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© Ministerio de Salud

INSTITUTO NACIONAL DE SALUD Jr. Cápac Yupanqui 1400, Jesús María Telf. 471-3254 / Fax: 471-7443 Lima, Perú, 1996

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MANUAL DE NORMAS Y PROCEDIMIENTOS PARA DIAGNÓSTICO BACTERIOLÓGICO DE

LEPRA

COMITÉ DE REDACCIÓN: Dr. Eduardo Falconí Rosadio Dr. Hernán Sanabria Rojas Blga. Neyda Quispe Torres Blga. Lucy Vásquez Campos COMITÉ EDITOR: Dr. Alfonso Zavaleta Martínez-Vargas Dr. César Cabezas Sánchez Dr. Jaime Chang Neyra

MINISTERIO DE SALUD ALTA DIRECCIÓN Dr. Marino Costa Bauer Ministro Dr. Alejandro Aguinaga Recuenco Viceministro INSTITUTO NACIONAL DE SALUD Dr. Carlos Carrillo Parodi Jefe CENTRO NACIONAL DE LABORATORIOS DE SALUD PÚBLICA Dr. César Cabezas Sánchez Director General

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PERFIL DE LOS AUTORES Dr. Eduardo Falconí Rosadio Médico Cirujano, Especialista en Enfermedades Infecciosas y Tropicales Laboratorio de Referencia de Mycobacterias, División de Bacteriología, Centro Nacional de Laboratorios de Salud Pública, INS, MINSA Investigador; Instituto de Medicina Tropical “Alexander Von Humbolt”, Universidad Peruana Cayetano Heredia Dr. Hernán Sanabria Rojas Médico Cirujano, Especialista en Enfermedades Infecciosas y Tropicales. Maestro en Medicina Médico de la División Reactivos, Kits de diagnóstico y Medios de cultivo, Centro Nacional de Producción de Biológicos, INS, MINSA Profesor Asociado, Sección Epidemiología, Departamento de Medicina Preventiva y Salud Pública, Facultad de Medicina de San Fernando, Universidad Nacional Mayor de San Marcos Blga. Neyda Quispe Torres Bióloga Jefa de la División de Bacteriología, Centro Nacional de Laboratorios de Salud Pública, INS, MINSA Blga. Lucy Vásquez Campos Bióloga Jefa del Laboratorio de Referencia de Mycobacterias, División de Bacteriología, Centro Nacional de Laboratorios de Salud Pública, INS, MINSA PERFIL DE LOS EDITORES Dr. Alfonso Zavaleta Martínez-Vargas Médico Cirujano, Doctor en Farmacología Profesor Principal, Sección Farmacología, Departamento Ciencias Fisiológicas, Facultad de Ciencias y Filosofía, Universidad Peruana Cayetano Heredia, A.P. 4314, Lima 100, Perú. Director General, Centro Nacional de Control de Calidad, Instituto Nacional de Salud, Ministerio de Salud; Lima-Perú. Miembro, Instituto de Medicina Tropical “Alexander Von Humbolt”. Dr. César Cabezas Sánchez Médico Cirujano, Master en Medicina, Especialista Enfermedades Infecciosas y Tropicales. Director General, Centro Nacional de Laboratorios de Salud Pública, INS, MINSA. Profesor invitado de Medicina Tropical, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Universidad Peruana Cayetano Heredia. Dr. Jaime Oscar Chang Neyra Médico Cirujano, Master of Science in Community Health in Developing Countries Director Ejecutivo de Garantía de la Calidad, Centro Nacional de Control de Calidad, INS, MINSA Investigador, Instituto de Medicina Tropical “Alexander Von Humbolt”, Universidad Peruana Cayetano Heredia. Esta publicación fue posible gracias al apoyo económico brindado por la Oficina Sanitaria Panamericana (OPS).

