Contribución al manejo integrado de ácaros tetraníquidos ...3.2.1 Origen de los individuos ........

Mª Elena Martínez Villar

Ignacio Pérez Moreno y Vicente Santiago Marco Mancebón

Facultad de Ciencias, Estudios Agroalimentarios e Informática

Agricultura y Alimentación

Título

Director/es

Facultad

Titulación

Departamento

TESIS DOCTORAL

Curso Académico

Contribución al manejo integrado de ácaros tetraníquidos(Acari: Tetranychidae) que afectan a frutales de clima

templado

Autor/es

© El autor© Universidad de La Rioja, Servicio de Publicaciones, 2016

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Contribución al manejo integrado de ácaros tetraníquidos (Acari: Tetranychidae) que afectan a frutales de clima templado, tesis doctoral

de Mª Elena Martínez Villar, dirigida por Ignacio Pérez Moreno y Vicente Santiago MarcoMancebón (publicada por la Universidad de La Rioja), se difunde bajo una Licencia Creative Commons Reconocimiento-NoComercial-SinObraDerivada 3.0 Unported.

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UNIVERSIDAD DE LA RIOJA

DEPARTAMENTO DE AGRICULTURA Y ALIMENTACIÓN

Contribución al manejo integrado de ácaros

tetraníquidos (Acari: Tetranychidae) que

afectan a frutales de clima templado

TESIS DOCTORAL

Mª Elena Martínez Villar

UNIVERSIDAD DE LA RIOJA

DEPARTAMENTO DE AGRICULTURA Y ALIMENTACIÓN

Contribución al manejo integrado de ácaros

tetraníquidos (Acari: Tetranychidae) que afectan a

frutales de clima templado

Memoria presentada por Mª ELENA MARTÍNEZ VILLAR para optar al grado de Doctora por la Universidad de La Rioja

Fdo.: Mª Elena Martínez Villar

Vº Bº del Director Vº Bº del Director

Fdo.: Ignacio Pérez Moreno Fdo.: Vicente S. Marco Mancebón

AGRADECIMIENTOS

Gracias, en primer lugar, a mis directores, compañeros y amigos, Vicente

Marco e Ignacio Pérez, por su confianza, inmensa ayuda y apoyo durante de estos

largos años.

Agradecer también a todos los compañeros que han pasado por los laboratorios

en los que se ha desarrollado este trabajo. Primero en el de Hortofruticultura y

Jardinería, en los denominados Laboratorios ITA, donde se compaginaba la labor

investigadora con la docente y, posteriormente, en el de Protección de Cultivos, con

dedicación únicamente investigadora. Prefiero no hacer una enumeración para evitar

olvidos involuntarios, pero sí quiero agradecer a los primeros que pasaron por ellos y

que contribuyeron a crear “grupo de trabajo”, Javier Sáenz de Cabezón y Fernando

Moreno, sus consejos e inestimable ayuda.

Gracias, también, a todos los compañeros del Área de Producción Vegetal, y a

aquellos compañeros del Departamento de Agricultura y Alimentación que han estado

animándome continuamente, sin dejar que tirara la toalla.

Muchas gracias, de corazón, a mis tíos, Amalia y Anacleto, sin cuya

generosidad hoy no estaría aquí.

Agradecer, igualmente, a mis padres, Serafín y Alicia, y a mi hermana Alicia,

por todo el cariño que me han dado, y porque siempre han estado cuando les he

necesitado.

Gracias, por último, a mis chicos, Rubén y Óscar, y a mi chica, Irene, por sufrir

pacientemente mis ausencias y mis variados estados de ánimo, mil gracias por

vuestra comprensión y apoyo.

ÍNDICE

I

ÍNDICE DE TABLAS .................................................................................................. V

ÍNDICE DE FIGURAS ............................................................................................... IX

RESUMEN ............................................................................................................... XIII

SUMMARY ............................................................................................................. XVII

1 INTRODUCCIÓN .................................................................................................... 1

1.1 Agricultura sostenible. Producción integrada y manejo integrado de plagas: hacia un nuevo modelo de agricultura ............................................ 1

1.2 Los ácaros como plagas de los cultivos frutales ........................................ 4

1.3 Tetranychus urticae Koch .............................................................................. 9 1.3.1 Sistemática .................................................................................................................. 10

1.3.2 Descripción morfológica .............................................................................................. 10

1.3.3 Biología y ecología....................................................................................................... 11

1.3.4 Síntomas y daños ........................................................................................................ 13

1.3.5 Métodos de control ...................................................................................................... 13

1.4 Panonychus ulmi Koch ................................................................................ 16 1.4.1 Sistemática .................................................................................................................. 17

1.4.2 Descripción morfológica .............................................................................................. 17

1.4.3 Biología y ecología....................................................................................................... 18

1.4.4 Síntomas y daños ........................................................................................................ 20

1.4.5 Métodos de control ...................................................................................................... 21

1.4.6 Métodos de cría de P. ulmi .......................................................................................... 23

1.5 Plaguicidas biorracionales ........................................................................... 25 1.5.1 Benzoilfenilureas.......................................................................................................... 25

1.5.2 Azadiractina ................................................................................................................. 29

1.6 Lucha microbiológica ................................................................................... 34 1.6.1 Beauveria bassiana ..................................................................................................... 34

2 OBJETIVOS .......................................................................................................... 37

3 MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................. 39

3.1 Evaluación de los efectos de distintos acaricidas sobre Tetranychus urticae ............................................................................................................ 39

3.1.1 Cría masiva de T. urticae ............................................................................................. 39

ÍNDICE

II

3.1.2 Sincronización de cohortes .......................................................................................... 39 3.1.2.1 Bioensayos con adultos .............................................................................................. 39 3.1.2.2 Bioensayos con formas activas inmaduras ................................................................. 40 3.1.2.3 Bioensayos con huevos ............................................................................................... 40

3.1.3 Productos fitosanitarios ensayados y condiciones de los bioensayos ........................ 40

3.1.4 Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre adultos ...................... 42

3.1.5 Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre huevos ...................... 43

3.1.6 Evaluación del efecto del flufenoxurón y de la azadiractina sobre protoninfas y deutoninfas .................................................................................................................. 44

3.1.7 Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre los parámetros de la tabla de vida ................................................................................................................. 45

3.1.8 Evaluación de la compatibilidad del flufenoxurón y de la azadiractina con Beauveria bassiana ....................................................................................................................... 47

3.2 Evaluación de diferentes parámetros biológicos de Panonychus ulmi ... 49 3.2.1 Origen de los individuos .............................................................................................. 49

3.2.2 Evaluación de la capacidad de incremento poblacional en función del huésped ....... 50

3.2.3 Influencia de la temperatura y del fotoperiodo en la salida de la diapausa de huevos hibernantes de Panonychus ulmi ................................................................................. 53

3.2.4 Predicción de la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus ulmi ................... 55

3.3 Métodos estadísticos para el análisis de los resultados ........................... 58 3.3.1 Comparación de medias .............................................................................................. 58

3.3.2 Corrección de la mortalidad ......................................................................................... 58

3.3.3 Análisis de regresión ponderada Probit ....................................................................... 58

3.3.4 Tabla de vida y parámetros poblacionales .................................................................. 60

3.3.5 Compatibilidad de acaricidas con Beauveria bassiana ............................................... 62

3.3.6 Influencia de la temperatura y el fotoperiodo en la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus ulmi. ................................................................................................... 63

4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE

Tetranychus urticae ............................................................................................ 65

4.1 Resultados ..................................................................................................... 65 4.1.1 Caracterización de la actividad acaricida mediante análisis Probit ............................. 65

4.1.2 Influencia de la edad del huevo sobre la eficacia de los acaricidas ............................ 70

4.1.3 Efecto de concentraciones subletales ......................................................................... 71 4.1.3.1 Efecto sobre fecundidad, fertilidad y longevidad de adultos y supervivencia de la

progenie ...................................................................................................................... 71 4.1.3.2 Efecto sobre los parámetros de la tabla de vida ......................................................... 77

4.2 Discusión ....................................................................................................... 80

4.3 Conclusiones ................................................................................................ 84

5 COMPATIBILIDAD DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA CON

Beauveria bassiana ............................................................................................. 85

5.1 Resultados ..................................................................................................... 85

ÍNDICE

III

5.1.1 Efectos del flufenoxurón y la azadiractina sobre el crecimiento micelial de Beauveria bassiana ....................................................................................................................... 85

5.1.2 Interacciones de Beauveria bassiana con flufenoxurón y con azadiractina sobre la mortalidad de larvas de Tetranychus urticae ............................................................... 85

5.2 Discusión ....................................................................................................... 87

5.3 Conclusiones ................................................................................................ 91

6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN

FUNCIÓN DEL HUÉSPED.................................................................................... 93

6.1 Resultados ..................................................................................................... 93 6.1.1 Efecto del huésped sobre la longevidad, fecundidad y fertilidad de los adultos ......... 93

6.1.2 Efecto del huésped sobre la mortalidad y la duración del desarrollo de la progenie .. 95

6.1.3 Efecto del huésped sobre los parámetros de la tabla de vida ................................... 101

6.2 Discusión ..................................................................................................... 103

6.3 Conclusiones .............................................................................................. 107

7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LA SALIDA

DE LA DIAPAUSA DE HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi ........ 109

7.1 Resultados ................................................................................................... 109

7.2 Discusión ..................................................................................................... 145

7.3 Conclusiones .............................................................................................. 150

8 PREDICCIÓN DE LA ECLOSIÓN DE HUEVOS DIAPAUSANTES DE

Panonychus ulmi ............................................................................................... 151

8.1 Resultados ................................................................................................... 151 8.1.1 Determinación de la fecha de inicio de la postdiapausa ........................................... 151

8.1.2 Determinación del Umbral mínimo de Desarrollo (UmD) y de los Grados-Día (DD) necesarios para completar la postdiapausa .............................................................. 155

8.2 Discusión ..................................................................................................... 157

8.3 Coclusiones ................................................................................................. 159

9 BIBLIOGRAFÍA .................................................................................................. 161

ÍNDICE

IV

ÍNDICE

V

Índice de tablas

Tabla 1.1. Ácaros que afectan a los cultivos leñosos. ............................................................................ 4 Tabla 1.2. Acaricidas registrados en el Registro de Productos Fitosanitarios del MAGRAMA en

frutales de pepita y hueso, clasificados por su modo de acción. ........................................ 14 Tabla 1.3. Benzioilfenilureas incluidas en el anexo I de la Directiva 91/414/CEE (422) trasladadas

al anexo I del REGLAMENTO (CE) Nº 1.107/2009. ........................................................... 27 Tabla 1.4. Benzioilfenilureas excluidas del Anexo I de la Directiva 91/414/CEE (308) . ...................... 27 Tabla 3.1. Características de los productos fitosanitarios empleados en los bioensayos sobre

Tetranychus urticae. ............................................................................................................ 41 Tabla 3.2. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para realizar el

análisis Probit con adultos de Tetranychus urticae. ............................................................ 42 Tabla 3.3. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para analizar el

efecto subletal sobre adultos de Tetranychus urticae. ........................................................ 43 Tabla 3.4. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para realizar el

análisis Probit sobre huevos de Tetranychus urticae. ......................................................... 43 Tabla 3.5. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para realizar el

análisis Probit sobre protoninfas y deutoninfas de Tetranychus urticae. ............................ 45 Tabla 3.6. Número de huevos procedentes de hembras de Tetranychus urticae tratadas con

diferentes cocentraciones de flufenoxurón, utilizados para evaluar la mortalidad de los estados y estadios inmaduros y la duración del desarrollo. ................................................ 46

Tabla 3.7. Tratamiento y concentraciones empleados para evaluar la compatibilidad entre flufenoxurón y azadiractina con Beauveria bassiana sobre larvas de Tetranychus urticae. ................................................................................................................................. 48

Tabla 3.8. Localización de los lugares de recolección de individuos de Panonychus ulmi. ................. 49 Tabla 3.9. Plantas huésped empleadas en los bioensayos sobre la capacidad de incremento

poblacional de Panonychus ulmi. ........................................................................................ 52 Tabla 3.10. Condiciones ambientales utilizadas en los bioensayos de evaluación de la influencia

de la temperatura y el fotoperiodo en la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus ulmi, antes de su paso a las cámaras de eclosión. ........................................ 55

Tabla 4.1. Parámetros de las rectas de regresión ponderada Probit para distintos estados y estadios de Tetranychus urticae tratados con flufenoxurón. ............................................... 65

Tabla 4.2. Parámetros de las rectas de regresión ponderada Probit para distintos estados y estadios de Tetranychus urticae tratados con azadiractina. ............................................... 68

Tabla 4.3. Efecto del flufenoxurón sobre parámetros biológicos de hembras adultas de Tetranychus urticae y sobre la supervivencia de su progenie ( e.t.). ............................ 71

Tabla 4.4. Efecto de la azadiractina sobre parámetros biológicos de hembras adultas de Tetranychus urticae y sobre la supervivencia de su progenie ( e.t.). ............................ 73

Tabla 4.5. Parámetros de la tabla de vida de Tetranychus urticae tratado con varias concentraciones (mg/l) de flufenoxurón. ............................................................................. 78

Tabla 4.6. Parámetros de tabla de vida de Tetranychus urticae tratados con 80 mg/l de azadiractina. ........................................................................................................................ 79

Tabla 5.1. Crecimiento micelial in vitro de Beauveria bassiana a los 5 y 10 días tras la siembra en medio de cultivo con flufenoxurón (0,55 mg/l) y azadiractina (78,07 mg/l). ........................ 85

Tabla 5.2. Mortalidad de larvas de Tetranychus urticae provocada por la combinación de Beauveria bassiana y flufenoxurón a los 7 días del tratamiento. ........................................ 86

Tabla 5.3. Mortalidad de larvas de Tetranychus urticae provocada por la combinación de Beauveria bassiana y azadiractina a los 4 días del tratamiento. ........................................ 86

Tabla 6.1. Duración del desarrollo (días) ( ± e.t.) de las formas inmaduras de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. ...................................................................................... 96

Tabla 6.2. Supervivencia (%) ( ± e.t.) de las formas inmaduras de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. ................................................................................................ 98

Tabla 6.3. Porcentaje de supervivencia a lo largo del desarrollo ( ± e.t.), respecto a los huevos puestos por Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. .................................... 100

Tabla 6.4. Parámetros de las tablas de vida de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. ............................................................................................................................ 102

Tabla 7.1. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 30 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)]. ............. 110

ÍNDICE

VI

Tabla 7.2. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 50 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ........................................................................................................ 110




Tabla 7.6. Año 2003. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable porcentaje de eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura. ........................................................................................................ 114

Tabla 7.7. Año 2003. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor número de días de frío durante la diapausa. ..................................................... 115

Tabla 7.8. Año 2003. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor temperatura durante la diapausa. ...................................................................... 115

Tabla 7.9. Año 2003. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor fotoperiodo. ........................................................................................................ 115

Tabla 7.10. Año 2003. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable tiempo necesario para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura. ................................................... 116

Tabla 7.11. Año 2003. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferente número de días de frío durante la diapausa. .......................................................................................................... 116

Tabla 7.12 Año 2003. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes temperaturas durante la diapausa. ........................................................................................................................... 116

Tabla 7.13. Año 2003. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes fotoperiodos. ....................... 117

Tabla 7.14. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 10 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. .................................................................................................. 118





ÍNDICE

VII

Tabla 7.19. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 100 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ............................................................................................. 123







Tabla 7.26. Año 2004. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes temperaturas durante la diapausa. ........................................................................................................................... 130


Tabla 7.28. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 10 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ........................................................................................................ 132





Tabla 7.33. Año 2005. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 100 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ............................................................................................. 137




ÍNDICE

VIII




Tabla 7.40. Año 2005. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes temperatura durante la diapausa. ........................................................................................................................... 144


ÍNDICE

IX

Índice de figuras

Figura 1.1. Distribución europea de Tetranychus urticae ...................................................................... 9 Figura 1.2. Distribución europea de Panonychus ulmi . ........................................................................ 16 Figura 1.3. Proceso de la síntesis de quitina. ....................................................................................... 26 Figura 3.1. Detalle de corteza de manzano con huevos hibernantes de Panonychus ulmi. ................ 53 Figura 3.2. Porciones de corteza de manzano con huevos hibernantes de Panonychus ulmi en

el interior de una placa Petri con banda de material adhesivo. .......................................... 54 Figura 4.1. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con

flufenoxurón sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae. ........................ 66 Figura 4.2. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con

flufenoxurón sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae, forzadas al paralelismo. ......................................................................................................................... 66

Figura 4.3. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con azadiractina sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae. ........................ 68

Figura 4.4. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con azadiractina sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae, forzadas al paralelismo. ......................................................................................................................... 69

Figura 4.5. Mortalidad corregida Abbott de huevos de diferentes edades de Tetranychus urticae tratados con flufenoxurón (LC80 = 64,9 mg/l) y azadiractina (LC50 = 333 mg/l). ................. 70

Figura 4.6. Evolución de la puesta de las hembras de Tetranychus urticae tratadas con diferentes concentraciones de flufenoxurón. ....................................................................... 72

Figura 4.7. Efecto del flufenoxurón sobre la fertilidad de huevos puestos por hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae. ......................................................................................... 72

Figura 4.8. Efecto del flufenoxurón sobre la supervivencia de la progenie de hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae. ......................................................................................... 73

Figura 4.9. Evolución de la mortalidad de las hembras adultas de Tetranychus urticae tratadas con diferentes concentraciones de azadiractina. ................................................................ 74

Figura 4.10. Evolución de la puesta de las hembras de Tetranychus urticae tratadas con diferentes concentraciones de azadiractina. ....................................................................... 75

Figura 4.11. Efecto de la azadiractina sobre la fertilidad de huevos puestos por hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae. ............................................................................ 76

Figura 4.12. Efecto de la azadiractina sobre la supervivencia de la progenie de hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae. ......................................................................................... 76

Figura 6.1. Longevidad media de las hembras adultas de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. ................................................................................................................. 93

Figura 6.2. Fecundidad media de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. ..................... 94 Figura 6.3. Fertilidad media de los huevos de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas

huésped. .............................................................................................................................. 95 Figura 6.4. Duración del desarrollo de las formas inmaduras de Panonychus ulmi sobre

diferentes plantas huésped. ................................................................................................ 97 Figura 6.5. Porcentaje de supervivencia a lo largo del desarrollo, respecto a los huevos puestos

por Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. ................................................... 99 Figura 7.1. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi

sometidos durante 30 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)]. ........................... 112

Figura 7.2. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 50 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 112



ÍNDICE

X














Figura 8.1. Año 2005. Evolución de la eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi en función de la fecha de colocación a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O). ........................... 152

Figura 8.2. Año 2007. Evolución de la eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi en función de la fecha de colocación a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O). ........................... 153

Figura 8.3. Año 2005. Porcentaje de eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi para cada fecha, a los 20 días de ser colocados a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O). ......... 154

Figura 8.4. Año 2007. Porcentaje de eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi para cada fecha, a los 20 días de ser colocados a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O). ......... 155

ÍNDICE

XI

Figura 8.5. Año 2005. Ajuste, en función de la temperatura, del tiempo de desarrollo y de la tasa de desarrollo de huevos de invierno de Panonychus ulmi, a partir de la salida de la diapausa. .................................................................................................................. 156

Figura 8.6. Año 2007. Ajuste, en función de la temperatura, del tiempo de desarrollo y de la tasa de desarrollo de huevos de invierno de Panonychus ulmi, a partir de la salida de la diapausa. .................................................................................................................. 156

RESUMEN

XIII

Resumen

Tetranychus urticae es un ácaro cosmopolita y polífago que causa problemas

en más de 150 cultivos de importancia económica, constituyéndose en su principal

plaga en muchas ocasiones. Por su parte, Panonychus ulmi también es una especie

ampliamente distribuida y polífaga que alcanza su mayor importancia como plaga de

frutales de hoja caduca y, en particular, en el cultivo del manzano.

Los ácaros plaga han incrementado notablemente su importancia, entre otros

motivos, por el uso indiscriminado y masivo de productos fitosanitarios orgánicos de

síntesis poco selectivos que han mermado de forma drástica las poblaciones de sus

enemigos naturales. Ello, unido a la facilidad que sus poblaciones tienen para adquirir

resistencias frente a productos fitosanitarios, ha hecho que, en la actualidad, ocupen

un primer plano en la problemática fitosanitaria general.

Considerando, además, la importancia de actuar dentro del Manejo Integrado

de Plagas (IPM), resulta de especial interés desarrollar investigaciones que tenga

como objetivo optimizar su puesta en práctica en el caso de las plagas de ácaros.

En el presente estudio, y respecto a T. urticae, se ha trabajado en dicho objetivo

en dos sentidos. Por un lado, se ha analizado con detalle el efecto que dos plaguicidas

biorracionales (el inhibidor de la síntesis de quitina, flufenoxurón, y el antagonista de

la ecdisona, azadiractina) tienen sobre la plaga y, por otro, se ha analizado la

compatibilidad de la utilización de cada uno de ellos con el hongo entomopatógeno

Beauveria bassiana.

El flufenoxurón mostró una importante eficacia acaricida sobre huevos,

protoninfas, deutoninfas y adultos de T. urticae, eficacia que resultó ser especialmente

importante en el caso de las protoninfas. Por su parte, la azadiractina también mostró

un efecto interesante sobre los mismos estados y estadios de desarrollo del ácaro

(más importante sobre protoninfas y deutoninfas), aunque menor que el del

flufenoxurón. El efecto de los acaricidas aplicados sobre hembras adultas fue diferente

entre ellos. Así, mientras que el flufenoxurón no afectó ni a la longevidad ni a la

fecundidad y sí a la fertilidad y a la supervivencia de su progenie, la azadiractina tuvo

un comportamiento opuesto, afectando solo a la longevidad y a la fecundidad. Muy

interesante resulta conocer el efecto que los productos fitosanitarios ejercen sobre los

RESUMEN

XIV

parámetros de la tabla de vida de poblaciones de las plagas en unas condiciones

físicas concretas. En el presente trabajo, se determinó que, en las condiciones

ensayadas, el flufenoxurón redujo de forma significativa la tasa intrínseca de

crecimiento (rm) de T. urticae a la concentración de 2 mg/l, de modo que, a dicha

concentración, la población del ácaro tendió a aumentar pero de forma

extremadamente lenta (con un tiempo de duplicación de más de 2.200 días). De forma

similar, la azadiractina provocó un descenso drástico en la rm del ácaro cuando se

aplicó sobre hembras jóvenes a la concentración de 80 mg/l. De hecho, el valor de

dicha tasa intrínseca de crecimiento pasó a ser negativa, indicando que la población

así tratada tendía a desaparecer (reduciéndose a la mitad cada 21 días).

Generar conocimientos que contribuyan a compatibilizar el uso conjunto de la

lucha química y la lucha microbiológica tiene una importancia obvia en el contexto del

IPM. Así, en el presente trabajo, se demostró que el flufenoxurón no afectó al

crecimiento del micelio de B. bassiana. Además, resultó que la aplicación conjunta

sobre T. urticae del compuesto químico y del hongo entomopatógeno tuvo un efecto

sinergista. Por su parte, aunque la presencia de azadiractina en el medio de cultivo sí

redujo el crecimiento de micelio del hongo, cuando se aplicaron conjuntamente sobre

el ácaro, también se observó un efecto sinergista, aunque menos acusado que en el

caso del flufenoxuron.

En lo que se refiere a P. ulmi, las investigaciones se centraron en la mejora de

su cría y en la posibilidad de disponer de individuos en laboratorio, como base para

facilitar las investigaciones sobre el ácaro. También se enfocó el interés en la

determinación de la salida de la diapausa por parte de los huevos hibernantes y en la

modelización del desarrollo embrionario postdiapausa, para poder predecir la fecha

de eclosión en campo, todo ello, para ser utilizado como herramienta en la toma de

decisiones dentro del manejo de la plaga.

En concreto, se evaluó la calidad como huéspedes, de 12 especies leñosas. Se

observó que el huésped utilizado influyó de modo importante en diferentes parámetros

biológicos de las hembras adultas de P. ulmi y sobre los parámetros de la tabla de

vida. Así, se observaron diferencias importantes entre huéspedes, en lo que respecta

a la longevidad y fecundidad de las hembras (la fertilidad, por el contrario, no se vio

afectada). El huésped también influyó en la duración total del desarrollo de los estados

y estadios inmaduros del ácaro y en la supervivencia total acumulada de los mismos.

RESUMEN

XV

Por último, los valores de los parámetros de la tabla de vida de las poblaciones

ensayadas de P. ulmi y, concretamente de la rm, también se vieron afectados, de modo

que el mayor valor se obtuvo sobre manzano, mientras que disminuyó de forma muy

importante en los casos del rosal, cerezo y chaenomeles (con valores positivos

próximos a cero), llegando a ser negativa en el del peral, sobre cuyo huésped, y en

las condiciones ensayadas, la población tiende a desaparecer a lo largo del tiempo.

De cara a facilitar la disponibilidad de individuos de P. ulmi en laboratorio, a

partir de huevos hibernantes en campo, se observó que, cuando la recogida es más

tardía, ni el valor de la temperatura ni el tiempo durante el que se sometan a ella los

huevos tras su recogida, van a influir en el porcentaje de eclosión, mientras que sí

influyen cuando la recogida es más temprana. En este caso, el factor “número de días

a los que someten los huevos a bajas temperaturas” es el que afecta de modo más

determinante en los porcentajes de eclosión finalmente alcanzados. Cuanto más se

prolonga el tiempo en frío, mayor es el porcentaje de eclosión (llegando al 60 % para

100 días, frente al 10 %, para 10). Además, este factor, en el caso de huevos

recogidos en fecha temprana, es el único de los ensayados que afecta también al

tiempo necesario para la eclosión del 50% de los huevos (T50%), de modo que su valor

disminuye a medida que aumenta el número de días en frío. Así, la T50% alcanza un

valor de unos 15 días cuando los huevos estaban 100 días en frío y de unos 40-50,

cuando estaban 10.

Finalmente, para los huevos hibernantes de P. ulmi en campo, se estimó la

fecha a la que sucedía el inicio de la postdiapausa (18 y 20 de febrero para los años

2005 y 2007, respectivamente). También se obtuvieron valores para el Umbral mínimo

de Desarrollo (UmD) y para el sumatorio teórico de los Grados-Día (DD) en los mismos

años (5,47 ºC y 6,13 ºC, respectivamente, para UmD y 55,3 y 276,4, respectivamente,

para DD). Estos datos, a falta de ser validados en condiciones de campo, se pueden

convertir en una valiosa herramienta para la toma de decisiones en el manejo

integrado del ácaro.

SUMMARY

XVII

Summary

Tetranychus urticae is a cosmopolitan and polyphagous spider mite pest that

causes problems in more than 150 economically important crops. This species is a key

pest in many of these hosts. On the other hand, Panonychus ulmi is also a widespread

and polyphagous species important as pest of fruit trees and, specially, of the apple

tree.

The importance of spider mites as pests species have recently increased. The

massive use of no selective pesticides has been one of the reasons, because these

compounds have dramatically reduced the populations of its natural enemies. This

fact, combined with the development of resistances against many acaricides, is the

reason why the spider mites are currently one of the most important phytosanitary

problems.

Taking into account the importance to implement Integrated Pest Management

(IPM) programs, developing researches to optimize its implementation in the case of

spider mite pest has a special interest.

In regard with T. urticae, the effect of two biorational pesticides (the inhibitor of

chitin synthesis, flufenoxuron, and the ecdysone antagonist, azadirachtin) has been

deeply analysed in this work. On the other hand, the compatibility of both compounds

and the entomopathogenic fungus Beauveria bassiana has also been researched.

Flufenoxuron showed an important acaricidal effect on eggs, protonymphs,

deutonymphs and adults of T. urticae, being especially effective on protonymphs.

Meanwhile, azadirachtin also showed an interesting effect on the same spider mite

developmental stages (more important on protonymphs and deutonymphs), although

lower than in the case of flufenoxuron. When both acaricides were applied on adult

females of the pest, the effect was different; flufenoxuron did not affect to the longevity

and fecundity, but it has a negative effect on fertility and on the percentage of the

progeny survival; on the contrary, azadirachtin only affected the female longevity and

fecundity. To know the effect that the pesticides have on the life table parameters of

the pest populations, at specific physical conditions, is very interesting in IPM

programs. The current work shows that, under the bioassay conditions, flufenoxuron

significantly reduced the intrinsic rate of increase (rm) of T. urticae at 2 mg/l. Therefore,

SUMMARY

XVIII

at this concentration, mite population increases extremely slowly, with a doubling time

(DT) of more than 2,200 days. Similarly, azadirachtin caused a dramatic reduction of

the rm when applied at the concentration of 80 mg/l. In fact, the value of the rm was

negative, indicating that the treated population tended to disappear (halving every 21

days).

Researches about the joint use of pesticides and natural enemies have an

obvious relevance in IPM programs. In this study, it was shown that flufenoxuron did

not affect the mycelial growth of B. bassiana and, when used with the

entomopathogenic fungus on T. urticae larvae, a synergistic effect was observed.

Meanwhile, although azadirachtin did reduce the growth of the mycelium of the fungus,

when applied together on the mite, a synergistic effect was also observed, although

less pronounced than in the case of flufenoxuron.

In regard with P. ulmi, the researches were, first, focused on improving their

laboratory mass rearing. Secondly, the possibility to obtain individuals from the field

was analysed. Finally, the determination of the end of diapause and the modellization

of the embryonic development, to predict the hatching date of the P. ulmi eggs in the

field, was also researched.

The fitness of 12 plant species as P. ulmi hosts was evaluated. The host used

to feed the spider mite significantly influenced on biological and life table parameters

of the females. So, important differences between hosts were observed with respect

to female longevity and fecundity, (fertility, however, was not affected). Hosts also

influenced the developmental time and survival of the immature stages of the mite. The

higher value of rm was obtained on apple tree, while a dramatically decreasing was

observed in rose, cherry and chaenomeles (with positive values close to zero),

becoming negative in the case of pear tree. On this host, and under the conditions of

the bioassay, the spider mite population tends to disappear over time.

Researches to improve the establishment of laboratory colonies of P. ulmi from

field overwintering eggs were developed. The factors “temperature” and “period

keeping cold” applied in laboratory to collected eggs did not affect the percentage of

hatching when the collection was late. On the contrary, when the collection is earlier,

both factors had influence on this parameter. The “period keeping cold” is the factor

that affects more significantly on the percentage of hatching finally achieved. This

percentage is higher as the number of cold days increases (reaching 60% for 100 days,

SUMMARY

XIX

compared to 10% for 10). Moreover, this factor (in the case of eggs collected at early

date) is the only one that affects to the required time to get the 50% of egg hatching

(T50%). In fact, the T50% value decreases as the number of days in cold increases (T50%

reaches a value of about 15 days when the eggs were in cold 100 days and about 40-

50, when they were in cold 10 days).

Finally, the date to which the beginning of the postdiapausa of field

overwintering P. ulmi eggs happened was estimated (18 and 20 February in 2005 and

2007, respectively). The Lower Developmental Thresholds (LDT) and the Degree Days

values (DD) in the same years (5.47 ° C and 6.13 ° C, respectively, for LDT and 55.3

and 276.4, respectively, for DD) were also obtained. These data could become in a

valuable tool for decision making in the integrated management of the spider mite.

1 INTRODUCCIÓN

1

1 Introducción

1.1 Agricultura sostenible. Producción integrada y manejo

integrado de plagas: hacia un nuevo modelo de agricultura

El término Desarrollo Sostenible aparece por primera vez mecionado en una

publicación en 1987, dentro del informe anual de la Comisión Mundial sobre Medio

Ambiente y Desarrollo titulado “Nuestro Futuro Común”, también conocido como

informe Brundthland. Se define como aquel “desarrollo que satisface las necesidades

actuales sin comprometer la capacidad de las futuras generaciones para satisfacer las

suyas” (Naciones Unidas, 1987). Este concepto queda reforzado, posteriormente, en

la Cumbre de la Tierra de Río de Janeiro (Naciones Unidas, 1992).

Las modificaciones para conseguir la sostenibilidad en los sistemas de

producción agrícola se refieren al manejo del suelo y del agua, a la elección y

diversificación del material vegetal y al uso eficiente de “inputs”, entre los que se

encuentran los fertilizantes y los productos fitosanitarios, entre otros (Jiménez Díaz,

1998). Como indica Hambling (1995), la investigación de cara a una agricultura

sostenible requiere que los científicos salgan de su campo de especialización,

desarrollen objetivos comunes y métodos de comunicación, y consideren

interacciones amplias a nivel espacial y temporal.

Buscando esa sostenibilidad, aparece, entre otros, el concepto de Producción

Integrada, donde se incluyen todas aquellas técnicas relacionadas con el cultivo que

permiten obtener beneficios tanto económicos como, y sobre todo, ambientales

(May,1988; Malavota y Avilla, 2008). Un componente fundamental de la Producción

Integrada es el control de plagas. A partir de la intensificación de la producción

agrícola, y con la aparición de los productos fitosanitarios orgánicos de síntesis en los

años 40 del siglo pasado, la protección de cultivos se basó, casi exclusivamente, en

el control químico, pese a lo cual, se estima que las plagas son las causantes de la

destrucción de en torno al 18 % de las cosechas mundiales de los cultivos más

importantes (trigo, arroz, maíz, cebada, patatas, soja, remolacha azucarera y algodón)

(Oerke, 2006). Es interesante destacar que es en las zonas en las que hay mayor

consumo de fitosanitarios, donde la pérdida potencial de producción es mayor, como

Europa Occidental o Norteamérica (Oerke, 2004).

1 INTRODUCCIÓN

2

La falta de conocimiento sobre la toxicidad de los plaguicidas ha originado

problemas de contaminación del suelo y agua, de acumulación en la cadena

alimentaria y de efectos sobre las especies, tanto las que son objeto de su cometido

como las que no (Vives de Quadras, 1988). Además, como consecuencia de su uso

abusivo, se han generado problemas para controlar las plagas debido a la aparición

de resistencias, a la eliminación de la fauna auxiliar, a la aparición de nuevos

organismos nocivos y al aumento de la incidencia de plagas hasta entonces

secundarias.

Es a finales de los años 50 cuando, una vez identificados y conocidos esos

problemas, se plantean alternativas para el control de las plagas (Van den Bosch y

Stern, 1962). El concepto Manejo Integrado de Plagas (IPM) surgió a principios de los

70, y a lo largo de los años se han propuesto numerosas definiciones. Para Kogan

(1998) “el IPM es el sistema de apoyo para la toma de decisiones concernientes a la

selección y empleo de tácticas de control de plagas, individual o conjuntamente

coordinadas dentro de una estrategia de manejo, y basado en análisis

costes/beneficios que tienen en cuenta los intereses y posibles impactos sobre los

productores, la sociedad y el medio ambiente”.

Dentro de las herramientas de control que utiliza el IPM se incluyen métodos

legales, físicos, culturales, mecánicos, genéticos, biológicos y químicos. Su correcta

aplicación requiere, primero, del establecimiento de umbrales económicos y, después,

de adecuados métodos de monitorización de las plagas y de su entorno.

