Guia Química Orgánica

Q u í m i c a Orgánica

Alejandro Fukusaki Yoshizawa Néstor Gomero Ostos

Lima – Perú

2014

G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a

0

GUÍA DE PRÁCTICAS DE QUÍMICA ORGÁNICA

© Derechos Reservados 2012

© Área de Química

Segunda Edición

Primera reimpresión

Diseño, Diagramación e Impresión

Universidad Científica del Sur

Panamericana Sur Km. 19. Lima-Perú 610-6400

Tiraje 1500 ejemplares

IMPRESO EN PERÚ


1

MBA Rolando Vallejo Cortéz Vicepresidente Ejecutivo Dr. José Amiel Pérez Rector Dra. Josefina Takahashi Vicerrectora Académica

Dra. María Pía Sirvent De Luca

Coordinadora General de Cursos Básicos Directora de Gestión Académica M Sc. Alejandro Fukusaki Coordinador de Cursos Básicos de Ciencias Q.F. Juan Salazar Sánchez Coordinador de Área Química Autor MSc Alejandro Fukusaki Yoshizawa Q.F. Néstor Gomero Ostos

Reservados todos los derechos: ningún material de este manual puede ser reproducido sin autorización expresa por escrita por los autores. La autorización será en hoja aparte y firmada y adosada a este material. Todo compromiso

suscrito aparte, no se refiere a este manual. Queda exento del compromiso, el fotocopiado interno en una cantidad

no mayor de 100, solo para uso con fines educativos y sin lucro


2

CONTENIDO

Introducción

Normas de seguridad

Capítulo 1. Propiedades de los compuestos orgánicos

i

ii

6

Capítulo 2. Cristalización

19

Capítulo 3. Destilación

28

Capítulo 4. Extracción 36

Capítulo 5. Cromatografía 45

Capítulo 6. Propiedades químicas de los Hidrocarburos 58

Capítulo 7. Propiedades químicas de los Alcoholes 68

Capítulo 8. Propiedades químicas de los aldehídos y cetonas 78

Capítulo 9. Propiedades químicas de los Lípidos saponificables 86

Capítulo 10. Propiedades de químicas de los Carbohidratos 93

Capítulo 11. Propiedades químicas de los Aminoácidos y Proteínas 104

Bibliografía 117


3

INTRODUCCIÓN

Este manual de prácticas de laboratorio de Química Orgánica está concebido de tal

manera que el lector tome conocimiento y pueda utilizar las técnicas más

importantes de laboratorio en lo que respecta al manejo de las sustancias

Orgánicas.

El uso de técnicas de reconocimiento, extracción, purificación y análisis de

compuestos orgánicos requiere de un conocimiento básico adquiridos en las aulas

universitarias Este manual le proporcionará los elementos necesarios para que el

estudiante tenga una gran riqueza intelectual práctica e incrementar su habilidad en

el manejo de materiales, equipos y reactivos. Éste les proporcionará los elementos y

conceptos fundamentales que deben conocer los estudiantes que siguen una carrera

en una escuela profesional de medicina, odontología, veterinaria, ciencias de los

alimentos, nutrición, ambiental, biología, química de productos naturales y otras

ciencias afines. Y está dirigido a estudiantes que tengan o no como competencia

principal la química pura.

El Manual cuenta con dos partes fundamentales: la primera corresponde a las

técnicas principales de uso y manejo de equipos de laboratorios y la segunda a la

reactividad de los compuestos orgánicos, según grupo funcional o estructura..

Este Manual ha sido plasmado de tal manera que la operatividad y el conocimiento

tengan una relación muy fluida y que al concluir cada experiencia, dentro de una

sesión de prácticas, el estudiante pueda autoevaluarse y ver si el objetivo trazado al

inicio de la experiencia se ha cumplido.

Cada experimento cuenta con una breve introducción, conceptos y fundamentos.

Algunas experiencias se han descrito en forma detallada para su adecuada

comprensión. Al final de cada práctica el estudiante tendrá que presentar una hoja

de reporte y las respuestas adecuadas a cada una de las preguntas, que dependerá

muchísimo de la observación y ejecución de las experiencias, utilizando el criterio

químico.

Es obligación para todos los estudiantes leer con anticipación la práctica de

Laboratorio a realizar, porque sin este requisito no podrá entender el porq ué de

cada uno de los pasos a seguir.


4

Agradezco a todos y cada uno de los profesionales que han revisado y sugerido

algunas modificaciones a los escritos previos a este Manual de Prácticas.

Asimismo, a los doctores Pedro Cueva M. y Juan José León Cam coautores de las

anteriores ediciones del Manual de Prácticas de Laboratorio en Química Orgánica y que

muchas de las experiencias son tomadas de esa edición, cuyo registro se encuentra

actualmente en la Biblioteca Agrícola Nacional.

SISTEMA DE EVALUACION:

Evaluación Continua de laboratorio Número

de campos

Normal (%)

[Promedio de 10 pasos (Pasos cortos)(10%) + 10 10

Promedio de Informes (5%) + 12 5

Investigación en el laboratorio (5%)] 01 5

Primer examen parcial (cuarta semana) 10% 1 10

Examen final (séptima semana) 10% 1 10

Total Laboratorio

40


5

NORMAS DE SEGURIDAD

El descuido o desconocimiento de las normas de seguridad del laboratorio, muy a

menudo pueden originar accidentes. Por lo tanto, el estudiante debe leer todas las

normas de seguridad que se encuentra en el laboratorio y estar atento a todas las

indicaciones que el profesor haga en clases.

1. Leer cuidadosamente y con anticipación las instrucciones que se dan en este

manual.

2. Evite las bromas y juegos en el laboratorio 3. No consumir alimentos ni bebidas en un laboratorio.

4. No llevar el cabello largo suelto. Éstos fácilmente se pueden quemar por acción

de los reactivos o mechero. 5. El estudiante en el laboratorio debe contar con un mandil o batas protectoras.

Mantener el mandil siempre abotonado.

6. Debe conocer la ubicación exacta del extintor y los caños de agua.

7. Jamás sentarse en la mesa del laboratorio. Trazas de soluciones cáusticas

pueden quemar la ropa y causar daños a la piel.

8. Si se produce un accidente, por ruptura del material, daños leves del material de vidrio u otros, avise de inmediato al profesor.

9. No calentar ningún material de vidrio dañado.

10. Tener conocimiento del encendido del mechero. Antes de abrir la llave general,

asegurarse que la llave del mechero se encuentre cerrada.

11. No encender el mechero en lugares cercanos a los reactivos inflamables, aun si éstos estuviesen cerrados.

12. Jamás calentar a fuego directo líquidos inflamables. Use el baño María o

planchas de calentamiento.

13. Nunca calentar recipientes cerrados.

14. Calentar el tubo de ensayo con la boca de salida dirigida a la pared o a un lugar

donde la posible proyección del líquido no dañe al compañero.

15. Al trasvasar algún solvente o reactivo a un tubo de ensayo, hágalo con cuidado y luego lavarse las manos, aun si cree no haber derramado su contenido.

16. Si hay derramamiento de algún contenido del recipiente avise de inmediato al

profesor.

17. Si algún contenido de un recipiente salpica o cae en algún lugar del cuerpo, de

inmediato lavarse con abundante agua y avise al profesor.

18. No intente llevar la boca de los frascos a la nariz. 19. Nunca inhale los vapores de los frascos, aun si éstos fueran de los sólidos.

20. Cuando intente introducir un tubo de vidrio a un tapón, hágalo utilizando una

franela.

21. No arrojar residuos de los tubos de ensayos al lavatorio. Consulte al profesor.

22. No arrojar residuos sólidos, ni papeles al lavatorio.

23. Antes de abandonar el laboratorio, lavarse las manos.

24. Otras indicaciones del profesor.


6

PROPIEDADES DE LOS

COMPUESTOS ORGÁNICOS


7

INTRODUCCIÓN

La química orgánica es la ciencia que estudia las estructuras, nomenclaturas,

reacciones y propiedades de los compuestos del carbono. Inicialmente se pensaba

que los compuestos orgánicos deberían proceder de los organismos de plantas y

animales y se creyó que los sistemas vivos poseían una fuerza especial que actuaba

sobre el proceso de la producción de compuestos orgánicos, es decir de una fuente

vital, hasta que en 1828, el Químico alemán Friedrich Whöler demostró que esa

teoría era falsa, al sintetizar la urea a partir del cianato de amonio.

NH4CNO NH2CONH2

Cianato de amonio Urea

Asimismo, Whöler (1862) preparó el acetileno a partir del carburo de calcio

CaC2 + H2O C2H2 + Ca(OH)2

Carburo de calcio Acetileno

Las características de los compuestos no iónicos están determinadas por su

polaridad. Existe una regla empírica que compuestos similares en polaridad se

disuelven en solventes de las mismas características. El propano es soluble en

solventes no polares como el tetracloruro de carbono. Y el tetracloruro de carbono

no es miscible en agua (polar).

Una cantidad apreciable de compuestos orgánicos son insolubles en agua, y en

menor número son solubles en solventes polares, como el agua y para que suceda

esto deben tener grupos polares como OH, C=O, COOH, etc. y de cadena carbonada

corta de carbono. En cambio un mayor porcentaje de compuestos inorgánicos son

solubles en agua.

Otra de las características que diferencian un compuesto orgánicos de los

inorgánicos, es en el tipo de enlace, en los compuestos orgánicos predominan los

enlaces covalentes. Es por ello que la gran mayoría de las soluciones acuosas de los

compuestos orgánicos son pobres conductores de la electricidad, en cambio las

soluciones de los compuestos orgánicos son pobres conductores de la electricidad:


8

una solución acuosa de alcohol etílico, el compuesto orgánico se encuentra

disociado en un bajo porcentaje. La ecuación es reversible.

La mayoría de las reacciones con compuestos orgánicos son lentas y necesitan de

catalizadores; en los compuestos inorgánicos, en su gran mayoría, son más rápidas

y fáciles de cuantificar.

1. Análisis elemental orgánico

Identificación de carbono e hidrógeno

En una muestra pura, frecuentemente, es necesario determinar los elementos

presentes en el compuesto. En forma cualitativa, se realiza calentando el compuesto

para ver si se carboniza o arde con llama de diferentes coloraciones. Es decir, es

suficiente calentar el compuesto orgánico, para ello se coloca unos miligramos de

compuestos en una cápsula o crisol limpio sobre una llama de un mechero. Y se

realiza la observación. Aquí existen dos posibilidades, una que deje un residuo

negro (presencia de carbono).

Combustión completa:

(*)

C3H8 + 5 O2 3 CO2 + 4 H2O

Combustión incompleta (deficiencia en oxígeno)

C3H8 + 3,5 O2 3 CO + 4 H2O

C3H8 + 2 O2 3 C + 4 H2O

y la otra que, si es una sustancia orgánica volátil o inorgánica, no dejan residuos. y

por lo tanto es necesario agregarle un compuesto que ayude a la combustión para

que se produzca el CO2.

Para este último caso, es necesario realizar una prueba confirmatoria y para ello se

coloca en un tubo de ensayo una pequeña cantidad de muestra y se le adiciona óxido

cúprico. En la boca de salida del tubo se le conecta un tubo de vidrio cuya salida se

sumerge en una solución de hidróxido de bario. Si la muestra es orgánica, libera

dióxido de carbono, éste reaccionará con el hidróxido de bario formando carbonato

de bario, que en un medio acuoso se notara una turbidez por su baja solubilidad del

carbonato en agua.

La aparición de gotas agua en el interior del tubo de ensayo indicará la presencia de

hidrógeno en el compuesto.


9

En una combustión completa:

Esta combustión hace que libere CO2 que se combinará con el hidróxido de bario

para dar carbonato de bario.

Muestra orgánica + CuO CO2 + Cu

CO2 + Ba(OH)2 BaCO3 + + H2O

Es necesario anotar, que si la combustión no es completa libera CO y carbón.

Parte experimental

A. Reconocimiento de la presencia de carbono e hidrógeno

1. Prueba preliminar de la presencia de carbono

En una cápsula o crisol de porcelana se coloca una pequeña cantidad de una pastilla

de aspirina o ácido acetil salicílico o antalgina u otro compuesto orgánico,

previamente molida en un mortero, y se somete al calor del mechero. Después de

unos minutos de calentamiento, observe y llene el cuadro correspondiente.

Cápsula

Figura.1.1. Prueba preliminar

Nota: en esta prueba preliminar no se agrega el CuO (color negro) que se

confundiría con la presencia de carbono.


10

2. Prueba definitiva

Colocar en un tubo de ensayo seco, pequeña cantidad ( 0.5 g ) de la muestra y añada

0,5 g de óxido de cobre (II) en polvo muy fino.

Coloque en la boca del tubo de ensayo un tapón con un tubo de desprendimiento,

cuya salida va sumergida en una solución de hidróxido de bario. Someterlo a la

acción de la llama de un mechero.

Si después de unos minutos la solución de hidróxido de bario (transparente), se

enturbia o existe la formación de un precipitado de color blanco nos indicará la

presencia de carbonato, que indirectamente nos indicará que el compuesto orgánico

tiene carbono.

Asimismo, si observa la presencia de gotas de líquido en la parte superior fría del

tubo, indicará la presencia de hidrógeno en la muestra.

Nota: La presencia de un residuo negro, en esta prueba confirmatoria, no indica

la presencia de carbono, debido a que el óxido de cobre añadido es de ese color.

CO2 Tubo con solución de

hidróxido bario

muestra

Figura.1.2 Equipo de

combustión para la

prueba definitiva del

compuesto orgánico

BaCO3

CO2 + Ba(OH)2


11

B. COMBUSTIÓN

Coloque 15 gotas de muestra (indicada por el profesor) en una cápsula y llevar a

ignición, con un fósforo. No utilice mechero. Reporte los resultados: color de la

llama y residuo.

