Cyazypyr tm mezclado en aguas de diferente dureza para el control de liriomyza sativae y spodoptera...

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA CHAPINGO

DEPARTAMENTO DE PARASITOLOGÍA

AGRÍCOLA

CYAZYPYR TM MEZCLADO EN AGUAS DE DIFERENTE DUREZA PARA EL

CONTROL DE Liriomyza sativae y Spodoptera exigua EN EL CULTIVO DE

TOMATE (Lycopersicum esculentum) EN CUAUTLA, MORELOS

La presente tesis titulada “Cyazypyr TM mezclado en aguas de diferente dureza

para el control de Liriomyza sativae y Spodoptera exigua en el cultivo de

tomate (Lycopersicum esculentum) en Cuautla, Morelos”, fue realizada por

Juan Vera Barreto, bajo la dirección del Consejo Particular indicado, ha sido

aprobada por el mismo y aceptada como requisito parcial para obtener el título

de “Ingeniero Agrónomo Especialista en Parasitología Agrícola”.

AGRADECIMIENTOS

A Dios por darme la fortaleza para corregir mi camino, por guiarme y cuidarme

y poner en mi camino a toda la gente que aprecio y quiero.

A la Universidad Autónoma Chapingo y al Departamento de Parasitología

Agrícola por darme la oportunidad de vivir tan grandes experiencias y terminar

mi carrera profesional.

Al Dr. Juan Fernando Solís Aguilar por la atinada dirección de esta tesis, por

su amistad, paciencia, apoyo y ser un gran ejemplo a seguir, a pesar de que no

tuve la oportunidad de ser su alumno, he aprendido mucho de él.

A la empresa Dupont México S.A. de C.V., en especial al Ingeniero José del

Refugio Muñoz Flores por su amistad, sus consejos, gran apoyo y por ser un

gran ejemplo a seguir, tanto en lo profesional como en lo personal.

Al MC. Antonio Segura Miranda Por su ayuda y sugerencias en la realización

de este trabajo y por contribuir con mi formación académica.

Al MC. Luis Emilio Castillo Márquez, por la revisión de este trabajo, su

amistad y apoyo durante mi estancia en la universidad.

Al MC. Manuel Orrantia Orrantia, por su apoyo y sugerencias en la realización

de este trabajo

A todos los profesores que contribuyeron con su conocimiento en mi formación

personal y académica.

Al Ingeniero Roberto Vivar Colín y Doña Rufis, por su amistad y apoyo en la

realización de esta tesis.

DEDICATORIAS

A la personita que más amo en el mundo, el mejor regalo que me ha dado la

vida, con tu amor e inocencia cambiaste y llenaste mi vida de felicidad, ese

eres tú, Ángel Joan Vera González, te amo hijo, eres mi motivo para seguir

vivo.

A mi madre Juana Barreto Liquidano, por darme la vida y su apoyo a lo largo

de esta, por demostrarme que todo es posible.

A mi padre Fausto Vera Pineda, a pesar de todo estuviste cuando lo necesite

y ahora tengo muy buenos recuerdo, gracias.

A mis hermanas Lucia, Marisol, Paola y Edith, muchas gracias por

soportarme, no soy el mejor ejemplo, pero las quiero mucho.

A mis sobrin@s Yulitzi Yamilee, Alan Lisandro, Jesús Alejandro, Lizeth

Guadalupe y Marian Nicole, gracias por llenar nuestras vidas de alegría.

A mis abuelitos, Nicolás Barreto López† y Carmen Liquidano Neri, muchas

gracias por creer en mí, por su cariño y bendiciones, por todos esos hermosos

momentos a su lado.

A mis ti@s Alberto, Joaquina, Carlos y Eleazar, gracias por compartir sus

experiencias y brindarme su apoyo.

A prim@s, May, Nino, Lupe, Kike Gaby, Andy, Dani, Kirby y Cindy, gracias

por todos los bonitos recuerdos de nuestra infancia.

A la familia Vargas Barreto, (Julián, mi tía Eleazar, Gaby y Andy), muchas

gracias por su apoyo, nunca me dejaron solo y ayudaron a hacer más fácil esa

etapa de estudiante.

A Porfirio Romelio López Aldave “El Che” †, un buen amigo y maestro, usted

me enseño más que futbol, nunca olvidare, ni sus palabras, ni sus consejos,

gracias, ahora soy uno más de los ingenieros que usted ayudo a formar.

A Cesar Aparicio Betanzos, gran amigo en las buenas y en las malas, en las

fiestas y en los partidos, muchas gracias, es un honor ser tu amigo, sé que

siempre podre contar contigo.

A mis compañer@s del 7 B de parasitología, Choto, Franck, Santis,

Agustín, Lukas, Patillas, Pablo, Caltempa, Shack, Erick, Cesar, Grillo,

Monse, Angeles, Marycruz, Chivis, Ana, Yola, Cueto y Diego, muchas

gracias por su amistad, fue un gusto compartir cuatro años con ustedes.

A mis compañeros de la Selección de Futbol Soccer, el profe Fabián, el

profe Carrillo, Ever, Zurdo, Toro, Rogelio; Romeo, Benito, Cabañas, Kike,

Jalisco, Elihud, Julio, Chino, Chiapas, Tripa y Daniel, fue un honor defender

los colores de la universidad con ustedes.

A mis ami@s Paloma, Esmeralda, Luis, Rudo, Vicky, Lucero, Chispas,

Micky, Tomas, Capuza, Bayo, Talo, Don Rodri, Héctor, Don Juan, Cirenia,

Brenda, Adriana, Brenda Santos, Lety, Kenia, Alan, Elizabeth, Blanca, B.

Estela, Gaby, Chely, Fran, Nataly, Pedro y Barny, muchas gracias por su

amistad.

76 años, 5 hijos, 14 nietos y 11 bisnietos, se dice fácil pero hay que ser fuerte

como tú, para cuidar a la familia, sufriste mucho pero nunca te diste por

vencido, siempre fuerte, enfrentaste la muerte con la misma valentía que

enfrentaste la vida y ganaste porque aun sigues viviendo en nosotros y siempre

seguirás viéndonos por tu ventana, te extrañamos abuelito.

Sinceramente

Juan Vera Barreto

CONTENIDO

INDICE DE CUADROS. ...................................................................................... I

INDICE DE FIGURAS ....................................................................................... IV

RESUMEN ........................................................................................................ VI

SUMMARY ....................................................................................................... VII

I. INTRODUCCIÓN. .......................................................................................... 1

II. OBJETIVOS. .................................................................................................. 3

III. REVISIÓN DE LITERATURA. ...................................................................... 4

3.1. Tomate. .................................................................................................... 4

3.1.1. Origen. ............................................................................................... 4

3.1.2. Clasificación taxonómica. .................................................................. 5

3.1.3. Descripción botánica del tomate. ....................................................... 5

3.1.4. Importancia. ....................................................................................... 6

3.1.4.1. Importancia mundial. .................................................................. 6

3.1.4.2. Importancia Nacional. .................................................................. 8

3.1.5. Requerimientos edafo-climaticos del cultivo. .................................. 11

3.1.5.1. Temperatura. ............................................................................. 12

3.1.5.2. Humedad. .................................................................................. 12

3.1.5.3. Luminosidad. ............................................................................. 12

3.1.5.4. Suelo. ........................................................................................ 13

3.2. Enfermedades y plagas del cultivo del tomate. ...................................... 13

3.2.1. Principales enfermedades fungosas. ............................................... 13

3.2.2. Principales enfermedades bacterianas. ........................................... 14

3.2.3. Principales virus. .............................................................................. 15

3.3. Plagas del cultivo. .................................................................................. 15

3.3.1 Ácaros. .............................................................................................. 15

3.3.2. Nematodos. ..................................................................................... 16

3.3.3. Insectos. .......................................................................................... 16

3.3.3.1 Insectos vectores de patógenos. ................................................ 16

3.3.3.1.1 Mosca blanca. ...................................................................... 17

3.3.3.1.2 Paratrioza. ............................................................................ 17

3.3.3.1.3 Pulgones. ............................................................................. 18

3.4. Minador de la hoja (Liriomyza spp). ....................................................... 18

3.4.1. Importancia económica. ................................................................... 18

3.4.2. Distribución. ..................................................................................... 18

3.4.3. Hospederas. .................................................................................... 18

3.4.4. Descripción morfológica: .................................................................. 19

3.4.4.1. Huevecillos. ............................................................................... 19

3.4.4.2. Larva. ......................................................................................... 19

3.4.4.3. Pupa. ......................................................................................... 19

3.4.4.4. Adulto. ....................................................................................... 19

3.4.5. Biología y hábitos. ............................................................................ 20

3.4.6. Daños. ............................................................................................. 20

3.4.7. Medidas de control. .......................................................................... 22

3.4.7.1. Control Cultural .......................................................................... 23

3.4.7.2. Control Mecánico ....................................................................... 23

3.4.7.2.1 Uso de Trampas ................................................................... 23

3.4.7.3. Control Biológico ....................................................................... 24

3.4.7.4. Control Químico ......................................................................... 24

3.5. Gusano soldado (Spodoptera exigua (Hubner). ..................................... 26

3.5.1. Importancia económica. ................................................................... 26

3.5.2. Distribución. ..................................................................................... 26

3.5.3. Hospederas. .................................................................................... 26

3.5.4. Descripción morfológica: .................................................................. 26

3.5.4.1. Huevecillo. ................................................................................. 26

3.5.4.2. Larva. ......................................................................................... 27

3.5.4.3. Pupa. ......................................................................................... 27

3.5.4.4. Adulto. ....................................................................................... 27

3.5.5. Biología y hábitos. ............................................................................ 28

3.5.6. Daños. ............................................................................................. 28

3.5.7. Medidas de Control .......................................................................... 29

3.5.7.1. Control Cultural .......................................................................... 29

3.5.7.2. Control Mecánico ....................................................................... 30

3.5.7.2.1. Uso de trampas. .................................................................. 30

3.5.7.2.2. Uso de feromonas. .............................................................. 30

3.5.7.3. Control Biológico ....................................................................... 31

3.5.7.4. Control Químico ......................................................................... 32

3.5.7.4.1 Muestreos y umbral de aplicación ........................................ 32

3.5.7.4.2. Aplicación de insecticidas.................................................... 32

3.6. Diamidas antranilicas. ............................................................................ 33

3.7. Cyazypyr™ (DPX-HGW86, cyantraniliprol). ........................................... 35

3.7.1. Características Físico-Químicas de Cyazypyr TM ............................. 37

3.7.2. Toxicología de Cyazypyr TM ............................................................. 38

3.7.3. Cyazypyr TM impacto ambiental. ..................................................... 39

3.7.4. Campo de acción de Cyazypyr TM .................................................... 42

3.8. Dureza del agua/ pH, como afectan la efectividad de los agroquímicos. 43

3.8.1 Factores que influyen en la calidad del agua .................................... 44

3.8.1.1. Efectos del pH ........................................................................... 44

3.8.1.2 Hidrolisis ..................................................................................... 45

3.8.1.3. Dureza del agua ........................................................................ 46

3.8.1.4. Corrección de dureza ................................................................ 49

IV. MATERIALES Y METODOS. ...................................................................... 51

4.1. Ubicación y croquis del sitio experimental. ............................................ 51

4.2. Características del agua a utilizar. ......................................................... 51

4.3. Determinación de la dureza de aguas colectadas. ................................. 52

4.4. Preparación del “agua estándar o patrón”. ............................................. 53

4.5. Plaga (s) Objetivo. .................................................................................. 54

4.6. Parámetros de medición de la efectividad biológica. ............................. 54

4.7. Cultivo y variedad. .................................................................................. 54

4.8. Diseño experimental. ............................................................................. 54

4.9. Preparación de la mezclas. .................................................................... 55

4.10. Tratamientos a evaluar. ....................................................................... 57

4.11. Dosis, Momento, Número e Intervalo entre aplicaciones. .................... 58

4.12. Método de Muestreo y tamaño de muestra. ......................................... 58

4.13. Frecuencia del muestreo. ..................................................................... 59

4.14. Análisis estadístico. .............................................................................. 59

4.15. Cronograma de actividades. ................................................................ 60

4.16. Manejo agronómico. ............................................................................. 60

V. RESULTADOS Y DISCUSION. ................................................................... 61

5.1. Número de minas totales (Liriomyza sativae). ....................................... 61

5.1.1. Agua destilada (0 ppm de carbonatos de calcio). ............................ 61

5.1.2. Agua de Xalostoc (666.9 ppm de carbonatos de calcio). ................. 62

5.1.3. Agua de Izucar de Matamoros (1838.25 ppm de carbonatos de

calcio). ....................................................................................................... 63

5.1.4. Agua de La Colorada, Pue. (513 ppm de carbonatos de calcio). ..... 65

5.1.5. Agua estándar (342 ppm de carbonatos de calcio). ........................ 66

5.2. Número de minas vivas (Liriomyza sativae). .......................................... 67

5.2.1. Agua destilada (0 ppm de carbonatos de calcio). ............................ 67



calcio). ....................................................................................................... 69

5.2.4. Agua de La Colorada (513 ppm de carbonatos de calcio). .............. 70


5.3. Gusano soldado (Spodoptera exigua). ................................................... 72

5.3.1 Agua destilada (0 ppm de carbonatos de calcio). ............................. 72



calcio). ....................................................................................................... 74

5.3.4. Agua de La Colorada (513 ppm de carbonatos de calcio). .............. 75


VI. CONCLUSIONES. ...................................................................................... 78

VII. LITERATURA CONSULTADA. .................................................................. 79

I

INDICE DE CUADROS.

Cuadro 1. Nomenclatura taxonómica del tomate de acuerdo con el ITIS y la

CONABIO………………………………………………………………………………5

Cuadro 1. Producción internacional de jitomate……………………………………8

Cuadro 3. Producción de jitomate en México……………………………………..10

Cuadro 4. Características químicas de Cyazypyr TM (APVMA, 2008)…………38

Cuadro 5. Propiedades físico- químicas que constituyen al Ingrediente Actico

(APVMA, 2008)……………………………………………………………………….39

Cuadro 6. Cyazypyr TM perfil toxicológico (DuPont, 2012)………………………40

Cuadro 7. Impacto de Cyazypyr en diferentes etapas de desarrollo (H: Huevo;

N: Ninfa; L: Larva y A: Adulto) de organismos benéficos (Dupont, 2009)……..42

Cuadro 8. Comparación de Cyazypyr TM, contra otros insecticidas (Dupont,

2009)………………………………………………………………………………….44

Cuadro 9. Clasificación de las aguas por su dureza, con base al CaCO3 (Keith

1967)………………………………………………………………………………….48

Cuadro 10. Características del insecticida………………………………………..52

Cuadro 11. Datos generales del ensayo………………………………………….52

Cuadro 12. Datos generales del agua…………………………………………….55

Cuadro 13. Temperatura de los tratamientos con 1 hr de reposo antes de la

aplicación…………………………………………………………………………….57

II

Cuadro 14. Temperatura del suelo y del aire al antes de la aplicación,

tratamientos con 1 hr de reposo……………………………………………………57

Cuadro 15. Temperatura de los tratamientos con 8 hrs de reposo antes de la

aplicación……………………………………………………………………………..57

Cuadro 16. Temperatura del suelo y del aire antes de la aplicación,

tratamientos con 8 hrs de reposo………………………………………………….58

Cuadro 17. Tratamientos y dosis a evaluar para el control de Gusano Soldado y

Minador de la hoja en el cultivo de tomate en Cuautla, Morelos.

2012……………………………………………………………………………………58

Cuadro 18. Cronograma de actividades………………………………………....61

Cuadro 19. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1y 2(agua

destilada)……………………………………………………………………………...62

Cuadro 20. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3y 4(agua

de Xalostoc , Morelos)……………………………………………………………….64

Cuadro 21. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5 y 6(agua

de Izucar de Matamoros, Puebla)………………………………………………….65


de la Colorada, Puebla)……………………………………………………………..66

Cuadro 23. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9 y 10

(agua Estándar)………………………………………………………………………68

Cuadro 24. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1 y 2(Agua

destilada)……………………………………………………………………………...69

III


de Xalostoc , Morelos)……………………………………………………………….70


de Izucar de Matamoros, Puebla)………………………………………………….71


de L Colorada, Puebla)………………………………………………………………72

Cuadro 28. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9 y

10(agua Estándar)……………………………………………………………………74


Destilada)……………………………………………………………………………..75


de Xalostoc, Morelos)……………………………………………………………….76


de Izucar de Matamoros. Puebla)………………………………………………….77


de la Colorada, Puebla)……………………………………………………………..79

Cuadro 33. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9 y

10(Agua estándar)……………………………………………………………………80

IV

INDICE DE FIGURAS

Figura 1. Ciclo de vida de Liriomyza sativae (Inifap 2001b)………….………..20

Figura 2.Daños por Liriomyza spp en tomate (fotografía inédita 2012)………22

Figura 3. Ciclo de vida de Spodoptera exigua…………………………………….28

Figura 4. (Fotografía inédita 2012) Fruto dañado por el gusano soldado……..29

Figura 5. (Fotografía inédita 2012) Larva de Spodoptera spp…………………..29

Figura 6. Sitio de acción de Cyazypyr…………………………………………......35

Figura 7. Molécula de Cyazypyr……………………………………………………36

Figura 8. Translocación de Cyazypyr en la planta……………………………….37

Figura 9. Distribución de las unidades experimentales, cada unidad

experimental consta de 6 surcos, de 1.2 m entre surcos por 6 metros de

largo……………………………………………………………………………………59

Figura 10. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1

y 2……………………………………………………………………………………...63


y 4……………………………………………………………………………………...64


y 6……………………………………………………………………………………...65


y ………….......................................................................................................67

V


y 10…………………………………………………………………………………….68

Figura15. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1

y 2……………………………………………………………………………………...69


y 4……………………………………………………………………………………...70


y 6……………………………………………………………………………………...71


y 8……………………………………………………………………………………...73


y 10…………………………………………………………………………………….74


y 2……………………………………………………………………………………...75


y 4……………………………………………………………………………………...76


y 6……………………………………………………………………………………...77


y 8……………………………………………………………………………………...79


y 10…………………………………………………………………………………….80

VI

RESUMEN

Se evaluó la efectividad biológica de Cyazypyr TM mezclado con aguas de

diferente concentración de carbonatos de calcio, aguas colectadas en Xalostoc,

Morelos, Izucar de Matamoros, Puebla y la Colorada, también se utilizó agua

destilada y un agua estándar, utilizada en la formulación de plaguicidas, estas

mezclas se dejaron reposar una hora y ocho horas, para ver el efecto de las

aguas duras sobre el insecticida, para ello se utilizó un diseño no paramétrico,

con 12 tratamientos y 4 repeticiones cada uno, se avaluó la dosis de 150 ppm

de ingrediente activo para cada tratamiento, las plagas a evaluar fueron,

Liriomyza sativae, de la cual se evaluó el número total de minas y numero de

minas vivas en dos hojas en cinco plantas por repetición y Gusano soldado

(Spodoptera exigua) del cual se contó el número total de larvas vivas por

planta en cinco plantas por repetición.

Los resultados muestran que para el control de Liriomyza sativae no hay

mucha diferencia en su control, aunque si hay una disminución en el control en

los tratamientos con ocho horas de reposo, mientras que en los tratamientos

con una hora de reposo, la efectividad aumenta en cada evaluación,

alcanzando su máximo en la tercera evaluación. Para el control de Spodoptera

exigua, las aguas más blandas, agua destilada y agua estándar, obtuvieron el

mejor control con un 100% de efectividad, mientras que el agua de Izucar de

Matamoros, con 1838.25 ppm, obtuvo un control muy pobre para esta plaga.

Palabras clave: Jitomate, Liriomyza sativa, Spodoptera exigua, Dureza,

Cyazypyr TM, Efectividad Biológica.

VII

SUMMARY

The Cyazypyr® biological efficacy was evaluated when it was mixed in water

with different concentrations of calcium carbonate coming from different

agriculture areas, such as Xalostoc, Morelos, Izucar de Matamoros, Puebla and

la Colorada, Puebla; also was used distilled water and standard water , used in

formulation pesticide, these mixtures were tested one hour and eight hours after

a rest period, to analyze the effect of treatments a non-parametric design was

used with 12 treatments and 4 repetitions each one, a single Cyazypyr® dose of

150 ppm active ingredient was tested in the field trial for each treatment, the

pests evaluated were, Liriomyza sativae total number of mines and the number

of live mines per leaf was evaluated, two leaves where collected at 5 plants per

plot; and armyworm (Spodoptera exigua) which the total number of live larvae

per plant was counted on five plants per plot.

The results showed that for the control of Liriomyza sativae wasn’t higher

difference in control between treatments when the mix rest by one hour, but a

decrease was observed in control when treatments were allowed to rest eight

hours; the effectiveness increases with each evaluation, peaking in the third

assessment, for Control Spodoptera exigua the softer, distilled and standard

water, they got the best control with 100% efficiency, while water Izucar of

Matamoros, with 1838.25 ppm, was obtained a very poor effect on the pest

control.

