UNIVERSIDAD TÉCNICA DE MACHALAFACULTAD DE CIENCIASAGROPECUARIASESCUELA DE INGENIERÍAAGRONÓMICA

TERAPÉUTICA VEGETAL

OPTATIVA I

INTEGRANTES:

1. ÁVILA CAMPOVERDE JHON JAIRO2. ZHIÑIN HUACHÚN IVÁN ARMANDO3. PABLO ERNESTO VILLA GUERRERO

FECHA: 23 DE NOVIEMBRE DEL 2012.

BIOENSAYO DEL PRODUCTO S-KEMATA (Lambdacihalotrina) EN PULGONES(Orthesia sp.) DE PLANTAS ORNAMENTALES,

PORCENTAJE DE MORTALIDAD EN LA APLICACIÓN DEL CAMPO Y EFICACIA DEL INSECTICIDA

MACHALA – EL ORO – ECUADOR2012

1. INTRODUCCIÓN

El presente trabajo de laboratorio y campo realizado por los estudiantes del

sexto ciclo de ingeniería agronómica, el cual consistió conocer y aplicar las

técnicas en el bioensayo de toxicidad ya que los bioensayos de toxicidad

permiten evaluar el grado de afectación que una sustancia química tiene en

organismos vivos y éstos pueden ser agudos o crónicos.Un bioensayo es el

uso de un organismo vivo como un agente de prueba para la presencia o

concentración de un compuesto químico.

Estas pruebas de toxicidad permiten realizar mediciones experimentales del

efecto de agentes químicos o físicos en sistemas biológicos, estableciendo

relaciones concentración-respuesta bajo condiciones controladas en terreno o

en laboratorio.

En el presente trabajo se plantearon los siguientes objetivos:

Realzar bioensayos en Orthesia sp., utilizando S-Kemata (i.a.

Lambdacihalotrina)

Aplicar las técnicas en el procedimiento de los bioensayos toxicológicos.

Determinar el porcentaje de mortalidad de diferentes concentraciones de

un producto químico en Orthesia sp.

Realizar prácticas de aplicación de un insecticida en plantas de los

jardines de la Facultad de Ciencias Agropecuarias.

El trabajo se realizó en el laboratorio de acuacultura y en los jardines de

Facultad de Ciencias agropecuarias respectivamente, practica realiza el 09 de

noviembre del 2012.

2. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. BIOENSAYOS

Los ensayos de toxicidad son los bioensayos empleados para reconocer y

evaluar los efectos de los contaminantes sobre la biota. En los bioensayos se

usa un tejido vivo, organismo, o grupo de organismos, como reactivo para

evaluar los efectos de cualquier sustancia fisiológicamente activa.

Estos ensayos, básicamente, consisten en la exposición de grupos de

organismos, a determinadas concentraciones del tóxico por un tiempo

determinado. Los organismos deben estar en buenas condiciones de salud,

previamente aclimatados a las condiciones del ensayo, y se mantienen en

condiciones ambientales constantes. Además se dispone de grupos de control

(que no se exponen al tóxico). Luego se miden y registran los efectos

biológicos observados en cada uno de los grupos control y tratados y,

posteriormente, se efectúa un análisis estadístico de los datos obtenidos.

2.2. EFECTOS TÓXICOS A EVALUAR DE LOS BIOENSAYOS

Los efectos tóxicos a evaluar pueden ser: mortalidad, inmovilidad, inhibición del

crecimiento de la población, alteración del comportamiento, etc. Se determinan

distintas variables como, por ejemplo, la concentración letal 50 (CL 50), que es

la concentración letal para el 50 % de los individuos expuestos. Las

condiciones de los cultivos y los ensayos deben estar altamente

estandarizadas para permitir la comparación de los resultados.

Los bioensayos de toxicidad permiten evaluar el grado de afectación que una

sustancia química tiene en organismos vivos y éstos pueden ser agudos o

crónicos. Las pruebas agudas cuantifican las concentraciones letales de un

xenobiótico a una especie en particular. El valor calculado se denomina

concentración letal media (CL50) y corresponde a la concentración de un

xenobiótico que causa la muerte al 50 % de la población experimental al cabo

de un tiempo determinado, generalmente en 48 o 96 horas. En contraste, las

pruebas crónicas estiman la concentración – efecto media (CE50) de la

sustancia de prueba que causa un efecto al 50 % de la población experimental,

al cabo de un tiempo determinado.

