Cenicafé, 51(4):245-262. 2000 245

RESUMEN

BOLAÑOS B., M. M; RIVILLAS O., C. A.; SUÁREZ V., S. Identificación de micorrizas arbuscularesen suelos de la zona cafetera colombiana. Cenicafé 51(4):245-262. 2000

Se evaluó la diversidad y cantidad de Micorrizas Arbusculares (MA), asociadas a la rizósfera de plantas de caféen 28 lotes en producción en 10 Subestaciones de Cenicafé y se determinaron los niveles de colonización enraíces y la densidad de esporas/g de suelo. El inóculo nativo se incrementó en Brachiaria decumbens yPueraria phaseoloides. En El Cairo, Gigante, Líbano, Buenavista, Pereira y Venecia, se encontraron nivelesde colonización entre el 25 y el 48%, resultado asociado con los contenidos de materia orgánica y con el bajonivel de fósforo en esos suelos. En Sasaima y en Supía, en suelos Hapludands y Dystropets se encontraron losmayores niveles, entre el 40 y el 92%, respectivamente. La densidad de esporas/g de suelo fue mayor de 50.En Naranjal hubo menor cantidad de esporas/g de suelo (11 a 16). Las especies más frecuentes fueronAcaulospora mellea y Glomus occultum. La fertilización reiterada influyó sobre la cantidad y diversidad deesporas de Micorrizas Arbusculares. En Chinchiná se encontraron Entrophospora colombiana, Glomusmanihotis y G. fistulosum. Acaulospora tuberculata y A. scrobiculata se aislaron en El Cairo. A. foveata,G. invermaium y G. fistulosum se aislaron de suelos con más del 10% de materia orgánica. G. intraradicesde suelos con 11ppm de P y contenido de materia orgánica del 19% en La Trinidad (Líbano). Glomusmacrocarpum a pH menor que 5,0. Sclerocystis sinuosa junto con Acaulospora appendícula, A. mellea,Scutellospora sp., Glomus occultum y G. invermaium se identificaron en suelos con 3ppm de fósforo.

Palabras claves: Micorrizas Arbusculares, Coffea arabica, identificación taxonómica.

ABSTRACT

The amount and diversity of arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) associated to the rhizosphere of coffee plantsin 28 plots at 10 Cenicafe experimental stations were evaluated, and the level of root colonization and densityof spores/g of soil were determined. Native inoculum was increased on Brachiaria decumbens and Puerariaphaseoloides. In El Cairo, Gigante, Libano, Buenavista, Pereira and Venecia localities, colonization levelsfound ranged from 25 to 48%, a result associated to the content of organic matter and the low level ofphosphorus in those soils. In Sasaima and Supia, in Hapldands and Dystropets soils, the higest levels wererecorded: 40 and 92%, respectively. Density of spores/g of soil was above 50. The least amount of spores/gof soil was found in Naranjal (11 to 16). The most common species found were Acaulospora mellea andGlomus occultum. Repeated fertilization influenced the amount and diversity of AMF. Enthrophosporacolombiana, Glomus manihotis, and G. fistulosum were isolated in Chinchina. Acaulospora tuberculata andA. scrobiculata were found in El Cairo, whereas A. foveata, G. invermaium, and G. fistulosum were isolatedfrom soils containing more than 10% organic matter. G. intraradices was isolated from soils with 11 ppm ofP and organic matter content of 19%, in La Trinidad (Libano). Glomus macrocarpum was found in soils withpH under 5.0, and Sclerocystis sinuosa, Acaulospora appendicula, A. mellea, Scutellospora sp., Glomusocultum, and G. invermaium were identified in soils with 3ppm of phosphorus.

Keywords: Arbuscular mycorrhizal fungi, Coffea arabica, taxonomic identification.

IDENTIFICACIÓN DE MICORRIZAS ARBUSCULARES EN SUELOSDE LA ZONA CAFETERA COLOMBIANA

Martha M. Bolaños-B*; Carlos A. Rivillas-Osorio**; Senén Suárez-Vásquez

* Investigadora Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria, -Corpoica, Regional 9 – Armenia, Quindío,Colombia.

** Asistente de Investigación. Fitopatología. Centro Nacional de Investigaciones de Café, Cenicafé, Chinchiná, Caldas, Colombia*** Investigador Principal I. Química Agrícola. Centro Nacional de Investigaciones de Café, Cenicafé. Chinchiná, Caldas, Colombia, hasta mayo de 2000.

246 Cenicafé, 51(4):245-262. 2000

La zona cafetera colombiana se encuentrasobre las laderas de las cordilleras Oriental,Central y Occidental, que atraviesan el país,desde 1º a 11º de latitud norte. El café, el cultivomás importante de la zona, se cultiva principal-mente entre 1.200 y 1.800msnm. Las condicio-nes de clima y de suelo donde se encuentraplantado este cultivo resultan muy variables. Engeneral, en el año ocurren dos períodos secos ydos lluviosos en la zona cafetera central y unperíodo seco y uno lluvioso en la zona cafeteradel norte, en el sur y en el oriente del país. Laslluvias aumentan con la altitud hasta un nivelmáximo que varía de acuerdo con la vertiente dela cordillera. Hay regiones con limitaciones deagua en algunas épocas, debido a la distribuciónde las lluvias y la baja capacidad de retención dehumedad de los suelos.

Los mejores suelos por sus característicasfísicas son los Andisoles (15, 38), que presentanaltos contenidos de materia orgánica, nitrógenoy fósforo total (4). Son oscuros, profundos,friables y de buen drenaje interno y externo ytienen alta porosidad total, buenas característi-cas de aireación y retención de humedad (14).Pero también hay suelos formados por materia-les parentales ígneos, metamórficos ysedimentarios, complejos por su heterogenei-dad y en gran parte, con impedimentos para elcultivo, con pedregosidad, problemas de maldrenaje y baja retención de humedad entre otros,que los inhabilita para el desarrollo eficiente delcultivo del café.

El café en producción no responde a lafertilización fosfórica (40). Podría pensarse quelas endomicorrizas en la zona cafetera asociadascon las raíces de plantas de café, en gran parte,contribuyen con la absorción de fósforo, agua yotros nutrimentos del suelo. En la etapa decrecimiento del café se ha registrado aumento enel crecimiento, peso seco y absorción denutrimentos en presencia de Glomus manihotis,G. ocultum, G. macrocarpum y Entrophosporacolombiana, (1, 20, 21).

Los trabajos relacionados con la identifica-ción taxonómica de los hongos micorrícico-arbusculares en las dos últimas décadas revelanun aumento en el número de especies reconoci-das. En 1975, Gerdemann (12) incluyó 31especies, en 1982, Trappe (39) registró 77 espe-cies, y en la tercera edición del manual de Schencky Pérez (28) se incluyen 147 especies de hongosformadores de micorrizas arbusculares (MA).

