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Licenciatura en Química

Proyecto Terminal:

Captura de betalainas por HDL y Captura de betalainas por HDL y Captura de betalainas por HDL y Captura de betalainas por HDL y

alúminasalúminasalúminasalúminas

Presenta:Presenta:Presenta:Presenta:

Loera Serna SandraLoera Serna SandraLoera Serna SandraLoera Serna Sandra

Director: Dr. Enrique Jaime Lima MuñozDirector: Dr. Enrique Jaime Lima MuñozDirector: Dr. Enrique Jaime Lima MuñozDirector: Dr. Enrique Jaime Lima Muñoz

Abril 2005Abril 2005Abril 2005Abril 2005

Dedicatoria

Al Dr. Pedro Bosch Giral, por mostrarme el camino de la verdad y la honradez,

por ser una persona ejemplar, que no importando la situación, realza siempre sus valores y

convicciones. Por conservar congruencia en sus actos, motivando la constancia y la

perseverancia, valores que ahora radican en nosotros.

Gracias por ser mentor y, además, un amigo.

A mis padres Manuel Loera y Juana Serna, por apoyarme y estar siempre

pendientes de mí. A mis hermanos, Ricardo, Manuel y Alejandra, por ser parte integral de

mi vida.

A la persona más importante, Argel Ibarra, por mantenerse en pie en todos los

momentos difíciles, y por ser, entre otras cosas, un excelente compañero de trabajo.

Sandra

Agradecimientos Quiero agradecer muy particularmente al Dr. Enrique Lima, ya que sin él este trabajo no

hubiese sido posible.

A:

- Dra. Margarita Viniegra

- M. en Q. Victor H. Lara

- Dr. Ulises Morales

- M. en C. Marco A. Vera

- Dr. Claudio M. Zicovich

- Dra. Silvia Bulbulian

- M. en Q. Alejandro López

- Febe Arzola

- José González

- Roberto González

- M. en C. Juan C. Rosas

- M. en I. Q. Sara Núñez

- M. en C. Alejandro Montesinos

- Dra. Nancy C. Martín

- M. en Q. David González

- Maria de Jesús Miguel

- Dr. Juan Méndez

- Estela Cervantes

- Silvia Cortés

- Concepción Garay

Por toda la ayuda y apoyo brindado a lo largo del proyecto.

A los Doctores Robin Sagar, Eduardo González, Arturo Rojo y Alfredo Rodríguez, por las

palabras de aliento que nunca faltaron, por motivarme y no dejarme vencer.

4

Índice

1. Introducción ··································································································

2. Objetivo ··········································································································

3. Secuestrando el color de la bugambilia en matrices inorgánicas ·············

4. Procedimiento experimental ········································································

4.1. Síntesis de los HDL ······································································

4.2. Síntesis de la alúmina ···································································

4.3. Extracción del cromóforo betanidin ·············································

4.4. Secuestro del betanidin en materiales inorgánicos ·······················

5. Caracterización ·····························································································

5.1. Difracción de rayos-X (DRX) ······················································

5.2. Espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN) ············

5.3. Espectroscopia infrarroja (IR) ······················································

5.4. Espectroscopia ultravioleta-visible (UV-Vis) ······························

6. Resultados ·····································································································

6.1. Matrices inorgánicas que no lograron secuestrar el betanidin ········

6.2. Matrices inorgánicas que secuestran el betanidin ·························

6.2.1. HDLMgAl-CO3 ···································································

6.2.2. HDLMgZnAl-CO3 ·······························································

6.2.3. ASG ··················································································

6.3. Variación del color del betanidin con el pH ·································

7. Discusión ········································································································

8. Conclusiones ··································································································

9. Referencias bibliográficas ············································································

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1

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2

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6

6

6

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7

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8

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18

18

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23

2

Apéndice A: Técnicas de caracterización ·······················································

A.1. Difracción de rayos-X (DRX) ·····················································

A.2. Espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN) ···········

A.3. Espectroscopia infrarroja (IR) ·····················································

A.4. Espectroscopia ultravioleta-visible (UV-Vis) ······························

A.6. Referencias bibliográficas ···························································

Pág.

26

27

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30

32

1

1. Introducción

Del avance continuo en campos como la óptica, procesamiento de alimentos,

construcción, catálisis, entre otros, surge la necesidad de desarrollar nuevos materiales con

propiedades fotoquímicas y fotofísicas [1, 2].

Una estrategia para la obtención de estos sólidos es la incorporación de

cromóforos orgánicos en matrices inorgánicas, dando lugar a la formación de materiales

híbridos con propiedades particulares, determinadas tanto por la naturaleza de sus

componentes como por las condiciones de preparación.

En el campo de los pigmentos, los sólidos clásicamente empleados contienen

metales pesados como: Pb, Co, Cr, Hg, etc [3, 4], que son altamente tóxicos, y esto aunado

a las exigencias internacionales, que prohíben la utilización de dichos metales en industrias

como la farmacéutica, alimenticia, cosmética y textil, ha provocado la búsqueda de

sustitutos [5], en algunos casos es deseable que éstos sustitutos sean colorantes naturales.

Sin embargo, muchas veces estas nuevas propuestas están limitadas por la inestabilidad de

las moléculas orgánicas extraídas de frutos y plantas [6, 7].

Un pigmento natural se caracteriza por tener una molécula específica que da

color, llamada cromóforo. Estas moléculas son las responsables del color en flores y frutos.