2.3. IMPORTANCIA DE LOS BIOENSAYOS

Los ensayos de toxicidad permiten establecer los límites permitidos para los

distintos contaminantes, evaluar el impacto de mezclas sobre las comunidades

de los ambientes que las reciben y comparar la sensitividad de una o más

especies a distintos tóxicos o a diferentes condiciones para el mismo tóxico. Es

útil para la investigación básica del fenómeno de toxicidad, establecer criterios

o patrones de calidad de aguas superficiales o efluentes, la evaluación del

impacto ambiental y del riesgo ecológico y el monitoreo de las condiciones de

un cuerpo de agua.

Generalmente, no es suficiente para proteger la biota registrar en un

ecosistema dado las concentraciones de las sustancias químicas; los

programas para monitorear tales sustancias suelen ser muy caros, y aquellas

de alta toxicidad generalmente deben detectarse en concentraciones muy

bajas, usando equipo costoso y personal muy entrenado; y en un solo ambiente

puede haber cientos de contaminantes con efectos muchas veces no aditivos.

Por lo tanto, se necesitan los ensayos biológicos que son relativamente

simples, rápidos y económicos, y pueden brindar información adicional sobre el

riesgo potencial, incluyendo efectos tóxicos como generación de cáncer,

malformaciones, desórdenes de conducta, efectos acumulativos, antagonismos

y sinergismos.

Los ensayos pueden ser de laboratorio (con un número reducido de especies, y

en condiciones estandarizadas que reproducen sólo en forma muy parcial las

condiciones naturales en el ambiente), o de campo (con “encierros” sometidos

a las condiciones del medio).

Mediante los ensayos de toxicidad se estudian las relaciones  dosis o

concentración, efecto y dosis o concentración - respuesta (efecto: cambio

biológico evaluable por una escala de intensidad o severidad; respuesta:

proporción de la población expuesta que manifiesta un efecto definido).

2.4. ORGANISMOS DE PRUEBA

ALBA, P. (s/a) indica que la elección de un organismo de prueba adecuado

para un Bioensayo depende del efecto que se desea evaluar y de las

características del organismo, por ejemplo, un canario es un organismo

adecuado de un bioensayo para detectar gases tóxicos o falta de oxígeno en

una mina, porque se tiene el antecedente de su uso para estos fines, los

mineros entraban con un canario y si el canario moría, por ser mas sensible,

ellos tenían la oportunidad de salir y no correr la misma suerte. Otros ejemplos

de organismos de prueba son, el uso de cerdos para detectar y colectar trufas,

perros para detectar explosivos y drogas, gametos de erizo de mar para

detectar eco toxicidad en agua de mar, Euglenagracilis para detectar niveles de

vitamina B12.

Este mismo autor indica que lo anterior es útil para asegurarse que la

respuesta de una población expuesta a cierto agente tóxico se deba al efecto

de éste y no a variaciones tanto de la sensibilidad de los organismos como de

fallas operacionales en la aplicación del método.

Los Organismos de prueba pueden ser:

Organismos criados en Laboratorio

Organismos colectados en campo.

En general, es preferible utilizar organismos criados en el laboratorio en vez de

los recolectados en el campo porque los exámenes estandarizados requieren

de un abastecimiento siempre disponible de organismos en buena salud

provenientes de cultivos de condiciones conocidas y constantes. Los

bioensayos hechos en el laboratorio usando organismos recolectados en el

campo han sido menos satisfactorios, con muy pocas excepciones. Los

organismos recolectados en el campo son más satisfactorios cuando el

laboratorio está cerca al lugar de recolección y el abastecimiento de agua

desde allí está siempre disponible, como es el caso de nuestro curso que

cuenta con un laboratorio que provee esas condiciones.