La morfología de las esporas o propágulosproducidos por los hongos son la base paraobtener la identificación de las especies de MA.Dentro de las características que se estudianestán: la forma, la estructura superficial, la es-tructura citoplasmática, el color y el número ygrosor de las paredes de las esporas (29).

Dentro de los géneros, las característicasparticulares más importantes de las especies sonla presencia y forma de los esporocarpos y launión hifal. En cuanto a la morfología de loshongos en la epidermis de la raíz de la plantahospedante, se sabe que no todos los seis géne-ros forman vesículas (16). Situación diferenteocurre con estructuras comunes a todos losgéneros como las hifas y los arbúsculos, lo cualcondujo a que Morton citado por Guerrero (16)revaluara el nombre de Micorrizas Vesiculo-Arbusculares por el de Micorrizas-Arbusculares.

En Colombia se han realizado varios estu-dios del efecto de la MA en café. Entre lasespecies evaluadas, Glomus manihotis, G.ocultum, G. macrocarpum y Entrophosporacolombiana favorecieron el crecimiento, pesoseco y absorción de nutrimentos (1, 11, 20, 21,24, 26).

Esta investigación tuvo como propósitodescribrir el aislamiento y la identificacióntaxonómica al nivel de especie, de micorrizasarbusculares asociadas a la rizósfera de plantasde café (Coffea arabica) cultivadas en 10Subestaciones del Centro Nacional de Investi-gaciones de Café, Cenicafé, ubicadas en distin-

Cenicafé, 51(4):245-262. 2000 247

tos departamentos de Colombia donde el café esuna actividad económica importante.

MATERIALES Y MÉTODOS

Muestreo de especies nativas de MicorrizasArbusculares. Se estimó el tamaño de muestra,(n), dentro de la población (N = 39 lotes) de lasiguiente manera:

Z2a*P*Q ___________________

a2

n = ________________________________________________

1 (Z2a * P * Q) 1 + ___ * ___________ - 1

N δ2

Donde : Za = Valor de la normal (95% = 1,96)P = Porcentaje de la población de muestraQ = 1 - Pδ = Precisión

Reemplazando en la ecuación anterior:

1,962 x 0,5 x 0,5 _________________

(0,1)2

n = _____________________ = 28

1 1,962 x 0,5 x 0,5 1 + ___ ( __________________ - 1)

39 (0,1)2

Se tomaron 2.520 muestras de suelo y deraíces de café en producción procedentes de 10Subestaciones de Cenicafé ubicadas en diferen-tes localidades (Tabla 1) y con diferentes condi-ciones ambientales (Tabla 2).

Los muestreos se realizaron en cafetales conmás de tres años de crecimiento productivo (más

de cinco años de edad), e incluyeron: café tradi-cional (café con sombra de leguminosasarbustivas, Inga spp.) y café tecnificado (var.Caturra y Colombia) con baja fertilizaciónfosfórica. En total, se seleccionaron para elmuestreo 28 lotes con café de diferentes edadesy estados de manejo. Se utilizó un diseño demuestreo de conglomerados con asignación dela muestra proporcional al número de lotes decada Subestación en la siguiente forma: Albán(Valle) 2 lotes; J. Villamil (Huila) 2 lotes; LaTrinidad (Tolima) 3 lotes; S/Barbara(Cundinamarca) 8 lotes, Rafael Escobar (Cal-das) 4 lotes; La Sirena (Valle) 1 lote; Paraguaicito(Quindío) 2 lotes; La Catalina (Risaralda) 1 lote;El Rosario (Antioquia) 1 lote y Naranjal (Cal-das) 4 lotes. En el caso de asociaciones conleguminosas solamente se hizo muestreo de raí-ces de café.

La unidad de muestreo fue una hectárea,dentro de la cual se tomaron 30 muestras ensitios escogidos aleatoriamente. Con relación ala planta de café, el muestreo se hizo entre 0 y20cm de profundidad y a tres distancias radialesdel tronco: 10, 20 y 50cm. En cada caso setomaron tres submuestras para formar una solamuestra compuesta , de la cual se utilizaron 100gde suelo y 20g de raíces (peso fresco).

Las muestras de raíces y de suelos se mezcla-ron por separado y se extrajo una muestra repre-sentativa de 3.000g de suelo y 600g de raíces(peso fresco). Éstas permanecieron en neverahasta su procesamiento para determinar el por-centaje de colonización. Se realizaron análisisde caracterización química de los 28 suelosmuestreados siguiendo las metodologías del la-boratorio de Química Agrícola de Cenicafé (5).

Incremento de MA nativas. Las MA colecta-das en campo se incrementaron en un invernade-ro en Cenicafé, situado a una altitud de1310msnm, con temperatura máxima de 25°C,temperatura mínima de 16,5°C, brillo solar de1963 horas/año, precipitación anual de 2.520mm/

248 Cenicafé, 51(4):245-262. 2000

Localidad

Alban

J. Villamil

La Trinidad

Sta. Bárbara

R. Escobar

La Sirena

Paraguaicito

La Catalina

El Rosario

Naranjal

Municipio

El Cairo

Gigante

Libano

Sasaima

Supia

Sevilla

Buenavista

Pereira

Venecia

Chinchiná

Departamento

Valle

Huila

Tolima

C/marca

Caldas

Valle

Quindío

R/ralda

Antioquia

Caldas

Unidades de uso

y manejo

FONDESA

CRISTALINA

LÍBANO

CHINCHINÁ

GUAMAL

CHINCHINÁ

MONTENEGRO

CHINCHINÁ

VENECIA

CHINCHINÁ

Taxonomía

de suelos

Hapludands

Dystropepts

Melanudands

Hapludands

Dystropept

Dystrands

Hapludands

Melanudands

Dystrands

Acrudoxic Melanudands

Clasificación

ecológica

bmh pm

bh pm

bh pm

bh pm

bh t

bh pm

bmh pm

bh pm

bh pm

bmh pm

TABLA 1. Localidades de muestreo, taxonomía de los suelos y clasificación ecológica

Localidad

VeneciaChinchináSupíaSasaimaGiganteBuenavistaPereiraLíbanoSevillaEl Cairo

Lluvia(mm/año)

2524268719062591131821001978210119611430

Evaporación(mm/año)

1125113712451063104512171210 9001004985

Temperatura (C°)Media Máxima Mínima

19,9 24,6 15,620,7 26,8 16,321,4 26,9 16,820,3 26,1 15,619,6 24,1 16,121,3 28,1 16,821,6 26,9 17,319,9 24,2 16,119,7 25,5 15,019,5 24,9 15,9

Brillo solar(Horas/año)

2153182518611607131418251606156013611553

Humedadrelativa (%)

74787680777779828080

Fuente: Federación Nacional de Cafeteros de Colombia. Cenicafé. Archivos de datos climatológicos de la Disciplinade Agroclimatología. 1986 - 1993. Chinchiná - Colombia.

