INSTITUTO DEL MAR DEL PERÚ SEDE REGIONAL - ILO

LABORATORIO DE INVESTIGACION EN MOLUSCOS (LIM)

Contacto: rcastillo@imarpe.gob.pe

INFORME ANUAL

ACONDICIONAMIENTO DE REPRODUCTORES Y OBTENCIÓN DE SEMILLAS DE CONCHA DE ABANICO Argopecten purpuratus (Lamarck, 1819), EN UN SISTEMA CONTROLADO

EXPERIMENTAL EN EL PUERTO DE ILO

Ilo – Perú

Marzo- 2008

INDICE

I. INTRODUCCIÓN ......................................................................... 3

II. ASPECTOS GENERALES ........................................................................ 4

III. OBJETIVOS .......................................................................... 8

IV. METODOLOGÍA ........................................................................... 8

V. RESULTADOS .......................................................................... 10

VI. DISCUSION Y CONCLUSIONES..….................................................................... .27

VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS.. ................................................................... 28

VIII. PERSONAL ......................................................................... 36

ANEXO

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ACONDICIONAMIENTO DE REPRODUCTORES Y OBTENCIÓN DE SEMILLAS DE CONCHA DE ABANICO Argopecten purpuratus (Lamarck, 1819), EN UN SISTEMA

CONTROLADO EXPERIMENTAL EN EL PUERTO DE ILO

I. INTRODUCCIÓN

La acuicultura está cada vez más importante como fuente de producción de peces y moluscos en el mundo, debido fundamentalmente al agotamiento de los bancos naturales por sobrepesca y/o cambios climáticos. Los efectos del evento El Niño (EN) sobre los invertebrados comerciales de la costa peruana, con especial énfasis en la zona de Pisco, han sido reportados por varios autores en los últimos años (WOLFF 1985) Por otro lado, la demanda insatisfecha del mercado internacional convierte al cultivo de invertebrados en una actividad económica innovadora, de alta rentabilidad, capaz de generar empleo y riqueza en las comunidades costeras. Desde 1986 el Instituto del Mar del Perú (IMARPE) viene desarrollando estudios en ambientes controlados a nivel experimental de especies de moluscos nativos e introducidos. El desarrollo de los estudios comprende la obtención de lotes de reproductores habituados a la vida en cautiverio (ostra, pulpo, almeja y pectínidos); adaptación de técnicas para la fecundación y obtención de puestas en forma espontánea (pectínidos y ostreidos); técnicas de incubación (bivalvos) y desarrollo de técnicas de cultivo larvario, incluyendo las de alimentación (microalgas). En el sur del Perú, el IMARPE ha iniciado estudios sobre especies nativas de importancia económica de la región a través de su laboratorio controlado experimental, cuyo objetivo es Incrementar el Desarrollo de Técnicas de Reproducción Artificial de Moluscos Nativos de la Región para la obtención de “semillas” principalmente de los recursos “macha” Mesodesma donacium, “chanque” Concholepas concholepas y “pulpo” Octopus mimus. La construcción de este laboratorio se dio a través del proyecto, “Mejoramiento de Infraestructura e Implementación de Laboratorio de Investigación de Moluscos en el Instituto del Mar del Perú (IMARPE) en el distrito de Ilo, provincia de Ilo, Región Moquegua”; construido entre los años 2004 y 2006 y con el financiamiento del Gobierno Regional de Moquegua a través de FONCOR, CANON y Sobre CANON y recursos ordinarios. Esta infraestructura permitirá iniciar los estudios experimentales, cuyos resultados generarán las técnicas para la obtención de “semillas” en sistemas controlados y posteriormente crear tecnologías de producción intensiva de moluscos. El presente informe contiene el desarrollo de las actividades realizadas en relación a la aplicación de técnicas de cultivo de microalgas (alimento vivo) y de concha de abanico (larvas y post larvas), durante el año 2007.

II. GENERALIDADES 2.1 De la Especie Objetivo Los moluscos bivalvos, también denominados lamelibranquios o pelecípodos, agrupan a unas 20 000 especies entre marinas y dulceacuícolas (p.e mejillones, las ostras y los barbechos). Sus tamaños varían desde animales que poseen conchas de unos 2 mm de longitud hasta almejas gigantes del género Tridacna sp., con conchas que pueden alcanzar los 2 m de longitud. El cuerpo es comprimido lateralmente, y existe un manto delgado constituido por dos lóbulos. Las dos valvas laterales se articulan entre sí

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mediante una charnela (“bisagra”), y se sostienen unidas por un ligamento de la charnela y músculos aductores de las valvas. Presentan generalmente dos sifones (exhalante e inhalante) en el extremo posterior (BARNES 1996). A diferencia de los gasterópodos y cefalópodos, los bivalvos no presentan una clara cefalización (no hay una cabeza diferenciada) y no poseen rádula. Se alimentan por filtración (poseen una gran superficie branquial donde se colectan las partículas de alimento. La especie Argopecten purpuratus, presenta una concha grande, sólida, circular, moderadamente convexa, mas larga que alta. Tiene una concha equivalva, concha simétrica, pleurotética, la valva izquierda algo más abombada que la derecha y equilateral, orejas casi iguales, las anteriores 1.02-1.21 veces más largas que las posteriores. Las orejas posteriores de ambas valvas con 6-9 costillas, una escotadura bisal amplia y profunda, con un ctenolium formado por 4 - 5 dientes. Los umbos ortogiros (ángulo superior de 116 a 121o) y de contorno circular. El periostraco opaco y de coloración externa blanca con púrpura encima de las costillas, alternativamente rosado y marrón. A veces completamente blanco, crema o naranja moteado de crema o púrpura. La coloración interna de las conchas blancas es blanca reluciente, pero en las coloreadas hay bandas concéntricas de colores. La ornamentación externa del disco está formada por 23 a 29 costillas radiales, anchas, lisas y almenadas que se aplastan hacia el margen ventral. Generalmente la valva derecha con una costilla menos que la izquierda. Los surcos intercostales con lamellas, pero la valva izquierda tiene lamellas sobre las costillas. Estrías de interrupción del crecimiento concéntricas bien marcadas. La ornamentación interna formada por placas que se extienden desde el borde hasta un punto situado a nivel de la parte superior de la impresión el abductor. Comisura almenada. Ligamento externo insertado en la ranura ligamentaria. Resilium alojado en un resilífero. Monomiario, con la impresión el músculo poco acusada, integropaleal. Impresión poco clara (Figura 1).

Argopecten purpuratus (Lamarck, 1819)

IMARPE - LIM/2007

Figura 1. Morfología Externa de Argopecten purpuratus

A. purpuratus en la costa del Pacífico tropical, se distribuye desde Paita (Perú) hasta Valparaíso (Chile) (SANZANA, 1978, ALAMO Y VALDIVIESO 1987, AVENDAÑO & CANTILLANEZ 1996). Sin embargo, GRAU 1959 Y URIARTE ET AL. 1996, lo sitúan en Corinto (Nicaragua), Habita normalmente en las zonas protegidas en donde hay presencia de conchuelas, fondos rocosos, pedregosos, arenosos, arenofangosos, limosos y algosos, especialmente en pequeños bosques formados por la microalga Rodhymenia sp. Este molusco puede vivir tranquilamente con temperaturas que van desde los 13 ºC a 20

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ºC, puede llegar a soportar extremos de 7º C hasta 28 º C. Los tenores de oxígeno son de 0.2 a 8 mL/L ( BERMUDEZ ET AL, 2004). La “concha de abanico” es un molusco filtrador, se provee de su alimento dependiendo de la abundancia de fitoplancton en el medio donde habita. Si el fitoplancton desaparece, la mayoría de los moluscos migran o mueren de inanición A. purpuratus es una especie hermafrodita funcional. Tanto la gónada femenina como la masculina maduran de forma simultánea (Figura 2). Sus gametos los expulsa de forma secuencial, normalmente el esperma primero seguido de los óvulos, para luego cambiar a esperma otra vez dentro del mismo ciclo de desove (FAO, 2006)

to

bma

m

IMARPE - LIM/2007

Argopecten purpuratus (Lamarck, 1819)

Figura 2. Anatomía de la “concha de abanico” (Argopecten purpuratus) en plena madurez: músculo aductor (ma); branquias (b) (levantadas para resaltar la gónada; manto (m); ovario (o); testículo (t).