En lo que a la lucha química se refiere, el empleo de plaguicidas selectivos

resulta un elemento crítico de cara a su posible incorporación al IPM (Castle y Naranjo,

2009), entendiendo la selectividad de los plaguicidas como un aspecto básico, tanto

de modo global como a nivel particular, respecto a los enemigos naturales.

La sensibilidad de los organismos internacionales respecto a esta cuestión,

como la FAO, se plasma en las diversas informaciones y recomendaciones realizadas

desde su página web (FAO, 2013).

Respecto a la regulación legislativa comunitaria, varios países emitieron sus

propias normativas relacionadas, en mayor o menor medida, con la Producción

Integrada (Malavota y Avilla, 2008). Estas normativas han debido adaptarse,

posteriormente, a la Directiva 2009/128 del Parlamento Europeo y del Consejo, en la

1 INTRODUCCIÓN

3

que se establece el marco de la actuación comunitaria para conseguir un uso

sostenible de los productos fitosanitarios (CE 2009a), y al Reglamento 1107/2009 del

Parlamento Europeo y del Consejo, que se refiere a la comercialización de dichos

productos (CE 2009b). Como respuesta a esta inquietud comunitaria, en España se

legislaron el Real Decreto 1311/2012, en el que se establece el marco de actuación

para conseguir un uso sostenible de los productos fitosanitarios, y el Real Decreto

1702/2011, de inspecciones periódicas de los equipos de aplicación de productos

fitosanitarios.

Con el objeto de que los estados miembros pudieran disponer de una

orientación sencilla respecto a la aplicación práctica de los principios generales en los

que se basa el IPM, la Comisión Europea desarrolló una guía en la que se identifican

como principios generales los ocho siguientes (CE 2009c):

1. Medidas para la prevención y/o supresión de organismos nocivos

2. Herramientas para la monitorización

3. Utilización de umbrales de referencia como base para la toma de

decisiones

4. Preferencia de métodos no químicos

5. Empleo de productos fitosanitarios selectivos y minimización de los

efectos secundarios

6. Reducción a los niveles necesarios

7. Aplicación de las estrategias anti-resistencia

8. Registro, seguimiento, documentación y verificación de éxito

Ese impulso por parte de las autoridades, se ha visto reflejado, así mismo, a

nivel particular, con un aumento progresivo de la superficie cultivada amparada bajo

la Producción Integrada, habiendo pasado de 185.974 ha, en 2002, a 832.991 ha, en

2014, en España (MAGRAMA, 2015a).

1 INTRODUCCIÓN

4

1.2 Los ácaros como plagas de los cultivos frutales

Los ácaros pueden afectar a los frutales de manera diversa. Pueden

constituirse como plaga principal provocando daños devastadores, pueden ocasionar

daños de poca intensidad, e incluso pueden ser beneficiosos por su carácter

depredador de otros ácaros o insectos perjudiciales.

Los géneros donde se encuentran los ácaros que más daños producen en los

cultivos frutales están incluidos, básicamente, dentro de las familias Eriophyidae y

Tetranychidae (dentro de ésta destacan los géneros Panonychus y Tetranychus);

mientras que aquellos que se describen como beneficiosos y están considerados

como fauna auxiliar (enemigos naturales) pertenecen, principalmente, a la familia

Phytoseiidae.

Sin tratar de realizar un listado exhaustivo, en la Tabla 1.1 se indican los ácaros

que, de un modo u otro, están relacionados con los cultivos leñosos (Evans, 1992;

García Marí et al., 1994; Miñarro et al., 2005).

Tabla 1.1. Ácaros que afectan a los cultivos leñosos.

ORDEN FAMILIA ESPECIE OBSERVACIONES

AC

AR

IDID

A

(AS

TIG

MA

TA

)

Hemisarcoptidae

Hemisarcoptes coccophagus Meyer, 1962

Se alimenta de la cochinilla gris de cítricos y otros diaspídidos.

Hemisarcoptes malus Schimer, 1868

Depredador de diaspídidos en manzano, cítricos y palmera.

AC

TIN

EID

A

(PR

OS

TIG

MA

TA

)

Tetranychidae

Briobia rubrioculus (Scheuten, 1857)

Se ha encontrado en frutales, pero no se sabe muy bien el daño producido por esta especie u otras del mismo género.

Panonychus citri (McGregor, 1916)

Ácaro rojo de los cítricos. En España se detectó por primera vez en 1891. Puede encontrarse también en almendro y peral.

Panonychus ulmi (Koch, 1836)

Ácaro rojo de los frutales. Ataca a todos los frutales de hoja caduca.

Tetranychus urticae Koch, 1836

Araña roja común, araña amarilla. Cosmopolita y polífaga.

Tetranychus turkestani Ugarov & Nikolskii, 1937

Asociado a otros tetraníquidos, no se conoce bien su importancia.

Phytoptidae (Eriófido)

Phytoptus avellanae Nalepa, 1889

Badoc del avellano.

Eriophyidae (Eriófido)

Colomerus vitis (Pagenstecher, 1957)

Erinosis de la vid.

Calepitrimerus vitis (Nalepa, 1905)

Acariosis dela vid.

Epitrimerus pyri (Nalepa, 1905)

Ácaro blanco o ácaro del russeting del peral.

1 INTRODUCCIÓN

5

AC

TIN

EID

A

(PR

OS

TIG

MA

TA

)

Eriophyidae (Eriófido)

Eriophyes pyri Pagenstecher, 1857

Ácaro de las agallas del peral. Pocos daños. Ataca a manzano y peral.

Aculus schlechtendali (Nalepa, 1890)

Ácaro del russeting del manzano. Efecto antagonista de P. ulmi. Su presencia permite un mejor control por los fitoseidos.

Aculus fockeui (Nalepa &Trouessart, 1891)

Afecta a melocotonero, almendro, ciruelo y cerezo con distintos síntomas según la especie.

Acalitus phloeocoptes (Nalepa, 1890)

Daños ocasionales en ciruelo.

Aceria sheldoni (Ewing, 1937)

Ácaro de yemas o ácaro de las maravillas del limonero. A cítricos, preferentemente limonero.

Aceria oleae (Nalepa, 1900)

Olivo, poco importante.

Ditrymacus athiasella Keifer, 1960

En olivo, poco importante.

Aceria granati (Canestrini & Massalongo, 1894)

Ataca a granado.

Aceria ficus (Cotte, 1920) Afecta a la higuera, siendo además transmisor de virus.

Phyllocoptruta oleivora (Ashmead, 1879)

Afecta a cítricos, pero no se ha encontrado en España.

Tenuipalpidae

Brevipalpus californicus (Banks, 1904)

Afecta a cítricos.

Brevipalpus phoenicis (Geijskes, 1939)

Produjo grandes daños en cítricos en los 40, pero sus poblaciones han disminuido y ya no es importante.

Brevipalpus obovatus Donnadieu, 1875

En España frecuente en manzano, se puede encontrar en otros países en cítricos.

Brevipalpus lewisi (McGregor, 1949)

Se ha observado en cítricos, granado y viñedo.

Cenopalpus pulcher (Canestrini & Fanzago, 1876)

Se ha observado en manzano aunque sin daños estimables.

Tarsonemidae Polyphagotarsonemus latus (Banks, 1904)

Araña blanca de los invernaderos. Se ha encontrado también en cítricos.

GA

MA

SID

A

(ME

SO

ST

IGM

AT

A)

Phytoseiidae

Euseius stipulatus Athias-Henriot. 1960

Depredador de P. citri y tarsoménidos.

Typhlodromus phialatus Athias-Henriot. 1960

Depredador de tetraníquidos y pequeños insectos.

Metaseiulus occidentalis (Nesbitt, 1951)

Depredador de tetraníquidos, especialmente de T. urticae.

Typhlodromus pyri Scheuten, 1857

Depredador empleado con éxito frente a P. ulmi en frutales y viñedo.

Amblyseius californicus (McGregor, 1954)

Fitoseido básicamente de T. urticae.

Amblyseius andersoni (Chant, 1957)

Depredador de tetraníquidos, sobre todo de P. ulmi, y de eriófidos.

Amblyseius herbicolus (Chant, 1959)

Depredador predominante en castaño.

Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot, 1957

Depredador de T. urticae que es desplazado frecuentemente por A. californicus.

Kampimodromus aberrans (Oudemans, 1930)

Predominante en avellano.

Galendromus occidentalis (Nesbitt, 1951)

Usado en el control de araña roja del género Tetranychus

1 INTRODUCCIÓN

6

Antes de la segunda guerra mundial, los ácaros tetraníquidos eran

considerados como una plaga secundaria, manteniéndose relativamente bien

controlados en ambientes no tratados (Huffaker et al., 1969). A partir de ese momento,

los daños han aumentado progresivamente, pasando a ser un problema fundamental

de la agricultura y fruticultura de prácticamente todo el mundo. El uso incorrecto de

productos fitosanitarios, como el empleo de insecticidas poco selectivos que eliminan

a los enemigos naturales, así como de otros que provocan fenómenos de trofobiosis

y de hormoligosis, y su facilidad para la adquisición de resistencias, han provocado

desequilibrios ecológicos que han dado lugar a ese aumento en sus poblaciones

(García Marí et al., 1983; García Marí et al., 1989; Miñarro et al., 2002; Huffaker et al.,

1969; Prischmann, 2005).

En condiciones naturales, la dinámica poblacional de insectos y ácaros puede

variar intensamente al verse afectados por factores ambientales, como la temperatura

y la humedad, por la propia competencia por el alimento y por factores de tipo biótico,

tales como el parasitismo y la depredación (Sabelis, 1991; Huffaker et al., 1999). En

los sistemas agrarios, dicha dinámica se ve modificada, además, por las variaciones

en las técnicas de cultivo empleadas y, en gran medida, por el uso de plaguicidas

(Ferragut y Santonja, 1989). Se han estudiado diversos factores culturales que

influyen en el equilibrio presa-depredador, como la influencia de la cubierta vegetal y

sus características (Danne et al., 2010) o la presencia de polvo en las hojas presente

en parcelas próximas a caminos (Demirel y Çabuk, 2008). Sin embargo, es el uso de

plaguicidas poco selectivos o usados de manera poco adecuada el factor que más

influye en dicho desequilibrio, ya que, debido a sus características intrínsecas, los

enemigos naturales son eliminados, en general, más fácilmente que las plagas

(Aguado et al., 2008).

En situaciones particulares, los depredadores han bastado para controlar las

poblaciones de tetraníquidos, manteniéndolas a niveles no dañinos (Kim, 2001; Naher

et al., 2005), tal como se ha comprobado para T. urticae (Greco et al., 2005; Oliveira

et al., 2007) y para P. ulmi (García Marí et al., 1991; Costa Comelles et al., 1994;

Hardman et al., 2003). En todo caso, han permitido reducir la aplicación de productos

fitosanitarios, minimizando, además, los residuos en las cosechas (Lucas Espadas y

Hermosilla Cerón, 2007) siempre que ha sido posible mantener la población a niveles

1 INTRODUCCIÓN

7

tolerables, evitando el empleo de compuestos con posibles efectos secundarios sobre

ellos (Schicha, 1975).

En este sentido, aunque la mayoría de las referencias a enemigos naturales

están relacionadas con artrópodos, existen otros grupos de organismos, como los

hongos entomopatógenos, que también ven reducida su supervivencia por el uso

indiscriminado de pesticidas, tal como recogen algunos estudios (Klingen y Westrum,

2007).

Así pues, el factor que más influye en los desequilibrios enemigo natural-plaga

es el uso indiscriminado de plaguicidas. Por ello, desde hace décadas se viene

estudiando el efecto que cada formulado o grupo de formulados ejerce sobre los

enemigos naturales, entre ellos, los fitoseidos (García Marí et al., 1983; Grafton-

Cardwell y Hoy, 1983; Villaronga y García Marí, 1988; Kim y Seo, 2001; Kim y Yoo,

2002; Hosseini et al., 2005; Bostanian y Akalach, 2006; Holt et al., 2006; Sáenz de

Cabezón y Zalom, 2006; Barbar et al., 2007; Ochiai et al., 2007; Sáenz de Cabezón

et al., 2007; Bostanian et al., 2009).

Además de la drástica reducción de los enemigos naturales presentes en los

agroecosistemas, sobre todo depredadores y parasitoides, el otro factor que se cita

como responsable del aumento de la población de tetraníquidos es la aparición de

resistencias.

La resistencia a plaguicidas se ha desarrollado para la mayoría de sus grupos

y se conocen más de 500 especies de insectos y ácaros que son resistentes a una o

más moléculas (Elzen y Hardee, 2003). El desarrollo de resistencia a acaricidas por

parte de T. urticae está ampliamente documentado a nivel mundial, donde los casos

citados superan los 200, incluyendo acaricidas de reciente aparición, como la

abamectina (Flores et al., 2007). Entre las materias activas citadas a las que T. urticae

ha mostrado resistencia se encuentran: fenazaquín y tebufenpirad (Gorman et al.,

2001); piridabén, fenpiroximato, hexitiazox y clofentezín (Nauen et al., 2001);

clorfenapir (Van Leeuwen et al., 2006); dicofol y fenbutaestán (García Marí, 2005);

sistox (2,4,5-T) y paratión (Sukhoruchenko y Dolzhenko, 2008); y tetradifón (García

Marí et al., 1988).

Por su parte, en P. ulmi se han observado resistencias a, dicofol (Pree y

Wagner, 1987; Sukhoruchenko y Dolzhenko, 2008); fenazaquín y tebufenpirad (Auger

1 INTRODUCCIÓN

8

et al., 2003); tetradifón (Asquith,1964); propargita (Chapman y Penman, 1984);

cihexatín (Pree y Wagner, 1987; Pree et al., 2002); clofentezín (Thwaite, 1991; Pree

et al., 2002); hexitiazox (Nauen et al., 2001; Pree et al., 2002); fenbutaestán (Pree et

al., 2002); y resistencia parcial a piridabén y fenpiroximato (Nauen et al., 2001).

Cuando un producto pierde efectividad como consecuencia de la aparición de

resistencia, el problema puede agravarse por el hecho de que distintos grupos

químicos pueden tener el mismo modo de acción o similares patrones de degradación

metabólica, como ocurre con la inhibición de la colisteranasa COP y los carbamatos

insecticidas, dándose el fenómeno de resistencia cruzada (Jutsum et al., 1998). Por

ejemplo, Gorman et al. (2001) indican que se produce resistencia cruzada de

teflubenzurón y buprofezín (ambos inhibidores de la síntesis de quitina) en caso de la

mosca blanca Trialeurodes vaporariorum (Westwood, 1856) (Hemiptera: Aleyrodidae).

Por otra parte, Pree et al., en 2002, demostraron la existencia de resistencia cruzada

de P. ulmi entre clofentezín y hexitiazox, y posteriormente se encontró resistencia

cruzada de estos compuestos con etoxazol (Pree et al., 2005).

En algunas circunstancias, donde el aumento de población de ácaros no se

puede atribuir a la eliminación de enemigos naturales, se han buscado otras

explicaciones, como las ya comentadas trofobiosis y hormoligosis, tal como

encuentran Costa Comelles et al. (1988) cuando se aplica butocarboxím y

cipermetrina sobre P. citri. Por otra parte, tras realizar tratamientos con diversos

plaguicidas, Costa Comelles y García Marí (2001) observaron un aumento de la

población de P. ulmi, presumiblemente por disminución de la población del fitoseido

A. andersoni, aunque algunos datos indicaban la posible existencia de estímulos

directos provocados por algunos productos en relación con este aumento. Respecto

a T. urticae, James y Price (2002) indican que el imidacloprid aumenta la fecundidad

de las hembras, mientras que Marcic (2003) demuestra la existencia de hormoligosis

cuando se tratan huevos jóvenes con clofentezín.

1 INTRODUCCIÓN

9

1.3 Tetranychus urticae Koch

T. urticae es una especie cosmopolita que se encuentra en toda Europa (Figura

1.1) y en la mayor parte del resto de continentes, pudiéndose encontrar citas de su

presencia en más de 100 países (Bolland et al., 1998). Es muy polífaga, por lo que

causa problemas en más de 150 cultivos de importancia económica para el hombre,

constituyendo la principal plaga en muchas ocasiones (Van de Vrie et al., 1972; Flores

et al., 2007). Entre las posibles plantas huésped se encuentran unas 1.200 especies

pertenecientes a 70 géneros (Zhang, 2003), afectando a cultivos de todo tipo:

hortícolas, herbáceos extensivos, frutales y ornamentales (García Marí et al., 1994;

Migeon y Dorkeld, 2015).

En estudios destinados a catalogar las poblaciones del género Tetranychus, se

ha observado que tanto T. urticae como con T. turkestani están presentes en España

en la mayoría de los cultivos y zonas geográficas (Ferragut y Santonja, 1989).

Figura 1.1. Distribución europea de Tetranychus urticae (Bolland, 2013).

1 INTRODUCCIÓN

10

1.3.1 Sistemática

Según la última actualización de la base de datos Fauna Europaea (Bolland,

2013), T. urticae se puede situar sistemáticamente de la siguiente manera:

Regnum: Animalia

Subregnum: Eumetazoa

Phyllum: Arthropoda

Subphyllum: Chelicerata

Clase: Arachnida

Subclase: Micrura

Infraclase: Acari

Superorden: Actinotrichida

Orden: Prostigmata

Suborden: Eleutherengona

Superfamilia: Tetranychoidea

Familia: Tetranychidae

Subfamilia: Tetranychinae

Tribu: Tetranychini

Género: Tetranychus Dufour, 1832

Especie: T. urticae Koch, 1836

Como consecuencia de su amplia distribución geográfica y de su polifagia el

color de las hembras varía mucho. Por ello, los taxónomos han dado nombres

diferentes a esta especie, existiendo más de 50 sinonimias (Bolland et al., 1998),

siendo las más frecuentes T. bimaculatus Harvey, T. cinnabarinus Boisduval, T.

telarius L., T. altheae von Hanstein y T. urticae (Koch).

Del mismo modo, en España se conoce con distintas denominaciones comunes

según la zona y/o cultivo, como araña roja común o araña amarilla (García Marí et al.,

1994).

1.3.2 Descripción morfológica

La hembra adulta mide en torno a 0,5 mm; de color variable, dependiendo del

clima, alimentación y edad del individuo (pueden ser amarillentas, verdosas, rojas e

1 INTRODUCCIÓN

11

incluso marrones), con dos manchas oscuras características situadas en las zonas

laterales del dorso. El color de las hembras de invierno es más oscuro (Zhang, 2003;

Evans, 1992; García Marí et al., 1994).

El tamaño de los machos es menor que el de las hembras, con el cuerpo

fusiforme y patas más largas en relación al tamaño del cuerpo; su color y el de los

estados inmaduros es similar al de las hembras adultas pero de tonalidad más clara.

Tanto los adultos como los estadios ninfales tienen cuatro pares de patas,

mientras que las lavas tienen tres. Los huevos son esféricos, lisos y de color

blanquecino, ámbar o anaranjado, oscureciéndose a medida que avanzan en su

desarrollo (García Marí et al., 1994), y apareciendo dos puntos rojos dentro del corión,

que corresponden con los ojos de la futura larva (Zhang, 2003).

1.3.3 Biología y ecología

El número de generaciones anuales varía de 6 a 8 dependiendo,

fundamentalmente, de la temperatura, ya que al ser organismos poiquilotermos este

factor juega un papel esencial en la duración de su ciclo vital (Crooker, 1985;

Brandenburg y Kennedy, 1987). Así, la temperatura influye en la duración de la

incubación, que oscila de 2,5 días, a 34 ºC, hasta 20 días, a 14 ºC; o en la del

desarrollo postembrionario, que varía desde 4 días, a 30 ºC, hasta 22 días, a 14 ºC

(Bonnemaison, 1975; Zhang, 2003).

Las hembras adultas entran en diapausa durante la estación invernal,

protegiéndose bajo la corteza de los árboles frutales, las plantas bajas y, sobre todo,

en el suelo. Los factores que inducen dicha diapausa son el acortamiento de los días,

la disminución del alimento y la baja temperatura, terminando tras un periodo de frío

fijado (Brandenburg y Kennedy, 1987; Zhang, 2003). No obstante, en invernaderos o

zonas donde los inviernos son suaves, el ácaro suele permanecer activo durante todo

el año (Evans, 1992).

La puesta empieza tras la salida de la diapausa, en la segunda quincena del

mes de marzo, sobre una gran variedad de plantas, quedando depositados los huevos

sobre el follaje, preferentemente por el envés, con una fecundidad que puede superar

los 100 huevos/hembra. Tras la eclosión, el desarrollo de los ácaros pasa por las

1 INTRODUCCIÓN

12

siguientes etapas: larva, protocrisálida, protoninfa, deutocrisálida, deutoninfa,

teliocrisálida y adulto, siendo protocrisálida, deutocrisálida y teliocrisálida fases

quiescentes, inactivas.

T. urticae es una especie partenogenética arrenotoca; la producción de

hembras es superior a la de machos, con una ratio sexual aproximada de 3 hembras

por cada macho (Zhang, 2003).

Los estados activos tejen telas de seda en la cara inferior de las hojas. Las telas

tienen como finalidad crear un microclima adecuado para el desarrollo del ácaro,

donde la temperatura permanece más o menos constante y la humedad elevada,

ejerciendo una labor protectora frente a la lluvia, el viento y algunos depredadores, y

proporcionando cierta protección ante los tratamientos acaricidas. Además tienen un

papel importante en la conducta reproductora del ácaro e intervienen en su dispersión

(Gerson, 1985).

En cuanto a los métodos de dispersión, necesarios para colonizar nuevas

plantas, emplea dos mecanismos diferentes: dispersión pasiva (dejándose llevar por

el aire) y dispersión activa (caminando) (Brandenburg y Kennedy, 1987). La primera

es importante tanto en la colonización de nuevas plantas como en la dispersión a

todas las zonas de una planta huésped, e implica la adopción de una postura típica

por parte de las hembras adultas, orientándose hacia la luz y en presencia de viento,

pudiendo desplazarse distancias relativamente cortas (100 m o menos) (Brandenburg

y Kennedy, 1982; Margolies y Kennedy, 1985; Miller et al., 1985).

Por el contrario, la dispersión activa es empleada para extenderse a lo largo de

toda la planta huésped o entre plantas que están en contacto (McEnroe y Dronka,

1971; Brandenburg y Kennedy, 1982; Margolies y Kennedy, 1985).

Un método de dispersión, también pasiva, que no debe ser olvidado es el que

tiene lugar junto con los propágulos de las plantas cultivadas (tubérculos, semillas,

plantones, etc.), cuyo responsable es el hombre.

T. urticae presenta una elevada tasa intrínseca de crecimiento (rm). Sobre esta

rm influyen varios parámetros reproductivos (período de preoviposición, fecundidad,

fertilidad, etc.). A su vez, estos parámetros se ven influidos por una serie de factores

intrínsecos y extrínsecos (Wrensch, 1985; Brandenburg y Kennedy, 1987). Entre los

factores intrínsecos se encuentra el ecotipo, el nivel de endogamia, la densidad de

1 INTRODUCCIÓN

13

población, la edad de la población y el estado de apareamiento de la hembra; mientras

que entre los extrínsecos se pueden citar la planta huésped y su situación nutricional

(contenido en nitrógeno y el ratio de nitrógeno con respecto al fósforo y el potasio), la

humedad relativa y la temperatura.

1.3.4 Síntomas y daños

Los estados activos del ácaro toman su alimento de las hojas, preferentemente

en el envés. Clavan los quelíceros en las células de la planta y succionan su contenido.

Se alimentan principalmente del mesófilo, lo que provoca una reducción significativa

de la resistencia estomática, de la fotosíntesis y de la tasa respiratoria, afectando

negativamente a la tasa de absorción energética de la planta (Sances et al., 1979a,

1979b, 1981, 1982a, 1982b; Tomczyk y Kropczynska, 1985).

En las hojas afectadas, varía el contenido en algunas sustancias. Así, los

elementos minerales básicos, como nitrógeno, fósforo y potasio, se reducen tras un

largo periodo de alimentación (Herbert y Butler, 1973; Golik, 1975). También, el nivel

de clorofila disminuye debido a los daños mecánicos producidos en los cloroplastos

durante la alimentación (Summers y Stocking, 1972; Sances et al., 1982b). Como

consecuencia de ello, se producen una disminución de la producción de frutos y

semillas, defoliaciones e incluso la muerte de la planta atacada (Huffaker et al., 1969,

Zhang, 2003).

En la zona de succión, se aprecia un punto decolorado que progresivamente

pasa a colores amarillentos o grisáceos, provocando en ocasiones abombamiento de

las hojas, como ocurre en clementino (García Marí et al., 1994).

1.3.5 Métodos de control

Hasta fechas recientes, el método habitual de control de la plaga se basa en el

uso de acaricidas de síntesis, lo que ha conllevado problemas importantes respecto

al medio ambiente y a la salud humana. Como se ha comentado en apartados

anteriores, en aras de evitar estos efectos secundarios, el Parlamento Europeo

aprobó, en enero 2009, nuevas normas sobre el uso y la comercialización de

productos fitosanitarios en Europa buscando el manejo sostenible de los mismos (CE,

1 INTRODUCCIÓN

14

2009b). La aplicación de esta normativa, y su precedente (CE, 1991a), ha conducido

a la disminución del número de materias activas disponibles para la defensa frente a

los ácaros.

Por otra, parte, ante el problema creciente de aparición de resistencias por el

uso reiterado de las mismas materias activas, el Comité de Acción para la Resistencia

a Insecticidas (IRAC) las ha agrupado atendiendo a su modo de acción, con el objeto

de orientar hacia un uso más racional de las mismas. En la Tabla 1.2 se recogen los

productos permitidos en España para la defensa de los cultivos frutales de pepita y

hueso frente a ácaros (MAGRAMA, 2015b) agrupados según su punto de acción

primario y el subgrupo químico al que pertenecen (IRAC, 2015).

Tabla 1.2. Acaricidas registrados en el Registro de Productos Fitosanitarios del MAGRAMA en frutales de pepita y hueso, clasificados por su modo de acción (MAGRAMA, 2015b, IRAC, 2015).

Punto de Acción Primario. Función fisiológica afectada

Subgrupo Químico Materia Activa

3. Moduladores del canal del sodio. Acción sobre el sistema nervioso y muscular

3A. Piretroides ACRINATRÍN

6. Activadores del canal del cloro. Acción sobre el sistema nervioso y muscular

Abamectinas ABAMECTINA Milbemicinas MILBEMECTINA

10. Inhibidores del crecimiento de ácaros. Regulación del crecimiento

10A. Clofentezín, Hexitiazox

CLOFENTEZÍN HEXITIAZOX

10B. Etoxazole ETOXAZOL

21. Inhibidores del transporte de electrones en el complejo mitocondrial I. Acción sobre la respiración

21A. Acaricidas METI FENPIROXIMATO

PIRIDABÉN TEBUFENPIRAD

un. Compuestos de modo de acción desconocido o incierto

AZADIRACTINA AZUFRE

* POLISULFURO DE CAL * Beauveria bassiana * ACEITE DE PARAFINA

* no citados en la clasificación de IRAC

En el ámbito del IPM, el control de las poblaciones plaga por su monitorización,

aplicando medidas de control sólo cuando sea necesario, minimizando y

seleccionando el empleo de acaridas, favoreciendo el uso del control biológico, y

valorando otras medidas alternativa (Zhang, 2003). Así por ejemplo, en trabajos

recientes con clementino, se ha establecido el umbral económico en 10 a 15 ácaros/m2

de hoja sintomática (Pascual Ruiz et al., 2014).

Desde los años 60, se comercializa el fitoseido P. persimilis por su capacidad

depredadora sobre T. urticae. Sin embargo, las experiencias realizadas en España

han dado resultados variables y poco satisfactorios, debido, probablemente, a su

1 INTRODUCCIÓN

15

escasa tolerancia a temperaturas de 30-35 ºC. En cambio, A. californicus es capaz de

controlar ataques de la plaga, desplazando, en ocasiones, a P. persimilis (García Marí

et al., 1994).

El empleo de fitoseidos en invernadero está muy extendido a nivel mundial,

usándose habitualmente P. persimilis, P. micropilis, A. californicus, N. fallacis, N.

longispinosus y G. occidentalis. También han mostrado efectividad especies

diferentes de insectos depredadores, como Feltiella acarisuga (Vallot, 1827) (Diptera:

Cecidomyiidae), Stethorus pusillus (Herbst, 1797) (Coleoptera: Coccinellidae),

Macrolophus pygmaeus (Rambur, 1839) (Hemiptera: Miridae), Tapinoma

melanocephalum (Fabricius, 1793) (Hymenoptera: Formicidae), Scolothrips

sexmaculatus (Pergande, 1890) (Thysanoptera: Thripidae), y algunos hongos

entomopatógenos del género Entomophthora (Entomophthorales:

Entomophthoraceae), como E. thaxteriana (I.M.Hall & J.Bell, 1963) y E. adjarica

(Tsints. & Vartap, 1976) (Zhang, 2003), o el comercializado en España, Beauveria

bassiana (Bals.-Criv.) Vuill., 1912 (Hypocreales: Cordycipitaceae) (MAGRAMA,

2015b).

1 INTRODUCCIÓN

16

1.4 Panonychus ulmi Koch

P. ulmi es una especie de origen europeo, estando en la actualidad presente

en la mayor parte de Europa (Figura 1.2) y en todos los continentes, habiendo sido

citada su presencia en más de 50 países (Bolland et al., 1998). Es polífaga y se ha

localizado en 138 especies, entre las que se encuentran frutales de pepita y de hueso,

vid, nogal, arbustos frutales y árboles y arbustos forestales, siendo la familia Rosaceae

la que incluye el mayor número de especies atacadas por el ácaro (Migeon y Dorkeld,

2015). Es considerado como el ácaro-plaga más importante en los frutales de hoja

caduca (García Marí et al., 1994; García de Otazo, 1992) y, en particular, en el cultivo

de manzano, tiene importancia a nivel mundial (Costa Comelles et al., 1994).

Figura 1.2. Distribución europea de Panonychus ulmi (Bolland, 2013).

1 INTRODUCCIÓN

17

1.4.1 Sistemática

Según la última actualización de la base de datos Fauna Europaea (Bolland,

2013), P. ulmi se puede situar sistemáticamente de la siguiente manera:

Regnum: Animalia

Subregnum: Eumetazoa

Phyllum: Arthropoda

Subphyllum: Chelicerata

Clase: Arachnida

Subclase: Micrura

Infraclase: Acari

Superorden: Actinotrichida

Orden: Prostigmata

Suborden: Eleutherengona

Superfamilia: Tetranychoidea

Familia: Tetranychidae

Subfamilia: Tetranychinae

Tribu: Tetranychini

Género: Panonychus Yokoyama, 1929

Especie: P. ulmi (Koch, 1836)

De entre las numerosas sinonimías que se han empleado para denominar a la

especie, casi 20 (Bolland et al., 1998), la más utilizada ha sido Metatetranychus ulmi

Koch.

Las denominaciones con las que se conoce vulgarmente varían según la zona

considerada y el cultivo afectado: araña roja, araña roja de los frutales y vid, ácaro rojo

de los frutales.

1.4.2 Descripción morfológica

Las hembras tienen una longitud de 0,6 a 0,8 mm y una anchura de 0,25 mm.

Son de color rojo oscuro, si bien la tonalidad puede variar según la vegetación sobre

la que se haya alimentado. Presentan dos hileras de pelos blanquecinos

característicos en la zona dorsal.

1 INTRODUCCIÓN

18

Los machos son de menor tamaño que las hembras, tienen el cuerpo piriforme,

con el abdomen afilado y las patas más largas respecto al tamaño corporal. Son de

color amarillo rosado o rojo pálido y, al igual que las hembras, presentan dos hileras

de pelos dorsales. Las ninfas y los adultos tienen cuatro pares de patas, mientras que

las larvas tienen tres.

Respecto al aspecto de los huevos, son estriados, con forma de cebolla y de

0,1 a 0,15 mm de diámetro, pero hay cierto dimorfismo entre los de invierno o

diapausantes y los de verano. Así, los huevos de invierno son de color rojo oscuro y

poseen un pelo blanco en la zona superior, mientras que los de verano son

ligeramente más pequeños, no tienen pelo y recién puestos son blancos, para virar

posteriormente al amarillo y, finalmente, a un tono rojizo cuando están próximos a la

eclosión, si bien el color final varía con la alimentación de la hembra, pudiendo ser

marrones, rojos, anaranjados, etc. (García de Otazo, 1992).

1.4.3 Biología y ecología

La duración del desarrollo de una generación varía mucho en función de la

temperatura (son organismos poiquilotermos) y de la humedad, pudiendo oscilar entre

9 y 30 días. Las condiciones de desarrollo más adecuadas se encuentran entre 23 a

35 ºC de temperatura y 50 a 70% de humedad relativa. Como consecuencia, el

número de generaciones anuales varía con la localización. Así, en Virginia (EE.UU.)

es de 9 a 10, de 3 a 5 en los Países Bajos hasta (Van de Vrie, 1985) y de 7 a 11 en

España (Salazar, 1995).

Hiberna en forma de huevo (huevo de invierno). A mediados de agosto, bajo la

influencia del fotoperiodo y de la temperatura y, en menor medida, de la disponibilidad

de alimentos, las hembras comienzan la puesta de los huevos de invierno, puesta que

puede prolongarse hasta primeros de octubre e incluso noviembre, dependiendo de

las condiciones ambientales (Van de Vrie, 1985). Los periodos diarios de iluminación

de 6 a 13 horas y una temperatura media en torno a 15 ºC, son las condiciones

ambientales que estimulan la aparición de las hembras que realizan la puesta de

huevos de invierno (Lees, 1953).

El comportamiento de puesta de las hembras varía según el tipo de huevo que

vayan a poner. Así, las hembras cuya puesta es estival, a menudo ponen todos sus

1 INTRODUCCIÓN

19

huevos en una hoja, mientras que aquellas que producen los huevos de invierno se

alejan de las hojas sobre las que se alimentan para realizar la puesta en la corteza de

las ramas. Puesto que el carácter de los huevos viene determinado por la hembra, se

puede hacer distinción entre hembras de verano y hembras de invierno (Lees, 1953;

Evans, 1992).

La puesta de huevos de invierno se localiza, principalmente, en madera de dos

y más años, alrededor de yemas florales y en las zonas que presentan rugosidades,

como la zona de inserción de las ramas o pequeñas grietas, con mayor frecuencia en

la cara orientada al sur.

Tras la puesta de huevos de invierno, el embrión se desarrolla hasta el estado

de blastodermo, momento en que entra en diapausa. Para superar la diapausa se

necesitan temperaturas de 1 a 9 ºC durante periodos variables en función de la

temperatura (Lees, 1953; García Marí et al., 1991; Evans, 1992). La necesidad de frío

varía entre las diferentes localidades como resultado de la adaptación de los

diferentes biotipos a las condiciones climáticas (Cranham, 1973).

Tras superar la diapausa durante el periodo invernal, se produce la

postdiapausa, durante la cual el embrión completará su desarrollo hasta el estado

larvario, concluyendo el proceso con la eclosión primaveral, momento que también

está condicionado por la temperatura. Así, en condiciones controladas de 25 ºC, la

postdiapausa concluye en 9 días, situándose el umbral de desarrollo en 7 ºC (Lees,

1953). Esa eclosión dará lugar a las larvas de primera generación que se alimentarán

de las hojas jóvenes.