TABLA 2. Información climatológica de las localidades evaluadas

año y humedad relativa del 80% (7). Se utiliza-ron 56 cultivos trampa, correspondientes a 2 porcada suelo muestreado. Como plantashospedantes se utilizaron Brachiaria decumbensy Pueraria phaseoloides (micotróficas obliga-das) (Figura 1).

Se utilizó como sustrato una capa de 50g desuelo nativo dispuesto entre dos capas del mis-mo suelo esterilizado. Con el propósito de con-servar las características químicas, los suelospara cada cultivo trampa se tomaron de lasdiferentes localidades estudiadas y se mezclaron

con arena (esterilizados ambos) en proporción1:1 ó 1:2, según la textura del suelo nativo.

Inicialmente los cultivos trampa se sembra-ron en vasos de icopor que podían contener hasta200g de sustrato. Transcurridas ocho semanas setransplantaron a materos de 2kg para garantizarel normal desarrollo de las plantas hospedantesy así una buena cantidad de propágulos delinóculo nativo. Para el manejo de cada uno de loshospedantes se acogieron las recomendacionesagronómicas como escarificación de las semi-llas, raleo al momento del transplante, control de

Cenicafé, 51(4):245-262. 2000 249

Figura 1. Brachiaria decumbens y Puerariaphaseoloides, utilizados como cultivos trampade MA

Figura 2. Diagrama del incremento deMicorrizas Arbusculares nativas por medio decultivos trampa

temperatura, riego periódico, control manual dearvenses, de insectos y poda de los hospedantespara el mantenimiento de los cultivos en elinvernadero. El incremento de las MA nativastardó siete meses, tiempo al cabo del cual seobservaron los cultivos para seleccionar los quepresentaron mayor población de esporas y demicelio externo (Figura 2).

Análisis de laboratorio. En Cenicafé se realiza-ron los siguientes procedimientos: a. Tinción deraíces, para cuantificar el nivel de colonizaciónpor las MA nativas (22, 24); b. Tamizado enhúmedo y gradiente de sucrosa, para establecer

la densidad de esporas por gramo de suelo en lasmuestras colectadas (13); c. La identificacióntaxonómica de algunas de las especies, que fuerealizada de manera preliminar en Cenicafé porlos autores y luego verificada para cada una delas especies en el Laboratorio Internacional deBiotecnología de la Universidad de Kent, Ingla-terra.

Procedimiento utilizado en cada una de lastécnicas. Tinción de raíces. Se ajustó variandolas concentraciones de los reactivos (KOH yHCl) y el tiempo de exposición de las raíces, elcual fue necesario aumentarlo de una a tres

250 Cenicafé, 51(4):245-262. 2000

horas, según la edad de las raíces analizadas. Laconcentración de los reactivos se disminuyó al2,5 y al 2% para el KOH y HCl, respectivamente.Se tomó una muestra de 1g de raíz (al azar) quese lavó tres veces con agua y se colocó en tubosde ensayo rotulados. Se realizaron entonces 5repeticiones. Se aplicó el KOH al 2,5% hasta quelas raíces quedaron cubiertas. Posteriormente sellevaron a baño de maría a 90°C durante 3 horasy luego se decantó el KOH, repitiéndose elprocedimiento tres veces.

Pasadas tres horas se decantó el KOH, seenjuagaron y escurrieron las raíces y se aplicóHCl al 2,0% durante una hora a temperaturaambiente. El HCl fue decantado (no se enjuagó),se enjuagaron y se escurrieron las raíces a lascuales se les aplicó azul de trypano al 0,05 % yse llevaron a baño de maría a 90°C, durante unahora. Al cabo de este tiempo el azul de tripano sedecantó y las raíces se dejaron en cajas de Petricon glicerol al 50%, sustancia que remueve elexceso de colorante.

Evaluación del porcentaje de colonizaciónpor MA. Para evaluar la colonización de loshongos MA en raíces de café se hizo un montajede cinco segmentos de raíces de 2cm de longitudcada uno, en placas portaobjetos con glicerol al50 %. Los porcentajes se calcularon dividiendoel número de campos colonizados por los hon-gos MA (esporas, micelio, vesículas, arbúsculos)sobre el total de los campos observados y estevalor se multiplicó por 100. Se evaluaron 5repeticiones por cada muestra de raíz, determi-nando en cada una de ellas la presencia y canti-dad de estructuras de la micorriza como miceliointra e intercelular, vesículas, arbúsculos, célu-las auxiliares y esporas, y describiendo formas ytamaños en cada caso. Cuando no se hizo laevaluación de las raíces en corto tiempo, semantuvieron en glicerol al 50% en una nevera.

Para asegurar la confiabilidad de la informa-ción se obtuvo el valor del porcentaje de colo-nización de MA así: por cada muestra se mon-

taron 5 placas portaobjetos y se hicieron 5repeticiones; posteriormente se calculó el pro-medio de los valores registrados por lote en cadaSubestación de Experimentación. Los niveles decolonización se determinaron mediante la ob-servación de placas al microscopio óptico (Zeissaxiophot) empleando la lente ocular 10X. Cuan-do se requirió de un mayor detalle de lospropágulos se utilizaron las lentes de 40X y100X (con aceite de inmersión).

Técnica de tamizado en húmedo. Se ajustaronmediante un ensayo combinando los tiempos decentrifugación, las concentraciones de la solu-ción de sucrosa y las velocidades decentrifugación (3). En esta técnica se utilizaron10g de suelo seco y homogeneizado los cuales sedepositaron en tubos de polipropileno de 50ml.El suelo de cada tubo fue vertido en un tamiz de500µm, colocado sobre otro de 45µm lavadocon agua a presión. Se colectó el material deltamiz de 48µm en un tubo de centrifugación conla ayuda de un embudo y de un frasco lavador. Acada tubo se le agregaron de 25 a 30ml desolución de sucrosa al 80%. La centrifugación serealizó durante 3 minutos a 3.800rpm.

Como consecuencia de la centrifugación seobtuvo una sedimentación de las partículas pe-sadas en el fondo del tubo, mediante la técnicamodificada por Rivillas (24). Las esporas seubicaron en una capa intermedia (gradiente desucrosa); luego de este tiempo, las esporas seextrajeron con una jeringa adaptada para ello. Elcontenido de la jeringa (solución con esporas),se vertió sobre un tamiz de 45µm, se lavaron lasesporas y se depositaron luego sobre una caja dePetri. Los recuentos se realizaron inmediata-mente después de la extracción, pero en casocontrario las cajas de Petri se almacenaron en lanevera.

Determinación de la densidad de esporas porgramo de suelo. La densidad de esporas/g sueloseco se estimó utilizando tres alícuotas de 1mlpara hacer el recuento al estereoscopio.

Cenicafé, 51(4):245-262. 2000 251

Identificación taxonómica. La identificacióntaxonómica se basó en la morfología de lasesporas; por cada muestra se analizaron 250g desuelo con un contenido amplio y muy diverso deesporas por especie. Transcurridos siete mesesdespués de sembrados los cultivos trampa serealizó una evaluación del contenido de esporasen cada suelo, de su cantidad y diversidad. Esteanálisis permitió que se enviaran 32 muestras desuelos mezclados con raíces al InstituteInternational of Biotechnology, University ofKent. Canterbury (Inglaterra). Allí el Dr. John C.Dodd1 realizó la identificación taxonómica.