Los organismos empleados para los ensayos deben tener alta sensibilidad a

los tóxicos, ya que al establecer las concentraciones seguras para ellos se

espera proteger a todo el ecosistema, pero hay que tener en cuenta que

distintas especies tienen diferente sensitividad a distintas sustancias químicas.

Se utilizan métodos integrados (secuencial, para evaluar la toxicidad de

sustancias químicas puras, y simultáneo, para deshechos que contienen varias

sustancias diferentes). Los ensayos deberían complementarse con monitoreos

biológicos y el uso de indicadores ecológicos.

2.5. TIPOS DE ENSAYOS

El primer problema que se presenta al elegir una técnica de bioensayo es

decidir entre la utilización de un ensayo directo o indirecto. En este sentido, se

han de tener en cuenta las definiciones siguientes:

Ensayo directo:Si los datos obtenidos resultan exactamente las dosis de

substancia (dosis umbrales) medidas en cada individuo para las cuales

se observa una respuesta específica.

Ensayo indirecto:Si las muestras obtenidas para cada substancia

consisten en la observación de la respuesta a diferentes dosis fijadas

anteriormente.

2.6. TIPOS DE RESPUESTAS DE LOS BIOENSAYOS

De manera general, las respuestas medidas resultan de dos tipos:

1. Respuestas cuantitativas: Se mide en cada individuo una variable

cuantitativa discreta o continúa.

2. Respuestas de porcentajes: Para cada nivel de dosis se mide el

porcentaje de individuos que presentan una respuesta determinada.

2.7. DESCRIPCIÓN DE LA PLAGA

2.7.1. Taxonomía y características

Clase: Insecta

Orden: hemiptera (Homoptero)

Familia: Ortheziidae

Distribucion mundial: Caribe y Sudamérica.

Biología/Ecología

Papel trófico: Se alimenta de la savia de plantas

Rango alimenticio: Polífago

2.8. ORTEZIAS (ORTHEZIIDAE)

Bazarra, (2004) indica que los miembros de la familia Ortheziidae se conocen

comúnmente como ortézidos y pertenecen al grupo de los arqueococoideos.

Actualmente hay 202 (194 existentes y 8 fósiles) especies de ortézidos(familia

Ortheziidae) descritos. La ortezia de los cítricos Praelongortheziapraelonga

(Douglas) (fi gura 2A) y la cochinilla blanca menor de los cítricos

Insignortheziainsignis (Browne) (fi gura 2B) son altamente polífagas y son

consideradas plagas dondequiera que ocurren. Insignortheziainsignis se

distribuye en todas las regiones zoogeográfi cas del mundo. Por otro lado, P.

praelonga es de origen neotropical, y su distribución hasta hace poco se

limitaba a Centroamérica, Suramérica y el Caribe.

2.9. MORFOLOGÍA EXTERNA

Bazarra, (2004) señala que la forma, número y distribución de las placas de

cera de los ortézidos (morfología externa) han demostrado ser útiles en la

identificación a escala genérica, y en algunos casos para la identificación de

especies. Las fotos digitales del vientre y el dorso de los ortézidos se pueden

utilizar para la separación rápida de algunos ortézidos.

Las placas de cera dorsales consisten en una placa de cera central, una placa

de cera subcentral y placas de cera marginales; las placas de cera ventrales se

componen de láminas de cera mesocoxales y metacoxales.

2.10. LAMBDACIHALOTRINA

2.10.1. Modo de acción

Agrospec, (2011) indica que es un insecticida por contacto e ingestión, no

sistémico.

2.10.2. Principales características

Agrospec, (2011) indica que la Lambda-cyhalotrina, es un piretroide sintético

con actividad insecticida de contacto e ingestión, no sistémico, con efecto de

repelencia y antialimentario. Posee buen efecto de choque y persistencia que

actúa sobre una amplia gama de insectos como lepidópteros, hemípteros y

otros de importancia agrícola.