Algunos de los cromóforos más comunes son, por una parte las antocianinas que le dan el

color rojo a los vinos [8, 9]. Por otro lado, algunas flores y la raíz de la remolacha, aunque

también son rojas, su color se lo deben a otro cromóforo, el betanidin [10].

Una tercer molécula, aunque menos común, pero muy famosa es la que se obtiene

de la planta índigo, cuyo cromóforo lleva el mismo nombre. El índigo se ha encontrado en

algunas pinturas datadas de la época de los Mayas (250 al 900 d.C.) [11]. Se ha propuesto

que la remarcable estabilización del cromóforo, se debe a su incorporación de las

moléculas de índigo en los canales de la arcilla palygorskita [12]. El pigmento índigo-

palygorskita se conoce como “Azul Maya” [13].

Las propiedades de los cromóforos antes citados y, por supuesto, algunos otros,

pueden ser empleadas en una amplia gama de industrias (cosmética, alimenticia, textil,

farmacéutica, vinícola, etc.). Por ejemplo, las betalainas pueden usarse como colorantes

naturales en alimentos, en prevención de algunas enfermedades y aprovechar sus

2

propiedades como antioxidantes. Sin embargo, estas moléculas son inestables cuando se

extraen, y muchas veces es necesario estabilizarlas en condiciones muy específicas [14].

El betanidin puede obtenerse fácilmente de flores como la bugambilia

(bougainvillea glabra), mediante extracciones en medio acuoso.

Retomando el tema del azul maya, las pinturas encontradas constatan que el

índigo se estabilizó durante muchos años (desde el periodo Clásico Tardío 300 d.C. hasta

hoy) [15], en los canales de una arcilla. Existen otras investigaciones donde se ha logrado

estabilizar pigmentos clorofílicos extraídos de la espinaca en matrices inorgánicas

mesoporosas [16]. Inspirados en estos pigmentos, se propone en este trabajo estabilizar el

betanidin presente en las bugambilias, sobre sólidos como hidrotalcitas [17], zeolitas [18] y

γ-alúmina.

La alúmina, es un material que funciona muy bien como absorbente [19], mientras

que las zeolitas y las hidrotalcitas son unos excelentes intercambiadores catiónicos y

aniónicos [17, 18], respectivamente.

2. Objetivo

Secuestrar un cromóforo natural, betanidin, en sólidos inorgánicos del tipo

hidróxido doble laminar (HDL) y γ-alúmina.

3. Secuestrando el color de la bugambilia en matrices inorgánicas

Algunas moléculas orgánicas sintéticas, coloridas, pueden ser estabilizadas en

diferentes sólidos. El presente trabajo está consagrado a mostrar que los cromóforos

naturales extraídos de flores, por ejemplo de la bugambilia, figura 1, pueden fijarse en

algunas matrices inorgánicas.

La bugambilia debe su color a las betalainas y estas se dividen en dos grupos:

- Betacianinas que otorgan el 90 % de la coloración y cuyo pigmento

mayoritario es el betanidin, de color variable (rosa a rojo).

- Betaxantinas que son amarillas.

3

Figura 1. Flores bugambilia (bougainvillea glabra)

El pigmento extraído de la flor bugambilia, cuenta con más de una estructura de

betalainas, se han detectado hasta 30 compuestos diferentes, y hasta hoy no es posible

obtener fracciones de un solo componente [14]. En la figura 2 se muestra la estructura

básica del betanidin.

N+

NH COOH

H

COO-

HOOC

HO

RO

Fig. 2. Estructura general del cromóforo betanidin. Donde R puede ser cualquiera

de sus nueve variantes [14].

4

Espacio interlaminar (cationes y agua)

Hoja de tipo brucita M(OH)2 (metales divalentes y trivalentes)

Tomando en cuenta esta estructura, las matrices que se proponen para estabilizar

el betanidin son: zeolitas y compuestos tipo hidrotalcita (hidróxidos dobles laminares), los

cuales se han revelado como eficaces para retener algunos cromóforos sintéticos.

Los HDL son compuestos inorgánicos formados por hojas cargadas

positivamente, separadas por especies aniónicas (figura 3). Cuando un HDL es calcinado

conduce a la obtención de un óxido mixto. Si la temperatura de calcinación no excede los

600 ºC, el óxido mixto puede rehidratarse para obtener nuevamente un HDL, esta

propiedad es el llamado “efecto memoria”.

Figura 3. Estructura de un hidróxido doble laminar.

Las zeolitas son aluminosilicatos conteniendo en su estructura cavidades, las

cuales alojan iones y moléculas de agua. Tanto los cationes como el agua tienen libertad de

movimiento, de tal modo que posibilitan el intercambio iónico y la deshidratación.

Particularmente, la zeolita X tiene una relación Si/Al comprendida entre 1.0 y 1.5,

pertenece al sistema cúbico, en la forma sódica, el parámetro de red varía entre 25.0 y 24.18

Ǻ, dependiendo de la relación Si/Al. La gran cavidad (supercaja α) tiene un diámetro

interno igual a 12.4 Å (figura 4).

Dado que las betalainas tienden a ser estabilizadas en medio ácido, se proponen

como matrices receptoras a materiales de carácter ácido, a saber, la forma protonada, HX,

de la zeolita NaX y la γ-alúmina.