Montaje de esporas. Las esporas aisladas de loscultivos trampa se montaron el láminasportaobjetos sobre PVLG (alcohol polivinil,agua, ácido láctico y glicerol); la espora secubrió con una laminilla que se adhiere firme-mente al portaobjeto.

Análisis Estadístico. Para establecer que lasespecies de MA nativas colectadas no pertene-cían al mismo género se utilizó la Tabla deContingencia (Tabla 4). Mediante un análisis devarianza se determinó la diferencia en la densi-dad de esporas entre las localidades estudiadas.

Se usó un análisis de correlación lineal sim-ple para establecer la relación entre el nivel decolonización de las MA en las raíces de café y ladensidad de esporas/g de suelo. Las variablescorrelacionadas fueron: porcentaje de coloniza-ción y número de esporas/g de suelo. Se realizóanálisis de correlación lineal para todos los lotesmuestreados, individualmente y asociándolospor localidad (Subestaciones experimentales deCenicafé).

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Muestreo de especies nativas de MA. El méto-do de muestreo para suelos y para raíces pro-puesto en este estudio permitió colectar granparte de la población de MA nativas asociadas a

la rizósfera de Coffea arabica. Según Saif (27),estos microorganismos incrementan suesporulación cuando la planta hospedante seencuentra en proceso de fructificación. En esteestudio los cafetales muestreados tenían más decinco años; etapa de producción donde las plan-tas alcanzan un importante desarrollo y presen-tan alta dependencia micorrícica, según Janoscitado por Guerrero (16). Respecto a la planta decafé en Colombia, Estrada y Sánchez (11) yRivillas (24), concluyen que ésta es una especiecon dependencia micorrícica, coincidiendo coninvestigaciones efectuadas en Brasil, que regis-tran al café como micotrófico obligado (8, 9, 18,33).

Los análisis de caracterización química delos 28 suelos muestreados y su evaluación en elcontenido de MA indicaron que el nivel defósforo y en general la fertilidad del suelo, influ-yeron sobre la población de estosmicroorganismos (Tabla 3). La concentraciónelevada de fosfatos en el suelo disminuye ladependencia micorrícica de las plantas y a la vez,determina una menor población de estossimbiontes (17, 34). Los valores del contenidode fósforo pueden considerarse como un indica-dor de la mayor o menor presencia de MA.Dentro de los agroecosistemas estudiados, algu-nos lotes habían recibido altas dosis de fertiliza-ción y aplicación reiterada de agroquímicos,ocasionando reducción en la diversidad y canti-dad de la biota del suelo. Por el contrario, en loscultivos de café denominados “tradicionales” elecosistema edáfico se encontró menos perturba-do constituyendo un ambiente más adecuadopara el desarrollo de los microorganismos, in-cluyendo las MA. En este estudio se encontróque la población de MA aisladas de suelos enSupía, (Caldas) y en Sasaima (Cundinamarca)en café tradicional fue mayor que en Chinchiná(Caldas) en café tecnificado con fertilización.Una posible explicación de este resultado es lamayor sostenibilidad que se conserva en loscafetales con sombrío ó en asociación con otroscultivos, frente al grado de biodiversidad en el

252 Cenicafé, 51(4):245-262. 2000

TABLA 3. Análisis químico y textura de los suelos de las diferentes localidades estudiadas.

Lote*

12345678910111213141516171819202122232425262728

pH

5,04,54,64,64,64,74,75,25,25,05,05,15,14,74,74,24,44,34,64,94,75,05,44,44,34,54,94,6

N MO %

0,51 12,80,38 13,00,18 5,10,16 4,00,78 19,00,71 16,20,69 17,50,86 21,00,86 21,00,74 17,20,74 17,20,75 18,70,75 18,70,75 19,10,75 19,10,18 7,90,28 10,30,52 13,40,61 16,20,57 10,00,38 8,50,47 12,00,67 12,80,54 10,60,56 11,90,42 8,70,53 13,80,47 12,7

K Ca Mg Al CIC me/100 g de suelo

1,28 13,8 2,7 0,1 251,62 3,0 1,0 3,0 270,44 2,4 0,6 0,6 90,22 1,5 0,4 0,8 80,46 5,4 1,4 0,9 91,46 5,4 1,2 1,1 380,38 4,0 0,9 1,2 360,91 4,5 1,5 0,6 380,91 4,5 1,5 0,6 380,34 2,9 0,7 0,9 360,34 2,9 0,7 0,9 360,45 2,5 0,7 0,7 340,45 2,5 0,7 0,7 340,41 1,2 0,4 2,0 330,41 1,2 0,4 2,0 330,13 0,9 0,1 4,3 150,39 1,1 0,2 2,9 210,47 1,7 0,6 2,9 310,61 1,8 0,4 3,0 340,81 4,3 1,2 0,7 220,71 2,2 0,6 1,8 190,60 6,3 1,0 0,4 200,85 6,7 1,3 0,2 250,44 1,4 0,7 1,3 210,28 0,6 0,3 1,5 220,45 0,9 0,5 0,9 180,80 2,9 1,7 2,1 210,89 2,9 1,7 5,0 25

P Fe Mn Zn Cu ppm

119 540 137 30 10250 1050 22 40 1964 440 207 5 2789 408 222 6 223 460 19 25 426 230 33 12 211 180 19 11 94 225 29 11 24 225 29 11 25 131 5 9 15 131 5 9 15 177 11 9 05 177 11 9 012 128 12 9 012 128 12 9 041 297 30 5 1213 258 31 7 112 265 51 8 928 303 40 14 137 240 39 13 290 353 34 18 3927 150 31 9 146 126 25 12 6121 318 9 5 738 180 9 5 746 147 8 4 1533 149 26 7 667 334 35 7 2

* La localización de los lotes se encuentra en la Tabla 4

monocultivo de café a plena exposición solar(25).

Con base en los estudios de Gómez et al. (14)sobre los 28 suelos analizados, el 20% sonInceptisoles y como tal, presentan un desarrollogenético moderado, con alto contenido de mate-ria orgánica con cierto grado de humificación ymineralización, lo cual les da un color negro;estos suelos poseen porosidad abundante y per-meabilidad moderada. El 80% restante sonAndisoles dominados por materiales amorfos(alófanas), con propiedades ándicas (10), querepercuten en su comportamiento físico, quími-co y en su actividad biológica porque poseendensidad aparente baja, alta retención de fosfatos,

porosidad alta y cargas dependientes del pH,entre otras características. En los Andisoles es-tudiados el contenido de materia orgánica alcan-zó hasta el 19,1%. Cabe destacar que losnutrimentos presentes en la materia orgánica oen las partículas de suelo se liberan medianteprocesos que son estimulados por la presenciade asociaciones simbióticas como lasendomicorrizas (16).