Key words: Tomato, Liriomyza sativa, Spodoptera exigua, hardeness,

CyazypyrTM, biological effectiveness.

1

I. INTRODUCCIÓN.

El tomate es la hortaliza más extensamente cultivada en el mundo, después de

la papa. Comercialmente se producen 45 millones de toneladas métricas de

tomate por año en 2.2 millones de hectáreas, de forma tal que el jitomate o

“tomate rojo” es una de las especies hortícolas más importantes en el mundo

debido al valor de su producción y a la demanda de mano de obra que genera.

A esta hortaliza de fruto se le encuentra en los mercados durante todo el año, y

se le consume tanto fresca como procesada, siendo una fuente rica en

vitaminas (FAO, 2001).

El jitomate es la hortaliza que ocupa mayor superficie sembrada en todo el

mundo, con alrededor de 3, 593,490 ha, con una producción de 53, 857,000

ton. En México se siembran alrededor de 80,000 ha con un rendimiento

promedio de 28.7 ton/ha., por lo cual es la segunda hortaliza más importante

por la superficie sembrada que ocupa; la más importante por su volumen en el

mercado nacional, y la primera por su valor de producción (Nieto y Velasco,

2006).

A nivel nacional, los principales estados con mayor superficie sembrada y

producción total son Sinaloa, Baja California y Michoacán, mientras que

Morelos ocupa el octavo lugar en superficie sembrada y el noveno en

producción con 1,395.95 ha 74,387.45 ton, respectivamente. En cuanto a

rendimiento por hectárea, Querétaro ocupa el primer lugar, seguido de

Guanajuato y Jalisco; Morelos se encuentra en el lugar 21 con 31.32 ton/ ha

(SAGARPA, 2011).

En Morelos se siembran aproximadamente 2176 ha de jitomate, con una

producción superior a 68 mil toneladas. Los principales municipios productores

son Atlatlahuacán, Totolapan, Tlayacapan, Mázateme y Yecapixtla (SAGARPA,

2011).

2

Las plagas insectiles constituyen uno de los elementos limitantes dentro de la

producción de cualquier cultivo. De los insectos que atacan al tomate se tiene a

él minador de la hoja (Liriomyza sativae), estos causan daño directo e indirecto

a una amplia variedad de cultivos y ornamentales, esto se manifiesta por las

picaduras producidas por las hembras adultas con fines de alimentación u

ovoposición y por la actividad alimentaria de las larvas en las hojas,

destruyendo parte de la masa foliar y disminuyendo en algunos casos la

actividad fotosintética (Valenzuela, 2010).

La importancia del gusano soldado (Spodoptera exigua) en los cultivos de chile

y jitomate se debe al daño que ocasionan las larvas en el follaje y al

mordisquear los frutos, los cuales quedan inutilizados para la comercialización,

en ocasiones las larvas recién emergidas penetran el fruto y ocasionan una

lesión similar a la causada por el gusano del fruto (Inifap, 2007).

Se ha demostrado recientemente en algunas regiones de estados unidos, que

los depósitos de agua cuentan con la alcalinidad suficiente para causar la

hidrolisis de algunos pesticidas, esto significa que un insecticida puede

empezar su descomposición tan pronto sean agregados al tanque de la

mezcla, esto reduce el control sobre la plaga, debido a que cierta cantidad del

ingrediente activo es descompuesto antes de que llegue a la planta o actué

sobre la plaga, de igual forma si se mantiene la mezcla del pesticida sin

agitación, o dentro del tanque de un día para otro antes de asperjarlo, el 50 % o

más del ingrediente activo es degradado (Winand K. Hock, 2010).

Las actividades de riego y drenaje podrían conducir a un incremento de la

salinidad en las aguas superficiales y subterráneas como consecuencia de la

evaporación y del lavado de sales de los suelos (CIPAC, 1980).Esto podría ser

un problema para la aplicación de plaguicidas ya que al mezclarse con “aguas

duras” no presentan la misma eficiencia (Muñoz-Flores, 2012- comunicación

personal), por tal motivo se plantean los siguientes objetivos:

3

II. OBJETIVOS.

Determinar la dureza (concentración de carbonatos de calcio) de aguas

colectadas y utilizadas en el centro de México para la aplicación de insecticidas

en el control de insectos plaga en cultivos de hortalizas.

Evaluar la eficiencia biológica del insecticida Cyazypyr mezclado en aguas de

diferente dureza para el control del minador de la hoja y gusano soldado en el

cultivo de tomate en la región de Cuautla, Mor.

4

III. REVISIÓN DE LITERATURA.

3.1. Tomate.

3.1.1. Origen.

Se cree que el tomate es originario del oeste de América del Sur; Jenkins

(1948) propuso a México como origen de domesticación, también basado en la

evidencia lingüística, pero sin dejar claro si la planta conocida como ‘’tomatl’’ de

México se refería a los tomates ó al tomate de cáscara (Physalis sp.), mientras

que el jitomate alude a las variedades con frutos grandes.

El tomate (Lycopersicon esculentum Mill.) es una especie domesticada en

México de gran importancia para la agricultura mundial, de la que es posible

encontrar poblaciones nativas cultivadas en diferentes regiones agrícolas del

país en la actualidad (Ramírez, 2010). Los acervos genéticos de tomate nativo

poseen características de calidad de fruto que pueden ser aprovechadas en el

mejoramiento y desarrollo de variedades con rasgos superiores a las

variedades comerciales actuales (Salgado et al., 2011).

Se cree que es originario de la faja costera del oeste en América del Sur, cerca

de la 30 ° latitud sur de la línea ecuatorial. En la región andina del Perú se

encuentran, a lo largo y ancho, numerosos parientes silvestres y cultivados del

tomate, también en Ecuador y Bolivia, así como en la Isla Galápagos. Estos

parientes comestibles del tomate ocupan diversas condiciones ambientales

basadas en altitud y latitud y, representan un amplio grupo de genes para el

mejoramiento de la especie (Alcazar- Esquinas, 1981).

Linnaeus (1753) es primer taxónomo en clasificar al tomate cultivado dentro del

género Solanum y bajo el nombre Solanum lycopersicum agrupó todas las

formas multiloculares cultivadas conocidas hasta esa época. Un año más tarde

Miller (1754) describió al tomate dentro del género Lycopersicon y esta

clasificación continuó por muchos años de ahí que los textos refieren a esta

especie como Lycopersicon esculentum Mill. No obstante, fue hasta el siglo XX

5

cuando se realizaron estudios taxonómicos más completos, los cuales ubican

al tomate y sus especies silvestres dentro del género Lycopersicon (Muller,

1940).

3.1.2. Clasificación taxonómica.

Cuadro 1. Nomenclatura taxonómica del tomate de acuerdo con el ITIS y la CONABIO.

Fuente:www.itis.gov/servlet/SingleRpt/SingleRpt?search_topic=TSN&search_value=56

6310www.siit.conabio.gob.mx/pls/itisca/taxastep?king=Plantae&p_action=exactly+for&t

axa=Solanum+lycopersicum&p_format=&p_ifx=itismx&p_lang=es

El género Solanum cuenta con varias especies y se les divide en dos

subgéneros: Eulycopersicon que incluye especies de fruto rojo y Eriopersicon

que cuenta con plantas de frutos verdes (Pérez 2000a). La ubicación

taxonómica actualmente más aceptada del jitomate es la que se indica en el

Cuadro 1(Esquinas-Alcázar y Nuez, 2001).

3.1.3. Descripción botánica del tomate.

Peralta y Spooner (2007) mencionan que, los tomates silvestres son plantas

herbáceas perennes, pero en su hábitat natural probablemente se comportan

como anuales y pueden morir después de la primera estación de crecimiento

debido a las heladas o la sequía. Son de crecimiento indeterminado erecto o

postrado. Presentan hojas pinnadas con 2-6 pares de foliolos opuestos o sub-

opuestos, sésiles, subsésiles o pecioladas. La inflorescencia básica es una

cima con diferentes patrones de ramificación (mono, di y policotómico), y con o

sin brácteas axiales, contando con tres nudos entre cada inflorescencia. Las

Reino Plantae Subreino Tracheobionta División Magnoliophyta Clase Magnoliopsida Subclase Asteridae Orden Solanales Familia Solanaceae Género Solanum Especie Solanum lycopersicum L. Variedad Solanum lycopersicum var. lycopersicum L.

6

flores son típicamente amarillas, anteras unidas lateralmente para formar un

cono en forma de botella con una punta alargada estéril en el ápice (excepto en

S. pennellii). El tamaño del fruto, el color y pubescencia son variables, al igual

que el tamaño de las semillas, el color y el desarrollo de las paredes radiales

de las células de la testa (Müller, 1940). Las frutas son bayas generalmente

bilocular en las especies silvestres, y bilocular o multiloculares en el las

variedades cultivadas.

3.1.4. Importancia.

3.1.4.1. Importancia mundial.

El tomate es el cultivo más importante en la economía mundial, la superficie

mundial dedicada a su producción es de 4 millones de hectáreas y cuenta con

una producción de 108.5 millones de toneladas. La mayor utilización del

germoplasma de tomate para mejorar su cultivo se ha realizado en los últimos

20 años, utilizando especies silvestres como fuentes de variación genética para

resistencia o tolerancia a enfermedades y plagas, tolerancia a estrés abiótico y

para mejorar la calidad de fruto (Robertson y Labate, 2007).

Dentro del grupo de las hortalizas, el tomate es un cultivo muy dinámico por la

creciente demanda de la población de todo el mundo. La producción mundial

de tomate ha sido calculada en 110 millones de toneladas en una superficie

aproximada de 4.2 millones de hectáreas (FAO, 2003). Así mismo, en 2008, la

producción de esta hortaliza, se ubicó en 129.6 millones de toneladas (FIRA,

2010a).

Aunque existe gran variedad de productos hortícolas en el mundo y a pesar

que algunos tienen importancia solo a nivel regional, se estima que solo dos

hortalizas contribuyen con el 50% de la producción de éstas en todo el mundo:

la papa y el jitomate. Lo anterior señala el enorme valor que guarda este último

no sólo en el comercio, sino también en el sistema alimentario mundial (Pérez,

2000).

7

Dentro de los países importadores por excelencia, destaca los Estados Unidos

de América (USA), el mercado más grande del mundo con un poco más de 1

millón de toneladas de importación anual, donde México es el principal

exportador de tomate representando casi la mitad de las exportaciones

mundiales, con destino principal USA (FIRA, 2010b). Así mismo, es en este

ámbito de la producción agrícola nacional donde México presenta ventajas

comparativas con el resto de los países exportadores, además de ser una

fuente de divisas para el país, por lo que su cultivo depende significativamente

del comportamiento de este mercado (Hernández-Martínez et al., 2004).

El tomate es la hortaliza más difundida en todo el mundo y la de mayor valor

económico. Su demanda aumenta continuamente y con ella su cultivo,

producción y comercio. El incremento anual de la producción en los últimos

años se debe principalmente al aumento en el rendimiento y en menor

proporción al aumento de la superficie cultivada (infoagro, 2004).

El tomate es un producto con un mercado dinámico a nivel mundial; así mismo,

dentro de las hortalizas, es el cultivo que presenta mayor preferencia en

volumen, ya que la producción representó en el 2009 el 15.02% del total

mundial. La producción mundial muestra una tendencia constante con una tasa

de crecimiento promedio de 2.83% para el periodo 2000-2009. En 2000 se

contabilizó en 109.991 millones de toneladas, mientras que para el 2009 se

registró en 152.9 millones de toneladas, la producción es contabilizada tanto en

producto fresco como para procesamiento (FAO, 2010).

China destaca por ser el principal país productor de tomate aportando el 24.9%

del total mundial, a este país le sigue Estados Unidos (10.1%), Turquía (8.1%),

India (7.6%), Egipto (6.7%), Italia (4.4%), Irán (3.5%), España (2.9%) y México

(2.2%) En el mundo se cosechan 4.8 millones de hectáreas de tomate con un

rendimiento promedio mundial de 50.7 toneladas por hectárea. China abarca el

30.0% del total mundial de superficie cosechada; Estados Unidos únicamente

tiene el 3.36% del total mundial. Los nueve países principales abarcan 64.6%

de toda la superficie mundial. (FAO, 2010).

8

Cuadro 2. Producción internacional de jitomate.

PAISES TON

China 48,576,853.00

India 16,826,000.00

Estados Unidos de América 12,624,700.00

Turquía 11,003,400.00

Egipto 8,105,260.00

Irán (República Islámica del) 6,824,300.00

Italia 5,950,220.00

Brasil 4,416,650.00

España 3,821,490.00

Uzbekistán 2,585,000.00

México 2,435,790.00

Federación de Rusia 2,200,590.00

Ucrania 2,111,600.00

Nigeria 1,504,670.00

Otros 30,036,860.00

Total 159,023,383.00

Fuente: FAOSTAT 2011, elaboración propia.

En 2008, Asia generó 52.7% de la producción mundial, la Unión Europea y el

TLCAN participaron con 12 y 12.8% respectivamente, África tuvo 12.7%,

América Latina 6.2% y el resto de Europa 3.2%, por otro lado en ese año el

consumo mundial de tomate fue de 135.8 millones de toneladas. Al comparar el

consumo promedio de la década de los noventa (1990/1999) y del periodo

2000/2008, se observa que el consumo creció en 42.4 % (Gráfica 3.2), pasó de

86.4 a 123.0 millones de toneladas (FAO, 2010).

3.1.4.2. Importancia Nacional.

Los países latinoamericanos presentan un consumo de tomate relativamente

bajo, especialmente en Perú, Colombia, Brasil, México y Argentina, donde el

consumo per cápita se ubica por debajo de los 20 kg (FIRA, 2010c). En México

se consume alrededor del 60% de la producción nacional más las

9

importaciones, lo cual, constituye un excelente amortiguador de mercado

cuando las exportaciones enfrentan dificultades por razones fitosanitarias o

políticas (FIRA, 2010a).

El tomate es uno de los principales vegetales que se cultivan en México, al año

se producen 2.3 millones de toneladas con un valor de más de 12 mil millones

de pesos, lo que representa 29.6% del valor de la producción de hortalizas en

México y lo ubica en el primer lugar dentro de su grupo de cultivos. También

ocupa el tercer lugar en superficie sembrada con más de 53 mil hectáreas en el

2009 (FIRA, 2010b).

Este cultivo del jitomate está considerado en nuestro país, como la segunda

especie hortícola más importante por la superficie que ocupa y como la primera

por su valor de producción. Aunque existe gran variedad de productos

hortícolas en el mundo (se consideran hasta 200 variedades) y, a pesar que

algunos tienen importancia solo a nivel regional, se estima que solo dos

hortalizas contribuyen con el 50% de la producción de éstas en todo el mundo:

la papa y el jitomate. Lo anterior señala el enorme valor que guarda este último

no sólo en el comercio, sino también en el sistema alimentario mundial (Pérez,

2000).

El tomate se siembra en todos los estados de la república, pero por distribución

geográfica, la producción de tomate se concentra en el noroeste del país, los

estados con mayor volumen en la producción son Sinaloa y Baja California, en

estos dos estados se concentra 41.5% del total nacional, existen otros estados

como Michoacán, Jalisco, San Luis Potosí y Baja California Sur que también

son importantes por su volumen de producción. Los estados con mayor

superficie cosechada son Sinaloa, Michoacán y Baja California, mientras que

Querétaro, Jalisco y Estado de México son los que mejor rendimiento tienen.

(FR, 2008)

A nivel nacional el tomate es la hortaliza más importante económicamente

hablando, la producción nacional es de 2, 093,431 ton/ha teniendo a Sinaloa

10

como el principal productor (Cuadro 3), seguido por Baja California, San Luis

Potosí, Michoacán y Sonora (SAGARPA, 2006).

Cuadro 3. Producción de jitomate en México.

Fuente. SIAP, 2012. Elaboración propia.

Del total de la producción 52.4% se obtiene en el ciclo agrícola Otoño- Invierno,

mientras que 47.6% se obtiene en el ciclo Primavera- Verano. Una de las

características de la producción es que 89.8% de la superficie sembrada es en

zonas de riego. Los estados de Sinaloa, Nayarit, Baja California Sur, Baja

California, Veracruz, Jalisco, Tamaulipas y Michoacán son los que tienen una

mayor participación en la cosecha de Otoño-Invierno, siendo Sinaloa el más

importante con 61.9% del total nacional; en esta entidad la cosecha se realiza

de noviembre a abril y gran parte de esta producción es destinada al mercado

estadounidense. En el caso del ciclo Primavera -Verano, los estados que tienen

mayor participación son: Baja California, Michoacán, San Luis Potosí,

Zacatecas, Jalisco, Estado de México, Morelos y Baja California Sur. Durante la

temporada de verano (mayo-octubre), Baja California es el principal productor y

ESTADO TON

Sinaloa 345,011.10

Baja California 162,324.92

Michoacán 148,080.85

Jalisco 136,539.82

Zacatecas 134,369.40

San Luis Potosí 108,613.50

Baja California Sur 92,882.72

México 74,387.45

Morelos 68,152.40

Tamaulipas 64,812.50

Sonora 60,717.99

Nayarit 59,777.11

Veracruz 54,381.50

Oaxaca 52,401.59

Chispas 49,396.50

Otros 260,632.34

Total 1,872,481.69

11

exportador de tomate fresco, enfrentándose directamente en el mercado

estadounidense con los tomates de California (SIACON-SAGARPA, 2009).

En el 2006, el Estado de Morelos tuvo alrededor de 3,133 ha. De superficie

sembrada la cual representa fuentes de trabajo e ingresos para los

productores, los cuales, aunado a los problemas de comercialización se tienen

los atribuidos a plagas y enfermedades que merman considerablemente la

producción (SAGARPA, 2006).

La producción de tomate rojo en 2008, según datos preliminares fue de 2.3

millones de toneladas, lo que representó un decremento del (-) 4.1% respecto

al año anterior, y un 11.2% con respecto a 2006. En el periodo comprendido

entre 2002 y 2008, la producción presenta una Tasa Media Anual de

Crecimiento del 2.6%. Si bien existe producción de tomate rojo en todas las

entidades del país, seis son las que concentran más del 69% de la producción

nacional, Sinaloa es el principal productor a nivel nacional, en 2008 se estima

que produjo 852.7 mil toneladas, lo que representa el 36.6% de la producción

nacional (SIAP 2009).

En condiciones de campo abierto, se cultivan alrededor de 70, 000 ha, siendo

los estados de Sinaloa, San Luis Potosí, Baja California Norte y Michoacán los

principales productores (Espinosa, 2004).

3.1.5. Requerimientos edafo-climaticos del cultivo.

El manejo racional de los factores climáticos de forma conjunta es Fundamental

para el funcionamiento adecuado del cultivo, ya que todos se encuentran

estrechamente relacionados y la actuación sobre uno de éstos Incide sobre el

resto.A la planta de tomate le favorece el clima caliente, sin embargo, bajo

condiciones de baja luminosidad, las temperaturas de la noche y el día se

deben mantener bajas, de lo contrario, se tendrá una planta raquítica y débil de

floración pobre, como consecuencia de que la energía que proporciona la

fotosíntesis es inadecuada para la velocidad de crecimiento. Una planta joven

utiliza productos disponibles de la fotosíntesis, en primer lugar; para

12

mantenimiento y crecimiento; segundo, para las raíces y tercero para formar el

fruto. A temperatura altas, con relación a los niveles de luminosidad, el cultivar

utiliza toda la energía en su mantenimiento y muy poca queda disponible para

raíces y frutos (León, 2001).

3.1.5.1. Temperatura.

El jitomate es una planta termoperiódica diaria, ya que requiere de una

oscilación entre el día y la noche de 8°C que favorecen su desarrollo y número

de flores (Pérez, 2000).

La temperatura óptima de desarrollo oscila entre 20 y 30 °C durante el día y

entre 12 y 17 °C durante la noche; temperaturas superiores a los 30-35 °C

afectan la fructificación por mal desarrollo de óvulos, el desarrollo de la planta,

en general, y del sistema radicular, en particular. Temperaturas Inferiores a 12-

15 °C también originan problemas en el desarrollo de la planta (Infoagro, 2004).

3.1.5.2. Humedad.

La humedad relativa óptima oscila entre el 60% y 80%. Humedades relativas

muy elevadas favorecen el desarrollo de enfermedades del follaje y el

agrietamiento del fruto y dificultan la fecundación, debido a que el polen se

compacta, abortando parte de las flores. El rajado del fruto Igualmente puede

tener su origen en un exceso de humedad del suelo o riego abundante tras un

período de estrés hídrico. También una humedad relativa baja dificulta la

fijación del polen al estigma de la flor (Pérez, 2000).

