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ESCUELA SUPERIOR POLITECNICA DEL LITORAL

FACULTAD DE INGENIERIA EN MECANICA Y CIENCIAS DE LA PRODUCCION

CARRERA DE INGENIERÍA EN ALIMENTOS

MICROBIOLOGÍA

TEMA:

Metabolismo Catabólico de los Lípidos

PROFESORA:

MSc. María Fernanda Morales Romo Leroux

INTEGRANTES:

Andrea Gianella Alcívar Chiquito

Eduardo Andrés Añazco Menéndez

Diego Fernando Guzmán Silva

David Eduardo Hugo Cruz

Angie Rafaela Largo Tomalá

Pedro Fernando Villón Salinas

FECHA DE ENTREGA:

29/08/2016

TÉRMINO:

2016 - 2017

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Índice:

INTRODUCCIÓN .................................................................................................................... 3

INVESTIGACIÓN ................................................................................................................... 4

3.1 MECANISMO METABÓLICO MICROBIANO PARA LA UTILIZACIÓN DE

LÍPIDOS PRESENTES EN UN MEDIO DE CULTIVO ...................................................... 4

3.2 RUTA METABÓLICA O RUTAS METABÓLICAS USADAS POR LOS

MICROORGANISMOS PARA LA PRODUCCIÓN DE ENERGÍA A PARTIR DE

LÍPIDOS. ........................................................................................................................... 13

3.3 A NIVEL DE PROCARIOTES Y EUCARIOTES MICROBIANOS DONDE SE

LLEVAN A CABO ESTAS RUTAS. ................................................................................ 24

3.4 CONDICIONES ENDÓGENAS Y EXÓGENAS PARA QUE LOS

MICROORGANISMOS LLEVAN A CABO ESTAS RUTAS. .......................................... 25

3.5 COMPRUEBE EXPERIMENTALMENTE EL USO DE LÍPIDOS COMO

RECURSO DE ENERGÍA POR PARTE DE LOS MICROORGANISMOS EN AGAR

BAIRD PARKER Y AGAR MANTEQUILLA, Y A QUE CONCLUSIÓN USTEDES

LLEGARÍAN PARA CARACTERIZAR BIOQUÍMICAMENTE A LOS

MICROORGANISMOS QUE ESCOGIERON COMO ENSAYO. .................................... 26

CONCLUSIONES ................................................................................................................. 35

BIBLIOGRAFÍA ..................................................................................................................... 41

............................................................................................................................... 42

.............................................................................................................................................. 42

REUNIONES ........................................................................................................................ 43

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INTRODUCCIÓN

Desde el comienzo de la vida, los primeros microorganismos que aparecieron en el

planeta sufrieron distintas evoluciones para sobrevivir en medios donde las condiciones

son muy extremas y en donde se encuentran diferentes nutrientes que son aprovechados

con el fin de realizar las funciones vitales. En los diferentes medios están presentes

macromoléculas tales como: carbohidratos, lípidos y proteínas; que son usados por los

microorganismos tanto para la obtención de energía como para la síntesis proteica.

Al lector le damos a conocer, que nuestro enfoque está dirigido hacia como la célula

metaboliza los diferentes lípidos para la obtención de energía, de tal forma que le permita

realizar diversas funciones fisiológicas.

En las células, la fuente primordial para la obtención de energía son los carbohidratos, sin

embargo, cuando la presencia de los carbohidratos es escasa en el medio éstas pueden

hacer uso de los lípidos; las células eucariotas y procariotas hacen uso de ellos de

diferentes maneras, pasando por diferentes procesos de degradación por las cuales estas

moléculas se convierten en más sencillas.

Los lípidos para ser aprovechados por la célula deben ser primeramente degradados en el

exterior de la célula en sus componentes principales, es decir, los ácidos grasos y el

glicerol. Una vez degradado los ácidos grasos pasan a ser activados para ser

transportados hacia el interior de la célula en donde ocurre un proceso de oxidación,

denominado β-oxidación, para finalmente llegar al ciclo de Krebs en donde obtenemos

moléculas de ATP.

Para que la célula aproveche al máximo este nutriente, debe actuar bajo la presencia de

diferentes factores que garanticen una nutrición celular favorable para su sobrevivencia,

como es el caso de la temperatura, el pH del medio y la presencia de oxígeno.

Dependiendo de los requerimientos de la célula, si estas condiciones son alteradas la

célula posiblemente no logre adaptarse al medio y finalmente no se desarrolle.

Para demostrarle al lector que la célula realiza este tipo de metabolismo por medio de los

lípidos, realizamos dentro del laboratorio la experimentación donde mediante un medio de

cultivo como lo es el Agar Baird Parker comprobamos que el microorganismo usa los

lípidos presentes para la obtención de energía. De tal manera que en el trabajo le

explicaremos detalladamente que ocurre en cada uno de los procesos que se llevan a

cabo dentro y fuera de la célula, y así resolver dudas que al lector se le presenten.

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INVESTIGACIÓN

3.1 MECANISMO METABÓLICO MICROBIANO PARA LA

UTILIZACIÓN DE LÍPIDOS PRESENTES EN UN MEDIO DE

CULTIVO

DESCRIPCIÓN:

Las bacterias toman los lípidos para su metabolismo del medio externo, es decir los que

están presentes en un medio de cultivo determinado, no sin antes descomponerlos en sus

monómeros constituyentes que son los ácidos grasos y glicerol, gracias a la acción de

una lipasa, que rompe los enlaces esteres entre los ya mencionados constituyentes.

Químicamente hablando los lípidos tienen una gran subdivisión, pero dentro de las más

importantes están las grasas neutras, las cuales a su vez son acilglicéridos, dentro de los

cuales están los triglicéridos. Estos están conformados por ésteres del glicerol y ácidos

grasos. Los microorganismos utilizan los triglicéridos después de la hidrólisis del enlace

éster llevada a cabo por enzimas extracelulares llamadas lipasas, y esta reacción

ocasiona la formación de glicerol y ácidos grasos, estos productos pueden atravesar la

membrana bacteriana y así ser utilizados como recursos.

En primer lugar se debe dar una ruptura de los enlaces principales de las grasas para que

los productos puedan atravesar la membrana bacterial y así ser utilizados como recursos.

De esta ruptura se originan el glicerol y los ácidos grasos.

La distribución de ácidos grasos en las posiciones C-1 y C-2 del glicerol en los fosfolípidos

está en constante flujo, debido a la degradación de los fosfolípidos y a la remodelación

continua de los fosfolípidos que se sucede cuando estas moléculas están en la

membrana.

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HIDRÓLISIS CATALÍTICA:

Las grasas, específicamente los triglicéridos, son ésteres que se forman en la reacción de

glicerol y ácidos grasos. Como de este modo los microorganismos no pueden utilizarlas

para nutrirse, excreta una enzima llamada lipasa. Esta enzima no es muy selectiva e

hidroliza el enlace éster. Esta reacción libera glicerol y ácidos grasos sin diferenciar el

largo de la cadena y se produce a nivel extracelular.