Propagación de especies nativas de MA. Elincremento de las MA nativas tardó siete meses,período durante el cual, Brachiaria decumbensse comportó mejor que Pueraria phaseoloidescomo planta hospedante, en las condicionesambientales en las cuales se desarrolló esta etapa

Textura

FFAFarAArAFAFAFAFAFAFAFAAFAFFAFAFArAFAFAFAFArAFArAFArAFArAFArAFArAFArAFArAr

Cenicafé, 51(4):245-262. 2000 253

del trabajo. La esporulación y la producción demicelio fue más alta en los cultivos trampa de B.decumbens. Las prácticas agronómicas como eltratamiento de la semilla, raleo de plantas almomento del transplante, poda, limpieza delsuelo del invernadero, riego periódico, controlde temperatura, condiciones de aireación delsustrato mediante mezclas con arena, según latextura del suelo y el control cultural de insectosy de arvenses entre otros, tuvieron buenosefectos sobre el desarrollo de los cultivos trampaya que evitaron la competencia por absorción denutrimentos, el daño causado por insectos en lasplantas hospedantes y se estimuló la esporulaciónde los hongos micorrícicos a los que se lessuministró un ambiente aeróbico. SegúnSieverding (32), es importante mantener condi-ciones aeróbicas en los sustratos donde se propa-guen estos simbiontes obligados. Es precisoanotar que dentro del manejo agronómico de loscultivos trampa no se emplearon agroquímicospara evitar efectos negativos sobre la poblaciónde las MA. Bethlenfalvay y Linderman (2),mencionan que la aplicación excesiva de fertili-zantes y herbicidas, entre otros agroquímicos,afectan el desarrollo de las endomicorrizas yaque atenúan su capacidad de penetración en laraíz y eliminan los propágulos de colonización.

La colonización de las raíces por los hongosformadores de MA ocurre a partir de azigosporas,clamidosporas o de micelio presente en una raízcolonizada. Pocos días después de iniciada lacolonización se forman los arbúsculos, por divi-sión dicotómica repetida de hifas intracelulares,estructuras éstas encargadas del intercambiobiotrófico bidereccional entre el hongo y laplanta hospedante. Las hifas intracelulares pue-den atrofiarse y engloba la célula hospedanteformando vesículas, órganos de reserva del hon-go (24). La formación de esporas en algunasespecies ocurre tres o cuatro semanas despuésde iniciada la colonización; otras tardan de seismeses a un año, según Hetrick y Giovannetticitados por Rivillas (24).

Con base en la biología de las MA, a los 7meses se evaluaron los cultivos trampa encon-trándose abundante presencia de micelio exter-no en la mayoría de éstos. En los suelos corres-pondientes a las localidades de Pereira; Gigante;Buenavista y Chinchiná, cultivados con Puerariaphaseoloides la presencia de micelio fue escasa.Estos resultados se pueden asociar con la texturaarcillosa, francoarcillosa y francoarcilloarenosade estos suelos, que incide negativamente en eldesarrollo del micelio externo (29). Igualmente,la escasez de micelio en estos cultivos trampapuede ser consecuencia de los altos niveles defósforo encontrados en los suelos, que fueronmayores a 64ppm. De acuerdo con Habte yMusoco (17), a niveles altos de fósforo el gradode dependencia micorrícica de una planta dismi-nuye.

Análisis de laboratorio. Aislamiento de espo-ras. El promedio de la densidad de esporas porgramo de suelo, por lote, en cada localidad sepresenta en la Figura 3. Los valores más bajos enla densidad de esporas nativas/g de suelo seencontraron en Pereira (Risaralda) y en Chin-chiná (Caldas). En esta última localidad lossuelos presentaron alta concentración de alumi-nio y las características físicas de textura arcillo-sa pudieron influir negativamente en la produc-ción de esporas de MA. Rathore y Singh (26),encontraron que suelos con pH entre 6,8 y 7,5 ytexturas livianas, proveen entre otras, condicio-nes que favorecen la esporulación.

En Pereira (Risaralda) la densidad de espo-ras fue de 10/g de suelo, resultado que entre otrasrazones indica el antagonismo y/o la especifici-dad que ocurre entre especies de MA (24). Estaespecificidad se refiere a la influencia que pue-den ejercer el pH del suelo y los contenidos defósforo en la capacidad colonizadora y la efi-ciencia de algunas especies de MA.

Existen asociaciones preferenciales entreplantas y especies de micorrizas arbusculares;un ejemplo de especificidad se encontró en sue-

254 Cenicafé, 51(4):245-262. 2000

Figura 3. Densidad deesporas de MicorrizasArbusculares por gramode suelo, en las distintaslocalidades.

los venezolanos donde se aisló una especie delgénero Glomus sp., la cual únicamente se pudoasociar con el hospedante de donde se aisló y noen Kudzú tropical (30).

Al igual que para el porcentaje de coloniza-ción, la densidad de esporas/g de suelo se puedeasociar con características físicas y químicas delsuelo, o interpretar como sinergismo entre losmicroorganismos. Los valores mas altos en ladensidad de esporas/g de suelo se presentaron enSupía (Caldas), Sasaima (Cundinamarca), ElLíbano (Tolima), Buenavista (Quindío) yVenecia (Antioquia). Es posible que las prácti-cas agronómicas efectuadas en estas localidadesfavorezcan la presencia de MA nativas ya que laspropiedades físicas y químicas de estos suelosse vieron menos afectadas. Estudios realizadospor Michelsen y Rosendahl citados porSieverding (32), demuestran que entre menostransformado esté un suelo más alta será lapoblación de micorrizas arbusculares.

Los valores de nivel de colonización y dedensidad de esporas registrados en este estudiofueron altos según los patrones de evaluaciónempleados por CIAT (16)  y comparados con elpromedio de los valores (16-51% en campo y

13,8% en invernadero) encontrados por Siqueira(35).

Endomicorrizas en raíces (colonización). Losniveles de colonización de las MA en las raícesde café indicaron que en los ecosistemas edáficoscon mayor contenido de materia orgánica (16 al19%) y menores contenidos de fósforo (4 a6ppm), la presencia de las endomicorrizas fuemás abundante en relación con los ecosistemasque presentaron niveles altos de fósforo (mayo-res de 30ppm) donde fue reiterada la aplicaciónde fertilizantes.

En la Figura 4 se presentan los valores decolonización radical en las 10 localidades estu-diadas. La localidad donde se encontró el másalto nivel de colonización en las raíces fue Supía(Caldas) con valores desde 48 hasta 92%, dondeel cultivo de café estaba asociado con guamos(Inga edulis). Según Saif citado por Marschener(19), estos resultados pueden indicar que existenrelaciones de sinergismo entre las diferentessimbiosis: endomicorrizas y microorganismosde los géneros Rhizobium o Bradyrhizobium.

