INSTITUTO DEL MAR DEL PERU

ÁREA FUNCIONAL DE INVESTIGACIONES DE INVERTEBRADOS MARINOS Y MACROALGAS

ÁREA FUNCIONAL DE GESTION MARINA COSTERA

LABORATORIOS COSTEROS DE IMARPE

LINEAMIENTOS PARA EL DESARROLLO DEL ESTUDIO DE LÍNEA BASE EN ZONAS DE

RESERVA PESQUERA Y MONITOREO DE LOS INDICADORES PARA ANALIZAR EL

DESEMPEÑO DEL PROYECTO

Callao, octubre 2021

LINEAMIENTOS PARA EL DESARROLLO DEL ESTUDIO DE LÍNEA BASE EN ZONAS DE

RESERVA PESQUERA Y MONITOREO DE LOS INDICADORES PARA ANALIZAR EL

DESEMPEÑO DEL PROYECTO

I. Estudio Linea de Base

1. LINEA BASE

La Línea de Base es un instrumento técnico de Planificación y Gestión que permite registrar antes de la puesta en marcha de un proyecto (ex ante), una serie de indicadores que deben de ser contemplados en el diseño del Proyecto. Ofrece una primera fotografía de las condiciones asociadas al recurso objetivo y al ambiente y que expresados en indicadores cuantificables permite medir su impacto durante la puesta en marcha de un proyecto.

La Línea de Base (LB) ofrece un conjunto de evidencias cuantificables sobre la situación

inicial de un proyecto, así como del contexto en que interviene, de manera que esa

información pueda compararse con los cambios manifestados durante su operatividad. Para ello, se selecciona y define un conjunto de indicadores para su evaluación sistemática

en el marco de las políticas nacionales de Gestión Ambiental (Generalite Valenciana 2017).

Los Indicadores Objetivamente Verificables de la Línea de Base deberán ser precisos en cuanto a la caracterización de los problemas, claros, fácilmente verificables, no

excesivamente numerosos y que sean válidos para ser el eje del seguimiento y las

evaluaciones intermedias y final de un Plan de Extracción de Recursos Bentónicos (PERB).

El empleo de indicadores cuantitativos establecidos en la Línea de Base, permitirá lograr los siguientes objetivos: a) caracterización de la población intervenida, b) analizar la

dinámica del contexto y, de manera especial, aquellos factores externos que afectarían al

logro de los resultados del Proyecto y c) determinar la situación de partida de los indicadores antes de la puesta en marcha del proyecto.

Por lo tanto, los estudios de Línea de Base, permitirán contar con los siguientes objetivos: Listado de indicadores económicos y fáciles de tomar y analizar. Registro de indicadores antes de la intervención del Proyecto (Ex ante) Implementación de métodos estandarizados para validar la toma de información

El propósito del presente documento es detallar y estandarizar la metodología de una serie de indicadores cuantificables que permitan evaluar el desempeño de la actividad dentro del Plan de Explotación de Recursos Bentónicos (PERB) en el marco del D.S. N°018-2021-PRODUCE.

2. PARTES DEL ESTUDIO DE LINEA BASE

2.1 Antecedentes biológicos-pesqueros en el area a implementar un plan de

extraccion de recursos bentonicos

En esta sección detallar los antecedentes biológicos – pesqueros (aspectos biológicos

generales: distribución, ciclo de vida, reproducción, crecimiento; aspectos pesqueros

generales: estadísticas de desembarque, tipo de arte de pesca, puertos de desembarque;

aspectos biológicos – pesqueros en el área del Plan de Extracción) del recurso (o recursos) objetos de extracción dentro del Plan de Extracción.

En caso estuviera disponible antecedentes relevantes del recurso objeto de extracción que

se dispongan de la Zona de Reserva Pesquera (ZRP) o zonas adyacentes cuando ésas conformen una unidad ecológica común y generalizable al área en particular, esta debe ser

incluida en este ítem.

