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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA Tomo III: EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

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Atlas de

MICOLOGÍA CUTÁNEATomo III: EL LABORATORIOen las MICOSIS CUTÁNEAS

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© 2007 de los autores© 2007 de la presente edición

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ISBN:

- Obra completa: 84-611-0869-8

- Volumen III:

Depósito Legal: M-xxx-xxx

Impreso en España - Printed in Spain

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Director del proyecto: Vicente Delgado Florencio

Autores:Vicente Crespo Erchiga

Vicente Delgado Florencio

Madrid 2007

Atlas de

MICOLOGÍA CUTÁNEATomo III: EL LABORATORIOen las MICOSIS CUTÁNEAS

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ÍNDICETOMO III. EL LABORATORIO EN LAS MICOSIS CUTÁNEAS

PRÓLOGO .............................................................................................................................7

INTRODUCCIÓN....................................................................................................................9

PLANIFICACIÓN..................................................................................................................11

PROCEDIMIENTO BÁSICOS..............................................................................................13

TOMA DE MUESTRA ..........................................................................................................13

Pitiriasis versicolor.............................................................................................................15

Tiñas ..................................................................................................................................17

Toma de muestra de piel lampiña .....................................................................................................................17

Toma de muestra de zonas pilosas...................................................................................................................19

Candidosis.........................................................................................................................21

Micosis ungueales .............................................................................................................22

EXAMEN DIRECTO (KOH)..................................................................................................25

SIEMBRA/CULTIVO.............................................................................................................36

IDENTIFICACIÓN.................................................................................................................40

ESTRATEGIA DE LABORATORIO .....................................................................................45

ESTRATEGIA DE LABORATORIO DE LA PITIRIASIS VERSICOLOR.............................45

Primer Nivel: examen con luz de Wood............................................................................45

Segundo nivel: examen directo con cinta adhesiva..........................................................47

Tercer nivel: identificación de todas las especies de Malassezia .....................................48

ESTRATEGIA DE LABORATORIO DE LAS TIÑAS O DERMATOFICIAS ........................50

Primer nivel: cultivo en DTM/DTA .....................................................................................50

Segundo nivel: identificación genérica de dermatofitos ....................................................51

Tercer nivel: identificación de las especies de dermatofitos de nuestro medio ................52

ESTRATEGIA EN EL LABORATORIO DE LAS CANDIDOSIS..........................................65

Primer nivel: diagnóstico de género Candida ...................................................................65

Segundo nivel: diagnóstico de la especie C. albicans ......................................................65

Tercer nivel: identificación de todas las especies de género Candida .............................67

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PATRONES DE DIAGNÓSTICO DE LOS HONGOS MÁS FRECUENTES .......................71

ANEJO .................................................................................................................................91

REACTIVOS PARA EL EXAMEN DIRECTO........................................................................91

MEDIOS DE CULTIVO.........................................................................................................93

BIBLIOGRAFÍA....................................................................................................................97

EVALUACIÓN

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

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PRÓLOGOEn la metodología del estudio de las micosis cutáneas seleccionamos tres puntos. En primerlugar, la clínica es el pilar fundamental, por esta razón la estudiamos en los dos tomos ante-riores del presente Atlas. En el primero, las micosis ungueales y en el segundo, sucesiva-mente, las tiñas, las candidosis y la pitiriasis versicolor. Fundamentando los datos clínicos enlos que se apoya el diagnóstico positivo y los detalles en los que estriba el diagnóstico clínicodiferencial de las diversas formas.

En el segundo punto estudiamos la estrategia de laboratorio. Somos conscientes de lasdificultades que representa el laboratorio para los dermatólogos que no están familiarizadoscon la Micología. Por este motivo, el objetivo global de este punto es "poner al alcance detodos los profesionales de la dermatología el laboratorio micológico”.

En el último punto, estudiamos la estrategia terapéutica, que hemos analizado en los dostomos anteriores, al final de la clínica. Tras dar a conocer todos los antifúngicos, en especiallos más recientes, propusimos los fundamentos y las pautas correspondientes.

En este tercer tomo del Atlas de Micología Cutánea daremos a conocer los métodos, las téc-nicas y protocolos de investigación de laboratorio, adaptándonos al nivel de los dermatólogos.

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

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INTRODUCCIÓNEn las micosis cutáneas, el diagnóstico de laboratorio se basa en la visualización de lasestructuras del hongo causal en la muestra patológica, procedimiento que conocemos comoexamen directo, y, en el ulterior aislamiento e identificación de dicho hongo por medio de loscultivos.

La aparente simplicidad clínica de las dermatomicosis, oculta una diversidad etiológica apre-ciable, aunque no desmesurada. Existen, al menos, cinco buenas razones para llevar a caboun diagnóstico de laboratorio correcto (Tabla 1), ya que la identificación del organismo causal:

1. Posibilita o asegura el diagnóstico en cuadros clínicos atípicos, de frecuencia crecientey que son fruto, en muchos casos, de un tratamiento inadecuado, basado en un primerdiagnóstico erróneo (p.e. tinea incognito...).

2. Permite esclarecer el origen del contagio en las tiñas o dermatofitosis, según cual seael nicho ecológico primario del dermatofito aislado: antropofílico, zoofílico o geofílico. Esteconocimiento posee un valor epidemiológico incuestionable.

3. Otorga una seguridad diagnóstica absoluta, de gran importancia a la hora de esta-blecer tratamientos largos, costosos y no exentos de riesgo, como en el caso de lasmicosis ungueales.

4. Condiciona un tratamiento correcto, dada la distinta sensibilidad de los hongos pató-genos frente a los antifúngicos disponibles. Cabe recordar la mala respuesta in vivo dealgunas cepas de M. canis frente a terbinafina, o la resistencia in vitro de algunas levadu-ras como Candida krusei y C. glabrata frente a fluconazol.

5. Contribuye al cumplimiento terapéutico por parte del enfermo. Este es un factor nodesdeñable, sobre todo cuando se plantean tratamientos prolongados, como es el casode la tinea capitis, de la tinea unguium o de la vulvovaginitis candidiásica recurrente.

TABLA 1: RAZONES PARA REALIZAR UN DIAGNÓSTICO MICOLÓGICO

1. Posibilita o asegura el diagnóstico

2. Permite esclarecer el origen del contagio

3. Otorga una seguridad diagnóstica absoluta

4. Condiciona un tratamiento correcto

5. Contribuye al cumplimiento terapéutico

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Clásicamente, el diagnóstico de laboratorio de las micosis se desarrolla en dos etapassucesivas; la toma de las muestras patológicas y el procesamiento de las mismas, quecomprende a su vez un corto número de técnicas, de las que las más importantes son elexamen directo y los cultivos, aunque podrían añadirse en algunos casos la histopatolo-gía, la serología y las modernas técnicas de biología molecular.

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PLANIFICACIÓNLa estrategia consiste en dividir el desarrollo del aprendizaje en tres niveles (Tabla 2). Elprimer nivel va destinado a todos los dermatólogos, aunque no tengan conocimientos delaboratorio ni de micología, y su objetivo consiste en ser capaces de diagnosticar la presen-cia o ausencia de un hongo en una dermatosis, con fines, principalmente, terapéuticos. Elsegundo nivel, da un paso más y está dirigido a aquellos dermatólogos que poseen algunosmedios, conocimientos y el interés científico de investigar los hongos. El objetivo es el diag-nóstico de la especie líder. El tercer nivel, cuya finalidad es el diagnóstico de todas las espe-cies, va destinado a aquellos investigadores que trabajan con los hongos como protagonistas.

En primer lugar, describiremos los procedimientos básicos utilizados en el laboratorio demicología y, a continuación, analizaremos los tres niveles para la pitiriasis versicolor, las tiñasy las candidosis. Terminaremos con una magnífica iconografía del Dr. Vicente Crespo, sobrelos hongos más frecuentes en España, aislados de micosis cutáneas. Y, por último, un anejodonde se detallan los materiales y medios de cultivo.

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

TABLA 2: PLANIFICACIÓN DEL APRENDIZAJE

NIVELES DESTINO

PRIMER NIVEL Dermatólogos sin conocimientos en micología ni medios

SEGUNDO NIVELDermatólogos con conocimientos elementales de micología ycon unos medios básicos

TERCER NIVELDermatólogos investigadores que trabajan con los hongoscomo protagonistas

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PROCEDIMIENTO BÁSICOS

TOMA DE MUESTRAReviste una importancia primordial. El diagnóstico va a depender en buena medida de la cali-dad de la muestra que va a procesarse. No debemos olvidar, pues, algunos condicionantesbásicos a la hora de la recogida de muestras en las dermatomicosis.

a) Asegurarse de que no haya habido tratamiento antifúngico previo, sobre todo sistémico.En tal caso, demorar la toma de muestras hasta pasadas al menos dos semanas.

b) Recoger una cantidad suficiente de material patológico.

c) Utilizar el instrumental adecuado al tipo de muestra de que se trate.

