CONSEJO DE REDACCIÓN - Avedila

156/2011 Laboratorio Veterinario Avedila

CONSEJO DE REDACCIÓN

EDITOR:Marta Eulalia García Sá[email protected]

VOCALES:Gorka Adúriz RekaldeCarlos ÁlvarezRamón JustePere Busquets RelatsConcepción Caballero GalvánJosep Carrera MauriLourdes PorquetCarmina Nogareda BurchJosé Marín Sánchez

REDACCIÓN:Secretaría de AVEDILA Parque Tecnológico de Bizkaia, 812Berreaga, 148160 DerioBizkaiaPágina web: http://www.avedila.es

EDITA:PRODIVE, S.A. para AVEDILA

PUBLICIDAD:PRODIVE S.AJorge Juan, 6828009 MADRIDTel: 91 563 60 02Fax: 91 564 09 40

DISEÑO Y MAQUETACIÓN:PRODIVE, S.A.

FOTO PORTADA:Laboratorio de la Facultad de Veterinaria de la UCM.

PUBLICACIÓN DE LA ASOCIACIÓN DEVETERINARIOS ESPECIALISTAS ENDIAGNÓSTICO LABORATORIAL

Dep. Legal: M-42157-1997ISSN 1697 – 8099

Desde hace ya muchos años, la Organización Mundial de Sanidad Animal(antes conocida como Oficina Internacional de Epizootias, y que mantieneactualmente sus siglas de OIE) se ha comprometido a asumir un papel centralen la lucha mundial contra las enfermedades animales, incluidas aquellas queson transmisibles al hombre, aportando a los países del mundo entero susaber hacer en materia de políticas generales para la prevención y la luchacontra esas enfermedades. La Organización formula igualmenterecomendaciones mucho más específicas frente a cada uno de los peligrossanitarios identificados que están comprendidos en su mandato. A estosefectos, la OIE se encarga de recopilar, analizar y difundir a todos los Paísesmiembros la información científica veterinaria que permite actualizarpermanentemente los métodos de prevención y de control de las enfermedadesanimales. Dichas informaciones provienen de una red constituida por más de220 Laboratorios de Referencia y Centros Colaboradores de la OIE presentesen todo el mapa mundial y capaces de cubrir más de 100 enfermedadesdistintas. Los Laboratorios de Referencia tienen como misión servir decentros mundiales de pericia, en particular, llevar a cabo las pruebas dediagnóstico de confirmación de las enfermedades inscritas en la lista oficialde la OIE y presentar los resultados de estos análisis a las autoridadescompetentes de los países.

En el marco del concepto «Un mundo, una salud», cabe evocar igualmentela alianza de la OIE, la FAO y la OMS, que reconoce su responsabilidadcomún en la lucha contra las zoonosis y algunas otras enfermedades, con laelaboración de estructuras de alerta precoz así como sistemas decoordinación y de cooperación para la gestión de enfermedades en la interfazentre el hombre y el animal. En particular, la OIE y sus socios comparten unamisma visión, la de mejorar las capacidades de diagnóstico y de análisis dedatos sanitarios en el mundo, un campo en el que los Laboratorios deReferencia y Centros Colaboradores de la OIE desempeñan un papelprimordial.

Un ejemplo de ello es la Rabia: cada diez minutos muere una personavíctima de rabia en el mundo. Cada año la rabia cobra cerca de 55 000víctimas, aunque sin duda esta cifra es inferior a la real. El 99% de los casoshumanos se deben a mordeduras de perros infectados. La rabia es laenfermedad infecciosa causante de más decesos en el mundo y que afecta enparticular a la población infantil de los países en desarrollo. En los paísesdonde esta enfermedad sigue matando, el principal vector es el perro, por loque la primera prioridad para prevenir los casos humanos mortales debe serla lucha contra la enfermedad en los perros, en particular los perrosvagabundos. A escala internacional, la OIE, la FAO y la OMS desarrollanrecomendaciones, en particular para garantizar una buena colaboraciónintersectorial. En 2010 se inició la revisión de las normas de la OIE enmateria de rabia a fin de adoptar un enfoque de control de la enfermedad poretapas, privilegiando la importancia epidemiológica de la especiemayoritariamente implicada en los casos humanos (por lo general el perro).Un nuevo capítulo en preparación del Código Sanitario para los AnimalesTerrestres de la OIE contempla las nuevas modalidades de «estatus libre derabia canina» para los países.

A modo de ejemplo también y en el marco de su mandato de protección dela sanidad animal y la salud pública veterinaria, incluyendo la inocuidad delos alimentos, la OIE se interesa en particular en la resistencia a losantimicrobianos y ha decidido crear un espacio web a fin de brindarinformación actualizada y pertinente sobre este tema. El abuso de los agentesantimicrobianos tanto en la medicina humana como en la medicinaveterinaria puede conducir a la emergencia de bacterias resistentes y alfracaso del tratamiento en los seres humanos y en los animales. Enconsecuencia, se han incrementado sufrimiento y mortalidades debidos apatógenos que antes hubieran sido vencidos.

La Junta Directiva

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INTRODUCCIÓN

En España se conocen un mínimo de 52 especiesdiferentes de Culicoides (Delecolle 2002). Todasson hematófagas, pero sólo unas pocas están capa-citadas para transmitir el virus de la lengua azul.Éstas son: dentro del subgénero Avaritia Fox,1955, Culicoides imicola y el complejo de espe-cies Obsoletus (Culicoides obsoletus, Culicoidesscoticus, Culicoides dewulfi y Culicoides chiopte-rus), dentro del subgénero Culicoides Latreille,1809, el complejo Pulicaris (Culicoides pulicaris)(Lucientes, 2004).

Hasta 1993-94, existía poca información en Es-paña sobre la relación entre la presencia de Culi-coides y las condiciones climatológicas. Fue en esa

fecha cuando se hizo un seguimiento de vectoresde Peste Equina Africana y Lengua Azul para esta-blecer una red de alerta sanitaria. El Ministerio deAgricultura, Pesca y Alimentación, a través del La-boratorio de Sanidad y Producción Animal de Al-gete, instaló trampas para la captura de insectos endiferentes puntos de España (Zona Centro: Albace-te, Murcia, Cáceres, Toledo, Badajoz, Ciudad Realy Madrid). En esta ocasión, se prestó especial aten-ción a C. pulicaris, C. imicola y C. obsoletus(M.A.P.A., 1994).

La distribución de las principales especies de Cu-licoides implicadas en la transmisión de LenguaAzul en Europa y norte de África comparada conel mapa de distribución de los serotipos del virusde la Lengua Azul, prueba que Culicoides imicola


DISTRIBUCIÓN ESTACIONAL DE CULICOIDES IMICOLA, KIEFFER,

1913 (DIPTERA: CERATOPOGONIDAE),COMPLEJO CULICOIDES OBSOLETUS (MEIGEN,

1818) Y COMPLEJO CULICOIDES PULICARIS(LINNÉ, 1758) EN EXTREMADURA (ESPAÑA).

Sánchez Murillo, J.M.,1 González López, M.,1 Alarcón Elbal, P.M.,2 Sanz Jiménez, C.,1 DelacourEstrella, S.,2 Ruiz Arrondo, I.,2 Pinal, R.,2 Galán Caballero, L.,1 Estrada Peña, R.2 y Lucientes Curdi, J.2

1. Servicio de Sanidad Animal. Consejería de Agricultura, Desarrollo Rural, Medio Ambiente y Energía. Junta de Extremadura.

2. Departamento de Patología Animal. Facultad de Veterinaria. Universidad de Zaragoza.


está relacionado con la transmisión de los serotipos1, 2, 4, 9 y 16 y que el complejo Obsoletus transmi-te el serotipo 8 y podría ser capaz de transmitir otrosserotipos del virus con los que hasta ahora no ha te-nido contacto (Sánchez Matamoros et al., 2008).

En 2004 se puso en marcha el programa de vigi-lancia entomológica del vectores de la lengua azul.En el caso de Extremadura se identificaron un totalde 14 especies distintas (Sánchez Murillo et al.,2007) y gracias al esfuerzo del Servicio de SanidadAnimal de la Consejería de Agricultura y MedioAmbiente, el muestreo llevado a cabo en los últi-mos años permitió conocer los períodos de vuelode las tres especies de Culicoides más importantesen la transmisión del virus de la lengua azul.

MATERIAL Y MÉTODOS

La metodología empleada consistió en el mues-treo de poblaciones de Culicoides durante los años2008, 2009 y 2010 mediante la utilización de tram-pas de aspiración tipo CDC, dotadas de una fuentede luz ultravioleta (Miniature CDC Light Trap).Estas trampas utilizan como fuente de alimenta-ción una batería de 6 voltios y llevan incorporadasuna célula fotoeléctrica. Los insectos son atraídospor la luz UV y empujados por la corriente de aireque genera un ventilador hacia un sistema colector.

Durante dicho período se mantuvieron en Extre-madura un total de 30 trampas correspondiendodos (1 fija y 1 móvil) a cada Oficina Veterinaria deZona. Sin embargo, a partir de julio de 2010, elmuestreo se redujo a 6 trampas, 3 en la provinciade Badajoz y 3 en la de Cáceres.

Las trampas se colocaron en las cercanías de ins-talaciones ganaderas de rumiantes, nunca en el in-terior de las mismas. El muestreo se realizó unavez por semana en el caso de las trampas fijas (per-manentes) y dos veces por semana en el caso delas trampas móviles (de refuerzo), recogiendo to-dos los ejemplares capturados para su posterioridentificación en el laboratorio.