3.1.5.3. Luminosidad.

La intensidad luminosa óptima se sitúa entre 5000 y 7000 pies-bujía (1000 a

14000 moles de fotones m-2 s-1 para plantas en producción, aunque durante

su crecimiento puede ser un poco menor. Esta debe ser difusa para que llegue

a las plantas en todas las direcciones para una mayor fotosíntesis. Valores

reducidos de luminosidad pueden incidir de forma negativa sobre los procesos

13

de la floración y fecundación, así como el desarrollo vegetativo de la planta. En

los momentos críticos, durante el período vegetativo, resulta crucial la

Interrelación existente entre la temperatura diurna y nocturna y la luminosidad

(Infoagro, 2004).

3.1.5.4. Suelo.

La planta de tomate no es muy exigente en cuanto a suelos, excepto en lo que

se refiere a drenaje. Aunque prefiere suelos sueltos, de textura silícea arcillosa

y rica en materia orgánica, se desarrolla perfectamente en suelos arcillosos

enarenados (Guzmán y Sánchez, 2000).

En cuanto al pH, los suelos pueden ser desde ligeramente ácidos hasta

ligeramente alcalinos, cuando están enarenados. Es la especie cultivada en

invernadero que mejor tolera las condiciones de salinidad, tanto del suelo como

del agua de riego (Guzmán y Sánchez, 2000).

3.2. Enfermedades y plagas del cultivo del tomate.

3.2.1. Principales enfermedades fungosas.

Las principales enfermedades fungosas del cultivo del jitomate son: cáncer de

tallos Alternaria alternata (Fr.:Fr.) Keissl. f. sp. lycopersici Groganet al.

Antracnosis Colletotrichum coccodes (Wallr.) S.J. Hughes C. dematium (Pers.)

Grove, C. gloeosporioides (Penz.) Penz. & Sacc. in Penz. (teleomorph:

Glomerella cingulata (Stoneman) Spauld. & H. Schrenk) moho negro

Stemphylium botryosum Wallr. (teleomorph: Pleospora tarda E. Simmons) S.

herbarum E. Simmons (teleomorph: Pleospora herbarum (Pers.:Fr.) Rabenh. =

P. lycopersici El. Marchal & Em. Marchal) Ulocladium consortiale (Thuem.) E.

Simmons = S. consortiale (Thuem.) Groves & Skolko, pudrición negra de la raíz

Thielaviopsis basicola (Berk. & Broome) Ferraris (synanamorph: Chalara

elegans Nag Raj & Kendrick), marchites radicular Phytophthora capsici Leonian

P. dreshsleri Tucker P. nicotianae Breda de Haan var. Parasitica (Dastur) G.M.

Waterhouse = P. parasitica Dastur, moho de la hoja Pseudocercospora fuligena

14

(Roldan) Deighton = Cercospora fuligena Roldan, pudrición gris Macrophomina

phaseolina (Tassi) Goidanich, pudrición de la raíz Pyrenochaeta lycopersici R.

Schneider & Gerlach, pudrición del tallo Didymella lycopersici Kleb., tizón

temprano Alternaria solani Sorauer, fusarium de la corona Fusarium oxysporum

Schlechtend.:Fr. f. sp. radicis-lycopersici W.R. Jarvis & Shoemaker, marchitez

por Fusarium Fusarium oxysporum Schlechtend.:Fr. f. sp. Lycopersici (Sacc.)

W.C. Snyder & H.N. Hans., Mancha gris Stemphylium botryosum Wallr. f. sp.

lycopersici Rotem et al. S. lycopersici (Enjoji) W. Yamamoto = S. floridanum

Hannon & G.F. Weber S. solani G.F. Weber, moho gris Botrytis cinerea

Pers.:Fr. (teleomorph: Botryotinia fuckeliana (de Bary) Whetzel), tizón tardío

Phytophthora infestans (Mont.) de Bary, moho de la hoja Passalora fulva =

Cladosporium fulvum Cooke, pudrición por Phoma Phoma parasiticaa Plowr.,

cenicilla polvorienta Oidiopsis sicula Scalia (teleomorph: Leveillula taurica (Lév.)

G. Arnaud), Ahogamiento y pudrición de frutos Pythium aphanidermatum

(Edson) Fitzp. P. arrhenomanes Drechs. P. debaryanum Auct. non R. Hesse P.

myriotylum Drechs. P. ultimum, Ahogamiento por Rhizoctonia Rhizoctonia

solani Kühn (teleomorph: Thanatephorus cucumeris (A.B. Frank) Donk)

pudrición por Rhizopus Rhizopus stolonifer (Ehrenb.:Fr.) Vuill., mancha de la

hoja por Septoria Septoria lycopersici Speg., pudrición agria Geotrichum

candidum Link (teleomorph: Galactomyces geotrichum (E.E. Butler & L.J.

Petersen) Redhead & Malloch) G. penicillatum (do CarmoSousa) Arx, marchitez

sureña Sclerotium rolfsii Sacc.(teleomorph: Athelia rolfsii (Curzi) Tu &

Kimbrough) mancha por Corynespora Corynespora cassiicola (Berk. & M.A.

Curtis) C.T. Wei, Marchites vascular Verticillium albo-atrum Reinke & Berthier

V. dahliae Kleb. Moho blanco Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary S. minor

Jagger (Jones, 2009).

3.2.2. Principales enfermedades bacterianas.

Las principales enfermedades bacterianas reportadas en el jitomate son,:

cáncer cacteriano Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis (Smith)

Davis et al., peca bacteriana Pseudomonas syringae pv. tomato (Okabe) Young

et al., mancha bacteriana Xanthomonas campestris pv. vesicatoria (Doidge)

Dye, Pudrición del tallo y frutos Pectobacterium carotovora (Jones) Bergey et

15

al., marchites bacteriana Ralstonia solanacearum (Smith) Smith., necrosis de

médula Pseudomonas corrugata Roberts & Scarlett, mancha de las hojas

Pseudomonas syringae pv. syringae van Hall) (Jones, 2009).

3.2.3. Principales virus.

Las principales enfermedades causadas por virus, viroides y fitoplasmas son

las siguientes: Tobacco mosaic virus, Curly top Curly virus, Potato virus Y,

Pseudo curly top virus, Tomato bushy stunt virus, Tobacco etch virus, Tomato

fern leaf, Cucumber mosaic virus, Tomato mosaic virus (ToMV), Aspermy

tomato virus Tomato mottle gemini virus, Alfalfa mosaic virus, Tomato spotted

wilt virus, Tomato yellow leaf curl virus, Tomato, Tomato yellow top virus,

Tomato bunchy top viroid, Tomato planto macho viroid, Aster yellows, Tomato

big bud(Jones, 2009).

A nivel mundial, el cultivo de jitomate es afectado por más de 136 especies de

virus (Hanssen et al., 2010). A la fecha los virus Cucumber mosaic virus,

Tobacco mosaic virus, Tomato spotted wilt virus, Alfalfa mosaic virus, Tobacco

ringspot virus, Tomato mottle virus, Potato virus Y, Chino tomato virus, Tobacco

etch virus, Tomato yellow leaf curl virus, Impatients necrotic spot virus, Tomato

bushy stunt virus, Pepper huasteco yellow vein virus, Tomato aspermy virus,

Pepper golden mosaic virus, Tomato leaf curl Sinaloa virus, Tomato Chino La

Paz virus, Tomato chlorosis virus, Tomato infectious virus, Tomato ápex

necrosis virus y Pepino mosaic virus están distribuidos en diferentes estados de

la República Mexicana (Pérez, 2013)

3.3. Plagas del cultivo.

3.3.1 Ácaros.

Nuez (2001), menciona que los ácaros más importantes que atacan al cultivo

del tomate, son los siguientes: El ácaro bronceado (Aculops lycopersici

(Massee) Keifer), el ácaro blanco (Polyphagotarsonemus latus (Banks)), y la

araña roja (Tetranychus urticae Koch).

16

3.3.2. Nematodos.

Dentro de los problemas más importantes causados por nematodos destacan

los provocados por el nematodo agallador Meloidogyne spp. y Nacobbus

aberrans, Belonolaimus longicaudatus Rau, Paratrichodorus spp., y

Trichodorus spp (Jones et al., 2009).

3.3.3. Insectos.

El cultivo del jitomate es atacado por un gran número de plagas insectiles,

siendo las principales las siguientes: Gusano trozador: Feltia spp, Agrotis spp,

Spodoptera spp., Grillo de campo: Acheta assimilis, Pulga saltona de la papa:

Epitrix cucumeris (Harris), Mosquita blanca de los invernaderos: Trialeurodes

vaporariorum (Westwood), Mosquita blanca del camote, del algodón y la hoja

plateada de la calabaza: Bemisia tabaci Gennadius y B. argentifolii Bellows y

Perring, Minador de la hoja: Liriomyza trifolii (Burgess), Catarinita o mayate

franjeado: Diabrotica balteata Le Conté, Psilido de la papa: Bacterisera

cockerelli Sulcer, Pulgón verde del durazno: Myzus persicae (Sulzer), Trips del

cogollo: Frankliniella occidentalis (Pergande), Trips del cogollo: Frankliniella

tritici (Fitch), Gusano elotero: gusano bellotero, gusano del fruto del tomate.

Heliothis zea (Boddie), Gusano soldado del algodonero: Spodoptera exigua

(Hübner), Falso medidor de la col: Trichoplusia ni (Hübner), Gusano del cuerno

del jitomate: Manduca quinquemaculata Haworth, Gusano alfiler del jitomate:

Keiferia lycopersicella (Walshingham), Pulgón del algodonero y del melón:

Aphis gossypii Glover. (Inifap, 2001a)

3.3.3.1 Insectos vectores de patógenos.

Los insectos chupadores son una de las plagas que más impacto ha causado

en los últimos años en el mundo. Los daños que ocasiona pueden ser de tipo

directo o indirecto. El daño directo lo produce al alimentarse de los cultivos y

provocar la muerte de las plantas, y el indirecto, por ser un importante vector de

varias enfermedades vírosas que se presentan en diversos cultivos y además

17

por cubrir completamente el follaje con fumagina lo que provoca la obstrucción

del proceso fotosintético de la planta y favorece el establecimiento de hongo

del género Capnodium sp (Avilés, 2003).

3.3.3.1.1 Mosca blanca.

La mosquita blanca es un insecto chupador del cual existen muchas especies;

siendo Bemisia tabaci la más difundida y posiblemente la más dañina; se

puede encontrar en cualquier área del país. Esta plaga es capaz de

alimentarse de más de 600 especies de plantas, incluyendo muchos cultivos y

malezas. Es una de las que más afecta el desarrollo de una plantación de

tomate, ya que puede atacar desde el semillero, hasta un cultivo en

fructificación (Brown & Bird, 1995).

El daño directo causado por la ninfa y adultos ocurre cuando éstas succionan

los nutrientes del follaje, causando un amarillamiento moteado y

encrespamiento de las hojas, seguidos de necrosis y defoliación. Además se

forma un hongo llamado fumagina que se desarrolla sobre las excreciones

azucaradas. Pero el daño principal que causa no es por la succión de savia que

hace de la planta, si no que al alimentarse de esta, es capaz de transmitir una

gran cantidad de virus que pueda tener dentro de su organismo o en su aparato

bucal (Nuez, 2001).

3.3.3.1.2 Paratrioza.

La paratrioza causa dos tipos de daño: directo e indirecto. El primero es cuando

el insecto se alimenta de la planta y succiona sus jugos, y ocasiona,

principalmente, que la planta no se desarrolle y se torne amarilla; el segundo es

como vector de enfermedades (fitoplasmas) (Avilés, 2003)

Kikushima, 2005, los psilidos fueron reportados antes como toxiníferos y

posteriormente como vectores de enfermedades, en 1928 se reportó al psilido

de la papa (B. cockerelli) causando un amarillamiento en papa. Se menciona

que estos tenian la capacidad de secretar una toxina propia capaz de causar

18

un efecto patológico temporal, se menciona que el permanente del tomate es

transmitido por B. cockerelli esta enfermedad de etiología fitoplasmática es la

que más daños causa a la fecha, causando daños anuales de hasta el 45%.

3.3.3.1.3 Pulgones.

M. persicae es la más eficiente y polífaga en la transmisión de virus. Ellos se

alimentan picando y succionando el follaje y yemas terminales de la planta,

numerosas poblaciones al chupar la savia, secretan mielecilla que contamina y

detiene el desarrollo de las yemas terminales. El daño más severo lo causan

por ser transmisores de enfermedades virales, lo que puede ocurrir con bajas

poblaciones. M. persicae es el más importante vector de virus fitopatógenos, se

ha demostrado su capacidad para transmitir más de 100 virus (Inifap, 2001a).

3.4. Minador de la hoja (Liriomyza spp).

3.4.1. Importancia económica.

Liriomyza sativae Blanchard es una especie ampliamente conocida como

plaga secundaria, pero se ha demostrado que se llegan a producir brotes

importantes de la misma plaga por el uso indiscriminado de insecticidas,

especialmente de amplio espectro; de tal forma que, un ataque severo de esta

plaga en un cultivo provoca que las hojas se sequen y se caigan, y por lo tanto

que ocurra una seria defoliación (Trabanino, 1998).

3.4.2. Distribución.

Se encuentra en México, Centroamérica y el Caribe (Bautista, 2006).

3.4.3. Hospederas.

Como hospedantes se reporta a calabacita, chícharo, col, frijol, haba, melón,

papa, pepino, sandía, tomate de cáscara y algunas ornamentales (Bautista,

2006). Otros autores, como Trabanino (1998) cita como cultivos afectados por

19

el minador de la hoja, al tomate, cucurbitáceas, berenjena, chile, papa, frijol,

ajo, repollo, maíz dulce y muchas plantas ornamentales y malezas.

3.4.4. Descripción morfológica:

3.4.4.1. Huevecillos.

Los huevecillos son depositados en las hojas en forma individual tanto en

plantas cultivadas como en silvestres (Pérez, 2000); son ovalados, de color

blanquecino y muy pequeños (Trabanino, 1998).

3.4.4.2. Larva.

Es cilíndrica, ápoda, con ocho segmentos abdominales diferenciales. Mide de 3

a 4 mm; ligeramente curvada, las partes bucales consisten de dos ganchos

negros, curvados y dentados. Los espiráculos protorácicos se presentan como

protuberancias elevadas; también presenta espiráculos en la parte final caudal

adyacente al dorsomeson, cada uno consistiendo de tres proyecciones

terminando en pequeñas aberturas (Pérez, 2007). Las larvas son fáciles de

identificar en campo por el color amarillo o café claro que presentan (Solís y

Ayala, 2006). Llegan a medir de 1 a 3 mm de largo; al estar totalmente

desarrolladas presentan una coloración amarillenta a parda.

3.4.4.3. Pupa.

Es coarctata (pupario) de color amarillo al principio, posteriormente de color

café. Mide de 2 a 3 mm de longitud. Dorsalmente presenta el sifon respiratorio

(Pérez, 2007; Solís y Ayala, 2006).

3.4.4.4. Adulto.

Pequeña mosquita que mide aproximadamente 2 mm de longitud. La parte

ventral es de color amarillento, mientras que el dorso del tórax es color café

obscuro, exceptuando una prolongación de color claro en su parte posterior

20

(Figura 1). Generalmente presentan cinco bandas transversales obscuras en el

dorso del abdomen. Es común también que presenten vibrisias orales y que las

cerdas postverticales estén divergentes (Solís y Ayala, 2006).

Figura 1. Ciclo de vida de

Liriomyza sativae (Carmona, 2006).

3.4.5. Biología y hábitos.

Los huevecillos tardan en eclosionar de dos a cuatro días después de que son

depositados de uno en uno en la lámina de la hoja. Las larvas duran de siete a

10 días; La pupa tarda de 8 a 15 días en emerger, el pupario normalmente se

encuentra en el suelo, pero puede estar dentro de la hoja o en su superficie

(Pérez, 2007).

Bautista y colaboradores (2005) mencionan que la hembra oviposita

individualmente, insertando los huevecillos en la epidermis del tejido, y que

prefieren el haz de la hoja. Después de emerger la larva, comienza a crear una

galería y se alimenta de la savia liberada al separar la epidermis del

parénquima. La mina se extiende a lo largo de la hoja y ésta es sinuosa; las

larvas se pueden observar a contraluz al final de la mina y son amarillo claro.

Cuando la larva ha completado su desarrollo, sale de la mina y se ubica

perpendicular u oblicua al eje de la hoja, pero como no queda pegada a la hoja

la pupa normalmente cae al suelo.

3.4.6. Daños.

Se le considera una plaga de importancia económica por los daños que

ocasionan, entre ellos como vectores de enfermedades, ya que se considera

que las hembras de Liriomyza pueden tener importancia, especialmente en el

21

caso de virus, debido al daño mecánico que hacen con el ovipositor. No se

menciona que puedan ser trasmisores de enfermedades fungosas y

bacterianas, sin embargo, existe un caso documentado de la transferencia de

polivirus por Liriomyza (Torres, 2002). Por su parte, Trabanino (1998) afirma

que los adultos también pueden causar daño al alimentarse, lo que se

manifiesta en punturas sobre la superficie de la hoja, que sirven de entrada a

bacterias y hongos.

En el caso de eliminación de plántulas, a veces se pueden presentar ataques

fuertes de L. sativae en los cultivos en su etapa más joven atacando a los

cotiledones desde los primeros días de germinación (Trabanino, 1998).

En relación a la reducción de rendimiento en los cultivos, se ha demostrado

que los tomates de invernadero pueden tolerar altos niveles de daño por

Liriomyza, sin sufrir pérdidas apreciables en su rendimiento; no obstante,

Liriomyza puede causar pérdidas significativas de rendimiento cuando se

incrementa la actividad minadora en etapas de desarrollo de frutos de tomate

(Torres, 2002).

Trabanino (1998) indica que el daño principal es ocasionado por la larva, la

cual forma minas y galerías al alimentarse (Figura 2) y se desarrolla dentro de

la hoja, siendo las hojas más viejas las que a menudo son atacadas primero;

en ataques severos provoca que las hojas se sequen y se caigan.

Figura 2. Daños por Liriomyza spp en

tomate (fotografía inédita 2012).

Las larvas producen minas continuas en las hojas, las cuales son lineales e

irregulares, de color blanquizco o verdoso, con líneas conspicuas negras

parecidas a hilos de excremento en los lados alternos de la mina (Figura 2).

Las minas individuales son de poca importancia; sin embargo, cuando la

22

población larval es grande pueden ser minadas hojas enteras y las plantas muy

dañadas parecen como si hubiesen sido chamuscadas por fuego. Las hojas

minadas son más susceptibles al daño por viento lo que ocasiona la defoliación

completa del cultivo (Inifap, 2001b).

Las mosquitas hembras hacen diminutas picaduras en el haz de las hojas con

su ovipositor puntiagudo, y se alimentan de la savia en alrededor de ocho de

cada diez de estas picaduras y depositan huevecillos en las otras dos. Los

machos son incapaces de picar las hojas, pero ocasionalmente se alimentan de

las fuentes de alimento disponibles realizadas por la actividad de las hembras.

Estas picaduras causan una apariencia punteada y amarilla a las hojas, las

cuales se observan fácilmente en infestaciones fuertes. Los daños ocasionados

por las larvas y hembras adultas ocasionan problemas secundarios de estrés

de las plantas, pérdida de humedad y quemaduras de los frutos por la falta de

follaje (Pacheco, 1985; Mau y Martín, 1991).

Las minas causadas por las larvas, pueden causar un daño al aspecto del

cultivo, las hojas se secan o incluso se caen prematuramente. Esto último

puede afectar a la cosecha. Las picaduras de alimentación que realizan las

hembras adultas en la hoja, causan un daño al aspecto de la planta. Se

produce un daño indirecto cuando hongos o bacterias contaminan estas

picaduras de alimentación (Koppert, 2014).

3.4.7. Medidas de control.

Numerosos estudios se han enfocado al control químico debido a su alto

potencial de daño. El control con insecticidas es complicado, debido a ciertos

factores biológicos del insecto, entre otros, su rápida movilidad, rápido

desarrollo y el tamaño pequeño de los adultos, así como también un periodo de

pupación en el suelo relativamente largo, alta capacidad reproductiva, etapas

de huevecillo y larva dentro de las hojas; así mismo, al hecho de que la larva

sobrevive en las minas de las hojas, en tanto la hoja no se marchite por

completo (Torres, 2002).

23

Se cita que esta plaga es difícil de controlar una vez que está presente en altas

poblaciones, esto en gran parte por su hábito de minador, que lo protege de las

aspersiones. Cuando más del 20% del área foliar esté afectada según King y

Sauders (1984) se deben iniciar las aplicaciones.