El instrumental para la toma de muestras comprende pequeños utensilios adecuados parapracticar el raspado de las lesiones y obtener las escamas y fragmentos de pelo que van aestudiarse. A tal fin, pueden emplearse hojas de bisturí, curettes, plumillas metálicas o inclu-so los bordes de los portaobjetos. Nosotros adoptamos hace tiempo el uso de los vacinosti-los, que ofrecen múltiples ventajas: son estériles, desechables, fáciles de obtener, de costemuy bajo, y su forma permite emplearlos tanto para raspar en superficie mediante su extre-mo plano, como para obtener material del lecho ungueal en las onicomicosis por medio desu extremo punzante. En las micosis ungueales, sin embargo, preferimos tomar la muestracon la pequeña cucharilla del “cuchillo de Le Cron”, un instrumento de uso habitual en odon-tología y fácil de encontrar en las tiendas o proveedores de instrumental médico (Fig. 1).

TABLA 3: PROCEDIMIENTOS BÁSICOS EN MICOLOGÍA

Toma de muestras

Examen directo (ED)

Cultivo

Identificación

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El material obtenido mediante raspado debe hacerse caer directamente en un portaobjetoso en un trozo de papel o cartulina, a ser posible de color negro o azul, para facilitar su visua-lización, o incluso en una placa de Petri estéril. La muestra debe ser procesada lo más pron-to posible, aunque en las infecciones por dermatofitos no hay ningún inconveniente en demo-rar el procesamiento o enviar la muestra por correo, dentro de un sobrecito fabricado con elmismo papel o cartulina, o entre dos portaobjetos. Los dermatofitos permanecen viables enel material parasitado durante semanas e incluso meses. No así las levaduras, en particularlas especies lipofílicas, que son bastante exigentes, requiriendo temperaturas relativamenteelevadas y constantes para permanecer viables.

En el caso particular de las micosis ungueales, la escasa frecuencia de resultados positivosreportada en muchos trabajos, se debe a menudo a una toma de muestras incorrecta. Esaconsejable que la lleve a cabo un dermatólogo.

Los resultados del estudio micológico van a depender de la técnica utilizada para la obten-ción de muestras, de aquí su importancia. Los resultados negativos en numerosas ocasio-nes son imputables a material insuficiente, escamas demasiado gruesas o presencia de cre-mas y cosméticos.

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Fig 1. Material para la toma de muestras

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Comenzamos por limpiar bien la zona sospechosa con alcohol o lavado jabonoso, eliminan-do restos de pomadas, suciedad y restos epidérmicos. Nos aseguramos de que no ha exis-tido tratamiento antifúngico en los últimos días, en caso afirmativo lo suspendemos y retra-samos la toma una o dos semanas.

Diferenciamos una serie de detalles para la toma micológica según la realicemos, en una piti-riasis versicolor, una tiña, una candidosis o en micosis ungueales (Tabla 4).

PITIRIASIS VERSICOLOR

Lo más sencillo, es el raspado de las escamas furfuráceas y finas de las lesiones con elborde de un portaobjeto, depositando el producto del raspado en otro portaobjeto que colo-camos en posición horizontal bajo la lesión.

Existen otros procedimientos entre los que destacamos la utilización de la cinta adhesiva(“cello”, cinta adhesiva), con la que presionamos fuertemente sobre la lesión y a continuaciónpegamos en un portaobjeto. La maniobra también puede llevarse a cabo con un portaobjeto enel que hemos depositado previamente unas gotas de cola de contacto de cianocrilato.Esperando unos segundos, la aplicamos sobre una plaquita de la enfermedad, al endurecersela cola y retirar el portaobjeto arrancamos la superficie escamosa, lista para teñir (Figs. 2, 3).

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

TABLA 4: TOMA DE MUESTRAS

1. PITIRIASIS VERSICOLOR

2. TIÑAS

Tiñas del peloTiñas de la piel lampiña

3. CANDIDOSIS

Candidosis cutáneasCandidosis mucosas

4. MICOSIS UNGUEALES

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Fig. 2. Pitiriasis toma con fixo

Fig. 3. Pitiriasis toma con portaobjeto

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TIÑAS

Sin olvidar las premisas indicadas al principio, describiremos la toma según sea la tiña de piellampiña o glabra (sin cabellos), de zonas pilosas o bien de uñas.

Toma de muestra de piel lampiña

(Tinea corporis, tinea faciei, tinea cruris, tinea manuum y tinea pedis).

Raspamos en la periferia de la lesión, ya que la zona central de la misma, redondeada casisiempre, está escasamente parasitada. Lo realizamos con un bisturí, vacinoestilo, escalpeloo con el borde de un portaobjeto. Recogemos en otro portaobjeto las escamas, las guarda-mos entre dos portaobjetos e identificamos con sumo cuidado la toma. Si la lesión presentavesículas (tinea pedis, tiñas inflamatorias) rompemos las mismas (Figs. 4-6).

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Fig. 4. Tiña toma con portaobjeto

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Fig. 5. Tiña toma con portaobjeto

Fig. 6. Tiña toma vacionestilo

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Toma de muestra de zonas pilosas

(Tinea capitis, tinea barbae).

Lo más sencillo es raspar enérgicamente el borde de la lesión con lo que obtenemos no sóloescamas sino también pelos parasitados. Es útil el uso de pinzas de depilación para obtenerpelos parasitados, que no ofrecen resistencia a la tracción, y que nos permiten el examendirecto del parasitismo piloso en el cultivo. En las tiñas inflamatorias de estas localizacioneso bien, obtenemos los pelos como hemos indicado, o simplemente tomamos el material puru-lento con un hisopo bacteriológico estéril. En ocasiones, se lleva a cabo con cepillos de plásticoestériles o bien, con un fragmento cuadrado de moqueta estéril, con los que frotamos la zonasospechosa, y a continuación se inoculan directamente las placas de Petri con el medio. Nohay que olvidar que los cabellos o pelos de la barba sanos (ofrecen resistencia a la tracción)obtenidos con pinzas no están parasitados y por tanto, no son útiles para el estudio. La luzde Wood puede ser útil en algunas tiñas causadas por Microsporum, al permitir encontrarmás fácilmente los pelos parasitados por su fluorescencia verdosa (Figs. 7.1,7.2, 8).

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Fig. 7.1. Tiña toma zona pilosa

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Fig. 7.2. Tiña toma zona pilosa

Fig. 8. Tiña barba, toma pelo

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El material así obtenido en las diversas formas se puede depositar directamente en el por-taobjetos para el examen directo, en una placa de Petri estéril o en un sobre estéril.Llamamos de nuevo la atención en el cuidado de la identificación correcta de la muestra.

Para terminar, recordar que en las lesiones inflamatorias, las costras, secreciones y pelos,especialmente los centrales, no suelen contener hongos, por ello es necesario eliminarlospreviamente. Y siempre es positivo realizar la toma en los bordes de la lesión.

CANDIDOSIS

Diferenciamos según la localización mucosa, cutánea o ungueal. En las mucosas (boca,genitales, ano) la recogida se puede realizar con hisopo bacteriológico de algodón estéril, ocon esponjas de poliester humedecidas previamente en medios de cultivo líquido. En orofa-ringe, asimismo, podemos realizar enjuagues con suero fisiológico, que se siembra sobreuna placa de Petri con medio sólido y permite hacer recuento del número de colonias.

En las lesiones de piel la recogida la realizamos con el método descrito en las tiñas, peroseñalando que es más aconsejable el fondo del pliegue para la toma. Si la lesión es húme-da utilizamos un hisopo estéril (Figs. 9,10).

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Fig. 9. Candidosis, toma bucal

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En la toma de las candidosis es preciso, no olvidar las condiciones previas pero, especial-mente, tener en cuenta las condiciones de traslado al laboratorio, para evitar la desecacióndel material, ya que las candidas no sobreviven más de 24 horas en una toma seca. Por ello,es aconsejable utilizar hisopos con dispositivo de humedad, y siempre intentar que la mues-tra llegue inmediatamente al laboratorio.

MICOSIS UNGUEALES

Los resultados del estudio micológico van a depender en gran medida de la técnica utilizadapara la obtención de muestras. En las uñas hay que extremar el cuidado, dado el alto por-centaje de falsos negativos.

La técnica consiste en recortar con tijeras (alicates de podólogo para uñas de pies), procu-rando llegar hasta la frontera entre la invasión fúngica y la zona de uña sana, lugar donde loshongos son viables y por tanto cultivables. A continuación raspar con el extremo romo(cucharilla) del cuchillo de Le Cron. También se puede realizar con escarpelos, curetas o conel mismo ángulo del portaobjeto. Asimismo, puede utilizarse una fresa rotatoria (pequeñotaladro) o incluso una biopsia “punch” ungueal.

El material así obtenido se deposita entre dos portaobjetos, en una placa de Petri estéril o enun sobre estéril. Repartimos el material obtenido, para examen directo y para los diversoscultivos. Es aconsejable realizar, antes de la toma, un lavado enérgico y asegurarnos que noha existido tratamiento antifúngico previo. Con estos cuidados hemos mejorado muy positi-vamente los porcentajes de falsos negativos (Figs. 11,12).