Figura .1. 3 Combustión de un

compuesto orgánico

C. SOLUBILIDAD O MISCIBILIDAD

Miscibilidad en Agua

Coloque 10 a 15 gotas (1mL) de muestra orgánica y añada 3 mL de agua. Agite y

observe si se forma una sola fase. En el caso de formar dos fases o si la "solución"

se torna lechosa nos indicará que es inmiscible. Nota: observe que si se forman dos

fases, la de mayor volumen corresponde al agua (depende de la densidad del líquido

orgánico)

Agua

A B

Figura 1. 4. Esquema representativo de dos líquidos inmiscibles A) El solvente orgánico

es más denso B) El solvente orgánico es menos denso

Miscibilidad del n-hexano en diferentes solventes orgánicos

Coloque en tres tubos de ensayo, 10 a 15 gotas de hexano y añada igual

cantidad de los solventes señalados por el profesor. Agite y observe.

3.1 Solubilidad de sólidos en agua


12

Coloque, por separado, aproximadamente una pequeña cantidad de sacarosa y

urea en tubos de ensayo y agregue a cada uno de ellos 20 gotas de agua. Agite y

observe. En el caso de no disolverse, calentar en baño maría (b.m.).


13

UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL SUR

FACULTAD DE ..........................................

Nombre del laboratorio: Química CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA

Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICA N° 1: CARACTERÍSTICAS DE LOS COMPUESTOS

ORGÁNICOS

COMPETENCIA: Verificación de las características de los compuestos

orgánicos

Reconocimiento de los compuestos orgánicos. Visualización de las

características más importantes de los compuestos orgánicos. Diseñar un

protocolo de determinación del compuesto del carbono

A. Reconocimiento de la presencia de carbono e hidrógeno

1. Prueba preliminar de la presencia de carbono

Muestra Prueba preliminar

(Residuo carbonoso)

Observación

Antalgina

Muestra problema N°

Conclusión sobre la muestra problema


14

3. Prueba definitiva (con la muestra problema)

Muestra Confirmatoria Observación

CO2

(Formación de

BaCO3)

agua

Muestra

problema N°

Conclusión

Evaluación

Plantear las ecuaciones químicas de: combustión completa y la reacción del

dióxido de carbono con hidróxido de bario.

¿Todos los compuestos orgánicos tienen carbono?

¿La ausencia de residuos carbonosos es indicativo que una muestra sea

inorgánica?. ¿Por qué?

Plantear un procedimiento (diseño de un método) para comprobar que una muestra de piel o uña es orgánica.


15

Muestra Confirmatoria Observación

CO2

(Formación de

BaCO3)

agua

Muestra

problema N°

Conclusión

B. COMBUSTIÓN

Muestras Orgánicas Color de la llama Color del residuo

1.

2

3.

4.

Evaluación

¿Todos los compuestos orgánicos son combustibles?

¿Qué indica el color de la llama?


16

C. SOLUBILIDAD O MISCIBILIDAD

Miscibilidad en Agua (Solvente polar)

Muestra orgánica Miscibilidad en agua Observación

(formación de fases) 1.

2.

3.

4.

Miscibilidad en n-hexano (solvente no polar)

Solventes Orgánicos Miscibilidad en n-

hexano (sì o no)

Observaciones

1.

2.

3.

Solubilidad de compuestos orgánicos sólidos en agua

Sustancia orgánica Solubilidad en agua Observación

Frìo Caliente

Sacarosa

Acetanilida

Ùrea


17

Evaluación

¿A qué atribuye las diferentes solubilidades de los compuestos

orgánicos?.

Sin utilizar las tablas de solubilidad y miscibilidad de los compuestos

orgánicos, ¿puede determinar, solo con las fórmulas estructurales, si

estos compuestos son solubles en determinados solventes ?. Comente


18

CUESTIONARIO

1. Haga un cuadro comparativo de las características de compuestos orgánicos e

inorgánicos.

2. Plantear las ecuaciones químicas de: combustión completa e incompleta del 2-

Metil pentano y del pentano.

3. ¿A qué se debe que los compuestos orgánicos tengan un amplio rango de

solubilidad?

4. ¿Por qué algunos los compuestos orgánicos arden con llama de color azul?

5. ¿Por qué el n-heptano no es soluble en el agua?

6. ¿ Es el ácido acético es soluble en el agua?

7. ¿Es necesario conocer la geometría de la molécula para predecir la solubilidad

de los compuestos orgánicos?.

8. ¿Qué tipos de solventes se utilizan en un lavado en seco?

9. ¿Qué tipos de cambios (físicos /químicos) ocurren en la combustión?

10. Explique a qué se debe la solubilidad, en todas las proporciones, del alcohol

etílico en agua.


19

CRISTALIZACIÓN


20

INTRODUCCIÓN

La cristalización es uno de los métodos para purificar compuestos sólidos, es un

método que nos permite eliminar impurezas. Muchas veces, no es suficiente un solo

proceso de cristalización, debido a que existen las posibilidades que ciertas

impurezas queden atrapadas en la red cristalina y para ello es necesario realizar una

recristalización con el fin de obtener al compuesto con un alto grado de pureza. El

grado de pureza, puede ser monitoreado a través de métodos como el de punto de

fusión, cromatografía en capa fina, papel, etc.

Para conseguir buenos resultados en la purificación deberán tener en cuenta los

siguientes requisitos:

El compuesto a cristalizar debe ser muy soluble a temperatura elevada.

El soluto debe ser muy poco soluble a baja temperatura.

El compuesto no debe reaccionar con el solvente, sobre todo si se trabaja a altas

temperaturas.

El soluto no debe correr el riesgo de descomposición a la temperatura del proceso.

El solvente a emplear, además de cumplir los requisitos anteriores puedan ser

eliminados fácilmente.

Generalmente la solubilidad de un compuesto aumenta con la temperatura. La

solubilidad de un sólido en un líquido determinado es limitada y depende

fundamentalmente de la temperatura. Por ello es importante hacer un análisis de la

curva de solubilidad y para ello se trazan un sistema de coordenadas en el cual se

comparan las cantidades de sustancias disueltas en la abscisa y temperatura en la

ordenada.

100 90 80 70 60 50 40 30 20 10

0

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14

gram os / 100 m Lsol

F i g u r a . 2 1 . C u r v a d e s o l u b i l i d a d d e u n c o m p u e s t o e n u n d e t e r m i n a d o

s o l v e n t e .


21

Parte experimental

1. Elección del solvente Colocar unos miligramos de la muestra indicada por el profesor en un tubo de

ensayo y tratar de disolverlas (frío y caliente) en los siguientes disolventes:

1. Solvente no polar

2. Cloroformo

3. Etanol

4. Agua destilada

Nota: Si la muestra es insoluble en frío calentarla en un baño maría

2. Cristalización

Una vez elegido el solvente ideal de cristalización, se colocan 5g de muestra

impura en un Erlenmeyer de 250 mL y se disuelve en 100 mL del solvente

elegido y se lleva a ebullición. Luego se enfría y se añade 0,2 g de carbón

activado y se calienta a ebullición, siempre con una constante agitación). La

solución se filtra por gravedad en caliente y se recibe en un vaso de 250 mL

(siempre mantenerlo en caliente) y el filtrado (que debe ser claro) se enfría en

un baño de agua y después en un baño de hielo. Cuando se requieren

temperaturas más bajas se utiliza el "hielo seco" (dióxido de carbono sólido) por

unos 15 minutos., no se debe forzar el enfriamiento. Se filtra a presión reducida

utilizando un embudo Büchner, con un papel filtro previamente pesado y se

lavan con unos mililitros de agua fría. Colocar el papel filtro y los cristales en

una luna de reloj y dejarlo en un desecador por 24 horas y pesar.

En el caso de tratar de recuperar al máximo el compuesto, es necesario que todo

el líquido filtrado se pase a un Erlenmeyer y se concentre por ebullición hasta

una cuarta parte de su volumen y se enfría obteniéndose una nueva porción de

cristales (mínima).

Varilla de vidrio

Solución

Asbesto

a) b)

Figura 2.2. a) Calentamiento, si el solvente NO ES INFLAMABLE, b) filtración por

gravedad, Utilice una plancha de calentamiento).


22

Varilla de vidrio Bomba de vacío

Embudo Buchner

Cristales

Kitasato Trampa

Muestra a

secar

Desecador

Figura 2.3. Materiales y equipos para una cristalización


23


FACULTAD DE ..........................................

Nombre del laboratorio: CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA

Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICA N° 2: CRISTALIZACIÓN

COMPETENCIA: Destreza en la metodología de purificación de sólidos

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Aplicar los conceptos de solubilidad y el efecto

de la temperatura en la purificación. Adquirir destreza en las operaciones y manejo

de equipos de filtración por gravedad y a presión reducida. Demostrar la propiedad

del carbón activado en capturar ciertas impurezas, como colorantes.

1. Elección del solvente para la acetanilida

n-Hexano Cloroformo Etanol Agua Ác. acético

frío calor frío calor frío calor frío calor frío calor

Conclusión


24

Evaluación

¿Cuáles son las características de un buen solvente de purificación?

3. Cristalización de la acetanilida

Muestra

origina(g) Papel filtro (g) Cristales +

papel filtro(g) Cristales(g) Porcentaje del

cristales

Evaluación

Existe alguna diferencia al comparar muestras que utilizaron carbón activado y

otras que no la hicieron

¿Por qué es necesario filtrar en caliente y a gravedad en la primera operación?

¿En esta última operación, por qué fue necesario filtrar con embudo de Vástago corto y no largo?


25

¿En la segunda operación de filtración, por qué fue necesario enfriar antes la

solución?. ¿A qué razones atribuye la necesidad de enfriar a temperatura

cercana a cero grados, antes de filtrar a presión reducida?

¿En qué medida le facilitó la filtración a presión reducida?


26

CUESTIONARIO

1.¿Cuál fue el rendimiento práctico, que obtuvo en la cristalización de la sustancia

purificada?

2. Se tienen 7 g de una sustancia sólida "X", disuelta en 100 mL de agua a 100ºC y

se enfría hasta 20ºC ¿Qué cantidad de esta sustancia cristalizará? Observe la curva de solubilidad para la sustancia "X".

C ur v a d e s o l ub i l i d a d d e l a s us t a nc i a " X "

110 10 0 9 0 8 0 70 6 0 50 4 0 3 0 2 0 10 0

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9

g / 10 0 mL

3. Se tienen 3 g de la sustancia sólida "X", disuelta en 50 mL de agua a 100ºC y se

enfría hasta 20ºC ¿Qué cantidad de esta sustancia cristalizará? Observe la curva

de solubilidad para la sustancia "X".

4. Se tienen 3 gramos de sustancia “A” disueltas en 25 mL de acetato de etilo a

90 °C y se enfría durante toda la noche a 20°C , ¿qué cantidad de esta sustancia

“A” cristalizará, si se conoce la curva de solubilidad de “A “ en el solvente?

100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14

gramos / 100 mLsol

Curva de solubilidad de la sustancia “A” en acetato de etilo


27

5. Si a Usted le entregan una muestra de ácido benzoico y se le pide encontrar el

porcentaje de pureza de este ácido, ¿qué haría primero?. Diseñe un esquema de

purificación del ácido benzoico que se encuentra mezclada con azúcar. Nota:

consulte su solubilidad en diferentes solventes.


28

DESTILACIÓN


29

INTRODUCCIÓN

La destilación es un método de purificación de líquidos o de líquidos con impurezas

no volátiles, se basa en la conversión de un líquido a vapor ebullición (vaporización)

y el enfriamiento de éste para retornar al estado líquido (condensación).

El método se basa en las diferentes volatilidades de los componentes que forman el

líquido a purificar o separar. Por ello hay varios tipos de destilación , siendo los más

importantes : Destilación Simple, destilación fraccionada, destilación a presión

reducida (al vacío) y Destilación por arrastre con vapor.

3. DESTILACIÓN DE LÍQUIDOS PUROS O CON IMPUREZAS NO

VOLÁTILES (DESTILACIÓN SIMPLE)

Si se calienta un líquido que tiene impurezas no volátiles (baja presión de vapor), el

vapor obtenido estará constituido únicamente por moléculas del líquido y, por

consiguiente, en el condensado no estarán presentes estas impurezas.

La purificación de este tipo de muestras puede hacerse mediante el proceso más

sencillo de destilación (destilación simple).

La presencia del material no volátil, disminuye la presión de vapor del líquido, lo

que trae como consecuencia un aumento en el punto de ebullición, con respecto al

líquido en estado puro.

Figura 3.1. Aparato de

destilación simple


30

T°

Figura 3.2 . Gráfica obtenida en la

destilación simple de líquidos puros o

con impurezas no volátiles.

Vol

DESTILACIÓN DE MEZCLAS

En una mezcla de 2 o más sustancias volátiles, la PRESIÓN DE VAPOR TOTAL

estará en función de la presión de vapor de los componentes y de sus fracciones

molares (excepto cuando forman mezclas azeotrópicas).

Según la ley de Raoult: “La presión parcial de un componente (en una solución

ideal) es igual a su presión de vapor multiplicada por su fracción molar”.

Además, la presión de vapor total será igual a la suma de las presiones (de vapor)

parciales de los componentes. Para una mezcla de líquidos a,b,c, etc., esto se

representa así.

P = PaNa + PbNb + PcNc + .... + PnNn

Donde: P = presión de vapor total

Pa, Pb, Pc, etc. Son las presiones parciales de a, b, c, etc.

Na, Nb, Nc, etc. Son las fracciones molares de Na, Nb, Nc, etc.

Por consiguiente: Pa Na o Pb Nb, etc. Será la presión parcial de a,b,, etc.

respectivamente. La solución empezará a hervir cuando la presión de vapor total

(P) alcanza el valor de la presión atmosférica.

P = PaNa + PaNa + … + PnNn

La separación de mezclas formadas por componentes de presión de vapor similar

sólo podrá hacerse mediante una destilación fraccionada.


