconocimiento entre huésped y hospedero. Lo que resulta en la unión de la
bacteria a la pared celular del tricoblasto para su posterior invasión del tejido
radical por un proceso de infección. Las bacterias se reproducen dentro del
tejido del hospedero que responde formando un nódulo en la raíz. Estos
nódulos son similares a masas tumorales conteniendo a las células bacterianas.
Las bacterias dentro del nódulo proliferan gracias a los nutrientes que obtienen
del hospedero. Varias de las bacterias se transforman en bacteroides,
perdiendo su capacidad de auto-reproducirse y cambiando su forma, a la vez
que desarrollan la capacidad de fijar nitrógeno en forma de amonio (o
amoniaco).
Los eventos bioquímicos de la fijación del nitrógeno atmosférico se conocen
bastante bien en la actualidad. En términos generales, la fijación del nitrógeno
es un proceso anaeróbico catalizado por una enzima sensible al oxígeno, LA
NITROGENASA. La anaerobiosis se establece en el nódulo por la presencia de
la leghemoglobina. Está se produce en colaboración bacteria-planta, uniendo a
cualquier molécula de oxígeno libre que podría desnaturalizar de manera
irreversible a la nitrogenasa.
64
Objetivo
El alumno será capaz de identifica los nódulos fijadores de nitrógeno en
leguminosas silvestres.
Materiales
Portaobjetos
Cubreobjetos
Navaja
Pinzas
Pala o cuchillo de campo
Caja de Petri
Microscopio estereoscópico
Microscopio óptico de campo claro
Azul de toluidina
Safranina
Procedimiento
1. Con ayuda de su profesor realice la colecta de leguminosas infectadas con
Rhizobium. Con este fin realizara la búsqueda de leguminosas en el Campus
universitario.
2. Una vez identificadas sacar las plantas con todo y raíz.
3. Realizará la inspección de las raíces en busca de pequeñas tumoraciones
de color blanco lechoso a rosa claro.
4. Luego lavara las raíces al chorro de agua y con ayuda de las pinzas tomará
las porciones de raíz que presenten nódulos.
5. Luego colocará un nódulo en un portaobjetos y observará la estructura
externa del mismo. Posteriormente realice cortes longitudinales del mismo
65
obteniendo rebanadas lo mas delgado posibles, agregue una gota de azul
de toluidina y observe al microscopio. Identifique la zona infectada por las
bacterias y los haces vasculares que alimenten al nódulo. Haga el esquema
correspondiente.
Bibliografía
1. Hopkins, W.G., Hünter, N. P.A. 2004. Introduction to Plant Physiology. 3er.
Edición. John Wiley and Sons, Inc. New Jersey. p. 170-174.
2. Walker, N. 1975. Soil Microbiology. John Wiley and Sons. N.Y. p. 472.
Reporte
1. Haga un esquema de al menos dos nódulos, vistos a la lupa estereoscópica.
2. Haga un esquema del corte longitudinal del nódulo, indicando la tinción y
aumento al que lo observó.
66
3. Trate de obtener el nombre de las leguminosas recolectadas.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Cuestionario
1. La relación leguminosa – Rhizobium es muy específica, ¿qué mecanismos
median esta relación?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
67
2. ¿Cuál es la importancia económica de rhizobia y sus plantas hospederas?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
3. ¿Qué efecto sobre la nodulación radical tiene la fertilización con compuestos
nitrogenados en las leguminosas?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
68
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
69
PRÁCTICA 10. EFECTO DE LA LUZ SOBRE EL DESARROLLO
DE PLÁNTULAS
Introducción
Las plantas que crecen en absoluta obscuridad no presentan el mismo
desarrollo morfológico que aquellas que se desarrollan en presencia de luz,
aunque el grado de diferenciación depende de cada especie en particular. Las
plantas que se desarrollan en obscuridad se les denomina “etioladas”, y al
fenómeno “etiolación”. En general, el uso de este término se refiere a la
carencia de color verde, aunque también hace referencia a ciertos aspectos
morfológicos. Estas plantas suelen ser altas y delgadas (ahiladas) con una
curvatura en la punta del tallo (cayado del epi o hipocótilo) y tienen hojas
pequeñas que carecen de pigmentos. No se requiere de mucha luz para revertir
el efecto de la obscuridad absoluta: la luz más efectiva es la roja y se revierte su
efecto por luz del rojo lejano, así que se considera que el fitocromo es uno de
los fotorreceptores involucrados en el fenómeno.
Cuando se exponen las plantas etioladas a la luz, experimentan en pocos días
cambios en su morfología. El crecimiento del tallo se hace mas lento, el cayado
del ápice se “abre” y las hojas se extienden coloreándose de verde.
Objetivo
Que el alumno entienda la importancia de la luz en el desarrollo armónico de la
planta como un organismo autótrofo.
Materiales
Tierra para maceta
3 Recipientes de plástico de al menos 30cm de largo X 20 cm de ancho X 10
cm de profundidad
Semillas de fríjol u otra dicotiledónea
70
Papel aluminio
Balanza analítica
Regla
75 palos de madera de 30 cm de largo
Servitoallas o papel filtro
Marcadores
2 Pliegos de cartulina cartoncillo negro
2 Pliegos de celofán rojo, azul o verde (un color por equipo)
Método
1. Seleccione 75 semillas, de tamaño equivalente. Sepárelas en 3 lotes de 25
semillas.
2. Perfore la base de los recipientes, para permitir el drenado durante el riego.
Ponga suelo en cada recipiente hasta 2 terceras partes del mismo.
Agrégueles suficiente agua.
3. Plante 25 semillas en cada uno de los recipientes, colocando las semillas
unos cuantos milímetros por debajo de la superficie de la tierra.
4. Cubra uno de los recipientes con cartoncillo negro, otro con celofán
transparente y el tercer recipiente con celofán de color. Coloque los
recipientes en el invernadero y agregue agua cada vez que sea necesario
(cada 2 o 3 días).
5. A la semana, registre el número de semillas germinadas y si es menor de
15, replante.
6. Agregue agua regularmente durante las 3 próximas semanas. Mida la
longitud de la parte aérea de las plántulas en cada sesión de laboratorio.
Calcule posteriormente la longitud promedio por tratamiento (oscuridad, luz
blanca y luz azul, verde o roja).
71
7. A las 3 semanas coseche las plantas de cada recipiente, haga su última
medición de longitud, y registre el aspecto general de las plantas.
Bibliografía
Reiss, C. 1994. Experiments in Plant Physiology. Prentice Hall. New Jersey. p.
235.
Reporte
Llene las siguientes tablas y haga los cálculos estadísticos correspondientes.
Tabla 1. Longitud de las plantas puestas en obscuridad
Planta no. Long. en cm a los
7 días 14 días 21 días 28 días
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
72
Planta no. Long. en cm a los
7 días 14 días 21 días 28 días
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
n
Media
Desv. std.
Intervalo de
Confianza
α=0.05
73
Tabla 2. Longitud de las plantas puestas en luz azul, roja o verde (subraye el
color del celofán)
Planta no. Long. en cm a los
7 días 14 días 21 días 28 días
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
74
Planta no. Long. en cm a los
7 días 14 días 21 días 28 días
20
21
22
23
24
25
n
Media
Desv. std.
Intervalo de
Confianza
α=0.05
Tabla 3. Longitud de las plantas puestas en fotoperiodo normal
Planta no. Long. en cm a los
7 días 14 días 21 días 28 días
1
2
3
4
5
75
Planta no. Long. en cm a los
7 días 14 días 21 días 28 días
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
76
Planta no. Long. en cm a los
7 días 14 días 21 días 28 días
n
Media
Desv. std.
Intervalo de
Confianza
α=0.05
Grafique los datos de longitud promedio (o media), con su respectivo intervalo
de confianza, de cada tratamiento contra el tiempo en días. Grafique los 3
tratamientos en el mismo gráfico (página anexa)
Cuestionario
1. ¿Hubo diferencia significativa entre los tratamientos? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿Qué tratamiento estimuló más el crecimiento de las plantas? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
77
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
3. ¿Cuál fue el aspecto general de las plantas en cada tratamiento?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
4. Explique el papel que juega la luz en la diferenciación de los proplastidios a
cloroplastos.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
78
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
5. Explique brevemente que es una planta etiolada.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
_______________________________________________________________
6. Discuta, brevemente, de donde obtiene la planta los nutrientes necesarios
para su desarrollo como plántula.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
7. ¿Qué es la fotomorfogénesis?
