DETERMINACIÓN DE LA CARGA PARASITARIA EN …
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1 DETERMINACIÓN DE LA CARGA PARASITARIA EN MUESTRAS FECALES DE OSO ANDINO (Tremarctos ornatus) EN LA REGIÓN OCCIDENTAL DEL PARQUE NACIONAL NATURAL (PNN) CHINGAZA LAURA DANIELA QUINTERO ROMERO PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS CARRERA DE BIOLOGÍA BOGOTÁ D.C. 2019
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DETERMINACIÓN DE LA CARGA PARASITARIA EN MUESTRAS FECALES DE OSO
ANDINO (Tremarctos ornatus) EN LA REGIÓN OCCIDENTAL DEL PARQUE NACIONAL
NATURAL (PNN) CHINGAZA
LAURA DANIELA QUINTERO ROMERO
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE BIOLOGÍA
BOGOTÁ D.C. 2019
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DETERMINACIÓN DE LA CARGA PARASITARIA EN MUESTRAS FECALES DE OSO
ANDINO (Tremarctos ornatus) EN LA REGIÓN OCCIDENTAL DEL PARQUE NACIONAL
NATURAL (PNN) CHINGAZA
LAURA DANIELA QUINTERO ROMERO
____________________________________
Concepción Judith Puerta Bula Ph. D
Decana Facultad de Ciencias
__________________________________
Jorge Hernán Jácome Reyes Ph.D.
Director Carrera de Biología
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DETERMINACIÓN DE LA CARGA PARASITARIA EN MUESTRAS FECALES DE OSO
ANDINO (Tremarctos ornatus) EN LA REGIÓN OCCIDENTAL DEL PARQUE NACIONAL
NATURAL (PNN) CHINGAZA
LAURA DANIELA QUINTERO ROMERO
____________________________________
Angela Parra Romero, Biol.
Directora
____________________________________
Adriana Del Pilar Pulido Villamarin, MSc.
Codirectora
____________________________________
Ivan Mauricio Vela Vargas, Biol.
Codirector
____________________________________
Jairo Pérez Torres, Ph. D
Jurado
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NOTA DE ADVERTENCIA
“La Universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en sus trabajos
de tesis. Sólo velará porque no se publique nada contrario al dogma y a la moral católica y porque
las tesis no contengan ataques personales contra persona alguna, antes bien se vean en ellas el
anhelo de buscar la Verdad y la Justicia”
Artículo 23, Resolución N° 13 de julio de 1946
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Agradecimientos
Quiero agradecerle a:
A mi familia por ser mi apoyo incondicional, a mis padres y mi hermana que son todo para mí y
que gracias a su esfuerzo, compañía, dedicación, consejos y amor me hacen ser quien soy. Por
enseñarme que en la vida todo es posible con esfuerzo y dedicación, gracias por luchar día tras día
para que mis sueños se vayan cumpliendo. A Luna por su compañía y por ser mi ángel guardián. A
Roberto por su cariño y a mis otros ángeles que me protegen desde el cielo.
A Diego por estar en los momentos más difíciles de este proceso, por hacerme mejor persona, por
todo su cariño y respaldo para cumplir nuestros sueños, porque siempre me haces sonreír, gracias
por cruzarte en mi camino.
A Adriana Pulido por ser mi mentora y mi apoyo en esta etapa, que además de ayudarme en cada
paso para la realización de esta tesis, creyó en mí y me brindo su constancia, dedicación y amor a
lo que hace. Le agradezco por sus exigencias y por su comprensión en cada fase que pasamos
juntas.
A Adriana nuevamente y a Rubiela por sus consejos y por permitirme hacer parte de su grupo de
investigación, por su acompañamiento constante y su permanente orientación.
A Angela por permitirme trabajar con el oso, por todos sus consejos y apoyo en campo, por
ayudarme durante este proceso de formación, colocando lo mejor de sí para que todo saliera bien.
A Jairo por su apoyo en mi formación académica durante la carrera y sus enseñanzas como profesor
que hacen querer más la carrera, A Mauricio por su respaldo y enseñanzas en campo.
A las personas que estuvieron en esta etapa y pusieron su granito de arena: Alejandra, Nicolás,
Laura, Paula, Kevin, Richie, Víctor, María Del Mar, Andrea, Omar, David, Juan David y a los
profesores que aportaron en mi formación.
A Parques Nacionales Naturales, en especial a los funcionarios de Chingaza, Julián y Oscar por el
apoyo durante los muestreos.
A todos mil gracias.
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TABLA DE CONTENIDO
1. Introducción ......................................................................................................................10
2. Justificación y planteamiento del problema ......................................................................12
3. Referentes contextuales .....................................................................................................14
3.1 Oso andino u osos de anteojos (Tremarctos ornatus) ...................................................14
3.2 Parásitos Gastrointestinales (PGI)................................................................................18
4. Objetivos: ..........................................................................................................................23
4.1Objetivo general ...........................................................................................................23
4.2Objetivos específicos ....................................................................................................23
5. Metodología ......................................................................................................................24
5.1Consideraciones éticas..................................................................................................24
5.2 Área de estudio.............................................................................................................24
5.3 Fase de campo y Obtención de muestras fecales .........................................................25
5.4 Procesamiento de la muestra .......................................................................................26
5.5 Análisis de datos ..........................................................................................................28
6. Resultados .........................................................................................................................29
7. Discusión ...........................................................................................................................34
8. Conclusiones .....................................................................................................................39
9. Recomendaciones ..............................................................................................................39
10. Bibliografía .......................................................................................................................40
11. Anexos...............................................................................................................................49
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TABLAS
1. Tabla 1 Prevalencia y grado de infestación por PGI en Oso Andino del PNN Chingaza ....30
2. Tabla 2 Medidas morfométricas de la especie Ascaris spp. en muestras de oso andino en
Chingaza............................................................................................................................31
3. Tabla 3 Medidas morfométricas de la especie Baylisascaris spp. en muestras de oso
andino.................................................................................................................................32
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TABLA DE FIGURAS
1. Figura 1. Imágenes de protozoos gastrointestinales reportados en la familia Ursidae, que
incluye Eimeria spp. e Isospora spp. ................................................................................20
2. Figura 2. Ilustraciones de Tremátodos reportados en la familia Ursidae, que incluye
Prouterina sp., Echinostoma sp..........................................................................................21
3. Figura 3. Ilustraciones de Céstodos gastrointestinales (GI) reportados en la familia Ursidae,
que incluye Taenia spp. y Diphyllobothrium spp. ............................................................22
4. Figura 4. Imágenes de Nemátodos intestinales (GI) reportados en la familia Ursidae, que
incluye Ascaris spp., Toxocara canis y Ancylostoma spp. .................................................22
5. Figura 5. Puntos en los que fueron recolectadas las muestras de materia fecal de oso andino
en el PNN Chingaza y su área de amortiguación................................................................25
6. Figura 6. Recolección de muestras fecales en campo durante el monitoreo a áreas
protegidas. .........................................................................................................................26
7. Figura 7. Características macroscópicas de muestras fecales de T. ornatus en estado
silvestre de la parte occidental del PNN Chingaza............................................................29
8. Figura 8. Morfología de estructuras parasitarias halladas en las muestras analizadas (40x).
A. Baylisascaris spp. con dos mórulas B. Baylisascaris spp. con tres mórulas C. Ascaris
spp. D. Trichomonas spp. E. Blastocystis spp. F Trichostrongylus spp. G. Ancylostoma spp.
H. Strongylus spp. I. Ooquiste de coccidia sin identificar J. Trofozoito de protozoo ciliado
K. Fasciola spp. L. Especie indeterminada de Tremátodo M. Huevo de Nematodo no
identificado (20x) N. Trofozoito de protozoo ciliado con medidas O. Especie
indeterminada de Tremátodo.............................................................................................30
9. Figura 9. Medidas morfológicas de parásitos frecuentemente encontradas en las muestras
procesadas de oso andino A. Ascaris spp. B Baylisascaris spp. con dos mórulas y C.
Baylisascaris sp con cuatro mórulas (40X) ......................................................................31
10. Figura 10. Morfología de A. Cryptosporidium spp y B. Microsporidios encontrados en la
materia fecal de oso andino del PNN Chingaza mediante la tinción de Ziehl-Neelsen
modificado (100X) ............................................................................................................32
11. Figura 11. Puntos donde fueron recolectadas las muestras de materia fecal de oso andino
en el PNN Chingaza y su área de amortiguación con sus estructuras parasitarias
asociadas............................................................................................................................33
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Determinación de la carga parasitaria en muestras fecales de oso andino (Tremarctos
ornatus) en la región occidental del Parque Nacional Natural (PNN) Chingaza
Resumen
El oso andino Tremarctos ornatus, también conocido como oso de anteojos, es la única especie de
la familia Ursidae, que habita en Suramérica a lo largo de la Cordillera de los Andes. Para establecer
la presencia de parásitos gastrointestinales (PGI) en osos, se obtuvieron un total de 18 muestras de
materia fecal, colectadas en diferentes puntos del Parque Nacional Natural (PNN) Chingaza, y se
analizaron mediante técnicas coprológicas cualitativas y cuantitativas como la técnica de flotación,
la técnica de sedimentación y la tinción de Ziehl-Neelsen modificada. En promedio, los resultados
mostraron una prevalencia de parasitosis del 83,33% (n=15), de las cuales el 100% presentaba más
de una especie parásita (parasitosis mixtas). Se identificó la presencia de Cryptosporidium spp. en
el 100%, Ascaris spp. en el 55,55%., Baylisascaris spp en el 38,88%, “protozoos” del grupo de
Microsporidios en el 16,66%, Trichostrongylus spp. en el 11,11%, Strongylus spp. en el 16,66% y
Blastocystis spp., ooquistes de Coccidia sin identificar nemátodo, estructuras compatibles con
Fasciola spp. y tremátodo indeterminados cada uno con un 5,55%. Además, se detectó la presencia
protozoos ciliados y flagelados como Trichomonas spp., que posiblemente hacen parte de la
microbiota normal intestinal. La presencia de parásitos como Blastocystis spp., Baylisascaris spp.,
Ascaris spp. y Criptosporidium spp. en osos sugiere una posible rotación de especies parásitas entre
otros hospederos silvestres e incluso el humano.