Para poder mantener las poblaciones de la plaga a niveles bajos, es necesario

proteger la fauna benéfica; especialmente cuando se hace control para otros

plagas, ya que los enemigos naturales juegan un papel importante en el control

de las poblaciones de L. sativae. Esta práctica, combinada con el monitoreo

constante, especialmente con trampas amarillas, ayudarán a mantener las

poblaciones a niveles que no causen daño económico (Trabanino, 1998).

En tomate fresco una vez que la población alcance un umbral económico de 20

pupas/charola/día, es necesario utilizar insecticidas para combatir este insecto.

En tomate industrial se utilizan sólo ocasionalmente insecticidas, ya que los

enemigos naturales mantienen a esta plaga bajo control (Torres, 2002).

3.4.7.1. Control Cultural

Cuando los cultivos hospedantes del minador de la hoja no están presentes en

el campo, esta plaga se encuentra en una variedad de plantas, principalmente

maleza de hoja ancha, que le sirven como reservorio. La destrucción de esta

maleza y de los residuos de los cultivos inmediatamente después de la última

cosecha, son medidas de prevención muy importantes para reducir las

poblaciones de este insecto (Garza, 1999).

3.4.7.2. Control Mecánico

3.4.7.2.1 Uso de Trampas

El uso de trampas adhesivas es una técnica para muestrear y reducir la

incidencia de plagas. Se ha observado que el minador de la hoja es muy

atraído por el color blanco, y el uso de tiras de plástico de este color, untadas

24

con una capa muy delgada de grasa automotriz ayuda a capturar grandes

cantidades de adultos de esta plaga (Inifap, 2001b).

3.4.7.3. Control Biológico

Un programa de manejo integrado de plagas que utiliza como principal táctica

la conservación de enemigos naturales, controla exitosamente las poblaciones

del minador de la hoja (Johnson, 1987).

A nivel mundial, se han encontrado varios parasitoides del minador de la hoja,

principalmente de las familias Braconidae, Chalcididae, Eulophidae, y

Pteromalidae; entre los que se encuentran: Opius dissitus Muesebeck, O.

insularis Ashmead, Halticoptera patellana Dalman, H. circulus Walker,

Diglyphus begini Ashmead, D. intermedius Girault, D. isaea, Hermitarsenus

semialbiclavus Girault, Derostenus fullawayi Crawford, Chrysocharis parksi

Crawford, Genaspidium hunter Crawford, Cothonapis pacífica Yoshimoto,

Closterocerus sp., Brachymeria sp., Sympiesis sp., Diaulinopsis callichroma

Crawfod, Neocatolaccus filia Girault, Chrysonotomyia punctiventris Crawford,

Ch. formosa Crawford, Dacnusa sibirica Estos parasitoides atacan a las larvas

del minador de la hoja mientras estas se alimentan del tejido de la hoja (King y

Saunders, 1984; Mau y Martín, 1991; Lynch, 1986).

Las larvas parasitadas eventualmente quedan inmóviles en sus minas,

hinchadas y de color negro mientras el parasitoide se desarrolla internamente

(Figura 8). Las larvas parasitadas que llegan al estado de pupa pueden quedar

dentro o fuera de las hojas y solo se desarrolla una larva de parasitoide por

larva de minador. Las pupas de los parasitoides permanecen en los

remanentes de sus hospedantes, son de color negro brillante y no están

cubiertas de seda. (Mau y Martín, 1991).

3.4.7.4. Control Químico

En los cultivos de chile y jitomate las aplicaciones de insecticidas se deben

iniciar después de los 60 días del trasplante, siempre y cuando el 20 por ciento

25

de las hojas presenten una o más minas con larvas vivas. Antes de este

período la plaga es controlada con la aplicación de 350 gramos de ingrediente

activo por hectárea (gr I. A. /Ha) de Imidacloprid que se realiza a la base de la

planta para el control de insectos vectores de virus; además, con este manejo

se reduce la aplicación de insecticidas para el control de ésta y otras plagas, lo

que permite que los parasitoides del minador de la hoja se establezcan en las

huertas de estos cultivos (Garza, 1999).

El control químico que se recomienda para el minador de la hoja está

sustentado con estudios de efectividad biológica de los insecticidas en campo,

lo que permite aplicar los que tengan el mejor control de la plaga Los idóneos

para su control son abamectina y ciromacyna en dosis de 5.4 y 75 g I.A./ha

respectivamente, los cuales deben ser utilizados en forma alterna para reducir

los riesgos inherentes al desarrollo de la resistencia (Garza, 1999).

La abamectina es una mezcla de avermectinas que controla los estados

larvales del minador, la alimentación y el daño a la planta son mínimos al

inmovilizarlas después de la aplicación; la mortalidad máxima se alcanza entre

los tres y cinco días después. La ciromazyna es un regulador del crecimiento

de los insectos y su actividad se manifiesta al interrumpir la eclosión del huevo,

evitar el proceso de muda de las larvas y provocar la formación de pupas

deformes que no llegan a adulto (Anónimo, 1999).

Ambos productos son compatibles con programas de manejo integrado de

plagas y de manejo de la resistencia a insecticidas, ya que no interfieren con la

actividad de la fauna benéfica y son efectivos contra poblaciones del minador

resistentes a los insecticidas convencionales; sin embargo, tienen poca o nula

efectividad sobre adultos, por lo que solo en caso de que se detecte una alta

actividad de alimentación y oviposición, será necesario aplicar Clorpirifós en

dosis de 750 g I.A./ha. (Inifap 2001b)

26

3.5. Gusano soldado (Spodoptera exigua (Hubner).

3.5.1. Importancia económica.

Este insecto es una plaga económicamente importante en diferentes cultivos de

invernadero y campo, que además demuestra altos niveles de resistencia a la

mayoría de los insecticidas químicos (Brewer y Trumble, 1994).

3.5.2. Distribución.

El gusano soldado, Spodoptera exigua (Hubner) (Lepidoptera: Noctuidae) es

una especie mundialmente distribuida, más comúnmente, en regiones

tropicales y subtropicales, esta especie está ampliamente distribuida en el país;

aunque su periodicidad como plaga es irregular (Bautista 2006)

3.5.3. Hospederas.

En México, el gusano soldado ataca a la mayoría de las plantas cultivadas,

destacando por los daños que ocasiona: el tomate rojo, sorgo, garbanzo, arroz,

chile y algodón, entre otros (Beutelspacher y Balcázar, 1999). Al respecto,

Bautista (2006) menciona como sus hospedantes al cultivo de chile, jitomate,

cebolla, soya, arroz y algodonero; aunque también puede ser voraz defoliador

en maíz.

3.5.4. Descripción morfológica:

3.5.4.1. Huevecillo.

De color verde pálido y de forma esférica; son depositados en el envés de las

hojas en grupos de 80 huevecillos como promedio, quedando cubiertos por un

material algodonoso color blanco (Solís y Ayala, 2006).

27

3.5.4.2. Larva.

De color verde con una franja longitudinal verde más oscura a cada lado del

cuerpo, y con dos manchas negras (una en cada lado) en la región pleural del

segundo segmento torácico. Su cuerpo es liso, no presenta microespinas.

Cuando la larva está completamente desarrollada, mide aproximadamente 2.5

cm de longitud. El centro de los espiráculos es de color blanco (Solís y Ayala,

2006).

3.5.4.3. Pupa.

Es de tipo obtecta, de color café rojizo y se encuentra dentro del suelo (Solís y

Ayala, 2006).

3.5.4.4. Adulto.

Es una palomilla de color café grisáceo, que mide aproximadamente 1.5 cm de

largo y de 3 cm de expansión alar. En el centro de las alas anteriores cerca del

margen costal, posee una manchita casi circular de color pálido; además, las

alas anteriores presentan dos bandas transversales en zig-zag de color pálido.

Las alas posteriores son de color claro con venación oscura (Solís y Ayala,

2006).

Figura 3. Ciclo de vida de Spodoptera exigua (Homoagricola, 2012).

28

3.5.5. Biología y hábitos.

El adulto es de hábitos nocturnos y la hembra deposita los huevecillos en grupo

de 80 o más cubriéndolos con escamas provenientes de la misma hembra.

Esta condición limita la acción de los parasitoides de huevecillos. Al emerger

las larvas inicialmente se alimentan en grupos junto al sitio de emergencia,

para luego dispersarse a medida que se desarrollan. Las larvas recién

emergidas generalmente tejen una “telaraña” alrededor del sitio donde se

alimentan. Los siguientes instares hacen perforaciones irregulares en las hojas.

Las larvas generalmente no se alimentan del fruto hasta el tercer o cuarto

instar, pero en algunos casos, especialmente en las etapas tardías, las larvas

dañan el fruto inmediatamente a su emergencia. La larva pasa por cinco o seis

instares, para posteriormente dejar la planta y pasar al suelo, donde se

transforman en pupa, de la cual emergen los adultos, para repetir el ciclo

(Figura 3), que se completa en aproximadamente en 30 días (Pérez, 2000).

3.5.6. Daños.

La larva se alimenta de follaje y de frutos. El daño del fruto consiste en

mordiscos superficiales que se secan al madurar el fruto. Ocasionalmente las

larvas recién emergidas penetran el fruto y ocasionan un daño similar al

gusano del fruto Heliothis zea. En tomate industrial que tiene un alto contenido

de sólidos, se observan perforaciones profundas secas sin residuos; a

diferencia del daño por gusano del fruto (Heliothis zea) que está acompañado

de residuos fecales y en estado líquido. Esta diferencia radica en que

únicamente la parte anterior de la larva del gusano soldado está dentro del

fruto. Una larva daña más de un fruto. El daño en el follaje es de menor

importancia económica (Pérez, 2000).

Zalom et al. (2007) mencionan que el gusano soldado ataca tanto el follaje

como los frutos de tomate, creando en estos últimos agujeros circulares o

irregulares, solos o en grupos. En frutos para mercado en fresco la presencia

de tales orificios resulta en frutos no aptos para su comercialización.

29

Figura 4. (Fotografía inédita 2012) Figura 5. (Fotografía inédita 2012)

Fruto dañado por el gusano soldado. Larva de Spodoptera spp.

3.5.7. Medidas de Control

Los primeros adultos de gusano soldado se observan a finales de agosto;

pueden presentarse hasta tres generaciones, de las cuales la segunda y

tercera son las más importantes ya que se presentan a mediados de

septiembre y durante la primera quincena de octubre, época en la cual el

cultivo se encuentra en su máxima producción de órganos fructíferos,

posteriormente migra a otros cultivos, principalmente chile, y cebolla (Inifap,

2007).

3.5.7.1. Control Cultural

La adopción de ciertas prácticas culturales es de gran utilidad en la reducción

del impacto de esta plaga. La eliminación de malas hiervas dentro y en los

alrededores de las parcelas y la destrucción inmediata de los residuos del

cultivo después de la cosecha, son las prácticas más importantes. Se ha

observado que las hembras tienen una marcada preferencia por ovipositar en

algunas malezas de hoja ancha, como diferentes especies de quelites

Amaranthus spp. (Mau y Martin, 2007).

30

3.5.7.2. Control Mecánico

3.5.7.2.1. Uso de trampas.

El uso de trampas con cebo alimenticio ayuda a reducir la población de adultos

de Spodoptera exigua. Estas consisten de cualquier recipiente con capacidad

mínima de cuatro litros, a las cuales se les abren unas ventanas rectangulares

de 20 x 15 cm y se les coloca melaza fermentada, la cual sirve como atrayente

alimenticio, capturando hembras y machos de esta plaga y de otras palomillas

de la familia Noctuidae. Para fermentar la melaza se colocan en un recipiente

con capacidad de 200 litros de 140 a 150 litros de melaza, se le agregan de 50

a 60 litros de agua y la cáscara de una piña finamente picada, esta mezcla se

deja en reposo de cuatro a cinco días para después ser utilizada. Cuando se

usan para muestreo se colocan cuatro trampas por hectárea y como medida de

control un mínimo de 20 trampas. Es importante remarcar que por cada hembra

capturada se evita la oviposición de 300 a 600 huevecillos, con lo cual se

reduce la población de larvas y los daños que ocasionan. (Pérez, 2007).

3.5.7.2.2. Uso de feromonas.

El uso de trampas con feromonas sintéticas en dispositivos de lenta liberación,

sirven para atraer machos en el caso de lepidópteros (feromona sexual), con la

finalidad de detectar la presencia temprana y así tomar las medidas de control

oportunas o como método de confusión en el apareamiento, las cuales son

efectivas en el combate de esta plaga cuando se realiza en áreas grandes, de

mas de 50 hectáreas. Al distribuirse en el campo, se evita el apareamiento

normal de los adultos y con ello se interrumpe su reproducción y por lo tanto el

daño en el cultivo. En el caso del gusano soldado se utiliza la trampa de agua,

con sistema de lenta liberación del atrayente (3 a 4 semanas). Esta consiste de

un recipiente, al cual se le coloca agua con jabón y se cuelga con un alambre el

sistema de lenta liberación de la feromona, el cual está disponible en México,

en tiendas especializadas de agroquímicos. Para monitoreo se utilizan de 2 a 3

trampas por cada 10 hectáreas y para control de 10 a 15 trampas por hectárea

(Pérez, 2007).

31

3.5.7.3. Control Biológico

De los enemigos naturales del gusano soldado podemos encontrar

depredadores, parasitoides y patógenos eficaces en el control de esta plaga.

Dentro de los depredadores generalistas, se han observado varias especies

que se alimentan de huevos y larvas; entre los más importantes están la

chinche pirata Orius spp., Chinche ojona Geocoris spp., diferentes especies de

chinches asesinas, catarinitas Hippodamia convergens, diferentes avispas de la

familia Vespidae y la crisopa Chrysoperla carnea, la cual es capaz de depredar

todas las larvas recién emergidas de una masa de huevecillos en un lapso de

24 horas Entre los parasitoides más comunes se han observado avispitas del

género Cotesia y moscas de la familia Tachinidae. Estos enemigos naturales

son muy efectivos en reducir las poblaciones del gusano soldado cuando no se

realizan aplicaciones de insecticidas químicos generalistas, los cuales afectan

sus poblaciones. (Metcalf, 1992).

Con respecto a entomopatógenos, en las evaluaciones del virus de la

poliedrosis nuclear de Autografa californica + Spodoptera sunia, se ha

observado un control excelente sobre larvas de primero a tercer instar del

gusano soldado S. exigua, con mortalidad superior al 90%, en dosis de 1.2 x

1010 cuerpos poliédricos de inclusión por hectárea. Este insecticida biológico

es muy específico para el control de larvas y no afecta a otros organismos, por

lo que es compatible con programas de manejo integrado de plagas. (Inifap,

2007).

También se pueden usar los insecticidas biológicos a base de la bacteria

Bacillus thuringiensis en el control de esta plaga, Por otra parte, se pueden

observar epizootias naturales por el hongo Nomurea rileyi durante el mes de

octubre, cuando prevalecen condiciones de humedad relativa mayor al 70% y

temperaturas menores a 20 C (Inifap, 2007).

32

3.5.7.4. Control Químico

3.5.7.4.1 Muestreos y umbral de aplicación

Las infestaciones del gusano soldado se presentan en manchones, por lo que

es necesario realizar un muestreo cuidadoso para determinar dónde y cómo

controlar. La aplicación de los insecticidas para el control de este insecto debe

realizarse después que las larvas comienzan a dispersarse en la planta, ya que

cuando se encuentran agrupadas por lo general se localizan en el envés de las

hojas lo que dificulta que el insecticida entre en contacto con esta plaga. En

algodonero las aplicaciones deben realizarse cuando se encuentre de 3 a 5%

de cuadros dañados y se observen larvas en los cuadros y bellotas, mientras

que en los cultivos de chile y jitomate al detectar un 5% de plantas infestadas.

(Inifap, 2007)

3.5.7.4.2. Aplicación de insecticidas

Debido a los altos niveles de resistencia que ha desarrollado esta plaga en la

región, causado principalmente por mecanismos no metabólicos, el manejo de

la resistencia y el control de esta plaga con insecticidas convencionales es muy

difícil, por lo que es necesario el uso de productos de diferentes grupos

toxicológicos y de diferente modo de acción, como es el caso de Tebufenozide

(regulador del crecimiento), Hexaflumurón (inhibidor de la quitina), Spinosad

(activador de los receptores nicotínicos de la acetilcolina), Clorfenapyr (impide

la fosforilación oxidativa en las mitocondrias), Methoxyfenozide (simulador de

ecdisona) y Benzoato de emamectina (bloqueador GABA), los cuales

representan una alternativa para el control de esta plaga en dosis de 80, 25,

60, 144, 40 y 10 g I. A./ha, con resultados muy promisorios, además, es

importante mencionar que estos productos pueden ser usados efectivamente

en programas de manejo de la resistencia a insecticidas (MRI) y de manejo

integrado de plagas (MIP), debido a su modo de acción, selectividad y bajo

impacto ambiental. (Inifap, 2007)

33

King y Saunders (1984) indican que para el control de esta plaga es importante

revisar regularmente los cultivos de tomate, principalmente en áreas donde hay

historia de irrupciones, de forma tal que cuando se observen masas de huevos

se deben de aplicar productos entomopatógenos a base de bacterias o virus

para que afecten a las larvas jóvenes desde un principio.

Se sugiere también que a partir de la etapa de fructificación en adelante,

cuando se encuentren un promedio de 0.25 larvas/planta, es necesario utilizar

productos químicos para su control. Los productos pueden ser insecticidas

selectivos a base de Baccillus thuringiensis como el Javelin, o bien un

insecticida de amplio espectro. Para obtener un mejor control es recomendable

aplicar los insecticidas cuando las larvas se encuentran en los primeros

instares (Pérez, 2007).

3.6. Diamidas antranilicas.

La asignación de un modo de acción implica por lo general la identificación de

la proteína responsable del efecto biológico, aunque se pueden agrupar

compuestos cuando comparten efectos fisiológicos característicos y tienen

estructuras químicas relacionadas. En el caso de las diamidas antranilicas,

tienen una acción nerviosa y muscular, ya que actúa sobre los receptores de la

rianodina, esta acción sobre este complejo proteico es responsable de efectos

insecticidas (IRAC, 2011).

En 2009 aparecen en el mercado los primeros insecticidas del grupo de las

Diamidas Antranilicas (modo de acción IRAC 28), este grupo de insecticidas

fue descubierto por DuPont Crop Protection. Estos insecticidas actúan sobre

los receptores de rianodina, actualmente existen 3 materias activas

(Clorantraniliprol, Ciantraniliprol y Flubendiamida) de este grupo con registro en

diversos cultivos (IRAC, 2011).

Previamente al lanzamiento comercial de estos insecticidas se creó el grupo de

trabajo ‘Diamidas, Grupo 28’ en el grupo de IRAC Internacional. Lo forman las

siguientes compañías: Dupont Crop Protection, Syngenta y Bayer Cropscience.

34

Esta acción es un esfuerzo sin precedentes por parte de la industria para la

preservación de un nuevo grupo de acción insecticida, mediante el desarrollo

de acciones de gestión de la resistencia en paralelo a su lanzamiento (IRAC,

2011).

Clorantraniliprol y Ciantraniliprol son dos magníficas herramientas, pertenecen

a una nueva familia de materias activas llamada diamidas antranilicas, en las

que actualmente se está centrando buena parte de la investigación en

insecticidas (Homoagricola 2012).

Las diamidas alteran el funcionamiento de la musculatura del insecto, pero

mientras que otros insecticidas interfieren la transmisión del impulso nervioso al

músculo (actúan fuera de la célula muscular), las diamidas afectan al propio

funcionamiento del músculo (actúan dentro de la célula muscular – Figura 6).

La contracción de cualquier célula muscular (también de las humanas) requiere

que iones de calcio entren al citoplasma por una estructura llamada canal de

calcio (una especie de válvula en la membrana de la célula) Las diamidas se

fijan al canal de calcio de las larvas e impiden que se cierre, lo que provoca la

entrada masiva de calcio al citoplasma (Homoagricola 2012).

Figura 6. Sitio de acción de Cyazypyr. (Dupont, 2012)

El control de las plagas se realiza mediante la activación de los receptores de

la rianodina de los insectos (RyRs), estos receptores desempeñan un papel

crítico en la función muscular, la contracción de las células musculares requiere

de una liberación balanceada del calcio, almacenado en el interior de las

células citoplasmáticas, las diamidas antranilicas se unen a los receptores RyR,

35

produciendo una liberación descontrolada, hasta agotar los reservorios internos

de calcio, evitando la posterior contracción muscular (Vademécum, 2010).

Los insectos tratados con diamidas antranilicas muestran rápidamente los

efectos, en un periodo de 1-3 días, que se manifiestan en in rápido cese de la

alimentación, letargo, regurgitación y parálisis muscular, finalmente induce a la

muerte del insecto. Este grupo de insecticidas, es especialmente potente frente

a larvas neonatas, actuando tan pronto eclosionan los huevecillos (actividad

ovicida-larvicida) muriendo las larvas antes de abandonar completamente los

huevecillos (Vademécum, 2010).