2.2 Ubicación geográfica del área de intervención

Describe la zona de interés, detallando los vértices del área (en coordenadas geográficas,

datum WGS 84), superficie comprometida, puntos de referencia de la costa para su

ubicación y batimetría. Los vértices geográficos deben ser presentados en un mapa, con la escala apropiada.

2.3 Objetivo general

Obtener información biológica, poblacional y ambiental de la especie objetivo antes (Ex ante) de la puesta en marcha del Proyecto, que sirva de base para comparar durante la

ejecución del Proyecto, el impacto que los usuarios podrían ocasionar al recurso y su

entorno.

2.4 Objetivos específicos

I. Seleccionar indicadores objetivamente verificables (IOV) que brinden información biológica, poblacional y pesquera del recurso objetivo.

II. Emplear métodos estandarizados que garanticen la toma la información de los indicadores seleccionados.

III. Organizar una base de datos conforme a necesidades de información para realizar el seguimiento de objetivos del PERB.

IV. Constituir un insumo para evaluar el desempeño que realizan los usuarios del proyecto en el manejo del recurso y su entorno; permitiendo de ser el caso una reformulación de sus actividades para minimizar su impacto.

2.5 Selección de indicadores

El sustento técnico para la selección de principales indicadores es que sean económicos, fáciles de obtener y fáciles de analizar.

Indicadores biológicos y poblacionales (caracterizan al recurso)

Población, biomasa, densidad media, densidad media estratificada del recurso

Estructura por tallas

Tamaño corporal promedio

Relación longitud – peso

Índice gonadosomático

Proporción sexual

Fauna asociada

Indicadores ambientales (caracterizan el ambiente marino)

Temperatura

Salinidad

Oxígeno

Materia orgánica en sedimentos

2.6 Métodos

2.6.1 Población, biomasa, densidad, densidad media y densidad media estratificada del

recurso objetivo

La estimación de estos indicadores implica una previa estimación del área de distribución

del recurso dentro del área afectada por el proyecto, para lo cual se aplicará un muestreo sistemático en toda el área afectada, utilizando una unidad de muestreo (cuadrado de lado

de 1 m, 0.5 m, o transectos de una determinada área de cobertura). La determinación de

usar una determinada unidad de muestreo debe ser justificada (En el anexo I, se encuentran los links donde se pueden encontrar publicaciones donde se hacen referencias

a métodos de evaluación poblacional que se vienen realizando en el litoral peruano en

recursos de invertebrados marinos). Debe elaborarse un mapa donde se detalle con

coordenadas (Geográficas Datum: WGS84 y UTM) el área de trabajo, y las estaciones a

muestrear.

2.6.2 Estructura por tallas y muestreo biométrico

El muestreo biométrico en invertebrados marinos de importancia comercial es el proceso por el cual se obtienen las dimensiones lineales que son de utilidad en el análisis de las pesquerías y nos dan a conocer como se distribuyen sus tallas y determinar la incidencia de ejemplares menores a la talla mínima de extracción (TME), empleando para ello un muestreo al azar y simple.

La normatividad cuenta con medidas referenciales y sus conceptos en cada uno de las

especies reglamentadas, según R.M. 209-2001-PE, que establece las tallas mínimas de

captura para invertebrados marinos (Tabla)

Las mediciones, se sustentan en el sistema métrico decimal siendo la unidad de medida el

milímetro (mm) y los instrumentos de medición son muy variados y dependen del tamaño y la forma de las especies:

Malacómetro: se emplea especialmente para medir ejemplares de concha de

abanico, almeja blanca, navajuelas, chanque, etc.

Vernier: se emplea para mediciones de especies pequeñas como la maruchita y

especies grandes como cangrejos y erizos de mar.

Cinta métrica: se emplea para medir organismos grandes como el ancoco y el pulpo

El número de ejemplares mínimo de las especies en estudio para los muestreos biométricos

es dependiente de la especie (revisar protocolos de muestreo biológico y biometrico).