2.10.3. Ingrediente activo

Piretroide sintético no sistémico, de gran capacidad de penetración, con

actividad insecticida por contacto e ingestión, con buen efecto de choque y

buena persistencia que actúa sobre el sistema nervioso de los insectos

alterando el flujo de iones a través de la membrana nerviosa. Se ha observado

que los piretroides que poseen un grupo α-ciano causan una mayor

prolongación del aumento transitorio de la permeabilidad del sodio en la

membrana nerviosa durante la excitación. El insecto que recibe una dosis

suficiente entra en una fase de agitación seguida de una parálisis que conduce

a la muerte. Produce una fuerte repelencia que evita reinvasiones de insectos

en el cultivo. Es activo sobre insectos adultos, lo que es de interés, por

ejemplo, entre los Coleópteros, y también sobre los diferentes estados larvarios

en especial de Lepidópteros y Dípteros. También proporciona un buen control

preventivo de los virus de las plantas transmitidos por insectos.

Gracias a su potencial insecticida se aplica a dosis muy reducidas en sustancia

activa/ha (de 5 a 30 g/ha) con lo que la cantidad de residuos que deposita en la

cosecha es muy pequeña. Se fotodegrada rápidamente y es insoluble en agua.

Es prácticamente inmóvil en el suelo con una vida media inferior a 14 días en

suelos limosos y de 28-56 días en arcillo-limosos, con riesgo muy limitado de

contaminar acuíferos. En suelos aerobios se degrada por vía hidrolítica y

oxidativa siendo su vida media de unas 3 semanas. También se disipa por vía

microbiana cuya eficiencia disminuye si la humedad del suelo es muy baja o la

temperatura superior a 35 ºC. Se le considera poco persistente (hasta 12

semanas).

2.10.4. Informaciones toxicológicas

Toxicidad: grupo II, Moderadamente Peligroso

Ingestión DL50, oral, rata : >5000 mg/kg

Piel DL50, dermal, rata: >4000 mg/kg

3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. PRACTICA DE LABORATORIO

3.1.1. Ubicación política

La práctica se realizó en el Laboratorio de acuacultura, de la Facultad de

Ciencias Agropecuarias, ubicada en la parroquia El Cambio de la ciudad de

Machala, perteneciente a Ecuador.

3.1.2. Ubicación geográfica

Latitud sur: 6166612595 UTM

Longitud oeste: 1796388663965 UTM

3.1.3. Materiales

Insecticida químico (i.a. Lambdacihalotrina 25g/L)

Adherente (DISS-X2X)

Cajas petri (4)

Vaso precipitado (500ml)

Pipeta (1 ml)

Papel para retener la humedad o papel filtro

Hojas infestadas por pulgones (Orthesia sp.)

Estereoscopio

Hoja de registro

3.1.4. Métodos

Se reconoció a la plaga, que infestaba a las plastas ornamentales de la

facultad.

Se obtuvo un insecticida por contacto e ingestión, no sistémico (S-

Kemata 2,5 EC%), adecuado para los pulgones (Orthesia sp.) de las

plantas adecuadas.

Se tomaron tres dosis del insecticida, con la pipeta de 1 ml, dichas dosis

fueron, para el tratamiento1 = 0,25ml P.c./500ml, tratamiento 2 = 0,5ml

P.c./500ml, tratamiento 3 = 0,75 ml P.c./500ml, y en el cual existió una

tratamiento sin aplicación del producto (testigo), cada dosis se

prepararon en un vaso precipitado de 500ml, el cual cada dosis tuvo la

aplicación de un adherente (DISS-X2X) para que el producto no se

pierda, y que se quede adherido a la armadura cerosa de los insectos.

Se tomaron en total 16 hojas de las plantas ornamentales infectadas por

Orthesia sp., las cuales mediante la técnica del sumergido en los vasos

precipitados que se encontraban las dosis preparadas, se sumergieron

cuatro hojas por tratamiento, y se coloraron dentro de las cajas petri

plásticas, las cuales en su base tenían un papel absorbente de

humedad, al testigo no se realizo aplicación alguna.

Se contabilizó la cantidad de insectos vivos y muertos de cada caja petri,

mediante un estereoscopio, y los datos se recolecto en una hoja de

registro.