3.7. Cyazypyr™ (DPX-HGW86, cyantraniliprol).

Cyazypyr™ es un insecticida de espectro cruzado(Figura 7), es la segunda

generación de las diamidas antranilicas descubierto por la empresa DuPont, y

actualmente está buscando el registro para su uso en sistemas de manejo de

cultivos agrícolas y otros sistemas de manejo de plagas. Cyazypyr ™ es la

tercera molécula de la clase química diamida para ser comercializado, pero el

primero con una eficacia significativa en el control de plagas tanto masticadores

como chupadores. Muestra un nuevo modo de acción, activando

selectivamente el receptor de rianodina en los músculos de insectos,

provocando la parálisis y la rápida inhibición de la alimentación, afectando a

otras funciones fisiológicas importantes. Gracias al cese rápido de la

alimentación se reduce la capacidad de los vectores, de transmitir

enfermedades virales (DuPont, 2011a).

Figura 7. Molécula de Cyazypyr™

(DPX-HGW86) (DuPont, 2011b).

36

En relación con el control de plagas presenta excelentes características de

protección a los cultivos, Cyazypyr ™ también controla las poblaciones de

insectos que son resistentes a otros insecticidas. Este producto no presenta

resistencia cruzada con otros pesticidas existentes, por lo que es un socio de

gran valor en la rotación en los programas de manejo integrado de plagas. A

demás este producto presenta la característica y beneficio de tener poco o

ningún impacto sobre depredadores y parasitoides, importantes, que

complementan el control de plagas (DuPont, 2011c).

El Ciantraniliprol, puede ser aplicado a través de una variedad de métodos de

aplicación foliar incluyendo también, quimigacion y otros métodos de entrega

de suelo (Drench). Se caracteriza por su espectro cruzado y prologado efecto

residual. Posee actividad sistémica al ser absorbido por vía radicular cuando es

aplicado al suelo y acción tras laminar cuando se aplica al follaje. Como se dijo

antes resulta selectivo frente a artrópodos benéficos como parasitoides y

depredadores. Cuando se aplica en la fase temprana del ciclo de las plagas,

previene el crecimiento de las poblaciones, evitando que lleguen al umbral

económico negativo para el cultivo (DuPont, 2011d).

Las propiedades físico-químicas clave que confieren movimiento sistémico de

Cyazypyr ™ son la solubilidad en agua (15 ppm a 20 º C) y Log Kow (1,9 a pH

4, 1,7 a pH 9). Estos permiten a Cyazypyr ™ ser translocado desde las raíces

hasta el ápice de la planta (Figura 8), esto comienza inmediatamente después

de la aplicación. Conforme la planta crece, las raíces siguen absorbiendo

Cyazypyr ™, proporcionando una protección más prolongada (Dupont, 2009).

Figura 8. Translocación de Cyazypyr ™en la planta (Dupont, 2009).

37

Cyazypyr presenta actividad por contacto aunque resulta más eficaz por

ingestión. Por su gran movilidad y acción traslaminar en la planta, representa

una gran opción en el combate contra insectos chupadores, ya que se mueve

al interior del tejido de la hoja: efecto traslaminar, lo que evita su lavado por

lluvia "rainfastness" y su fotodegradación, permaneciendo activo frente a los

insectos chupadores que se alimentan en el envés de la hoja, Cyazypyr ™ ha

demostrado una excelente eficacia en el control especies de áfidos

importantes, comparables e incluso a veces mejor que los estándares

comerciales (Dupont, 2009; Vademécum, 2010).

3.7.1. Características Físico-Químicas de Cyazypyr TM

El compuesto químico Ciantraniliprol es fabricado en E I DuPont de Nemours &

Co., Inc., DuPont Electronic Products, 1515 Nichols Road, Dayton, OH 45418-

2712, Ciantraniliprol pertenece al grupo químico número 28, Diamidas

antranilicas y tiene las siguientes características:

Cuadro 4. Características químicas de Cyazypyr TM (APVMA, 2008).

NOMBRE COMÚN Cyazypyr TM

NOMBRE CODIFICADO DPX-HGW86

NOMBRE QUÍMICO (IUPAC)

3-Bromo-1-(3-cloro-2-piridil)-4'-ciano-2'-metil-

6'-(metilcarbamoil) pirazole-5-carboxanilida

FORMULA MOLECULAR C19H14BrClN6O2

ESTRUCTURA MOLECULAR

PESO MOLECULAR 473.7

PUREZA MÍNIMA 930 g/kg

GRUPO QUÍMICO (IRAC) Diamidas antranilicas

MODO DE ACCIÓN (IRAC)

Activa los receptores de rianodina del insecto,

agotando las reservas intracelulares de

calcio, seguido de parálisis y más adelante la

muerte del insecto

38

Cuadro 5. Propiedades físico- químicas que constituyen al Ingrediente Actico

(APVMA, 2008).

3.7.2. Toxicología de Cyazypyr TM

Los datos toxicológicos para Cyantraniliprole, consisten principalmente en

estudios de toxicidad realizados en ratas, ratones y perros, es muy amplia y se

considera suficiente para determinar el perfil toxicológico de Cyantraniliprole y

caracterizar el riesgo para los humanos. Se debe tener en cuenta que las

pruebas de toxicidad generalmente usan dosis que son altas en comparación

con las probables exposiciones a humanos. El uso de altas dosis aumenta la

probabilidad de que se identifiquen efectos tóxicos potencialmente

significativos. Los resultados de los efectos adversos en cualquier especie no

indican necesariamente tales efectos se pueden generar en los seres

humanos. Las pruebas de toxicidad también deben indicar los niveles de dosis

ESTADO FISICO Solido

OLOR Sin olor característico

COLOR Polvo de color blanco

PUNTO DE FUSION 217-219 C

PUNTO DE EBULLICION No se observó (se funde a 224 C y se

descompone a 350 C)

DENSIDAD (200C) 1.3835 g/cm

3

pH a 21C 5.61, 1% suspension en agua destilada

SOLUBILIDAD EN AGUA

(A 20°C PARA 98.4% ACTIVO PURO)

14.24 mg/L

(en pH4: 17.43, pH7: 12.33 y pH9: 5.94 mg/L)

En pH 9, ocurre hidrolisis.

PRESION DE VAPOR

(PARA 98.4% ACTIVO PURO)

5.133 10-15

Pa at 20C

1.787 10-14

Pa at 25C

CONSTANTE DE DISOCIACION (PKA) 8.80

INFLAMABILIDAD No flamable

AUTO- INFLAMABILIDAD No es autoflamable

PROPIEDADES EXPLOSIVAS No explosivo

PROPIEDADES OXIDANTES No es un agente oxidante

39

en los que es poco probable que se produzcan los efectos tóxicos específicos

(APVMA, 2008).

Tales niveles de dosis donde no se observan efectos adversos se utilizan

generalmente para desarrollar los límites aceptables para la ingesta diaria o de

otro tipo en las cuales se prevé ningún efecto adverso para la salud de los

seres humanos. La evaluación toxicológica de Cyantraniliprol se realizó como

parte de un estudio de Global Joint Review (GJR) por científicos de United

States Environmental Protection Agency (US EPA), Health Canada Pest

Management Regulatory Agency (PMRA), the United Kingdom Chemicals

Regulation Directorate (CRD), la Agencia Francesa para la Alimentación, Medio

Ambiente, Seguridad y Salud Laboral (ANSES) y the Office of Chemical Safety

(OCS) (APVMA, 2008).

Cuadro 6. Cyazypyr TM perfil toxicológico (DuPont, 2012)

DL50 oral aguda rata >5000 mg/kg

DL50 oral aguda ratón >5000 mg/kg

DL50 dermal aguda >5000 mg/kg

DL50 inhalación aguda >5.2 ml/lt

Irritación cutánea No irrita

Irritación ocular No irrita

Se investigó el metabolismo de cyantraniliprol en Tomate, los residuos totales

en los frutos fueron bajos (<0,01 mg equiv. / Kg). En las hojas después de una

aplicación al suelo también fueron bajos con <0,01 mg equiv. / Kg. Posterior a

un tratamiento foliar con Cyantraniliprol los residuos encontrados en hojas

jóvenes fueron de 0,56 a 4,15 mg / kg (APVMA, 2008).

3.7.3. Cyazypyr TM impacto ambiental.

La degradación de Cyantraniliprol en el suelo aeróbico puede ser clasificada

como fácilmente degradable a ligeramente degradable, su degradación parece

ser más rápido en condiciones anaerobias, mientras que la degradación de

40

Cyantraniliprol en agua, puede ser mucho más rápido en presencia de la luz

solar, pero puede ser limitada por la turbidez del agua. En un estudio, con base

en los peores escenarios, con una dieta del 100% de alimentos contaminados,

se encontró que el riesgo para aves y mamíferos es aceptable, con una DL50

para aves de >2250 mg/kg y de >5000 mg/kg para mamíferos (APVMA, 2008).

Las abejas pueden estar expuestos a los residuos de cyantraniliprol

translocados en el polen y néctar de las flores en las plantas tratadas, así como

al contacto directo con la aspersión o residuos frescos sobre las plantas

tratadas. El examen de la toxicidad oral aguda y de contacto de cyantraniliprol

para las abejas, indica un riesgo aceptable, pero en todas las aplicaciones

probadas con la formulación solución emocionable, hubo impactos temporales

en el comportamiento de las abejas. Los estudios de campo y semi-campo

indicaron que es poco probable que haya efectos sobre las abejas en

aplicaciones realizadas antes de la floración, aunque los residuos pueden

quedar presentes en el polen y néctar. Los resultados demostraron efectos a

corto plazo sobre la mortalidad, el comportamiento y la actividad de vuelo

cuando se asperjo durante el vuelo de las abejas y en floración. En general, no

hubo impacto en colonias o desarrollo de estas (APVMA, 2008).

No se esperan efectos sobre las poblaciones de ácaros no objetivo o arañas

expuestas en el campo, el riesgo para las crisopas también es aceptable. Sin

embargo, hay un riesgo de efectos perjudiciales para avispas parasitoide, el

riesgo para catarinas y estafilínidos es aceptable, en dosis bajas, incluso con

aspersión directa. El riesgo para los microorganismos del suelo a partir de

residuos de cyantraniliprol y sus metabolitos también se encontró aceptable. En

general, los riesgos para las aves, mamíferos, plantas, lombrices y artrópodos,

no objetivo, se encontraron aceptables. Los riesgos que se pueden gestionar a

través de declaraciones en la etiqueta son para las abejas y ciertas especies de

insectos susceptibles, que pueden ser usados en manejo integrado de plagas

(APVMA, 2008).

41

Cuadro 7. Impacto de Cyazypyr en diferentes etapas de desarrollo (H: Huevo;

N: Ninfa; L: Larva y A: Adulto) de organismos benéficos (Dupont, 2009)

Grupo Orden Familia Especie Etapa de

desarrollo

Impacto

Parasitoide Hymenoptera Trichogrammatidae Trichogramma pretiosum A

Trichogramma chilonis H

Trichogramma brassicae A

Aphelinidae Encarsia sophia A

Eretmocerus melanoscutus

A

Aphytis melnus A y H

Aphytis coheni A

Braconidae Aphidius colemani

A

A

Cotesia flavipes A

Encyrtidae Coccidoxenoides

perminutus

A

Eulophidae Hemiptarsenus varicornis A

Predador Acari Phytodeidae Euseius citri A

Coleóptera Coccinelidae Hippodamia convergens A

L

Hippodamia variegata L

Menochilus

sexmaculatus

A

Chilocorus nigritus A y L

Dermáptera Forficulidae Forficula auricularia A

Hemiptera

Lygaeidae Geocoris punctipes A

Anthocoridae Orius insidiosus A y N

Nabidae Nabis kinbergii N

Miridae Deraeocoris brevis A y N

Neuroptera Chrysopidae

Chrysoperla carnea L

Chrysoperla externa A

Hemerobiidae Micromus tasmaniae L

Categoría*

(Mortalidad)

Sin daño Ligeramente Moderadame

nte

Dañino

*Clasificación acordada en el International Organization for Biological

Control (IOBC)

42

3.7.4. Campo de acción de Cyazypyr TM

Cyazypyr ™ (Cyantraniliprol) es el segundo ingrediente activo de la familia de

las diamidas antranilicas, es la primera diamida que proporciona un espectro

cruzado en el control de masticadores y algunos chupador, donde se incluyen

importantes plagas como moscas blancas, pulgones, Trips, Psilidos, minadores

de hojas, picudos, y Lepidópteros (DuPont, 2009).

Cyazypyr ™ basa su efectividad en su acción integral, ya que impacta sobre

múltiples estadios de vida de las plagas - acción ovi-larvicida y neonaticida,

efecto sobre formas inmaduras (larvas o ninfas) y supresión de adultos-; por

otra parte su selectividad para los artrópodos benéficos ayuda a conservar los

enemigos naturales minimizando la perturbación al ecosistema del cultivo; tiene

una prolongada persistencia del control, otorgando una protección entre 10 y

20 días según las plagas y cultivos. Aprovechando esta prolongada

persistencia, es utilizado al comienzo de los ataques, previniendo o demorando

el crecimiento de la población de plagas altamente prolíficas como mosca

blanca, pulgones, Trips o Psilidos, con menor número de aplicaciones (Dupont,

2014).

Las principales plagas sobre las que Cyazypyr TM demuestra control son las

siguientes, Minador de la hoja: Liriomyza sativae, Gusano soldado: Spodoptera

exigua, Gusano cogollero: Spodoptera frugiperda, Mosquita blanca de los

invernaderos: Trialeurodes vaporariorum, Mosquita blanca: Bemisia tabaci

Gennadius y B. argentifolii, Psilido de las solanáceas: Bactericera cockerelli,

Pulgón verde: Myzus persicae, Trips del cogollo: Frankliniella occidentalis,

Gusano del fruto del tomate. Heliothis zea, Falso medidor de la col:

Trichoplusia ni, Gusano del cuerno del jitomate: Manduca quinquemaculata,

Gusano alfiler del jitomate: Keiferia lycopersicella, Pulgón del algodonero y del

melón: Aphis gossypii Glover, gusano bellotero: Heliothis viresces y H

subflexus, Palomilla del tomate: Tuta absoluta, Broca del café: Hyphotenemus

hampei, Trips: Trips tabaci, Palomilla dorso de diamante: Plutella xylostella,

Mariposita blanca de la col: Leptophobia aripa, Gusano importado de la col

43

Artogeia rapae, Gusano del pepino: Diaphania nitidalis, Gusano de la guía,

Diaphania hyalinata, Moscas de la fruta: Anastrepha spp (Dupont, 2014)

Cuadro 8. Comparación de Cyazypyr TM, contra otros insecticidas (Dupont,

2009)

Plaga CyazypyrTM

grupo 28

Imidacloprid

Grupo 4A

Espirotetramat

Grupo 23

Indoxacarp

Grupo 22A

Espinoteram

Grupo 5

Afidos ++ +++ +++ - -

Chicharritas ++ ++ + + -

Psilidos +++ ++ ++ - -

Mosca blanca +++ ++ + - -

Trips ++ ++ - - +++

Escarabajos ++ +++ - - -

Picudos ++ +++ - + -

Mosca de la fruta +++ +++ - + ++

Minadores +++ ++ - ++ ++

Lepidóptera +++ - - +++ +++

Clasificacion*

(% efectividad)

+++ (91-100)

.++ (75-90)

.+ (60-75)

.- (<60)

Designación Excelente bueno moderado pobre

* Clasificación basada en la recopilación de datos de DuPont en múltiples

pruebas de campo 2006-2010

Gracias a la rápida acción de Cyazypyr proporciona un cese rápido en

alimentación de los insectos reduciendo la transmisión de patógenos clave.

Aplicaciones tempranas en el ciclo de cultivo protegen plántulas tiernas de

daño por alimentación y la transmisión de algunas enfermedades por vectores

de plagas. La reducción de estrés biótico mejora establecimiento del cultivo y

obtiene la cosecha tenido un buen comienzo (Dupont, 2014)

3.8. Dureza del agua/ pH, como afectan la efectividad de los agroquímicos.

Los plaguicidas (herbicidas, insecticidas y fungicidas) se asperjan con agua

como vehículo de transporte. Para preservar la integridad de los pesticidas

resulta importante promover un medio estable que no desintegre

estructuralmente los principios activos, evitar que éstos queden retenidos por

44

las cargas de partículas disueltas en el medio dispersante, y/o que ciertas

reacciones químicas los inactiven. El agua constituye un medio agresivo para

los plaguicidas; un producto en su envase original se conserva inalterado por

36 meses, en cambio, una vez disuelto en agua su efectividad se ve

comprometida en horas o días, según las circunstancias (Leiva, 2010a).

3.8.1 Factores que influyen en la calidad del agua

Los factores que influyen en la calidad del agua para mezcla con pesticidas

son 5: a) el pH, una medida de la acidez o alcalinidad; b) la materia orgánica en

suspensión, que provoca fenómenos de adsorción; c) partículas de arcilla

(adsorción); d) la presencia de iones, cationes (calcio, magnesio, hierro y

aluminio) y aniones (sulfatos, carbonatos, etc.); y e) la hidrólisis, el efecto de

rotura de moléculas provocado por la cinética molecular del agua (Leiva,

2010b).

3.8.1.1. Efectos del pH

El agua está constituida por dos iones hidrógeno y uno de oxígeno, se disocia

en ion hidrógeno y oxidrilo, con pesos moleculares de 1 y 17, respectivamente.

La cinética química hace que sustancias disueltas en agua sufran impactos de

distinta magnitud según el ion que prevalezca. La medida de la proporción

relativa entre ambos se denomina pH. La escala tiene un rango entre 0 y 14; un

valor de 7 es la neutralidad, que se interpreta como la misma cantidad de

hidrógeno y oxidrilo. Valores menores a 7 son ácidos (mayor cantidad de

hidrógeno), y mayores alcalinos (mayor cantidad de oxidrilos). En general, el

pH ácido conserva y el alcalino destruye la estructura del pesticida. El pH

neutro no es el mejor valor para que un agua conserve la integridad de los

pesticidas, en la generalidad de los casos un valor ideal se encuentra entre pH

4 y 6 para casi todos los productos. Si nuestra intención es destruir residuos de

plaguicidas debemos subir el pH utilizando soluciones de productos alcalinos

Se entiende por vida media el tiempo para reducir la concentración del activo

en un 50%. Se aprecia como el efecto del pH está influenciado por la molécula

45

del plaguicida; distintos principios activos tienen diferente sensibilidad (Leiva,

2011).

Para describir cualitativamente los efectos del pH, es necesario una medida

cuantitativa de la calidad del agua. Ya que el pH es la inversa del logaritmo de

la concentración de iones hidrógeno (pH= log 1/ [ H+ ]), se sabe que log

10.000=4 y log 1000=3; entonces cuando el pH se reduce en 1 unidad, la

cantidad de oxidrilos es 10 veces menor, para bajar el pH de 8 a 4, la cantidad

de oxidrilos se reduce 10.000 veces (=10x10x10x10),en este caso el medio

tiene 10.000 veces menos probabilidad de colisionar la molécula del plaguicida

con una masa grande (oxidrilo), y por ende se incrementa la probabilidad de su

conservación y eficiencia (Leiva,2011).

El glifosato, tiene una masa de 170 g, o sea, unas 10 veces más grande que el

agua. El Glifosato es extremadamente sensible a la reacción del agua. Una

dosis de glifosato de 1.5 lt/ha mezclado con agua de pH 8 tiene un 20% de

control, ya que hay precipitaciones de CaCO3, utilizando un corrector y bajando

el pH a 5 (unas 1000 veces menos oxidrilos) el control se eleva a 90%.es

necesario entonces inyectar continuamente ácido al sistema ( Ocampo, 2000;

Leiva, 2012).En el caso de los insecticidas, el fosforado Clorpirifós y el

piretroide Cyflutrin, La vida media del fosforado se incrementa sustancialmente

de 1 a 35 días cuando el pH baja de 8 a 7; y el piretroide lo hace desde 1, 20 y

120 días cuando se modifica el pH desde 9, 7 y 4 respectivamente. (Leiva,

2010b).

3.8.1.2 Hidrolisis

La hidrólisis es un proceso químico que produce la descomposición de una

molécula. Este proceso se da de manera natural en la naturaleza; el proceso

reduce la vida media de las moléculas insecticidas. Pueden haber factores

biológicos (enzimas provenientes de bacterias, levaduras) y no biológicos

causantes de la hidrólisis. La ionización es un proceso por el que una

sustancia se convierte en iones o se ioniza; puede ser parte de la hidrólisis

(Dale, 2000).

46

Algunas moléculas insecticidas son más propensas a ser hidrolizadas que

otras. En este caso, durante la formulación se añaden elementos protectores

para mejorar, incrementando la residualidad. En caso de los insecticidas la

hidrólisis es, en parte, es atribuida, al grado de alcalinidad del agua (sobre 7.5

de pH) con la que se preparan los caldos insecticidas (Dale, 2000).