Los ejemplares de A. purpuratus adquieren la primera madurez gonadal cuando alcanzan la talla de 65 mm, a los 10 o 12 meses de edad, desovando de 1 a 10 millones de óvulos. El proceso del desove se inicia generalmente expulsando al exterior primero el esperma para después seguir con los óvulos (BERMUDEZ ET AL, 2004). El ciclo biológico comprende cuatro fases: huevo, larva, juvenil y adulto. La fase larval es planctónica y presenta tres estadios: 1 trocófora (larva ciliada) 2 veliger (con velo u órgano ciliado nadador) y el estadio 3 pediveliger, que se caracteriza por la segregación de la concha y del pie, que le sirve para adherirse al sustrato adecuado (Figura 3)

Figura 3 Ciclo biológico de la “concha de abanico”

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2.2 De la pesquería de la especie objetivo La pesquería artesanal costera en el Perú, muestra una producción anual de cerca de 200 000 t, pero aparece como insignificante comparada con la bien conocida pesquería de pequeños pelágicos, la cual en algunos años supera los 10 millones de toneladas anuales, (ESPINO & WOSNITZA-MENDO, 1988). Esta pesquería artesanal explota alrededor de 170 especies de peces y 30 especies de invertebrados de alto valor comercial (ESTRELLA & GUEVARA, 1998) que brinda empleo a miles de pescadores y a sus familias. La mayoría de los invertebrados bentónicos son capturados por buzos que colectan estos manualmente del fondo, algunos son desprendidos del sustrato (Concholepas concholepas, Fisurela sp.) y otros como el pulpo son extraídos con un gancho de sus refugios. El centro de la pesquería de buceo es la Bahía Independencia, situada al sur de Pisco, donde destacaba la extracción de la concha de abanico (A. purpuratus), cuyos volúmenes de desembarque se incrementan explosivamente durante eventos El Niño fuertes como en los años 1983/84 o 1997/98 (MENDO & WOLFF, 2003). 2.3 Del cultivo en ambientes controlados La producción más o menos controlada, de especies acuáticas, aun cuando pueda dar la impresión de ser una práctica moderna, debido al uso –y abuso- que en los últimos años se está haciendo del término acuicultura, tiene casi la antigüedad que los demás sistemas de producción de alimentos utilizados por el hombre: la agricultura y la ganadería. El aprovechamiento de zonas particulares, como lagunas costeras, refugio de alevines y formas juveniles de diferentes especies marinas, tiene también una historia de siglos. Este tipo de acuicultura extensiva, la encontramos en Asia (Tambanks); Italia (vallicoltura), Camargue francesa (Marais), Cádiz y las lagunas del Delta del Ebro, (esteros) (CASTELLÓ, 1993). Las características biológicas que permiten que estas especies sean adecuadas para su cría en ambientes controlados (sistemas intensivos) y con un costo económico (aceptable), son las siguientes: alta fecundidad, naturaleza gregaria, ciclo reproductivo controlable, alta tasa de crecimiento y alto contenido proteico en sus tejidos (PADILLA ALVAREZ Y CUESTA LÓPEZ, 2003). A diferencia de la cría de especies de agua dulce, la maricultura es una actividad relativamente reciente en el Perú; pudiendo afirmarse que su ejecución, a nivel de producción comercial, se inició a mediados de los años ‘70, con la operación de las primeras granjas de cultivo de peneidos. Previo a ello, se tienen registros de la ejecución de cultivos experimentales con algunas especies nativas de moluscos bivalvos (“ostra de mangle” Crassostrea columbiensis, “concha negra” Anadara tuberculosa, “choro” Aulacomya ater y de peces (“lisa” Mugil cephalus, “monengue” Dormitator latifrons). La mayoría de estos cultivos experimentales, a nivel de bioensayos, fueron realizados por diversas instituciones académicas universitarias e institutos de investigación, destacando el aporte del Instituto del Mar del Perú – IMARPE (YÉPEZ, 2000). En el Perú, la cría de “concha de abanico” Argopecten purpuratus, la única especie objeto de cría a nivel comercial, mantiene una producción que se destina casi íntegramente a la exportación (YÉPEZ, 2000).

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2.4 De la infraestructura utilizada

El Laboratorio de Investigación de Moluscos (LIM) está ubicado dentro de las instalaciones del IMARPE Sede Regional Ilo. Su infraestructura que ocupa un área de 160 m2, es de material de concreto y techo aligerado de fibra forte. El piso de concreto tapizado con cerámica, tiene una pendiente de 3% y canaletas para desagües con rejillas de fibra de vidrio (Fig. 4). Adicionalmente, sus instalaciones cuentan con una serie de sistemas que funcionan de manera versátil: a) sistema hidráulico, b) tratamiento de agua de mar y c) sistemas auxiliares.

Figura 4. Vista general del Laboratorio de Investigación en Moluscos (LIM). Ilo, Perú 2007

a) El sistema hidráulico: i) la captación de agua de mar, desde la caseta de bombeo, ubicada dentro de las instalaciones del Desembarcadero Pesquero Artesanal de Ilo. El agua de mar recorre 200 m aproximadamente hasta llegar al tanque de sedimentación (Fig. 5), a través de tuberías de resinas de polietileno de alta densidad (HDPE); ii) ocho electro bombas autocebantes, como medio de succión e impulsión del agua de mar y, iii) red de tuberías de agua de mar y agua dulce que abastecen al laboratorio.

CRIP - ILOIMARPE

Desem

barcade

ro

Ar te

s anal

2

bombeo de desagüe

B a h i a d e I l o

VaraderoArtesanal

1

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Toma de Agua de Mar

Tanque de Sedimentacion

O C E A N O

P A C I F I C O

Abastecimiento Agua de Mar(LIM)

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Figura 5. Recorrido de la tubería de abastecimiento de agua de mar. LIM 2007.

b) El sistema de tratamiento de agua de mar comprende: (i) tanque de sedimentación de agua de mar de material concreto armado de 21.6 m3 de volumen neto de capacidad, que dispone de un sistema de filtro mecánico, que en su interior presenta 02 compartimentos cribados paralelos que permite el paso de agua y 01 que almacena agua libre de sedimentos (Fig. 6). ESTRUCTURA DE TANQUE DE SEDIMENTACIÓN

Ingreso agua de Mar

Salida agua de mar sedimentada

Escotillas

Tuberías de rebose

Figura 6. Estructura del tanque de sedimentación. LIM 2007.

(ii) Filtros mecánicos: el agua sedimentada procedente del tanque de sedimentación, primero ingresa (por presión) por dos filtros de arena (Rapad Sand Filtres) instalados de forma paralela y de funcionamiento simultaneo, a una velocidad de 106 gpm/filtro, con el objetivo de remover las partículas sólidas de desecho por separación mecánica y absorción física. La separación de impurezas suspendidas y coloidales del agua se realiza a través de una cama de material granular de dos capas (capa superior arena de 1/8 e inferior de 1/32). Así se logra una excelente reducción de sólidos totales. Luego, el agua pasa por un filtro de tierra diatomea (alta velocidad y baja presión), generando agua con partículas menores a 50 micras, que es almacenada en un tanque elevado. Este filtro sirve como purificador de agua, ya que la tierra diatomea tiene la propiedad de retención de algas, bacterias, etc. (Fig. 7).

ElectrobombasFiltros de Arena

(iii) Sub sistema de microfiltración, constituido por tres filtros Cuno o de cartucho de 10, 5, 1 micra y un filtro de carbono activado, dispuestos en serie (Fig. 8). El agua filtrada procedente del tanque elevado, luego de pasar por estos filtros, es distribuido a través de tuberías de PVC, a las salas de cepas (cultivo inicial de microalgas), cultivo intermedio y masivo de microalgas, cultivo larvario y reproductores y semillero y, iv)

Figura 7. Distribución y componentes del sistema de filtración de agua de mar. LIM

Filtro de Tierra Diatomea

Sistema manifold

SISTEMA DE FILTRACION

IMARPE-LIM/2007

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sub sistema de esterilización, conformado por 02 unidades de lámparas de luz ultravioleta (UV) dispuestos en paralelo, cuyo flujo es de 64 gpm. El agua microfiltrada impulsada por una electrobomba, ingrese por presión a través de las lámparas UV.

carbón activado 10 um5 um1 um

Figura 8. Disposición de filtros Cuno. LIM 2007.

c) Equipos auxiliares son: i) tanque de almacenamiento de fibra de vidrio para agua potable de 3.5 m3 de capacidad, el cual ingresa por gravedad a los diferentes ambientes del LIM en tuberías de PVC; ii) cisterna de almacenamiento para aguas residuales de concreto de 9 m3. Las aguas residuales, cuando alcanzan su nivel máximo de almacenamiento son evacuadas al sistema de desagüe de la red pública por medio de dos electrobombas sumergibles de 1 HP; iii) sopladores regenerativos o Blowers de 2.5 HP, para suministrar aire a los sistemas de cultivo del laboratorio. Su funcionamiento es constante durante las 24 horas del dia; iv) dos equipos de aire acondicionado (capacidad de frío es de 12000 y 24000 BTU, respectivamente), para mantener la temperatura constante en las salas de cultivo de microalgas durante todo el día; y, v) sistema eléctrico en general (generador eléctrico, cableado, tomacorrientes, lámparas fluorescentes, etc.). III. OBJETIVO GENERAL Obtener semillas de “concha de abanico” Argopecten purpuratus (Lamarck, 1819) a nivel experimental, en el Laboratorio de Investigación de Moluscos (LIM) del Instituto del Mar del Perú, Sede Regional de Ilo. Objetivos específicos:

− Producir en forma continua y eficiente alimento vivo para "concha de abanico". − Obtener gametos viables mediante técnicas de inducción al desove. − Obtener larvas, post larvas y semillas de “concha de abanico” a nivel

experimental. IV. METODOLOGÍA 4.1 Tecnología de cultivo de microalgas En agosto del 2007 se inicia el lanzamiento de la línea de cultivo de microalgas, bajo el asesoramiento de personal de la Dirección de Investigaciones en Acuicultura Gestión Costera y Aguas Continentales del IMARPE. El personal del LIM fue entrenado sobre todas las etapas del proceso de cultivo de microalgas empleando técnicas de

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aislamiento y flujo de cultivo controlado, con la finalidad de promover el uso de cultivos algales y mantenimiento de un cepario algal de relevancia para la zona. El método de cultivo de microalgas usado en el Laboratorio de Investigación de Moluscos del IMARPE Sede Regional de Ilo, según su naturaleza es intensivo, por el tipo de cosecha es un cultivo batch semi continuo y de acuerdo a su pureza es monoespecífico. Las especies de microalgas que actualmente se mantienen en el Laboratorio de Investigación de Moluscos del IMARPE Sede Regional de Ilo son:

Clase Bacillarophyceae: Chaetoceros gracilis Chaetoceros muelleri (México) Phaeodactylum tricornutum (España)

Clase Prymnesiophyceae: Isochrysis galbana var. Tahitiana Pavlova lutherii (Monochrysis lutherii) Clase Chlorophyceae: Nannochloris maculata Nannochloropsis oculata

4.1.1 Técnicas de esterilización del material y del agua de mar a) Esterilización del Material El proceso de esterilización es una práctica fundamental que permite eliminar por medios físicos y químicos, los microorganismos y residuos contenidos en el material y agua de mar utilizados en las diferentes etapas de cultivo y lograr mejores condiciones de desarrollo de las microalgas libres de microorganismos contaminantes. El material de vidrio se esteriliza en un recipiente de 40 L de capacidad, en el que se diluye alcohol yodado en agua potable (1mL/L). En este recipiente son colocados los matraces, pipetas, placas, tubos, micropipetas, láminas, capilares, llaves tipo tee y uniones durante 24 horas (Figura 9), para su posterior enjuague con abundante agua potable y finalmente agua destilada.

Figura 9. Lavado de material de vidrio

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Luego, el material de vidrio es secado en la estufa a 150 ºC durante 30 minutos y almacenados en gavetas limpias. La entrada del cuello estrecho de los matraces de Erlenmeyer y probetas es cubierta con papel aluminio, mientras que las pipetas y placas son envueltas con papel Kraft, para su posterior uso. En el caso de capilares, llaves tipo tee y material plástico, son secados con aire a presión y almacenados en envases limpios.

Figura 10. Lavado de tanques

Las botellas de 5 L, bombonas de 20 L y tanques de fibra de vidrio de 200 L, son lavados con detergente diluido y abundante agua potable a presión, toda esta operación se realiza periódicamente por personal entrenado, con la finalidad de desprender y eliminar los restos de microalgas que pudieran estar adheridas a las paredes de estos recipientes (Figura 10).

Los difusores y mangueras de silicona son remojados en un recipiente que contiene agua potable con hipoclorito de sodio al 0.1% (1mL/1L) por 24 horas. Posteriormente, se enjuagan con abundante agua potable y su secado es natural y mientras las mangueras se secan con aire a presión. Los filtros cuno son extraídos de sus carcasas diariamente para su lavado con abundante agua potable a presión al finalizar el día de trabajo, con la finalidad de retirar las impurezas acumuladas y luego son remojados en agua potable con hipoclorito de sodio al 0.1% (1mL/1L) por 24 horas. Finalmente, son enjuagados con abundante agua potable para su reposición ordenada y posterior uso.

b) Esterilización del Agua de mar Para el cultivo de microalgas, el tratamiento del agua es más riguroso. El agua de mar filtrada a 1 μm, es microfiltrada utilizando un sistema de bomba de vacío con filtros de nitrocelulosa de 0.45 y 0.20 μm y posteriormente autoclavada a 15 psi y 248 ºF (120ºC).

Figura 11. Lavado de Filtros

4.1.2 Fertilización (Medio de Cultivo) El medio de cultivo utilizado en el LIM es el F/2 Modificado Guillard, 1975 (FAO. 2006) (Figura 12).

Figura 12. Medio de cultivo f/2 modificado (Guillard, 1973) contenidos en frascos de vidrio.

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La composición química del medio de cultivo se muestra en la Tabla 1.

Tabla 1.- Composición química del medio F/2 modificado (Guillard, 1973). Microalgas marinas

Reactivo 1 (R 1): Nitrato y Fosfato

Reactivos En 1 Litro (g) KNO3 75.00 NaH2PO4 . 2 H2O 5.65

Reactivo 2 (R 2): Trazas de Metales

Reactivos En 1 Litro (g) EDTA Na2 4.360 FeCl3 . 6 H2O 3.150 CuSO4 . 5 H2O 0.010 ZnSO4 . 7 H2O 0.022 CoCl2 . 6 H2O 0.010 MnCl2 . 4 H2O 0.180 Na2MoO4 . 2 H2O 0.006

Reactivo 3 (R 3): Mezcla de Vitaminas

Reactivos En 1 Litro (g) Cyanocobalamina 0.002 Tamina HCl 0.100 Biotina 0.001

Reactivo 4 (R 4): Solución de metasilicato de sodio por litro

Reactivos mL Na2SiO3 . 5 H2O 10.00 H3ClO4 5.00

Mientras se esté moviendo el matraz de preparación, ajustar a pH 8.0 con 1 M Na OH or HCl

Preparación del Medio En 1 Litro Reactivo 1 1.00 ml Reactivo 2 1.00 ml Reactivo 3 1.00 ml

Preparación para 1 Litro con agua de mar filtrada y ajustar a pH 3.0 a 4.0 con 1M HCl

Para cultivo masivo controlado (mayor a 4 L) Proline F/2 Algae Food (Part A y Part B)

Preparación del Medio En 1 litro Solución A 0,13 ml Solución B 0,13 ml Na2SiO3 0,013 g

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4.1.3 Fases de Cultivo a) Fase de Cepario. Las cepas son mantenidas en medio líquido (contenidas en tubos de ensayo) y en medio sólido (placas petri), proporcionándoles nutrientes, condiciones de iluminación constante y temperatura (20 ±1 ºC), factores necesarios para su crecimiento. Se transfieren 3 gotas de inóculo de la cepa antigua en tubos de 10 ml, utilizando una micropipeta estéril previamente flameada en el mechero y en condiciones de estricta asepsia (Figura 13).

Figura 13. Mantenimiento de cepas.

b) Fase Inicial En esta fase los cultivos se desarrollan en matraces de 250 y 500 mL de capacidad, los cuales contienen 150 y 300 mL de agua de mar esterilizada y enriquecida, respectivamente. En los matraces de 250 mL, se inoculan 50 mL de la especie de interés, flameando la boca del matraz en el momento del repique. Se hace la rotulación colocando el nombre de la especie y la fecha y se tapa con papel aluminio. Luego, son colocados en la estantería bajo temperatura y luz constante y renovados dos veces por semana (Figura 13).

Figura 14. Inoculación de matraces

En los matraces de 500 mL se inoculan 50 a 100 mL de la especie de interés provenientes de la producción obtenida en los matraces de 250 mL, flameando la boca del matraz en el momento del repique, teniendo cuidado de no transferir las células sedimentadas (concho). Los matraces rotulados (nombre de la especie y fecha) disponen de un tapón provisto de un capilar para el suministro de aire y son ubicados en su estantería con temperatura y luz constante. Su renovación depende de la producción requerida.

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c) Fase de Cultivo Intermedio Los cultivos de microalgas se desarrollan en volúmenes que van desde 1 a 5 L. Estos se disponen en matraces de 1000 mL (con 800 mL de agua de mar esterilizada y enriquecida), en los cuales se adicionan 100 mL del inóculo de la especie de interés. Se rotulan con el nombre de la especie objetivo, fecha y se les coloca el tapón y capilar para disponerlos en su estantería con temperatura y luz constante. Su renovación depende de la producción requerida.

