Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, A.C....vi A la Dra.Sonia Soto, la...

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Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, A.C.

TESIS

Transferencia trófica de compuestos organoclorados (OCs) en el pez dorado Coryphaena hippurus de la costa del Sur de

Sinaloa.

POR

Silvia Cecilia Bastidas Bonilla

Tesis aprobada por la

UNIDAD MAZATLÁN EN ACUICULTURA Y MANEJO AMBIENTAL

COMO REQUISITO PARCIAL PARA OBTENER EL GRADO DE

Maestría en Ciencias

Mazatlán, Sinaloa, México. Diciembre de 2010

ii

DECLARACIÓN INSTITUCIONAL

Se permite citas breves sin permiso especial del autor, siempre y cuando se otorgue el

crédito correspondiente. Se podrá solicitar permiso al Director del Centro o Jefe del

Área correspondiente del Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, A. C.

apartado postal 1735, Hermosillo, Sonora C.P. 83000 México, para citas o consultas

más completas con fines académicos. En otras circunstancias, se deberá solicitar

permiso del autor.

La publicación en comunidades científicas o de divulgación popular de los datos

contenidos en esta tesis, deberá dar los créditos al CIAD, previa aprobación escrita del

director.

______________________________

Dr. Ramón Pacheco Aguilar

Director General del CIAD, A.C.

APROBACIÓN

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AGRADECIMIENTOS

Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnologia (CONACyT) por su apoyo económico durante dos años de la maestría y el apoyo del proyecto SEP-CONACyT-2006 57310 ―Contaminantes persistentes en los atunes Katsuwonus pelamis y Tunnus albacares provenientes del océano pacífico oriental: Contaminantes orgánicos persisitentes, metales pesados y radionúclidos‖.

Al Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, A. C. (CIAD) Unidad Mazatlán en Acuicultura y Manejo Ambiental, por permitirme llevar a cabo los estudios de Maestría.

Al Consejo Estatal de Ciencia y Tecnologia (CECyT) por la beca de finalización de tesis.

A Dios por permitirme vivir esta experiencia profesional y haber puesto en mi camino a tantas personas lindas las cuales me enseñaron a crecer tanto profesional como personalmente y me apoyaron en todo momento para que alcanzara esta meta.

A mis padres Silvia Bonilla Bernal y Juan Carlos Bastidas Bernal por proporcionarme un hogar lleno de mucho amor, confianza, apoyo y estabilidad emocional y económica, por alentarme a hacer realidad mis sueños y alcanzar las metas que me proponga, por darme su cariño y comprensión principalmente en los días de estrés. LOS AMO!!!

A mis hermanas Fernanda y Adriana, por apoyarme en el procesamiento de muestras, por siempre escucharme y comprenderme, por ser mis mejores amigas. LAS QUIERO MIL HERMANITAS!!!

Al Dr. Miguel Betancourt Lozano por dirigir esta tesis, por sus valiosas sugerencias sobre el desarrollo de la tesis, por la confianza y el apoyo que me otorgó para que yo pudiera realizar esta investigación, por explicarme las dudas hasta asegurarse que entendiera bien, por tenerme paciencia durante la redacción, por sus palabras de aliento y su amistad. MUCHAS GRACIAS!!

A la Dra. Luz María García de la Parra por su apoyo en la realización de este trabajo, por acompañarme en los muestreos, por sus valiosas observaciones en la redacción de tesis y en las presentaciones de seminarios, por todos los consejos y por su amistad.

A la M.C. Gabriela Aguilar Zárate por todo el apoyo y todo el esfuerzo invertido en esta tesis, por capacitarme en la extracción de organoclorados en tejido, por explicarme a detalle cada duda que surgía sobre el procesamiento de muestras y sobre cromatografía, por auxiliarme en mi trabajo de laboratorio y estar siempre al pendiente de que no me faltara material o reactivos, por su disponibilidad, por sus valiosas observaciones en la redacción de tesis, por la confianza y la amistad que me brindo, por todos los consejos profesionales y

v

personales, por las palabras de aliento en los días difíciles. MIL GRACIAS GABY!!! Al Dr. Jorge Ricardo Ruelas Inzunza por incluir mi participación en parte de su proyecto, por ser parte de mi comité de tesis, por su apoyo y confianza, por sus valiosas observaciones en la redacción de mi tesis y por su amistad.

Al Dr. Juan Madrid Vera por formar parte de mi comité de tesis, por sus valiosas explicaciones sobre estadística y sus observaciones en la redacción de tesis, por su buena disponibilidad.

A la M.C. Irma Eugenia Martínez Rodríguez por auxiliarme en los cálculos analíticos y por su buena disponibilidad, por ayudarme a resolver dudas, por brindarme su amistad.

Al I.B.Q. Jesús Efrén Astorga Rodríguez por su apoyo en las salidas del muestreo y en el procesamiento de muestras, por compartir información bibliográfica, ser mi colega y mi amigo, por acompañarme en los momentos difíciles y siempre tener palabras de aliento. MIL GRACIAS EFRÉN!! Tkm amigo!!!

Al M.C. José Belisario Leyva Morales por compartir información sobre validación de métodos analíticos, por explicarme hasta asegurarse que comprendiera bien, por proporcionarme bibliografía, por su amistad, por compartirme café y chocolate para quitar el sueño y comida cuando a mí se me olvidaba. MIL GRACIAS BELISARIO!! Tkm amigo!!!

Al Dr. Hector Plascencia González por proporcionar información bibliográfica y explicarme todas las dudas sobre la biología del pez C. hippurus. Además por ayudarme a identificar los organismos encontrados en el contenido estomacal del pez.

A Paola Betancourt García y Guadalupe Betancourt García por apoyarme con su participación en el muestreo y por ser muy lindas personas =).

A la M.C. Kattia Y. Preciado Iñiguez por el apoyo en el procesamiento de muestras, por sus consejos y su valiosa amistad. MIL GRACIAS KATTY!!! Tkm amiga!!

Al Dr. Armando García Ortega por permitirme usar equipo del laboratorio de bromatología y a la Biol. Blanca Teresa González Rodríguez, por el asesoramiento en la determinación de lípidos.

A la Dra. Alejandra García Gasca por sus sugerencias acerca del análisis de estadío gonadal, así como también por proporcionarme información bibliográfica sobre el tema.

vi

A la Dra. Sonia Soto, la Dra. Cristina Chávez, al Dr. Arturo Ruiz y al Dr. Omar Calvario por sus observaciones y sugerencias en cada presentación de seminario.

Al Dr. Pablo Almazán Rueda por todo el apoyo brindado como coordinador de postgrado, por todos los consejos, por la confianza y su valiosa amistad.

A la M.C. Selene María Abad Rosales, a la I.B.Q. Sarahi Roos Muñoz y a Alma Clara Salazar Romero por la realización del procesamiento histológico de las gónadas del pez.

Al Q.F.B. Pedro de Jesús Bastidas Bastidas, a la T.Q.L. Claudia Olmeda Rubio, a la Q.F.B. Alma Lorena Barraza Lobo y al Q.F.B. Jesús Hector Carrillo Yáñez, por permitirme utilizar equipo del laboratorio de plaguicidas CIAD-unidad Culiacán para la confirmación del análisis cromatográfico, así como también por compartir conocimientos y bibliografía. A la I.B.Q. Karen Y. Brito Solano por proporcionarme información bibliográfica y por todos estos años de amistad y por su apoyo.

A las personas que facilitaron al adquisición de peces durante el muestreo, al señor Rafael Wilson, al “Chalío” y al “Quelite”.

Al Club de feas por su valiosa amistad. A mis adoradas M.C Briseida Osuna y M.C. Elva Guillén mil gracias por sus consejos y su apoyo en todo momento y por comprender el significado de ―no puedo‖ cada vez que les cancelaba las salidas. A la I.B.Q. Nalleli Aguilar por sus consejos y por enseñarme a través de su experiencia a valorar el esfuerzo que implica el ser mamá de familia.

A mis amigos, la M.D. Lizette Santana Montes por ser una excelente amiga e incluirme siempre en sus planes. Al Lic. Alexis Hernández Valle por auxiliarme cada vez que tenía algún problema con mi computadora, por ser mi mejor amigo y confidente. Al Lic. Joaquín Marti por valiosa amistad, por acompañarme a través del msn en mis noches de no dormir y darme ánimo en los momentos de cansancio. Al Ing. Adriel Mayorquín López por su valiosa amistad, por su apoyo, por acompañarme en los momentos buenos y malos, por todos los consejos.

Un agradecimiento especial al Arq. Enrique Adrián Galván Pimentel por ser parte de mi universo, por comprenderme y apoyarme, por amarme así como soy y hacerme sentir siempre bella, inteligente y segura de mi misma, por inspirarme a ser mejor persona cada día, por impulsarme a ser una gran profesionista, por enseñarme a apreciar el arte del diseño y construcción y de la música estridente. Mil gracias simplemente por haber llegado a mi vida a completarme, a construir nuevas ilusiones, a compartir los triunfos y hacer realidad mi más bello sueño. TE AMO MUCHO MUCHISIMO NENE MIO!!! ♥

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DEDICATORIA

A mis padres:

Silvia Bonilla

Juan Carlos Bastidas

A mis hermanitas:

María Fernanda

Karla Adriana

Al amor de mi vida:

Enrique A. Galván P.

Al personal del laboratorio de Ecotoxicología:

Dr. Miguel Betancout

Dra. LuzMa García

,M.C. Gaby Aguilar

M.C. Irma Martínez

viii

CONTENIDO

ÍNDICE DE FIGURAS ………………………………………………………... x ÍNDICE DE TABLAS …………………………………………………………. xiv ÍNDICE DE ANEXOS xv RESUMEN ……………………………………………………………………. xviii I.- INTRODUCCIÓN ………………………………………………………….. 1 II.- ANTECEDENTES ………………………………………………………… 4 2.1 Plaguicidas organoclorados ……………………………………. 5

2.2 Bifenilos policlorados ……………………………………………. 9

2.3 Bioacumulación y transferencia trófica de OCs ……………… 13

2.3.1 Factores químicos y biológicos que afectan la

bioacumulación de los OCs en organismos. ……………..

19

2.4 Toxicología de los OCs …………………………………………. 23

2.5 Biota ………………………………………………………………. 26

2.5.1 Organismo de estudio ………………………………. 27

III.- HIPÓTESIS ……………………………………………………………….. 31 IV.- OBJETIVOS ………………………………………………………………. 32 4.1 Objetivo general …………………………………………………. 32

4.2 Objetivos específicos ……………………………………………. 32

V.- METODOLOGÍA ………………………………………………………..… 33 5.1 Muestreo y preparación de las muestras ……………………... 33

5.2 Análisis histológico ……………………………………………… 35

5.3 Determinación de lípidos ……………………………………….. 37

5.4 Extracción de PCBs y plaguicidas organoclorados en pez

dorado ………………………………………………………………….

38

5.4.1 Métodos de extracción de compuestos OCs ..……. 40

5.4.1.1 Método extracción del Departamento de

Alimentos y Agricultura de California (CDFA) ….

40

5.4.1.2 Método Extracción acelerada con

Solvente (ASE) ……………………………………..

41

5.4.2 Limpieza PAM 302-C1 ………………………………. 42

5.4.3 Identificación y cuantificación de los compuestos

ix

químicos de interés …………………………………………. 43

5.4.4 Validación de los métodos de extracción …………. 44

5.4.4.1 Intervalo lineal de trabajo ………………… 45

5.4.4.2 Demostración de capacidad inicial de los

métodos de extracción …………………………….

45

5.4.4.3 Control y aseguramiento de la calidad (QA/QC) ……………………………………………..

47

5.5 Transferencia trófica …………………………………… 48

5.6 Análisis estadísticos ……………………………………. 48

VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN………………………………………….. 50

6.1 Validación del método de extracción de compuestos

organoclorados (OCs) ………………………………………………..

50

6.2 Variables biológicas Coryphaena hippurus …………………… 66

6.3 Frecuencia y Concentración de compuestos organoclorados

(OCs) …………………………………………………………………..

78

6.4 Transferencia trófica …………………………………………….. 105

VII.- CONCLUSIONES ……………………………………………..………… 112

VIII.- RECOMENDACIONES ……………………………………….……….. 113

XI.- LITERATURA CITADA …………………………………………………. 114

X.- ANEXOS …………………………………………………………...……… 135

x

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1: Estructura del DDT y sus metabolitos (Harrison, 2001) ……………….7

Figura 2: Estructura del aldrín y endrín (Harrison, 2001) ……………………….. 8

Figura 3: Estructuras de algunos esteroisómeros HCHs (Harrison, 2001) …….9

Figura 4: Estructura general de los bifenilos policlorados. Posiciones orto

2,2´,6,6´; meta 3,3´,5,5´; para 4,4´ (Kesten, 2005)………………………………..10

Figura 5: Dimorfismo sexual del pez dorado: a) pez macho; b) pez hembra …28

Figura 6: Medidas del pez Coryphaena hippurus tomadas en campo. a)

Longitud total, b) longitud orbital, c) longitud furcal y d) longitud gonopodio. …34

Figura 7: Diagrama general de la selección del método de extracción ……….39

Figura 8: Diagrama de los pasos del método CDFA. La extracción de OCs del

tejido del pez usando solución amortiguadora de fosfatos y acetonitrilo se lleva

a cabo en los siguientes pasos: a) extracción mecánica de los compuestos, b)

filtración con vacio, c) separación liquido-liquido con NaCl, d) separación de

fases y toma de alícuota, e) concentración, f) Limpieza por columna de florisil,

g) concentración h) análisis por cromatografía de gases ………………………..41

Figura 9: Diagrama de los pasos del método ASE. La extracción de OCs del

tejido del pez usando mezcla de acetona/hexano se llevó a cabo realizando los

siguientes pasos: a) mezcla uniforme del tejido de pez con tierra diatomeas, b)

acomodo de la mezcla en celda, c) Extracción, d) concentración, e) limpieza por

columna de florisil, f) concentración g) análisis por cromatografía de gases ….42

Figura 10: Comparación de la linealidad de los métodos ASE y CDFA para los

compuestos HCHs en músculo de Coryphaena hippurus (n ASE = 15) (n CDFA

= 25). HCH-α y γ con diferencias significativas entre ASE y CDFA (p<0.001).

HCH-β y δ sin diferencias significativas (p>0.05) ……………………………….. 56


compuestos heptacloro y heptacloro epóxido en músculo de Coryphaena

hippurus (n ASE = 15) (n CDFA = 25). Heptacloro con diferencias significativas

entre los métodos ASE y CDFA (p<0.001). Heptacloro epóxido sin diferencias

significativas (p>0.05) ……………………………………………………………… 56

xi


compuestos Drines en músculo de Coryphaena hippurus (n ASE = 15) (n CDFA

= 25). Compuestos Drines con diferencias significativas de la linealidad entre

ASE y CDFA (p<0.005) …………………………………………………………….. 57


compuestos Endosulfán-α, Endosulfán-β y endosulfán sulfato en músculo de

Coryphaena hippurus (n ASE = 15) (n CDFA = 25). Endosulfán-β y endosulfán

sulfato con diferencias significativas entre ASE y CDFA (p<0.001). Endosulfán-α

sin diferencias significativas (p>0.05) …………………………………………….. 57

Figura 14: Comparación de la linealidad de los métodos ASE y CDFA para el

DDT y sus metabolitos en músculo de Coryphaena hippurus (n ASE = 15) (n

CDFA = 25). Compuestos p,p´-DDT y p,p´-DDE con diferencias significativas

entre ASE y CDFA (p<0.005). p,p´-DDD sin diferencias significativas

(p>0.05)………………………………………………………………………………..58

Figura 15: Comparación de la recuperación (%) y coeficiente de variación (%)

de la extracción de pOCs en músculo de pez por los métodos ASE y CDFA ...61

Figura 16: Distribución de tallas del pez Coryphaena hippurus capturados en el

sur de Sinaloa en diciembre de 2009 (n=44) ……………………………………..67

Figura 17: Índice hepatosómatico (IHS) diferenciado por talla y género del pez

Coryphaena hippurus capturado en la costa sur de Sinaloa en diciembre 2009.

C: Chicos; G: Grandes; E: Extra grande * Indica diferencias significativas entre

grupos de tallas del mismo género (F0.05=1.325, gl=1:35, p=0.045) …………...69

Figura 18: Factor de condición (FC) diferenciado por talla y género del pez


C: Chicos; G: Grandes; E: Extra grande. No hay diferencias significativas entre

grupos de tallas para el mismo sexo (F0.05=0.259, gl=1:35, p>0.05) …………..70

Figura 19: Índice gonadosómatico (IGS) diferenciado por talla y género del pez


C: Chicos; G: Grandes; E: Extra grande. * Indica diferencias significativas entre

grupos de tallas del mismo género (F0.05=5.156, gl=1:35, p=0.029) …………...71

Figura 20: Frecuencia relativa de estadios gonadales en pez Coryphaena

hippurus a) Hembras (n=17) b) Machos (n=19) …………………………………..72

Figura 21: Índice gonadosomático (IGS) en relación a los estadios gonadales

de hembra Coryphaena hippurus capturado en la costa sur de Sinaloa en

xii

diciembre 2009 (n indicada en paréntesis). No hay diferencias significativas de

entre los estadios reproductivos (F0.05=2.15, gl=1:14, p=0.165) ………………. 73

Figura 22: Contenido de lípidos (%) diferenciado por talla, género y tejido del

pez Coryphaena hippurus capturado en la costa sur de Sinaloa en diciembre

2009. (n indicada en paréntesis). C: Chicos; G: Grandes; E: Extra grande.

Letras minúsculas diferentes indican diferencias significativas entre tejidos

(F0.05=31.504, gl=2:98, p<0.001). ▲ Indica diferencias significativas entre

género para un tejido (F0.05=4.781, gl=1:98, p<0.01) …………………………….75

Figura 23: Contenido de lípidos de músculo, gónada e hígado del pez hembra

Coryphaena hippurus en diferentes estadios gonadales (entre paréntesis

número de organismos analizados) ………………………………………………. 77

Figura 24: Contenido de lípidos con respecto al índice gonadosomático del pez

Coryphaena hippurus hembra …………………………………………………….. 77

Figura 25: Promedio y desviación de concentración de compuestos

organoclorados (OCs) en músculo, gónada e hígado del pez Coryphaena

hippurus, diferenciado por género ………………………………………………….80

Figura 26: Concentración de compuestos organoclorados (µg/Kg lípidos) en

músculo, gónada e hígado de Coryphaena hippurus capturado en Mazatlán,

Sinaloa en diciembre de 2009 ………………………………………………………81

Figura 27: Concentración de compuestos organoclorados (OCs) en

Coryphaena hippurus, diferenciados por grupos de tallas para hembras (H) y

machos (M). Mediana; --Promedio. *Diferencias significativas entre género

en tejido (F0.05=30.358, gl=2:105, p<0.005) ……………………………………….

86

Figura 28: Relación entre la concentración de compuestos organoclorados

totales y la longitud furcal (LF) de Corypgaena hippurus capturado en Mazatlán,

Sinaloa en diciembre de 2009 ………………………………………………………87

Figura 29: Proporción de concentraciones de los distintos grupos de

compuestos en tejidos de Coryphaena hippurus capturado en Mazatlán, Sinaloa

en diciembre de 2009 ………………………………………………………………..90

Figura 30: Distribución de isómeros de HCH (α, β, γ y δ) en µg/kg de lípidos de

diferentes tejidos (músculo, gónada e hígado) del pez Coryphaena hippurus ..92

xiii

Figura 31: Perfil de composición y concentraciones de los compuestos

heptacloro y heptacloro epóxido (µg/kg de lípidos) en músculo gónada e hígado

del pez Coryphaena hippurus ………………………………………………………94

Figura 32: Perfil de composición y concentraciones (µg/kg de lípidos) de los

compuestos aldrín, dieldrín, endrín y endrín aldehído en músculo gónada e

hígado del pez Coryphaena hippurus ……………………………………………...96


compuestos Endosulfán-α, Endosulfán-β, y endosulfán sulfato en músculo

gónada e hígado del pez Coryphaena hippurus ………………………………….97


compuestos DDT, DDE y DDD en músculo gónada e hígado del pez

Coryphaena hippurus ………………………………………………………………..99

Figura 35: Perfil de composición y concentraciones (µg/kg de lípidos) de 12

PCBs en músculo gónada e hígado del pez Coryphaena hippurus …………..100

Figura 36: Frecuencia relativa de detección (a) y concentración (b) de PCBs

con relación al número de atómos de cloro en músculo, gónada e hígado de

Coryphaena hippurus ………………………………………………………………104

Figura 37: Porcentaje de contenido estomacal por género en pez Coryphaena

hippurus ……………………………………………………………………………...107

Figura 38: Relación entre el coeficiente de partición octanol-agua (Kow) y el

Factor de Biomagnificación de compuestos organoclorados en el pez

Coryphaena hippurus ………………………………………………………………111

xiv

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1. Propiedades fisicoquímicas de algunos plaguicidas organoclorados (Walker, 2001) …………………………………………………………………………6 Tabla 2. Identificación de los PCBs de interés en este estudio, por el Sistema IUPAC (Modificado de García de la Parra, 1998) ………………………………..10

Tabla 3. Distribución de isómeros de PCBs, según el número de cloros ……..11

Tabla 4. Descripción histológica de las fases de desarrollo gonádico en hembras de acuerdo a la escala descrita por Nikolsky (1978) y adaptada por Ochoa-Baéz et al. (1992) ……………………………………………………………36

Tabla 5. Descripción histológica de las fases de desarrollo gonádico en machos. (Hernández-Solís, 2010) ………………………………………………….37

Tabla 6. Coeficientes de correlación (r) y coeficientes de correlación al cuadrado (r2) del método multiresiduos para plaguicidas del Departamento de Alimentos y Agricultura de California (CDFA) (Lee et al., 1991) y del método extracción acelerada con solventes (ASE) (Método EPA 3545A, 2007) ………55

Tabla 7. Coeficientes de determinación (R2) y límites de detección y cuantificación para pOCs del método multiresiduos para plaguicidas del Departamento de Alimentos y Agricultura de California (CDFA) (Lee et al., 1991) y del método extracción acelerada con solventes (ASE) (Método EPA 3545A, 2007) …………………………………………………………………………………..55

Tabla 8. Comparación de técnicas tradicionales y recientes de extracción de compuestos orgánicos (Modificado de Eskilsson y Björklund, 2000) …………..64

Tabla 9. Características biológicas del pez dorado, Coryphaena hippurus muestreados en Mazatlán, Sinaloa durante diciembre del 2009 ……………….68

Tabla 10. Frecuencia de detección de OCs en tejidos y presa del pez Coryphaena hippurus capturado en la costa sur de Sinaloa en diciembre 2009…………………………………………………………………………………….79

Tabla 11. Promedio, desviación estándar y mediana de las concentraciones de OCs (µg/Kg de lípidos) en los tejidos de Coryphaena hippurus capturado en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009 ………………………………………….82

Tabla 12. Compuestos organoclorados (OCs) de mayor frecuencia y concentración en músculo, gónada, hígado y presa de Coryphaena hippurus capturado en Mazatlán, Sinaloa durante diciembre de 2009 ………………….109

xv

Tabla 13. Factor de biomagnificación de compuestos organoclorados en pez Coryphaena hippurus capturado en la costa sur de Sinaloa (los valores <1 no se incluyeron) …………………………………………………………………………..110

ÍNDICE DE ANEXOS

ANEXO I: Preparación de reactivos ………………...……………………………136

ANEXO II: Figuras de gónadas de pez Coryphaena hippurus…………………136

ANEXO III: Gráficas de linealidad de PCBs…………………………...…………137

ANEXO IV: Preparación de solución estándar de prueba……………………...138

Tabla 1. Plaguicidas organoclorados contenidos en la solución estándar

comercial …………………………………………………………………….138

ANEXO V Variables biológicas de Coryphaena hippurus……….…………..…139

Tabla 2. Variables biológicas de Coryphaena hippurus hembras

capturado al Sur de Sinaloa en diciembre de 2009 ………………….…139

Tabla 3. Variables biológicas de Coryphaena hippurus machos capturado al Sur

de Sinaloa en diciembre de 2009 ……………………….……………………….140

ANEXO VI: Tablas de concentración de OCs en Coryphaena hippurus……..141

Tabla 4. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido húmedo)

en músculo de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán,

Sinaloa en diciembre de 2009…………………………..…………………142

Tabla 5. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido húmedo) en

músculo de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en

diciembre de 2009………………………………..…………………………………143

Tabla 6. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido seco) en músculo

de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en

diciembre de 2009……………………………………………………………...…...145

xvi

Tabla 7. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido seco) en músculo

de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre

de 2009………………………………………………………………………………147

Tabla 8. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de lípidos) en músculo de

Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre

de 2009……………………………………………………………………………….149

Tabla 9. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de lípidos) en músculo de

Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de

2009…………………………………………………………………………………..151

Tabla 10. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido húmedo) en

gónada de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en

diciembre de 2009…………………………………………………………………..153

Tabla 11. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido húmedo) en gónada de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009…………………………………………………………………..155

Tabla 12. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido seco) en gónada de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009…………………………………………………………………..157

Tabla 13. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido seco) en gónada de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009……………………………………………………………………………....159

Tabla 14. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de lípidos) en gónada de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009……………………………………………………………………………...161

Tabla 15. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de lípidos) en gónada de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009…………………………………………………………………………………..163

Tabla 16. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido húmedo) en hígado de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009………………………………………………………………..…165

Tabla 17. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido húmedo) en gónada de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009…………………………………………………………………..167

xvii

Tabla 18. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido seco) en hígado de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009………………………………………………………………….169

Tabla 19. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido seco) en hígado de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009……………………………………………………………………………….171

Tabla 20. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de lípidos) en hígado de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009……………………………………………………………………………….173

Tabla 21. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de lípidos) en hígado de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009…………………………………………………………………………………..175

xviii

RESUMEN

Los compuestos organoclorados (OCs) como los plaguicidas organoclorados

(pOCs) y los bifenilos policlorados (PCBs) se encuentran dentro de los

xenobióticos que han tomado gran relevancia por su lipoficidad y persistencia

en el ambiente, con capacidad de bioacumularse en organismos acuáticos y

biomagnificarse a través de la cadena trófica, ocasionando que los

depredadores resulten con mayor concentración de éstos contaminantes. La

bioacumulación de los OCs y su distribución dentro del organismo depende de

factores fisicoquímicos de los compuestos (Kow, persistencia, etc.) y factores

biológicos (contenido de lípidos, reproducción, etc.). Coryphaena hippurus

conocido también como dorado, es un pez depredador epipelágico cuya

distribución y tamaño lo hacen un organismo importante para la pesca

recreativa y comercial. En el presente trabajo se llevó a cabo una comparación

del método de extracción multiresiduos del Departamento de California (CDFA)

y el método EPA 5345A extracción acelerada con solventes (ASE) y de acuerdo

a las condiciones utilizadas, el método ASE fue más eficiente en la extracción

OCs en tejido de pez. En cuanto a concentraciones de OCs encontradas en los

tejidos, el perfil de contaminantes entre músculo, gónada e hígado de C.

hippurus, indica que existe una selectividad diferencial en la transferencia de

compuestos dependiente del género. Las hembras muestran transferencia

directa del músculo a la gónada y el hígado, mientras que los machos

presentan menor transferencia a gónada, por lo que la acumulación en hígado

es considerablemente mayor. Se observó relación entre concentración de

compuestos y el contenido de lípidos de cada tejido, obteniéndose una

tendencia: Músculo<Gónada<Hígado.En relación a la presa, existe relación en

el perfil de compuestos organoclorados en el pez C. hippurus y su presa, con

mayor número de compuestos biomagnificandose en peces macho.

Palabras clave: Compuestos organoclorados, biomagnificación, Coryphaena

hippurus.

1

I.- INTRODUCCIÓN

En México, diversas especies de peces son importantes para una actividad

económica-recreativa como lo es la pesca deportiva. Entre estas especies se

encuentran el marlin azul (Makaira nigricans), el marlin rayado (Tetrapturus

audax), el dorado (Coryphaena hippurus) y el pez vela (Istiophorus platypterus)

(Galeana-Villaseñor et al., 1998). Éstos, son organismos depredadores que

tienen una vida relativamente larga, motivo por el cual pueden ser susceptibles

a bioacumular contaminantes orgánicos persistentes (COPs) como los bifenilos

policlorados (PCBs) y los plaguicidas organoclorados (pOCs). La

bioacumulación de los COPs se da principalmente a través del proceso de

biomagnificación. La presencia de COPs en órganos o tejidos puede finalmente

asociarse a efectos adversos sobre la población de peces depredadores, así

como sucede con algunos mamíferos acuáticos como lo es el delfín común

(Delphinus delphis), cuya reproducción y mortalidad se encuentra afectada por

los PCBs (Pierce et al., 2008). Además, al incorporarse los compuestos

químicos en el tejido graso del pez, es posible que estos residuos del

contaminante queden disponibles para pasar a ser parte de los humanos u

otros animales silvestres que los podrían consumir (Knobeloch et al., 2009).

Frecuentemente, se tiende a explicar la disminución de las poblaciones de

peces atribuyendo la causa a la explotación pesquera; sin embargo, la posible

influencia de otro factor como la contaminación es motivo de estudio, en

especial en las especies depredadoras (Fossi et al., 2001; Fossi et al., 2006;

Burger et al., 2007). La disminución mundial de peces epipelágicos se puede

atribuir tanto a la pesca industrializada como a los efectos toxicológicos, como

por ejemplo la disrupción endocrina que ocasionan algunos compuestos

organoclorados (OCs) (Fossi et al., 2007), y además con la evidencia que han

2

aportado estudios como el de Johnson et al. (2007) en el que mencionan a los

contaminantes como un factor importante en el decline de la población de

salmón (Oncorhynchus tschawytscha). Por lo tanto, es indispensable seguir

realizando estudios de los contaminantes como los OCs en peces para dar

respuesta a la problemática de cualquier cambio que se presente en las

poblaciones; así como la información generada servirá para propósitos

regulatorios, así como para realizar la evaluación de riesgos ecotoxicológicos.

El pez dorado C. hippurus, es un pez importante tanto ecológicamente, al tener

posición de depredador y presa, como recreativa y económicamente, ya que es

un pez depredador que por su gran tamaño es atractivo para la pesca deportiva

y, por la calidad y palatividad de su filete y sus gónadas, alcanza un alto precio

en el mercado (Hassler y Hogarth, 1977). Sin embargo, existe muy poca

información sobre los efectos de contaminantes en C. hippurus del Pacífico, la

mayoría de los estudios que hay son los que se realizan sobre su fisiología

(Brill, 1996; Madrid y Beltrán-Pimienta, 2001; Dempster, 2004; Galli et al.,

2009), alimentación (Tripp, 2005; Amezcua-Gómez, 2007) y captura (Zúñiga et

al., 2008; Martínez-Rincón et al., 2009), mientras que en relación a

contaminantes en este pez, la mayoría van dirigidos a medir mercurio

(Kojadinovic et al., 2006; Kaneko y Ralston, 2007; Adams, 2009; Choy et al.,

2009). Otro aspecto que también genera interés, además de conocer las

concentraciones de contaminantes orgánicos, es identificar y explicar las

posibles diferencias en la acumulación de estos compuestos relativas al género

del pez. En un estudio con el pez Xiphias gladius, se observó una acumulación

diferencial de mercurio entre hembras y machos (Monteiro y Lopes, 1990).

Así mismo, es importante tener en cuenta que la mayoría de estudios que se

han realizado sobre transferencia trófica y biomagnificación de COPs han sido

sobre especies de ecosistemas marinos templados, mientras que son muy

pocos los estudios dirigidos hacia la biomagnificación en especies de

3

ecosistemas tropicales. Sin embargo es importante considerar que las

condiciones para una especie del trópico cambian totalmente, no se puede

esperar que los contaminantes se comporten igual, por lo que no es

recomendable extrapolar información de estudios de una zona para intentar

predecir lo que sucederá en otra.

Es por lo tanto necesario llevar a cabo más estudios en ecosistemas tropicales,

para conocer el comportamiento de los contaminantes y de esta manera

observar si es comparable o no con lo que reportan los estudios en peces de

diferentes latitudes, conocer si existe interacción entre las concentraciones de

OCs encontradas en depredador-presa, así como también la distribución que

tienen los PCBs y los pOCs dentro del pez, haciendo una comparación entre

hembras y machos, para que esto sirva de herramienta útil en el diseño y

análisis de monitoreo de estos contaminantes para estudios posteriores. Por

otro lado es importante tener presente al momento de realizar estos análisis,

que es primordial la exactitud de los datos obtenidos, y que deben de reflejar el

mayor realismo posible para que se pueda utilizar esa información en la toma

de decisiones.

En el presente trabajo se llevó a cabo una comparación de dos técnicas de

extracción, el método de extracción multiresiduos del Departamento de

California (CDFA) y el método EPA 5345A (2007) extracción acelerada con

solventes (ASE), para seleccionar el procedimiento más eficiente para el

análisis de muestras.

4

II.- ANTECEDENTES

Durante las últimas décadas se ha sometido a las lagunas costeras a diversas

presiones antropogénicas, como actividades urbanas, domésticas, agrícolas,

pesca, etc. teniendo como consecuencia la contaminación, la eliminación de

especies endémicas, cambios en la estructura de la red alimentaria, entre otras

(Carafa et al., 2009). Por este motivo, diversos xenobióticos entre los que se

puede mencionar a: hidrocarburos aromáticos policíclicos (PAHs), bifenilos

policlorados (PCBs), plaguicidas, detergentes, hormonas y metales, se

encuentran presentes en el ambiente. Gran cantidad de estos compuestos son

persistentes y algunos son capaces de bioacumularse y biomagnificarse a

través de la cadena trófica (Badii et al., 2005).