31

DESTILACIÓN FRACCIONADA

Es una técnica que nos permite realizar una serie completa de vaporizaciones y

condensaciones pequeñas en una operación sencilla y continua, valiéndose para ello

de una columna de fraccionamiento cuyo principio es proporcionar una gran

superficie para el intercambio de calor entre el vapor ascendente (más caliente) y el

condensado descendente (más frío). La columna de fraccionamiento se coloca entre

el balón de destilación y el condensador o refrigerante.

DESTILACIÓN A PRESION REDUCIDA

Pra separar o purificar compuestos que tengan puntos de ebullición superiores a

200°C o que se descompongan a temperaturas menores o próximas a su punto de

ebullición es conveniente tomar en cuenta que el p.e. depende de la presión

circundante; por lo tanto, se le puede disminuir reduciendo la presión a la que se efectúa la destilación.

AZEOTROPO O MEZCLA AZEOTRÓPICA

Un azeotropo es una mezcla de líquidos que destilan sin cambios en su temperatura

de destilación o en la composición del destilado. Es decir, no pueden ser separados

por destilación porque se comportan como un líquido puro. Ello se debe a que al

vaporizar parcialmente esta mezcla, el vapor obtenido tendrá siempre la misma

composición. No cumple la ley de Raoult.

El punto de ebullición del azeotropo es, generalmente, mas bajo que el de ambos

componentes. En algunos casos es más alto que el de ellos y casi nunca es

intermedio entre ambos.

Por ejemplo, la destilación de una mezcla de alcohol etílico y agua (cualquiera sea

la proporción de ellos) nunca producirá un alcohol etílico de una concentración

superior al 95,5% (v/v). Es decir la mezcla de 95.5% de alcohol y el 4.5% de agua

es una mezcla azeotrópica cuyo p.e. ( 78.1°C) es inferior al de ambos (78.5° y

100°C).

El alcohol etílico absoluto (100% de pureza) se puede obtener a partir de este

alcohol de 95.5%, adicionándole benceno y destilando la solución. En estas

condiciones pueden formarse 2 azeotropos:

Etanol – benceno – agua (18.5; 74.1; 7.4), P.E. 64.8° (Azeotropo ternario)

Etanol – benceno (19.2; 80.2) P.E. 68.2° (Azeotropo binario)

Primero destilará el de menor p.e., o sea el azeotropo ternario (64.8°C) hasta que se

elimine el agua, luego destilará el azeotropo binario (68.2°C) hasta que se elimine el

exceso de benceno y finalmente destilará el etanol absoluto (78.5°C).


32

PROCEDIMIENTO

APLICACIÓN DE LA DESTILACIÓN SIMPLE EN LA DETERMINACIÓN

DEL GRADO ALCOHÓLICO DEL VINO

a) Si el vino está ácido (avinagrado) neutralizarlo con 0,1 g de CaCO3 u otro

álcali, hasta neutralidad.

b) Colocar 100 mL de vino y támaras de ebullición al balón de destilación

simple y proceder a la destilación según lo indicado anteriormente . Ir

recogiendo el destilado en una probeta graduada.

c) Colectar 50 mL del destilado incoloro y aromático. Completar hasta el

volumen inicial del vino(100 mL) con agua destilada.

d) Determinar el grado alcohólico (% en volumen) introduciendo el

alcolímetro de Gay Lussac. Estya mezcla hidroalcohólica contiene el

mismo grado alcohólico que el vino inicial.

e) Si se desea el porcentaje en peso de alcohol etílico, acudir a la tabla

alcoholimétrica.Ej.: si ha obtenido una lectura de 15° G.L. (grados Gay

Lussac), el vino tendrá el 15% en volumen de alcohol y según la tabla

corresponde a 12,13% en peso.

Volumen de

destilado

(mL)

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50

Temperatura

(°C)


33

TABLA 5. MEZCLAS HIDROALCETANÓLICAS

Porcentaje de Etanol Gravedad

específica

vo l/vol Peso/peso Peso/vol

11,0 12,0

13,0

14,0

15,0

16,0

17.0

18,0

19,0

20,0

21,0

22,0

23,0

24,0

25,0

26,0

27,0

28,0

29,0

30,0

35,0

40,0

45,0

50,0

55,0

60,0

65,0

70,0

75,0

80,0

85,0

90,0

95,0

100,0

8,86

9,67

10,49

11,31

12,13

12,95

13,78

14,60

15,43

16,26

17,09

17,92

18,76

19,59

20,43

21,27

22,11

22,96

23,81

24,66

28,96

33,35

37,84

42,47

47,23

52,16

57,21

62,45

67,84

73,54

79,40

85,66

92,41

100,0

8,73

9.52

10,31

11,11

11,90

12,69

13,49

14,28

15,08

15,87

16,66

17,46

18,26

19,04

19,84

20,63

21,43

22,22

23,01

23,81

27,78

31,74

35,71

39,69

43,66

47,63

51,59

55,56

59,53

63,51

67,47

71,44

75,41

79,39

0,98546

0,98435

0,98326

0,98219

0,98114

0,98011

0,97909

0,97808

0,97708

0,97608

0,97507

0,97406

0,97304

0,97201

0,97097

0,96991

0,96883

0,96772

0,96658

0,96541

0,95910

0,95185

0,94364

0,9344

0,9244

0,9136

0,9021

0,8900

0,8773

0,8639

0,8496

0,8339

0,8161

0,7939


34


FACULTAD DE


Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICA N° 3: DESTILACION

COMPETENCIA: Verifica la separación y purificación de un liquido

compuesto y su aplicabilidad

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Explica los métodos para la purificación de

líquidos.

Evaluación:

¿Utilizaría una destilación simple para purificar el agua potable?. ¿Dónde se

quedarían las impurezas?. ¿cuáles serian las impurezas en el agua potable?

¿Por qué el volumen del liquido para destilar no debe sobrepasar la mitad de la capacidad del recipiente?.

¿Cuánto fue el grado alcohólico?. ¿Coincide con lo reportado en la literatura de la

bebida alcoholica?. Comente.

¿A cuántos gramos de alcohol es equivalente el contenido de alcohol de su


35

muestra?.


36

CUESTIONARIO

1. Graficar la curva de destilación de A (p.e. 50 °C) y B (p.e. 100 °C) para

cada una de las siguientes situaciones:

a. A y B no forman azeotropo

b. A y B forman azeotropo : A. está presente en gran exceso en

la mezcla inicial.

c. A y B forman azeotropo; B está presente en gran exceso en la

mezcla inicial.

2. Calcular la presión de vapor total a 100 °C de una solución ideal que consta

de 0,6 moles del compuesto “X” y 0,4 moles del compuesto “Y”. La

presión de vapor de X puro a 100 °C es de 600 mm, y el de Y puro a 100

°C es de 80 mm Hg. ¿Cuál es la presión parcial de cada componente en el

vapor?.

3. Diferencias entre evaporación y ebullición

4. Fundamento y aplicaciones de la destilación por arrastre con vapor de agua.


37

EXTRACCIÓN


38

La extracción es la técnica más usada para separar un producto orgánico de una

mezcla de reacción o de sus fuentes naturales. Puede definirse como la separación

de un compuesto de una mezcla por medio de un disolvente.

Según el estado físico de la muestra a extraer la extracción puede ser básicamente

de dos tipos: extracción liquido-sólido y extracción líquido-líquido.

EXTRACCION LÍQUIDO-SÓLIDO

Para ello se hace uso de equipos adecuados, siendo el mas utilizado el extractor

SOXHLET, que consta de 3 partes fundamentales: El matraz inferior; que contiene

el solvente de extracción, la parte central o extractor propiamente dicho, donde se

coloca la muestra sólida a extraer (Aquí se realiza la extracción) y un refrigerante

superior.

Figura 4.1. Extractor Soxhlet

1 1

El proceso presenta muchas ventajas, siendo las principales:

a) Es continuo y automático, no requiere la presencia permanente del

operador.

b) Con cantidades relativamente pequeñas de solventes se puede extraer

exhaustivamente la muestra.

c) Puede usarse para cuantificaciones si previamente se tara el matraz y se vuelve

a pesar al terminar la extracción y recuperar (por destilación) el solvente. Por

ejemplo, se usa para determinar el porcentaje de grasa de alimento, harina de

pescado, etc.

EXTRACCIÓN LÍQUIDO-LÍQUIDO

Se aplica cuando la muestra a extraer es líquida y la extracción se realiza con otro

líquido o solventes que reúna ciertas características. Generalmente uno de estos

líquidos es el agua


39

los principios se encuentran en medio acuoso y los disolventes empleados son

inmiscibles en este medio.

En algunos casos es suficiente una sola extracción, pero hay compuestos orgánicos

que por su parcial solubilidad en agua es necesario varias extracciones para

aislarlo.

COEFICIENTE DE REPARTO

Cuando se agita una solución acuosa de una sustancia con un solvente orgánico

(por ejemplo éter), el compuesto se distribuye parcialmente en ambos solventes. Esta distribución se realiza hasta que alcanza el equilibrio, el que se logra cuando la

relación entre las concentraciones de la sustancia en la capa orgánica y acuosa sea

igual a una constante, llamada Coeficiente de reparto o Coeficiente de

distribución (Kd) que es específica del soluto, del par de solventes y la temperatura

de trabajo.

A su vez, este coeficiente es proporcional a la solubilidad del compuesto en el

solvente orgánico y en el agua.:

Kd = Co/Ca = So/Sa

Co = Concentración en la capa orgánica

Co = Concentración en la capa acuosa

So = Solubilidad en el solvente orgánico

Sa= solubilidad en agua

Por ejemplo, si la solubilidad de un compuesto en éter es de 0,6 g/100 mL y en

agua es de 0,12 g/100 mL, su Kd para el sistema éter/agua es: :

Kd = 0,60/0,12 = 5

Conociendo la concentración de la sustancia en la solubilidad acuosa y su Kd,

puede calcularse la cantidad que se puede extraer con un volumen determinado de

solvente, o la cantidad del solvente que se necesita para extraer una cantidad del

compuesto.

Puede también comprobarse que si se hacen varias extracciones con cantidades

pequeñas del líquido exactamente (extracción múltiple) se puede extraer mayor

cantidad de sustancia que haciendo una extracción con el mismo volumen total del

solvente.

Por ejemplo: si se tiene una solución de 40 mg de ácido butírico en 50 mL de agua:


40

a) ¿Cuántos miligramos de este ácido se extraerá con 50 mL de benceno?

(Extracción simple).

b) ¿Cuántos miligramos se extraerán con 2 porciones de 25 mL c/u de benceno?.

(extracción múltiple). El Kd del ác. butírico en el sistema benceno/agua a 20 °C

es de 3.

Solución:

Sea “X” la cantidad extraída, tendremos:

a) Extracción simple: X

50

Kd = Co/Ca = 3 = X = 30 mg de ác. Butírico extraído

40-X

50

b) Extracción múltiple:

1ra. Extracción (25 mL de benceno)

X´/25

3 = X´ = 24 mg extraídas con 25 mL de

(40-X`)/50 benceno (quedan en la fase acuosa

40-24 = 16 mg de ác. Butírico)

2 da. Extracción (25 ml de benceno)

X´´/25

3 = X´ ´ = 9,6 mg extraídas con esta segunda

(16-X´´)/50 porción del benceno (quedan en la

fase acuosa 16-9,6 = 6,4 mg de ác.

Butírico

CONCLUSIÓN

Como se puede deducir, en la extracción múltiple se extrae más (24 + 9.6 =33.6

mg) que en la extracción simple (30 mg) habiéndose utilizado en ambos casos un

volumen total de 50ml de Benceno.

EQUIPO Y SOLVENTE DE EXTRACCIÓN

La extracción líquido-líquido se puede hacer manualmente en un embudo de

separación o pera de bromo. En algunos casos es necesario usar equipos de


41

extracción continua que funciona que funciona en forma automatizada similares al

extractor Soxhlet.

Un buen solvente de extracción debe reunir las siguientes características:

a) Debe disolver fácilmente la sustancia a extraer.

b) Debe extraer poco o nada de las otras sustancias presentes (impurezas o

sustancias indeseables).

c) Debe ser fácilmente separado después de la extracción. Generalmente se usan

solventes volátiles que pueden ser eliminados por destilación o evaporización.

d) Debe ser inerte con las sustancias a extraer.

Figura. 4.2. Embudo de

separación

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL

EXTRACCIÓN LÍQUIDO – SÓLIDO. Extracción de grasas de harina de

pescado o extracción de grasa de harina de maíz.

Tarar el matraz y armar el equipo Soxhlet sobre la plancha eléctrica de

calentamiento o baño maría, como se indica en la figura.

Colocar en el cartucho de extracción 10 g de harina de pescado y cubrirlo con un

pedazo de algodón. Agregar éter de petróleo o n-hexano por la parte superior del

refrigerante (use un embudo) hasta que el líquido sifone. Adicione unos 30 mL

más de solvente.

Haga circular agua por el refrigerante e inicie el calentamiento de tal manera que el

solvente hierva suavemente. Continúe la operación hasta que el extracto sifone de

color claro, casi incoloro.

EXTRACCIÓN LÍQUIDO-LÍQUIDO DE UN COLORANTE

1. ELECCIÓN DE UN SOLVENTE

Agregar a 4 tubos de prueba 10 gotas de solución de cristal violeta, añadir a

cada tubo 20 gotas de etanol, cloroformo, n-hexano y agua, respectivamente.


42

Agitar a fin de poner en contacto los diferentes solventes con la solución del

colorante, dejar en reposo y observe la densidad y color de la capa orgánica.

(agregar NaCl si se formase emulsión). Observe y compare los resultados.

2. EXTRACCIÓN SIMPLE

Elegido el solvente que reúne las condiciones necesarias para una buena extracción, se procede a poner en un embudo de separación 15 mL de la

solución de cristal violeta y se añaden 15 mL del solvente elegido. Recoger la

fase orgánica en un tubo de ensayo y la acuosa en otro tubo, tapar los tubos y

guardarlos para una observación y comparación posterior.