Figura 15. Matraces inoculados con microalgas Figura 16. Botellas (5L) inoculadas con microalgas

Las botellas de 5 L de capacidad, son “cebadas” con agua de mar esterilizada (3 repeticiones), para evitar la acumulación de residuos contenidos en el agua potable. En estas botellas se vierten 4 L de agua de mar filtrada (1μ), irradiada por UV y “envejecida”. Luego, se adicionan 0.13 mL de Proline F/2 Algae Food (Part A y Part B) por cada litro de agua de mar esterilizada y 0.01g de Metasilicato de Sodio solo en el caso de diatomeas. Posteriormente se inoculan con cultivos procedentes de los matraces de 1L que presenten las mejores características de crecimiento (color característico y morfología óptima). Finalmente, se colocan las tapas y el capilar para el suministro de aire y se colocan en estantería bajo temperatura y luz constante. d) Fase de Cultivo Masivo Los volúmenes de cultivo van de 20 a 150 L. Las bombonas de 20 L son cebadas 3 veces con agua de mar esterilizada, para evitar la acumulación de residuos contenidos en el agua potable (Figura 16). Se suministra 15 L de agua de mar filtrada (1μ), irradiada por UV y “envejecida” y se adicionan 0.13 mL de Proline F/2 Algae Food (Part A y Part B) por cada litro de agua de mar esterilizada y solo en el caso de diatomeas 0.01g de Metasilicato de Sodio. Posteriormente, se inocula con cultivos procedentes de las botellas de 5 L que presenten las mejores características de crecimiento (color característico y morfología óptima). Se coloca papel aluminio y el capilar para el suministro de aire. Inmediatamente se les ubica en la estantería bajo temperatura y luz constante.

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Figura 17. Bombonas de 20 L, inoculadas con microalgas.

Los tanques verticales de fibra de vidrio (250 L de capacidad) son cebados con agua de mar microfiltrada hasta 1μ e irradiada con UV, con flujo bajo. Posteriormente se les agrega 130 L de agua esterilizada (Figura 17). Luego, se adicionan 0.13 mL de Proline F/2 Algae Food (Part A y Part B) por cada litro de agua de mar esterilizada y 0.01g de Metasilicato de Sodio solo en el caso de diatomeas. Se suministra aire constante y moderado para agitar la columna de agua y se inocula con la especie de interés procedente de las bombonas de 20L (02 bombonas por tanque). Las botellas de 20 L deben permanecer sin aire (1 hora aproximadamente) antes de su inoculación, para que sedimenten las células muertas (que conforman el “concho”) y no se transfirieran al tanque vertical. Se rotulan los tanques (especie objetivo y fecha de inoculación) y se mantienen bajo temperatura y luz constante.

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Figura 18. Tanques verticales de 250 L de capacidad inoculadas con microalgas

4.1.4 Cuantificación de las microalgas a) Calidad del alimento vivo Se monitorea la calidad del alimento vivo producido (características de las células: forma y movimiento), a través de observaciones en el microscopio (Figura 18). La calidad se establece de acuerdo a la Tabla 2.

Figura 19. Observación de calidad de Isochrysis galbana.

Tabla 2. Control de Calidad en Cultivo de Alimento Vivo

Calidad Características

1 sin bacterias

2 presencia de bacterias en algunos campos

3 bacterias presentes en todos los campos

X con protozoos

b) Densidad Celular Para realizar el recuento microalgal, se utiliza la cámara de Neubauer de dimensión 1mm por lado (Figura 19). Esta cámara se encuentra dividida en 25 cuadrantes de 0,2 mm, sin embargo solo en 5 cuadrantes se efectúa el recuento de células (se asume que el registro de células es muy similar en cada cuadrante). Se obtiene el promedio de los 5 cuadrantes muestreados y se pondera para toda el área de la cámara, multiplicando este promedio por 5 y luego por 10 000 (volumen de la cámara 1*10-4 mL), para obtener las concentraciones de microalgas en células por mL.

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Figura 20. Cámara de Neubauer

Todo el procedimiento antes indicado, se realiza a una temperatura ambiental de 20 ± 1°C, aireación constante en sistema cerrado, iluminación constante con fluorescentes de 40 W y luz fría.

Cosecha Para realizar la cosecha de microalgas, se debe tener en cuenta la concentración de la misma en cel/mL y el volumen a obtener estará dado por la siguiente fórmula:

Donde:

V1 x C1 = V2 x C2

V1 Volumen de microalgas que se desea obtener. C1 Concentración de la microalga en el tanque de cultivo V2 Volumen de agua de mar del cultivo larval. C2 Concentración requerida por el cultivo larval, dependiendo del tiempo de cultivo de las larvas. Todos los datos obtenidos durante estos procedimientos se registran y analizan diariamente en hojas de cálculo Excel (Anexo 1).

4.2 Tecnología de cultivo de “concha de abanico” Argopecten purpuratus

4.2.1 Mantenimiento de reproductores en sistema de cultivo suspendido

El cultivo de “concha de abanico” en condiciones controladas depende fundamentalmente del abastecimiento de reproductores adultos de medio natural, los cuales se pueden obtener de bancos naturales o de sistemas de cultivo suspendido.

En la región sur del Perú, no existen bancos naturales importantes de “concha de abanico”, solo se observan concentraciones muy dispersas, no obstante de disponer de zonas favorables para su desarrollo.

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Para abastecer al LIM de reproductores de “concha de abanico”, se consideró mantener reproductores en la Concesión de Pescadores Artesanales Cruz de Picata (Tacna), procedentes de la zona de la bahía de Ilo (Moquegua).

En la mencionada Concesión, se mantuvieron los reproductores en cautiverio en medio natural. Para ello, se implementó un sistema long line para cultivo suspendido de “concha de abanico”, para asegurar en el corto plazo un stock de reproductores.

La línea de cultivo de “concha de abanico”, se localiza en la caleta Punta Picata (17º 52' 17.7'' S y 71º 5' 31.0'' O) distrito de Ite, provincia Jorge Basadre Grohman, Región Tacna (Figura 20).

REGIÓN TACNA

PERÚ

IloTacnaPicata

Punta picata

IMARPE/VCM/2008

Region Tacna

C a r r e t e r a C o s t a n e r a S u r

Pta. Picata

17º 51'42.3"

71º 0

6'16

. 4"

DAT UM WGS84IMARPE/ LIM

03-2006

71º 06'16.4"

17º51'42.3"

Zona de cultivo suspendido Pta. Picata

Ing. V. Castañeda M.

Icuy

Figura 21. Ubicación de la línea de cultivo experimental de “concha de abanico” en la caleta Punta Picata, Tacna.

Para la instalación del sistema long line para cultivo experimental de “concha de abanico”, se realizaron trabajos previos como la construcción e instalación de dos fondos (muertos) de concreto armado de aproximadamente 500 kg. Estos fueron trasladados mediante una balsa artesanal (conformada de cilindros y troncos de propiedad de la asociación de pescadores de Punta Picata). La ubicación del sistema fue georeferenciada con el apoyo de un receptor GPS Garmin III plus en el área concesionada. Posteriormente se realizó el armado del sistema long line con cabos de polipropileno, boyas y linternas. Es importante destacar la participación en forma coordinada con la Asociación de Pescadores Artesanales de Punta Picata, Ite – Tacna, quienes colaboraron en la construcción y en las maniobras para la instalación del long line.

Para abastecer la línea de cultivo, se colectaron ejemplares de “concha de abanico” mediante buceo semiautónomo del banco natural de Pozo de Lisas y de la Bahía de Ilo en junio del 2006. Inicialmente se extrajeron 298 ejemplares, los cuales fueron trasladados en recipientes tipo “coolers” y distribuidos en 4 linternas de 10 pisos cada

18

uno. Se aplicó un monitoreo biológico pesquero mensual, para obtener información sobre: longitud total, ancho, peso total, peso eviscerado y peso de la gónada. Así como algunas variables oceanográficas (temperatura, oxígeno, salinidad superficial, dirección y velocidad de las corrientes, superficial y de fondo). Entre julio 2006 y setiembre 2007, se renovaron los ejemplares de concha de abanico del sistema de cultivo en Punta Picata, por ocurrencia de mortalidad natural, pérdidas y/o deterioro de linternas, etc. 4.2.2 Obtención de Reproductores En el mes de setiembre del 2007, se trasladan del sistema de cultivo de Punta Picata 246 reproductores a las instalaciones del LIM, para iniciar los estudios de reproducción y obtención de semillas en ambientes controlados. Se evaluó la dinámica del Indice Gonadosomático (IGS) de los ejemplares reproductores, con la finalidad de asegurar el éxito en la inducción al desove de los reproductores, mediante la siguiente ecuación:

Igs = Peso Gonadal (g)Peso Corporal (g)

x 100

Para la estimación del peso corporal y de las gónadas se utilizó una balanza electrónica HW KESEL SA (precisión 0.01 g). Debido a los bajos IGS que presentaron los reproductores procedentes de Punta Picata (sistema de cultivo suspendido), se decidió utilizar un segundo stock de reproductores (114 reproductores de sistema de cultivo suspendido de la concesión privada SOMEX–PERU de Pucusana-Lima), acondicionados en tanques de cultivo del LIM. De este total se obtuvo una muestra al azar de 5 ejemplares y se determinó el IGS. Al igual que los reproductores de Punta Picata, éstos presentaron bajos IGS’s. Ante esta situación, se dispuso de un tercer lote de reproductores (96 ejemplares seleccionados) procedente de medio natural de la zona denominada “fondeadero” de la Bahía de Ilo (12 a 21 m de profundidad).