Al muestreo biométrico se le aplicará estadística descriptiva para determinar la talla media, mediana, moda y como medida de dispersión la varianza y la desviación estándar; de

acuerdo con los estándares establecidos en la literatura científica (Bazigos, 1976; Caddy &

Bazigos, 1988; Sokal & Rohlf, 1969; Zar, 1999). En el anexo II se presentan los protocolos

de muestreo biológico y biométrico de invertebrados marinos.

2.6.3 Relación longitud – peso total

De los individuos colectados en cada estación de muestreo, deberán tomarse muestras

sistemáticas para ser analizadas en laboratorio a fin de cubrir todo el rango de tallas, en ellas se registrará la dimensión (mm), de acuerdo a la especie RIMB, y el peso total (gr) de

los individuos enteros y en estado fresco, utilizando un malacómetro o un vernier con

precisión de ±1 mm y una balanza electrónica con precisión de ±0,01 g.

Para determinar la relación longitud – peso total de los individuos, sin distinción del sexo,

podrá emplearse el modelo de ajuste de poder, definido por la siguiente ecuación

(adaptada de Ogle, 2016):

Pti = α * Dtβi

donde:

𝑃𝑡𝑖 = Peso total del individuo i.

𝐷𝑡𝑖 = Dimensión (mm) del individuo i.

𝑦 𝛽 = Parámetros de ajuste de la función

2.6.4 Índice gonadosomatico (IGS) El IGS relaciona el peso de las gónadas con el peso corporal total y el peso corporal

eviscerado (para pulpos). Este índice puede ser estimado en especies en las que es posible

separar las gónadas en su totalidad (Tresierra y Culquichicon .1995)

IGS1 = (Pg/Pc) *100

IGS2 = (Pg/Pe) *100

Donde:

Pg = peso de las gónadas

Pc = peso corporal sin concha, valva. Pe = peso corporal eviscerado

2.6.5 Proporción sexual

La proporción sexual se puede calcular con los datos obtenidos durante el estudio de Línea Base. En el caso de las especies dioicas, donde los sexos son reconocidos a simple vista, la

proporción sexual puede ser dada en porcentaje de machos (Wenner, 1972 en Tresierra y

Culquichicon 1995).

% machos = (Nm/Nt) *100

Dónde: Nm = número de machos,

Nt = número total de individuos.

La proporción sexual esperada es 50%/50%, lo que equivale a % machos / % hembras = 1.

2.6.6 Fauna asociada

Durante los procedimientos de muestreo, las especies acompañantes deben ser colectadas

e identificadas en fresco registrando su nombre científico y contabilizando el número de individuos por cada especie y el tipo de sustrato. El registro de las especies acompañantes

(peces, invertebrados y macroalgas) incluirá únicamente ejemplares con tallas mayores o

iguales a 5 cm.

En el área de estudio, en las estaciones o transectos en las cuales se determinará la presencia y abundancia del recurso objetivo, se colectarán muestras de las especies

asociadas. En el caso de estaciones donde la muestra se colecte dentro de un marco

cuadrado, las especies acompañantes deben ser colectadas dentro del cuadrado. En el caso cuando se realicen transectos perpendiculares a la línea de la costa, se fijarán estaciones

de muestreo cada cinco metros de profundidad (estratos) hasta cubrir el rango de

profundidad de distribución del recurso objetivo. Los transectos deberán ser equidistantes

entre sí y estarán separados entre 500 y 1000 m, dependiendo de la extensión del área de estudio.

Los resultados incluirán: (1) una hoja Excel con el nombre de la ZRP, fecha de colecta, profundidad de muestreo, tipo de sustrato, nombre científico, nombre común y número

de individuos de las especies acompañantes; (2) gráficas y tablas de las observaciones

realizadas; (3) conclusiones de los principales resultados por rango de profundidad y tipo

de sustrato, indicando que otras especies comerciales, depredadoras, competidoras,

presas y estructuradoras, asociadas al (los) recurso (s) objetivo (s), se encontraron en la

ZRP; (4) anexo fotográfico de las principales especies acompañantes en cada ZRP.