La distribución de estos contaminantes entre los diferentes compartimientos

ambientales (agua, sedimento, organismo, atmósfera) dependerá tanto de las

propiedades físico-químicas del contaminante (solubilidad, persistencia, presión

de vapor), como de las características del medio ambiente como temperatura,

salinidad, pH, oxígeno disuelto. Desde el punto de vista biológico, una de las

características más importantes es el grado de lipofilicidad del contaminante, ya

que dependiendo de esta propiedad los contaminantes se pueden acumular en

los tejidos principalmente en el tejido graso. Por otro lado, estos contaminantes

pueden ser adsorbidos en la materia orgánica suspendida, y depositarse en el

fondo para posteriormente ser incorporados a la cadena alimenticia a través de

los organismos bentónicos (Widdows y Donkin, 1992; Dueri et al., 2008; Storelli

et al., 2008).

Dentro de los xenobióticos que han tomado gran relevancia por su lipoficidad o

persistencia se encuentran los compuestos organoclorados (OCs), los cuales

tienen la capacidad de bioacumularse (Braune et al., 2005). La bioacumulación

se entiende como un proceso mediante el cual se incrementa la concentración

de un compuesto químico dentro de un organismo con respecto a la

5

concentración del ambiente. En organismos acuáticos, cuando la principal vía

de bioacumulación de contaminantes es el agua del ambiente se le conoce

como bioconcentración, pero cuando esta bioacumulación es a través del

alimento se le llama biomagnificación (Van Leeuwen y Hermes, 1995; Gray,

2002).

2.1 Plaguicidas organoclorados

Dentro de los compuestos OCs se encuentran los plaguicidas organoclorados

(pOCs), los cuales están formados por carbono, hidrógeno y cloro. En relación a

su estructura química los pOCs son hidrocarburos cíclicos de origen sintético

con diferentes grados de clorinación; estables en los diferentes ecosistemas,

por su escasa biodegradabilidad, aunque acaban siendo metabolizados en

productos menos halogenados e hidroxilados; son muy liposolubles y por tanto

tienden a acumularse en materia orgánica del suelo o depósitos grasos en

plantas y animales; tienen baja solubilidad, baja presión de vapor, altos valores

de coeficiente de partición octanol-agua (Log Kow) (Medina, 2005).Inicialmente

su uso fue como insecticidas y han sido de gran beneficio para la protección de

productos agrícolas y protección a la salud humana al combatir los vectores de

enfermedades en programas de salud pública. Sin embargo, estos plaguicidas

poseen una alta persistencia en el ambiente y una predisposición de

acumularse en tejido graso del humano y animales, por lo que desde 1970s su

uso está prohibido en países desarrollados y han sido reemplazados por otros

compuestos de menor persistencia (Fernández-Álvarez, 2008). Los organismos

con mayor concentración de pOCs son los depredadores que se ubican en el

tope de la cadena alimenticia (Allsopp y Erry, 2000). Estas características hacen

que los pOCs se conviertan en un serio problema para la salud del ecosistema,

por lo que su uso está prohibido o estrictamente restringido a campañas de

control de vectores de enfermedades.

6

Tabla 1. Propiedades fisicoquímicas de algunos plaguicidas organoclorados. (Walker, 2001).

Compuesto químico

Descripción Solubilidad

en agua (mg/L)

Log Kow

Presión de vapor (mmHg)

(25°C)

p,p´-DDT Sólido, p.f. 108°C < 0.1 6.36 1.9 x 10-7 (20°C)

p,p´-DDE 7.97 5.70

p,p´-DDD 4.81 6.00

Aldrín Sólido, p.f. 104°C < 0.1 5.30 1.9 x 10-7

Dieldrín Sólido, p.f. 178°C 0.2 5.48 1.9 x 10-7

Endrín 0.2 5.20 3 x 10 -6 (20°C)

Heptacloro Sólido, p.f. 93°C 0.056 5.44 1.9 x 10-7

Endrín Sólido, p.f. 226-230°C 0.2 5.34 1.9 x 10-7

Endosulfan α Sólido, p.f. 79-100°C 0.15 3.55

Endosulfan β 0.06 3.62

HCH-γ (Lindano)

Sólido, p.f. 112°C 7.0 3.78 1.9 x 10-7

p.f. : punto de fusión.

En relación a su estructura química los plaguicidas OCs se dividen en tres

grupos principales (Walker, 2001; Wright y Welbourn, 2001):

1. Dicloro difenil tricloroetano (DDT). Se empezó a producir durante la

Segunda Guerra Mundial, y su uso principal fue como control de insectos

que son vectores de enfermedades, como los ectoparásitos que

transmiten el tifo y los mosquitos de la malaria. Al finalizar la Guerra, fue

ampliamente utilizado para el control de plagas en la agricultura. El DDT

no es soluble en agua a 25°C, pero sí es soluble en solventes orgánicos

como son los hidrocarburos alifáticos, aromáticos, cetonas y alcoholes.

Tiene baja presión de vapor por lo que es un compuesto no volátil (Tabla

1). Al degradarse (Fig. 1) el DDT se metaboliza en difenildicloroetano

7

(DDD) y difenilcloroetileno (DDE), perdiendo su propiedad de plaguicida

(Thornton, 2000). Sin embargo, estos productos de degradación del DDT

son importantes ya que además de proporcionar una idea de cuánto

tiempo ha pasado después de la aplicación del DDT, también son

monitoreados en el ambiente debido a sus efectos de estrogenicidad y

potencial daño reproductivo (Donohoe y Curtis, 1996). La restricción de

su uso se inició en los años 1960s, debido a que se descubrió su alta

persistencia en el ambiente y se obtuvo evidencia de los efectos

adversos sobre la vida silvestre. El DDT y sus metabolitos se adsorben

en las partículas suspendidas en el medio acuático, para terminar

formando depósitos en los sedimentos, quedando así disponibles para su

ingreso a la cadena alimenticia mediante organismos que tienen de una

u otra forma contacto con los sedimentos (García de la Parra, 1998).

Fig.1 Estructura del DDT y sus metabolitos (Harrison, 2001).

2. Ciclodienos. Los compuestos ciclodiénicos como el aldrín, dieldrín,

endrín, heptacloro y endosulfan, entre otros, fueron introducidos a

principios de los años 1950s y se utilizaron para el control de plagas,

parásitos y vectores de enfermedades. El endrín también fue utilizado

como rodenticida. El heptacloro y el endosulfán tienen escasa solubilidad

en agua, de manera que se disuelven en solventes orgánicos poseen

estabilidad ante la humedad, el aire y el calor. El heptacloro es resistente

al agua, ácidos, bases y agentes oxidantes, sin embargo se degrada a

heptacloro epóxido, siendo este compuesto más estable. El endosulfán

8

es sensible a ácidos y bases y se hidroliza en presencia de agua

formando endosulfandiol, el cual no tiene propiedad de plaguicida. El

aldrín posee un punto de fusión de 104°C, baja presión de vapor y baja

solubilidad en agua (Harrison 2001; Walker, 2001) (Tabla 1), además

tiene estabilidad ante ácidos débiles, bases y calor, aunque en presencia

de ácidos fuertes y dentro de los organismos se metaboliza a dieldrín

(Fig 2), compuesto con características similares al aldrín pero con mayor

estabilidad. El endrín también posee características similares al aldrín.

Los ciclodienos son carcinogénicos y su manufactura y uso fueron

restringidos a finales de 1970s y principios de 1980s (Walker, 2001).

Fig. 2 Estructura del aldrín y endrín (Harrison, 2001).

3. Hexaclorociclohexano (HCH) (Fig. 3). Los HCHs son un grupo de

compuestos que fueron desarrollados para reemplazar al heptacloro, y

consisten en una mezcla de 8 estereoisómeros, de los cuales el

plaguicida más importante es la forma gamma (γ), conocida como

lindano, que es el que confiere las características de plaguicida a la

mezcla (los demás isómeros de HCH poseen relativamente baja

toxicidad sobre los insectos y otros organismos). Además el lindano es

carcinogénico y por ello su uso ha sido restringido. Las propiedades

insecticidas del HCH son similares a las del DDT y fueron descubiertas

durante la década de 1940, fueron útiles para la protección de cultivos y

control de ectoparásitos en los animales domésticos. De los isómeros

HCH que se muestran en la Fig. 3, el isómero γ puede ser entre

cincuenta y varios miles de veces más tóxico para los insectos que el

9

HCH-α y el HCH-δ, mientras que el HCH-β y el HCH-ε son compuestos

inertes (Harrison, 2001).

Fig. 3 Estructuras de algunos esteroisómeros HCHs (Harrison, 2001).

2.2 Bifenilos policlorados

Otro grupo de compuestos que se encuentra dentro del grupo de los OCs son

los bifenilos policlorados (PCBs). Los PCBs, cuya fórmula es C12H10-nCln (n=1-

10), son compuestos que se encuentran formados por dos anillos bencénicos

unidos por un enlace sencillo, con uno o más átomos de cloro. Existen 209

compuestos químicos estructuralmente relacionados (congéneres) de PCBs, los

cuales se encuentran diferenciados por el número de átomos de cloro, los

cuales determinan sus propiedades químicas (Fig.4) (Miller-Pérez et al., 2009;

Trocino et al., 2009; Boscher et al., 2010). Del grupo de PCBs, siete congéneres

(congéneres PCB 28, PCB 52, PCB 101, PCB 118, PCB 138, PCB 153 y PCB

180) en general son utilizados como indicadores de contaminación por estos

compuestos (Trocino et al., 2009; Storelli y Perrone, 2010).

10

Fig. 4 Estructura general de los bifenilos policlorados. Posiciones orto 2,2´,6,6´; meta 3,3´,5,5´; para 4,4´ (Kesten, 2005).

Para nombrar a cada uno de los 209 congéneres de PCBs Ballschmiter y Zell

propusieron en 1980 un sistema para nombrar a los PCBs el cual fue aprobado

y adoptado por la Unión Internacional de Química Pura y Aplicada (IUPAC por

sus siglas en inglés), esto asignándole un número del 1 al 209 a cada congéner

específico (Tabla 2) (en: Ruíz-Águilar, 2005). Los isómeros estructurales de los

PCBs son agrupados de acuerdo al número de átomos de cloros que posee la

molécula, dentro de 10 grupos de homólogos (García de la Parra, 1998) (Tabla

3).

Tabla 2. Identificación de los PCBs de interés en este estudio, por el Sistema IUPAC (Modificado de García de la Parra, 1998).

No. IUPAC Estructura Solubilidad

(µg/l)

P de vapor (mPa) 25°C

Log KOW

PCB 18 2,2´,5 - Triclorobifenil 5.44

PCB 28 2,4,4´ - Triclorobifenil 260 5.59

PCB 31 2,4´,5 - Triclorobifenil 5.71

PCB 44 2,2´,3,5´- Tetraclorobifenil 5.77

PCB 52 2,2´,5,5´- Tetraclorobifenil 105 19 5.78

PCB 101 2,2´,4,5,5´- Pentaclorobifenil 35.9 3.5 6.50

PCB 118 2,3´,4,4´,5´- Pentaclorobifenil 32.6 0.96 6.76

PCB 138 2,2´,3,4,4´,5´- Hexaclorobifenil 15.9 4.9 6.94

PCB 149 2,2´,3,4´,5´,6 - Hexaclorobifenil 6.73

11

PCB 153 2,2´,4,4´,5,5´- Hexaclorobifenil 13.3 0.69 6.99

PCB 180 2,2´,3,4,4´,5,5´- Heptaclorobifenil 6.7 0.51 7.07

PCB194 2,2´,3,3´,4,4´,5,5´- Octaclorobifenil 7.88

Tabla 3. Distribución de isómeros de PCBs, según el número de cloros.

Fórmula molecular

Nombre del clorobifenil

No. de isómeros

No. IUPAC Masa molecular

% de cloro

No. de isomeros identificados

C12H9Cl Mono 3 1-3 188.65 18.79 3

C12H8Cl2 Di 12 4-15 233.10 31.77 12

C12H7Cl3 Tri 24 16-39 257.54 41.30 23

C12H6Cl4 Tetra 42 40-81 291.99 48.65 41

C12H5Cl5 Penta 46 82-127 326.43 54.30 39

C12H4Cl6 Hexa 42 128-169 360.88 58.93 31

C12H3Cl7 Hepta 24 170-193 395.32 62.77 18

C12H2Cl8 Octa 12 194-205 429.77 65.98 11

C12HCl9 Nona 3 206-208 464.21 68.73 3

C12Cl10 Deca 1 209 498.66 71.10 1

Los PCBs son líquidos a temperatura ambiente, poseen una densidad entre

1.182-1.566 kg/L, tienen baja solubilidad en agua y son muy solubles en

solventes orgánicos, con flamabilidad de 170-380°C, no explosivos, baja

conductividad eléctrica, alta conductividad térmica, altamente estables termal y

químicamente. En general, el punto de fusión y la lipofilicidad aumentan con el

grado de clorinación, y por lo tanto, la presión de vapor y la solubilidad en agua

disminuyen.

Dependiendo de su toxicidad, los PCBs pueden ser divididos en tres grupos

(Ma et al. 2009):

a) PCBs tipo dioxina, compuestos sin sustitución en la posición orto, que

son conocidos como dioxin-like porque sus dos anillos bencénicos son

12

capaces de rotar sobre el enlace carbono-carbono, y debido a ello la

molécula queda con una estructura planar parecida a las dioxinas y, por

lo tanto, con efectos similares a ellas.

b) PCBs con múltiples sustituciones en orto, los cuales no producen efectos

parecidos a las dioxinas.

c) PCBs coplanares con efectos tóxicos y biológicos similares a las

dioxinas, siendo este grupo de compuestos de mayor importancia al

momento de estimar factores de riesgo sobre la salud.

Existe otra clasificación de acuerdo a Boon et al. (1989) (en: Volta et al., 2009):

a) PCBs persistentes. Aquellos congéneres que tienen la posición meta y

para libres de átomos de cloro, pero tienen un átomo de cloro en la

posición orto.

b) PCBs potencialmente biotransformables. Aquellos congéneres con una

posición orto y meta libres de cloro en al menos uno de los anillos

bencénicos, y no más de un átomo de cloro en una posición orto.

c) PCBs biotransformables. Aquellos congéneres con una posición meta y

para libres de cloro en al menos uno de los anillos, y más de un átomo

de cloro en una posición orto.

Los PCBs se empezaron a producir en E.U.A. en el año de 1929, pero no fue

hasta 1977 cuando se dio a conocer su persistencia y toxicidad en el medio

ambiente y fue prohibida su producción. Debido a las propiedades

fisicoquímicas anteriormente mencionadas, los usos comerciales de los PCBs

son: fluidos de insolación en transformadores eléctricos, condensadores de alta

y baja tensión (Knobeloch et al., 2009), motores eléctricos refrigerados,

balastros de lámparas fluorescentes, en antiguos electrodomésticos, sistemas

hidráulicos y de transferencia de calor, lubricantes de turbinas de gas y de

vapor, compresores de gases y de aire, aceites de corte, plastificantes en

adhesivos, selladores, como solventes clorados de pinturas, tintas y lacas

13

(Miller-Pérez et al., 2009), retardantes de fuego, aceites de inmersión, entre

otros usos industriales (Holoubek, 2000).

2.3 Bioacumulación y transferencia trófica de OCs

La capacidad potencial que posee un compuesto químico para bioacumularse

dentro de un organismo acuático depende de su coeficiente de partición

octanol-agua (KOW) (Hurme y Puhakka, 1999). Por lo tanto, la solubilidad en

lípidos (lipofilicidad) influirá en la distribución del compuesto OC (Roche et al.,

2009). La lipofilicidad de un compuesto se incrementa conforme aumenta el

número de átomos de cloros en la molécula (Hurme y Puhakka, 1999).

Para entender por qué las concentraciones de OCs en el organismo llegan a ser

más altas que las del ambiente que los rodea, se deben de estudiar tres

procesos. El primero de ellos es el proceso de bioconcentración, el cual puede

ser predicho conociendo el coeficiente de partición octanol-agua (KOW) o

coeficiente de partición lípidos-agua (KLW) del compuesto (Nfon et al., 2008). En

este proceso, lo que sucede es que el organismo retiene el compuesto químico

al que se encuentra expuesto en el ambiente en que habita (Connell y Yu,

2008). Cuando existe una exposición crónica y regular al compuesto, factores

como el sedentarismo y la longevidad del organismo son muy importantes, ya

que entre más edad tenga el organismo, mayor exposición habrá tenido, y por

lo tanto, tendrá mayor acumulación. Cuando se trata de una exposición aguda,

ya sea por una descarga accidental u ocasional, el grado de contaminación del

organismo dependerá de la superficie del cuerpo expuesta y del volumen del

cuerpo, debido a esto los organismos más pequeños que son los que tienen

una proporción superficie/volumen más elevada y, por lo tanto, mayor

bioconcentración que los organismos depredadores (Roche et al., 2009). La

bioconcentración de un compuesto químico dentro de un organismo en

comparación a la concentración del compuesto en el agua, se calcula a través

del factor de bioconcentración (BCF por sus siglas en inglés) (Ec. 1). Este factor

es definido por el KOW del compuesto, ya que lo que se obtiene al medirlo es la

14

proporción de equilibrio de partición que posee el compuesto entre los lípidos

del organismo (mg kg-1 lípidos) y las partículas del agua que lo rodea (mg L-1)

(Borga et al., 2005; Armitage y Gobas, 2007; Conell y Yu, 2008).

BCF = CB/CWT o CB/CWD (1)

Donde CB es la concentración en el organismo; CWT es la concentración en el

agua; utilizándose CWD cuando una fracción del compuesto químico en el agua

es la que se encuentra disponible para la adsorción (Mackay y Fraser, 2000).

Se han reportado factores que indican una concentración de PCBs de hasta

100 000 veces más alta en el pez que en el agua que habita (Nfon et al., 2008).

El segundo proceso es el de bioacumulación, el cual trata del incremento en la

concentración del compuesto químico dentro del organismo, comparado con la

concentración en el agua. En este proceso, sin embargo, además de tomarse

en cuenta el ingreso del compuesto químico a través de las superficies

respiratorias y la absorción dermal, también se toma en cuenta la absorción por

medio de la dieta (Muir et al., 1999; Antunes et al., 2007). Es importante tener

en cuenta que cuando se habla de bioacumulación en una cadena trófica no se

puede solo predecir con un KOW, ya que la principal vía de exposición es la

dieta del organismo (Nfon et al., 2008). La acumulación de contaminantes en

una cadena alimenticia acuática representa un peligro potencial, ya que además

de encontrarse en exposición continua al contaminante, también podría

generarse una intoxicación debido a las altas concentraciones acumuladas,

aunque las concentraciones del agua en el ambiente no excedan de los

umbrales tóxicos (Nendza et al., 1997).

La acumulación, biotransformación y excreción de OCs en los niveles tróficos

más bajos de un ecosistema acuático, tienen influencia sobre la magnitud que

alcancen las concentraciones de estos compuestos en los niveles tróficos más

altos (Hoekstra et al., 2003). De esta manera, la bioacumulación de los OCs

dependerá tanto de la capacidad que tiene el organismo para ingresar y

eliminar los contaminantes, así como también de las propiedades fisicoquímicas

15

de estos contaminantes (Borga et al., 2001). Algunos estudios mencionan la

relación entre la estructura molecular de los PCBs y su metabolismo, indicando

que los compuestos cuya molécula posee dos átomos de hidrógeno vecinales

son los que se metabolizan más rápido, especialmente en aquellos compuestos

que poseen alguno de estos átomos en la posición meta, que también se

metabolizan más rápido que aquellos compuestos con un menor número de

átomos de cloro en la posición orto (Antunes et al., 2008).

Para obtener el factor de bioacumulación (BAF por sus siglas en inglés) se

aplica la ecuación (2), la cual es similar a la del BCF, sin embargo en la

ecuación del BAF se involucran variables biológicas relacionadas a la toma y

eliminación de los compuestos por los organismos (Mackay y Fraser, 2000;

Walker, 2001).

BAF = CB/CWD = (k1 + kACA / CWD) / (k2 + kM + kE) (2)

Donde: CA = Concentración en el organismo; CWD = Concentración en el agua;

k1 = tasa constante de absorción por respiración; kA = tasa constante de

consume de alimento; k2 = tasa constante de eliminación por respiración =

k1/BCF; kM = tasa constate metabólica; kE = tasa constante de egestión = kA/4.

Debido a que el contenido de lípidos afecta directamente los BCF y BAF, estos

se presentan normalizados a lípidos para poder compararse aun entre especies

(Borga et al., 2005). Normalizando a lípidos la ecuación (2) queda como se

presenta en la ecuación (3) (Borga et al., 2005):

(3)

En la Convenio de Estocolmo sobre contaminantes orgánicos persistentes y

otros programas que se utilizan para regular los compuestos químicos, tienen

categorizados a aquellos compuestos cuyo valor de BCF y BAF se exceda de

16

5000 (base peso fresco) como compuestos con la capacidad de bioacumularse

(Borga et al., 2005).

En el estudio realizado por Antunes et al. (2008) se sugiere que mientras más

grande sea el pez y mayor contenido de lípidos tenga, la movilización de PCBs

entre tejidos será más lenta. Así mismo, se ha establecido que la

bioacumulación en niveles tróficos altos se debe a la transferencia trófica de

contaminantes mediante la dieta, y no a la bioconcentración por medio del agua

(Fisk et al., 2001a), resultando así una mayor bioacumulación en el organismo

depredador que en su alimento (Roche et al., 2009). Lo anterior constituye Al

tercer proceso conocido como biomagnificación, donde la principal ruta de

ingreso del contaminante es la dieta, llegando a ocasionar que el organismo

depredador tenga concentraciones mayores del contaminante, en comparación

de todos los organismos de los que se alimenta (Gray, 2002; Antunes et al.,

2007; West et al., 2008; Skarphedinsdottir et al., 2010). Así la transferencia

trófica se define como el movimiento del contaminante de un nivel trófico a otro

(Fisk et al., 2001b). Si en cada interacción trófica de una cadena alimenticia hay

biomagnificación, entonces la concentración del compuesto químico aumentará

en cada paso de la cadena, teniendo como consecuencia que los organismos

depredadores presenten mayores concentraciones del compuesto químico;

repercutiendo en la salud del depredador mismo, como en la salud del

ecosistema (Konstantinou et al., 2000; Wu et al., 2009). La biomagnificación,

además de ser un proceso concerniente a la dieta del organismo, también está

relacionado con la edad (McIntyre y Beauchamp, 2007).

Dado que para los peces depredadores la principal ruta de exposición es a

través del alimento, se pueden descartar los procesos de bioconcentración y

bioacumulación, tomando por lo tanto como referencia la ecuación (4) que

expresa el factor de biomagnificación (FBM), donde sólo se considera el ingreso

del contaminante al organismo dependiendo de la interacción presa-

depredador.

FBM = CB/CA (4)

17

Donde: CB es la concentración del compuesto químico en el organismo y CA es

la concentración del compuesto en el alimento del organismo (Mackay y Fraser,

2000). De la misma manera que se hace el ajuste de lípidos para saber la

bioacumulación, también se hace el ajuste para el cálculo de biomagnificación,

lo que da como resultado la ecuación (5) (Borga et al., 2005):

FBM= [OC en el depredador]AJUSTADO A LÍPIDOS (5) [OC en la presa]AJUSTADO A LÍPIDOS

Los compuestos químicos con log KOW > 5 son los compuestos que tienden a

biomagnificarse dentro de una cadena trófica acuática, mientras que los

compuestos con log KOW < 5 son los que se metabolizan y por lo general no se

biomagnifican (Nfon et al., 2008)

Para la estimar la transferencia trófica se utiliza la ecuación (6)

ϒ = [OCDEPREDADOR]α (6) [OCPRESA]

Donde: ϒ es la eficiencia de la transferencia trófica neta de OCs de la presa al

depredador; [OCDEPREDADOR] es la concentración de OCs en el depredador;

[OCPRESA] concentración del contenido estomacal del depredador, en este caso,

la concentración en la presa (mg/kg); α la eficiencia de asimilación del

depredador, la cual es igual al peso ganado por el depredador dividido entre la

cantidad de comida consumida (Jackson y Schindler, 1996; Madenjian et al.,

1998).

Con la biomagnificación se asume que existe una mayor eficiencia de

transferencia de OCs a través del alimento en los niveles tróficos más altos. La

eficiencia de asimilación (α) se calcula mediante la ecuación (7) (Berglund et al.,

2001; Tomy et al., 2004b).

(7)

18

Para cuantificar la biomagnificación de compuestos orgánicos lipofílicos en las

cadenas alimenticias se utilizan factores de magnificación trófica (FMTs) que

representan la tasa media de incremento por nivel trófico (Wu et al., 2009). El

FBM está dentro de los FTMs y cuando estos FTMs>1 representan la

biomagnificación dentro de la cadena trófica, mientras que los FTMs<1 son los

compuestos que se diluyen en el nivel trófico. Entre los FTMs reportados como

>1 se encuentran los de algunos congéneres de PCBs y plaguicidas

organoclorados como los HCHs, el DDT y el clordano (Strandberg et al., 1998;

Nfon et al., 2008).

Existen poblaciones acuáticas que pueden persistir a una exposición a

compuestos químicos, aunque ésta sea crónica o incluso multigeneracional.

Esto lo logran mediante algunos mecanismos de compensación biológica o

ecológica que minimizan los impactos tóxicos de los compuestos químicos,

como lo son adaptación para desarrollar tolerancia, o el inicio temprano de la

etapa reproductiva para así poder asegurar la supervivencia de la especie

(Nacci et al., 2009). Los peces que llegan a alcanzar mayor longitud, como el

pez espada (Xiphias gladius), el atún aleta amarilla (Thunnus albacares), el

barrilete (Katsuwonus pelamis) y el dorado (Coryphaena hippurus), se

encuentran en el último nivel de la cadena alimenticia marina. Estos

depredadores tope son los que se encuentran expuestos a altos niveles de

contaminantes, los cuales se van acumulando a lo largo de la cadena. Estos

peces pelágicos poseen alta tasa metabólica, por ello necesitan consumir

mayor cantidad de alimento, lo que incrementa la exposición a los

contaminantes (Kojadinovic et al., 2007). En los tejidos de un pez, las

concentraciones de contaminantes pueden variar a través de un año, de

manera que estudios como el de Blanes et al. (2008) mencionan que se deben

medir las concentraciones de contaminantes en los tejidos de pez en diferentes

fechas para así obtener información sobre si existe variación temporal y en qué

19

tejidos, lo que además permite caracterizar el riesgo que posee el consumo de

pescado para la salud humana.

La ingestión de productos alimenticios provenientes del mar, en particular de

zonas contaminadas, es la principal ruta de exposición del ser humano a los

OCs (Bodiguel et al., 2009). Esto se estableció de acuerdo a diferentes estudios

que reportan correlaciones entre la frecuencia de consumo de alimentos

marinos y los niveles de OCs en tejidos, suero y leche de humanos (Naso et al.,

2005; Serrano et al., 2008). De esta forma, los alimentos de origen marino que

constituyen la dieta humana, frecuentemente están asociados a alerta de

consumo, ya que pueden representar una importante vía de exposición a

contaminantes. Debido a esto, se han establecido concentraciones umbrales de

los contaminantes más importantes con el objetivo de proteger la salud

humana. Con respecto a los plaguicidas, se ha fijado un valor de 0.01 mg/kg

(peso húmedo) para productos alimenticios (Carafa et al., 2009), mientras que

la NOM-027-SSA1-1993 especifica que los productos pesqueros no deben

contener residuos de plaguicidas como Aldrin, Dieldrin, Endrin, Heptacloro y

Kapone u otros prohibidos en el Catálogo de Plaguicidas publicado en el Diario

Oficial de la Federación.

2.3.1 Factores químicos y biológicos que afectan la bioacumulación de los

OCs en organismos.

La biomagnificación de muchos OCs en una cadena alimenticia marina

depende tanto de factores físicos como de los biológicos (Muir et al., 1999). El

coeficiente de partición octanol-agua (KOW) es, como su nombre lo indica, un

coeficiente que señala la partición del compuesto entre las fases octanol y

agua, lo que indica indirectamente el comportamiento del compuesto entre una

fase acuosa y lipídica (KLW). Por lo tanto, el KOW, es considerado el indicador

de la solubilidad de un compuesto, ya sea en agua o en lípidos, y así

comprender su comportamiento a través de una cadena trófica (McCarthy et al.,

20

1997). Para cada grupo de compuestos, el KOW incremente conforme

incrementa el peso molecular del compuesto (Harrison, 2001).

Por otro lado, el coeficiente de equilibrio de partición del compuesto químico

entre el agua y el carbono orgánico natural (KOC), indica la tendencia de

adsorción del compuesto en la materia orgánica (en dm3/kg). Este coeficiente

representa la capacidad que tiene el compuesto químico para volatizarse o

filtrarse entre las columnas del suelo, así como su biodisponibilidad para ser

ingresado a la cadena alimenticia desde suelos y sedimentos. Al igual que

como sucede con el KOW, el KOC también aumenta conforme aumenta el peso

molecular de un compuesto (Harrison, 2001).

Además de los coeficientes anteriores, también se encuentra el coeficiente de

equilibrio de partición entre el octanol y el aire (KOA), que describe el

comportamiento de un compuesto químico entre los lípidos de las plantas y el

aire, y la constante de la ley de Henry (H) que mide la tendencia de partición

entre una solución y el aire (Harrison, 2001).

Sin embargo, para entender completamente el comportamiento de un

compuesto químico dentro de una cadena alimenticia acuática, no basta sólo

con conocer las variables del ambiente y las propiedades fisicoquímicas del

compuesto; es necesario también considerar los factores biológicos de la

especie en estudio, como vía para comprender de qué manera se encuentra

expuesto el organismo y la distribución interna del contaminante (Bervoets et

al., 2009).

Existen diversos factores biológicos y ambientales que influyen sobre la

bioacumulación de los OCs:

a) El contenido de lípidos, debido a que la capacidad para acumular OCs se

correlaciona linealmente con el contenido de lípidos que contiene el

organismo (Borga et al., 2004). Es por lo tanto importante tomar en

cuenta los cambios bioenergéticos temporales; es decir cuando hay un

21

periodo de movilización de lípidos, ya sea que el organismo esté

acumulando grasa o perdiéndola. Estos movimientos de lípidos pueden

afectar la toxicocinética de los OCs, provocando la deposición o

movilización de los compuestos dentro del organismo, pudiendo también

generar un efecto directo sobre la acumulación de OCs en un tejido

específico. El adelgazamiento de un organismo asociado a la

movilización de lípidos y redistribución de los OCs acumulados en este,

podría resultar en dos escenarios: uno en donde se llevara a cabo la

detoxificación metabolizando los compuestos para ser eliminados del

organismo, y otro en el que los compuestos pasen a ser metabolizados

en compuestos más tóxicos y persistentes que el compuesto original

(Letcher et al., 2010).

b) Estacionalidad, hábitat y migración. La estacionalidad puede alterar las

propiedades del organismo, así como también la biodisponibilidad de los

OCs, ya que los cambios estacionales ocasionan fluctuación en la

disponibilidad de alimento, por lo que se puede ocasionar también un

cambio en la ingestión o incluso generar que algunas especies de peces,

que son presas de otros peces, emigren. La fuente de alimentación y la

tasa de ingestión determinan la captación del compuesto químico. Otro

aspecto que también es influenciado por la estacionalidad es la

producción primaria, la cual es un determinante en la dilución del

compuesto químico (De Laender et al., 2010). El hábitat y la migración

caracterizan el tipo de exposición que tendrá un organismo, por ejemplo,

para los OCs que tienden a adsorberse en las partículas suspendidas y

sedimentarse, un organismo bentónico tendrá mayor exposición al

contaminante por su hábitat mientras que un pelágico estará expuesto

mediante su dieta. Además existen cambios en el nivel de exposición si

el organismo es migratorio, pues podría estar expuesto al contaminante

sólo por una etapa de su vida (Borga et al., 2004). Así mismo, se pueden

22

presentar condiciones de estrés en un ecosistema simplemente por un

cambio en el ambiente, alterando el ciclo de condiciones estacionales a

los que los organismos se encontraban sujetos. Un cambio que ocasione

condiciones de estrés puede ser, por ejemplo, la pérdida de hábitat o

también las enfermedades que se presentan dentro de él,

consecuentemente aumentando la vulnerabilidad de la población

expuesta, ya sea disminuyendo su capacidad de eliminar un

contaminante o disminuyendo la tolerancia de la población al compuesto

tóxico (Letcher et al., 2010).

c) La reproducción, que representa un gasto de energía en forma de lípidos

y una posible vía de detoxificación del organismo (Borga et al., 2004). Sin

embargo, aunque la reproducción es una manera de eliminar

contaminantes, finalmente se da una transferencia de contaminante de la

madre a las crías incidiendo en la etapa de mayor vulnerabilidad de la

mayoría de las especies, potencialmente provocando efectos de los

compuestos químicos, que podrían ocasionar, por ejemplo que los

neonatos puedan desarrollar sensibilidad ante estresores (Letcher et al.,

2010). A pesar de lo anterior, son pocos los estudios realizados sobre la

bioacumulación en tejidos específicos de los animales y aún menos

sobre la relación con la reproducción (Bodiguel et al., 2009).

d) El tamaño corporal y la edad, dado que involucra un cambio en el

volumen, alteraciones en el metabolismo, comportamiento del organismo

y posición trófica (Borga et al., 2004). Estudios como el realizado por

McIntyre y Beauchamp (2007) concluyen que las concentraciones de

contaminantes incrementan con la edad, talla y posición trófica del pez.