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Fig. 10. Candidosis, toma en pliegues

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Fig. 11. Toma ungueal. Primero recortar

Fig. 12. Toma ungueal. Segundo raspar

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Concretando, según la forma clínica, la toma micológica la realizaremos con:

Lesiones subungueales distales (OSDL): cucharilla, espátula dentada, tijeras, recorte pro-gresivo con bisturí o taladro.

Lesiones superficiales de la lámina ungueal (OBS): cucharilla, espátula, portaobjeto o bisturí.

Lesiones subungueales proximales (OSP): taladro, bisturí, escalpelo.

Paroniquia (PMC): cucharilla, escalpelo, torunda estéril.Los trozos grandes de uñas no son útiles ni para examen directo ni para cultivo, se recomiendaobtener trozos diminutos.

La muestra debe ser suficiente para practicar las dos técnicas básicas de diagnóstico, el exa-men directo y los cultivos en dos medios diferentes. Es aconsejable reservar, siempre que sepueda, una cantidad de material entre dos portaobjetos o en un sobrecito de cartulina, conel fin de poder repetir los cultivos en caso de contaminación, y también con fines docentes.

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EXAMEN DIRECTO (KOH)Se denomina Examen Directo (ED) a la técnica diagnóstica cuya finalidad estriba en detec-tar u observar el agente infeccioso directamente en la muestra patológica, con ayuda de unosreactivos o colorantes simples. A diferencia de la histopatología, la muestra destinada al exa-men directo no necesita fijación ni preparación previa, y la observación puede llevarse a cabode forma inmediata.

No participamos en la afirmación de facilidad o sencillez con que se refieren la mayoría delos autores al ED, porque necesita un aprendizaje detallado; pero si compartimos la idea deque es una técnica muy práctica para identificar con rapidez la presencia de dermatofitos,levaduras y mohos.

La técnica es bien simple. Sobre el material que habíamos destinado a ello en un portaobje-tos se deposita una gota del reactivo elegido, habitualmente una solución de potasa, y secubre con un cubreobjetos. Es indispensable calentar ligeramente la preparación a la llamade un mechero, y presionar suave y repetidamente con el mango del asa sobre el cubre,hasta que la muestra aparezca completamente disociada, es decir, hasta que el material que-ratinoso se haya disuelto bajo la acción de la potasa.

Acto seguido, se procede a la observación al microscopio, utilizando primero los aumentosbajos (10X) y acto seguido, los altos (20X y 40X). El objetivo de inmersión no suele sernecesario.

El Examen Directo es una técnica sumamente rentable. La dificultad radica fundamentalmenteen la aparición de una serie de artefactos, que luego citaremos, que se asemejan en granmedida las verdaderas hifas del micelio. La solución a esta dificultad radica en hacer unaadecuada preparación, la utilización del disgregante-colorante más idóneo y la práctica dia-ria de la observación microscópica, o sea de la experiencia personal. Describimos la técnicadetalladamente (Figs. 13.1-13.4,14).

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Fig. 13.1. ED KOH

Fig. 13.2. ED KOH

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Fig. 13.3. ED KOH Fig. 13.4. ED KOH

Fig. 14. ED KOH flameado

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1. Preparación: Depositamos una porción del material obtenido (escamas, pelos, uñas) enun portaobjetos, añadimos unas gotas del disgregante-colorante, se mezcla, se fragmentamecánicamente (con la ayuda de un punzón), se coloca un cubreobjetos y se flamea suave-mente evitando la ebullición. Si la muestra se obtuvo mediante torunda o escobillón puedepracticarse el examen directo frotando un poco del mismo en un portaobjeto. A continuaciónaplicamos:

Disgregante-colorante: Sustancias que facilitan la observación de filamentos, produciendouna separación de las escamas y fragmentos de uñas. La más usada es el hidróxido de pota-sio (KOH) en agua destilada al 20-40%. La capacidad disgregante de la potasa, para cabe-llos y uñas, aumenta si le añadimos dimetilsulfósido. Si le agregamos glicerina, aumenta laduración de la preparación hasta 48 horas, ya que evita la formación de cristales de potasa.

La observación se facilita añadiendo un colorante a la potasa. El más usado era la tinta azulnegra Parker Superchrome. En la actualidad, se está utilizando la solución de Swartz-Lamkins, que da resultados similares a la antigua fórmula. Existen numerosos colorantescomo el clorazol, lactofenol, técnicas de fluorescencia, pero no se utilizan de rutina en ellaboratorio.

2. Observación: Se realiza mediante microscopio óptico, mejor con condensador de con-traste de fase, ya que los elementos fúngicos son refringentes. Comenzamos con un peque-ño aumento (x 10), para tener una visión panorámica de las escamas y buscar mejor la posi-ble presencia de filamentos. Para confirmarlo, pasamos a un mayor aumento (x 40).

3. Interpretación: Comentaremos los dermatofitos, las levaduras, los mohos y terminaremosdescribiendo algunos artefactos.

Los dermatofitos aparecen de forma diferente según estudiemos las escamas o el pelo. Enel ED de las escamas se presentan como filamentos hialinos, de bordes nítidos y regulares,de paredes paralelas, septados (este hecho es muy importante) y con la presencia de rami-ficaciones, que toman color azul. No tienen relación con los bordes celulares, a los que atra-viesan sin orden determinado. A menudo, estas hifas se muestran fragmentadas en artroco-nidias cuboidales. Este patrón diagnostíca genéricamente a los dermatofitos, pero no pode-mos precisar la especie (Figs. 15.1,15.2,16.1,16.2).

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Fig. 15.1. ED KOH x 100

Fig. 15.2. ED KOH x 400

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Fig. 16.1. ED KOH

Fig. 16.2. Examen directo. KOH – tinta Parker. X1000

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Si estudiamos el pelo tenemos que precisar que la "utilización" de la queratina de los pelospor los dermatofitos curiosamente varía según sea "in vivo" o "in vitro".

"In vivo" presenta dos patrones fundamentales, bien sea el parasitismo interior al pelo(endotrix) o exterior al mismo (ectotrix). Este proceder sí nos permite identificar la especie.

El patrón endotrix tiene a su vez dos tipos: Uno, artrosporado, que es el genuino endotrix,que presenta todo el interior del pelo repleto de cadenas de conidios, artrosporados, de 3-4 nmde diámetro (T. tonsurans, T. violaceum). Otro tipo de endotrix es el fávico, dentro del peloencontramos filamentos dispuestos a lo largo del mismo, ondulados unos, ramificados otros.Son típicas las burbujas de aire (T. schoenleinii) (Fig. 17).

El patrón ectotrix presenta así mismo tres modelos: Uno, tipo en mosaico, en el que lasesporas son pequeñas (2-3 nm diámetro), redondas, formando una densa y compacta vainaalrededor del pelo, que no se dispersa con la potasa. En el interior del pelo hay filamentos(M. canis, M. audouinii). Otro, tipo microide, presenta también pequeñas esporas (2-4 nmde diámetro), pero dispuestas de forma irregular en el exterior del pelo, ya que son fácil-mente dispersables con la KOH, filamentos en el interior (T. mentagrophytes, T. rubrum,M. gypseum). Y un tercero, tipo megasporado, con esporas de mayor tamaño (4-6 nm), enel exterior del pelo, dispuestas en grumos o racimos y otras sueltas. Filamentos intrapilares(T. verrucosum) (Fig. 18).

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Fig. 17. Examen directo de Tinea capitos. Parasitismo endotrix. KOH-tinta. X400

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"In vitro" algunos dermatofitos atacan el pelo de una determinada forma, lo que constituyeuna prueba de diagnóstico diferencial, como es la producción de órganos perforantes, quese utiliza para diferenciar el T. mentagrophytes del T. rubrum, el primero produce órganosperforantes y el segundo no (Fig. 19).

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Fig. 18. Examen directo de Tinea capitis. Parasitismo ectotrix en mosaico. KOH-tinta.X400

TABLA 5: EL PARASITISMO PILOSO DE LOS DERMATOFITOS

ENDOTRIXArtrosporado

T. violaceumT. tonsurans

Fávica T. schoenleinii

ECTOTRIX

En mosaicoM. canisM. audouinii

MicroideT. mentagrophytesM. gypseum

Megasporado T. verrucosum

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La técnica utiliza pelos de niño o de cola de caballo, en trozos pequeños, estériles por auto-clave y depositados en placa de Petri. Se añade agua estéril con estracto de levadura al10%. Se siembra la colonia problema, se incuba y se toma a la semana un fragmento, queen caso positivo mostrará la perforación cónica y perpendicular a su eje longitudinal, produ-cida por la invasión de las hifas.

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Fig. 19. Perforacion del pelo por T. mentagrophytes. X400

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Las levaduras suelen presentarse bajo el aspecto de blastoconidias en gemación y pseudo-micelio. Su observación puede plantear mayores dificultades que la de los dermatofitos. Enel caso de la pitiriasis versicolor, la imagen es patognomónica, estando constituida por unamezcla de blastosporos singulares provistos de un nítido collarete de gemación y pseudomi-celio corto y grueso. Todos estos elementos se tiñen con gran rapidez mediante la tintaParker azul permanente o el colorante de Swartz-Lamkins (Fig. 20).