3.8.1.3. Dureza del agua

Se denomina dureza a la concentración de iones de calcio y magnesio (Ca+ y

Mg+) expresada en mg/lt, unidad equivalente a partes por millón (ppm). En la

práctica las aguas duras son las que generan sarro en los recipientes para

hervir agua. Los valores críticos de pH de las aguas duras rondan entre pH 7.5

y 8.2. La mejor forma de determinar dureza es mediante un análisis

fisicoquímico del agua, un agua dura presenta habitualmente valores de pH

próximos a 8 y nunca superiores a 8.5, que indicarían la presencia de sodio.

(Leiva, 2010b).

Aldabe et al. (2004) define la dureza como la concentración de carbonato de

calcio que equivale a la concentración total de todos los cationes multivalentes

en una muestra de agua. La determinación de la dureza es una prueba

analítica que proporciona una medida de la calidad del agua potable para uso

doméstico, industrial o agrícola, las aguas duras son aquellas que requieren

cantidades considerables de jabón para producir espuma y producen

incrustaciones en las tuberías de agua caliente, calentadores, calderas y otras

unidades en las cuales se incrementa la temperatura del agua. Tienen la

propiedad de acumular sarro en las cañerías e inhiben la capacidad del jabón

de hacer espuma: el jabón se precipita, con lo cual hace un lavado deficiente.

Los iones Ca2+ y Mg2+ en el agua reaccionan con el jabón (RSO3-):

Ca2+ + 2RSO3 - → Ca (RSO3)2

Jabón sólido insoluble

El término dureza se usa frecuentemente como un parámetro indicador de la

calidad de las aguas. La dureza de las aguas está relacionado directamente

47

con la concentración de las sales de Ca2+ y de Mg2+, combinado principalmente

con los HCO3 - y CO32- (Wetzel, 1981).

Desde el punto de vista sanitario las aguas duras son tan satisfactorias para el

consumo humano como las aguas blandas, sin embargo, una agua dura

requiere demasiado jabón para la formación de espuma y crea problemas de

lavado, además, deposita lodo e incrustaciones sobre las superficies con las

cuales entra en contacto y en los recipientes, calderas o calentadores en los

cuales es calentada. El valor de la dureza determina la conveniencia para uso

doméstico, agrícola e industrial y la necesidad de un proceso de

ablandamiento. El tipo de ablandamiento y su control dependen de la adecuada

determinación de la magnitud y clase de dureza (Romero, 1999).

Aldabe et al. (2004) afirman que las aguas duras son buenas para la

agricultura, porque los iones Ca2+ y Mg2+

favorecen la fluctuación de los coloides

en el suelo, aumentando la permeabilidad del mismo. Lo anterior es relativo ya

que si este tipo de aguas son aplicadas por aspersión, presentarán constantes

problemas de incrustaciones en forma de depósitos blancos sobre las hojas,

frutos y flores. Estas sales no constituyen un potencial de toxicidad, los

depósitos reducen la calidad comercial de los productos y requieren

tratamientos costosos, por ejemplo, baños ácidos para frutas como peras y

manzanas (Ayers y Westcot, 1987).

Keith, 1967, clasifica el agua por su dureza con base a la concentración de

CaCO3, de la siguiente manera:

Cuadro 9. Clasificación de las aguas por su dureza, con base al CaCO3 (Keith

1967).

Concentración CaCO3 Clasificación

0 - 75 blanda

75 - 150 semidura

150 - 300 dura

> 300 muy dura

48

Al mezclar pesticidas, generalmente organofosforados, con sustancias

alcalinas, como aguas duras, estos reaccionan reduciendo su efectividad, esta

reacción es llamada hidrolisis alcalina y ocurre cuando los pesticidas son

mezclados con aguas alcalinas, con un pH de 7, por tal motivo se dice que las

aspersiones se benefician con un pH de 6 (Winand K. Hock, 2010).

Se ha demostrado recientemente en algunas regiones de estados unidos, que

los depósitos de agua cuentan con la alcalinidad suficiente para causar la

hidrolisis de algunos pesticidas, esto significa que un insecticida puede

empezar su descomposición tan pronto sean agregados al tanque de la

mezcla, esto reduce el control sobre la plaga, debido a que cierta cantidad del

ingrediente activo es descompuesto antes de que llegue a la planta o actué

sobre la plaga, de igual forma si se mantiene la mezcla del pesticida sin

agitación, o dentro del tanque de un día para otro antes de asperjarlo, el 50 % o

más del ingrediente activo es degradado (Winand K. Hock, 2010).

Según Winand K. Hock (2010) los insecticidas son más afectados que lo

fungicidas y herbicidas, los organofosforados y carbamatos se descomponen

más rápido que los hidrocarbonos clorados, por ello muchos fabricantes

informan de la tasa a la cual sus productos son hidrolizados, esta tasa se

expresa con la vida media del producto, o el tiempo que tarda el 50% del

pesticida en hidrolizarse o descomponerse.

La eficiencia de las preparaciones de plaguicidas destinados a diluirse con

agua antes de usarse puede verse seriamente afectada por la dureza del agua

utilizada con este propósito. Por ello en la fabricación de pesticidas utilizados

en la salud pública, se utilizan aguas de diferente dureza (OMS, 1985).

En tanto que el manual de la MOS(1) especifica dos tipos de agua patrón de

342 y 34.2 mg/L de dureza expresada en carbonatos de calcio y una relación

entre Ca/Mg=80/20, la FAO especifica las aguas patrón del consejo

internacional para la colaboración en los análisis de plaguicidas (CIPAC), a

saber aguas patrón de CIPAC A y C, el agua patrón A de CIPAC tiene una

dureza de 20 mg/l expresada en carbonatos de Calcio con una relación Ca/Mg

49

=50/50 y el agua patrón C de CIAPAC , 500 mg/l con una relación entre

Ca/Mg=80/20. Como las aguas patrón especificadas en el manual de la OMS

se han empleado por muchos años sin crear ningún problema en la práctica, el

comité recomendó que se mantengan los dos tipos de agua patrón de 342 y

34.2 mg/l de dureza expresada en carbonatos de calcio y que se incluya en el

manual de especificaciones publicado por la OMS un método para determinar

la dureza del agua (OMS, 1985).

3.8.1.4. Corrección de dureza

Particularmente para Glifosato y el 2-4-D, la dureza del agua les produce una

fuerte inactivación parcial del principio activo, y reduce consecuentemente los

porcentajes de control; notable para aquellas malezas de difícil control (Zacate

grama; Cynodon dactylon, Cola de Zorra; Setaria spp., Cyperus spp.)(Leiva,

2012)

La siguiente fórmula permite cuantificar el proceso de inactivación en la mezcla

de aplicacion:

Inactivación (%)= V (LpH) * Dureza (ppm CaC03) * 47 10-5 / Dosis sal (kg/ha)

Dicha fórmula señala que para reducir la inactivación de algún pesticida

(cuando se trabaja con aguas duras) resulta conveniente reducir el volumen de

aspersión, utilizar aguas de baja dureza total o incrementar las dosis del

pesticida, un valor aceptable de inactivación es 7-10% y en base de un

volumen de 100 lt/ha con equipo terrestre, la calidad del agua como límite de

dureza sería 150 ppm de CaCO3, un menor volumen implica una mayor

concentración de dosis, y por ende una difusión más rápida del plaguicida en el

follaje del cultivo, que finalmente se traduce en una mayor dosis absorbida

(Leiva, 2011).

En aplicaciones agrícolas con aguas duras las sales de calcio y magnesio

actúan como secuestrantes. En consecuencia deben ser neutralizadas, o

eliminadas. Existen dos caminos posibles: eliminar las cargas de los cationes

50

(quelatarlos) o, sacar los iones de la solución o caldo de aspersión. Cada

plaguicida tiene un valor de pH óptimo, para conservar el principio activo; como

promedio se puede considerar un valor de pH=5. El agregado de

coadyuvantes, correctores de pH y/o secuestrantes, debe hacerse previo a la

incorporación de los plaguicidas, ya que por ejemplo un agua de pH 8, cuando

se incorpora Glifosato, el valor baja a 4, a expensas del herbicida. Por eso del

primer paso debe ser corregir el agua. Este trabajo podría realizarse el día

anterior o, en el tiempo que media entre la aspersión del lote y el regreso a

recargar, se debe preparar el caldo de aspersión lo más próximo posible a la

aplicación. El agua es el peor enemigo de los plaguicidas, produce hidrólisis. Si

por cualquier motivo se debe interrumpir una pulverización, se debe acidificar el

caldo residual, utilizando un corrector de pH. (Leiva, 2012).

Existen grupos de coadyuvantes, como el ácido fosfórico y los derivados del

ácido EDTA (etilen diamina tetracético), estos tienen la propiedad de corregir el

agua (efecto buffer), regulando los valores de pH de la solución. Para aguas

duras, resulta necesario secuestrarlos o transformarlos en quelatos (anularles

la carga eléctrica) de manera tal que no puedan reaccionar químicamente con

los plaguicidas. Los herbicidas como glifosato, 2,4-D y Paraquat responden

positiva y significativamente a la corrección de dureza (Leiva, 2011).

51

IV. MATERIALES Y METODOS.

4.1. Ubicación y croquis del sitio experimental.

El sitio experimental, donde se llevó a cabo el proyecto se encuentra ubicado

en el predio del Sr. Jorge Gómez Rodríguez, ubicado en el ejido de Cuautla,

Cuautla Morelos con dirección en calle Cerrada Felipe Carrillo puerto s/n

Colonia Ampliación Héroes de Nacozari C.P.62744 (Se anexa croquis de

localización).

Cuadro 10. Características del insecticida.

Nombre codificado DPX-HGW86 20 SC

Nombre comercial DPX-HGW86 20 SC

Nombre común Cyazypyr

Ingrediente activo Cyantraniliprol

Equivalencia en gr de i.a / Lt. 200 g ia/L

Tipo de plaguicida Insecticida

Formulación SC (Suspensión concentrada Acuosa)

País de origen y procedencia Estados Unidos de América

Cuadro 11. Datos generales del ensayo.

Cultivo Tomate (Lycopersicum esculentum)

Localidad Ejido Cuautla, Cuautla, Morelos

Ciclo del cultivo Primavera

Fecha de inicio 21/Abril/ 2012

Fecha de terminación 19/Mayo/2012

Ubicación Cuautla, Morelos

4.2. Características del agua a utilizar.

Se colectaron 6 tipos de agua con diferente dureza, de estas se seleccionaron

las 3 con mayor concentración de carbonatos de calcio; la de Xalostoc, Morelos

con 513 ppm; la de La Colorada, Puebla con 666.9 ppm y la de Izucar de

52

Matamoros, Puebla con 1,838.25 ppm. Adicionalmente para el experimento se

usó también agua destilada con 0 ppm de dureza y se preparó el agua

estándar o patrón con una dureza de 342 ppm

Se colectaron de 5-10 Lt/muestra, a estas muestras se le determinó la dureza o

el contenido de carbonatos de calcio con la ayuda del Hash Test Kit

Hardeness total, de la empresa el Crisol. La dureza de cada muestra se

realizó en el Laboratorio de Plaguicidas del Departamento de Parasitología

Agrícola de la Universidad Autónoma Chapingo; en este laboratorio también se

elaboró un “agua patrón” con una concentración de 342 ppm de dureza por litro

de solución, expresada en carbonatos de calcio, la cual es un tipo de agua que

se utiliza normalmente para la determinación de la suspensibilidad en las

formulaciones de plaguicidas (Cipac, 1980).

4.3. Determinación de la dureza de aguas colectadas.

Se recolectó agua de riego en diferentes zonas del centro del país, se

seleccionaron las de mayor dureza, las cuales fueron las de la Colorada, Pue.,

con 666.9 ppm de concentración de carbonatos de calcio, Xalostoc, Morelos

con 513 ppm e Izucar de Matamoros, Puebla con 1838.25 ppm.

La dureza de las aguas se determinó en el Laboratorio de Plaguicidas del

Departamento de Parasitología Agrícola de la Universidad Autónoma

Chapingo, bajo la asesoría del M.C. Antonio Segura Miranda, Profesor titular de

la cátedra de Plaguicidas Agrícolas; para ello la concentración de carbonatos

de calcio se determinó con ayuda del Hach Test Kit Hardeness Total, el cual

costa de una solución buffer, una solución indicador y una solución titulante, la

dureza se puede determinar por medio de dos métodos:

Método 1:

1.- Se toman 100 ml de agua de la cual se desconoce la dureza.

2.- Se agregan 2 gotas de la solución buffer.

53

3.- Agregar 4 gotas de la solución indicadora, el agua tomara un color rojo,

recordando que el color rojo significa que el agua contiene carbonatos de

calcio.

4.- Se agrega el titulante gota a gota hasta que el agua cambie de color rojo a

un color violeta, cada gota equivale a un 1 mg de dureza/ Lt de solución.

El método utilizado en el experimento es el siguiente.

Método 2:

1.- Se toma una muestra estándar de agua a la cual se le desea conocer la

dureza y se le agregan 3 gotas de solución buffer.

2.- Se agrega una gota de indicador, el agua se tornara de color rojo.

3.- Se adiciona el titulante hasta que el agua tenga un cambio de color, en este

caso cada gota de solución titulante equivale a 17.1 ppm de dureza/ Lt

solución.

4.4. Preparación del “agua estándar o patrón”.

La preparación del “agua estándar o patrón” se realizó según el manual para

las especificaciones de plaguicidas utilizados en la salud pública, para preparar

5 litros de agua estándar se necesita, 1.52 gramos de cloruro de calcio anhidro

y 0.69 gramos de cloruro de magnesio, se mezclan de la siguiente manera:

1. Se disuelven los reactivos en un litro de agua destilada.

2. Se mezclan bien, hasta obtener una mezcla homogénea.

3. Se afora con agua destilada hasta los 5 litro.

54

Cuadro 12. Datos generales del agua.

Tratamiento (agua) Concentración de carbonatos de

Calcio(mg/lt)

Agua destilada 0 ppm

Agua de la Colorada, Pue. 666.9 ppm

Agua de Izucar de Matamoros, Pue. 1838.25 ppm

Agua de Xalostoc 513 ppm

Agua estándar 342 ppm

Testigo absoluto(agua destilada) 0ppm

4.5. Plaga (s) Objetivo.

Minador de la hoja (Liriomyza sativae) y Gusano Soldado (Spodoptera exigua).

4.6. Parámetros de medición de la efectividad biológica.

Con el fin de estimar las poblaciones de minador de la hoja (Liriomyza sativae)

se evaluaron el número de minas con larvas vivas por hoja y número de larvas

vivas de L. sativae por hoja; así como el número de larvas vivas de gusano

soldado (Spodoptera exigua) por planta.

4.7. Cultivo y variedad.

Cultivo de Tomate (Hib. Seri) tipo Saladette.

4.8. Diseño experimental.

El diseño experimental empleado fue en bloques completamente al azar con

cuatro repeticiones.

Cada unidad experimental fue de 3 surcos, de 1.2 metros entre surcos, por 6

metros de largo, lo que da un área por unidad experimentad de 21.6 m2 y de

55

86.4 m2 por tratamiento, dando un total de 1036.8 m2 por todo el lote

experimental. La parcela útil fue el surco central, eliminando 1.0 m de orilla de

cada lado.

El número de plantas por unidad experimental fue de 45, dando un total de 180

plantas por tratamiento, con una distancia de 40 cm entre ellas (abertura del

plástico acolchado).

4.9. Preparación de la mezclas.

La preparación de la mezcla se hizo por la mañana, el mismo día de la

aplicación, se prepararon 6 litros de mezcla por tratamiento, se usó una misma

dosis de CyazypyrTM para todos los tratamientos, 150 ppm de ingrediente

activo, equivalente a 22.5 ml de producto formulado por 1000 plantas.

Los tratamientos ya mezclados se dejaron reposar a la intemperie, los

tratamiento 1, 3, 5, 7 y 9 se dejaron en el campo por una hora (es decir, que se

prepararon una hora antes de su aplicación), los tratamientos 2, 4, 6, 8 y 10,

reposaron por ocho horas exponiéndolos a la temperatura ambiente (es decir,

se prepararon ocho horas antes de su aplicación), al término del tiempo del

reposo de todos los tratamientos se empezó con la aplicación.

La mezcla de los tratamientos con ocho horas de reposo, se comenzó a las

8:15 de la mañana, para poder empezar a aplicar por la tarde, mientras que los

tratamientos con una hora de reposo, se comenzaron a mezclar a las 11:15 de

la mañana. Se tomó la temperatura de cada uno de los tratamientos,

especialmente los tratamientos con ocho horas de reposo, así como de la

temperatura ambiente, de igual manera se tomó la temperatura del suelo antes

de cada aplicación.

56

Cuadro 13. Temperatura de los tratamientos con 1 hr de reposo antes de la

aplicación.

Tratamientos Temperatura 0c

1 34.5

3 33.6

5 33.7

7 33.8

9 33.3

11 32.0

Temperatura promedio de los tratamientos: 33.48 0c Cuadro 14. Temperatura del suelo y del aire al antes de la aplicación,

tratamientos con 1 hr de reposo.

suelo 26.40c

25.50c

25.90c

Aire 34.4 0c

Temperatura promedio del suelo: 25.93 0c

Cuadro 15. Temperatura de los tratamientos con 8 hrs de reposo antes de la

aplicación.

Tratamientos Temperatura 0c

2 45.1

4 45.0

6 45.8

8 46.0

10 45.4

12 47.2

Temperatura promedio de los tratamientos: 45.750c

57

Cuadro 16. Temperatura del suelo y del aire antes de la aplicación,

tratamientos con 8 hrs de reposo.

suelo 30.7 0c

29.7 0c

27.7 0c

Aire 35.10c

Temperatura promedio del suelo: 29.37 0c

4.10. Tratamientos a evaluar.

Cuadro 17. Tratamientos y dosis evaluados para el control de Gusano Soldado

y Minador de la hoja en el cultivo de tomate en Cuautla, Morelos. 2012.

Mezcla No. de Aplicaciones.

Intervalo entre aplicaciones

1.-Agua destilada + Cyazypyr150 ppm de i.a. /L de mezcla + 1 hr de reposo.

1 ---

2.- Agua destilada + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 8 hr de reposo.

1 ---

3.- Agua de Xalostoc + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 1 hr de reposo.

1 ---

4.- Agua de Xalostoc + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 8 hr de reposo.

1 ---

5.- Agua de Izucar de Matamoros Pue.+ Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 1 hr de reposo.

1 ---

6.- Agua de Izucar de Matamoros Pue.+ Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 8 hr de reposo.

1 ---

7.-Agua de La Colorada + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 1 hr de reposo.

1 ---

8.- Agua de La Colorada + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 8 hr de reposo.

1 ---

9.-Agua estándar + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 1 hr de reposo.

1 ---

10.- Agua estándar + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 8 hr de reposo.

1 ---

11.- Testigo absoluto (Agua destilada)+ 1 hr de reposo.

--- ---

12.- Testigo absoluto (Agua destilada) + 8 hr de reposo.

--- ---

i.a.: Ingrediente activo.

58

Figura 9. Distribución de las unidades experimentales, cada unidad

experimental consta de 6 surcos, de 1.2 m entre surcos por 6 metros de largo.

4.11. Dosis, Momento, Número e Intervalo entre aplicaciones.

Las dosis del insecticida evaluado se citan el Cuadro 17. El momento de la

aplicación fue el 21 de abril de 2012, 7 días después del trasplante. Se hizo

una sola aplicación a la base del tallo de las plántulas, dicha aplicación se hizo

con un equipo de aplicación manual convencional adaptando un aplicador

GunJet de Spraying System, este dispositivo permite un volumen constante

independiente de la presión de operación, ideal para este tipo de aplicaciones.

Se calibró entonces para una aplicación de 30 ml por planta y se determinó el

volumen total por hectárea en base a la densidad de siembra.

4.12. Método de Muestreo y tamaño de muestra.

Se evaluaron dos plagas como se describe a continuación:

El método de muestreo fue visual y se realizó sobre 5 plantas localizadas entre

1 y 5 metros de longitud del surco central de cada unidad experimental

eliminado 1 metro en cada uno de los extremos de surco a muestrear.

Para la evaluación de minador de la hoja (Liriomyza sativae) se revisaron dos

(2) hojas por planta (del estrato medio) en cinco (5) plantas para tener un total

de diez (10) hojas por unidad experimental. Se registraron el número de larvas

de minador vivas y el número de minas por hoja revisada.