Desde la eclosión hasta el estado adulto se suceden un estado y dos estadios

de desarrollo móviles, el primero larval y los segundos ninfales (protoninfa y

deutoninfa), separados por formas inactivas (protocrisálida, deutocrisálida y

teliocrisálida respectivamente).

Una vez alcanzado el estado adulto y tras la fecundación de las hembras, se

produce la puesta estival, a partir de la cual se irán desarrollando las sucesivas

generaciones. Estas puestas, como se ha indicado, se realizan principalmente en el

envés de las hojas, y en torno a los nervios.

El porcentaje de hembras respecto al total de huevos eclosionados se sitúa en

torno al 80 % (Gotho et al., 2003). El nivel de población del ácaro se ve fuertemente

1 INTRODUCCIÓN

20

influido por factores ambientales, por la especie y variedad huésped, y por las técnicas

de cultivo empleadas. En cuanto a las condiciones ambientales, las que permiten una

mayor proliferación del ácaro son las proporcionadas por un clima cálido y seco.

Por otra parte, estudios realizados sobre diferentes huéspedes demuestran que

la supervivencia en albaricoquero o en melocotonero no es tan buena como en

manzano (McLaren, 1986). También hay diferencias a nivel varietal, por ejemplo, en

el caso del manzano, la variedad Golden Delicious presenta mejores condiciones para

el desarrollo de ácaros, favoreciéndose el periodo de oviposición, la fecundidad, la

fertilidad y la longevidad que respecto a la variedad Gala (Ribeiro et al., 1988).

Respecto a las técnicas culturales, son varios los aspectos que se pueden

considerar. Aquellas técnicas que favorezcan un crecimiento vigoroso del árbol

provocarán, a su vez, que este sea más afectado por el ácaro. En este sentido, se

puede actuar a nivel de poda, riego y fertilización, sobre todo nitrogenada (Hoyt et al.,

1978; García Marí et al., 1994). En cuanto al mantenimiento del suelo, la cubierta

vegetal permite, en muchas ocasiones, reducir las poblaciones de tetraníquidos y

hasta niveles inferiores al umbral económico. Cuando un suelo permanece desnudo

aumenta la población de ácaros en el cultivo y se dificulta el control por los

depredadores. La presencia de cubierta vegetal marca diferencia, sobre todo, a

principios de temporada (Meagher y Meyer, 1990).

La dispersión de P. ulmi por todo el mundo se ha visto favorecida por la

presencia de huevos en diapausa transportados junto al material vegetal de

propagación. A nivel local, es decir, en distancias reducidas, la movilidad se produce

sobre todo por el viento. En casos de alta densidad de población o ante una situación

alimentaria desfavorable, los ácaros producen una seda que favorece este

desplazamiento, aun cuando este ácaro no se caracteriza por una producción elevada

de sedas.

1.4.4 Síntomas y daños

Las formas móviles se alimentan succionando el contenido de las células

parenquimáticas, preferentemente del envés de las hojas, haciendo una punción con

ayuda de sus quelíceros, lo que provoca la destrucción mecánica de los tejidos

foliares, disminuyendo la fotosíntesis y provocando el aumento de la transpiración.

1 INTRODUCCIÓN

21

Los síntomas se manifiestan sobre las hojas, que toman una coloración plomiza

y más tarde atabacada, pudiendo, en casos graves, llegar a caer de forma anticipada.

También los frutos se ven afectados cuando la infestación es severa, debido a la

disminución del área foliar (que puede repercutir en la reducción del tamaño y del color

del fruto, en la disminución del contenido en azúcar y en una menor inducción floral

para el próximo año); a la acción directa de la radiación UV, que produce quemaduras

en la epidermis de los frutos; y a las propias picaduras que realizan en los mismos.

Posiblemente, las reacciones antes descritas después de la alimentación del ácaro

sean sólo síntomas externos como resultado del daño mecánico y las alteraciones

bioquímicas que provoca. También, se producen cambios en los niveles hormonales

y minerales de las plantas atacadas (Tomczyk y Kropczynska, 1985).

La susceptibilidad al daño del ácaro varía según la especie de que se trate,

incluso hay diferencias entre variedades distintas. Así, en manzano, la variedad Red

Delicious tiene normalmente un mayor nivel de población, pero Golden Delicious es

más susceptible al daño.

Por otra parte, para una misma plantación de manzano se ha observado

diferente intensidad del daño producido en años diferentes. Estas diferencias están

relacionadas, en parte, con los factores ambientales que han afectado a la puesta de

huevos invernales, a su supervivencia y al momento de la eclosión primaveral. La

precipitación y la temperatura han sido los factores que más se han correlacionado

con la presencia de ácaros (Bostanian et al., 2007).

El desecamiento foliar (leaf burn) es una fisiopatía que se produce en algunas

variedades de peral (el follaje se oscurece, deseca y después necrosa) provocado por

temperaturas estivales elevadas. No obstante, numerosos trabajos citan a P. ulmi

como un agente potenciador de esta fisiopatía (Pijoan, 1990; Bonany et al., 1991;

Ponti et al., 1991; Vilardell et al., 2000), mientras que Tateishi (1987) indica que

también T. urticae puede favorecer esta alteración.

1.4.5 Métodos de control

Las consideraciones a realizar en la defensa del cultivo mediante métodos

químicos contra P. ulmi son las ya mencionadas en el apartado 1.3.5 (Métodos de

control para T. urticae). En la Tabla 1.2 se recogen los productos permitidos en España

1 INTRODUCCIÓN

22

para la defensa de los cultivos frutales de pepita y hueso frente a ácaros (MAGRAMA,

2015b) agrupados según su punto de acción primario y el subgrupo químico al que

pertenecen (IRAC, 2015).

Entre los enemigos naturales de P. ulmi destacan los fitoseidos, principalmente

A. andersoni y A. californicus. Su efectividad es tal que, si se respetan sus

poblaciones, el empleo de acaricidas es innecesario (García Marí et al., 1994). Los

insectos depredadores son menos eficaces, ya que aparecen cuando la plaga se

encuentra a niveles elevados. Entre ellos cabe destacar el coccinélido S. pusillus

(García Marí et al., 1994).

La defensa eficiente y respetuosa con el medio ambiente del cultivo frente al

ácaro pasa por considerar el umbral de acción (UA) y el umbral económico de daños

permisible, parámetros que varían según factores muy diversos, de ahí que no sea

extraño encontrar valores diferentes propuestos por distintos autores. En manzano, el

UA oscila entre 2 y 10 ácaros por hoja o del 50 al 70 % de hojas ocupadas por formas

móviles (Binns y Bostanian, 1990; Costa Comelles et al., 1991; Van der Werf et al.,

1997; Alston, 2002; Curkovic et al., 1999).

También en manzano, se ha determinado el UA utilizando el parámetro ácaros

día acumulados (ADA), es decir, el valor acumulado a lo largo del ciclo vegetativo del

producto de la población media entre dos muestreos por el número de días

transcurridos. En este caso, los valores más utilizados están entre 300 y 1000 ADA

(Vilajeliu y Gutierrez, 1990; Costa Comelles et al., 1991; Vilajeliu et al., 1996). Costa

Comelles et al. (1991) indican que se debe considerar además de los ADA, el periodo

vegetativo y la población del fitoseido A. andersoni.

En peral, el UA se sitúa entre el 50 y el 60 % de hojas con formas móviles (Ponti

et al., 1991) o la presencia de un individuo por cada hoja observada (Curkovic et al.,

1999).

En cuanto a los frutales de hueso, respecto al cerezo el UA se sitúa en 5 a 10

estados móviles por hoja (Alston, 2002) y para el melocotonero, en el 60 a 70 % de

hojas ocupadas (Pollini et al., 1991).

1 INTRODUCCIÓN

23

1.4.6 Métodos de cría de P. ulmi

Se incluye este apartado debido a que forma parte importante de este trabajo,

concretamente el que hace referencia al desarrollo del ácaro en varias plantas

utilizadas como hospedantes.

Para la cría y el desarrollo de bioensayos de P. ulmi se ha utilizado,

tradicionalmente, el manzano, pero durante el invierno, cuando la planta está en

reposo vegetativo, es necesario encontrar un sustituto o una alternativa (Patterson y

Rodriguez, 1975). Se debe, por tanto, establecer una metodología de cría del ácaro

que sea sencilla de llevar a cabo y que proporcione una población suficiente y estable

a lo largo del año. Se han descrito diferentes modos de proceder para alcanzar este

objetivo con resultados más o menos satisfactorios.

1. Sobre plantas completas:

Se ha usado manzano, bien procedente de semillero o de portainjertos en

maceta, pero Patterson y Rodriguez (1975) indican que, en cultivo en invernadero, las

plantas alcanzan pronto un desarrollo vegetativo excesivo, provocando dificultades de

manejo, de modo que plantean su sustitución por rosal. Otra alternativa, propuesta

por Helle y Overmeer (1994), es ciruelo mirabolano, con la ventaja de su baja

susceptibilidad a mildiu. White et al., en 1994, ensayaron el comportamiento de

mirabolano y otras especies del género Prunus (cerezo, melocotonero y endrino)

respecto a la cría y su aptitud para realizar bioensayos, considerando, igualmente,

mirabolano como la más adecuada por producir hojas suficientemente largas y

robustas para llevarlos a cabo.

2. Sobre hojas aisladas o discos de hojas:

P. ulmi puede criarse sobre porciones de hoja u hojas completas de manzano

y melocotonero colocadas sobre algodón en el interior de una placa Petri. Este método

permite la observación bajo la lupa binocular y la obtención de material en masa

uniforme (Helle y Overmeer, 1985). Sin embargo, los cuidados que hay que realizar

son excesivos para la población que se puede conseguir. Patterson y Rodriguez

(1975) mantuvieron durante 13 meses una población de P. ulmi utilizado hojas

aisladas de híbridos de rosa de té.

1 INTRODUCCIÓN

24

3. Dietas sintéticas:

La nutrición de los artrópodos y las dietas artificiales llevan estudiándose desde

principios del siglo pasado (Vanderzant, 1974), pero uno de los problemas de los

ácaros, además de encontrar los elementos nutritivos adecuados, es superar el

handicap derivado de su modo de alimentación. Se han utilizado diversos tipos de

membranas, tratando de imitar a la epidermis de las plantas, como colodión, parafilm

estirado, epidermis seca de cebolla o resina de polvinil butiral, colocando entre dos

capas de membrana el medio nutritivo líquido estéril (Storms, 1965; Bosse et al., 1981;

van der Geests et al., 1983). Toda la preparación debe hacerse en condiciones de

esterilidad, en cabina de flujo laminar, debiéndose utilizar algún método de

confinamiento para que los ácaros no puedan escapar, como talco o algún tipo de

adhesivo. Sin embargo, en las pruebas realizadas, o bien no había puesta o era

escasa, observándose, a partir de la segunda generación, un aumento importante en

la proporción de machos (Van der Geest, 1985), de modo que, como método de cría

masiva sería muy costoso en material y tiempo para alcanzar población suficiente para

realizar bioensayos.

Resultados parecidos se han observado en otros tetraníquidos como T. urticae

o P. citri (Bosse et al., 1981; van der. Geest et al., 1983; Hare y Bethke, 1988),

encontrándose en todos los casos una baja oviposición e incluso imposibilidad para

concluir el ciclo en algunos casos (Storms y Noordink, 1972).

1 INTRODUCCIÓN

25

1.5 Plaguicidas biorracionales

El manejo de ácaros (y de plagas en general) tiende hacia el uso conjunto y

racional de los diferentes métodos de control disponibles, intentando que el impacto

ambiental sea mínimo. De entre estos métodos de control, sigue siendo importante la

lucha química que, en este contexto, debe, a su vez, racionalizarse. Para ello, se han

obtenido varias sustancias pertenecientes a diferentes grupos químicos respetuosos

con el medio ambiente (biorracionales) con actividad insecticida y/o acaricida (Vives

de Quadras, 1988).

Se puede definir plaguicida biorracional como aquella sustancia que provoca la

muerte del insecto o del ácaro, bien por alterar de forma perjudicial procesos

fisiológicos, bien por interferir en su desarrollo, impidiendo que los individuos

completen su ciclo biológico. La mayoría de estas moléculas son sintetizadas por el

hombre y son similares a compuestos naturales. A continuación se describen los

grupos utilizados en este trabajo.

1.5.1 Benzoilfenilureas

Las benzoilfenilureas (BPU’s), incluidas dentro del grupo de los reguladores de

crecimiento, actúan inhibiendo la síntesis de quitina en los artrópodos (Figura 1.3).

Este glucósido, es un componente básico de su cutícula, así como de la pared

celular de algunos hongos. La falta de quitina provocada por las BPU’s conduce a una

disminución del tamaño de la cutícula, la formación de un exoesqueleto frágil,

problemas en la ecdisis, pérdida de fluidos orgánicos y deshidratación (Cohen, 1993;

Rehimi y Soltani, 1999).

Pese a conocerse desde hace más de 35 años, el modo de acción concreto de

las BPU’s aún continúa en estudio. Los trabajos realizados con diflubenzurón indican

que provoca la despolarización de la membrana de las vesículas intracelulares a

través de la inhibición del canal K+, lo que inhibe el proceso de incorporación de la N-

acetilglucosamina en la síntesis de la quitina del insecto (Matsumura, 2010).

1 INTRODUCCIÓN

26

Glucosa

Glucosa – 1 – fosfato

Fructosa – 6 – fosfato

Glucosamina – 6 – fosfato

N - acetilglucosamina – 6 – fosfato

UDP- N - acetilglucosamina – 6 – fosfato

Cadenas de quitina

Microfibrillas de quitina

Cristalización

Polimerización

ATP

ADP

Glutamina

Ácido glutámico

Acetil - CoA

CoA

Uridín trifosfosfato (UTP)

Pirofosfato

Uridín difosfato (UDP)

Figura 1.3. Proceso de la síntesis de quitina.

1 INTRODUCCIÓN

27

En las Tablas 1.3 y 1.4, se indica la situación de las BPU’s en el Anexo I de la

Directiva 91/414/CEE, respecto a su inclusión, exclusión y en situación de evaluación

en la lista comunitaria de sustancias activas (MAGRAMA, 2015c).

Tabla 1.3. Benzioilfenilureas incluidas en el anexo I de la Directiva 91/414/CEE (422) trasladadas al anexo I del REGLAMENTO (CE) Nº 1.107/2009 (MAGRAMA, 2015c).

Directiva/

Reglamento

Inclusión Caducidad Condiciones Anexo A

Diflubenzurón 2008/69/CE

2010/39/UE

1/1/2009 31/12/2018 --

Lufenurón 2009/77/CE 1/1/2010 31/12/2018 Recintos cerrados y estaciones de cebo al aire libre

Teflubenzurón 2009/37/CE 1/12/2009 30/11/2019 Usos en invernadero (en sustrato artificial o hidropónico, cerrados)

Tabla 1.4. Benzioilfenilureas excluidas del Anexo I de la Directiva 91/414/CEE (308) (MAGRAMA, 2015c).

Situación

Clorfluazurón Excluida de lista positiva

Flufenoxurón Excluida de lista positiva

Hexaflumurón No defendida la inclusión

Novalurón En evaluación

FLUFENOXURÓN

El flufenoxurón es una BPU con actividad insecticida y cuyo efecto acaricida es

conocido desde hace tiempo (Haub, 1992; Ahn et al., 1993). Es un producto no

sistémico, aunque con cierta capacidad translaminar, actuando por ingestión en

insectos y ácaros.

A continuación se indican sus características y su situación actual respecto a la

Unión Europea:

SITUACIÓN ANEJO 91/414/CE Excluida.

1 INTRODUCCIÓN

28

IUPAC: 1-[4-(2-chloro-α,α,α-trifluoro-p-tolyloxy)-2-fluorophenyl]-3-(2,6-difluorobenzoyl)urea

FÓRMULA: C21H11ClF6N2O3

Este compuesto se ha venido utilizando en la Unión Europea, durante las

décadas pasadas, frente a ácaros e insectos perjudiciales para los cultivos, estando

incluida entre las sustancias activas permitidas en el anexo I de la Directiva

91/414/CEE del Consejo (CE, 1991b). Sin embargo, mediante la decisión de la

Comisión de 5 de diciembre de 2008, reflejado en la directiva 2008/934/CE, se

procede a su no inclusión en la lista a la que hace referencia el anexo I antes

mencionado (CE, 2008a). Posteriormente, a través del Reglamento de Ejecución (UE)

Nº 942/2011 de la Comisión de 22 de septiembre de 2011 se establece la no

aprobación del flufenoxurón relativa a su comercialización, indicando que el propio

notificante retira su apoyo a su inclusión (CE, 2011c).

Finalmente, la Comisión Europea, con fecha 9 de febrero de 2012, tras el

informe emitido por Francia, Estado designado como miembro informante, considera

respecto al flufenoxurón lo siguiente: “La evaluación de riesgos para los

compartimentos ambientales objeto de estudio, llevada a cabo con un planteamiento

realista, ha demostrado efectos inadmisibles para el compartimento acuático.

Además, las características del flufenoxurón lo hacen persistente, bioacumulable y

tóxico, así como muy persistente y muy bioacumulable, de conformidad con los

criterios establecidos en el anexo XIII del Reglamento (CE) Nº 1907/2006 del

Parlamento Europeo y del Consejo (3). Por consiguiente, no procede incluir en los

anexos I, IA o IB de la Directiva 98/8/CE el flufenoxurón para su uso en el tipo de

producto 18”; fijando como fecha límite para su comercialización el 1 de agosto de

2012 (CE, 2012a).

1 INTRODUCCIÓN

29

Sí está permitida, en cambio, su utilización en conservantes de la madera (tipo

de producto 8) restringiendo su uso al tratamiento de madera “destinada a uso en

interiores o exteriores sin cubrir y sin estar en contacto con el suelo, bien expuesta

constantemente a la intemperie, bien protegida de esta pero sujeta a mojadura

frecuente o en contacto con agua dulce, que no se utilizará en locales de estabulación

ni entrará en contacto con alimentos ni piensos” (CE, 2012b).

Durante el periodo durante el que estuvo permitida su comercialización, la dosis

de aplicación en cultivos se situó entre el 0,05 y el 0,1 % de preparado comercial (con

10 % de flufenoxurón), con un plazo de seguridad de 30 días para frutales.

Los trabajos realizados por El-Banhawy y Amer (1992) sobre T. urticae, indican

que el efecto es mayor cuando se tratan estados inmaduros, afectando al desarrollo y

la reproducción de las hembras al disminuir la fecundidad y la fertilidad.

Se han realizado varios estudios orientados a aportar información respecto al

efecto sobre enemigos naturales. Así, Kim y Yoo (2002) y Abd Elhady y Heikal (2011)

indican que el flufenoxurón podría integrarse en programas de Manejo Integrado de

T. urticae cuando el fitoseido predominante es P. persimilis, ya que la toxicidad

mostrada sobre él fue menor que para el tetraníquido; situación que también se

produce cuando el fitoseido predominante es Amblyseius womersleyi (Schicha, 1975)

(Mesostigmata: Phytoseiidae) (Kim y Seo, 2001). En la misma línea, Santolamazza

Carbone y Fernández de Ana-Mangan (2002) concluyen que en los programas de

defensa frente a Gonipterus scutellatus (Gyllenhal, 1833) (Coleptera: Curculionidae),

el flufenoxurón y la azadiractina se pueden utilizar de forma conjunta con el parasitoide

Anaphes nitens (Girault 1928) (Hymenoptera: Mymaridae). Respecto al depredador

Orius laevigatus (Fieber, 1860) (Hemiptera: Anthocoridae), el flufenoxurón resultó

tóxico por contacto e ingestión (Angeli et al., 2005)

1.5.2 Azadiractina

Desde tiempos inmemorables, el hombre se ha servido de las plantas para la

defensa de los cultivos, existiendo referencias del uso de hojas de tabaco pulverizadas

o de sus extractos acuosos desde 1690 (Camps, 1988). Sin embargo, probablemente

la especie vegetal que ha tenido más importancia por la síntesis posterior de

piretroides sintéticos, es Chrysanthemum cinerariaefolium.

1 INTRODUCCIÓN

30

En las últimas décadas, plantas pertenecientes a distintas familias se han

valorado por el posible uso de sus extractos como plaguicidas, entre otros

Chenopodium ambrosioides (Chiasson et al., 2004), Ginkgo biloba (Pan et al., 2006),

Rosmarinus officinalis (Miresmailli et al., 2006), Paeonia suffuticosa (Tak et al., 2006),

Sapindus saponaria (Manfré Medeiros et al., 2007), Asphodelus eastivus (Gencsoylu,

2007), Ocinum basilicum (Kostic et al., 2008), siendo, quizá las especies

pertenecientes al género Azadirachta, las más estudiadas, particularmente A. indica.

A. indica, conocida como árbol del Neem, es originaria del Sur y Sureste

asiático, pero su presencia se ha extendido a otras zonas tropicales y subtropicales.

Su clasificación taxonómica es la siguiente (USDA, NRCS. 2015):

Reino: Plantae

Subreino: Tracheobionta

Superdivisión: Spermatophyta

División: Magnoliophyta

Clase: Magnoliopsida (dicotiledóneas)

Subclase: Rosidae

Orden: Sapindales

Familia: Meliaceae

Género: Azadirachta A. Juss.

Especie: Azadirachta indica A. Juss.

Siendo válidos los sinónimos: Melia azadirachta L. y Antelaea azadirachta (L.)

Adelb.

Sus propiedades han sido explotadas durante siglos, utilizándose para proteger

el grano y las ropas contra los insectos; con carácter medicinal, contra la malaria, las

enfermedades de la piel y la lepra (Ley et al., 1993); y también como fungicida y

bactericida (Immaraju, 1998).

A. indica (en general la familia entera) presenta un gran número de compuestos

diferentes que exhiben actividades biológicas muy diversas, como salanina, salanol,

salanolacetato, 3-deacetilsalanina, azadiradion, 14-epoxiazadion, gedunina,

nimbinen, deacetilnombinen, aunque, por sus efectos sobre los insectos y ácaros, la

azadiractina es considerada como el principio activo más importante.

1 INTRODUCCIÓN

31

La azadiractina es un tetranorterpenoide del tipo limonoide que, junto con los

piretroides, forma parte de la segunda generación de insecticidas de origen vegetal

(Regnault Roger, 2004). A continuación se indican las características y la situación

actual de la azadiractina.

SITUACIÓN ANEJO 91/414/CE Incluida

IUPAC: dimethyl (2aR,3S,4S,4aR,5S,7aS,8S,10R,10aS,10bR)-10-acetoxy-3,5-dihydroxy-4-[(1aR,2S,3aS,6aS,7S,7aS)-6a-hydroxy-7a-methyl-3a,6a,7,7a-tetrahydro-2,7-methanofuro[2,3-b]oxireno[e]oxepin-1a(2H)-yl]-4-methyl-8-{[(2E)-2-methylbut-2-enoyl]oxy}octahydro-1H-naphtho[1,8a-c:4,5-b′c′]difuran-5,10a(8H)-dicarboxylate

FÓRMULA: C35H44O16

Ya el Reglamento (CEE) Nº 2092/1991 del Consejo, sobre la producción

agrícola ecológica y su indicación en los productos agrarios y alimenticios, incluye la

azadiractina en la lista de sustancias que se pueden utilizar en los cultivos como

productos fitosanitarios para su uso como insecticida. (CE, 1991b). Por su parte, el

Reglamento (CE) Nº 1.112/2002 de la Comisión, indica que los productores que

deseen ver incluida la azadiractina en el anexo I de la Directiva 91/414/CEE deberán

realizar la notificación al organismo pertinente (CE, 2002). Posteriormente, mediante

la Decisión de la Comisión Nº 2008/941/CE se procede a la no inclusión de la

azadiractina en el anexo I de la Directiva 91/414/CEE (CE, 2008b). Más adelante, la

Directiva 2011/44/UE de la Comisión, tras juzgar los exámenes realizados por

Alemania, designada como miembro evaluador, permite la inclusión de la sustancia

activa azadiractina en el anexo I de la Directiva 91/414/CEE del Consejo (CE, 2011a).

1 INTRODUCCIÓN

32

Finalmente, el Reglamento de Ejecución (UE) Nº 540/2011 de la Comisión, incluye la

azadiractina en la lista de sustancias activas autorizadas (CE, 2011b), indicando como

fecha de autorización, el 1 de junio de 2001, y la de expiración de la autorización, el

31 de mayo de 2021.

Al margen de la situación legislativa, como se refiere a continuación, varios

autores han aportado información sobre el comportamiento de la azadiractina en

artrópodos. Los efectos de la azadiractina sobre los insectos son diversos. Es

antiapetitiva, disuasoria de la oviposición, disruptora del crecimiento (RCI), y también

afecta a la fecundidad, fertilidad y longevidad de los adultos (Schumutterer, 1990;

Ascher, 1993; Mordue (Luntz) y Blackwell, 1993). Actúa por ingestión y por contacto

(Teik Ng et al., 2003).

La azadiractina, como regulador de crecimiento de los insectos, interfiere con

la muda, siendo su efecto dependiente de la dosis administrada (Marco y Tomás,

1988). Actúa impidiendo la liberación de dos neurohormonas (alatotrópica y

protoracicotrópica [PTTH), alterándose, así, los niveles normales de los ecdisteroides

en la hemolinfa del insecto (Ascher, 1993, Isman, 2006). No obstante, el modo

bioquímico de acción no se conoce por completo; probablemente funciona como un

antiecdisteroide por el bloqueo en los sitios de unión de los ecdisteroides (Sternesen,

2004). Como resultado, la muda se produce tardíamente (se retarda), es muy

prolongada o bien no se produce, dando lugar a malformaciones en los adultos, larvas

supernumerarias (poco común), formas intermedias (larvipupas, etc.), larvas o ninfas

permanentes (incapaces de mudar, pudiendo permanecer en un estadio durante

semanas), disrupción de la emergencia en los adultos y mortalidad (Schumutterer,

1990; Ascher, 1993; Mordue (Luntz) y Blackwell, 1993).

También, se detectó una importante disminución en la actividad de la

acetilcolisteranasa (AChE) cuando se aplicaron niveles elevados de azadiractina

sobre Nilaparvata lugens (Stål, 1854) (Hemiptera: Delphacidae) (Senthil Nathan et al.,

2008).

Dimitry et al. (1993) observaron incrementos en la mortalidad y retrasos en el

desarrollo de T. urticae al tratar dicha especie con dos extractos diferentes de semillas

de A. indica. Por otro lado, también se han encontrado diferencias en los efectos

producidos por la azadiractina sobre este ácaro en función de las formulaciones

1 INTRODUCCIÓN

33

empleadas (Sundaram y Sloane, 1995; Makundi y Kashenge, 2002; Knapp y

Kashenge, 2003; Brito et al., 2006; Hoffmann et al., 2013).

El ámbito de utilización se extiende a cultivos herbáceos y leñosos, parques y

jardines y pastizales, para controlar un elevado número de fitófagos de diversos

órdenes, como ortópteros, hemípteros (de las familias Pentatomidae, Aphididae,

Aleyrodidae, Margarodidae o Cicadellidae), tisanópteros, lepidópteros (Noctuidae y

Tortricidae), dípteros, coleópteros, así como tetraníquidos y eriófidos, comportándose

como sistémica en algunas especies (Sundaram et al., 1995; Isman, 2006).

Presenta un plazo de seguridad reducido (3 días) debido a que tiene poca

persistencia en el ambiente por su fuerte fotolabilidad (vida media de 20 horas), su

hidrólisis en el agua (a 37 ºC, la mitad se degrada en 105 h a pH 7, y en 20 horas a

pH 8), y la activa participación de los microorganismos del suelo en su degradación

(Philogène et al., 2004).

Los efectos que la azadiractina produce sobre los enemigos naturales de

ácaros e insectos plaga son similares a los que ejerce en estos (Condor, 2007), pero

su toxicidad varía en función de la especie considerada (Isman, 2006). Se puede usar

de forma conjunta con parasitoides himenópteros (Santolamazza Carbone y

Fernández de Ana-Magán, 2004; Condor, 2007) o con el depredador Orius laevigatus

(Angeli et al., 2005), mostrando bastante variabilidad entre las distintas especies de

fitoseidos estudiadas (Castagnoly et al., 2005; Brito et al., 2006).

Los usos autorizados para la azadiractina en España en frutales de pepita y

hueso son: ácaros, ceratitis, cochinillas, eriófidos, minadores de las hojas, mosquito

verde, orugas, psila y pulgones (MAGRAMA, 2015a).

1 INTRODUCCIÓN

34

1.6 Lucha microbiológica

Por control biológico se entiende el proceso por el cual las poblaciones de un

organismo vivo se ven amortiguadas por la acción de sus enemigos naturales. Por su

parte, el control biológico de plagas puede definirse como la utilización deliberada de

esos enemigos naturales para reducir las poblaciones de las mismas, a ser posible,

por debajo del Umbral de Acción. Cuando esos enemigos naturales son

microorganismos entomopatógenos, se habla de lucha microbiológica (Van Driesche

et al., 2007).

Los principales grupos de entomopatógenos son nematodos, hongos,

protozoos, bacterias y virus, siendo los siguientes, los registrados para su uso en

España (MAGRAMA 2015b):

Bacillus thingiensis aizawai

Bacillus thingiensis israelensis

Bacillus thingiensis kurstaki

Bacillus thingiensis tenebionis

Beauveria bassiana

Verticillium lecanii

Virus de la granulosis de la Carpocapsa (CpCV)

Virus de la granulosis de la Carpocapsa-V15 (CpCV)

Virus de la poliedrosis nuclear de Spodoptera exigua

1.6.1 Beauveria bassiana

Beauveria bassiana es la forma de reproducción asexual (anamorfo) de la

especie Cordyceps bassiana. A continuación se indica su caracterización taxonómica

(NCBI, 2015).

Regnum: Fungi

Subregnum: Dikarya

Phyllum: Ascomycota

Subphyllum: Pezizomycotina

Clase: Sordariomycetes

Subclase: Hypocreomycetidae

1 INTRODUCCIÓN

35

Orden: Hypocreales

Familia: Cordycipitaceae

Género: Beauveria Vuillemnin, 1912

Especie: B. bassiana (Balsamo-Crivelli) Vuillemin (1912)

Teniendo como principal sinónimo Botrytis bassiana Bals.-Criv., 1835.

Cuando las esporas de los hongos entomopatógenos, como B. bassiana,

entran en contacto con la cutícula de los huéspedes susceptibles, germinan y, por la

acción de enzimas y/o de hifas penetrantes, atraviesan la cutícula y crecen

directamente en el interior del cuerpo, colonizándolo y provocando, finalmente, la

muerte del huésped por desnutrición, quedando cubierto su cuerpo con una capa

blanca, mezcla de micelio, conidióforos y conidias. El hongo emerge a partir del cuerpo

infectado, produciendo esporas infecciosas, sobre todo en ambiente húmedo, que se

liberan al entorno y se dispersan por medio del viento, la lluvia o el contacto con otros

huéspedes (Fernández et al., 2005).

B. bassiana se encuentra de forma natural en el suelo y en algunas plantas,

comercializándose algunos preparados a base esporas de cepas seleccionadas por

su mayor potencial infeccioso. Su uso está incluido en el anejo 91/414 CE

(MAGRAMA, 2015c).

Se ha mostrado efectivo frente a huéspedes que pertenecen a diversos órdenes

de insectos, como coleópteros, lepidópteros, himenópteros o hemípteros (Alves,

1992). Sin embargo, se ha apreciado especificidad entre diferentes aislados de

hongos para diferentes insectos (France et al., 2000; France et al., 2002). También se

ha demostrado su efectividad sobre los ácaros objeto del presente trabajo, T. urticae

y P. ulmi (Sáenz de Cabezón et al., 2003; Shi y Feng, 2004; Shi et al., 2005; Wekesa

et al., 2005; Shi et al., 2008a; Shi et al., 2008b).

Compatibilidad de Beauveria bassiana con los reguladores de crecimiento

Un aspecto importante de la efectividad de B. bassiana es la que presenta al

aplicarse de forma simultánea con productos fitosanitarios. A este respecto, son

numerosos los estudios realizados, tanto en cuanto al efecto inhibitorio que pueden

producir sobre la germinación y el desarrollo del micelio del hongo, como por el posible

efecto sinergista que puede aparecer ante un huésped determinado.

1 INTRODUCCIÓN

36

Respecto a la aplicación simultánea con fungicidas, si bien B. bassiana se

muestra compatible con algunas materias activas, para la mayor parte de ellas se

deben espaciar las aplicaciones de 2 a 4 días (Fernández et al., 2005), para evitar

efectos antagonistas.

En cuanto a los insecticidas, aunque no provocan, en general, una disminución

del desarrollo del hongo, la efectividad mostrada cuando se aplican de forma conjunta

contra la plaga objetivo muestra resultados muy variables. Se ha encontrado

sinergismo con algunas materias activas, como piridabén, propargita, hexitiazox,

imidacloprid, oxydemetón, e incluso Bacillus thuringiensis tenebrionis (Shi et al., 2005;

Wraight y Ramos, 2005; Purwar y Sachan, 2006; Shi y Feng, 2006), carácter aditivo

con diflubenzurón, endosulfan, lufenurón o dimetoato (Delgado et al., 1999; Purwar y

Sachan, 2006) e incluso posible antagonismo con triflumurón (Sáenz de Cabezón et

al., 2003). Sin embargo, los resultados pueden variar en función de la cepa de B.

bassiana empleada en los bioensayos, tal como demostraron Mohan et al. (2007),

quienes utilizando 30 cepas de B. bassiana con orígenes distintos, simultáneamente

con azadiractina, encontraron que las que se mostraron sensibles al producto

fitosanitario mostraban, así mismo, antagonismo respecto al efecto conjunto sobre

Spodoptera litura (Fabricius, 1775) (Lepidoptera: Noctuidae), mientras que las cepas

compatibles tuvieron un efecto de sinergismo respecto a la misma plaga.

En España B. bassiana está autorizada en cerezo (mosca), manzano (araña

roja), melocotonero (ceratitis y trips) y peral (psila) (MAGRAMA, 2015a).

2 OBJETIVOS

37

2 Objetivos

El objetivo general de este trabajo ha sido generar conocimientos que puedan

ser implementados en programas de manejo integrado de Tetranychus urticae y de

Panonychus ulmi en frutales.

En el caso de Tetranychus urticae, los objetivos específicos que se han

perseguido, han sido los siguientes:

1. Caracterizar la actividad acaricida del flufenoxurón y de la azadiractina sobre

huevos, protoninfas, deutoninfas y adultos mediante la obtención de las rectas de

regresión ponderada Probit.

2. Determinar cómo afecta la edad de los huevos en la eficacia del flufenoxurón y de

la azadiractina.

3. Evaluar el efecto del flufenoxurón y de la azadiractina sobre los parámetros

biológicos del ácaro y sobre los parámetros de la tabla de vida.