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Fig. 20. Examen directo de queilitis candidiasica. Blastoconidias y pseudomicelio. KOH-tinta X1000

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Los mohos oportunistas rara vez se muestran en los exámenes directos, por lo que noplantean problemas de confusión, salvo en las micosis ungueales. En esta localización ysobre todo en las uñas de los pies, es posible observar con cierta frecuencia hifas y conidiascorrespondientes a estos hongos, que suelen poseer una morfología peculiar que los hace,ya de entrada, distinguibles de los dermatofitos y las levaduras. En especial Scopulariopsisbrevicaulis, que ocasiona con frecuencia estas onicomicosis debidas a mohos, ofrece unaimagen sumamente típica (Fig. 21).

Por último, debemos recordar la existencia de una serie de artefactos, susceptibles de oca-sionar interpretaciones erróneas en la observación de los exámenes directos realizados conla ayuda del KOH+Tinta Parker. Los más groseros y fáciles de distinguir son las fibras texti-les, muy frecuentes en estas preparaciones y que podrían confundirse con hifas en el casode poseer un grosor comparable. Se distinguen por su coloración intensa, su diámetro varia-ble y sus bordes y extremos desflecados.

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 21. Examen directo de onicomicosis por S. brevicaulis. KOH-tinta X1000

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Las gotas de grasa pueden tomarse por células de levadura, aunque su esfericidad, su dis-tinta tonalidad y su variado tamaño ayudan a distinguirlas.

La imagen conocida como “hongo en mosaico” (“mosaic fungi”) puede resultar muy engaño-sa, ya que estas estructuras, constituidas por cristales de colesterol y de otras substancias,se parecen mucho a las artroconidias de los dermatofitos, de las que pueden diferenciarsepor su disposición a lo largo del borde de las células epidérmicas y por su forma irregular.

Finalmente, de modo ocasional, pueden observarse en los exámenes directos macroconi-dias, que en ningún caso corresponden a dermatofitos, siendo la mayoría de las veces, tes-timonio de la presencia de un moho contaminante u oportunista.

Para terminar, haremos unos breves comentarios: el examen directo es interesante, rápido,aproximativo, pero repetimos, no permite distinguir las diversas especies de dermatofitos. Esfácil cuando es positivo, es difícil cuando es negativo. El examen directo no excluye el cultivo,que es imprescindible para el diagnóstico de las diferentes especies de dermatofitos.

SIEMBRA/CULTIVO

El Examen Directo puede permitirnos detectar la presencia del agente causal en la muestrapatológica, pero nada o casi nada nos dice de la identidad de ese agente, salvo muy limita-das excepciones (Malassezia globosa en la pitiriasis versicolor y Scopulariopsis brevicaulisen ciertas onicomicosis). El diagnóstico definitivo de una micosis requiere un segundo paso:el aislamiento e identificación del hongo responsable de la misma, mediante cultivo.

El cultivo se lleva a cabo depositando una cantidad de la muestra patológica en la superficiede uno o varios medios de cultivo, dispuestos en recipientes que pueden ser de dos tipos:tubos y placas. Nosotros preferimos las placas de Petri, de 9-10 cm de diámetro, porque per-miten una mejor disposición del inóculo y facilitan la observación y el estudio de las colonias.Tienen la desventaja de ofrecer más riesgo a la contaminación, pero este problema puedelimitarse con la adición de ciertos antibióticos y practicando las siembras cuidadosamente(trabajando siempre junto a la llama del mechero) (Figs. 22.1-22.3, 23.1, 23.2, 24.1, 24.2).

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 22.3. Siembra en tubo

Fig. 22.2. Siembra en tubo

Fig. 22.1. Siembra en tubo

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 23.2. Siembra en placa con asa

Fig. 23.1. Siembra en placa con asa

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 24.2. Siembra en placa torunda

Fig. 24.1. Siembra en placa torunda

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Las placas o tubos, una vez inoculados, se incuban a temperatura ambiente o, mejor, en estu-fa a 25ºC. Esta es la temperatura ideal para el desarrollo de la mayoría de los agentes cau-santes de dermatomicosis, aunque algunos de ellos, como T. verrucosum o las levaduras delgénero Candida crecen con mayor rapidez a 37ºC. El cultivo de las levaduras lipofílicas delgénero Malassezia, que requieren temperaturas de 30ºC a 32ºC, no se lleva a cabo de formarutinaria, por no ser indispensables para el diagnóstico de la pitiriasis versicolor, pero consti-tuye un prometedor campo de investigación en otras dermatosis y es posible que se genera-lice en el futuro.

Cuando la incubación se realiza en estufa, a temperaturas por encima de los 30ºC, o cuan-do se prolonga más allá de las dos semanas, es aconsejable disponer las placas en bolsasde plástico cerradas, para evitar la desecación del medio.

IDENTIFICACIÓN

Los cultivos deben examinarse periódicamente a lo largo del tiempo de incubación, y nodeben desecharse como negativos hasta transcurridas tres semanas a partir de su siembra.Debe vigilarse la aparición de cualquier tipo de colonia, levaduriforme o filamentosa, tenien-do en cuenta que los hongos contaminantes que pudieran estar presentes en el materialpatológico, o introducirse en el medio al practicar las siembras o durante la incubación, cre-cen con más rapidez que los patógenos, pudiendo fácilmente cubrirlos o ahogarlos en pocosdías, impidiéndonos su aislamiento (Fig. 25).

Las colonias sospechosas, una vez detectadas, deben replicarse en medios frescos si seobserva contaminación. Una vez se estima alcanzada la madurez de la colonia, se procedea anotar sus características macromorfológicas, esto es su color, textura (granulosa, pul-verulenta, anteada, vellosa, algodonosa o glabra), superficie (plana, elevada, plegada, crateri-forme) y color del reverso. Con la práctica, el aspecto macroscópico de las colonias a menudobasta para orientar la identificación de la especie, al menos en los hongos filamentosos, demodo similar a lo que ocurre con las plantas.

Esta observación debe completarse siempre con el estudio de los caracteres micromorfoló-gicos, lo que llevaremos a cabo tomando una muestra de la superficie de la colonia por mediode un papel adhesivo transparente. Éste, se coloca acto seguido sobre un portaobjeto en elque previamente habremos depositado una gota de la solución colorante, habitualmente azulde lactofenol. La observación se realiza al microscopio, generalmente, con aumentos bajos(de x 100 a x 400) y debe centrarse en la morfología de las estructuras reproductoras, enespecial, los distintos tipos de conidias.

En aquellos casos en que la micromorfología no permita alcanzar una identificación definitivade la especie aislada, se recurre a ciertas técnicas auxiliares (tests fisiológicos o bioquími-cos) que se detallan en los capítulos correspondientes. Esto reza sobre todo para las leva-duras, cuya morfología es mucho más pobre que la de los hongos filamentosos.

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 25. Cultivos, tres tipos de hongos. A: levadura; B: dermatofito; C: moho

C B A

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Examen macroscópico

En primer lugar observaremos si la colonia tiene aspecto levaduriforme (como gota dequeso fundido) (Fig. 25 A) o filamentoso (vulgarmente moho). En el segundo supuesto ano-tar si el crecimiento es muy rápido (mohos) (Fig. 25 C) o lento (dermatofitos) (Fig. 25 B). Engeneral, para los dermatofitos, es solo orientativo, pero con experiencia podremos sospe-char las especies mas frecuentes en nuestro medio: E. floccosum, M. canis, M. gypseum,T. mentagrophytes, T. rubrum, T. violaceum, T. verrucosum...

Realizamos la observación con el siguiente orden:

1. Color: Tanto del anverso (micelio aéreo): blanco, crema, amarillo, anaranjado, rojo, vio-leta...; como del reverso (micelio vegetativo): amarillento casi siempre, puede ser rojo,marrón, violeta o sin color.

2. Superficie: Pulverulenta, vellosa, aterciopelada, algodonosa...

3. Relieve: Plano, crateriforme, elevado cupuliforme, radiado...

4. Borde: Neto, con vellosidades...

5. Velocidad de crecimiento: Similar para casi todos (+/- 10 mm/semana), lento (1 mm/semana):T. verrucosum, T. violaceum.

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Debemos tener en cuenta que los caracteres morfológicos de los dermatofitos varían segúnlas condiciones del cultivo, tipo de medios, temperatura y en especial para el color, la luz quereciba la colonia. Por esto, la experiencia personal para las cepas del propio laboratorio estan valiosa. Algunos medios naturales (harina de maíz, patata, etc.) estimulan la producciónde pigmentos y otros medios artificiales como el DTM, específico para los dermatofitos, colo-rean el medio.

Examen microscópico

Se lleva a cabo de una manera sencilla obteniendo un fragmento del cultivo, con espátula ocon un trozo de cinta adhesiva, de la zona central de la colonia y montándolo entre porta ycubre, con unas gotas de azul de lactofenol, permite observar al microscopio óptico (x 100,x 400) los caracteres microscópicos del micelio fúngico.