2.6.7 Tamaño de la muestra y soporte estadístico

SegúnTrumper et al. (2008), es totalmente imposible determinar el número de muestras necesarias para un estudio, sin hacer antes un muestreo preliminar. Existe en estadística

una fórmula sencilla que permite estimar lo que se conoce como Error estándar.

E = s/√n

donde s es la desviación estándar de la estimación y n es el número de unidades muestrales

estimados en base a un muestreo preliminar.

Cuando la distribución espacial del recurso es agregada o contagiosa es consistente con la

distribución probabilística binomial negativa, donde la razón varianza/media es mayor a 1

ya que las muestras pueden caer en zonas con alta o nula densidad de individuos y la

varianza será muy grande. El número de muestras se calcula como:

D es el nivel de precisión requerido, en este caso 10 % o, equivalentemente expresado

como proporción, 0,1. El valor de k es el parámetro de dispersión de la distribución binomial

negativa que se estima a través de la media y varianza muestrales:

Cuanto menor es k, mayor es el grado de agrupamiento de los individuos y viceversa.

Al muestreo biométrico se le aplicara estadística descriptiva para determinar la talla media,

mediana, moda y como medida de dispersión la varianza y la desviación estándar; de

acuerdo con los estándares establecidos en la literatura científica (Bazigos, 1976; Caddy &

Bazigos, 1988; Sokal & Rohlf, 1969; Zar, 1999).

2.6.8 Caracterización ambiental del área El área de estudio deberá ser caracterizada teniendo en consideración los efectos que la actividad tendrá sobre el medio ambiente en el tiempo (actividades especificadas en el Artículo 23 del Reglamento de Ordenamiento Pesquero de Recursos Invertebrados Marinos

Bentónicos). Es importante indicar aquellos aspectos del medio que pudieran afectar la actividad o pudieran ser afectados durante la realización de la misma (SENACE, 1999). La información deberá ser presentada de forma clara, completa y detallada, según corresponda, de acuerdo al tipo de actividad. La información indispensable, según la actividad y el tipo de medio en el que se desarrolle se detalla a continuación. Descripción de parámetros físicos y químicos La metodología de obtención de las muestras debe ser estándar para las actividades (INVEMAR, 2003), sin embargo, los parámetros variarán de acuerdo al objetivo de las mismas. Los parámetros básicos que se deben considerar son: temperatura, salinidad y oxígeno disuelto. Si se tuviera la posibilidad de fortalecer el estudio de línea base disponiendo de la obtención y análisis de otro tipo de parámetros (pH, nutrientes, clorofila, etc), se debe indicar detalladamente la metodología empleada para la colecta de la muestra de agua, así como la metodología para el análisis de las mismas. Tabla 1. Parámetros básicos que se deben presentar en el estudio de línea base

MUESTREO SUPERFICIE MEDIA AGUA (*) FONDO

Temperatura (°C) X X X

Salinidad (UPS) X X X

Oxígeno disuelto (ml/L) X X X

(*) Si por la actividad y el área de estudio se requiere. Si se pudiera contar con la obtención de muestras y cuantificación de otros parámetros físicos y químicos, se debe indicar la metodología utilizada. Las metodologías propuestas fueron obtenidas de INVEMAR (2003). Temperatura La temperatura es un factor ambiental físico que se relaciona a la profundidad y que suele estar relacionado con el desarrollo de los recursos marinos. Normalmente, la medida de este parámetro se realiza con un termómetro de mercurio con una escala mínima de 0.1°C, también se puede recurrir a equipos electrónicos con sensores que permiten una precisión de aproximadamente 0.01°C. En ocasiones, y para evitar rupturas de los termómetros de mercurio, se le coloca en una estructura de protección que no altera la medición. La medida de este parámetro debe ser in situ, es decir, debe ser realizada en el lugar de estudio, ya que es un valor que puede cambiar con la manipulación y transporte de las muestras.