Palabras claves: oso andino, parásitos gastrointestinales, salud animal.
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1. Introducción
El oso andino Tremarctos ornatus también conocido como oso frontino, oso de anteojos, careto,
mashiramo, osos de las nubes y manaba, es la única especie de la familia Ursidae, que habita en
Suramérica a lo largo de la Cordillera de los Andes (Figueroa, 2012), atravesando cerca de 260,000
km2 por países como Venezuela, Colombia, Ecuador, Perú y Bolivia, donde aproximadamente el
18.5% del rango ocupado por el oso se encuentra legalmente protegido (48.390 km2).
Específicamente en Colombia este rango de protección se encuentra cercano al 17%. El oso se
distribuye en las tres cordilleras y en 22 de los 59 Parques Nacionales Naturales del país (González
et al, 2017), es un área que corresponde principalmente a zonas de bosque andino, subandino y
páramo, de estas, la región andina ocupa el 24.5% de la superficie del país (Etter & Wyngaarden
2000). En Cundinamarca el oso se encuentra en los Parques Nacionales Naturales (PNN) Chingaza
y en Sumapaz, lugares que cuentan con remanentes en buen estado de conservación de coberturas
vegetales. El PNN Chingaza cuenta con 76.600 ha. en la jurisdicción de once municipios; sus
características geográficas, climatológicas y paisajísticas, se extiende a zonas consideradas como
Reserva Forestal Protectora y a espacios sin categorías de manejo especial (Parra, 2011), lo que
convierte al parque en un núcleo a tener en cuenta para la conservación de T. ornatus (Vela et al,
2017). Como se mencionó, a pesar de tener una amplia distribución en Suramérica, su territorio ha
sido fuertemente intervenido por actividades humanas, a tal punto que muchos de sus hábitats
sufren fragmentación (González et al, 2017).
Por otro lado, el oso andino se encuentra incluido en la lista de la unión internacional para la
conservación de la naturaleza (IUCN) y a nivel nacional por la resolución 0192 de 2014 del
Ministerio de Ambiente y Desarrollo Sostenible, se encuentra clasificado como una especie
vulnerable, debido a que diferentes estudios han demostrado que el hábitat del oso se ha reducido
cerca de un 42% en el norte de Suramérica principalmente en países como Colombia, Venezuela y
Ecuador (Kttan et al. 2004). Adicionalmente, esta especie se ha expuesto a las constantes amenazas
como el incremento poblacional de campesinos, la agricultura con cultivos anuales, corredores de
transporte y servicio como carreteras, el cambio climático que genera cambios en el hábitat del oso
(IUCN , 2019), la caza, la ganadería, la minería (Rudas et al. 2007), todo ello llevando a la
fragmentación y pérdida y/o restricción del hábitat (Peyton et al, 1998), generando también
impactos severos en los medios físicos y biológicos, como son las modificaciones en el ciclo del
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agua y los elementos químicos del suelo, además de la temperatura y la erosión (Meffe & Carroll,
1994).
Desde una perspectiva ecológica, los animales silvestres cumplen un papel primordial en el
ecosistema, el oso andino por ejemplo contribuye a la diseminación de semillas en los bosques,
además a nivel biológico muchas especies son conocidas como bioindicadores y otras actúan
directa o indirectamente en la ecología de agentes infecciosos y en ocasiones esta interacción puede
generar impactos (p.ej., eventos de mortalidad, persistencia del agente infeccioso en el ecosistema,
entre otros) intra e interespecífico afectando la salud humana y animal.
Con respecto a los agentes infecciosos, y específicamente a los parásitos, no se conoce el número
de especies que presentan forma de vida parasítica en este hospedero, sin embargo, se ha estimado
que al menos el 50% de las especies que existen en el planeta son parásitos (Price 1980); dado que
estos son agentes causales de enfermedad, tanto en la fauna silvestre, como en hombre y en los
animales domesticados, lo que podría traer consigo un impacto socioeconómico y de salud pública
(Hoberg, 1977). Por lo anterior, es importante, conocer sobre los parásitos que infectan un
hospedero o grupos de hospederos pues representa un indicio para las relaciones tróficas de un
ecosistema, por lo que identificando de qué organismos se alimenta el hospedero y a cuáles sirve
de alimento, se podría completar su ciclo de vida, para lograr poder valorar el riesgo de aparición
de posibles enfermedades (Brooks et al. 2001).
La presencia de parásitos gastrointestinales (PGI), puede causar efectos de potencial amenaza para
las especies dado que ocasionalmente podrían desencadenar extinciones o declinaciones locales
que afectan las tasas de crecimiento, reproducción y provocan reacciones inmunológicas (Azpiri et
al, 2000). Estas afecciones pueden causar a su vez enfermedades infecciosas que generan amenazas
en poblaciones pequeñas de otros animales e incluso al ser humano, ya que estas pueden convertirse
en zoonosis (Woodroffe, 1999). No obstante, existe poca información sobre posibles enfermedades
infecciosas, especialmente las de tipo parasitario, relacionados con el oso andino o de anteojos;
aunque se han reportado algunos PGI que afectan esta especie, como lo son protozoos (Blastocystis
spp., Cryptosporidium spp. y Giardia spp.) y nemátodos (Strongyloides spp. familia Ascarididae
y familia Ancylostomatidae) (Figueroa, 2015).
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2. Planteamiento del problema y justificación
El oso andino habita una alta variabilidad de ecosistemas andinos (García-Rangel, 2012) entre los
que se encuentra el Parque Nacional Natural Chingaza (PNN), el cual tiene una gran importancia
para el país por ser el abastecedor de agua para la ciudad de Bogotá y por poseer una alta diversidad
de mamíferos por unidad de área en todo el país (Andrade et al. 1992, López & Montenegro 1993).
En él, habitan especies tan importantes como el oso de anteojos (Tremarctos ornatus), el venado
cola blanca (Odocoileus goudotii), el churuco y especies de felinos y zorros (Pérez-Torres &
Correa, 1995; Correa & Pérez-Torres, 1996).
EL PNN Chingaza es una de las áreas protegidas, pues hace parte del sistema de conservación
establecido desde el año 1977 con el objetivo de mantener la diversidad biológica, los bienes y
servicios ambientales esenciales para el bienestar humano (PNN, 2009). Sin embargo, existen
riesgos para la conservación del área, tales como asentamientos humanos y actividades productivas
realizadas dentro del parque que generan conflicto para la protección de ecosistemas y especies
vulnerables como el oso andino (Madden 2004). Colombia enfrenta grandes amenazas en la
mayoría de las zonas protegidas, principalmente porque su distribución concuerda con las regiones
de mayor densidad humana y desarrollo económico en el país, restringiendo la distribución del oso
a remanentes de bosques y páramos naturales con ecosistemas en proceso de regeneración
(Rodríguez et al. 2003).
Las zonas intervenidas reducen las áreas de acción de los osos y aumentan la posibilidad de
interacción con poblaciones humanas cercanas (Parra, 2011). Por otro lado, debido a que los
mamíferos del orden Carnívora, al que pertenece el oso, poseen tasas de fecundidad bajas y
requieren amplios rangos de acción para sobrevivir (Weaver et al. 1996), son especies vulnerables
a grandes cambios como la degradación de su hábitat (Payán, 2004). Las zonas intervenidas se
encuentran en el área de amortiguación de Chingaza, que son zonas usadas por el oso, lo cual
conlleva a generar escasez o baja calidad de alimentos por lo que se ve afectada la condición
fisiológica del animal, y resultan en un balance energético negativo perdurable, que puede acarrear
en algunos casos a la muerte por inanición (Ojasti & Dallmeier, 2000).
Por otro lado, la presencia de patógenos también lo hace una especie vulnerable. Se cuenta con
pocas investigaciones del oso andino, especialmente en lo relacionadocon su salud y ecología
intestinal, uno de los aspectos poco estudiados en este mamífero han sido las parasitosis, situación
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que causa una alteración fisiológica y que conduceal hospedero a un procesoinfeccioso (Thomas et
al, 2000). Aunquela mayoría de las infecciones parasitarias gastrointestinales son asintomáticas,
afectando mayormente a los animales jóvenes (Müller et al., 2005), pueden generar cambios
morfológicos como la disminución en la coloración del pelaje y afección del consumo de alimentos
(Suzán et al., 2000), generando ocasionalmente malnutrición que, acompañada de condiciones
climáticas adversas, lesiones o vejez, pueden agravar la enfermedad y en casos extremos mortalidad
en las poblaciones (Ojasti & Dallmeier, 2000).
Debido a que el oso andino se encuentra en la lista de especies vulnerables por la Unión
internacional para la conservación de la Naturaleza (IUCN) y sus estudios son escasos en temáticas
relacionadas con posibles enfermedades crónicas e infecciosas como las parasitarias, ecología e
impacto en la salud. (Luzuriaga, 2014), es necesario un estudio detallado sobre su carga parasitaria.
Por lo anterios, una comprensión y manejo apropiado de la situación coproparasitológica de las
poblaciones de T. ornatus del PNN Chingaza es indispensable para disminuir las amenazas sobre
las poblaciones de úrsidos (Woodroffe 1999). El presente trabajo, es la primera aproximación a los
parásitos gastrointestinales (PGI) en esta especie en ecosistemas de alta montaña en Colombia. Lo
que permitirá, a corto plazo, emprender vigilancia en sistemas naturales mediante muestreo no
invasivo para la caracterización de enfermedades infecciosas que puedan llegar a afectar la salud y
la conducta de algunos organismos en condiciones de vida silvestre.