5

Figura 4. Estructura de la zeolita X. (Obtenida de iza-structure, data base)

En efecto, la γ-alúmina (γ-Al2O3) es una espinela considerada con defectos dada

la relación de átomos de aluminio respecto a los átomos de oxígeno (32 átomos de oxígeno

y 21⅓ átomos de aluminio). Posee alta área superficial (200 a 220 m2/g), y además cuenta

con una superficie química con sitios ácidos de tipo Lewis y Brönsted, lo que hace de ésta

un material muy reactivo, comparada con otro tipo de alúminas [20].

La γ-Al2O3 absorbe fácilmente agua y se disuelve en los ácidos, por ello son

ampliamente usadas en cromatografía [21].

4. Procedimiento experimental

Materiales

Los reactivos usados fueron: tri-sec-butóxido de aluminio (ATB) y etanol

absoluto anhidro (EtOH).

Zeolita NaX con una relación Si/Al de 1, suministrada por Sigma Chemical

Company. Esta zeolita se usó en su forma sódica y protonada. La zeolita protonada se

preparó intercambiando la zeolita NaX en una solución de NH4OH. Después, el NH3 se

evacuó a 300 °C en vacío. Nos referimos a la zeolita sódica como NaX y a su forma

protonada como HX.

6

4.1. Síntesis de los HDL

Los hidróxidos dobles laminares fueron preparados por coprecipitación a pH

constante. Se probaron 2 HDL en la retención de betanidin.

El primero fue el HDLMgAl-CO3, el cual se preparó a partir de una solución, A,

disolviendo Mg(NO3)2·6H2O y Al(NO3)3·9H2O, en agua bidestilada. Las relaciones molares

de esta solución fueron Mg:Al:H2O, 3:1:84.

Se preparó una segunda solución, B, disolviendose KOH y K2CO3 en agua

bidestilada. Las relaciones molares fueron OH-: CO32-:H2O, 2.0:1.0:41.5.

Se mezclaron las soluciones A y B, a temperatura constante (80 ºC), manteniendo

el pH entre 9 y 10. El sólido se lavó, se filtró, y, se secó a 100 °C por 12 horas. El sólido

obtenido tuvo una relación molar de Mg/Al=3, y fórmula: [Mg0.75Al0.25(OH)2](CO3)0.125

·0.783 H2O.

El segundo HDL se preparó con tres metales, Mg, Al y Zn. El Zn2+ fue

incorporado durante la síntesis, la relación del metal divalente/ metal trivalente fue 3. La

composición de este sólido fue: [Mg0.614Zn0.093Al0.293(OH)2](CO3)0.146 · 0.731H2O, este

sólido es nombrado HDLMgZnAl-CO3.

4.2. Síntesis de la Alúmina

La alúmina se preparó por el método sol-gel, usando ATB como fuente de

aluminio. El ATB fue disuelto en EtOH y se reflujó a 80 °C durante 1 hora. Enseguida se

adicionó ácido fosfórico 3 N para hidrolizar la solución, se agitó y reflujó por 1 hora. Para

completar la hidrólisis, el sistema se enfrió a temperatura ambiente formándose un gel. Las

relaciones molares de los reactivos fueron; EtOH:ATB = 60:1, H3PO4:ATB = 0.03:1.00,

H2O:ATB = 1:1. El gel se envejeció durante 30 días y se secó a 80 °C. Finalmente se

calcinó a 550 °C por 4 horas. Este sólido se llamó ASG.

4.3. Extracción del cromóforo betanidin

1 g de flores Bougainvillea glabra se molieron con 40 mL de agua. La mezcla se

agitó por 20 min. Posteriormente se filtró a temperatura ambiente.

7

4.4. Secuestro del betanidin en materiales inorgánicos

Los sólidos anteriormente descritos se probaron como adsorbentes del cromóforo

betanidin, para ello se colocaron 100 mg de la muestra sólida en 10 mL de la solución

conteniendo el extracto de las flores.

5. Caracterización

5.1. Difracción de rayos-X (DRX)

Los materiales se caracterizaron por difracción de rayos-X, los difractogramas se

obtuvieron con un difractómetro Siemens D500, con un ánodo de tubo de cobre. Se

seleccionó la radiación Kα con un monocromador interno. En el apéndice A se mencionan

algunos de los aspectos básicos de las técnicas de caracterización usadas en este trabajo.

5.2. Espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN)

Los espectros RMN en el estado sólido se obtuvieron en un espectrómetro Bruker

ASX-300 a una frecuencia de resonancia de 78.2 MHz para 27Al. Con una secuencia de

pulsos de excitación sencillos de 2 µs con tiempo de repetición de 0.5 seg. La velocidad de

giro del rotor fue 10 kHz. Para los desplazamientos químicos se tomo como referencia una

solución acuosa 1 N de AlCl3.

Los espectros 13C CP/MAS RMN se obtuvieron operando el espectrómetro a 75.4

MHz. El pulso fue de 4 µs. La velocidad de rotación de 5 kHz. La referencia externa

utilizada fue el pico de adamantano sólido a 38.2 ppm relativo al tetrametilsilano (TMS)

5.3. Espectroscopia infrarroja (IR)

Las muestras se caracterizaron por espectroscopia infrarroja a temperatura

ambiente, en forma de pastillas diluidas con KBr, en un espectrómetro Perkin Elmer 1600

Series-FTIR, equipado con un detector DTGS. La resolución fue de 4 cm-1.