Se determino, el porcentaje de eficacia del insecticida mediante la

fórmula ideada por Abbot; que se expresa así:

Porcentaje de eficacia (%) = (Testigo-Ensayo)/Testigo x 100

¿ Indiv . vivosdel testigo−indv . vivos del ensayoIndiv . vivosdel testigo

x 100

Se estableció el % de eficacia mediantes las formulas de Schneider y

Orellii, cuyo criterio en el grado de mortalidad; parte de la formula de

Abbot, pero se basa fundamentalmente en los individuos

sobrevivientes.

%De Eficacia = (%Me-%Mt)/(100-%Mt)

Me: muertos en el ensayo

Mt: muertos en el testigo

3.2. PRACTICA DE CAMPO

3.2.1. Ubicación política

La práctica se realizó en los jardines, de la Facultad de Ciencias

Agropecuarias, ubicada en la parroquia El Cambio de la ciudad de Machala,

perteneciente a Ecuador.

3.2.2. Ubicación geográfica

Latitud sur: 6166612595 UTM

Longitud oeste: 1796388663965 UTM

3.2.3. Materiales

Bomba manual (descarga = 192ml/minuto)

Plantas ornamentales

Insecticida químico (i.a. Lambdacihalotrina 25g/L)

Adherente (DISS-X2X)

Hoja de registro

3.2.4. Métodos

Se determino la descarga de la boquilla de la bomba manual, la cual

mediante un cronometro y un recipiente volumétrico, se estableció la

descarga en 192ml/minuto, para establecer la dosis del producto.

Se realizo la preparación del producto en la bomba manual, cuya

capacidad fue de 2Lt, con una dosis del producto de 1ml/Lt y mas el

adherente de 1ml/Lt.

Se realizo la aplicación del producto la cual cubrió 13 plantas con la

capacidad de 2litros de la bomba manual, y el cual se dejo un testigo

para diferenciar los resultados.

Se realizó un muestreo para observar el porcentaje de mortalidad, con la

concentración establecida del producto, la cual se tomaron tres plantas

al azar, y de estas plantas se tomaron cuatro hojas.

Se realizó un conteo de los insectos muertos, mediante un

estereoscopio, el cual se apuntaron en una hoja de registro los datos.

Se determinó el porcentaje de mortalidad, mediante una regla de tres.

Se determino, el porcentaje de eficacia del insecticida mediante la

fórmula ideada por Abbot; que se expresa así:

Porcentaje de eficacia (%) = (Testigo-Ensayo)/Testigo x 100

¿ Indiv . vivosdel testigo−indv . vivos del ensayoIndiv . vivosdel testigo

x 100

Se estableció el % de eficacia mediantes las formulas de Schneider y

Orellii, cuyo criterio en el grado de mortalidad; parte de la formula de

Abbot, pero se basa fundamentalmente en los individuos

sobrevivientes.

%De Eficacia = (%Me-%Mt)/(100-%Mt)

Me: muertos en el ensayo

Mt: muertos en el testigo

3. RESULTADOS

Cuadro 1. Determinación del porcentaje de eficacia del insecticida S-Kemata

(lambdacihalotrina), utilizando la formula Abbot en insectos vivos, el 09

de noviembre del 2012.

Tratamientos Variables Insectos vivos

Tratamiento 10,25ml/500Lt

Testigo 163Ensayo 162

% eficacia 0,61

Tratamiento 20,50ml/500Lt

Testigo 163Ensayo 21

% eficacia 87,11

Tratamiento 30,75ml/500Lt

Testigo 163Ensayo 9

% eficacia 94,48

Cuadro 2. Determinación del porcentaje de eficacia mediante las formulas de

Schneider y Orelli, el 09 de noviembre del 2012.

Tratamientos Variables % de mortalidad

Tratamiento 10,25ml/500Lt

Testigo 13,8Ensayo 37

% eficacia 27

Tratamiento 20,50ml/500Lt

Testigo 13,8Ensayo 84,4

% eficacia 82

Tratamiento 30,75ml/500Lt

Testigo 13,8Ensayo 96,6

% eficacia 96

Cuadro 3. Determinación de la cantidad de insectos vivos y muertos, mediante

la aplicación del tratamiento 1, a las 120 horas de aplicación, el 09 de

noviembre del 2012.