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INDICE

Presentación ................................................................................................................................................7 Resolución Jefatural ....................................................................................................................................8 CAPÍTULO I Introducción ................................................................................................................................................ 9 CAPÍTULO II Las Muestras ...............................................................................................................................................11 CAPÍTULO III La Baciloscopía ...........................................................................................................................................13 CAPÍTULO IV La Biopsia de Piel .......................................................................................................................................25 BIBLIOGRAFÍA .......................................................................................................................................27 ANEXOS ....................................................................................................................................................28 Anexo 1 Material y Reactivos ...................................................................................................................................29 Anexo 2 Preparación de la Coloración de Ziehl Neelsen ..........................................................................................30 Anexo 3 Características de orientación para el diagnóstico clínico y bacteriológico de la Lepra ............................................................................................................30 Anexo 4 Sinopsis de los estudios para el diagnóstico y seguimiento de los casos tratados de Lepra (Hanseniasis) ............................................................................31

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PRESENTACIÓN La Lepra o Enfermedad de Hansen es una enfermedad endémica en la Amazonía peruana, ocasionada por la infección bacteriana por un agente alcohol ácido resistente: el Mycobacterium leprae, el que afecta piel y nervios periféricos desencadenando manifestaciones clínicas variadas, dependiendo el compromiso inmunológico del paciente. Aún cuando los mecanismos de transmisión de persona a persona no están claramente definidos, la existencia de pacientes bacilíferos y contacto estrecho entre enfermos y sujetos suscep-tibles, condiciona la aparición de nuevos casos. El exitoso uso a nivel mundial de la terapia combinada con dapsona, clofazimina y rifampicina, ha permitido reducir signiticativamente la prevalencia de pacientes a nivel mundial. Las dificultades existentes al no contarse aún con un medio adecuado para el cultivo del agente causal, hacen necesario el redoblar los esfuerzos en la obtención adecuada de las muestras para el diagnóstico, la clasificación y seguimiento de la respuesta terapéutica de los pacientes sometidos a tratamiento antibiótico. Dos son los métodos de estudio recomendados: La baciloscopia y el examen anatomopatológico de la biopsia de piel. El énfasis a nivel de laboratorio local se centra en la baciloscopia. Examen anatomopatológico complementa el estudio en el Laboratorio intermedio, Regional o Referencial. El Instituto Nacional de Salud, organismo técnico normativo de la Red Nacional de Laboratorios de Salud, pone este manual a disposición del personal de Salud, que en los diferentes niveles de atención se ven en la necesidad de tener que obtener y evaluar muestras sospechosas o confirmatorias de Lepra para estudio y control. El presente volumen, N° 20 de la Serie de Normas Técnicas, forma parte del programa editorial del Instituto Nacional de Salud, desarrollado en concordancia con los lineamientos de política institucional y sectorial.

El Comité Editor

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CAPÍTULO I

INTRODUCCIÓN La lepra es una enfermedad infecto-contagiosa de evolución crónica que afecta principalmente piel y nervios periféricos produciendo incapacidades que estigmatizan al paciente y ocasionan su marginación social. A pesar de ser una enfermedad muy antigua, aún no se ha encontrado un medio de cultivo habitual para el aislamiento del agente causal denominado Mycobacterium leprae. Sin embargo, la bacteriología de la lepra está bastante ligada a la historia moderna de esta enfermedad, desde que Armauer Hansen descubrió el bacilo que lleva su nombre el 28 de febrero de 1873. Desde que se usa la terapia combinada con dapsona, clofazimina y rifampicina, la lepra ha reducido su prevalencia mundial de 12 millones de pacientes en 1982 a sólo 6 millones de casos diez años más tarde. Esto permitió a la Organización Mundial de la Salud (OMS) anunciara la proximidad del control de la lepra como problema de salud pública y, posiblemente, también su erradicación. Para mediados de 1995, la OMS estimó 1,8 millones de casos de lepra a nivel mundial. En nuestro país, la lucha antileprosa está vinculada al trabajo meritorio de renombrados médicos como Hugo Pesce, llamado el Padre de la lepra en el Perú, entre otros profesionales de la salud. 1.1 LA LEPRA O HANSENIASIS (Fotos 1 al 4)

Es una enfermedad infecto-contagiosa que afecta piel y nervios periféricos con manifestación clínica variada dependiendo del compromiso inmunológico del paciente. El agente causal Mycobacterium leprae es un bacilo ácido alcohol resistente de multiplicación lenta. Se reconoce que la transmisión es de persona a persona, aunque su mecanismo preciso no está bien definido. Desde el punto de vista epidemiológico y bacteriológico, la transmisión requiere del contacto íntimo con enfermos bacilíferos. Se admite que el tiempo dc incubación promedio es de 3 a 5 años, con un rango que va desde los 6 meses hasta los 20 años o más. Cuando el compromiso neurólogo es definido, la enfermedad es capaz de causar invalidez permanente como las deformidades severas de las extremidades y también ceguera.