Por otra parte los fosfolípidos son hidrolizados por otras enzimas específicas llamadas

fosfolipasas, que son específicas para sus sustratos en diferentes posiciones en los

fosfolípidos, y se les asigna una letra según el enlace éster que rompen.

Las fosfolipasas A y B liberan ácidos grasos, pero las fosfolipasas C y D rompen enlaces

éster del fosfato y, en consecuencia son un tipo de enzima muy diferente. El resultado de

la acción de una lipasa es la liberación de ácidos grasos y glicerol.

Los ácidos grasos y glicerol son atacados tanto anaeróbica como aeróbicamente por

diferentes microorganismos que contengan en su sistema enzimático la llamada lipasa.

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Una vez roto el enlace éster, los ácidos grasos libres pueden ser degradados para

obtener carbono, energía o ambas cosas, o bien ser reutilizados en la biosíntesis de

diversos lípidos, incluso de la clase a la que pertenecían antes de su liberación. Pero en

este trabajo nos enfocaremos solo en las reacciones a nivel catabólico.

Como dijimos anteriormente lo que obtenemos al final de la ruptura de los enlaces esteres

son los ácidos grasos y el glicerol. Los dos tienen destinos muy diferentes, el primero

sufre una beta oxidación y el segundo pasa directamente a la segunda etapa de la

glucólisis, pero con una previa transformación a D-Gliceraldehido 3 fosfato.

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ACTIVACIÓN DE LOS ÁCIDOS GRASOS

La reacción de tioesterasa da como resultado la liberación de ácidos grasos, pero las

modificaciones siguientes de esos ácidos grasos, y su incorporación a los lípidos de

membrana, requieren un paso de activación, donde se convierten en tioésteres de la

coenzima A (formas activas de alta energía del grupo acilo) en una reacción dependiente

de ATP y catalizada por la acil-CoA sintetasa.

El proceso de activación más común implica la participación de una tiocinasa de los

ácidos grasos dependiente del ATP. Se sabe que existen por lo menos tres tiocinasas

distintas en la naturaleza, y que tienen diferente especificidad por el sustrato.

Una es muy específica para el acetato (C2).

Otra lo es para los ácidos con cadena de longitud intermedia (C4 aC12).

La tercera para los ácidos de cadena larga (C14 a C22).

Las dos últimas actúan sobre ácidos saturados e insaturados. Independientemente de su

tipo, se sabe que las tiocinasas son enzimas en forma de partículas que se localizan en

las membranas celulares (procariotes) y en la membrana mitocondrial externa

(eucariotes).

R–COOH + ATP + CoASH →Acil-CoA sintetasa→ R–CO–SCoA + AMP + PPi + H2O

El ácido graso se une a la coenzima A (CoASH), reacción que consume dos enlaces de

alta energía del ATP.

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La pirofosfatasa es tan eficaz desde el punto de vista catalítico, que las concentraciones

intracelulares del pirofosfato son inferiores a 10^-6 M. por tanto, la acción combinada de la

acil-CoA sintetasa y de la pirofosfatasa asegura que el cambio estándar de energía libre

sea muy negativo, lo cual favorece la síntesis del éster de coenzima A del ácido graso.

El AMP producido en la reacción de la acil-CoA sintetasa reacciona con otra molécula de

ATP para formar dos moléculas de ADP, en una reacción catalizada por la

adenilatocinasa. Después, el ATP se regenera por fosforilación en el sustrato o por

fosforilación oxidativa.

El pirofosfato liberado en esta reacción se hidroliza en dos moléculas de fosfato, por

acción de la pirofosfatasa. El resultado es que se consumen dos enlaces de

fosfoanhídrido, o dos equivalentes de ATP, para formar los tioesteres de CoA y ácidos

grasos. En general, las bacterias tienen una sola acil-CoA sintetasa, pero en los

mamíferos hay al menos cuatro isoformas diferentes de acil-CoA sintetasa.

Cada una de las distintas enzimas son específicas para determinada longitud de la

cadena de ácidos grasos: corta(C<6), mediana (de C6 a C12), larga (>C12) o muy larga

(>C16). El mecanismo de la reacción de activación es igual que el de la síntesis de la

acetil-CoA a partir de acetato y CoA.

El mecanismo de la reacción comprende un intermediario Acil-adelinato formado por la

reacción de un ácido graso con ATP. El ataque nucleofílico por el átomo de azufre de la

coenzima A sobre el carbono del grupo acilo lleva la liberación de AMP y del tioéster ácido

graso de CoA. El Acil CoA es un metabolito que surge de la unión de un ácido graso con

la CoA. Esa unión se produce entre el grupo carboxilo del ácido (-COOH) y el grupo

sulfhidrilo de la coenzima (-SH) liberando agua.

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Destino del Glicerol

El glicerol es absorbido como tal y rápidamente sufre las siguientes transformaciones:

La 3-fosfo dihidroxiacetona (3 P DHA) formada, entra a la vía glucolítica y se oxida

finalmente hasta piruvato que luego pasa a Acetil -CoA. El fosfato de dihidroxiacetona va

directamente al final de la primera etapa de la glucólisis donde actuara la fosfotriosa

isomerasa para transformarla a D-gliceraldehido-3-fosfato y pasar a la segunda etapa de

la glucolisis. Esta última reacción ya es parte de la glucólisis.

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Transporte de Acil-CoA graso al interior de las mitocondrias.

Las acil-CoA se forman en la membrana mitocondrial externa; en consecuencia, deben

desplazarse a través de la membrana mitocondrial interna para oxidarse. Este movimiento

comporta la transferencia de la porción acilo a un transportador denominado carnitina.

La reacción cataliza la carnitina aciltransferasa, situada en la membrana mitocondrial

interna, y su resultado es un derivado, acilcarnitina, es un éster de acilo y una molécula

rica en energía; que puede atravesar la membrana interna.

Entonces, la acilcarnitina entra a la matriz mitocondrial en intercambio de la carnitina libre,

por vía de la carnitina: acilcarnitina traslocasa. En la matriz mitocondrial, la carnitina

aciltransferasa II, una isozima, completa el proceso de transferencia intercambiando acil-

carnitina por carnitina libre y produciendo acil-CoA dentro de la matriz.

La carnitina libre formada en la matriz regresa con facilidad al espacio intermembranal a

través de la proteína transportadora, y de forma semejante, la CoA-SH libre en el espacio

intermembranal vuelve al citosol para empezar de nuevo el proceso.

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La carnitina se encarga de llevar los grupos acilo al interior de la matriz mitoncondrial por

medio del siguiente mecanismo.

1. La enzima carnitina

palmitoiltransferasa I (CPTI) de la

membrana mitocondrial externa

elimina la coenzima A de la

molécula de acil-CoA y, a la vez,

la une a la carnitina situada en el

espacio intermembrana, originado

acilcarnitina; el CoA queda libre

en el citosol para poder activar

otro ácido graso.

2. A continuación, una proteína

transportadora, llamada

translocasa, situada en la

membrana mitocondrial interna,

transfiere la acilcarnitina a la

matriz mitoncondrial y, paralelamente, la carnitina palmitoiltrasnferasa II (CPTII)

une una molécula de CoA de la matriz al ácido graso, regenerando así el acil-CoA.