El total de insectos capturados se filtraron en telade gasa y fueron transportados al Departamento deParasitología del Laboratorio de Sanidad Animal de

Badajoz en botes de plástico (con alcohol de 70 %)perfectamente cerrados e identificados. La identifi-cación de especies se llevó a cabo mediante visuali-zación directa del patrón alar con estereomicrosco-pio y siguiendo las claves de P. Rawlings (1996).

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

De las 3 especies estudiadas, Culicoides imicolafue la que más capturas obtuvo. El total de indivi-duos recogidos de esta especie ascendió a 288.153.De ellos, 269.198 (93,42 %) fueron hembras y18.955 (6,58 %) machos.

Existieron capturas durante todos los meses en2008 y 2009, mientras que en 2010, las prime-

Tabla 2. Total C. Obsoletus

2008 2009 2010

Enero 0 0 1Febrero 2 0 0Marzo 0 1 4Abril 6 12 35Mayo 47 65 37Junio 51 75 234Julio 32 15 17Agosto 14 0 0Septiembre 0 2 2Octubre 0 1 1Noviembre 0 2 0Diciembre 0 1 1

Tabla 1. Total C. imicola

2008 2009 2010

Enero 1 1 5Febrero 11 1 2Marzo 12 25 3Abril 220 154 1.215Mayo 250 453 2.745Junio 785 1.697 16.137Julio 19.275 57.766 638Agosto 24.651 14.268 996Septiembre 22.667 65.681 3.730Octubre 1.963 47.038 1.116Noviembre 170 4254 173Diciembre 20 27 3

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ras capturas se realizaron en el mes de abril, noexistiendo ninguna captura tampoco en el mesde diciembre.

Los meses con mayor actividad estacional y portanto de mayor número de capturas fueron los me-ses comprendidos entre julio y octubre (Tabla 1,Gráfica 1).

C. obsoletus junto con C. scoticus Downes et Ket-tle, 1952, C. dewulfi Goetghebuer, 1936, C. chiopte-

rus Meigen, 1830, conforman eldenominado grupo obsoletus,ya que son especies morfológi-camente indistinguibles bajo lalupa binocular. Los datos quepresentamos corresponden algrupo obsoletus, si bien es cier-to que en Extremadura se hanidentificado dos especies quecorresponden a C. obsoletus yC. scoticus (Sánchez Murillo etal., 2007).

En el caso de este grupo se hancapturado un total de 658 indivi-duos, de los cuales 611 (92,86%)fueron hembras y 47 (7,14%)machos.

Los meses de mayor actividadestacional fueron los meses de abril, mayo, junio yjulio, siendo junio el mes donde más capturas sehan producido (Tabla 2, Gráfica 2).

Finalmente, C. pulicaris fue la especie con me-nor número de capturas, con un número total de290 individuos, de los cuales 283 fueron hembras(97,59%) y 7 (2,41%) machos.

La mayor actividad estacional de esta especiese produjo en los meses de mayo, junio y julio,

siendo también junio el mesde mayor número de capturas(Tabla 3, Gráfica 3).

Con respecto a C. imicola,nuestros resultados coincidenplenamente con el de otros au-tores. Parece estar claro que superíodo de actividad va desdemayo-junio hasta noviembre-diciembre, con el pico más im-portante de abundancia desdeagosto a octubre (Ortega et al.,1998; Rawling et al.1997). Mi-randa et al. (2004) establecenel mes de octubre como el picode mayor actividad en las IslasBaleares (España). En las zo-nas más cálidas puede haber


Gráfica 1.

Gráfica 2.

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adultos volando durante prácticamente todo el año,aunque en número muy reducido durante los mesesinvernales y sin ninguna importancia epidemioló-gica. Las temperaturas más adecuadas para su pre-sencia son las comprendidas entre 18 y 38 ºC (Or-tega et al., 1997). Estudios realizados en el país ve-cino de Portugal (Capela et al., 2003), demuestranque C. imicola es con diferencia la especie másabundante (66 % del total de los individuos captu-rados) de las tres especies estudiadas.

C. obsoletus (complejo) es otro vector poten-cial de la lengua azul en España. En algunas zo-nas de Bulgaria o Grecia donde C. imicola noexiste, C. obsoletus es el principal vector del virus.

En Italia se ha aislado el virus de esta especie tam-bién en zonas donde no está presente C. imicola.En España se encuentra distribuido prácticamentepor todas las regiones (Lucientes et al., 2004). Losmeses de mayor actividad se sitúan en el períodoentre los meses de marzo y junio (Ortega et al.,1998). Nuestros resultados establecen que los picosde mayor actividad se adelantan también a princi-pios de verano siendo los meses de mayo-junio-ju-lio los de mayor actividad. Estos resultados tam-bién coinciden con los del resto de autores y así porejemplo, Miranda el al. (2004) encuentran que elmes de mayor presencia en las Islas Baleares es elmes de julio. A diferencia de nosotros, encuentranporcentajes similares entre C. imicola (37 %) y elcomplejo C. obsoletus (32,3 %) en la Isla de Ma-llorca y 9,3-9,2 % respectivamente en la Isla de Me-norca. Sin embargo, en Portugal, al igual que en Ex-tremadura, su abundancia (10,7 % del total) es muyinferior a la de C. imicola (Capela et al., 2003).

C. pulicaris (complejo) es frecuente en la zonamediterránea y sobre todo es abundante en la zonade Cádiz y Málaga. En ésta se encuentra activodesde marzo hasta noviembre con 9 meses de acti-vidad, siendo testimonial a primeros de diciembre(Lucientes et al., 2004). En nuestro trabajo se ob-serva que en Extremadura, los meses de mayor ac-tividad corresponden a mayo, junio y julio, coinci-diendo con los resultados obtenidos por otros auto-res (Ortega et al., 1998).

CONCLUSIONES

De las tres especies, C. imicolaes, con diferencia, la especieidentificada con mayor frecuen-cia. Su elevada presencia en losmeses de presentación de focosde lengua azul (septiembre-octu-bre), hace pensar que C. imicolaes el principal vector de esta en-fermedad en Extremadura.

BIBLIOGRAFÍACAPELA, R., PURSE, B.V., PENA, I.,WITTMAN, E.J., MARGARITA, Y.,CAPELA, M., ROMAO, L., MELLORP.S. & BAYLIS, M. Spatial distribution


Gráfica 3.

Tabla 3. Total C. pulicaris

2008 2009 2010

Enero 0 0 0Febrero 1 1 0Marzo 1 3 6Abril 5 2 4Mayo 1 13 62Junio 5 37 65Julio 3 53 0Agosto 1 6 0Septiembre 0 8 0Octubre 2 2 4Noviembre 0 3 1Diciembre 0 1 0

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of Culicoides species in Portugal in relation to the transmis-sion of African horse sickness and bluetongue viruses. MedVet Ent (2003) 17, 165-177.

DELÉCOLLE, JC. (2002) Ceratopogonidae. En “Catálogo delos Díptera de España, Portugal y Andorra (Insecta). Mono-grafías S.E.A. Zaragoza. Vol 8: 26-33.

MINISTERIO DE AGRICULTURA, PESCA Y ALIMENTA-CIÓN. Informe final sobre el seguimiento de vectores de lapeste equina africana. 1994.

LUCIENTES, J. Los vectores de la lengua azul. Jornada sobreLengua Azul. Generalitat Valenciana. Conselleria de Agricul-tura, Pesca y Alimentación. 2004. Moncada.

MIRANDA, M.A., RINCÓN, C. & BORRAS, D. Seasonal abun-dance of Culicoides imicola and C. obsoletus in the Balearicislands. Vet. Ital. 2004, 40 (3), 292-295.

ORTEGA, M.D., LLOYD, J.E., & HOLBROOK, F.R. Seasonaland geographical distribution of Culicoides imicola Kieffer(Diptera: Ceratoponidae) in southwestern spain. Journal of theAmerican Mosquito Control Association, 13 (3):227-232, 1997.

ORTEGA, M.D., MELLOR, P.S., RAWLINGS, P., PRO, M.J. Theseasonal and geographical distribution of Culicoides imicola,

C. pulicaris group and C. obsoletus group biting midges incentral and southern Spain. Arch Virol Suppl. 1998;14:85-91.

RAWLINGS, P. A key, based on wing patterns of biting midges(genus culicoides latrelle-diptera: ceratopongonidae) in theiberian peninsula, for use in epidemiological studies. Graell-sia, (1996) 52: 57-71.

RAWLING, P., PRO, M.J., PENA, I., ORTEGA, M.D., & CAPE-LA, R. Spatial ans seasonal distribution of Culicoides imicola inIberia in relation to the transmission of African horse sicknessvirus. Med and Vet Entomology (1997) 11, 49-57.

SÁNCHEZ MATAMOROS, A. GRANDE SAN MIGUEL, A.RODRÍGUEZ SÁNCHEZ B. Y. SANCHEZ- VIZCAÍNORODRÍGUEZ J. M. Relación entre los serotipos de lengua azuly su vector , en Europa y cuenca mediterránea. RCCV Vol. 2(2). 2008.

SÁNCHEZ MURILLO, J.M., GONZÁLEZ LÓPEZ, M., JUEZYÑÁÑEZ, M.J., LUCIENTES CURDI, J., ESTRADA PEÑA, R.,TALERO TORNERO, A., DEL SOLAR ALARCÓN, A., MORE-NO MUÑOZ, J.C., SANZ JIMÉNEZ, C. Y GALÁN CABALLE-RO, L. Características del patrón alar de las principales espe-cies del género Culicoides Latreille (Diptera:Ceratopogonidae) identificadas en Extremadura (España).Laboratorio Veterinario AVEDILA. Nº 42, pp 2-12. 2007.