____________________________________________________________________________
____________________________________________________________________________
____________________________________________________________________________
____________________________________________________________________________
80
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
81
PRÁCTICA 11. EFECTO DE LA CANTIDAD Y CALIDAD DE LUZ
SOBRE FOTOSINTESIS
Introducción
Una técnica utilizada, hace algunos años, para estudiar el efecto de la
intensidad luminosa sobre la fotosíntesis se basa en la eliminación de gases y
posterior infiltración de discos de hoja con una solución de bicarbonato de
sodio.
Los discos que no hacen fotosíntesis, que se han desgasificado
apropiadamente, permanecerán en el fondo de la solución de bicarbonato de
sodio. Sin embargo, al ser expuestos a una fuente luminosa, la fotosíntesis se
inicia y la producción de oxigeno provocara, que los discos floten en la
solución. Como observará a mayor intensidad luminosa más rápida es la
respuesta.
Objetivos
1. Medir la actividad fotosintética de manera indirecta
2. Evaluar el efecto de la intensidad luminosa sobre la actividad fotosintética.
3. Evaluar el efecto de diferentes longitudes de onda sobre la actividad
fotosintética.
Materiales
Focos de 100, 75, 60 y 40 Watts
Lámparas de mesa con soporte flexible, o bien extensiones con socket de llave
Espinacas
Perforadora
Papel celofán azul, rojo y verde
Solución de Bicarbonato de sodio al 0.2%
82
Bomba de vacío
Soporte universal
Anillos o pinzas
Cajas de Petri con base forrada de negro
Agua destilada
Vasos de precipitados de 500 a 1000 ml
Matraz kitazato para hacer vacío
Tapón para el matraz
Pinzas
50 g de hojas de espinaca
Método
Efecto de la intensidad luminosa
1. Con la perforadora obtenga 50 discos de hoja (260 para todo el grupo) y
colóquelos en una solución de bicarbonato de sodio al 0.2%, que estará
contenida en un matraz kitazato.
2. Conectar el matraz kitazato a una bomba de vacío. Aplicar vacío (pulsos)
hasta que todos los discos de hojas se hundan en la solución.
3. Vaciar los discos de hojas sobre un colador y seleccionar 25 discos, los que
colocará en una caja de Petri con solución nueva de bicarbonato de sodio.
Elimine los discos que floten y tápela. Prepare una segunda caja.
4. Coloque la caja de Petri sobre la base del soporte universal y con la ayuda
de las pinzas, coloque su foco a 27.5 centímetros por arriba de la caja de
Petri.
5. Coloque un vaso de precipitados de 1000 ml, lleno de agua, sobre la caja
de Petri. Encienda la luz y espere 20 minutos.
83
6. Su control, caja completamente cubierta, métala en una gaveta obscura y
manténgala ahí por 15 minutos también.
7. Transcurrido el tiempo, registre la cantidad de discos que se encuentren
flotando.
Diferentes longitudes de onda
1. Ahora coloque su segunda caja de Petri sobre la base del soporte universal.
Coloque después un cuadrado de papel celofán.
2. Si coloca papel celofán rojo, coloque el foco a 26.5 cm; si coloca papel
celofán verde, coloque el foco a 21.0 cm; y finalmente si coloca papel
celofán azul, coloque el foco a 23.5 cm.
3. Coloque nuevamente el vaso de precipitados, ilumine los discos con focos
de 100 Watts. Ilumine los discos por 20 minutos.
4. Su control, caja completamente cubierta, métala en una gaveta obscura y
manténgala ahí por 15 minutos también.
5. Transcurrido el tiempo, registre la cantidad de discos que se encuentren
flotando.
Bibliografía
1. Rovalo Merino, M., Rojas Garcidueñas, M. 1982. Fisiología Vegetal
Experimental. Limusa. México, D.F. p. 31 y 32, p.169 y170
2. Witham, F.H., Blaydes, D.F. y Devlin, R.M. 1986. Exercises in Plant
Physiology. 2da. Edición. Prindle, Weber & Schmidt. Boston. p.11-12.
Reporte
Llene la siguiente tabla, indicando la cantidad de discos que flotaron con cada
uno de los focos de diferente intensidad (Watts).
Tratamientos Discos que flotaron
84
Llene la siguiente tabla, indicando la cantidad de discos que flotaron en cada
uno de los colores utilizados.
Tratamientos Discos que flotaron
Control (oscuridad)
Luz blanca
Control (oscuridad)
Luz roja
Control (oscuridad)
Luz verde
Control (oscuridad)
Luz azul
Control (oscuridad)
150 W
Control (oscuridad)
100 W
Control (oscuridad)
75 W
Control (oscuridad)
40 W
Control (oscuridad)
25 W
85
¿Cómo explica sus resultados? ¿Son los que usted esperaba? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Cuestionario
1. ¿Qué es un espectro de acción?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿Cuál es el espectro de acción de la fotosíntesis?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
86
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
87
PRÁCTICA 12. SINTESIS DE ALMIDON A LA LUZ
Introducción
El aparato fotosintético de las plantas, esta asociado principalmente a la
superficie asimiladora de las hojas. En las células de estas, se encuentra los
cloroplastos, organelos que contienen a la clorofila, pigmento responsable de la
absorción de energía radiante incidente. Los cloroplastos también albergan un
sistema enzimático que cataliza la reducción del bióxido de carbono
atmosférico mediante la energía radiante (comprendida entre las longitudes de
onda de 400 y 700 nm). El cloroplasto contiene un sistema membranoso
característico de gran superficie, donde ocurre la absorción de la luz por las
moléculas de los pigmentos fotosintéticos, así como la transferencia de energía
(reacciones fotoquímicas). En la matriz, que rodea al sistema membranoso,
denominada en este caso estroma, se realiza la fase bioquímica del proceso
fotosintético, que tiene como uno de sus principales productos finales al
almidón.
Objetivos
1. Observar cualitativamente los efectos de la luz sobre la síntesis de almidón,
en hojas.
2. Manejar técnicas para eliminar clorofila.
Materiales
2 vasos de precipitados de 150 ml
Papel aluminio
Alcohol al 70%
Solución de yodo-ioduro de potasio (lugol)
Termoplato
Plantas de frijol normales
88
Plantas de frijol etioladas
Método
1. Tome una hoja de cada planta.
2. Sumerja la hoja en agua hirviendo durante unos minutos (3’).
3. Transfiéralas a alcohol al 70% caliente (colocado en baño maría a
ebullición), y déjelas estar hasta que se vean de color muy pálido; lave el
alcohol con agua de la llave.
4. Con un gotero moje la superficie de la hoja con lugol (solución de yodo-
yoduro de potasio); déjelo actuar unos segundos, quite el exceso y observe.
Bibliografía
1. Gutiérrez-Vázquez, J.M., Villalobos-Pietrini, R., Gómez-Pompa, A. 1968.
Investigaciones de laboratorio y de Campo. Consejo Nacional para la
Enseñanza de la Biología. C.E.C.S.A. 12° impresión. México, D.F. p. 130.
2. Rovalo Merino, M., Rojas Garcidueñas, M. 1982. Fisiología Vegetal
Experimental. Prácticas de laboratorio. LIMUSA. México, D.F. p. 59-60, 193-
194.
3. Medina, E. 1977. Introducción a la Ecofisiología Vegetal. Monografía no. 16.
Programa Regional de Desarrollo Científico y Tecnológico. Departamento de
Asuntos Científicos. Secretaria General de la Organización de Estados
Americanos. Washington, D.C. p. 35-36.
Reporte
Explique brevemente las diferencias que observó entre las diferentes zonas de
las hojas.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
89
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Cuestionario
1. Explique en que consiste y que compuesto se esta poniendo en evidencia al
utilizar el lugol.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿La síntesis de almidón es parte de la fotosíntesis, estrictamente hablando?
Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
90
3. Indique la serie de reacciones que llevan a la síntesis de almidón.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
4. ¿El almidón es el único azúcar de reserva de las plantas? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
91
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
92
PRÁCTICA 13. ANATOMIA FOLIAR Y FIJACION DEL CARBONO
POR LAS PLANTAS
Introducción
Los tipos de plantas con o sin fotorrespiración o con fijación nocturna de CO2
poseen una anatomía foliar característica que permite identificarlas mediante el
microscopio.
En términos generales, las plantas C4, presentan anatomía “Kranz”, es decir
presentan una vaina alrededor de los haces vasculares, formada por 5 a 8
hileras de células, claramente diferenciadas del resto del clorénquima, estas
plantas no realizan fotorrespiración detectable y la fijación de CO2 sucede
durante el día. Las plantas C3, no presentan células de la vaina diferenciadas y
de presentarse suelen ser más de 10 hileras las que la forman, realizan
fotorrespiración y la fijación del CO2 también sucede durante el día. Las plantas
CAM, típicamente son plantas suculentas con lo que su clorénquima esta poco
diferenciado, en general no presentan fotorrespiración, y la fijación del CO2
suele realizarse al atardecer y por la noche.
Objetivo
Que el alumno observe en preparaciones frescas diversos tipos de
clorénquimas, estableciendo las diferencias y características propias de las
plantas con base en su variante metabólica para la fijación del CO2.
Materiales
Planta de haba u otra planta C-3
Planta de zacate o pasto
Planta de quelite
Sábila
Portas
93
Cubres
Navajas
Agua
Microscopio compuesto
Métodos
Observar al microscopio un corte transversal de hoja de frijol, amaranto, tomate,
maíz, cebada y sábila. Enfocar a 10X y 40X. Distinga la abundancia de
cloroplastos, su forma celular y disposición. Haga esquemas y relacione el
arreglo del clorénquima con la vía de fijación y asimilación del carbono.
Bibliografía
Medina, E. 1977. Introducción a la Ecofisiología Vegetal. Monografía no. 16.
Programa Regional de Desarrollo Científico y Tecnológico. Departamento de
Asuntos Científicos. Secretaria General de la Organización de Estados
Americanos. Washington, D.C. p. 39-41.
Reporte
Corte transversal de hoja de maíz u
otra planta C-4.
Corte transversal de hoja de haba u
otra planta C-3.
94
Cuestionario
Haga un cuadro comparativo de las diferentes características de las plantas C-
3, C-4 y CAM. Incluyendo tanto aspectos anatómicos como fisiológicos.
Corte transversal de hoja de quelite
u otra planta dicotiledónea C-4.
Corte transversal de hoja de sábila u
otra planta CAM.
95
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
96
PRÁCTICA 14. PIGMENTOS HIDROSOLUBLES Y
LIPOSOLUBLES
Introducción
En términos generales, en las plantas podemos encontrar dos diferentes tipos
de pigmentos de acuerdo a su solubilidad en agua, los liposolubles y los
hidrosolubles.
La mayoría de los pigmentos liposolubles, corresponden a aquellos que tienen
una actividad fotosintética o bien que se derivan de estos; encontrándolos
básicamente asociados a los plastidios. Entre ellos encontramos a las clorofilas
a y b y a los carotenoides (carotenos y xantofilas).
Entre los pigmentos hidrosolubles, se encuentran las antocianinas y las
betaínas, los cuales son frecuentemente responsables de los colores violeta,
azul y rojo de muchos frutos, flores y hojas. Estos pigmentos se encuentran
principalmente en la vacuola de las células parenquimáticas, y son altamente
solubles en agua por estar acoplados a azúcares.
Objetivo
Aplicar una técnica para la separación de algunos de los tipos de pigmentos
presentes en las plantas. Observando algunas características de estos
pigmentos.
Materiales
Acetona fría
Éter de petróleo
Acido clorhídrico
Hidróxido de potasio
1 vaso de precipitados de 250 ml
97
1 probeta de 50 ml
1 embudo de separación
1 soporte con anillo
15 g de hojas o pétalos
Arena fina lavada
Algodón o Gasa
Mortero de mano
Método
1. Triture en mortero 15 g de tejido vegetal utilizando arena, agregue 15 ml de
acetona y machaque hasta que el tejido se decolore y la acetona obtenga un
color oscuro. Si la acetona se evapora agréguele otros 15 ml.
2. Filtre a una probeta y añádale una cantidad igual a la obtenida de éter de
petróleo.
3. Ponga la mezcla en un embudo de separación; agite rotando el embudo y
déjelo reposar en el soporte por 10 minutos, después agregue 10 ml de agua
destilada, mezcle por rotación y deje reposar de nuevo hasta que exista una
clara separación entre las fases.
4. Drene la capa inferior sobre un tubo de ensaye y agréguele un volumen igual
de agua. Distribuya el líquido, a partes iguales, en dos tubos más.
5. A uno de los tubos adiciónele unas gotas de HCL 0.1 N, agite y observe.
6. A otro de los tubos adiciónele unas gotas de KOH 0.1 N, agite y observe.
7. Compare con el tercer tubo, que servirá como testigo.
Bibliografía
1. Rovalo Merino, M., Rojas Garcidueñas, M. 1982. Fisiología Vegetal
Experimental. Limusa. México, D.F. p. 31 y 32, p.169 y170
98
2. Witham, F.H., Blaydes, D.F. y Devlin, R.M. 1986. Exercises in Plant
Physiology. 2da. Edición. Prindle, Weber & Schmidt. Boston. P.11-12.
Reporte
1. Haga un esquema mostrando la separación de las capas en el embudo de
separación antes de drenar la parte inferior, indicando el color de las
soluciones.
2. ¿Qué disolvente queda en la parte superior? ¿Qué pigmentos?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
_______________________________________________________________
99
3. ¿Qué solvente queda en la parte inferior? ¿Que pigmento?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
_______________________________________________________________
4. Explique brevemente los cambios de coloración, al agregar el ácido o la
base.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Cuestionario
1. El método de separación utilizado, que tipo de pigmentos le permitió
separar.
100
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿Qué función cumple los pigmentos que se aislaron?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
3. ¿Cuántos tipos de pigmentos se han descrito para las plantas?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
101
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
102
PRÁCTICA 15. METABOLITOS SECUNDARIOS
Introducción
La suma de todas las reacciones químicas que suceden en un organismo
constituye el metabolismo. En las plantas, la fotosíntesis, la respiración y las
reacciones directamente involucradas con ambos procesos corresponden al
metabolismo primario: y los productos resultantes se les denomina metabolitos
primarios y que son necesarios para el buen funcionamiento del organismo. Sin
embargo, en las plantas una buena proporción del carbono asimilado y de la
energía generada se utiliza en la síntesis de productos que no tienen una
participación evidente en el crecimiento y desarrollo; estos productos reciben el
nombre de metabolitos secundarios.
Estos metabolitos secundarios, generalmente se presentan en pocas
cantidades y suelen ser característicos de familias, géneros e incluso de
especies. Entre los principales grupos de metabolitos secundarios tenemos:
Terpenos, que incluyen a diversas hormonas, pigmentos, aceites esenciales,
esteroides y látex
Compuestos fenólicos, que incluyen a cumarinas, flavonoides, lignanos (lignina)
y taninos
Alcaloides, como la cafeína.
Glucósidos, que incluyen a saponinas, glicósidos cardiotónicos, glicósidos
cianogénicos y glucosinolatos
Objetivo
Realizar un perfil fitoquímico en alguna planta típica de la región, utilizando
métodos cualitativos, rápidos de detección.