1. Micelio tabicado, hifas septadas, ramificadas, formando una maraña. Observamos la peri-feria de la misma para encontrar conidias (macro y microconidias) o bien algunas estructu-ras morfológicamante interesantes para el diagnóstico micológico.

2. Conidias: Microconidias, son unicelulares, pequeñas, redondas, ovales o piriformes.Presentan dos tipos de disposición: a lo largo de la hifa (tipo acladium) en forma de raci-mos (cruz de Lorena). Unas veces son sesiles, otras nacen sobre cortos esterigmas. Lasmacroconidias, son multicelulares, grandes, con tabiques transversales. Existen diversostipos: fusiformes, en raquetas y en lápiz o maza. A su vez pueden tener las paredes grue-sas o finas, ser lisas o rugosas, aisladas o en racimos.

3. Estructuras morfológicas especiales: Casi todas variantes de tamaño y forma de las hifasseptadas:

Espirales: hifa fina enrollada en espiral.

Hifa en raqueta: ensanchamiento oval de una porción media o terminal de una hifa.

Cuerpos nodulares: filamentos engrosados formando nudos sobre si mismo.

Candelabro fávico: división terminal de una hifa en dos o tres puntas engrosadas.

Hifa peptinada: pequeñas prolongaciones en un solo lado de la hifa, que adopta así formade peine.

Hifa retrógrada: hifa que nace en sentido contrario, en ángulo agudo, al resto de lasramificaciones.

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

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ESTRATEGIA DE LABORATORIORecordemos que la estrategia consiste en dividir el desarrollo del aprendizaje en tres niveles.El primer nivel va destinado a todos los dermatólogos, aunque no tengan conocimientos delaboratorio ni de micología. El segundo nivel, está dirigido a aquellos dermatólogos queposeen algunos medios, conocimientos y el interés científico de investigar los hongos. Eltercer nivel, va destinado a aquellos investigadores que trabajan con los hongos comoprotagonistas.

ESTRATEGIA DE LABORATORIO DE LA PITIRIASIS VERSICOLOR

PRIMER NIVEL

Objetivo: Confirmar el diagnóstico clínico de pitiriasis versicolor.

Método: Aplicación de luz de Wood. Observamos una fluorescencia amarilla, verde amari-llenta. Aconsejamos oscuridad absoluta en la habitación de exploración, cerciorándose deque no existe tratamiento previo de la lesión con cremas o ungüentos porque imposibilitan lafluorescencia. Podemos observar lesiones no perceptibles a simple vista. Lo único que nece-sitamos es una lámpara de Wood, de fácil adquisición en la actualidad. Este proceder,aunque no sea propiamente de laboratorio, lo incluimos por su simplicidad y para comple-mentar el signo clínico de la uñada de Besnier. Es útil tanto para confirmar el diagnósticocomo para valorar la eficacia del tratamiento (Figs. 26.1, 26.2).

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

TABLA 6: ESTRATEGIA EN PITIRIASIS VERSICOLOR

PRIMER NIVELExamen con luz de Wood

SEGUNDO NIVEL

Examen directo con cinta adhesiva

TERCER NIVEL

Identificación especies Malassezia

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 26.1. Pitiriasis 1º nivel luz de Wood

Fig. 26.2. Pitiriasis 1º nivel luz de Wood 2

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SEGUNDO NIVEL

Objetivo: Demostrar la presencia de Malassezia en unas lesiones clínicas sospechosas depitiriasis versicolor.

Método: Examen directo de las escamas cutáneas obtenidas con cinta adhesiva.Presionamos con un fragmento de cinta adhesiva sobre una lesión típica, lo separamos dela piel y lo pegamos sobre un portaobjeto. Depositamos una gota de KOH al 20-30% (continta azul Parker o bien la solución de Swartz-Lamkins) en un cubreobjeto y observamos almicroscopio. Encontraremos racimos de células levaduriformes, redondeadas, de 4-8 micras,con gemaciones y junto a estos racimos, podemos hallar filamentos cortos, tabicados e inclu-so ramificados. Esta imagen es patognomónica. Sólo necesitamos cinta adhesiva, un por-taobjeto y cubreobjetos, una gota de potasa y un sencillo microscopio (Figs. 27,28).

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 27. Pitiriasis 2º nivel ED X400

Fig. 28. Pitiriasis 2º nivel ED X1000

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TERCER NIVEL

Objetivo: Identificación de todas las especies del género malassezia.

Método: El género Malassezia reúne en el momento presente siete especies (se estánpublicando nuevas especies). Seis están relacionadas con la piel humana normal y patoló-gica, y son todas lipofílicas: M. sympodialis, M. restricta, M. furfur, M. obtusa, M. globosa yM. sloofiae. M. globosa y M. furfur se relacionan con pitiriasis versicolor. Una especie estárelacionada con la piel de animales domésticos, es la M. pachydermatis, que es la únicano lipofílica.

Criterios morfológicos

Todas crecen por gemación unilateral, repetitiva, dando lugar a pseudomicelio. Sus célulastienen diferentes formas y tamaños. Es necesaria una experiencia personal para poderlasidentificar. Resumimos: la más fácil es M. globosa, por dar células grandes, esféricas estables;M. furfur, formas ovoideas y esféricas; M. sympodialis, ovoideas pequeñas con brotes sim-podiales unilaterales; M. obtusa, células grandes y cilíndricas; M. restricta, células pequeñas,esféricas u ovales; M. sloofiae, células cilíndricas de corta longitud (Fig. 29,30).

Criterios fisiológicos

Resumimos:

Todas son lipófílicas. Necesitan medio de cultivo de Dixon modificado.

Prueba de la catalasa. Todas positivas, menos M. restricta, que es negativa.

Aceite de castor. Sólo M. furfur es positiva.

Tween tests. La diferenciación se completa con la ayuda de test de asimilación con Tween20, 40 y 80.

Hay que recordar que la identificación de especie está en fase experimental, ofrece dificul-tades pero numerosas esperanzas y un futuro apasionante. El Examen Directo, con sudiagnóstico genérico,es suficiente para el laboratorio estandar.

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 29. M. globosa. mDixon

Fig. 30 M. globosa en cultivo. ALFX1000

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

ESTRATEGIA DE LABORATORIO DE LAS TIÑAS O DERMATOFICIAS

PRIMER NIVEL

Objetivo: Demostrar si en una lesión dermatológica sospechosa, existen o no dermatofitos,con una finalidad epidemiológica y fundamentalmente, terapéutica.

Método: Siembra en medio DTM/DTA.

Ya se ha comentado la toma de muestras para las tiñas, repasemos ahora la siembra: elmaterial que hemos obtenido, (escamas, pelos, fragmentos de uñas) lo depositamos, con laayuda de un asa de platino estéril, en la superficie del medio (tanto en tubo, como en placasde Petri) en varios puntos.

La siembra en este primer nivel la realizamos en medio DTM o DTA y, a la semana, el medio(que es de color amarillo miel) cambia el color a rojizo, sólo y exclusivamente si el hongo quecrece es un dermatofito. Sin embargo, el medio no cambia de color si el hongo que crece noes un dermatofito. No necesitamos microscopio, sólo como indicamos en la siembra: unmechero de alcohol, un asa de platino y un tubo/placa con el medio DTM o DTA (Fig. 31).

TABLA 7: ESTRATEGIA EN LAS TIÑAS

PRIMER NIVEL

Cultivo en medio DTM/DTA

SEGUNDO NIVEL

Identificación genérica de dermatofitos

TERCER NIVEL

Identificación de las especies de dermatofitos frecuentes

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SEGUNDO NIVEL

Objetivo: Identificación genérica y rápida de dermatofitos.

Método: La realizamos mediante el examen directo y el parasitismo piloso.

Incluimos en este nivel el Examen Directo, y no lo hicimos en el primer nivel porque necesitamicroscopio y, además, porque, después de muchos años realizándolo, seguimos pensandoque representa cierta dificultad y precisa cierto aprendizaje y "oficio" de laboratorio. Con el exa-men directo incluimos el estudio del parasitismo piloso. Ambos representan algo muy interesan-te y rápido en el diagnóstico de los dermatofitos como origen fúngico de una dermatosis.

Examen directo (ED)

Recordamos y resumimos que los dermatofitos aparecen de forma diferente según estudiemoslas escamas o el pelo. En el ED de las escamas se presentan como filamentos hialinos, de bor-des nítidos y regulares, de paredes paralelas, tabicados (este hecho es muy importante) y conla presencia de ramificaciones, que toman color azul. No tienen relación con los bordes celu-lares, a los que atraviesan sin orden determinado. Este patrón diagnostíca genéricamente alos dermatofitos, pero no podemos precisar la especie (Fig. 15.1, 15.2, 16.1).

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 31.Tiñas 1º nivel cultivo en DTM

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Si estudiamos el pelo tenemos que precisar que la "utilización" de la queratina de los pelospor los dermatofitos curiosamente varía según sea "in vivo" o "in vitro". "In vivo", o sea cuan-do utilizamos los fragmentos de pelo obtenidos en la toma, puede presentar dos patrones fun-damentales, bien sea el parasitismo interior al pelo (endotrix) (Fig. 17) o exterior al mismo(ectotrix) (Fig. 18).