5.4. Espectroscopia ultravioleta-visible (UV-Vis)

Los espectros UV-Vis se obtuvieron en un espectrómetro Perkin Elmer Lambda

40 UV-Vis, en la ventana espectral entre 800 y 300 nm.

8

6. Resultados

Composición de los soportes

Las tablas 1 y 2 resumen la composición de las matrices inorgánicas usadas para

secuestrar el betanidin, especificando las razones metal divalente (M2+) a metal trivalente

(M3+).

Matriz inorgánica Fórmula desarrollada Carácter ácido-básico

NaX Na80[(AlO 2)80(SiO2)112] · x H2O · 32 Na+ ácida (débil)

HX Na80[(AlO 2)80(SiO2)112] · x H2O · 32 H+ ácida (moderada)

HDLMgAl-CO3 [Mg0.744Al0.256(OH)2](CO3)0.128 · 0.850H2O básica

HDLMgZnAl-CO3 [Mg0.614Zn0.093Al0.293(OH)2](CO3)0.146 ·0.731H2O básica

ASG Al2O3 ácida

Tabla 1. Composición y características de las matrices inorgánicas.

HDLMgAl-CO3 HDLMgZnAl-CO3 ASG

% Mg 74.4 61.4 0

% Al 25.6 29.3 100

% Zn 0 9.3 0

M2+/M3+ 2.9 2.41 -

Tabla 2. Porcentajes de los metales en las matrices inorgánicas.

6.1. Matrices inorgánicas que no lograron secuestrar el betanidin

Las zeolitas NaX y HX resultaron no eficientes para fijar el betanidin. En efecto,

aun cuando se esperaba que el betanidin, por su tamaño y forma, pudiera estabilizarse en la

superficie externa de las zeolitas, nuestros experimentos no fueron exitosos. Estos

materiales, no sufren ningún cambio en su estructura cristalina después de ser probados

como adsorbentes del betanidin, como lo muestran sus patrones DRX (figura 5).

9

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50

Ángulo de Bragg (2θ)

Inte

nsid

ad (

u.a.

) .

(a)

(b)

(d)

(c)

Figura 5. Difractograms de rayos-X de: (a) NaX, (b) NaX-B, (c) HX y (d) HX-B.

6.2. Matrices inorgánicas que secuestran el betanidin

A diferencia de las zeolitas, que no logran retener el betanidin en su estructura o

superficie, las otras matrices inorgánicas probadas sí retienen el cromóforo, generando,

sorpresivamente, sólidos de diferentes colores.

Por una parte, los HDL con betanidin conducen a sólidos morados y rojos, en

HDLMgAl-CO3, y HDLMgZnAl-CO3 respectivamente ((figura 6 (a) y (b)). Por otra parte, el

color del batanidin guarda el tono característico de la bugambilia cuando el adsorbente es

alúmina (figura 6 (c)).

Para identificar las muestras que retienen betanidin, se agregó una letra B al

nombre del sólido adoptado en la etapa de síntesis. Por ejemplo, el sólido HDLMgAl-CO3

después de haber retenido betanidin, es llamado HDLMgAl-CO3-B.

10

(a) (b) (c)

Figura 6. Matrices inorgánicas en contacto con la solución de bugambilia, (a)

HDLMgAl-CO3, (b) MgZn(Al)O, (c) ASG.

6.2.1. HDLMgAl-CO3

En la figura 7 se comparan los patrones de difracción de rayos-X de los HDLMgAl-

CO3, no calcinado y calcinado a 600 ˚C. También se incluyen los difractogramas de estas

mismas muestras conteniendo betanidin.

No se observan cambios significativos entre los difractogramas comparables, (a) y

(b), (c) y (d).

El efecto de la calcinación es claro y típico: la estructura laminar del HDL se

destruye promoviendo la formación de un óxido mixto, Mg(Al)O, con estructura tipo

periclasa. Además, la incorporación del betanidin a los HDL no provoca cambios en su

estructura cristalina que puedan ser detectados por DRX. Cabe hacer notar que el contacto

de Mg(Al)O con la solución de betanidin no regenera la estructura laminar del HDL.

11

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70

Ángulo de Bragg (2θ)

Inte

nsi

da

d (

u. a

.)

(a)

(c)

(d)

(b)

Figura 7. Patrones de difracción de rayos-X de: (a) HDLMgAl-CO3, (b) HDLMgAl-

CO3-B, (c) HDLMgAl-CO3 calcinada a 600 °C (Mg(Al)O), (d) Mg(Al)O con betanidin

(Mg(Al)O-B).

Como se acaba de mostrar, los sólidos HDL retienen betanidin sin provocar

cambios estructurales detectables por DRX. Sin embargo, el color de los sólidos no es

persistente en el tiempo y las HDLMgAl-CO3-B experimentan un cambio de color, de

morado a café, cuando son expuestas al medio ambiente incluso por tiempos cortos de 24

horas. Se analizaron los espectros infrarrojos de estas muestras, figura 8.

En los espectros (b) y (c), correspondientes a los sólidos conteniendo el

cromóforo, se aprecian dos bandas: una en 1088 cm-1 y otra en 2942 cm-1 debidos a las

absorciones de los enlaces C-N y C-H aromáticos, respectivamente. Evidentemente, estas

absorciones no se observan en el espectro de la muestra antes de la sorción del betanidin

(espectro (a)). Ambos grupos funcionales se encuentran en la estructura del betanidin,

figura 2. Si se comparan los espectros de la muestra morada (b) y de la muestra café (c) no

se observan cambios significativos.