3. EXTRACCIÓN MÚLTIPLE

Tomar 15 mL de la solución acuosa de cristal violeta elegido y proceder a

extraer con porciones de 5 mL por tres veces, reunir los extractos en un tubo de

ensayo y recoger la solución acuosa remanente en un cuarto tubo. Comparar la

intensidad del color de las soluciones orgánicas y de las dos acuosas. Anotar los

resultados.


43


FACULTAD DE

Nombre del laboratorio: Lab- CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA

Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICA N° 4: EXTRACCIÓN

COMPETENCIA: Verifica la separación y purificación de un compuesto

contenido en una mezcla.

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Explica los diferentes métodos de extracción

para la obtención de compuestos orgánicos, dependiendo su estado físico.

Elección del solvente

MUESTRA ETANOL CLOROFORMO n-HEXANO

¿Forman dos fases? ¿El líquido extractante se colorea?

Evaluación:

¿Es necesario que en una extracción líquido-líquido, se formen las dos

fases?.¿Por qué?

¿Cómo visualizó que el solvente orgánico es un buen extractante?.


44

Extracción Simple

Evaluación

¿Cómo pudo comprobar que en la solución acuosa queda muy poco de la

sustancia extraída?.

¿Cómo demostró que el solvente orgánico extrajo una buena cantidad de

compuestos?.

Evaluación

¿Cómo demuestras que la extracción múltiple es más eficiente que la

simple?.

¿La extracción por el método de Soxhlet se asemeja más a una extracción

simple o múltiple?. ¿Por qué?.


45

CUESTIONARIO

1. Teniendo en cuenta la densidad y solubilidad en agua de los siguientes

solventes, indicar cuáles de ellos ocuparán la capa superior en una

extracción acuosa utilizando el embudo de separación:

a. Tetracloruro de carbono b. Alcohol etílico

c. Ácido aradquidónico d. Ácido láurico

e. Alcohol isopropílico f. Acetona

2. Si una solución de 50 mg de una sustancia “Y” en 50 mL de agua se extrae

con dos porciones de 25 mL de éter cada una. ¿Cuál es la cantidad total de

sustancia “Y”, que se extraerá si se sabe que el Kd = 5 (éter/agua)?.

3. El coeficiente de distribución del ácido isobutírco en el sistema éter

etílico/agua a 25 °C es 3. Si tenemos una solución de 40 g de ácido

isobutírico en 1 L de agua y la extraemos con 800 mL de éter etílico (una

sola extracción). ¿Cuántos gramos del ácido pasarán a la capa orgánica y

cuántos permanecerán en la capa acuosa?. ¿Cuántos gramos de ácido se

extraerán , si se realizarán dos extracciones con 400 mL de éter etílico cada

una?. ¿Cuál de los dos casos la extracción es más eficiente?.

4. En una extracción líquida, se obtienen 60 mg de ácido salicílico utilizando

X mL de benceno. ¿Que cantidad de benceno fue necesaria para la

extracción, si se sabe que la solución inicial era de 100 mg de ácido

salicílico en 100 mL de agua, conociendo además que el Kd = 0.02

(H2O/Benceno)?

5. El Kd del ácido salicílico en el sistema éter/agua es de 40. ¿Cuánto de éter

se necesitará para extraer el 60 % del ácido contenido en 100 mL de agua,

con una sola extracción?


46

CROMATOGRAFÍA


47

INTRODUCCIÓN

La cromatografía es la separación de una mezcla de dos o más compuestos por

distribución diferencial entre dos fases (una fija o estacionaria y otra móvil ) l, que

se encuentran en íntimo contacto. Y según sean la naturaleza de las fases sólido-

líquido, líquido-líquido y gas- líquido. También puede definirse como un método de

separación basado en la distribución o en la diferencia velocidad con que se

desplazan los compuestos entre 2 fases.

En la separación cromatográfica, la fase móvil (disolvente o eluyente), la fase fija y

los componentes de la mezcla que se está separando o analizando, interaccionan

entre sí constituyendo un SISTEMA CROMATOGRÁFICO.

a) Vista frontal

b) Vista transversal(corte)

Fija o estacionaria

(Silicagel, alúmina

almidón, celulosa, etc.)

S o p o r t e (v i d r i o ,

P l á s t i c o f i b r a s , ,

m e t a l )

F a s e m ó v i l

M u e s t r a

F i g u r a . 5 . 1 E s q u e m a d e u n s i s t e m a c r o m a t o g r á f i c o


48

TIPOS DE CROMATOGRAFÍA

Según el fenómeno físico predominante y el estado físico de las fases involucradas,

existen 3 tipos básicos de cromatografía: de adsorción, de partición y de

intercambio iónico.

Por ello, es más común clasificarla en: Cromatografía sobre papel, en capa fina

(c.c.f.), en columna (c.c.), en fase gaseosa (c.g.), Cromatografía de alta

performancia (HPLC) según la técnica empleada y la naturaleza de las fases.

1. CROMATOGRAFIA DE ADSORCIÓN

Es aquel sistema cromatográfico en que la fase fija es un sólido y la separación o

desplazamiento depende del equilibrio adsorción-desorción entre el compuesto y las

fases fija y móvil.

La adsorción es un fenómeno físico de superficie que consiste en que las moléculas

de una sustancia (adsorbato) se adhieren o concentran en la superficie de un sólido

finamente dividido (adsorbente). El proceso inverso, o sea la separación de las

moléculas adsorbidas se denomina desorción.

Solvente

Muestra

Fase estacionaria

soporte

Figura 5.2 . Adsorción de la muestra en la superficie

Fase móvil (solvente)

Figura 5.3 . Esquema de la fuerza del solvente sobre la muestra

Por consiguiente, la velocidad con que se desplaza un compuesto depende de la

polaridad de sus moléculas, de la actividad del adsorbente y de la polaridad de la

fase móvil o solvente.

2. CROMATOGRAFÍA DE REPARTO O PARTICIÓN


49

En este método la fase fija es un líquido (generalmente agua) colocado sobre un

soporte inerte sólido. La fase móvil es otro líquido o un gas. Existirán 2 tipos de

separación: líquido-líquido y gas-líquido. El único factor que influye en el

desplazamiento de un compuesto, es la solubilidad relativa de éste en las fases. Las

sustancias que son solubles sólo en la fase móvil o solvente, se desplazarán a la

misma velocidad que éste, mientras que aquellas solubles únicamente en la fase fija

no se desplazarán de donde fueron depositadas.

Solvente Figura 5.4. Esquema del proceso

Muestra de separación de dos compuestos

Fase estacionaria

(líquida)

Sembrado Secado Desarrollo

Figura 5.4. Procedimiento de la técnica de la cromatografía en capa fina y papel

revelado del cromatograma

Si las sustancias son coloreadas, no hay ninguna dificultad pues se visualizan

directamente; pero, la mayoría de compuestos son incoloros o blancos, por lo que

no son visibles directamente y necesitaremos de un "revelador" para su localización.


50

Los métodos físicos tienen la ventaja de no modificar la sustancia, pudiendo

recuperarse para usarla en otro análisis. Los más comúnmente usados son la

fluorescencia (emisión de radiación visible al absorber rayos ultravioleta) y la

radiactividad (cuando se trabaja con compuestos marcados por isótopos

radiactivos). Son pocas las sustancias que pueden revelarse con estos métodos.

Los métodos químicos utilizan un reactivo químico (revelador) que se aplican o

pulverizan sobre el cromatograma y al reaccionar con la sustancia dan productos

coloreados o fluorescentes (visibles a la luz ordinaria o UV).

RELACION DE FRENTE o Rf. Es una constante usada especialmente en el caso

de la cromatografía sobre papel y en capa fina. Estos métodos pueden servir para intentar la identificación de un compuesto ya que el desplazamiento de una

sustancia respecto al desplazamiento del disolvente es constante y característico de ella (siempre que todas las condiciones permanezcan constantes), conociéndose

como Rf. Se obtiene al dividir la distancia recorrida por la sustancia entre la distancia recorrida por el solvente:

Rf =

Distancia recorrida por la sustancia

Distancia recorrida por el disolvente

B Frente

b c

A a

Origen

Rf de A = a/c y Rf de B = b/c

Figura 5.5 .Esquema de un cromatograma desarrollado y el cálculo de Rf

CROMATOGRAFIA EN COLUMNA (c.c.)

Es útil en la separación de una cantidad apreciable de mezclas de sustancias y

puede hacerse por adsorción, reparto o intercambio iónico.

Se rellena cuidadosamente la columna cromatográfica (tubo de vidrio con una llave

en el extremo inferior) con la fase fija. Si el método es de adsorción el adsorbente


51

debe estar pulverizado y seco. Si es de partición, las partículas sólidas deben estar

cubiertas de una capa líquida.

Se deposita o siembra la muestra a separar (en solución) por la parte superior de la

columna y luego se va adicionando la fase móvil (elución).

El eluyente tratará de arrastrar las sustancias hacia abajo, mientras que la fase fija

tratará de retenerlas. Según el equilibrio adsorción desorción o según el coeficiente

de solubilidad de cada compuesto, algunos serán desalojados (eluidos) más

rápidamente que otros, y los recibiremos primero.

El método consta de 3 etapas: llenado de la columna, aplicación de la muestra y

elución.

El llenado tiene por objeto preparar una columna uniformemente compacta, sin

rajaduras ni burbujas de aire. Puede hacerse de 2 maneras:

a) Suspender el adsorbente agitándolo con un solvente adecuado y verter poco a

poco esta suspensión. El adsorbente va sedimentando y formando una columna

uniforme.

b) Añadir el adsorbente seco, en pequeñas porciones y dando golpes a la columna

para que el adsorbente se deposite en forma uniforme.

Solvente de desarrollo

Adsorbente Columna

cromatográfica

eluato

Figura 5.6. . Elusión de la columna cromatográfica.


La cantidad de adsorbente y tamaño de la columna depende de la cantidad de

muestra a separar. Generalmente se requiere unos 20 a 30g de adsorbente por cada

gramo de muestra, aunque en algunos casos puede necesitarse relaciones mucho

mayores (1:100).

También es importante la relación entre diámetro de la columna y su altura. Si la

columna es demasiado corta, la distancia recorrida por la muestra no es suficiente

para permitir una separación adecuada. La relación diámetro-altura suele ser de

1÷8 y 1÷ 10.

PARTE EXPERIMENTAL

1. CROMATOGRAFÍA SOBRE PAPEL

Sobre una cinta de papel Whatman N° 1 de 3 x 10 cm se realizan las siguientes

operaciones:

a) A 1,5 cm de un extremo de la tira de papel de filtro, marque una tenue línea

recta con lápiz (línea de partida). No use tinta.

b) Doble la tira longitudinalmente, quedando dividida en 2 mitades. En cada

mitad, y sobre la línea de partida, señale el punto medio o lugar de siembra.

c) En uno de estos puntos y con la ayuda de un capilar, deposite unas gotitas

(2 ó 3) de la mezcla a analizar (azul de metileno y anaranjado de metilo).

En el otro punto sembrar, uno de los colorantes (cualquiera) en solución.

Espere que cada gota seque antes de sembrar la siguiente.

d) Deje unos minutos para que se evapore el solvente de siembra (puede

ayudarse con corriente de aire) y luego introduzca la tira en un tubo de

ensayo de 2 x 15 cm en cuyo interior se ha colocado el solvente de

desarrollo (1-propanol - butanona - Agua 4:1:1) (La zona de siembra no

debe quedar sumergida en el solvente). No mueva hasta que haya

terminado el desarrollo.

e) Cuando la fase móvil haya ascendido unos 8-10 cm, retire el papel, marque

el frente del solvente (con lápiz) y déjelo secar.

f) Observe y compare las 2 muestras sembradas y calcule el Rf de cada

sustancia.

2. CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA

G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 53

53

a) Las placas se preparan introduciendo 2 láminas portaobjeto (juntas) en una

suspensión preparada al agitar 35g de Silicagel G. (ó 60 g de alúmina) en

100 mL de una mezcla cloroformo-metanol (2:1). Esta suspensión puede

conservarse en recipientes bien cerrados.

b) Se separan los portaobjetos, se dejan secar y se señalan 2 puntos

(equidistantes de los bordes y del centro) que se encuentren en una

imaginaria "línea de partida" a 1 cm del borde inferior (Use únicamente

lápiz).

c) En uno de los puntos se siembra (en solución y con un capilar) unas 2 ó 3

gotas de la mezcla anaranjado de metilo-azul de metileno y en el otro uno

de ellos. Dejar secar el solvente.

d) Introducir la placa en una cámara de desarrollo que contiene la fase móvil

(1-Propanol-butanona-Agua 4:1:1).

e) Cuando el solvente esté por llegar al borde superior de la plaquita, retire

ésta, marque el frente del solvente, dejar secar y calcule el Rf.

3. CROMATOGRAFIA EN COLUMNA.- Aplicaremos esta técnica para

separar la misma mezcla (Azul de metileno-Anaranjado de metilo) que

utilizamos para la Cromatografía sobre papel y en capa fina.

a) Preparación de la Columna.- Introducir un trozo de algodón hasta el

fondo de la columna. Adicionarle unos 10 cc de etanol y luego agregar una

suspensión formada al agitar 10 g de Silicagel (o alúmina) en unos 20 mL

de etanol. Abrir la llave de la columna hasta que la altura del solvente sea

de 1 mm por encima de la superficie del adsorbente.

b) Siembra: Depositar 1 ó 2 mL de la mezcla de colorantes a separar (en

solución alcohólica), abrir la llave hasta que todo el colorante sea

adsorbido por la fase fija.

c) Elución: Adicionar más etanol (eluyente) y observar que uno de los

colorantes se desplaza más que el otro. Ir agregando etanol hasta que se

eluya este colorante. Cambie de recipiente y eluya el segundo colorante. Si

fuera necesario, cambie el etanol por agua acidulada para eluir este

segundo colorante.

d) Análisis de los eluatos por Cromatografía en capa fina al portaobjetos.