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3. La carnitina se devuelve al espacio intermembrana por la proteína transportadora y

reacciona con otro acil-CoA, repitiéndose el ciclo.

Destino del Acetil CoA

El Acetil CoA formado de la β-oxidacion, es oxidado hasta CO2 y H2O a través del ciclo de

Krebs y la fosforilación oxidativa.

Recordemos que en el ciclo de Krebs se consume netamente 1 acetil-CoA y produce 2

CO2. También consume 2 NAD+ y 1 FAD, produciendo 3 NADH y 3 H+ y 1 FADH+. El

resultado de un ciclo es: 1 GTP, 3 NADH, 1 FADH2, 2CO2

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3.2 RUTA METABÓLICA O RUTAS METABÓLICAS USADAS

POR LOS MICROORGANISMOS PARA LA PRODUCCIÓN DE

ENERGÍA A PARTIR DE LÍPIDOS.

DESCRIPCIÓN:

La β-Oxidación es el proceso por el cual el Acil-CoA es degradado por la acción

secuencial de cuatro enzimas en ciclos sucesivos. Y se llama así porque permite la

oxidación del carbono en posición β, es decir el tercer carbono contando todos, y el

segundo sin contar el primero que está unido a la coenzima A. Los pasos a seguir se

describen a continuación:

1er Paso.- Oxidación por FAD (Flavín Adenín Dinucleótido)

El primer paso es la oxidación del ácido graso por la Acil-CoA deshidrogenasa. Se forma

el doble enlace trans-, a través de la des-hidrogenación u oxidación dependiente del

FAD cuyo resultado es la formación de Acil-CoA, α-β insaturada.

2do Paso.- Hidratación

El siguiente paso es la hidratación del enlace entre C-2 y C-3. Esta reacción es estéreo-

específica, formando solo el isómero L. Formando así el L-3-Hidroxiacil-CoA

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3er Paso.- Oxidación por NAD+ (nicotinamida adenina Dinucleótido)

El tercer paso es la oxidación del L-3-hidroxiacil CoA por el NAD+, lo que convierte el

grupo hidroxilo (–OH) en un grupo cetona (=O).

4to Paso.- Tiólisis

Ruptura del enlace C - C en una reacción de tiólisis catalizada por la -cetoacil-CoA

tiolasa (a menudo llamada solamente tiolasa) para formar acetil-CoA y un nuevo Acil-CoA

con dos átomos de carbono menos que el original.

BETAOXIDACIÓN EN ÁCIDOS GRASOS IMPARES

La mayor parte de los ácidos grasos tienen una cantidad par de átomos de carbono. Los

ácidos grasos de cadena impar son sintetizados por bacterias y algunos otros

organismos.

Estos ácidos de cadena impar se oxidan con la misma secuencia de reacciones que los

ácidos grasos de cadena par, pero el producto de la escisión tiolítica final es Propionil-

CoA (CoA con un grupo acilo con C3), y no acetil-CoA (CoA con un grupo acilo con C2).

La primera reacción es catalizada por la Propionil-CoA carboxilasa, enzima dependiente

de la biotina que incorpora el bicarbonato a la Propionil-CoA para producir la D-

metilmalonil-CoA. La metilmalonil-CoA racemasa cataliza la conversión de la D-

metilmalonil-CoA en su isómero L. Por último, la metilmalonil-CoA mutasa cataliza la

formación del Succinil-CoA.

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BETAOXIDACIÓN EN ÁCIDOS GRASOS INSATURADOS

Para la oxidación de los ácidos grasos insaturados se requieren dos enzimas además de

las necesarias regularmente para la oxidación de los ácidos grasos saturados. La

oxidación de la coenzima A derivada del linoleato (18:2 cis, cis-9,12-octadecadienoato).

Como todos los ácidos grasos poliinsaturados, el linoleoíl- CoA tiene dobles enlaces, tanto

en los carbonos impares como en pares (sus dobles enlaces están separados por un

grupo metileno). Los ácidos grasos no saturados son sustratos normales para las enzimas

de la ruta de la b-oxidación, hasta que un doble enlace en carbono impar de la cadena

acortada del ácido graso interfiere con la catálisis. En este ejemplo, tres rondas de la b-

oxidación convierten el linoleoíl-CoA en la molécula con C12 de 12:2 cis, cis-3,6-

dienoílCoA (paso 1). Esta molécula tiene un doble enlace cis-3,4, y no el doble enlace

trans-2,3 normal que se produciría durante la b-oxidación de los ácidos grasos saturados.

El intermedio cis-3,4 no es un sustrato para la 2-enoíl-CoA hidratasa, ya que la enzima

normal de la b-oxidación es específica para la Acil-CoA trans, y además el doble enlace

está en mala posición para la hidratación.

El doble enlace inadecuado se arregla, de 3 a 2 para producir la molécula con C12 12:2

trans, cis-2,6-dienoíl CoA en una reacción catalizada por la 3 ,2 -enoíl-CoA isomerasa

(paso 2). Este producto puede volver a entrar a la ruta de la b-oxidación, y se puede

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completar otra ronda de la b-oxidación, dando la molécula con C10 10:1 cis-4 -Acil-CoA

(paso 3). La primera enzima de la ruta de la b-oxidación, la Acil-CoA deshidrogenasa,

actúa sobre este compuesto y produce la molécula con C10 10:2 trans, cis-2,4-dienoíl-

CoA. Este dieno, estabilizado por resonancia, resiste la hidratación. La 2,4-dienoíl-CoA

reductasa cataliza la reacción, dependiente de NADPH, del dieno (paso 5) para producir

una molécula con C10 y un solo doble enlace (10:1 trans-3 -enoíl CoA). Este producto

(como el sustrato en el paso 2) actúa sobre la 3, 2 -enoíl-CoA isomerasa para producir un

compuesto que continúa en la ruta de la b-oxidación. Nótese que la isomerasa puede

convertir los dobles enlaces, tanto el cis-3 como el trans-3, y formar el compuesto

intermedio trans-2. La oxidación de un ácido graso mono-insaturado con un enlace cis-3 y

trans-3 al mismo tiempo en un carbono con número impar (por ejemplo, oleato) requiere la

actividad de la isomerasa, pero no la reductasa, además de las enzimas de la b-oxidación.

El oleoíl (18:1 cis-3) CoA pasa por tres ciclos de la b-oxidación y forma tres moléculas de

acetil-CoA y el éster de CoA del ácido (12:1 cis-3). Entonces, la 3, 2 -Enoil-CoA isomerasa

cataliza la conversión de la Acil-CoA de 12 carbonos en una trans-2 Acil-CoA de 12

carbonos, que puede tener la b-oxidación.

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BALANCE DE ENERGÍA NETA DE LA Β-OXIDACIÓN

Usando como ejemplo el ácido mirístico se explicará el balance para aclarar confusiones.