Debido a que la edad frecuentemente se relaciona al tamaño corporal y a

la vez al incremento de la concentración de un compuesto debido a un

mayor tiempo de exposición a él (Borga et al., 2004). Lo contrario de lo

23

que ocurre con los metales como el Hg, donde la posición trófica es más

importante que la edad al momento de determinar si existe

bioacumulación de este metal, cuando se trata de PCBs la edad es

determinante aún más que la posición trófica (McIntyre y Beauchamp,

2007).

e) El género, ya que éste influye en varios aspectos del organismo, como la

genética, fisiología, morfología, comportamiento, nutrición, entre otros

aspectos, de manera que el género del organismo influye de manera

directa en la toma, destino y efectos del contaminante (Burger, 2007).

f) y por último, es muy importante tener en cuenta la capacidad que tiene el

organismo en biotransformar y eliminar el compuesto químico (Borga et

al., 2004).

2.4 Toxicología de los OCs

Los OCs le deben su toxicidad a los átomos de cloro que tienen en su

estructura, ya que el grado de cloración que posee la molécula define las

propiedades del compuesto y, por lo tanto, su comportamiento. A mayor número

de átomos de cloro, mayor será la lipofilicidad del compuesto y más estabilidad

química tendrá este, y por consecuencia, el OC tendrá más persistencia dentro

de un cuerpo que otros compuestos menos clorados pero más reactivos

(Harrison, 2001). La lipofilicidad y la estabilidad de un compuesto químico

tienden a incrementar la toxicidad de éste. La lipoficidad de los OCs les

confieren capacidad de bioacumularse en el tejido graso y afectarlo de distintas

maneras, ya que un compuesto con alta lipofilicidad puede unirse al sitio activo

hidrofóbico de algunas enzimas, que puede tener afinidad hacia las proteínas

conocidas como receptores o simplemente puede disolverse dentro de la

membrana celular ocasionando disfunciones celulares. Por otro lado, la

estabilidad, como se mencionó anteriormente, está relacionada al grado de

24

cloración de la molécula, y de cualquier manera, ya sea que el compuesto

orgánico se encuentre perdiendo átomos de cloro (estabilizándose o

desestabilizándose) va a generar un cambio de reactividad, el cual

generalmente incrementa la toxicidad del compuesto (Thornton, 2000).

Algunos de los efectos adversos a la salud que causan los OCs han sido

establecidos con base en estudios realizados tanto en animales como en

humanos. De acuerdo con la Agencia Internacional de Investigación sobre el

Cáncer (IARC por sus siglas en inglés), existe evidencia de carcinogenicidad

para más de 100 OCs, de los cuales la mayoría son mutágenicos que

ocasionan daño al ADN e inician el cáncer. Otros actúan como promotores o

moduladores, incrementando la probabilidad de que una célula latente de

cáncer se convierta en un tumor maligno (Thornton, 2000). Actualmente, existen

estudios realizados sobre mamíferos marinos, en los cuales se vincula la

carcinogenicidad (de entre otros efectos como inmunosupresión, toxicidad

reproductiva, neurotoxicidad, y disrupción endócrina) con la exposición de los

organismos a compuestos químicos como los PCBs y el DDT (Myers et al.,

2008).

Algunos OCs pueden afectar la homeostasis de las vitaminas, en específico, se

ha observado que el DDT y sus metabolitos tienen correlación negativa con la

vitamina A en hígado de mamíferos, mientras que los PCBs se comportan de

igual manera con la vitamina E en riñón. Además de las vitaminas, también se

ha reportado la disminución de cortisol en plasma cuando existe una exposición

a OCs (Letcher et al., 2010).

Otros OCs actúan como compuestos neurotóxicos relacionados con daños

temporales o permanentes en la función del cerebro o del sistema nervioso. En

altas dosis, estos compuestos pueden causar temblor, problemas del habla,

euforia y excitación, nerviosismo e irritabilidad, depresión, ansiedad, confusión

mental y desórdenes en la memoria. En dosis bajas, los PCBs pueden afectar

las reacciones químicas llevadas a cabo en el cerebro, produciendo efectos a

25

largo plazo como cambios en comportamiento, déficit de aprendizaje,

generalmente cuando la exposición se presenta antes del nacimiento o en los

primeros años de vida (Thornton, 2000)

Muchos otros OCs han sido relacionados con daño reproductivo. Un efecto

directo puede darse cuando estos compuestos producen mutaciones en células

germinales. Algunos plaguicidas como el aldrín, dieldrín y eldrín también

pueden producir defectos de nacimiento o comprometer la función reproductiva

de la descendencia sobreviviente. Los PCBs y algunos pOCs como el

endosulfán, actúan como disruptores endócrinos en el sistema reproductivo,

mimetizando o bloqueando la actividad de las hormonas esteroideas que

regulan la función reproductiva o el comportamiento, o incluso alterando la

proporción hormonal en el cuerpo, reduciendo el conteo de espermatozoides,

alterando el tamaño del útero o provocando cambios estructurales en el tracto

reproductivo de ambos sexos (Thornton, 2000). Uno de los efectos sobre

reproducción bien documentado se atribuye a exposición a plaguicidas

organoclorados (por ejemplo DDT, los HCHs, el dieldrín y el toxafeno, entre

otros) sobre la población de aves, ya que estos compuestos modifican el

metabolismo del calcio y, por consecuencia, la reducción de fecundidad debido

al adelgazamiento de la cáscara de los huevos y la muerte de los embriones

(Konstantinou et al., 2000; Harrison, 2001).

Los OCs también actúan sobre el sistema inmunológico. Algunas dioxinas,

PCBs y pOCs, entre otros compuestos, afectan el sistema de defensa del

cuerpo contra bacterias, virus y protozoarios debido a la supresión de células o

anticuerpos mediadores de la inmunidad. Algunos compuestos OCs han sido

relacionados con el fenómeno de autoinmunidad, en el cual el sistema

inmunológico identifica a sus propios tejidos como extraños y los ataca

ocasionando enfermedades autoinmunes como el lupus, la artritis reumatoide y

la esclerosis sistémica (Thornton, 2000).

26

Además de los efectos anteriormente mencionados, los OCs se encuentran

relacionados con el riesgo que corren algunas poblaciones de animales en

peligro de extinción como lo es el lobo marino (Eumetopias jubatus), ya se ha

presentado una reducción en las poblaciones y se tienen evidencias de altas

concentraciones de PCBs y DDT en sangre de animales de esta especie (Myers

et al., 2008).

2.5 Biota

La mayoría de los peces grandes son considerados como los depredadores

tope dentro de un ecosistema acuático. Si algún contaminante con capacidad

de acumularse se encuentra presente en el ecosistema es muy probable

también que se encuentre presente en el pez depredador, representando a su

vez un riesgo múltiple (Fossi et al., 2006; Kojadinovic et al., 2006), ya que el

contaminante además de poder causar efectos adversos en el pez, también

puede ser trasferido a las aves y mamíferos que se alimentan de peces,

incluyendo el ser humano. De esta forma, depredadores tope que se

encuentran en la parte superior de la cadena alimentaria y tienen relativamente

larga vida, son los organismos adecuados para reflejar la contaminación de un

sistema acuático, por acumular los contaminantes que no llegan a metabolizar

(Fang et al., 2009).

La principal ruta de absorción de los contaminantes orgánicos persistentes es a

través de la ingestión de alimentos, así que es necesario tomar en cuenta las

interacciones depredador-presa para poder entender y predecir la

biomagnificación potencial que presenta esa cadena alimenticia (Ng y Gray,

2009).

Existen diversos parámetros de la vida del pez que son muy importantes, como

los cambios en la dieta de acuerdo al tamaño y la edad (ontogenia), cambios en

27

los patrones de consumo de lípidos o utilización de éstos dependiendo de la

temperatura o de la estación, además de las diferencias fisiológicas

(crecimiento, composición de tejidos, tasas bioenergéticas) entre machos y

hembras de una especie (dimorfismo sexual) y las diferencias espaciales de

tamaños entre clases, géneros o entre distintas poblaciones geográficas (Ng y

Gray, 2009).

2.5.1 Organismo de estudio

Coryphaena hippurus conocido también como dorado o mahimahi, es un pez

depredador epipelágico de nado rápido, que se distribuye en todos los mares

tropicales y subtropicales, generalmente restringido a la isoterma de 20°C (Oro,

1999; Martínez-Rincón et al., 2009). La amplia distribución que posee este pez

lo hace un organismo importante tanto para la actividad de pesca recreativa

como para la comercial, siendo frecuentemente capturado en áreas donde la

temperatura superficial del agua se encuentra entre los 28 y 30 °C (Zúñiga et

al., 2008; Martínez-Rincón et al., 2009). Este pez tiene tendencia a acercarse a

los objetos flotantes, ya que ahí puede encontrar mayor disponibilidad de

alimentos, manteniéndose alejado sólo cuando el alimento abunda (Beardsley,

1967; Tripp, 2005),

C. hippurus es considerado como una especie oceánica altamente migratoria ya

que puede nadar grandes distancias (Alemany y Massutí, 1998; Adams, 2009).

Así mismo, este pez es importante dentro de la ecología de los ecosistemas

acuáticos, debido a su posición tanto de presa, al ser consumido por otros

peces depredadores como el marlín azul Makaira nigricans, el pez vela

Istiophorus platypterus, el atún Thunnus spp., e incluso por el mismo dorado,

mientras que también actúa como depredador cuando alcanza grandes tallas

(Oro, 1999). Solano-Sare et al. (2008) lo definen como una especie carnívora

oportunista y Aguilar, 1993, (en: García-Melgar, 1995) indica que el alimento de

28

los peces dorado que habitan en aguas cercanas a Baja California Sur, consiste

en un 78% de peces, 16% de cefalópodos y 6% de crustáceos

El dorado es un pez que posee un cuerpo cónico, de forma alagada y delgada,

lo cual le sirve para nadar a gran velocidad. Tiene un color azul-verde brillante

que se distribuye dorsalmente y blanco amarillendo con pigmentos

ventralmente. A partir de los seis meses de edad se puede observar el

dimorfismo sexual (Fig.5), observándose que los machos son más grandes y

pesados que las hembras, además de poseer un neurocráneo más pronunciado

(Ditty et al., 1994).

Fig. 5 Dimorfismo sexual del pez dorado: a) pez macho; b) pez hembra.

Este pez llega a alcanzar frecuentemente el metro de longitud, aunque se han

reportado individuos que llegan a medir hasta dos metros, llegando a pesar

entre 14 y 30 kg. El dorado es un pez de crecimiento rápido llegando a alcanzar

el kilogramo de peso en apenas seis meses y los 10 kg en un año (Dempster,

2004).

En cuanto a su madurez sexual, Dempster (2004) explica que el pez dorado

llega a alcanzarla a los seis meses aproximadamente, mientras que Sanchez-

Reyes (2008) menciona que es más temprano, entre los cuatro y cinco meses,

29

y que el desove se lleva a cabo de manera parcial en dos o tres ocasiones por

año, durante la noche y en mar abierto (a menos de que la temperatura del

agua incremente, donde el desove se lleva a cabo cerca de la costa). Ambos

autores señalan que este pez posee alta fecundidad. Beardsley (1967) indica

que el desove se puede presentar en la talla de hasta 20 cm, ocurriendo de dos

a tres veces por año, donde las hembras pueden llegar a producir entre 80 000

y 1 000 000 de huevos por cada desove. Tripp (2009) dice que el dorado es un

desovador múltiple a lo largo del año, pero con picos de mayor intensidad, los

cuales son determinados por la región, ya que mientras en Taiwán la

abundancia de juveniles ocurre entre los meses de febrero y marzo, en el Golfo

de California ocurre en los meses de septiembre a diciembre.

García-Melgar (1995) señala que C. hippurus es un pez desovante parcial

múltiple, reportando que una misma gónada presentaba diferentes estadios de

desarrollo gametogénico. En este mismo estudio se reporta que la abundancia

del dorado en las costas de Baja California sur y Sinaloa se encuentra marcada

por la estacionalidad, ya que el pez abunda en los meses de transición de

verano a invierno.

El consumo de pescado es recomendado dado que aporta a la dieta nutrientes

benéficos como los son algunos lípidos esenciales, los cuales previenen

enfermedades del corazón, ciertos tipos de cáncer y la diabetes tipo 2 (Evans et

al., 2005). Se puede encontrar dorado en ambos litorales de la República

Mexicana, presentando una fuente de alimento de alta calidad. Sin embargo, la

Secretaría de Pesca en 1998 decretó que peces tales como dorado, marlín, pez

vela y pez espada entre otros quedaban destinados a la pesca deportiva dentro

de una franja de 50 millas náuticas a partir de la línea base desde la cual se

mide el mar territorial (Zúñiga, 2002). Aun así, la pesca comercial del dorado así

como su intento de cultivo para comercializar se sigue llevando a cabo debido a

la demanda en el mercado, ya que el filete de este pescado, por su buena

calidad y palatividad, adquiere precios altos en comparación a otras especies

en el mercado (Hassler y Hogarth, 1977).

30

En relación a la presencia de contaminantes en dorado, se han reportado

concentraciones de Hg relativamente bajas (0.10mg/kg ± 0.089) en

comparación con otras especies de peces (como el atún Thunnus spp) (Adams,

2009). En ese estudio, se observó una correlación positiva entre las

concentraciones de Hg total y la longitud. Sin embargo, en cuanto a la edad y

sexo del organismo, no se encontró relación con la concentración del

contaminante (Adams, 2009).

31

III.- HIPÓTESIS

Si la transferencia trófica de los OCs está modulada por su lipofilicidad y

considerando que la reproducción puede ser la principal vía de movilidad de

lípidos, entonces las diferencias en el desplazamiento de lípidos entre machos y

hembras explicarán que los machos tendrán una concentración de OCs más

alta que las hembras.

32

IV.- OBJETIVOS

4.1 Objetivo general

Evaluar la transferencia trófica de OCs en la época reproductiva del pez dorado

(Coryphaena hippurus) capturado en la costa del sur de Sinaloa.

4.2 Objetivos específicos

Seleccionar un método de extracción en base a la comparación de dos métodos

de extracción (Método de multiresiduos de plaguicidas del Departamento de

Alimentos y Agricultura de California, y Método de Extracción acelerada con

solvente), mediante parámetros de validación.

Determinar la concentración de OCs y el porcentaje de lípidos en el contenido

estomacal, músculo, hígado y gónada del pez dorado (Coryphaena hippurus).

Evaluar la posible relación entre la concentración de los OCs con parámetros

biológicos como la talla, el contenido de lípidos y el sexo del pez dorado

(Coryphaena hippurus).

Obtener los coeficientes de transferencia trófica entre presa y depredador.

33

V.- METODOLOGÍA

5.1 Muestreo y preparación de las muestras

El muestreo se llevó a cabo en tres muelles de pesca deportiva (Hotel La

Marina El Cid, La Marina Mazatlán y La Marina Náutica) y un muelle de pesca

comercial (La Puntilla). Las medidas que se tomaron en campo fueron las

longitudes: total (de extremo a extremo del pez, LT), orbital (del ojo a la furca,

LOF), furcal (de la mandíbula a la furca, LF), gonopodio (de la mandíbula al

gonopodio, LGP) (Fig. 6) y el peso total que fue determinado utilizando una

balanza digital (Berkley, FS50) con una capacidad de 22.0 Kg y una precisión

de 0.10 Kg. Para la toma de muestra de los compuestos orgánicos se procedió

a diseccionar cada uno de los peces para recolectar las vísceras (hígado,

gónada y contenido estomacal) dentro de una bolsa de plástico etiquetada y

forrada por dentro con papel aluminio previamente lavado con acetona y

hexano. También se tomó una muestra de músculo de la parte ventral (debajo

de la aleta pectoral) y se guardó de la misma manera que las vísceras. Todas

las muestras se transportaron al laboratorio en hieleras a 4°C. Se obtuvieron un

total de 44 peces Coryphaena hippurus capturados durante diciembre 2009, en

las costas de Mazatlán, Sinaloa.

Los métodos estandarizados para registrar el contenido energético reflejado en

los lípidos a través de una relación entre la masa corporal y la talla del

organismo son una herramienta útil para conocer la salud de éste (Stevenson y

Woods, 2006). De manera que en el presente estudio se calculó el factor de

condición (FC), a partir del peso eviscerado, utilizando la ecuación 8.

K = We/LF 3 ∗100 (8)

Donde: Wt = peso eviscerado y LF= longitud furcal

34

Una vez en el laboratorio se pesaron cada uno de los órganos y tejidos. El peso

de las gónadas se utilizó para calcular el índice gonadosomático (IGS) mediante

la ecuación 9, el cual es considerado como una medida de la madurez sexual y

la disposición de desove (Kojadinovic et al., 2007).

IGS = (peso de la gónada/peso del cuerpo) * 100 (9)

También se calculó el índice hepatosomático (IHS), el cual es una herramienta

indispensable para estudios de exposición de organismos a contaminantes.

Éste se calculó por medio de la ecuación 10.

IHS = (peso del hígado/peso del cuerpo) * 100 (10)

Fig. 6 Medidas del pez Coryphaena hippurus tomadas en campo. a) Longitud total, b) longitud orbital, c) longitud furcal y d) longitud gonopodio.

35

5.2 Análisis histológico

Durante el muestreo, se tomó una parte de la gónada de cada uno de los peces

para procesarlo histológicamente y de esta manera poder observar el estadio

reproductivo.

A la muestra de gónada se le realizó un corte transversal y se procedió a fijar

con formol al 10 % (Kamonporn et al., 1999) para después colocarlo en un

molde (Tissue-Tek unicassette # 4170). Posteriormente se llevó a cabo la

deshidratación utilizando etanol (70, 80, 96 y 100%), para luego ser aclarados

con xilol e inmersión en parafina (Histoembebedor Leica-Jung, USA). Una vez

en parafina, se procedió a hacer cortes de 5 µm en un microtomo rotatorio

(Jung Histocut Leica #820), los cuales se tiñeron de acuerdo a la técnica de

hematoxilina y eosina, para posteriormente montarse con bálsamo de Canadá

para su observación en un microscopio compuesto (Olympus CH-30 RF100,

USA) (Lee y Luna, 1968; Drury y Wallington, 1980). El sexo del organismo fue

determinado visualmente mediante las características que define el dimorfismo

sexual y mediante la examinación histológica de las gónadas para determinar

las fases de desarrollo gonádico de acuerdo a la escala descrita por Nikolsky

(1978) y adaptada por Ochoa-Baéz et al. (1992) en García-Melgar (1995) (Tabla

4). Las muestras fueron transportadas en hielo al laboratorio, donde se

prepararon y pesaron las vísceras y se tomaron muestras para los análisis de

OCs.

36

Tabla 4. Descripción histológica de las fases de desarrollo gonádico en hembras de acuerdo a la escala descrita por Nikolsky (1978) y adaptada por Ochoa-Baéz et al. (1992).

37

Tabla 5. Descripción histológica de las fases de desarrollo gonádico en machos. (Hernández-Solís, 2010).

5.3 Determinación de lípidos

Para llevar a cabo la determinación del contenido de lípidos se procedió a

extraerlos de los diferentes tejidos y órganos mediante la técnica de Schmidt

(1995). Primero se homogenizó el tejido completo para posteriormente tomar 1g

del homogenizado, el cual se colocó dentro de un mortero, se agregaron 7g de

sulfato de sodio anhidro y se mezclaron con el tejido hasta que éste se encontró

38

totalmente seco y sin grumos. Posteriormente, la muestra se secó en un horno

a 60°C durante media hora, después se retiró del horno y se esperó 10 min en

un desecador para proceder a pesarla y obtener así el peso seco del tejido.

La muestra seca se colocó en una columna de vidrio a la cual previamente se le

colocó un tapón de fibra de vidrio procurando que la muestra quedara bien

empacada. Se agregaron 1.5 ml de éter de petróleo (Fisher Scientific P480-4)

asegurándose de remover las burbujas de aire, esto se repitió dos veces

acondicionando así la columna. En seguida se procedió a eluir la columna con 5

ml de mezcla éter de petróleo/acetato de etilo (9:1 v/v) (Ver ANEXO I)

manteniendo el goteo a un flujo de 1-2 ml/min y la fracción eluida se recolectó

en un crisol a peso constante. Esta operación se repitió una vez más, en esta

ocasión se dejó drenar la columna y se procedió a lavar con 2 ml de acetato de

etilo por dos ocasiones. Todas las fracciones se combinaron en el mismo crisol.

Los crisoles se introdujeron en el horno a 100°C durante 2 horas para evaporar

el solvente y se pesaron en una balanza analítica (Explorer OHAUS, E12140).

Se volvieron a introducir en el horno durante 1 hora y se pesaron de nuevo

hasta obtener peso constante o una diferencia de 0.0001 g.

El porcentaje de lípido extraíble se calcula utilizando la ecuación 11.

% Lípidos = 100 x (1- peso residual de lípidos) (11)

5.4 Extracción de PCBs y plaguicidas organoclorados en pez dorado

La metodología para la extracción de OCs se definió mediante la comparación

de dos métodos estandarizados: Método de multiresiduos para plaguicidas del

Departamento de Alimentos y Agricultura de California (al cual se le referirá

como método CDFA, por sus siglas en inglés) (Lee et al., 1991), y Método de

Extracción Acelerada con Solvente (conocido como método ASE, por sus siglas

en inglés) (Boscher et al., 2010). De ambos métodos se compararon los

39

parámetros de validación para seleccionar el método de extracción más

eficiente. La validación de los métodos se realizó con músculo del pez

Coryphaena hippurus. En el siguiente diagrama se muestra la metodología

general de los dos métodos (Fig. 7).

Fig. 7 Diagrama general de la selección del método de extracción.

40

5.4.1 Métodos de extracción de compuestos OCs

5.4.1.1 Método extracción del Departamento de Alimentos y Agricultura de

California (CDFA)

El Método multiresiduos para plaguicidas del Departamento de Alimentos y

Agricultura de California (Lee et al., 1991), el cual tiene como uso principal la

detección de contaminantes en frutas y vegetales, pero se ha adaptado a otras

matrices, se evaluó según los parámetros de validación mediante la

fortificación, con una solución estándar de pOCs (ver anexo IV), a 5 réplicas y 5

niveles de concentración, esto en músculo de pez C. hippurus, para obtener 5

curvas de calibración con 5 puntos de concentración de pOCs. Para la

extracción de PCBs y plaguicidas organoclorados se pesaron 20 g (peso

húmedo) de tejido, y se agregaron 10 ml de solución amortiguadora de fosfatos

pH 7 (ver ANEXO I) y 100 ml de acetonitrilo grado HPLC (Fisher Scientific

A998-4) para proceder a licuarlos durante 2 minutos a alta velocidad en una

licuadora (Waring Commercial 51VL30). El licuado obtenido se filtró al vacío con

papel filtro 40, (Whatman 1440 110). El extracto se vertió dentro de un embudo

de separación, se le añadieron 10 g de cloruro de sodio (J.T.Baker 3625-01) y

se agitó vigorosamente durante 1 minuto para decantar la mezcla en una

probeta graduada en la cual se dejó reposar durante 30 minutos.

Se tomó una alícuota de 60 ml y se procedió a concentrarla evaporando en

Rapid-vap (Labconco 7910000) hasta llevar a sequedad y se resuspendió en 1

ml de hexano grado HPLC (Fisher Scientific H302-4), para posteriormente llevar

a cabo la limpieza por columna de florisil especificada en el Manual Analítico de

Plaguicidas de la FDA, en la sección 302-C1 (PAM 302-C1) (Fig 8).

41

Fig. 8 Diagrama de los pasos del método CDFA. La extracción de OCs del tejido del pez usando solución amortiguadora de fosfatos y acetonitrilo se lleva a cabo en los siguientes pasos: a) extracción mecánica de los compuestos, b) filtración con vacio, c) separación liquido-liquido con NaCl, d) separación de fases y toma de alícuota, e) concentración, f) Limpieza por columna de florisil, g) concentración h) análisis por cromatografía de gases.

5.4.1.2 Método Extracción acelerada con Solvente (ASE)

El método de Extracción acelerada con Solvente (ASE) es un método de

extracción relativamente nuevo también conocido como extracción de fluidos

presurizada, ya que utilizando la temperatura y alta presión es como extrae los

compuestos, y dependiendo del analito que se quiera extraer va a ser la

mezcla de solventes que se va a utilizar (Björklund et al., 1999). Para obtener

las curvas de calibración del método ASE se realizaron 3 réplicas de 5 niveles

de concentración, fortificando músculo de C. hippurus con la solución estándar

(ver anexo IV). La extracción ASE (Fig. 9) fue realizada utilizando el equipo

ASE100 Accelerated Solvent Extractor (Dionex, USA). Se utilizaron celdas de

acero inoxidable de 32 ml previamente lavadas con hexano, en las cuales se les

colocó un papel filtro de celulosa (Canitec 056781) en la parte inferior de la

celda, para proceder a introducir 5g de tejido previamente mezclado con 5 g de

tierra de diatomeas (Dionex 062819). Las condiciones de la extracción se

42

realizaron de acuerdo al método 3545A de la US EPA (2007) en el cual el

solvente utilizado fue una mezcla de 100 ml de hexano/acetona (1:1 v/v), la

temperatura a 100°C y una presión de 1500 psi (10.3 MPa). Con un ciclo de

extracción de 14 minutos y una purga con nitrógeno (120s). El extracto se

recolectó en un vial de vidrio de 250 ml con septa de teflón y se procedió a

pasar este extracto por una columna de 15g de sulfato de sodio para

posteriormente evaporarlo y realizarle una limpieza PAM 302-C1.

Fig. 9 Diagrama de los pasos del método ASE. La extracción de OCs del tejido del pez usando mezcla de acetona/hexano se llevó a cabo realizando los siguientes pasos: a) mezcla uniforme del tejido de pez con tierra diatomeas, b) acomodo de la mezcla en celda, c) Extracción, d) concentración, e) limpieza por columna de florisil, f) concentración g) análisis por cromatografía de gases.

5.4.2 Limpieza PAM 302-C1

A ambas técnicas de extracción se les adaptó la limpieza PAM 302-C1

modificado a menor volumen de eluyente con columna de florisil del Manual

Analítico de Plaguicidas de la FDA (PAM, 1994).

Se empacó una columna de vidrio con un tapón de fibra de vidrio, 1 g de florisil,

malla 60-100 (Sigma-Aldrich 220744) y 0.2 g de sulfato de sodio anhidro (Fluka

43

Analytical 35896). La columna se acondicionó con 5 ml de hexano y se procedió

a introducir el extracto, el cual se eluyó con 15 ml de una mezcla de

diclorometano/acetonitrilo/hexano (v/v/v) (ver ANEXO I). Después de haber

llevado a cabo la limpieza, se evaporó el extracto hasta sequedad utilizando un

equipo de Mini-vap Ajustable (Supelco 22970). El extracto se resuspendió en 1

ml de hexano y se colocó en un vial para analizarlo por cromatografía de gases

NOTA: El material utilizado en la extracción y limpieza fue previamente lavado

con acetona y hexano y secado a 250°C en el horno incubador (Shel Lab),

mientras que el florisil y el sulfato de sodio se mantuvieron dentro del horno

hasta el momento de utilizarlos.

5.4.3 Identificación y cuantificación de los compuestos químicos de

interés

Para la identificación y cuantificación de los compuestos OCs, los extractos se

analizaron mediante un cromatógrafo de gases Hewlett-Packard 5890 Serie II

equipado con un detector de captura de electrones (ECD por sus siglas en

inglés) y columna capilar HP-5 (30 x 0.32 mm, 0.25 ìm de espesor de la fase

estacionaria), utilizando nitrógeno (HPCC) como gas acarreador y gas auxiliar;

se inyectó en el modo splitless. 1μ del extracto. Las condiciones del CG fueron:

temperatura del inyector 290ºC; temperatura del detector 300ºC; temperatura

del horno 125ºC; temperatura inicial 125ºC por 1.5 min.; rampa 1, 30ºC/min.,

hasta 175ºC.; rampa 2, 5ºC/min, hasta 250ºC, por 2 min.; rampa 3, 10ºC/min,

hasta 310ºC por 3 min.

Para identificar los compuestos químicos que se encuentran en los tejidos del

pez, se utilizó una solución estándar de pOCs 48858-U (SUPELCO Analytical),

la cual contiene los compuestos: HCH-α, HCH-β, HCH-γ, HCH-δ, Heptacloro,

Aldrín, Dieldrín, Endrín, Endrín aldehído, Heptacloro epóxido, Endosulfán-α,

Endosulfán-β, p,p´-DDT, p,p´-DDE y p,p´-DDD. Además de la mezcla de PCBs

47927 (SUPELCO Analytical) con los compuestos PCB 18, PCB 28, PCB 31.

44

PCB 44, PCB 52, PCB 101, PCB 118, PCB 138, PCB 149, PCB 153, PCB 180 y

PCB 194. Antes de inyectar las muestras en el cromatógrafo se inyectó la

solución estándar, y el pico de la muestra se identificó como el compuesto de

interés cuando el tiempo de retención no se desvió más de 0.2% del tiempo del

pico del estándar.

Para cuantificar los OCs se realizaron cálculos (ec.11) utilizando la respuesta

de cada compuesto en el extracto y la respuesta del mismo compuesto en la

solución estándar previamente inyectada en el cromatógrafo.

Concentración (µg L-1) = Rm*Ce (11)

Re*Vm

Donde:

Rm = Respuesta en área del pico de la muestra.

Ce = Concentración (ng) de estándar inyectado.

Re = Respuesta en área del pico del estándar.

Vm = Volumen (µL) de muestra inyectados.

5.4.4 Validación de los métodos de extracción

La validación de un método es el proceso establecido mediante el cual se

obtienen pruebas documentadas de que el método es el apropiado para el uso

que se le está dando (NMX-EC-17025-IMNC-2000). La validación de un método

sirve para conocer las características de desempeño y las limitaciones del

método (CENAM, 1998). Además, por medio de la validación del método se

llega a la comprobación del nivel de confiabilidad de los resultados que el

método está generando. Existen diversos enfoques metodológicos para la

validación de un método, por lo cual es responsabilidad del analista la elección

de alguno de ellos dependiendo del propósito del método a validar.

Para el proceso de extracción, primero se procedió a evaluar dos métodos de

extracción de compuestos organoclorados realizando 3 réplicas de cada punto

45

de las curvas de calibración para el método ASE, en donde se prepararon

estándares en un rango de 0.032 µg/ml a 1 µg/ml y para el método CDFA se

hicieron 5 réplicas para cada concentración de la curva, la cual estaba entre el

intervalo de de 0.25 µg/ml a 2 µg/ml. A partir de las curvas se estableció el

límite de detección (LOD), el límite de cuantificación (LOC) y rangos lineales de

trabajo. Además, para llevar un control de calidad, se corrieron blancos, los

cuales consistieron en músculo de pez homogenizado, esto para eliminar

posibles sospechas de contaminación.

5.4.4.1 Intervalo lineal de trabajo

La linearidad de cada compuesto se estimó mediante la detección de diferentes

concentraciones de cada uno de los compuestos, resultado del factor de

respuesta, el cual al ser graficado da diferentes puntos de una curva de

calibración. El intervalo lineal de trabajo se obtuvo por medio de un análisis de

regresión lineal, calculando el coeficiente de determinación (R2) y en donde se

toma como criterio la linearidad del intervalo más bajo donde R2 debe de tener

un valor mayor a 0.9900 y el coeficiente de variación C.V. no sobrepase del

20%. El factor de respuesta se obtuvo mediante la ecuación (12)

Factor de respuesta = Área del pico/ng inyectados (12)

5.4.4.2 Demostración de capacidad inicial de los métodos de extracción

Para la demostración de capacidad inicial se tomaron los criterios que se

establecen en la sección 9.3 del método 508 de la agencia de Protección

Ambiental de los Estados Unidos de Norteamérica (US EPA por sus siglas en

inglés) donde se indican los parámetros de validación que se tienen que aplicar

a cada método, entre ellos la precisión obtenida mediante el coeficiente de

variación (%CV), el porcentaje de recuperación para cada analito, así como los

límites de detección y de cuantificación del método, los cuales se obtienen de

un mínimo de siete replicas, utilizando un solución estándar con

concentraciones conocidas (US EPA, 1995; ICH, 1996).

46

a) Precisión: obtenida mediante el C.V (ec.13). La precisión del método se

documenta a través de la repetibilidad y es reflejada a través de la

cercanía (grado de dispersión) que existe entre las mediciones (CITAC y

EURACHEM, 2002), en este caso las concentraciones de cada uno de

los pOCs extraídos. En la comparación de dos métodos analíticos, el

método más preciso es el que posee menor C.V.

C.V. = (ζ/Media)*100 (13)

Donde: ζ = Desviación estándar de las réplicas; Media = Promedio de las

réplicas.

b) Exactitud: reflejada mediante el porcentaje de Recuperación (ec.14). El

porcentaje de recuperación se cuantifica para determinar la eficiencia de

extracción del método (Peng et al., 2006), ya que el porcentaje de

recuperación indica la exactitud (conocida también como el realismo),

considerando que los compuestos que tienen un porcentaje de

recuperación dentro del intervalo de 80% y 120 % son los que cumplen

con el parámetro de exactitud, siendo más exacto el valor con tendencia

a 100% (Planas et al., 2006).