Los microorganismos solubilizadores de fós-foro se incluyen en esta relación sinérgica ya que

Cenicafé, 51(4):245-262. 2000 255

Figura 4. Colonizaciónde raíces de plantas decafé por MicorrizasArbusculares, en lasdistintas localidades.

existe alta demanda de este nutrimento para elproceso de fijación biológica de nitrógeno.Sieverding (30) menciona que hay evidencias deuna interacción tripartita entre la asociaciónendomicorrizas - leguminosas - Rhizobium.Igualmente ocurre con los actinomicetos delgénero Frankia y plantas no leguminosas.

En Sasaima (Cundinamarca) el análisis quí-mico del suelo determinó contenidos de fósforoentre 4 y 12ppm, valores considerados comobajos. Según Dodd citado por Rivillas (24), lahabilidad del sistema micorrícico para absorbernutrimentos depende del desarrollo del micelioexterno y es más evidente bajo condiciones dedeficiencia de fósforo. En Pereira, el nivel pro-medio de colonización fue del 43%, resultadoque puede explicarse principalmente por la edaddel cultivo (20 años). Varios reportes asocian lapresencia y cantidad de MA con la edad de lasformaciones vegetales (16). En las muestrascolectadas en esta localidad se observó una grancantidad de células auxiliares, estructuras queson características de los géneros Gigaspora yScutellospora (Figura 5).

En algunas localidades se encontró abundan-te presencia de micelio, vesículas de formas y

tamaños variados, arbúsculos y en algunas pla-cas se observaron esporas intra-radicales. Ade-más se observaron unas estructuras ovaladas yencadenadas al interior de las células (Figura 6).

Los suelos de las localidades ubicadas en losdepartamentos del Tolima, Valle, Quindío yAntioquia están clasificados en la categoría deorden como Andisoles y los niveles de coloniza-ción en las raíces de plantas de café cultivadasallí estuvieron entre 25 y 45%. Estos están rela-cionados con las propiedades físicas y químicasde los suelos y con interacciones entre la biotadel suelo, específicamente con relaciones desinergismo entre fijadores de nitrógeno yendomicorrizas, como se mencionó anterior-mente. En la Figura 4 se aprecia que los valoresmás bajos en los niveles de colonización seencontraron en Chinchiná (Caldas), resultadoque coincide con la reiterada fertilizaciónfosfórica que incrementó el contenido de estenutrimento en el suelo. Niveles de 33 a 67ppm defósforo y el contenido de materia orgánica delsuelo así lo indican. En esta localidad, uno de loslotes estudiados contenía 8,7% de M.O., y enestudios realizados por Sieverding y Toro (31)se encontró correlación entre la población deMA y el contenido edáfico de materia orgánica.

256 Cenicafé, 51(4):245-262. 2000

Figura 6. Estructuras intracelulares (diferentes tipos de vesículas, micelio y arbúsculos).

Figura 5. Micelio externo de Micorrizas Arbusculares (Primario).

En estas condiciones la cantidad de MA dismi-nuyó con respecto a la población encontrada enotros ecosistemas; resultado similar a los estu-dios de Siqueira (33), donde a mayor fertilidaddel suelo se observa menor población de MA(Figuras 3 y 4).

Identificación taxonómica de MA. La diversi-dad de especies de MA nativas fue alta (Tabla4), si se considera que los muestreos se realiza-ron en ecosistemas con características comunesde temperatura (rango entre 19,4 y 21,4°C) y quela planta hospedante fue una sola especie: Coffeaarabica. Se identificaron un total de 20 especies

de MA pertenecientes a los seis géneros deendomicorrizas conocidas actualmente (16) (Fi-gura 7). Las MA de mayor prevalencia en laslocalidades estudiadas fueron: Acaulosporamellea y Glomus occultum, especies que yahabían sido registradas en un Andisol cubiertocon bosque nativo en Cenicafé, Chinchiná, Cal-das (24). Estas dos especies se aislaron en Supíay en Sasaima, donde se registraron los valoresmás altos en el porcentaje de colonización y lamás alta densidad de esporas/g de suelo, por loque podría inferirse que estas especies requierende menor tiempo para esporular y/o, que estánmás adaptadas a suelos cafeteros (Dodd, 1995 ;

Cenicafé, 51(4):245-262. 2000 257

TA

BL

A 4

. D

istri

buci

ón d

e la

s es

peci

es d

e en

dom

icor

rizas

ide

ntifi

cada

s en

las

dife

rent

es l

ocal

idad

es

1 A:

Aca

ulos

pora

; E

: E

ntro

phos

pora

; G

: G

lom

us;

Gig

:Gig

aspo

ra

258 Cenicafé, 51(4):245-262. 2000

Glomus macrocarpum A. mellea

G. intraradices G. intraradices

Figura 7. Esporas de los géneros Acaulospora, Glomus y Sclerocystis

G. occultum

Sclerocystis sinuossa

Scannerini y Bonfante-Fasolo, 1993; Hetrick,1994; Giovannetti et al., 1994 ; citados porRivillas (24)

E.colombiana es otra especie identificada eneste estudio, registrada como efectiva coloni-zando raíces de café (31) con una alta especifi-cidad en suelos ácidos. Rivillas (24), encontróbuenos resultados en café cuando incrementóesta especie en un sustrato inerte (terragreen)mezclado con suelo proveniente de Planalto,Cenicafé. Algunas especies de MA, tales comoA. mellea, G. occultum y G. intraradices estabanpresentes en la mayoría de los suelos muestreados.Tanto en el análisis de identificación realizadoen Colombia como en el de Inglaterra, se encon-tró abundante presencia de esporas de G.intraradices, especie que se aisló en Gigante(Huila), Chinchiná (Caldas) y Líbano (Tolima)(3).

Vaast y Zasoski, citados por Rivillas (24)encontraron que plántulas de Coffea arabica,inoculadas con G. intraradices crecieron mejory contenían más nitrógeno acumulado, calcio ymagnesio que plántulas no micorrizadas. Este

resultado permite pensar que en algunos sueloscafeteros la fertilización indiscriminada afecta ycompromete la población de especies nativas.

Sclerocystis sinuosa sólo se propagó a partirde suelo colectado en Sevilla (Valle). Esta fue laúnica especie del género Sclerocystis identifica-da en este estudio y ha sido aislada en ecosistemasnaturales, en suelos que presentan alto nivel defertilidad. En este trabajo se aisló de un suelo delValle del Cauca con un bajo contenido de fósfo-ro (37ppm); asociadas a ésta se encontraronGlomus invermaium, G. occultum,Scutellospora sp., A. mellea y A. appendicula.