Para la toma de la temperatura superficial, se introduce directamente el termómetro o la sonda, a aproximadamente 25 cm por debajo de la superficie. Para la toma de la temperatura a media agua o en el fondo, es conveniente el uso de sensores que puedan bajar hasta la profundidad necesaria. En caso no se cuente con estos sensores, el uso de botellas de muestreo con termómetros invertidos (Nansen o Niskin) sería una salida práctica. Para ello, se transfiere la muestra de agua colectada a un recipiente grande (un balde, por ejemplo), y es ahí donde se introduce el micrófono o sensor, se realizan movimientos circulares constantes y se registra el valor de temperatura. Este proceso debe hacerse lo más rápido posible. Salinidad La salinidad es un factor químico fundamental para determinar las masas de agua y es significante para la presencia de los organismos. Esta puede calcularse a partir de la conductividad eléctrica, gracias a equipos como el salinómetro de inducción o el refractómetro (aunque no es muy preciso), o registrar los datos de conductividad con ayuda de un CTD. Para la toma de muestras para salinidad, el proceso es similar al de la temperatura. Sin embargo, si las muestras se van a procesar después de la colecta y al ser llevadas a un laboratorio, es necesario que se conserven en botellas rotuladas y selladas para evitar la evaporación, asimismo, debe refrigerarse a 4°C si se va a analizar días después (sin sobrepasar los 7 días). Una forma alternativa es realizar el cálculo de la salinidad por medio de un algoritmo que se basa en datos obtenidos con un conductímetro. 𝑆𝑎𝑙𝑖𝑛𝑖𝑑𝑎𝑑= 0.008 − 0.1692 × 𝑅𝑡0.5 + 25.3851 × 𝑅𝑡 + 14.0941 × 𝑅𝑡1.5 − 7.0261 × 𝑅𝑡2 + 2.7081 × 𝑅𝑡2.5

+(𝑇 − 15) × (0.0005 − 0.0056 × 𝑅𝑡0.5 − 0.0066 × 𝑅𝑡 − 0.0375 × 𝑅𝑡1.5 + 0.0636 × 𝑅𝑡2 − 0.0144 × 𝑅𝑡2.5)

(1 + 0.0162 × (𝑇 − 15))

𝑅𝑡

=

𝐶0

42914(0.6766097 + 0.0200564 × 𝑇 + 0.0001104259 × 𝑇2 − 0.0000069698 × 𝑇3 + 0.0000000010031 × 𝑇4)

𝐶0 = 𝐶𝑒(1 + 0.0184 × (𝑇 − 25))

Donde:

Rt = Conductividad relativa a la temperatura de la muestra

Ce = Conductividad específica a 25°C

Co = Conductividad a la temperatura de la muestra

T = Temperatura

Oxígeno Disuelto El oxígeno disuelto es un parámetro químico que está relacionado directamente con la distribución de los recursos, siendo importante para estudios de descomposición de materia orgánica y para la productividad de los mismos. Es indispensable para el desarrollo de las actividades metabólicas, crecimiento y vida de los organismos. El método más utilizado para su determinación, es el método volumétrico de Winkler (1988), revisado por Carpenter (1966) por su sensibilidad, precisión y relativa sencillez. Para la toma de muestras para oxígeno disuelto, el proceso es similar al de la temperatura. Sin embargo, estas muestras deben ser las primeras en ser colectadas, evitando la formación o introducción de burbujas en las botellas Winkler, esto se podrá con la ayuda de una manguera de caucho que se introducirá hasta el fondo de la botella y que será retirada lentamente. En el caso de muestras de superficie se usará un balde y en él se sumerge de forma oblicua la botella Winkler, dejando que el agua entre suavemente y se deslice por las paredes a fin de evitar la formación de burbujas. Las botellas deben mantenerse en oscuridad. Si se deben almacenar para analizas posteriormente, deben estar en un lugar fresco y oscuro de preferencia, no excediendo las 12 horas desde la toma de la muestra. En forma rápida, agregar 1 ml de solución de sulfato de manganeso, luego 1ml de solución yoduro-alcalina. Tapar la botella y agitar fuertemente. Dejar reposar por 15 minutos. Agitar nuevamente y agregar 1 ml de solución de ácido sulfúrico, mezclar hasta que se disuelva el precipitado. Dejar reposar por 10 minutos. Tomar cantidades de volumen conocido (Vm) para realizar la titulación. Se agregan 2 gotas de solución de almidón. Se realiza la titulación con tiosulfato 0.01 N hasta que el color azul haya desaparecido. Anotar los volúmenes de tiosulfato. Se pueden realizar repeticiones y el valor de oxígeno sería el promedio de las repeticiones por profundidad y punto de muestreo.