El ácido mirístico, un ácido graso saturado de 14 carbonos, el cual representaría un

ejemplo perfecto por su estado de saturación. Aunque también encontraremos unas

fórmulas que nos ayudarán a calcular el balance energético de cualquier ácido graso

siempre y cuando este sea saturado.

En general, calcular el balance energético de la oxidación de ácidos grasos saturados es

muy sencillo: en la β-oxidación, que es un proceso mitocondrial en el caso de los

eucariontes y membranal (membrana citoplasmática) en el caso de los procariontes, un

ácido graso es escindido totalmente hasta unidades de acetil CoA.

¿En cuántas unidades?

Como el grupo acetil del acetil CoA tiene dos carbonos, dividimos el número de carbonos

del ácido graso original entre 2.

En el caso del ácido mirístico (14 carbonos) 14 carbonos /2 = 7 Acetil CoA.

La β-oxidación del miristico (ácido graso de 14 carbonos), produce 7 unidades de Acetil

CoA. Para eso, el ácido graso tiene que experimentar varias “vueltas” en la β-oxidación.

En cada vuelta se libera una Acetil CoA y se producen un NADH.H+ y un FADH2.

Sigamos con el ácido mirístico: primero debe activarse a miristil-CoA, esto requiere de 1

molécula de ATP, pero como esta es hidrolizada a AMP + 2 (P), energéticamente se

considera que se necesitan 2 ATP. Luego entra en la β-oxidación:

1ra vuelta:

Produce un acil CoA de 12 carbonos y un acetil CoA + NAD H.H+ + FADH2

2da. Vuelta:

Produce un acil CoA de 10 carbonos y un acetil CoA + NAD H.H+ + FADH2

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3ra vuelta

Produce un acil CoA de 8 carbonos y un acetil CoA + NAD H.H+ + FADH2

4ta vuelta

Produce un acil CoA de 6 carbonos y un acetil CoA + NAD H.H+ + FADH2

5ta vuelta

Produce un acil CoA de 4 carbonos y un acetil CoA + NAD H.H+ + FADH2

6ta vuelta

Produce un acil CoA de 2 carbonos y un acetil CoA + NAD H.H+ + FADH2

Pero el acil CoA de 2 carbonos es un acetil CoA, así que no hacen falta más vueltas.

Entonces, ¿que tenemos al final?

7 acetil CoA

6 NADH.H+

6 FADH2.

Ahora multiplicamos el número de NAD H.H+ y de FADH2 por el número de ATP que

cada uno rinde.

Siguiendo nuestra convención de que cada NAD H.H+ rinde 3 ATP en la cadena

respiratoria y cada FADH2 rinde 2 ATP, entonces tenemos:

6 NAD H.H+ x 3 = 18

6 FADH2 x 2 = 12

Total 30

Pero recuerda que gastamos dos ATP en la activación al principio entonces:

30 - 2 = 28

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Ese es el rendimiento energético de la β-oxidación del ácido mirístico (14 Carbonos) pero

recordemos que también se produjeron 7 acetil CoA que cuando sean oxidadas hasta

CO2 y agua en el ciclo de Krebs también producirán ATP.

Si la pregunta fuera:

¿Cuantos ATP se obtienen en la β-oxidación de un ácido graso de 14 carbonos?

Asumiendo que cada NADH.H+ rinde 3 ATP en la cadena respiratoria y cada FADH2

rinde 2 ATP, en la β-oxidación de ese ácido graso se obtendrían 29 ATP + 7 acetil CoA

susceptibles de rendir más ATP cuando entren al Ciclo de Krebs.

Pero si la pregunta es:

¿Cuantos ATP se obtienen en la oxidación total (hasta CO2 y agua) de un ácido

graso de 14 carbonos?

Diríamos entonces:

β-oxidación 28

Ciclo de Krebs 7 acetil CoA x 12 ATP/acetil CoA = 84

Total:

¿Cómo calcular el balance energético de la oxidación de cualquier ácido graso?

Con estas fórmulas se resuelve todo:

Número de carbonos del ácido graso/2 = # de acetil CoA.

Numero de vueltas de β-oxidación = Número de acetil CoA -1.

Asumiendo que cada NADH produce 3 ATP y cada FADH2 2 ATP:

Número de vueltas x 5 ATP/vuelta. Resta 2 ATP que se usaron en la activación.

Si se trata de calcular el balance de la oxidación total, multiplica el # de moléculas de

acetil CoA por 12 (ya que cada Acetil CoA oxidado en el ciclo de Krebs rinde 12 ATP,

asumiendo un rendimiento de 3 ATP por NADH y 2 ATP por FADH2)

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Ejemplo

Ácido graso de 12 carbonos:

# acetil CoA:

12 carbonos ácido graso/2 = 6 acetil CoA

# vueltas en β-oxidación:

6 (acetil CoA) - 1 = 5 vueltas.

# ATP en β-oxidación:

5 (#vueltas) x 5 = 25

-2 ATP usado en la activación del ácido graso.

Total de ATP de la β-oxidación de un ácido graso de 12 carbonos: 23

Total de la oxidación total hasta CO2 y H2O de un ácido graso de 12 carbonos:

23 ATP + (6 acetil CoA x 12 ATP/Acetil CoA) = 95

BALANCE ENERGÉTICO DE ÁCIDOS GRASOS DE CADENA IMPAR

Hemos discutido como los ácidos grasos de cadena impar, en el último round de la β-

oxidación en lugar de liberar dos unidades de Acetil CoA, liberan una unidad de Acetil

CoA y otra de Propionil CoA.

Utilicemos dos ejemplos cualesquiera:

Ejemplo 1: un ácido graso de 6 carbonos

C-C-C-C-C-C-C C-C/C-C/C-C

Durante la β-oxidación se liberan tres unidades de Acetil CoA (dos carbonos cada una):

Ejemplo 2: Un ácido graso de 7 carbonos:

C-C-C-C-C-C-C C-C-C/C-C/C-C

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Durante la β-oxidación se liberan dos unidades de acetil CoA y una unidad de Propionil

CoA (dos unidades de dos carbonos y una de tres carbonos)

Mientras los Acetil CoA son oxidados en el Ciclo de Krebs, la Propionil CoA es utilizada

en la formación de Succinil CoA, proceso que consume 1 ATP (-1ATP). Éste Succinil CoA

puede incorporarse al Ciclo de Krebs y generar Oxalacetato, el cual se unirá a Acetil CoA

para formar Citrato siguiendo las reacciones del Ciclo, en cuyo caso los átomos de

carbono de la Propionil CoA experimentarían un destino anaplerotico (ser usados en el

Ciclo de Krebs pero sin ser consumidos), o podrían de hecho, ser oxidados totalmente

hasta CO2, siguiendo la siguiente secuencia de reacciones:

Succinil CoA + GDP + (P) ⟶ Succinato + CoA + GTP (equivale a 1 ATP)

Succinato + FAD ⟶ Fumarato + FADH2 (Genera 2 ATP en la Cadena Respiratoria)

Fumarato + H2O ⟶ Malato

Pero ahora el Malato difunde desde la matriz a través de la membrana interna y bajo la

acción de la reacción de la enzima malica citoplasmática es descarboxilado a Piruvato

(producción de un CO2). Este Piruvato puede difundir de nuevo al interior de la

mitocondria y experimentar las reacciones de la piruvato deshidrogenasa para ser

descarboxilado (producción de otro CO2) y formar Acetil CoA, cuyo grupo acetilo será

oxidado en el Ciclo de Krebs produciendo otros dos CO2. Como puede verse, a través de

esta secuencia de reacciones es posible la oxidación total de los tres carbonos originales

del propionato a 3 moléculas de CO2 (Para evitar confusiones, hay 4 descarboxilaciones,

pero uno de esos CO2 no proviene originalmente del Propionil CoA, sino del proceso de

carboxilación en la conversión de Propionil CoA a succinil CoA).