4. Valorar la compatibilidad y el modo de interacción del flufenoxurón y de la

azadiractina con Beauveria bassiana.

Por su parte, los objetivos específicos que se querían alcanzar para

Panonychus ulmi, han sido:

1. Valorar la influencia del huésped sobre los parámetros biológicos del ácaro y

sobre los parámetros de la tabla de vida.

2. Determinar la influencia de la temperatura y del fotoperiodo en la salida de la

diapausa de los huevos hibernantes.

3. Estimar la fecha de inicio de la postdiapausa de los huevos hibernantes.

4. Modelizar el desarrollo de los huevos durante la postdiapausa mediante la

determinación del Umbral mínimo de Desarrollo (UmD) y la necesidad de Grados-

Día (DD).

3 MATERIALES Y MÉTODOS

39

3 Materiales y métodos

3.1 Evaluación de los efectos de distintos acaricidas sobre

Tetranychus urticae

3.1.1 Cría masiva de T. urticae

Los ácaros usados en los bioensayos procedían de una población obtenida en

el año 2000 a partir de una planta ornamental doméstica. Para el mantenimiento de la

colonia se utilizaron plantas de judía (Phaseolus vulgaris, var. Garrafal) crecidas en

macetas, sin exposición a ningún producto fitosanitario.

Plantas de judía y ácaros se introducían en cajas prismáticas de metacrilato de

30 x 50 x 35 cm, que se cubrían con tela de visillo para evitar la dispersión de los

ácaros y se colocaban en cámara de crecimiento a 24 ± 1 ºC, 70 ± 10 % de humedad

relativa y fotoperiodo de 16:8 (L:O).

A medida que las plantas envejecían o quedaban excesivamente dañadas, se

reemplazaban por otras nuevas, sobre las que se colocaban algunas hojas

procedentes de las plantas colonizadas con abundante población de ácaros. De este

modo, se dispuso siempre de individuos suficientes para ser utilizados en los distintos

bioensayos.

3.1.2 Sincronización de cohortes

Para los bioensayos realizados fue necesario disponer de un número elevado

de individuos en el mismo momento de desarrollo y cuya diferencia de edad no fuera

superior a 24 horas. Para conseguirlo, se procedió como se indica a continuación.

3.1.2.1 Bioensayos con adultos

Los bioensayos se realizaron con hembras de menos de un día de edad. Para

obtenerlas, se colocaron entre 350 y 400 hembras adultas, procedentes de la cría

masiva en 5 hojas bien desarrolladas de judía que, previamente, se habían depositado

sobre varias capas de papel absorbente humedecido dentro de una placa Petri de


40

cristal, de 15 cm de diámetro. Para trasladar las hembras se utilizó un pincel fino de

pelo de camello.

Una vez depositadas las hojas con las hembras en las placas Petri, se dejó que

realizaran la puesta durante 12-18 horas. Pasado ese tiempo, se retiraron las hembras

y se permitió la evolución de los huevos puestos hasta el estado adulto.

3.1.2.2 Bioensayos con formas activas inmaduras

Los bioensayos se realizaron con individuos de menos de un día de edad para

cada una de las etapas de desarrollo consideradas. Para conseguir un número de

individuos suficiente, se procedió a formar cohortes como en el apartado anterior,

permitiendo el desarrollo de los huevos hasta el estado o estadio que iba a ser utilizado

(larvas, protoninfas o deutoninfas).

3.1.2.3 Bioensayos con huevos

Para los bioensayos realizados con huevos de menos de un día de edad, horas

antes de su inicio, se colocaron parejas de hembras adultas procedes de la cría

masiva sobre discos frescos de hoja de judía de 2 cm de diámetro, colocados sobre

papel humedecido en el interior de placas Petri de 9 cm de diámetro. Justo antes de

iniciar el bioensayo se retiraron las hembras. Se utilizaron los discos cuyo nº de

huevos variaba entre 10 y 15.

Cuando los bioensayos se realizaron con huevos de edades comprendidas

entre 1y 2 días y entre 2 y 3 días, se procedió de forma similar, pero los bioensayos

se iniciaron 24 y 48 horas después de haber retirado las hembras, respectivamente.

3.1.3 Productos fitosanitarios ensayados y condiciones de los

bioensayos

En la tabla 3.1 se muestran los productos fitosanitarios empleados en los

bioensayos realizados sobre T. urticae, así como sus características.


41

Tabla 3.1. Características de los productos fitosanitarios empleados en los bioensayos sobre Tetranychus urticae.

Ingrediente activo

Nombre comercial

FabricanteRiqueza

(%) Formulación

Concentración recomendada

(p.c.)

Concentración recomendada

(a.i.) (1)

Flufenoxurón CASCADE® Basf 10 Concentrado dispersable

25-100 cc/hl 25-100

Azadiractina ALING® Sipcam Inagra

3,2 Concentrado emulsionable

25-150 cc/hl 8-48

Beauveria bassiana

NATURALIS-L® Agrichem 2,3* Dispersión oleosa

0,75-1 l/ha 1,73-2,3

* 2,3 x 109 esporas viables/cc (1) mg/l excepto para Beauveria bassiana (109 esporas viables/cc)

p.c. = producto comercial; a.i. = ingrediente activo

En todos los tratamientos se utilizó agua destilada como excipiente. Para

realizar los bioensayos, se colocaron los ácaros sobre discos de hoja de judía de 2

cm de diámetro. Los discos se introdujeron en placas Petri de plástico, de 9 cm de

diámetro, que disponían de tres capas de papel filtro que se mantuvieron húmedas

para evitar la deshidratación de los discos e impedir la fuga de los ácaros. En la tapa

de cada placa se practicaron dos orificios, de unos 7 mm de diámetro para evitar la

condensación de la humedad.

Una vez preparados los recintos experimentales, se aplicó el producto

fitosanitario correpondiente o agua destilada, en el caso del control, mediante

atomización utilizando una Torre de Potter, que permite la aplicación de tratamientos

de forma precisa en laboratorio (Potter,1952). Ésta se había calibrado previamente,

de tal forma que, colocando en el depósito 5,5 ml del producto (a la concentración

correspondiente) y con una presión de 0,20 bar, se depositaban en la placa Petri 0,4

0,05 ml de caldo, lo que equivale a 500 l/ha.

Los ácaros se mantuvieron, en todo momento, en cámara de crecimiento, a 24

± 1 ºC, 70 ± 10 % de humedad relativa y fotoperiodo de 16:8 (L:O), tanto durante el

proceso de sincronización de cohortes como durante el desarrollo de los bioensayos

realizados.


42

3.1.4 Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre

adultos

Análisis Probit

Cada unidad experimental consistió en un disco de hoja de judía, sobre el que

se colocaron 10 hembras adultas de T. urticae de menos de un día de edad.

Se aplicaron 6 concentraciones (determinadas mediante estudios preliminares)

de cada producto ensayado y se utilizó agua destilada como control (Tabla 3.2). Se

hicieron 5 repeticiones para cada tratamiento.

Tabla 3.2. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para realizar el análisis Probit con adultos de Tetranychus urticae.

Flufenoxurón 0 0,7 2,1 6,3 18,9 56,7 170,1

Azadiractina 0 20 40 80 160 320 640 Se contabilizó el número de individuos muertos a los tres días, en el caso del

flufenoxurón, y a los dos días, en el de la azadiractina, momentos en los que las rectas

Probit pudieron ser ajustadas. Se consideraron como muertas aquellas hembras que

no respondían con movimiento al ser tocadas ligeramente con un pincel fino de pelo

de camello.

Evaluación del efecto de concentraciones subletales del flufenoxurón y de la

azadiractina sobre la fecundidad, fertilidad, longevidad de adultos y

supervivencia de la progenie

Cada unidad experimental constó de dos placas Petri, con tres capas de papel

de filtro humedecido en su base, sobre las que se situaron 7-8 discos de hoja de judía.

En una de las placas se colocó una hembra adulta de T. urticae de menos de un día

de edad y dos machos (para asegurar el apareamiento) sobre uno de los discos. La

segunda placa, sin ácaros, se preparó para asegurar la disponibilidad, a lo largo de

todo el bioensayo, de discos tratados con el producto correspondiente en el mismo

momento que los de la placa anterior.

Las concentraciones empleadas (elegidas tras estudios preliminares) fueron las

indicadas en la Tabla 3.3.


43

Tabla 3.3. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para analizar el efecto subletal sobre adultos de Tetranychus urticae.

Flufenoxurón 0 0,25 0,5 1 2 4 8

Azadiractina 0 4 8 16 32 64 128

Cada 24 horas, tras la aplicación de los tratamientos, la hembra y los dos

machos de cada unidad experimental fueron removidos a otro disco, bien de la misma

placa o de la placa segunda, si ya se habían utilizado todos los de la placa inicial. Este

procedimiento se siguió hasta que todas las hembras utilizadas en el bioensayo

habían muerto. Para cada tratamiento se utilizaron 20 repeticiones.

Cada día, tras cambiar los adultos de disco, se contabilizaban:

Nº de hembras muertas

Nº de huevos puestos por hembra

Nº de huevos eclosionados

Mortalidad de estados y estadios móviles inmaduros

3.1.5 Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre

huevos

Análisis Probit

La unidad experimental utilizada para los análisis Probit sobre huevos, consistió

en un disco de hoja de judía que contenía un grupo de 10 a 15 huevos de T. urticae

de menos de un día de edad.

En la Tabla 3.4 se indican las concentraciones seleccionadas de los productos

empleados, tras bioensayos previos, para obtener las rectas de regresión ponderada

Probit. Para cada uno de los tratamientos se emplearon 5 repeticiones.

Tabla 3.4. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para realizar el análisis Probit sobre huevos de Tetranychus urticae.

Flufenoxurón 0 0,375 0,75 1,5 3 6 12

Azadiractina 0 30 60 120 240 480 960


44

Se contabilizó el número de huevos eclosionados y no eclosionados a los 6

días del tratamiento.

Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre huevos de

distintas edades

El bioensayo se realizó con huevos de tres edades diferentes: 0-1 día, 1-2 días

y 2-3 días. Cada unidad experimental consistió en 8 discos de hoja de judía que

contenían huevos de T. urticae de una edad concreta, según el caso.

El número de huevos de cada disco osciló entre 10 y 37. Esta elevada

fluctuación se debió a la variabilidad en la puesta realizada por las hembras en cada

disco. Las concentraciones que se utilizaron (establecidas tras pruebas preliminares)

fueron 64,9 mg/l de flufenoxurón y de 333 mg/l de azadiractina, realizándose, así

mismo, un tratamiento control con agua destilada.

Para cada tratamiento, se contabilizaron los huevos eclosionados hasta el sexto

día tras la puesta, considerando al resto como no viables o muertos.

3.1.6 Evaluación del efecto del flufenoxurón y de la azadiractina sobre

protoninfas y deutoninfas

Análisis Probit

Se realizaron bioensayos independientes para cada estadio. Cada unidad

experimental consintió en un disco de judía sobre el que se colocaron

respectivamente, 10 protoninfas o 10 deutoninfas de T. urticae, de menos de un día

de edad, según el caso.

Se utilizaron 6 concentraciones (determinadas mediante pruebas preliminares)

con cada producto y estadio de desarrollo, además de un control tratado sólo con agua

destilada (Tabla 3.5). Se hicieron 5 repeticiones para cada tratamiento.


45

Tabla 3.5. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para realizar el análisis Probit sobre protoninfas y deutoninfas de Tetranychus urticae.

Protoninfa Flufenoxurón 0 0,1 0,25 0,5 2 4 8

Azadiractina 0 8 16 32 64 128 256

Deutoninfa Flufenoxurón 0 0,25 0,5 2 4 8 16

Azadiractina 0 8 16 32 64 128 256

Se contabilizó el número de individuos muertos a los 6 y 5 días del tratamiento

con flufenoxurón sobre protoninfas y deutoninfas, respectivamente, y a los 4 días para

ambos estadios ninfales, en el caso de la azadiractina, momentos en los que se

pudieron ajustar las rectas de regresión Probit. Se consideraron muertos aquellos

individuos que no respondían con movimiento cuando se les tocaba ligeramente con

un pincel fino de pelo de camello o, en el caso de las etapas inmóviles, cuando no

habían evolucionado pasados dos días después de hacerlo los individuos del control.

3.1.7 Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre los

parámetros de la tabla de vida

Flufenoxurón

Cada unidad experimental constó de dos placas Petri con 7-8 discos de hoja

de judía en cada una. En una de las placas se colocó una hembra de menos de un

día de edad junto con dos machos, sobre un disco. La segunda placa, sin ácaros, se

utilizó para asegurar la disponibilidad, a lo largo de todo el bioensayo, de discos

tratados en la misma fecha.

En este caso, se emplearon las concentraciones siguientes (elegidas tras

bioensayos previos): 0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/l.

Cada 24 horas, la hembra y los dos machos fueron removidos a otro de los

discos tratados, bien de la misma placa o de la segunda si ya se habían utilizado todos

los de la placa inicial. Este procedimiento se siguió hasta que todas las hembras de

que constaba el bioensayo habían muerto.

Se utilizaron 20 repeticiones por cada concentración ensayada y el control.

Cada día, tras cambiar los adultos de disco, se contabilizaron:

Nº de individuos muertos


46

Nº de huevos puestos por hembra

En el máximo de oviposición (al cuarto día del bioensayo), se mantuvieron

huevos sobre los discos, para permitir su evolución. El nº de huevos monitorizados

para cada concentración se recoge en la Tabla 3.6. Para estos huevos, se anotó de

forma diaria:

Mortalidad

Nº de individuos que alcanzaban el estado adulto

Tabla 3.6. Número de huevos procedentes de hembras de Tetranychus urticae tratadas con diferentes cocentraciones de flufenoxurón, utilizados para evaluar la mortalidad de los estados y estadios inmaduros y la duración del desarrollo.

Concentración (mg/l) 0 0,25 0,5 1 2 4 8

Nº de huevos 66 109 91 92 80 88 91

Azadiractina

Para determinar el efecto de la azadiractina sobre los parámetros de la tabla de

vida de T. urticae, se colocaron 8 discos de hoja de judía en una placa Petri y en cada

disco una hembra adulta de menos de un día de edad junto con dos machos adultos,

constituyendo así la unidad experimental.

La concentración empleada, escogida tras bioensayos previos, fue de 80 mg/l.

Se incluyó un control tratado sólo con agua destilada. Se hicieron 13 repeticiones del

control y del tratamiento.

Los adultos fueron mantenidos en el mismo disco de hoja durante todo el

bioensayo y las hembras que morían por efecto del manejo fueron eliminadas del

análisis de datos. La toma de datos se realizó a diario, hasta la muerte de todas las

hembras, anotando:

Nº de individuos muertos cada día

Nº de huevos puestos por hembra (los huevos eran destruidos tras el

conteo)

En el momento de máxima oviposición (al cuarto día del bioensayo), se

recogieron 100 huevos del tratamiento y del control, y se dispusieron, de forma


47

individualizada, en discos de hoja de judía tratados en las mismas condiciones y el

mismo día que las hembras. Se dejaron evolucionar, anotándose cada día:

Mortalidad


3.1.8 Evaluación de la compatibilidad del flufenoxurón y de la azadiractina

con Beauveria bassiana

Previamente a la realización del bioensayo, se determinó la viabilidad de las

esporas de B. bassiana contenidas en el producto comercial Naturalis-L®. Para ello,

se realizó una suspensión del producto en agua destilada estéril resultando una

dilución final de 10-7. Posteriormente, 0,3 ml de esta suspensión se pipetearon sobre

una placa Petri con el medio de cultivo agar dextrosa patata (PDA). Se realizaron 20

repeticiones. Las placas se mantuvieron a 27 ºC durante 5 días y se contó el número

de unidades formadoras de colonias (CFU) de cada placa. Los resultados indicaron

que el número de conidias viables fue de 4,1 x 108 ± 8,7 x 107 conidias/ml de Naturalis-

L® (17,8 % de viabilidad).

Además, se determinó la influencia del flufenoxurón y de la azadiractina sobre

el crecimiento micelial de B. bassiana. Para ello, se utilizaron, como inóculo, las

esporas obtenidas a partir de cultivos de B. bassiana de 7 días, crecidas sobre medio

PDA. Para realizar el bioensayo se utilizaron placas Petri, de 90 mm de diámetro, a

las que se añadió 25 ml de medio de cultivo. Se emplearon tres tipos de placas, que

correspondían a los tres tratamientos utilizados:

1.- Medio de cultivo PDA (control)

2.- PDA + flufenoxurón a una concentración de 0,55 mg/l

3.- PDA + azadiractina a una concentración de 78,07 mg/l

Las concentraciones elegidas corresponden a la LC40 obtenida para larvas

(Moreno, 2004). Ambos productos se añadieron al medio PDA una vez enfriado hasta

45 ºC, tras el autoclavado. Las placas fueron sembradas introduciendo, en el centro

de la placa Petri, una aguja enmangada, previamente esterilizada conteniendo el

inóculo. Se hicieron 10 repeticiones por cada tratamiento. Las placas se incubaron a


48

27 ºC y se midió el crecimiento micelial radial a los 5 y a los 10 días. Con esos datos,

se calculó el porcentaje de inhibición del crecimiento del micelio respecto al control.

Para valorar las interacciones entre B. bassiana y ambos productos químicos,

se llevó a cabo una serie de bioensayos utilizando larvas de T. urticae de menos de

un día de edad. Como se indica en la Tabla 3.7, se realizaron seis tratamientos: 1) B.

bassiana; 2) flufenoxurón; 3) azadiractina; 4) B. bassiana + flufenoxurón; 5) B.

bassiana + azadiractina; y 6) agua destilada como control. Se hicieron 7 repeticiones

de cada tratamiento, constando cada una de 10 individuos colocados sobre un disco

de hoja de judía situado en el interior de una placa Petri con tres capas de papel filtro

humedecidas en su base.

Las concentraciones empleadas fueron la LC20, a los 7 días del tratamiento, de

B. bassiana sobre larvas (Sáenz de Cabezón et al., 2003), y la LC40 de flufenoxurón y

azadiractina, también sobre larvas (Moreno, 2004).

Tabla 3.7. Tratamiento y concentraciones empleados para evaluar la compatibilidad entre flufenoxurón y azadiractina con Beauveria bassiana sobre larvas de Tetranychus urticae.

Tratamiento Concentración

1 Beauveria bassiana 855 conidias viables/ml

2 Flufenoxurón 0,55 mg/l

3 Azadiractina 78,07 mg/l


Flufenoxurón 0,55 mg/l


Azadiractina 78,07 mg/l

6 Agua destilada (control) ----

Se anotó el número de individuos muertos a los 4 días después de los

tratamientos 1, 3, 5 y 6, ya que la LC40 para azadiractina correspondía con el cuarto

día del bioensayo. En el caso del flufenoxurón, se anotó el número de individuos

muertos a los 7 días de los tratamientos 1, 2, 4 y 6, ya que la LC40 calculada para este

compuesto correspondía al séptimo día.


49

3.2 Evaluación de diferentes parámetros biológicos de Panonychus

ulmi

3.2.1 Origen de los individuos

Los bioensayos con P. ulmi se prolongaron durante 5 años, de 2003 a 2007. En

cada año, fue necesario realizar una prospección previa en plantaciones de manzano

próximas a la ciudad de Logroño con el fin de disponer de abundante población del

ácaro. La ubicación precisa de las parcelas de las que se tomaron los individuos se

indica en la Tabla 3.8.

Tabla 3.8. Localización de los lugares de recolección de individuos de Panonychus ulmi.

Localidad Altitud (m) Coordenadas UTM Coordenadas geográficas

Albelda de Iregua 510 X = 542.587

Y = 4.690.512

Lat. 42º 21´ 53,86´´ N

Long. 2º 28´ 58,19´´ W

Alberite 450 X = 546.580

Y = 4.695.626

Lat. 42º 24´ 38,83´´ N

Long. 2º 26´ 2,13´´ W

Año 2003. En el mes de junio se recogieron hojas de manzano de la plantación

comercial de Albelda de Iregua, con abundante población del ácaro en distintos

estados y estadio de desarrollo, manteniéndose en hojas frescas de manzano durante

todo el desarrollo del bioensayo. Con estos individuos se realizó el bioensayo:

Capacidad de incremento poblacional de Panonychus ulmi en función

del huésped.

Ese mismo año, y en la misma finca, pero al final de ciclo vegetativo,

concretamente el 14 de diciembre, se recogieron huevos de invierno recolectando

madera con abundante puesta. La fecha de la recogida de huevos vino determinada

por el momento en que se estimó que toda la puesta realizada por las hembras era de

huevos hibernantes. Con esos huevos se realizó el bioensayo:

Influencia de la temperatura y del fotoperiodo en la salida de la diapausa

de huevos hibernantes de Panonychus ulmi. Año 2003.


50

Año 2004. Se procedió de forma similar a la descrita durante el año 2003 para la

obtención de huevos de invierno, salvo en lo relativo a la procedencia del ácaro, ya

que, ante la disminución de la población en la parcela de Albelda de Iregua, se recurrió

a la parcela de Alberite, siendo el momento de la recolección el 1 de noviembre. Con

estos huevos se realizaron los siguientes bioensayos:



Predicción de la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus ulmi.

Año 2005.

Año 2005. Se obtuvieron huevos de invierno siguiendo el mismo criterio y en la misma

localización que el año 2004, recogiendo los huevos el 21 de noviembre. El bioensayo

realizado fue:



Año 2006. La obtención de huevos de invierno se realizó siguiendo el mismo criterio

y en la misma localización del año 2004, recogiendo los huevos el 21 de noviembre.

Con esos huevos se realizó el siguiente bioensayo:

Predicción de la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus ulmi.

Año 2007.

3.2.2 Evaluación de la capacidad de incremento poblacional en función

del huésped

Sincronización de cohortes

Para el bioensayo sobre la capacidad de incremento poblacional en función del

huésped se utilizaron hembras de menos de un día de edad de P. ulmi. Para obtener

cohortes de individuos de esa edad, con un pincel de pelo de camello se colocaron

hembras, procedentes de la cría masiva, sobre hojas de manzano que no habían

recibido ningún tipo de tratamiento, mantenidas sobre papel filtro húmedo en una


51

placa Petri de cristal, de 15 cm de diámetro. A estas hembras se les permitió la puesta

de huevos durante 12 horas, al cabo de las cuales fueron retiradas.

Los huevos puestos fueron mantenidos en evolucionarios hasta alcanzar el

estado adulto. Horas antes al inicio de los bioensayos, se eliminaron las hembras que

ya habían emergido de las teliocrisálidas para asegurar que todas las hembras adultas

obtenidas posteriormente tuvieran menos de un día de edad.

Condiciones ambientales

Los ácaros se mantuvieron en cámara de crecimiento a 24 ± 1 ºC, 70 ± 10 %

de humedad relativa y fotoperiodo de 16:8 (L:O), tanto durante el proceso de

sincronización de cohortes, como durante los bioensayos realizados. No obstante, la

humedad en el interior de los recintos fue superior al tratarse de placas Petri con

papeles de filtro humedecidos en su base.

Desarrollo del bioensayo

El comportamiento de la población de P. ulmi se valoró sobre 12 especies

leñosas (Tabla 3.9), para cada una de las cuales se procedió como se indica a

continuación.

En el interior de placas Petri de plástico de 9 cm de diámetro, con papel

humedecido en su base, se depositaron 8 discos de hoja, de 2 cm de diámetro, de la

especie a valorar. En la tapa de la placa se practicaron dos orificios de 7 mm de

diámetro, para evitar la condensación de la humedad. Sobre cada disco se colocó una

hembra junto con dos machos. Se realizaron cinco repeticiones por cada especie

estudiada.

Los adultos se mantuvieron en el mismo disco de hoja durante todo el

bioensayo. Las hembras que morían por efecto del manejo, eran eliminadas del

análisis estadístico. La toma de datos se realizó a diario, anotando:

Nº de hembras muertas

Nº de huevos puestos por hembra (los huevos eran destruidos cada día

tras el conteo)


52

Tabla 3.9. Plantas huésped empleadas en los bioensayos sobre la capacidad de incremento poblacional de Panonychus ulmi.

Nombre científico Nombre vulgar Familia Origen

Prunus amygdalus Batsch Almendro Rosaceae Huerto familiar en Hormilleja*

Prunus avium L. Cerezo Rosaceae Huerto familiar en Hormilleja*

Chaenomeles speciosa (Sweet) Nat. Chaenomeles Rosaceae Vivero comercial

Malus domestica Borhk var. Starking

Manzano Rosaceae Vivero comercial

Prunus persica (L.) Batsch. Melocotonero Rosaceae Huerto familiar en Hormilleja*

Pyrus communis L. Peral Rosaceae Huerto familiar en Hormilleja

Rosa sp. L. Rosal Rosaceae Jardines del CCT**

Prunus domestica L. var. Golden Japan

Ciruelo Rosaceae Vivero comercial

Prunus armeniaca L. Albaricoquero Rosaceae Huerto familiar en Hormilleja*

Rubus idaeus L Frambueso Rosaceae Vivero comercial

Vitis vinifera L. var. Tempranillo

Vid Vitaceae Estaquillas forzadas***

Viburnum tinus L. Viburno Caprifoliaceae Vivero comercial

* Localidad situada en La Rioja a 30 km al oeste de Logroño ** CCT: Centro Científico Tecnológico ubicado en el Campus de la Universidad de La Rioja *** Obtendidas de una plantación comercial de Badarán, Localidad situada en La Rioja a 35 km al oeste de Logroño

Para determinar la mortalidad y la duración del desarrollo de los estados

inmaduros de P. ulmi, se seleccionaron aquellas especies huésped de las que se

dispuso de suficientes huevos como para completar el bioensayo. Estas especies

fueron almendro, cerezo, chaenomeles, manzano, melocotonero, peral y rosal. Para

cada una de ellas, en el interior de una placa Petri con papel de filtro humedecido en

su base, se colocaron 8 discos de hoja, como se ha indicado en el apartado anterior.

Sobre cada disco se colocó un huevo de menos de un día de edad procedente de las

hembras mantenidas sobre la misma especie. Se realizaron cinco repeticiones por

cada planta.

La toma de datos se realizó a diario, anotando:


53

Mortalidad


3.2.3 Influencia de la temperatura y del fotoperiodo en la salida de la

diapausa de huevos hibernantes de Panonychus ulmi

Tal como se ha señalado anteriormente, se recogieron fragmentos de madera

de manzano con huevos hibernantes de P. ulmi. En el presente bioensayo, la unidad

experimental consistió en porciones de corteza procedentes de dicha madera que

contenían grupos de 30 a 100 huevos (Figura 3.1), fijadas con pegamento “Pritt roller”

a un disco de papel de filtro colocado en el interior de una placa Petri de plástico, de

9 cm de diámetro. Para evitar el escape de las larvas recién emergidas, las porciones

se rodearon de una banda de material adhesivo, bien el mismo “Pritt roller”, bien

vaselina (Figura 3.2).

Figura 3.1. Detalle de corteza de manzano con huevos hibernantes de Panonychus ulmi.


54

Figura 3.2. Porciones de corteza de manzano con huevos hibernantes de Panonychus ulmi en el interior de una placa Petri con banda de material adhesivo.

El conjunto de unidades experimentales fue dividido en cuatro grupos y cada

grupo sometido a una temperatura distinta durante un número variable de días y en

oscuridad total, como se recoge en la Tabla 3.10. Pasados los días marcados para

cada tratamiento, los huevos se dividieron en dos lotes. Un primer lote se colocó en

una cámara de eclosión a 20 ºC (excepto en el año 2003, en el que la temperatura fue

de 24 ºC) y fotoperiodo de día largo (16:8 L:O); y un segundo lote, a la misma

temperatura, pero con fotoperiodo de día corto (8:16 L:O).

Se eliminó la parte del bioensayo del año 2003 correspondiente a fotoperiodo

de día corto (8:16 L:O) y mantenidos durante 30 días en frío, al presentarse problemas

en la cámara de eclosión y no poder asegurar el fotoperiodo prefijado. Se eliminó, así

mismo, el del año 2004 correspondiente a 100 días mantenidos a 2 ºC, por problemas

en la cámara de eclosión al final del ensayo.

Cada 10 días, se realizó un conteo de huevos eclosionados mediante la

observación de las larvas emergidas. El conteo de cada lote finalizó cuando, tras dos

observaciones consecutivas (20 días), no se observaron nuevas eclosiones.

Para cada combinación de temperatura, tiempo y fotoperiodo, se emplearon 3

o 4 repeticiones, según la cantidad de huevos disponible.


55

Tabla 3.10. Condiciones ambientales utilizadas en los bioensayos de evaluación de la influencia de la temperatura y el fotoperiodo en la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus ulmi, antes de su paso a las cámaras de eclosión.

Año del bioensayo

Tª ensayada (ºC)

Días mantenidos a la Tª ensayada

Fotoperiodo (L:O) Inicio del bioensayo

2003 0, 2, 4, 6 30, 50, 70, 90, 110 0:24 15-12-2003

2004 0, 2, 4, 8 10, 20, 40, 60, 80, 100 0:24 01-11-2004

2005 0, 2, 4, 8 10, 20, 40, 60, 80, 100 0:24 22-11-2005

3.2.4 Predicción de la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus

ulmi

Determinación de la fecha de inicio de la postdiapausa

El bioensayo se realizó durante los años 2005 y 2007. Los fragmentos de

madera portadores de huevos de invierno se recogieron del campo en 2004, para el

bioensayo realizado en 2005, y en 2006, para el realizado en 2007. Una vez recogidos,

se colocaron a la intemperie para conseguir que las condiciones de temperatura y

fotoperiodo fueran similares a las de campo.

Cada 3-4 días, a partir del 8 de enero para el bioensayo del año 2005 y a partir

del 17 de enero para el del año 2007, se llevaron fragmentos de madera al laboratorio

y se tomaron pequeñas porciones de corteza con huevos (más de 50), procediendo

como se ha indicado en el Apartado 3.2.3. Las placas se trasladaron a una cámara de

eclosión, a 20 ºC, con fotoperiodo de día largo (16:8 L:O) y humedad relativa de 60-

70 %.

Cada 3-4 días se realizaron los conteos de huevos eclosionados observando

las larvas emergidas. El conteo de cada grupo de huevos finalizó después de 60 días

una vez colocados a 20 ºC, ya que se consideró que los huevos que no habían

eclosionado entonces o bien ya no lo harían o no habrían superado la diapausa. Para

cada fecha se emplearon 2 repeticiones. Se consideró que la diapausa había

terminado cuando se producía la eclosión del 50 % de los huevos en un periodo de

20 días (Koveos y Broufas, 1999).


56

Determinación del Umbral mínimo de Desarrollo (UmD) y de los Grados-Día (DD)

para completar la postdiapausa

Se llevaron a cabo dos bioensayos, durante los años 2005 y 2007. Ambos

bioensayos debían comenzar en el inicio de la postdiapausa, pero el dato concreto se

desconocía en el momento de realizar el bioensayo. No obstante, se estimó que se

producía a lo largo de febrero, por lo que se realizaron numerosas pruebas

distanciadas 2-3 días entre sí, comenzando el 18 de enero y finalizando el 28 de

febrero para el bioensayo del año 2005, y del 17 de enero al 19 de abril para el

bioensayo del año 2007.

Para cada una de las pruebas, se tomaron pequeñas porciones de corteza

procedentes de los fragmentos de madera de manzano, con un nº medio de 50

huevos, y se procedió como se ha indicado en el Apartado 3.2.3.

Los huevos se colocaron en varias cámaras de eclosión a una serie de

temperaturas constantes (4, 9, 14 y 19 ºC), en oscuridad total y humedad relativa del

60-70 %. Para cada fecha se utilizaron 2 repeticiones.

Cada 2-3 días se realizaba el conteo de huevos eclosionados observando las

larvas emergidas, calculándose así el porcentaje de eclosión a cada temperatura. Si

bien el seguimiento se realizó en todos los casos, a efectos de cálculo, únicamente se

consideraron los datos obtenidos a partir de la fecha resultante en el bioensayo

anterior (“Determinación de la fecha de inicio de la postdiapausa”). Esos datos se

usaron para estimar el número medio de días necesarios para la eclosión de huevos

que habían finalizado la diapausa para cada temperatura, representado su valor

inverso (1/t) la tasa de desarrollo embrionario en postdiapausa.

El Umbral mínimo de Desarrollo (UmD) una vez ha superada la diapausa, es

decir, la temperatura a partir de la cual el embrión es capaz de desarrollarse, se estimó

por el método de intercepción con el eje x (Broufas y Koveos, 2000), que asume que,

en el rango de temperaturas ensayadas, la relación entre la tasa de desarrollo en

postdiapausa (1/t) y la temperatura es lineal. A partir de esta regresión lineal se

determinó el valor del punto de corte con el eje x, por debajo del cual no se produce

desarrollo en postdiapausa, considerando ese punto como el UmD para el desarrollo

de la postdiapausa.


57

La inversa de la pendiente de la recta de regresión representa la integral

térmica, es decir, el número de Grados-Día (DD) necesarios para completar el

desarrollo en postdiapausa y, por lo tanto, para la eclosión. La acumulación de DD se

lleva a cabo sumando las diferencias diarias entre la temperatura media diaria y el

UmD.


58

3.3 Métodos estadísticos para el análisis de los resultados

3.3.1 Comparación de medias

Las comparaciones entre medias realizadas en el presente trabajo se llevaron

a cabo utilizando el test F de análisis de la varianza (ANOVA), seguido del test de

comparaciones múltiples LSD (Least Significant Difference) (Milliken y Johnson,

1984). Para realizar ambos test se empleó el programa informático SPSS 10.0.

(SPSS, 1999). El nivel de significación considerado en todos los casos fue del 95 %

( = 0,05).

3.3.2 Corrección de la mortalidad

Los datos de mortalidad se corrigieron en función de la mortalidad obtenida en

el control usando la fórmula de Abbott (Abbott, 1925):

Mortalidad corregida Abbot = [(Y – X) / (100 – X)] x 100

donde:

X = mortalidad en el control

Y = mortalidad con el acaricida

3.3.3 Análisis de regresión ponderada Probit

Se caracterizó la actividad acaricida determinando la relación entre los

porcentajes de mortalidad y las concentraciones que los provocaban, con especial

atención a las que causaban un 10, un 50 y un 90 % de mortalidad de la población

tratada, es decir, a las concentraciones letales 10, 50 y 90, respectivamente (LC10,

LC50 y LC90). Para ello, se recurrió al análisis PROBIT propuesto por Finney (1971),

que proporciona, además las rectas de regresión ponderada Probit, datos en cuanto

a la calidad del ajuste a las mismas y la posibilidad de comparar varias rectas

determinando si son la misma o no, si son paralelas o no y, en este último caso,

pudiendo calcular las potencias relativas.

En este análisis se relacionan los logaritmos decimales de las concentraciones

con los valores de la mortalidad transformados de acuerdo a una fórmula compleja en


59

los llamados valores de mortalidad Probit. Establecer esta relación permite ajustar la

relación entre ambas variables a una regresión lineal:

y = a + bx

siendo :

y = mortalidad Probit

x = logaritmo de la concentración

No obstante, esta regresión tiene una serie de características que es necesario

tener en cuenta. Así, no todos los puntos tienen la misma significación, de forma que

cuanto más se aleja de 5 el valor de la ordenada, más disminuye dicha significación,

considerándose que fuera del rango de valores entre Probit 2,5 y 7,5 los puntos tienen

muy poco peso en los análisis.