Las localidades donde la diversidad de MAfue mayor, están ubicadas en los departamentosdel Tolima, Quindío, Antioquia y Valle. Dentrode éstas sobresale Sevilla (Valle), en donde seaislaron siete especies pertenecientes a los 6géneros. Los suelos de estas localidades presen-tan texturas livianas que pueden contribuir a laesporulación de estos simbiontes aeróbicos (23).Sin embargo, los factores que controlan la colo-nización endomicorrícica en campo actúan demodo muy complejo, para lo cual es necesario

Cenicafé, 51(4):245-262. 2000 259

Localidad Correlación Significancia

El Cairo - 0,01665 0,7974Gigante - 0,23037 0,0012Líbano - 0,34592 0,0001Sasaima - 0,05829 0,4182Supía 0,34022 0,0001Sevilla 0,00360 0,9670Buenavista - 0,14584 0,0801Pereira 0,11569 0,1586Venecia 0,01753 0,8625Chinchiná - 0,13341 0,0926

TABLA 5. Análisis de correlación entre densidad deesporas/g de suelo y colonización radical (%).

relacionar la población de MA con las caracte-rísticas químicas del suelo, según Fernández ySiqueira citados por Siqueira (33)

Análisis estadístico. La Tabla de contingenciapropuesta mostró que las especies de MA aisla-das e identificadas no pertenecían al mismogénero. El análisis de varianza mostró diferen-cias altamente significativas en la densidad deesporas presentes en los suelos estudiados, nosólo en las 10 localidades sino también en los 28lotes.

Los análisis de correlación lineal simple(Pearson) permitieron determinar la baja rela-ción (0,41641) entre la densidad de esporas/g desuelo y la colonización de raíces por las MA(Tabla 5). Lo anterior, posiblemente sea conse-cuencia de las diferentes épocas en las que serealizaron los muestreos y del manejo agronómi-co de los cultivos. De acuerdo con Sieverding(30), el clima (Tabla 2) y concretamente lahumedad del suelo, tienen gran influencia en lastasas de colonización de las raíces por las MA.

Pueden existir factores desconocidos en losecosistemas naturales como la toxicidad de alu-minio, que suprimen o limitan la esporulación deestos hongos, más no la colonización (36).

De acuerdo con los resultados anteriorespuede afirmarse que las MA están asociadas a larizosfera de Coffea arabica y por tanto, deben

considerarse como habitantes naturales de losecosistemas cafeteros en virtud de su presenciay variabilidad en las diferentes condicionesedafoclimatológicas estudiadas. En trabajos rea-lizados en CIAT (6), se encontró que si seafectan las condiciones edáficas mediante prác-ticas agrícolas como la fertilización y aplicaciónde pesticidas se modifica el desarrollo de lasimbiosis micorrícica. En yuca, la fertilizacióncon nitrógeno y fósforo disminuyó el nivel decolonización mientras que la fertilización conpotasio la aumentó. En este cultivo también seevaluó el efecto de algunos pesticidas sobre lasMA, observándose un efecto negativo de estosagroquímicos sobre el desarrollo de las raícescolonizadas y la esporulación de estos hongos,especialmente cuando se combinan con insecti-cidas.

Los resultados de investigaciones anterioresasí como los de ésta, conducen a que las reco-mendaciones de fertilización con elementosmayores y otras prácticas agronómicas no debenrealizarse solamente pensando en los altos ren-dimientos esperados, sino también, con base enla población y actividad biológica de los diferen-tes microorganismos. La actividad de la biotadel suelo, incluidas las MA, es benéfica y aunqueno produce iguales resultados que los obtenidoscon la fertilización química, el componente bio-lógico debe considerarse dentro del manejo inte-grado de los suelos para alcanzar niveles deproductividad rentables sin deterioro de losagroecosistemas.

La mayor población y diversidad de MA, asícomo la de otros organismos del suelo es eviden-temente mayor en ecosistemas menos disturbados(37). En café estas condiciones se encuentran enlos cultivos bajo sombrío de plátano o de espe-cies arbóreas como nogales y guamos, o concoberturas como Arachis pintoi y con bajosniveles de fertilización química. En este estudiolas asociaciones de café con leguminosas mos-traron una mayor población de MA, que ya hasido mencionada por Saif (27) quien encontró

260 Cenicafé, 51(4):245-262. 2000

relaciones de sinergismo entre la simbiosismicorrícica y el Rhizobium de las leguminosas.

Para garantizar la conservación del recursosuelo como cuerpo natural vivo, que sirve desustento para las plantas, debe reconocerse laimportancia del papel que desempeñan los dife-rentes grupos de organismos en los procesos desolubilización, mineralización, inmovilizacióny humificación entre otros, considerados de sumaimportancia en la dinámica de nutrimentos.

AGRADECIMIENTOS

Los autores agradecen la colaboración delpersonal de Experimentación Regional; Disci-plinas de Química Agrícola y Fitopatología deCENICAFE; a los doctores R. Thomas y I. Raodel CIAT y al Dr. John Dodd de la Universidadde Kent (Inglaterra).

LITERATURA CITADA

1. ARANGO R., C. Efecto de la M.V.A. en la producciónde café, c.v. Colombia, con dos niveles defertilización. Agronomía 5(1):25-38. 1992.

2. BETHLENFALVAY, G.J.; LINDERMAN, R.G.Mycorrhizae in sustainainable agriculture.Madison, American Society of Agronomy, 1992,124 p. (ASA Special Publication N° 54).

3. BOLAÑOS B., M.M. Identificación de hongosmicorrícicos arbusculares y su relación concaracterísticas físicas y químicas de los suelos enla zona cafetera Colombiana. Santafé de Bogotá,Universidad Nacional de Colombia, 1996. 122 p.(Tesis de Maestría en Suelos).

4. BRAVO G., E.; GOMEZ A., A. Capacidad de fijaciónde fósforo en seis unidades de suelos andosólicosde la zona cafetera colombiana. Cenicafé25(1):19-29. 1974.

5. CARRILLO P., I.F. Manual de laboratorio suelos.Chinchiná, Cenicafé, 1985. 111 p.

6. CENTRO INTERNACIONAL DE AGRICULTURATROPICAL-CIAT Cali. Colombia. Informe delproyecto micorriza. Palmira, CIAT, 1993. p. 25.

7. CENTRO NACIONAL DE INVESTIGACIONESDE CAFÉ-Cenicafé, Chinchiná, Colombia.Archivo de datos climatológicos de la Disciplinade Agroclimatología. 1986-1993. Chinchiná,Cenicafé, 1993.

8. COLOZZI FILHO, A.; SIQUEIRA, J.O. Micorrizasvesículo - arbusculares em mudas de cafeeiro. I.Efeitos de Gigaspora margarita e adubacaofosfatada no crescimento e nutricao. RevistaBrasilera de Ciencia do Solo 10(3):199-205.1986.

9. COLOZZI FILHO, A.; SIQUEIRA, J.O.; SAGGINJUNIOR, O.J.; GUIMARAES, P.T.G.;OLIVEIRA, E. Efetividade de diferentes fungosmicorrízicos arbusculares na formacao de mudas,crescimento pós-transplante e producao docafeeiro. Pesquisa Agropecuaria Brasileira29(9):1397-1406. 1994.