1.2 TERMINOLOGÍA Y CLASIFICACIÓN

Como la lepra se manifiesta en diferentes formas clínicas dependiendo del grado de compromiso inmunológico, se ha determinado una forma de clasificación. Actualmente, el Programa Nacional de Control de Lepra en el Perú utiliza la clasificación de Madrid, adoptada en el VII Congreso Internacional de Leprología realizado en la ciudad del mismo nombre en 1953. Esta clasificación fue recomendada por la OMS para las actividades de los programas de control. Existe además la clasificación de Ridley y Jopling, que es la más actual y ha sido propuesta para procesos de investigación. Sin embargo, ambas clasificaciones son de utilidad para las actividades de los programas de control.

1.2.1 Clasificación de la lepra 1.2.1.1 Clasificación de Madrid

Comprende los siguiente tipos de lepra: I : Indeterminada T : Tuberculoide D : Dimorfa L : Lepromatosa

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1.2.1.2 Clasificación de Ridley y Jopling (Ver Anexo 3)

I : Indeterminada TT : Tuberculoide BT : Borderline tuberculoide BB : Borderline borderline BL : Borderline lepromatosa LL : Lepromatosa

1.2.2 Formas Clínicas y Especiales de lepra: 1.2.2.1 Formas Clínicas Especiales de Lepra lepromatosa (LL):

Lepra de Lucio, Alvarado y Latapí: lepra vista en México. Lepra Histoide: lepromas por resistencia a drogas (LL).

1.2.2.2 Formas Clínica Especial de Lepra paucibacilar:

Lepra Neural: manifestación neurítica pura, sin compromiso evidente de piel. 1.2.3 La Bacteriología según Forma Clínica

Desde el punto de vista bacteriológico, se tiene una clasiticación acorde con el número de bacilos (ver acápite Informe de resultados):

1.2.3.1 Paucibacilar: Los resultados de 0 a 1 + pueden corresponder a las formas I, TT Y BT de la clasitícación de Ridley y Jopling.

1.2.3.2 Multibacilar: Resultados de 2+ a 6 + pueden corresponder a las formas BB, BL y LL de la clasificación de Ridley y Jopling.

EL RESULTADO BACTERIOLÓGICO ES LO MÁS IMPORTANTE PARA DECIDIR EL MANEJO DE LA

TERAPIA MULTIDROGA, PARA MULTIBACILARES O PAUCIBACILARES

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CAPÍTULO II

LAS MUESTRAS 2.1 OBTENCIÓN DE LA MUESTRA

La correcta obtención de la muestra es indispensable para el diagnóstico bacteriológico de la lepra. También es importante para la clasificación y el seguimiento de la respuesta al tratamiento. • La obtención de la muestra se debe realizar en los casos siguientes:

- En todos aquellos pacientes con sospecha clínica de lepra. - Para seguimiento en el curso del tratamiento (véase Anexo 4). - A todos los pacientes tratados que serán dados de alta definitiva; no es requisito indispensable

que la baciloscopia sea negativa al momento del alta. - A todos los pacientes con sospecha de recidiva luego del alta definitiva.

• En casos sospechosos de lepra multibacilar el número de muestras se toma generalmente de ambos lóbulos de la oreja, ambos codos, ambas rodillas y lesiones dérmicas.

• En los casos sospechosos de lepra paucibacilar, el número de muestras se hará de tres lugares:

- De lesiones dérmicas sospechosas o activas (2) - Del lóbulo de la oreja (1)

2.2 FRECUENCIA DE OBTENCIÓN DE LA MUESTRA

- En los multibacilares (BB, BL y LL) la muestra para baciloscopia se deberá tomar cada seis meses en los dos primeros años de tratamiento. Después las muestras se deben tomar anualmente hasta obtener baciloscopías negativas. El control clínico y baciloscópico continúa por cinco años.

- En los casos de los pacientes paucibacilares (I TT y BT) en tratamiento, el estudio bacteriológico de seguimiento dependerá del criterio del médico tratante.

2.3 LUGAR DE OBTENCIÓN DE LA MUESTRA

La muestra se tomará de la parte más activa de las lesiones dérmicas. Si la lesión es plana o en placa, la muestra se tomará del borde de la lesión; si es una mácula o mancha, que tiene evidencia de estar en curación, se preferirá la parte más interna del borde de la lesión. La identificación de la lesión debe ser hecha con buena luz.