Para realizar los cálculos se recurrió al programa informático Polo PC (Russell

et al., 1977). Este programa calcula:

La pendiente de la recta de regresión ponderada Probit (b) y su ordenada

en el origen (a)

Las concentraciones letales y, entre ellas, la LC10, la LC50 y la LC90.

Calcula, además, sus límites fiduciales con niveles de significación al 60,

95 y 99 %, usando en este trabajo el del 95 %, es decir, = 0,05

El programa permite, además, desarrollar comparaciones de varias rectas

respecto a su igualdad y paralelismo. Cuando las rectas no son paralelas, se pueden

realizar comparaciones puntuales utilizando el criterio de solapamiento de los límites

fiduciales a cierto nivel de significación. Cuando las rectas resultan ser paralelas, se

pueden calcular las potencias relativas (relación entre las mortalidades obtenidas para

una misma cocentración) y sus límites fiduciales, que serán constantes para todos los

niveles de respuesta. Estas potencias relativas permiten establecer, por ejemplo, el nº

de veces que un acaricida es más efectivo sobre un estado o estadio de ácaro que

sobre otro.

En la representación gráfica de los puntos observados en los experimentos, es

necesario, antes de realizar la transformación mediante tablas a mortalidad Probit,

descontar la mortalidad natural en los controles de la que tiene lugar en las demás


60

concentraciones. Esta transformación la realiza el propio programa utilizando la

fórmula Abbott (3.3.2).

3.3.4 Tabla de vida y parámetros poblacionales

En el presente trabajo se evaluó el potencial de incremento de las poblaciones

de Tetranychus urticae con concentraciones subletales de flufenoxurón y azadiractina

(Apartado 3.1.7) y el de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped (Apartado

3.2.2).

La ratio sexual fue elegida de acuerdo con Helle y Pijnacker (1985), quienes

indican que 1 macho por cada 3 hembras está considerado como algo normal en

ambas especies.

El periodo de preoviposición o prerreproductivo se calculó considerando la

duración global de los estados inmaduros hasta alcanzar el estado adulto; la

supervivencia prerreproductiva, como el nº de individuos que alcanzan el estado

adulto, y las matrices de nacimiento, a partir de la puesta diaria de cada hembra.

Para obtener los parámetros de la tabla de vida, se utilizó el programa rm 2.0

(Taberner et al., 1993) con los datos anteriores calculados previamente. El análisis de

datos fue llevado a cabo utilizando la técnica Bootstrap, realizando 1000 repeticiones,

tal como sugieren Meyer et al. (1986).

Para la consideración de la existencia de diferencias significativas de la tasa

intrínseca de crecimiento, se empleó el criterio de no solapamiento de sus intervalos

de confianza al 95 %.

Los parámetros calculados a partir del análisis de la tabla de vida fueron los

siguientes:

Tasa intrínseca de crecimiento ( ). Tasa de incremento por individuo bajo

condiciones físicas específicas, en un ambiente ilimitado donde los efectos

del incremento de la densidad no son considerados. Esta es la constante

en la ecuación diferencial para el incremento de una población en un

ambiente ilimitado:

dNdt r t


61

siendo la forma integrada

N N e

donde:

N0 = número de individuos a tiempo igual a 0

Nt = número de individuos a tiempo igual a t

rm = tasa intrínseca de crecimiento

t = tiempo

Si rm > 0 la población aumenta

Si rm< 0 la población disminuye, tendiendo a desaparecer

Tasa finita de incremento (). Número de veces que una población, con una

distribución de edades estable, se multiplica en la unidad de tiempo (Birch,

1948). Se calcula como:

e

Tasa de reproducción neta (R0). Número de veces que una población se

multiplica en una generación (Laughlin, 1965). Se obtiene a partir de la

siguiente expresión:

R l m

donde:

lx = proporción de individuos vivos a la edad x (días)

mx= número medio de hembras producidas en la unidad de tiempo (días)

por una hembra de la edad x (días)

Si R0 > 1 la población aumenta

Si R0 < 1 la población disminuye, tendiendo a desaparecer

Duración media de una generación (T). Tiempo que transcurre desde que

una generación nace hasta el momento medio de nacimiento de toda su

progenie (Sánchez Ramos, 2000). Se obtiene como:


62

T lnRr

Tiempo de duplicación de la población (DT). Es el tiempo necesario para que

una población duplique su número de individuos. Se calcula:

DT ln2 r

Valores de DT negativos indican el tiempo necesario para que la población

quede reducida a la mitad.

3.3.5 Compatibilidad de acaricidas con Beauveria bassiana

Inicialmente, se corrigió el porcentaje de mortalidad respecto al control

mediante la fórmula de Abbott (Apartado 3.3.2).

Para valorar la interacción entre B. bassiana y los acaricidas químicos

flufenoxurón y azadiractina, se siguió la metodología indicada por Koppenhöfer y Fuzy

(2008) y Morales Rodríguez y Peck (2009), que se indica a continuación.

La interacción a nivel de sinergismo, antagonismo o aditividad se determinó

usando un test 2 con los datos corregidos respecto al control.

La mortalidad proporcional aditiva esperada (ME) para cada combinación viene

dada por la fórmula siguiente:

ME = MB + MI (1 – MB / 100)

donde:

ME = Mortalidad aditiva esperada para la combinación

MB = Mortalidad causada por B. bassiana

MI = Mortalidad causada por el acaricida solo

Para realizar el test 2 se procedió:

2 observado = (MBI – ME) 2 / ME

siendo:

ME = Mortalidad aditiva esperada para la combinación

MBI = Mortalidad observada en la combinación


63

A continuación se comparó este valor con el de tabla de 2 (2 teórico) para 1

grado de libertad y α = 0,05

H0 se formuló como “hay efecto aditivo de los dos agentes”, así:

Si 2 observado < 2 teórico: hay efecto aditivo

Si 2 observado > 2 teórico: no hay efecto aditivo, por lo que hay algún

tipo de interacción; para valorar el efecto antagónico o sinérgico se utilizó

el criterio siguiente:

o Si (MBI - ME) > 0 la interacción es de sinergismo

o Si (MBI - ME) < 0 la interacción es de antagonismo

3.3.6 Influencia de la temperatura y el fotoperiodo en la eclosión de

huevos diapausantes de Panonychus ulmi.

Se utilizó el parámetro T50% (número de días requeridos hasta la eclosión del

50 % del total de huevos diapausantes eclosionados) como medida del progreso del

desarrollo de la diapausa (Koveos y Broufas, 1999).

4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae

65

4 Efectos del flufenoxurón y de la azadiractina sobre

Tetranychus urticae

4.1 Resultados

4.1.1 Caracterización de la actividad acaricida mediante análisis Probit

FLUFENOXURÓN

En la Tabla 4.1 se muestran los parámetros de las rectas de regresión

ponderada Probit obtenidas al tratar huevos, protoninfas, deutoninfas y adultos de T.

urticae con flufenoxurón. Estas rectas se representan gráficamente en la Figura 4.1.

Los ajustes se obtuvieron al 3er día del tratamiento para adultos, al 5º para deutoninfas

y al 6º para huevos y protoninfas. Los ajustes registraron valores adecuados de χ2 y

de g al 95 % de significación.

Los valores obtenidos para la LC50 indican que el flufenoxurón es eficaz frente

a los distintos estados y estadios de desarrollo ensayados, siendo necesarias

concentraciones inferiores cuanto menos avanzado es el estado activo.

Tabla 4.1. Parámetros de las rectas de regresión ponderada Probit para distintos estados y estadios de Tetranychus urticae tratados con flufenoxurón.

Estado/

estadio

Pendiente

b ± e.t.

Ordenada en el origen

a ± e.t. 2

g

(95 %)

LC50 (mg/l)

(límites fiduciales al 95 %)

LC90 (mg/l)

(límites fiduciales

al 95 %)

Huevo 0,982 ± 0,194 4,066 ± 1,720 1,799 0,15 8,941

(5,666 – 16,994)

180,548

(62,500 – 1.822,601)

Protoninfa 1,163 ± 0,208 5,351 ± 1,591 1,490 0,12 0,499

(0,188 – 0,932)

6,302

(3,359 – 16,965)

Deutoninfa 0,781 ± 0,209 4,39 ± 0,237 2,773 0,28 5,978

(1,938 – 15,650)

260,947

(62,782 – 16.259,430)

Adulto 0,663 ± 0,188 4,25 ± 0,352 2,546 0,31 13,936

(1,592 – 43,234)

1.191,444

(265,624 – 97.935,658)


66

Figura 4.1. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con flufenoxurón sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae. (Iconos: valores observados; líneas: rectas ajustadas).

Al realizar la comparación de las rectas respecto a igualdad y paralelismo, se

acepta la hipótesis de paralelismo, pero no la de igualdad, quedando las rectas

forzadas al paralelismo tal como se representa en la Figura 4.2.

Figura 4.2. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con flufenoxurón sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae, forzadas al paralelismo.

Las rectas paralelas permiten comparar entre sí la efectividad del flufenoxurón

sobre todos los estados y estadios de desarrollo ensayados. Se puede indicar que, en

3

4

5

6

7

0,01 0,1 1 10 100 1000 10000 100000

Mo

rtal

idad

Pro

bit

Concentración (mg/l)

Huevo

Protoninfa

Deutoninfa

Adulto

Huevo

Protoninfa

Deutoninfa

Adulto

3

4

5

6

7

0,01 0,1 1 10 100 1000 10000 100000

Mo

rtal

idad

Pro

bit


Huevo

Protoninfa

Deutoninfa

Adulto


67

las condiciones ensayadas, la etapa más sensible es la de protoninfa, unas 12 veces

más que la de deutoninfa, 18 que el estado de huevo y 28 que el estado adulto.

Por su parte, las potencias relativas entre huevo, deutoninfa y adulto arrojaron

valores sensiblemente menores a los proporcionados con protoninfas (1,5 entre

huevos y deutoninfas; 1,6 entre adultos y huevos; y 2,3 entre adultos y deutoninfas).

Al considerar la reducida potencia relativa entre huevo, deutoninfa y adulto se

realizó un test de paralelismo e igualdad entre sus rectas, dando como resultado que

las tres rectas, además de paralelas, son iguales. Se obtuvo así una nueva recta

común con una pendiente de 0,77 ± 0,09 y una ordenada en el origen en 4,21 ± 0,09,

con un valor para LC50 de 10,48 mg/l y límites fiduciales (al 95 %) iguales a 7,4 mg/l y

15,8 mg/l. La potencia relativa obtenida entre esta nueva recta y la del estadio de

protoninfa indica que el flufenoxurón es 21 veces más efectiva con protoninfas que

con es resto de los estados y estadios ensayados.

AZADIRACTINA

Los parámetros de las rectas de regresión ponderada Probit para huevos,

protoninfas, deutoninfas y adultos de T. urticae tratados con azadiractina están

incluidos en la Tabla 4.2. Dichas rectas quedan representadas gráficamente en la

Figura 4.3.

Los ajustes fueron obtenidos al 6º día tras el tratamiento para huevos y al 2º

para protoninfas, deutoninfas y adultos; en esos momentos se registraron valores

suficientemente reducidos de χ2 y de g, al 95 % de significación.

Para los valores obtenidos de LC50 se aprecian los dos grupos: uno formado

por los estadios ninfales (82,072 mg/l para protoninfas y 100,689 mg/l para

deutoninfas); y otro, con valores sensiblemente mayores, formado por los estados de

huevo (333,039 mg/l) y de adulto (235,676 mg/l). Estos valores indican que la

azadiractina es efectiva frente a los distintos estados de desarrollo ensayados, siendo

mayor esa efectividad en los estadios ninfales.


68

Tabla 4.2. Parámetros de las rectas de regresión ponderada Probit para distintos estados y estadios de Tetranychus urticae tratados con azadiractina.

Estado/

estadio

Pendiente

b ± e.t.

Ordenada en el origen

a ± e.t. 2

g

(95 %)

LC50 (mg/l)


LC90 (mg/l)


Huevo 1,785 ± 0,336 0,497 ± 0,813 2,829 0,14 333,039

(250,733 – 482,662)

1.739,602

(975,871 – 5.721,201)

Protoninfa 1,738 ± 0,345 1,672 ± 0,741 1,089 0,15 82,072

(46,442 – 124,785)

448,159

(268,215 – 1.180,256)

Deutoninfa 2,610 ± 0,673 -0,228 ± 1,460 2,994 0,26 100,689

(60,625 – 131,091)

311,815

(221,790 – 747,047)

Adulto 2,444 ± 0,411 -0,798 ± 1,022 2,933 0,11 235,676

(175,194 – 301,049)

788,323

(567,390 – 1.396,550)

Figura 4.3. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con azadiractina sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae. (Iconos: valores observados; líneas: rectas ajustadas).

El test de igualdad y paralelismo llevado a cabo entre las cuatro rectas

obtenidas no permitió aceptar la hipótesis de igualdad, pero sí la de paralelismo. Así,

las rectas forzadas al paralelismo están representadas en la Figura 4.4.

3

4

5

6

7

1 10 100 1000

Mo

rtal

idad

Pro

bit


Huevo

Protoninfa

Deutoninfa

Adulto

Huevo

Protoninfa

Deutoninfa

Adulto


69

Figura 4.4. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con azadiractina sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae, forzadas al paralelismo.

Tras obtener las potencias relativas entre los distintos estados y estadios de

desarrollo ensayados, resultó ser, en las condiciones de este ensayo, más sensible el

estadio de protoninfa, teniendo el de deutoninfa una sensibilidad similar (potencia

relativa respecto a protoninfa de 1,2), y estando un poco más alejados los estados de

adulto y huevo (con potencias relativas respecto a protoninfa de 3 y 4,

respectivamente).

Cuando se compararon las rectas por parejas, el resultado arrojado fue de

igualdad entre protoninfas y deutoninfas, por una parte, y entre huevos y adultos, por

otra.

La nueva recta obtenida para protoninfas y deutoninfas tuvo los siguientes

parámetros: pendiente de 2,39 ± 0,29 y ordenada en el origen en 1,98 ± 0,60. Esta

recta proporciona una LC50 de 94,98 mg/l y límites fiduciales (al 95 %) entre 69,5 mg/l

y 127,1 mg/l.

Por su parte, los parámetros correspondientes a la recta para huevos y adultos

fueron: pendiente de 2,10 ± 0,23 y ordenada en el origen en 0,16 ± 0,56, teniendo la

LC50 un valor de 176,10 mg/l, con límites fiduciales (al 95 %) entre 226,2 mg/l y 347,3

mg/l. Las potencias relativas obtenidas con las nuevas rectas indican que protoninfas

y deutoninfas son 1,9 veces más sensibles a azadiractina que los estados de huevo y

de adulto.

3

4

5

6

7

0,01 0,1 1 10 100 1000 10000 100000

Mo

rtal

idad

Pro

bit


Huevo

Protoninfa

Deutoninfa

Adulto


70

4.1.2 Influencia de la edad del huevo sobre la eficacia de los acaricidas

Se realizaron ensayos con flufenoxurón y azadiractina sobre huevos del ácaro

de diferentes edades, con el objeto de determinar la influencia de la edad de los

mismos sobre la eficacia de los acaricidas. Las concentraciones empleadas fueron la

LC80 y la LC50 obtenidas para el flufenoxurón y la azadiractina sobre huevos de menos

de un día de edad, respectivamente. Los resultados obtenidos se muestran en la

Figura 4.5.

Figura 4.5. Mortalidad corregida Abbott de huevos de diferentes edades de Tetranychus urticae tratados con flufenoxurón (LC80 = 64,9 mg/l) y azadiractina (LC50 = 333 mg/l).

Letras diferentes en la misma línea indican diferencias significativas (α = 0,05) (ANOVA y LSD)

La actividad ovicida de la azadiractina no es dependiente de la edad del huevo,

ya que no aparecieron diferencias significativas entre las mortalidades obtenidas para

las edades ensayadas.

Por su parte, el flufenoxurón produjo una mortalidad significativamente mayor

en los huevos más jóvenes (de menos de dos días) que en los de mayor edad (entre

dos y tres días), aunque con diferencias muy reducidas.

0

20

40

60

80

100

0 ‐ 1 1 ‐ 2 2 ‐ 3

Mortalidad

(%)

Edad de los huevos (días)

FLUFENOXURÓN

AZADIRACTINA

a

a

a

b

a

a


71

4.1.3 Efecto de concentraciones subletales

4.1.3.1 Efecto sobre fecundidad, fertilidad y longevidad de adultos y

supervivencia de la progenie

FLUFENOXURÓN

En la Tabla 4.3 se recoge el efecto del flufenoxurón sobre diferentes parámetros

biológicos de las hembras adultas de T. urticae y sobre la supervivencia de su

progenie.

Tabla 4.3. Efecto del flufenoxurón sobre parámetros biológicos de hembras adultas de Tetranychus urticae y sobre la supervivencia de su progenie ( e.t.).


Longevidad

(días)

Fecundidad

(huevos/hembra)

Fertilidad

(%)

Supervivencia de la progenie

(% adultos obtenidos)

0,00 4,06 0,33a 14,94 2,58a 93,00 3,64a 47,56 8,82a

0,25 3,77 0,42a 18,12 3,78a 93,00 3,56a 48,55 8,55a

0,50 3,75 0,29a 16,30 2,41a 89,10 3,92a 41,40 7,20a

1,00 3,47 0,33a 13,32 3,14a 96,40 1,85a 47,90 5,91a

2,00 3,15 0,20a 8,40 1,38a 84,00 4,27a 16,67 5,71b

4,00 3,34 0,27a 10,44 2,07a 72,00 6,50a 0,00 0,00c

8,00 3,70 1,53a 10,94 2,25a 12,00 4,58b 0,00 0,00c

Dentro de cada columna, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes. ( = 0,05) (ANOVA y LSD).

Con las concentraciones ensayadas no se apreciaron diferencias significativas

en la longevidad entre tratamientos ni con el control (Tabla 4.3).

Las concentraciones de flufenoxurón ensayadas no afectaron

significativamente a la fecundidad media de las hembras de T. urticae (Tabla 4.3). Sin

embargo, es probable que sí existan estas diferencias pero que hayan quedado

ocultas por la elevada variabilidad intrínseca que muestra este parámetro. En la Figura

4.6 se muestra la evolución diaria de la fecundidad para cada una de las

concentraciones ensayadas.


72

Figura 4.6. Evolución de la puesta de las hembras de Tetranychus urticae tratadas con diferentes concentraciones de flufenoxurón.

Respecto a la fertilidad, únicamente la concentración más elevada de

flufenoxurón (8 mg/l) produjo una disminución significativa de la misma (Tabla 4.3 y

Figura 4.7). Por su parte, la supervivencia de la progenie no se vio afectada a las

concentraciones más bajas, disminuyendo significativamente el porcentaje de ácaros

que alcanzaban el estado adulto a partir de 2 mg/l, y siendo nulo a partir de 4 mg/l

(Figura 4.8).

Figura 4.7. Efecto del flufenoxurón sobre la fertilidad de huevos puestos por hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae.

Barras con letras distintas representan medias significativamente diferentes entre sí ( = 0,05) (ANOVA y LSD).

0

1

2

3

4

5

6

7

1 2 3 4 5 6 7

Nª

de

hu

evo

s/h

emb

ra y

día

Días

0 mg/l

0,25 mg/l

0,5 mg/l

1 mg/l

2 mg/l

4 mg/l

8 mg/l

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 0'25 0'5 1 2 4 8

Fer

tilid

ad (

%)


aaa

aa

a

b


73

Figura 4.8. Efecto del flufenoxurón sobre la supervivencia de la progenie de hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae.

Barras con letras distintas representan medias significativamente diferentes entre sí ( = 0,05) (ANOVA y LSD).

AZADIRACTINA

La respuesta provocada sobre hembras adultas de T. urticae por las diferentes

concentraciones subletales ensayadas de azadiractina queda recogida en la Tabla

4.4.

Tabla 4.4. Efecto de la azadiractina sobre parámetros biológicos de hembras adultas de Tetranychus urticae y sobre la supervivencia de su progenie ( e.t.).


Longevidad

(días)

Fecundidad (huevos/hembra)

Fertilidad

(%)

Supervivencia de la progenie

(% adultos obtenidos)

0,00 9,93 0,86a 81,27 8,81a 97,14 1,03a 88,22 1,87a

4,00 11,47 1,15a 81,53 11,45ab 97,11 0,84a 89,90 1,67a

8,00 10,12 0,99a 71,12 8,61ab 94,56 1,62a 90,37 1,59a

16,00 9,24 0,94ab 59,59 9,26abc 89,54 2,71a 86,24 1,75a

32,00 9,33 0,89ab 53,07 9,60bc 95,71 1,25a 86,17 1,90a

64,00 7,25 0,87bc 37,69 7,84c 96,23 1,35a 73,25 5,01a

128,00 4,88 0,50c 8,06 3,07d 81,68 6,43a 56,86 12,59a

Dentro de cada columna, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes ( = 0,05) (ANOVA y LSD).

La longevidad de las hembras adultas tratadas mostró diferencias significativas,

respecto al control, cuando se emplearon las concentraciones más altas: 64 mg/l y

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 0'25 0'5 1 2 4 8

Su

per

vive

nci

a (%

)

Concentración (mg/l

a a

aa

b

c c


74

128 mg/l (Tabla 4.4). La Figura 4.9 muestra cómo evolucionó el porcentaje de

mortalidad de las hembras a lo largo del tiempo para las diferentes concentraciones.

En el caso de las más altas, el 100 % de mortalidad de hembras se alcanza antes

que en el resto.

Figura 4.9. Evolución de la mortalidad de las hembras adultas de Tetranychus urticae tratadas con diferentes concentraciones de azadiractina.

La azadiractina redujo la fecundidad media de las hembras de T. urticae. En el

control y a las concentraciones más bajas ensayadas, la oviposición estuvo en torno

a 80 huevos/hembra, descendiendo progresivamente a medida que aumentaba la

concentración (Tabla 4.4). Con respecto al control, las concentraciones superiores a

32 mg/l produjeron diferencias significativas, siendo muy importante la disminución de

la fecundidad cuando la concentración se eleva hasta los 128 mg/l, en cuyo caso, la

puesta queda reducida a unos 8 huevos/hembra.

La evolución de la oviposición diaria por hembra se muestra en Figura 4.10. En

ella se pone de manifiesto lo indicado anteriormente y la relación de la oviposición con

la longevidad de las hembras (para la concentración 128 mg/l la longevidad máxima

observada de las hembras ensayadas fue de 8 días). En general, para un mismo día

de observación, la oviposición es menor a medida que aumenta la concentración

aplicada.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20

% M

ort

alid

ad

Días

0 mg/l

4 mg/l

8 mg/l

16 mg/l

32 mg/l

64 mg/l

128 mg/l


75

Figura 4.10. Evolución de la puesta de las hembras de Tetranychus urticae tratadas con diferentes concentraciones de azadiractina.

Los datos de fertilidad y supervivencia de la progenie (porcentaje de larvas

emergidas que alcanzan el estado adulto) se indican en la Tabla 4.4, y en las Figuras

4.11 y 4.12.

La fertilidad de los huevos puestos por hembras tratadas no se vio afectada

significativamente (Tabla 4.4 y Figura 4.11). Por su parte, tampoco aparecen

diferencias significativas en la supervivencia de la progenie a las concentraciones más

elevadas (Tabla 4.4 y Figura 4.12). Sin embargo, la reducción observada a la

concentración más alta (128 mg/l) es bastante clara. Esto puede indicar que la elevada

variabilidad intragrupos obtenida en el ensayo podría ocultar diferencias significativas.

0

2

4

6

8

10

12

14

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19

Nº

hu

evo

s/h

emb

ra y

día

Días

0 mg/l

4 mg/l

8 mg/l

16 mg/l

32 mg/l

64 mg/l

128 mg/l


76

Figura 4.11. Efecto de la azadiractina sobre la fertilidad de huevos puestos por hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae.

Barras con letras distintas representan medias significativamente diferentes entre sí ( = 0,05) (ANOVA).

Figura 4.12. Efecto de la azadiractina sobre la supervivencia de la progenie de hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae.

Barras con letras distintas representan medias significativamente diferentes entre sí ( = 0,05) (ANOVA).

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 4 8 16 32 64 128

Fer

tilid

ad (

%)

Concentración (mg/l

a a aa

a a

a

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 4 8 16 32 64 128

Su

per

vive

nci

a (%

)


a a a a a

aa


77

4.1.3.2 Efecto sobre los parámetros de la tabla de vida

FLUFENOXURÓN

La tabla 4.5 muestra los parámetros de las tablas de vida obtenidos al tratar

adultos de T. urticae con diferentes concentraciones de flufenoxurón. No aparecen los

datos correspondientes a las concentraciones de 4 y 8 mg/l porque, en ambos casos,

la mortalidad de la progenie fue del 100 %.

Puede observarse cómo los límites fiduciales de la tasa intrínseca de

crecimiento (rm) obtenida para el control, se solapan con los correspondientes a las rm

obtenidas para las concentraciones de 0,25, 0,5 y 1 mg/l, lo que indica que, para este

parámetro, no hay diferencias significativas entre el control y estos tres tratamientos.

Por el contrario, sí se encuentran diferencias significativas con respecto a la

concentración de 2 mg/l, para la cual, el valor de la rm es de 0,00031.

Por otra parte, los resultados indican un comportamiento similar con respecto a

la tasa finita de incremento (), que representa la tasa de multiplicación diaria de la

población respecto a la del día anterior, y que se situó entre 1,13 y 1,17 para el control

y las concentraciones más bajas (hasta 1 mg/l), disminuyendo hasta 1,00 cuando la

concentración empleada fue de 2 mg/l.

La duración media de una generación (T) fue de unos 12 días para todas las

concentraciones, salvo la de 2 mg/l que alcanzó los 63,88 días.

El número de días necesarios para que la población se duplicara (DT) fue

aumentando de forma progresiva a medida que aumentaba la concentración aplicada,

alcanzando valores especialmente altos (2235,96 días) a 2 mg/l.


78

Tabla 4.5. Parámetros de la tabla de vida de Tetranychus urticae tratado con varias concentraciones (mg/l) de flufenoxurón.

Parámetro 0 mg/l 0,25 mg/l 0,5 mg/l 1 mg/l 2 mg/l

Tasa de reproducción neta (R0)

4,87 6,61 4,88 4,67 1,02

Duración media de una generación (T) (días)

12,77 12,11 11,74 12,74 63,88

Tasa intrínseca de crecimiento (rm)

0,124 ± 0,015 0,156 ± 0,014 0,135 ± 0,011 0,121 ± 0,020 0,00031 ± 0,013

Intervalo de confianza 95 %

0,093 - 0,154 0,127 - 0,186 0,111 - 0,159 0,080 - 0,162 -0,026 - 0,027

Tasa finita de incremento ()

1,13 1,17 1,14 1,13 1,00

Tiempo de duplicación (DT) (días)

2,43 4,44 5,14 5,75 2.235,96

AZADIRACTINA

Los ácaros del control tuvieron valores de la rm significativamente mayores

(0,197 ± 0,004) que los tratados (-0,033 ± 0,035), sin que se dé superposición de sus

límites fiduciales (Tabla 4.6). En el caso del tratamiento con azadiractina, el valor

negativo de la rm indica que la población tiende a desaparecer. Este hecho aparece

reflejado en el resto de parámetros. Así, el número de veces que una población se

multiplica en una generación es muy superior para el control, alcanzando valores de

14,40, frente a los 0,79 que se obtuvo en el tratamiento, lo que implica que la población

no tendería a aumentar.

Para los ácaros del control, la duración media de una generación (T) fue 13,97

días, y la población se multiplicó a diario por 1,22 veces respecto al número total del

día anterior (). Cada 3,51 días la población se duplicó (DT). Por su parte, la evolución

de la población de los ácaros tratados disminuyó 0,97 veces por día, reduciéndose a

la mitad cada 21,02 días.


79

Tabla 4.6. Parámetros de tabla de vida de Tetranychus urticae tratados con 80 mg/l de azadiractina.

Parámetro 0 mg/l 80 mg/l

Tasa de reproducción neta (R0)

14,40 0,79


13,47 ----


0,198 ± 0,005 -0,033 ± 0,035

Intervalo de confianza 95 %

0,188 - 0,207 -0,114 - 0,048


1,22 0,97


3,51 -21,02


80

4.2 Discusión

FLUFENOXURÓN

Las benzoilureas (BPU’s), grupo de plaguicidas al que pertenece el

flufenoxurón, han demostrado de forma reiterada su efecto acaricida, actuando

fundamentalmente en individuos de estados juveniles como consecuencia de su modo

de acción que, como indica Matsumura (2010), impide el proceso de incorporación de

la N-acetilglucosamina en la síntesis de la quitina, impidiendo la normal formación de

la cutícula del ácaro. Esto concuerda con estudios realizados con diferentes materias

activas pertenecientes a este grupo sobre Tetranychus urticae, pudiendo citar los

trabajos llevados a cabo con triflumurón por Sáenz de Cabezón et al. (2002 y 2006) o

los realizados por Grosscurt et al. (1988) con flucycloxurón.

Respecto a flufenoxurón, Ahn et al. (1993) observaron que las larvas y ninfas

de T. urticae eran más sensibles que los estados de huevo y adulto. Estos resultados

coinciden con los del presente trabajo, en el que se obtuvieron valores de la LC50 para

huevos, protoninfas, deutoninfas y adultos de 8,941, 0,499, 5,978 y 13,936 mg/l,

respectivamente. Estudios no publicados de este producto sobre larvas

proporcionaron un valor de 1,307 mg/l para este mismo parámetro (Moreno, 2004).

Kim y Seo (2001) y Kim y Yoo (2002) valoraron la evolución de huevos T. urticae

de menos de un día tratados con 50 mg/l de flufenoxurón, obteniendo como resultado

un 100 % de mortalidad antes de que los individuos alcanzaran el estado de

protoninfa. En el presente estudio no se valoró la viabilidad de las larvas eclosionadas,

pero sí se comparó el porcentaje de eclosión de huevos de distintas edades (1, 2 y 3

días) tratados con 64,9 mg/l del acaricida, obteniéndose un porcentaje de eclosión

ligeramente inferior para los huevos de mayor edad, demostrando, por tanto, que el

compuesto tiene mayor acción ovicida sobre los huevos más evolucionados. Estos

resultados son similares a los obtenidos con otras BPU’s como triflumurón (Sáenz de

Cabezón et al., 2002) y flucycloxurón (Grosscurt et al., 1988).

Cuando se ensayó el efecto de varias concentraciones subletales (hasta 8

mg/l), los resultados obtenidos no coincidieron, en algunos casos, con los reportados

por otros investigadores. Así, para ninguna de las concentraciones empleadas

aparecieron diferencias significativas en la longevidad y en la fecundidad de las

hembras adultas tratadas respecto a las del control. Los resultados publicados por El-


81

Banhawy y Amer (1992) sobre la longevidad, coincidieron con los obtenidos en el

presente trabajo, pero no sucedió lo mismo respecto a la fecundidad, ya que, estos

autores, con una concentración de 1 mg/l, obtuvieron una reducción significativa de

los huevos puestos por hembra. Los factores que pueden haber influido en esta

disparidad en la respuesta al producto pueden ser la diferente formulación empleada

en cada ensayo y el empleo de poblaciones diferentes.

Por otra parte, la fertilidad disminuyó para la concentración más alta ensayada

(8 mg/l). Lo mismo ocurrió con la supervivencia de la progenie, que disminuyó

significativamente respecto al control a partir de 2 mg/l, no llegando a adulto ningún

huevo de los puestos por las hembras tratadas con concentraciones iguales o

superiores a 4 mg/l. Las observaciones de Ahn et al. (1993) coinciden con las del

presente trabajo en el sentido de que indican que el flufenoxurón redujo

significativamente la fertilidad de las hembras tratadas en fase de deutoninfa, no

encontrándose coincidencia, sin embargo, con los trabajos llevados a cabo por El-

Banhawy y Amer (1992), quienes encontraron una reducción significativa en la

fertilidad con concentraciones de 1 mg/l, pudiendo hacer las mismas reflexiones

respecto a esta disparidad que las referidas para la fecundidad en el párrafo

precedente.

El flufenoxurón tuvo efecto sobre los parámetros poblacionales de T. urticae

cuando la concentración aplicada fue de 2 mg/l, ya que redujo la R0, la λ y la propia

rm, frente al control, destacando, además, el elevado valor obtenido para duplicar la

población (DT), que superó los 2000 días. Sáenz de Cabezón et al (2006), empleando

triflumurón a una concentración mucho más elevada (250 mg/l), obtuvieron una

reducción significativa en los parámetros poblacionales de T. urticae. Cabe destacar,

por tanto, la mayor efectividad como acaricida de flufenoxurón respecto a esta BPU.

AZADIRACTINA

Varios autores han descrito los efectos que diferentes extractos del árbol del

neem, Azadirachta indica, provoca sobre insectos y ácaros, indicando de modo

reiterado su efecto disuasorio de la alimentación (Dimetry et al, 1993; Sundaram y

Sloane, 1995; Knapp y Kashenge, 2003; Weathersbee y McKenzie, 2005; Garbouni

et al., 2006; Isman, 2006; Misra y Singh, 2008), sin olvidar su efecto como regulador


82

de crecimiento, con mayor efectividad en los estados inmaduros, al interferir con los

niveles normales de ecdisteriodes (Ascher, 1993; Weathersbee y McKenzie, 2005;

Isman, 2006).

En el presente trabajo, las protoninfas y deutoninfas de T. urticae, se mostraron

afectadas de igual manera por la azadiractina, obteniendo una LC50 en torno a 90 mg/l,

y siendo significativamente más sensibles que los huevos (4 veces) y que los adultos

(3 veces). Estos datos concuerdan con los obtenidos para otras especies como

Diaphorina citri (Kuwayama, 1907) (Hemiptera: Psyllidae), como indican Weathersbee

y McKenzie (2005), o para varias moscas de la fruta (Diptera: Tephritidae) (Starck et

al., 1990). Respecto a T. uticae, otros autores han obtenido mortalidades elevadas de

huevos y adultos a concentraciones menores debido, probablemente, al empleo de

diferentes formulaciones y/o distintas poblaciones del ácaro (Makundi y Kashenge,

2002; Knapp y Kashenge, 2003; Brito et al., 2006; Dimetry et al., 2008; Hoffmann et

al., 2013).