La concentración de oxígeno disuelto en las muestras se puede calcular a partir de la

ecuación:

mg OD/L = (8000 x V1 x V x Nt)/(V-4) x Vm

Donde:

V = Volumen del frasco

V1 = Volumen de tiosulfato 0.01N gastado para titular la muestra

Vm = Volumen de la cantidad tomada Nt = Normalidad del tiosulfato de sodio

V - 4 = Volumen corregido, quitando la adición de los dos primeros reactivos (4 ml)

Para convertir la concentración a ml/l, se debe dividir la concentración en mg/l por

1.4285.

2.6.9 Registro de información biológica y ambiental durante el Estudio Línea Base

En cada estación de muestreo se registrará información biológica y ambiental (ver tabla

adjunta).

Registro de información biológica y ambiental durante el Estudio Línea Base

Datos generales del estudio de línea base

Región Provincia OSPA Nombre de la

ZRP

Nombre de la

embarcación

(es)

Matrícula

Nombre

profesional

responsable

Datos de la estación de muestreo (WGS84) Datos de las especies

objetivos RIMB Datos oceanográficos* Fauna asociada

Código

de

Estación

Fecha

(año/mes/día)

Longitud

(grados

decimales)

Latitud

(grados

decimales)

Profundidad

(metros)

Tipo de

sustrato

Nombre

de la

Especie

RIMB

Conteo de

individuos

(n_ind)

Peso

total

(gr)

TSM

(ºC)

Salinidad

(UPS)

Oxígeno

disuelto

(mL/L)

spp 1

(densidad)

spp 1

(biomasa)

spp 2

(densidad)

spp 2

(biomasa)

*Los datos oceanográficos se colectarán solo en las áreas seleccionadas según el plan de Estudio Línea de base.

Registro de información biométrica de la especie objetivo del Estudio Línea Base

Datos de la estación de muestreo (WGS84) Datos de las especies

objetivos RIMB

Código

de

Estación

Fecha

(año/mes/día)

Longitud

(grados

decimales)

Latitud

(grados

decimales)

Profundidad

(metros)

Tipo de

sustrato

Nombre

de la

Especie

RIMB

Tamaño corporal

(mm)

II. MONITOREO BIOLOGICO, POBLACIONAL y PESQUERO DE RECURSOS DE INVERTEBRADOS

MARINOS

1. Introducción

Un Plan de manejo de extracción de recursos de invertebrados marinos deben contemplar

un programa de “Monitoreo biológico, poblacional y pesquero”, el cual debe producir

información que evidencie los cambios de origen antropogénico derivados del plan de

manejo. El monitoreo debe producir evidencia que demuestre la efectividad del plan de

manejo. También debe permitir cambios en las medidas de manejo las cuales deben de

estar basadas en los resultados del monitoreo. Por lo tanto, es crítico que un programa de

monitoreo sea bien diseñado, sea estadísticamente robusto, y permita observar posibles

cambios drásticos en las comunidades y en el ambiente. Para esto, se debe contar con

objetivos claramente definidos, planificación adecuada, diseño de muestreo apropiada y

análisis estadísticos son cruciales para asegurar que la información colectada durante estos

monitoreos sea representativa para un manejo efectivo de las comunidades y hábitats de

los organismos objetivo acordes con los objetivos del Plan.