Pregunta de Investigación
¿Cuáles son los parásitos intestinales presentes en oso andino (Tremarctos ornatus) en el Parque
Nacional Natural (PNN) Chingaza?
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3. Referentes contextuales
3.1 Oso andino u oso de anteojos (Tremarctos ornatus)
En el mundo existen ocho especies de osos, estas se encuentran agrupadas en la familia Ursidae,
las especies agrupadas en esta familia se encuentran distribuidas en casi todo el planeta a excepción
de Oceanía (Vela et al., 2011), esta familia se encuentra compuesta por: El oso panda (Ailuropoda
melanoleuca), el oso bezudo (Melursus ursinus), el oso malayo (Helarctos malayanus), el oso
negro asiático (Ursus thibetanus), el oso pardo (Ursus arctos), el oso polar (Ursus maritimus), el
oso negro americano (Ursus americanus) y el oso andino (Tremarctos ornatus) (González et al,
2017).
No se tiene un consenso sobre la historia evolutiva de la familia Ursidae, sin embargo, estudios
moleculares señalan procesos de especiación al interior de la familia, cuyo primer linaje que
divergió fue el del oso panda, seguido por la rama del oso andino que, a diferencia de las seis
especies restantes de osos, estos se agrupan en la subfamilia Ursinae, que divergió en el Plioceno
debido a un evento de radiación (Goldman et al., 1989; Thenius, 1990; Zhang & Ryder, 1994; Waits
et al., 1999; Yu et al., 2004; Krause et al., 2008).
A nivel filogenético algunos autores consideran que T. ornatus se encuentra agrupado en la
subfamilia Ailuropodinae que es el grupo hermano del resto de especies de oso; sin embargo, otros
discrepan de ello, porque los caracteres cráneo-mandibulares, moleculares y comportamentales de
esta especie plantearon relaciones más fuertes entre el oso panda, lo que los agrupa en un grupo
aparte (Sacco & Valkenburgh, 2004). Por ello el oso negro asiático, el oso polar y el oso negro
americano fueron ubicados dentro de los géneros Selenarctos, Thalarctos y Euarctos (Ewer 1973;
Eisenberg 1981; Zhang & Ryder 1994; Juárez & Varas, 2011).
El oso andino, se encuentra dentro de la subfamilia Tremarctinae en la cual también se encuentran
otras formas fósiles. Es la única subfamilia de osos endémica en el continente americano y
comprende 4 géneros (García-Rangel, 2012) con su clado basal que contiene Plionarctos y
Tremarctos, también conocidos como "osos de anteojos o andinos"; y los que se conocen con el
nombre común de “osos de cara corta", en los que se incluyen los géneros Arctodus y Arctotherium
(McLellan & Reiner 1994, Soibelzon et al. 2005, Soibelzon & Rincón 2007; Del Moral & Lameda,
2011).
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En cuanto a la taxonomía del oso andino, fue descrito y clasificado por primera vez por Frédéric
Cuvier (1825) a partir de un individuo hallado en un puerto chileno. Para el momento fue
considerado como una nueva especie del género Ursus y designando ornatus como su nombre
específico, debido a sus marcas faciales (Mondolfi 1971). Más adelante Gervais (1855) creó el
género Tremarctos, para separar este taxón de otras especies de osos (García-Rangel, 2012)
basándose en diferencias de su función craneal y análisis dental (Mondolfi, 1971), lo que colocó al
oso andino dentro de la subfamilia Tremarctinae (García-Rangel, 2012). Comparados con los
demás úrsidos el oso andino es de tamaño medio, los machos adultos miden entre 1.5 y 2.0 m y
pesan entre 140 y 175 Kg (Mondolfi 1971, Peyton 1980,).
Como características generales, el oso pertenece al orden Carnívora, tiene extremidades anteriores
más largas que las posteriores, camina sobre las plantas de sus manos y pies (plantígrados), su peso
varía entre 60 y 175 kg y llega a medir entre 1,20 y 2,20 m de longitud (Peyton, 1999; García-
Rangel, 2012; Rodríguez-Páez et al. 2016); presenta dimorfismo sexual, por lo que las hembras son
diferentes a los machos, llegando sólo a dos tercios de la talla y el peso de éstos (Vela et al., 2017).
Además, son de cuello corto, orejas redondas pequeñas y premolares reducidos (García-Rangel,
2012), su pelaje es de color negro o café oscuro, con pigmentaciones particulares en la parte del
rostro, usualmente de color blanco; sin embargo, estos pueden variar entre amarillo y café (Arias,
2017). Presentan una coloración blanca característica que se extiende desde el hocico hasta el
pecho, característica fenotípica más distintiva ya que su patrón es altamente polimórfico (García-
Rangel, 2012).
Son considerados osos de cara corta debido a que tienen la mandíbula muy corta con respecto al
cráneo, debido a estas características morfológicas se ha llegado a concluir que la dieta del oso es
principalmente omnívoro y mayormente herbívoro, ya que además de plantas consume proteína
animal, por lo que presenta una estructura mandibular adaptada para imprimir bastante fuerza y
triturar el material vegetal que consume, por lo que en algún momento fue considerado como
especie hermana del oso panda; aunque esta hipótesis fue descartada debido a la historia evolutiva
distintiva de los osos en el continente americano (Stucchi & Figueroa, 2013).
Entre las características morfológicas más distintivas se encuentran: la longitud de los incisivos,
premolar con bordes más romos en comparación con la de los otros úrsidos (Kurten, 1996), la
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presencia de surcos o canales y la ausencia de crestas o puntas en los dientes premolares y molares.
Además, el poco desarrollo de los dientes caninos, son características de animales que consumen
mayormente hojas o frutos de las plantas (Stucchi & Figueroa, 2013).
Se adaptan a una variedad de condiciones ambientales a lo largo de su distribución y rango
altitudinal (Peyton 1999; Sánchez, 2008), cumpliendo con un rol importante en sus ecosistemas
como dispersores de semillas dentro de los bosques, debido a que consumen muchos frutos que
transportan de un bosque a otro (Rivadeira, 2008). A pesar de que se encuentra dentro del grupo de
los carnívoros, T. ornatus posee una dieta principalmente omnívora (Rivadeneira & Canedo, 2008),
basada en frutos carnosos como las uvas camaronas (Macleania rupestris), los cedrillos (Brunellia
colombiana), el mortiño colorado (Hesperomeles goudotiana), las bromelias del género Puya o
Greigia y palmas.
Entre las familias de plantas que consume el oso andino se encuentran: Araceae, Arallaceae,
Arecaceae, Asteraceae, Blechnaceae, Bromeliaceae, Cactaceae, Cyatheaceae, Choranthaceae,
Clusiaceae, Cyclanthaceae, Dicksoniaceae, Heliconiaceae, Malvaceae, Orchidaceae, Lauraceae,
Piperaceae, Poaceae, Simplocaceae y Zingiberaceae (Figueroa & Stucchi, 2009). Debido a los altos
niveles de consumo de frutos por parte de esta especie y a los estudios que han demostrado que el
tracto digestivo del oso no destruye o daña las semillas, esta especie es catalogada como uno de los
mamíferos más importantes que contribuye a la dispersión de semillas en ecosistemas altoandinos
(Janzen & Martin, 1982; Rivadeneira-Canedo, 2001).
Sus hábitos oportunistas, hacen que su dieta sea variada y esté basada en los recursos que encuentra;
las bromelias (Bromeliaceae) y las palmeras (Arecaceae) constituyen su alimento básico, plantas
de las que obtienen su alimento principalmente de tejidos meristemáticos a pesar de que también
considera en su dieta los tallos suculentos, la savia, la corteza e incluso las flores (Ríos-Uzeda et
al, 2009). Además de plantas y algunos frutos, el oso también se alimentan ocasionalmente de
proteína animal dentro de los que incluye: insectos, aves, algunos mamíferos y carroña (Rivadeira,
2008, Figueroa, 2012; Gonzales et al, 2016)). Insectos como abejas, larvas de coleópteros o algunas
lombrices (Suárez, 1985) y mamíferos pequeños, tales como conejos y roedores o mamíferos de
mayor tamaño como venados y eventualmente, ganado (Peyton, 1989).
En relación a su ecología, el oso andino posee comportamientos solitarios, sin embargo, los osos
andinos conforman grupos sociales rudimentarios cuando la disponibilidad de alimentos se
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concentra, ya que varios individuos podrían beneficiarse cuando los recursos son escasos, pero
probablemente significativos; teniendo en cuenta su tamaño y la energía necesaria para sobrevivir
en este tipo de ecosistemas (Parra et al, 2019). Las hembras comienzan su madurez sexual entre los
cuatro y siete años, su época de celo puede durar entre una y dos semanas (Stirling, 1993). El
período de apareamiento dura cerca de una semana, tiempo en el que los osos pueden realizar
múltiples copulaciones (Bracho, 2002). El cortejo en el oso andino involucra juegos y peleas,
generalmente se reportan entre marzo y octubre, que son los meses en el que maduran los frutos y
se tienen mayores precipitaciones. Sin embargo, estos se pueden adaptar a reproducirse en
diferentes épocas del año (Dathe, 1967).