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Extremadura, como todos bien sabemos, goza deuna gran cantidad de ecosistemas naturales, desdelas cumbres alpinas de Gredos hasta los secarralesde la denominada Siberia Extremeña del Sudesteregional, pasando por bosques, vegas, llanos y laemblemática dehesa que ha ejemplificado de formasecular el aprovechamiento que los extremeños ha-cen de su entorno. Y es que, a lo largo de la histo-ria, la agricultura y la ganadería han formado el as-pecto de las llanuras extremeñas, creando extensosespacios abiertos, en los que la Naturaleza conviveen unión con los aprovechamientos tradicionalesde la tierra. Tras este estimulante paseo por tierrasextremeñas, y presentado brevemente uno de lospilares integrantes de este particular trinomio for-mado por el ecosistema extremeño, los parásitos ysus hospedadores, nos centraremos en analizar susrelaciones en dos ejemplos muy habituales, el Gé-nero Metastrongylus vs cerdo ibérico (Figura 1) yel Género Oestrus vs pequeños rumiantes domésti-cos (Figura 2).

La metastrongylosis o bronquitis veminosa esuna enfermedad parasitaria de las vías respiratoriasprofundas producida por los nematodos pertene-

cientes a la Familia Metastrongylidea. Afecta prin-cipalmente al cerdo y a las especies afines de vidasilvestre, como el jabalí. El signo clínico más ca-racterístico es la tos, que se presenta ronca, seca yde larga duración. También se observa disnea, ta-quipnea, respiración abdominal, y secreciones na-sales. En la mayoría de los países europeos, la me-tastrongylosis tiene una importancia decrecientepor las connotaciones de su ciclo biológico. Y es


“SOBRE LAS RELACIONES PARÁSITO-HOSPEDADOR EN LOS SISTEMAS EXTENSIVOS

DE PRODUCCIÓN EXTREMEÑOS”

Dra. María Alcaide Alonso

Departamento de Sanidad Animal. Unidad de Parasitología. Facultad de Veterinaria. Cáceres.

Figura 1.


que la necesidad de la presencia de lombrices detierra para su transmisión, no concuerdan con lastecnificadas instalaciones, requeridas para la ex-plotación de las razas porcinas precoces (Figura 3).Por ello, el resurgimiento de la cría tradicional delporcino Ibérico con más vigor que nunca, ha situa-do a esta parasitosis en primera línea del panoramasanitario actual. Todos conocemos que la explota-ción del cerdo ibérico se basa en el aprovecha-miento de todos los recursos de la dehesa, desde elcodiciado fruto de las quercíneas, hasta los pastos,rastrojeras, insectos o lombrices, que encuentra asu paso. Extremadura es una región donde la pre-sencia de este tipo de parasitosis ha ido en aumen-

to con los años, Habela et al. (1987) detectóunas tasa de parasitación cercana al 5% en lascomarcas de Trujillo y Navalmoral de la Mata(Cáceres). Rueda y Montes en 1989 clasificana Metastrongylus spp. en la provincia de Bada-joz como el quinto nematodo en importancia.Pérez-Martín estudió la prevalencia de la me-tastrongylosis durante tres años consecutivos(1987-89) entre los porcinos Ibéricos del surde Extremadura), los resultados fueron unosporcentajes de parasitación más que notables,alrededor del 35% de los cerdos ibéricos in-vestigados se hallaban parasitados. En 1999,García-Vallejo durante el estudio de las endo-parasitosis del porcino Ibérico en Extremadu-ra, señala a los nematodos como el grupo ta-xonómico, junto a los protozoos, de mayorimportancia en la parasitación de los cerdos de

montanera. Entre estos nematodos, Metastrongylusspp. resulta ser el segundo helminto más frecuente,puesto que el 24% de los 689 cerdos investigadospresentaron parásitos. Y los detallados por Alcaideet al. (2005) durante la realización un sondeo sero-epidemiológico (ELISA) en el suroeste español, yaque de los 240 porcinos Ibéricos analizados, el97´9% presentaba anticuerpos específicos frente aM. apri.

Con estos datos de prevalencia en la mano, nospreguntamos por los posibles factores o condi-cionantes que influyen en estos resultados. Debe-mos resaltar la importancia de la época del año

elegida para realizar el muestreo, especial-mente si las muestras analizadas son heces,pues se observa una importante variabilidaden la eliminación de los huevos de estas espe-cies parásitas entre los meses del año, causa-do por su claro carácter estacional. Así loconfirman los resultados obtenidos por Rueday Montes (1989) en España describen los pi-cos de eliminación de elementos de disemina-ción durante el otoño. La técnica de eleccióntambién puede ser determinante a la hora deevaluar los datos conseguidos durante una en-cuesta epidemiológica.

Si bien la distribución de la metastrongylosis esmundial, siempre se ha definido como una pa-rasitosis propia de climas fríos y lluviosos.Está más que contrastada la influencia negativaFig.3. Ciclo biologico de Metastrongylus.

Figura 2.

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en el ciclo biológico y bionomía de Metas-trongylus spp., de las altas temperaturas y de-secación principalmente, las cuales limitan sudesarrollo en unas determinados períodos delaño. Son muchos los autores que señalan lamarcada estacionalidad de la metastrongylo-sis en regiones como Extremadura, con unaclimatología atlántico-mediterránea (Rueda yMontes, 1989; Humbert y Drouet, 1993).Así, García Vallejo (1999) evidenció la exis-tencia de dos picos en la intensidad media dela infectación mensual por Metastrongylusspp. en cerdos Ibéricos de Extremadura a lolargo del año. Concretamente, el primero deellos y más importante, tiene lugar a finalesde invierno y principio de primavera (febre-ro, marzo y abril), mientras que el segundo seproduce en otoño (octubre y noviembre). Seha comprobado que durante los meses de verano,cuando los factores ambientales son adversos paralos hospedadores intermediarios, las parasitacionesson prácticamente nulas. Por consiguiente, se ponede manifiesto que la metastrongylosis porcina eseminentemente dependiente de la carga o densidadde lombrices de tierra parasitadas existentes en unazona determinada y consecuentemente de las faci-lidades que ese entorno ofrezca a las lombricespara su presencia. Por ejemplo, el estudio llevado acabo por Fernández-Llario y cols. (2006) en jabalí-es, determinó la influencia de los ecosistemas,puestos que los jabalíes procedentes de bosques deroble de la Sierra de las Villuercas presentabanuna mayor incidencia de estos nematodos que losabatidos en bosques de encinas del área de Mon-frague. Por consiguiente, se pone de manifiestoque la metastrongylosis es eminentemente depen-diente de la carga o densidad de lombrices de tierraparasitadas existentes en una zona determinada, yconsecuentemente de las facilidades que ese entor-no o ecosistema ofrezca a las lombrices para sumantenimiento.

Cambiando de géneros, pasamos a presentar elcaso de Oestrus ovis y los pequeños rumiantes. Laoestrosis es una miasis cavitaria producida por losestados larvarios de la mosca denominada O. ovis(Linneo, 1761), este parásito obligado de ovinos ycaprinos, provoca una afección de curso crónico,de presentación estacional, caracterizada clínica-mente por catarro nasal y sinusal, acompañado de

flujo de consistencia variable, estornudos, lagri-meo, dificultad respiratoria y movimientos anor-males de la cabeza, todo ello deriva de la evoluciónde las distintas fases larvarias del parásito en loca-lizaciones nasales, sinusales y faríngeas del hospe-dador (Figura 4). Los oéstridos son viejos conoci-dos para los productores de rumiantes menores,pues ya en el siglo XV fue objeto de promulgaciónde una serie de medidas para su control debido alefecto que provocó en los rebaños de ovinos tras-humantes en época de la Mesta. Debido al gran nú-mero de cabezas de ganado ovino y caprino que secrían en nuestros campos en régimen extensivo, asícomo por la climatología tan propicia para el des-arrollo de dicho parásito, se han abarcado diferen-tes frentes o campos de trabajo con el fin de poderaportar consideraciones de tipo práctico, para po-der paliar dichas pérdidas económicas y mejorar lasalud de nuestra cabaña ovina y caprina.

Uno de ellos fue el desarrollo de un estudio cro-nobiológico del parásito durante noviembre de2000 y septiembre de 2002, en el cual se examina-ron un total de 557 cabezas, concretamente 477 deovejas y 80 de cabras, procedentes de diversas pro-vincias del centro y suroeste de la geografía espa-ñola, principalmente de Cáceres y Badajoz. Unavez sacrificados los animales, las cabezas eran se-paradas y seccionadas con un corte longitudinal.Las larvas encontradas fueron recopiladas de susubicaciones naturales (cavidades nasales, coanas,senos nasales, frontales, región faríngea, etc), y


Fig.4. Ciclo biologico de Oestrus ovis.

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posteriormente identificadas (Figura 5). El númerode ovinos infestados por alguno de los diferentesestados larvarios de O. ovis fue de 339, resultandouna prevalencia total del 71´1%, mientras que laprevalencia total detectada en las cabras fue del34´94%. La media de la intensidad de infestaciónfue de 18´54 larvas por ovino parasitado y de 3´91por caprino. El estudio sobre la cronobiología deO. ovis, se basa fundamentalmente en cómo se dis-tribuyen a lo largo del año los porcentajes mensua-les de presentación de los diferentes estados larva-rios en relación a la carga parásita total del mes ob-jeto de estudio, de tal manera que los porcentajesde L1 se alcanzaban en los meses más fríos delaño, además los niveles máximos de L1 coincidencon los mínimos de L2. En cambio se observan ni-veles muy bajos del porcentaje de L3 en relación alos descritos para L1 y L2, describiéndose tan sólodos picos a lo largo del año, uno en abril-mayo y elsegundo en septiembre-octubre. Cada uno de losdiferentes estados larvarios de O. ovis fueron reco-pilados en todos los meses durante los dos años deduración del estudio, por ello no es posible afirmarque en Extremadura exista un claro periodo de hi-pobiosis de las L1 durante el invierno, aunque di-cha proporción, en algunos casos, sea muy baja,especialmente en los meses de noviembre, diciem-bre y enero. Aún así, los meses más cálidos y me-nos lluviosos son propicios para la evolución larva-ria, por ello en nuestras latitudes, el periodo dondese observan diferentes picos del porcentaje de L2 yL3, va desde febrero hasta octubre. La diferenciamás relevante detectada en la cronobiología de O.

ovis definida para los ovinos y caprinos, radica enla fase endógena del díptero, ya que el periodopropicio para el desarrollo larvario detectado enlos caprinos es más corto que el definido para losovinos, concretamente, entre los meses de marzo yseptiembre. Además la proporción de L1 que al-canzan la madurez es muy baja, por ello las cabrasson menos prolíficas que las ovejas en el desarrollode sucesivas generaciones de O. ovis. Todo elloconfirma la menor capacidad hospedadora de la es-pecie caprina respecto de la ovina. En el caso delos estados adultos de O. ovis se define una única“estación de reproducción” que comenzaría en mar-zo, y concluiría a principios de noviembre, en eltranscurso de estos nueve meses se sucederán va-rias generaciones continúas de imagos.