Para este análisis se aplicará la técnica de la c.c.f. al portaobjeto,

sembrando los eluatos. El sistema de desarrollo será el mismo que se

empleó en c.c.f. o cromatografía sobre papel.

54



FACULTAD DE


Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 5: CROMATOGRAFÍA

COMPETENCIA: Conocimiento de un método de identificación y purificación

de mezclas de compuestos.

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Verificación de un método de separación

basado en la distribución o en la diferencia velocidad con que se desplazan los

compuestos entre 2 fases en íntimo contacto. Identificación de compuestos en una

mezcla. Conocimiento de la versatilidad de las técnicas cromatográficas.

1. CROMATOGRAFÍA SOBRE PAPEL

Comp. A Comp. B Mezcla Comp. A Comp. B

Distancias

(Muestra, cm)

Distancia

(solvente, cm)

Rf

55


2. CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA

Comp. A

Comp. B

Mezcla comp. A comp.B

Distancias B

(Muestra, cm)

Distancia (solvente, cm)

Rf

EVALUACIÓN

¿Cuáles son las partes de un cromatograma desarrollado?.

¿Las fases fijas o estacionaria son iguales para la cromatoigrafía en papel

y capa fina ?

¿Cuál de los dos compuestos tiene mayor afinidad por la fase fija

o estacionaria?

¿Pudo identificar el número de compuesto en la mezcla?.

¿Si un compuesto “X” tiene mayor Rf que “Y”, es indicativo que tiene

mayor afinidad por la fase móvil?

56


Complete los diagramas (dibuje) y haga el cálculo respectivo de los Rf

Papel

Rf A =

Rf B =

C.C.F

Rf A =

Rf B =

3. CROMATOGRAFIA EN COLUMNA

Evaluación

¿Hubo diferencia en cuanto a la cantidad de muestra sembrada?

¿Cuál de los compuestos eluyó primero y por qué?

57


¿Cómo comprobaría Usted que los compuestos eluídos están puros?

¿Es importante la longitud y diámetro de la columna en la separación de

mezclas?

58


CUESTIONARIO

1. Haga un esquema de un cromatograma desarrollado e indique cada una de las

partes.

2. ¿Cuáles son las diferencias entre la c.c.f. y la de papel?

3. ¿Cómo ubicarías las posiciones de las sustancias incoloras en un

cromatograma?

4. ¿Cómo encuentras el solvente ideal de separación cromatográfica para una

muestra desconocida?.

5. Cite algunas aplicaciones de la cromatografía en su especialidad.

6. Interprete los valores de Rf 0,05; 0,5 y 0,98

7. Si al realizar el desarrollo de un cromatograma y encuentra el Rf de 0,1, lo

escogería como un buen solvente de desarrollo. ¿Por qué?.

8. Explique algún método para localizar las bandas de adsorción cuando se trabaja

con sustancias incoloras en una columna.

9. ¿Dé algunas aplicaciones prácticas de la cromatografía en columna?.

10. Haga un breve resumen del la Cromatografía líquida de alta performance.

59


PROPIEDADES QUÍMICAS

DE HIDROCARBUROS


60

INTRODUCCIÓN

La familia más simple de los compuestos orgánicos son los hidrocarburos.

Estos se encuentran constituidos por átomos de carbono e hidrógeno.

Los ALCANOS, son prácticamente inertes y generalmente insolubles no sólo

en disolventes polares corrientes (agua) sino también en ácido sulfúrico

concentrado en frío. En condiciones específicas estos hidrocarburos sufren

algunas reacciones, la mayoría de las cuales no son de carácter preparativo en

el laboratorio.

En los ALQUENOS y ALQUINOS, el doble y triple enlace respectivamente,

hace que las moléculas sean mucho más reactivas que un alcano y capaces de

dar reacciones de ADICION antes que de SUSTITUCION.

En el caso de los hidrocarburos AROMÁTICOS, se diferencian de los

hidrocarburos NO SATURADOS porque generalmente no sufren las

reacciones de ADICIÓN sino de SUSTITUCIÓN.

ALCANOS Y ALQUENOS

Las siguientes pruebas sirven para distinguir las propiedades características de

los hidrocarburos SATURADOS y NO SATURADOS, y con ellas poder

diferenciarlos. En esta primera parte se hará uso del bromo disuelto en

tetracloruro de carbono y permanganato de potasio en medio acuoso, reactivos

con los cuales se podrá visualizar la ausencia o presencia de insaturaciones en

la cadena hidrocarbonada, sea por desprendimiento del bromuro de hidrógeno

(HBr) o por cambio de coloración.

Ejemplo: bromación de un hidrocarburo saturado (sustitución):

1-Bromobutano

2-Bromobutano

61


El doble enlace en un alqueno hace que la molécula sea más reactiva y presente

reacciones de ADICIÓN. Frente al bromo disuelto en tetracloruro de carbono, da

derivados dihalogenados adyacentes.

Ejemplo: reacción de un alqueno con bromo (Adición):

1-Buteno 1,2-dibromobutano

Otro ensayo de reconocimiento de un doble enlace es la PRUEBA DE BAEYER

que consiste en agregarle permanganato de potasio acuoso (color púrpura) al

compuesto insaturado. Una vez producida la reacción se forma un precipitado de

color marrón, desapareciendo el color púrpura. Con los compuestos saturados y

aromáticos no se produce esta reacción y la coloración del permanganato se

mantiene (púrpura).

Ejemplos de la reacción de Baeyer

Eteno

Butano

1,2-Etanodiol

No hay reacción

No hay reacción

Benceno

Otro ensayo para doble enlace C = C, es la reacción con ácido sulfúrico (H2SO4).

Los hidrocarburos saturados y aromáticos al medio ambiente no reaccionan, mientras que los instaurados adicionan H2SO4.

Ejemplo de reacción con H2SO4

62


HIDROCARBUROS AROMÁTICOS

En ausencia de energía y catalizadores el bromo no ataca a los compuestos

aromáticos (el anillo básico), pero cuando se le añade limaduras de fierro

(catalizador) y se calienta suavemente tiene lugar la reacción produciéndose

derivados bromados con desprendimiento del bromuro de hidrógeno (HBr).

Obsérvese que resulta una reacción de SUSTITUCIÓN y no de ADICIÓN.

Ejemplo de bromación del benceno

Br

+ Br2 + HBr

Benceno Bromobenceno

También reaccionan con el ácido nítrico dando un aceite amarillo de olor

característico.

Ejemplo de nitración Calor

+ HNO3 - NO2 + H2O

PARTE EXPERIMENTAL

1. Ensayo con solución de bromo en tetracloruro de carbono (Br2/CCl4)

Tome 5 tubos de ensayo y numérelos. A los tubos Nº 1 y 2 colocarle 15 gotas

de n-Hexano, al Nº 3 15 gotas de un alqueno, al Nº4, 15 gotas de benceno, al

Nº 5, 15 gotas de la muestra problema.

A cada uno de los tubos agréguele 4 gotas de Br2/CCl4. Guardar el tubo Nº1 en

un cajón (oscuridad).

Observe las diferencias en la coloración. Después de 10’ retirar el tubo N°1 del cajón y comparar con el tubo N°2. Explique

2. Ensayo de Baeyer (Solución acuosa de KMnO4)

63


Tome 4 tubos de ensayo y numérelos. Agregue 15 gotas de cada tipo de hidrocarburo antes mencionado y la muestra problema. Adicione a cada tubo 5 gotas de KMnO4 acuoso. Observe y anote, si se produce cambio de color

púrpura y formación de un p.p. marrón (reacción positiva).

3. Ensayo con ácido sulfúrico

Adicionar en cada uno de los 4 tubos de ensayos 10 gotas de hidrocarburos

saturados, insaturados, aromáticos y la muestra problema y adicionarle 10

gotas de ácido sulfúrico concentrado (no calentar). Observe y anote.

4. Ensayo con ácido nítrico

Mezcle 10 gotas de benceno y 10 gotas de HNO3 concentrado en un tubo de

prueba. Hacer hervir la mezcla por 5 minutos. Verter la solución sobre hielo molido o picado en un vaso de precipitado. La formación de un líquido aceitoso amarillento de olor aromático determina la reacción positiva de nitración.

64



FACULTAD DE …………………………..


Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 6: REACCIONES GENERALES CON

HIDROCARBUROS

COMPETENCIA: Verificación y diferenciación de la diferente reactividad

química de los tipos de enlace y la influencia de las condiciones del medio de

reacción.

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Verificación de la reactividad de los

compuestos hidrocarbonados y los factores que influyen una reacción mediante la

visualización en el cambio de color, formación de precipitado u otros parámetros

de medida tangibles que demuestren que la reacción se ha llevado a cabo, de

manera que se puedan diferenciar los tipos de hidrocarburos.

1. ENSAYO CON SOLUCIÓN DE BROMO EN TETRACLORURO

DE CARBONO (Br2/CCl4)

Reactivos

Hidrocarburos

Bromo disuelto en CCl4

Observación Luz Oscuridad

Alcano Alqueno Aromáticos Muestra problema N°

65


Evaluación ¿Es necesaria la presencia de luz, en la reacción de halogenación, para que

reaccionen los alcanos?. ¿Cómo verificó la necesidad de luz en la reacción?

¿De qué manera comprobó que la velocidad de reacción en los alquenos fue

superior a los otros hidrocarburos?

¿El compuesto aromático tiene el mismo comportamiento que los insaturados?

¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?

2.ENSAYO DE BAEYER (Solución acuosa de KMnO4)

Reactivo

Hidrocarburos

KMnO4 / H2O Observación

Alcanos Alquenos Aromáticos Muestra Problema N°

66


Evaluación:

¿Cómo verificó que la reacción se llevó a cabo?

Plantear una ecuación general para esta reacción.

¿A qué se debe la formación de un precipitado de color marrón?


3.ENSAYO CON ACIDO SULFÚRICO

Reactivos

Hidrocarburos

H2SO4

Observación

Alcanos (enlaces simples)

Alquenos (enlaces dobles)

Aromáticos

Muestra Problema N°

67


Evaluación:

¿Cómo visualizó que la reacción ha procedido?

¿Por qué se formó una sola fase?

¿Es la reacción exotérmica?


4.ENSAYO CON ACIDO NÍTRICO

Reactivos

Hidrocarburos

HNO3

Observación

Alcanos (enlaces simples)

Alquenos (enlaces dobles)

Aromáticos

Muestra Problema N°

68


CUESTIONARIO

1. Se tiene cuatro frascos con muestra de hidrocarburos (saturados,

insaturados y aromáticos) y de cada uno de los frascos se toman muestras

para realizar las pruebas químicas para identificarlos. El siguiente cuadro

muestra los resultados de las pruebas.

En la columna de “identificación” coloque el tipo de hidrocarburos

Muestras Bromo/CCl4 Baeyer H2SO4 Identificación

1 - - - 2 ++++ +++ +++ 3 + - -

(a mayor número de cruces “+” es más rápida la reacción . El signo “–“ no

reacciona)

2. ¿Qué productos monobromados se producen, si el neohexano reacciona con

el bromo? ¿Cuál es la explicación del por qué uno de ellos se producirá en

mayor porcentaje?

3. Complete (con estructuras y nombres) las siguientes ecuaciones químicas de

reacción (si es que producen en cada uno de ellos, más de un producto,

señale cuál de ellos es el principal):

Luz

a) Isopentano + Br2 /CCl4

b) 1-penteno + KMnO4 + H2O

c) CH3 CH2 CH=CH CH3 + KMnO4 + H2O

d) Fenantreno + H2SO4

e) 2-Buteno + Ácido sulfúrico

4. ¿Proponga dos métodos para determinar la presencia de insaturaciones en

una muestra de lípidos?

5. Si 60 gramos de un compuesto (peso molecular 240), consume 40 gramos

de bromo, ¿cuántos enlaces dobles tiene 1 mol del compuesto?

6. Haga un breve resumen sobre el índice de octanaje.

69



DE ALCOHOLES


70

INTRODUCCIÓN

Los alcoholes son compuestos orgánicos que tienen el grupo hidroxilo unido

directamente a un carbono saturado y los fenoles a un anillo aromático.

CH3 CH3

CH3 - CH2 - OH CH – OH CH3 C - OH

CH3 CH3 Alcohol etílico

(Primario) Alcohol isopropílico

(Secundario) Alcohol t-butílico

(Terciario)

Fenol 1-Naftol 2-Naftol

(-Naftol) (-Naftol)

Los alcoholes son menos ácidos que los fenoles. La diferencia de la acidez relativa

entre el alcohol y fenol se debe a: por el efecto inductivo de los grupos alquilos

que refuerza el enlace O-H y por estabilidad por resonancia del anillo aromático,

que debilita el enlace O-H en los fenoles.

Los ensayos experimentales que realizaremos para alcoholes están orientados a

reconocer el grupo funcional HIDROXILO y a la vez diferenciar su reactividad.

Así, utilizaremos sodio metálico (Naº) para diferenciar los alcoholes:

2R - OH + Naº 2R - O - Na+

+ H2

Alcohol alcóxido Hidrógeno (gas)

Los alcoholes tienen diferente reactividad o velocidad de reacción, siendo los

alcoholes primarios los que reaccionan más velozmente en esta reacción.

EL ENSAYO DE LUCAS, diferencia los alcoholes terciarios, secundarios y primarios por la velocidad de reacción. El reactivo es una solución de ZnCl2 en

HCl concentrado.

71


Se forman cloruros de alquilo, enturbiamiento u opacidad en forma inmediata

(terciarios), luego de varios minutos o algunas horas (secundarios) o en varias

horas (primarios).

ZnCl2

Reacción con R. de Lucas: R - OH + HCl R - Cl + H2O

Reactividad o velocidad de reacción: 3 ° > 2 ° > 1°

La oxidación de alcoholes permite obtener aldehídos, cetonas o ácidos carboxílicos.