2.4 PROCEDIMIENTO PARA LA OBTENCIÓN DE LA MUESTRA

Explicar al paciente sobre el procedimiento y darle tranquilidad, luego: a. Marcar la lámina con el número de registro que corresponde al paciente.

b. Desinfectar el área escogida de la piel con torunda de algodón y alcohol frotándola de manera breve,

pero en forma vigorosa. c. Hacer un pliegue de la piel de donde se tomará la muestra con auxilio del dedo índice y del pulgar.

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Hacer presión suficiente durante todo el procedimiento para impedir el flujo de sangre. Si el pliegue no se blanquea (isquemia), frotar con un pedazo de algodón manteniendo la presión hasta tomar la muestra. De preferencia debe utilizarse guantes para evitar contacto con la sangre. (Véase fotos del 5 al 8).

d. Realizar un corte de 5 mm. de largo por 1-2 mm. de profundidad con el bisturí. e. Se tomará la muestra de los bordes de la incisión mediante raspado por 2 ó 3 veces usando el bisturí.

Tratar de obtener una buena cantidad de muestra. Evitar que la muestra contenga sangre. Si hay sangrado, mantener la presión y secar con un algodón seco.

f. Transferir la muestra a una lámina portaobjeto limpia, extendiéndola con movimientos circulares (aprox. 5-7 mm de diámetro). (Ver Foto 5).

g. El bisturí debe limpiarse con alcohol y fIamearse en el mechero antes de volverse a emplear, aun

cuando sea con el mismo paciente. h. Tomar la muestra de las otras áreas ubicándolas aproximadamente a 1 cm de distancia entre cada

muestra y a 1 cm del extremo de la lámina. Luego de h.) hacer el esquema de dos láminas (una que muestra el lado I = izquierdo, y D = derecho) idénticamente iguales.

i. Cada lámina no deberá contener más de tres muestras, indicando en ésta el lado correspondiente (I =

izquierdo, y D = derecho). j. Colocar un pedazo de algodón y esparadrapo en el lugar de la incisión para controlar el sangrado. k. Dejar que el extendido seque al aire libre.

2.5 FIJACIÓN DE LA MUESTRA

Fijar la muestra con la ayuda de un mechero de alcohol aproximando la lámina lateralmente en tres oportunidades por tiempo breve con las muestras hacia arriba. No colocar la lámina encima del mechero. La fijación de la muestra sirve para proteger el frotis de posible deterioro durante su manejo y transporte. Se debe dejar el frotis al medio ambiente por espacio de 10-20 minutos, hasta que se haya secado completamente. Nunca exponer las láminas sin colorear a la luz solar, pues interfiere en la coloración.

2.6 CONSERVACIÓN Y TRANSPORTE DE LAS MUESTRAS

Las láminas tijadas aún no coloreadas deben guardarse en recipientes apropiados como cajas de madera u otro material resistente y que tengan divisiones interiores. Esto evitará la luz solar, humedad, polvo, insectos y el calor. En caso de no contar con recipiente apropiado para el transporte de las láminas hasta el laboratorio, éstas deberán envolverse con papel. Recordar que se debe acompañar la solicitud del examen.

2.7 OTRAS CONSIDERACIONES

Los frotices pueden recolectarse y fijarse en condiciones de campo y posteriormente colorearse en el hospital o centro de salud. Para tener un resultado eficiente, los frotices deben colorearse y leerse el mismo día que se hicieron. Si no es así, los frotices fijados se pueden guardar hasta por dos semanas bajo sombra; las láminas deben colorearse inmediatamente antes de observarse.

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CAPÍTULO III

LA BACILOSCOPIA 3.1 COLORACION DE LA BACILOSCOPIA

El examen baciloscópico debe hacerse en todos los pacientes sospechosos de lepra, cualesquiera que sea su forma clínica por lo que la coloración del examen baciloscópico es importante para un diagnóstico correcto y para que el médico decida el tratamiento.