Sólo necesitamos un mechero de alcohol, un asa de platino, un portaobjetos y cubreobjetos,una gota de potasa y un sencillo microscopio.

TERCER NIVEL

Objetivo: Identificación de las especies de dermatofitos que se aíslan con más frecuenciaen España: M. canis, M. gypseum, E. floccosum, T. mentagrophytes, T. rubrum, T. tonsurans,T. verrucosum y T. violaceum.

Método: Para llevar a cabo este objetivo vamos a presentar una secuencia que comienzacon la toma de muestras, continúa con la siembra, ambas ya descritas, sigue con el examenmacroscópico de las colonias y termina con el estudio microscópico de los cultivos.

Examen macroscópico

Sólo es orientativo, pero con experiencia podremos sospechar las especies más frecuentesen nuestro laboratorio: E. floccosum, M. canis, M. gypseum, T. mentagrophytes, T. rubrum,T. violaceum, T. verrucosum.

Por el color, E. floccosum, amarillo piña, M. canis, amarillo anaranjado, y T. violaceum, colorrojo violeta, son los más sencillos. El color blanco de T. mentagrophytes var. interdigitale,de T. tonsurans y T. rubrum, lo complican.

Las dos variedades de T. mentagrophytes se diferencian por las colonias: T. mentagrophytesvr. mentagrophytes es blanco, ligeramente ocre, pulverulento, y T. mentagrophytes vr. interdigitalees blanco puro, algodonoso. T. rubrum necesita medio PDA para que la colonia sea de colorroja y así la separamos del resto de colonias blancas. Coinciden en el color blanco, ligera-mente ocre y pulverulento (aspecto de maquillaje) M. gypseum, M. mentagrophytes var.Mentagrophytes y T. verrucosum. El T. verrucosum, además, tiene un crecimiento muy lentoy un relieve de la colonia crateriforme (Tabla 8).

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Debemos tener en cuenta que los caracteres morfológicos de los dermatofitos varían segúnlas condiciones del cultivo, según el medio, la temperatura y en especial según el color de laluz que reciba la colonia. Por esto, la experiencia personal para las cepas del propio labora-torio es tan valiosa.

Examen microscópico

Recordamos que se lleva a cabo de una manera sencilla obteniendo un fragmento del cul-tivo, con espátula o con un trozo de cinta adhesiva, de la zona central de la colonia.Montándolo entre un porta y cubreobjeto, con unas gotas de azul de lactofenol, permite obser-var al microscopio óptico (x 100, x 400) los caracteres microscópicos del micelio fúngico.

La identificación de la especie depende del reconocimiento morfológico de las conidias(macro y microconidias) y de las hifas especiales (Tabla 9). Unas cuantas pruebas químicasnos pueden ayudar. Seguiremos el siguiente esquema (Mayo Clinic Mycology Laboratory).

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

TABLA 8: COLOR DE LAS COLONIAS DE DERMATOFITOS

DERMATOFITO COLOR

E. floccosum Amarillo piña

M. canis Amarillo naranja

M. gygseum Ocre claro, pulverulento

T. mentagrophytes var mentagrophytes Blanco

T. mentagrophytes var interdigitale Blanco, algodonoso

T. rubrum Blanco (rojo en medio PDA)

T. tonsurans Blanco

T. violaceum Violeta

T. verrucosum Ocre, crateriforme

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SI EXISTEN MACROCONIDIAS

Lisas, en raquetas: E. floccosum (Figs. 32, 33).E. floccosum es el único representante del género Epidermophyton. Es fácil de identificarpor sus macroconidias, grandes, en raqueta, muy numerosas, de paredes gruesas y lisas,con pocas células (2-4), aisladas o en racimos de dos o tres, sobre conidióforo corto. Noproducen microconidias. La colonia tiene un color típico amarillo "piña". Es antropofílico,se aísla casi exclusivamente de la tiña crural. No invade el pelo.

EspinulosasSon grandes macroconidias, de paredes gruesas y espinuladas, rugosas, tienen de 3 a 7células, forma de barca o uso. La presencia de microconidias es nula o escasa. Estoscaracteres definen, en general, al género Microsporum.

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

TABLA 9: PROTOCOLO DE IDENTIFICACIÓN DE DERMATOFITOS

1. SI EXISTEN MACROCONIDIASLISAS: E. floccosum

ESPINULOSAS

- PUNTA FINA: M. canis

- PUNTA REDONDEADA: M. gypseum

2. SI EXISTEN MUCHAS MICROCONIDIASSI EXISTEN HIFAS ESPIRALES: T. mentagrophytes

SI NO EXISTEN HIFAS ESPIRALES: Siembra en medio potato dextrosa agar (PDA)

- POSITIVO (colonia roja): T. rubrum

- NEGATIVO (colonia blanca): T. tonsurans

3. SI NO EXISTEN NI MACRO NI MICROCONIDIASCOLONIA VIOLETA: T. violaceum

COLONIA DE CRECIMIENTO LENTO. HIFAS TORULOIDES: T. verrucosum

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 32. E. floccosum colonia

Fig. 33. E. floccosum micro

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Punta fina: M. canis (Figs. 34, 35).Presentan macroconidias grandes, de gruesas paredes, fusiformes, espinulosas, con susextremos puntiagudos, en ocasiones el distal en forma curva. Normalmente, son muynumerosas. Tienen escasas microconidias, a veces abundantes. Las colonias son decolor amarillo anaranjado, más acentuado en la periferia, de aspecto plumoso. Es unhongo zoofílico.

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 35. M. canis micro

Fig. 34. M. canis colonia

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Punta redondeada: M. gypseum (Figs. 36, 37).Presenta conidias grandes, gruesas paredes, espinuladas, muy parecidas hasta aquí a lasdel M. canis, pero las puntas son redondeadas, menos agudas; asimismo, son menosnumerosas. Puede haber microconidias en racimos. La colonia es muy típica, granulosa, decolor canela, que la diferencia a simple vista de la de M. canis. M. gypseum es un derma-tofito geofílico.

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 37. M. gypseum micro

Fig. 36. M. gypseum colonia

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SI EXISTEN MUCHAS MICROCONIDIAS

Las microconidias dominan el campo microscópico, son muy numerosas, se disponen enracimos o a lo largo de las hifas. Es poco frecuente observar la presencia de macroconidias,que en estos casos son alargadas, en forma de lápiz, de paredes delgadas y lisas (sin espi-nulaciones), mucho más pequeñas que las del género Microsporum, y con numerosos septostransversales (3-8 células). Constituyen los caracteres de gran parte de las especies delgénero Trichophyton.

Si existen hifas espirales: T. mentagrophytes (Figs. 38.1, 38.2, 39).

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 38.2. T. mentagrophytes. Prueba en medio Agar-Urea

Fig. 38.1. T. mentagrophytes. Izquierda: var. Interdigitale. Derecha: var. mentagrophytes

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La presencia de hifas espirales es casi exclusiva de esta especie. Si lo unimos a los caracte-res de la colonia: blanco ocre, pulverulento para la variedad mentagrophytes (zoofílico) y blan-co algodonoso para la variedad interdigitale (antropofílico), y a la presencia de numerosasmicroconidias, redondeadas dispuestas en racimos, no tendremos dudas en el diagnóstico.

En caso de duda sembramos en medio Agar-Urea, en el que T. mentagrophytes cambia elcolor del medio (vira a rosa intenso/rojizo), mientras que T. rubrum no. Otra prueba diferencialsería la formación de órganos perforantes, que es positivo para T. mentagrophytes y negativapara T. rubrum.

Si no existen hifas espirales: Siembra en medio “potato dextrosa agar” (PDA):- Positivo (Colonia roja): T. rubrum (Figs. 40, 41).

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 39. T. mentagrophytes micro

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 40. T. rubrum. Colonia: izquierda en MGS, derecha en PDA

Fig. 41. T. rubrum micro

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Las colonias de T. rubrum presentan en este medio una coloración rojiza, vinosa, especial-mente en el reverso. Sus típicas microconidias en lágrimas, están dispersas o dispuestas aambos lados de las hifas (según el tipo "acladium"). Hay escasas macroconidias en forma delápiz, finas, lisas y multiseptadas, muy semejantes a las que produce T. mentagrophytes.

Repasamos los caracteres diferenciales de T. rubrum, que en cierto modo ya han aparecido:No hay formas espirales. Ureasa negativo. Formación de órganos perforantes negativa yespecialmente positiva en medio potato dextrosa agar (PDA), con colonias de intenso y noto-rio color rojo-vino, especialmente en el anverso. Es un dermatofito antropofílico, con prefe-rencia por la invasión de las uñas.

- Negativo (colonia blanca): T. tonsurans (Figs. 42, 43).

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 43. T. tonsurans. Microconidias. X400

Fig. 42. T. tonsurans colonia

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Visto así, el diagnóstico deT. tonsurans es por exclusión y con dificultades. Nos ayuda en sudiagnóstico el hecho de conocer que la toma micológica procede de una tiña de la cabeza,de tipo “puntos negros”. No presenta hifas espirales. Las colonias son blancas en medio PDAy forman microconidias redondeadas, que nacen con una base aplanada, muchas veces enforma de clavo. También, es típica la presencia de clamidosporos terminales e intercalares.Es un hongo antropofílico y en la actualidad en España, apenas se aísla.