103
Materiales
Mortero
Platina para calentar
Manta de cielo o gasa
Pipetas
HgCl
Bi(NO3)3-5H2O
HNO3 al 30%
Agua destilada
KI
Iodo
Formaldehido
Ácido sulfúrico
-Naftol
Anhídrido acético
Ácido 3,5 dinitrobenzoico
KOH
Ácido pícrico
NaOH
p-Nitrofenilacetonitrilo
Etanol 96%
Metanol
Cloroformo
104
Éter
Alcohol isopropílico
10 g de material vegetal de interés
1 embudo
Tubos de ensaye con tapa
Tubos de ensaye
Asa de platino o tubo capilar
10 ml de éter de petróleo
5 ml de benceno
Papel filtro
Lápiz
Gradilla
Método
Preparación de extracto crudo
1. Se pesan 3 g del material vegetal y se trituran en mortero. Se colocan en
tubos de ensaye de 20 x 200 mm y se llenan hasta la quinta parte con
disolvente (metanol, etanol al 96%, cloroformo, éter, isopropílico, etc.). La
mezcla se calienta lentamente hasta llevarlo a reflujo y se mantiene por 10
min.
2. Se filtra en manta de cielo y se recoge el filtrado que se divide en alícuotas
para las diferentes pruebas.
Pruebas
1. Alcaloides: se utilizan 0.2 ml del filtrado + 0.1 ml del reactivo
105
a. Mayer. Se disuelve 1.36 g de HgCl en 60 ml de agua destilada; se
disuelven 5g de KI en 10 ml de agua, se mezclan las dos soluciones, se
aforan a 100 ml y se dejan reposar por 24 horas.
b. Dragendorff: 8g de Bi(NO3)3-5H2O en 20 ml de HNO3 al 30%; se disuelven
27.2 g de KI en 50 ml de agua destilada. Se mezclan y se dejan reposar
24 horas. Se decanta la solución y se afora con agua a 100 ml.
c. Wagner: 1.2 g de Iodo resublimado y 2 g de KI en 20 ml de agua destilada.
Se afora a 100 ml.
d. Marquis: Se agregan 3 gotas de formaldehido al 40% a 3 ml de H2SO4
concentrado.
Nota: Deben ser usadas en soluciones aciduladas y la precipitación
indica prueba positiva.
Saponinas:
1. Se toma una alícuota de 2 ml y se añade otro volumen igual de agua. Se
agita vigorosamente por algunos segundos, si hay presencia de espuma, es
positivo.
2. Molish. A una alícuota de 1 ml agregarle 3 gotas del reactivo de Molish ( 5%
de -naftol en etanol), y luego agregar resbalando por las paredes del tubo
0.5 ml de ácido sulfúrico concentrado. La aparición de un anillo violeta en la
interfase es positivo.
Esteroles:
1. A una alícuota de 0.5 ml de filtrado se le añaden algunas gotas de reactivo
Liebermann-Burchard (1 ml de anhídrido acético y 1 ml de cloroformo, se
enfrían a 0C y se le añade una gota de ácido sulfúrico concentrado.
2. Si hay formación de colores azul, verde, rojo o naranja, la prueba es positiva.
106
Glucósidos cardiotónicos:
1. A una alícuota de 1 ml se le agregan 2 gotas de reactivo. Reactivo de
Kedde: ácido 3,5 dinitrobenzóico al 2% en metanol y KOH al 5.7% en agua,
se mezclan en volúmenes iguales.
2. El color azul o violeta es positivo.
Lactonas sesquiterpénicas:
1. Alícuota de 2 ml mas 4 gotas de reactivo. Coloración naranja o rojo obscuro
es positiva.
2. Reactivo de Baljet: Solución de 1 g de ácido pícrico en 100 ml de etanol; 10
g de NaOH en 100 ml de agua; se mezclan las dos soluciones a volúmenes
iguales antes de usarse.
Lignanos:
A una alícuota de 1 ml agregar una gota de formol y ácido sulfúrico concentrado
y calentar. Color rojo es positivo.
Benzoquinonas:
1. A una alícuota de 1 ml agregar una gota de solución etanólica al 0.2% de p-
nitrofenilacetonitrilo y una gota de NaOH 0.1N.
2. Coloración azul o violeta es positiva.
Aceites:
1. Para identificar aceites ponga 3 g de la muestra vegetal a hervir con agua.
Vierta una cantidad en un vidrio de reloj o caja de Petri y observe la
formación de aceite. Si es así, agregue unas gotas de reactivo.
2. Derivados del benceno dan color rosa, naranja o rojo, los derivados de
naftaleno dan azul o verde.
3. Reactivo: 1 ml de ácido sulfúrico agregue 1 gota de formaldehido.
107
Bibliografía
Hopkins, W.G., Hünter, N. P.A. 2004. Introduction to Plant Physiology. 3er.
Edición. John Wiley and Sons, Inc. New Jersey. p. 493.
Reporte
Haga un cuadro indicando el resultado de las reacciones realizadas a su planta.
Metabolitos secundarios Reactivo Resultado de la
reacción (+ ó -)
Alcaloides Mayer
Dragendorff
Wagner
Marquis
Saponinas Molish
Esteroles Lieberman-Buchard
Glucósidos cardiotónicas Kedde
Lignanos Formol/ácido sulfúrico
Lactonas sesquiterpénicas Baljet
Benzoquinonas Nitrofenilacetonitrilo
Aceites Ácido clorhídrico/formaldehido
Cuestionario
1. ¿Cuáles son las principales vías metabólicas implicadas en la síntesis de
metabolitos secundarios?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
108
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿Cuáles son las hormonas que pertenecen a la familia de los terpenos?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
3. Mencione tres aspectos económicamente importantes de los metabolitos
secundarios.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
109
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
110
PRÁCTICA 16. DOMINANCIA APICAL
Introducción
En muchas plantas las yemas laterales no se desarrollan mientras la yema
principal esta activa. El control de las yemas laterales por la yema principal se
denomina dominancia apical: cuando se corta la yema principal las yemas
laterales se desarrollan y forman ramas. Este aspecto es conocido por los
jardineros, desde hace tiempo, quienes al podar el meristemo apical consiguen
el desarrollo arbustivo de las plantas. Una explicación a este fenómeno es que
las auxinas moviéndose hacia la parte basal del tallo desde la yema principal
previenen el crecimiento de las yemas laterales en las axilas de las hojas
cercanas al meristemo apical. Mientras que la citoquininas, que se mueve hacia
la parte superior del tallo, siguiendo el flujo masivo de agua desde las raíces,
puede estimular el desarrollo de las yemas laterales.
Objetivos
1. Evaluar el papel de las auxinas en el reemplazo de la yema principal
provocando la dominancia apical.
2. Evaluar el efecto de la citoquininas en regular la dominancia apical.
Materiales
Navajas de rasurar
Aplicadores o cotonetes
Pincel
Espacio en el invernadero
Charolas suficientemente grandes para contener 5 macetas
Acido naftalenacético (NAA) al 1% en lanolina
6-bencilaminopurina (BA) 1.5 mM + 0.1% de Tween 20 en lanolina
111
Plantas de fríjol (Phaseolus vulgaris var. redcloud, de 3 semanas de edad, y 2
plantas por maceta)
Procedimiento
1. Seleccione 5 macetas con dos plantas en cada una. Marque cada maceta,
de acuerdo con los tratamientos que se indican a continuación. Use 2
plantas (4 yemas laterales) por tratamiento.
a. Control. Deje las plantas intactas.
b. Corte el ápice del tallo, más o menos 1 cm por arriba del nudo primario,
dejando un par de hojas primarias. Aplique la lanolina en la zona de corte
en la planta.
c. Corte el ápice del tallo, más o menos 1 cm por arriba del nudo primario,
dejando un par de hojas primarias. Aplique la lanolina con NAA en la zona
de corte en la planta.
d. Deje la planta intacta, pero aplique BA, de las yemas laterales del nudo
primario “pitando” sobre sus superficies. Aplique un segundo tratamiento al
día siguiente.
e. Corte el ápice del tallo, más o menos 1 cm por arriba del nudo primario,
dejando un par de hojas primarias. Aplique la lanolina con NAA en la zona
de corte en la planta; aplique también BA a las yemas laterales, repitiendo
la aplicación al siguiente día.
2. Mida la longitud de las yemas laterales, en la axila de las hijas primarias, a
cada tratamiento y registre sus datos. Cubra cada frasco con papel aluminio.
3. Coloque las macetas en una charola y lleve la charola al invernadero. Dos
veces a la semana mida la longitud de las yemas laterales: calcule la
longitud promedio para cada tratamiento. El experimento durara 2 semanas.