3.1.1 Procedimiento de coloración de la muestra:

El procedimiento más recomendado es la técnica de coloración de Zichl-Neelsen. Antes de su uso todos los colorantes deben ser previamente filtrados (antes de cada coloración). a. Antes de colorear los frotices, estos deben ser fijados al calor. (Ver ítem 2.5, pág. l 8). b. Colocar sobre un soporte de coloración (alambres o varilIas de vidrio) la serie de láminas fijadas con el

extremo hacia arriba.

c. Cubrir la totalidad del extendido con el colorante fucsina básica fenicada y filtrada recientemente.

d. Calentar suavemente la lámina con un mechero de alcohol o un hisopo de algodón humedecido en

alcohol hasta la emisión de vapores (humos); repetir el proceso tres veces. No llegar a la ebullición. Si el volumen del colorante disminuye por evaporación, debe agregarse más hasta cubrir totalmente el extendido y dejar enfriar.

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e. Reposar 5 minutos y lavar con agua corriente a baja presión sobre el área que no tiene el extendido.

f. Decolorar cada lámina con alcohol ácido por un tiempo de 10 segundos hasta obtener un color rosa

pálido.

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g. Lavar con agua corriente a baja presión cuidando de no desprender la película que forma el extendido.

h. Cubrir la superficie del frotis con el colorante azul de metileno durante 30 segundos a 1 minuto.

i. Lavar con agua corriente y secar las láminas al ambiente.

Se recomienda incluir una lámina reconocida como positiva dentro de aquellas que se han de colorear. Así se descarta la posibilidad de obtener falsos negativos debido a errores técnicos.

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3.2 EXAMEN MICROSCÓPICO 3.2.1 Procedimiento:

Utilizar un microscopio binocular que tenga ocular 10x y objetivo inmersión 100x. Antes de enfocar el campo microscópico, colocar una gota de aceite de inmersión en la lámina para tener un mayor índice de refracción.

3.2.2 Método de Lectura:

a. Empezar el examen en el extremo superior observando sistemáticamente en filas adyacentes y en forma de zig-zag.

b. Examinar de 20 a 100 campos microscópicos. Los bacilos aparecerán como bastoncitos delgados, teñidos de rojo. Algunos íntegros y otros fraccionados y otros en forma de gránulo y también agrupados (globias) en un fondo azul claro.

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3.2.3 Indice Bacteriológico:

Contar los bacilos en cada campo microscópico, bacilos íntegros o sólidos, fragmentados granulosos y globias. Anote el número total de bacilos observados y divida por el número de campos examinados. Este número promedio de bacilos es el índice bacteriológico de la baciloscopia.

Si se han tomado muestras y analizado un número de diferentes lesiones, el puntaje promedio de estas lesiones es el índice bacteriológico del paciente. Tener en cuenta lo siguiente: Una globia grande puede contener 100 bacilos íntegros. Una globia mediana puede contener 60 bacilos íntegros. Una globia pequeña puede contener 30 bacilos íntegros.

Clasificar cada baciloscopia utilizando la escala de Ridley y Jopling. 3.3 INFORME DE RESULTADOS: (Índice bacteriológico según la escala bacteriológica de Ridley) Negativo : No se observan bacilos x 100 campos examinados Una cruz : 1-10 bacilos en promedio x 100 campos examinados

Dos cruces : 1-10 bacilos en promedio x 100 campos examinados Tres cruces : 1-10 bacilos en promedio x cada campo examinado Cuatro cruces : 10-100 bacilos en promedio x cada campo examinado Cinco cruces : 100-1000 bacilos en promedio x cada campo examinado Seis cruces : Más de 1000 bacilos en promedio o presencia de globia

x campo examinado 3.3.1. Indice Morfológico del extendido:

Examinar 100 a 200 bacilos. - El índice morfológico describe el aspecto o las formas del bacilo. - Examinar sólo bacilos bien individualizados; no examinar bacilos muy juntos, aglomerados o en

restos celulares. - El bacilo deberá ser considerado irregular cuando presente cualquier alteración en su forma o

coloración (fraccionado o granulado).

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- Anotar el número de bacilos que estén bien coloreados, también llamados sólidos. - El resultado de bacilos sólidos será dado en porcentaje, en relación al total de los 100 ó 200 bacilos

examinados. Es lo que se denomina índice morfológico.

3.4 CUIDADO DEL MICROSCOPIO

- El microscopio debe mantenerse limpio. Las dificultades en obtener una imagen precisa en el campo microscópico puede deberse a la lente que se encuentra sucia o deteriorada por el uso de papel higiénico en reemplazo del papel lente.