De todas formas, dadas estas dificultades, es necesario en ocasiones recurrir al crecimientoen medios agar-trichophyton, especialmente los números 1, 2, 3 y 4, donde crece abun-dantemente en los nº 3 y 4, pero no en los dos primeros (no tienen tiamina), mientras queT. mentagrophytes y T. rubrum crecen bien en los cuatro medios.

SI NO EXISTEN NI MACRO NI MICROCONIDIAS

Tres especies pertenecientes al género Trichophyton, todas de crecimiento lento, no produ-cen conidias normalmente, sólo observamos hifas y algunos elementos que describimos acontinuación.

Colonia violácea: T. violaceum (Figs. 44, 45).Presenta colonias de crecimiento muy lento, pequeñas, de consistencia cérea, con uncolor violeta oscuro (vino tinto), aterciopeladas, en el reverso se ve muy bien su colora-ción. El crecimiento mejora en medios con tiamina (Agar trichophyton nº 3 y 4). No pro-duce conidias. Sólo se observa una maraña de hifas de color violeta, con algunos engro-samientos intercalados, a veces en cadenas. Es un dermatofito antropofílico.

Hifas toruloides: T. verrucosum (Figs. 46, 47).Lo que primero llama la atención es el lento crecimiento de la colonia (30 días), crecimientoque mejora si se incuba a 37ºC y en medios con tiamina (Agar trichophyton 3 y 4). Tambiénciertos caracteres microscópico de la colonia: como ser crateriforme, de color ocre-amari-llento a grisáceo, superficie lisa y plegada, y suele penetrar en el agar.

Microscópicamente sólo aparecen hifas, no conidias. En las hifas se intercalan cadenasde clamidosporos, de diferentes tamaños, dando lugar a las típicas hifas toruloides. Esun hongo zoofílico.

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 44. T. violaceum colonia

Fig. 45. T. violaceum micro

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 46. T. verrucosum colonia

Fig. 47. T. verrucosum micro

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ESTRATEGIA EN EL LABORATORIO DE LAS CANDIDOSIS

PRIMER NIVEL

Objetivo: Diagnóstico del género Candida. Demostrar si en una afectación cutánea,mucosa o ungueal, si existen o no levaduras pertenecientes al género Candida, con fina-lidad terapéutica.

Método: Siembra en medio glucosado de Sabouraud (MGS).

Recordamos las precauciones que deben tenerse en cuenta al realizar la toma micológica.Se efectúa con hisopo (torunda) bacteriológico estéril en lesiones mucosas y lesiones cutá-neas húmedas, y en piel y uñas, como indicamos en el capítulo de toma micológica. Hay queprestar atención a la escasa supervivencia de las candidas en la muestra por lo que es acon-sejable la siembra inmediata. La siembra la realizamos en medio glucosado de Sabouraud(MGS) con cloramfenicol, mediante el hisopo que utilizamos en la toma o con un asa deplatino. Incubamos a temperatura ambiente y a las 48 horas obtenemos unas colonias blan-cas o blanco-marfil, cremosas, brillantes, como gotas de queso fundido. Son colonias tantípicas, que son diagnósticas por si mismas. Lo único que necesitamos es un hisopo estéril,un mechero de alcohol y un tubo o placa con medio glucosado de Sabouraud. En 24-48 horaspodemos hacer el diagnóstico con una simple visualización del tubo o placa (Fig. 48).

SEGUNDO NIVEL

Objetivo: Identificación de la especie C. albicans, imputada como causa de la mayoría delas candidosis.

Método: Partimos de la colonia que nos ha crecido en el primer nivel, sobre medio deSabouraud y realizamos una resiembra en un medio específico.

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

TABLA 10: ESTRATEGIA EN LAS CANDIDOSIS

PRIMER NIVELDiagnóstico del género Candida

SEGUNDO NIVEL

Diagnósitico de la especie C. albicans

TERCER NIVEL

Diagnóstico de todas las especies de género Candida

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Para simplificar esta identificación se han propuesto numerosos medios, que tienen encomún una rápida identificación de C. albicans, basándose en el aspecto macroscópico ycolor que adquieren sus colonias. Usamos el medio ChromAgar Candida, en el que la coloniade C. albicans se tiñe de color verdoso, facilitando el diagnóstico rápido y fácil. Sólo necesi-tamos un asa de platino, un mechero de alcohol y una placa de medio CROMAgar candida(Fig. 49).

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 49 Candida, segundo nivel, colonia verde a la izquierda (C. albicans) en medio ChromAgar

Fig. 48 Candida, primer nivel, colonia blanca en MGS

Page 66: Atlas_tomo3 Micologia Cutanea

TERCER NIVEL

Objetivo: Identificar cualquier especie del género Candida. Es muy interesante en elmomento actual porque es frecuente la presencia de otras especies de candidas y por el pro-blema de las resistencias a los antifúngicos.

Método: Todas la técnicas se fundamentan en dos principios básicos: poner de manifiesto lacapacidad de asimilación (auxonograma: las levaduras son capaces de utilizar determina-dos carbohidratos en presencia de oxígeno, produciendo agua y CO2) y de fermentación(zimograma: algunas levaduras pueden fermentar unos carbohidratos precisos, producien-do etanol y CO2).

El fruto de múltiples intentos para simplificar la laboriosidad obligada del auxonograma yzimograma es la aparición en el mercado de numerosos sistemas. Sistemas que no vamosa comentar, sólo nombrar algunos, la decisión por uno de ellos depende del número de cepasque vamos a estudiar y del precio de los medios.

Auxonograma convencional: AUXACOLOR (Fig. 50).

Sistemas semiautomáticos: API 20C AUX (Fig. 51).

Sistemas automáticos: VITEK 2 (Fig. 52).

Sistemas bioquímicos y enzimáticos: FONGISCREEN (Fig. 53).

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 50. Candida, tercer nivel sistema auxocolor

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 51. Candida, tercer nivel sistema API 1

Fig. 52 Método de Vitek 2

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Terminamos, un cultivo en medio glucosado de Sabouraud (SDA) y un medio de color nospuede proporcionar el diagnóstico micológico de C. albicans. La simplificación de los nuevosprocedimientos, por ejemplo el Auxacolor, nos permite identificar fácilmente cualquier espe-cie del género Candida.

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 53. Candida, tercer nivel sistema Fongiscreen

TABLA 11: RESUMEN DE LA ESTRATEGIA DE LABORATORIOENFERMEDAD NIVEL COMENTARIOS

PITIRIASIS VERSICOLOR

1º Examen con luz de Wood

2º Examen directo con cinta adhesiva

3º Identificación de todas las especies de Malassezia

TIÑAS

1º Cultivo en medio DTM

2º Examen directo

3º Identificación de todas las especies de dermatofitos

CANDIDOSIS

1º Cultivo en medio glucosado de Sabouraud

2º Cultivo en medio CROMagar

3º Identificación de todas las especies de candidas

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

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PATRONES DE DIAGNÓSTICO DE LOS HONGOS MÁSFRECUENTES:

DERMATOFITOS (FIGS. 54-73)

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 54. E. floccosum. SGA. 2 semanas

Fig. 55. E. floccosum. Macroconidias. ALFX 1000

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 56. M. canis. SGA. Colonias de 2 semanas

Fig. 57. M. canis. Macroconidias (detalle). ALF X1000

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 58. M. gypseum. SGA. Colonias de 10 días

Fig. 59. M. gypseum. Macroconidias. ALF X1000

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 60. T. mentagrophytes var. mentagrophytes. SGA. Colonias de 3 semanas

Fig. 61. T. mentagrophytes var. interdigitale. SGA. Colonias de 3 semanas

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 62. T. mentagrophytes var. mentagrophytes. Macro y microconidias. ALF X400

Fig. 63 T. mentagrophytes var. mentagrophytes. Microconidias y espirales. ALF X400

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 64. T. rubrum. SGA. Colonias de 3 semanas

Fig. 65. T. rubrum. PDA. Colonias de 3 semanas

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 66. T. rubrum. Microconidias. ALF X400

Fig. 67. T. rubrum var raubistchekii. Macro y microconidias. ALF X1000

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 68. T. tonsurans var sulphureum. SGA. 3 semanas

Fig. 69.T. tonsurans. Microconidias. ALF X40

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 70 T. violaceum. SGA. 3 semanas

Fig. 71. T. violaceum. ALF X1000

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 72. T. verrucosum. SGA. 3 semanas

Fig. 73. T. verrucosum. Hifas toruloides. ALF X1000

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LEVADURAS (FIGS. 74-79)

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 75. Candida albicans. Clamidosporos. CMA X200

Fig. 74. Candida albicans. SGA

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 76. Candida parapsilosis. SGA

Fig. 77. Candida parapsilosis. CMA X100

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 78. Malassezia globosa. mDixon

Fig. 79. Malassezia globosa en cultivo. ALF X1000

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MOHOS (FIGS. 80-91)

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 81. S. brevicaulis. ALF X1000

Fig. 80. Scopulariopsis brevicaulis. SGA

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 82. Alternaria alternata. SGA

Fig. 83. Alternaria alternata. Dyctiosporos. ALF X1000

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 84. S. dimidiatum. Colonia de 7 dias. SGA

Fig. 85. S.dimidiatum. Artoconidias típicas. ALF X1000 ALF X1000

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 86. A. flavus. SGA

Fig. 87. A. flavus-oryzae. ALF X1000

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Fig. 88 A. terreus. SGA

Fig. 89. A. terreus. ALF X1000

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

Fig. 90. Fusarium sp. SGA

Fig. 91. Fusarium sp. Macro y microconidias. ALF X1000

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

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ANEJO

REACTIVOS PARA EL EXAMEN DIRECTOReactivos: aclarantes, colorantes y fluorescentes.