Finalmente, grafique la longitud de las yemas contra tiempo.
112
Bibliografía
Reiss, C. 1994. Experiments in Plant Physiology. Prentice Hall. New Jersey. p.
187-196.
Reporte
Llene el cuadro a continuación. Calcule la longitud promedio de las yemas
laterales por tratamiento en cada medición.
Longitud de la yema lateral (cm)
Fecha Control Decapitada Decapitada
+ NAA
BA sobre
las yemas
Decapitada
+ NAA + BA
Longitud
inicial
Longitud
media (cm)
Longitud
inicial
Longitud
media (cm)
Longitud
inicial
Longitud
media (cm)
Longitud
113
Longitud de la yema lateral (cm)
Fecha Control Decapitada Decapitada
+ NAA
BA sobre
las yemas
Decapitada
+ NAA + BA
inicial
Longitud
media (cm)
Longitud
inicial
Longitud
media (cm)
Cuestionario
1. ¿Qué función tienen las auxinas en el desarrollo de raíces adventicias?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
114
2. ¿Cualquier planta es susceptible de ser propagada mediante esquejes?
Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
3. ¿Cuál es la importancia de la propagación mediante esquejes? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
115
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
116
PRÁCTICA 17. EFECTO DE LAS AUXINAS EN EL
ENRAIZAMIENTO
Introducción
La aplicación de auxinas, a porciones de tallos jóvenes acelera, la producción
de raíces. Como resultado de esta observación, es muy frecuente el uso de
acido indolacético (AIA) y acido naftalenacético (NAA) para inducir la formación
de raíces en esquejes de plantas con importancia comercial ha sido una técnica
estándar desde hace muchos años.
Objetivos
1. Preparar una solución nutritiva (Hoagland) con hormonas
2. Encontrar la concentración óptima de auxina para el enraizamiento en frijol
Materiales
30 plantas de frijol con el primer par de hojas trifoliadas, sembradas en arena
Soluciones de acido naftalenacético a 10, 1, 0.1, 0.001, 0.0001 ppm (preparar
un stock de NAA en alcohol etílico y diluir a la concentración deseada en
solución de Hoagland al 50%, utilice 1 ml de etanol para diluir el NAA)
Solución de cloro al 5%
12 frascos de 250 o 500 ml de capacidad
Papel aluminio
Navaja
Procedimiento
1. Llene los vasos de precipitados con la solución de NAA en Hoagland, a una
profundidad de 5 cm. Cúbralos con papel aluminio. Haga cada concentración
por duplicado. En 2 vasos, agregue Hoagland únicamente.
117
2. Corte las plántulas con la navaja a 1 cm del suelo, y esterilícelas
superficialmente sumergiendo el tallo cortado en una solución de cloro al
5%.
3. Haga de 3 a 5 agujeros en el papel aluminio que envuelve a sus frascos e
inserte cuidadosamente las plántulas en las perforaciones, asegurándose de
que el extremo cortado este en contacto con la solución correspondiente.
Coloque las plantas en un área bien iluminada, a temperatura ambiente.
4. Al cabo de una semana examine las plántulas y determine el número de
hileras de raíces laterales, la cantidad de raíces laterales más largas y más
cortas de 1 mm, y la longitud total de las raíces.
Bibliografía
1. Rovalo Merino, M., Rojas Garcidueñas, M. 1982. Fisiología Vegetal
Experimental. Limusa. México, D.F. p. 33-34, 239-240.
2. Witham, F.H., Blaydes, D.F. y Devlin, R.M. 1986. Exercises in Plant
Physiology. 2da. Edición. Prindle, Weber & Schmidt. Boston. P.11-12.
REPORTE
1. Registre sus observaciones en la tabla a continuación.
Concentración
(ppm) Control 10 1 0.1 0.001 0.0001
# raíces
laterales
> de 1 mm
< de 1 mm
Longitud de la
raíz mas larga
118
2. Grafique la concentración de NAA (en el eje de las X) contra el número total
de raíces laterales (hoja anexa).
Cuestionario
1. ¿Qué función tienen las auxinas en el desarrollo de raíces adventicias?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿Cualquier planta es susceptible de ser propagada de esta forma? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
3. Escriba la aplicación práctica de este experimento en el campo hortícola o
agrícola.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
119
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
122
PRÁCTICA 18. SENESCENCIA DE LAS HOJAS
Introducción
La forma mas fácil de reconocer la senescencia de las hojas es la perdida del
color verde asociado a la degradación de la clorofila y de los cloroplastos. Los
eventos fisiológicos (tales como la perdida de la integridad de las membranas y
el declive en la síntesis de RNAm y consecuentemente en la síntesis de
proteínas) que suceden durante la senescencia esta controlada por un a serie
de pasos que conducen a la muerte de la hoja. Aunque los eventos asociados a
la muerte de la hoja están bien caracterizados, los cambios bioquímicos que
disparan la senescencia son aun objeto de estudio. Una gran diversidad de
factores, tanto internos como externos, pueden provocar la senescencia de las
hojas. En arboles de hojas caducas, las hojas pierden su color verde con el
acortamiento de la duración del día y las temperaturas frescas del otoño, lo que
sugiere que la senescencia esta respondiendo a factores ambientales. En
algunas plantas la senescencia de las hojas sucede con la maduración de los
frutos, lo que sugiere que hay una competencia por factores que retrasan la
senescencia. Una escasez de nutrientes móviles junto combinado con la
competencia de las hojas jóvenes hará que las hojas mas viejas, en relación a
la planta completa, mueran (senescan). Las hojas, de la misma edad, que han
sido separadas de la planta mueren (senescen) más rápidamente que aquellas
unidas a la planta, pero las hojas separadas que se encuentran formando raíces
puede sobrevivir por tiempo indefinido.
Los ejemplos antes citados, sugieren que las interacciones hormonales
controlan el proceso de la senescencia. Esta bien documentado que las
citoquininas retrasan la senescencia de las hojas; recientemente, las poliaminas
como la espermidina, también se ha reportado que hacen mas lento el proceso
de la senescencia. Ambas pueden actuar manteniendo la integridad de las
membranas, ambas inducen la síntesis de proteínas. No se sabe exactamente
los procesos bioquímicos involucrados.
123
Objetivo
Evaluar el efecto de las citoquininas en la senescencia de las hojas.
Materiales
Viales o tubos de vidrio de 24 ml
Parafilm
Carta Munsell de color, 2.5 GY y/o 5GY
Cajas de Petri de 9 cm de diámetro
Trigo (Triticum aestivum var. frankenmuth), plantas de 7 días de edad
Quinetina 1 mM (o espermidina 1 mM)
Procedimiento
1. Marque cada vial, de acuerdo a los tratamientos que se indican a
continuación, agregando 5 ml de la solución correspondiente a casa vial.
a. Agua destilada
b. Quinetina 0.1 mM
2. Corte 6 hojas de trigo de aproximadamente 5 cm de largo y coloque 3 hojas
por vial. Con el extremo de corte en contacto con la solución. Guarde los
viales en la obscuridad a temperatura ambiente. Rellene los viales, con la
solución adecuada, cada vez que haya una pérdida significativa de las
soluciones.
3. Examine las hojas cada 2 días durante dos semanas, examine los cambios
en las hojas y registre los cambios de color, comparándolos con la Carta de
Munsell.
Bibliografía
Reiss, C. 1994. Experiments in Plant Physiology. Prentice Hall. New Jersey. p.
179-185.
124
Reporte
Registre sus observaciones en el cuadro a continuación, calcule los días para
que suceda la senescencia en cada tratamiento.