Su distribución se extiende desde Venezuela hasta Bolivia a lo largo de la cordillera, con más de
4600 km de largo y 200 a 650 km de ancho (García-Rangel, 2012), su rango altitudinal se extiende
desde los 200 a los 4750 m sobre el nivel del mar (msn); incluso se reportó que este puede tener
rangos más bajos como ocurre en Perú (Peyton 1998; Rodríguez et al. 2003; Goldstein 2015;). Su
hábitat natural lo constituyen los distintos bosques que conforman los biomas de la montaña andina
desde bosques húmedos hasta bosques secos y zonas de chaparral desértico y espinoso, la Serranía
de la Macarena y la Cordillera Oriental hasta los 4.000 metros de altura (Peyton, 1989; Stirling,
1993; Castellanos, 1996). La extensión del área de distribución del sur es controversial, esto debido
a la falta de datos concluyentes en su rango de distribución, que hace difícil desarrollar planes
precisos para el monitoreo de cambios en las poblaciones de oso andino (Cosse et al, 2014).
En la zona de los Andes, el oso prefiere el bosque andino y el páramo. La cordillera de los andes
se divide en dos: el primer cordón atraviesa Colombia (área de distribución fragmentada del Oso
Andino) llegando hasta la frontera con Panamá (Hershkovitz, 1957; Peyton, 1999), la segunda
bifurcación se extiende hasta el centro-occidente venezolano, donde la especie encuentra su límite
nororiental de distribución en la Sierra de Portuguesa (Mondolfi, 1989; Yerena, 1994; Lameda,
2006), pero también está presente más al norte, en la Sierra de Perijá en los límites políticos de
Colombia y Venezuela (Viloria et al., 1995). En Colombia, se distribuye en el departamento de
Cundinamarca en los municipios de Cabrera, Guatavita, Manta, Machetá, Fómeque, Gachalá,
Gachetá, Ubalá, Gama, Guasca y Junín, de acuerdo con los últimos registros reportados por
Corpoguavio (2009) y por la CAR (2009). Su distribución ha quedado reducida a los complejos de
páramos de Chingaza y Sumapaz (Vela et al., 2017).
18
3.2 Parásitos Gastrointestinales (PGI)
Los parásitos son unas de las principales causas de mortalidad en todas las especies de fauna
silvestre (Azpiri et al, 2000). Las enfermedades causadas por parásitos son consecuencia; entre
otros factores, de los altos índices de perturbación como deforestación y contaminación tienen un
papel fundamental en el metabolismo del individuo, ya que los parásitos juegan un papel clave en
la vida del hospedero (Calonge & Pérez, 2018) pues ejercen presión de selección significativa sobre
ellos (Hart 1990; Zhang et al. 2010). Al restringir la inversión de recursos en su hospedero, los
parásitos afectan su crecimiento, supervivencia o reproducción (Hart 1990; Mooring et al. 2002;
ter Hofstede & Fenton 2005; Zhang et al. 2010).
La mayoría de los parásitos encontrados en la familia Ursidae tienen una preocupación veterinaria
o medica limitada, esto debido a que los osos viven en áreas remotas en las que se tienen pocas
densidades de poblaciones humanas. La presencia de parásitos y la alta carga parasitaria disminuye
la coloración del pelaje e incluso el olor corporal puede modificarse, provocando que sean
rechazados por otros miembros del grupo (Scott, 1988). En la naturaleza, los animales silvestres
habitan extensas áreas, lo que disminuye la probabilidad de ingerir huevos, ooquistes y/o quistes
de parásitos (Darabus et al., 2014); sin embargo, las conductas sociales de un individuo enfermo o
parasitado pueden alterarse de muchas formas respecto de los animales sanos, e influir asimismo
sobre la diversidad biológica (Azpiri et al, 2000).
Es posible determinar la presencia de parásitos en un individuo por medio del examen coprológico,
este brinda información confiable sobre la diversidad parasitaria, es una técnica no invasiva que
permite el estudio de poblaciones de especies que se encuentran protegidas lo que permite una
evaluación del estado de salud (Figueroa, 2015). Permite la identificación de gran parte de los
parásitos ya que la mayoría de estos son localizados en el tracto gastrointestinal por lo que es
posible identificar desde formas adultas hasta huevos embrionados, quistes y larvas, lo que podría
ser una estrategia para emprender vigilancia en sistemas naturales mediante muestreos no invasivos
para caracterizar infecciones parasitarias que fomenten el manejo y la conservación de las
poblaciones de osos andino y de los hábitats en donde se distribuyen.
Se tienen pocos datos sobre endoparásitos de estos mamíferos en vida silvestre. La familia Ursidae
está compuesta principalmente por carnívoros, comprende 5 géneros y 8 especies, el linaje se divide
en dos que comprenden el género Ailuropoda (A. melanoleuca) y la segunda en la que se encuentra:
19
el género Ursus y Melursus (oso perezoso) y el género Tremarctos (oso andino). Hasta ahora se
reportan endoparásitos en 7 de las 8 especies de úrsidos (Samuel et al., 2001).
Dentro de los parásitos que afectan a los osos, se reportan parásitos para Ursus americano, dentro
de los cuales se encuentran parásitos en el digestivo como los céstodos (Diphyllobothrium y
Taenia), tremátodos (Alaria sp) y algunos nemátodos (Ancylostoma, Baylisascaris y Trichinella),
parásitos encontrados en animales de vida libre e “in situ”. Tremátodos como Dicrocoelium
lanceatum, Nanophyetus salmincola y Echinostoma revolutum se han reportado en animales en
vida libre, aunque N. salmincola igualmente fue reportada por Simms et al. (1931), Farrell (1968),
Poelker & Hartwell (1973) en U. americanus en cautiverio.
Otros estudios relacionados con los parásitos en diferentes especies de úrsidos, se encontraron
diferentes tipos; Por ejemplo, en osos negros americanos Ursus americanus se encontraron cuatro
tipos de parásitos: protozoarios, céstodos, acantocéfalos y nemátodos (Crum et al, 1978). También
mencionan la presencia de tremátodos y rickettsias. Por otro lado, en osos grizzli se encontró una
variedad de parásitos dentro de los cuales se encontraron algunos zoonóticos como Trichinella
spiralis (Crum et al, 1978).
En una recopilación de Zhang y colaboradores en el año 2011, sobre los parásitos encontrados en
úrsidos, los osos panda presentaron algunos individuos altamente parasitados con ascáridos y otros
tipos de helmintos (Baylisascaris shroederi, Toxascaris seleactis, Ancylostoma ailuropodae,
Strongyloides sp.) y el parásito más común fue Baylisascaris schroederi (Rogers & Rogers, 1974).
Asimismo, en otros osos como Ursus maritimus se evidenciaron varios nemátodos (Trichinella
spiralis, Hacmonchus contorus, Dochmius ursi, Baylisascaris transfuga) y céstodos
(Diphyllobothirum latum, Bothriocephalus sp.) (Rogers & Rogers,1974).
Finalmente, para osos como Ursus arctos, Helarctos malayanus y Melursus ursinus se reportan
algunos parásitos en común de los grupos de céstodos y los nemátodos (Luzuriaga, 2014; Rogers
& Rogers,1974). Sin embargo, difieren en sus especies (Figura 2.), por lo que se recomienda que
para el diagnóstico y recolecta de muestras se debe implementar guías y protocolos.
3.2.1 Protozoa
Los protozoos son organismos unicelulares eucariotas, que están rodeados por la membrana celular;
este tipo de organismos, han sido caracterizados como endoparásitos (Alcantar, 2008).
20
Las coccidias, pertenecen al phylum Apicomplexa, a la clase Sporozoea, subclase Coccidia y orden
Eucoccidiida. Dentro de los géneros que comprenden esta familia se encuentran: Cryptosporidium
spp., Eimeria spp., Isospora spp., Sarcocystis spp. y Toxoplasma gondii. En osos negros, se
reportan Eimeria albertensis e E. borealis. Por otro lado, en osos pardos los ooquistes de coccidia
encontrados E. ursi e Isospora fonsecai (Yakimoff & Matschoulsky 1940). En U. maritimus se
presentó otros tipos de parásitos como: Eimeria albertensis y Eimeria borealis (Rogers &
Rogers,1974).
Figura 1. Imágenes de protozoos gastrointestinales reportados en la familia Ursidae, que incluye
Eimeria sp., Isospora sp., y Cryptosporidium sp.
En el oso andino (T. ornatus) el protozoo reportado fue Cryptosporidium spp. con una prevalencia
del 14.3%, Blastocystis spp. y Giardia spp. con un porcentaje similar del 3.6% provenientes de Perú
encontrados en las heces de oso de vida silvestre (Figueroa, 2015).
3.2.2 Tremátodos
Son un grupo heterogéneo de gusanos planos (platelmintos) de cuerpo no segmentado; son parásitos
que pueden afectar a diferentes clases de vertebrados e invertebrados, algunos parásitos que hacen
parte de este grupo son: Fasciola spp., Clonorchis spp., Epistorchis spp., Fasciolopsis spp.,
Heterophyes spp., Metagonimus spp., Echinostoma spp., Paragonimus spp y Schistosoma spp.; que
se pueden encontrar principalmente en los conductos biliares o pancreáticos, en el intestino delgado
y en el pulmón (Quiroz, 2002).
Se reportan algunos tremátodos en los Úrsidos, en el oso Selenarctos thibetanus se identificó
Dicrocoelium lanceolatum con una prevalencia del 66,66% (Bromlei, 1965); en osos grizzlis se
Eimeria albertensis Eimeria borealis Eimeria ursi Isospora fonsecai
(Hair & Mahrt, 1970; Levine,
1981; Virginia, 1981)
(Hair & Mahrt, 1970;
Levine, 1981; Virginia,
1981)
(Yakimoff & Matschoulsky,
1935; Levine, 1981; Virginia,
1981)
(Yakimoff & Matschoulsky,
1935; Levine, 1981; Virginia,
1981)
21
encontraron Echinostoma revolutum (Simms et al. 1931, Farrell 1968, Poelker & Hartweel, 1973),
en el oso negro Ursus americanus se reportó Heterobilharzia americana y Pharyngostomoides
procyonis (Forrester, 1992). En U. maritimus se encontró Nanophytus salmicola (Rogers &
Rogers,1974).