4.2.3 Acondicionamiento y selección de reproductores. Para la etapa de aclimatación (01 día) de los reproductores provenientes de Punta Picata, Pucusana y de la bahía de Ilo, se procedió como sigue: Los reproductores se colocaron en tres tanques rectangulares de FRP (Fiberglass Reinforced Plastic): capacidad de 288 L) para su aclimatación. Cada tanque contenía 180 L de agua de mar sin filtrar y 20 L de microalga Isochrysis galvana, con adición de oxígeno. Transcurridos 24 horas, los reproductores fueron retirados de los tanques, para su lavado con la finalidad de eliminar el sedimento y la epifauna (epibiontes e incrustantes) adherida a sus valvas. Luego, se distribuyeron en 03 tanques limpios, para su acondicionamiento. Para esta etapa de acondicionamiento la ración diaria de alimento fue de 30 L de microalgas. A cada tanque se adicionó aproximadamente 100 L de agua de mar “sin filtrar”, dependiendo de la velocidad de filtración de los reproductores y la disponibilidad del alimento (microalgas). La ración de alimento contenía diatomeas de alto valor nutritivo como Chaetoceros muelleri y/o Ch. gracilis y dinoflagelados como Pavlova lutherii o I. galbana ricos en HUFA (Highly Unsaturated Fatty Acids).

19

La limpieza de los tanques y renovación del agua se efectuó de forma diaria e interdiaria, durante toda la etapa de acondicionamiento de los reproductores en el laboratorio. 4.2.4 Inducción al desove Dado que los reproductores provenientes de Punta Picata y Pucusana, estaban próximos a la fase de desarrollo gonadal, fueron inducidos al desove mediante la aplicación de dos técnicas: sobrealimentación y shock térmico. Técnica por “sobrealimentación”: consiste en retirar totalmente el agua de mar sin filtrar de los tanques, exponiendo a los reproductores ejemplares en un medio sin agua por 15 minutos. Luego, transcurrido este tiempo se añadió 40 L de alimento consistente en la microalga I. galbana en una concentración de 2 a 5 x106 cel/mL, sin suministro de oxigeno. Técnica por “shock térmico”: ésta consiste en calentar el agua de mar sin filtrar contenida en un recipiente de 30 L en una cocina gas, hasta alcanzar una temperatura de +/- 27 ºC (los registros térmicos se realizaron mediante un oximetro/termómetro digital marca YSI modelo 550 A). Pasado este tiempo se suministró 40 L de la microalgas I. galbana en una concentración de 2 a 5 x106

cel/mL, sin adición de oxigeno. Estas técnicas fueron aplicadas de manera alternada durante un período de 12 días (4 veces/día). Para el caso de los reproductores procedentes de la bahía de Ilo solo se empleó la técnica por sobre alimentación con I. galvana. Después de aplicar las técnicas a los reproductores de “concha de abanico” provenientes de las tres localidades antes indicadas, solamente aquellos reproductores procedentes de la bahía de Ilo lograron desovar los gametos (“óvulos” o “espermios”), mostrando los “espermios” una tonalidad lechosa (forman abundante burbujas en la superficie del tanque cuando reciben aireación) y los óvulos una coloración anaranjada. 4.2.5 Fertilización de gametos Luego de producirse el desove se colocaron los reproductores que expulsaban “óvulos” o “espermios” en recipientes de PVC (“potes”) separados de 02 litros con agua filtrada/esterilizada (filtrada a 1 μm y esterilizada en lámparas Ultravioleta–UV), para evitar la autofecundación o polispermia. Una vez obtenidos los gametos por separado, los “óvulos” son colocados en un balde de PVC de 20 L de capacidad, previamente tamizados en mallas nytal de abertura de 105 μm, con la finalidad de eliminar fecas y otros residuos orgánicos. Luego, se vierte agua de mar filtrada/esterilizada hasta alcanzar los 10 L. Del pote con “espermios”, se toma 10 mL con una pipeta de vidrio (esterilizada), los cuales se añaden al balde que contiene los “óvulos”. Inmediatamente, para lograr la fertilización, se mezclan uniformemente los “espermios” y “óvulos” con un homogenizador de PVC, por un período de 20 a 30minutos (Figura 22).

20

Figura 22. Homogenizado de los gametos (óvulos y espermios) de los reproductores de concha de abanico.

Luego de producida la fertilización (validada por observación microscópica del inicio

de la división celular), los gametos fertilizados fueron transferirlos al tanque de cultivo

de larvas con 200 litros de agua de mar filtrada/esterilizada (Figura 23).

OvulosEspermios

Figura 23. Tanque de cultivo de larvas con 200 litros de agua de mar filtrada/esterilizada.

21

4.2.6 Desarrollo embrionario Del tanque de cultivo que contiene los gametos fertilizados, con el apoyo de una pipeta descartable de 3.0 mL se tomó una alícuota de 1.0 mL (cada 02 horas). Esta muestra se coloca en una “luna de reloj”, para observar el desarrollo embrionario mediante un microscopio marca ZEISS modelo Axiostar Plus (objetivo 10 x). 4.2.7 Cultivo larval Este proceso se realizó en tanques rectangulares de FRP, con adición de agua filtrada/esterilizada, aireación moderada y constante. La etapa de cultivo larval de “concha de abanico” se inicia en la fase de trocófora a larva “D”, Esta etapa tuvo una duración de aproximadamente 44 horas, en donde la larva “D” logra una longitud media de 97μm. Al tercer día de cultivo, se suministra la primera ración de alimento consistente en Isochrysis galbana var. Tahitiana en una concentración de 25 000 cel/mL. A partir de esta etapa, el recambio de agua de los tanques fue interdiario, utilizándose para este fin tamices de PVC (Ø 10”) con fondo de malla Nytal que varió desde 35 hasta 250 μm, según la longitud promedio de las larvas (previa evaluación de su tamaño). Las larvas retenidas en los tamices se colocaron en “potes” de 2 L con agua de mar filtrada/esterilizada. Se procede al recambio de agua de los tanques, para facilitar la eliminación de los residuos orgánicos, larvas deformes o muertas y otros organismos más pequeños, presentes en los tanques. Producido el desaguado de los tanques, estos se lavan con abundante agua potable y una mezcla de alcohol yodado/agua potable (proporción 1:1). Terminado el lavado de los tanques, éstos son llenados nuevamente con agua de mar filtrada/esterilizada hasta alcanzar los 200 L. Inmediatamente, se adicionan las larvas conservadas en los “potes” de 2 L. Por otro lado, para calcular la densidad larval se tomó una alícuota de 0.5 mL con una pipeta desechable de 3.0 mL. La muestra se fijó en una “luna de reloj” para el conteo y biometría larval, mediante un estereoscopio marca AO AMERICAN OPTICAL y un microscopio marca ZEISS modelo Axiostar Plus (objetivo 10x), respectivamente.

4.2.8 Fijación y Metamorfosis Esta etapa del desarrollo larval, se considera crítica, dado que la “concha de abanico” experimenta importantes cambios anatomorfológicos, cuando la larva velígera nadadora pierde su velo ciliado y comienza a secretar la concha definitiva, entrando en la etapa de post-larva o juvenil temprano. Para la fijación de las post-larvas se utilizaron mallas colectoras (malla netlon azul de 10 mm de abertura). El periodo de permanencia en las malla tuvo una duración de 35 días.

Todo el proceso de fijación se llevó a cabo en tanques rectangulares de FRP de 250 L de capacidad. Las post-larvas recibieron diariamente alimento y su dieta estuvo constituida por Ischrysis Galvana variación taitiana, Chaetoceros gracilis y Pavlova lutherii. Asimismo, se registraron datos abióticos (temperatura y salinidad) durante todo el proceso del cultivo, con la finalidad de estudiar la relación especie-ambiente.