Senescencia (cambios de color)
Fecha
Control
Quinetina
Cuestionario
1. ¿Cuales son algunos cambios fisiológicos asociados a la senescencia en las
hojas?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿Esperaría que la quinetina rescate (reverdezca) a una hoja en
senescencia? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
125
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
3. ¿Qué técnicas podrían utilizar, complementarias al cambio de color, para
evaluar el grado de senescencia de una hoja? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
4. Indique alguna razón por la cual las hojas unidas a la planta se espera que
senescan mas lentamente que las que están separadas.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
126
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
127
PRÁCTICA 19. HORMONAS Y ABSCISION DE LAS HOJAS
Introducción
Se sabe que la mayoría de las plantas pierden sus hojas una vez que están han
entrado en senescencia. El mecanismo de abscisión involucra la formación o
activación de una zona de abscisión especializada, una capa de células
cercanas a la base del peciolo. La abscisión de las hojas es el resultado de una
serie de eventos controlados por las hormonas, aunque otros factores pueden
tener una fuerte influencia en la velocidad con la que la capa de abscisión se
forma. En hojas jóvenes, las auxinas son sintetizadas en la lámina foliar
translocadas hacia el peciolo. El suplemento constante de auxinas mantiene el
estatus metabólico del peciolo y previene la abscisión; la eliminación de la
lámina de la hoja estimulara la abscisión. Según envejece la hoja, tanto la
producción como la translocación de las auxinas disminuye, provocando
cambios en la zona de abscisión. Ciertamente la edad del peciolo es
importante, la aplicación de auxinas puede retrasar la senescencia, pero, si los
tejidos del peciolo han envejecido, puede acelerar el proceso de abscisión al
incrementar la producción de etileno. En hojas senescentes, el etileno
sintetizado por la zona de abscisión promueve la síntesis de enzimas, tales
como la celulasa y la pectinasa, las que degradan las paredes celulares en la
zona de abscisión. El etileno también controla la liberación de estas enzimas en
las paredes celulares e induce el hinchamiento en las células cercanas a la
zona de abscisión en el tallo de la planta. De acuerdo al modelo sugerido,
entonces, la abscisión es un proceso activo, controlado por hormonas que
depende de la edad del tejido y de la presencia tanto de auxina y etileno.
Objetivo
Observar la abscisión de las hojas en plantas completas y realizar un estudio de
remplazo para determinar si las auxinas aplicadas de forma exógena pueden
128
reemplazar a la lamina de la hoja en mantener el estatus metabólico del peciolo
y prevenir la abscisión.
Materiales
Equipo
Navajas de uno y dos filos
Aplicadores de madera o plástico
Pinzas
Acido naftalenacético (NAA) en lanolina al 1%
Lanolina
Plantas de frijol (Phaseolus vulagaris var. redcloud), de 4 semanas de edad, 2
por maceta
Procedimiento
1. Elija 3 macetas con 2 plantas cada una. Use 2 plantas (4 peciolos), para
cada uno de los siguientes tratamientos:
2. Control. Mantenga las plantas intactas.
3. Pecíolos sin las láminas foliares. Corte la lamina foliar de las hojas primarias,
dejando 1 cm de peciolo intacto. Aplique lanolina pura a la zona de corte.
4. Pecíolos sin las láminas foliares con auxina. Corte la lamina foliar de las
hijas primarias, dejando 1 cm de peciolo intacto. Aplique NAA al 1% en
lanolina a la zona de corte.
5. Coloque las plantas en el invernadero. Los tratamientos se aplicaran a la
planta completa, la que deberá permanecer en el invernadero por 2
semanas. Después de una semana, se contara el número de hojas caídas
diariamente, para determinar el tiempo en el cual se pierde el 50% de las
hojas primarias por abscisión.
129
Bibliografía
Reiss, C. 1994. Experiments in Plant Physiology. Prentice Hall. New Jersey. p.
187-196.
Reporte
Registre sus observaciones de la tabla a continuación y determine el número de
días necesarios para obtener un 50% de abscisión (hasta que dos de los cuatro
peciolos se han caído).
Numero de hojas caídas
Fecha Control Sin laminas Sin laminas +
NAA
No. Días para
50% de abscisión
130
Cuestionario
1. ¿Considera que el efecto del NAA podría ser diferente si se aplica a peciolos
de diferentes edades?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿Podría concluir, con base en el diseño experimental, que las auxinas se
sintetizan en la lámina foliar y que luego es transportada hacia el peciolo
durante la vida de la planta? Si no es así, ¿qué puede concluir de sus
resultados?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
131
3. ¿Es la abscisión un proceso activo o involucra simplemente una degradación
pasiva? ¿Que evidencia de sus experimentos puede citar en apoyo a su
respuesta?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
4. ¿Cómo podrían las temperaturas bajas, inhibidores de respiración,
desacoplantes u compuestos que desnaturalizan proteínas, afectar a la
abscisión? ¿Que proceso bioquímico se estaría afectando?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
132
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
133
PRÁCTICA 20. BIOENSAYO PARA GIBERELINAS
Introducción
Uno de los efectos mas conocidos de las giberelinas es la inducción de la
elongación del tallo, las giberelinas estimulan tanto la división como la
elongación celular. Cuando se aplica a plantas “enanas”, las giberelinas
promueven la elongación del tallo con lo que las plantas se vuelven altas. En
muchas plantas de días largos, las giberelinas estimulan la elongación del tallo
o “bolting”.
Una respuesta biológica, como la elongación del tallo, se puede utilizar para
estimar la cantidad de un compuesto químico, como las giberelinas, presentes
en un extracto vegetal. Se puede generar una curva estándar para la inducción
de elongación del tallo en el hipocótilo de plántulas de lechugas, crecidas en
soluciones con diferentes concentraciones conocidas de giberelinas. La
elongación del hipocótilo en respuesta a un extracto o solución de
concentración desconocida se puede comparar con la curva estándar. Este
método de estimar la concentración endógena de un compuesto químico, al
comparar su respuesta biológica a concentraciones conocidas de un compuesto
con la respuesta de individuos expuestos a concentraciones desconocidas del
mismo, se le denomina bioensayo.
Usted realizara un bioensayo al poner a crecer plántulas de lechuga en una
serie de soluciones de concentración conocida de giberelinas y en una solución
de concentración desconocida. No se utilizaran extractos de plantas ya que
obtenerlos y purificarlos parcialmente requiere de bastante tiempo, con el que
no se cuenta para el desarrollo de esta práctica, por lo que se utilizara una
solución de concentración desconocida, preparada a partir de un producto
comercial. La cantidad de giberelina se expresara como gramos equivalentes
134
de actividad, ya que no esta midiendo la cantidad real presente en su solución
problema de giberelina.
Objetivo
Utilizar un efecto bien caracterizado de las giberelinas realizando un bioensayo
para estimar su concentración.
Materiales
6 Viales transparentes de 24 ml o contenedores de película de 35 mm
transparentes
Papel filtro de 2.3 cm de diámetro (diámetro interno del vial)
Pipetas automáticas y puntas
Bandejas de plástico transparente con tapa
Cámara de crecimiento 23°C y con gro-lux lamps
Reglas
Soluciones de concentración conocida de GA
Solución de concentración Desconocida
Lechuga (Lactuca sativa var. buttercrunch) semillas germinadas durante 24 a 26
horas)
Procedimiento
1. Coloque un disco de papel filtro en el fondo de cada uno de los 6 viales.
2. Marque cada uno de los viales con la etiqueta correspondiente a la
concentración de giberelina a trabajar:
0 g de GA/0.2 mL
10-9 g de GA/0.2 ml
10-8 g de GA/0.2 ml
135
10-7 g de GA/0.2 ml
10-6 g de GA/0.2 ml
Solución de concentración desconocida
3. Agregue 0.2 mL de la solución de giberelina correspondiente a cada vial.
4. Coloque 5 semillas pre-germinadas de lechuga sobre el papel filtro de cada
vial. Seleccione aquellas semillas que muestren una radícula entre 2 y 3 mm
de longitud.
5. Coloque los viales en las bandejas transparentes con sus respectivas tapas,
colóquelas bajo las lámparas fluorescentes (incluyendo una “gro-lux”), por 4
días. Después de 24 horas y a los 3 días agregar 0.1 mL de agua a cada
vial.
6. A los 4 días, mida la longitud de cada hipocótilo (desde la unión raíz-
hipocótilo hasta los cotiledones) y regístrela en mm.
Bibliografía
Reiss, C. 1994. Experiments in Plant Physiology. Prentice Hall. New Jersey. p.
99-104 y 205-210.