Bloque III 2 5 3 4 1 6

11 12 8 10 7 9

Bloque I 3 1 5 6 4 2

7 9 12 11 8 10

Bloque IV 1 4 6 2 5 3

11 8 10 12 7 9

Bloque II 3 6 1 5 4 2

9 11 10 7 12 8

59

Gusano soldado (Spodoptera exigua): Se hizo de manera visual y se realizaron

sobre cinco plantas localizadas entre 1 y 5 metros de longitud del surco central

de cada tratamiento eliminado 1 metro en cada uno de los extremos de surco a

muestrear. La toma de datos se realizó contando las larvas de cualquier instar

vivas, que se encontraba en la planta.

4.13. Frecuencia del muestreo.

Las evaluaciones se hicieron cada 7 días, iniciando con un muestreo antes de

la aplicación y continuando a intervalos de 7 días hasta completar un total de 4

evaluaciones, incluida la previa.

4.14. Análisis estadístico.

A los datos obtenidos de las plagas en las evaluaciones, se les realizaron un

análisis de varianza y a partir de las medias de los datos se realizó

comparaciones de medias ajustadas para cada una de las evaluaciones y

especie plaga motivo de este estudio; lo anterior usando el paquete estadístico

SAS®.

A partir de las medias de los datos se calculó la efectividad biológica de cada

uno de los tratamientos, mediante la fórmula de Abbott, la cual se indica a

continuación:

A - Bi

P. E.= -------------------- (100%)

A

P.E. = % de Efectividad biológica

A= Media del testigo absoluto

Bi = Media del i-esimo tratamiento

60

4.15. Cronograma de actividades. Cuadro 18. Cronograma de actividades.

4.16. Manejo agronómico.

Se hizo una aplicación preventiva de fungicidas (Derosal y Proplant 1ml/Lt) tres

días después del trasplante.

Actividad Fecha– 2012 -

Colecta de “aguas duras”. Primera quincena de

Febrero

Determinación de dureza de aguas colectadas. Segunda quincena de

Febrero

Elaboración de “agua estándar”. Segunda quincena de

Febrero

Trasplante de los tomates. Segunda quincena de

Abril

Aplicación de los tratamientos, 7ddt. Segunda quincena de

Abril

1er evaluación, 7dda – 14 ddt. segunda quincena de Abril

2da evaluación, 14 dda – 21 ddt. Primera quincena de Mayo

3er evaluación, 21 dda – 28 ddt. Primera quincena de Mayo

4ta evaluación, 28 dda - 35 ddt. segunda quincena de

Mayo

61

V. RESULTADOS Y DISCUSION.

5.1. Número de minas totales (Liriomyza sativae).

5.1.1. Agua destilada (0 ppm de carbonatos de calcio).

De acuerdo al análisis realizado, el tratamiento 1 con una hora de reposo antes

de la aplicación y el tratamiento 2, con ocho horas de reposo, correspondientes

a la variable agua destilada, con 0 ppm de concentración de carbonatos de

calcio, muestran un mal control en las dos primeras evaluaciones, siete y

catorce días después de la aplicación, pero la efectividad biológica mejora con

el tiempo, ya que a los 21 días después de la aplicación, el tratamiento 1 tiene

una efectividad del 91 %, siendo este el mayor control mostrado sobre minador

en esta variable agua, mientras que el tratamiento 2 obtuvo un 86.1 %, y a los

28 días de la aplicación, tienen un control del 90 y 87.17% respectivamente.

En el cuadro 19 se puede apreciar, el desarrollo de la efectividad biológica del

tratamiento 1, que a pesar de tener un mal control en las primeras

evaluaciones, este mejora con el tiempo (Figura 10), superando al tratamiento

2, en las últimas dos evaluaciones, 21 días después de la aplicación y 28 días

después de la aplicación.

Cuadro 19. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1y 2

(Agua destilada).

62


y 2.

5.1.2. Agua de Xalostoc (666.9 ppm de carbonatos de calcio).

La variable agua de Xalostoc con 666.9 ppm de dureza, muestra un bajo

control en la primera evaluación, 7 días después de la aplicación, con 64.52 %

de efectividad biológica en el tratamiento 3 con una hora de reposo antes de la

aplicación, y un 77.42% en el tratamiento 4 con 8 horas de reposo, el mejor

control se obtuvo en la tercera evaluación, 21 días después de la aplicación

con un 93.33 % de control y una población de 1.1 minas totales de Liriomyza

sativae, mientras que el tratamiento cuatro tiene un control de 90.85 % con una

población de 1.35 minas totales.

Tanto en el cuadro número 20, como en la Figura 11, se puede apreciar, como

con el tiempo aumenta el control del tratamiento número 3 con una hora de

reposo antes de la aplicación, manteniéndose arriba del 90 % de efectividad

biológica, en la tercera y cuarta evaluación, 21 días después de la aplicación y

28 días después de la aplicación ,respectivamente, teniendo un mejor control

en la tercera evaluación, con un 93.33 % de efectividad, superando al

tratamiento 4 desde la segunda evaluación 14 días después de la aplicación

0.0020.0040.0060.0080.00

100.00

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

7dda

7dda

14dda

14dda

21dda

21dda

28dda

28dda

Trat 1

Testigo 1

Trat 2

Testigo 2

63

Cuadro 20. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3y 4 (agua

de Xalostoc, Morelos).


y 4.


calcio).

En la variable agua de Izucar de Matamoros con 1838.25 ppm de dureza, hay

una diferencia significativa entre los tratamientos 5 con una hora de reposo,

antes de la aplicación y el tratamiento 6, con 8 horas de reposo, que a pesar de

tener el mismo control en la primera evaluación, 7 días después de la

aplicación, ambos con un control del 77.42 % (Cuadro 21), en la segunda

evaluación, 14 días después de la aplicación, el tratamiento 5 muestra una

mejor eficacia con un control del 92.31 %. En la tercera evaluación el

tratamiento 5, tiene un control del 95.45 %, con una población de 0.75 minas

totales de Liriomyza sativae por planta, siendo este el mejor control obtenido en

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

7dda

7dda

14dda

14dda

21dda

21dda

28dda

28dda

Trat 3

Testigo 1

Trat 4

Testigo 2

64

esta variable agua, mientras que el tratamiento 6 obtuvo un 90. 85%, siendo

este el mejor dato obtenido para este tratamiento.

El tratamiento 5 con una hora de reposo antes de la aplicación, aun cuando

obtuvo el mismo control que el tratamiento 6, en la primer evaluación, con un

77.42% de efectividad biológica, en las siguientes evaluaciones se mantuvo un

control arriba del 90%, superando al tratamiento 6, que solo alcanzo el 90.85 %

en la tercera evaluación, bajando otra vez su control para la última evaluación,

28 días después de la aplicación (Figura 12).


(agua de Izucar de Matamoros, Puebla).


y 6.

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00

120.00

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

7dda

7dda

14dda

14dda

21dda

21dda

28dda

28dda

Trat 5

Testigo 1

Trat 6

Testigo 2

65

5.1.4. Agua de La Colorada, Pue. (513 ppm de carbonatos de calcio).

En cuanto al análisis de varianza hay una diferencia entre los tratamientos y los

testigos, como se muestra en el cuadro 22, en la primera evaluación el

tratamiento con una hora de reposo tuvo una efectividad muy baja con solo

19.35%, mientras que el tratamiento con 8 horas de reposo supero el 60% de

control; para la evaluación número 2, los dos tratamientos tuvieron un control

muy parejo, siendo mejor el tratamiento con 8 horas de reposo, con un 78% de

control. La evaluación número 3, presenta el mejor control en los dos

tratamientos, superando el tratamiento siete al tratamiento ocho, con un

90.61%, en la última evaluación el porcentaje de control bajo, pero el

tratamiento 7 con un hora de reposo, volvió a tener mejor resultado que el

tratamiento con 8 horas de reposo, con un 85.56%.


(agua de la Colorada, Puebla).


y 8

.

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

7 dda7 dda 14dda

14dda

21dda

21dda

28dda

28dda

Trat 7

Testigo 1

Trat 8

Testigo 2

66

5.1.5. Agua estándar (342 ppm de carbonatos de calcio).

De acuerdo al cuadro número 23, existe una diferencia significativa entre los

tratamientos.

En las dos primeras evaluaciones se aprecia una gran diferencia en cuanto a

porcentaje de control entre los dos tratamientos, siendo el mejor el tratamiento

nueve con un hora de reposo, con un 75.81% de control en la primera

evaluación y un 86.15% en la segunda evaluación, mientras que el tratamiento

diez con 8 horas de reposo, bajo su control de un 46.05 % en la primera

evaluación, a un 27.5 % en la segunda.

En la penúltima evaluación, la efectividad biológica de los dos tratamientos, con

una hora y ocho horas de reposo, aumentó, el tratamiento 9 sigue siendo mejor

con un 94.85%, superando por mucho el 73.90 % de control del tratamiento

diez, con ocho horas de reposo. En cuarta y última evaluación, el control del

tratamiento 9 bajó, pero sigue siendo el mejor con un 86.94% de efectividad

contra el 83.09 % del tratamiento diez (Figura 14).


(agua estándar).

67


y 10.

5.2. Número de total minas vivas (Liriomyza sativae).

5.2.1. Agua destilada (0 ppm de carbonatos de calcio).

De acuerdo al cuadro número 24, Cyazypyr tiene un control aceptable sobre

minas vivas de Liriomyza sativae, ya que en la primera evaluación, 21 días

después de la aplicación, se obtuvo un control del 80% con el tratamiento 1 y

77.78% con el tratamiento 2, mientras que los testigos tienen hasta 2 larvas

vivas por planta (Cuadro 14), en la última evaluación, 28 días después de la

aplicación, los tratados obtuvieron el mismo porcentaje de efectividad biológica

(Figura 15) con un 95% de control, con una media de 0.1 larvas vivas de

Liriomyza sativae por planta en los dos tratamientos.

Cuadro 24. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1 y 2 (Agua destilada).

0.0010.0020.0030.0040.0050.0060.0070.0080.0090.00

100.00

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

7dda

7dda

14dda

14dda

21dda

21dda

28dda

28dda

Trat 9

Testigo 1

Trat 10

Testigo 2

68


y 2.


El control sobre minas vivas de Liriomyza sativae es aceptable y mejora con el

tiempo, el tratamiento 4, tiene el mejor control en la primera evaluación, 21 días

después de la aplicación, con un 88.89 % de efectividad con una población de

0.1 larvas vivas por planta, mientras que el tratamiento 4 aumenta su

efectividad de un 73.33 % en la primera evaluación, a un 95 % en la última

evaluación 28 días después de la aplicación (Figura 16), superando al

tratamiento 4 en esta evaluación (Cuadro 25).


(agua de Xalostoc, Morelos).

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00

Media (%EB) Media (%EB)

21 dda 21 dda 28 dda 28 dda

Tra1

Testigo 1

Trat 2

Testigo 2

69


y 4.


calcio).

En el cuadro número 26, se ve claramente diferencia entre el tratamiento

número 5 con 1 hora de reposo antes de la aplicación y el tratamiento 6 con 8

horas de reposo, el tratamiento número 5 es mejor en las dos evaluaciones, 21

días después de la aplicación y 28 días después de la aplicación (Figura 17).

El tratamiento cinco superó con un control de 80 % al tratamiento 6 en la

primera evaluación, donde este último obtuvo un 72.22% de efectividad

biología, y lo mismo ocurrió en la segunda evaluación, 28 días después de la

aplicación.


(agua de Izucar de Matamoros, Puebla).

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00



Trat 3

Testigo 1

Trat 4

Testigo 2

70


y 6.

5.2.4. Agua de La Colorada (513 ppm de carbonatos de calcio).

En cuanto al análisis estadístico se puede apreciar diferencia entre los

tratamientos, tal y como se muestra en el cuadro 27. De acuerdo al cuadro 27

se pueden ver 3 grupos estadísticos, en este caso el mejor tratamiento en

cuanto al control de minas vivas de Liriomyza sativae es el tratamiento número

7.

Aparentemente se puede decir que el control los dos tratamientos son iguales,

pero el tratamiento 7 con una hora de reposo es mejor, en la primer evaluación

superó con un 80% de efectividad al tratamiento 8, en la segunda evaluación

28 días después de la aplicación, los dos tratamientos mejoraron en cuanto a

control, siendo mejor el tratamiento 7 con un 90% de control contra un 85% del

tratamiento 8 con ocho horas de reposo (Figura 18).

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00



Trat 5

testigo 1

Trat 6

Testigo 2

71




y 8.


En el cuadro 28 se muestran claramente tres grupos, estadísticamente

hablando, siendo mejor el tratamiento 9 con una hora de reposo.En cuanto a

porcentaje de efectividad biológica los dos tratamientos son muy parecidos,

pero el tratamiento 9 con una hora de reposo presenta mejor control que el

tratamiento 10 con ocho horas de reposo.

En la primera evaluación 21 días después de la aplicación los dos tratamientos

son iguales en cuanto a control, 73.33% para el tratamiento 9 y 72.22% para el

tratamiento 10, siendo mejor el tratamiento 9. En la última evaluación, los

tratamientos mejoraron el porcentaje de control, el tratamiento nueve llego a un

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00



Trat 7

Testigo 1

Trat 8

Testigo

72

95% y el tratamiento diez a un 90%, siendo mejor el tratamiento 9 con una hora

de reposo (Figura 19).


(agua estándar).


y 10.

5.3. Gusano soldado (Spodoptera exigua).

5.3.1 Agua destilada (0 ppm de carbonatos de calcio).

En el cuadro 29, se muestra que los dos tratamientos tuvieron excelente control

sobre gusano soldado (Spodoptera exigua), ya que en ningún tratado

(tratamiento 1 o tratamiento 2), y en ninguna evaluación, hubo presencia de

plaga (Figura 20), mientras que en los testigos, 7 días después de la aplicación

fue donde presentaron mayor presencia de plaga con 3.1 larvas por planta,

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00



Trat 9

Testigo 1

Trat 10

Testigo 2

73

esta población disminuyó con el tiempo, llegando a 0.2 larvas por planta, en la

última evaluación, 28 días después de la aplicación.

Cuadro 29. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1 y 2 (Agua destilada).


y 2.


En cuadro 30, se muestra un buen control sobre gusano soldado (Spodoptera

exigua), no hay mucha diferencia entre los dos tratamientos, los dos

(tratamientos 3 y 4) tienen un control del 100% en la primera evaluación.

La diferencia más significativa es en la segunda evaluación, ya que el

tratamiento 3 alcanzó una efectividad biológica del 81.25 % contra un 100% del

tratamiento 4; sin embargo, en las ultimas evaluaciones, 21 y 28 días después

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00

120.00

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

7dda

7dda

14dda

14dda

21dda

21dda

28dda

28dda

Trat 1

Testigo 1

Trat 2

Testigo 2

74

de la aplicación no hay diferencia alguna, ya que el control fue total sobre

gusano soldado.


(agua de Xalostoc, Morelos).


y 4.


calcio).

Estadísticamente hablando, en el cuadro 31 se aprecia diferencia entre los

tratamientos. En la evaluación número 1, siete días después de la aplicación,

no hay diferencia en cuanto a control, ya que los dos tratamientos tienen un

100% de efectividad. En la segunda evaluación el porcentaje de control baja,

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00

120.00

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

7dda

7dda

14dda

14dda

21dda

21dda

28dda

28dda

Trat 3

Testigo 1

Trat 4

Testigo 2

75

siendo mejor con un 96.75% de control, el tratamiento número 5, con una hora

de reposo, mientras que el tratamiento 6, obtuvo un control muy bajo de 6.06%

En la tercera evaluación 21 días después de la aplicación, el control fue del

100% en ambos tratamientos, para la cuarta y última evaluación 28 días

después de la aplicación el tratamiento 5, con una hora de reposo, se mantuvo

en un 100% de control, mientras el tratamiento 6 con ocho horas de reposo

bajo su efectividad a un 75% (Cuadro 22).


(agua de Izucar de Matamoros. Puebla).


y 6.

5.3.4. Agua de La Colorada (513 ppm de carbonatos de calcio).

Según el cuadro 32, hay diferencia entre los tratamientos, estadísticamente

hablando.En la evaluación número 1, 7 días después de la aplicación, el

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00

120.00

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

7dda

7dda

14dda

14dda

21dda

21dda

28dda

28dda

Trat 5

Testigo 1

Trat 6

Testigo 2

76

tratamiento número 7 no tiene control alguno, mientras que el tratamiento

número 8, con 8 horas de reposo tiene un control del 100%, para la evaluación

número 3 y 4, el control del tratamiento número 7, con una hora de reposo,

aumenta llegando a un 100% de efectividad en ambas evaluaciones, mientras

que el tratamiento ocho mantiene su control del 100% para las dos

evaluaciones (Figura 23).

Para la última evaluación, 28 días después de la aplicación, baja la efectividad

biológica de los dos tratamientos, manteniéndose igual para los dos, con un

75% de control.




y 8.

0.00

20.00

40.00

60.00

80.00

100.00

120.00

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

7dda

7dda

14dda

14dda

21dda

21dda

28dda

28dda

Trat 7

Testigo 1

Trat 8

Testigo 2

77


De acuerdo con el cuadro 33, hay diferencia estadística entre los tratamientos

y los testigos, formándose dos grupos, estadísticamente hablando, en cada

evaluación.

En las cuatro evaluaciones, los dos tratamientos, tanto el tratamiento nueve

con una hora de reposo, como el tratamiento diez con ocho horas de reposo,

obtuvieron un 100% de control contra Gusano Soldado (Figura 24), en cuanto

a los testigos la segunda y tercera evaluación, fue donde hubo más presencia

de plaga.


(Agua estándar).


y 10.

0.0020.0040.0060.0080.00

100.00120.00

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

Me

dia

(%

EB)

7dda

7dda

14dda

14dda

21dda

21dda

28dda

28dda

Trat 9

Testigo 1

Trat 10

Testigo 2

78

VI. CONCLUSIONES.

De acuerdo a los resultados obtenidos y a los objetivos planteados se concluye

que:

1. Para el control de Minador de la hoja (Liriomyza sativae), en cuanto a

número total de minas con larvas vivas, el mejor tratamiento fue la

mezcla de Agua de Izucar de Matamoros, Puebla, con Cyazypyr TM a

una hora de reposo, tratamiento 5, comenzando con un 77 % de control

en la primera evaluación y manteniéndose por arriba del 90% en las

siguientes tres evaluaciones, seguido por la mezcla de agua de

Xalostoc, Morelos, con Cyazypyr TM, a una hora de reposo, esta mezcla

alcanzó su máximo control en la tercera evaluación con un 93.33 % de

efectividad biológica.

2. Cyazypyr TM mezclado con agua destilada, con 0 ppm de dureza y con

agua estándar, 342 ppm de dureza, presentan mejor control sobre

Spodoptera exigua, obteniendo un 100% de control desde la primera

evaluación hasta la cuarta y última evaluación. Siendo estas las mezclas

con aguas de dureza más baja, se muestra que para el control de

gusano soldado, es mejor usar mezclas con aguas dureza por debajo de

los 342 ppm.

3. Al comparar entre si las mezclas, es decir comparando los tratamientos

de una y ocho horas de reposo de cada mezcla, se observa como los

tratamientos con una hora de reposo de las mezclas ya mencionadas,

en este caso los tratamientos 1, 3, 5, 7 y 9 aun cuando en la primera

evaluación obtuvieron un control bajo, este aumenta conforme avanzan

las evaluaciones, alcanzando el mayor control en la tercera evaluación,

superando el 90% de eficiencia, siendo mejores que los tratamientos con

ocho horas de reposo, tratamiento 2, 4, 6, 8 y 10 en las últimas tres

evaluaciones.

79

VII. LITERATURA CONSULTADA.

Alcazar-Esquinas, J.T. 1981. Genetics Resources of Tomatoes and Wild

Relatives. International Board for Plant Genetic Resources, Rome.

Aldabe B., S., P. Aramendía, C. Bonazzola y L. Lacreu. 2004. Química 2:

química en acción. Primera Edición. Ediciones Colihue. Buenos aires,

Argentina. p. 400.

Anónimo, 1999. Vadecum agrícola. IPE. Agroquímicos y Semillas. 1ª Edición.

Edit. Rezza Editores, S.A. León, Guanajuato, México. pp 74-76 y 1081-

1082.

APVMA. 2008. Australian Pesticides and Veterinary Medicines Authority 2008,

Ag MORAG: Manual of Requirements and Guidelines, APVMA,

Canberra.

Avilés G., M. 2003. Comportamiento y Manejo de la Mosquita Blanca Bemisia

argentifolli Bellows & Perring, B. Tabaci Gennadius (Homoptera:

Aleyrodidae). Diagnóstico y Manejo de las Principales Plagas de Tomate

y Chile. Memoria. Fundación Produce Sinaloa A. C.

Ayers, R. S. y D. W. Westcot. 1987. La calidad del agua y su uso en la

agricultura. Estudio FAO Riego y Drenaje 29 Rev. 1. Trad. Al español por

J.F. Alfaro de: Water quality and use in agriculture.