12

3500 3000 2500 2000 1500 1000 5000

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Tra

nsm

isió

n (%

)

Número de onda (cm-1)

(a)

(b)

(c)

Figura 8. Espectros infrarrojos de: (a) HDLMgAl-CO3; (b) HDLMgAl-CO3-B y (c)

muestra (b) después de 24 horas.

6.2.2. HDLMgZnAl-CO3

La figura 9 muestra la serie de patrones DRX para los sólidos que contienen zinc.

En el sólido MgZn(Al)O-B, al igual que en los sólidos Mg(Al)O-B, no se observa la

reconstrucción de la estructura laminar .

El color del sólido, suspendido en la solución, es rojo (figura 6 (b)). Cuando el

sólido se separa del líquido y se seca adquiere un color amarillo, que se mantiene

invariante, incluso después de varios meses.

La figura 10 contiene los espectros IR del MgZn(Al)O, con y sin betanidin. En

éste caso, las frecuencias de absorción características del betanidin no se observan

claramente.

13

3500 3000 2500 2000 1500 1000 5000

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Tra

nsm

isió

n (%

)

Número de onda (cm-1)

(a)

(b)

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70

Ángulo de Bragg (2θ)

Inte

nsi

da

d (

u. a

.)

(a)

(b)

(c)

Figura 9. Patrones DRX de: (a) HDLMgZnAl-CO3, (b) HDLMgZnAl-CO3 calcinada a

600 °C (MgZn(Al)O), (c) MgZn(Al)O con betanidin (MgZn(Al)O-B).

Figura 10. Espectro infrarrojo de HDLMgZnAl-CO3-B calcinada a 600 °C: (a)

MgZn(Al)O, (b) MgZn(Al)O-B. La fotografía asociada a (b) corresponde al sólido

MgZn(Al)O-B.

14

Resonancia magnética nuclear (RMN) de los óxidos mixtos

La figura 11 exhibe los espectros 27Al RMN MAS de los soportes utilizados para

adsorber el cromóforo betanidin. Los espectros correspondientes a los sólidos Mg(Al)O y

MgZn(Al)O muestran dos picos de resonancia, a 11 y 64 ppm, debidos a especies de

aluminio con coordinación octaédrica y tetraédrica, respectivamente [22, 23]. De la

deconvolución de los espectros se obtiene que la relación AlVI/Al IV es mayor en el sólido

Mg(Al)O que en el sólido MgZn(Al)O, es decir, que en el sólido que contiene Zn, existe

una mayor cantidad de aluminio tetraédrico.

300 200 100 0 -100 -200 -300

Al IV

AlVI

(b)

Desplazamiento químico (ppm)

(a)

Figura 11. Espectros 27Al RMN MAS de: (a) Mg(Al)O y (b) MgZn(Al)O.

6.2.3. ASG

Las alúminas ASG y ASG-B, presentan la estructura típica de la γ-alúmina (figura

12). El sólido ASG-B presenta el color característico de la bugambilia (rosa intenso) y lo

mantiene por largos periodos (mayores a 6 meses).

15

Figura 12. Difractogramas de rayos-X de: (a) ASG y (b) ASG con bugambilia (ASG-B).

En la figura 13 se presentan los espectros IR de ASG, con y sin betanidin. La

banda de absorción a 2930 cm-1 en el espectro (b) se debe a la absorción del enlace C-H de

los anillos aromáticos, siendo el único grupo observable de la molécula del betanidin, ya

que la absorción característica del enlace C-N se enmascara por un pico muy ancho que

presenta el sólido ASG y que se atribuye a la absorción de los enlaces Al-O.

La figura 14 despliega los espectros 27Al RMN MAS correspondientes a las

muestras ASG y ASG-B. Antes de la adsorción del betanidin, el material presenta las

resonancias de AlVI y AlIV, a 3.4 y 62.0 ppm, respectivamente. Además, se puede observar

el pico a 33.0 ppm correspondiente al aluminio pentagonal, AlV [24]. Después de la

adsorción del betanidin, se observa una clara disminución en la intensidad del pico

asignado a AlV.

16

COOHHOOC8

13 14

15

3500 3000 2500 2000 1500 1000 500

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Tra

nsm

isió

n (%

)

Número de onda (cm-1)

(a)

(b)

Figura 13. Espectro infrarrojo de ASG: (a) sin betanidin, (b) con betanidin.

300 200 100 0 -100 -200 -300

(b)

Desplazamiento químico (ppm)

(a)

Figura 14. Espectros 27Al RMN MAS de: (a) ASG y (b) ASG-B.

En la figura 15 se presenta el espectro 13C CP/MAS RMN del betanidin adsorbido

en el sólido ASG-B. Se observan los picos principales debidos a las resonancias de los

17

carbonos del betanidin confirmando que no hay cambios estructurales significativos cuando

este se adsorbe en ASG. Adoptando la numeración de los carbonos en la misma figura, se

asignaron los picos 13C RMN, tabla 3 [4.17].

300 250 200 150 100 50 0 -50

Desplazamiento químico (ppm)

Figura 15. Espectros 13C CP/MAS RMN de ASG-B y cromóforo betanidin, con

sus respectivos carbonos.

Carbono Desplazamiento químico (ppm)

7, 18 29

8, 16, 15 175

2, 3, 4, 5 135

1, 6 73

9 55

Tabla 3. Asignación de los picos 13C RMN, para los carbonos del cromóforo betanidin.