Simultáneamente a este estudio cronobiológi-co, se llevó a cabo un gran sondeo seroepidemio-lógico, con el fin de determinar los niveles deprevalencia de O. ovis en el ganado, así comopara identificar los factores predisponentes a laparasitación. Para tal fin, se han examinaron untotal de 4.318 sueros pertenecientes a la especieovina y 1.178 sueros de caprinos. La prevalenciaen los ovinos muestreados fue del 65% para Ba-dajoz y 67% para Cáceres. En el caso de los ca-prinos, las prevalencias detectadas fueron de52% y 37%, respectivamente para las provinciasde Badajoz y Cáceres. De los 415 rebaños deovinos analizados en la provincia de Badajoz, tansólo 16 de ellos no presentaron ningún animalseropositivo, resultando una prevalencia por ex-

plotaciones del 96%. La seroprevalencia porrebaños detectada para las cabras de la provin-cia de Badajoz fue del 98%, mientras que enCáceres se registraron un total de 11 explota-ciones que presentaban todos los animales se-ronegativos, resultando una prevalencia porrebaños del 85%. En lo referente a los valoresde prevalencia hallados por comarcas señala-mos las comarcas que ostentan la mayor pre-valencia en la provincia de Badajoz, como sonCastuera (73%) y Mérida (78%), concreta-mente dos de las comarcas de mayor censo. Elnúmero de animales por rebaño, es un factordeterminante en la presencia de O. ovis en unazona determinada. Se ha demostrado que losrebaños con un mayor número de animalespresentan mayor susceptibilidad de ser ataca-


Fig. 5. Recopilacion larvas O.ovis.

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do por las hembras del parásito, ya que estas notendrían que recorrer grandes distancias para po-der hallar un hospedador susceptible. De tal for-ma que aquellas regiones o comarcas de impor-tante tradición ovejera o cabrera, donde la densi-dad de población de ovinos o caprinos es alta,suelen ser zonas de altas prevalencias. Ademásen los rebaños de ovinos con un número de efec-tivos entre 500-750 fue menor que en los de ta-maño medio (250-500 ovejas) y muy grande(>750 ovejas). Esta situación aparentemente con-tradictoria, puede ser explicada por el mejor tratosanitario dado por los criadores de rebaños degran tamaño a sus animales. Asimismo, cuandola densidad de la población ovina era superior alas 100 ovejas por km2, se observaban valores deseroprevalencias y porcentaje de anticuerpos su-periores a los detectados en las regiones de me-nor densidad ovina. En relación a los niveles deseroprevalencia de los ovinos analizados en Cá-ceres, es de señalar los obtenidos para la comar-ca de Navalmoral de la Mata (37%), siendo am-bos datos significativamente menores respecto alresto de los descritos para las otras comarcas.Podemos vislumbrar que la orografía influye de-cisivamente en el clima de algunas partes de la

región, creando microclimas muyhúmedos en las sierras del norte,particularmente en las comarcas deLa Sierra de Gata, Valle del Am-broz, Hurdes, Valle del Jerte y laVera, donde las precipitacionesson más abundantes, y resultanclaramente un obstáculo para elvuelo de los imagos de O. ovis. Alestudiar la posible relación exis-tente entre la presentación de laparasitación y los potenciales fac-tores predisponentes o desencade-nantes de la alta prevalencia delparásito en Extremadura, se obser-

vó un menor número de animales seropositivosen las localidades que se hallaban a más de 500metros de altitud. Para los caprinos en cambio, ellímite es superior, ya que a partir de los 650 me-tros de altitud, es donde se detectaron los nivelesde prevalencia y porcentaje de anticuerpos meno-res. Es decir, a mayor altitud menor número deanimales positivos a la parasitación. Esto puedeser explicado por las peculiares condiciones cli-máticas que se desarrollan en estas áreas de granaltitud (temperatura, presión atmosférica, co-rrientes de aire, etc.) que no resultan favorablespara la supervivencia y desarrollo de O. ovis.

Resumiendo, O. ovis es un parásito altamentedistribuido entre y dentro de los rebaños de ovi-nos y caprinos analizados en Extremadura. Losresultados obtenidos indican que latitudes meri-dionales (<39´5N), bajas altitudes (<500 metrospara ovino y <650 metros para caprino), grandestamaños de rebaño (>250 ovejas y >30 cabraspor explotación) y una alta densidad de pobla-ción (>100 ovejas y > 7´5 cabras por km2) sonfactores predisponentes para la oestrosis ovina ycaprina.


Modelo polinomial estimado para la distribución de los porcentajes relativos lar-varios y representación de la estación de reproducción de los adultos de O. ovis.(Ganado ovino).


La Asociación de Veterinarios Especialistas en Diagnóstico Laboratorial (AVEDILA) ha elegido este año 2011 laciudad del Puerto de la Cruz (Tenerife-Islas Canarias) para la celebración de su simposio anual.

Como miembros del comité organizador, es para nosotros un honor y un privilegio poder acoger este evento y recibir aun gran número de profesionales dedicados al diagnostico de laboratorio en el ámbito de la sanidad animal.

Los objetivos que nos hemos marcado para este simposio son:

• Propiciar la participación de gran número de profesionales para intercambio de conocimientos científicos.

• Investigar y aplicar nuevas tecnologías diagnósticas que resuelvan con mayor eficacia y eficiencia losproblemas relacionados con la sanidad animal y la seguridad alimentaria.

• Ampliar nuestros conocimientos, no solo a nuevas técnicas y tecnologías de diagnostico sino también aldiagnóstico de enfermedades de especies animales hasta ahora no contempladas en el marco de Avedilacomo la apícola, animales marinos, de compañía y exóticas.

• Dar la oportunidad a cualquier profesional para que aporte trabajos científicos tanto en formato de póster comode comunicación oral.

• Y por último y no menos importante disfrutar de la cortesía y amabilidad del pueblo canario, en estemaravilloso entorno natural.

Simposio Anual


INSCRIPCIÓN AL SIMPOSIO

Los estudiantes de licenciatura de la Facultad de Veterinaria de la Universidad de Las Palmasde Gran Canaria que asistan al Simposio dispondrán de un crédito de libre configuración,y deberán acreditar su situación mediante un documento que enviarán por e-mail, fax ocorreo postal.

CANCELACIONES Y REEMBOLSOS

Las cancelaciones deberán ser realizadas por fax o por correo postal dirigido a la Secretariadel XVI Simposio anual de Avedila. Los reembolsos serán realizados después de finalizardicho evento.

Fecha Cancelación / ReembolsoAntes del 30 de septiembre / Se reembolsará la totalidad del importeDel 1 al 15 de octubre / Reembolso del 50%Después del 15 de octubre / Sin reembolso

RELLENAR UN FORMULARIO PARA CADA PARTICIPANTE AL SIMPOSIO, PUEDE RELLENARLO Y

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Transferencia bancaria a la siguiente entidad:

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Nº Cuenta: 2065 0110 18 1400985773

Beneficiario: ASOCIACIÓN VETERINARIOS ESPAÑOLES

ESPECIALISTAS EN DIAGNOSTICO LABORATORIAL (AVEDILA)

Concepto: “ AVEDILA 2011 + NOMBRE PERSONA INSCRITA”

*Indicar claramente el nombre del participante en el pago de su inscripción.

Tipo de participante Pago antes del Pago después del 22.10.11 22.10.11

Socio 180 € 250 €Socios que presenten 140 € 160 €comunicación o pósterNo socio 230 € 300 €Estudiantes de licenciatura, 150 € 170 €estudiantes de grado, máster y doctorado universitarios

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RESUMEN

La rapidez de los sistemas internacionales de dis-tribución y la gran velocidad a la que se producenlos cambios en las preferencias de los consumido-res pueden facilitar la irrupción de microbios pató-genos y contaminantes químicos que pueden afec-tar a amplios sectores de población. Para prevenirestos sucesos, son necesarios programas de inter-vención modernos y adecuados, que dependencada vez más de la aplicación de técnicas analíticasavanzadas. Sin embargo, son pocas las técnicasavanzadas que han sido adoptadas en el laboratorioconvencional de seguridad alimentaria y diagnósti-co veterinario. La detección rutinaria de enferme-dades veterinarias, patógenos zoonóticos y conta-minantes químicos sigue basándose fundamental-mente en la inspección visual y la técnica deELISA, creada hace casi 42 años. En otros sectoresde las ciencias del laboratorio han surgido nuevasestrategias de análisis que ya están a disposiciónde los laboratorios veterinarios y bromatológicos.