22

V. RESULTADOS

5.1 De la Tecnología de Cultivo de Microalgas. Entre los meses de agosto y diciembre del 2007, se mantuvieron en el área de cultivo de Microalgas del LIM 07 cepas de microalgas: Chaetoceros gracilis, C. muelleri (México), Phaeodactylum tricornutum (España), Isochrysis galbana var. tahitiana, Pavlova lutherii (Monochrysis lutherii), Nannochloris maculata y N. oculata. Las cepas empleadas de acuerdo a los requerimientos nutricionales de la “concha de abanico” fueron: Chaetoceros gracilis, Isochrysis galbana var. Tahitiana, Pavlova lutherii (Monochrysis lutherii). Para el cultivo de microalgas se utilizó como nutriente en sus etapas iniciales el F/2 Guillard modificado, mientras que en las etapas intermedia y masiva se empleó Proline F/2 Algae Food (Part A y Part B) como fuente de enriquecimiento, de manera que se asegure el aporte continuo de nutrientes requeridos para las microalgas en cultivo y por otro lado el suministro de alimento vivo con los requerimientos nutricionales óptimos para el bivalvo “concha de Abanico” en sus diferentes etapas de desarrollo y crecimiento. El cultivo de microalgas en el LIM en sus diferentes etapas se mantuvo bajo parámetros controlados tales como 20 ºC ±1, luz constante (40 watts) y turbulencia moderada que favorece la oxigenación de las células. Por otro lado, el aislamiento del cultivo del medio externo y el seguimiento de la calidad del cultivo evita la proliferación principalmente de bacterias y protozoarios minimizando los riesgos de contaminación. En términos de producción, el flujo del cultivo de microalgas responde a las demandas de la línea de moluscos, mostrando los siguientes resultados:

Grafico Nº1: Producción de Microalgas (cel/mL x 106)

Producción de Microalgas (cel/mL x 106)2007

0E+001E+062E+063E+064E+065E+06

Nov Dic

(t)

(cel

/ml)

It Ch gr Pv

23

La producción experimental de microalgas correspondientes a Isochrysis galbana, Chaetoceros gracilis y Pavlova lutherii alcanzaron densidades promedio de 4,31x106, 1,76x106 y 1,32x106 cel/mL respectivamente. Durante noviembre se obtuvieron las mayores concentraciones promedio para I. galbana (4,28x106cel/ml) y Ch. gracilis así como P. lutherii presentaron concentraciones promedio bajas que alcanzaron 1,18x106 y 5,19x105cel/ml respectivamente, mientras que en diciembre se observó un incremento de la concentración promedio de Ch. gracilis (2,06x106cel/ml) y P. lutherii (1,92x106cel/ml), siendo I. galbana (3,92x106cel/ml) la especie suministrada en menor proporción (Gráfico 1).

Grafico Nº2: Producción de Microalgas (L)

Producción de Microalgas (L)2007

010203040506070

Nov Dic

(t)

(L)

It Ch gr Pv

Se han cosechado volúmenes mensuales promedios de 27 L de Isochrysis galbana, 48 L de Chaetoceros gracilis y 25 L de Pavlova lutherii. Es importante destacar que la producción de microalgas está supeditada fundamentalmente a la demanda alimenticia de la línea de cultivo de moluscos, en vista de ello los volúmenes suministrados fluctuaron en función a la densidad microalgal requerida por los estadíos larvales en el que se encontraba el bivalvo, existiendo una relación inversamente proporcional entre la concentración y el volumen de cosecha otorgado como alimento vivo; es así que durante noviembre se proporcionaron volúmenes bajos para I. galbana (16L), Ch. gracilis (32L) y P. lutherii (11L), mientras que en diciembre se incrementaron los volúmenes de I. galbana (39) Ch. gracilis (65L) y P. lutherii (38L) (Gráfico 2).

5.2 DE LA TECNOLOGÍA DE CULTIVO DE CONCHA DE ABANICO Argopecten purpuratus 5.2.1 Obtención de los reproductores Para el presente estudio se utilizaron 456 ejemplares de reproductores de “concha de abanico” (A. purpuratus) procedentes de 3 localidades, como se muestra en la Tabla 3.

Tabla 3. Procedencia de Reproductores de “concha de abanico” para acondicionamiento

Procedencia Punta Picata (Tacna)

Pucusana (Lima)

Bahía de Ilo (Moquegua)

Total

Nº Reproductores 246 114 96 456 % 53.9 25.0 21.1 100.0

24

5.2.2 Determinación de la madurez gonadal Con la finalidad de asegurar el éxito en la inducción al desove de los reproductores, se calcularon los valores promedio del Índice Gonadosomático (IGS), para evaluar el desarrollo de la madurez gonadal. Los valores de Indice Gonadosomático (IGS) de los reproductores analizados, se obtuvieron de 11 y 5 gónadas de Punta Picata y Pucusana, respectivamente. El mayor valor promedio de IGS fue 11.01 (máx.= 12.7 y mín.= 8.5), correspondiente a los ejemplares procedentes de Pucusana, mientras los ejemplares de Punta Picata presentaron un IGS promedio de 8.43 (máx.= 12.2 y mín.= 5.0). Estos valores indicaron que solo los reproductores de Pucusana se encontraban próximos a la máxima fase de la madurez gonadal, lo que conllevó al éxito del desove inducido (Tabla 4).

Tabla 4. Cuadro comparativo de IGS obtenidos de reproductores de Punta Picata y Pucusana.

Numero IGS Picata 27/09/07 IGS Pucusana 15/10/07

1 6,64 8,522 6,88 12,73 10,364 8,935 12,236 97 58 89 710 7,3411 10,06

92,74PROMEDIO 8,43

Determinacion del IGS de los Reproductore Procedentesde Pta. Picata y Pucusana

5.2.3 Acondicionamiento de reproductores El periodo de acondicionamiento de los 246 reproductores de “concha de abanico” procedentes de la localidad de Punta Picata (Tacna) en agua de mar en tanques fue de 5 días, con valores térmicos en superficie que fluctuaron entre 17 y 20 ºC. Se reportó la mortalidad de 8 ejemplares (3.25%) del total de reproductores acondicionados. Los 114 reproductores de Pucusana (Lima), fueron acondicionados durante 24 horas, bajo temperaturas de 17 a 20 ºC. En este grupo de reproductores no se presentó mortalidad.

11,2912,619,92

,24,04,48,54

55,0411,01

Figura 24. Tanque con reproductores de concha de abanico (A. purpuratus) en proceso de acondicionamiento en el LIM.

25

El acondicionamiento de los 96 reproductores procedentes de la bahía de Ilo (Moquegua), se realizó durante 4 horas, siendo sometidos a una temperatura de 19 ºC. El corto tiempo responde al hecho que algunos ejemplares presentaban indicios de desove (expulsión de gametos). 5.2.4 Inducción al desove Luego del proceso de la inducción de desove, se obtuvo el desove de 8 reproductores (7.0% del total de ejemplares acondicionados). Respecto a los reproductores de la bahía de Ilo, 9 ejemplares (9.4% del total de ejemplares acondicionados) desovaron por sí solos, luego de permanecer por 40 minutos en tanques sin agua de mar. No se logró inducir al desove a los reproductores de Punta Picata.

Figura 25. Inducción al desove de los reproductores de A. purpuratus en el Laboratorio de Investigación en Moluscos del IMARPE.

Finalmente, a partir de los reproductores de Pucusana y de la bahía de Ilo, se logró obtener 24540000 óvulos para su fertilización, contenidos en 8 L (11840000 óvulos) y 10 L (12700000 óvulos) en agua de mar filtrada/esterizada, respectivamente. Respecto a los espermios (Figura 26), se obtuvo en un volumen de 2 L de agua de mar filtrada/esterizada, para este caso no se efectuó un conteo para estimar el numero de de espermios por no contar con la técnica adecuada en ese momento; pero si se observó en el microscopio la activa funcionabilidad de las mismas.

Figura 26. Gametos de A. purpuratus: a) óvulos y reproductor expulsando los espermios

5.2.5 Fertilización Para verificar el logro de la fertilización, se realizaron exámenes microscópicos del inicio de la división celular. Es así que luego de 20 minutos se observaron los óvulos fecundados. 5.2.6 Desarrollo embrionario

26

Transcurridas las 40 horas posteriores a la fertilización, se observó el desarrollo de los embriones que pasaron por las siguientes etapas hasta la larva trocófora (Figura 27):

i. Óvulo fecundado (t=20 min.) (Fig. 27a) ii. Formación del primer corpúsculo polar y mitosis celular (t=60 min.) (Fig.27b). iii. Mórula a las 02 horas de fertilización (Fig. 27c). iv. Larva trocófora a las 24 horas de la fertilización (Fig. 27d)

Figura 27. Desarrollo Embrionario de A. purpuratus: a) Ovulo fecundado, b) Mitosis Celular, c) Morula, d) Trocofora.

5.2.7 Desarrollo Larval Se consideraron 4 etapas de desarrollo hasta la fijación o metamorfosis a) Larva de Charnela recta o larva D A las 44 horas de cultivo se observan larva veliger “D” o larva de charnela recta (Fig. 28) con una longitud promedio de 97 ± 13 µm, cuya característica fue la presencia en su estructura la primera concha larval o prodisoconcha y a los 5 días post-fecundación la longitud promedio fue de 114 µm. El desplazamiento de las larvas se da por medio de un velo ciliado retráctil y por un par de flagelos centrales. Además presento un estómago muy desarrollado, definido y funcional, el cuál ocupaba la mayor parte de la larva o prodisoconcha.