2. Objetivos general y específicos

El objetivo genérico de todos los programas de monitoreo es detectar la ocurrencia y el

grado de cambio a través del tiempo y el espacio, y evaluar esto contra impactos conocidos

o acciones de manejo (Parry et al. 2012), con el objetivo de preservar o mejorar la

biodiversidad, los servicios ecosistémicos y bienes naturales de capital. Para esto, la base

de un programa de monitoreo exitosos es la clara definición de los objetivos del monitoreo.

3. Indicadores a monitorear

Los indicadores a monitorear deben como mínimo:

Densidad media

Estructura por tallas, talla media

Fauna asociada

Variables ambientales (temperatura, salinidad, oxigeno)

4. Tratamiento estadístico de los indicadores

Se debe indicar como se tratará estadísticamente la información colectada a fin de

demostrar las variaciones o cambios de los indicadores

5. Selección de las estaciones, número y área de la unidad de muestreo para el

monitoreo

Se debe indicar en un mapa la ubicación de las estaciones de muestreo dentro del

área de distribución espacial del recurso objetivo.

6. Periodicidad del monitoreo y entrega de información

Se debe indicar con una fundamentación la decisión de la periodicidad del monitoreo

y del informe de cada monitoreo para su conocimiento por la entidad científica. La

entrega de la información del monitoreo debe estar acompañada de la base de datos

en las tablas (Anexo).

Anexo I

Arguelles J, Aguilar S, Alfaro S, De La Cruz J, Donayre S, Flores D, Galindo O, Hostia P, Ramirez A,

Taipe A, Tejada A, Sanjinez M, Torres E, Ordinola E, Yamashiro C. 2011. Protocolo de

evaluación de concha de abanico Argopecten purpuratus (Lamarck 1819). Informe Instituto

del Mar del Perú 38 (4): 359-371.

https://repositorio.imarpe.gob.pe/bitstream/20.500.12958/2171/1/INF%2038%284%29-1.pdf

Berru P, Tresierra A, García V. 2007. Población de la navajuela Tagelus bombeii (Lamarck, 1818) en

la bahía Samanco. Región Ancash, Perú. Otoño 2006. Informe Instituto del Mar del Perú

34(2):147-164.

https://repositorio.imarpe.gob.pe/bitstream/20.500.12958/1951/1/INF.%2034%282%29-3.pdf

Berru P, Tresierra A, García V. 2007. Población de la concha navaja Ensis macha (Molina, 1782) en

el litoral de la Región Ancash, Perú. Inicios de otoño 2006. Informe Instituto del Mar del Perú

34(2):165-190.

https://repositorio.imarpe.gob.pe/bitstream/20.500.12958/1952/1/INF.%2034%282%29-4.pdf

Ganoza F, Ramírez A, Gonzales R, Barreto J. 2021. Evaluación de Thaisella chocolata caracol negro

y Cheilodactylus variegatus pintadilla en las islas del grupo Huaura de la Región Lima, diciembre

2018. Informe Instituto del Mar del Perú 48(1):146-165.

https://repositorio.imarpe.gob.pe/handle/20.500.12958/3523

Ordinola E, Montero P, Alemán S, Llanos J. 2010. El cangrejo de los manglares Ucides occidentalis

(Ortman) en Tumbes, Perú. Primavera 2007. Informe Instituto del Mar del Perú 37(3-4):151-

159.

https://repositorio.imarpe.gob.pe/bitstream/20.500.12958/2017/1/INF.%2037%283-4%29-11.pdf

Ordinola E, Alemán S, Montero P. 2020. Concha negra Anadara tuberculosa (Sowerby, 1833) y

concha huequera Anadara similis (C.B. Adams, 1852) en los manglares de Tumbes. Setiembre

2018. Informe Instituto del Mar del Perú 47(1):141-158.

https://repositorio.imarpe.gob.pe/bitstream/20.500.12958/3412/3/Informe%2047%281%29%20

art%209.pdf

Rubio J, Galindo O, Flores D, Quispe S. 2001. Evaluación de la almeja (Gari solida) en bahía