Cuando se ensayaron varias concentraciones subletales de azadiractina sobre

hembras adultas de T. urticae, las más elevadas disminuyeron la longevidad y la

fecundidad (a partir de 64 y 32 mg/l, respectivamente), pero no tuvieron ningún efecto

sobre la fertilidad o la mortalidad de la progenie. Estas concentraciones fueron

suficientes para afectar al número de huevos producidos, pero no para provocar un

efecto embriocida en los huevos formados, lo que sugiere la falta de transmisión

transovarial del compuesto a un ritmo significativo. Efectos similares registraron

diversos autores respecto a la longevidad (Sundaran y Sloane, 1995; Brito, 2006;

Yanar et al., 2011;) y a la fecundidad de hembras tratadas (Sanguanpong y

Schmutterer, 1992; Dimetry et al., 1993; Sundaram y Sloane, 1995; Makundi y

Kashenge, 2002; Knapp y Kashenge, 2003; Hoffman et al., 2013). Sin embargo, el

porcentaje de huevos eclosionados y la supervivencia de los ácaros emergidos

disminuyó en los ensayos realizados por Sundaram y Sloane (1995) y Hofmann et al.

(2013). En ambos casos, la diferencia podría deberse al efecto del tipo de formulación

empleado y a la concentración aplicada. Bernardi et al. (2012), empleando el mismo

preparado comercial que Hofmann et al. (2013), Azamax, no encontraron que el

producto indujera diferencias en la fecundidad.

Considerando lo expuesto anteriormente, se puede concluir la existencia de un

notable efecto acaricida de la azadiractina, especialmente sobre los estadios ninfales


83

de T. urticae. Resultados también concluyentes se obtienen con la valoración de la

evolución de sus poblaciones mediante el análisis de los parámetros de la tabla de

vida, ya que el valor negativo obtenido para la rm en el caso de hembras tratadas con

concentraciones subletales (80 mg/l) permite pronosticar que la población decrece a

lo largo del tiempo, reduciéndose a la mitad en un periodo de 21 días, tendiendo, por

tanto, a la desaparición. Estos resultados coinciden con los reportados por Kumaran

et al. (2007), quienes indican que diferentes formulaciones de azadiractina aplicadas

al 1 % sobre cultivos de okra (Abelmoschus esculentus), redujeron la población de T.

urticae y aumentaron la cosecha, siendo igualmente capaces de controlar al ácaro en

especies forestales como el chopo (Populus tremuloides), como indica Sundaram

(1996).


84

4.3 Conclusiones

1. El flufenoxurón mostró una importante eficacia en laboratorio sobre huevos,

protoninfas, deutoninfas y adultos de Tetranychus urticae. Esta eficacia resultó ser

significativamente igual para huevos, deutoninfas y adultos, mientras que las

protoninfas resultaron ser el estadio de desarrollo más susceptible.

2. La actividad acaricida de la azadiractina fue menor que la del flufenoxurón sobre

los mismos estados y estadíos de T. urticae antes indicados. El compuesto tuvo la

misma eficacia sobre protoninfas y deutoninfas, por un lado, y sobre huevos y

adultos, por otro, siendo estos últimos 1,9 veces menos sensibles.

3. La actividad ovicida del flufenoxurón fue significativamente mayor en los huevos

de menos de 2 días de edad, aunque con diferencias muy reducidas. Sin embargo,

en el caso de la azadiractina, la actividad ovicida no fue dependiente de la edad

del huevo.

4. El tratamiento con flufenoxurón no afectó ni a la longevidad ni a la fecundidad de

las hembras adultas de T. urticae. Por el contrario, las concentraciones más altas

ensayadas redujeron significativamente su fertilidad y la supervivencia de su

progenie.

5. La azadiractina tuvo un comportamiento opuesto al del flufenoxurón cuando se

aplicó sobre hembras adultas del ácaro. Así, afectó significativamente a su

longevidad y fecundidad, pero no a su fertilidad ni a la supervivencia de su

progenie.

6. El flufenoxurón redujo de forma significativa la tasa intrínseca de crecimiento (rm)

de T. urticae a la concentración de 2 mg/l, siendo el tiempo de duplicación superior

a 2.200 días.

7. La azadiractina provocó un descenso drástico en la rm del ácaro a la concentración

de 80 mg/l, que pasó a ser negativa, indicando que la población tendía a

desaparecer, reduciéndose a la mitad cada 21 días.

5 COMPATIBILIDAD DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA CON Beauveria bassiana

85

5 Compatibilidad del flufenoxurón y de la azadiractina con

Beauveria bassiana

5.1 Resultados

5.1.1 Efectos del flufenoxurón y la azadiractina sobre el crecimiento

micelial de Beauveria bassiana

Los resultados del desarrollo in vitro de B. bassiana con las adiciones al medio

de cultivo de flufenoxurón o azadiractina a la LC40 obtenida sobre larvas de

Tetranychus urticae se ilustran en la Tabla 5.1. El crecimiento del micelio no se vio

afectado por el flufenoxurón, no encontrándose diferencias significativas con el control

durante todo el periodo ensayado. Por el contrario, hubo una reducción significativa

del crecimiento del micelio cuando se cultivó con azadiractina, mostrándose una fuerte

inhibición a los cinco días, inhibición mantenida, aunque un poco más atenuada,

incluso a los 10 días tras haber realizado la siembra.

Tabla 5.1. Crecimiento micelial in vitro de Beauveria bassiana a los 5 y 10 días tras la siembra en medio de cultivo con flufenoxurón (0,55 mg/l) y azadiractina (78,07 mg/l).

Tratamiento Crecimiento micelial (cm)* % de inhibición

5 días 10 días 5 días 10 días

B. bassiana (control) 1,16 ± 0,08 a 2,39 ± 0,20 a --- ---

B. bassiana + Flufenoxurón. 0,95 ± 0,10 a 2,04 ± 0,05 a --- ---

B. bassiana + Azadiractina. 0,12 ± 0,04 b 0,65 ± 0,21 b 89 73 *Dentro de cada columna, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes (=0,05) (ANOVA y LSD).

5.1.2 Interacciones de Beauveria bassiana con flufenoxurón y con

azadiractina sobre la mortalidad de larvas de Tetranychus urticae

En la Tabla 5.2 se observa como B. bassiana y flufenoxurón, tanto solos como

en aplicación simultánea, mostraron efectividad sobre la mortalidad de larvas de T.

urticae a los siete días de su aplicación. Ambos ambos productos tuvieron un efecto

sinérgico, lo que implica que la mortalidad conjunta supera a la esperada como la


86

suma de los efectos de ambos compuestos por separado, alcanzando una cifra

próxima al 100 %.

Por otra parte, los resultados obtenidos a los cuatro días del tratamiento en el

bioensayo de compatibilidad entre B. bassiana y azadiractina (Tabla 5.3), muestran

algún efecto sobre larvas cuando la azadiractina se aplicó sola y en mezcla con el

hongo entomopatógeno, no existiendo diferencias significativas cuando se aplicó éste

en solitario. Sin embargo, la mortalidad de la mezcla superó a la que se espera cuando

se supone un efecto aditivo, lo que implica la existencia de sinergismo entre los dos

productos, aun cuando éste no es tan intenso como el que se alcanza con

flufenoxurón.

Tabla 5.2. Mortalidad de larvas de Tetranychus urticae provocada por la combinación de Beauveria bassiana y flufenoxurón a los 7 días del tratamiento.

Tratamiento Mortalidad

± e.t.* 2 observada 2 teórica Diferencia**

Control 15,09 ± 5,51 a

B. bassiana 31,44 ± 4,46 b

Flufenoxurón 56,25 ± 7,46 c

B. bassiana + Flufenoxurón 98,15 ± 1,85 d 27,3 3,84 39,2 *Dentro de la columna, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes (=0,05) (ANOVA y LSD). **Si “2 observado” > “2 teórico” hay interacción y si “Diferencia” > 0 la interacción es de sinergismo.

Tabla 5.3. Mortalidad de larvas de Tetranychus urticae provocada por la combinación de Beauveria bassiana y azadiractina a los 4 días del tratamiento.

Tratamiento Mortalidad ± e.t.*

2 observada 2 teórica Diferencia**

Control 5,58 ± 1,98 a

B. bassiana 6,26 ± 4,36 a

Azadiractina 59,72 ± 10,70 b

B. bassiana + Azadiractina 79,59 ± 8,08 c 7,73 3,84 20,7 *Dentro de la columna, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes (=0,05) (ANOVA y LSD). **Si “2 observado” > “2 teórico” hay interacción y si “Diferencia” > 0 la interacción es de sinergismo.


87

5.2 Discusión

En el bioensayo realizado, el flufenoxurón no afectó al desarrollo micelial in vitro

de Beauveria bassiana. Hasta donde llega nuestro conocimiento, no se han

encontrado referencias en las que se valore la compatibilidad del flufenoxurón con B.

bassiana, pero sí hay investigaciones que muestran que el flufenoxurón tiene un

efecto inhibitorio superior al 68 % sobre el desarrollo micelial del hongo

entomopatógeno Verticillium lecani (Alizadeh et al., 2007). Otras BPU’s, como el

triflumurón, sí afectan negativamente al desarrollo micelial de B. bassiana, sin tener

efecto sobre la germinación de sus esporas (Sáenz de Cabezón et al., 2007).

La azadiractina, por su parte, inhibió el crecimiento micelial de B. bassiana en

más de un 70 %. Diferentes autores han valorado el posible efecto de la azadiractina

sobre la germinación de esporas y el crecimiento micelial en distintos aislados del

hongo. Por ejemplo, Mohan et al. (2007) mostraron que para todos los aislados que

ensayaron hubo un retraso de la germinación, encontrando que no hubo inhibición del

crecimiento micelial en 27 de los 30 estudiados, mientras que sí observaron dicho

efecto en los 3 restantes. Por otro lado, Islam et al. (2010b), al valorar igualmente 30

aislados del hongo y varias concentraciones de azadiractina, únicamente observaron

disminución en la germinación y en el crecimiento vegetativo del hongo con las

concentraciones más elevadas de las ensayadas (superiores al 0,5 %), encontrando,

además, variabilidad entre los diferentes aislados. Sin embargo, los ensayos

realizados por De Araujo et al. (2009) coinciden, únicamente, en cuanto al crecimiento

vegetativo, ya que no vieron que la germinación se viera afectada.

Otro aspecto a destacar respecto al efecto de la azadiractina sobre B. bassiana

radica en su dependencia de la propia naturaleza del extracto. Así, Depieri et al. (2005)

observaron que el extracto de aceite de neem inhibió el desarrollo del hongo, mientras

que no lo hizo el extracto acuoso de su semilla.

En el presente trabajo, la aplicación conjunta de B. bassiana y flufenoxurón

sobre larvas de T. urticae ha mostrado un efecto sinérgico, provocando una mortalidad

del 98 % cuando ambos insecticidas se aplicaron conjuntamente a concentraciones

relativamente bajas. Según nuestro conocimiento actual, no hay estudios previos

sobre la actividad acaricida de esta mezcla. Sí hay publicados resultados de mezclas

del hongo entomopatógeno con otras BPU’s, como triflumurón, aunque en este caso


88

el resultado fue de efecto antagónico, en este caso (Sáenz de Cabezón et al., 2002).

También se citan efectos variables de BPU’s aplicados conjuntamente con B.

bassiana sobre otros artrópodos. Así, la mezcla con triflumurón aplicada sobre el

coleóptero Leptinotarsa decemlineata (Sau, 1824) (Coleoptera: Chrysomelidae)

provocó sinergismo (Anderson et al., 1989); con diflubenzurón, en cambio, el resultado

frente a varios ortópteros de sabana en tratamientos de campo fue aditivo (Delgado

et al., 1999). Los estudios llevados a cabo por Bitsadze et al. (2013) sobre ninfas de

Locusta migratoria (Linnaeus, 1758) (Orthoptera: Acrididae) ponen de manifiesto que

el efecto es distinto según el modo de aplicación. Así, la aplicación simultánea de B.

bassiana y diflubenzurón o novalurón, y la aplicación del hongo y al cabo de 48 horas

la BPU, produjo efecto aditivo, mientras que cuando se aplicó primero el regulador y,

a las 48 horas, el hongo, el efecto fue antagónico con diflubenzurón y aditivo con

novalurón.

Todas estas diferencias observadas pueden deberse al desigual efecto sobre

la inhibición de la síntesis de quitina del hongo por parte de las diferentes BPU’s y a

las diferentes condiciones ambientales utilizadas en los ensayos que provocan, entre

otros efectos, variaciones en el crecimiento micelial. Purwal y Sachan (2006) al

ensayar la combinación de B. bassiana con varios insecticidas, entre otros las BPU’s

diflubenzurón y lufenurón, no encontraron efecto sinergista sobre el lepidóptero

Spilarctia obliqua (Walker, 1855) (Lepidoptera: Arctiidae), indicando que las diferentes

cepas del hongo pueden provocar efectos diferentes. En vista de todo lo anterior,

parece arriesgado hacer generalizaciones sobre la compatibilidad entre plaguicidas

del grupo de las BPU’s y este hongo entomopatógeno.

El resultado obtenido cuando se aplicó una mezcla de azadiractina y B.

bassiana sobre larvas de T. urticae fue de sinergismo. Una vez más, hasta donde llega

nuestro conocimiento, no hay referencias sobre el efecto de esta interacción sobre el

ácaro. Sin embargo, sí las hay sobre algunas especies de insectos, aunque en algunos

casos, con efectos diferentes a los obtenidos en el presente trabajo. Por ejemplo,

Akbar et al. (2005) obtuvieron un efecto antagónico sobre Tribolium castaneum

(Herbst, 1797) (Coleoptera: Tenebrionidae) provocado, según los autores, por la falta

de germinación del hongo cuando es inoculado en presencia de azadiractina. Por su

parte, Mohan et al. (2007) encontraron un efecto sinergista sobre Spodoptera littoralis

(Boisduval, 1852) (Lepidoptera: Noctuidae), cuando emplearon aislados compatibles,


89

lo mismo que Elzen y James (2002) sobre Plutella xylostella (Linnaeus, 1758)

(Lepidoptera: Plutellidae) y Coleomegilla maculata (DeGeer, 1775) (Coleoptera:

Coccinellidae). La prolongación del periodo transcurrido entre mudas propiciada por

el efecto de la azadiractina (que también tiene efecto regulador del crecimiento al

actuar como antagonista de la ecdisona), puede dar tiempo para el establecimiento y

penetración del hongo a través de la cutícula (Mohan et al., 2007). Islam et al. (2010a)

aplicando esta mezcla para el control de Bemisia tabaci (Gennadius, 1889)

(Hemiptera: Aleyrodidae) encontraron que la mortalidad fue superior a la que aparecía

cuando se aplicaban por separado, pero no establecieron el tipo de interacción que

había entre ambos. Al-maza´awi et al. (2009) observaron que la aplicación simultánea

en invernadero para controlar Thrips tabaci (Linderman, 1889) (Thysanoptera:

Thripidae) produjo una mortalidad más elevada que la del hongo sólo, pero el efecto

no llegó a ser sinérgico, mientras que este efecto sí se alcanzó cuando primero se

aplicó el hongo y posteriormente la azadiractina, debido, probablemente, a un mayor

porcentaje de germinación de las esporas al no estar el compuesto presente en las

fases iniciales.

El comportamiento conjunto de B. bassiana con otros plaguicidas es variable.

Así, con spirodiclofén y sobre T. urticae, el efecto fue de sinergismo, siendo superior

la efectividad cuando se aplicaban sobre calabaza que cuando se aplicaban sobre

alubia (Seyed Talebi et al., 2014). Igualmente, aumentó la mortalidad cuando se

mezcló con piridabén, proparguita y hexitiazox frente al mismo ácaro (Shi et al., 2005).

También aumentó la eficacia al combinarse con piridabén sobre P. citri (Shi y Feng,

2006). Purwal y Sachan (2006) observaron que, frente a S. obliqua, se dio un efecto

potenciador con imidacloprid y oxydemeton. También se ha estudiado la

compatibilidad con otros agentes biológicos, como Bacillus thuringiensis, sobre larvas

de L. decemlineata, observándose que el efecto fue sinergista (Wraight y Ramos,

2005).

Finalmente, destacar que la efectividad de B. bassiana frente a T. urticae varía

mucho según la cepa ensayada (Shi y Feng, 2004; Seiedy et al., 2010; Saranya et al.,

2013; Bugeme et al., 2014) y las condiciones ambientales a las que se desarrollan los

ensayos, aumentando su capacidad de infección con una humedad próxima al 100 %,

de tal forma que, en condiciones controladas de invernadero, donde no se puede

mantener ese nivel de humedad, el hongo no fue capaz de controlar a T. urticae,


90

aunque sí, como indican Shipp et al. (2003) a Frankliniella occidentalis (Pergande,

1895) (Thysanoptera: Thripidae). También la temperatura tiene un papel importante

en la capacidad de germinación y desarrollo del micelio, habiéndose observado como

más adecuadas las comprendidas entre 25 y 30 ºC (Bugeme et al., 2008; Bugeme et

al., 2009, Shi et al., 2010).

Por otra parte, es interesante destacar la capacidad de B. bassiana para

colonizar endofíticamente algunas plantas, tal como corroboraron Dara y Dara (2013)

sobre fresa, observando que el hongo podía persistir en algunos tejidos del cultivo

hasta 9 semanas después de la inoculación. Esta es una de las razones por las que

los estudios de compatibilidad del hongo con plaguicidas son especialmente

interesantes.

En definitiva, la posibilidad de utilización conjunta, en el manejo de T. urticae,

de B. bassiana y plaguicidas biorracionales, como flufenoxurón y azadiractina, resulta

muy interesante. No obstante, es preciso conocer en cada caso concreto el resultado

de la acción conjunta, que puede ser de sinergismo, en cuyo caso el manejo de ácaro

se ve optimizado, o antagonista, en cuyo caso y en función del nivel de antagonismo,

esa herramienta de control se puede ver fuertemente mermada en cuanto a su

eficacia. Si el resultado de la interacción es de carácter aditivo, sin aportar las ventajas

del sinergismo, sigue siendo interesante la utilización conjunta de ambos agentes de

control.


91

5.3 Conclusiones

1. El flufenoxurón no afectó al crecimiento del micelio del hongo entomopatógeno

Beauveria bassiana. Por el contrario, hubo una fuerte inhibición de dicho

crecimiento en el caso de la azadiractina.

2. La aplicación combinada de flufenoxurón y de azadiractina con Beauveria bassiana

sobre larvas neonatas de T. urticae demostró la existencia de un efecto sinergista

entre los dos compuestos y el hongo, siendo más intenso en el caso de la benzoil-

fenil urea.

6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN FUNCIÓN DEL HUESPED

93

6 Capacidad de incremento poblacional de Panonychus

ulmi en función del huésped

6.1 Resultados

6.1.1 Efecto del huésped sobre la longevidad, fecundidad y fertilidad de

los adultos

Se encontraron diferencias significativas en la longevidad y la fecundidad de

las hembras adultas de P. ulmi en función de la especie huésped sobre la que se

alimentaron. Respecto a la longevidad (Figura 6.1), el ácaro sobrevivió más tiempo

(más de 7 días) sobre almendro, melocotonero y manzano. Por el contrario,

frambueso, viburno, albaricoquero y vid fueron los huéspedes sobre los que las

hembras del ácaro tuvieron una menor longevidad (entre 3 y 4 días).

Figura 6.1. Longevidad media de las hembras adultas de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.

Barras con letras distintas representan medias significativamente diferentes entre sí (=0,05) (ANOVA y LSD).

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Lo

ng

evid

ad (

día

s)

Especie

Almendro

Cerezo

Chaenomeles

Manzano

Melocotonero

Peral

Rosa

Ciruelo

Vid

Albaricoquero

Frambueso

Viburno

aab

abbc

bcd

cdecde

bcd

def

ef

f

def


94

En cuanto a la fecundidad (Figura 6.2), en manzano, almendro y melocotonero

la oviposición fue significativamente mayor que en el resto de las especies ensayadas,

con una puesta por hembra de entre 14 y 20 huevos. Por otro lado, la fecundidad

sobre viburno, frambueso, albaricoquero, vid y ciruelo fue tan escasa (menos de 5

huevos por hembra) que no permitió realizar los bioensayos de fertilidad, ni los de

mortalidad y duración del desarrollo de la progenie. A su vez, esto impidió, también,

obtener los valores de los parámetros de las tablas de vida del ácaro sobre cada uno

de estos huéspedes.

Figura 6.2. Fecundidad media de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.


Con respecto a la fertilidad, no se encontraron diferencias significativas entre

los huéspedes en los que este parámetro se pudo analizar: cerezo, manzano,

melocotonero, rosal, chaenomeles y peral (Figura 6.3).

0

5

10

15

20

25

Nª

hu

evo

s/h

emb

ra

Especie

Almendro

Cerezo

Chaenomeles

Manzano

Melocotonero

Peral

Rosa

Ciruelo

Vid

Albaricoquero

Frambueso

Viburno

c

cd

ab

a

cde

b

eeee

de

cd


95

Figura 6.3. Fertilidad media de los huevos de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.


6.1.2 Efecto del huésped sobre la mortalidad y la duración del desarrollo

de la progenie

La duración del desarrollo de las formas inmaduras de P. ulmi sobre los

huéspedes ensayados se indican en la Tabla 6.1. No se encontraron diferencias

significativas para las protocrisálidas, protoninfas, deutocrisálidas y teliocrisálidas. La

duración del estado de huevo fue menor en cerezo, manzano y chaenomeles. Este

comportamiento fue distinto para larvas y deutoninfas. Las larvas se desarrollaron con

mayor rapidez sobre el manzano, encontrando diferencias significativas respecto al

cerezo, chaenomeles, melocotonero y peral. En cuanto a las deutoninfas, se

desarrollaron más rápidamente sobre manzano, almendro, melocotonero y rosal

apareciendo diferencias significativas respecto a cerezo, chaenomeles y peral.

La duración total del desarrollo sobre manzano y cerezo fue de unos 11 días,

mostrando diferencias significativas, únicamente, con almendro y chaenomeles, cuya

duración fue de 12,8 y 13,11 días, respectivamente.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Fer

tilid

ad (

%)

Especie

Almendro

Cerezo

Chaenomeles

Manzano

Melocotonero

Peral

Rosa

a

a

a

aa

a

a

96

Tabla 6.1. Duración del desarrollo (días) ( ± e.t.) de las formas inmaduras de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.

Forma de

desarrollo Almendro Cerezo Chaenomeles Manzano Melocotonero Peral Rosal

Huevo 6,43 0,20bc 5,72 0,17a 6,32 0,24abc 6,28 0,19ab 6,65 0,13bc 6,61 0,17bc 6,94 0,26c

Larva 0,86 0,14ab 1,11 0,22b 1,18 0,10b 0,39 0,12a 1,05 0,30b 1,40 0,24b 0,92 0,15ab

Protocrisálida 1,21 0,09a 1,03 0,13a 1,31 0,20a 1,01 0,14a 0,85 0,12a 1,15 0,22a 0,76 0,07a

Protoninfa 0,89 0,09a 0,80 0,20a 1,08 0,08a 0,66 0,05a 0,80 0,20a 0,79 0,43a 0,98 0,14a

Deutocrisálida 1,29 0,09a 1,20 0,20a 1,49 0,20a 0,97 0,03a 1,20 0,12a 1,33 0,24a 1,20 0,27a

Deutoninfa 0,79 0,10abc 1,00 0,00bc 1,17 0,17c 0,51 0,13a 0,60 0,11ab 1,17 0,17c 0,71 0,18ab

Teliocrisálida 1,47 0,10a 0,90 0,24a 0,75 0,25a 1,11 0,05a 1,00 0,00a 1,00 0,00a 0,69 0,34a

Huevo-adulto 12,80 0,22b 11,15 0,58a 13,11 0,30b 10,85 0,17a 11,70 0,26ab 12,50 1,00ab 11,90 0,39ab

Dentro de cada fila, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes (=0,05) (ANOVA y LSD).


97

En la Figura 6.4 se muestran, de forma gráfica, los datos señalados

anteriormente.

Figura 6.4. Duración del desarrollo de las formas inmaduras de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.

La supervivencia de las formas inmaduras sobre los huéspedes ensayados se

recoge en la Tabla 6.2. A partir de la deutocrisálida, no se observaron diferencias

significativas entre los porcentajes de mortalidad del ácaro observados en los

diferentes huéspedes. Tampoco se encontraron diferencias significativas en los

valores de la fertilidad, como se ha comentado en el apartado anterior. Por el contrario,

estas diferencias sí aparecieron en el resto de fases inmaduras del desarrollo del

ácaro.

En el estado de larva la mortalidad fue significativamente mayor en el caso del

cerezo y del peral con valores próximos al 42 %. La protocrisálida, por su parte, tuvo

una supervivencia significativamente inferior en cerezo y melocotonero. Como en el

caso de la larva, en la fase de protoninfa la mayor mortalidad se obtuvo sobre peral,

con diferencias significativas con respecto al resto de las especies, salvo cerezo y

chaenomeles.

0

2

4

6

8

10

12

14

Huevo Larva Protocrisálida Protoninfa DeutocrisálidaDeutoninfa Teliocrisálida

Día

s

Almendro

Cerezo

Chaenomeles

Manzano

Melocotonero

Peral

Rosa

98

Tabla 6.2. Supervivencia (%) ( ± e.t.) de las formas inmaduras de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.

Forma de


Huevo 70,00 5,00a 85,00 7,29a 67,50 11,59a 80,00 10,16a 80,00 9,35a 62,50 6,85a 80,00 8,48a

Larva 96,66 3,34a 58,28 11,07bc 78,00 13,56abc 97,50 2,5a 89,98 6,68a 57,42 11,12c 87,79 5,60ab

Protocrisálida 86,65 6,24ab 65,33 9,22c 96,66 3,34a 100,00 0,00a 73,50 8,42bc 85,00 10,00abc 83,66 7,65abc

Protoninfa 95,00 5,00a 65,33 9,23ab 77,14 19,480ab 100,00 0,00a 96,00 4,00a 55,00 16,58b 89,146 4,55a

Deutocrisálida 100,00 0,00a 90,00 10,00a 79,76 10,58a 100,00 0,00a 97,5 2,5046a 91,67 8,33a 90,00 6,12a

Deutoninfa 90,00 10,00a 93,33 6,67a 61,67 21,67a 96,00 4,00a 92,14 5,10a 66,67 23,57a 90,00 6,66a

Teliocrisálida 76,00 19,39a 100,00 0,00a 86,67 13,33a 100,00 0,00a 90,00 10,00a 83,33 16,66a 93,33 6,67a



99

En la Tabla 6.3 se muestran los porcentajes de individuos que sobrevivieron,

respecto a los huevos puestos inicialmente por las hembras del ácaro, durante la

evolución de las formas de desarrollo inmaduras alimentadas con diferentes

huéspedes. En el estado de huevo no se encontraron diferencias significativas, pero

a partir de él, sí aparecieron en todas las demás fases de desarrollo, como se ha

indicado en el apartado anterior. Cabe destacar la comparación del comportamiento

sobre manzano y peral, encontrándose una supervivencia significativamente menor

sobre éste último y con una diferencia cada vez más acusada a medida que avanzaba

el desarrollo del ácaro.

Observando la supervivencia acumulada total (datos correspondientes a la fila

de teliocrisálida), se puede concluir que la supervivencia fue significativamente mayor

sobre manzano (75,00 10,46) y especialmente reducida en peral (10,00 4,17) y en

cerezo (15,00 2,50). En la Figura 6.5 se representan de forma gráfica estos datos

de supervivencia.

Figura 6.5. Porcentaje de supervivencia a lo largo del desarrollo, respecto a los huevos puestos por Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

Huevo Larva Protocrisálida Protoninfa Deutocrisálida Deutoninfa Teliocrisálida

Su

per

vive

nci

a (%

)

Almendro

Cerezo

Chaenomeles

Manzano

Melocotonero

Peral

Rosa

100

Tabla 6.3. Porcentaje de supervivencia a lo largo del desarrollo ( ± e.t.), respecto a los huevos puestos por Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.

Forma de


Huevo 70,00 5,00a 85,00 7,29a 67,50 11,59a 80,00 10,16a 80,00 9,35a 62,50 6,85a 80,00 8,48a

Larva 67,50 5,00a 47,50 7,29ab 57,50 16,11ab 77,50 9,19a 72,50 11,46a 35,00 6,12b 69,29 6,27a

Protocrisálida 57,50 3,06ab 32,50 8,48b 55,00 15,61ab 77,50 9,19a 55,00 12,87ab 30,00 6,37b 59,29 9,75ab

Protoninfa 55,00 5,00a 20,00 5,00b 50,00 16,30a 77,50 9,19a 52,50 12,75a 20,00 7,20b 51,43 6,99a

Deutocrisálida 55,00 5,00ab 17,50 5,00c 42,50 15,10bc 77,50 9,19a 50,00 10,46b 17,50 5,98c 46,07 7,31b

Deutoninfa 50,00 7,91b 15,00 2,50c 32,50 13,46bc 75,00 10,46a 45,00 8,48b 12,50 4,17c 40,72 5,71b

Teliocrisálida 42,50 11,59b 15,00 2,50bc 27,50 11,46bc 75,00 10,46a 40,00 9,19b 10,00 4,17c 38,22 6,55b



101

6.1.3 Efecto del huésped sobre los parámetros de la tabla de vida

Los parámetros de la tabla de vida recogidos en la Tabla 6.4, permiten

comparar el comportamiento de P. ulmi, a nivel de población, en diferentes

huéspedes. Como era esperable, estos parámetros corroboran los resultados

obtenidos en los dos apartados precedentes.

Las diferencias entre las tasas de reproducción neta (R0) permiten realizar

grupos bien diferenciados. Por una parte, destaca el valor obtenido sobre manzano

con 11,31 hembras por cada hembra adulta. A continuación, se situarían el almendro

y melocotonero, con valores de 5,05 y 4,44, respectivamente. Un tercer grupo estaría

constituido por rosal, chaenomeles y cerezo, con valores entre 1 y 2. Por último,

estaría el peral, cuya R0 no alcanza las 0,5 hembras por hembra adulta.

El número de días necesario para duplicar la población (DT) varió de forma

significativa entre huéspedes, siendo de unos 4 días en manzano, un poco mayor en

almendro y melocotonero (en torno a 7 días), y mucho mayor en el resto (hasta 3466

días en el caso de chaenomeles). En el caso del peral, la población del ácaro tiende

a desaparecer, siendo 13 días el tiempo necesario para que se reduzca a la mitad.

Grupos similares a los realizados con el parámetro R0, se pueden construir

utilizando la tasa intrínseca de crecimiento (rm). Considerando los intervalos de

confianza, se observa que hubo diferencias significativas entre el valor más alto,

obtenido en manzano (0,168), con respecto al resto de las especies ensayadas. En el

segundo grupo, formado por almendro y melocotonero, para los que se solapan los

intervalos de confianza, la rm alcanza un valor de en torno a 0,1. Tampoco se

encuentran diferencias entre rosal, cerezo y chaenomeles (con valores positivos

próximos a cero). Por último, el valor negativo que se obtuvo con peral indica que en

esta especie, y en las condiciones ensayadas, la población tiende a desaparecer a lo

largo del tiempo.

102

Tabla 6.4. Parámetros de las tablas de vida de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.

Almendro Cerezo Chaenomeles Manzano Melocotonero Peral Rosal

Tasa de reproducción neta (Ro)

5,05 1,05 1,17 11,31 4,44 0,47 1,70


16,19 16,26 785,02 14,44 16,75 14,25 16,58


0,100 0,003 0,0002 0,168 0,089 -0,053 0,032

Intervalo de confianza de la rm al 95 %

0,087 – 0,114 -0,010 – 0,017 -0,026 – 0,027 0,160 – 0,177 0,077 – 0,102 -0,073 – -0,032 0,011 – 0,050


1,11 1,01 1,01 1,18 1,09 0,95 1,033


6,92 208,15 3.465,76 4,10 7,76 -13,10 21,47


103

6.2 Discusión

Las investigaciones realizadas con P. ulmi han utilizado casi siempre al

manzano como planta huésped, por lo que, salvo algunas referencias en rosal, fresa

y morera, como se verá más adelante, no se encuentra información del

comportamiento del ácaro en otras especies.

La longevidad de las hembras se vio influenciada por el huésped empleado en

el presente trabajo. Las especies que han proporcionado mayor longevidad han sido

almendro, melocotonero y manzano, sobre las que los adultos del ácaro han

sobrevivido entre 7 y 8 días, reduciéndose hasta casi la mitad en frambueso,

albaricoquero y vid. Gotho et al. (2003) obtuvieron una longevidad superior, en torno

a 20 días en manzano, mientras que la observada por Yin et al. (2013) varió en función

de la variedad de manzana, desde 13,46 días con Golden Delicious, hasta 10,23 días

con Fuji. Estas diferencias pueden atribuirse al diferente origen geográfico de la

población de P. ulmi empleada y a la variedad de manzano usada. Igualmente, Ribeiro

et al. (1988), encontraron comportamientos no coincidentes entre variedades de

manzana, concretamente con Golden Delicious y Gala, y no solo en lo que respecta a

longevidad, sino también en cuanto a periodo de oviposición, fecundidad y fertilidad.

Si, como se indica anteriormente, se encontraron diferencias significativas en

la longevidad de las hembras de P. ulmi, estas diferencias son más acusadas cuando

el parámetro analizado es la fecundidad. Efectivamente, la oviposición fue inferior a

un huevo por hembra en especies como vid, albaricoquero, frambueso y viburno, y en

torno a 4 con ciruelo, comportándose, así, como huéspedes de baja calidad como para

producir individuos suficientes que permitieran hacer bioensayos posteriores. La

mayor fecundidad la proporcionó el manzano, con unos 20 huevos por hembra,

valores bajos respecto a los indicados por Gotho et al. (2003), que observaron cifras

en torno a los 52 huevos/hembra. Sin embargo, los bioensayos realizados por Yin et

al. (2013), sobre cuatro variedades de manzano, remarcan lo ya indicado respecto a

la diferente respuesta en variedades diferentes, ya que obtuvieron 34 huevos/hembra

con Golden Delicious, 20,62 con Granny-Smith y valores intermedios de 27,15 y 25,15

con Fuji y Starkimson Delicious, respectivamente, valores más próximos a los

obtenidos en nuestro bioensayo utilizando la variedad Starking. Tras el manzano se

sitúan el almendro y el melocotonero, con valores de la fecundidad de


104

aproximadamente 15 huevos por hembra. En un tercer grupo se sitúan chaenomeles,

peral y rosal, cuya oviposición estuvo en torno a 5-6 huevos por hembra. En la

bibliografía, se encuentran referencias del comportamiento de P. ulmi utilizando rosal

como huésped, concretamente en los trabajos realizados por Patterson y Rodriguez

(1975). Estos autores, observaron una gran dependencia del número de huevos

puestos por hembra respecto a la variedad empleada (siendo, en todos los casos,

variedades del tipo híbridos de té), oscilando desde 0,9 hasta 15 huevos/hembra,

abundando, por tanto, un poco más en la influencia sobre la fecundidad del ácaro, no

solo de la especie huésped, sino también, y de modo muy significativo, de la variedad.

La fertilidad no se vio significativamente afectada por el huésped empleado.

Las referencias respecto a la fertilidad proporcionadas por Gotho et al. (2003) y Yin et

al. (2013) indican niveles superiores a los obtenidos en el presente trabajo para

manzano (en torno al 90 %), pudiendo deberse estas discrepancias a la variedad

empleada y a las diferencias entre las poblaciones del ácaro.