10. COMITÉ PARA RECONOCIMIENTO DESUELOS-SANTAFÉ DE BOGOTÁ.COLOMBIA. Claves de taxonomía de suelos. 6.ed. 1994.

11. ESTRADA M., G.; SÁNCHEZ De P., M.Dependencia del café (Coffea arabica L.)variedad Colombia por la micorriza vesículoarbuscular. Acta agronómica 45(1):85-88. 1995.

12. GERDEMANN, J.W. Vesicular - arbuscularmycorrhizal. In: TORREY, J.G.; CLARCKSON,D.T. eds. The development and function of roots;Third Cabot Symposium. London, AcademicPress, 1975. p. 575-591.

13. GERDEMANN, J.W.; NICOLSON, T.H. Spores ofmycorrihizal endogone species extracted fromsoil by wet sieving and decanting. Transactionsof the British Mycological Society 46:235-244.1963.

14. GOMEZ G., L.; CABALLERO R., A. BALDION R.,J.V. Ecotopos cafeteros. Santafé de Bogotá.Federacafé. 1991. 131 p.

15. GRISALES G., A. Suelos de la zona cafetera;clasificación y uso. Medellín, Fondo CulturalCafetero, 1977. 142 p.

Cenicafé, 51(4):245-262. 2000 261

16. GUERRERO F., E. Endomicorrizas. Fundamentosbiológicos y estado del arte. In: Endomicorrizas;Recurso biológico del suelo. Bogotá, FEN, 1996.40 p.

17. HABTE, M.; MUSOKO, N.B. Response of Sauropusandrogynus to soil phosphorus concentrationand mycorrhizal colonization. Journal of PlantNutrition 17 (2-3) 511 - 521. 1994.

18. LOPES, E.S.; OLIVEIRA, E. DE; DIAS, R.A.;SCHENCK, N.C. Occurrence and distribution ofvesicular - arbuscular - mycorrhizal. fungi incoffee (Coffea arabica L.) plantations in CentralSao Paulo State, Brazil. Turrialba 3(4):417-422.1983.

19. MARSCHNER, H.; DELL, B. Nutrient uptake inmycorrhizal simbiosis. Plant and Soil 159:89-102. 1994.

20. OROZCO P., F.H. Efecto de la inoculación conhongos formadores de micorrizas vesiculararbuscular en café Coffea arabica var. Colombia.Suelos Ecuatoriales 18(2):213-219. 1988.

21. PARRA L., M.; SANCHEZ DE P., M.;SIEVERDING, E. Efecto de la M.V.A. enplántulas de café (Coffea arabica L. var.Colombia) en almácigo. Acta Agronómica 40(1-2): 88: 99. 1990.

22. PHILLIPS, J.M.; HAYMAN, D.S. Improvedprocedures for clearing roots and staining parasiticand vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi forrapid assessment of infection. Transactions ofthe British Mycological Society 55:158-161.1970.

23. RATHORE, V.P.; SINGH, H.P. Quantification andcorrelation of VAM propagules with soilproperties of some mollisoles of Northern India.1996. s.p.

24. RIVILLAS O., C.A. The effects of arbuscularmycorrhizal fungi on two different coffee varietiesfrom Colombia and their biochemical detectionin roots. Kent. Research School of Biosciences,Universitiy of Kent, 1995. 88 p. (Tesis: MagisterScience).

25. SAGGIN JUNIOR, O.J.; SIQUEIRA, J.O. Avaliacaoda eficiencia simbiótica de fungosendomicorrízicos para o cafeeiro. RevistaBrasileira de Ciencia do Solo 19(2):221-228.1995.

26. SANCHEZ DE P., M. Endomicorrizas enagroecosistemas colombianos. Palmira,Universidad Nacional de Colombia, 1999. 227 p.

27. SAIF, S.R. Interacción de Rhizobium - endomicorrizasVA en leguminosas tropicales. In: Investigacionessobre endomicorrizas en Colombia. 2. ed. Palmira,CIAT, 1989. p. 15-43.

28. SCHENCK, N.C.; PÉREZ, Y. Manual for theidentification of V.A. mycorrhizal fungi. 3. ed.Florida, Editorial University of Florida, 1990.286 p.

29. SIEVERDING, E. Aspectos de la taxonomía y laidentificación de hongos formadores deendomicorrizas V.A. In: Investigaciones sobreendomicorrizas en Colombia. 2 ed. Palmira,CIAT, 1989. p. 209-223.

30. SIEVERDING, E. Vesicular - arbuscular mycorrhizamanagement in tropical agrosystems. Eschborn,GTZ, 1991. 371 p.

31. SIEVERDING, E.; TORO, S. Evaluación cuantitativay cualitativa de hongos formadores de M.V.A. enla región de Mondomo, Colombia. In: CongresoLatinoamericano, 9; Congreso SociedadColombiana de la Ciencia del Suelo 3. Cali,Agosto 26-30, 1985. Resúmenes. Cali, SociedadColombiana de la Ciencia del Suelo, 1985.

32. SIEVERDING, E.; SANCHEZ, M.; BRAVO, N.Investigaciones sobre endomicorrizas enColombia. Palmira, Universidad Nacional deColombia. Facultad de Ciencias Agropecuarias,1989. p. 122-129.

33. SIQUEIRA, J.O. Mycorrhizal benefits to some cropspecies in a P-deficient oxisol of SoutheasternBrazil. In: SYLVIA, P.M.; HUNG, L.L.;GRAHAM, J.H. Mycorrhizae in the next decade.practical application and research priorities.Gainesville, University of Florida, 1987. p 59.

34. SIQUEIRA, J.O. Eficiencia de fertilizantes fosfatadosem associacoes micorrízicas. In: Encontronacional de rocha fosfática, 5. Sao Paulo, 1990.Anais. Sao Paulo, IBRAFOS, 1990. p. 165-193

35. SIQUEIRA, J.O. Avancos en fundamentos eaplicacao de micorrizas. Lavras, UniversidadeFederal de Lavras, 1996. 290 p.

36. SIQUEIRA, J.O.; HUBBELL D.H.; MAHMUD A.W.Effect of liming on spore germination, germ tube

262 Cenicafé, 51(4):245-262. 2000

growth and root colonization by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Plant and Soil76:115-124. 1984.

37. SMITH, S.E. Nutrients transport in mycorrhizas:Structure, physiology and consequences forefficiency of the symbiosis. Plant and Soil159:103-113. 1994.

38. SUAREZ V., S. Caracterización física de los suelosde la zona cafetera. Chinchiná, Cenicafé, 1991.(Seminario Agosto 16, 1991).

39. TRAPPE, J.M. Synoptic keys to the genera andspecies of Zigomycetos mycorrhizal fungi.Phytopathology 72:1102-1108. 1982.

40. URIBE H., A.; MESTRE M., A. Efecto del nitrógeno,el fósforo y el potasio sobre la producción de café.Cenicafé 27(4):158-173. 1976.