Tratamientos Hoja Nº Vivos Muertos Total

Tratamiento 1CL50-120

h-0,25ml/500Lt

Hoja 1 84 60 144Hoja 2 12 8 20Hoja 3 19 9 28Hoja 4 47 18 65

Total 162 95 257Media 40,50 23,75 102,8

Desviaciónestándar 32,71 24,58 56,66

Hoja 1 Hoja 2 Hoja 3 Hoja 40.0

10.0

20.0

30.0

40.0

50.0

60.0

70.0

80.0

90.0

100.0

63.2

8.4 9.5

18.9

Porcentaje de mortalidad

CL50-120h-0,25ml/500Lt

Po

rcen

taje

de

mo

rtal

idad

Figura 1. Porcentajes de mortalidad de Orthesia sp., mediante el

tratamiento1 (0,25ml Lt-1) en plantas ornamentales de la Facultad de

Ciencias Agropecuarias.

Cuadro 4. Determinación de la cantidad de insectos vivos y muertos, mediante

la aplicación del tratamiento 2, a las 120 horas de aplicación, el 09 de

noviembre del 2012.

Tratamientos Hoja Nº Vivos Muertos Total

Tratamiento 2CL50-120

h-0,50ml/500Lt

Hoja 1 5 28 33Hoja 2 6 46 52Hoja 3 6 22 28Hoja 4 4 18 22

Total 21 114 135Media 5,25 28,5 33,75

Desviación estándar 0,96 12,37 12,97

Hoja 1 Hoja 2 Hoja 3 Hoja 40.0

10.0

20.0

30.0

40.0

50.0

60.0

70.0

80.0

90.0

100.0

24.6

40.4

19.3 15.8

Porcentaje de mortalidad

CL50-120h-0,50ml/500Lt

Po

rcen

taje

de

mo

rtal

idad

Figura 2. Porcentajes de mortalidad de Orthesia sp., mediante el

tratamiento 2 (0,50ml Lt-1) en plantas ornamentales de la Facultad de

Ciencias Agropecuarias.

Cuadro 5. Determinación de la cantidad de insectos vivos y muertos, mediante

la aplicación del tratamiento 3, a las 120 horas de aplicación, el 09 de

noviembre del 2012.

Tratamientos Hoja Nº Vivos Muertos Total

Tratamiento 3CL50-120

h-0,75ml/500Lt

Hoja 1 0 67 67Hoja 2 6 96 102Hoja 3 2 23 25Hoja 4 1 68 69

Total 9 254 263Media 2,25 63,5 65,75

Desviaciónestándar 2,63 30,16 31,55

Hoja 1 Hoja 2 Hoja 3 Hoja 40.0

10.0

20.0

30.0

40.0

50.0

60.0

70.0

80.0

90.0

100.0

26.4

37.8

9.1

26.8Porcentaje de mortalidad

CL50-120h-0,75ml/500Lt

Po

rcen

taje

de

mo

rtal

idad

Figura 3. Porcentajes de mortalidad de Orthesia sp., mediante el

tratamiento 3 (0,75ml Lt-1) en plantas ornamentales de la Facultad de

Ciencias Agropecuarias.

Cuadro 6. Determinación de la cantidad de insectos vivos y muertos, del

testigo, a las 120 horas, el 09 de noviembre del 2012.

Tratamientos Hoja Nº Vivos Muertos Total

TestigoCL50-120

h-0,00ml/500Lt

Hoja 1 86 9 95Hoja 2 10 3 13Hoja 3 40 5 45Hoja 4 27 9 36

Total 163 26 189Media 40,75 6,50 47,25

Desviación estándar 32,57 3,00 34,57

Hoja 1 Hoja 2 Hoja 3 Hoja 40.0

10.0

20.0

30.0

40.0

50.0

60.0

70.0

80.0

90.0

100.0

34.6

11.519.2

34.6 Porcentaje de mortalidad

Tesigo-120 h

Porc

enta

je d

e m

orta

lidad

Figura 4. Porcentajes de mortalidad de Orthesia sp., del testigo, en plantas

ornamentales de la Facultad de Ciencias Agropecuarias.

0,0

0m

l/...

0,2

5m

l/...

0,5

0m

l/...