Así, los alcoholes primarios pueden oxidarse a aldehídos y éstos son muy

fácilmente oxidables a ácidos.

[O] [O]

R - CH2OH R - CHO R - COOH

[H] [H]

Alcohol primario aldehído ácido

Los alcoholes secundarios son fácilmente oxidables a cetonas y éstas normalmente

no sufren oxidaciones posteriores.

Los alcoholes terciarios no son fácilmente oxidables, a menos que se usen

oxidantes enérgicas que rompan enlaces carbono-carbono. OXI

R- CHOH - R´ R - CO - R´ RED

El ensayo de BordwelL-Wellman o de oxidación con ácido crómico, también sirve

para diferenciar los alcoholes. El reactivo es CrO3 en H2SO4 diluido (color naranja rojizo). La oxidación de los alcoholes (1rio ó 2rio) produce la simultánea reducción

del reactivo a Cr+3

que es de color verde azulado.

OXI

Alcohol 1° R - CH2OH RCOOH Ácido carboxílico

OXI

Alcohol 2° R2CHOH R2C = 0 Cetona

OXI

Alcohol 3° R3COH No reacciona

Reacción de fenoles con tricloruro de fierro

Los fenoles los reconoceremos con el ensayo de cloruro férrico, con el cual dan

colores violeta o azulado.

PARTE EXPERIMENTAL

1. Ensayo de Lucas

72


Colocar a c/u de 3 tubos de prueba 15 gotas de reactivo de Lucas

Agregar 5 gotas de alcohol a ensayar

Agitar y medir el tiempo que demora en enturbiarse la solución

Ensayar: Alcohol primario, secundario, terciario y muestra problema.

2. Ensayo con sodio metálico

Colocar 10 gotas de alcohol primario, secundario y terciario en 3 tubos de

ensayo.

Agregue un pequeño trozo de sodio metálico a cada tubo y observe lo que

sucede.

Adicione algunas gotas de fenolftaleína a la solución final

NOTA: Antes de descartar el contenido de cada tubo cerciórese que todo el

sodio ha reaccionado. Si existe remanente agregue suficiente cantidad

de etanol para destruirlo. ¡No arrojar al caño!

3. Ensayo de Bordwell-Wellman

Agregue 10 gotas de alcohol a estudiar (primario, secundario y terciario)

Adicionar 10 gotas de reactivo. Observe los resultados.

4. Ensayo con cloruro férrico

Agregar a cada uno de 2 tubos de ensayo 10 gotas de solución al 0.1 % de

Resorcinol u otro fenol y un alcohol, respectivamente.

Adicionar a cada tubo 1 o 2 gotas de una solución de cloruro férrico.

Agitar, observar y anotar los resultados

Efectuar el ensayo con su muestra problema, simultáneamente

73



FACULTAD DE……………………………


Mesa N°

PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 7: REACCIONES GENERALES CON ALCOHOLES Y

FENOLES

COMPETENCIA: Reconoce el grupo hidroxilo en compuestos orgánicos y

Su reactividad en los tipos de alcoholes.

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Verifica la reactividad de los grupos hidroxilo

mediante ensayos experimentales. Identifica en forma rápida los fenoles mediante

reacciones simples y visualizables.

1. ENSAYO CON SODIO METÁLICO

Reactivos

Compuestos

Sodio

Observación

Alcohol primario

Alcohol secundario

Alcohol terciario

Fenol


74


Evaluación

¿Cómo verificó que los compuestos reaccionaban con el sodio metálico?

¿ Cuál de los alcoholes reaccionó rápidamente?

¿Cómo fue el comportamiento del fenol?

¿ Cómo comprobó la basicidad del producto formado?

¿ Cuál fue el comportamiento de su muestra problema?

75


2. ENSAYO DE LUCAS

Reactivos

Compuestos

Alcohol primario

Alcohol secundario

Alcohol terciario


ZnCl2/HCl Observación

Evaluación:

¿Cómo verificó que se produjo la reacción?

¿De los tres alcoholes, cuál de ellos reaccionó rápidamente?

¿Cuál sería el orden de reactividad decreciente de los alcoholes frente al reactivo de Lucas?

¿Cómo fue el comportamiento de su muestra problema?

76


3. ENSAYO DE BORDWELL-WELLMAN

Reactivos

Compuestos

H2SO4/CrO3

Observación

Alcohol primario

Alcohol secundario

Alcohol terciario


Evaluación:

¿ Cómo reconoció que hubo reacción?

¿Cuál o cuáles de los tres alcoholes reaccionaron con el reactivo de Bordwell-

Wellman?

¿ Cuál fue el comportamiento de su muestra problema?

¿Qué esperaría Usted, si al 2-metil-2-pentanol se le somete a la misma

reacción?

77


4. ENSAYO CON CLORURO FÉRRICO

Reactivos

Compuestos

FeCl3

Observación

Alcohol primario

Alcohol secundario

Alcohol terciario

Fenol


Evaluación:

¿Cómo verificó que solamente los fenoles reaccionan con el reactivo?

¿Cuál fue el comportamiento de su muestra problema?

¿Qué esperaría si el siguiente flavonoide se le somete a la reacción con el

FeCl3?

OH

78


CUESTIONARIO

1. ¿Proponga, al menos dos reacciones químicas que demuestren el

comportamiento diferenciados entre los alcoholes y los fenoles?

2. ¿Que utilidad tiene la reacción de los alcoholes con el reactivo de Bordell-

Wellman con los alcoholes?. Explique

3. ¿Cómo comprobar, mediante reacciones químicas, que la muestra recibida es

un fenol o derivado de éste?.

4. Dibuje las estructuras de los alcoholes y los reactivos que se necesitan para

producir:

a) Cloruro de t-butilo b) 2-buteno

Incluya las reacciones para producir estos compuestos a partir del alcohol que

eligió.

5. Se tienen 3 muestras de compuestos orgánicos hidroxilados: “X”, “Y” y “Z” y

se realizan las siguientes pruebas:

Compuesto “X”: Reacciona muy lentamente con el reactivo de Lucas

(horas) y rápidamente con el CrO3/H+

(producto orgánico formado

ácido carboxílico) y no reacciona con FeCl3.

Compuesto “Y”: Reacciona lentamente con el sodio metálico.

Reacciona rápidamente con el R. de Lucas

Compuesto “Z”: Reacciona lentamente con el reactivo de Lucas y con el

CrO3/H+, (Producto formado una cetona). Indicar el tipo de compuestos

hidroxilados.

6. ¿Con cuál de los reactivos utilizados en esta práctica , podemos afirmar que una

infusión de té tiene derivados fenólicos.

79



DE ALDEHÍDOS Y CETONAS


80

INTRODUCCIÓN

El grupo carbonilo es un grupo polar. Así los aldehídos y cetonas tienen el punto de

ebullición más alto que los hidrocarburos de similar peso molecular.

CH3CH2CH3 CH3CH2CHO CH3COCH3 CH3CH2CH2OH Propano

p.e. (ºC) -44 Propanal 48

Acetona 56

Propanol 97,1

Aldehídos

H R Ar

C = O C = O C = O

H H H

Cetonas R R Ar

C = O C = O C = O

R Ar Ar

Los aldehídos y cetonas por tener el mismo grupo funcional presentan numerosas

reacciones químicas comunes. Entre ellas tenemos las de adición (Bisulfito de

sodio), condensación (formación de fenilhidrazonas, 2-4-dinitrofenilhidrazonas)

etc.

Sin embargo, otras reacciones permiten diferenciarlos por ejemplo las cetonas se

caracterizan por ser muy estables y son oxidadas solamente en condiciones

enérgicas mientras que los aldehídos son oxidados fácilmente a ácidos. Es por ello

que los aldehídos reducen el licor de Fehling y la solución de nitrato de plata

amoniacal (ensayo Tollens) con formación de óxido cuproso y plata metálica,

respectivamente. Estas dos primeras pruebas nos permiten diferenciar los aldehídos

de las cetonas (ensayos de diferenciación).

Ecuación de reacción con el reactivo de Fehling

_

_

R - CHO + 2 Cu+2

+ 5OH R - COO + Cu2O + 3H2O

Aldehído R. de Fehling p.p. Rojo ladrillo

Ecuación de reacción con el reactivo de Tollens

81


3 2 4 3 2

R - CHO + 2Ag(NH ) OH

R - COONH + 3 NH + 2 Agº + H O

Aldehído R. de Tollens Plata Metálica

(Espejo)

Otros ensayos se basan en la formación de derivados sólidos a partir de aldehídos y

cetonas líquidas. Son importantes la formación de fenil-hidrazonas y 2,4-

dinitrofenilhidrazonas. Estos derivados son de gran importancia para purificar e

identificar dichas sustancias ya que se caracterizan por ser sólidos de punto de

fusión definidos (Ensayo de identificación).

Ecuación de reacción con la fenilhidracina

R - C=O + H2N - NH R - C = N - NH + H2O

| | H H

Aldehído Fenilhidracina Fenilhidrazona (sólido)

(de aldehído o cetona)

Ecuación de reacción con 2,4-dinitro-fenilhidracina

C = O + H2N- NH - - NO2 C = N - NH - - NO2 + H20

NO2 NO2

Aldehído o 2,4-D.N.F.Hidracina 2,4-D.N.F. Hidrazona del Aldehído o Cetona Cetona (sólido)

Algunos aldehídos pueden ser obtenidos por oxidación de alcoholes primarios,

aunque este método es poco útil, por la facilidad con que se oxidan los aldehídos a

ácidos: Ej.

[O]

CH3 - CH2 - CH2 OH CH3 - CH2 – CHO CH3 - CH2 - COOH Alcohol n-propílico propionaldehído

Las cetonas son fácilmente obtenidas por oxidación del correspondiente alcohol

secundario por ej.

OH O

[O]

Ciclohexanol Ciclohexanona

82


La reducción de ácidos para producir aldehídos es poco utilizada como método de

preparación ya que los pocos reactivos capaces de reducir ácidos los reducen al

alcohol primario correspondiente.

PARTE EXPERIMENTAL

1. Ensayo de Fehling

En cada uno de 3 tubos de ensayo colocar 10 gotas de solución de Fehling A y

10 gotas de Fehling B, adicionar 5-6 gotas de las muestras a ensayar (Aldehído,

cetona y muestra problema). Calentar los tubos en b.m. por 5 minutos. Se

considera la reacción positiva en todos aquellos tubos en donde se haya

formado un p.p. rojo ladrillo (por el exceso de reactivo de Fehling que se usa,

también queda en los tubos una solución azul).

2. Formación de 2,4-dinitrofenilhidrazonas.

Colocar 10 gotas del aldehído, cetona y muestra problema en 3 tubos de prueba

y adicionar 10 gotas del reactivo. Observar si se forma un precipitado. Si el

precipitado no se forma inmediatamente se debe calentar a b.m. por 5 minutos.

Enfriar y observar si se forma un p.p. amarillo naranja.

3. Reconocimiento de aldehídos . Ensayo de Schiff

En cada uno de tres tubos colocar 15 gotas de aldehído, cetona y su muestra

problemas y luego adicionar 5 gotas del reactivo Schiff decolorada y luego

agregarle 3 gotas ácido clorhídrico concentrado y si es un aldehído se torna de

color violeta.

83





Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 8: REACCIONES GENERALES CON ALDEHÍDOS

Y CETONAS

COMPETENCIA: Identificar y caracterizar a los compuestos carbonílicos.

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Reconocer a los grupos carbonílicos mediante

reacciones químicas fácilmente visualizables. Diferenciar mediante la reactividad

los grupos formilo y cetónico.

Reconocimiento del grupo carbonilo

2,4-Dinitrofenilhidracina

Discusión

Aldehído

Cetona

Muestra N°

84


Evaluación ¿Cómo verificó la presencia de los grupos carbonílicos de aldehídos y cetonas?

¿Cuál fue el comportamiento de su muestra problema frente al reactivo?

Proponga una reacción general de los compuestos carbonílicos y el 2,4-

Dinitro fenilhidracina.

3. Ensayo de diferenciación entre aldehídos y cetonas

Fehling Obsevación Aldehído

Cetona Muestra N°

Evaluación: ¿Cómo verificó que la reacción de Fehling dio positiva?

¿ Es necesario que el medio sea básico?


85


3. Ensayo con el reactivo de Schiff

Evaluación:

¿Cómo verificó que la reacción fue positiva?.

¿Con esta reacción pudo verificar que su muestra problema es un aldehído?

Schiff Observación

Aldehído

Cetona

Muestra Problema No

86


CUESTIONARIO

1. Marque con una “X” los compuestos que se pueden oxidar con el reactivo de

Tollens

( ) Gliceraldehído ( ) Pelargonaldehído ( ) Dietilcetona

( ) 2- metil pentano ( ) Formol ( )Valeraldehído

2. Se tiene una muestra "M" con grupo carbonilo, a la cual se le ha realizado las

siguientes pruebas:

Reactivos

Fehling

Tollens

2,4-DNF

Hidracina

Resultado

-

-

+

Señalar a qué familia pertenece la muestra "M" ¿Y por qué?

3. ¿Por qué es necesario agregarle tartrato de sodio y potasio al reactivo de

Fehling?.

4. ¿Por qué el reactivo de Fehling se debe preparar en el momento de la reacción?.

87



LÍPIDOS SAPONIFICABLES

88


INTRODUCCIÓN

Las grasas de origen animal o vegetal están constituidas principalmente por

glicéridos o triglicéridos. El término de glicérido es un nombre especial para

designar los ésteres del glicerol (1,2,3-propanotriol) con ácidos monocarboxílicos,

generalmente de elevado peso molecular (ácidos grasos), saturados o instaurados.

Como cualquier éster, los glicéridos pueden ser hidrolizados, obteniéndose el

glicerol y los correspondientes ácidos grasos.