¿Cuál sería entonces el balance energético de la oxidación total si se sigue esta

secuencia de reacciones?

Propionil CoA ⟶ Succinil Co A = -1 ATP. En la mitocondria (membrana citoplasmática en

procariontes) siguiendo reacciones del ciclo de Krebs hasta Malato:

Succinil CoA + GDP + (P) ⟶ Succinato + CoA + GTP (equivale a 1 ATP)

Succinato + FAD ⟶ Fumarato + FADH2 (Genera 2 ATP en la Cadena Respiratoria)

Fumarato + H2O ⟶ Malato

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En el citoplasma: Malato + NADP+ ⟶ Piruvato + NADPH.H+ + CO2 (no consideraremos

este cofactor reducido porque el NADPH.H es una fuente de equivalentes de reducción

para reacciones sintéticas y no una fuente de energía).

En la mitocondria de nuevo: Piruvato + CoA + NAD+ ⟶ a Acetil CoA + CO2 + NADH.H+

(Observe que el NADH.H+ es generado intramitocondrialmente, por lo que rinde 3 ATP).

El Acetil CoA formado, al ser oxidado en el Ciclo de Krebs: 12 ATP. Por consiguiente,

considerando esta vía metabólica que implica la oxidación incluso de los átomos de

carbono de la Propionil CoA, se obtienen: -1 +1 +2 +3 + 12 = 17 ATP por la oxidación total

del Propionil CoA generado por un ácido graso de cadena impar. Por consiguiente, al

número de ATPs obtenidos como resultado del número de vueltas del ácido graso de

cadena impar en la Beta-oxidación, y del número de acetil coA generados directamente

en la Beta-oxidación que han pasado al Ciclo de Krebs, habría que sumar 17 ATPs

generados por la oxidación total de los átomos provenientes de la Propionil CoA formada

en la última vuelta de la β-oxidación del ácido graso de cadena impar.

Diferencias

En comparación, la oxidación completa de tres moléculas de glucosa (18 carbonos ⟶ 18

C02) sólo rinde 3 x 36 = 108 ATP.

Esa mayor cantidad de ATP por carbono refleja la diferencia en el estado de reducción de

los carbonos de los ácidos grasos (principalmente — CH2 -) respecto al de los carbonos

de los carbohidratos (sobre todo CHOH). Los carbonos de los ácidos grasos se

encuentran en un estado de reducción más pronunciado y, por tanto, generan más

energía al oxidarse.

Cn-acil-CoA + FAD + NAD+ + H20 + CoA ⟶ Cn-2-acil-CoA + FADH2 + NADH + acetil-CoA +

H+

24

3.3 A NIVEL DE PROCARIOTES Y EUCARIOTES MICROBIANOS

DONDE SE LLEVAN A CABO ESTAS RUTAS.

Los triacilgliceroles funcionan como reservas de energía.

Las grasas constituyen una forma eficiente de almacenamiento de la energía metabólica.

Esto se debe a que las grasas están menos oxidadas que los glúcidos o las proteínas y

de aqué que su rendimiento de energía en la oxidación sea signaficativamente mayor.

En una primera etapa, para que puedan pasar al interior de la célula son separados en

sus respectivos monómeros por medio de las lipasas que rompen los enlaces ésteres que

los mantienen juntos. Esto ocurre en un medio extracelular; luego de esto es que vienen

las respectivas rutas.

Las diferentes rutas para usar a los lípidos como recurso de energía se llevan a cabo en

la matriz mitocondrial en los eucariotes y en el caso de los procariotes en la membrana

citoplasmática.

La β-oxidación tiene lugar en mitocondria y en peroxisomas en eucariotas mientras que en

procariotas se da en la membrana citoplasmática.

EUCARIOTAS

En las eucariotas la oxidación de los lípidos se inicia en la membrana externa de la

mitocondria, donde por medio de la enzima Acyl CoA sintetiza, el FFA pasa a Acyl CoA.

Como la oxidación se realiza en la matriz mitocondrial el Acyl CoA tiene que ser

transferido al interior de la mitocondria, esto se realiza por medio de sistema Carnitina-

Acyl-Transferina situado en la membrana interna de la mitocondria, que une la Carnitina al

Acyl CoA y lo transporta al interior de la mitocondria.

25

3.4 CONDICIONES ENDÓGENAS Y EXÓGENAS PARA QUE LOS

MICROORGANISMOS LLEVAN A CABO ESTAS RUTAS.

CONDICIONES ENDÓGENAS

Potencial de Hidrógeno (pH):

El potencial de hidrogeno para que se dé a cabo las rutas metabólicas deben ser de

6.8±0.2, próximo a su neutralidad para que los fenómenos vitales puedan desarrollarse

con normalidad en los medios de cultivos realizados.

Actividad de Agua (Aw):

No muchos de los microorganismos pueden sobrevivir en bajas actividad de agua, pues

tienden a morir o pasar a estado de latencia. El Staphylococcus Aureus puede crecer y

sobrevivir a bajas actividad de agua (Aw=0.86) y a concentración de sal de 5 a 10%

(microorganismos halófilo tolerantes).

CONDICIONES EXÓGENAS

Temperatura:

Las temperaturas óptimas para la incubación son de 35 a 37 °C tanto en Agar Mantequilla

como en Baird Parker. La temperatura para que se de las rutas oscila entre 7,8 y 45,6°C.

Oxígeno

El metabolismo de lípidos se favorece en sistema aeróbico pues la degradación sólo

ocurre en presencia de O2 porque es necesario para regenerar las coenzimas. Las placas

de cultivo se deben dejar en atmosfera aeróbica. Todo el metabolismo dentro de la célula

es aerobio.

26

3.5 COMPRUEBE EXPERIMENTALMENTE EL USO DE LÍPIDOS

COMO RECURSO DE ENERGÍA POR PARTE DE LOS

MICROORGANISMOS EN AGAR BAIRD PARKER Y AGAR

MANTEQUILLA, Y A QUE CONCLUSIÓN USTEDES

LLEGARÍAN PARA CARACTERIZAR BIOQUÍMICAMENTE A

LOS MICROORGANISMOS QUE ESCOGIERON COMO

ENSAYO.