% Recuperación = (Conc. Observada/Conc. Esperada)*100 (14)

c) Sensibilidad. Esta se determinó estableciendo el límite de detección

(LOD) y el límite cuantificación (LOQ). El límite de detección sirve para

indicar cualitativamente, es decir, se realiza el cálculo de la ec. (15) para

obtener la concentración mínima detectable, y si la concentración

obtenida del compuesto está por debajo del valor especificado por la

ecuación, el compuesto no puede ser identificado de manera confiable,

pues podría estarse reportando una interferencia de la matriz como un

falso positivo, en cambio si la concentración del compuesto se encuentra

por encima del valor del LOD, entonces el compuesto puede ser

identificado de manera confiable. El límite de detección para los PCBs

fue estimado de acuerdo al método cociente de relación señal/ruido (S/N

47

o Np-p) como se especifica en la Conferencia Internacional de

Armonización (ICH, 1996), donde se procedió a medir el ruido que había

en el pico de acuerdo al tiempo de retención de cada compuesto y se

realiza una estimación de la concentración del compuesto en referencia a

la relación señal/ruido, entonces esa concentración estimada se

multiplica por 3 para dar el valor del LOD y este a su vez se multiplica por

3 para dar el LOQ.

El límite de cuantificación (LOQ) se obtiene utilizando la ec. (16) y es la

concentración más baja del compuesto que puede ser cuantificada con

un nivel aceptable de precisión, además de tener las características de

poder ser repetible y exacta. Es tres veces mayor que el LOD y se utiliza

como valor indicativo.

LOD = 3.3ζ/m (15)

LOQ = 10ζ/m (16)

Donde: : Desviación estándar de la respuesta del analito; m : La pendiente

de la curva de calibración.

5.4.4.3 Control y aseguramiento de la calidad (QA/QC)

El compuesto fue positivamente identificado en la muestra de campo o en el

blanco fortificado para la aplicación de parámetros de validación cuando: a) De

cada seis extracciones realizadas una correspondía a una muestra blanco

(muestra de músculo de pez que fue homogenizada pero no fue fortificada con

solución estándar y fue procesada de la misma manera que las muestras

fortificadas) para llevar un control interno. Además, se procedió a hacer una

extracción con el puro solvente y material para demostrar que estos estaban

limpios de cualquier impureza que pudiera contaminar la muestra. b) Se

realizaron 5 diferentes niveles de concentración, verificando al final de la

extracción que la concentración obtenida correspondiera a la concentración

agregada al inicio del procedimiento de extracción. c) Se hicieron 5 réplicas

para cada nivel de concentración del método CDFA y 3 réplicas para cada nivel

48

del método ASE. d) Se aseguró que los compuestos considerados como

detectados fueran en los que la concentración del compuesto está por encima

del límite de detección. e) El tiempo de retención del compuesto no de desvía

de ± 0.2 s del tiempo de retención del pico del compuesto de la solución

estándar la cual se inyectó previamente cada vez que se analizaron muestras. f)

Las posibles interferencias respecto a la matriz y al método de extracción fueron

debidamente eliminadas, obteniendo un cromatograma con picos claramente

definidos para cada uno de los compuestos.

5.5 Transferencia trófica

Para conocer si existe transferencia trófica se estimó el incremento de la

concentración de un OC de un nivel trófico a otro dentro de una cadena

alimenticia acuática mediante el factor de biomagnificación (FBM) para cada

compuesto en particular (ec. 5). En este estudio se midió la concentración de

OCs en el contenido estomacal de C. hippurus sin identificar los componentes

alimenticios. Este FBM consiste en calcular la relación entre la concentración

del depredador y su presa. Si este FBM es >1 indica que el compuesto se

biomagnifica, cuando FBM <1 indica que la tasa de ingreso del contaminante es

similar a la de eliminación de éste.

FBM= [OC en el depredador]AJUSTADO A LÍPIDOS (5) [OC en la presa]AJUSTADO A LÍPIDOS

5.6 Análisis estadísticos

Los análisis estadísticos se realizaron utilizando el software SigmaPlot 11.0. Se

determinó si los datos eran homocedásticos (normalidad y homogeneidad de

varianza). En caso de no ser homocedásticos los datos fueron transformados

logarítmicamente (Log10). Para llevar a cabo la comparación de contenido de

49

lípidos y contaminantes por tejido, género y talla, se realizó un Análisis de

Varianza de tres vías (ANOVA) acoplado con una prueba de comparaciones

múltiples. Para las concentraciones de OCs determinadas abajo del límite de

detección o no detectado se asumió el valor correspondiente a la mitad del

límite de detección calculado en la validación del método para los

contaminantes de interés. Para la comparación global entre machos y hembras

en datos biológicos se aplicó una prueba de t de student. La correspondencia

entre variables biológicas y contaminantes se analizó mediante correlación de

Pearson. Todas las pruebas estadísticas se analizaron con un 5% de confianza.

50

VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

6.1 Validación del método de extracción de compuestos organoclorados

(OCs)

La metodología para determinar y cuantificar los OCs se obtuvo mediante años

de investigación y desarrollo en el campo de la química analítica ambiental,

teniendo como resultado un grupo de métodos que ayudan a detectar y así

poder monitorear estos contaminantes. Una de las herramientas más

importantes para este fin es la cromatografía de gases. Este procedimiento

analítico es aplicado en diversas matrices, ya sea agua, aire, suelo y sedimento,

suero, fluidos y tejidos de organismos. Los métodos más aceptados son

aquellos desarrollados o aprobados por instituciones internacionales

principalmente de E.U. como la Agencia de Protección al Ambiente (EPA por

sus siglas en inglés), el Instituto Nacional para la Seguridad Ocupacional

(NIOSH por sus siglas en inglés), la Asociación de Salud de Químicos

Analíticos Oficiales (AOAC por sus siglas en inglés) y la Asociación de Salud

Pública Americana (APHA por sus siglas en inglés) (Miller-Pérez et al., 2009).

Uno de los objetivos básicos del análisis y monitoreo de contaminantes en el

ambiente es la investigación del desarrollo de nuevos métodos para la

identificación y cuantificación de estos compuestos, teniendo una tendencia

hacia métodos que permitan una detección de concentraciones traza (ppm) de

contaminantes en las muestras y en matrices complejas (Namiesnik y Zygmunt,

1999). En el presente estudio se analizaron 16 plaguicidas organoclorados

(pOCs) y 12 bifenilos policlorados (PCBs) en tejidos de pez dorado Coryphaena

hippurus. Para esto es importante considerar que la manera más apropiada

para realizar un método analítico, en este caso la extracción de compuestos

organoclorados (OCs), depende tanto de las propiedades fisicoquímicas de los

51

contaminantes (p. ej. polaridad, presión de vapor, solubilididad, punto de

ebullición, etc.), como de las características de la muestra (p. ej. sólida, líquida,

contenido de agua, contenido de lípidos, etc.). Por lo tanto, se seleccionaron

métodos estandarizados para la extracción de este tipo de contaminantes; el

método multiresiduos del Departamento de Alimentos y Agricultura de California

(CDFA por sus siglas en inglés), y el método extracción acelerada con

solventes (ASE por sus siglas en inglés). El método ASE, aunque es

relativamente nuevo ya ha sido probado en una gran variedad de matrices

como sedimentos (Björklund et al., 1999; Martínez et al., 2004; Josefsson et al.,

2006), cereales (Carabias-Martínez et al., 2006) y biota (Martínez et al., 2004;

Fidalgo-Used et al., 2007; Boscher et al., 2010). Se han analizado una amplia

variedad de contaminantes como PCBs (Björklund et al., 1999; Gómez-Ariza et

al., 2002; Josefsson et al., 2006; Wiberg et al., 2007; Boscher et al., 2010),

plaguicidas (Haib et al., 2003; Suchan et al., 2004), Hidrocarburos aromáticos

policíclicos (PAHs) (Jánská et al., 2004; Martínez et al., 2004; Tao et al., 2004;

Liguori et al., 2006), éteres difenil polibromados (PBDEs) (Johansson et al.,

2006; Stapleton et al., 2006) y dioxinas (Saito et al., 2003; Kitamura et al., 2004)

con el método 3545 aprobado por la US EPA (Björklund et al., 1999; Haib et al.,

2003). Es válido hacer adaptaciones a cada método adecuándolo a las

características de la muestra a analizar y a las propiedades del contaminante,

esto siempre y cuando se compruebe que los datos obtenidos son confiables.

Es importante para la interpretación de datos de un monitoreo ambiental

conocer las limitaciones de los métodos a utilizar, el nivel de confianza de los

datos que estos métodos generan, así como también la capacidad del analista

para minimizar errores. Todo en conjunto toma más relevancia cuando las

concentraciones normalmente encontradas en la mayoría de las muestras de

campo son a nivel traza. Namiesnik y Zygmunt (1999) mencionan que para que

los resultados que se obtienen en el laboratorio sean confiables, es necesario

llevar a cabo la calibración de los instrumentos de medición, así como también

debe llevarse a cabo una validación del procedimiento analítico completo; esto

52

con base en parámetros de validación tales como selectividad, especificidad,

exactitud, precisión, repetibilidad, reproducibilidad, límites de detección y

cuantificación para cada compuesto, intervalo de medidas, linealidad, entre

otros parámetros que sirven para indicar si el método utilizado es el adecuado

(CENAM, 1998).

Existen diversas maneras de llevar a cabo la validación de un método,

dependiendo de los objetivos de cada laboratorio o del tipo de análisis que se

quiere realizar. Por ejemplo, la validación ISO 5725 indica que los análisis

cuantitativos se pueden validar mediante repetibilidad y reproducibilidad,

mientras que la ISO 16140 de la Organización Internacional para la

Estandarización (ISO por sus siglas en inglés) especifica que para análisis

cualitativos es importante utilizar métodos de referencia con fines comparativos.

La validación de acuerdo al Comité de Codex Alimentario para Residuos de

Plaguicidas (CCPR, por sus siglas en inglés) basa su validación y verificación

de métodos en las propuestas y recomendaciones de la consulta

AOAC/FAO/IAEA de 1999, las cuales están realizadas sobre distintas

validaciones internas de un laboratorio adaptadas a necesidades específicas

(Gowik, 2009). El analista debe decidir hasta qué grado de validación quiere

llegar, cuáles parámetros de validación debe aplicar, esto dependiendo de los

propósitos de la validación, ya sea que esté realizando la validación para la

optimización de un método, extensión de un método, adaptación de un nuevo

método ya estandarizado en otro laboratorio o, como en el presente estudio, la

comparación de dos métodos analíticos para evaluar su eficiencia de extracción

de compuestos OCs.

En la Guía de Laboratorio para la Validación de Métodos y Temas Relacionados

(CENAM, 1998) se define validación de un método como el ―proceso de definir

una necesidad analítica y confirmar que el método en cuestión tiene

capacidades de desempeño consistentes con las que requiere la aplicación‖. En

la actualidad, existen muchísimas aplicaciones para los métodos analíticos, que

van desde la determinación de concentraciones de componentes en un

53

producto comercial, hasta el monitoreo de contaminantes ambientales. Detrás

de cada análisis es necesario realizar una toma de decisiones acertada que

permita tener confianza en los datos generados por el método analítico. La

generación de información utilizando métodos analíticos implica un costo

económico elevado; si esta información no es confiable, no tiene mucho valor y,

por lo tanto, no puede ser usada para la toma de decisiones (CENAM, 1998).

En este estudio se utilizaron los parámetros de validación especificados en el

Centro Nacional de Metrología (CENAM) para comparar las técnicas, CDFA

(Lee et al., 1991) y ASE (Método EPA 3545A, 2007), utilizando músculo de C.

hippurus para conocer en términos de eficiencia cuál de los dos métodos es el

adecuado para la extracción de compuestos organoclorados.

La validación se llevó a cabo utilizando una solución estándar que contenía una

mezcla de 16 plaguicidas organoclorados, sin tomar en cuenta los PCBs. Esto

debido a que al principio se inició con los PCBs y se observó que de siete PCBs

en cuatro no se tenía linealidad, además que se obtenían amplias variaciones

en las recuperaciones (Anexo III). Sundberg et al. (2006) indican que la

presencia de solvente, al momento de la fortificación, puede interferir con la

extracción de los compuestos (principalmente PCBs) y hace la recomendación

de que la fortificación de la matriz se lleve a cabo sin solvente, es decir,

añadiendo la solución estándar en el material que contendrá la muestra,

evaporarlo a sequedad dejando los analitos en la superficie del material para

que al añadir la muestra sean incorporados a ella. En este estudio no se

consideró hacer la fortificación de esta manera porque no se tenía la

información al momento de hacer los análisis para validación.

La selectividad de los métodos ASE y CDFA fue verificada mediante el

procesamiento de las muestras y su análisis por cromatografía de gases donde

se identificaron todos los compuestos de interés contenidos en la muestra

fortificada con la mezcla de estándares de pOCs. El nivel de interferencia se

54

evaluó analizando muestras control conocidas como ―blanco‖ y las muestras

fortificadas con solución estándares de compuestos OCs. En cuanto a picos no

identificados, no se presentó ninguna interferencia de coelución,

correspondiendo el tiempo de retención de los estándares con el de los analitos

de interés. Las condiciones cromatográficas (definidas en la sección de

metodología) seleccionadas permitieron una correcta separación de cada

compuesto.

La linealidad fue evaluada con base a 5 concentraciones (5 réplicas) de la

solución estándar de la mezcla de los pOCs con la cual se fortificó el músculo

del pez. Con estos resultados se obtuvieron las curvas de calibración y

mediante el ajuste al modelo lineal se obtuvieron los coeficientes de

determinación (R2), correlación (r) y correlación cuadrada (r2) los cuales indican

el mejor ajuste de las concentraciones respecto a la línea de calibración. Según

la Conferencia Internacional de Armonización la r de la regresión lineal debe

encontrarse entre 0.98 y 1 (ICH, 1996).

Para el método ASE, todos los pOCs presentaron r>0.98, excepto el HCH-γ

(r=0.943), mientras que para el método CDFA sólo el 37 % de los compuestos

tuvieron un r>0.98 (HCH-γ, HCH-δ, heptacloro epóxido, endrín, Endosulfán-β y

p,p´-DDT) (Tabla 6).

En cuanto al R2, para el método ASE, los pOCs que presentaron R2>0.99

fueron aldrín, Endosulfán-α, Endosulfán-β, endrín, ppDDD, ppDDT, endosulfán

sulfato y endrín aldehído. (8 de 16 = 50%). El otro 50% tuvieron un intervalo de

0.88<R2<0.98. En relación al método CDFA el HCH-γ fue el único compuesto

que tuvo un R2>0.99 (0.9995). En las Figuras 10 a la 14 se presentan las

gráficas de linealidad para cada uno de los pOCs.

55

Tabla 6. Coeficientes de correlación (r) y coeficientes de correlación al cuadrado (r2) del

método multiresiduos para plaguicidas del Departamento de Alimentos y Agricultura de California (CDFA) (Lee et al., 1991) y del método extracción acelerada con solventes (ASE) (Método EPA 3545A, 2007).

ASE CDFA

r r2 r r

2

HCH-α 0.98 0.9604 0.972 0.9447

HCH-β 0.98 0.9604 0.978 0.9564

HCH-γ 0.943 0.8892 1 1

HCH-δ 0.987 0.9741 0.989 0.9781

Heptacloro 0.988 0.9761 0.72 0.5184

Heptacloro epóxido 0.992 0.9840 0.989 0.9781

Aldrín 0.998 0.9960 0.911 0.8299

Dieldrín 0.995 0.9900 0.972 0.9447

Endrín 0.998 0.9960 0.989 0.9781

Endrín aldehído 0.999 0.9980 0.947 0.8968

Endosulfán-α 0.996 0.9920 0.857 0.7344

Endosulfán-β 0.996 0.9920 0.986 0.9721

Endosulfán sulfato 0.998 0.9960 0.972 0.9447

p,p´-DDD 0.999 0.9980 0.665 0.4422

p,p´-DDE 0.982 0.9643 0.961 0.9235

p,p´-DDT 0.998 0.9960 0.989 0.9781

Tabla 7. Coeficientes de determinación (R2) y límites de detección y cuantificación para

pOCs del método multiresiduos para plaguicidas del Departamento de Alimentos y Agricultura de California (CDFA) (Lee et al., 1991) y del método extracción acelerada con solventes (ASE) (Método EPA 3545A, 2007).

R

2 ASE CDFA

ASE CDFA LOD* LOQ* LOD* LOQ*

HCH-α 0.9611 0.9449 0.042 0.127 0.022 0.067

HCH-β 0.9605 0.9564 0.019 0.056 0.035 0.106

HCH-γ 0.8892 0.9995 0.014 0.043 0.119 0.360

HCH-δ 0.9746 0.9777 0.006 0.019 0.180 0.545

Heptacloro 0.9763 0.5177 0.016 0.048 0.076 0.231

Heptacloro epóxido 0.9834 0.9774 0.010 0.031 0.301 0.912

Aldrín 0.9966 0.8304 0.021 0.062 0.094 0.283

Dieldrín 0.9892 0.9442 0.037 0.112 0.389 1.180

Endrín 0.9961 0.9782 0.034 0.102 0.169 0.511

Endrín aldehído 0.9983 0.8967 0.072 0.218 0.480 1.454

Endosulfán-α 0.9918 0.7348 0.024 0.074 0.157 0.474

Endosulfán-β 0.9928 0.9724 0.031 0.094 0.188 0.568

56

Endosulfán sulfato 0.9961 0.9442 0.087 0.264 0.378 1.144

p,p´-DDD 0.9989 0.4428 0.040 0.121 0.406 1.230

p,p´-DDE 0.9638 0.9228 0.039 0.117 0.628 1.904

p,p´-DDT 0.9968 0.9791 0.071 0.215 0.620 1.878

* µg/Kg de tejido húmedo; LOD Límite de detección; LOQ límite de cuantificación; análisis

realizado con diferentes niveles de concentración de estándar (mezcla comercial 48858-U

SUPELCO Analytical) 0.05, 0.01875, 0.0125, 0.00625 y 0.00315 ml/g de tejido húmedo (n= 15

ASE; n=25 CDFA).

Fig. 10 Comparación de la linealidad de los métodos ASE y CDFA para los compuestos HCHs en músculo de Coryphaena hippurus (n ASE = 15) (n CDFA = 25). HCH-α y γ con diferencias significativas entre ASE y CDFA (p<0.001). HCH-β y δ sin diferencias significativas (p>0.05).

Fig. 11 Comparación de la linealidad de los métodos ASE y CDFA para los compuestos heptacloro y heptacloro epóxido en músculo de Coryphaena hippurus (n ASE = 15) (n CDFA = 25). Heptacloro con diferencias significativas entre los métodos ASE y CDFA (p<0.001). Heptacloro epóxido sin diferencias significativas (p>0.05).

57

Fig.12 Comparación de la linealidad de los métodos ASE y CDFA para los compuestos Drines en músculo de Coryphaena hippurus (n ASE = 15) (n CDFA = 25). Compuestos Drines con diferencias significativas de la linealidad entre ASE y CDFA (p<0.005).

Fig. 13 Comparación de la linealidad de los métodos ASE y CDFA para los compuestos Endosulfán-α, Endosulfán-β y endosulfán sulfato en músculo de Coryphaena hippurus (n ASE = 15) (n CDFA = 25). Endosulfán-β y endosulfán sulfato con diferencias significativas entre ASE y CDFA (p<0.001). Endosulfán-α sin diferencias significativas (p>0.05).

58

Fig. 14 Comparación de la linealidad de los métodos ASE y CDFA para el DDT y sus metabolitos en músculo de Coryphaena hippurus (n ASE = 15) (n CDFA = 25). Compuestos p,p´-DDT y p,p´-DDE con diferencias significativas entre ASE y CDFA (p<0.005). p,p´-DDD sin diferencias significativas (p>0.05).

Siempre que se hace la validación de un método es necesario establecer un

límite de detección (LOD), principalmente cuando se evalúan concentraciones

de compuestos muy bajas o a nivel de trazas. La finalidad de esto es conocer el

valor de concentración más bajo del compuesto que puede detectarse

confiablemente en nuestro equipo. De esta manera, algunas organizaciones

como la ISO lo define como la ―concentración neta mínima detectable‖

(EURACHEM Guide, 1998), mientras que la IUPAC lo refiere como el ―valor

verdadero mínimo detectable‖. El LOD para cada compuesto es dependiente de

la matriz y del método de extracción (CENAM, 1998). En la Tabla 7 se

presentan los datos del LOD para cada compuesto por cada método de

extracción aplicado a la extracción de pOCs en músculo de pez Coryphaena

hippurus. Como se puede observar, para el método ASE el LOD varió de 0.006

a 0.087 µg/kg de tejido para todos los plaguicidas analizados, mientras que

para el Método CDFA el LOD se estimó entre 0.022 y 0.628 µg/kg de tejido para

los plaguicidas extraídos.

59

El límite de cuantificación (LOQ) es un valor indicativo que expresa la

concentración más baja que aún puede ser medida con exactitud y precisión

(CENAM, 1998). Este parámetro siempre debe de ser determinado

experimentalmente sobre la matriz (Brettell y Lester, 2004) y es calculado de la

concentración del analito que corresponde a 10 veces la señal de ruido o 3

veces el LOD (Zhang et al., 2007).

En general por el método ASE se obtuvieron los valores más bajos de LOD y

LOQ, y de acuerdo al promedio global, el LOD y LOQ del método CDFA son

300% más altos que los límites del ASE, lo que indica que el método ASE es

más sensible para la detección de pOCs en tejido de pez.

La precisión se obtuvo calculando el C.V. de las réplicas (5) empleadas en la

fortificación del músculo del pez. En el método ASE el coeficiente de variación

evaluado estuvo en un intervalo de 1.64% - 19.22% mientras que por el método

CDFA el intervalo fue más amplio (19.38% - 59.34%), lo cual indica que el

método ASE es más preciso.

La exactitud se calculó por medio de los porcentajes de recuperación, tomando

en cuenta las concentraciones nominales empleadas en la fortificación del

tejido. En la Figura 15 se muestran los porcentajes de recuperación de los

pOCs con los dos métodos de extracción empleados. Las recuperaciones de los

pOCs obtenidas por el método ASE estuvieron en un intervalo de 91.78% a

115.51%, excepto el HCH-γ (56.62%). En contraste, las recuperaciones

evaluadas por el método CDFA estuvieron en un intervalo entre 43.55% a

109.38%. El método de la EPA 8081B (2000) un intervalo de exactitud

confiable para plaguicidas organoclorados es de 75% - 120%, esto lo cumplen

solo 5 compuestos en el método CDFA, mientras que por el método ASE todos

los compuestos están dentro del intervalo, por lo tanto se puede considerar a

este último como más exacto.

De acuerdo a las concentraciones que se esperan encontrar en muestras de

campo y tomando en cuenta que esos son niveles traza, se realizó la

60

fortificación de 5 réplicas de cada nivel de concentración lineal 0.05, 0.01875,

0.0125, 0.00625 y 0.00315 ml/g de tejido húmedo en donde la recuperación de

cada uno de los pOCs fue evaluada. Como se puede ver en la Figura 15, las

recuperaciones de los OCs para el método CDFA se encontraron dentro de un

intervalo de 43.55% y 109.38%, cumpliendo con el intervalo de exactitud de

80% a 120% sólo en cinco compuestos (HCH-γ, HCH delta, dieldrín, Heptacloro

y heptacloro epóxido). Las recuperaciones de todos los pOCs para el método

ASE estuvieron entre 91.78% y 115.51%, excepto para el compuesto HCH-γ,

que tuvo una recuperación de 56.62%. Haciendo la comparación de métodos,

se obtiene que el método ASE fue el que obtuvo un mayor número de

compuestos (15 pOCs) que cumplieron con el intervalo especificado, por lo

tanto, el método ASE es más exacto que el método CDFA. En cuanto a

precisión, el C.V. del Método ASE se encontró entre 1.64 % y 19.22 %, mientras

que para el método CDFA el intervalo fue más amplio, teniendo valores de

19.38 % a 59.34 %, lo que indica que el método ASE es más preciso que el

método CDFA.

En un estudio realizado en muestras de sedimento (Björklund et al.,1999), se

probó la efectividad del método ASE de acuerdo al método 3545 de la Agencia

de Protección al Ambiente (EPA), obteniendo una buena extracción de

compuestos. Ellos mencionan que el tamaño de la partícula afecta la eficiencia

de extracción, por ello en el presente trabajo se procuró que todos los tejidos

estuvieran debidamente triturados y homogéneos al momento de preparar la

muestra con la tierra diatomea para la extracción. Los datos obtenidos por

Björklund et al. (1999) muestran que la extracción de fluidos presurizada, ASE,

es eficiente en cuanto a la extracción de analitos fuertemente enlazados con la

matriz. La efectividad del método ASE para obtener recuperaciones

comparables a las del método Soxhlet motivó que este procedimiento fuera

aceptado por la EPA como método de extracción de compuestos orgánicos

(Björklund et al., 1999; Haib et al., 2003), como el método 3545 Extracción de

fluido presurizado (PFE por sus siglas en inglés).

61

Fig. 15 Comparación de la recuperación (%) y coeficiente de variación (%) de la extracción de pOCs en músculo de pez por los métodos ASE y CDFA

62

En un estudio realizado en muestras de sedimento (Björklund et al.,1999), se

probó la efectividad del método ASE de acuerdo al método 3545 de la Agencia

de Protección al Ambiente (EPA), obteniendo una buena extracción de

compuestos. Ellos mencionan que el tamaño de la partícula afecta la eficiencia

de extracción, por ello en el presente trabajo se procuró que todos los tejidos

estuvieran debidamente triturados y homogéneos al momento de preparar la

muestra con la tierra diatomea para la extracción. Los datos obtenidos por

Björklund et al. (1999) muestran que la extracción de fluidos presurizada, ASE,

es eficiente en cuanto a la extracción de analitos fuertemente enlazados con la

matriz. La efectividad del método ASE para obtener recuperaciones

comparables a las del método Soxhlet motivó que este procedimiento fuera

aceptado por la EPA como método de extracción de compuestos orgánicos

(Björklund et al., 1999; Haib et al., 2003), como el método 3545 Extracción de

fluido presurizado (PFE por sus siglas en inglés).

En comparación a los métodos tradicionales, el método ASE disminuye el

volumen de solvente requerido para la extracción y agiliza el proceso de

extracción al calentar el solvente orgánico más allá de su punto de ebullición,

pero manteniéndolo en forma líquida mediante presión alta (Fidalgo-Used et al.,

2007). Otros parámetros que son de importancia fundamental para la extracción

óptima de los analitos, son la temperatura, el tiempo que depende del número

de ciclos estáticos de extracción y la mezcla de solventes (Suchan et al., 2004).

Por ejemplo, para aumentar la recuperación del HCH-γ es necesario optimizar

las condiciones de extracción, ya sea cambiando la mezcla de solventes

orgánicos utilizada en la extracción, cambiando las condiciones de temperatura

y/o presión o simplemente aumentando el número de ciclos. La mezcla de

solventes adquiere especial importancia ya que los compuestos son extraídos

de acuerdo a su polaridad. Así, la mezcla acetona/hexano (1:1 v/v) tiene una

polaridad de 2.7, mientras que otros solventes que también se utilizan para la

extracción de OCs tiene diferentes polaridades, como el diclorometano con 3.4,

la mezcla hexano/acetona (4:1, v/v) de 1.08 y el hexano de 0.0. Suchan et al.

63

(2004) mencionan que los solventes orgánicos comúnmente utilizados para la

extracción de PCBs y pOCs, tanto en muestras abióticas como bióticas son

hexano, tolueno, y las mezclas hexano-diclorometano 1:1 (V/V) y hexano-

acetona 1:1 (V/V). Además, Suchan et al. (2004) comprobaron que la eficiencia

del método ASE es igual que la del Soxhlet en cuanto a compuestos altamente

clorados como lo son algunos congéneres de PCBs (No. 101, 118, 138, 153,

180) y p,p-DDE, p,p-DDD y p,p-DDT.

En otros estudios con ASE como en el de Haib et al. (2003), que analizaron

pOCs en tabaco, se obtuvieron recuperaciones para el HCH-γ de 99%, 105% y

116%, utilizando acetona como solvente de extracción y las condiciones del

equipo fueron 100°C, 10 MPa con 3 ciclos de extracción. Sin embargo, en una

matriz completamente diferente. Saito et al (2004) analizaron pOCs en

diferentes tejidos (corazón, riñón, hígado y tejido adiposo), utilizando como

solvente de extracción la mezcla de diclorometano/acetona (1:1), a 100°C y

1500 psi. Estos autores realizaron dos extracciones por cada muestra, aun así,

obtuvieron una baja recuperación para el HCH-γ (63.4% en el hígado) por lo

que estas condiciones tampoco favorecen la recuperación del compuesto. Por

su parte, Suchan et al. (2004) realizaron una prueba con la mezclas de

solventes hexano/diclorometano (1:1) y hexano/acetona (4:1) utilizando

músculo de pez; con ambas mezclas se obtuvo un buen porcentaje de

eficiencia relativa de la extracción para todos los pOCs incluyendo el compuesto

HCH-γ, bajo condiciones de 100°C, 10 MPa y realizando dos ciclos de

extracción. Estos autores mencionan que existen diferencias significativas

entre la extracción con un solo ciclo y con dos ciclos, por lo que recomiendan

aumentar el número de ciclos a tres para obtener la mayor recuperación para

todos los compuestos.

Varias razones justifican que en la actualidad se desarrollen técnicas modernas

como ASE, para dejar de lado técnicas clásicas como el Soxhlet. Entre estas

podemos citar: a) La reducción de solventes, ya que la gran cantidad de

solventes orgánicos que se consumen en una técnica como lo es el Soxhlet

64

implica un mayor costo por muestra, además de una mayor generación de

residuos (Björklund et al., 1999; Eskilsson y Björklund, 2000); b) El ASE es un

método más práctico, ya que el equipo es una herramienta automatizada donde

se programan una amplia variedad de métodos de extracción que abarcan

distintos contaminantes a analizar utilizando solventes específicos para la

extracción, (Jánská et al., 2004); c) se pueden obtener eficiencias de extracción

como al utilizar Soxhlet, en menor tiempo, lo cual facilita el análisis de una

mayor cantidad de muestras, independientemente del número de compuestos

que se quieran analizar. En la Tabla 8 se muestran tres técnicas de extracción

de contaminantes orgánicos en matrices sólidas, con sus ventajas y sus

desventajas.

Tabla 8. Comparación de técnicas tradicionales y recientes de extracción de compuestos orgánicos (Modificado de Eskilsson y Björklund, 2000).

65

Por otro lado, la preparación de la muestra es muy importante, dependiendo de

la matriz puede comprender uno a varios pasos, que por lo regular implican

tiempo y atención, ya que en este proceso se tiene el riesgo de perder analitos

o contaminar la muestra (Yenisoy-Karakas, 2006). También en este proceso es

común que se generen errores y discrepancias al momento de hacer una

comparación interlaboratorios. De manera que, si lo que se quiere es generar

un conjunto de datos confiables, lo más recomendable es tener una buena

calidad al momento de preparar las muestras ambientales (Fidalgo-Used et al.,

2007). Debido a esto, en el presente trabajo se tomaron todas las medidas para

cumplir con las buenas prácticas de laboratorio (Jurado y Calvario-Martínez,

2004) desde la forma de tomar la muestra hasta su almacenamiento previo a su

análisis (p. ej. se utilizó material previamente lavado con solventes para evitar

contaminación de la muestra).

En cuanto a la limpieza de la muestra después de la extracción, existe una

amplia variedad de procedimientos de limpieza para remover las interferencias

que nos pueden causar problemas al momento del análisis cromatográfico.

Estos procedimientos van desde los métodos de degradación como lo es el de

utilizar tratamientos con ácido sulfúrico o hidróxido de sodio, que si eliminan

efectivamente los lípidos, pero también se corre el riesgo de degradar algunos

OCs. Entre otros procedimientos se encuentran las columnas de permeación

por gel, florisil, alúmina o combinación de ellas. Sin embargo estos métodos

necesitan gran volumen de solventes además de múltiples pasos de operación

los cuales dan como resultado un mayor periodo de tiempo y trabajo para el

analista, así como la obtención de un mayor volumen de muestra (Fidalgo-Used

et al., 2003; Yenisoy-Karakas, 2006). En la limpieza de la muestra se requiere

de especial atención y cuidado, así como en el procedimiento de extracción. En

la limpieza es en donde se pueden perder algunos compuestos de interés, ya

sea porque se queden retenidos en la columna o se pierdan al momento de

evaporar a sequedad (Kiguchi et al., 2005). En este estudio, se realizó la

limpieza del extracto utilizando columna de florisil, el método fue seleccionado

66

en base a la recomendación del Manual Analítico de Plaguicidas de la FDA

(PAM) para limpieza de extractos con alto contenido de grasa. Además se

consultó bibliografía, encontrando estudios como el de Beyer y Biziuk (2010), en

el que realizaron la comparación de distintos materiales empleados en la

limpieza de los extractos, Octadecylsilyl (C-18), carbono no poroso en forma de

grafito (Envi-Carb), aminopropil (NH2), florisil y alúmina, observando que estos

tres últimos son los materiales más efectivos para limpiar extractos en el

análisis de OCs, se obtuvieron recuperaciones de los compuestos superiores al

70%.