- Después de su uso, las lentes de los objetivos y el condensador deben mantenerse libres de aceite. Esto se consigue sin dañar las lentes a través de la limpieza con un papel lente y tolueno.

- La superficie de las lentes oculares están expuestas al polvo, siendo posible que la observación con una lupa pueda revelar su estado.

- La limpieza se puede hacer con una escobilla de pelo fino y de manera directa, pero las partículas grasas requieren uso cuidadoso del papel lente. Este deberá ser humedecido con tolueno cuando sea necesario.

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- El microscopio debe mantenerse libre de polvo, protegiéndolo con una capucha. - En climas tropicales las lentes se deterioran algunas veces por crecimiento de hongos en su superficie.

En algunos laboratorios se previene colocando el microscopio íntegro en un desecador grande; en otros el microscopio es guardado en un armario que es expuesto continuamente al calor producido por un foco incandescente de 40 w.

3.5 BIOSEGURIDAD EN EL LABORATORIO 3.5.1 Cuidado Personal:

El personal de laboratorio está constantemente trabajando con material contaminado, por tanto debe tomar las siguientes medidas: a. Desde la toma de la muestra debe usar mandil, mascarilla y guantes. b. Lavarse las manos con abundante agua y jabón, antes y después de tomar los frotices de cada paciente c. Mantener las uñas cortas, así como las manos limpias. d. Nunca ponga los lápices o lapiceros o los dedos en su boca; estos deben estar colocados sobre la mesa

de trabajo. e. No traer comida ni comer en el laboratorio. f. Lavarse las manos con jabón y agua antes de salir del laboratorio cada día. g. Cualquier corte, herida o abrasión, aún cuando no fuera profunda, debe ser lavada y luego cubierta con

un antiséptico.

3.5.2 Material contaminado

Todas las superficies de trabajo que han estado en contacto con el M. leprae deben ser consideradas contaminadas. Esto incluye las superficies superiores de los bancos, todos los instrumentos usados en la preparación de frotices de piel, láminas, algodones usados, etc. Recordar que el material no descartable que va a reutilizarse debe seguir el proceso de limpieza, desinfección y esterilización convencionales. Con esto se puede prevenir diversas enfermedades transmisibles como Sida, hepatitis y otras. a. Lavar la parte superior de las mesas de trabajo frotando las superficies con desinfectante, tal como

fenol al 5% o un desinfectante similar todos los días antes de dejar el laboratorio. b. Si se utiliza un espéculo nasal para la obtención de frotis nasal, este deberá ser colocado en una

riñonera que contenga al menos 4% de lejía o un desinfectante similar. Las torundas nasales utilizadas para los frotices nasales son sumergidas en un recipiente que contenga arena y alcohol, flameándolas, y luego colocadas en lejía al 4%. Pueden limpiarse también con algodón y alcohol, fIamearlas y colocarlas en lejía. El algodón debe ser quemado.

c. Los bisturíes deben ser fIameados después de su uso, por ambos lados, y luego colocados en un sobre de papel para su eliminación.

d. Todo género de algodón utilizado en la toma de muestras es eliminado en un sobre de papel y colocado en un tacho de basura o papelera. El sobre se quema luego de terminado el trabajo.

e. Después de la microscopia, las láminas son sumergidas en una cubeta con xilol para remover el aceite de inmersión. Estos son remojados toda la noche en lejía, hervido en agua y jabón, lavado en agua co-rriente de caño y limpiado. Una vez utilizadas las láminas para los frotices, no deben reutilizarse para el mismo propósito; de hacerlo, pasarlas antes por mezcla sulfocrómica.

3.6 SUGERENCIAS PARA ALGUNOS PROBLEMAS COMUNES

El personal de salud debe tener la mente lista para aprender, cambiar y adaptarse de acuerdo a las necesidades. En relación a los frotices se presentan algunos de los problemas más comúnmente observados: Problema 1 : Si el mechero tiene llama inestable debido a viento. Solución 1 : Usar un protector, por ejemplo, un cilindro abierto en ambos lados con aberturas en la base. Problema 2 : Transporte de láminas fijadas al hospital para coloración y examen hacia el hospital. Solución 2 : Se puede adquirir cajas para láminas cubiertas de madera, metal o plástico. Si no se encuentra en el mercado o es muy caro, se puede utilizar la caja de cartón de las