En las fases quiescentes, no hay diferencias significativas respecto a la

duración del desarrollo. Sí las hay para el estado de huevo, lo que podría indicar la

importancia de la alimentación de la hembra ovipositora y la independencia que, de

esta alimentación, tienen las fases quiescentes. Esta diferencia de resultados se

puede explicar por la distinta actividad metabólica entre el huevo (más elevada) y las

propias formas quiescentes.

La duración total del desarrollo de los estados inmaduros varió

significativamente, desde 10,85 días, sobre manzano, hasta 13,11 días, sobre

chaenomeles. Tanto Gotho et al. (2003) como Yin et al. (2013) obtuvieron valores

superiores a los observados en el presente trabajo sobre manzano, obteniendo que el

tiempo necesario para alcanzar el estado adulto se situaba en torno a 11,5 y 12,5 días,

respectivamente. Considerando la discrepancia de los resultados observados entre

estos tres estudios, probablemente, además de la influencia de la variedad del

huésped, sea importante la población del ácaro empleada.

La mayor supervivencia de las formas inmaduras se obtuvo sobre manzano,

con un porcentaje del 75 %, similar al obtenido por Yin et al. (2013), pero inferior al

observado por Gotho et al. (2003) y Sazo et al. (2005) cuyos resultados señalan una

supervivencia superior al 90 % y al 80 %, respectivamente. Aparentemente, este

parámetro no se ve tan influido por la variedad del huésped, pero sí por la especie, ya


105

que en el trabajo aquí presentado se produjo una supervivencia muy baja en algunas

de ellas, como peral (10 %), cerezo (15 %) o chaenomeles (27,5 %), siendo media en

otras, como almendro, melocotonero y rosal (en torno al 40 %).

El análisis de los resultados comentado anteriormente indica que, como era de

esperar, la especie que sirve de alimento a P. ulmi tiene influencia sobre la mayor

parte de los parámetros biológicos del ácaro. No obstante, la valoración de los

parámetros poblaciones, concretamente de la tasa intrínseca de crecimiento (rm),

proporciona una información más completa, ya que integra diferentes parámetros

individuales como fecundidad, duración del periodo de preoviposición, ratio sexual y

supervivencia y duración del desarrollo de la progenie.

El valor de la rm, obtenido en el presente trabajo empleando como huésped

manzano, fue de 0,168 a 24 ºC, alejado sensiblemente de los obtenidos por Herbert

(1981) sobre esta misma especie, 0,056, 0,092 y 0,132 para temperaturas de 15, 18

y 21 ºC, respectivamente; pero más próximos a los referidos por Gotho et al. (2003) y

Yim et al. (2013), quienes obtuvieron valores de 0,193 a 25 ºC, los primeros, y de

0,150 a 23 ºC, los segundos.

En el presente trabajo, se obtuvieron sobre manzano unos valores de la tasa

finita de crecimiento () y del tiempo de duplicación (DT) de 1,18 y 4,10,

respectivamente, datos similares a los proporcionados por Gotho et al. (2003) y Yim

et al. (2013).

Como ya se ha comentado, los resultados obtenidos por otros autores indican

que la variedad del huésped es un factor importante, ya que, entre otros aspectos,

tienen una diferente composición química a nivel de aminoácidos y minerales

(Dabrowski y Bielak, 1978; Chaaban et al., 2011). Por otro lado, también parece tener

importancia el nivel de fertilización respecto a los nutrientes principales, reduciéndose

la población de P. ulmi cuando aumenta el aporte de fósforo y de potasio, y

aumentando dicha población, cuando la aportación de nitrógeno supera en un 25 %

los aportes habituales (Bhardwaj et al., 2005).

También, se han encontrado variaciones de la rm en función del huésped en

otras especies de ácaros. Es el caso de Tetranychus urticae que, al ser criada por

Krips et al. (1999) sobre cuatro cultivares de gerbera, obtuvieron valores de la rm

comprendidas entre 0,09 y 0,23.


106

Es conocido que P. ulmi puede alimentarse de una amplia variedad de especies

vegetales (Bolland et al., 1998). Sin embargo, la polifagia que caracteriza aalgunas

especies de ácaros tetraníquidos no garantiza que todas sus poblaciones se

desarrollen por igual en todos sus huéspedes potenciales. La variación intraespecífica

origina poblaciones localmente adaptadas y es uno de los mecanismos que conducen

a la acomodación sobre determinados huéspedes (Agrawal et al., 2002; Skoracka y

Kuczyñski, 2006; Kant et al., 2008; Wybouw et al., 2015).

A partir de todo lo analizado anteriormente, se puede concluir que el manzano

es el huésped más adecuado para llevar a cabo la cría de la población estudiada de

P. ulmi, encontrando diferencias importantes con el resto de las especies ensayadas.


107

6.3 Conclusiones

1. La planta huésped utilizada para la alimentación de hembras adultas de

Panonychus ulmi provocó diferencias significativas en la longevidad de las

mismas, siendo prácticamente el doble sobre almendro, melocotonero y manzano

que sobre frambueso, viburno, albaricoquero y vid.

2. La fecundidad de las hembras de P. ulmi se vio drásticamente afectada por la

planta huésped. En manzano, almendro y melocotonero, la oviposición fue similar

y significativamente mayor que en el resto de las especies ensayadas. En viburno,

frambueso, albaricoquero, vid y ciruelo, la puesta fue tan escasa que no permitió

obtener los parámetros de las tablas de vida.

3. La fertilidad de los huevos no varió significativamente cuando las hembras de

P.ulmi se alimentaron de las plantas huésped en las que hubo la suficiente

oviposición.

4. La duración total del desarrollo de P. ulmi fue significativamente menor cuando el

ácaro se alimentó de manzano y cerezo que cuando lo hizo de almendro y

chaenomeles.

5. La supervivencia total acumulada de las formas inmaduras de P. ulmi

desarrolladas sobre los diferentes huéspedes ensayados, fue significativamente

mayor sobre manzano (75 %) que sobre el resto de las especies, resultando

especialmente reducida en el caso del peral (10 %) y del cerezo (15 %).

6. El valor más alto de la tasa intrínseca de crecimiento (rm) se obtuvo en manzano,

mostrando diferencias significativas con los valores alcanzados sobre el resto de

las especies. La rm disminuyó de forma muy importante en rosal, cerezo y

chaenomeles (con valores positivos próximos a cero), llegando a ser negativa en

peral, lo que indica que la población tiende a desaparecer.

7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LA SALIDA DE LA DIAPAUSA DE HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi

109

7 Influencia de la temperatura y del fotoperiodo en la salida

de la diapausa de huevos hibernantes de Panonychus

ulmi

7.1 Resultados

Ensayo correspondiente a los huevos hibernantes recogidos en 2003

En las Tablas 7.1 a 7.5 se indica la evolución de la eclosión de los huevos de

invierno de Panonychus ulmi cuando se mantuvieron durante 30, 50, 70, 90 y 110 días

en oscuridad y bajas temperaturas (0, 2, 4 y 6 ºC), y evolucionar, posteriormente, con

fotoperiodo de día largo (DL) (16:8 L:O) o de día corto (DC) (8:16 L:O) a una

temperatura de 24 ºC. La representación gráfica de dicha evolución se muestra en las

Figuras 7.1 a 7.5.

El factor temperatura no provocó la aparición de diferencias significativas en el

porcentaje total de eclosión para el mismo número de días de frío y fotoperiodo. En

cambio, sí se obtuvieron diferencias significativas en dichos porcentajes en función

del tipo de fotoperiodo, salvo en el caso de 90 días de frío. Así, en los casos donde

hubo diferencias significativas, el porcentaje de eclosión fue significativamente mayor

para día largo.

En ningún caso, el porcentaje de eclosión de los huevos colocados a 24 ºC con

DL fue superior al 44,3 % ni inferior al 21,6 %. Por otro lado, en los sometidos a DC,

los porcentajes máximos y mínimos bajaron a 35,6 y a 2,4 %, respectivamente.

En todas las situaciones planteadas, la casi totalidad de los huevos había

eclosionado entre 10 y 20 días desde el inicio de su evolución a 24 ºC,

independientemente del fotoperiodo (Figuras 7.1 a 7.5), finalizando completamente a

los 40 días, salvo en el caso en el que los huevos estuvieron 110 días a baja

temperatura, para los cuales la eclosión se completó a los 30 días.


110

Tabla 7.1. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 30 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)].

Tª/Fotoperiodo Número de días a 24 ºC

10 20 30 40

0 ºC/DL 9,46 ± 4,43 35,16 ± 6,42 35,90 ± 7,04 35,90 ± 7,04

2 ºC/DL 5,89 ± 4,25 33,93 ± 1,86 35,44 ± 2,11 35,44 ± 2,11

4 ºC/DL 4,24 ± 1,98 35,10 ± 0,42 36,32 ± 1,33 36,32 ± 1,33

6 ºC/DL 0,00 ± 0,00 29,71 ± 7,28 34,01 ± 8,95 34,39 ± 8,69 No se encontraron diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).

Tabla 7.2. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 50 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].


10 20 30 40

0 ºC/DL 2,62 ± 2,73 41,29 ± 6,17 42,23 ± 5,57 42,23 ± 5,57

0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 6,52 ± 4,97 6,52 ± 4,97 7,64 ± 6,51

2 ºC/DL 0,58 ± 0,83 37,92 ± 6,93 37,92 ± 6,93 37,92 ± 6,93

2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 6,67 ± 1,32 6,67 ± 1,32 6,67 ± 1,32

4 ºC/DL 3,04 ± 1,08 32,82 ± 9,09 33,56 ± 8,44 33,56 ± 8,44

4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 6,39 ± 3,74 6,67 ± 4,09 7,69 ± 3,37

6 ºC/DL 1,09 ± 0,78 43,75 ± 15,81 44,26 ± 15,34 44,26 ± 15,34

6 ºC/DC 0,65 ± 0,92 11,00 ± 3,07 11,83 ± 3,02 11,83 ± 3,02 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).



10 20 30 40

0 ºC/DL 2,25 ± 2,12 32,92 ± 7,6 33,47 ± 8,36 33,47 ± 8,36

0 ºC/DC 0,98 ± 1,39 10,23 ± 3,95 11,27 ± 5,39 13,24 ± 5,21

2 ºC/DL 2,75 ± 2,78 30,53 ± 2,57 30,53 ± 2,57 30,53 ± 2,57

2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 4,05 ± 4,45 4,37 ± 4,32 4,37 ± 4,32

4 ºC/DL 15,80 ± 7,36 38,15 ± 4,11 38,14 ± 4,11 38,14 ± 4,11

4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 2,03 ± 1,67 2,42 ± 1,22 2,42 ± 1,22

6 ºC/DL 13,22 ± 5,38 26,48 ± 4,45 26,48 ± 7,45 26,48 ± 7,45

6 ºC/DC 2,28 ± 1,45 10,95 ± 1,73 11,43 ± 1,08 11,43 ± 1,08 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).


111



10 20 30 40

0 ºC/DL 10,86 ± 5,51 21,46 ± 10,78 21,83 ± 11,27 21,83 ± 11,27

0 ºC/DC 3,91 ± 1,08 17,50 ± 4,75 17,95 ± 5,13 18,39 ± 5,56

2 ºC/DL 23,19 ± 6,12 29,89 ± 8,30 30,84 ± 8,42 30,84 ± 8,42

2 ºC/DC 6,82 ± 2,75 19,27 ± 1,47 19,27 ± 1,47 19,27 ± 1,47

4 ºC/DL 26,44 ± 4,44 31,78 ± 6,65 32,26 ± 7,05 32,26 ± 7,05

4 ºC/DC 16,34 ± 5,79 26,10 ± 9,58 26,10 ± 9,58 26,10 ± 9,58

6 ºC/DL 24,84 ± 8,23 26,28 ± 7,67 26,28 ± 7,67 26,28 ± 7,67

6 ºC/DC 31,03 ± 13,74 35,62 ± 15,64 35,62 ± 15,64 35,62 ± 15,64 No se encontraron diferencias significativas para los parámetros temperatura y fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).



10 20 30

0 ºC/DL 25,83 ± 10,97 31,70 ± 13,75 31,70 ± 13,75

0 ºC/DC 10,00 ± 6,37 14,53 ± 5,05 15,08 ± 4,79

2 ºC/DL 33,28 ± 11,12 38,46 ± 11,51 38,46 ± 11,51

2 ºC/DC 9,36 ± 3,43 18,49 ± 3,20 18,49 ± 3,20

4 ºC/DL 30,95 ± 11,98 31,29 ± 12,07 31,29 ± 12,07

4 ºC/DC 12,31 ± 3,39 14,45 ± 4,91 14,45 ± 4,91

6 ºC/DL 24,55 ± 6,51 25,67 ± 7,49 25,67 ± 7,49

6 ºC/DC 28,66 ± 9,37 32,26 ± 10,55 32,26 ± 10,55 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).


112

Figura 7.1. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 30 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)].

Figura 7.2. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 50 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].

0

5

10

15

20

25

30

35

40

10 20 30 40 50

Ecl

osi

ón

(%

)

Número de días a 24ºC

0 ºC-DL

2 ºC-DL

4 ºC-DL

6 ºC-DL

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

10 20 30 40 50

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

6 ºC-DL

6 ºC-DC


113



0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

10 20 30 40 50

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

6 ºC-DL

6 ºC-DC

0

5

10

15

20

25

30

35

40

10 20 30 40 50

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

6 ºC-DL

6 ºC-DC


114


Se llevó a cabo el análisis de la varianza de tres vías integrando todos los datos

anteriores, salvo los correspondientes a 30 días a baja temperatura, ya que, al no

disponer de datos de eclosión con fotoperiodo de día corto, podría distorsionar los

resultados (Tabla 7.6). Ni el número de días de frío (DF), ni la propia temperatura (T)

tuvieron efecto significativo sobre los porcentajes de eclosión (Tabla 7.7 y Tabla 7.8).

Sí lo tuvo el fotoperiodo (FP), así como las interacciones entre éste y los demás

factores, obteniéndose porcentajes de eclosión mayores en el caso de día largo (Tabla

7.9).

Tabla 7.6. Año 2003. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable porcentaje de eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura.

Parámetro gl F P

Fotoperiodo (FP) 1 81,52 0,000

Días de frío (DF) 4 1,90 0,120

Temperatura (T) 3 0,96 0,417

FP X DF 3 10,68 0,000

FP X T 3 2,94 0,039

DF X T 12 0,64 0,798

FP X DF X T 9 0,85 0,576

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

10 20 30 40 50

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

6 ºC-DL

6 ºC-DC


115

Tabla 7.7. Año 2003. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor número de días de frío durante la diapausa.

Días de frío (DF) Eclosión (%)

50 23,98 ± 1,93a

70 20,01 ± 1,93a

90 26,37 ± 1,93a

110 25,99 ± 1,93a Letras iguales en la misma columna indican que no hay diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).

Tabla 7.8. Año 2003. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor temperatura durante la diapausa.

Temperatura (T) Eclosión (%)

0 ºC 22,95 ± 1,99a

2 ºC 23,36 ± 1,99a

4 ºC 23,24 ± 1,99a

6 ºC 26,80 ± 1,99a Letras iguales en la misma columna indican que no hay diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).

Tabla 7.9. Año 2003. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor fotoperiodo.

Fotoperiodo (FP) Eclosión (%)

Día largo (DL) 32,81 ± 1,40a

Día corto (DC) 15,37 ± 1,40b Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA)

En cuanto a la influencia de los factores evaluados sobre el periodo de tiempo

necesario para la eclosión del 50 % de los huevos (T50%), el análisis de la varianza de

tres vías muestra que FP, DF y T afectaron de forma significativa al parámetro,

apareciendo interacción entre DF y T (Tabla 7.10). Como en el análisis anterior, no se

han utilizado los datos correspondientes a 30 días a baja temperatura.

Como muestra la Tabla 7.11, cuanto mayor fue el valor DF más disminuyó la

T50%. Concretamente, cuando los huevos estuvieron sometidos a 110 días de frío, fue

de unos 8 días, mientras que para 50-70 días de frío, se necesitaron unos 13-14 días.


116

Con respecto a la temperatura a la que se sometieron los huevos, cuanto menor

fue esta, más aumentaba el valor de T50%, variando de unos 10 días a 6 ºC, hasta

cerca de 13 días a 0 ºC (Tabla 7.12). El fotoperiodo de día largo, por su parte, permitió

un adelanto de algo más de 2 días para alcanzar la T50% (Tabla 7.13).

Tabla 7.10. Año 2003. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable tiempo necesario para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura.

Parámetro gl F P


Días de Frío (DF) 3 62,03 0,000


FP X DF 3 1,70 0,176

FP X T 3 2,02 0,120

DF X T 9 2,42 0,020

FP X DF X T 9 1,23 0,293

Tabla 7.11. Año 2003. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferente número de días de frío durante la diapausa.

Días de frío (DF) T50%

50 14,57 ± 0,40a

70 13,69 ± 0,42a

90 9,45 ± 0,40b

110 8,03 ± 0,40c Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).

Tabla 7.12 Año 2003. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes temperaturas durante la diapausa.

Temperatura (T) T50%

0 ºC 12,71 ± 0,40a

2 ºC 11,61 ± 0,42b

4 ºC 11,53 ± 0,40b

6 ºC 9,90 ± 0,40c Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).


117

Tabla 7.13. Año 2003. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes fotoperiodos.

Fotoperiodo (FP) T50%

Día largo (DL) 10,27 ± 0,29a

Día corto (DC) 12,60 ± 0,29b Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).


En las Tablas 7.14 a 7.19 se indica la evolución de la eclosión de huevos de

invierno de Panonychus ulmi cuando se mantuvieron en oscuridad y a bajas

temperaturas (0, 2, 4 y 8 ºC) durante 10, 20, 40, 60, 80 y 100 días, para evolucionar,

posteriormente, con fotoperiodo de día largo (DL) (16:8 L:O) o de día corto (DC) (8:16

L:O), a una temperatura de 20 ºC. La representación gráfica de dicha evolución se

muestra en las Figuras 7.6 a 7.11.

La eclosión total no se vio significativamente afectada por el parámetro

temperatura para el mismo número de días de frío y fotoperiodo. El fotoperiodo, por

su parte, sí proporcionó diferencias significativas en algunas situaciones;

concretamente, la eclosión fue significativamente superior con fotoperiodo de día largo

cuando el periodo de frío fue menos duradero, esto es, de 10, 20 y 40 días. Para el

resto de los periodos de mantenimiento en frío, no aparecieron diferencias

significativas entre fotoperiodos diferentes.

Una vez colocados los huevos a evolucionar a 20 ºC, la eclosión fue más rápida

conforme mayor fue el número de días de frío a los que habían sido sometidos. Esta

situación se observa especialmente para periodos de 60, 80 y 100 días de frío, a los

cuales la máxima eclosión se alcanzó, en torno, a los 50, 30 y 20 días,

respectivamente.

La misma tendencia sigue el porcentaje total de huevos finalmente

eclosionados, que es mayor a medida que aumenta el número de días de frío que

soportaron (Figuras 7.6 a 7.11).

118


Tª/FotoperiodoNúmero de días a 20 ºC

10 20 30 40 50 60 70 80 90 100

0 ºC/DL 0,00±0,00 0,00±0,00 0,86±1,72 0,86±1,72 0,86±1,72 1,56±1,82 3,31±2,84 6,27±3,45 7,64±4,29 8,34±4,05

0 ºC/DC 0,35±0,70 0,35±0,70 0,35±0,70 0,35±0,70 0,35±0,70 0,78±0,91 1,62±1,37 2,40±1,62 3,87±1,90 3,87±1,90

2 ºC/DL 1,64±2,16 1,97±1,91 3,30±1,17 3,30±1,17 3,30±1,17 3,30±1,17 4,14±1,66 5,14±2,53 7,14±3,31 7,14±3,31

2 ºC/DC 0,66±1,32 0,66±1,32 0,66±1,32 0,66±1,32 0,66±1,32 1,51±1,90 2,88±3,35 2,88±3,35 1,76±2,23 1,76±2,23

4 ºC/DL 0,71±1,43 1,07±2,14 1,68±2,08 1,68±2,08 1,68±2,08 2,29±2,66 4,83±5,95 6,42±6,20 9,64±4,31 10,60±5,33

4 ºC/DC 0,00±0,00 0,00±0,00 0,00±0,00 0,00±0,00 0,58±1,16 0,58±1,16 1,16±2,33 1,16±2,33 1,76±2,23 1,76±2,23

8 ºC/DL 1,15±2,31 3,10±4,16 3,10±4,16 3,88±4,77 3,88±4,77 5,46±5,47 9,12±4,62 12,38±4,54 13,99±3,34 14,39±3,71

8 ºC/DC 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).

119



10 20 30 40 50 60 70 80 90

0 ºC/DL 0,00±0,00 0,81±1,61 0,81±1,61 1,64±1,89 3,34±2,72 4,76±1,70 5,18±2,38 7,32±3,45 7,32±3,45

0 ºC/DC 0,00±0,00 0,66±1,32 0,66±1,32 0,66±1,32 0,66±1,32 1,32±2,63 1,32±2,63 1,32±2,63 1,32±2,63

2 ºC/DL 1,6±1,92 2,23±1,61 3,49±2,40 9,12±3,03 13,02±5,03 14,04±4,35 15,46±92 21,09±4,31 21,71±4,28

2 ºC/DC 0,00±0,00 0,00±0,00 1,89±2,27 2,52±1,89 5,98±6,93 5,98±6,93 7,05±5,96 7,67±5,81 9,06±5,16

4 ºC/DL 0,45±0,89 3,42±2,58 3,86±2,76 4,79±3,24 7,66±3,43 10,92±6,16 13,01±6,56 18,12±3,70 18,84±2,90

4 ºC/DC 0,00±0,00 0,00±0,00 0,00±0,00 0,40±0,79 1,53±2,25 3,465,26 3,46±5,26 3,81±5,24 3,81±5,24

8 ºC/DL 0,00±0,00 0,00±0,00 0,00±0,00 1,27±1,49 3,51±2,38 5,79±3,92 9,53±7,59 10,18±8,39 11,76±9,28

8 ºC/DC 1,59±3,17 1,59±3,17 1,59±3,17 1,59±3,17 2,30±3,02 2,81±2,65 4,33±2,32 5,12±3,49 5,12±3,49 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).

120



10 20 30 40 50 60 70 80

0 ºC/DL 0,00±0,00 3,00±3,24 17,53±11,02 24,87±8,87 27,81±10,24 27,81±10,24 27,81±10,24 27,81±10,24

0 ºC/DC 0,00±0,00 0,00±0,00 1,40±1,96 5,51±3,36 8,89±4,78 9,60±3,66 12,43±7,08 12,43±7,08

2 ºC/DL 0,00±0,00 4,14±3,96 20,23±10,85 25,65±17,19 29,91±19,71 35,10±21,70 36,03±20,84 36,56±20,36

2 ºC/DC 0,00±0,00 1,74±2,13 7,49±3,32 11,91±4,91 12,52±5,83 13,60±6,34 14,15±6,85 14,15±6,85

4 ºC/DL 0,00±0,00 2,75±3,18 12,04±4,17 16,50±2,74 19,22±2,42 21,53±5,83 21,53±5,83 21,53±5,83

4 ºC/DC 0,00±0,00 1,16±2,33 5,12±4,36 14,79±8,81 22,55±10,40 28,12±12,69 28,12±12,69 28,12±12,69

8 ºC/DL 0,00±0,00 0,68±1,35 12,18±8,68 19,46±9,58 22,88±8,77 28,77±12,04 30,04±11,96 32,57±12,32

8 ºC/DC 0,00±0,00 0,00±0,00 0,34±0,68 2,50±2,97 5,85±3,95 10,00±5,66 11,81±5,98 13,53±5,24 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).

121



10 20 30 40 50 60

0 ºC/DL 0,00 ± 0,00 17,87 ± 7,89 23,75 ± 13,84 23,75 ± 13,84 24,19 ± 13,45 24,19 ± 13,45

0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 7,08 ± 2,52 18,41 ± 4,17 21,53 ± 5,52 25,25 ± 5,10 25,25 ± 5,10

2 ºC/DL 0,00 ± 0,00 23,54 ± 3,72 31,39 ± 8,06 35,86 ± 9,19 35,86 ± 9,19 35,86 ± 9,19

2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 10,38 ± 3,82 20,05 ± 2,72 22,91 ± 1,72 24,95 ± 2,65 25,36 ± 3,30

4 ºC/DL 0,00 ± 0,00 17,39 ± 8,41 25,46 ± 8,54 26,66 ± 8,45 26,66 ± 8,45 26,66 ± 8,45

4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 2,97 ± 2,74 14,56 ± 2,35 25,68 ± 5,25 25,68 ± 5,25 26,21 ± 5,88

8 ºC/DL 0,00 ± 0,00 7,17 ± 2,16 16,3 ± 2,86 22,51 ± 7,20 24,89 ± 10,06 24,89 ± 10,06

8 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00 5,19 ± 2,18 13,56 ± 2,91 18,61 ± 4,50 19,44 ± 5,79 No se encontraron diferencias significativas para los parámetros temperatura y fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).

122



10 20 30 40

0 ºC/DL 0,00 ± 0,00 30,91 ± 13,45 37,28 ± 9,88 37,92 ± 9,61

0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 18,08 ± 13,66 28,91 ± 12,89 28,91 ± 12,89

2 ºC/DL 1,38 ± 1,61 26,90 ± 10,77 29,19 ± 14,30 29,19 ± 14,30

2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 17,75 ± 9,41 29,12 ± 7,84 32,28 ± 8,84

4 ºC/DL 0,54 ± 1,09 32,18 ± 18,22 35,49 ± 18,80 35,49 ± 18,80

4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 16,20 ± 5,14 39,51 ± 16,45 40,81 ± 17,68

8 ºC/DL 0,50 ± 1,00 23,71 ± 18,77 28,64 ± 20,29 29,42 ± 19,14


123



10 20 30 40

0 ºC/DL 1,20 ± 1,40 43,37 ± 17,86 43,92 ± 16,90 43,92 ± 16,90

0 ºC/DC 0,86 ± 1,72 56,59 ± 20,70 59,3 ± 20,32 59,3 ± 20,32

4 ºC/DL 4,81 ± 2,58 72,07 ± 10,01 73,83 ± 9,27 73,83 ± 9,27

4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 69,29 ± 16,92 72,70 ± 20,12 72,70 ± 20,12

8 ºC/DL 0,39 ± 0,78 41,21 ± 23,57 44,01 ± 26,12 44,01 ± 26,12


7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y EL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi

124



0

2

4

6

8

10

12

14

16

10 20 30 40 50 60 70 80 90 100

Ecl

osi

ón

(%

)

Número de dias a 20 ºC

0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

8 ºC-DL

8 ºC-DC

0

5

10

15

20

25

10 20 30 40 50 60 70 80 90 100

Ecl

osi

ón

(%

)

Número de días a 20 ºC

0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

8 ºC-DL

8 ºC-DC


125



0

5

10

15

20

25

30

35

40

10 20 30 40 50 60 70 80

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

8 ºC-DL

8 ºC-DC

0

5

10

15

20

25

30

35

40

10 20 30 40 50 60 70 80 90

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

8 ºC-DL

8 ºC-DC


126



0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

10 20 30 40 50 60 70

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

8 ºC-DL

8 ºC-DC

0

10

20

30

40

50

60

70

80

10 20 30 40 50

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

8 ºC-DL

8 ºC-DC


127

El análisis de la varianza de tres vías aplicado para la comparación de medias

de los porcentajes de eclosión, integrando todos los datos anteriores (Tabla 7.20),

indica que los tres factores objeto del estudio, por separado, tuvieron un efecto

significativo sobre los porcentajes de eclosión al final del ensayo. No ocurrió lo mismo

con las interacciones entre factores, ya que ninguna de ellas tuvo un efecto

significativo.

Respecto a DF, cuanto más se prolongó el tiempo en frío, mayor fue el

porcentaje de eclosión (Tabla 7.21). Cuando los huevos se mantuvieron durante 100

días, el porcentaje se aproximó al 60 %, significativamente diferente al siguiente

periodo de tiempo ensayado, 80 días, para el cual, el porcentaje se redujo casi a la

mitad (33 %), siendo, así mismo, diferente al de los periodos siguientes, 40 y 60 días,

para los cuales las eclosión se situó en torno al 25 %. Del mismo modo, se obtuvieron

porcentajes de eclosión medios significativamente diferentes a los observados en el

resto de periodos, para los más bajos, 10 y 20 días, en los que no se superó el 10 %.

En cuanto a la temperatura a la que se vieron sometidos los huevos durante el

periodo de frío, se produjo un mayor porcentaje de eclosión a 4 ºC (30,03 %), con

diferencias significativas respecto a las demás temperaturas ensayadas, 0, 2 y 8 ºC,

en las que la eclosión fue inferior al 25 % en todos los casos (Tabla 7.22).

Por su parte, también el fotoperiodo al que se sometieron los huevos influyó

significativamente en el porcentaje de larvas emergidas, siendo el valor obtenido en

el caso de día largo, en torno a 5,5 puntos porcentuales superior (Tabla 7.23).


Parámetro gl F P


Días de Frío (DF) 5 77,05 0,000


FP X DF 5 2,04 0,077

FP X T 3 0,75 0,523

DF X T 14 1,25 0,250

FP X DF X T 14 1,01 0,45


128



10 6,25 ± 1,99a

20 9,94 ± 1,99a

40 23,39 ± 1,99b

60 25,98 ± 1,99b

80 33,05 ± 1,99c

100 59,48 ± 2,30d Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).



0 ºC 23,42 ± 1,62a

2 ºC 21,48 ± 1,78a

4 ºC 30,03 ± 1,62b

8 ºC 24,14 ± 1,62a Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).



Día largo (DL) 27,63 ± 1,17a

Día corto (DC) 22,19 ± 1,17b Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).


necesario para la eclosión del 50 % de los huevos (T50%), el análisis de la varianza de

tres vías muestra que únicamente DF influyó de forma significativa, apareciendo una

interacción con los valores de FP y T a los que fueron sometidos durante ese periodo

de tiempo (Tabla 7.24).


129

Como muestra la Tabla 7.25, cuanto mayor era DF, más reducida era la T50%,

pasando de unos 15 días, con 100 días en frío, hasta unos 50 días, cuando el periodo

de tiempo era de 10 días, como valores mínimo y máximo, respectivamente.

En cuanto a la influencia de T sobre la T50%, el valor de esta última estuvo en

torno a 30-35 días para todas las temperaturas, sin que existiesen diferencias

significativas entre las mismas (Tabla 7.26).

Tampoco el fotoperiodo tuvo un efecto significativo sobre la T50%, que alcanzó

valores muy similares y próximos a 33 días, tanto en el caso de fotoperiodo de día

largo, como corto (Tabla 7.27).


Parámetro gl F P


Días de Frío (DF) 5 50,72 0,000


FP X DF 5 4,41 0,001

FP X T 3 1,28 0,286

DF X T 14 5,43 0,000

FP X DF X T 14 1,66 0,073



10 53,41 ± 2,43a

20 47,91 ± 2,36b

40 35,34 ± 1,90c

60 22,69 ± 1,90d

80 18,49 ± 1,90de

100 15,70 ± 2,20e Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).


130

Tabla 7.26. Año 2004. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes temperaturas durante la diapausa.


0 ºC 32,29 ± 1,74a

2 ºC 31,75 ± 1,79a

4 ºC 35,75 ± 1,68a




Día largo (DL) 33,04 ± 1,13a

Día corto (DC) 32,91 ± 1,33a Letras iguales en la misma columna indican que no hay diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).


En las Tablas 7.28 a 7.33 se indica la evolución de la eclosión de huevos de

invierno de Panonychus ulmi cuando se sometieron durante 10, 20, 40, 60, 80, y 100

días a oscuridad y bajas temperaturas (0, 2, 4 y 8 ºC), para evolucionar,

posteriormente, en condiciones de fotoperiodo de día largo (DL) (16:8 L:O) o de día

corto (DC) (8:16 L:O), a una temperatura de 20 ºC. La representación gráfica de dicha

evolución se muestra en las Figuras 7.12 a 7.17.

El factor temperatura no provocó la aparición de diferencias significativas en la

eclosión dentro del mismo número de días de frío y tipo de fotoperiodo. En cambio,

respecto al fotoperiodo, sí aparecieron diferencias significativas en algunas

situaciones. Concretamente, fue significativamente superior el porcentaje de eclosión

de los huevos sometidos a fotoperiodo de día largo cuando el periodo de frío fue

menos duradero, esto es, de 10, 20 y 40 días, así como para 80 días, no apareciendo

diferencias para 60 y 100 días.

Una vez colocados los huevos a evolucionar a 20 ºC, la eclosión fue más rápida

cuanto mayor fue el periodo de tiempo en que se mantuvieron a baja temperatura.


131

Esta situación se observa claramente en las Figuras 7.12 a 7.17, donde puede

apreciase que, en el caso de 10 y 20 días de frío, casi la totalidad de los huevos

eclosionaron tras 60 días. Este periodo de tiempo se redujo a unos 40 días, para 40

días de frío; a unos 30 días, cuando se sometieron a 60 y 80 días de frío; y bajó a 20

días, cuando se mantuvieron en frío durante 100 días.

La misma tendencia se observa para el porcentaje total de huevos

eclosionados, que aumentó a medida que lo hizo el número de días de frío al que

fueron sometidos.

.

132

Tabla 7.28. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 10 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].

Tª/Fotoperiodo

Días tras inicio de desarrollo

10 20 30 40 50 60 70

0 ºC/DL 0,00 ± 0,00 2,93 ± 4,00 5,01 ± 3,00 7,57 ± 4,15 9,71 ± 4,22 11,41 ± 2,78 15,41 ± 3,99

0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00 1,00 ± 2,00 1,00 ± 2,00 5,21 ± 5,01 6,53 ± 5,05 7,44 ± 5,99

2 ºC/DL 0,00 ± 0,00 5,81 ± 2,88 7,68 ± 1,69 10,97 ± 3,84 15,23 ± 2,42 21,81 ± 5,35 28,03 ± 5,26

2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,84 ± 0,97 1,27 ± 1,67 2,10 ± 1,60 5,70 ± 1,54 8,39 ± 4,28 9,22 ± 4,68

4 ºC/DL 0,00 ± 0,00 9,82 ± 7,36 11,26 ± 7,30 16,14 ± 5,69 23,77 ± 8,06 25,27 ± 7,31 27,65 ± 7,83

4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,86 ± 0,99 1,34 ± 0,90 3,64 ± 3,96 8,24 ± 4,68 11,02 ± 7,96 11,48 ± 8,79

8 ºC/DL 0,00 ± 0,00 3,82 ± 3,57 4,69 ± 2,83 9,34 ± 5,00 11,91 ± 4,24 15,99 ± 6,70 17,62 ± 8,00

8 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00 0,53 ± 1,06 2,31 ± 1,69 4,56 ± 4,28 6,39 ± 5,25 6,39 ± 5,25 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).