Hoy en día, los tan esperados sistemas de detec-ción multianalito son una realidad. Los ensayos deafinidad con arrays en suspensión actuales permi-ten detectar simultáneamente múltiples patógenoso contaminantes no microbianos en una fracciónde la muestra analizada. Estas técnicas aportanventajas evidentes, como la optimización de recur-sos, la simplificación de la infraestructura del labo-ratorio, la reducción de los errores humanos, y lamayor rapidez de los resultados, con la posibilidadde ofrecer una enorme cantidad de puntos de datosen cada tanda de análisis y cada día. El presente ar-tículo ofrece una visión general de los recientesavances en los sistemas de detección multianalitobasados en arrays en suspensión con microperlas.

La necesidad de medir

Las alarmas alimentarias y los brotes de enfer-medades animales han influido profundamente enlos sectores de la producción animal y alimentaria.Además de poner en práctica la nueva legislación


LA MULTIPLEXACIÓN: UNA NUEVA ESTRATEGIAPARA DETECTAR CONTAMINANTES EN LA

CADENA ALIMENTARIA

Aldert Bergwerff

RnAssays BV, Yalelaan 2, NL-3584 CM Utrecht, Holanda [email protected]


de seguridad alimentaria y veterinaria, agriculto-res, ganaderos, veterinarios y fabricantes de pien-sos y alimentos han adoptado voluntariamente sis-temas como las Buenas Prácticas Veterinarias(GVP, por sus siglas en inglés), el Análisis de Peli-gros y Puntos Críticos de Control (APPCC) y laGestión de la Calidad Total (TQM, por sus siglasen inglés). Tales sistemas deberían garantizar la se-guridad en todos los eslabones de la cadena de pro-ducción, pero ninguna estrategia de intervenciónresulta eficaz si no se evalúa la situación en lospuntos críticos de control del sistema. En muchassituaciones, en particular en la exportación de pro-ductos animales, la adopción de tales sistemas seha traducido en un incremento de los análisis, conel consiguiente aumento del número de muestras yanalitos. Además, la dinámica del comercio actualexige acortar el tiempo necesario para obtener re-sultados, de tal modo que la presión sobre los labo-ratorios que prestan servicios de análisis ha au-mentado de manera notable.

Muchas partes interesadas, sobre todo los veteri-narios, vienen demandando desde hace tiempo mé-todos más eficaces para detectar analitos en los la-boratorios convencionales. Durante un largo periodoesto ha significado mejorar la sensibilidad, reducirel tiempo de incubación y automatizar el proceso deanálisis. Pero desde el advenimiento de las lla-madas ciencias “-ómicas” (genómica, proteómi-ca, lipidómica, glucómica, etc.) y las nuevas tec-nologías que llevan aparejadas, como los bio-sensores multi-spot, el Departamento de SaludPública Veterinaria de la Universidad de Utrecht(Holanda) se ha preguntado si tales tecnologíaspodrían ser útiles en los laboratorios de seguri-dad alimentaria y diagnóstico veterinario (labo-ratorios VDFS) actuales para afrontar el cre-ciente número de muestras y analitos que es pre-ciso analizar. En otras palabras, ¿cómo podemosestudiar varios agentes perjudiciales para la sa-lud en un solo análisis?

La detección multianalito

Una forma de detectar simultáneamente variosagentes perjudiciales para la salud consiste enrecurrir a técnicas avanzadas como la cromato-grafía de líquidos de alta resolución acoplada aespectrometría de masas en tándem (HPLC-

EM/EM). Sin embargo, hasta hoy esta técnica sóloes adecuada para la detección de contaminantes quí-micos, como por ejemplo los residuos de fármacosveterinarios. Por otra parte, resulta demasiado espe-cífica, relativamente cara y es capaz de procesar unnúmero relativamente pequeño de muestras.

Algunas innovaciones interesantes, consideradascomo la nueva generación de ensayos de afinidadque sucede al EIA y el ELISA, pueden ofrecer unasolución. Los biosensores ópticos multicanal basa-dos en la resonancia de plasmones superficiales(SPR), empleados para monitorizar la unión de bio-moléculas, se han utilizado para detectar microorga-nismos patógenos en las cadenas alimentarias y en elmedio ambiente (Bokken et al., 2003; Bergwerff &Van Knapen, 2006; Jongerius et al., 2002; Thomas etal., 2006). Sin embargo, los biosensores no se amol-dan a las condiciones exigidas por el proceso de aná-lisis en los laboratorios VDFS convencionales.

Otra plataforma que está ganando aceptación entrelos analistas es la citometría de flujo combinada conel uso de partículas fluoróforas. En esta modalidad,el detector no se utiliza para analizar células, sinoque reconoce microperlas uniformes de escasos mi-crómetros de diámetro. Las microperlas se recubrencon ligandos que se unen a una molécula o a un gru-

Figura 1. Composición de la microesfera y del complejo formado en laspruebas de detección de anticuerpos. La superficie de la microesfera está

recubierta de antígenos específicos unidos por enlaces covalentes. El anti-cuerpo primario sintetizado por el sistema inmunitario del animal que está

presente en la matriz analítica se une ex-vivo al ligando específico y, acontinuación, es reconocido a su vez por un anticuerpo indicador anti-

inmunoglobulina marcado con un fluoróforo.

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po molecular para formar un complejo más grande ydetectable (Fig. 1). A diferencia del ELISA, la fija-ción de los ligandos a las microperlas tiene lugarnormalmente a través de enlaces covalentes, que re-fuerzan la estabilidad y mejoran las condiciones de

conservación. En el ELISA, la pared estáti-ca del pocillo actúa como fase sólida, mien-tras que en los ensayos de afinidad con mi-croperlas la fase sólida está constituida pormicroesferas dotadas de una elevada rela-ción superficie-volumen. En una suspen-sión, la interacción del ligando con la dianade la muestra es mucho más dinámica, locual abrevia notablemente el tiempo de in-cubación (de sólo 10-15 min) y reduce elnúmero de reacciones de unión inespecífi-cas (Fig. 2).

El principio del análisis con array en sus-pensión es un espacio bidimensional demicroesferas que difieren en tamaño (pri-mera dimensión) y en la intensidad delfluoróforo intrínseco (segunda dimensión)(Fig. 3A). El citómetro de flujo es capazde contabilizar las microperlas que atra-viesan la celda de flujo y determinar su ta-maño al mismo tiempo. Los haces de láser

que inciden en las microperlas circulantes excitanel fluoróforo de la microperla y el fluoróforo indi-cador del analito. La luz emitida se divide en dife-rentes canales para registrar las dos señales fluo-rescentes procedentes de la microperla (675 nm,


Figura 2. Representación esquemática de la interacción de los analitos con losligandos complementarios unidos a la fase sólida en dos formatos distintos deensayo de afinidad. En el recuadro izquierdo (A) la fase sólida es la pared de unpocillo de una placa de 96 pocillos y el movimiento de los analitos hacia susligandos depende sobre todo de la difusión por movimiento browniano; aunquela placa se agite, la difusión de los analitos se ve obstaculizada por la tensión decizallamiento en las proximidades de la pared del pocillo. Obsérvese asimismo lamagnitud de la unión: ésta tiene lugar a lo largo de una delgada capa de apenasunos centenares de nanómetros. Un pocillo entero de varios milímetros noaumentará la sensibilidad por sí solo. En el recuadro derecho (B) la interacciónde los analitos con sus ligandos se produce en un entorno tridimensional ymucho más dinámico, con una tensión de cizallamiento menor.

Figura 3. (A) Array en suspensión bidi-mensional con varios tamaños de micro-perla (eje X) y diversos niveles de inten-sidad de la luz emitida por el fluoróforode la microperla (eje Y). (B) Resultadodel detector en el que se pueden apreciarlos tres tamaños reconocidos por el apa-rato. (C), (D) y (E) muestran los nivelesde intensidad del fluoróforo intrínseco delas microesferas de 4, 5 y 7 micrómetros,respectivamente.

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roja) y del analito (530 nm, verde). En suma, cadatamaño de partícula lleva asociadas dos respuestasfluorescentes (Fig. 4), una característica que per-mite detectar varios patógenos con una sola mues-tra (véase abajo).

El detector registra las señales captadas en formade “intensidad media de la fluorescencia” (MFI,por sus siglas en inglés), pero a fin de facilitar lacomparación con los resultados del ELISA, la em-presa RnAssays ha desarrollado una fórmula queconvierte estas señales MFI en D.O.%, como si setratasen de los valores porcentuales de densidadóptica utilizados en el ELISA. De forma similar,los métodos basados en microperlas se calibrancon métodos de referencia, lo que permite utilizarvalores de corte (cut-off) idénticos. Así, por ejem-plo, Sal Plex™ puede determinar cinco serogruposdistintos mediante la detección de anticuerpos séri-cos (véase abajo), y a cada uno de esos cinco gru-pos se le puede aplicar el valor de corte habitual de40 D.O.%, que corresponde al empleado en los kitsde ELISA más difundidos para la detección anti-cuerpos frente a Salmonella.

Bacteriología frente a serología

Los vertebrados combaten las infecciones sinteti-zando inmunoglobulinas que reconocen y se unenespecíficamente al agente infeccioso. La detecciónde estos anticuerpos específicos en los líquidoscorporales constituye una estrategia perfectamenteconocida para determinar la presencia de micro-bios patógenos en el ser humano y en los animales.Un claro e importante inconveniente del uso de losanticuerpos como indicadores de una infección ocontaminación radica en el hecho de que la res-puesta humoral puede tardar en ser detectable: enocasiones han de transcurrir hasta diez días desdeel mismo momento de la penetración del patógeno.La existencia de este intervalo de seronegatividadse puede remediar repitiendo el análisis al cabo deun tiempo (como sucede en microbiología clínicahumana para diagnosticar el VIH, la hepatitis o laenfermedad de Lyme) o, si se analiza una pobla-ción, extrayendo muestras de varios individuos (obien combinando ambas estrategias).