Reporte
1. Registre la longitud de los hipocótilos en el cuadro a continuación, indicando
la longitud promedio para cada tratamiento.
GA(g/0.2 mL) Long. Hipocótilos (mm) Long. Promedio(mm)
0
10-9
10-8
10-7
136
10-6
Concentración
Desconocida
2. Grafique la longitud promedio de los hipocótilos para los primeros 5
tratamientos contra la cantidad de GA en g/0.2 mL, utilice (una escala
logarítmica). Utilizando su curva estándar, determine la concentración de GA
en gramos equivalentes de actividad para su solución desconocida. Marque
el crecimiento de su concentración desconocida en la grafica.
Conc. estimada de GA para solución problema: _______________________
Concentración real de la solución problema: _________________________
Cuestionario
1. Su solución de concentración desconocida fue preparada a partir del
compuesto puro comercial ¿Qué factores pueden afectar la precisión del
bioensayo si la solución desconocida correspondiera a un extracto vegetal?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
137
2. Mencione algunas ventajas y desventajas del uso de bioensayos respecto a
la cromatografía de gases (u otro método) que permita la cuantificación
directa de las hormonas vegetales.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
138
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
140
PRÁCTICA 21. GERMINACIÓN
Introducción
Una vez que la semilla ha completado su desarrollo se inician los cambios que
darán lugar al establecimiento del reposo en las semillas. Este reposo o
reducción del metabolismo se denomina quiescencia, cuando la causa de que
no ocurra la germinación es fundamentalmente la ausencia de agua. En
cambio, el reposo de las semillas se denomina latencia, cuando la semilla no
germina a pesar de encontrarse en un lugar óptimo en cuanto a la temperatura
y la humedad. Las causas de la latencia son diversas y entre ellas tenemos: la
presencia de testa dura y/o impermeable, inmadurez del embrión, crecimiento
embrionario inhibido, embrión dañado, presencia de inhibidores endógenos de
la germinación y alteraciones fisiológicas reversibles. Existen diversos
mecanismos promotores de la germinación, que pueden ser tanto físicos como
químicos. Entre los físicos se encuentra la escarificación (rompimiento o
eliminación de la testa), la estratificación (tratamiento con frio), el termoperíodo,
el fotoperiodo, entre otros. Entre los métodos químicos se encuentran: la
aplicación exógena de hormonas vegetales, tratamiento con sales (nitrato de
potasio) y tiourea.
Objetivos
Que el alumno aplique diferentes tratamientos (físicos y químicos) para romper
la latencia secundaria en las semillas.
Materiales
Semillas de Palo verde u otras semillas
Cajas de Petri
Filtros para café
141
Agua destilada
Agua en estado de ebullición
Colador metálico
Procedimiento
1. Contar el número de semillas disponibles de palo verde
2. Dividirlas en 5 lotes
Lote 1: No se les dará ningún tratamiento (control)
Lote 2: Se pondrán a hervir en agua por 1 minuto
Lote 3: Se pondrán a Hervir en agua por 1 minuto y medio
Lote 4: Pretratamiento con frío (estratificación)
Lote 5: Rompimiento mecánico de las cubiertas (escarificación química)
3. Se prepararán varias cajas de Petri, a las que se les colocan 2 discos de
filtro para café de 9 cm. De diámetro, se les agregarán 5 ml de agua. Con la
ayuda de una cuchara de plástico se eliminan las burbujas.
4. Marcar las cajas de acuerdo a los pretratamientos de las semillas, de tal
forma que se plantarán en estas condiciones, semillas hervidas previamente
por un minuto y medio, un minuto y sin hervir (control).
5. Cada equipo debe tener al menos una caja por tratamiento. Se colocarán 10
semillas por caja, de manera equidistante.
6. Poner las semillas en la cámara ambiental y revisarlas cada 72 horas, es
conveniente agregarles mas agua después de las primeras 72 horas.
Bibliografía
Vázquez Yañes, C., Orozco, A., Rojas, M., Sánchez, M.E. y Cervantes, V. 1997.
La reproducción de las plantas: semillas y meristemos. La Ciencia Para Todos.
No. 157. FCE. México. p.39, 70, 73,74.
142
Reporte
Tabla 1. Efecto de diferentes tratamientos sobre la germinación de las semillas
del palo verde
Tratamiento % de germinación
72 horas
% de germinación
144 horas
Control
agua en ebullición por 1 minuto
agua en ebullición por
1 minuto y medio
Estratificación
escarificación mecánica
1. ¿Cuál tratamiento dio el mejor resultado (mayor porcentaje de germinación
en el menor tiempo)? Explique
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
143
2. ¿Cuáles son las posibles causas por las cuales su semillas no germinaron
en algunos de sus tratamientos?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Cuestionario
1. ¿Que es la latencia?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
144
2. ¿Qué factores determinan la latencia en las semillas?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
146
PRÁCTICA 22. ESTRÉS POR METALES PESADOS
Introducción
Las plantas son organismos incapaces de moverse de un lugar a otro en busca
del ambiente más adecuado para su crecimiento y por ello no pueden escapar
de las situaciones de estrés ambiental. El concepto de estrés implica la
presencia de un factor externo a la planta, provocado por un ambiente
cambiante, que ejerce una influencia negativa sobre su desarrollo óptimo.
La actividad humana libera, sobre todo al suelo, grandes cantidades de
metales. El exceso de metales esenciales y de otros como Al, Cd, Hg, Ni o Pb,
resulta tóxico para las plantas. La fototoxicidad se manifiesta sobretodo en
suelo ácidos y afecta tanto el crecimiento de la raíz principal como a la
formación de las raíces secundarias. Se calcula que la contaminación mundial
anual por metales pesados excede a la contaminación combinada por desechos
radiactivos y orgánicos.
Considerando que una concentración tóxica es aquella que inhibe de manera
significativa la actividad metabólica y reduce el crecimiento y desarrollo de las
plantas sin inducir la muerte. Es claro que los efectos negativos del cadmio
dependen de su concentración, así que para estimar la tolerancia al cadmio se
realizaran bioensayos utilizando diferentes concentraciones de Cd(NO3)2 (10-2
a 10–6M). Utilizando como control soluciones de Ca(NO3)2.
Objetivo
Evaluar el efecto del nitrato de cadmio sobre la germinación y crecimiento
temprano de algunas especies vegetales.
Materiales
Cd(NO3)2 4H2O ( PM 308.5)
147
Ca(NO3)2 4H2O (PM 236.2)
Cajas de Petri
Papel Whatman
Pinceles
Semillas de moztacilla
Papel Parafilm
Pipetas
Material volumétrico
Prepipetas
Bata
Guantes
Cucharas desechables
Pinceles
Procedimiento
1. Preparar soluciones de Cd(NO3)2 4H2O y Ca(NO3)2 4H2O en
concentraciones de 10-3, 10-4, 10-5 y 10–6M. Recuerde que la pesar las sales
de Cadmio debe ser muy cuidadoso, para ello use bata y guantes.
2. Prepare 85 cajas de Petri de 9 cm de diámetro, coloque un disco de papel
papel filtro (Whatman 5) por caja.
3. Marque cada caja con el tratamiento correspondiente, recordando que son 5
cajas por tratamiento (concentración), además de un control con agua
desionizada. Añadiendo 5 ml de la solución correspondiente. Elimine la s
burbujas con ayuda de una espátula o cuchara limpia.
4. Coloque 10 semillas por caja, distribuidas equidistantemente, esto con
ayuda de un pincel.
148
5. Selle las cajas con papel Parafilm y colóquelas en una estufa a 25°C. Revise
a las 48 horas.
6. Registre el número de semillas germinadas por cada caja y, con la ayuda de
una regla graduada, mida la longitud total de cada una de las plántulas en
cada caja.
Bibliografía
Tadeo, F.R. y Gómez-Cadenas, A. 2008. Fisiología de las plantas y el estrés.
Capítulo 29. En: Talón, M. y Azcón-Bieto, J. Fundamentos de fisiología vegetal.
2da. Edición. Editorial McGraw-Hill. Barcelona. p. 577-597.