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nuevas láminas engomando dos tiras acanaladas de papel. También se ha visto que el empaquetado simple de láminas es útil. Problema 3 : Polvo sobre las láminas ya fijadas. Solución 3 : Para evitar que esto suceda, colocar todas las láminas en una caja inmediatamente después de fijarlas. Trabajar en una área cerrada preferentemente. Problema 4 : Descarte del material contaminado. Solución 4 : Queme la bolsa con la basura o traiga la bolsa al hospital para quemarlo o autoclavarlo, según como sea la práctica. Problema 5 : No hay láminas nuevas para bacteriología. Solución 5 : Reutilizar las láminas negativas; limpiarlas con solución sulfocrómica con abundante agua corriente, pasar luego por agua destilada y finalmente en alcohol éter.

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CAPÍTULO IV

LA BIOPSIA DE PIEL

4.1 ASPECTOS GENERALES

La biopsia de piel es importante en el estudio de la lepra y puede realizarse con relativa facilidad. Con cierto entrenamiento este procedimiento puede hacerlo un sanitario o un auxiliar de enfermería. Es importante para la clasificación de la enfermedad y confirmación diagnóstico de casos paucibacilares principalmente. Raras veces será necesario una biopsia de nervio para el diagnóstico, procedimiento que deberá dejarse en manos del médico. Los lugares para biopsia se hará a nivel de la lesión dérmica. Se preferirá los lugares con un índice bacteriológico alto, o bien la lesión con signos de actividad. En los casos de mácula o placa se prefiere hacer por dentro del borde la lesión. Se sugiere escoger una lesión de tal dimensión que permita hacer por lo menos una biopsia más en el seguimiento.

4.2 PROCEDIMIENTOS CON EL BISTURÍ

Identificar el sitio a biopsiar y hacer la asepsia correspondiente. La biopsia debe hacerse cerca al borde externo de las lesiones. Ponerse guantes y luego anestesiar intradérmicamente con 3 cc de Lidocaína al 2% con epinefrina. Poner un campo estéril con una abertura en el centro (poncho) y esperar 2 minutos o más para que el anestésico haga su efecto totalmente. Estirar ligeramente la piel a biopsiar con el dedo índice y el pulgar de la mano izquierda (operador diestro). Hacer dos incisiones semilunares de modo que la pieza de tejido sea elíptica. El eje longitudinal debe ser paralelo a la dirección de la tensión de la piel. Luego las incisiones semilunares se profundizarán hasta el tejido subcutáneo. La pieza se jala cuidadosamente con pinzas (o fórceps) y se corta a nivel del subcutáneo con bisturí. Según la dimensión de la biopsia (normal 4 x 12 mm), se podrán los puntos de sutura si fuese necesario.

4.3 PROCEDIMIENTOS CON PUNZÓN CORTANTE (PUNCH) Localizar el sitio de la biopsia. Hacer la asepsia correspondiente y colocarse los guantes. Infiltrar 1 a 2 ml de Lidocaína al 2% con epinefrina para una buena anestesia; en el caso de lesiones en dedos o áreas de poca irrigación, se utilizará Lidocaína sin epinefrina. Esperar 2 minutos aproximadamente, tomar el punzón y presionar en forma perpendicular a la piel a biopsiar (puede utilizarse punzón de 4 mm para muestras simples o de 6 mm para muestras dobles), e iniciar la rotación presionando hasta llegar al nivel subcutáneo. Retirar el punzón y levantar el tejido biopsiado hasta observar el borde fijo del tejido, el mismo que será cortado con bisturí o tijeras cuidadosamente, lo más profundo posible. Se cubre la herida con apósito compresivo.

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4.4 EL MATERIAL DE BIOPSIA

La pieza de biopsia obtenida por bisturí o punzón se coloca en frasquito (v.g. de penicilina) que contenga formol al 10%. Es importante que la concentración del formol sea al 10%, de lo contrario la fijación del tejido puede perderse. El frasquito se rotulará con el nombre del paciente y la fecha de la biopsia. Asegurar la tapa del frasquito con esparadrapo o papel que sobrepase el cuello del frasco y sujetarlo con liga o pita. Se debe acompañar una solicitud de biopsia, señalando el tipo de diagnóstico clínico de lepra, el lugar de la toma de muestra y el resumen de historia clínica, indicando con precisión si es paciente nuevo, en tratamiento o ha sido tratado previamente.