Bautista M. N., O. Morales G. y H. Sanchez A. 2005. Manejo de Plagas. In:

Producción de Jitomate en Invernadero (N. Bautista M. y J. Alvarado L.,

editores). Colegio de Postgraduados. Montecillo, estado de México.144-

146 pp.

Bautista M., N. 2006.Insectos Plaga, una guía ilustrada para su identificación.

Colegio de Postgraduados. Montecillo, Texcoco, Méx. 113 p.

80

Beutlespacher C. R. y M. A. Balcázar. 1999. Lepidoptera. In: Catálogo de

insectos y ácaros plaga de los cultivos agrícolas en México. A. C.

Deloya-López y J. E. Valenzuela-González (editores), pp 83-98.

Sociedad Mexicana de Entomología. Xalapa, Veracruz, México.

Brewer M. J. y J. T. Trumble. 1994. Beet armyworm resistance to fenvalerate

and methomyl: resistance variation and insecticide system. Journal of

Agricultural Entomology. 11: 291-300.

Brown JK, Coats SA, Bedford ID, Markham PG, Bird J and Frohlich DR. 1995.

Characterization and distribution of esterase electromorphs in the

whitefly, Bemisia tabaci (Genn.) (Homoptera: Aleyrodidae). Biochemical

Genetics 33:205-214.

Carmona. 2006. Bioecología y Manejo Integrado de la “mosca minadora de la

hoja”, Liriomyza huidobrensis Blanchard (Diptera: Agromyzidae), en

cultivos de papa del sudeste de Buenos Aires, Ing. Agr. MSc. Dora

Carmona Unidad Integrada Balcarce EEA Balcarce INTA – FCA,

UNMdP

CIPAC. Analysis of techical and formulated pesticides.Vol I. England: Heffecs

printers, Ltd. 1980.

DuPont. 2009. Biological Attributes of DuPont™ Cyazypyr™ (DPX-HGW86,

Cyantraniliprole) New Cross-Spectrum Insecticides: Benevia™, Exirel™

and Verimark™ 1Hector E. Portillo, Juan M. Alvarez, Rachel A.

Cameron, I. Billy Annan, Joseph P. Saienni, Christopher J. Williams,

Paula C. Marçon James D. Barry, Mary P. Koechert, Robert M. Leighty,

Donald G. Clagg and Christopher E. Clark 1 DuPont Crop Protection,

Stine Haskell Research Center, 1090 Elkton Road, Newark, DE 19714,

USA

81

DuPont. 2011a. DuPont ™ Cyazypyr™ (DPX-HGW86, Ciantraniliprol): Un

nuevo insecticida para el manejo de plagas de áfidos y protección de las

plantas. Noviembre 2011

http://esa.confe.esa/esa/2011/webprogram/paper. Consulta enero 2012.

DuPont. 2011b. Movement of Cyazypyr™ (DPX-HGW86, Cyantraniliprole)

formulations in plants after foliar applications and its impact on control of

sucking and chewing insects • James D. Barry, Hector E. Portillo, I. Billy

Annan, Rachel A. Cameron, Donald G. Clagg, Robert F. Dietrich,

Lawrence J. Watson, Mary P. Koechert, Robert M. Leighty, Joseph P.

Saienni, David L. Ryan, James A. McMillan, R. Scott Swain, and

Raymond A. Kaczmarczyk

DuPont. 2011c. DuPont ™ Cyazypyr™ (DPX-HGW86, Ciantraniliprol): un

insecticida de espectro cruzado para el control de las principales plagas

del arroz. Noviembre 2011


DuPont. 2011d. El papel de DuPont ™ Cyazypyr insecticida en el manejo de la

mosca blanca en diferentes cultivos agrícolas. Noviembre 2011


DuPont. 2012. Introducing DuPont™ Verimark™ and Exirel™ New Insect

Control Products for Pest Management and Optimizing Yield in FL Citrus

DuPont Stine-Haskell Research Center, Delaware, USA.

DuPont. 2014. DuPont protección de cultivos. Verimark™ mayor protección

desde el inicio. Mejor resultado final.

http://www.dupont.com.ar/productosyservicios/proteccioncultivos/cultivos

hortalizas/productos/verimarkpolillatomate.html. Consulta octubre 2014

Espinosa Z.C. “Producción de Tomate en Invernadero”. Multiservicios

Agropecuarios y Forestales. Zapata y Asociados. México, 2004.

FAO, 2001 FAO, 2004

http://esa.confe.esa/esa/2011/webprogram/paper



http://www.dupont.com.ar/productosyservicios/proteccioncultivos/cultivoshortalizas/productos/verimarkpolillatomate.html

http://www.dupont.com.ar/productosyservicios/proteccioncultivos/cultivoshortalizas/productos/verimarkpolillatomate.html

82

FAO, 2001 Figueroa F., Paltrinieri G., Rojas L. “Procesamiento de Frutas y

Hortalizas Mediante Métodos Artesanales y de Pequeña Escala”.1ra

edición.

FAO. 2003. www.apps.fao.org. Consulta 25/10/2008.

FAO. 2010. Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la

Agricultura. 2010. División de estadísticas de la FAO. División Agrícola.

www.faostat.org (consulta 2012).

FAOSTAT. 2012. Food and Agriculture Organization of the United Nations.

http://faostat.fao.org/DesktopDefault.aspx?PageID=339&lang=es

FIRA (Fideicomisos Instituidos en Relación con la Agricultura). 2010a.

Oportunidades de negocio en agricultura protegida. Boletín informativo.

Nueva época. Núm. 7. 100 p.

FIRA. 2010b. Oportunidades de negocio en agricultura protegida. Boletín

informativo No. 7: 1-99.

FIRA. 2010c. Panorama Tomate. Información económica. Panorama

Agroalimentario. 26 p.

FR (Financiera Rural). 2008. La producción de hortalizas en

México.http://www.financierarural.gob.mx/informacionsectorrural/Docume

nts/Hortaliza s.pdf. (Consultado: agosto, 2011).

Garza, U. E. 1999. Estudio y manejo integrado de las plagas de chile y jitomate

en el estado de San Luis Potosí. En: Informe 1996-1999. Fundación

Produce de San Luis Potosí, A. C. p. 31.

Guzmán, M. y A. Sánchez. 2000. Sistemas de Explotación y Tecnología de

Producción. En: J. Z. Castellanos y M. Guzmán Palomino (Eds).

http://faostat.fao.org/DesktopDefault.aspx?PageID=339&lang=es

http://www.financierarural.gob.mx/informacionsectorrural/Documents/Hortaliza

http://www.financierarural.gob.mx/informacionsectorrural/Documents/Hortaliza

83

Ingeniería, Manejo y Operación de invernaderos para la Producción

Intensiva de Hortalizas. Instituto de Capacitación para la Productividad

Agrícola, S. C.

Hanssen I., M, Lapidot M. and B. Thoma P.H.J. 2010. Emerging viral diseases

of tomato crops. Molecular Plant-Microbe Interaction. 23: 539-548.

Hernández-Martínez J., R. García-Mata, R. Valdivia-Alcalá y J. M. Omaña-

Silvestre. 2004. Evolución de la competitividad y rentabilidad del cultivo

del tomate rojo (Lycopersicon esculentum l.) en Sinaloa, México.

AGROCIENCIA 38 (4): 431-436.

Homoagricola. 2012. Las diamidas antranilicas (Fenos y Altacor)

http://homoagricola.foroactivo.com. Consulta junio 2012.

Infoagro. 2004. El Cultivo de Tomate.

http://www.infoagro.com/hortalizas/tomate.htm. Consulta junio 2012.

Inifap. 2001a. Manual de plagas y enfermedades del jitomate, tomate de

cáscara y cebolla en el estado de Morelos, Publicación especial No 28,

febrero, 2001

Inifap. 2001b. El minador de la hoja Liriomyza spp. y su manejo en la planicie

huasteca, Folleto técnico No 5, agosto 2001

Inifap. 2007. Gusano Soldado, Spodoptera exigua y su manejo en la planicie

huasteca, Folleto técnico No 15, noviembre, 2007.

Irac. 2011. Diamidas /Grupo 28 Estrategias para la prevención de resistencias

http://www.irac-online.org/teams/cropprotection/diamides.Consulta enero

2012.

Jenkins, J. A. 1948. The origin of the cultivated tomato. Economic Botany 2(4):

379-392.

http://homoagricola.foroactivo.com/

http://www.infoagro.com/hortalizas/tomate.htm

http://www.irac-online.org/teams/cropprotection/

84

SANO SOLDADO

Johnson, M.W. 1987. Parasitization of Liriomyza spp. (Diptera: Agromyzidae)

Infesting Commercial Watermelon Plantings in Hawaii. J. Econ. Entomol.

80 (1): 56-61.

J. P. Jones, J. B. Jones, R. E. Stall, and T. A. Zitter. 2009.

http://apsnet.org/online/common/names/tomato.as Fecha de consulta 21

de Enero de 2012.

Keith T., D. 1967. Ground Water Hidrology. Sixth printing by John Wiley and

sons. Printed in USA. p. 336.

Kikushima Tsukiuda, J., UACH. Departamento Parasitología Agrícola (2005). El

psílido del tomate Bactericera cockerelli (Sulc) (=Paratrioza cockerelli)

una nueva plaga de importancia económica en el norte de Sinaloa.2005.

Chapingo, Méx.: el autor..

King, A. B. y J. L. Saunders. 1984. Las plagas invertebradas de cultivos

anuales alimenticios en América Central. Overseas Development

administration. Turrialba, Costa Rica. pp. 96-97.

Kopper. 2014, Minadores de la hoja, Kopper biological systems, 2014,

http://www.koppert.es/plagas/minadores-de-hojas/ consulta 17/09/2014

Leiva, P.D. 2010a. Concepto de calidad de aplicación. Grupo Protección

Vegetal - INTA, Estación Experimental Agropecuaria Pergamino.

Pergamino(BA).5pg:il.http://www.engormix.com/MAagricultura/cultivostro

picales/articulos/aplicacion-deplaguicidas- t3238/078-p0.htm. Consulta

enero 2012

Leiva, P.D. 2010b. Consideraciones generales sobre calidad de agua para

pulverización agrícola. Grupo Protección Vegetal - INTA, Estación

Experimental Agropecuaria Pergamino. Pergamino (BA). 6 pg: il.

http://www.inta.gov.ar/pergamino/info/documentos/2010/Calidad_Aguas_

http://www.koppert.es/plagas/minadores-de-hojas/

http://www.inta.gov.ar/pergamino/info/documentos/2010/Calidad_Aguas_para_pulverizacion.pdf

85

para_pulverizacion.pdfhttp://www.pregonagropecuario.com.ar/cat.php?txt

=1947.Consulta enero 2012

Leiva, P.D. 2011. Mezcla de tanque y prueba de compatibilidad. Grupo

Protección Vegetal - INTA, Estación Experimental Agropecuaria

Pergamino.Pergamino(BA).1pg:il.http://www.nuevoabcrural.com.ar/verte

xt.php?id=4022http://www.francomanopicardi.com.ar/news/2011/08_Ago

sto/03_15al19/03_agricultura_INTAPergamino_MezcladeTanqueyPrueb

adecompatibilidad.htm.Consulta enero 2012

Leiva. P.D. & Picapietra, P. 2012. Compatibilidad para mezclas de tanque de

tres herbicidas utilizados en barbecho químico. Grupo Protección

Vegetal - INTA, Estación Experimental Agropecuaria Pergamino.

Pergamino (BA). 11 pg.:ihttp://inta.gob.ar/documentos/compatibilidad-

paramezclasdetanquedetresherbicidasutilizadosenbarbechoquimico/http:

//www.pregonagropecuario.com.ar/cat.php?txt=3780http://www.aianba.or

g.ar/pdf/Ensayo-de-mezclas-de-tanque-agosto2012.pdf. Consulta enero

2012

León G., H. M. 2001. Manual para el cultivo de tomate en invernadero.

Gobierno del Estado de Chihuahua.

Linnaeus C. 1753. Species Plantarum. Tomo 1. L. Salvii. Holmiae, Stockholm.

pp. 185-186.

Lynch, J.A. 1986. Distribution of Liriomyza Leafminers and Associated

Hymenopterous Parasites on Watermelon in Hawaii. Department of

Entomology. Honolulu, Hawaii. 5 p.

Mau, R.F.L. y J.L. Martin. 1991. Liriomyza trifolii (Burgess) Celery Leafminer.

Department of Entomology. Honolulu,Hawaii. 4 p.

Mau, R. F. L. y J. L. Martin. 2007. Spodoptera exigua (Hubner). Department of

Entomology. Honolulu, Hawaii. Updated by: J. M. Diez. April 2007.



http://www.pregonagropecuario.com.ar/cat.php?txt=1947

http://www.francomanopicardi.com.ar/news/2011/08_Agosto/03_15al19/03_agricultura_INTAPergamino_MezcladeTanqueyPruebadecompatibilidad.htm



http://inta.gob.ar/documentos/compatibilidad-paramezclasdetanquedetresherbicidasutilizadosenbarbechoquimico/

http://inta.gob.ar/documentos/compatibilidad-paramezclasdetanquedetresherbicidasutilizadosenbarbechoquimico/



86

Metcalf, R. L. y R. A. Metcalf. 1992. Destructive and useful insects, 5th ed.

McGraw-Hill, New York.

Miller P. 1754. The gardeners dictionary, Abridged 4th ed. John and James

Rivington, London, UK.

Muñoz Flores J. del R. (2012). Representante de Desarrollo, Morelos. Dupont

México. Cuautla, Mor.

Müller C. H. 1940. A revision of the genus Lycopersicon. United States Dep.

Agriculture, Misc. Publ. 382: 1-29 +10 pl.

Nieto A. R. y Velasco H. E. “Cultivo de Jitomate en Hidroponía e Invernadero”.

2da edición. Departamento de Fitotecnia Universidad Autónoma de

Chapingo. México, 2006.

Nuez, F. 2001. El cultivo del tomate. Ediciones Mundi-Prensa. Madrid, España.

730 p.

Ocampo R., R. 2000. Calidad del agua para aspersión de herbicidas. Revista

Mexicana de la Ciencia de la Maleza. Universidad Autónoma Chapingo.

Número especial. pp. 57-60.

OMS. 1985. Especificaciones para plaguicidas utilizados en salud pública, 6ª

edición, Ginebra, Organización Mundial de la Salud, 1985, Pág. 306

Pacheco, M.F. 1985. Plagas de los Cultivos Agrícolas en Sonora y Baja

California. 1ª Ed. Edit. CIANO.SARH.INIA. Campo Agrícola Experimental

Valle del Yaqui. Cd. Obregón, Sonora, éxico. p. 222-223.

Peralta, I.E. and D.M. Spooner. 2000. Clasification of wild tomatoes: a review.

Kurtziana 28(1): 45-54.

87

Pérez H. C. 2000. Contribución al conocimiento de las principales plagas

insectiles del tomate (Lycopersicum esculentum Mill). Tesis profesional.

Departamento de Parasitologia Agrícola. Universidad Autonoma

Chapingo. Chapingo Mex.

Perez R. M. 2013. Virus Asociados Al Cultivo De Jitomate En El Estado De

Morelos, Colegio de Postgraduados,

Pérez, P. F., M. Montes de Oca M., J. R. Estévez G. y A. Carnero H. 2007. Una

plaga potencial en los cultivos hortícolas de Canarias: Spodoptera

exigua (Lepidoptera: Noctuidae) Dpto. Protección vegetal. ICIA. La

Laguna. España. 4 p.

Ramírez-Vallejo, P. 2010. Conservación y aprovechamiento de la diversidad de

poblaciones nativas de jitomate. In: Memoria del VI Simposio Nacional

de Horticultura. A. Benavides-Mendoza. (comp.). 8-10 de julio. Saltillo,

Coahuila, México. pp: 116-126.

Robertson, L. D. and J. A. Labate. 2007. Genetic resources of tomato

(Lycoperson esculentum Mill.) and wild relatives. In: Genetic

Improvement of Solanaceous Crops, Volume 2: Tomato. Science

Publishers (ed). Enfield, NH, USA. pp: 25-75.

Romero R., J. A. 1999. Calidad del agua. Alfaomega, México. p. 270.

SAGARPA. 2004 y 2006. Servicio De Información y Estadística Agroalimentaria

y Pesquera. SEDEA. 2007 y 2008. Avance Año Agrícola.

http:/www.queretaro.gob.mx/sedea/Estadisticas/agrícola/PV_2008_RT_E

.pdf

SAGARPA. Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca

y Alimentación.2011. Servicio de Información Agroalimentaria y

Pesquera. www.siap.gob.mx/index

http://www.siap.gob.mx/index

88

Salgado M., L., P. Ramírez V., M. N. Rodríguez G. y F. Utrera Q. 2011. Calidad

externa de acervos genéticos regionales de jitomate nativos de México.

In: Memorias de Resúmenes del XIV Congreso Nacional de la Sociedad

Mexicana de Ciencias Hortícolas. SOMECH, A. C. (ed). 10-14 de abril.

Culiacán, Sinaloa. México. pp: 155.

SIACON-SAGARPA (Sistema de Información Agroalimentaria de Consulta-

Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y

Alimentación). 2009. SIACON 1980-2009.

http://www.siap.gob.mx/index.php?option=com_content&view=article&id

=286:s iacon&catid=62:portada&Itemid=428. (Consultado: junio, 2012).

SIAP, 2009 (Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera) 2009.

Avances de siembras y cosechas por cultivo.

http://www.siap.gob.mx/index.php?option=com_wrapper&view=wrapper&

Itemi d=348. (Consultado: noviembre, 2012).

SIAP, 2012. http://www.siap.sagarpa.gob.mx/ar_comdeagr.html [en linea]

Fecha de consulta 23 de marzo de 2012.

Solís A., J. Fdo. Y J. L. Ayala O. 2006. Manual de prácticas de laboratorio:

“Entomología Agrícola”. Parasitología Agrícola. Universidad Autónoma

Chapingo. Chapingo, Méx.

Torres S.J.A. 2002. Control microbial del gusano alfiler (Keiferia lycopersicella

W.) y del gusano del fruto (Heliothis sp.) en tomate (Lycopersicon

esculentum Mill). Tesis profesional. Departamento de Parasitologia

Agrícola. Universidad Autonoma Chapingo. Chapingo Mex

Trabanino, Rogelio. 1998. Guía para el manejo integrado de plagas

invertebradas en Honduras. Departamento de Protección Vegetal.

Zamorano Academia Press. Escuela Agrícola Panamericana. Zamorano,

Hondura, C. A. 157 p.

http://www.siap.gob.mx/index.php?option=com_content&view=article&id=286:s

http://www.siap.gob.mx/index.php?option=com_content&view=article&id=286:s

http://www.siap.gob.mx/index.php?option=com_wrapper&view=wrapper&Itemi

http://www.siap.gob.mx/index.php?option=com_wrapper&view=wrapper&Itemi

89

Vademécum. 2010. Agroquímicos de México, 2da edición, Tecnoagricola de

México, pp, 51.

Valenzuela E. F. A. 2010, Identificación Y Fluctuación Poblacional Del Minador

De La Hoja Y Sus Parasitoides En Chile Capsicum Annuum L. En El

Norte De Sinaloa, Colegio de Postgraduados. Chapingo, México.

Wetzel, R. 1981. Limnología. Ediciones Omega. Barcelona España. pp. 666.

William E. Dale Phd 2000. Toxicología Insecticidas. Generalidades Y

Propiedades De Los Insecticidas. Versión 02.T01.

http://www.lamolina.edu.pe/profesores/wdale/tox_insect/TOXICOLOG%

C3%8DA%20INSECTICIDAS.%20GENERALIDADES%20Y%20PROPIE

DADES%20DE%20LOS%20INSECTICIDAS.%20VERSI%C3%93N%20

02.T01. %20WILLIA.pdf Consulta enero 2012

Winand K. Hock. Effect of pH on Pesticide Stability and Efficacy. Winand K.

Hock. 2010; Extension Pesticides Specialist. Penn State University

http://psep.cce.cornell.edu/facts-slides-self/facts/gen-peapp-ph.aspx.

Consulta enero, 2012.

Zalom F. G., J. T. Trumble, C. F. Fouche and C. G. Summers. 2007. Pest

management Guidelines: Tomato. University of California - Davis. State

IPM Program. U.S.A.

http://www.lamolina.edu.pe/profesores/wdale/tox_insect/TOXICOLOG%C3%8DA%20INSECTICIDAS.%20GENERALIDADES%20Y%20PROPIEDADES%20DE%20LOS%20INSECTICIDAS.%20VERSI%C3%93N%2002.T01




http://psep.cce.cornell.edu/facts-slides-self/facts/gen-peapp-ph.aspx

Cyazypyr tm mezclado en aguas de diferente dureza para el control de liriomyza sativae y spodoptera...

Science

Transcript of Cyazypyr tm mezclado en aguas de diferente dureza para el control de liriomyza sativae y spodoptera...