Como hemos podido observar nuestro tema ha sido minuciosamente desarrollado a lo

largo de esta investigación de tal forma que todo lo explicado anteriormente acerca del

metabolismo catabólico de los lípidos sea fácil de entender. Pero no basta explicarlo con

palabras, es por eso que nos es necesario comprobarlo experimentalmente en el

laboratorio. En nuestro caso, realizamos una identificación del microorganismo;

Staphylococcus aureus; que posteriormente metabolice los lípidos en una futura prueba

en la cual tuvimos que utilizar AGAR mantequilla para poder obtener y visualizar colonias

aerobias del Staphylococcus aureus, microorganismo productor de lipasas que pueden

degradar lípidos.

1.- Agar Baird Parker

Agar selectivo para Staphylococcus seg. BAIRD PARKER.

Para el aislamiento y la diferenciación de Staphylococcus en alimentos y materiales

farmacéuticos, según BAIRD PARKER (1962).

Forma de actuación

Este medio de cultivo contiene cloruro de litio y telurito para la inhibición de la flora

acompañante en tanto que el piruvato y la glicocola actúan favoreciendo selectivamente el

crecimiento de Staphylococcus.

Sobre el medio de cultivo, opaco por su contenido en yema de huevo, las colonias de

Estafilococos muestran dos características diagnosticas por lipólisis y proteólisis, se

producen halos y anillos característicos y, debido a la reducción de telurito a teluro se

desarrolla una colonia negra.

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Composicion (gramos/litro)

INGREDIENTES FUNCION

Peptona de caseína 10.0 g

Es una buena fuente de nitrógeno. Altos contenido en triptófano.

Extracto de carne 5.0 g Actúa como fuente de carbono, es de alto valor nutricional.

Extracto de levadura 1.0 g Actúa como fuente de carbono. Es rico en vitaminas

Piruvato de Sodico 10.0 g Estimula el crecimiento del Staphylococcus aureus.

Glicina 12.0 g Estimula el crecimiento del Staphylococcus aureus.

Cloruro de litio 5.0 g Es un inhibidor del resto de microorganismos.

Agar-agar 15.0 g Agente solidificante.

En este agar usamos un aditivo:

Emulsión de yema de huevo telurito 50 ml

La emulsión de yema de huevo contiene lípidos, los cuales sirven como recurso de

energía, mientras el telurito se reduce a teluro presentando colonias negras.

La yema de huevo permite demostrar la actividad lecitinásica que se manifiesta con la

presencia de un halo turbio alrededor de la colonia, y la actividad proteolítica que se

manifiesta con la presencia de un halo transparente.

Preparación de la muestra

Alimento contaminado (camarón)

28

Preparación del Agar

Disolver 6g en 100 mL, esterilizar en autoclave (15 minutos a 121ºC)

Enfriar a 45-50 ºC

Añadir mezclando 50ml de emulsión de yema de huevo telurito

Verter en placas pH 6,8

El medio de cultivo completo, vertido en placas, ha de ser utilizado dentro de las 24 hasta48 horas siguientes a su preparación.

Alimentos contaminados diluidos

en agua de peptona (queso)

29

Inoculación

1.- Limpiar el mesón con alcohol.

2.- Teniendo todos los materiales importantes como son mechero de alcohol y algodón

con alcohol procedemos a flamear asa, luego flameamos el matraz Erlenmeyer y

tomamos con el asa una muestra del microorganismo.

3.- Tomamos la caja Petri y realizamos la siembra correspondiente, en nuestro caso la

siembra será por superficie (3 gotas).

4.- Dejamos reposar aproximadamente 15 minutos hasta que se absorba la muestra

liquida inoculada en el agar.

5.- Colocar las cajas Petri en la incubadora a una temperatura entre 35 – 37°C, por un

lapso de 24 hasta 48 horas. Luego de 48 observar los cambios efectuados, es decir, el

crecimiento de colonias bacterianas.

30

BAIRD PARKER: RESULTADO

Microorganismo Reducción de Telurito

potasio

Crecimiento Halo lectinasa

Características

Staphylococcus aureus

+ Bueno + Colonias negras con borde incoloro, rodeadas de una zona opaca con una zona

clara

PRUEBA DE LA CATALASA

Esta prueba tiene por finalidad detectar la presencia de la enzima catalasa, cuya función

es descomponer el peróxido de hidrógeno en agua y oxígeno.

Las bacterias que sintetizan catalasa hidrolizan el peróxido de hidrogeno en agua y

oxigeno gaseoso que se libera en forma de burbujas. El desprendimiento de burbujas

procedentes del oxígeno indica que la prueba es positiva.

ANÁLISIS

Como podemos observar se formaron colonias

negras, redondas, con bordes lisos y convexas,

brillantes y húmedas. El color negro se debe a la

reducción de telurito a teluro debido a que en la

oxidación de los ácidos grasos existe una

liberación de hidrógenos hacia el medio lo que

hace que el pH baje produciendo un medio

acido; además se presenta un halo turbio

alrededor de la colonia debido a que los

Staphylococcus aureus son capaces de

sintetizar una lipasa la cual actúa sobre la

lipoproteína de la yema de huevo; las

características descritas indican la presencia de

Staphylococcus Aureus.

Además alrededor de las colonias se forma una zona opaca por el precipitado de sales de

calcio y magnesio, insoluble en ácidos grasos. Esta zona opaca se hace más visible a

partir de las 24 horas de incubación.

31

Adicionalmente se realizó la prueba de la catalasa, la cual dio como resultado positivo al

agregar el agua oxigenada. Lo que significa que el S. aureus si es capaz de sintetizar esta

enzima.

32

2.- Agar Mantequilla

Es un medio de cultivo rico en lípidos especialmente triacilglicéridos, en el cual como su

nombre lo indica lleva mantequilla, que precisamente es la que le proporciona la fuente

lipídica al medio. Este es comúnmente utilizado para exámenes bacteriológicos de

comida, agua, leche y otros productos lácteos. Está compuesto como dijimos por

mantequilla y por AGAR PCA, que es un medio no selectivo gracias a su composición que

presentamos a continuación.

Composición PCA (gramos/litro)

INGREDIENTES FUNCION

Peptona de caseína 5 gr Es una buena fuente de nitrógeno y carbono.

Extracto de levaduras 2.5 gr Aporta vitaminas del complejo B.

D(+) Glucosa 1 gr Fuente de carbono.

Agar agar 14 gr Agente solidificante.

Indicador:

El medio como tal no contiene ningún inhibidor o indicador, pero después de la

inoculación y de la incubación se le agrega el indicador rojo de metilo, el cual en medios

ácidos permanece rojo y en medios básicos se pone amarillo. Este pH varía dentro de un

rango de 4.4 (ácido) – 6.3 (básico). Esto es indispensable para poder determinar la

existencia del microorganismo utilizado en la experimentación, que a su vez nos llevara a

comprobar si se dieron o no las rutas metabólicas discutidas a lo largo de este trabajo.

Procedimiento e inoculación

1. Se prepara el AGAR PCA colocando 2.4 g del AGAR en 100 ml de agua destilada.

2. Se calienta el AGAR y se lo hierve durante 2 minutos para que se disuelva

completamente, luego se lo esteriliza en la autoclave a 121 ° C durante 40 minutos.