133



10 20 30 40 50 60 70 80 90

0 ºC/DL 0,00±0,00 3,09±1,78 6,91±3,01 12,755,51 16,99±4,28 20,93±3,83 22,88±3,51 24,09±5,73 25,65±6,10

0 ºC/DC 0,00±0,00 0,00±0,00 0,00±0,00 3,33±3,09 5,57±4,49 6,18±5,70 7,17±5,28 8,20±5,40 8,20±5,40

2 ºC/DL 0,00±0,00 6,37±0,24 11,91±1,30 21,50±9,92 28,09±7,71 30,05±6,53 30,87±7,27 31,79±7,29 32,81±6,97

2 ºC/DC 0,00±0,00 0,47±0,94 0,89±1,03 4,49±1,85 8,12±2,64 9,96±3,61 10,89±4,88 11,82±6,45 11,82±6,45

4 ºC/DL 0,00±0,00 3,01±2,38 11,17±9,41 21,39±12,66 27,78±14,23 29,74±14,86 30,71±15,55 31,69±16,04 31,69±16,04

4 ºC/DC 0,00±0,00 0,53±1,06 0,53±1,06 5,03±5,46 9,21±5,55 10,09±5,88 10,44±5,90 10,44±5,90 10,71±6,12

8 ºC/DL 0,00±0,00 3,92±1,65 8,71±5,49 12,31±8,00 23,19±12,22 27,20±13,97 29,36±14,19 32,87±16,87 34,17±15,43

8 ºC/DC 0,00±0,00 0,47±0,94 0,47±0,94 4,47±4,59 7,62±5,02 8,56±5,76 34,17±15,43 34,17±15,43 34,17±15,43 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).

134



10 20 30 40 50 60

0 ºC/DL 0,45 ± 0,89 9,03 ± 3,06 40,48 ± 13,62 47,4 ± 12,72 48,52 ± 13,07 49,3 ± 13,26

0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,93 ± 1,07 6,87 ± 5,21 9,16 ± 7,55 10,07 ± 9,06 10,07 ± 9,06

2 ºC/DL 2,90 ± 4,79 14,43 ± 10,33 51,55 ± 14,72 60,18 ± 16,93 60,66 ± 16,79 61,14 ± 16,70

2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 1,48 ± 1,86 22,40 ± 4,32 35,85 ± 6,60 37,37 ± 6,10 37,85 ± 6,85

4 ºC/DL 0,00 ± 0,00 10,67 ± 4,50 38,71 ± 17,63 52,28 ± 19,24 55,25 ± 22,14 56,48 ± 21,94

4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,36 ± 0,71 18,66 ± 8,98 31,67 ± 11,77 33,94 ± 11,71 33,94 ± 11,71

8 ºC/DL 0,00 ± 0,00 2,51 ± 3,24 18,99 ± 4,81 35,31 ± 10,21 41,31 ± 11,98 41,83 ± 12,28

8 ºC/DC 1,20 ± 1,45 1,20 ± 1,45 9,13 ± 2,38 16,96 ± 5,19 22,81 ± 5,46 23,13 ± 5,61 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).

135



10 20 30 40 50

0 ºC/DL 0,00 ± 0,00 18,03 ± 4,39 38,07 ± 7,00 40,85 ± 6,41 40,85 ± 6,41

0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 8,53 ± 5,95 28,3 ± 9,98 29,55 ± 10,11 29,55 ± 10,11

2 ºC/DL 0,76 ± 1,31 32,07 ± 11,88 42,30 ± 7,09 44,14 ± 7,32 44,14 ± 7,32

2 ºC/DC 0,83 ± 1,44 18,25 ± 9,56 36,89 ± 17,67 37,96 ± 17,70 39,63 ± 17,15

4 ºC/DL 0,00 ± 0,00 13,90 ± 4,33 35,48 ± 9,32 36,15 ± 9,24 36,15 ± 9,24

4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 18,07 ± 9,16 50,71 ± 8,18 53,58 ± 9,56 54,19 ± 10,52

8 ºC/DL 0,00 ± 0,00 13,57 ± 5,36 37,84 ± 0,84 42,18 ± 2,73 46,76 ± 2,86

8 ºC/DC 0,00 ± 0,00 10,03 ± 1017 52,42 ± 7,54 56,67 ± 7,40 56,67 ± 7,40 No se encontraron diferencias significativas para los parámetros temperatura y fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).

136



10 20 30 40 50

0 ºC/DL 0,00 ± 0,00 40,32 ± 9,08 57,24 ± 5,40 57,89 ± 5,79 58,45 ± 6,39

0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 20,08 ± 6,42 30,35 ± 8,54 30,35 ± 8,54 31,18 ± 9,64

2 ºC/DL 0,00 ± 0,00 37,18 ± 6,21 51,92 ± 3,33 52,56 ± 4,44 52,56 ± 4,44

2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 24,50 ± 2,80 30,37 ± 7,16 30,37 ± 7,16 30,37 ± 7,16

4 ºC/DL 0,00 ± 0,00 38,84 ± 11,54 54,70 ± 8,50 54,70 ± 8,50 54,70 ± 8,50

4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 31,59 ± 10,42 56,04 ± 14,19 56,04 ± 14,19 56,04 ± 14,19

8 ºC/DL 0,64 ± 1,11 56,72 ± 9,51 83,68 ± 11,33 84,44 ± 10,98 84,44 ± 10,98

8 ºC/DC 1,25 ± 1,09 34,50 ± 13,86 48,55 ± 17,22 48,55 ± 17,22 49,33 ± 15,99 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).

137



10 20 30

0 ºC/DL 0,00 ± 0,00 45,29 ± 14,44 49,10 ± 14,85

0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 50,60 ± 7,20 57,15 ± 5,50

2 ºC/DL 1,88 ± 1,79 71,45 ± 1,46 72,12 ± 0,75

2 ºC/DC 0,67 ± 1,15 65,84 ± 20,67 68,56 ± 23,23

4 ºC/DL 7,92 ± 1,77 65,20 ± 57,33 65,83 ± 7,77

4 ºC/DC 3,17 ± 2,79 64,85 ± 24,00 64,85 ± 24,00

8 ºC/DL 18,51 ± 51 51,09 ± 15,39 52,58 ± 16,67

8 ºC/DC 18,61 ± 4,29 60,46 ± 11,59 61,73 ± 12,65 No se encontraron diferencias significativas para los parámetros temperatura y fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).

7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi

138



0

5

10

15

20

25

30

10 20 30 40 50 60 70

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

8 ºC-DL

8 ºC-DC

0

5

10

15

20

25

30

35

40

10 20 30 40 50 60 70 80 90 100

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

8 ºC-DL

8 ºC-DC


139



0

10

20

30

40

50

60

70

10 20 30 40 50 60

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

8 ºC-DL

8 ºC-DC

0

10

20

30

40

50

60

10 20 30 40 50 60

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

8 ºC-DL

8 ºC-DC


140



El análisis de la varianza de tres vías, realizado integrando todos los datos

anteriores (Tabla 7.34), muestra que los tres factores objeto del estudio tuvieron un

efecto significativo sobre los porcentajes de eclosión al final del bioensayo. El análisis

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

10 20 30 40 50

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

8 ºC-DL

8 ºC-DC

0

10

20

30

40

50

60

70

80

10 20 30

Ecl

osi

ón

(%

)


0 ºC-DL

0 ºC-DC

2 ºC-DL

2 ºC-DC

4 ºC-DL

4 ºC-DC

8 ºC-DL

8 ºC-DC


141

también indica que hay interacción entre DF y FP, no apareciendo interacción en las

demás combinaciones.

Respecto a DF, cuanto más prolongado es, mayor es el porcentaje de eclosión

(Tabla 7.35). Así, para los huevos sometidos a 100 días de frío, el valor se situó en

torno al 60 % de huevos eclosionados, significativamente diferente al siguiente periodo

de tiempo ensayado, 80 días, para el que el valor fue próximo al 50 %, siendo ambos

porcentajes significativamente diferentes a los alcanzados en los periodos siguientes,

40 y 60 días, para los que se obtuvo una eclosión de en torno al 40 %. Finalmente, los

huevos sometidos a los periodos de frío más cortos, 20 y 10 días, presentaron

diferencias significativas respecto a los demás casos, obteniéndose unos valores de

en torno al 20 y al 15 % de eclosión, respectivamente.

En cuanto al factor T, el valor que proporcionó un porcentaje menor de eclosión

fue el de 0 ºC (31,95 %), con diferencias significativas respecto a las otras tres

temperaturas ensayadas (en torno al 40 %, en todos los casos) (Tabla 7.36).

Por su parte, cuando los huevos fueron sometidos a fotoperiodo de día largo,

el valor del porcentaje de eclosión fue significativamente superior (concretamente, en

10 puntos porcentuales) a los obtenidos para los huevos sometidos a día corto (Tabla

7.37).


Parámetro gl F P


Días de Frío (DF) 5 53,16 0,000


FP X DF 5 5,11 0,000

FP X T 3 1,41 0,245

DF X T 15 1,64 0,072

FP X DF X T 15 0,75 0,718


142


Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).



0 ºC 31,95 ± 1,99a

2 ºC 39,73 ± 1,99b

4 ºC 42,26 ± 1,99b

8 ºC 40,90 ± 2,01b Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).



Día largo (DL) 43,71 ± 1,99a

Día corto (DC) 33,71 ± 1,41b

Letra diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).


necesario para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno (T50%), el análisis de la

varianza de tres vías muestra que únicamente DF afectó de forma significativa al

parámetro, no apareciendo interacción con el resto de los factores (fotoperiodo y

temperatura) (Tabla 7.38).

Como muestra la Tabla 7.39 cuanto mayor fue el valor DF más disminuyó la

T50%. Concretamente, el parámetro pasó de 15-16 días, cuando los huevos estuvieron


10 15,67 ± 2,30a

20 20,84 ± 2,25a

40 39,44 ± 2,25b

60 42,68 ± 2,60b

80 52,13 ± 2,60c

100 61,49 ± 2,60d


143

sometidos a 80 y 100 días de frío, a unos 40 días, cuando lo estuvieron durante 10 y

20 días.

La temperatura no tuvo una influencia significativa sobre la T50%, siendo su valor

próximo a 26-27 días en todos los casos (Tabla 7.40).

Tampoco aparecieron diferencias en función del tipo de fotoperiodo, con

valores de la T50% muy similares y próximos a 27 días (Tabla 7.41).


Parámetro gl F P


Días de Frío (DF) 5 87,59 0,000


FP X DF 5 0,36 0,877

FP X T 3 0,95 0,417

DF X T 15 1,36 0,177

FP X DF X T 15 0,60 0,871


Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).


10 39,93 ± 1,21a

20 40,95 ± 1,10a

40 28,18 ± 1,14b

60 22,13 ± 1,29c

80 16,38 ± 1,29d

100 15,00 ± 1,29d


144

Tabla 7.40. Año 2005. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes temperatura durante la diapausa.


0 ºC 27,79 ± 1,01a

2 ºC 26,92 ± 0,99a

4 ºC 25,65 ± 0,99a




Día largo (DL) 26,22 ± 0,70a

Día corto (DC) 27,97 ± 0,72a Letras iguales en la misma columna indican que no hay diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).


145

7.2 Discusión

El ensayo iniciado en el año 2003, cuya recogida de huevos diapausantes se

llevó a cabo a mediados de diciembre, arroja unos datos razonablemente diferentes a

los obtenidos con los huevos recogidos durante los años 2004 y 2005, en los que la

fecha de recolecta, y por tanto de inicio de colocación en condiciones de baja

temperatura, fue a principios y mediados de noviembre, respectivamente. Así, la

variación observada parece obedecer al mayor tiempo que los huevos recogidos en

el primer año estuvieron en condiciones de campo, lo que pudo amortiguar los posibles

efectos que los diferentes tratamientos de frío pudieron tener sobre la eclosión.

El análisis de la bibliografía existente al respecto permite observar que los

factores cuyos efectos se han estudiado sobre la salida de la diapausa y el tiempo

transcurrido hasta la eclosión de los huevos de P. ulmi han sido, fundamentalmente,

la temperatura y el tiempo necesario, sometidos a esas temperaturas, para superar la

diapausa y para que los huevos eclosionasen. Sin embargo, los trabajos publicados

sobre el factor fotoperiodo se centran, mayoritariamente, en un objetivo totalmente

diferente: analizar su influencia sobre la aparición de las hembras que, en otoño,

ponen los huevos diapausantes (Lees, 1953).

Cuando los huevos de invierno, tras un periodo de frío, se sometieron a

fotoperiodo de día largo, el porcentaje de huevos eclosionados fue significativamente

superior al obtenido con los huevos colocados en fotoperiodo de día corto. Lees (1953)

indica que la luz no parece tener importancia en la proporción de huevos eclosionados,

lo que contradice a los resultados del presente trabajo. Esta apreciación la realiza al

observar una eclosión importante de huevos mantenidos en oscuridad, tanto durante

el periodo de frío como durante el de incubación a 25 ºC, concluyendo que el huevo

del ácaro puede completar su desarrollo en ausencia de luz. Gotho et al. (1994)

encontraron que los huevos de P. ulmi entran en diapausa en estado de blastodermo.

Por su parte, Koveos y Broufas (1999) indican que, en este estado, el embrión es

incapaz de percibir el estímulo del fotoperiodo. Sin embargo, esta afirmación no

implica que esta incapacidad se mantenga en estados embrionarios más avanzados,

lo que puede haber ocurrido en nuestro ensayo.

El presente estudio sugiere que los huevos diapausantes del ácaro necesitan

una acción suficientemente estimulante, provocada por el frío, para salir de la


146

diapausa en porcentajes significativos. Así, los huevos que fueron sometidos a un

periodo de frío más reducido presentaron porcentajes de eclosión bajos. Es muy

importante señalar, no obstante, que el fotoperiodo de día largo, una vez colocados

los huevos a evolucionar a 20 ºC, tuvo un efecto compensatorio. Este hecho está

especialmente claro en los bioensayos realizados con los huevos recogidos durante

2004 y 2005. En ambos casos, en los huevos sometidos a fotoperiodo de día largo se

dieron porcentajes de eclosión significativamente mayores que los observados en los

huevos sometidos a fotoperiodo de día corto, con periodos de frío previos de 10, 20 y

40 días. En otras especies cuya diapausa también se produce en estado embrionario,

como Labops hesperius Uhler (Hemiptera: Miridae), también se ha demostrado que el

fotoperiodo influye en el porcentaje de eclosión (Fuxa y Kamm, 1976). Para

Tetranychus urticae, Koveos y Veerman (1996) indican que el fotoperiodo controla

tanto el inicio como el fin de la diapausa. En esta especie, el efecto del fotoperiodo es

cualitativo, pero puede ser también cuantitativo (Kroon et al., 1998). No obstante, es

importante señalar que en T. urticae la diapausa se produce en estado de hembra

adulta.

Considerando los tres análisis de la varianza llevados a cabo con todos los

resultados, se observó que la temperatura a la que se sometieron los huevos durante

el periodo de frío, influyó en sus porcentajes finales de eclosión. Concretamente, éstos

fueron mayores a la temperatura de 4 ºC, para la que aparecieron diferencias

significativas respecto a todas las demás en el año 2004, y solo con respecto a 0 ºC

en el año 2005. Los porcentajes de eclosión oscilaron entre el 23 % (a 0 ºC en el año

2003) y el 42 % (a 4 ºC en el año 2005). La información proporcionada a este respecto

por diferentes autores, es variable. Así, Lees (1953) indica que los valores más

efectivos de la temperatura para provocar la salida de la diapausa de los huevos de

P. ulmi, son aquéllos que se encuentran entre 1 y 9 ºC. Para Cranham (1971, 1972),

esos valores van de 0 a 5 ºC, independientemente de la duración del periodo de frío.

Este autor sitúa el límite superior para provocar la salida de la diapausa entre 9 y 15

ºC, y como límite inferior -10 ºC, habiendo obtenido valores apreciables incluso a -3 y

-6 ºC. Esto último entra en contradicción con lo expuesto por Lees (1953), quien indica

que los huevos sometidos a -5 ºC mueren por congelación. También Cranham, en

1973, estudiando el comportamiento de 6 poblaciones obtenidas en lugares diferentes

del sureste de Inglaterra, observó diferente respuesta a las bajas temperaturas. Así,


147

aquellas que tenían mayor precocidad de la eclosión en campo, acababan antes la

diapausa en condiciones de laboratorio a 0 ºC, mientras que aquellas que en campo

tenían una eclosión más tardía, en condiciones de laboratorio concluían la diapausa

antes a 5 ºC.

El hecho quizás más relevante de los observados en el presente trabajo sea

que cuanto mayor es el periodo de tiempo en que se mantienen los huevos de invierno

de P. ulmi a baja temperatura, mayor es el porcentaje de eclosión final que se obtiene.

Esta situación se cumple para los huevos recogidos durante los dos últimos años

estudiados (para los recogidos durante el primero, como se ha comentado más arriba,

los huevos se vieron influidos por las condiciones de campo durante más tiempo).

Estos resultados coinciden con los obtenidos por Cranham en 1971, y que muestran

que, al aumentar de 60 a 200 días el periodo de frío, el tiempo de incubación disminuye

y el porcentaje de eclosión aumenta. El mayor porcentaje de eclosión (en torno al 60

%) se obtuvo manteniendo los huevos en frío durante 100 días, especialmente cuando

se combinó con una temperatura de 2 o de 4 ºC, independientemente del fotoperiodo.

En estos casos, se alcanzaron niveles de eclosión de en torno al 70 %.

Respecto al fin de la diapausa, Lees (1953) señaló que si el tratamiento de frío

(número de días a baja temperatura) es efectivo, el inicio de la eclosión se produce a

los 9 días, aunque la eclosión se prolonga hasta los 25. García Marí et al. (1991)

observaron que el inicio de la eclosión aumenta hasta 10-12 días. En relación con

esto, se puede indicar que, sometidos los huevos de P. ulmi durante 100 días a 0, 2,

4 u 8 ºC, e independientemente del fotoperiodo, éstos salieron de su diapausa, ya que

la gran mayoría eclosionaron entre 10 y 20 días una vez colocados en condiciones

favorables. Para Light et al. (1968), el periodo de frío necesario para que los huevos

de P. ulmi completen la diapausa es de 100 días a 5 ºC, ascendiendo algunos años y

en poblaciones tardías hasta 150 días. Lees (1953) eleva el número de días hasta

150-200, indicando, así mismo, que puede haber variaciones en función del año. Por

su parte, García Marí et al. (1991), ponen de manifiesto la existencia de diferencias

según la zona de procedencia del ácaro, señalando valores desde 70 días, para una

población recogida en Valencia, hasta 90 a 100 días, en otra recolectada en Lérida,

sometidas, en ambos casos, a 1 ºC.

Si bien, como se ha indicado, el porcentaje de eclosión de los huevos de P.

ulmi aumenta a medida que el periodo de frío va siendo mayor, también es cierto que


148

cuando este periodo se reduce a 10 días todavía tiene lugar una cierta eclosión. Este

hecho se contradice con los resultados obtenidos por Lees (1953) y Koveos y Broufas

(1999). Estos autores señalan que, para que se produzca eclosión, son necesarios, al

menos, 50 y 40 días, respectivamente. Sin embargo, en el presente trabajo se han

obtenido ciertos porcentajes de eclosión con 10 y 20 días de frío, observando,

además, que se produce de modo sensiblemente más prolongado en el tiempo que

en el caso de 40 o más días.

Respecto al periodo de tiempo necesario para la eclosión del 50 % de los

huevos (T50%), se observa que la influencia de los factores fue diferente para los

huevos recogidos durante 2003 con relación a los recogidos durante 2004 y 2005. En

concreto, en el primer año, el fotoperiodo y la temperatura influyeron sobre la T50%, al

contrario de lo que sucedió en los dos años siguientes. Posiblemente, esto sea debido

a que los embriones de los primeros huevos estuvieron sometidos durante más tiempo

a condiciones de campo, encontrándose, por tanto, más evolucionados cuando se

trasladaron a las condiciones del ensayo, mostrándose, así, más susceptibles a su

efecto.

El único factor que ejerció alguna influencia en todos los inviernos estudiados

fue la duración del periodo de frío. Efectivamente, la T50% disminuyó de forma

significativa a medida que aumentaba el número de días. Otros investigadores, como

Koveos y Broufas (1999) y Cranham (1971), obtuvieron el mismo resultado. Sí que se

observan diferencias en la magnitud de dicha influencia, que podrían ser explicadas

por las diferentes fechas de recolección de los huevos y las diferentes procedencias

de las poblaciones empleadas. Abundando en este último argumento, Cranham

(1971) encontró diferencias en la T50% de hasta 3 semanas entre poblaciones de

ácaros recogidos en seis localidades distintas del condado de Kent (Inglaterra).

Respecto a la temperatura y el fotoperiodo, ya se ha mencionado que, en el

presente trabajo, solo influyeron sobre la T50% en el caso de los huevos recogidos

durante 2003. También Koveos y Broufas (1999) observaron que la temperatura tuvo

un efecto significativo sobre este parámetro. Una vez más, este resultado podría

explicarse por los diferentes estados fisiológicos en los que se encuentra el embrión

en el momento de su recogida en campo y por la utilización de poblaciones

procedentes de zonas con diferentes condiciones de temperatura.


149

Un aspecto reseñable, respecto a la variabilidad que se puede encontrar en

algunos resultados de los ensayos, es el relacionado con el periodo de oviposición de

las hembras. Cranham (1973) señala que dicho periodo se puede prolongar durante

6-8 semanas, hecho que puede provocar una acumulación de frío más temprana en

las puestas más precoces.

Visto todo lo anterior, se puede confirmar que es necesario que los huevos

diapausantes de P. ulmi se sometan a un periodo de frío para poder eclosionar.

Además, la situación climática anual influye en esta respuesta. Así, la eclosión se

retrasa si la temperatura invernal es fría (Cranham, 1971), hecho que retrasa, a su

vez, la presencia del follaje necesario para la alimentación de la primera generación

(Lees, 1953). Este hecho forma parte de la adaptación del ácaro a las condiciones

ambientales. De modo paralelo, Takafuji et al. (2003) indican que poblaciones de T.

urticae nativas de zonas frescas, tienen una diapausa más marcada que en las de

zonas templadas, lo que justifica, por una parte, su aparición cuando las condiciones

desfavorables han cesado y, por otra, cuando se ha producido la brotación de las

plantas para proporcionar suficiente alimento, situación adaptativa que ha contribuido,

en buena medida, al éxito evolutivo de los insectos y de los ácaros (Delinger, 2002).


150

7.3 Conclusiones

1. El momento de recogida del campo de los huevos hibernantes de P. ulmi y, por

tanto, el tiempo que estos estuvieron sometidos a las condiciones de exterior,

modificó la influencia que la temperatura a la que se sometieron en el bioensayo,

ejerció sobre su porcentaje de eclosión. Así, cuando la recogida fue más tardía (14

diciembre) ni el valor de la temperatura ni el tiempo durante el que se sometieron

a ella influyeron dicho porcentaje, mientras que sí lo hicieron cuando la recogida

fue más temprana (1 y 21 de noviembre).

2. El momento de recogida del campo de los huevos hibernantes de P. ulmi también

modificó la influencia que la temperatura, el tiempo durante el que se sometieron

a ella y el fotoperiodo en el bioensayo, ejercieron sobre el tiempo necesario para

la eclosión del 50% de los huevos (T50%). En este caso, cuando la recogida fue

más tardía los valores de la T50% fueron siempre menores que cuando la recogida

fue más temprana.

3. Cuando la recogida de los huevos se llevó a cabo en las fechas más tempranas:

3.1. El número de días a los que estuvieron sometidos los huevos a bajas

temperaturas influyó de modo muy significativo en los porcentajes de eclosión

finalmente alcanzados. Cuanto mayor es el periodo de frío al que se ven

expuestos los huevos hibernantes de P. ulmi, mayor es el porcentaje de

eclosión, llegando al 60 % para 100 días, frente al 10 %, para 10.

3.2. La temperatura y el fotoperiodo tuvieron una influencia menos marcada, de

modo que, aunque aparecieron diferencias significativas, estas fueron mucho

menores que en el caso anterior.

3.3. La duración del periodo de frio al que se someten los huevos hibernantes tiene

una influencia significativa sobre la T50%. Su valor disminuye a medida que

aumenta dicho número, siendo de unos 15 días cuando los huevos estaban

100 días en frío, y de unos 40-50, cuando estaban 10 días.

8 PREDICCIÓN DE LA ECLOSIÓN DE HUEVOS DIAPAUSANTES DE Panonychus ulmi

151

8 Predicción de la eclosión de huevos diapausantes de

Panonychus ulmi

8.1 Resultados

8.1.1 Determinación de la fecha de inicio de la postdiapausa

En las Figuras 8.1 y 8.2 se representa la evolución de la eclosión de los huevos

de invierno de P. ulmi colocados a 20 ºC y fotoperiodo de día largo (DL) (16:8 L:O)

durante los años 2005 y 2007.

En ambos casos, se observa que los porcentajes de eclosión fueron mayores

y la eclosión más rápida para las fechas de colocación de los huevos a 20 ºC más

tardías, pudiendo apreciarse dos grupos de fechas en los dos años estudiados. Para

los huevos del año 2005, el primer grupo incluye las fechas comprendidas entre el 10

de enero y el 4 de febrero, con unos porcentajes de eclosión inferiores al 40 %,

mientras que el segundo grupo estaría formado por las fechas inmediatamente

posteriores, es decir, a partir del 8 de febrero, con una eclosión más rápida y superior

al 50 %, en todos los casos. Respecto a los huevos del año 2007, los dos grupos se

caracterizaron de forma similar al caso anterior, es decir, un primer grupo con

porcentajes de eclosión menores del 40 %, para las fechas comprendidas entre el 17

de enero y el 12 de febrero; y un segundo grupo con porcentajes de eclosión

comprendidos entre el 60 y el 90 % y más rápida, a partir del 16 de febrero.

.

152

Figura 8.1. Año 2005. Evolución de la eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi en función de la fecha de colocación a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O).

0

10

20

30

40

50

60

70

80

1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35

Ecl

osi

ón

(%

)


10/01/05

18/01/05

21/01/05

24/01/05

28/01/05

31/01/05

4/02/05

8/02/05

11/02/05

14/02/05

18/02/05

21/02/05

153

Figura 8.2. Año 2007. Evolución de la eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi en función de la fecha de colocación a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O).

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41 43 45 47 49 51

Ecl

osi

ón

(%

)


17/1/07

19/1/07

22/1/07

26/1/07

29/1/07

2/2/07

5/2/07

9/2/07

12/2/07

16/2/07

19/2/07

23/2/07

26/2/07

2/3/07

5/3/07

9/3/07

12/3/07

16/3/07

19/3/07


154

En las Figuras 8.3 y 8.4 se muestran, para cada año y fecha, los porcentajes

de eclosión alcanzados por los huevos de invierno de P. ulmi, a los 20 días de ser

colocados a una temperatura de 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O). Tal como se explicó

en materiales y métodos, se considera que la diapausa ha terminado cuando, en un

plazo de 20 días tras colocar los huevos a 20 ºC, se alcanza una eclosión del 50 %

(Koveos y Broufas, 1999). De acuerdo con ello, se aprecia que, en los dos años

considerados, los huevos de las muestras pertenecientes al primer grupo no habían

concluido la diapausa, en ningún caso.

Con respecto a los huevos del segundo grupo, se observa que, en el año 2005,

entre el 8 y el 14 de febrero, el porcentaje de eclosión a los 20 días se situó por encima

del 40 %, sin alcanzar el umbral establecido del 50 %, porcentaje al que sí se llega a

partir del 18 de febrero. En cuanto al año 2007, se aprecia un cambio cuantitativo en

el porcentaje de eclosión a los 20 días, alcanzándose el umbral del 50 % el día 20 de

febrero.

Figura 8.3. Año 2005. Porcentaje de eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi para cada fecha, a los 20 días de ser colocados a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O).

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Ecl

osi

ón

(%

)

Fecha de colocación de los huevos a 20 ºC


155

Figura 8.4. Año 2007. Porcentaje de eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi para cada fecha, a los 20 días de ser colocados a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O).

8.1.2 Determinación del Umbral mínimo de Desarrollo (UmD) y de los

Grados-Día (DD) necesarios para completar la postdiapausa

En la Figura 8.5 se muestra la relación de la temperatura con el número medio

de días necesarios para que tenga lugar la eclosión y con la tasa de desarrollo de los

huevos de invierno de P. ulmi, a partir del momento en que salen de la diapausa para

los huevos del año 2005.

A partir de la recta de regresión ajustada para la tasa de desarrollo en función

de la temperatura (y = 0,004x - 0,0212; R² = 0,982) se estimó que el Umbral mínimo

de Desarrollo (UmD) es de 5,47 ºC.

La inversa de la pendiente de la recta de regresión representa la integral

térmica, es decir, el sumatorio teórico de los Grados-Día (DD) días necesarios para la

eclosión de los huevos, que en este caso es de 255,3 DD.

De modo análogo, en la Figura 8.6 se muestra la representación de los mismos

cálculos para los huevos del año 2007. En este caso, considerando la recta de

regresión ajustada para la tasa de desarrollo en función de la temperatura (y = 0,004x

– 0,0212; R² = 0,982), se obtiene el valor de 6,13 ºC para el UmD y el de 276,4 para

DD.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Ecl

osi

ón

(%

)

Fecha de colocación de los huevos a 20 ºC


156

Figura 8.5. Año 2005. Ajuste, en función de la temperatura, del tiempo de desarrollo () y de la tasa de desarrollo () de huevos de invierno de Panonychus ulmi, a partir de la salida de la diapausa.

Figura 8.6. Año 2007. Ajuste, en función de la temperatura, del tiempo de desarrollo () y de la tasa de desarrollo () de huevos de invierno de Panonychus ulmi, a partir de la salida de la diapausa.

y = 2317,7x‐1,616

R² = 0,9866

y = 0,0038x ‐ 0,0208R² = 0,9782

0

0,01

0,02

0,03

0,04

0,05

0,06

0,07

0,08

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

0 5 10 15 20 25 30

Tas

a d

e d

esar

rollo

(1/

día

)

Tie

mp

o d

e d

esar

rollo

(d

ías)

Temperatura (ºC)

y = 3423'7x‐1,721

R² = 0,999

y = 0'0037x ‐ 0'0227R² = 0'9906

0

0,01

0,02

0,03

0,04

0,05

0,06

0,07

0,08

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

0 5 10 15 20 25 30

Tas

a d

e d

esar

rollo

(1/

día

)

Tie

mp

o d

e d

esar

rollo

(d

ías)

Temperatura (ºC)


157

8.2 Discusión

Como bien es sabido, la eclosión de los huevos de invierno de P. ulmi puede

prolongarse durante varias semanas. Considerando como valor de referencia el

momento en el que se produce una eclosión del 50 %, se observa que dicho valor

varía según las zonas de observación. Esto se puede explicar como resultado de una

respuesta adaptativa del ácaro a las condiciones ambientales en las que se han

desarrollado sus poblaciones a los largo de sucesivas generaciones. Esta adaptación

le permite, por una parte, asegurar una mayor supervivencia por escapar de los fríos

intensos invernales de algunas zonas, y por otra, asegurar la presencia de alimento

suficiente para las primeras larvas emergidas, acompasando su aparición con la de la

brotación de las plantas huésped (Lees, 1953).

Tras finalizar la diapausa, y para que se produzca la eclosión, los embriones de

los ácaros deben concluir su morfogénesis, proceso condicionado por la temperatura

a la que se vean sometidos a partir de ese momento. En el presente trabajo, el UmD,

es decir, la temperatura a partir de la que comienza a producirse dicha morfogénesis,

está situada entre 5,47 ºC (año 2005) y 6,13 ºC (año 2007). En la bibliografía se

pueden encontrar valores aportados por otros autores. Así, Bostanian et al. (2007),

para huevos de P. ulmi recogidos en la zona este de Canadá, obtuvieron un valor del

UmD de 10,1 ºC, mientras que, también en Canadá (concretamente en Nueva

Escocia), Herbert y McRae (1982) obtuvieron un valor de 5,65 ºC como valor medio,

con una amplitud, en función de la fecha de recogida (del 16/11/1978 al 5/4/1979)

desde 5,16 hasta 5,93 ºC. En Essex (Inglaterra), Lees (1953) obtuvo un valor

aproximado de 7 ºC, valores similares a los indicados por Cranham (1971, 1972) para

la zona de Kent (Inglaterra). Broufas y Koveos (2000), en la zona norte de Grecia, en

Alejandría, obtuvieron un valor de 7,48 ºC para el UmD. Con excepción del dato

proporcionado por Bostanian et al. (2007), el rango de valores obtenidos es muy

estrecho, por lo que, como ya argumentaron Broufas y Koveos (2000), este parámetro

se ve poco influenciado por el origen de las poblaciones ensayadas.

La finalización de la diapausa o inicio de la postdiapausa, considerando como

tal el momento en que se produce una eclosión del 50 % de los huevos en el plazo de

20 días, a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O), para los dos años analizados en el presente

trabajo, se ha producido en fechas muy próximas entre sí, concretamente el 18 de

febrero de 2005 y el 20 de febrero de 2007. A su vez, estos resultados son muy


158

parecidos a los proporcionados por Koveos y Broufas (1999) en Alejandría (Grecia),

que sitúan la fecha de inicio de la postdiapausa el 10 de febrero. Por otra parte, Lees

(1953) en Essex (Inglaterra) indica que para mediados de marzo la diapausa ha

finalizado completamente.

Los DD necesarios para completar la postdiapausa, estimados en el presente

trabajo, han sido de 255,3 y 276,4 para los huevos de los años 2005 y 2007,

respectivamente. Por su parte, Broufas y Koveos (2000), obtuvieron un valor de 154,6

DD, utilizando como UmD 7,48 ºC y empezando a acumular dichos DD a partir del 10

de febrero. Estos autores obtuvieron unas predicciones que se desviaron de la

eclosión real en campo en torno a 3,7 días, para 5 años de experimentación.

Disponer de modelos basados en la acumulación de DD a partir de un UmD,

que permitan predecir con suficiente fiabilidad el momento de eclosión en campo de

los huevos invernantes de P. ulmi, resulta de gran interés de cara a la implementación

de programas de Manejo Integrado. Sirva como ejemplo su utilidad para la aplicación

eficaz de tratamientos acaricidas cuyo principal efecto sea ovicida y/o larvicida. La

utilización de estos modelos permitirá determinar el momento óptimo de tratamiento

al asegurar la presencia de una elevada proporción de individuos en los estados más

susceptibles.


159

8.3 Conclusiones

1. La fecha estimada para el inicio de la postdiapausa de los huevos hibernantes de

P. ulmi fue el 18 y el 20 de febrero, para los años 2005 y 2007, respectivamente.

2. El ajuste de las rectas de regresión de la tasa de desarrollo embrionario en función

de la temperatura en los dos años ensayados, permitió obtener los valores del

Umbral mínimo de Desarrollo (5,47 ºC y de 6,13 ºC), así como del sumatorio teórico

de los Grados-Día necesarios para la eclosión de los huevos hibernantes (255,3

DD y 276,4 DD).

3. Disponer de los datos indicados en las conclusiones precedentes es el primer paso

para poder predecir el momento de eclosión en campo de los huevos invernantes

de P. ulmi.

9 BIBLIOGRAFÍA

161

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Contribución al manejo integrado de ácaros tetraníquidos ...3.2.1 Origen de los individuos ........

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