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CAPÍTULO V

BIBLIOGRAFÍA

1. Devasundaram, B. and Chacko, C.J.C. (1990). Smears under field conditions. Partners (Magazine for paramedical workers in Leprosy). N° 18: 2-3.

2. Devasundaram, B. and Chacko, C.J.C. (1990). Safety in the laboratory. Partners (Magazine for

paramedical workers in Leprosy). 20: 12-13.

3. Ministerio de Saúde (1984). Guía para controle da Hanseníase. 2da. Ed. Brasilia, 100 págs.

4. Ministerio de Salud (1992). Doctrina, Normas y Procedimientos para el Control y Eliminación de la Lepra en el Perú. Capítulo 5: Red de Laboratorios e Histopatología, Lima, 103 págs.

5. Sanabria, H. (1989). Prevalencia de Hanseniasis en contactos familiares de Requena, Loreto.

Diagnóstico. 23 (4 - 6): 47 - 51.

6. OPS. (1983). Manual para el Control de la Hanseniasis. Publicación Científica 436. Washington, 96 págs.

7. OMS. (1995). Progress towards the elimination of Leprosy as a public health problem. Weekly

Epidemiological Record. 25: 1 - 4.

8. Centro de Dermatología e Venerología “Alfredo da Matta”. (1995). Manual de Normas y Procedimientos para la Baciloscopia. Manaos. Estado de Amazonas. Brasil, 10 págs.

9. Asencios S., L.; Quispe T., N.; Sanabria R., H.; Yi Chu, A. (1995). Manual de Normas y

Procedimientos en Bacteriología de la Tuberculosis (Zavaleta, A.; Chang, J. y Vigil, L., Eds.). Instituto Nacional de Salud, Centro Nacional de Laboratorios de Salud Pública, Serie de Normas Téc-nicas N° 10. Lima, Art. Lautrec, 67 págs.

10. Manual de Normas de Bioseguridad para los laboratorios de Diagnóstico de Tuberculosis (1995).

Normas Técnicas N° 8. Lima, Mayo. 19 págs.

11. Thangaraj, R.H. y Yawalkar, J.J. (1988). La lepra. Ciba-Geygy S.A. Basilea, Suiza. 166 págs.

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ANEXOS

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ANEXO 1

MATERIAL Y REACTIVOS - Una mesa de material lavable de por lo menos 1 x 0,6 m. - Un lavadero pequeño con su llave de agua y desagüe - Dos varillas de vidrio unidas por tubos de caucho - Cuaderno de registro de baciloscopias - Estuche para almacenar y transportar láminas - Pinzas - Lámpara de alcohol o quemador de Bunsen - Dos embudos - 3 frascos cuenta gotas color ámbar de 50 mL - 2 probetas pyrex de 250 y 100 mL - 2 fiolas de 100 y 200 mL - Un microscopio monocular o binocular con objetivos de inmersión - Un alcoholímetro - Un cronómetro - Una balanza de l g de precisión - Alcohol de 95 grados - Acido clorhídrico Q.P. - Fucsina básica - Azul de metileno - Cristales de fenol (ácido fénico) - Agua destilada - Aceite de inmersión - Tolueno y xilol - Papel de filtro - Fósforo

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ANEXO 2

PREPARACIÓN DE LA COLORACIÓN DE ZIEHL NEELSEN

A. Fucsina fenicada

Solución A: Fucsina básica : 1 g Alcohol de 95º : 10 mL Solución B: Acido fénico : 5 g Agua destilada : 100 mL Nota: Unir la solución A más la B y mantenerlo así por 24-48 horas. Seguidamente, filtrar la solución en un frasco oscuro (ambar).

B. Alcohol Acido al 1-2% Acido clorhídrico : 2 mL Alcohol de 95º : 98 mL c. Azul de Metileno Azul de metileno : 0,3 g Alcohol de 95º : 30,0 mL Agua destilada : 100,0 mL Nota: Preparada la solución, dejar en un balón por 24 horas, para luego filtrarla en frasco oscuro.

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Esta publicación se terminó de imprimir en diciembre de 1996 en los

Talleres Gráficos de Art. Lautrec S.R.Ltda. Av. Paseo de la República 731 – Lima 13

Tel/fax : 423-7616