Figura 28. Larva “D” veliger de A. purpuratus.

b) Larva Pré-umbonada A partir del día 6 post-fecundación se observo larvas pré-umbonadas cuya característica es una forma redondeada (semi-curva inicial), muy activas que se movilizaron en toda la columna de agua; presentaron una longitud inicial máxima promedio de 125 µm y el décimo día de cultivo presentó una longitud promedio de 158 µm (Fig. 29).

27

Figura 29. Larva Pre-umbonada de A. purpuratus.

c) Larva Umbonada y Umbonada avanzada

l día 11 post-fecundación se evidenció el estadío larval de veliger umbonada, la cual

n esta fase se observó la presencia y actividad del velo, y su disminución en

ratus.

d) Larva Pediveliger ción se apreció la última fase larval, pediveliger, con una talla

Figura rpuratus.

5.2.8 Fijación o Asentamiento Larval

puso en las mallas de fijación, esta etapa se ndo lo que produjo una alta mortalidad

Epresentó una charnela semi-curva atribuido principalmente al crecimiento de la región del umbo (Fig. 30). La longitud máxima promedio valvar al principio de este estadío fue de 182 µm y al dia 15 presentó un promedio de 200 µm. Eactividad y tamaño al final de la fase, un par de flagelos de posición central se evidenciaron durante toda el estadío umbonado. El estómago continuó siendo la estructura más desarrollada, para finalmente entrar a la etapa de umbonada avanzada a partir del día 16 post-fecundación con una longitud promedio de 216 a 234 µm en el dia 21 post- fecundación.

Figura 30. Larva Umbonada de A. purpu

El día 22 post-fecundainicial de 234 µm de longitud valvar. En este estadío larval se observaron estructuras de precompetencia larval, tales como, desarrollo de un órgano pedal o pie en cuya base se apreció una mancha ocular, la cual es semejante a un “punto” de coloración café oscuro (Fig. 31).

31 Larva Pediveliger de A. pu

A partir de los 25 días de cultivo se discaracterizó por que las larvas asentaron al fopor contaminación por materia orgánica, protozoarios, copépodos, larvas de poliquetos, restos de microalgas, etc. y otros elementos extraños que no permitieron su movilidad. Finalmente no se logró cuantificar la población debido a la sensibilidad de dichas larvas al manejo (Fig. 32).

28

mentación de Larvas y Post Larval de Argopecten purpuratus

A las 44 horas post-fecundación se le proporcionó su primera alimentación consiste

5.2.9 Ali

nte lgas desnudas y de pequeño tamaño celular como Isochrysis galbana, con

el día 7 se

5.3.0 Densidad larval Al segundo día de cultivo se efectuó el primer conteo larval (reproductores de Pucusana) donde se determinó 12 700 000 larvas en etapa veliger, distribuidas en 6

dad de 10 larvas/mL; por los problemas de contaminación ya

Día de culti

P. lutherii (%)

en microauna concentración de 20000 células/mL, hasta el día 6; posteriormente incrementa a 25 000 cel/mL, con una de proporción de 60% de Isochrysis y 40% de Chaetoceros. Luego del día 11 al 15 se mantiene la concentración del alimento de 25,000 células/mL pero se cambia la proporción de 50% para cada tipo de microalga (Isochrysis y Chaetoceros). A partir del día 16 al día 20 las larvas se encuentran en etapa umbonada avanzada, se mantiene la concentración y la proporción, finalmente para la etapa de asentamiento o metamorfosis se le reduce la concentración de alimento a 20000cel/mL ya que en esta etapa las larvas reducen su dieta alimentaría; a partir del día 21 se le adiciona la microalga Pavlova lutherii en una proporción de 20% de la concentración total hasta el día 29 de cultivo; desde el día 30 post fecundación se consideran post larvas (> 1mm) y se incrementa la concentración del alimento a 25000 cel/mL de las 3 variedades de microalgas de acuerdo a la Tabla 5.

Tabla 5. Concentraciones de microalgas respecto a días de cultivo para A purpuratus.

tanques con una densidescritos se produjo una mortalidad de 11 620 000 larvas, llegando a la etapa de fijación o asentamiento al día 25 de cultivo con 1 080 000 larvas, de acuerdo a la Tabla 6 y Figura 33.

vo Descripción Concentración Cel/ml

Ch. gracilis (%) I. galvana (%)

1 embrionario 0 2 – 6 Larva veliger “D” 20000 100

7 – 10 pre-umbonada 60 25000 40 11 – 15 25000 50 50 umbonada 16 – 20 u 50 mbonada avanzada 25000 50 21 – 29 premetamorfica 20000 40 40 20 30 – 35 postlarva 1 25000 40 40 20 35 – 41 postlarva 2 25000 40 30 30 42 – 50 postlarva 3 30000 35 35 30

Figura 32. Post larvas de A. purpuratus en malla de fijación netlon

29

Tabla 6. Densidad Larval según el días de Cultivo de A purpuratus de Reproductores Procedentes de Pucusana

Figura 3 res Procedentes de

as lar

veliger, distribuidas en 4 tanques con una densidad de 15 larvas/mL; problemas de contaminación por bacterias dieron origen a una gran cantidad de protozoarios, motivo

Figura 34. roductores Procedentes de la

LARVAS DE PUCUSANA DIA DE NUMERO

DE NQUES

Nro. DECULTIVO TA Larvas/TanqueNSIDAD

Larvas/ml

02 6 12700000 10 04 6 9 700000 8 12 6 5510000 5 25 1 1080000 2

3. Curva de Supervivencia Larval de A. purpuratus de ReproductoPucusana

L vas de reproductores de la Bahía de Ilo, fueron 11 840 000 larvas en etapa

por el cual se tuvo que descartar el cultivo en el día 15 (Tabla 7 y Figura 34).

Tabla 7. Densidad Larval según los días de Cultivo de A. purpuratus de Reproductores Procedentes de la Bahía de Ilo.

Curva de Supervivencia Larval de A. purpuratus de RepBahía de Ilo.

LARVAS DE LA BAHIA DE ILO DIA DE

CULTIVO DE TANQUES Nro.

Larvas/TanqueDENSIDAD Larvas/ml

NUMERO

02 4 11840000 15 04 4 5740000 7 06 4 4120000 5 13 2 506000 2 15 0 0

CUR PERVIV A LARVAL D TORES PROCEDENTE DE LA BAHIA DE I

0

2000000

4000000

6000000

8000000

10000000

12000000

14000000

02 04 06 13 15

Dias de cultivo

Num

ero

de L

arva

s (n

)

VAS DE SU ENCI E REPRODUCLO

CURVAS D PERVIVENCIA LARVA DUCTORPROCEDENTE DE PUCUSANA

0

2000000

4000000

6000000

8000000

10000000

12000000

14000000

02 04 12 25

Dias de cultivo

Num

ero

de L

arva

s (n

)

E SU L DE REPRO ES

30

5.3.1 C Se determinó la curva de crecimiento larval con una temperatura promedio de 21.9ºC,

ntación cada 24 horas, se pa de asentamiento de 234µm de longitud promedio en 21

.3.2 Producción y estructura de Tallas de “semilla” e logró obtener una producción total de 462 ejemplares de “semillas” que

presentaron dio de 4.7 mm y moda de 5

recimiento Larval

con renovación del 100% del agua de mar tratada y alimeobtuvo una larva final en etadías post fecundación a una tasa de crecimiento de 7.6µm/día tal como se puede observar en la Fig. 35; considerando que los primeros 8 días el crecimiento se mantuvo constante (5.3 µm/día), tuvo un incremento a 7.3 µm/día en promedio hasta el 21 día de cultivo, es probable que el incremento de la dieta alimentaria (25 000 cel/mL) a partir del 8vo día de cultivo haya favorecido al crecimiento de la larva.

Figura 35. Curva de Crecimiento Larval de A. purpuratus.

5S

rango de talla de 1.0 a 8.0 mm, longitud promemm, ya en su medio natural a los 15 días (día 80 de cultivo) presentaron rangos detalla de 4.0 a 10.0 mm, moda de 6.0 mm, y una mortandad de 1.1% (Tabla 8).

Tabla 8 Frecuencia de longitudes de semilla de A. purpuratus.

65 Días Cultivo 80 Días Cultivo

Lon % gitud (mm) Frecuencia (n) % Frecuencia (n)

1 2 4.0 0

2 4 8.0 0 3 7 1 4.0 0 0 4 10 20.0 7.8 7 5 11 22.0 25 27.8 6 6 12.0 30 33.3 7 6 12.0 21 23.3 8 4 8.0 3 3.3 9 0 0.0 3 3.3

10 1 1.1

TO L TA 50 100 90 100

Long. Promedio 4.7 6.0

CRECIMIENTO PROMEDIO DE LARVAS DE CONCHA DE ABANICO (Argopecten purpuratus) EN

AMBIENTE CONTROLADO

50

100

150

200

250

2 4 6 8 10 13 15 16 18 21

Dias de Cultivo

Cre

cim

ient

o (u

m)

Tasa Promedio = 7,6µm/día

31

5.3 CONSIDERACIONES ABIOTICAS 5.3.1 Temperatura

, 12:00 y romedio mensual y su influencia en el

a de cultivo hasta el día que se enviaron las

o de Larvas y Post larvas.