6.2 Variables biológicas Coryphaena hippurus

Bajo el esquema de muestreo descrito, durante el mes de diciembre de 2009 se

muestrearon 44 organismos; 20 hembras y 24 machos. El peso de los

organismos capturados varió entre 1.47 kg y 11.53 kg (machos: 1.47 kg y 11.53

kg, con una media de 4.67 kg; hembras: 1.5 kg a 7.71 kg con una media de

3.33 kg). En la Tabla 9 se presentan las características biológicas de los peces

muestreados, separados por talla y género.

En el estudio de contaminantes en vida silvestre se debe tomar en cuenta que

la variación en la concentración de OCs depende de factores intrínsecos de

cada especie. Así mismo, dentro de una misma especie se pueden presentar

variaciones en la concentración de contaminantes debido a diferencias de talla,

edad, género, estadio reproductivo, entre otros. La edad es particularmente

importante dado que tiene relación con el tiempo de exposición a

contaminantes, por lo cual es un parámetro normalmente considerado en

estudios de bioacumulación. Sin embargo, en términos prácticos normalmente

es difícil obtener la edad de los organismos silvestres, a menos que se utilice

alguna técnica específica por lo cual se recurre a realizar comparaciones

utilizando la talla como aproximación a una clasificación en clases de edad

(Borga et al., 2004). Con base en el muestreo de C. Hippurus, se obtuvo la

67

estructura de tallas haciendo diferenciación entre el género donde el intervalo

de tallas fluctuó entre 55 cm y 146 cm de LF, con una talla promedio de 80.4

cm (Fig. 16).

Fig. 16 Distribución de tallas del pez Coryphaena hippurus capturados en el sur de Sinaloa en diciembre de 2009 (n=44).

Para efectos comparativos, y con base en la distribución de tallas, se asumieron

2 grupos de talla (y de edad) para hembras y machos, con intervalos de 50-84

cm para el grupo de peces chicos y 85-120 cm para peces grandes. Asimismo,

se consideró de manera independiente un pez hembra que por su tamaño (146

cm de LF) se ubicaba fuera de la distribución de organismos muestreados. La

diferenciación de tallas (edad) tuvo como objetivo realizar un análisis

considerándola como factor influyente en el fenómeno de la bioacumulación.

Los cambios poblacionales pueden estar influenciados en respuesta a factores

biológicos (p. ej. ciclos de la población o interacciones interespecíficas), por

factores ambientales (p.ej. temperatura, salinidad, cambio estacional) y por

factores antropogénicos (p.ej. contaminantes, perdida de hábitat). Para analizar

la dinámica de estos cambios se recurre al estudio de procesos importantes

68

como reproducción y supervivencia, los cuales se relacionan directamente con

la salud de los organismos (Stevenson y Woods, 2006).

Tabla 9. Características biológicas del pez dorado, Coryphaena hippurus muestreados en Mazatlán, Sinaloa durante diciembre del 2009.

PT

(kg) PE (kg)

LF (cm)

FC P. hig

(g) P. gon

(g) IHS IGS

Contenido de lípidos (%)

MUS GON HIG

Hembras

Chicos (54-84 cm, n=13)

Promedio 2.62 2.32 70.62 0.65 43.48 115.71 1.86 4.88 1.38 7.03 6.84

(DS) (0.83) (0.72) (9.03) (0.09) (20.61) (59.37) (0.58) (1.65) (0.63) (2.78) (3.26)

Mediana 2.49 2.11 71.00 0.62 36.08 103.37 1.95 4.93 1.54 6.45 5.43

Grandes (85 – 120 cm, n=3)

Promedio 4.89 4.54 89.67 0.63 82.22 127.54 1.79 2.88 1.20 7.90 8.63

(DS) (0.95) (0.94) (5.51) (0.09) (31.56) (7.07) (0.39) (0.48) (0.01) (1.46) (8.65)

Mediana 4.75 4.56 87.00 0.62 64.10 130.33 1.79 2.91 1.20 7.51 4.23

Extra grande (149 cm, n=1)

7.71 6.97 146.0 0.61 77.90 182.18 2.88 3.51 21.09 6.58 7.91

Machos

Chicos (54-84 cm, n=15)

Promedio 3.60 3.36 76.00 0.75 40.29 23.17 1.19 0.71 1.15 4.49 7.18

(DS) (1.03) (0.96) (9.20) (0.12) (19.94) (8.27) (0.39) (0.23) (0.66) (2.36) (4.43)

Mediana 3.72 3.43 80.00 0.75 38.79 25.90 1.11 0.67 0.97 4.35 6.47

Grandes (85-120 cm, n=8)

Promedio 6.01 5.69 90.88 0.73 50.90 40.76 0.87 0.73 0.90 3.95 6.67

(DS) (2.32) (2.20) (6.29) (0.12) (30.43) (11.74) (0.20) (0.10) (0.55) (2.48) (2.83)

Mediana 5.42 5.14 89.00 0.73 41.83 38.05 0.81 0.74 0.72 3.30 6.10

DS: Desviación estándar: PT: Peso total; PE: Peso eviscerado; LF: Longitud furcal; FC: Factor de condición; P.híg: Peso hígado; P.gon: Peso gónada; IHS: Índice hepatosomático; IGS: Índice gonadosomático; MUS: Músculo; GON: Gónada; HIG: Hígado. Contenido de lípidos determinado en base al peso seco.

Cuando un organismo acuático está expuesto a contaminantes de forma

crónica puede sufrir estrés, generalmente manifestado como cambios en la

estructura y funcionamiento de algunos órganos (p. ej. hígado, riñón, gónadas),

provocando alteraciones fisiológicas que pueden conducir a enfermedades y

muerte del organismo. Existen diversas herramientas que en conjunto pueden

indicar la salud de un organismo. El hígado es un órgano que tiene como

función principal el metabolismo de los nutrientes a formas más fáciles de usar

69

y/o eliminar lo que no es útil. De manera que, debido a la gran cantidad de

reacciones (oxidación, hidrólisis, entre otras) de diversos sustratos entre ellos

los contaminantes (xenobióticos) y además tener una función excretora, hace

que éste órgano sea utilizado como un componente importante dentro de los

índices de condición (IC) del organismo, por lo cual la variabilidad de su tamaño

se considera como un indicador de energía almacenada y transferida en

relación al esfuerzo del hígado por llevar a cabo sus múltiples funciones, y se

conoce como índice hepatosómatico (IHS). Además de poder ser asociado a

la exposición de un organismo a contaminantes (Nowak, 1990), el IHS también

puede estar relacionado al esfuerzo reproductivo del organismo (González y

Oyarzún, 2002). En la Figura 17 se muestra que para el IHS no se encontró

variación entre hembras chicas y grandes, pero la hembra extra grande sí tuvo

un IHS de aproximadamente 57 % mayor que ambos grupos de hembras.

Respecto a los machos, estos tuvieron un IHS significativamente menor que las

hembras (F0.05=24.077, gl=1:35, p<0.001), siendo significativamente menor en los

machos grandes (F0.05=1.325, gl=1:35, p=0.045).

Fig. 17 Índice hepatosómatico (IHS) diferenciado por talla y género del pez Coryphaena hippurus capturado en la costa sur de Sinaloa en diciembre 2009. C: Chicos; G: Grandes; E: Extra grande * Indica diferencias significativas entre grupos de tallas del mismo género (F0.05=1.325, gl=1:35, p=0.045).

Otra variable biológica ampliamente utilizada dentro de los IC es la

determinación del factor de condición (FC) de los peces es relevante dado

70

que puede indicar el estado de condición fisiológica del pez, indicándonos

diversos aspectos del organismo como por ejemplo las reservas de energía del

organismo en base a los procesos de migración, reproducción o supervivencia

(Stevenson y Woods, 2006). En la Figura 18 se observa que entre grupos de

talla del mismo género el FC no varió, excepto para la hembra de mayor

tamaño que tuvo un factor de condición de aproximadamente 64 % menor que

ambos grupos de hembras. Esto coincide con lo reportado por Massutí y

Morales-Nin (1997) en C. hippurus del Mediterráneo, sugiriendo que el menor

FC en peces hembra adultos puede ser debido al gran desarrollo gonadal en

esta etapa. Comparando el FC entre géneros se observa que los machos

tuvieron un FC significativamente mayor que las hembras (F0.05=6.585, gl=1:35,

p=0.015), coincidiendo con lo reportado por Beardsley (1967) con C. hippurus

de intervalo similar (50-153 cm de LF) y en donde se indicó que a partir de los

45 cm los machos son más pesados que las hembras, incrementándose esta

diferencia en tallas mayores.

Fig 18 Factor de condición (FC) diferenciado por talla y género del pez Coryphaena hippurus capturado en la costa sur de Sinaloa en diciembre 2009. C: Chicos; G: Grandes; E: Extra grande. No hay diferencias significativas entre grupos de tallas para el mismo sexo (F0.05=0.259, gl=1:35, p>0.05).

71

El índice gonasómatico (IGS) es otra de las herramientas relacionadas con la

reproducción y la supervivencia. El IGS es la relación del peso de la gónada con

el peso del organismo y, de acuerdo a esto, a medida que la gónada se va

desarrollando de acuerdo al ciclo de reproducción, el IGS varía alcanzando sus

valores más altos antes de que el pez libere sus células reproductoras. Por ello

el IGS también se utiliza para indicar el periodo de reproducción de algunas

especies (Lucano-Ramírez et al., 2006). En el presente estudio, se observó una

variación significativamente menor (de aproximadamente 40%) del IGS de

peces hembras C. hippurus grandes con respecto a las chicas (F0.05=5.156,

gl=1:35, p=0.029). Los machos tuvieron un IGS significativamente menor que

las hembras (F0.05=183.471, gl=1:35, p<0.001), pero no tuvieron diferencias

significativas entre los grupos de tallas (F0.05=5.156, gl=1:35, p>0.05). (Fig. 19).

Esto concuerda con lo reportado por Lucano-Ramírez et al. (2006), en donde

indican que el IGS en machos presenta poca variación en comparación con el

IGS en hembras y debido a esa razón frecuentemente no se considera analizar

el IGS en machos para estudios reproductivos.

Fig 19 Índice gonadosómatico (IGS) diferenciado por talla y género del pez Coryphaena hippurus capturado en la costa sur de Sinaloa en diciembre 2009. C: Chicos; G: Grandes; E: Extra grande. * Indica diferencias significativas entre grupos de tallas del mismo género (F0.05=5.156, gl=1:35, p=0.029).

72

En cuanto a reproducción, C. hippurus alcanza la madurez sexual

aproximadamente alrededor de los 4 meses (Zúñiga-Flores, 2002), la

fertilización de los huevos ocurre externamente. La fase de desove de este pez

se da en un intervalo de temperaturas de 26°C a 28°C. Una hembra de peso

entre 3 y 8.5 kg puede alcanzar a desovar hasta 2,655,500 huevos/pez y la

fecundidad aumenta conforme incrementa la talla del pez (Oro, 1999). Los

peces hembra del muestreo registraron estadios de vitelogénesis primaria y

secundaria y en menor escala en previtelogénesis y posdesove (Fig.20a),

mientras que los peces macho en el estadio de espermatogénesis avanzada

(Fig.20b).

Fig. 20 Frecuencia relativa de estadios gonadales en pez Coryphaena hippurus a) Hembras (n=17) b) Machos (n=19).

Durante el proceso de reproducción, una gran cantidad de lípidos de diferentes

partes del organismo es movilizada hacia la gónada, ya sea para la producción

de huevos o esperma. Este proceso también puede provocar la movilización de

los contaminantes lipofílicos hacia la gónada, encontrando en este tejido un

perfil similar de contaminantes al del hígado y mayor número de contaminantes

73

que en el músculo (Bodiguel et al., 2009). En un estudio del ciclo reproductivo

del dorado, García-Melgar (1995) indicó que los estadios virginal,

gametogénesis y previtelogénesis son presentados por organismos que aún se

encuentran en etapas juveniles, mientras que la vitelogénesis, el desove y el

posdesove son etapas de la reproducción de un pez hembra dorado adulto,

formando estos tres últimos estadios reproductivos un ciclo de reproducción. En

la Figura 24 se muestra el contenido de lípidos de peces hembra en relación a

su índice gonadosomático en el presente estudio. Comparando el IGS contra el

estadio reproductivo en peces hembra (Fig. 21) se pudo apreciar que no se

encontraron diferencias significativas en el IGS respecto a los estadios

gonádicos (F0.05=2.15, gl=1:14, p=0.165), pero sí indica que los organismos

fueron recolectados en el pico reproductivo de la especie en esta área.

Fig. 21 Índice gonadosomático (IGS) en relación a los estadios gonadales de hembra Coryphaena hippurus capturado en la costa sur de Sinaloa en diciembre 2009 (n indicada en paréntesis). No hay diferencias significativas de entre los estadios reproductivos (F0.05=2.15, gl=1:14, p=0.165).

Otro aspecto muy importante para entender el comportamiento de los

contaminantes orgánicos persistentes (COPs) dentro del organismo es el

contenido de lípidos en sus tejidos, siendo éste además un factor explicativo

74

del ciclo de vida del pez. El contenido de lípidos está relacionado a cambios

bioenergéticos corporales que responden a procesos biológicos relevantes

como migración, reproducción o estrés ambiental (natural o antropogénico). En

la Figura 22 se puede observar que la tendencia general de contenido de lípidos

fue Músculo << Gónada < Hígado. En general, el porcentaje de lípidos en

músculo presentó diferencias significativas respecto al contenido de lípidos de

gónada e hígado (F0.05=31.504, gl=2:98, p<0.001).

En músculo no se observa diferencias significativas entre las tallas en ambos

géneros (F0.05= 0.921, gl=1:98, p>0.05), pero sí en contenido de lípidos entre

machos y hembras (1.29 y 1.02% respectivamente; F0.05=4.781, gl=1:98,

p=0.011), aunque la hembra de 146 cm presentó un contenido de lípidos

aproximadamente 20 veces mayor al resto (21.09%). Este valor extremo,

aunque se excluyó de los análisis estadísticos, si es útil para indicar una

tendencia en hembras adulto de gran tamaño, que además tiene implicaciones

sobre el potencial de bioacumulación en tallas grandes (ver sección de OCs en

músculo). El contenido de lípidos en músculo de la hembra de 146 cm, es

congruente con el modelo de lípidos propuesto por Thomann y Connolly (1982)

(en: Thomann y Connolly, 1984), en el cual explican que el enriquecimiento de

lípidos en peces durante su crecimiento continúa hasta la talla en que el

organismo se termina de desarrollar.

75

Fig. 22 Contenido de lípidos (%) diferenciado por talla, género y tejido del pez Coryphaena hippurus capturado en la costa sur de Sinaloa en diciembre 2009. (n indicada en paréntesis). C: Chicos; G: Grandes; E: Extra grande. Letras minúsculas diferentes indican diferencias significativas entre tejidos (F0.05=31.504, gl=2:98, p<0.001). ▲ Indica diferencias significativas entre género para un tejido (F0.05=4.781, gl=1:98, p<0.01).

En la gónada, las hembras registraron el 7.46% de contenido de lípidos, siendo

este valor significativamente mayor que los machos (4.22%) (F0.05=4.781,

gl=1:98, p<0.001). Estos valores, comparándolos con los estadios gonadales

(Fig. 20) pueden ser explicados, ya que el 60% de las hembras se encontraba

en vitelogénesis, en el cual la gónada tiende a ingresar lípidos que se

encontraban en otros tejidos, principalmente de músculo, para ser utilizados en

la formación de huevos (fosfolípidos) o como energía durante la reproducción

(Amado et al., 2006). Aunque los machos también invierten energía al momento

de la reproducción y también eliminan lípidos al momento de eyacular, este

proceso es de menor magnitud en comparación con las hembras. En gónada no

se observaron diferencias en contenido de lípidos entre las tallas de ambos

géneros.

Por lo que respecta al hígado, el contenido de lípidos en hembras fue de 7.16%

y para machos 7.24 %, sin diferencias significativas entre ellos (F0.05=4.781,

76

gl=1:98, p<0.634). En cuanto a las tallas, las hembras grandes presentan un

contenido de lípidos en hígado ligeramente mayor, aunque no significativo,

respecto a las hembras chicas.

Como se ha mencionado anteriormente, el contenido de lípidos es influenciado

por la reproducción, esto debido a la transferencia de lípidos que hay de otras

partes del cuerpo del organismo hacia la gónada. Esta transferencia de lípidos

puede darse gradualmente conforme las gónadas se van desarrollando (García-

Melgar, 1995). La variación del contenido de lípidos en cada uno de los estadios

encontrados en los peces C. hippurus hembras capturados en diciembre del

2009 se puede apreciar en la Figura 23, en donde en músculo e hígado no se

observaron diferencias de lípidos entre los estadios, pero en gónada se puede

observar que en el posdesove hay una cantidad de lípidos menor, aunque sin

diferencias significativas (F0.05=0.544, gl=3:31, p=0.986), con respecto a los

demás estadios. Estos resultados concuerdan con que el desove es el último

estadio del ciclo reproductivo del pez, en el que previamente ya ocurrió el gasto

de energía invertido en la reproducción. Las diferencias entre tejidos se pueden

apreciar claramente en la Figura 24, donde con relación al IGS se puede

observar que en general el músculo tiene menor contenido de lípidos con

respecto a la gónada e hígado

77

Fig. 23 Contenido de lípidos de músculo, gónada e hígado del pez hembra Coryphaena hippurus en diferentes estadios gonadales (entre paréntesis número de organismos analizados).

Fig. 24 Contenido de lípidos con respecto al índice gonadosomático del pez Coryphaena hippurus hembra.

78

6.3 Frecuencia y Concentración de compuestos organoclorados (OCs)

De los 44 peces muestreados, 40 individuos se seleccionaron para analizar la

concentración de 16 plaguicidas organoclorados (pOCs) y 12 bifenilos

policlorados (PCBs). El análisis de las concentraciones se complementó con las

frecuencias de detección de los compuestos para definir el perfil de

bioacumulación. Se puede dar el caso, por ejemplo, de que una concentración

alta se presente en una sola muestra o que la concentración sea baja y la

frecuencia alta. Debido a ello es importante conocer la frecuencia de cada uno

de los compuestos en cada tejido del pez C. hippurus (Tabla 10).

En general, la tendencia de frecuencias de detección de OCs fue Músculo <

Gónada << Hígado, presentando los machos más compuestos que las hembras

(frecuencias totales: 429 y 250 respectivamente). La frecuencia total en presas

(82) fue similar a la frecuencia de OCs en gónada de hembras (75) y machos

(80).

En hembras, los OCs con mayor frecuencia de aparición en el músculo fueron

PCB 52 (10 veces) y PCB 180 (10); en gónada, PCB 52 (8), PCB 180 (8) y PCB

194 (7); y en hígado, Endosulfán-α (13), PCB 180 (12), PCB 153 (11) y PCB 52

(10). En machos, los OCs con mayor frecuencia de aparición en el músculo

fueron PCB 52 (12) y PCB 180 (10); en la gónada, PCB 52 (15) y PCB 180 (10);

y en el hígado, Endosulfán-α (19) y PCB 52 (18). En presa, los OCs más

frecuentes fueron el PCB 52 (12) y el PCB 180 (9). La coincidencia en

compuestos detectados en presas respecto a los tejidos es el primer indicativo

de la transferencia trófica y quizá de biomagnificación de estos compuestos

OCs. Así mismo, la mayor frecuencia de detección en machos respecto a

hembras y el patrón diferencial en tejidos, está claramente relacionado con la

capacidad de detoxificación y el contenido de lípidos respectivamente. Sin

embargo, para confirmar estos resultados, es necesario complementarlo con los

análisis comparativos de las concentraciones de OCs.

79

Tabla 10. Frecuencia de detección de OCs en tejidos y presa del pez Coryphaena hippurus capturado en la costa sur de Sinaloa en diciembre 2009.

Hembras Machos Presa

M G H M G H

HCH-α 2 1 2 0 0 11 3

HCH-β 2 3 1 1 0 14 4

HCH-γ 3 5 8 1 7 17 4

HCH-δ 0 3 4 0 2 10 4

ΣHCHs 7 12 15 2 9 52 15

Heptacloro 0 4 5 1 5 13 2

Heptacloro epóxido 2 6 9 1 2 15 5

ΣHeptacloro 2 10 14 2 7 28 7

Aldrín 2 0 1 3 1 8 2

Dieldrín 0 1 0 0 1 6 0

Endrín 0 0 2 0 0 9 1

Endrin aldehído 1 0 2 0 2 9 1

ΣDrines 3 1 5 3 4 32 4

Endosulfán-α 2 3 13 2 4 19 3

Endosulfán-β 1 1 3 1 1 6 1

Endosulfán sulfato 0 0 0 0 1 6 0

ΣEndosulfán 3 4 16 3 6 31 4

p,p´-DDD 1 1 0 3 3 6 1

p,p´-DDE 0 0 0 0 0 0 0

p,p´-DDT 0 0 1 0 1 8 1

ΣDDTs 1 1 1 3 4 14 2

PCB 18 3 4 4 1 3 13 3

PCB 28 3 4 6 5 7 16 8

PCB 31 1 1 2 1 1 6 4

PCB 44 2 4 4 2 5 9 3

PCB 52 10 8 10 12 15 18 12

PCB 101 2 3 5 0 1 15 2

PCB 118 2 1 2 1 0 5 1

PCB 138 0 4 0 0 1 4 1

PCB 149 1 1 8 1 0 15 0

PCB 153 1 2 11 1 0 13 1

PCB 180 10 8 12 10 10 17 9

PCB 194 3 7 6 6 7 8 6

Σ12 PCBs 38 47 70 40 50 139 50

ΣOCs 54 75 121 53 80 296 82 M: Músculo; G: Gónada; H: Hígado.

80

El patrón global de concentraciones de OCs respecto a género y tejidos fue

similar a lo descrito para las frecuencias de detección. En términos

comparativos, tanto para machos como hembras, la tendencia de

concentraciones fue Músculo < Gónada << Hígado (Fig. 25). Así mismo, los

machos presentan una mayor concentración de OCs que las hembras en

hígado (promedios: 235.92 y 66.35 µg/Kg lípidos, respectivamente), pero no en

músculo (2.67 y 5.32 µg/Kg lípidos) ni en gónada (9.63 y 16.44 µg/Kg lípidos),

donde las hembras presentaron concentraciones ligeramente superiores.

Fig. 25 Promedio y desviación de concentración de compuestos organoclorados (OCs) en músculo, gónada e hígado del pez Coryphaena hippurus, diferenciado por género.

La tendencia general puede ser confirmada con la Figura 26, que muestra el

comparativo de las concentraciones por tipos de compuestos OCs en relación a

tejido y género. Las concentraciones de OCs para cada grupo de compuestos

se muestran en la Tabla 11.

81

Fig. 26 Concentración de compuestos organoclorados (µg/Kg lípidos) en músculo, gónada e hígado de Coryphaena hippurus capturado en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

En músculo de hembras, los tipos de compuestos con mayor concentración

promedio fueron los ΣDrines y ΣDDTs (1.02 y 0.81 µg/Kg lípidos,

respectivamente); mientras que en machos fueron ΣDDTs y Σ12 PCBs (2.74 y

2.09 µg/Kg de lípidos, respectivamente). Notablemente, la hembra con mayor

tamaño (146 cm) presentó mayores concentraciones en músculo de Σ12 PCBs

(65.91 µg/kg de lípidos), ΣHCHs (8.97 µg/Kg de lípidos), ΣHeptacloro (4.67

µg/Kg de lípidos ) y ΣDrines (2.26 µg/Kg de lípidos).

En gónada de hembras, los tipos de compuestos con la mayor concentración

promedio en hembras fueron los Σ12 PCBs y ΣEndosulfán (15.2 y 3.87 µg/Kg

de lípidos respectivamente), mientras que en machos fueron los ΣDrines y

ΣEndosulfán (21.71 y 6.17 µg/Kg de lípidos respectivamente). La hembra de

mayor tamaño únicamente registró Σ12 PCBs en baja concentración (0.93

µg/Kg de lípidos) en este tejido.

En hígado, los machos presentaron mayores concentraciones promedio en

todos los tipos de compuestos en comparación a las hembras. Los tipos de

compuestos con las mayores concentraciones en machos fueron Σ12 PCBs

(112.2 µg/Kg de lípidos), ΣEndosulfán (73.28 µg/Kg de lípidos) y ΣDDTs (112.2,

73.28 y 64.96 µg/Kg de lípidos). La hembra de mayor tamaño presentó una

82

Tabla 11 Promedio, desviación estándar y mediana de las concentraciones de OCs (µg/Kg de lípidos) en los tejidos de Coryphaena hippurus capturado en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Hembras Machos

Músculo Gónada Hígado Músculo Gónada Hígado

ΣHCHs

Promedio 0.09 1.31 3.39 0.52 0.97 11.81

DS 0.05 1.25 7.28 0.61 0.63 15.45

Mediana 0.11 0.83 0.83 0.52 1.13 3.50

E* 8.97

ΣHeptacloro

Promedio 1.21 3.91 0.13 1.19 7.81

DS 1.63 7.01 - 1.84 14.19

Mediana 0.29 1.24 0.13 0.46 1.46

E* 0.42

ΣDrines

Promedio 1.02 1.79 21.15 0.26 21.71 33.44

DS - - 33.56 0.17 25.59 54.19

Mediana 1.02 1.79 2.52 0.24 16.08 15.36

E* 2.27

ΣEndosulfán

Promedio 0.14 3.87 20.60 0.92 6.17 73.28

DS 0.09 3.80 50.93 1.22 10.26 191.81

Mediana 0.10 3.08 3.83 0.35 1.30 8.15

E* 5.02

ΣDDTs

Promedio 0.81 2.68 16.85 2.74 3.63 64.56

DS - - - 3.64 5.75 80.48

Mediana 0.81 2.68 16.85 1.16 0.37 36.09

E*

Σ12 PCBs

Promedio 0.68 15.20 39.11 2.09 3.68 112.02

DS 1.02 24.11 40.98 4.77 5.28 219.05

Mediana 0.36 3.64 34.64 0.31 1.78 15.29

E* 65.91 0.93 36.77

ΣOCs

Promedio 0.79 16.44 66.35 2.68 9.63 235.92

DS 1.06 26.12 83.63 6.70 15.72 435.28

Mediana 0.36 6.38 43.82 0.38 2.59 67.61

E* 81.81 0.93 42.22

E*: Hembra extra grande (146 cm).

83

concentración similar de Σ12 PCBs (36.77 µg/Kg de lípidos) respecto a las

hembras menores (39.11 µg/Kg de lípidos), y menor concentración de

Endosulfán y Heptacloro (5.02 y 0.42 µg/Kg de lípidos respectivamente contra

20.6 y 3.91 µg/Kg de lípidos en hembras menores).

Los contaminantes OCs son compuestos lipofílicos que al ingresar en el

ambiente acuático pueden ser adsorbidos en el sedimento y partículas

suspendidas, o ser incorporados a los organismos mediante las branquias o la

piel por organismos pequeños, por lo general plancton, invertebrados y peces

para posteriormente ser ingeridos por organismos de mayor tamaño como

peces grandes y mamíferos (Addison, 1982). Al ser ingeridos, los OCs primero

se incorporan al torrente sanguíneo para después distribuirse entre los tejidos

que tienden a almacenar lípidos (Walker, 2001). Existen estudios

experimentales de compuestos como el p,p´-DDT, dieldrín y PCBs, que al ser

ingeridos por peces, terminan depositándose rápidamente en aquellos tejidos

con alto contenido de lípidos (Addison, 1982). Lo anterior indica que la

capacidad de bioacumular OCs está relacionada con la cantidad de lípidos que

tiene el organismo (Kucklick y Baker, 1998; Gray, 2002; Antunes et al., 2008;

Dabrowska et al., 2009), y por lo tanto puede variar dependiendo de diversos

procesos biológicos como son el mantenimiento, el crecimiento y la

reproducción del organismo. En vertebrados (aves, ratas, mamíferos y peces)

se ha demostrado que cuando el animal entra en estado de inanición, el

metabolismo de los tejidos grasos deja disponible contaminantes como el p,p´-

DDT en la sangre del organismo, el cual se redistribuye hacia otro tejido graso o

se metaboliza parcialmente para su excreción (Addison, 1982). Por otro lado,

Kelly et al. (2008) indican que en salmón rojo del Pacífico (Oncorhynchus

nerka), un pez que presenta cambios en la reserva de lípidos debido a la

migración, la distribución de lípidos puede afectar la toxicocinética de algunos

contaminantes, entre ellos de PCBs. Los autores también señalan que cuando

las reservas de lípidos son utilizadas, puede ocurrir que los contaminantes se

84

movilicen dejándolos disponibles en el torrente sanguíneo para su acumulación

en otros tejidos.

Lo anterior coincide con lo observado en el presente estudio, donde la

acumulación de OCs en hígado es considerablemente superior respecto a

gónada y músculo. La considerable alta concentración de contaminantes en

hígado de machos respecto al mismo tejido en hembras se puede explicar por

la diferencia significativa en el contenido de lípidos en sus respectivas gónadas

(Fig. 22). Bodiguel et al. (2009) indican que los contaminantes en gónadas

están en relación al contenido de lípidos, mismo que incrementa de acuerdo al

grado de maduración. Esto se da porque el organismo gasta energía en forma

de lípidos durante el proceso de reproducción, por lo que la gónada tiende a ser

el tejido de almacenamiento de OCs, los cuales quedan acumulados en los

ovocitos en el caso de las hembras (Larsson et al., 1993; Ballschmiter, 1996) y

de esta manera pueden ser eliminados durante el proceso de desove (Perugini

et al., 2004).

En otras palabras, los datos sugieren que las diferencias en transferencia de

lípidos hacia las gónadas entre machos y hembras de dorado pueden

finalmente representar diferencias en la capacidad de destoxificación, lo que en

machos implicaría que una mayor cantidad de OCs entraría al torrente

sanguíneo y se depositaría en hígado. Al respecto, Madenjian et al. (2009,

2010) sugieren que otra posible explicación de las diferencias de

bioacumulación entre machos y hembras podría estar relacionada con las

diferencias en eficiencia de crecimiento neto. Cualquiera que sea la explicación,

es importante considerar que el hígado es el tejido blanco y éste es

particularmente importante debido a su función de biotransformación, por lo que

la acumulación de contaminantes podría poner en riesgo sus funciones vitales.

De esta forma, la mayor acumulación de contaminantes en machos podría tener

consecuencias previsibles en el sistema inmune como incrementar la

susceptibilidad o capacidad de contrarrestar el estrés, alterar el sistema

endocrino y neuroendocrino y podría eventualmente comprometer la

85

supervivencia del organismo. Burger et al. (2007) señalan que estas diferencias

de género en relación a contaminantes podrían de hecho tener efectos

significativos en el éxito reproductivo y la estabilidad poblacional.

Otro factor importante de ser considerado en estudios de bioacumulación es la

talla o edad de los organismos. Addison et al. (2005) y Johnson et al. (2007)

reportan que la concentración de PCBs en un organismo tiende a incrementar

con el tamaño y la edad. De manera similar, en un estudio sobre

concentraciones de OCs en el pez anguila, Ferrante et al. (2010) concluyeron

que la concentración de estos compuestos tiende a incrementarse con la talla

del pez, y por consecuencia, con la edad. Sin embargo, otros estudios

contrastan con esta conclusión, como el de Braune et al. (2005) en el cual no

encontró una relación significativa de OCs en peces respecto al contenido de

lípidos, talla y edad. Aun así, ya se ha mencionado que la capacidad de

acumulación de un compuesto, además de estar influida por los factores

biológicos del organismo, también está determinada por las características

fisicoquímicas de los compuestos, y aunque el grupo de contaminantes

analizados en el presente estudio corresponden a los plaguicidas

organoclorados y PCBs, cuyas características son similares (ambos grupos

poseen lipofilicidad y alta persistencia en el ambiente), tienen diferencias

estructurales que pueden influenciar en el potencial de acumulación en los

organismos. Debido a esto, hay estudios que se han dirigido hacia un grupo de

compuestos en particular, como el estudio de Lafontaine et al. (2005) en el que

especifica que compuestos como los PCBs coplanares son los más

susceptibles a incrementarse de acuerdo con la edad del pez.

El análisis estadístico comparativo de la concentración de OCs se realizó

tomando en cuenta conjuntamente los factores de género, tejido y tallas de C.

hippurus. Las concentraciones de OCs en hembras y machos (Fig. 27)

presentaron diferencias significativas en cada tejido (F0.05=30.358, gl=2:105,

p<0.005). Así mismo, se observaron diferencias globales en tejidos

(independientemente del género), teniendo músculo una concentración

86

significativamente menor que gónada y ésta significativamente menor que

hígado (F0.05=30.358, gl=2:105, p<0.001). Respecto a la talla, diversos estudios

enfocados a medir concentraciones de compuestos OCs en organismos de vida

silvestre reportan que éstas concentraciones generalmente tienden a

incrementar con la talla (Kleivane et al., 1995; Johnson et al., 2007), mientras

que otros estudios reportan un incremento en la concentración de OCs en

machos y una disminución en hembras despues de alcanzar la madurez sexual

(Nakata et al., 1998; Bernt et al., 1999; Dietz et al., 1004). En el presente

estudio no se encontraron diferencias significativas de concentración de

compuestos OCs entre las tallas de C. hippurus (F0.05=0.151, gl=1:105,

p=0.698), esto podria ser debido a características biológicas de la especie como

su crecimiento rápido o sus requerimientos energéticos de acuerdo a su alto

metabolismo. Sin embargo, no se puede descartar la posibilidad de que las

tallas muestreadas no permiten reflejar la tendencia de bioacumulación de

compuestos OCs con relación a la talla, por lo cual para estudios posteriores, se

require ampliar el muestreo de tallas así como también la temporada de

muestreo.