3. Colocamos la mantequilla al 1%. Es decir 0.1 gramos en 100 ml de AGAR PCA

4. Se mezcla el AGAR PCA y la mantequilla en material estéril.

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5. Se verte el AGAR en las placas, procurando que exista siempre un mechero al

costado, y tratando de no abrir completamente las placas para que no se contaminen.

Se espera a que solidifique.

6. Se procede a la siembra por estrías tomando la muestra previamente hecha.

7. Se espera a que el medio absorba los microorganismos.

8. Se coloca de manera correcta las placas petri

9. Se incuban a 37°C por 48 horas. En nuestro caso a 40 horas.

10. Cuando ya esté incubada y hayan pasado las horas previstas se procede a agregar el

indicador rojo de metilo alrededor de las colonias vistas.

11. Al final se observa lo ocurrido y se formulan las respectivas conclusiones.

AGAR MANTEQUILLA: RESULTADO

INDICADOR ÁCIDO BÁSICO

Rojo de metilo ROJO AMARILLO

ANÁLISIS

En la experimentación con agar de mantequilla,

se pudo observar a las 48 horas

aproximadamente, existió la formación de

colonias color pastel casi blancas que se

extendían por todo el agar. Estas colonias nos

indican que existió una hidrólisis de los lípidos

formando ácidos grasos y glicerol. Estos ácidos

grasos libres obtenidos en el medio de cultivo

indujeron a un cambio de pH acidificándolo.

Gracias a la adición del indicador rojo de metilo

que tiene como pH de viraje 4.4 a 6.8 de rojo a

amarillo respectivamente pudiendo notar que el

medio se hizo rojo comprobando así la acidificación antes mencionada.

34

35

CONCLUSIONES

Conclusiones de la Investigación:

Los lípidos o grasas son conocidos como las reservas o depósitos de energía por

excelencia, incluso más que los glúcidos; esto se debe en gran parte a que los productos

obtenidos por su degradación, ingresan en el ciclo de Krebs.

Tanto eucariotas y procariotas usan los lípidos como recurso energético; pero en lo que a

bacterias se refiere, éstas van aprovechar los lípidos presentes en el medio externo; es

decir, en el medio de cultivo. Como éstos lípidos pertenecen al conjunto de las

macromoléculas, deberán descomponerse en unidades más pequeñas (monómeros) para

poder ingresar sin dificultad al interior de la célula, porque de otra manera, no podrían ser

transportados al interior de la célula; puesto que, los procariotas no cuentan con

transporte de endocitosis y exocitosis.

En medio de cultivo Agar Mantequilla, la clase de lípido predominante son las grasas

neutras; las mismas que están constituidas por ácidos grasos y glicerol.

Por otro lado, al medio de cultivo Baird Parker se le añade una Emulsión de Yema de

Huevo, por lo que los lípidos predominantes serán los fosfolípidos, que están también

están compuestos por ácidos grasos y glicerol, además de un grupo fosfato unido a una

base nitrogenada mediante un enlace fosfodiéster.

La descomposición de los triglicéridos y fosfolípidos se da manera extracelular; así que,

para descomponer éstos lípidos, las bacterias producirán enzimas extracelulares que

romperán los enlaces ésteres para que de esta manera logren atravesar la membrana

citoplasmática.

En el caso de las grasas neutras, los microorganismos exportarán la enzima lipasa, que

catalizará la hidrólisis de los enlaces ésteres en carbonos primarios, y para romper el

enlace en el segundo se necesitará una isomerización con ayuda de la enzima isomerasa,

para que así, la lipasa reconozca el enlace y logre romperlo.

36

En cambio, los fosfolípidos, utilizan una enzima específica denominada fosfolipasa, que

catalizará directamente la hidrólisis del segundo carbono, consiguiendo así al respectivo

ácido graso.

Es así que una vez dividido, el glicerol ingresa mediante difusión facilitada, es decir,

necesita de una proteína transportadora transmebranal que en este caso es la translocasa

para poder ingresar. Por otro lado, ya que los ácidos grasos son de naturaleza lipídica, no

se les dificulta el paso intracelular e ingresan mediante difusión simple.

Éstos ácidos grasos obtenidos deben ser activados, y dicha activación va a consumir 2

moléculas de ATP. El proceso de activación consiste en la conversión de un ácido graso

libre en un tioéster de la Coenzima A y se lleva a cabo en el citoplasma.

Esta reacción es catalizada por la enzima Acil-CoA sintetasa o tiocinasa; y empieza con la

formación de un compuesto intermediario denominado Acil-Adelinato que será atacado

por el Azufre de la Coenzima A provocando la liberación de AMP y la producción del Acil

Coenzima A.

Los ácidos grasos activados son impermeables a la membrana mitocondrial de los

eucariontes, así que no podrán atravesarla; no obstante, va a intervenir la enzima

reguladora Carnitina Acil-transferasa I que permitirá el paso del ácido graso previamente

desactivado fuera de la matriz mitocondrial.

El acil-CoA que viene del citoplasma se convierte en acil-carnitina, sustituyendo al grupo

CoA por una carnitina, una vez logrado esto es que puede atravesar la mitocondria en

forma de de acil-carnitina a través de un transportador (translocasa), sin embargo, para

que pueda realizarse la β-oxidación es necesario del acil-CoA por lo cual interviene una

segunda enzima llamada Carnitina Acil-tranferasa II la cual regenera el acil-carnitina a

acil-CoA lo vendría a ser una forma inversa de la que funciona la carnitina acil-tranferasa

I.

La carnitina es una estructura química que permite que el carriador del mitocondrión

reconozca al ácido graso y le permita ingresar; así que, se puede concluir que la carnitina

y la proteína transportadora son los que facilitan la entrada del grupo acilo en la

mitocondria.

37

La beta oxidación es un proceso por el cual el Acil-CoA es transformado o degradado a

Acetil-CoA, a través de 4 pasos sucesivos que utilizan las enzimas Acil-CoA

deshidrogenasa, Enoil-CoA hidratasa, L-3-hidroxiacil-CoA deshidrogenasa y β-cetotiolasa

respectivamente; esta ruta metabólica va a generar en cada ronda 1 molécula de Acetil-

CoA, 1 de NADH, 1 FADH y una de Acil-CoA graso con dos átomos de carbono más

cortos que la molécula que entro en la ronda.

La forma o el proceso en que la beta oxidación transforma el Acil-CoA en Acetil-CoA es

constante cuando el ácido graso inicial es saturado y par, pero ésta puede cambiar o

variar si el ácido graso inicial es saturado e impar, al igual que insaturado o polinsaturado.

Si el ácido graso inicial es saturado impar la beta oxidación se dará sin ningún cambio

hasta llegar a su último ciclo, cuando en la tiólisis forme como producto el Propionil-CoA

en vez de Acetil-CoA debido a los tres carbonos restantes, este cambio causará que de la

beta oxidación de como producto Succinil-CoA (molécula que será usada dentro del ciclo

de Krebs).