El se nd (25 tubre) se reg19.1 ºC y la mas alta el día 59 de cultivo (21 de diciembre) con 24.0 ºC (Fig. 23), Lo que nos indica que la temperatura tuvo un incremento progresivo propio del

grándose bajar la

Meses Octubre Noviembre Diciembre

Se registró la temperatura de los tanques de cultivo diariamente (08:018:00 hr), con el fin de obtener un pdesarrollo larval desde el primer dísemillas a su medio natural, la temperatura promedio mas alta se registró en diciembre y el mas bajo en octubre del 2007 (Tabla 9).

Tabla 9. Temperatura Promedio Mensual de los tanques de cultiv

Temperatura 19.8 21.3 23.1

Promedio (ºC)

gu o día de cultivo de oc istró la temperatura mas baja con

cambio estacional, favorable para el desarrollo de las larvas. Con fines de aclimatación de las post larvas para el traslado a su medio natural se procedió a bajar la temperatura del agua de los tanques de cultivo mediante circulación constante con un caudal de 10 gl/min, lotemperatura hasta 22.0 ºC; esta operación se realizó por el lapso de una hora durante 4 días consecutivos.

VARIACIONES DE TEMPERATURA PROMEDIO EN TANQUES DE LARVAS DE CONCHA DE ABANICO (Argopecten purpuratus) EN EL 2007

18

19

20

21

22

23

24

25

1 5 9 25 29 33 37 41 45 65

Dia de Cultivo

Tem

pera

tura

(ºC

)

Figura 37. Valores mínimos y máximo registrado en el cultivo de larvas y post-larvas de “Concha de abanico” en el 2007.

13 17 21 49 53 57 61

OCT NOV DIC

Temperatura Mínima Día 2 de Cultivo

Temperatura Máxima Día 59 de Cultivo

Temperatura de Aclimatación

32

El incremento de la temperatura de los tanques de cultivo fue directamente proporcional con el incremento de la temperatura medioambiental como se observa en la Fig. 38.

5.3. Los lores de Salinidad en la toma de agua durante el último trimestre del año 2007, fluc aron entre 34.727 a 34.760 UPS (Tabla 10), indicándonos la presencia de las

en este sector de la bahía.

Tabla 10. Valores promedios mensuales de salinidad de la toma de agua del LIM. 2007

Las iones de ad respe . 39 m un rango de 4.664 UPS (23 noviembre) y máximo de 34.785 UPS (31 noviembre); lo cual nos indica na fuerte influencia de las corrientes frías del sur, observando un ligero incremento en la

2007 Octubre Noviembre Diciembre Promedio

Figura 38. Variabilidad Térmica de los Tanques de Cultivo con Relación a la Temperatura del Medio Ambiente

2 Salinidad vatu

Aguas Costeras Frías

fluctuac la salinid cto a la Fig uestran mínimo3uúltima semana de diciembre, producto del descenso de los vientos alisios y el ingreso a la estación de verano.

FinalSalinida

(UPS) 34.760 34.727 34.742 34.728 d

Variabilidad Térmica de Tanques de Cultivo y el Medio Ambiente en el último Trimestre del 2007

14,0

16,0

18,0

20,0

22,0

24,0

26,0

1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 41 45 49 53 57 61 65

Dias de Cultivo

Tem

p.

de

Cul

tivos

(ºC

)

0,0

5,0

10,0

15,0

20,0

25,0

30,0

Tem

pera

tura

Am

bien

tal (

ºC)

Tº Cultivos Tº Ambiental

NovOct Dic

O

33

Variación de la Salinidad (UPS) en la Estación Fija de la Toma de Agua para el Abastecimiento de los Sistemas de Cultivo del LIM (2007)

34,650

34,670

34,690

34,710

34,730

34,750

34,770

34,790

34,810

1 3 6 8 13 15 17 20 22 24 27 29 31 34 36 38 41 43 45 48 50 52 55 57 59 64 66

Día de Cultivo

Salin

idad

(UPS

)

Oct Nov Dic

Figura 39. Variaciones de la salinidad de la estación costera de la Bahía de Ilo durante el último trimestre 2007

VI. CONCLUSe estableció la línea de Cultivo de Microalgas demostrando que se cuenta con las

adecuadas para realizar las operaciones de cultivo y s microalgales a ser empleadas como alimento vivo según los

de Ilo, con valores promedio de IGS e 8.43 y 11.01%, que correspondieron a reproductores de Pta. Picata y Pucusana.

de productores procedentes de Pucusana luego de 13 días de intentos y ejemplares de

ción: 08 reproductores de Pucusana y 09 reproductores de la ahía de Ilo.

primer corpúsculo polar y mitosis celular a 60 min, mórula a las 02 horas larva trocófora a las 20 horas después de la fertilización.

en 5 dias de cultivo, larva ré-umbonada con 158 µm en 6 días de cultivo, larva Umbonada y Umbonada

al orden de importancia: Isochrysis galbana, Chaetoceros gracilis y Pavlova lutherii.

SIONES

condiciones básicas mantenimiento de ceparequerimientos del bivalvo “Concha de Abanico”. Para el presente estudio se emplearon 456 reproductores procedentes de Pta Picata Tacna), Pucusana (Lima) y de la bahía del puerto(

d El periodo de acondicionamiento de reproductores fue de 4 a 24 horas durante 5 días, con temperaturas que fluctuaron entre 17 a 20 ºC. Se logró un desove espontáneo rela Bahía de Ilo luego de 4 horas de acondicionamiento por un proceso de desecación casual de 40 minutos. Se emplearon 17 reproductores de “concha de abanico” para la obtención de gametos viables para la fertilizaB Se observó la siguiente secuencia embrionaria; ovulo fecundado luego de 20 minutos, formación del y El cultivo larvario se desarrolló considerando las siguientes etapas: larva de Charnela recta o larva “D” con una longitud promedio valvar de 97 µmPavanzada, con 200 µm. en 15 días, larva Pediveliger, con 234 µm en 22 días y la fijación o asentamiento se realizó luego de 25 días en mallas de fijación.

En todo el proceso de cultivo larval hasta la obtención de semilla de “concha de abanico”, se proporcionó tres clases de microalgas de acuerdo

34

La densidad larval para reproductores de Pucusana se inició con 12 700 000 larvas en 06 tanques en etapa veliger, disminuyendo hasta la etapa de asentamiento en 1 080 000 larvas. Para la Bahía de Ilo se inició con 11 840 000 larvas en 04 tanques; en

tapa veliger al día de cultivo 15 se eliminó su totalidad por contaminación.

PS, indicándonos la presencia de las Aguas Costeras Frías en ste sector de la bahía.

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LA PESCA ARTESANAL POR ESPECIES, ARTES, CALETAS Y

. UN MANUAL PRACTICO.

PURPURATUS) EN BAHÍA INDEPENDENCIA,

A. E. CUESTA LÓPEZ, 2003. ZOOLOGÍA APLICADA.

6) CULTIVO EN HATCHERY Y PRE-ENGORDE

ACIONAL DE LA MARICULTURA EN LA COSTA PERUANA.

S) EN LA ZONA DE PISCO

e Se logró obtener una producción total de 462 ejemplares de semillas de “concha de abanico”, con rangos de talla de 1.0 y 8.0 mm, una longitud valvar promedio de 4.7 mm y moda de 5 mm. La temperatura de los tanques de cultivo más alta se registró en diciembre (23.1 ºC) y la más baja en octubre (19.8 ºC). Los valores de salinidad en la toma de agua fluctuaron entre 34.727 a 34.760 Ue

VII. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS

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− ESPINvariabilidad de los recursos en el Perú. P. 121-144.

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35

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Blgo. Sheyla Zevallos F. be O. iménez C.

PERÚ-CALLAO, VOL. EXTR.

VIII. PERSONAL

Ing. Vicente Castañeda M.

Ing. Roger EyerTéc. Christian J

36

ANE

1. Diagrama de flujo de la producción de concha de abanico durante el año 2007. LIM 2007

XO

ACONDICIONAMIENTO DE REPRODUCTORES

LOTE DE REPRODUCTORES

LABORATORIO DE INVESTIGACIÓN EN MOLUSCOS (LIM)

Inducción al Desove

CULTIVO LARVAL

ASENTAMIENTO Y METAMORFOSIS

CULTIVO DE POSTLARVAS

CULTIVO DE PRESEMILLA

SEMILLA

ENGORDA

AMB IENTE

NATURAL

PRODUCCIÓN DEMICROALGAS

BANCONATURAL

HATCHERY

Diagrama de Producción experimental de Concha de abanico

37