En las explotaciones porcinas holandesas, la ex-tracción de muestras de sangre de una piara es un


Figura 4. Datos brutos del citómetro de flujo que muestran el tamaño de la microesfera (A) y las intensidades del fluorescente fijadoque identifican a la microperla analizada (B), así como la intensidad de los analitos capturados (recuadros pequeños de C) corres-pondientes a los serogrupos de salmonela B, C1, C2, D y E, Toxoplasma gondii y Trichinella spiralis (de izquierda a derecha). Laintensidad de la florescencia (eje X) es una escala logarítmica y es proporcional a la cantidad de material unido. El número demicroperlas aparece indicado en el eje Y. Los datos brutos son procesados por el programa informático y comparados con las res-puestas de una mezcla de sueros de referencia que se procesa de forma paralela en cada placa de 96 pocillos, y finalmente se expre-san en forma de valores de D.O.% que son proporcionales y directamente comparables con los resultados del ELISA.

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método habitual para detectar enfermedades y pa-tógenos zoonóticos como Salmonella enterica spp.Otra alternativa útil cuando no se dispone de san-gre, como sucede en las canales tras el sacrificio,consiste en aprovechar la presencia de anticuerposextracelulares en los tejidos escogiendo para ellouna matriz analítica como el goteo de la carne.

Desde hace años el control microbiológico de lasbacterias como Salmonella en los animales de pro-ducción es objeto de debate entre los partidarios delos métodos serológicos, basados en la detecciónde anticuerpos, y los defensores de los métodosbacteriológicos, basados en el cultivo selectivo,acerca de cómo deben ser evaluados y utilizadossus resultados. La bacteriología ofrece el estadoreal, pero en muchos casos carece de la sensibili-dad necesaria. Por su parte, la detección de anti-cuerpos nos revela la historia de la infección, perosiempre tiene en su contra el intervalo de seronega-tividad que transcurre entre el inicio de la infec-ción y la aparición de la respuesta humoral detec-table (seroconversión).

En general se acepta que la sensibilidad de losmétodos de cultivo en la práctica veterinaria ordi-naria suele ser bastante baja, del orden del 50% al60% basándose en varias muestras cecales, lo quesignifica que la sensibilidad de los análisis indivi-duales es todavía menor (Baggesen and Wegener,1994; Baggesen et al., 2000). Las células bacteria-nas pueden eludir la detección y la inactivación,sobre todo en los entornos muy complejos. La de-tección puede ser difícil en las piaras que sufrenuna infección subclínica, una situación mucho másfrecuente que las afectadas por una sintomatologíamanifiesta. Las bacterias suelen excretarse intermi-tentemente y en muy bajo número a través de lasheces, y la flora saprófita competitiva, como lascoliformes, puede predominar sobre la bacteria deinterés, la cual, además, puede resultar dañada porla dureza de la matriz ambiental. Por otra parte, lafrecuente presencia de portadores latentes o excre-tores intermitentes reduce la sensibilidad del méto-do aplicado a la piara. Por tanto, un resultado sero-lógico positivo, que en esta comparación podríaconsiderarse como un “falso positivo”, podría muybien representar una infección real que no pudo serdetectada en las muestras bacteriológicas (Salin-pork, 2002).

La seroconversión aparece generalmente duranteel último tercio de la fase de engorde de los cerdos(Beloeil et al., 2003; Berends et al., 1996), mien-tras que la excreción del patógeno suele acaecerdurante la primera mitad del período de engorde.Esto sugiere que la excreción de salmonela prece-de a la seroconversión (Beloeil et al., 2003; Kran-ker et al., 2002). A diferencia de lo que sucede conlos métodos de cultivo, los anticuerpos frente a sal-monela también se pueden detectar en los cerdosportadores que excretan pocas o ninguna bacteria.

La elección de las técnicas serológicas o bacte-riológicas como método de control de las zoonosisdepende básicamente del propósito que persiga elcontrol de las bacterias en cuestión. En los contro-les en proceso, como sucede en el engorde de loscerdos, la serología ha demostrado ser más eficaz,mientras que el control del producto queda mejorgarantizado mediante el análisis bacteriológico di-recto del antígeno. Las ventajas e inconvenientesde las técnicas bacteriológicas y serológicas care-cen de interés en este contexto, ya que el programade intervención escogido permite remediar los in-convenientes y aprovechar las ventajas respectivas.De hecho, varios estudios han llegado a la conclu-sión de que a pesar de la aparente discrepancia ob-servada a nivel individual, la detección de anticuer-pos y el cultivo microbiológico ofrecen una con-cordancia satisfactoria cuando se aplican a nivel dela piara (Davies et al., 2003; Farzan et al., 2007).No obstante, cabe señalar que en contraste con loanterior, también se han descrito discrepancias en-tre ambos métodos en el análisis de piaras (EFSAOpinion, 2006).

Los modernos programas de intervención utiliza-dos en el sector primario de la cadena de produc-ción animal suelen estar centrados en los controlesen proceso y dejan a un lado el control del produc-to. Varios estudios han demostrado que los contro-les en proceso basados en los análisis serológicospueden garantizar la calidad y la seguridad del pro-ducto final animal con gran eficacia y mejor quelos análisis bacteriológicos de los ganglios linfáti-cos, el contenido cecal o las heces (Beloeil et al.,2003; EFSA, 2008; Swanenburg, 2000). El mues-treo, la integridad, estabilidad y representatividadde las muestras, así como la velocidad de procesa-miento de las mismas, sobre todo antes del sacrifi-


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cio, son mejores en los análisis de anticuerpos queen los métodos de control bacteriológicos. Y lomismo puede decirse de la sensibilidad.

De lo anterior es posible extraer varias conclu-siones. No es acertado valorar el resultado seroló-gico de un individuo obtenido en un solo tiempode muestreo; los resultados serológicos deben serevaluados a nivel colectivo otorgando a las explo-taciones una categoría de seguridad concreta,como pueda ser la de exenta, sospechosa o infec-ción confirmada por Salmonella. Esta es la meto-dología que han adoptado las autoridades danesasy que otros países están secundando.

Cabe señalar que esto atañe a los antígenos másadecuados para los análisis serológicos. Desde elpunto de vista de la protección de la salud animaly humana, esto significa que la sensibilidad esmás importante que la especificidad. Por ejemplo,la detección de los antígenos O de Salmonella(LPS) es preferible a la de los antígenos H (antí-genos flagelares), porque los primeros ofrecenmás sensibilidad, frente a la mayor especificidadde los segundos.

Detección de bacterias, virus y parásitosmediante arrays en suspensión conmicroperlas

El análisis de suero, plasma o goteo de la carnemediante arrays en suspensión con microperlaspermite detectar una amplia gama de anticuerposespecíficos en una sola muestra y con un solo aná-lisis. Dependiendo de la región geográfica, se pue-den plantear combinaciones para detectar Actino-bacillus pleuropneumonia, gripe porcina (SI), sín-drome reproductivo y respiratorio porcino(PRRSv), circovirus II (PCV 2) o virus de Au-jeszky (PRV), Mycoplasma hyopneumoniae, etc.La empresa RnAssays ha comenzado a combinardiferentes análisis, como por ejemplo Salmonellaenterica de los serogrupos B, C1, C2, D y E, Toxo-plasma gondii y Trichinella spiralis (Fig. 4) y po-dría combinarlos con los kits listos para usar delPRRSv y Taenia solium.

Mientras que el ELISA convencional detecta losantígenos B, C1 y D, o incluso únicamente los detipo B y D, Sal Plex™ de RnAssays amplía la co-bertura de serogrupos a los tipos C2 y E hastaabarcar la práctica totalidad de serovariedades de

salmonela animal cau-santes de toxiinfeccio-nes alimentarias. EnEspaña, en particular,destacan las serovarie-dades del serogrupo E.

Sal Plex™ es un kitcomercial de microper-las comercializado porRnAssays. El kit con-tiene cinco microperlasque representan los cin-co principales serogru-pos de interés alimenta-rio: B, C1, C2, D y E.Como se puede ver, in-cluye los serogrupos C2y E, que no contemplanlos habituales kits deELISA para anticuer-pos frente a Salmone-lla. Los serogrupos C2y E son importantes enla Península Ibérica, ya


Tabla 1. Análisis de anticuerpos frente a Salmonella con elELISA del fabricante ‘I’ (I-ELISA) y con Sal Plex™ en muestras

basales de suero porcino obtenidas como parte de un estudio epidemiológico en 2007 (N = 971) y 2009 (N = 1.273).

El rendimiento de los ensayos se comparó. El cálculo de la sensibilidad relativa (SE), la especi-ficidad (SP) y la exactitud (AC) se efectuó considerando como método de referencia el I-ELISA.La prueba de McNemar evalúa la correlación de los porcentajes de positivos entre los kits deanálisis, y sólo si esta prueba no revela una diferencia significativa se calcula el índice kappade Cohen. Este índice indica la concordancia interensayo y se interpreta del modo siguiente: < 0,2, mala; 0,2-0,4, regular; 0,4-0,6, moderada; 0,6-0,8, buena; 0,8-1,0, excelente.