Pelayo B., H. R. 1995. Efecto del ácido fenilacético sobre el crecimiento
radicular de Amaranthus hypochondriacus L. Tesis de Maestría. Facultad de
Ciencias. UNAM. Pp.17-18.
Reporte
Registre para cada plántula, la longitud total alcanzada y llene las siguientes
tablas y haga los cálculos estadísticos correspondientes.
Concentración Agua
Planta no. Longitud en cm
1
2
3
4
5
6
7
149
Concentración Agua
Planta no. Longitud en cm
8
9
10
n
Media
Desv. std.
Media de medias
Intervalo de
Confianza α=0.05
Concentración Calcio 10-6 M
Planta no. Longitud en cm
1
2
3
4
5
6
7
8
150
Concentración Calcio 10-6 M
Planta no. Longitud en cm
9
10
n
Media
Desv. std.
Media de medias
Intervalo de
Confianza α=0.05
Concentración Calcio 10-5 M
Planta no. Longitud en cm
1
2
3
4
5
6
7
8
9
151
Concentración Calcio 10-5 M
Planta no. Longitud en cm
10
n
Media
Desv. std.
Media de medias
Intervalo de
Confianza α=0.05
Concentración Calcio 10-4 M
Planta no. Longitud en cm
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
152
Concentración Calcio 10-4 M
Planta no. Longitud en cm
n
Media
Desv. std.
Media de medias
Intervalo de
Confianza α=0.05
Concentración Calcio 10-3 M
Planta no. Longitud en cm
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
n
153
Concentración Calcio 10-3 M
Planta no. Longitud en cm
Media
Desv. std.
Media de medias
Intervalo de
Confianza α=0.05
Concentración Cadmio 10-6 M
Planta no. Longitud en cm
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
25
n
154
Concentración Cadmio 10-6 M
Planta no. Longitud en cm
Media
Desv. std.
Media de medias
Intervalo de
Confianza α=0.05
Concentración Cadmio 10-5 M
Planta no. Longitud en cm
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
n
Media
155
Concentración Cadmio 10-5 M
Planta no. Longitud en cm
Desv. std.
Media de medias
Intervalo de
Confianza α=0.05
Concentración Cadmio 10-4 M
Planta no. Longitud en cm
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
n
Media
Desv. std.
156
Concentración Cadmio 10-4 M
Planta no. Longitud en cm
Media de medias
Intervalo de
Confianza α=0.05
Concentración Cadmio 10-3 M
Planta no. Longitud en cm
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
n
Media
Desv. std.
Media de medias
157
Concentración Cadmio 10-3 M
Planta no. Longitud en cm
Intervalo de
Confianza α=0.05
Concentración Agua desionizada
Planta no. Longitud en cm
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
n
Media
Desv. std.
Media de medias
158
Concentración Agua desionizada
Planta no. Longitud en cm
Intervalo de
Confianza α=0.05
Calcule la longitud promedio por tratamiento, calculando la media de medias por
cada tratamiento (es decir el promedio, de las medias obtenidas en cada
repetición o caja de Petri del tratamiento correspondiente). Llene la siguiente
tabla:
Concentración
Molar
Longitud promedio
(cm)
Calcio Cadmio
Cero (agua)
10-6
10-5
10-4
10-3
Grafique en el eje de las “Xs” la concentración y en el eje de las “Ys” la longitud
promedio por tratamiento, con su respectivo intervalo de confianza. Grafique
juntos los resultados de las soluciones de Calcio y Cadmio (use la hoja anexa).
Compare el efecto de cada tratamiento sobre la longitud de las plántulas
aplicando un ANOVA de una vía. Si existe diferencia significativa, aplique la
prueba de TUKEY para determinar cuales tratamiento son los significativamente
distintos.
160
Cuestionario
1. ¿Qué tratamiento estimuló más el crecimiento de las plantas? Explique.
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
2. ¿Hubo diferencias significativas entre los tratamientos?¿Cuáles?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
161
3. ¿Qué efecto tuvo el aumento de la concentración sobre el crecimiento de las
plántulas en el tratamiento con Calcio?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
4. ¿Cuántos tratamientos control utilizó en este ensayo? Explique
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
162
5. ¿Qué importancia tiene el Cadmio en el desarrollo de la planta?
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
Conclusiones
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
163
Bibliografía consultada
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
________________________________________________________________
164
ANEXO
PRÁCTICA 6. MECANISMO DE REGULACION DEL MOVIMIENTO DE LAS
CÉLULAS GUARDA
Preparación de soluciones
Las primeras 4 soluciones de la lista están en una concentración 2X de la de
trabajo. Cada una se mezcla con una cantidad igual de Ca-MOPS para obtener
la solución de trabajo.
500 mL KCl 200 mM 7.4 g/500 ml
250 ml manitol 400 mM 18.2g/250ml
250 ml cloruro de colina 200 mM 7g/250ml
250 ml KCl 200 mM (3.7g) y ABA 2x10-5M (3 mg) en 250 ml.
Caliente para disolver el ABA
1500 ml MOPS 5Mm: 1.57g/1500ml. Ajustar el MOPS con CaO:
0.1g/1500ml
Diluya cada una de las 4 primeras soluciones en la misma cantidad de Ca-
MOPS, para obtener las concentraciones de trabajo:
1000 ml KCl 100mM en MOPS 2.5mM
500 ml Manitol 200 mM en MOPS 2.5mM
500 ml Cloruro de colina 100 mM en MOPS 2.5mM
500 ml KCl 100mM + ABA (ácido abscísico) 10-5 M en MOPS
2.5mM (cubrir con papel aluminio para mantenerlo en
oscuridad)
Para observación de potasio en células guarda:
20 ml Na3Co(NO3)6 en ácido acético al 10%. Agregue 2 ml de ácido acético
concentrado en 18 ml de agua destilada, luego añada 7g de Na3Co(NO3)6
165
20 ml Sulfito de amonio al 5% (generalmente viene en soluciones al 20-24%,
dilúyalo 1 a 4)
PRÁCTICA 16. DOMINANCIA APICAL
Preparación de soluciones
20 ml Acido naftalenacético (NAA) al 1% en lanolina. Disuelva 0.2 g de NAA en
una cantidad mínima de alcohol etílico (alrededor de 2 ml). Funda la lanolina en
un vaso de precipitados hasta obtener exactamente 20 ml y añada la mezcla de
NAA y alcohol en la lanolina ligeramente fría.
100 ml 6-bencilaminopurina (BA) 1.5 mM + 0.1% de Tween 20 en lanolina.
0.034 de BA/100ml. Caliente para disolver. Deje enfriar un poco y añada 0.1 ml
de Tween 20. NO REFRIGERE.
PRÁCTICA 18. SENESCENCIA DE LAS HOJAS
Preparación de soluciones
2000 ml quinetina 1 mM: 0.043g/2000ml. Ajuste el pH a 6. Caliente
para disolver.
500 ml espermidina (trihidroclorhídrica) 1 mM: 0.127g/500ml.
Ajustar pH 6-7.
Equipo
Cartas de color Munsell para tejido vegetal (2.5 GY y 5GY) están disponibles en
Macbeth Division of Kollmorgen Instruments, P.O. Box 230. Little Britain Rd.,
Newburgh, NY12551-0230. También se puede utilizar un catalogo de pinturas,
para armar una carta.
PRÁCTICA 19. HORMONAS Y ABSCISIÓN DE LAS HOJAS
Preparación de soluciones
Acido naftalenacético (NAA) en lanolina al 1% (ver practica 17)
166
PRÁCTICA 20. BIOENSAYO PARA GIBERELINAS
Preparación de soluciones
800 ml Ácido giberélico (GA) 10-6 g/0.2 ml: 4 mg/800 ml. Caliente para
disolver y reajuste el volumen. Use como solución madre para
otras concentraciones menores)
100 ml 10-7 g de GA/0.2 ml: Tome 10 ml de la primera solución y afórelos
a 100 ml con agua destilada
50 ml 10-8 g de GA/0.2 ml: Tome 0.5 ml de la primera solución y afórelos
a 50 ml con agua destilada
50 ml 10-9 g de GA/0.2 ml: Tome 0.05 ml de la primera solución y
afórelos a 50 ml con agua destilada