O

||

O CH2 - OC - R1

|| |

R2 - CO - CH O

CH2OH R1 - COOH

H+ | CH - OH + R2 - COOH

| CH2OH R3 - COOH

GLICEROL ÁCIDOS

GRASOS

Los tres radicales ácidos unidos a la molécula de glicerol pueden ser iguales o

diferentes en este último caso se conoce como glicérido mixto y por hidrólisis

obtendremos una mezcla de varios ácidos grasos diferentes.

La hidrólisis de un glicérido puede ser catalizada por ácidos, álcalis o enzimas.

Cuando la hidrólisis se realiza en medio alcalino, el proceso se denomina

saponificación, (del latín sapo = jabón) porque en vez de obtenerse el ácido graso

libre se obtiene una sal de éste, que tiene propiedades detergentes y se denominan

comúnmente como JABON ejemplo.

89


El procedimiento clásico para la obtención de ácidos grasos consiste en una

saponificación, y el jabón obtenido es transformado por una simple acidificación en

el ácido graso correspondiente.

PARTE EXPERIMENTAL

1. Saponificación de una grasa

En un vaso de 250 mL colocar 10 g de sebo. En otro vaso se disuelve 3 g de

hidróxido de sodio en 12 mL de agua. se adicionan 5 mL de esta solución al

vaso que contiene el sebo y se calienta en baño maría a 60-70ºC durante unos

20 minutos con constante agitación.

Añadir 3 ó 4 mL de la solución de hidróxido de sodio y 5 mL de etanol. Cubrir

el vaso con una luna de reloj y seguir calentando (con agitación) por unos 15

minutos. Luego añadir el resto de la solución de hidróxido de sodio y dejar que

la temperatura suba a unos 90-95ºC manteniéndola por unos minutos más.

Para comprobar que la saponificación se ha completado, sacar unas gotas de la

solución y verterlas en unos mL de agua; si aparecen gotitas de aceite la

saponificación aún no es completa. En este caso retirar el b.m., añadir unos 5

mL de agua y 5 mL de alcohol y calentar el vaso con llama pequeña de un

mechero de Bunsen (utilizar rejilla de amianto) manteniendo a ebullición por

unos minutos, hasta completar la saponificación.

Añadir 50 mL de agua caliente y agitar hasta tener una mezcla homogénea.

Luego verter con agitación sobre 250 mL de agua fría en la que se ha disuelto

20g de sal común.

El jabón que se separa es filtrado con succión y se lava con 10 mL de agua fría

y luego realice los siguientes ensayos:

a) Reacción.- Disolver un trocito de jabón en etanol absoluto calentando si es

necesario. Dejar enfriar y ensayar la reacción con una gota de fenolftaleina.

No debe dar reacción alcalina.

Al diluir esta solución con agua, aparecerá una coloración roja (Explique

este fenómeno).

b) Precipitación con sales de calcio, magnesio, etc.- Disuelva un trocito de

jabón en unos 5 mL de agua destilada, calentando si es necesario. Divida la

solución de jabón en 2 partes: adicionar gotas de solución de cloruro de

calcio (a una parte) y de cloruro de magnesio (a la otra). Observar y

explicar.


90

c) Preparación de una pastilla de jabón.- Disolver esta mitad de jabón en

un pequeño volumen de agua en un vaso de 50 mL calentando

cuidadosamente y con agitación (calentar en b.m. o con una llama muy

pequeña). Realizar esto hasta que la mezcla quede muy espesa y la

agitación proceda con dificultad. Deje enfriar el jabón y luego puede

cortarse como pequeñas pastillas.

91



FACULTAD DE


Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 09 : Propiedades generales de los Lípidos-Triglicéridos

COMPETENCIA: Dar a conocer las características más importantes de los

aciles gliceroles.

COMPETENCIA ESPECÍFICA : Reconocimiento de insaturaciones. Reacción

de saponificación-Jabón . Características.

1. Saponificación de una grasa

Evaluación: ¿Cómo comprobó que la saponificación fue completa?

¿Cómo verificó la alcalinidad de los jabones?

¿Qué sucedió cuando agregó sales de cloruro de calcio y de magnesio a una

solución de jabón?

Dar las características organolépticas de la pastilla de jabón.

92


2. Características del triglicéridos

¿Cómo comprobó la existencia de insaturaciones en la grasa o aceite?

93


CUESTIONARIO

1. Sugiera un método para recuperar la glicerina que queda como subproducto

e n l a f a b r i c a c i ó n d e j a b o n e s .

2. ¿Qué sucede cuando se utiliza un jabón con las llamadas "aguas duras"?

3. ¿Por qué un jabón que aparece como neutro en soluciones alcohólicas resulta

alcalino en solución acuosa?

4. ¿A qué se llama índice de saponificación e índice de yodo? ¿cuál es su

utilidad?

5. Formule la ecuación entre un jabón sódico y los iones calcio.

6. ¿En qué consiste y para qué sirve la hidrogenación de aceites?

7. ¿Qué diferencias existen entre un jabón sódico y uno potásico?

94



DE CARBOHIDRATOS

95


INTRODUCCIÓN

Los carbohidratos, glúcidos o azúcares, son los componentes más abundantes de la

mayoría de las plantas, siendo los productos naturales más oxigenados. Como

azúcares simples proveen de una rápida y suplementaria fuente de energía para

animales y plantas.

Los de mayor peso molecular (polisacáridos, polímeros naturales) cumplen

importante rol en los organismos vivos, sea como almacén de energía (almidón y

glucógeno) o formando el material estructural de las paredes celulares, cumpliendo

la función de sostén del vegetal (celulosa).

ENSAYO DE MOLISH

Es una prueba que nos permite reconocer azúcares de otras sustancias. Los

monosacáridos por acción de un ácido fuerte se deshidratan produciendo furfural o

derivados del furfural, que por acción del -naftol forma un complejo coloreado

(Azul). Los di y polisacáridos son hidrolizados a monosacáridos, por acción del

ácido fuerte y luego son convertidos a furfural o derivados del furfural.

CHO CHO

| |

CHOH C

| ||

CHOH CH

| H+ | O CHOH CH | ||

CHOH C

HOCH2 O CH+O 3 H2O

| | 5-hidroximetilfurfural

CH2OH CH2OH

PODER REDUCTOR: ENSAYO DE FEHLING Y TOLLENS

La presencia del grupo aldehído en las aldosas les proporciona poder reductor. El

grupo cetona (usualmente no reductor) también será reductor si presenta un grupo

hidroxilo en su carbono adyacente (alfa) como ocurre en las cetosas. Esto hace que

las Reacciones de Fehling y Tollens no sean útiles para diferenciar aldosas de

cetosas.

El carácter reductor de las cetosas ha sido explicado como un efecto del medio

alcalino en que se encuentran estos reactivos. Se ha encontrado que los álcalis

diluidos producen en estas moléculas una parcial ISOMERIZACIÓN que

transforma moléculas de cetosa en aldosa.

96


CH2OH

| C = O Cetosa

|

H - C - OH

CHO CHOH CHO

HO - C - H C - OH H - C - OH

| | |

H - C - OH H - C - OH H - C - OH

(A) "ENO-DIOL" (A´)

(A) y (A´) = ALDOSAS Epímeras en C-2

Son estas aldosas las causantes del poder reductor. Los azúcares no reductores

serán aquellos cuyo grupo carbonilo está enlazado (formando acetales) y no

contienen grupo carbonilo libre ni potencial.

FENILOSAZONAS

Los azúcares reductores en solución reaccionan con la Fenilhidracina formando

sólidos cristalinos que por tener forma definida y punto de fusión característicos,

son muy utilizados en la identificación de un azúcar desconocido.

CHO CH = N - NH -

N - NH -

H2N - NH NH2

+ 3 + + NH3 + 2H2O

CH2OH CH2OH

D-Glucosa Glucosazona Anilina

97


HIDRÓLISIS DE Di Y POLISACÁRIDOS

Los di, oligo y polisacáridos pueden ser degradados o hidrolizados hasta

transformarlos en las unidades - monosacáridos - que los constituyen. La hidrólisis

puede realizarse por métodos químicos (en el laboratorio) o mediante enzimas (en

los organismos vivos). La hidrólisis química requiere, generalmente, de

catalizadores (por ej. ácidos minerales) y calor. La hidrólisis enzimática tiene

carácter selectivo.

La hidrólisis de un disacárido como la sacarosa, puede representarse así:

C12H22O11 + H2O C6H12O6 + C6H12O6 Sacarosa D-Glucosa D-Fructosa

La Hidrólisis de un polisacárido como el almidón produce azúcares de peso

molecular cada vez menor, hasta convertirse íntegramente en monosacárido:

PARTE EXPERIMENTAL

1. Ensayo de Molish: Reconocimiento de Glúcidos

Este ensayo es positivo con todos los carbohidratos solubles.

Colocar en un tubo de ensayo 15 gotas de glucosa al 0.1% y añada 2 gotas de

solución de -naftol. Agregar cuidadosamente H2SO4 concentrado de tal

manera que resbale lentamente por la pared interna del tubo de ensayo (adición "en zona"). La formación de un anillo de color púrpura en la interfase nos indica que la reacción es positiva. Repita con la sacarosa, solución de almidón y muestra problema.

2. Ensayo de Fehling: Determinación del Poder reductor

Muestras: Soluciones acuosas al 10% de: Glucosa, Fructosa, Sacarosa, y

Almidón.

En cada uno de los cinco tubos de ensayo mezcle 15 gotas de solución Fehlig A

con 15 gotas de solución Fehling B. Adicionarle 15 gotas de solución de los

azúcares indicados y la muestra problema. Agite para homogenizar. Introduzca

los tubos en un baño previamente calentado, y continúe el calentamiento.

Observe si hay cambios de color y formación de precipitado rojizo caliente un

máximo de 5 minutos.

3. Formación de osazonas

Aproximadamente 0.2g de glucosa y 0.4g de clorhidrato de fenilhidracina y 0.6

g de acetato de sodio y añada 5 cc de agua. Sumérjalo en un baño de agua

98


caliente por 1.5´, saque y agite. Continúe calentando. Después de los 20´de

calentamiento aparecen los cristales de osazona.

4. Hidrólisis de la sacarosa

Colocar en 2 tubos de ensayo 20 gotas de sacarosa al 5% a uno de ellos

agregarle 3 gotas gotas de HCl concentrado, caliente ambos tubos en b.m. por

5´. Enfríe y agregue una solución saturada de carbonato de sodio hasta

neutralizar. Hacer prueba de Fehling en los 2 tubos de ensayo. Anote y

explique lo ocurrido.

5. Hidrólisis de almidón

Agite 1 g de almidón en unos 10 mL de agua fría y vierta esta suspensión

lechosa en 150 mL de agua a ebullición. Se formará una solución coloidal.

Saque 1 mL de esta solución, enfríela y adicione 1 ó 2 gotas de Lugol, observar

la coloración intensamente azul característica del almidón con este reactivo

(guarde el tubo en su gradilla).

Al resto de la solución adiciónele 30 gotas de ácido clorhídrico concentrado y

manténgala a ebullición con llama baja. Cada 3 minutos tome dos muestras de

la solución (de 1 cc c/u) en tubos de prueba: En uno de ellos realice el ensayo

de Fehling y al otro tubo enfriarlo y agréguele 1 gota de LUGOL. Coloque los

2 tubos en su gradilla, observe y anote la coloración con Lugol y si hay

precipitado rojo en el ensayo de Fehling.

Estos ensayos deben realizarse hasta que la coloración con el lugol y el ensayo

de Fehling nos indiquen que todo el almidón se ha transformado en glucosa.

99



FACULTAD DE


Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 10: Propiedades generales de los carbohidratos o

glúcidos


glúcidos o carbohidratos.

COMPETENCIA ESPECÍFICA : Reconocimiento de los glúcidos en general.

Mostrar el poder reductor de algunos azúcares. Verificar por métodos químicos la

hidrólisis de la sacarosa y almidón.

1. Reconocimiento de los glúcidos. Ensayo de Molish

Molish Observación

Glucosa

Fructosa

Sacarosa

Almidón



100

Evaluación:

¿Cómo verifica que los compuestos dados son carbohidratos o glúcidos?.

Proponga una reacción general de identificación de glúcidos utilizando un

polisacárido.

¿A qué conclusión llegó con su muestra problema, por qué?

2. Poder reductor: ensayo de Fehling y Tollens. Formación de osazonas

Fehling Fenilihidracina Observación

Glucosa

Fructosa

Sacarosa

Almidón


101


Evaluación:

¿Cómo se comprueba el poder reductor de un glúcido?.

¿Por qué se dice que un glúcido es reductor?

¿ A qué se debe que un glúcido no tiene poder reductor?

¿ Su muestra problema es un glúcido reductor?. Explique

¿Existe alguna correlación entre la formación de osazonas y el poder

reductor?

102


3. Hidrólisis de la sacarosa

R. Fehling

Observación

Sacarosa

Sacarosa hidrolizada

Evaluación :

¿Cómo comprobó que la sacarosa se encuentra hidrolizada?.

¿Existirá algún cambio en sus propiedades físicas y químicas en la

sacarosa hidrolizada?.

Hidrólisis de almidón

Tiempo (min)

0 3 6 9 12 15 18 21

Lugol

Fehling

103


Evaluación

¿Cómo visualizas la hidrólisis del almidón?.

¿Cómo es el comportamiento del reactivo de Lugol durante el proceso de

hidrólisis?.

¿Cuáles fueron las condiciones de hidrólisis?.

104


CUESTIONARIO

1. Indique cuáles de los siguientes glúcidos son reductores

a) D-Alosa e) Lactosa b) D-Arabinosa f) Maltosa c) Glucógeno g) Sacarosa d) Celulosa h) D-Ribosa

2. ¿Cuál es la principal utilidad de los siguientes ensayos?

a) Reacción de Fehling

b) Reacción de Schiff

c) Formación de osazonas

d) Determinación de la rotación óptica

3. Dibujar las estructuras de los glúcidos que dan la misma osazona que la

D-Ribosa.