I-ELISA (n = 971) I-ELISA (n = 1.273)

SP 95% 97%SE 69% 74%AC 92% 94%

P = 0,910 P = 0,428Prueba de McNemar significativamente significativamente

no distinto no distintoÍndice kappa de Cohen 0,64 0,72

(buena concordancia) (buena concordancia)Positivos detectados por 13%(124)/13%(124) 12,1%(154)/12,7%(162)

Sal Plex™/I-ELISAValor predictivo negativo 95% 96,2%

Sal

Ple

x™

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que en el estudio epidemioló-gico de salmonela realizado en2008 representaron el 13,9% yel 24,9% de las contaminacio-nes detectadas en las explota-ciones de reproductores(EFSA, 2009). Las series demuestras de suero porcino seanalizaron con el ELISA habi-tual (I-ELISA) y con el ensayoSal Plex™ (Tabla 1). La con-cordancia entre ambas pruebasfue buena y ambos ensayosofrecieron un número muy pa-recido de resultados positivos.

A diferencia del ELISA, el kit Sal Plex™ pue-de indicar el número de positivos de cada sero-grupo (Tabla 2). De ese modo, el kit Sal Plex™reveló algunos casos de doble infección en algu-nos animales, que fueron confirmados por los co-rrespondientes coprocultivos selectivos (artículoen preparación).

De modo similar, una serie de muestras de goteode la carne procedentes del Reino Unido se anali-zaron con el S-ELISA de otro fabricante y elkit Sal Plex™ (Tabla 3). El estudio compara-tivo reveló de nuevo un rendimiento favora-ble, con una buena exactitud relativa y con-cordancia entre ambos ensayos. Para ilustrarla concordancia entre los dos kits de ELISA,la Tabla 3 muestra la comparación de los re-sultados obtenidos con los kits comerciales deI-ELISA y L-ELISA de una serie de suerosprocedentes de cerdas españolas. Las diferen-cias en los resultados de las muestras indivi-duales analizadas con los distintos modelosde ELISA son previsibles, tal y como señalael laboratorio de referencia comunitario(CRL) en el caso de la salmonela y los kitsHerdChek Swine Salmonella Antibody Test,Salmotype PigScreen y Vetsign Porcine Sal-monella (Berk et al., 2008).

A pesar de las diferencias observadas a ni-vel individual con los distintos kits de detec-ción de anticuerpos frente a Salmonella, estosensayos ofrecen resultados idénticos cuandose analizan piaras (Farzan et al., 2007). Este

hecho también se ve reflejado aquí por el porcenta-je de resultados positivos hallados en una serie demuestras (véanse las Tablas 1, 3 y 4).

Aparte de Salmonella, RnAssays ha desarrolla-do el kit Blue Plex™ para la detección de anti-cuerpos frente al PRRSv, que formó parte del en-sayo interlaboratorial organizado por los Servi-cios de Salud Animal (GD, Deventer, Holanda)en 2010. Este kit de análisis diferencia las cepasde la UE y de US por medio de dos microperlas.


Tabla 2. Distribución de los positivos para Salmonella detectadoscon Sal Plex™ en muestras basales de suero porcino obtenidas

en el curso de un estudio epidemiológico en 2007 (N = 971).

Los números de positivos de esta tabla triplican con creces los de la Tabla 1, lo cualrefleja las coinfecciones confirmadas por el cultivo selectivo de estos animales.

Serogrupo Número Porcentaje de positivos con Sal Plex™ (%)

B 107 11,0C1 5 0,5C2 2 0,2D 12 1,2E 1 0,1

Tabla 3. Análisis de anticuerpos frente aSalmonella en muestras de goteo de la carneprocedentes de cerdos británicos (N = 544)

con el ELISA del fabricante ‘S’ (S-ELISA) ycon Sal Plex™.

El rendimiento de los ensayos se comparó. Para más detalles véaseel texto de la Tabla 1.

S-ELISA (n = 544)

SP 94%SE 83%AC 90%

P = 0,688Prueba de McNemar significativamente

no distinto Índice kappa de Cohen 0,78

(buena concordancia)Positivos detectados por 33,8%(181)/35,5%(193)

Sal Plex™/I-ELISAValor predictivo negativo 91%

Sal

Ple

x™

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El kit Bleu Plex™, al igual que los ensayosde microperlas que detectan Trichinella spi-ralis y Toxoplasma gondii, se puede combi-nar con el kit Sal Plex™ para ofrecer nuevepuntos de datos, con un tiempo de prepara-ción que ronda los 40 min y un procesa-miento por el detector de 50 min. Así pues,un sistema automatizado capaz de procesar24 placas puede generar más de 20.000puntos de datos al día. El análisis de unaserie relativamente grande de muestras desuero procedentes de cerdos de crianzaecológica de Europa Occidental (Tabla 5)reveló, como era de esperar, unos nivelesmás elevados de salmonela y toxoplasmaque en los cerdos criados con métodosconvencionales, debido al contacto más in-tenso con el entorno que tiene lugar en esetipo de explotaciones.

Detección de agentes no microbianosmediante arrays en suspensión con micro-perlas

Aparte de los riesgos microbiológicos, los ali-mentos pueden resultar contaminados por agentesno microbianos debido a la polución ambiental(contaminantes orgánicos persistentes, pesticidas ytoxinas) o al uso deliberado de sustancias comofármacos veterinarios en los animales destinados ala producción alimenticia. Entre la multitud de cla-ses de medicamentos veterinarios, los antibióticosse encuentran en el punto de mira porque en el de-bate entablado sobre cómo combatir las nuevasbacterias resistentes a antibióticos que afectan alser humano, la aplicación veterinaria de sustanciasantibacterianas ha recibido numerosas críticas. Araíz de ello, se ha prohibido el uso de los antibióti-cos como aditivos alimentarios para promover el

crecimiento, pero sin duda el debate, lejos de aca-bar aquí, acabará imponiendo más restricciones aluso de los antibacterianos en los animales destina-dos a la producción de alimentos, probablementepor ley.

Un reglamento o ley sin vigilancia ni inspecciónno suele cumplirse y los servicios de inspecciónbuscan métodos para garantizar la aplicación efec-tiva de las restricciones y prohibiciones impuestaspor la ley. Además del control de los aditivos ali-mentarios y el autocontrol de los residuos, la ins-pección lleva a cabo planes nacionales de segui-miento para detectar concentraciones prohibidas deresiduos en miel, huevos, grasa, riñones, hígado,carne y leche. Los laboratorios implicados dispo-nen de varias opciones para analizar los animales o


Tabla 5. Análisis de muestras de suero procedentes de cerdos engordados en un sistema deproducción ecológico (N = 3.720). Las muestras se analizaron para detectar Salmonella,Toxoplasma yTrichinella en una sola tanda de análisis y con una fracción de la muestra.

Salmonella Salmonella Salmonella Salmonella Salmonella Toxoplasma Trichinella

serogrupo B serogrupo C1 serogrupo C2 serogrupo D serogrupo E

Número de muestras 1719 302 102 739 323 141 0positivasSeroprevalencia 42,1% 2,0% 0,6% 4,0% 1,8% 3,8% 0%aparente

Tabla 4. Análisis de muestras de suero procedentes de cerdas (N = 338) mediante

el ELISA de los fabricantes ‘L’ (L-ELISA) e ‘I’ (I-ELISA).

El rendimiento de los análisis se comparó del modo descrito en laTabla 1. Dado que la prueba de McNemar demostró una diferenciasignificativa entre los resultados de ambos ensayos, no se calculó elíndice kappa de Cohen.

I-ELISA (n = 338)

SP 74SE 69AC 71

Prueba de McNemar 5,6 (P = 0,018)distinto

Positivos: 52% / 59%L-ELISA/I-ELISA

L-E

LIS

A

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los productos alimenticios en busca de residuos deantibióticos.

Una estrategia consiste en utilizar los métodosavanzados de cromatografía de líquidos acoplada aespectrometría de masas (CL-EM), que se han ga-nado un lugar en los laboratorios de análisis de re-siduos desde finales de la década de 1990. Los pro-gresos logrados en las interfaces y en la cromato-grafía de líquidos han posibilitado el análisissimultáneo de múltiples residuos (véase un ejem-plo en Kaufman et al., 2010). Pero a pesar de elloesta técnica todavía se considera compleja, y suamortización exige procesar un enorme número demuestras a diario, pese a que su capacidad de pro-cesamiento es relativamente baja (como mucho dealgunas decenas de muestras al día), por lo quedisponer de algunas muestras de menos puedecomportar sustanciosas pérdidas económicas. Asi-mismo, la complejidad del instrumental hace quelas averías sean relativamente frecuentes.

Este tipo de métodos sólo detectan lo que estánprogramados para detectar. En la práctica esto sig-nifica que la selección de los residuos detectablesdepende en gran medida de que puedan ser extraí-dos de la matriz analítica mediante cartuchos defase sólida y de que sus características fisicoquími-cas hagan posible su separación en una columna decromatografía de líquidos y su ionización en un es-pectrómetro de masas.

Una estrategia clásica utilizada desde hace tiem-po para ampliar la especificidad del método a to-dos los tipos de sustancias antibacterianas, son lasdiversas modalidades del principio de inhibicióndel crecimiento bacteriano. Los halos de inhibicióndel crecimiento que aparecen tras la incubación deuna fracción de la muestra con un microorganismoindicador sensible, revelan la presencia de una sus-tancia antibacteriana. Ejemplos de métodos basa-dos en este principio son el ensayo multiplaca (3 ó4 placas), el Premi Test™ o el ensayo de antibióti-cos de Nouws (NAT). Aunque el ensayo NAT haconseguido solventar muchos de los problemas deestos métodos, como era la insensibilidad a las(fluoro)quinolonas, la especificidad a y el límite dedecisión único para todos los antibióticos (prohibi-dos y aceptables), los ensayos de inhibición delcrecimiento siguen requiriendo tiempos de incuba-ción de un día, excepto en el caso del Premi Test™(3 horas).