Fig. 27 Concentración de compuestos organoclorados (OCs) en Coryphaena hippurus, diferenciados por grupos de tallas para hembras (H) y machos (M). Mediana; Promedio. * Diferencias significativas entre género en tejido (F0.05=30.358, gl=2:105, p<0.005).

87

Fig. 28 Relación entre la concentración de compuestos

organoclorados totales y la longitud furcal (LF) de Corypgaena

hippurus capturado en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Diversos estudios concuerdan en que la talla es un factor importante en

bioacumulación, simplemente porque organismos mayores han tenido más

tiempo para acumular los contaminantes. Sin embargo, Blocksom et al. (2010)

88

indican que las concentraciones en OCs se relacionan con la talla y además

con el contenido de lípidos y la posición trófica de la especie. Por otro lado,

Kleivane et al. (1997) además de analizar el factor talla en su estudio de OCs

en mamíferos marinos, agregaron el género como cofactor, encontrando que

las concentraciones de ΣPCBs, ΣDDTs, ΣCHL y ΣHCHs en focas hembra

adultos fueron menores con respecto a focas juveniles y machos.

En el presente estudio, se observó que el pez más grande y con mayor

contenido de lípidos en el músculo correspondió a una hembra, cuyo contenido

de ΣHCHs, ΣHeptacloro, ΣDrines y Σ12 PCBs en músculo fue mayor inclusive

que los machos. Esto podría ser explicado con lo que observaron Antunes et al

(2008) en un estudio en peces grandes, estos autores mencionan que la

distribución de PCBs es lenta, debido al gran tamaño del pez y al alto contenido

de lípidos. Los OCs, al bioacumularse en el músculo representan un riesgo

potencial para el organismo, ya que este tejido es susceptible a cambios en la

distribución de lípidos. La bioacumulación de OCs en el músculo del pez

también representa un riesgo potencial para sus depredadores, como se ha

mencionado en diversos estudios (Jiang et al., 2005; Dórea, 2008; Knobeloch et

al., 2009), el consumo de pescado es una vía de exposición importante de

seres humanos a OCs.

En estudios, donde se toma en cuenta el género del organismo, se han

reportado que las concentraciones de OCs recalcitrantes y con alta lipofilicidad,

generalmente aumentan con la edad en machos, mientras que en hembras la

concentración tiende a disminuir o a quedarse relativamente constante (Borga

et al., 2004). Existen otros estudios en mamíferos (Addison et al., 2005; Addison

y Smith, 1998), incluyendo a los humanos (Agudo et al., 2009), en los que

llegan a la conclusión que en machos se encuentran más altas concentraciones

de OCs que las hembras, mencionando que las hembras tienen la capacidad

de eliminar parcialmente la concentración de contaminantes vía reproducción o

lactancia. Braune et al. (2005) mencionan que cuando se acerca el tiempo de

89

desove en peces, los lípidos del músculo tienden a depositarse en los ovocitos

de la gónada de hembras. En un estudio similar al presente, Bodiguel et al.

(2009) indican que en Merluccius merluccius la concentración de OCs varió de

acuerdo al sexo y a la madurez, donde los peces inmaduros y los machos

presentaron mayores concentraciones que las hembras.

Una vez establecido el comportamiento general de bioacumulación de OCs, se

puede proceder a analizar las diferencias específicas en composición de OCs,

lo cual tiene relevancia para comprender la toxicocinética, la exposición y los

efectos potenciales que pueden ocasionar los contaminantes sobre la función

de un órgano o tejido (Gebbink et al., 2008).

Los pOCs y PCBs son compuestos con características diferenciales de

lipofilicidad, estabilidad, bioacumulación y biodegradación (Wafo et al., 2005),

por lo cual dependiendo de las características individuales de cada compuesto

se determina su distribución dentro de un organismo. En la Figura 29 se aprecia

la distribución de concentraciones de OCs en cada tejido por género. Se

observa que, para ambos sexos, en músculo los Σ12 PCBs fueron los

contaminantes dominantes, con una proporción superior al 70% del total.

Sin embargo, en gónada, cambia drásticamente de distribución de compuestos

entre hembras y machos. En gónadas de hembra, al igual que en músculo, los

Σ12 PCBs, se mantienen arriba del 70%, seguidos por ΣHCHs y ΣEndosulfán,

mientras que en la gónada de machos se observó mayor diversidad de

compuestos siento el grupo ΣDrines el de mayor proporción, seguido por Σ12

PCBs y ΣEndosulfán.

En el hígado, los Σ12 PCBs representaron la mayor proporción en ambos

sexos, seguidos por ΣEndosulfán. La diferencia entre hembras y machos en

este tejido fue que en machos hubo mayor presencia de ΣDDTs y en hembras

este grupo de OCs fue mínimo, además de que en machos la concentración

promedio de OCs fue considerablemente mayor (235.92 µg/kg de lípidos) que

en hembras (66.35 µg/kg de lípidos).

90

Fig. 29 Proporción de concentraciones de los distintos grupos de compuestos en tejidos

de Coryphaena hippurus capturado en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

De los ocho isómeros de HCHs que existen, cinco conforman el producto HCH

de grado técnico: HCH-α (60-70%), HCH-β (5-12%), HCH-γ (10-15%), HCH-δ

(6-10%) y HCH-ε (3-4%) (Walker et al., 1999). De estos compuestos, el HCH-γ,

91

conocido como Lindano, es el único compuesto con propiedades de plaguicida.

El lindano que puede ser transformado a otros isómeros, principalmente en

HCH-α, los cuales, a pesar de no tener propiedad de plaguicida, son de

importancia ecológica ya que pueden ser más persistentes, además de tener

propiedades toxicológicas sobre la vida silvestre y la salud humana (Willet et al.,

1998; Walker et al., 1999). De los ocho isómeros, los HCHs α, β, γ y δ fueron

los HCHs considerados en este estudio ya que estos compuestos son de mayor

importancia en los estudios ambientales debido a que son tóxicos y

recalcitrantes (Phillips et al., 2005).

En general, la tendencia de las concentraciones de los ΣHCHs en los tejidos se

presentó de manera similar para hembras y machos: Hígado >> Gónada >

Músculo (Tabla 11). Observando los diferentes isómeros en particular (Fig. 30),

se puede apreciar que el HCH-β tiende a bioacumularse en el músculo y la

gónada de la hembra en concentraciones muy similares (2.42 µg/kg de lípidos y

2.28 µg/kg de lípidos, respectivamente) sin diferencias significativas entre estos

tejidos (F0.05=9.564, gl=2:111, p=0.102), lo que puede sugerir que la

transferencia del músculo a la gónada es directa. Tomando en cuenta que la

concentración observada en el hígado de hembras fue significativamente menor

(0.25 µg/kg de lípidos) respecto a gónada y músculo (p<0.001), es posible que

este contaminante no se bioacumule en este tejido, por lo que tiene mayor

probabilidad de eliminarse vía reproductiva. Por el contrario, los machos tienen

una concentración significativamente mayor de HCH-β (F0.05=5.658, gl=1:111,

p=0.019) en el hígado (4.24 µg/kg de lípidos) respecto a músculo y gónada

(0.95 µg/kg de lípidos y <LOD respectivamente), lo que sugiere que ocurre una

bioacumulación de éste compuesto en el hígado de machos.

El HCH-γ tiende a bioacumularse principalmente en gónada e hígado de

hembras (1.01 µg/kg de lípidos y 0.79 µg/kg de lípidos, respectivamente), y en

menor proporción en el músculo (0.06 µg/kg de lípidos) con diferencias

significativas entre ellos (F0.05=19.811, gl=2:111, p<0.001). Esto podría indicar

que músculo e hígado contribuyen a la mayor transferencia de este

92

contaminante hacia la gónada de hembra. Comparando con machos, estos

tuvieron una concentración de HCH-γ en hígado significativamente mayor que

las hembras (F0.05=1.404, gl=1:111, p=0.011), pero sin diferencias significativas

en gónada (F0.05=1.404, gl=2:111, p=0.749). El hígado en machos tiene una

concentración significativamente mayor de HCH-γ respecto a gónada y músculo

(p<0.001 en ambos). Lo anterior indica que el HCH-γ se acumula en la gónada

e hígado de macho, pero en hembra tiende a moverse del hígado a la gónada

para posiblemente eliminarse vía reproducción.

Los HCH-α y γ están vinculados con la probable actividad carcinogénica

(Walker et al., 1999). El HCH-β, además de ser el isómero metabólicamente

más estable, es el más lipofílico, lo que explica su tendencia a bioacumularse

en los tejidos, estando además catalogado como estrogénico ambiental (Wu et

al., 1997; Willet et al., 1998; Li, 1999; Li et al., 2002). Tanto el HCH-β como el γ

están relacionados con el fallo reproductivo en mamíferos (Willet et al., 1998).

Fig. 30 Distribución de isómeros de HCH (α, β, γ y δ) en µg/kg de lípidos de diferentes tejidos (músculo, gónada e hígado) del pez Coryphaena hippurus.

93

El heptacloro grado técnico es la presentación de este compuesto como

plaguicida. Ya sea en el ambiente o en los organismos, el heptacloro se

metaboliza a heptacloro epóxido, lo que explica que en este estudio exista una

mayor proporción de heptacloro epóxido en todos los tejidos de hembras y

machos (Fig. 31). La Agencia de Protección al Ambiente (USEPA por sus siglas

en inglés) y la Agencia Internacional para la Investigación del Cáncer (IARC por

sus siglas en inglés), clasifican al heptacloro como posible cancerígeno, y a

ambos con potencial de ejercer efectos adversos sobre la salud de los

organismos, principalmente con daño al hígado y con daño reproductivo al

ocasionar disminución en la fertilidad (Frumkin y Gerberding, 2007). Ambos

compuestos se presentaron en todos los tejidos, excepto en el músculo de

hembra en donde se aprecia la ausencia de heptacloro (en machos se

presenta, pero en una concentración muy baja: 0.13 µg/kg de lípidos). El

heptacloro presenta tendencia a bioacumularse en el hígado de machos y

hembras mostrando diferencias significativas por género en este tejido

(F0.05=10.714, gl=2:105, p<0.001), sin diferencias significativas por género en

músculo y gónada (p>0.05 para ambos). En hembras no se encontraron

diferencias significativas entre los tejidos en la concentración de este

contaminante (F0.05=1.641, gl=2:105, p<=0.199), lo que sugiere que la

transferencia de heptacloro del músculo e hígado hacia la gónada es equitativa.

En machos, el heptacloro tiende a acumularse en la gónada e hígado sin

diferencias significativas entre estos dos tejidos (F0.05=1.641, gl=2:105, p=0.239)

con concentraciones significativamente más altas que las de músculo (p<0.01).

El heptacloro epóxido presentó el mismo patrón del heptacloro, con preferencia

a bioacumularse en el hígado siendo la concentración en los peces machos

significativamente mayor que en hembras (F0.05=13.795, gl=2:105, p=0.031). En

hembras sin diferencias entre tejidos (F0.05=1.472, gl=2:105, p=0.234). En los

machos las concentraciones de heptacloro epóxido fueron significativamente

más elevadas en gónada e hígado con diferencias significativas con respecto a

músculo (F0.05=1.472, gl=2:105, p<0.01).

94

Fig. 31 Perfil de composición y concentraciones de los compuestos heptacloro y heptacloro epóxido (µg/kg de lípidos) en músculo gónada e hígado del pez Coryphaena hippurus.

De los compuestos organoclorados conocidos como Drines, el aldrín y el

dieldrín fueron elaborados en la decada de los 50s y su uso fue como

plaguicidas en la actividad agrícola. En la década de los 70s, estos compuestos

fueron restringidos o prohibidos en diversos países. Sin embargo, siguieron

utilizándose para el control de termitas (PISSQ, 1996). Aunque estos

plaguicidas organoclorados fueron gradualmente reemplazados por otros tipos

de plaguicidas menos persistentes, actualmente se siguen detectando

concentraciones de Drines en organismos silvestres. En los tejidos de C.

hippurus, la tendencia de acumulación del grupo de ΣDrines fue Hígado >>

Gónada > Músculo en hembras, mientras que en machos fue Hígado > Gónada

>>> Músculo (Fig. 32). En hembras, el aldrín fue el contaminante del grupo de

los Drines de mayor proporción en el músculo (1.42 µg/kg de lípidos), no

obstante, esta concentración fue significativamente menor con respecto al

hígado (4.53 µg/kg de lípidos) (F0.05=8.09, gl=2:111, p=0.004), y mayor con

respecto a la gónada (<LOD) (F0.05=8.09, gl=2:111, p<0.001). El dieldrín no se

detectó en músculo e hígado, pero fue el único componente en la gónada de

95

hembras (1.79 µg/kg de lípidos). Esto podría explicarse mediante el gasto de

energía y su relación con las concentraciones de contaminantes en el torrente

sanguíneo mencionado en el estudio de Kelly et al. (2008), ya que el organismo

podría estar eliminando lípidos del músculo al gastar energía, dejando al

compuesto aldrín biodisponible para metabolizarse o terminar almacenándose

en un tejido con alto contenido de lípidos. El aldrín tiene KOW=6.1 de manera

que en lugar de metabolizarse probablemente se podría estar llevando a cabo

una transferencia del músculo al hígado que es el tejido con mayor contenido

en lípidos, ya en el hígado se metaboliza a dieldrín con KOW=5.10 y este cambio

de KOW podría permitir que exista la transferencia hacia la gónada en donde

tiende a bioacumularse. En machos, el aldrín y el dieldrín mostraron tendencia a

bioacumularse en el hígado (14.01 µg/kg de lípidos y 12.48 µg/kg de lípidos,

respectivamente) siendo significativamente mayor que las hembras (aldrín

F0.05=8.416, gl=1:111, p=0.004; dieldrín F0.05=1.138, gl=1:111, p=0.025). Lo que

sugiere que el aldrín probablemente se podría eliminar metabolizándose a

dieldrín para después ser eliminado vía reproducción en hembras.

El aldrín es el compuesto del grupo de los Drines que en el medio ambiente es

menos resistente a la oxidación, por lo tanto se degrada rápidamente a aldrín

epóxido, más conocido como dieldrín. La mezcla también puede contener

endrín, que tiene particular importancia ecológica debido a que es más

persistente (Ashwood-Smith, 1981).

96

Fig. 32 Perfil de composición y concentraciones (µg/kg de lípidos) de los compuestos aldrín, dieldrín, endrín y endrín aldehído en músculo gónada e hígado del pez Coryphaena hippurus.

El endosulfán es utilizado como plaguicida en actividades agrícolas y existe en

dos isómeros: Endosulfán-α (conocido también como endosulfán I) y endosulfán

β (o endosulfán II), los cuales se degradan a endosulfán sulfato o endosulfán

diol. El Endosulfán-α, Endosulfán-β y endosulfán sulfato son de importancia

ecológica ya que son tóxicos para los peces (Peterson y Batley, 1993). El

Endosulfán-α es más tóxico que el Endosulfán-β (Ranga y Satyanarayana,

1980). Del grupo de ΣEndosulfán (Fig. 33), el Endosulfán-α no presentó

diferencias significativas entre hembras y machos (F0.05=0.675,

gl=1:111p=0.413), al igual que el Endosulfán-β (F0.05=0.175, gl=1:111, p=0.616).

Sin embargo, el endosulfán sulfato sí presentó diferencias significativas por

tejido (F0.05=3.728, gl=2:111, p=0.027) y por género (F0.05=5.322, gl=1:111,

p=0.023), encontrándose presente en gónada (4.53 µg/kg de lípidos) e hígado

(139 µg/kg de lípidos) de macho y en concentraciones bajas (<LOD) en todos

los tejidos de hembra. La transformación de un contaminante dentro de un

organismo es frecuentemente relativo a la tasa de metabolización que posee el

organismo, por lo que puede ser mayor en vertebrados que en invertebrados, y

97

a su vez, dentro de los vertebrados, se incrementa de peces a aves y

mamíferos (Perugini et al., 2004). Herzberg, (1986) (en: Nowak, 1990) reportó

que el hígado es el principal sitio de destoxificación de endosulfán en peces, y

por ello en éste órgano es en donde se encuentra mayor concentración de sus

metabolitos. Lo anterior concuerda con la concentración de endosulfán sulfato

obtenidas en el hígado de C. hippurus. A veces la ausencia o bajas

concentraciones de un metabolito puede estar indicando su rápida eliminación

de los tejidos, sin embargo para llegar a esta conclusión se tendría que hacer

un estudio para medir la tasa de metabolización de estos compuestos en pez C.

hippurus. Ezemonye et al. (2009) midieron concentraciones de endosulfán en

agua, sedimento y peces (Chrysichthys furcatus y Tilapia zilli), reportando que

la mayor concentración de este plaguicida fue la correspondiente a los peces,

por lo que sugieren que el endosulfán tiende a bioacumularse en estos

organismos.

Fig. 33 Perfil de composición y concentraciones (µg/kg de lípidos) de los compuestos Endosulfán-α, Endosulfán-β, y endosulfán sulfato en músculo gónada e hígado del pez Coryphaena hippurus.

98

La contaminación del ambiente por DDT es uno de los mayores ejemplos del

uso irracional de los plaguicidas, ya que este compuesto lipofílico tiene alta

persistencia en el ambiente y causa efectos adversos a la salud del ecosistema

(Adamich et al., 1974; Bustos et al., 1995). En el medio ambiente, el DDT puede

ser degradado por la luz solar o metabolizado por los organismos mediante

procesos aeróbicos a DDE y por procesos anaeróbicos a DDD. El p,p´-DDE

está asociado a disfunción endócrina, principalmente en el sexo masculino

(Kelce et al., 1995).

En este estudio, el p,p´-DDT presentó diferencias significativas tanto por tejido

(F0.05=7.483, gl=2:111, p<0.001) como por género (F0.05=4.973, gl=1:111,

p<0.028), con tendencia a bioacumularse en el hígado de hembras (16.85 µg/kg

de lípidos) y en el hígado (25.90 µg/kg de lípidos) y gónada (6.74 µg/kg de

lípidos) en machos (Fig. 34). Addison (1982) indica que los peces son capaces

de metabolizar el p,p´-DDT a p,p´-DDE y p,p´-DDD, pero como estos

metabolitos son lipofílicos no es posible eliminarlos rápidamente.

Las diferencias en bioacumulación de DDT entre hembras y machos, y el hecho

de que este compuesto se detectó en concentraciones muy bajas en las

gónadas de hembras (<LOD), se sugiere que para que el DDT sea eliminado

del organismo tiene que ser primero metabolizado. Sin embargo, este proceso

de eliminación mediante la metabolización del p,p´-DDT ocasiona un riesgo en

la salud del organismo, ya que los metabolitos tales como el p,p´-DDE tienen

capacidad estrógénica y causan efectos adversos sobre la reproducción en

peces (Donohoe y Curtis, 1996).

99

Fig. 34 Perfil de composición y concentraciones (µg/kg de lípidos) de los compuestos DDT, DDE y DDD en músculo gónada e hígado del pez Coryphaena hippurus.

Los PCBs son contaminantes de alta persistencia en el ambiente, con

capacidad de biacumularse y biomagnificarse en la cadena trófica acuática.

Estos contaminantes tienden a adsorberse a las partículas suspendidas y

depositarse en el sedimento, encontrándose posteriormente en una amplia

gama de organismos, incluyendo los pelágicos (Bayarri et al., 2001; Perugini et

al., 2004; Stefanelli et al., 2004). De los Σ12 PCBs analizados los congéneres

que sobresalieron por su mayor concentración en los tejidos fueron PCB 18,

PCB 28, PCB 52, PCB 101, PCB 153, PCB 180 y PCB 194 (Fig. 35). Los

compuestos PCB 18, PCB 28 y PCB 101 en hembra presentaron la tendencia:

Músculo > Hígado > Gónada mientras que en los machos esta tendencia

cambia a Hígado >> Gónada > Músculo, de manera que haciendo una

comparación de las concentraciones para cada uno de estos PCBs se

observaron diferencias significativas en las concentraciones del hígado entre

machos y hembras (PCB18 F0.05=1.959, gl=1:111, p<0.001; PCB 28

F0.05=6.911, gl=1:111, p=0.01; PCB 101 F0.05=18.243, gl=2:111, p<0.001),

siendo generalmente los machos los que presentaron mayor concentración.

100

Esto sugiere que en hembras, los PCB 18, PCB 28 y PCB 101 pueden ser

eliminados vía reproducción más eficientemente que en machos. Amado et al.,

(2006) sugirieron que la eliminación de PCBs en el músculo se puede presentar

más rápidamente en peces hembra debido a la alta transferencia de contenido

de lípidos a la gónada durante el periodo de reproducción como se había

mencionado con anterioridad.

En los congéneres PCB 52, PCB 153, PCB 180 y PCB 194 la tendencia general

de concentración en tejidos se encontró de la siguiente manera: Hígado >>

Gónada > Músculo. En estos PCBs no se observaron diferencias significativas

entre género (PCB 52 F0.05=1.632, gl=1:111, p=0.204; PCB 153 F0.05=1.491,

gl=1:111, p=0.225; PCB 180 F0.05= 13.396, gl=2:111, p<0.001; PCB 194

F0.05=1.236, gl=1:111, p=0.269), lo cual podría indicar que estos PCBs

permanecen bioacumulados en el hígado del pez indistintamente del género.

Fig. 35 Perfil de composición y concentraciones (µg/kg de lípidos) de 12 PCBs en músculo gónada e hígado del pez Coryphaena hippurus.

101

Los PCBs son un grupo conformado de 209 congéneres que tienen diferente

número de átomos de cloro en diferentes posiciones, lo que define tanto sus

características fisicoquímicas, como la actividad biológica del compuesto. Por

ejemplo, el PCB 153 es un compuesto planar con sustitución di-orto, es

estrogénico y tiene baja afinidad por el receptor de hidrocarbono (AhR), tiene

baja toxicidad aguda y es el PCB que más frecuentemente se encuentra en

tejidos de animales y humanos (Lundberg et al., 2006). Azais-Braesco et al.

(1990) indican que el PCB 153 muestra variabilidad en la acumulación

dependiente de los cambios en masa del órgano y sus altas concentraciones de

pueden afectar el metabolismo de los lípidos. Los procesos de

biotransformación convierten algunos compuestos químicos en otros,

usualmente más solubles, para así poder ser eliminados. Sin embargo, en

algunos PCBs que se encuentran sujetos a la biotranformación por medio de

enzimas, se tiene como resultado la formación de metabolitos hidroxilados (HO-

PCB), los cuales son retenidos en la sangre de los organismos (Stapleton et

al., 2001).

La frecuencia de detección y la concentración de los congéneres de PCBs

agrupados por número de átomos de cloro se muestra en la Figura 36. En

general, en músculo los congéneres de mayor frecuencia fueron los PCBs de 4

y 7 Cl para ambos géneros, mientras que los de mayor concentración fueron los

de 3 Cl en hembras y los 8 Cl en machos; en la gónada, los congéneres más

frecuentes fueron los de 4 Cl en ambos géneros, siendo mayor la frecuencia en

los machos que en las hembras; mientras que los congéneres de 7 y 8 Cl

presentaron la mayor concentración en hembras y machos respectivamente; en

el hígado de hembra los congéneres de 6 Cl fueron los más frecuentes y los 7

Cl los de mayor concentración; en cambio, en machos los 3 Cl fueron los más

frecuentes y los 6 Cl los de mayor concentración.

102

Los datos de frecuencias y concentraciones de cada grupo de congéneres

pueden ayudar a dar una idea de su transferencia entre tejidos. Por ejemplo, si

se toma al hígado como el principal órgano de bioacumulación de los PCBs de

acuerdo a lo resportado por Herzberg, (1986) (en: Nowak, 1990), y se asume a

este órgano como punto de distribución de contaminantes hacia los demás

órganos, entonces se puede observar, por ejemplo, que en hembras la

frecuencia de detección en los tres tejidos fue muy similar (18.42, 19.14 y 17.14

% para músculo, gónada e hígado respectivamente), lo que indica una

transferencia de estos congéneres del hígado hacia el músculo y la gónada.

Para conocer la magnitud de esta transferencia se toman en cuenta las

concentraciones de los congéneres en cada uno de los tejidos, observándose

que el hígado tiene una concentración de PCBs de 3 Cl de 8.97 µg/Kg de

lípidos, la cual es menor a la concentración en músculo (36.20 µg/Kg de

lípidos), lo que sugiere que existe una transferencia de congéneres 3 Cl del

hígado al músculo ocasionando su bioacumulación en éste tejido. Así mismo,

de acuerdo a la concentración en gónada (6.59 µg/Kg de lípidos), se puede

sugerir que existe una eliminación gradual de los congéneres de 3 Cl, siendo

estos transferidos del músculo a la gónada mediante el proceso de

reproducción. Si bien, es verdad de que los machos tuvieron una concentración

de PCBs de 3 Cl en gónada (6.61 µg/Kg de lípidos) similar a las hembras, la

alta concentración en hígado (190.49 µg/Kg de lípidos) y baja en músculo (2.15

µg/Kg de lípidos) sugiere que estos congéneres tienden a bioacumularse en el

hígado de machos con una transferencia mínima hacia los demás tejidos y,

aunque existe la posibilidad de eliminar estos contamiantes a través del semen,

esta destoxificación es en menor magnitud que la de hembras a traves del

desove. En el estudio realizado por Madenjian et al. (2009) mencionan que las

concentraciones de algunos contaminantes, tales como los PCBs, que

frecuentemente son más altas en machos comparadas a las concentraciones

en hembras, puede ser atribuida a que la descarga de huevos durante el

desove ocasiona que las hembras pierdan más contaminantes que los machos.

103

En hembras, todos los congéneres de PCBs tuvieron un patrón similar que

implica transferencia del hígado al músculo y la gónada, ocasionando una

menor concentración en hígado de estos compuestos con respecto a la

concentración en machos, donde los PCBs tendieron a bioacumularse en el

hígado, excepto los congéneres de 4 y 8 Cl, que tambien se encontraron en el

músculo y la gónada. Guiney et al. (1979) en su estudio de distribución de

PCBs de 4Cls mencionan que la movilidad de estos congéneres se da durante

los estadios de espermatogénesis y vitelogénesis, cuando hay movilidad de

lípidos de los tejidos del organismo hacia la gónada, y posteriormente es

eliminado mediante el desove.

104

Fig. 36 Frecuencia relativa de detección (a) y concentración (b) de PCBs con relación al número de atómos de cloro en músculo, gónada e hígado de Coryphaena hippurus.

105

6.4 Transferencia trófica

Como se ha mencionado anteriormente, los OCs son un grupo de compuestos

con propiedades fisicoquímicas similares, de las que destacan su lipoficidad y

alta persistencia en ambiente. Estas características les confieren la capacidad

de depositarse en el fondo del ecosistema marino y posteriormente ser

biocaumulados por los organismos acuáticos (Borga et al., 2001). La

exposición de contaminantes como los OCs en altos niveles de la cadena trófica

acuática se le atribuye en mayor parte a la contaminación de las presas (vía

alimento). De manera que, el ingreso del contaminante al organismo

depredador es por medio de la ingestión, mientras que la tasa de eliminación de

los contaminantes OCs es menor comparada con la tasa de ingestión, por lo

que los OCs se bioacumulan provocando que el organismo depredador

presente mayores concentraciones de contaminantes en sus tejidos (Borga et

al., 2001; Braune et al., 2005). La incorporación del contaminante está

determinada tanto por la fuente de contaminación (que en este caso es el

alimento) y por la cantidad ingerida (de Laender et al., 2010). Estos procesos se

regulan en organismos pequeños en donde se lleva a cabo una transferencia

pasiva del contaminante a través de las branquias o de la superficie corporal.

Sin embargo, en los organismos grandes cambia la situación, siendo la dieta la

principal vía de ingreso del contaminante y debido a que el tamaño corporal

presenta una mayor cantidad de lípidos que sirven como almacenamiento del

contaminante, entonces la tasa de eliminación de este es baja en comparación

a organismos pequeños (Mackay.y Fraser, 2000). Entonces, un pez grande que

es el depredador tope dentro de un sistema acuático, será el organismo que

terminará con elevadas concentraciones de contaminantes en sus tejidos,

implicando un riesgo potencial para la salud del mismo organismo. Desde un

punto de vista más allá del ecosistema acuático, este pez representa una vía de

exposición para otros organismos como las aves piscívoras y los mamíferos

que se alimentan de peces, incluyendo al humano (Bervoets et al., 2009). Por

ello es que toman importancia los estudios de monitoreo de contaminantes OCs

106

en peces los cuales aportan una información relevante que se utiliza tanto para

indicar la acumulación de los contaminantes en el ecosistema acuático como

para evaluar posibles riesgos a la salud del ecosistema y del ser humano

(Blocksom et al., 2010).

García-Melgar (1995) y Oro (1999), mencionan que los peces C. hippurus

pueden formar distintos tipos de agregaciones, una en la que los peces son

pequeños y el sexo es indistinto, y otra en la que se forman grupos en base al

tamaño de las hembras teniendo como objetivo el desove y la reproducción del

pez, y otra agregación formada por los peces de tallas grandes, los cuales solo

buscan alimentarse. Tripp (2005) menciona que estas agregaciones son en

base a estrategia alimenticia, ya que los peces juveniles y hembras habitan

cerca de la costa donde hay disponibilidad de alimento y refugio cerca de los

objetos flotantes, mientras que los machos de mayor tamaño habitan en zonas

oceánicas, ya que posee un mayor requerimiento de alimento debido a que el

cuerpo del pez macho es más pesado que el de las hembras y requiere alto

metabolismo corporal, lo que hace que necesite mayor cantidad de alimento o

presas de mayor tamaño. De los peces recolectados sólo el 45.83 % de los

machos y el 55.00 % de las hembras tenían contenido estomacal (Fig. 37), en el

cual se alcanzaron a identificar diversos organismos como los peces volador

(Cheilopogon pinnatibarbatus), papelillo (Selene vómer), jurel de castillo

(Chloroscombrus orqueta) y cochito (Pseudobalistes naufragium), además de

una tortuga pequeña (Lepidochelys olivacea) encontrada en un estómago de un

pez macho (Héctor Plascencia, com. pers.). Tripp (2005) en su estudio de

posición trófica de C. hippurus menciona que el pez dorado se alimenta durante

todo el día, debido al alto requerimiento metabólico que tiene al ser un pez de

nado veloz, y de una amplia variedad de organismos, principalmente de peces,

cefalópodos y crustáceos que se encuentra en el hábitat o asociados a objetos

flotantes, esto último coincidiendo con lo mencionado por García-Melgar (1995).

En este estudio el contenido estomacal se analizó completo, es decir, no se

hicieron análisis de OCs en las presas por separado.

107

Fig. 37 Porcentaje de contenido estomacal por género en pez Coryphaena hippurus.

El pez C. hippurus es un organismo de rápido crecimiento, de manera que al

aumentar de talla, puede requerir de mayor cantidad de alimento para su

desarrollo y metabolismo, y al ingresar más cantidad de alimento su exposición

a contaminantes también se incremente por medio de este incremente también.

Además Ng y Gray (2009) indican que el hecho que exista un dimorfismo sexual

en el cual los peces machos crecen más que las hembras puede generar que

tengan distintos patrones de bioacumulación, ya que los peces tendrán

diferencias metabólicas, siendo el pez macho el que requiera de mayor cantidad

de alimento y por consecuencia de ello mayor será su ingreso de

contaminantes.

Dentro del perfil de composición de compuestos, los 10 OCs que tuvieron

mayor frecuencia y concentración en músculo, gónada, hígado y presa de C.

hippurus se muestran en la Tabla 12. De estos, los que destacaron por su

presencia en todos los tejidos y en la presa fueron los PCB 180 y PCB 52. El

perfil de OCs en músculo de ambos géneros es el que mayor se asemejó al

perfil de la presa, coincidiendo 7 compuestos en ambos, mientras que el perfil

de presa solo coincidió en 5 compuestos con el de gónada e hígado.

Una manera sencilla de evaluar la fuente de exposición del organismo a

contaminantes es utilizando el factor de biomagnificación (FBM). Estos FBMs

108

pueden encontrarse en un valor de 10,000 a 100,000 cuando se trata de un

OCs como el p,p´-DDE y los PCBs; sin embargo, este orden del FBM

dependerá de la posición trófica de los organismos (Ballschmiter, 1996). Fisk et

al. (2001b) menciona que en la dieta de los organismos acuáticos de los altos

niveles tróficos se encuentran OCs con Kow alto.

En la Tabla 13 se muestra el factor de biomagnificación en músculo, gónada e

hígado de hembras y machos con respecto al contenido estomacal. En general,

la tendencia de biomagnificación por tejidos se encontró Músculo < Gónada <

Hígado. Todos los compuestos OCs presentaron FBM>1 en al menos uno de

los tejidos, excepto dieldrín, endrín aldehído, endosulfán sulfato, p,p´-DDE y

PCB 149.

En el músculo, la mayor magnificación se presentó en machos y correspondió al

PCB 194 con un FBM = 26.43. En gónada, el PCB 52 fue el compuesto con

mayor biomagnificación (FBM=21.65) y se obtuvo en hembras. En hígado, los

machos predominaron tanto en número de compuestos, como en la mayor

magnitud de biomagnificación, particularmente en los compuestos HCH-δ

(FBM=38.46), Heptacloro epóxido (FBM=36.69) y PCB 180 (FBM=30.98).

109

Tabla 12. Compuestos organoclorados (OCs) de mayor frecuencia y concentración en músculo, gónada, hígado y presa de Coryphaena hippurus capturado en Mazatlán, Sinaloa durante diciembre de 2009.