Figura 2. Ilustraciones de Tremátodos reportados en la familia Ursidae, que incluye Prouterina
spp., Echinostoma spp., y Paragonimus spp.
Por otro lado, para T. ornatus existe un registro de un trematodo llamado: Paragonimus kellicotti
que fue reportado en Perú (Bracho,2015).
3.2.3 Céstodos
Constituyen un grupo de gusanos planos segmentados del phylum Platyhelminthos, entre los
órdenes que presentan organismos parásitos se encuentran: Pseudophyllidea y Cyclophyllidea:
En el orden Cyclophyllidea de manera general en Ursus americanus y en el oso polar U. maritimus
se encontraron: Taenia. pisiformis, T. krabbei, T. hydatigena, Anacathotaenia olseni (Rogers &
Rogers,1974). T. saginata fue reportada por (Jonkel & Cowan, 1971) en osos negros, al igual que
T. pisiformis (Rausch et al.,1956). En Helarctos malayanus se encontró a Pentorchis arkteios
(Meggitt, 1927).
Mientras del orden Pseudophyllidea, los únicos céstodos han sido del género Diphyllobothrium, el
cual es adquirido por los osos al ingerir pescado con plerocercoides (Rausch 1954).
Diphyllobothrium latum, D. cordiceps y D. cordatum en Arctos middendorffi, osos grizzli y oso
negro (Rogers & Rogers,1974).
Prouterina meeseofti Echinostoma revolutum Paragonimus kellicotti
(Foreyt et al, 1996) (Chantima, et al 2013) (Johannese & Nguyen, 2016)
22
Figura 3. Ilustraciones de Céstodos gastrointestinales (GI) reportados en la familia Ursidae, que
incluye Taenia spp. y Diphyllobothrium spp.
3.3.4 Nemátodos
Es el grupo más numeroso de parásitos, incluye diferentes hospederos que van desde otros animales
hasta incluso el ser humano, a diferencia de los Platelmintos los nemátodos tienen cuerpos
cilíndricos que no son segmentados, presentan cutícula que les sirve como protección (Quiroz,
2002). Dentro de estos se puede encontrar: Ascaris spp., Strongyloides spp., Trichuris spp.,
Trichinella spiralis, Oesophagostomum spp, entre otros. Algunos de los nemátodos reportados en
Ursidos son: Baylisascaris transfuga, B. multipapillata, Uncinaria yukonensis, U. rauschi,
Thelazia californiensis, Gongylonema pulchrum, y Dirofilaria ursi (Rogers & Rogers, 1974).
B. transfuga se ha encontrado en osos negros salvajes en Ontario (Sprent 1950; 1951) también se
encontró en grizzli otros nemátodos como Toxocara canis y T. mystax fueron encontrados en otros
individuos en cautiverio en Alemania (Couturier, 1954). En osos perezosos, se reportan
Ancylostoma braziliense, A. ceylanicum, A. cani y A. malayanum, (Baylis & Daubney 1922). Este
último nemátodo también presente en un oso negro en la India (Lane, 1916).
Ascaris spp. Toxocara canis Ancylostoma spp.
(Figueroa, 2015) https://i.pinimg.com/736x/e5/1c/7d/e51c7dfc
c7b96382ffd82e4214188e10.jpg
(Figueroa, 2015)
Figura 4. Imágenes de nemátodos intestinales (GI) reportados en la familia Ursidae, que incluye
Ascaris spp., Toxocara canis y Ancylostoma spp.
Taenia. pisiformis Taenia hydatigena Diphyllobothrium latum
https://www.sciencedirect.com/topics
/immunology-and-microbiology/taenia-
pisiformis
https://quizlet.com/74082847/taenia-
hydatigena-flash-cards/
(Santos & Faro, 2005)
23
En efecto se tiene poca información sobre la aparición de parásitos en los osos andinos. En
ejemplares en cautiverio, los parásitos internos reportados para esta especie más comunes fueron
nemátodos como Ascaridios (Wolff, 1989) Toxocara canis y Baylisascaris transfuga (Schaul,
2006). En otro estudio realizado por Luzuriaga en el año 2014 en Ecuador se identificaron algunos
parásitos asociados a este Úrsido, entre estos se encontraron: Ancylostoma, Ascaris, Entamoeba
spp. y algunas coccidias (Luzuriaga, 2014) que también fueron reportadas en un individuo en el
estudio de Wolff, 1989. En osos de vida silvestre, Goldstein (1989) encontró nemátodos de la
subfamilia Strongyloidea con una prevalencia del 25% en Venezuela y Figueroa en el año 2015 en
Perú, reporta tres nemátodos dentro de los que encontró Strongyloides spp. con una prevalencia del
25%, una especie indeterminada de Ascaridae (Baylisascaris spp. o Toxocara spp.) en un 21.4% y
una especie indeterminada de Ancylotomatidae (Ancylostoma spp. o Uncinaria spp.) con 10,7%.
4. Objetivo
4.1 Objetivo general
Determinar la presencia de parásitos gastrointestinales en osos andinos silvestres (Tremarctos
ornatus) del Parque Nacional Natural Chingaza y su área de amortiguación.
4.2 Objetivo específico
4.2.1 Identificar las especies parasitarias en oso andino (Tremarctos ornatus) del Parque Nacional
Natural Chingaza y su área de amortiguación.
4.2.2 Determinar la prevalencia de los diferentes parásitos gastrointestinales en oso andino
(Tremarctos ornatus) en el Parque Nacional Natural Chingaza.
24
5. Metodología
5.1 Consideraciones éticas
El manejo de los animales y la obtención de las muestras de materia fecal se realizó durante el
periodo de la realización del estudio, las muestras de oso andino fueron obtenidas del suelo, previo
consentimiento informado y autorización de Parque Nacionales Naturales. El proyecto cuenta con
respaldo de esta entidad teniendo en cuenta el decreto número 2257 del año 1986 (artículo 49) y la
resolución número 8430 del año 1993 (título IV: en el que se establece las consideraciones éticas
sobre bioseguridad) y el capítulo I: en el que se tiene en cuenta aspectos relacionados con la
investigación en microorganismos patógenos o con material biológico que pueda contenerlos, de
conformidad con las actividades relacionadas con la investigación, la prevención y el control de
la zoonosis). De manera especial se tuvo el aval de investigación por parte de Parques Nacionales
Naturales mediante el memorando*20192000003783* del 04 de abril de 2019, mediante el cual el
PNN Chingaza solicita un aval de investigación para el proyecto de la referencia, la Subdirección
de Gestión y Manejo de Áreas Protegidas (SGM) y se permite comunicar:
Mediante Resolución 351 de 20121 Parques Nacionales Naturales adoptó el “Lineamiento
Institucional de Investigación del Sistema de Parques Nacionales Naturales” en el cual se establece
que la investigación en PNN debe propender por la generación de información para el
establecimiento de la línea de base de los valores objeto de conservación (VOC), elementos
priorizados en los procesos de conservación de las áreas, las presiones, y el levantamiento de
información clave para el manejo de acuerdo con los vacíos o necesidades de información
priorizados por el área protegida, la Dirección Territorial y el Nivel Central como limitantes para
la gestión. De igual manera, en el mencionado lineamiento se establecieron cinco líneas estratégicas
de investigación las cuales son priorizadas y consolidadas por las áreas protegidas a través del
portafolio de proyectos de investigación. Dicho portafolio corresponde entonces a un documento
anexo al plan de manejo en el cual las áreas protegidas presentan las líneas de investigación
priorizadas, así como las necesidades o vacíos de información reconocidos durante la formulación,
reformulación o actualización de los planes de manejo.
5.2 Área de estudio
El presente estudio se llevó a cabo en el sector occidental del Parque Nacional Natural (PNN)
Chingaza y algunos puntos en su área de amortiguación (Figura 5.).
25
Chingaza se encuentra ubicada en la Cordillera Oriental de los Andes colombianos, al nororiente
de Bogotá, entre los 73º30’ y los 73º55’ de Longitud Oeste y los 4º20’ y 4º50’ de Latitud Norte.
Cuenta con una extensión de 76.600 ha. con alturas que van desde los 800 hasta los 4.020 msnm
(PNN Chingaza, 2016). El parque tiene áreas montañosas de alta pendiente, aproximadamente entre
los 400 y 500 metros sobre el nivel del mar, 76.600 ha. distribuidas en la jurisdicción de once
municipios, de los cuales siete pertenecen al departamento de Cundinamarca: Fómeque, Guasca,
La Calera, Choachí, Gachalá, Junín y Medina, y cuatro al departamento del Meta: San Juanito, El
Calvario, Restrepo y Cumaral (Parra, 2011).
Figura 5. Puntos donde fueron recolectadas las muestras de materia fecal de oso andino en el
PNN Chingaza y su área de amortiguación.
El área de amortiguación corresponde a los datos tomados en la Fundación La Reserva La Laja
Chingaza, enmarcada como reserva natural. Ubicada en la cordillera oriental, en el departamento
de Cundinamarca, municipio de Fómeque y cabecera alta de la vereda Hato Viejo (Linares, 2009;
Suancha, 2017), con un total de 245 ha., de las cuales el 30% es bosque maduro en estado de
sucesión avanzada y el 50% bosques secundarios en estado de recuperación (Linares, 2009;
Suancha, 2017).