Para obtener información acerca de la naturale-za y la concentración de los residuos se utilizanensayos de afinidad específicos para determina-dos compuestos, como son los ELISA. Los ensa-yos de afinidad utilizan moléculas de fijacióncomo enzimas (beta-lactámicos), receptores (te-traciclinas) o anticuerpos. Las tiras reactivas y losdispositivos de flujo lateral con opción para anali-zar múltiples residuos, como el TwinsensorBT(www.twinsensor.com), generan los resultados


Tabla 6. Valores del rendimiento de Residue Plex™ obtenidos antes del lanzamiento delproducto. Todos los valores se expresan en µg/kg.

a Nivel de rendimiento mínimo requerido.

Residuo CI50 en carne LMR en carne CI50 en riñón LMR en riñón CI50 en tampón

Tetraciclina 1,5 100 25 2,4Doxiciclina 5,4 100 - 600 2,6Oxitetraciclina 100 - 600 2,6Flumequina 200 107 1500Norfloxacino 0,45 - - -Danofloxacino - 200 - 400 1,1Enrofloxacino - 100 - 200 0,01Ácido oxolínico - 100 - - 6,4Cloramfenicol 0,2 0,3a 2 -Tiamfenicol - 50 - - 5,4Florfenicol - 200 300 1,0

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con rapidez (a veces en sólo 3 min.), pero no sue-len ofrecer datos precisos de la concentración.

RnAssays y sus socios están elaborando un arrayen suspensión para detectar las familias de antibióti-cos más importantes, como las tetraciclinas, beta-lactámicos, sulfonamidas, anfenicoles, aminoglucó-sidos, macrólidos, etc. Los resultados obtenidos an-tes del lanzamiento del producto ofrecen valores desensibilidad que abarcan holgadamente los límitesmáximos de residuo (LMR) establecidos, y ello conuna sencilla preparación de la muestra (Tabla 6).

Análisis de microbios patógenos con citometríade flujo

Además de la determinación de microesferasmodificadas la citometría de flujo puede detectar lainfección, no indirectamente a través de los anti-cuerpos, sino directamente mediante la detecciónde la célula causante. Después del cultivo y el ais-lamiento selectivos de las bacterias patógenas conmétodos convencionales, la citometría de flujo seerige como una herramienta ideal para identificar ycontabilizar el patógeno, que además, permite ob-tener el resultado con más rapidez que los métodosordinarios basados en la PCR, en menos de 24 ho-ras. Empleado de esta forma, el detector del citó-metro constituye un instrumento extremadamenteversátil que permite realizar análisis complementa-rios (detección directa e indirecta de antígenos) yanálisis de contaminación por agentes no micro-bianos, como residuos químicos.

Garantía de calidad y seguridad del productocon la multiplexación con microperlas

Uno de los motivos primordiales que deciden alos interesados a invertir en los sistemas de cito-metría de flujo con arrays en suspensión es lasencillez del control de calidad y de la seguridaden las piaras, que satisface plenamente los requi-sitos de ciertos sistemas de producción. Lascombinaciones flexibles destinadas a detectarcierto número de enfermedades animales y pató-genos zoonóticos pueden, por ejemplo, avalar laproducción de los llamados animales libres depatógenos específicos (SPF), un sistema de pro-ducción que está siendo instaurando en Dina-marca. Asimismo, también puede respaldar la

crianza ecológica, ya que los animales criadosde esta manera son más sensibles a determina-dos microbios ambientales, como Toxoplasmagondii, Taenia solium y Trichinella spp. A esterespecto, la detección de toxoplasmas puede serun indicador del nivel de bioseguridad de la ex-plotación, la región o la línea de producción.

El análisis del perfil de residuos derivados deun espectro de medicamentos veterinarios per-mite declarar los productos alimenticios comoexentos de residuos detectables, lo que puedesuponer un valor añadido del producto para elconsumidor exigente.

CONCLUSIONES

La detección multianalito ha llegado al mercadode los análisis rutinarios de diagnóstico veterina-rio y seguridad alimentaria. Las posibilidades quebrindan los ensayos de afinidad basados en la ci-tometría de flujo con arrays en suspensión de mi-croperlas son virtualmente ilimitadas. La resolu-ción del citómetro permite analizar cinco micro-perlas de tamaño distinto y 12 grados defluorescencia para cada una de ellas, lo cual supo-ne hasta 60 analitos por muestra en una sola tandade análisis. Ello ofrece un espacio de análisis su-ficiente para caracterizar simultáneamente todaslas enfermedades animales y zoonosis relevantes.En nuestro laboratorio se puede procesar en unbucle anidado algo más de una placa de 96 poci-llos por hora, 24 placas al día. Así pues, en teoría,la tecnología de RnAssays puede ofrecer más de138.000 puntos de datos de analitos con una solaplataforma automatizada. ¿Qué otro instrumentoanalítico de diagnóstico veterinario y análisis bro-matológico puede ofrecer estas prestaciones?

AGRADECIMIENTOS

El autor desea expresar su agradecimiento al so-cio de RnAssays CER Groups SA de Marloie (Dr.V. Delahu y Dr. P. Delahaut) y a sus equipos deI+D, Productos y Registros (Dr. G. Cacciatore yDr. S. Atanasova), así como al Dr. H. Arguello Ro-dríguez y H. Ballantine Dykes por sus esmeradastraducciones.


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REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICASBAGGESEN DL, SANDVANG D, AARESTRUP FM (2000)Characterization of Salmonella enterica serovar TyphimuriumDT104 isolated from Denmark and comparison with isolatesfrom Europe and the United States, J Clin Microbiol 38:1581-6.

BAGGESEN DL, WEGENER HC (1994) Phage types of Salmo-nella enterica ssp. enterica serovar Typhimurium isolated fromproduction animals and humans in Denmark, Acta Vet Scand35: 349-54.

BELOEIL PA, CHAUVIN C, PROUX K, ROSE N, QUEGUI-NER S, EVENO E, HOUDAYER C, ROSE V, FRAVALO P,MADEC F (2003) Longitudinal serological responses to Salmo-nella enterica of growing pigs in a subclinically infected herd,Prev Vet Med 60: 207¬26.

BERENDS BR, URLINGS HAP, SNIJDERS JMA, VAN KNA-PEN F (1996) Identification and quantification of risk factors inanimal management and transport regarding Salmonella spp.in pigs, Int J Food Microbiol 30: 37-53.

BERGWERFF AA, VAN KNAPEN F (2006) Surface PlasmonResonance Biosensors for Detection of Pathogenic Microorga-nisms: Strategies to Secure Food and Environmental Safety, JAOAC Int 89: 826-831.

BERK PA, VAN DER HEIJDEN HMJF, MOOIJMAN KA (2008)Comparability of different ELISAs on the detection of Salmo-nella spp. antibodies in meat juice and serum, RIVM Report330604007/2008, pp 84.

BOKKEN GCAM, CORBEE RJ, VAN KNAPEN F, BERG-WERFF AA (2003) Immunochemical detection of Salmonellagroup B, D and E using an optical surface plasmon resonancebiosensor, FEMS Microbiol Lett 222: 75-82.

DAVIES RH, HEATH PJ, COXON SM, SAYERS AR (2003) Eva-luation of the use of pooled serum, pooled muscle tissue fluid(meat juice) and pooled faeces for monitoring pig herds forSalmonella, J Appl Microb 95: 1016-1025

DOHOO I, MARTIN W, STRYHN H (2009) Veterinary Epide-miologic Research, AVC Inc, Charlottetown, Canada, pp 799.EFSA (2006) Opinion of the Scientific Panel on BiologicalHazards on "Risk assessment and mitigation options of Salmo-nella in pig production" , EFSA J 341: 1-131.

EFSA TASK FORCE ON ZOONOSES (2008) Report of the TaskForce on Zoonoses Data Collection on the analysis of the base-line survey on the prevalence of Salmonella in slaughter pigs,in the EU, 2006-2007. Part A: Salmonella prevalence estimates,EFSA J 135: 1-111.

EFSA (2009) Analysis of the baseline survey on the prevalenceof Salmonella in holdings with breeding pigs in the EU, 2008.Part A: Salmonella prevalence estimates, EFSA J 7:1377.

FARZAN A, FRIENDSHIP RM, DEWEY CE (2007) Evaluationof enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) tests and cul-ture for determining Salmonella status of a pig herd, Epide-miol Infect 135: 238-244.

JONGERIUS-GORTEMAKER BGM, GOVERDE RLJ, VANKNAPEN F, BERGWERFF AA (2002) Surface plasmon reso-nance (BIACORE) detection of serum antibodies against Sal-monella enteritidis and Salmonella typhimurium. J ImmunolMeth 266: 33-44.

KAUFMAN A, BUTCHER P, MADEN K, WALKER S, WID-MER M (2010) Development of an improved high resolutionmass spectrometry based multi-residue method for veterinarydrugs in various matrices, Anal Chim Acta, en imprenta.

KRANKER S, ALBAN L, BOES J, DAHL J (2002) Longitu-dinal investigation of Salmonella typhimurium in integra-ted swine herds, In: Proceedings of the 17th InternationalPig Veterinary Society Congress, Ames, IA, June 2-5, 2002:317.

SALMONELLA IN PORK (SALINPORK), (2002) Contract no:FAIR1 CT95-0400: Pre-harvest and Harvest Control Optionsbased on Epidemiologic, Diagnostic and Economic Research,Final Report, Lo Fo Wong DMA, Hald T (Eds.), EuropeanUnion, Brussels, 2002.

SWANENBURG M (2000) Salmonella in the pork productionchain: sources of Salmonella on pork, Thesis, Utrecht Univer-sity, The Netherlands. Thomas A, Bouma A, Van Eerden E,Landman W.J.M., Van Knapen F., Stegeman A,

BERGWERFF AA (2006) Detection of egg yolk antibodiesreflecting Salmonella enteritidis infections using a surfaceplasmon resonance biosensor, J Immunol Meth 315: 68-74.


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