N

NH

COOHHOOC

COOH

HO OR

4

6

2

1

3

5

8

7

9

10

1211

13 14

15

16

1718

18

6.3. Variación del color del betanidin con el pH

La solución con extracto de bugambilia, de color rosa intenso, presentó un pH

muy cercano al neutro (7.2). Por adición de HNO3 1M y NH4OH 1M, este pH fue alterado

para obtener soluciones con pH de 1.7 y 11.0, respectivamente. Las soluciones con pH

neutro y ácido mantuvieron el color rosa intenso. Aquella con pH básico, cambio a morado.

Los espectros UV-Vis de estas tres muestras incluidas en la figura 16, confirman que la

adsorción del betanidin es vulnerable a cambios de pH, ya que hay un corrimiento en la

longitud de absorción.

440 470 500 530 560 590 620 650 680

λ (nm)

Ab

sorb

an

cia

550 nm

560 nm

(c)

(a)

(b)550 nm

Figura 16. Espectros UV-Vis de la solución que contiene el betanidin a 1.7, 7.2 y

11.0; (a), (b) y (c), respectivamente.

7. Discusión

Se acaban de presentar los resultados clasificando los materiales como

adsorbentes y no adsorbentes de betanidin.

La zeolita NaX no adsorbe el betanidin. Por un lado, el tamaño de la molécula

orgánica la imposibilita para ocluirse dentro de los poros. Por otro lado, la adsorción en la

superficie reclamaría la existencia de sitios activos en el sólido, es decir, afines para

interaccionar con los grupos funcionales del cromóforo. Aparentemente, tales sitios, cuya

naturaleza podría ser variada, no existen, y además, no basta acidificar la zeolita para que

ellos se creen. En efecto, la transformación de la zeolita NaX a HX, sólo intercambia,

19

dentro de las cavidades de la zeolita, los cationes Na+ por H+. Como ya se mencionó, los

cationes dentro de los poros de la zeolita no son accesibles al betanidin.

Entre los sólidos que retienen el betanidin se encuentran Mg(Al)O y MgZn(Al)O.

En el caso de estos óxidos mixtos, cuando se ponen en contacto con la solución, y se

incorpora el betanidin, no se reconstruye la estructura laminar. Es decir, el betanidin no se

desprotona para producir aniones que pudieran aprovecharse y entonces llevarse a cabo el

“efecto memoria” característico en los HDL.

La solución acuosa de betanidin, en contacto con Mg(Al)O genera una suspensión

morada y con MgZn(Al)O una suspensión roja. Como se mostró, el color de las betalainas

es muy sensible al pH. Entonces, el color que adquiere el betanidin debe relacionarse con

las propiedades ácido-básicas del sólido. Efectivamente, los sólidos usados como soportes,

exhiben diferentes propiedades ácido-básicas [25]. Son estas propiedades las que provocan

cambios en el color del betanidin adsorbido en los sólidos. Así pues, la alúmina de carácter

predominantemente ácido, secuestra el color de la bugambilia, mientras que los HDL de

carácter dominantemente básico, cambian el color del cromóforo.

Cuando los sólidos se separan de la solución, el color originalmente adquirido no

se mantiene. El sólido MgZn(Al)O-B adquiere un color amarillo, estable en el tiempo. Por

su parte, el sólido Mg(Al)O-B mantiene el color morado observado en solución pero solo

durante un corto tiempo, virando a las pocas horas a café. En este ultimo caso, el cambio de

color del sólido se puede atribuir a la oxidación de los dobles enlaces y el consecuente

fraccionamiento de la molécula. La oxidación se lleva a cabo por acción del O2 presente en

el aire. En efecto, la oxidación solo se presenta cuando la muestra es expuesta al aire. Esto

se confirmó encapsulando al vacío un muestra Mg(Al)O-B inmediatamente después de

preparada, y se observó la persistencia del color bugambilia durante el tiempo que se

guardo libre de aire (tiempo > 1 mes). La reacción de oxidación del betanidin adsorbida

sobre Mg(Al)O-B puede escribirse como:

20

Al

O

O

Al

O

Al

O

Mg

O

Mg

O

N+

CO

HO OR

NH

O COO

C

O

O

Mg

O

Al

O

Mg

O

Mg

O

Al

O

Al

O

O

Al

O

Al

O

Mg

O

Mg

O

NH+

CO

HO OR

C NH

O COO

C

O

O

Mg

O

Al

O

Mg

O

Mg

O

Al

O

O2

O

H

Figura 17. Reacción de oxidación del betanidin adsorbido sobre Mg(Al)O.

Esta reacción corresponde a la autooxidación lenta de muchos compuestos

orgánicos en presencia de oxígeno. Generalmente, la autooxidacón se lleva a cabo vía

mecanismos de radicales libres, en los cuales, es necesario O2 y un iniciador [26]. Este

último puede ser aire, ya que puede contener trazas de intercambiadores radicalarios.

El oxígeno por sí solo no inicia la autooxidación, dada su baja reactividad como

abstractor de hidrógeno. Sin embargo, en nuestro caso la oxidación puede ser acelerada por

la superficie del sólido, que es capaz de abstraer los protones ácidos del betanidin.

Nótese que la adsorción más probable del betanidin en el Mg(Al)O es la

presentada en la figura 17. Los átomos cargados positivo y negativo, N y O,

respectivamente, interaccionan con los pares metal-oxígeno del óxido mixto, más

probablemente, los pares Al3+-O2-. En efecto, la resonancia magnética nuclear del aluminio

reveló que en los óxidos mixtos existen especies de aluminio octaédricas (AlVI) y

tetraédricas (AlIV). Los aluminios octaédricos deben formar parte del óxido mixto con

estructura de tipo periclasa. Sin embargo, la mayoría de los aluminios tetraédricos deben

estar en la superficie de los óxidos mixtos, enriqueciéndola así en sitios de aluminio

disponibles para adsorber al betanidin.