En el caso en que el ácido graso inicial es insaturado o polinsaturado, la beta oxidación

procederá normalmente hasta que se encuentre con alguno de los siguientes tres casos:

El primer caso es la presencia de una insaturación en el carbono beta del Acil-

CoA, esto provocará que actúe una enzima auxiliar denominada 2,3-Enoil-CoA

isomerasa, ésta actuará en el primer paso de la beta oxidación.

El segundo caso es la presencia de dienos conjugados que se presentan como

resultado del primer paso de la beta oxidación. En este caso se debe utilizar la

enzima 2,4-Dienoíl-CoA reductasa, y en el producto obtenido actuará también la

2,3-Enoíl-CoA isomerasa, después de la utilización de estas enzimas se

continuará con el segundo paso de la beta oxidación.

El tercer caso es que la insaturación se presente en el carbono alfa de la Acil-CoA,

no se utilizaran enzimas auxiliares, el Acil-CoA solo pasara directamente en el

segundo paso de la beta oxidación.

El proceso de β-oxidación en eucariotas se da en la mitocondria, mientras que en lo

procariontes se da a en la membrana citoplasmática. Si hacemos una comparación del

balance energético, entre la obtención de energía usando carbohidratos y lípidos,

podemos concluir que el uso de lípidos produce una mayor cantidad de ATP ya que una

vez oxidado el ácido graso y dando como resultado de esta reacción, moléculas de acetil-

38

CoA que pueden ingresar al ciclo de Krebs para poder seguir produciendo moléculas de

ATP.

Las reacciones y las rutas metabólicas que se dan en los microorganismos tienen

condiciones adecuadas y óptimas para su realización, en el caso de las rutas catabólicas

de los lípidos estas tienen como condición principal el O2 pues ayuda a regeneración de

las coenzimas.

El metabolismo de los lípidos es estrictamente aeróbico pues no se llevara a cabo sin la

presencia de oxígeno en los medios de cultivo.

La temperatura es otra de las condiciones exógenas y éstas oscilan entre los 7.8ºC y los

45.6°C, con un rango de temperatura óptimo entre 35 y 37 °C, a estas temperaturas se

deja incubando el Staphylococcus Aureus en nuestros medios de cultivos.

Otras de las condiciones importantes son las exógenas en donde encontramos a la

actividad de agua y al pH. El Staphylococcus Aureus, corresponde a una bacteria halófila

tolerante, y capaz de soportar niveles de Aw de hasta 0.86, siendo una de las pocas que

resiste actividades de agua tan bajas como estas.

El Agar Baird Parker es un medio de cultivo selectivo en el cual favorece el crecimiento de

Staphylococcus, en la experimentación las diferentes muestras de alimentos

contaminados luego del ser sembradas en el agar y ser incubadas por un periodo de 48

horas, observamos un crecimiento de un sin número de colonias las cuales identificamos

como Staphylococcus Aureus, debido a que ocurrio una reducción del telurito a teluro el

cual le da una coloración de gris oscuro a negro y además la presencia de un halo claro

debido a la degradación de la lecitina en acidos grasos, y en el ester fosfórico de colina,

los cuales la celula usara como recurso energético.

Por otra parte, en el Agar Mantequilla lo empleamos para evidenciar que el

Staphylococcus Aureus es un microorganismo que puede metabolizar lípidos para asi

obtener energía fundamental para la celula como lo es el ATP. Comprobamos que el

Staphylococcus metaboliza los lípidos debido a que durante el proceso gracias a la

liberación de los acidos grasos en el medio se produce una acidificación, la cual de forma

cualitativa gracias al indicador; rojo de metilo; observamos un cambio de coloración a rojo

lo que nos indica que el medio se a acidificado.

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Conclusión del Paper:

Las lipasas hidrolizan triglicéridos a ácidos grasos y glicerol, bajo ciertas condiciones

catalizan la reacción inversa. Estas enzimas han sido motivo de estudio debido a sus

propiedades en la industria alimenticia para la elaboración de productos dietéticos con

bajo nivel de grasas y colesterol. El conocimiento de nuevos microorganismos

productores de enzimas lipasas y de la diversidad de condiciones necesarias para la

producción de las mismas son de gran utilidad motivo por el cual se seleccionó cierto

grupo de microorganismos para obtener los mejores productores de lipasa. Donde los

hongos resultaron ser mejores productores de la enzima, frente a levaduras y bacterias.

Entre los hongos se utilizó como variable, fuente de carbono, para el estudio de su

influencia, en la producción de lipasas; donde los mejores productores fueron las cepas

de A. niger y A. fumigatus. Además la producción de lipasa fue superior en cultivos donde

se empleó lípidos respecto a los que se usó almidón o glicerol como fuente de carbono,

esto se debe la posibilidad de una inhibición por producto debido a que el glicerol es un

resultado de la acción de las lipasas, y su presencia en el medio de cultivo no favorece la

síntesis de la enzima.

La presencia de sustratos lipídicos no garantiza la producción de la lipasa sino que

también influye el tipo de sustrato lipídico y la respuesta del microorganismo, pues la

respuesta de cada microorganismo se encuentra sujeta a las particularidades fisiológicas

de cada uno, favoreciendo la producción en presencia de aceite de oliva y girasol en

cultivos de A. niger y en aceite de oliva para los cultivos de A. fumigatus.

Para caracterizar los extractos solubles de las lipasas producidas por los hongos A. niger

y A. fumigatus, se determinó la influencia de la temperatura y el pH sobre la actividad

enzimática. Para analizar la influencia de la temperatura, el pH se mantuvo constante y

para analizar el pH, la temperatura se mantuvo constante. Donde se comprobó que a

cierto rango de temperatura la enzima logra su mayor actividad, sin embargo al

sobrepasar este rango, da lugar a la inactivación de la enzima ocasionando su descenso,

40

esto ocurre de manera similar con el pH, al sobrepasar el pH máximo la actividad de la

lipasa decae bruscamente.

41

BIBLIOGRAFÍA

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Donald, Voet; Judith, Voet. Bioquímica. Tercera Edición. Editorial Panamericana Médica. Buenos Aires, Argentina, 2006. Páginas: 295-296, 945-964

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Baird-Parker, A.C. 1962. An improved diagnostic and selective medium for isolating

coagulase-positive staphylococci.. J. Appl. Bacteriol. 25. Páginas: 12-19

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REUNIONES

Primera Reunión (15/08/16):

Repartición de Temas. Breve Exposición Introductoria de Metabolismo de Lípidos.

Segunda Reunión (19/08/16):

Preparación de Materiales. Preparación de Agares.

Tercera Reunión (22/08/16):

Inoculación de Microorganismos en Baird Parker.

Cuarta Reunión (23/08/16):

Revisión de Resultados.

Quinta Reunión (24/07/16):

Inoculación de Microorganismos en Baird Parker.

Sexta Reunión (25/08/16):

Preparación de materiales y de agares.

Séptima Reunión (26/07/16):

Inoculación de Microorganismos.

Octava Reunión (29/08/16):

Revisión de Resultados.

Novena Reunión (30/07/16):

Ensayo General del Gran Trabajo de Investigación.