5.3 Fase de campo y Obtención de muestras fecales
Debido a la preferencia espacial del oso andino, en este estudio se recolectaron muestras fecales
según la disponibilidad de lo encontrado en campo durante el monitoreo a áreas protegidas,
teniendo en cuenta áreas focales como senderos en los que frecuenta el oso donde es posible
evidenciar senderos con presencia de sus rastros, los cuales incluyen comederos, señales de marcaje
26
y presencia de heces (Figura 6.). A partir de estas últimas se recolectó del suelo tomando la parte
más fresca y la porción media, evitando la porción superficial que entra en contacto con el ambiente
y la porción profunda que entra en contacto con el suelo, lo anterior con el fin de evitar
contaminaciones externas. Finalmente, luego de su recolección, la muestra fue envasada en un
recipiente hermético para evitar contaminaciones y se le realizó el respectivo marcaje (etiqueta del
número de muestra, la fecha de recolección, la hora y el lugar). Por último, la muestra se preservó
en refrigeración a 4 ° C entre 24 y 48 horas después colectada. hasta su procesamiento en los
laboratorios de la Universidad Javeriana.
Figura 6. Recolección de muestras fecales en campo durante el monitoreo a áreas protegidas.
5.4 Procesamiento de la muestra
Las muestras fueron analizadas por métodos coprológicos, se llevó a cabo un análisis macroscópico
y microscópico. El primero, mediante la observación directa evidenciando características propias
como el color, el olor y la presencia de estructuras parasitarias macroscópicas. Finalmente, se
evaluó microscópicamente la presencia de huevos de helmintos u ooquistes bajo el objetivo de 40x
(Paredes et al, 2013) mediante el uso de tres técnicas diferentes.
Técnica de flotación de Mc Master:
Es una técnica semi-cuantitativa que se emplea para la determinación de helmintos u ooquistes de
protozoarios en materia fecal (Rodríguez & Cob-Galera, 2005), el principio de esta la técnica se
basa en la utilización de una solución sobresaturada de cloruro de sodio y sacarosa (Sln Mc Master);
la densidad de esta mezcla permite que los huevos, larvas, ooquistes y quistes de parásitos presentes
en las muestras floten a la superficie (Rodríguez & Cob-Galera, 2005) y queden en la lámina
cubreobjetos colocada en la superficie del tubo de ensayo (Thienpont et al., 1979).
27
Para la aplicación de esta técnica se colocaron tres a cinco gramos de muestra de materia fecal en
un recipiente, se adicionó solución Mc Máster. Luego, se mezcló la solución hasta homogenizarla,
esta fue filtrada a través de dos gasas por medio de un embudo y se recolecto el filtrado en un tubo
de ensayo formando un menisco (Paredes et al, 2013). Sobre este menisco se colocó una laminilla
portaobjetos y se dejó durante aproximadamente 30 minutos (Paredes et al, 2013) y finalmente se
examinaron las láminas bajo microscopio a 40X.
Técnica de sedimentación:
Principalmente la técnica de sedimentación fue utilizada para la observación de quistes de
protozoos, huevos y larvas de helmintos intestinales (Pajuelo G et al, 2006). Los huevos de
parásitos como los de algunos Tremátodos (F. hepatica), decantan en el fondo del recipiente.
Teniendo en cuenta lo anterior, la técnica fue implementada de la siguiente manera: Se depositaron
en un recipiente de cinco a diez gramos o cantidad posible de muestra de materia fecal, se adicionó
suficiente agua destilada y se mezcló hasta que la muestra se homogenizara. Se filtró la solución a
través de dos gasas por medio de un embudo, luego se recolectó el filtrado en tubos de ensayo sin
llenarlo completamente, estos se centrífugaron por 10 minutos a 1.500 revoluciones por minuto
(r.p.m), se descartó el sobrenadante y analizó el sedimento bajo microscopía 40X.
Técnica de Ziehl-Neelsen modificado:
Esta técnica fue empleada para el diagnóstico de coccidias intestinales (Shoeb, 2005), debido a la
creciente importancia de coccidias como: Cryptosporidium, Isospora y Cyclospora (Rigo &
Franco, 2002), como parásitos oportunistas. La técnica de Ziehl Neelsen modificada es esencial
para la observación morfológica de los protozoos anteriormente mencionados. Con el sedimento
obtenido en la técnica de sedimentación, se realizó un extendido en una lámina portaobjetos, este
se fijó con calor y se llevó a cabo la tinción modificada, adicionando fucsina fenicada a toda la
lámina por ocho minutos, se lavó con abundante agua y se adicionó alcohol ácido hasta
decoloración completa, posteriormente se adicionó azul de metileno por tres minutos, y se lavó con
abundante agua. Finalmente, las láminas secas se analizaron al microscopio bajo aumento de 100
X. (Plonait & Bickhardt, 2001; Del Coco et al., 2008; Pulido-Villamarín et al., 2012).
28
5.5 Análisis de Datos
A partir de las pruebas de flotación, sedimentación y Ziehl-Neelsen modificada se realizaron
conteos de estructuras parasitarias por preparación (Ooquistes/p ó Huevos/p). Utilizando la
clasificación realizada por Rodríguez et al., 2010, se estableció que la infestación era baja o ligera
cuando se presentaban entre 50-100 Ooquistes o huevos por preparación (Oo-H/p), media o
moderada al encontrar de 101-500 Oo H/p y alta o severa cuando esta era mayor a > 501 Oo H/p.
Los resultados de positividad poblacional se expresaron en porcentajes de prevalencia, aplicando
la siguiente fórmula:
𝑝 =𝑛ú𝑚𝑒𝑟𝑜 𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙 𝑑𝑒 𝑐𝑎𝑠𝑜𝑠 𝑒𝑥𝑖𝑠𝑡𝑒𝑛𝑡𝑒𝑠 𝑒𝑛 𝑒𝑙 𝑚𝑜𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜
𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑝𝑜𝑏𝑙𝑎𝑐𝑖ó𝑛 𝑒𝑛 𝑒𝑙 𝑚𝑜𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 𝑡 (𝑥100)
Los datos obtenidos a partir de las estructuras parasitarias detectadas se analizaron a través de
estadística descriptiva.
A partir de mínimo 10 huevos hallados por muestra y con ayuda del microscopio Nikon Eclipse
E400, se obtuvieron medidas de diámetro y longitud de los huevos, el grosor de la cubierta,
diámetro y longitud de cada mórula en el huevo. A partir de lo cual se determinó la varianza, la
media, la desviación estándar, y su coeficiente de variabilidad con el programa Past. Medidas que
fueron comparadas con la bibliografía reportada.
29
5. Resultados
Durante el periodo establecido entre los meses de Febrero a Abril de 2019, se obtuvieron y se
analizaron un total de 18 muestras de osos andinos de la región occidental del PNN Chingaza y su
área de amortiguación. Se evaluaron las características macroscópicas de cada una de las muestras
(Figura 7.) y se detectó que en general todas presentaron:
Figura 7. Características macroscópicas de muestras fecales de T. ornatus en estado silvestres de
la parte occidental del PNN Chingaza.
A partir de la población analizada, se detectó una prevalencia de parásitos del 83,33% (15/18), y se
identificaron diferentes estructuras parasitarias (Figura 8) pertenecientes a los nemátodos: Ascaris
spp., Ancylostoma spp., Strongylus spp., Baylisascaris spp. y Trichostrongylus spp.; Protozoos
como: Cryptosporidium spp., Microsporidios sin identificar, Trichomonas spp., Blastocystis spp. y
trofozoito de protozoo ciliado. Se encontró además Tremátodos como Fasciola spp. y un huevo
que no se logró identificar. Adicionalmente, se determinó que el 100% de las 15 muestras positivas
presentaban parasitosis mixtas.
Consistencia Blanda
Color Verde, café con trozos de tejidos vegetales
Olor “Sui generis”
Otros No se evidenció la presencia de moco y/o sangre
30
Tabla 1. Prevalencia y grado de intestación por PGI en oso andino del PNN Chingaza.
Muestras fecales de oso andino
Infestación
Estructuras Prevalencia n Baja o Ligera
(50-100 Oo H/p)
Media o Moderada
(101 -500 Oo H/p)
Alta o severa
(>550 OoH/p)
Cryptosporidium spp. 100,00% 18 61,10% 33,30% 5,50%
Ascaris spp. 55,55% 10 90% 10% 0%
Baylisascaris spp. 38,88% 7 100% 0% 0%
Trichomonas spp. 38,88% 7 0% 100% 0%
Strongylus spp. 16,66% 3 100% 0% 0%
Microsporidios sin
identificar 16,66% 3 100% 0% 0%
Oooquiste de Coccidia sin
identicicar 16,66% 3 100% 0% 0%
Trichostrongylus spp. 11,11% 2 100% 0% 0%
Ancylostoma spp. 5,55% 1 100% 0% 0%
Blastocystis spp. 5,55% 1 0% 100% 0%
Protozoo ciliado* 5,55% 1 100% 0% 0%
Fasciola sp. 5,55% 1 100% 0% 0%
Tremátodo indeterminado 5,55% 1 100% 0% 0%
La prevalencia específica por tipo de parásito se presenta en la tabla 1, donde se evidencia que la
prevalencia más alta fue para Cryptosporidium spp., seguido por Ascaris spp. y Baylisascaris spp.
31
Figura 8. Morfología de estructuras parasitarias halladas en las muestras analizadas (40x). A.
Baylisascaris spp. con dos mórulas B. Baylisascaris spp. con tres mórulas C. Ascaris spp. D.
Trichomonas spp. E. Blastocystis spp. F Trichostrongylus spp. G. Ancylostoma spp. H.
Strongylus spp. I. Ooquiste de coccidia sin identificar J. Trofozoito de protozoo ciliado K.
Fasciola spp. L. Especie indeterminada de Tremátodo M. Huevo de Nematodo no identificado
(20x) N. Trofozoito de protozoo ciliado con medidas O. Especie indeterminada de Tremátodo.