HEMBRAS MACHOS

Músculo Gónada Hígado Músculo Gónada Hígado

OCs f C OCs f C OCs f C OCs f C OCs f C OCs f C

PCB 18 3 3.66 PCB 44 4 3.25 PCB 52 10 10.19 PCB 28 5 0.35 PCB 52 15 1.26 PCB 44 9 21.75



PCB 52 10 6.88 PCB 118 1 8.52 HCH-α 2 9.28 PCB 149 1 0.53 HCH-γ 7 0.81 PCB 180 17 24.15

PCB 101 2 11.14 PCB 153 2 3.60 End.-α 13 7.78 PCB 180 10 0.33 End.-α 4 1.16 PCB 194 8 21.42

PCB 180 10 0.66 PCB 180 8 6.62 End.-β 3 50.38 PCB 194 6 4.51 End.-β 1 15.51 End.-α 19 24.57

PCB 194 3 0.99 PCB 194 7 2.71 Hept. epóxido

9 3.30 HCH-β 1 0.95 End. sulfato

1 4.53 End. sulfato

6 139.00

HCH-α 2 1.68 HCH-β 3 2.81 Endrín 2 17.25 End.-α 2 1.20 Endrín aldehído

2 41.99 Endrín aldehído

9 23.32

HCH-β 2 2.43 End-α 3 3.51 Endrín aldehído

2 12.20 Aldrín 3 0.26 p,p´-DDT 1 6.74 p,p´-DDT 8 25.90

Hept. epóxido

2 2.38 Hept. epóxido

6 1.55 p,p´-DDT 1 16.85 p,p´-DDD 3 2.74 p,p´-DDD 3 1.38 p,p´-DDD 6 62.31

Presa

OCs f C * OCs f C * OCs f C *

PCB 18 3 0.49 PCB 194 6 0.36 End-α 3 0.11

PCB 28 8 0.07 HCH-α 3 0.15 p,p´-DDD 1 3.45

PCB 52 12 0.14 HCH-β 4 0.11

PCB 180 9 0.07 HCH-δ 4 0.13

F: frecuencia; C: concentración en µg/Kg de lípidos; * concentración en µg/Kg de tejido húmedo. Hept.: Heptacloro; End.: Endosulfán. Concentración en presa correspondiente al contenido estomacal. Compuestos en negritas son los OCs detectados en todos los tejidos y en la presa.

110

Tabla 13. Factor de biomagnificación de compuestos organoclorados en pez Coryphaena hippurus capturado en la costa sur de Sinaloa (los valores <1 no se incluyeron).

Músculo Gónada Hígado

Hembra Macho Hembra Macho Hembra Macho

Plaguicidas organoclorados

HCH-α 19.64 (1)

HCH-β 28.33 (3)

HCH-γ 2.66(1) 3.88 (1)

HCH-δ 12.05 (1) 3.74 (1) 38.46 (1)

Heptacloro 4.47 (1) 2.24 (1)

Heptacloro epóxido 1.07 (1) 15.28 (1) 36.69 (1) 34.08 (2)

Aldrin 2.23 (1) 4.34 (1)

Dieldrin

Endrin 2.86 (1)

Endrin Aldehido

Endosulfan α 31.84 (2) 2.92 (1)

Endosulfan β 2.97 (1)

Endosulfan sulfato

p,p´-DDD 1.38 (1)

p,p´-DDE

p,p´-DDT 6.90 (1)

Bifenilos policlorados

PCB 18

PCB 28 15.18 (1) 4.39 (2) 3.63 (1)

PCB 31 3.87 (1) 3.26 (1)

PCB 44 6.16 (1) 7.35 (1)

PCB 52 3.01 (3) 2.69 (2) 21.65 (1) 1.58 (2) 27.02 (4) 12.63 (4)

PCB 101 10.85 (1)

PCB 118 2.88 (1)

PCB 149

PCB 138 2.08 (1)

PCB 153 3.90 (1)

PCB 180 5.42 (2) 2.78 (2) 2.37 (1) 30.98 (3) 26.47 (4)

PCB 194 26.43 (1) 2.84 (2) 4.97 (1)

(): Número de organismos. Factor de biomagnificación estimado en relación al peso húmedo.

Diversos estudios reportan que el FBM se relaciona con el Kow de los

compuestos OCs (Weijs et al., 2009; Wu et al., 2009). Sin embargo, en

el presente estudio no se encontró esta relación (r=-0.395, p>0.05) (Fig

38). Una explicación es que posiblemente los valores de FBM altos

111

correspondientes a OCs con menor Kow, sugiriendo que los organismos

pueden tener diferentes fuentes de contribución (Antunes et al., 2007).

Esto podría relacionarse con que C. hippurus es pez depredador

oportunista (Solano-Sare et al., 2008).

Fig. 38 Relación entre el coeficiente de partición octanol-agua (Kow) y el Factor de Biomagnificación de compuestos organoclorados en el pez Coryphaena hippurus.

De acuerdo a los resultados obtenidos se puede decir que la

biomagnificación de compuestos OCs en pez C. hippurus se encontró

influenciada por el género, y no por la edad y el Kow. Los factores de

biomagnificación obtenidos refuerzan la comprobación de la hipótesis al

encontrar mayor número de compuestos biomagnificándose en peces

machos.

112

VII.- CONCLUSIONES

El perfil de contaminantes comparativo entre tejidos de Coryphaena

hippurus, indica que existe una selectividad diferencial en la

transferencia de compuestos dependiente del género. En general la

hembras muestran transferencia directa del músculo a la gónada y el

hígado, mientras que los machos presentan una menor transferencia a

gónada, por lo que la acumulación en hígado es considerablemente

mayor.

Con base en lo anterior no se rechaza la hipótesis, ya que prevalece una

movilidad diferencial de contaminantes OCs, que en hembras está

dominado por el desplazamiento del contenido de lípidos hacia la

gónada durante el proceso de reproducción y a la eliminación de estos

durante el desove.

Existe relación en el perfil de compuestos organoclorados en el pez

Coryphaena hippurus y su presa, con mayor semejanza en músculo de

ambos géneros, y con mayor número de compuestos biomagnificandose

en peces macho.

El método ASE tiene mayor exactitud, precisión y sensibilidad que el

método CDFA. Por lo tanto, se puede considerar que para las

condiciones utilizadas en el presente estudio el método ASE es más

eficiente en la extracción de compuestos organoclorados en tejido de

pez.

Se observó relación entre concentración de contaminantes

organoclorados (plaguicidas organoclorados y bifenilos policlorados) en

tejidos del pez Coryphaena hippurus y el contenido de lípidos de cada

tejido, ya que se obtuvo una tendencia de mayor acumulación de

compuestos en los tejidos con mayor contenido de lípidos: Músculo <

Gónada < Hígado.

113

VIII.- RECOMENDACIONES

En base al trabajo que se realizó y con la experiencia adquirida se

realizan las siguientes recomendaciones:

Aumentar el número de ciclos de extracción a 2 ó 3 ciclos en la

extracción con el equipo ASE.

Hacer pruebas con diferentes mezclas de solventes para elegir la más

adecuada para la extracción de compuestos organoclorados.

Ampliar el intervalo de tallas de Coryphaena hippurus, así como también

la temporada de muestreo para ver si existe relación de bioacumulación

de estos contaminantes con respecto a la talla (o edad) del pez así como

identificar el pico reproductivo y ver si existen diferencias de

concentración entre los periodos de antes y después de este.

Tomar el peso del músculo completo del pez u obtenerlo de manera

indirecta para la aplicación del índice de concentración de contaminantes

en todo el organismo utilizado en Bodiguel et al., 2009.

114

IX.- LITERATURA CITADA

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135

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136

XI.- ANEXOS

ANEXO I: Preparación de reactivos

Solución Buffer Fosfatos pH 7:

1 Lt de agua destilada

4 g Fosfato monobásico de sodio anhidro (NaH2PO4 SIGMA

S-8282)

6.5 g Fosfato dibásico de sodio anhidro (Na2HPO4 SIGMA S-

7907)

Mezcla eluyentes para la limpieza PAM 302-C1:

50% diclorometano grado HPLC (EMD DX0838-1)

1.5% acetonitrilo grado HPLC (Fisher Scientific A998-4)

48.5% hexano grado HPLC (Fisher H302-4)

Mezcla eluyentes determinación de lípidos:

90% éter de petróleo grado HPLC (Fisher P480-4)

10% acetato de etilo grado HPLC (Fisher E191-4)

ANEXO II: Figuras de gónadas de pez Coryphaena hippurus

Fig. 1 Gónada de pez Coryphaena hippurus macho.

137

Fig. 2 Gónada de pez Coryphaena hippurus hembra.

ANEXO III: Gráficas de linealidad de PCBs.

Fig. 3 Gráficas de la linealidad de la extracción de 7 PCBs en tejido de músculo, por método CDFA.

138

ANEXO IV: Preparación de solución estándar de prueba

Para la preparación de la solución estándar se utilizó la mezcla

comercial 48858-U (SUPELCO Analytical E.U.) que contenía 16

plaguicidas organoclorados (Tabla 7)

Tabla 1. Plaguicidas organoclorados contenidos en la solución estándar comercial

Compuesto OC Concentración analítica (µg/ml)

HCH-α 9.65

HCH-β 9.66

HCH-γ 9.64

HCH-δ 9.64

Heptacloro 9.68

Heptacloro epóxido 9.67

Aldrín 9.66

Dieldrín 19.57

Endrín 19.78

Endrín aldehído 59.33

Endosulfán--α 19.71

Endosulfán--β 19.9

Endosulfán sulfato 59.58

p,p´-DDT 59.59

p,p´-DDE 19.68

p,p´-DDD 58.76

139

ANEXO V:

Tabla 2. Variables biológicas de Coryphaena hippurus hembras capturado al Sur de Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave LT WT WE LF FC WHÍG WGÓN

IHS IGS (m) (kg) (kg) (m) (kg/m3) (g) (g)

01DOR 0.95 3.00 2.65 0.81 0.50 21.10 75.10 0.80 2.83

06DOR 1.19 7.71 6.97 1.46 0.22 200.43 244.47 2.88 3.51

07DOR 0.88 2.72 2.42 0.74 0.60 51.69 119.59 2.13 4.93

08DOR 1.10 5.90 5.46 0.96 0.62 118.67 130.33 2.17 2.39

12DOR 0.98 4.08 3.60 0.84 0.61 77.90 182.18 2.16 5.06

15DOR 0.84 2.49 2.11 0.71 0.59 66.04 162.87 3.13 7.72

17DOR 0.76 2.23 1.99 0.65 0.72 35.88 103.37 1.81 5.20

22DOR 0.72 1.88 1.69 0.61 0.74 29.30 79.54 1.74 4.71

23DOR 0.75 2.03 1.82 0.63 0.73 36.08 61.94 1.98 3.40

28DOR 0.89 3.75 3.26 0.78 0.69 76.70 240.50 2.35 7.38

30DOR 0.73 1.50 1.32 0.61 0.58 25.60 83.80 1.95 6.37

32DOR 0.77 2.10 1.91 0.67 0.64 22.30 43.20 1.17 2.26

33DOR 0.68 1.57 1.43 0.56 0.82 22.70 48.50 1.58 3.39

36DOR 1.00 4.75 4.56 0.86 0.72 63.90 132.80 1.40 2.91

39DOR 0.94 3.43 3.05 0.79 0.62 41.90 170.00 1.37 5.57

41DOR 0.92 3.24 2.89 0.78 0.61 58.10 133.60 2.01 4.63

42DOR 1.00 4.01 3.58 0.87 0.54 64.10 119.50 1.79 3.34

LT: Longitud total; WT: Peso total; WE: Peso eviscerado; LF: Longitud Furcal; FC: Factor de condición; WHÍG: Peso hígado; WGÓN: Peso gónada; IHS:Índice hepatosómatico; IGS: Índice gonadosómatico.

140

Tabla 3. Variables biológicas de Coryphaena hippurus machos capturado al Sur de Sinaloa en diciembre de 2009

Clave LT WT WE LF FC WHÍG WGÓN

IHS IGS (m) (kg) (kg) (m) (kg/m3) (g) (g)

04DOR 0.98 5.31 5.00 0.81 0.94 96.11 31.22 1.92 0.62

05DOR 0.83 3.00 2.78 0.66 0.97 42.72 30.46 1.54 1.09

09DOR 1.07 6.12 5.84 0.91 0.78 44.80 52.85 0.77 0.90

10DOR 0.98 4.99 4.63 0.82 0.84 36.82 31.03 0.79 0.67

11DOR 0.97 3.72 3.43 0.82 0.62 63.16 27.31 1.84 0.80

13DOR 1.40 5.50 5.29 0.86 0.83 32.57 35.50 0.62 0.67

14DOR 1.40 5.44 5.11 0.90 0.70 39.09 40.90 0.76 0.80

16DOR 0.95 3.63 3.38 0.79 0.68 38.79 34.77 1.15 1.03

18DOR 0.94 3.18 2.94 0.80 0.57 48.71 16.47 1.66 0.56

19DOR 1.04 3.86 3.58 0.88 0.53 41.48 27.76 1.16 0.78

20DOR 1.02 3.86 3.56 0.84 0.60 46.72 15.74 1.31 0.44

21DOR 0.96 3.63 3.42 0.81 0.64 35.75 20.16 1.04 0.59

24DOR 1.06 5.22 4.93 0.89 0.70 42.17 35.17 0.86 0.71

25DOR 0.98 4.31 4.04 0.82 0.73 29.92 33.16 0.74 0.82

26DOR 1.34 11.53 10.90 1.06 0.92 125.50 62.80 1.15 0.58

27DOR 0.95 3.53 3.28 0.79 0.67 40.90 13.00 1.25 0.40

29DOR 0.92 3.72 3.49 0.76 0.80 38.90 13.10 1.11 0.37

31DOR 0.67 1.47 1.37 0.55 0.83 12.10 11.10 0.88 0.81

34DOR 0.70 1.65 1.55 0.57 0.84 15.50 16.80 1.00 1.08

35DOR 1.00 5.40 5.17 0.88 0.76 36.50 40.60 0.71 0.79

37DOR 1.00 5.04 4.73 0.89 0.67 45.10 30.50 0.95 0.64

38DOR 0.97 4.21 3.98 0.81 0.75 30.70 25.90 0.77 0.65

43DOR 0.92 3.76 3.54 0.75 0.84 27.60 27.40 0.78 0.77 LT: Longitud total; WT: Peso total; WE: Peso eviscerado; LF: Longitud Furcal; FC: Factor de condición; WHÍG: Peso hígado; WGÓN: Peso gónada; IHS:Índice hepatosómatico; IGS: Índice gonadosómatico.

141

ANEXO VI: Tablas de concentración de OCs en Coryphaena hippurus.

Tabla 4. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido húmedo) en músculo de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

01DORMUS <0.04

<0.01 0.02 0.02 0.15

0.12 0.27 <0.02 <0.03 <0.08

0.22

0.22

06DORMUS 0.06 0.09 0.02 <0.006 0.16

0.08 0.08 0.04

<0.07 0.04

<0.08 07DORMUS

0.02

0.02

08DORMUS

<0.01 12DORMUS

<0.01

<0.01

15DORMUS

<0.01 <0.01

<0.01 17DORMUS

0.02

0.02

22DORMUS

0.12

0.12 23DORMUS 0.04 0.02 <0.01

0.06 <0.01 <0.01

<0.07

0.05

0.05

<0.07

30DORMUS

<0.01 32DORMUS

36DORMUS

<0.01 39DORMUS

<0.01

<0.01

<0.02

0.05

0.05

1.- HCH-α 2.- HCH-β 3.- HCH-γ 4.- HCH-δ 5.- ΣHCHs 6.- Heptacloro

7.- Heptacloro epóxido 8.- Σheptacloro 9.- Aldrín 10.- Dieldrín 11.- Endrín

12.- Endrín aldehído 13.- ΣDrines 14.- Endosulfán-α 15.- Endosulfán-β 16.- Endosulfán sulfato

17.- ΣEndosulfán 18.- p,p´-DDD 19.- p,p´-DDE 20.- p,p´-DDT 21.- ΣDDTs

142

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

01DORMUS

0.52

06DORMUS 0.19 0.33 0.12

0.04 0.40

0.09 0.01 1.19 1.48

07DORMUS

0.06

0.02

0.08 0.11

08DORMUS

0.03

0.02

0.05 0.05

12DORMUS

0.01

0.02

0.04 0.04

15DORMUS

0.03

0.02

0.04 0.04

17DORMUS

0.19

0.00 0.20 0.22

22DORMUS 0.31 0.09

0.14

0.02

0.02

0.07 1.09 1.75 1.87

23DORMUS

0.11

30DORMUS

0.02

0.02

0.03 0.03

32DORMUS

0.07

0.08

0.15 0.15

36DORMUS

0.01

0.01

0.02 0.02

39DORMUS 0.01

0.01 0.14 0.04

0.04

0.24 0.29

22.- PCB 18 23.- PCB 28 24.- PCB 31 25.- PCB 44 26.- PCB 52


32.- PCB 180 33.- PCB 194 34.- Σ12 PCBs 35.- ΣOCs Totales

143

Tabla 5. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido húmedo) en músculo de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

05DORMUS

<0.01

<0.01

<0.02 09DORMUS <0.04

<0.01

0.02 0.04 0.05 0.05 <0.03

<0.072 0.05 <0.02 0.04

0.04 0.14

0.14

10DORMUS

<0.01

<0.02 11DORMUS

0.03

0.03

13DORMUS 14DORMUS

<0.01 16DORMUS

18DORMUS 19DORMUS

<0.03 20DORMUS <0.04

0.06

0.06

21DORMUS <0.04

<0.01

0.05

0.05 0.03

0.03 24DORMUS

0.08

0.08

25DORMUS 26DORMUS

<0.03

<0.02 27DORMUS <0.04

29DORMUS 31DORMUS

<0.03

<0.02 34DORMUS <0.04 0.10

0.10

0.24

0.24 0.71

0.71

38DORMUS

<0.01

<0.03 1.- HCH-α

2.- HCH-β 3.- HCH-γ 4.- HCH-δ

5.- ΣHCHs 6.- Heptacloro 7.- Heptacloro epóxido 8.- Σheptacloro

9.- Aldrín 10.- Dieldrín 11.- Endrín 12.- Endrín aldehído

13.- ΣDrines 14.- Endosulfán-α 15.- Endosulfán-β 16.- Endosulfán sulfato


144

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

05DORMUS

0.12

0.06

0.18 0.18

09DORMUS

0.29

10DORMUS

0.03

0.01

0.04 0.04

11DORMUS

0.04

0.02

0.05 0.08

13DORMUS

0.03

0.04

0.07 0.07

14DORMUS

0.05

0.01

0.06 0.06

16DORMUS

0.05

0.15

0.21 0.21

18DORMUS

0.02

0.02 0.02

19DORMUS

0.02

0.02 0.02

20DORMUS 0.08 0.07

0.34 0.07

0.14

0.13 2.20 3.03 3.09

21DORMUS

0.04

0.04 0.12

24DORMUS

0.09

0.14 0.23 0.31

25DORMUS

0.03

0.03 0.03

26DORMUS

0.08

0.01 0.37 0.46 0.46

27DORMUS

0.14

2.41

2.55 2.55

29DORMUS

0.09

0.27 0.36 0.36

31DORMUS

ND 0.49

0.49 0.49

34DORMUS

0.08

0.04

0.03

1.67 1.83 2.87

38DORMUS

0.01

0.01 0.00 0.02 0.02




145

Tabla 6. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido seco) en músculo de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

01DORMUS <0.04

<0.01 0.07 0.07 0.46

0.36 0.82 <0.02 <0.03 <0.08

0.65

0.65

06DORMUS 0.16 0.23 0.04 <0.006 0.43

0.22 0.22 0.11

<0.07 0.11

<0.08 07DORMUS

0.10

0.10

08DORMUS

<0.01 12DORMUS

<0.01

<0.01

15DORMUS

<0.01 <0.01

<0.01 17DORMUS

0.06

0.06

22DORMUS

0.35

0.35 23DORMUS 0.09 0.05 <0.01

0.14 <0.01 <0.01

<0.07

0.12

0.12

<0.07

30DORMUS

<0.01 32DORMUS

36DORMUS

<0.01 39DORMUS

<0.01

<0.01

<0.02

0.14

0.14





146

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

01DORMUS

1.54

06DORMUS 0.49 0.86 0.33

0.11 1.05

0.25 0.04 3.12 3.88

07DORMUS

0.26

0.09

0.35 0.45

08DORMUS

0.09

0.05

0.14 0.14

12DORMUS

0.06

0.12

0.18 0.18

15DORMUS

0.01

0.11

0.07

0.20 0.20

17DORMUS

0.47

0.01

0.00 0.48 0.54

22DORMUS 0.90 0.26

0.42

0.07

0.05

0.19 3.16 5.05 5.40

23DORMUS

0.26

30DORMUS

0.07

0.07

0.15 0.15

32DORMUS

0.25

0.29

0.53 0.53

36DORMUS

0.05

0.01 0.03

0.08 0.08

39DORMUS 0.03

0.03 0.37 0.10

0.11

0.64 0.78




147

Tabla 7. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido seco) en músculo de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

05DORMUS

<0.014

<0.016

<0.024 09DORMUS <0.042

<0.014

0.07 0.16 0.24 0.25 <0.037

<0.072 0.25 <0.024 0.20

0.20 0.66

0.66

10DORMUS

<0.014

<0.024 11DORMUS

0.10

0.10

13DORMUS 14DORMUS

<0.014 16DORMUS

18DORMUS 19DORMUS

<0.037 20DORMUS <0.042

0.19

0.19

21DORMUS <0.042

<0.016

0.11

0.11 0.08

0.08 24DORMUS

0.18

0.18

25DORMUS 26DORMUS

<0.037

<0.024 27DORMUS <0.042

29DORMUS 31DORMUS

<0.037

<0.024 34DORMUS <0.042 0.37

0.37

0.91

0.91 2.72

2.72

38DORMUS

0.00 <0.014

<0.037 1.- HCH-α






148

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

05DORMUS

0.55

0.28

0.84 0.84

09DORMUS

1.34

10DORMUS

0.11

0.04

0.15 0.15

11DORMUS

0.12

0.06

0.19 0.28

13DORMUS

0.10

0.14

0.23 0.23

14DORMUS

0.10

0.02

0.13 0.13

16DORMUS

0.13

0.39

0.52 0.52

18DORMUS

0.05

0.05 0.05

19DORMUS

0.06

0.06 0.06

20DORMUS 0.25 0.21

1.01 0.21

0.41

0.40 6.60 9.10 9.29

21DORMUS

0.09

0.09 0.28

24DORMUS

0.21

0.32 0.53 0.71

25DORMUS

0.08

0.08 0.08

26DORMUS

0.24

0.03 1.06 1.32 1.32

27DORMUS

0.26

4.66

4.92 4.92

29DORMUS

0.19

0.55 0.74 0.74

31DORMUS

1.01

1.01 1.01

34DORMUS

0.30

0.16

0.13

6.44 7.04 11.05

38DORMUS

0.05

0.03 0.01 0.09 0.09




149

Tabla 8. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de lípidos) en músculo de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

01DORMUS <0.04

<0.01 0.09 0.09 0.57

0.45 1.02 <0.02 <0.03 <0.08

0.81

0.81

06DORMUS 3.28 4.81 0.87 <0.006 8.97

4.67 4.67 2.27

<0.07 2.27

<0.08 07DORMUS

0.11

0.11

08DORMUS

<0.01 12DORMUS

<0.01

<0.01

15DORMUS

<0.01 <0.01

<0.01 17DORMUS

0.02

0.02

22DORMUS

0.24

0.24 23DORMUS 0.07 0.04 <0.01

0.12 <0.01 <0.01

<0.07

0.10

0.10

<0.07

30DORMUS

<0.01 32DORMUS

36DORMUS

<0.01 39DORMUS

<0.01

<0.01

<0.02

0.09

0.09





150

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

01DORMUS

1.92

06DORMUS 10.34 18.13 6.88

2.38 22.21

5.17 0.80 65.91 81.81

07DORMUS

0.28

0.10

0.37 0.49

08DORMUS

0.11

0.06

0.17 0.17

12DORMUS

0.12

0.23

0.36 0.36

15DORMUS

0.02

0.21

0.13

0.36 0.36

17DORMUS

0.19

0.00

0.00 0.20 0.22

22DORMUS 0.62 0.18

0.29

0.05

0.03

0.13 2.18 3.49 3.73

23DORMUS

0.22

30DORMUS

0.14

0.14

0.28 0.28

32DORMUS

0.50

0.58

1.08 1.08

36DORMUS

0.06

0.01 0.04

0.10 0.10

39DORMUS 0.02

0.02 0.24 0.06

0.07

0.41 0.50




151

Tabla 9. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de lípidos) en músculo de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

05DORMUS

<0.014

<0.016

<0.024 09DORMUS <0.042 <0.019 <0.014

0.13 0.29 0.42 0.44 <0.037

<0.072 0.44 <0.024 0.35

0.35 1.16

1.16

10DORMUS

<0.014

<0.024 11DORMUS

<0.019 0.09

0.09

13DORMUS 14DORMUS

<0.014 16DORMUS

18DORMUS 19DORMUS

<0.037 20DORMUS <0.042

0.24

0.24

21DORMUS <0.042

<0.016

0.11

0.11 0.07

0.07 24DORMUS

<0.019

0.16

0.16

25DORMUS

<0.019 26DORMUS

<0.037

<0.024

27DORMUS <0.042 29DORMUS

31DORMUS

<0.019

<0.037

<0.024 34DORMUS <0.042 0.95

0.95

2.32

2.32 6.91

6.91

38DORMUS

<0.014

<0.037 1.- HCH-α






152

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

05DORMUS

0.82

0.42

1.24 1.24

09DORMUS

2.38

10DORMUS

0.28

0.10

0.38 0.38

11DORMUS

0.12

0.06

0.17 0.26

13DORMUS

0.06

0.08

0.14 0.14

14DORMUS

0.04

0.01

0.05 0.05

16DORMUS

0.06

0.18

0.24 0.24

18DORMUS

0.05

0.05 0.05

19DORMUS

0.03

0.03 0.03

20DORMUS 0.32 0.27

1.29 0.27

0.53

0.51 8.44 11.63 11.87

21DORMUS

0.09

0.09 0.27

24DORMUS

0.18

0.28 0.46 0.62

25DORMUS

0.05

0.05 0.05

26DORMUS

0.32

0.04 1.40 1.75 1.75

27DORMUS

0.11

1.89

2.00 2.00

29DORMUS

0.20

0.57 0.77 0.77

31DORMUS

0.61

0.61 0.61

34DORMUS

0.77

0.42

0.33

16.36 17.88 28.06

38DORMUS

0.08

0.04 0.01 0.13 0.13




153

Tabla 10. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido húmedo) en gónada de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

01DORGON <0.042 <0.019 <0.014 0.02 0.02 0.01 0.04 0.05

0.04

<0.07 0.04 <0.02 0.10 <0.08 0.10 0.05

<0.07 0.05

06DORGON

<0.01

<0.02 07DORGON

0.04 0.01 0.05

0.02 0.02

08DORGON

0.04

0.04

0.03

0.03

<0.07 12DORGON

0.03

0.03

13DORGON

0.03

0.03

0.01 0.01 15DORGON <0.04 <0.01 <0.01 0.01 0.01

0.03 0.03

17DORGON <0.04 <0.01 <0.01 <0.006

0.01 <0.01 0.01

0.05

0.05 <0.04 22DORGON 0.06

0.06 0.03

0.03

<0.03

<0.02

23DORGON

0.20

0.20

0.21 0.21 30DORGON <0.04

0.03

0.03

32DORGON

0.09

0.09 0.01 0.03 0.04

<0.03

0.30 <0.03 <0.08 0.30 36DORGON

0.04

0.04

0.04 0.04

39DORGON

<0.01

<0.01 <0.01

<0.03 42DORGON

0.03

0.03





154

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

01DORGON

0.26

06DORGON

0.00

0.01 0.00

0.02

0.01 0.04 0.04

07DORGON 0.06

0.06 0.01

0.01

0.03 0.01 0.18 0.24

08DORGON

0.01 0.03

0.02

0.03 0.09 0.16

12DORGON

0.05

0.02

0.06

0.14 0.17

13DORGON

0.09

0.05

0.26

0.40 0.45

15DORGON 0.19 0.02 0.02

0.07 0.05

0.35 0.39

17DORGON 0.05 0.06

0.08

0.03 0.07

0.30 0.36

22DORGON

0.14

0.15 1.04 1.33 1.42

23DORGON

0.44

0.36

1.18 0.38 2.37 2.77

30DORGON

0.02

0.00 0.00 0.02 0.05

32DORGON 0.04

0.06 0.81 0.61

0.00 0.23 0.65 0.00 2.41 2.83

36DORGON

0.08

39DORGON 0.01

0.02

0.00

0.03 0.03

42DORGON

0.01

0.01 0.04




155

Tabla 11. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido húmedo) en gónada de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

04SORGON

0.03

0.03 05DORGON

<0.01

<0.01 <0.01

09DORGON <0.04

<0.01 0.03 0.03

0.02 0.02 <0.02 <0.03

<0.03 10DORGON

0.04

0.04

11DORGON <0.04

<0.01

0.03

0.03 13DORGON

14DORGON <0.04

0.02

0.02

<0.03

4.08 4.08 16DORGON

0.04

0.04

18DORGON

<0.03 19DORGON

<0.01

<0.03

20DORGON 21DORGON

0.02

0.02 24DORGON <0.04

0.03

0.03

<0.03

0.21

0.21

25DORGON <0.04 <0.01 <0.01 0.11 0.11 0.19 0.23 0.42 0.23 <0.03

0.23 0.13 1.33 0.39 1.84 0.30

0.58 0.88

26DORGON <0.04

0.03

0.03 0.05

0.05

0.03

0.03 0.14

0.14 0.09

0.09

27DORGON 29DORGON

<0.04 31DORGON

34DORGON

0.07

0.07

35DORGON

0.04

0.04

4.32 4.32 38DORGON

0.02

0.02

<0.03

43DORGON

0.03

0.03 1.- HCH-α

2.- HCH-β 3.- HCH-γ

4.- HCH-δ 5.- ΣHCHs 6.- Heptacloro

7.- Heptacloro epóxido 8.- Σheptacloro 9.- Aldrín

10.- Dieldrín 11.- Endrín 12.- Endrín aldehído

13.- ΣDrines 14.- Endosulfán-α 15.- Endosulfán-β

16.- Endosulfán sulfato 17.- ΣEndosulfán 18.- p,p´-DDD

19.- p,p´-DDE 20.- p,p´-DDT 21.- ΣDDTs

156

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

04SORGON

0.03

0.01

0.04 0.08

05DORGON

0.01

0.01

0.02 0.02

09DORGON

0.05

10DORGON

0.04

0.01

0.05 0.08

11DORGON

0.09

0.06

0.08 0.24 0.27

13DORGON

0.08

0.08

0.16 0.16

14DORGON 0.02

0.61 0.01

0.64 4.74

16DORGON 0.23

0.17

0.30

0.70 0.74

18DORGON

0.01

0.01 0.01

19DORGON

0.01

0.02 0.02

20DORGON 0.01

0.13

0.23

0.37 0.37

21DORGON

0.03

0.03 0.05

24DORGON

0.10

0.07

2.39 2.56 2.80

25DORGON

3.48

26DORGON

0.08

0.19

0.01 1.51 1.79 2.13

27DORGON

0.07

0.12

0.19 0.19

29DORGON

0.07

0.35 0.42 0.42

31DORGON

0.08

0.18

0.26 0.26

34DORGON

0.11

0.29 0.40 0.47

35DORGON

0.27

0.03 0.30 4.66

38DORGON

0.02

43DORGON

0.00

0.01 0.04

22.- PCB 18 23.- PCB 28 24.- PCB 31

25.- PCB 44 26.- PCB 52 27.- PCB 101

28.- PCB 118 29.- PCB 138 30.- PCB 149

31.- PCB 153 32.- PCB 180 33.- PCB 194

34.- Σ12 PCBs 35.- ΣOCs Totales

157

Tabla 12. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido seco) en gónada de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

01DORGON <0.04 <0.01 <0.01 0.11 0.11 0.10 0.26 0.36

0.23

<0.07 0.23 <0.02 0.65 <0.08 0.65 0.35

<0.07 0.35

06DORGON

<0.01

<0.02 07DORGON

0.13 0.02 0.16

0.05 0.05

08DORGON

0.16

0.16

0.13

0.13

<0.07 12DORGON

0.14

0.14

13DORGON

0.11

0.11

0.04 0.04 15DORGON <0.04 <0.01 <0.01 0.02 0.02

0.07 0.07

17DORGON <0.04 <0.01 <0.01 <0.006

0.02 <0.01 0.02

0.12

0.12 <0.04 22DORGON 0.11

0.11 0.06

0.06

<0.03

<0.02

23DORGON

0.74

0.74

0.77 0.77 30DORGON <0.04

0.06

0.06

32DORGON

0.35

0.35 0.03 0.11 0.14

<0.03

1.17 <0.03 <0.08 1.17 36DORGON

0.18

0.18

0.17 0.17

39DORGON

<0.01

<0.01 <0.01

<0.03 42DORGON

0.12

0.12




17.-ΣEndosulfán 18.- p,p´-DDD 19.- p,p´-DDE 20.- p,p´-DDT 21.- ΣDDTs

158

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

01DORGON 1.71

06DORGON 0.01 0.03 0.01 0.05 0.03 0.14 0.14

07DORGON 0.19 0.20 0.04 0.04 0.10 0.03 0.59 0.80

08DORGON 0.04 0.13 0.09 0.12 0.38 0.67

12DORGON 0.25 0.11 0.30 0.66 0.79

13DORGON 0.32 0.18 0.92 1.42 1.56

15DORGON 0.45 0.05 0.05 0.17 0.12 0.84 0.93

17DORGON 0.11 0.15 0.20 0.08 0.16 0.70 0.84

22DORGON 0.26 0.29 2.02 2.57 2.74

23DORGON 1.64 1.34 4.38 1.41 8.78 10.29

30DORGON 0.04 0.01 0.00 0.05 0.11

32DORGON 0.14 0.25 3.13 2.36 0.02 0.91 2.52 0.01 9.34 11.00

36DORGON 0.35

39DORGON

42DORGON 0.03 0.03 0.15




159

Tabla 13. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido seco) en gónada de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