4 . E x p l i q u e p o r q u é l a s c e t o s a s d a n r e a c c i ó n p o s i t i v a c o n e l

r e a c t i v o d e F e h l i n g .

5. Dar las nomenclaturas y estructuras de los productos orgánicos de la reacción

entre el reactivo de Fehling y los siguientes glúcidos:

a) D-Arabinosa c) D-Altrosa

b) D-manosa d) D- Sacarosa

6 . E x p l i q u e , a l m e n o s t r e s r e a c t i v o s , q u e s e u t i l i z a n p a r a

r e c o n o c e r a l o s a z ú c a r e s r e d u c t o r e s .

105



AMINOÁCIDOS Y PROTEÍNAS

106


2

INTRODUCCIÓN

Las proteínas, junto con los carbohidratos y los lípidos constituyen los 3 grupos de

compuestos de mayor importancia en los sistemas biológicos.

Químicamente las proteínas, son polímeros naturales (su peso molecular puede ser

de varios millones) cuyas unidades (monómeros) son los aminoácidos. Son mucho

más complejos que los polisacáridos porque, a diferencia de éstos, las unidades

que forman las proteínas no son idénticas.

Se diferencian casi siempre por la estructura diferente del grupo -R, el que puede

ser alifático, alicíclico, aromático, heterocíclico, etc., pudiendo además contener

otros grupos funcionales o grupos amino o carboxilo adicionales.

Los aminoácidos se unen mediante un enlace tipo amida (conocido como ENLACE

PEPTÍDICO) entre el carboxilo de una unidad y el grupo amino de la otra,

formando así los: dipéptidos, tripéptidos, etc., cuando el peso molecular es mayor

se llaman polipéptidos (PM hasta unos 10,000). Si la cadena es aún más grande,

toman el nombre de proteínas.

R O R´ O H R O H R´ O

H | || H | || -H |O | || | | || N-CH-C-OH + N - CH - C - OH -N-CH -C-N-CH-C-

H H

Enlace peptídico

R - CH - COOH

|

NH2

-OH H+

R - CH - COO-

R - CH - COO-

R - CH - COOH

| | |

NH2 H+

+NH3 -OH +NH3

Forma Sal interna Forma

Aniónica "Zwitterion" Catiónica

o básica o ácida

Desnaturalización de proteínas

Se da este nombre a todo proceso que, sin ruptura o formación de enlaces químicos

o de valencia, determina una modificación en las propiedades de la proteína nativa;

107


es decir, en este proceso no se alteran los enlaces peptídicos, manteniéndose

también la secuencia u orden en que están unidos los aminoácidos. Se modifican

únicamente el ordenamiento espacial de la cadena por destrucción (principalmente)

de los numerosos puentes de hidrógeno que mantienen esta disposición geométrica.

Las proteínas desnaturalizadas son químicamente más reactivas y más fácilmente

hidrolizadas por enzimas. Si se trata de proteínas con actividad biológica, ésta

desaparece por la desnaturalización. Para muchas proteínas, el aspecto más visible

de su desnaturalización es la disminución de su solubilidad en agua produciéndose

la coagulación.

La desnaturalización puede realizarse por acción del calor y al colocar la proteína a

un pH muy alto (mayor que 10) o muy bajo (menos que 3) por adición de ácidos o

álcalis concentrados.

También puede ser producida por algunos solventes orgánicos como alcohol o

cetona. Si la acción de estos agentes es prolongada, el proceso se hace irreversible,

no pudiendo la proteína volver a su estado primitivo.

REACCIONES DE COLORACIÓN

Reacción con ninhidrina

Los aminoácidos en solución acuosa, calentados con ninhidrina (Hidrato de

tricetohidrindeno) dan un producto de condensación de color violeta o violeta

azulado. Con esta reacción podemos identificar grupos aminos libre en posición .

Reacción xantoproteica

Esta reacción se debe a la presencia de grupos bencénicos en ciertos aminoácidos.

El ácido nítrico en presencia de esos grupos aromáticos da lugar a la formación de

derivados nitrados de color amarillo que por alcalinización intensifican su color.

Prueba de Millon

Es una prueba característica para restos fenólicos, dando una coloración rosa

salmón: el reactivo de Millón es una mezcla de mercurio y ácido nítrico (nitrato

mercurioso y mercúrico)

Prueba para aminoácidos azufrados

Todos los aminoácidos azufrados o proteínas que tengan restos de estos

aminoácidos reaccionan con el acetato de plomo en medio alcalino formándose el

sulfuro de plomo,

108


tomando la solución un color marrón o gris oscuro. Esto se debe a que el azufre se

libera en medio alcalino y a ebullición, formando la sal de plomo.

Reacción de Biuret

Las proteínas y péptidos que contienen por lo menos 3 unidades aminoácidos (2

enlaces peptídicos) dan una coloración violeta característica al reaccionar (en

medio alcalino) con una solución de sulfato cúprico.

Esta prueba es muy sensible, utilizada para detectar la presencia de enlaces

peptídicos y también en la determinación cuantitativa de proteínas. Es negativa con

los dipéptidos y con los aminoácidos libres.

PARTE EXPERIMENTAL

1. Reacción de ninhidrina

Tomar 3 tubos de ensayo y agregar por separado 15 gotas de Glicina ,

albúmina y muestra problema agregar a cada uno de ellos 2 gotas de la

solución de ninhidrina al 0.3%. Calentar a baño maría, unos minutos y

observar. Se considera positiva la reacción si la solución toma un color violeta.

2. Reacción xantoproteica

En 4 tubos de ensayo colocar 15 gotitas de tirosina, glicina, albúmina y

muestra problema. Añadir 1 mL de ácido nítrico concentrado. Calentar por

unos minutos y observar. Agregue a cada uno de los tubos 1 mL de hidróxido

de sodio al 20%, observe.

3. Prueba de Millon

En cuatro tubos de prueba colocar 15 gotas de glicina, tirosina, albúmina y

de muestra problema y agregar a cada uno de ellos 5 gotas del reactivo de

Millón, calentar por unos minutos y observar. La aparición de un color rosa

salmón o rojo nos indica que la prueba es positiva.

4. Prueba para aminoácidos azufrados

En 4 tubos de prueba colocar 15 gotas de glicina, cisteína, albúmina y su

muestra problema. Luego agregar ocho gotas de NaOH al 40% y calentar.

Añadir V gotas de acetato de plomo al 10%. Observar si cambia de color.

109


5. Reacción de Biuret

En cada uno de 4 tubos ensayos se le adiciona por separado 15 gotas de

glicina, cisteína de solución de albúmina y la muestra problema. Añadir 10

gotas de

hidróxido de sodio al 10%, luego dos gotas de solución de sulfato de cobre al

1%. Observar el color que se forma. Repetir el ensayo con un aminoácido y su

muestra problema.

6. Desnaturalización de la albúmina

En cada uno de 5 tubos de ensayo colocar 20 gotas de solución de albúmina.

Uno se calienta poco a poco observando la temperatura aproximada a la que

tiene lugar de la coagulación.

Al segundo tubo se adiciona 30 gotas de alcohol (etílico)

Al tercer tubo adicionar unas gotas de ácido clorhídrico concentrado

Al cuarto tubo añadir ácido nítrico concentrado

Al quinto tubo, solución concentrada de hidróxido de sodio

Anotar en qué casos se produce la coagulación

7. Precipitación de proteínas mediante cationes

A seis tubos adicionar las siguientes soluciones:

a) 20 gotas de agua

b) 20 gotas de solución de albúmina

c) 20 gotas de agua más 3 gotas de ácido clorhídrico 10%

d) 20 gotas de solución de albúmina más 3 gotas de ácido clorhídrico al 10%

e) 20 gotas de agua más 3 gotas de solución de NaOH al 10%

f) 20 gotas de solución de albúmina más 3 gotas de solución de NaOH al

10%.

Observe que los 6 tubos constituyen 3 parejas: a con b; c con d y e con f. Los

miembros de cada pareja se diferencian únicamente en que mientras un tubo

tiene solución de proteína, en el otro ésta se ha sustituido por agua destilada.

Los tubos con agua (a,c y e) constituyen el "blanco" o patrón de comparación

de aquellos que tienen proteína. Una de las parejas están en medio neutro, la

otra en medio alcalino y la otra en medio ácido. Los ensayos en blanco (sin

proteína) son necesarios para determinar si el efecto observado se debe

realmente a la precipitación de la proteína o es el hidróxido metálico el que

está precipitando.

A continuación, adicione a cada tubo 2 mL de solución de sulfato de cobre al

10%, agite los tubos y observe los resultados, haciendo las comparaciones por


110

parejas. Anote los tubos en los que se cree ha habido precipitación de la

proteína.

8. Precipitación de proteínas mediante aniones

En este ensayo no se necesita preparar o hacer pruebas con blancos o patrones,

porque acá no hay las interferencias del caso anterior. Por ello, se prepara

únicamente 3 tubos idénticos a los tubos b,d y f del ensayo anterior. A cada

uno se adiciona 2 gotas de solución de Ferricianuro de potasio, observe el tubo

que presente precipitado de proteína.

111





Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 11: Propiedades generales de los aminoácidos y

proteínas


aminoácidos y proteínas

COMPETENCIA ESPECÍFICA : Reconocimiento de los -aminoácidos.

Determinación de los grupos R en aminoácidos y proteínas. Mostrar el carácter

anfotérico mediante reacciones químicas.

1. Identificación de - aminoácidos libres. Reacción de ninhidrina

Ninhidrina Observación

-Aminóacido Albúmina Muestra Problema N°

Evaluación:

¿Cómo verificó la presencia de -aminoácidos libres?

¿Por qué la albúmina , no tuvo el mismo comportamiento?

112


Millon Observación

Tirosina

Glicina

Albúmina


2- Reconocimiento de R: anillos aromáticos. Reacción Xantoproteica

Xantoproteica Observación

Tirosina

Glicina

Albúmina


Evaluación:

¿De qué manera identificó que el aminoácido y la proteína cuenta con restos

bencénicos?.

¿La albúmina tiene restos bencénicos?

¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?.

2. Reconocimiento de restos fenólicos. Prueba de Millon

113


Evaluación:

¿Cómo verificó la presencia de restos fenólicos?

¿Si en la prueba xantoproteica dio positiva la reacción,

necesariamente la misma muestra tiene que dar positiva la prueba de Millon?

¿Si una muestra da positiva la prueba de Millon, necesariamente tiene que dar

positiva la prueba Xantoproteica?


4. Prueba para aminoácidos azufrados

Acetato de plomo/

NaOH Observación

Cisteína

Glicina

Albúmina


114


Evaluación:

¿De qué manera verificó la presencia de restos azufrados en aminoácidos y proteínas?.

¿A qué se debe el color marrón-gris característico de esta prueba?.

¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?.

5. Reconocimiento de enlaces peptídico. Reacción de Biuret

Biuret Observación

Cisteína

Glicina

Albúmina


115


Evaluación:

¿En las pruebas realizadas con el reactivo de Biuret, encontró alguna

diferencia con cada una de las muestras ensayadas?. ¿Cómo lo diferenció?.

¿Su muestra problema tiene enlaces peptídico?

Desnaturalización de la albúmina

Temperatura (°C)

Alcohol etílico

Ácido clorhídrico

(concentrado)

Ác. Nítrico (Concentrado)

Soluc. Conc. de NaOH

Precipitación de proteínas mediante cationes y aniones

Cu2+

[Fe(CN)6]3-

20 gotas de agua

20 gotas de sol. de albúmina

20 gotas de agua más 3 gotas de HCl (10%)

20 gotas de sol. de albúmina más 3 gotas de HCl (10%)

20 gotas de agua más 3 gotas de NaOH (10%)

20 gotas de sol. de albúmina + 3 gotas de NaOH (10%.)

116


Evaluación:

¿En cuál de los tubo precipitó la proteína con : el Cu2+

?

¿En tubo precipitó la proteína con el anión ferricianuro?

¿Qué ocurrió en el quinto tubo de ensayo?

Formule una ecuación química, para cada uno, que explique estas reacciones.

117


CUESTIONARIO

1. ¿Con cuál de los reactivos empleados en la práctica se utiliza para verificar la

presencia de -aminoácidos en una hidrólisis de la proteína?.

2. ¿Cuál es el grupo responsable de la reacción positiva con la prueba

Xantoproteica?

3. ¿Cómo comprobaría que la albúmina de huevo contiene aminoácidos con

restos fenólicos?

4. ¿Cuál o cuáles de los siguientes aminoácidos dan positiva con el reactivo de

Xantoproteica?

a) Triptófano d) Fenilalanina

b) Tirosina e)Metionina

c) Histidina f) Glicina

5. ¿Con qué prueba reconocería, los enlaces peptídicos de una proteína?

6. Si se tiene una solución neutra de proteína y se le añade algunos mL de soda al

10%. Indicar si precipita la proteína al añadir unos mL de: a) Ferricianuro de

potasio

b) Sulfato de cobre (II)

7. Explique a qué se debe el fenómeno de la desnaturalización de las proteínas.

8. ¿Por qué el ácido nítrico produce una coloración amarilla cuando se pone en

contacto con un pedazo de cabello o piel?

9. ¿Cómo separaría Ud. a los aminoácidos contenidos en una mezcla?

10. Aplicación de la reacción con la ninhidrina en la cromatografía. Explique.

118


Bibliografía

1. Holum, John R. Química Orgánica: Curso breve. Ed. LIMUSA. México.

1997.

2. Cueva , J. León. J y Fukusaki .,A. Laboratoriod eQuímica Orgánica . Ed.

Juam Gutemerg Lima Perú- 2008

3. Mc Murray, John Química Orgánica. Ed. IBEROAMÉRICA. México.

2007

4. Morrison, Robert y Boyd, RQuímica Orgánica. Ed. ADDISON-

WESLEY IBEROAMERICANA. EUA. .2006.

5. S olomons, T.W. Química Orgánica. Ed. LIMUSA. México. 2000

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