Se realizaron mediciones sobre las estructuras parasitarias más frecuentes en las muestras
analizadas (Tabla1.) y se detectaron 53 huevos de Ascaris sp. Las medidas de la longitud y diámetro
del huevo fueron de 825,6 x 580,8 µm (Tabla1.), con un grosor para su pared de 65,5 µm. A
diferencia de otras especies como Baylisascaris spp., Ascaris spp. solo presenta una mórula con un
tamaño promedio de largo 493,3µm y 383,1µm de ancho, adicional a estas medidas se calculó la
desviación estándar y el coeficiente de variación tanto de la longitud, diámetro y grosor del huevo
y el diámetro y longitud de la mórula (Tabla1).
32
Tabla 2. Medidas morfométricas de la especie Ascaris sp. en muestras de oso andino en el PNN
Chingaza.
Figura 9. Medidas morfológicas de parásitos frecuentemente encontradas en las muestras
procesadas de oso andino A. Ascaris spp. B Baylisascaris spp. con dos mórulas y C.
Baylisascaris sp con cuatro mórulas (40X).
Asimismo, se tomaron medidas de 20 estructuras parasitarias de Baylisascaris sp. del cual se
obtuvieron las siguientes medidas (Figura 9 B y C): diámetro y longitud del huevo completo, grosor
de la membrana y longitud y ancho de cada mórula. Como resultado se obtuvo un promedio del
huevo completo con longitud: 811,0µm x diámetro:613,1µm y un grosor de pared 61,7µm
(Tabla2.). Debido a que se encontraron cantidades diferentes de mórulas (dos, tres y cuatro
mórulas) (Figura9.), además de las dos mórulas mencionadas en la tabla 2 se tomaron medidas se
obtuvieron medidas a las restantes.
A
.
B
.
C
.
33
Tabla 3. Medidas morfométricas de la especie Baylisascaris sp. en muestras de oso andino.
En el estudio se encontró que el 100% de las muestras analizadas de oso andino presentaron el
protozoo Cryptosporidium sp (Figura 10). la estimación de la infestación con mayor número dentro
de estas fue de ligera o baja con un porcentaje de 61,1% seguido de la infestación mediana o
moderada con un 33,3% y finalmente las muestras afectadas de manera severa o alta en un 5,5% lo
que equivale a una muestra con aproximadamente 610 ooquistes por preparación. Adicionalmente,
se detectaron otras estructuras que podrían ser compatibles con protozoos tipo microsporidios, estos
fueron hallados en un 16,66% con una estimación ligera para su infestación.
Figura 10. Morfología de A. Cryptosporidium sp y B. Microsporidios encontrados en la materia
fecal de oso andino del PNN Chingaza mediante la tinción de Ziehl-Neelsen modificado (100X).
Geográficamente, la presencia de los PGI fue establecida de acuerdo con el sitio de muestreo
(Figura 11); sin embargo, esta es una aproximación descriptiva pues el sitio donde se logró obtener
mayor cantidad de muestras fue La laguna del Arnical y la laguna de Chingaza, cada una con 7
34
muestras. En La Laguna de Chingaza se encontraron parasitosis mixtas de: Cryptosporidium spp.,
Baylisascaris spp., Ascaris spp., trofozoíto de protozoos ciliados, tremátodo sin identificar y
Trichomonas spp. estas últimas que podrían corresponder a microbiota normal intestinal.
Resultados similares a los encontrados en la Laguna del Arnical: Trichomonas spp., Ascaris spp.,
Trichostrongylus spp., Strongylus spp., trofozoíto de protozoos ciliados, Tremátodos como
Fasciola spp y un huevo compatible con nemátodo. En lugares como Dormideros se reportó
Baylisascaris spp. y Blastocystis spp. En puntos como la Laja que fue en punto más cercano a la
zona de amortiguación del parque se encontró: Baylisascaris spp. y Ascaris spp. En los seis lugares
en que se muestreó se encontró parasitosis mixtas como se puede evidenciar en el mapa (Figura11).
Figura 11. Puntos donde fueron recolectadas las muestras de materia fecal de oso andino en el
PNN Chingaza y su área de amortiguación con sus estructuras parasitarias asociadas.
35
6. Discusión
En Colombia, no se han realizado estudios epidemiológicos sobre este tema y por esta razón aún
se desconocen los datos acerca de la prevalencia de los parásitos en osos andinos y sobre como
estos pueden afectar las dinámicas de las poblaciones de esta especie. Este estudio es la primera
aproximación sobre los parásitos encontrados de osos andinos en Colombia, los resultados
obtenidos coinciden con lo reportado a nivel internacional respecto a la presencia de parásitos como
Blastocystis sp., Cryptosporidium spp., Ascaris spp. y Baylisascaris spp. Sin embargo, estas
especies difieren en el hallazgo de Trichomonas spp, coccidias y microsporidios, los cuales no
habían sido identificados anteriormente en muestras de osos. No obstante, parásitos como: Giardia
sp. y Uncinaria sp. antes reportados por Figueroa, 2015, no fueron detectados en el presente
estudio.
Dentro de los protozoos encontrados en muestras de materia fecal se encuentran microsporidios,
agrupados dentro del phylum Microsporidia, que es un gran grupo de eucariotas unicelulares
parásitos intracelulares obligados que infectan una amplia gama de invertebrados y vertebrados
(Weiss, 2005). Muchos de estos organismos son patógenos, es un grupo es muy diverso ya que
comprende 150 géneros que se agrupan aproximadamente en 1200 especies (Albelo,2013), 14 de
ellas descritas como productoras de enfermedad en humanos (Albelo,2013). Las especies que se
han encontrado afectan algunos mamíferos y se distribuyen en 7 géneros (Enterocytozoon,
Encephalitozoon, Anncaliia, Nosema, Pleistophora, Trachipleistophora y Vittaforma) y
microsporidios no clasificados (denominados colectivamente Microsporidium). Aunque se
estudian como protozoos, en la actualidad existen evidencias genéticas, estructurales y metabólicas
suficientes para ubicarlos dentro del reino Fungi (Albelo,2013).
En Perú, se reportó una mayor prevalencia parasitaria de la familia Strongyloidididae (25%)
seguida por Ascarididae (21,4%) y Cryptosporidiidae (14,3%), con una prevalencia total del 57,1%
(Figueroa, 2015), porcentaje similar al obtenido en el presente estudio. En otros estudios en osos
andinos en cautiverio reportan especies como Toxocara canis y Baylisascaris transfuga (Schaul,
2006), coccidias (Wolff, 1989), Strongyloidea (Golstein, 1989).
En efecto, como se menciona anteriormente los registros son poco comunes, por lo que parásitos
como Blastocystis sp. encontrados en esta investigación y en la de Figueroa 2015, son frecuentes
en el tracto digestivo humano y no se habían encontrado en otros animales en estado silvestres,
36
solamente se tenía información de su presencia en animales como caninos y felinos domésticos
(Yoshikawa, 2012) y un león en cautiverio (Stenzel et al., 1993).
En el presente estudio se encontró la forma del quiste de Blastocystis spp. (Figura 8.) el cual es un
parásito polimórfico con formas tales como: vacuolar, granular, ameboide y la forma de quiste que
se conoce comúnmente (Parija & Jeremiah, 2013). La forma reportada en la presente investigación
fue la forma vacuolar de Blastocystis que tiene una gran vacuola colocada centralmente que muestra
una gran variación en el tamaño (Figura 8y9), su vacuola ocupa la mayor parte del espacio celular
lo que limita al citoplasma y a otros partes intracelulares, por lo que se forma un extremo muy
delgado (Parija & Jeremiah, 2013)., su morfología es muy diversa por lo que el tamaño de este
parásito va desde los 3μm hasta los 120μm (Lee & Stenzel, 1999). Igualmente, es un protista
eucariota unicelular y anaeróbico que vive en el tracto intestinal de diversos hospedadores como
los humanos, animales de granja, aves, roedores, reptiles y otros mamíferos (Yoshikawa et al.,
2004; Clark et al., 2013).
Ramírez y colaboradores en el año 2014, reportaron alta prevalencia en diferentes animales
muestreados en Colombia, los resultados muestran que Blastocystis en aves tuvo una prevalencia
del 90%, para el ganado bovino su prevalencia fue del 80%, en perros del 37%, en zarigüeyas fde
62.5%, en ratas 30% y 100% en monos aulladores. Al igual que una alta prevalencia en humanos
(45%), esta prevalencia es muy similar en Suramérica en donde se ha encontrado que otros Países
reportan porcentajes similares que van del 40% al 70% (Jiménez et al., 2012; Requena et al., 2003;
Nascimento & Moitinho, 2005). Lo que son valores altos si se compara con Europa o países
industrializados donde las prevalencias suelen oscilar entre el 10% y el 25% (Tan, 2008).
De acuerdo con lo anterior, se sugiere que el organismo pudo ser obtenido por el oso mediante
ingestión de alimentos o agua contaminada con quistes de materia fecal de humanos y otros
animales que pudieron estar infectados, lo que facilitaría la exposición a Blastocystis en las zonas
que frecuenta el individuo en el PPN Chingaza. Esto debido a que los animales en vida silvestre
ingieren normalmente el agua de ríos y arroyos, lo que posibilita su ingestión (Carver et al. 2012),
posiblemente r ello, se evidencia una mayor variabilidad de parásitos en lugares como La Laguna
de Chingaza y La laguna del Arnical. Otra de las formas en las que se sugiere el contagio, pudo ser
debido a la ingesta de roedores o ganado que contenían los quistes (Peyton, 1980) hacia las zonas
de amortiguación del parque. Por lo hallado en el presente estudio y por los reportes antes
mencionados, se podría pensar y sugerir una posible rotación de hospederos.