En el caso del sólido MgZn(Al)O, los sitios de adsorción más probables también

son pares Al3+-O2- ya que, incluso, éste óxido mixto presenta una cantidad mayor de AlIV,

relativa al AlVI.

21

No obstante, como se mencionó anteriormente, el sólido MgZn(Al)O-B exhibió

un color amarillo persistente en el tiempo, sugiriendo que el cromóforo estabilizado no fue

el betanidin, sino el betaxantin. También cabe la posibilidad que el color amarillo se deba a

que la ácido-basicidad del sólido MgZn(Al)O sea muy diferente comparada con aquella del

sólido Mg(Al)O. Sin embargo, esta última hipótesis debe descartarse ya que en el estudio

de la variación del color del betanidin, en función del pH, no se observó el color amarillo.

Entonces, se debe concluir que el betanidin, adsorbido en MgZn(Al)O, se transforma en

betaxantin. Un mecanismo viable para esta transformación es el siguiente:

N+

NH

COOH

H

COO-

HOOC

HO

RON+

NH

COOH

H

COO-

HOOC

HO

HO

N

NH

COOH

H

COO-

HOOC

HO

HOH

O

+

H2N H

COO-HO

HO

NH2

HO

HO

N+

NH

COOHHOOC

HO

HO H

H

N+

NH

COOHHOOC

HO

HO H H

COO-

1 24

5

3

6

7 8

+

+ 4

4

Figura 18. Mecanismo propuesto para el cambio de betanidin a betaxantin.

22

Nótese que dos diferentes especies tipo betaxantin pueden obtenerse, 7 y 8.

Las reacciones incluidas en el mecanismo propuesto, son generalmente

catalizadas por enzimas [27]. Su ocurrencia en el sólido MgZn(Al)O puede deberse a la

presencia de Zn en superficie, el cual también cataliza muchas reacciones biológicas debido

a que fácilmente forma complejos con moléculas orgánicas [28].

Hasta este punto de la discusión, una conclusión emerge: la adsorción del

betanidin sobre la superficie de los óxidos mixtos es una adsorción reactiva, promovida por

la ácido-basicidad de los sólidos y el oxígeno del aire. Para el caso del MgZn(Al)O la

presencia del Zn y Al en superficie provoca que el cromóforo betanidin, se convierta a

betaxantin (figura 18), y por ello el sólido mantiene un color amarillo, estable en el tiempo.

La adsorción del betanidin sobre un sólido de carácter predominantemente ácido,

como la γ-alúmina, inmoviliza el cromóforo manteniendo sus grupos funcionales

característicos.

La disminución de aluminios insaturados en la alúmina, después de la adsorción

del cromóforo, sugiere que este último interacciona con los AlIV y AlV, que son sitios

ácidos y por tanto estabilizan el betanidin con color característico en la bugambilia.

8. Conclusiones

El cromóforo betanidin puede ser fácilmente secuestrado en óxidos mixtos y

γ-alúmina. Sobre los óxidos mixtos, de carácter predominantemente básico, el betanidin es

altamente reactivo y con facilidad se oxida o se transforma en betaxantin. En contraste, el

betanidin es inmovilizado y permanece sin reaccionar químicamente cuando se absorbe en

la γ-alúmina, un sólido de carácter ácido.

23

9. Referencias bibliográficas

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25

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Biomed. Mater. Res.: B Appl. Biomater, 2005.

26

Apéndice A

Técnicas de caracterización

27

A. Técnicas de caracterización

A.1. Difracción de rayos-X (DRX)

La difracción de rayos-X es una técnica ampliamente utilizada en la ciencia de

materiales y, en general, en la industria, debido a la información que aporta sobre

ordenamiento y espaciado de los átomos en los materiales cristalinos, es decir, de sus

propiedades estructurales [1].

Este método proporciona información cualitativa y cuantitativa de los compuestos

presentes en una muestra, asentándose en el hecho de que cada sustancia cristalina tiene un

único patrón de difracción. La identificación de las fases se basa en la posición de las líneas

(en términos de 2θ) y de sus intensidades relativas.

El fenómeno de difracción se presenta cuando los rayos-X son reflejados por el

entorno ordenado de un cristal, en donde se asume que los átomos están dispuestos

formando planos. Para que los rayos-X sean reflejados es necesario que se cumpla la Ley de

Bragg (figura A.1.) [2]:

n λ = 2d sen θ

Figura A. 1. Difracción de rayos-X.

Donde:

n es un entero

d es la distancia interplanar del cristal

λ es la longitud de onda de la radiación

θ es el ángulo de incidencia

28

Existen siete sistemas cristalinos (cúbico, tetragonal, ortorrómbico, romboédrica

(o trigonal), hexagonal, monoclínico y triclínico) que se distinguen entre sí por la longitud

de sus aristas (llamadas constantes o parámetros de red) y sus ángulos característicos [3].

Las fórmulas para determinar esas constantes dependen del tipo de sistema cristalino, por

ello es importante conocer a cual pertenece la muestra bajo estudio.