04SORGON

0.20

0.20 05DORGON

<0.01

<0.01 <0.01

09DORGON <0.04

<0.01 0.25 0.25

0.13 0.13 <0.02 <0.03

<0.03 10DORGON

0.19

0.19

11DORGON <0.04

<0.01

0.11

0.11 13DORGON

14DORGON <0.04

0.07

0.07

<0.03

12.28 12.28 16DORGON

0.13

0.13

18DORGON

<0.03 19DORGON

<0.01

<0.03

20DORGON 21DORGON

0.13

0.13 24DORGON <0.04

0.08

0.08

<0.03

0.57

0.57

25DORGON <0.04 <0.01 <0.01 0.27 0.27 0.47 0.55 1.02 0.56 <0.03

0.56 0.31 3.23 0.94 4.49 0.73

1.41 2.14

26DORGON <0.04

0.06

0.06 0.10

0.10

0.08

0.08 0.30

0.30 0.20

0.20

27DORGON 29DORGON

<0.04 31DORGON

34DORGON

0.12

0.12

35DORGON

0.10

0.10

12.00 12.00 38DORGON

0.05

0.05

<0.03

43DORGON

0.18

0.18 1.- HCH-α








160

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

04SORGON

0.20

0.03

0.24 0.44

05DORGON

0.04 0.03

0.10

0.17 0.17

09DORGON

0.38

10DORGON

0.22

0.03

0.25 0.45

11DORGON

0.01

0.34 0.00

0.23

0.30 0.89 1.00

13DORGON

0.18

0.19

0.37 0.37

14DORGON 0.06

1.84 0.03

1.93 14.28

16DORGON 0.77

0.57

1.02 0.01 2.37 2.51

18DORGON

0.00

0.00 0.02

0.03 0.03

19DORGON

0.02 0.07

0.10 0.10

20DORGON 0.03

0.31

0.54

0.87 0.87

21DORGON

0.15

0.15 0.28

24DORGON

0.25

0.19

6.33 6.78 7.42

25DORGON

8.48

26DORGON

0.17

0.41

0.03 3.32 3.93 4.67

27DORGON

0.22

0.40

0.63 0.63

29DORGON

0.17

0.84 1.01 1.01

31DORGON

0.26

0.57

0.83 0.83

34DORGON

0.20

0.54 0.74 0.86

35DORGON

0.76

0.09 0.85 12.95

38DORGON

0.01

0.01 0.06

43DORGON

0.01

0.03

0.04 0.22

22.- PCB 18 23.- PCB 28 24.- PCB 31

25.- PCB 44 26.- PCB 52 27.- PCB 101

28.- PCB 118 29.- PCB 138 30.- PCB 149

31.- PCB 153 32.- PCB 180 33.- PCB 194


161

Tabla 14. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de lípidos) en gónada de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

01DORGON <0.04 <0.01 <0.01 0.87 0.87 0.76 1.97 2.73

1.79

<0.07 1.79 <0.02 4.95 <0.08 4.95 2.68

<0.07 2.68 06DORGON

<0.01

<0.02

07DORGON

0.58 0.10 0.68

0.23 0.23

08DORGON

1.53

1.53

1.21

1.21

<0.07

12DORGON

1.56

1.56

13DORGON

0.72

0.72

0.24 0.24

15DORGON <0.04 <0.01 <0.01 0.09 0.09

0.29 0.29 17DORGON <0.04 <0.01 <0.01 <0.006

0.09 <0.01 0.09

0.54

0.54 <0.04

22DORGON 0.48

0.48 0.24

0.24

<0.03

<0.02 23DORGON

4.70

4.70

4.94 4.94

30DORGON <0.04

0.58

0.58 32DORGON

2.64

2.64 0.24 0.79 1.03

<0.03

8.78 <0.03 <0.08 8.78

36DORGON

1.09

1.09

1.06 1.06

39DORGON

<0.01

<0.01 <0.01

<0.03

42DORGON

0.80

0.80





162

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

01DORGON

13.03

06DORGON

0.09

0.23 0.09

0.35

0.17 0.93 0.93

07DORGON 0.80

0.85 0.17

0.17

0.41 0.11 2.52 3.43 08DORGON

0.40 1.19

0.87

1.18 3.64 6.38

12DORGON

2.86

1.25

3.49

7.59 9.15

13DORGON

2.08

1.16

6.00

9.24 10.19

15DORGON 1.94 0.20 0.21

0.72 0.52

3.58 3.96 17DORGON 0.52 0.67

0.91

0.37 0.75

3.22 3.86

22DORGON

1.09

1.21 8.36 10.66 11.37

23DORGON

10.48

8.52

27.97 9.02 56.00 65.63

30DORGON

0.35

0.06 0.04 0.44 1.02

32DORGON 1.08

1.88 23.49 17.73

0.11 6.83 18.93 0.08 70.13 82.59 36DORGON

2.15

39DORGON

42DORGON

0.18

0.18 0.98




163

Tabla 15. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de lípidos) en gónada de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

04DORGON

1.51

1.51 05DORGON

<0.01

<0.01 <0.01

09DORGON <0.04

<0.01 1.81 1.81

0.98 0.98 <0.021 <0.03

<0.03 10DORGON

1.54

1.54

11DORGON <0.04

<0.01

0.72

0.72 13DORGON

14DORGON <0.04

0.16

0.16

<0.03

29.46 29.46 16DORGON

0.68

0.68

18DORGON

<0.03 19DORGON

<0.01

<0.03

20DORGON 21DORGON

1.13

1.13 24DORGON <0.04

0.25

0.25

<0.03

1.88

1.88

25DORGON <0.04 <0.01 <0.01 1.30 1.30 2.26 2.63 4.89 2.69 <0.03

2.69 1.50 15.51 4.53 21.54 3.52

6.74 10.26

26DORGON <0.04

0.11

0.11 0.20

0.20

0.14

0.14 0.56

0.56 0.37

0.37

27DORGON 29DORGON

<0.04 31DORGON

34DORGON

0.25

0.25

35DORGON

0.46

0.46

54.53 54.53 38DORGON

0.13

0.13

<0.03

43DORGON

0.78

0.78 1.- HCH-α








164

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

04DORGON

1.52

0.25

1.76 3.27

05DORGON

0.27 0.19

0.67

1.13 1.13

09DORGON

2.79

10DORGON

1.79

0.25

2.04 3.58

11DORGON

0.07

2.16 0.02

1.47

1.88 5.60 6.32

13DORGON

0.20

0.21

0.41 0.41

14DORGON 0.15

4.41 0.08

4.64 34.25

16DORGON 3.88

2.88

5.16 0.06 11.99 12.67

18DORGON

0.01 0.03

0.05 0.05

19DORGON

0.17 0.52

0.69 0.69

20DORGON 0.06

0.64

1.10

1.80 1.80

21DORGON

1.23

1.23 2.35

24DORGON

0.84

0.64

20.92 22.39 24.52

25DORGON

40.69

26DORGON

0.33

0.78

0.05 6.25 7.41 8.80

27DORGON

0.56

1.00

1.56 1.56

29DORGON

0.41

1.98 2.39 2.39

31DORGON

0.93

2.04

2.96 2.96

34DORGON

0.40

1.07 1.46 1.71

35DORGON

3.43

0.41 3.84 58.84

38DORGON

0.03

0.03 0.16

43DORGON

0.07

0.11

0.18 0.96

22.- PCB 18 23.- PCB 28 24.- PCB 31

25.- PCB 44 26.- PCB 52 27.- PCB 101

28.- PCB 118 29.- PCB 138 30.- PCB 149

31.- PCB 153 32.- PCB 180 33.- PCB 194


165

Tabla 16. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido húmedo) en hígado de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

01DORHIG <0.042 <0.019 <0.014 0.02 0.02 <0.021 0.29 0.29

06DORHIG <0.042 <0.019 0.02 0.01 0.03 0.06 0.09 0.15 <0.034 0.45 0.45

07DORHIG 0.03 0.03 0.06 0.06

08DORHIG <0.019 <0.014 <0.010 0.06 0.06 <0.071

12DORHIG <0.042 <0.019 0.06 0.03 0.09 0.03 0.03 0.32 0.32

15DORHIG <0.042 <0.019 <0.014 <0.024

17DORHIG 0.05 0.03 0.02 0.10 0.12 0.12 0.13 0.20 0.33

22DORHIG <0.020 0.02 0.02 0.02 0.10 0.12 0.58 0.06 0.64

23DORHIG <0.019 <0.016 0.06 0.06 0.06 0.06

30DORHIG <0.019 <0.014 <0.016 0.12 0.12 0.69 0.04 0.73

32DORHIG <0.042 <0.019 0.02 0.04 0.06 0.18 <0.031 0.18

36DORHIG <0.019 0.02 0.02 0.09 0.09 0.33 0.33

39DORHIG <0.019 0.03 0.03 0.07 0.07 0.23 0.23

41DORHIG <0.019 0.03 0.03 0.01 0.01 0.04 0.04 0.23 0.23





166

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

01DORHIG

19.93

06DORHIG 0.06 0.12 0.03

0.67 0.09 0.11

0.10

0.87 0.04 2.09 2.40

07DORHIG

0.02

0.59 0.05

0.04 0.18 0.24

1.12 1.75

08DORHIG

0.10

0.01 0.02 0.02

0.14 0.24

12DORHIG

0.01

0.01 0.17 0.12

0.01 0.06 0.06 0.01 0.46 0.51

15DORHIG

0.03

0.04 0.32

0.12 0.54 0.73 0.01 1.78 2.22

17DORHIG

0.03

0.02

0.04 0.04

22DORHIG

0.12

0.09 0.02

0.44 0.04 1.14 1.85 2.39

23DORHIG

0.02

1.55

0.55 0.44

2.56 3.34

30DORHIG 0.04

0.66 2.60

3.31 3.42

32DORHIG

0.78 1.79 0.01

0.33 0.02 0.89 0.99 0.01 4.81 5.67

36DORHIG 0.02

0.20

0.02 0.48 1.38 0.00 2.10 2.33

39DORHIG 0.01

0.03 0.26

0.03 0.86 1.60

2.79 3.24

41DORHIG

0.12 0.22

0.34 0.67

42DORGON

0.08 0.43 0.03

0.07 0.52 1.13 0.00 2.26 2.57




167

Tabla 17. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido húmedo) en gónada de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

04DORHIG

<0.01 0.06

0.06 <0.01

<0.03

0.08 05DORHIG

<0.01

<0.01 0.05 0.05

<0.037

09DORHIG 0.35 0.10 0.11 0.46 1.02 0.46 0.69 1.16 0.48

0.82 2.73

1.92 0.10 1.69

4.17

0.98 5.15

10DORHIG <0.04 <0.01 0.06 0.22 0.28 0.05 0.12 0.17

<0.037 <0.03 0.22

0.64 11DORHIG 0.04

0.06 0.02 0.13

0.03 0.03

0.14

0.23

<0.07

13DORHIG 0.09 0.03 0.29

0.42 0.17 0.10 0.27 0.26 <0.037 0.14 0.17

0.38

<0.04 14DORHIG 0.06 0.06 <0.01

0.12 0.13 0.09 0.22 0.09

0.06 0.12

0.35

<0.07

16DORHIG 0.11 0.15

0.26 0.05

0.05

0.16 18DORHIG <0.04 <0.01

0.01 0.01 <0.01 0.01 0.01

<0.03 <0.07

0.03 <0.03 <0.08

<0.07

19DORHIG <0.04 0.03 0.08

0.10 0.05 0.03 0.08

<0.03 20DORHIG 4.89 0.35 0.16 0.34 5.73 0.05

0.05 0.27 0.21 0.31 0.24

0.69 0.16 0.20

4.76

1.04 5.80

21DORHIG <0.04 <0.01 0.03

0.03 0.07 0.04 0.10

<0.03 <0.07

0.33

<0.08

<0.07 24DORHIG 0.18 0.11 0.02 0.10 0.41 0.02

0.02

0.08 0.03

0.20

0.28

<0.04

0.16 0.16

25DORHIG 1.45 1.61 0.09 0.36 3.51

0.94 0.94 0.34

0.32 0.16

0.44 3.39

<0.04

3.07 3.07

26DORHIG 0.09 0.12 0.13 0.30 0.63 0.35 0.07 0.42 0.04 0.70

0.69

1.13 1.63

0.06

0.98 1.04

27DORHIG

0.03 0.02

0.04 0.08

0.08

0.09 29DORHIG <0.04 <0.01 0.02 0.03 0.05

<0.02

0.17 1.93

0.12 <0.03 0.44

4.16

0.49 4.65

31DORHIG <0.04 0.09 <0.01

0.09 0.05 0.03 0.08

<0.07

0.10 34DORHIG 0.16 0.49 0.03 0.48 1.17

0.08 0.08 0.53 0.34

4.47 1.47 27.65

1.45

1.45

35DORHIG

0.03

0.03

<0.03

0.08 38DORHIG

0.66 0.27

0.93 0.38 0.85 1.23

2.07 0.80

3.88

1.08 1.08

43DORHIG 0.27 0.26 0.31

0.84

1.17 1.17 3.06 1.02

4.36 0.03 2.38

0.80

4.15 4.95 1.- HCH-α 2.- HCH-β 3.- HCH-γ







168

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

04DORHIG

0.22 0.05

0.02 0.03 0.09 0.01 0.42 0.48

05DORHIG 0.03 0.12 0.06

0.21 0.27

09DORHIG 1.87 0.04

0.13 0.73 0.10 2.02 2.68 1.69 7.14 1.14 1.80 19.34 26.66

10DORHIG

0.09

0.03 1.25

0.11 0.42 0.48

2.39 2.83

11DORHIG 0.20 0.18

0.43 0.09

0.27 0.24 1.10

2.51 2.67

13DORHIG

0.25

0.43 0.24

0.60 0.45 0.88

2.85 3.54

14DORHIG

0.06 0.03 0.02

0.11

0.28

0.51

1.00 1.35

16DORHIG 0.12 0.08 0.04

0.26

0.17

0.46

1.12 1.43

18DORHIG 0.08 0.05

0.27 0.02

0.01

0.01

0.44 0.46

19DORHIG

0.02

0.32

0.19 0.04 0.12

0.69 0.88

20DORHIG 0.82 0.04

0.40 0.61 0.37 0.17 0.22 0.87 1.17 0.51 0.41 5.59 17.18

21DORHIG 0.09 0.02 0.01

0.26 0.01

0.14 0.09 0.17 0.01 0.80 0.93

24DORHIG 0.19 0.07 0.01 0.15 0.33 0.08 0.15 0.12

0.06 0.16 1.84 3.15 3.75

25DORHIG

7.51

26DORHIG 0.29 0.18

1.68 0.05 0.85 1.94

0.46 3.00 0.25 1.50 10.21 12.30

27DORHIG 0.05

0.42

0.03

0.51 0.63

29DORHIG 0.15 0.00

0.02 0.04 0.00

0.38 0.18

0.76 5.46

31DORHIG 0.09

0.19

0.28 0.44

34DORHIG

0.93 0.01 5.43 0.32 1.32

0.94 1.76 10.71 13.40

35DORHIG

0.11 0.02

0.02

0.15 0.18

38DORHIG

0.02

5.17 0.69

0.56 1.48 8.24

16.16 19.40

43DORHIG 0.62

1.44 3.12 2.49 0.04

0.02

3.02 0.05 10.81 17.76

22.- PCB 18 23.- PCB 28 24.- PCB 31

25.- PCB 44 26.- PCB 52 27.- PCB 101

28.- PCB 118 29.- PCB 138 30.- PCB 149

31.- PCB 153 32.- PCB 180 33.- PCB 194


169

Tabla 18. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido seco) en hígado de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

01DORHIG 3.95 <0.01 0.15 0.82 4.92 0.49 4.37 4.86 0.99

6.96 5.09 13.03 7.16 32.34

39.51

3.67 3.67

06DORHIG <0.04 <0.01 <0.01

0.05

0.46

0.46 0.64

0.64 07DORHIG <0.04 <0.01 0.09 0.02 0.11 0.20 0.32 0.52

<0.03

1.57

1.57

08DORHIG

0.11

0.11

0.19

0.19 12DORHIG

<0.01 <0.01

<0.01

0.28

0.28

<0.07

15DORHIG <0.04 <0.01 0.20 0.11 0.31 0.11

0.11

1.14

1.14 17DORHIG <0.04 <0.01 <0.01

<0.02

22DORHIG 0.11 0.06 0.04

0.21

0.26 0.26 0.28 0.45

0.73 23DORHIG

<0.02 0.05

0.05 186.41 324.92 511.32

9418.08 0.15

9418.23

30DORHIG

<0.01

<0.01 0.18 0.18

0.19

0.19 32DORHIG

<0.01 <0.01

<0.01 <0.01

<0.03

<0.02 <0.03

36DORHIG <0.04 <0.01

0.09 0.17 0.26

0.74 0.06

0.80 39DORHIG

<0.01

0.07 0.07

0.27 0.27

0.99

0.99

41DORHIG

<0.01 0.08

0.08

0.20 0.20

0.67

0.67 42DORHIG

<0.01 0.09

0.09

0.04 0.04

0.14

0.14 0.78

0.78





170

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

01DORHIG

0.00 65.99

06DORHIG 0.14 0.27 0.06

1.48 0.20 0.24

0.23 0.00 1.93 0.09 4.65 5.74

07DORHIG

0.05

2.04 0.16

0.14 0.64 0.83

3.86 6.06

08DORHIG

0.32

0.02 0.05 0.08 0.00 0.46 0.77

12DORHIG

0.05

0.03 0.85 0.60

0.06 0.31 0.30 0.03 2.22 2.51

15DORHIG

0.10

0.14 1.13

0.42 1.93 2.63 0.04 6.38 7.95

17DORHIG

0.06

0.04

0.10 0.10

22DORHIG

0.28

0.20 0.04

0.97 0.09 2.53 4.11 5.31

23DORHIG

0.05

4.11

1.47 1.17

6.80 9936.41

30DORHIG 0.14

2.13 8.34

10.61 10.99

32DORHIG 36DORHIG 0.10

0.85

0.07 2.00 5.80 0.01 8.83 9.89

39DORHIG 0.04

0.08 0.77

0.08 2.57 4.75

8.29 9.63

41DORHIG

0.35 0.64

0.99 1.93

42DORHIG

0.28 1.42 0.09

0.24 1.75 3.76 0.01 7.55 8.59 22.- PCB 18 23.- PCB 28 24.- PCB 31 25.- PCB 44 26.- PCB 52



171

Tabla 19. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de tejido seco) en hígado de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

04DORHIG

<0.01 0.22

0.22 <0.01

<0.03

0.31

0.31 05DORHIG

<0.01

<0.01 0.19 0.19

<0.03

09DORHIG 1.47 0.41 0.46 1.91 4.24 1.93 2.89 4.82 2.00

3.43 11.35 16.79 7.98 0.40 7.02 15.41 17.35

4.09 21.44

10DORHIG <0.04 <0.01 0.21 0.72 0.93 0.17 0.39 0.56

<0.03 <0.03 0.75 0.75 2.13

2.13 11DORHIG 0.17

0.24 0.08 0.49

0.10 0.10

0.55 0.55 0.90

0.90

<0.07

13DORHIG 0.30 0.11 0.95

1.37 0.55 0.34 0.89 0.84 <0.03 <0.03 0.55 1.39 1.23

1.23 0.03

0.03

14DORHIG 0.14 0.14 <0.01

0.28 0.29 0.21 0.50 0.19

0.13 0.27 0.59 0.78

0.78

<0.07 16DORHIG 0.25 0.35

0.59 0.11

0.11

0.36

0.36

18DORHIG <0.04 <0.01

0.02 0.02 <0.01 0.02 0.02

<0.03 <0.07

0.07 <0.03 <0.08 0.07

<0.07 19DORHIG <0.04 0.06 0.18

0.25 0.12 0.07 0.19

<0.03

20DORHIG 9.86 0.70 0.32 0.68 11.56 0.10

0.10 0.55 0.42 0.63 0.48 2.07 1.38 0.32 0.41 2.11 9.61

2.10 11.71

21DORHIG <0.04 <0.01 0.05

0.05 0.12 0.07 0.19

<0.03 <0.07

0.63

<0.08 0.63

<0.07 24DORHIG 0.38 0.22 0.05 0.21 0.85 0.05

0.05

0.17 <0.03

0.17 0.42

0.59 1.00 <0.04

0.34 0.34

25DORHIG 3.13 3.47 0.20 0.77 7.57

2.02 2.02 0.74

0.69 0.35 1.78 0.95 7.31

8.27 <0.04

6.62 6.62

26DORHIG 0.19 0.25 0.28 0.65 1.37 0.77 0.14 0.91 0.09 1.51

1.49 3.09 2.44 3.52

5.97 <0.04

2.13 2.13

27DORHIG

0.06 0.03

0.09 0.16

0.16

0.19

0.19 29DORHIG <0.04 <0.01 0.06 0.07 0.13

<0.02

0.45 5.17 5.62 0.31 <0.03 1.19 1.50 11.16

1.32 12.48

31DORHIG <0.04 0.19 <0.01

0.19 0.11 0.06 0.17

<0.07

0.23

0.23 34DORHIG 0.39 1.18 0.07 1.14 2.78

0.18 0.18 1.27 0.82

2.09 10.67 3.49 65.92 80.09 3.45

3.45

35DORHIG

0.14

0.14

<0.03

0.35

0.35 38DORHIG

2.19 0.91

3.10 1.25 2.83 4.09

6.87 2.67

9.54 12.90

12.90

3.57 3.57

43DORHIG 1.06 1.03 1.25

3.34

4.68 4.68 12.24 4.08

16.32 17.47 0.14 9.53 27.14 3.21

16.61 19.83 1.- HCH-α 2.- HCH-β 3.- HCH-γ







172

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

04DORHIG

0.85 0.21

0.06 0.12 0.37 0.03 1.63 2.16

05DORHIG 0.12 0.47 0.22

0.82 1.01

09DORHIG 7.77 0.17

0.53 3.03 0.42 8.40 11.17 7.03 29.71 4.77 7.49 80.50 143.20

10DORHIG

0.31

0.10 4.16

0.38 1.40 1.60

7.96 12.32

11DORHIG 0.77 0.68

1.67 0.34

1.05 0.94 4.26

9.71 11.75

13DORHIG

0.82

1.40 0.80

1.96 1.48 2.86

9.31 14.22

14DORHIG

0.13 0.06 0.04

0.24

0.64

1.16

2.27 4.43

16DORHIG 0.27 0.18 0.10

0.59

0.40

1.06

2.59 3.65

18DORHIG 0.17 0.10

0.57 0.04

0.02 0.00 0.03

0.94 1.04

19DORHIG

0.05

0.78

0.45 0.11 0.28

1.67 2.11

20DORHIG 1.65 0.09

0.81 1.23 0.75 0.35 0.43 1.75 2.36 1.03 0.83 11.28 38.83

21DORHIG 0.17 0.04 0.03

0.49 0.02

0.26 0.17 0.31 0.02 1.52 2.39

24DORHIG 0.40 0.14 0.02 0.31 0.69 0.17 0.31 0.24

0.12 0.34 3.87 6.61 9.03

25DORHIG

26.25

26DORHIG 0.63 0.39

3.64 0.11 1.84 4.21

0.99 6.50 0.55 3.26 22.12 35.59

27DORHIG 0.11

0.89

0.07

1.07 1.52

29DORHIG 0.39 0.01

0.06 0.10 0.01

1.01 0.47

2.05 21.78

31DORHIG 0.21

0.42

0.62 1.22

34DORHIG

2.22 0.03 12.95 0.77 3.15

2.23 4.19 25.54 114.13

35DORHIG

0.50 0.11

0.07

0.68 1.17

38DORHIG

0.06

17.17 2.31

1.86 4.92 27.38

53.70 86.89

43DORHIG 2.49

5.78 12.49 9.98 0.17

0.09

12.10 0.19 43.28 114.59

22.- PCB 18 23.- PCB 28 24.- PCB 31

25.- PCB 44 26.- PCB 52 27.- PCB 101

28.- PCB 118 29.- PCB 138 30.- PCB 149

31.- PCB 153 32.- PCB 180 33.- PCB 194


173

Tabla 20. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de lípidos) en hígado de Coryphaena hippurus hembras capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

01DORHIG 18.15 <0.01 0.70 3.77 22.63 2.25 20.08 22.33 4.53

31.98 23.38 59.89 32.92 148.63

181.55

<0.03 16.85 16.85

06DORHIG <0.04 <0.01 <0.01

0.42 0.42 <0.02

5.02

5.02 07DORHIG <0.04 <0.01 0.78 0.20 0.97 1.86 2.88 4.74

<0.03

14.24

14.24

08DORHIG

0.33

0.33

0.59

0.59 12DORHIG

<0.01 <0.01

<0.01

1.60

1.60

<0.071

15DORHIG <0.04 <0.01 2.06 1.07 3.14 1.16

1.16

11.59

11.59 17DORHIG <0.04 <0.01 <0.01

<0.02

22DORHIG 0.41 0.25 0.17

0.83

1.03 1.03 1.10 1.74

2.84 23DORHIG

<0.01 0.27

0.27 0.30 1.35 1.65

7.71 0.77

8.49

30DORHIG

<0.01

<0.01 1.44 1.44

1.57

1.57 32DORHIG

<0.01 <0.01

<0.01

36DORHIG <0.04 <0.01

0.39 0.70 1.09

3.13 <0.03

3.13 39DORHIG

<0.01

0.32 0.32

1.24 1.24

4.53

4.53

41DORHIG

<0.01 0.31

0.31

0.81 0.81

2.70

2.70 42DORHIG

<0.01 1.72

1.72

0.74 0.74

2.52

2.52 14.42

14.42





174

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

01DORHIG

303.24

06DORHIG 1.12 2.16 0.48

11.72 1.56 1.92

1.84

15.26 0.71 36.77 42.22

07DORHIG

0.49

18.50 1.47

1.32 5.79 7.52

35.09 55.04

08DORHIG

0.97

0.06 0.16 0.23

1.42 2.34

12DORHIG

0.28

0.17 4.79 3.39

0.34 1.73 1.67 0.16 12.53 14.13

15DORHIG

1.02

1.40 11.51

4.31 19.58 26.68 0.37 64.87 80.76

17DORHIG

0.34

0.19

0.53 0.53

22DORHIG

1.08

0.80 0.16

3.78 0.35 9.89 16.06 20.76

23DORHIG

0.27

20.65

7.38 5.91

34.20 44.61

30DORHIG 1.13

17.07 66.97

85.17 88.18

32DORHIG 36DORHIG 0.42

3.59

0.31 8.48 24.54 0.03 37.38 41.59

39DORHIG 0.18

0.35 3.50

0.38 11.71 21.61

37.73 43.82

41DORHIG

1.42 2.57

3.98 7.80

42DORHIG

5.19 26.46 1.71

4.42 32.54 69.89 0.21 140.42 159.82 22.- PCB 18 23.- PCB 28 24.- PCB 31 25.- PCB 44 26.- PCB 52



175

Tabla 21. Concentración de compuestos OCs (µg/Kg de lípidos) en hígado de Coryphaena hippurus machos capturados en Mazatlán, Sinaloa en diciembre de 2009.

Clave 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

04DORHIG

<0.01 1.62

1.62 <0.01

<0.03

2.26

2.26

05DORHIG

<0.01

<0.01 1.46 1.46

<0.03

09DORHIG 17.93 5.01 5.57 23.35 51.87 23.61 35.31 58.92 24.43

41.96 138.75 205.14 97.57 4.91 85.80 188.28 211.97 <0.03 49.99 261.96

10DORHIG 1.41

2.05 0.70 4.16

0.83 0.83

4.66 4.66 7.57

7.57

<0.07

11DORHIG 13.08 14.53 0.82 3.21 31.65

8.45 8.45 3.10

2.89 1.45 7.44 3.99 30.59

34.58 <0.04 <0.03 27.67 27.67

13DORHIG <0.04 0.31 0.88

1.18 0.56 0.32 0.88

<0.03

14DORHIG 0.84 0.87 <0.01

1.72 1.75 1.30 3.05 1.18

0.78 1.66 3.62 4.77

4.77

<0.07

16DORHIG 1.46 2.04

3.50 0.64

0.64

2.14

2.14

18DORHIG <0.04 <0.01

0.07 0.07 <0.01 0.10 0.10

<0.03 <0.07

0.30 <0.03 <0.08 0.30

<0.07

19DORHIG

0.87

0.87

<0.03

2.24

2.24

20DORHIG 2.54 0.95 7.90

11.39 4.60 2.82 7.42 7.04 <0.03 3.76 4.55 15.35 10.27

10.27 <0.04

21DORHIG <0.04 <0.01 0.13

0.13 0.34 0.19 0.53

<0.03 <0.07

1.76

<0.08 1.76

<0.07

25DORHIG 38.04 2.70 1.24 2.62 44.61 0.37

0.37 2.13 1.62 2.42 1.84 8.00 5.34 1.24 1.58 8.15 37.06

8.09 45.15

26DORHIG 0.96 1.25 1.37 3.26 6.84 3.82 0.70 4.52 0.46 7.50

7.42 15.38 12.16 17.53

29.68 0.62 <0.03 10.60 11.22

27DORHIG

0.37 0.22

0.59 1.04

1.04

1.26

1.26

29DORHIG <0.04 <0.01 0.38 0.45 0.83

<0.02

2.91 33.47 36.37 2.01 <0.03 7.71 9.71 72.21 <0.03 8.51 80.72

31DORHIG <0.04 1.51 <0.01

1.51 0.84 0.50 1.34

<0.07

1.83

1.83

34DORHIG 4.09 12.29 0.77 11.94 29.09

1.90 1.90 13.28 8.60

21.87 111.59 36.54 689.49 837.63 36.09

36.09

35DORHIG 1.49 0.89 0.18 0.81 3.38 0.20

0.20

0.66 0.29

0.95 1.65

2.33 3.98 <0.04

1.36 1.36

38DORHIG

11.60 4.80

16.40 6.64 14.98 21.62

36.35 14.12

50.47 68.26

68.26

18.90 18.90

43DORHIG 5.26 5.07 6.20

16.53

23.13 23.13 60.49 20.17

80.66 86.35 0.69 47.12 134.16 15.89 <0.03 82.11 98.01

1.- HCH-α 2.- HCH-β 3.- HCH-γ







176

Continuación

Clave 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

04DORHIG

6.25 1.58

0.47 0.85 2.70 0.22 12.07 15.95

05DORHIG 0.95 3.57 1.67

6.19 7.65

09DORHIG 95.00 2.06

6.50 37.04 5.11 102.70 136.55 85.92 363.03 58.24 91.56 983.73 1749.90

10DORHIG 6.53 5.71

14.14 2.87

8.84 7.96 35.92

81.97 99.19

11DORHIG

109.79

13DORHIG

0.24

3.69

2.15 0.50 1.34

7.92 9.98

14DORHIG

0.77 0.35 0.27

1.47

3.91

7.09

13.85 27.01

16DORHIG 1.57 1.04 0.57

3.49

2.34

6.28

15.29 21.58

18DORHIG 0.77 0.46

2.54 0.20

0.11

0.12

4.19 4.65

19DORHIG

3.17 0.69

0.47

4.33 7.44

20DORHIG

6.84

11.63 6.63

16.36 12.30 23.84

77.60 122.03

21DORHIG 0.47 0.11 0.08

1.36 0.06

0.74 0.48 0.87 0.06 4.23 6.66

25DORHIG 6.36 0.34

3.12 4.73 2.88 1.34 1.67 6.75 9.11 3.99 3.21 43.50 149.79

26DORHIG 3.14 1.93

18.13 0.56 9.16 20.95

4.91 32.35 2.72 16.21 110.05 177.70

27DORHIG 0.74

5.76

0.47

6.97 9.85

29DORHIG 2.55 0.03

0.37 0.68 0.06

6.51 3.05

13.24 140.89

31DORHIG 1.62

3.32

4.95 9.63

34DORHIG

23.26 0.28 135.43 8.04 32.91

23.37 43.84 267.14 1193.72

35DORHIG 1.57 0.56 0.08 1.24 2.71 0.69 1.21 0.96

0.49 1.34 15.31 26.17 36.04

38DORHIG

0.30

90.88 12.20

9.84 26.04 144.89

284.15 459.80

43DORHIG 12.29

28.56 61.74 49.35 0.84

0.43

59.81 0.93 213.96 566.45

22.- PCB 18 23.- PCB 28 24.- PCB 31

25.- PCB 44 26.- PCB 52 27.- PCB 101

28.- PCB 118 29.- PCB 138 30.- PCB 149

31.- PCB 153 32.- PCB 180 33.- PCB 194


Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, A.C....vi A la Dra.Sonia Soto, la...

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