37
Otros de los parásitos encontrados y que ha sido reportado anteriormente en úrsidos es el género
Baylisascaris que pertenece al orden Ascaridida, el cual incluye numerosos nemátodos, que son
comunes en parásitos relativamente específicos de hospedero. Se ubican en el intestino delgado de
carnívoros, omnívoros, herbívoros, marsupiales carnívoros o roedores. A propósito de estos
hallazgos, en estudios anteriores (Rogers & Rogers, 1974) en úrsidos, no se reporta este género en
los osos de anteojos o andinos, pero se menciona que en osos panda sólo se ha encontrado ascáridos
como Baylisascaris schroederi (Rogers & Rogers, 1974).
Dentro de las características generales de Baylisascaris spp. los huevos embrionados, se detectan
la materia fecal es fresca, estos se encuentran en el medio ambiente y se vuelven infecciosos luego
de 2 a 4 semanas (Sakla et al., 1989; Papini & Casarosa, 1994). Tiene un ciclo de vida heteroxeno
(Sapp et al. 2017), y se considera que todas las especies de Baylisascaris tienen el potencial para
causar larvas migratorias viscerales, oculares y neurales en un rango en diferentes hospederos que
van desde mamíferos o aves hasta el ser humano, por lo tanto, representan riesgo zoonótico
(Štrkolcová et al, 2018). Las especies que han tenido importancia a nivel zoonótico son: B.
procyonis, B. columnaris y B. transfuga, las cuales se encuentran implicadas como agentes
etiológicos de larva migratoria (Schaul, 2006).
En diferentes especies de oso se encuentra Baylisascaris transfuga (Papini et al. 1996; Foster et al.
2004; Guerrero & Castellanos 2016; Sapp et al. 2017), se encuentró a B. schroederi en el panda
gigante Ailuropoda melanoleuca (McIntosh, 1939), B. ailuri encontrado en el panda rojo Ailurus
fulgens (Wu, He & Hu, 1987), y B. venezuelensis descrito en el oso de anteojos T. ornatus (Pérez
et al, 2016). Del mismo género, Baylisascaris procyonis es el parásito más importante en los
prociónidos (Procyonidae), este parásito afecta principalmente a mapaches y kinkajous (Potos
flavus), mamíferos en los cuales ocasionalmente se produce sintomatología, contrario a lo que
ocasiona este parásito en humanos ya que representa un riesgo porque puede afectar el sistema
nervioso o entrar al organismo como larva migrans ocular (Flores, 2016). Cuando las infecciones
por Baylisascaris transfuga son severas, pueden generar disminución de la condición corporal y
obstrucciones a nivel intestinal (Flores, 2016).
A pesar de que los tratamientos en osos en cautiverio son efectivos, presenta infecciones comunes,
siendo difícil su erradicación del ambiente, especialmente en los recintos de animales en cautiverio,
ya que los huevos pueden mantenerse infectivos por varios meses y la limpieza y desinfección
38
rutinarias son ineficientes para su destrucción (Papini & Casarosa, 1994; Testini et al., 2011; Miller
& Fowler, 2015).
Los parásitos encontrados en úrsidos pueden ser utilizados como indicadores de infección de otros
animales de vida silvestre, domésticos y el hombre (Rogers & Rogers, 1976). En individuos en
cautiverio los parásitos internos encontrados con mayor frecuencia fueron los de la subfamilia
Strongyloidea en Venezuela (Goldstein, 2989), el estudio de Figueroa, 2015 igualmente se registró
con prevalencias de (25%), encontrando ordenes comunes como Rhabditida y Ascaridida, en las
muestras analizadas en el presente estudio, se detecminó una prevalencia del 16,66% por lo que
comparada con el estudio realizado por Figueroa que indican una alta ocurrencia, la encontrada en
este estudio es mucho más baja, lo que podría ser explicado porque este parasito había sido
reportado anteriormente en animales silvestres de las familias Canidae, Felidae y Mustelidae
(Vieira et al, 2008; Beltrán-Saavedra et al, 2009 y Figueroa, 2015); Teniendo en cuenta su ciclo de
vida, su principal mecanismo de infección podría está asociado con la ingesta de huevos infectantes
que se encuentran en el suelo o sobre las plantas que suelen consumir, lo podría ser desencadenar
una importante fuente de transmisión zoonótica, y que podría causar lesiones a nivel intestinal
(Goldstein, 1989).
Otros parásitos reportados en estudios anteriores fueron: Balantidium coli, Eimeria spp. e Isospora
spp, parásitos comunes en cánidos jóvenes silvestres (Miller & Fowler, 2015); pero no hallados en
el presente análisis. Por otro lado, en el presente estudio, se determinó una prevalencia del 100%
para Cryptosporidium spp., este ha sido reportado anteriormente en animales silvestres de la familia
canidae, felidae y procynidae. Se cree que las infecciones por este parásito se han dado por
transmisión de humanos y ganado vacuno por medio de fuentes de agua contaminadas (Xiao et al,
2000). Estudios anteriores reportan su presencia en osos polares, osos pardos y en el malayano,
además de estos registros de osos en cautiverio, Cryptosporidium spp. se encontró en otros osos
como el oso negro americano y el oso pardo en estado silvestre (Rademacher et al, 1999; Ducan et
al; 1999; Figueroa, 2015). Este parásito se encontró distribuido en gran parte del parque, esto
posiblemente atribuido a que se puede encontrar en afluentes como lagunas, ríos o charcos y a que
se ha encontrado reportado en la mayoría de mamíferos.
Existen otros factores que afectan a las poblaciones de oso andino, dentro de los cuales se
encuentran las interacciones con los humanos (Figueroa, 2015). Durante los últimos años las 3562
39
ha de los ecosistemas de páramo, bosque andino y subandino que hacen parte del PNN Chingaza
se han modificado en un 30% debido al establecimiento de asentamientos humanos y de prácticas
agropecuarias (PNN Chingaza, 2005; Parra, 2011), estas interacciones influyen en la interacción
entre las poblaciones humanas cercanas al área protegida, con individuos de oso que hacen un uso
de hábitat de ecosistemas dentro y fuera del parque (Poveda, 1999, Jiménez, 2011; Parra, 2011) al
observar el mapa con los lugares en los que se encontró las estructuras parasitarias en las muestras
de oso andino recolectadas en el PNN Chingaza (Figura11) se observa una mayor cantidad de
estructuras hacia las fuentes de agua especialmente en La laguna de Chingaza y en la Laguna del
Arnical, esto puede estar relacionado con que una de las mayores transmisiones según los ciclos de
vida que es por medio de la ingestión de agua o alimentos que se encuentran contaminados con
materia fecal de otras especies de mamíferos dentro de las cuales también se encuentra el hombre.
La implementación de actividades antrópicas en las zonas de páramo y bosque andino, el manejo
inadecuado del ganado (Parra, 2011) y las presiones sobre el hábitat del oso andino son importantes
a tener en cuenta sobre si existe alguna transmisión de tipo zoonótico, parásitos como Fasciola spp.
podrían estar relacionados con esto y a pesar de que su prevalencia fue del 5,55% es un aspecto a
tener en cuenta en relación al conflicto entre el sistema ganadero en la zona de amortiguación y
otras áreas del PNN Chingaza.
Las infecciones parasitarias en poblaciones son un factor que influye en la distribución y
abundancia de diversos animales en estado silvestre (Ash et al., 2010), lo que puede modular
dinámicas en poblaciones, al igual que la disponibilidad de comida o depredación (Scott, 1988).
De los parásitos encontrados en las diferentes especies de osos, algunos son indicadores de
infecciones en otros animales en estado silvestre o incluso en animales domésticos y el ser humano
(Rogers & Rogers, 1976) por lo que es indispensable difundir el conocimiento sobre este tipo de
parásito con el fin de generar medidas preventivas para prevenir la rotación de rotación de parásitos
transmitidos por zoonosis (Pérez et al., 2008; Mendoza et al, 2015).
A pesar de que no se tiene evidencia de que los parásitos son la principal causa de mortalidad en
úrsidos, se sabe que pueden llegar a tener efectos que son adversos en el organismo que se encuentra
parasitados (Rogers & Rogers 1976, Zhang et al. 2011). Un ejemplo es el suborden Strongylida
que muestra tener efectos en los organismos, generando afecciones en el intestino (Goldstein, 1989)
o Ancylostoma que induce anemias que pueden matar al hospedero (Goldstein, 1989).
40
7. Conclusiones
• Se determinó una prevalencia del 83,33% de parásitos gastrointestinales (GI) en las
muestras analizadas de oso andino en los diferentes puntos del Parque Nacional Natural
(PNN) Chingaza.
• Se obtuvo una prevalencia del 100% para Cryptosporidium spp, 55,55% para Ascaris spp.
y 38,88% para Baylisascaris spp., entre otros.
8. Recomendaciones
Debido a la falta de estudios sobre la carga parasitaria en el mamífero T. ornatus en la
composición de la materia fecal es difícil identificar los patógenos parasitarios procesos
zoonóticos de importancia en salud pública.
Por la dificultad en el reconocimiento de las especies se recomienda además de un estudio
morfológico, un estudio molecular que permita la identificación de patógenos a nivel de
género y especie.
Realizar estudios de mayor duración que permitan detectar la presencia de parásitos
gastrointestinales, para obtener un mayor número de muestras de materia fecal que permita
identificar las estructuras parasitarias de osos andinos (T. ornatus) en diferentes épocas del
año con el fin de establecer un (n) más amplio y compara si existe alguna relación con esta
variable.
Realizar proyectos de educación que permitan sensibilizar a la población sobre los
problemas y consecuencias de la transmisión vía zoonótica.
Debido a que existen pocos estudios al respecto, se recomienda realizar un atlas
parasitológico con el fin de comparar las estructuras parasitarias de esta especie, con
respecto a otras especies de úrsidos encontrados anteriormente.
41
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