La técnica de DRX permite calcular el parámetro de red; para ello es necesario

incluir un patrón interno, que presente un pico a un ángulo característico, el cual es

seleccionado en base a la muestra problema. El sistema más simple es el cúbico y basta

tomar en cuenta un pico y utilizar la siguiente fórmula para determinar el parámetro de red:

d = 222 lkh

a

++

Donde h, k y l son los índices de Miller del plano cristalográfico determinado por

el ángulo del pico seleccionado.

En este trabajo se calcula el parámetro de red de la zeolita A y de la estructura

sodalita en el capítulo 4, utilizando como estándar grafito, para determinar el cambio en las

dimensiones de red zeolítica.

A.2. Espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN)

La espectroscopia RMN consiste en la observación de las transiciones entre dos

niveles de energía. La RMN permite seguir las transiciones entre dos niveles magnéticos,

m =+1/2 y m =-1/2, para el caso de un núcleo con espín 1/2 [4, 5].

Estas transiciones en los núcleos atómicos pueden provocarse por las siguientes acciones

sucesivas:

1) Sometimiento de los núcleos a una inducción, B0, con ello los momentos

magnéticos de espín se alinean en el mismo sentido, o en sentido opuesto, de B0.

2) Excitación de los espines por una onda de radio a la frecuencia de resonancia,

lo que “promociona” alguno de los espines (figura A. 2.).

29

m= -1/2

m= +1/2

Bo

(a) (b)

Figura A.2. Estados energéticos de los espines nucleares, antes de la aplicación de

B0 (a), y (b) al aplicar B0 se produce un desdoblamiento de los niveles energéticos, el estado

más poblado es el de menor energía. La onda de radiofrecuencia promueve la excitación de

los espines en el estado m = + 1/2 hacia el estado m = -1/2.

Los átomos susceptibles de experimentar el fenómeno RMN tienen un momento

de espín diferente de cero, los más comúnmente analizados por esta técnica son 1H, 13C, 19F

y 31P, que tienen espín nuclear I= 1/2.

La técnica es muy sensible a la estructura electrónica de la muestra, es decir, al

ambiente que rodea al átomo por analizarse. Esto se debe a que el movimiento de los

electrones, partículas cargadas, produce un campo magnético local que se suma o se resta al

campo externo aplicado, B0, generando un campo “efectivo”. Este campo provoca una

absorción que se distingue de una referencia, entonces la medida que se hace es relativa, y

se denomina “desplazamiento químico” [2].

A.3. Espectroscopia infrarroja (IR)

El principio de esta espectroscopia radica en el examen de las radiaciones

absorbidas por un compuesto.

La energía asociada a la región IR es la adecuada para provocar cambios en los

niveles rotacionales y vibracionales de una molécula, generando transiciones, que son las

que se representan en un espectro característico [6].

30

Las longitudes de onda absorbidas van de 2.5 µm hasta 25 µm, aunque a menudo

se prefiere utilizar el número de onda, definido como el inverso de la longitud de onda. Los

espectros IR se trazan en la mayoría de los casos en el intervalo 400-4000 cm-1.

Para generar un espectro IR, es necesario que la molécula absorba la radiación, y

esto ocurre cuando la frecuencia de la vibración/rotación molecular es igual a la frecuencia

de la fuente de radiación [2]. Cuando una molécula absorbe radiación IR, experimenta un

cambio en el momento dipolar, como consecuencia de su vibración o rotación. Si la

molécula es homonuclear (O2, N2, etc.) no se altera el momento dipolar durante la vibración

o rotación, por lo tanto, no absorbe en el infrarrojo.

La identificación de compuestos, utilizando la espectroscopia infrarroja, no es

sencilla, algunas veces los compuestos orgánicos exhiben espectros muy complejos, otras

veces, las bandas pueden enmascararse por el solapamiento de otras. No obstante, cabe

hacer notar que la espectroscopia IR es una herramienta muy poderosa en la caracterización

estructural de compuestos, ya que sirviéndose de ella se pueden elucidar interacciones

debidas a un conjugamiento, a una atracción de electrones por un sustituyente vecino, a una

tensión angular o de Van der Waals, o por puentes de hidrogeno [7].

En la práctica, no se hace un análisis exhaustivo de los espectros, sino que solo, se

reconocen las principales bandas de vibración apoyándose en los datos de bandas de

absorción características ya reportadas en la literatura.

A.4. Espectroscopia ultravioleta-visible (UV-Vis)

La radiación con longitudes de onda entre 400 nm y 750 nm corresponde al

espectro visible. Cuando esta luz es absorbida por una molécula, produce transiciones entre

sus estados electrónicos.

Un espectro UV-Vis puede describirse convencionalmente en función de la

posición del máximo de la banda de absorción (λmáx) y de su intensidad (εmáx, el coeficiente

de extinción).

La principal aplicación de la espectroscopia UV-Vis es el análisis cuantitativo de

un cromóforo presente en una solución.

La primera etapa del análisis consiste en la construcción de una curva de

calibración que relacione la concentración con la absorbancia. Enseguida se selecciona el

31

máximo de la longitud de onda, debido a que es en esta zona que la Ley de Beer tiende a

ser lineal [2].

A = abc Ley de Beer

Donde:

a es una constante de proporcionalidad denominada absortividad.

b es la longitud de la trayectoria a través de la solución.

c es la concentración de la especie absorbente.

Finalmente, se interpola en la curva de calibración, el valor de absorción de la

muestra problema.

32

A.5. Referencias bibliográficas

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Amorphous Bodies. Ed. Dover Publications, Inc. New York, U. S. A., 1994.

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