El reactivo más utilizado es con mucho la potasa (KOH), en soluciones que varían del 20 al40%. Suele añadírsele tinta Parker azul permanente a partes iguales. Un 10% de glicerinaalarga la vida de la preparación.

Hay que recordar que la finalidad del KOH es disociar el material queratinoso, haciendo asívisibles las estructuras fúngicas, que destacan por su refringencia. Está claro que la observa-ción de las mismas requiere un cierto entrenamiento, que está compensado, con creces, porla rentabilidad de esta sencilla técnica. La tinta Parker no tiñe los hongos de forma inmediata,salvo en el caso de la pitiriasis versicolor, pero sí al cabo de unas horas, por lo que, en casode duda, puede repasarse la preparación transcurrido este tiempo con resultados más netos.

Últimamente resulta muy difícil, al menos en nuestro país, encontrar la clásica tinta Parkerazul permanente, de la que nos hemos servido durante muchos años con excelentes resul-tados. Parece haber sido sustituida por otra tinta que no resulta adecuada para los fines dellaboratorio. En la actualidad, estamos utilizando la solución de Swartz-Lamkins, que consis-te en una mezcla de KOH al 20% y tinta Parker negra a partes iguales, que da resultadossimilares a la antigua fórmula.

Como substancias aclarantes se han empleado de forma alternativa la sosa (NaOH), el xilol,el lactofenol, el clorolactofenol y el DMSO. Este último puede combinarse con la potasa paraprocesar material muy duro, en las onicomicosis.

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

KOH- glicerina-tinta KOH - DMSO

KOH..........................................20 g

Glicerina ...................................10 g

Agua destilada........................70 ml

Mezclar a partes iguales con:

tinta Parker azul permanente/negra

KOH..................................................0 g

DMSO...............................................40 ml

Agua destilada..................................60 ml

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Se han propuesto también el sulfuro de sodio y el laurilsulfato de sodio, que actúan más len-tamente, pero dan imágenes nítidas y tienen la ventaja de no afectar la viabilidad de los hon-gos presentes en la muestra, que puede ser aprovechada para cultivos, en caso necesario.

El colorante más empleado es la tinta Parker, pero también se han preconizado el RojoCongo y el Negro Chlorazol E. Por otra parte, en preparaciones obtenidas mediante papeladhesivo transparente o cianocrilato, que permiten que la muestra quede firmemente adhe-rida, bien sea al portaobjetos o al papel, pueden emplearse coloraciones más complejascomo la de PAS. Recomendamos la técnica modificada nosotros (Crespo V. et al) y que figu-ra más abajo, ya que da buenos resultados y puede realizarse en pocos minutos.

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

Sulfuro de sodio (Na2S) Laurilsulfato sodico

Na2S.........................................10 g

Etanol .......................................20 g

Agua destilada........................70 ml

Laurilsulfato Na..........................5%

Hidrato de cloral .....................40 ml

Ácido láctico ...........................40 ml

Fenol.......................................40 ml

Rojo Congo Negro Chlorazol E

Rojo Congo........................... 0,3%

Laurilsulfato Na 5%............ 100 mlNegro Chlorazol E...................................... 100 mg

DMSO............................................................ 10 ml

KOH................................................................... 5 g

Agua destilada............................................... 60 ml

TÉCNICA DE P.A.S. (MODIFICACIÓN DE LOS AUTORES)

Ac. Peryodico 1% .........................................................................5 min.

Lavar con agua

Reactivo de Schiff ........................................................................3 min.

Lavar con agua

Alcohol de 96º ...........................................................................2 pases

Xilol............................................................................................2 pases

Montar con bálsamo o DePex

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En tiempos recientes, se ha introducido en las técnicas micológicas un reactivo fluorescenteprocedente de la industria textil, que se utilizaba como blanqueador. Se trata del Blanco cal-cofluor, comercializado bajo distintos nombres por diferentes casas comerciales (CalcofluorWhite reagent Difco, Blankophor BS Bayer, Fluorescent Brightener 28 Sigma). El reactivo seutiliza mezclando una gota del mismo con otra de KOH 20% en la misma preparación,cubriendo luego con un cubreobjetos. La observación ha de realizarse con un microscopiode fluorescencia, lo que constituye la mayor limitación de esta técnica que, por otro lado,resulta sumamente útil, ya que permite visualizar las estructuras fúngicas con gran facilidad,incluso por personal no entrenado. De todas formas, hemos podido demostrar que, con expe-riencia suficiente, la simple potasa ofrece resultados similares.

MEDIOS DE CULTIVOExiste un número limitado de medios de cultivo destinados al aislamiento o identificación delos hongos. Los utilizados habitualmente en el diagnóstico de las micosis superficiales sonaún menos, y podemos decir que con media docena cubrimos prácticamente todas nues-tras necesidades. Podemos dividirlos en dos grupos: medios de aislamiento y medios deidentificación.

Los primeros son en la mayoría de los casos medios de Sabouraud completados con anti-bióticos antibacterianos y/o antifúngicos, aunque pueden incluirse otros medios en el caso deque pretendamos el aislamiento selectivo de algún tipo de hongos, como es el caso de losmedios cromogénicos en las Candidas y los medios con lípidos en las Malassezias. Comorutina, debe emplearse el medio glucosado de Sabouraud (SGA) con cloramfenicol ogentamicina, utilizando siempre dos placas del mismo, una de las cuales contendrá tambiénActidiona, para cada muestra que se procese.

La Actidiona o cicloheximide es un antibiótico antifúngico de la familia de los polienos queinhibe la mayoría de las especies contaminantes, respetando en cambio a los dermatofitos ya C. albicans. No obstante, inhibe también total o parcialmente algunos hongos que puedenestar implicados en las dermatomicosis, como la Candida no albicans, Scopulariopsis,Fusarium, Aspergillus, Acremonium, Cryptococcus, etc, razón por la que se aconseja incluirsiempre un medio libre de esta substancia en la batería de aislamiento rutinario.

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

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Estos medios de aislamiento, a menudo, son suficientes para alcanzar el diagnóstico espe-cífico basándonos en los caracteres morfológicos de las colonias que crecen en ellos. Enalgunos casos, sin embargo, esto no basta, y se hace necesario resembrar las colonias enotros substratos para identificar la especie aislada (medios de identificación).

La mayor parte de los medios utilizados rutinariamente en el laboratorio de micología estáncomercializados, y pueden adquirirse fácilmente ya preparados en placas de Petri o tubos devidrio, o en forma de polvo deshidratado. En este último caso la gama es más extensa, peroprecisaremos una pequeña autoclave para prepararlos.

El estudio de los caracteres micromorfológicos, lo llevaremos a cabo tomando una muestrade la superficie de la colonia por medio de un papel adhesivo transparente. Éste se coloca actoseguido sobre un porta, en el que previamente habremos depositado una gota de la solucióncolorante, habitualmente azul de lactofenol. La observación se realiza al microscopio, gene-ralmente con aumentos bajos (de 100 a 400) y debe centrarse en la morfología de las estruc-turas reproductoras, en especial los distintos tipos de conidias.

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

AZUL DE LACTOFENOL

Azul algodón ............................................0,5 g

Ácido láctico..............................................20 g

Fenol .........................................................20 g

Glicerina....................................................40 g

Agua destilada ........................................20 ml

Medio de aislamiento Utilidad

De rutina

Sabouraud + Cloramfenicol

Sabouraud + C + Actidiona

Accesorios

Potato Dextrose Agar

CHROMAgar Candida

Dixon Agar

Aislamiento/identificación de dermatofitos, levaduras y hongos oportunistas(exceptuadas levaduras lipofílicas)

Aislamiento/Identificación de T. rubrum

Aislamiento/Identificación de Candida spp

Aislamiento de Malassezia spp

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En aquellos casos en que la micromorfología no permita alcanzar una identificación definiti-va de la especie aislada, se recurre a ciertas técnicas auxiliares (tests fisiológicos o bio-químicos) que se detallan en los capítulos correspondientes. Esto reza sobre todo para laslevaduras, cuya morfología es mucho más pobre que la de los hongos filamentosos.

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EL LABORATORIO en las MICOSIS CUTÁNEAS

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Atlas de MICOLOGÍA CUTÁNEA

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