0,7

5m

l/...0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

13.8

37.0

84.4

96.6

Porcentaje de mortalidad

Po

rcen

taje

de

mo

rtal

idad

Figura 5. Porcentajes de mortalidad de Orthesia sp. de todos los

tratamientos establecidos en la práctica

Cuadro 7. Determinación de la cantidad de insectos vivos y muertos, de las

plantas de muestreo, luego de aplicación en el campo, a las 120 horas,

el 16 de noviembre del 2012.

Muestras Nº de hoja Vivos Muertos Total

Planta 1

Hoja 1 5 57 62Hoja 2 4 45 49Hoja 3 2 63 65Hoja 4 4 58 62

Planta 2

Hoja 1 2 45 47Hoja 2 0 47 47Hoja 3 2 52 54Hoja 4 3 53 56

Planta 3

Hoja 1 0 62 62Hoja 2 4 36 40Hoja 3 5 68 73Hoja 4 0 65 65Total 31 651 682Media 2,58 54,25

Desviación estándar

1,88 9,66

Cuadro 8. Determinación de la cantidad de insectos vivos y muertos, del

testigo de las plantas del campo, a las 120 horas, el 16 de noviembre del

2012.

Muestra Nº de hoja Vivos Muertos Total

Testigo

Hoja 1 57 1 58Hoja 2 52 3 55Hoja 3 61 2 63Hoja 4 47 0 47Total 217 6 223Media 54,25 1,5

Desviación estándar 6,08 1,29

Cuadro 9. Determinación del porcentaje de eficacia mediante las formulas de

Schneider y Orelli, en la aplicación del campo, el 09 de noviembre del

2012.

Tratamientos Variables Individuos vivos

Aplicación 1ml/Lt

Testigo 54,24Ensayo 2,58

% eficacia 95,24

Cuadro 10. Determinación del porcentaje de eficacia del insecticida S-Kemata

(lambdacihalotrina), utilizando la formula Abbot en insectos vivos, en la

aplicación en el campo, el 09 de noviembre del 2012.

Tratamientos Variables % de mortalidad

Aplicación 1ml/Lt

Testigo 2,69Ensayo 95,45

% eficacia 95,32

5. DISCUSIÓN Y CONCLUSIONES

5.1. DISCUSIÓN

La concentración 0,75ml/500ml obtuvo un porcentaje de mortalidad de 96,6% a

diferencia del testigo al cual no se aplicó ninguna dosis y este obtuvo un

porcentaje de mortalidad de 13,8% esto se debe a que el grado de afectación

de la sustancia química que tiene los organismos vivos se encuentra en al

concentración lo aumenta la tasa de mortalidad, lo que conlleva a una

efectividad del insecticida mayor del 80%.

En concentraciones mayores del 0,50ml/Lt de S-Kemata, se determina que el

compuesto quimico tiene un efecto de mortandad mayor del 80%, ya que un

bioensayo es el uso de un organismo vivo como un agente de prueba para la

presencia o concentración de un compuesto químico, esto daría como efecto

una gran efectividad.

5.2. CONCLUSIONES

La concentración de 0,75 ml/500ml de S-kemata (i.a. Lambdacihalotrina

25g/Lt) se obtiene un porcentaje de mortalidad de 96,6% en Orthesia sp.

La utilización de un bioensayo permite determinar la concentración de un

compuesto químico en un organismo vivo.

6. APÉNDICE

Figura 1. Productos químicos utilizados en la práctica

Figura 2. Preparación de las diferentes concentraciones utilizadas en alas

practicas.

Figura 3. Esquema de la posición del trabajo del laboratorio

Figura 4. Técnica empleada en la sumersión de las hojas infectadas por

Orthesia sp.

Figura 5. Aplicación del insecticida en los jardines de la facultad.

7. BIBLIOGRAFÍA CITADA

1. ALBA, P. (S.A) Riesgo ecológico, Evaluación del – Cricyt, recuperado el

21 de noviembre del 2012 de la página web: http://www. cricyt.

edu.ar/enciclo pedia/terminos/Ensayosde.htm

2. http://oceanologia.ens.uabc.mx/~felipecorrea/bioensayos/Documentos/

Apuntes/apuntes.htm

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