Independencia Pisco. Setiembre 2000. Informe progresivo Instituto del Mar del Peru N°51. 12

p.

https://repositorio.imarpe.gob.pe/bitstream/20.500.12958/2171/1/INF%2038%284%29-1.pdf

Anexo II

Arguelles J, Torres E, Condori W, Cisneros R. 2016. Protocolo para muestreo biológico y

biométrico de gasterópodos marinos. Informe Instituto del Mar del Perú. Vol. 43 (4):365-

374.

https://repositorio.imarpe.gob.pe/bitstream/20.500.12958/3124/1/Informe%2043%284%2

9-3.pdf

Espinoza E, Aleman S, Ramírez P, castillo G. Protocolo para muestreo biológico y biométrico de

crustáceos marinos. Informe Instituto del Mar del Perú. Vol. 43 (4):402-424.

https://repositorio.imarpe.gob.pe/bitstream/20.500.12958/3126/1/Informe%2043%284%29-

5.pdf

Galindo O, Ramirez A, Campos S, Quispe S, Arguelles J. 2016. Protocolo para muestreo biológico y

biométrico de pepinos de mar. Informe Instituto del Mar del Perú. Vol. 43 (4):431-444. https://repositorio.imarpe.gob.pe/bitstream/20.500.12958/3128/1/Informe%2043%284%29-

7.pdf

Galindo O, Ramírez A, Campos S, Quispe S, Arguelles J. 2016. Protocolo para muestreo biológico y

biométrico del erizo de mar. Informe Instituto del Mar del Perú. Vol. 43 (4):425-430.

https://repositorio.imarpe.gob.pe/bitstream/20.500.12958/3127/1/Informe%2043%284%29-

6.pdf

Sanjinez M, Taipe A, Berrú P, Alfaro S. 2016. Protocolo para muestreo biológico y biométrico de

bivalvos marinos. Informe Instituto del Mar del Perú. Vol. 43 (4):349-364.

https://repositorio.imarpe.gob.pe/bitstream/20.500.12958/3118/1/Informe%2043%284%2

9-2.pdf

Tafur R, Mariategui L, Condori W, Buitron B. 2016. Protocolo para muestreo biológico y biométrico

de cefalópodos. Informe Instituto del Mar del Perú. Vol. 43 (4):375-401.

https://repositorio.imarpe.gob.pe/bitstream/20.500.12958/3125/1/Informe%2043%284%29-

4.pdf

Anexo III

Glosario de términos

Especies bentónicas: organismo que habita sólo en el fondo acuático, sobre el sustrato, enterrado o en los intersticios (Ejemplos: cangrejo, caracol, choro, algas, pulpo, chanque).

Especies depredadoras: organismo que captura y se alimenta de otro organismo

denominado presa (ejemplo: estrella de mar, sol de mar, pulpo, chanque).

Especies presas: organismos que sirven como fuente de alimento para otras especies (ejemplo: lapas, pequeños caracoles, choros, pequeñas algas).

Especies competidoras: es la interacción que existe entre organismos de una misma

especie (intraespecífica) o de distintas especies (interespecífica), por el espacio, alimento o reproducción en un ambiente en común (ejemplo: chanque, caracol).

Especies estructuradoras: también denominadas como especies bioingenieras, son

organismos que con su sola presencia conforman sustrato secundario para el asentamiento

y refugio de otras especies, en especial para seres vivos en etapas tempranas de desarrollo (ejemplo: macroalgas, tunicados, mantos de choros, cirrípedos).

Transecto: línea imaginaria donde el muestreo, para la toma de datos, se realiza en

determinados puntos prefijados.

BIBLIOGRÁFIA Álamo V, Valdivieso V. 1997. Lista Sistemática de Moluscos Marinos del Perú. (Segunda

Edición) Instituto del Mar del Perú. Callao - Perú. 183 pp.

Andrewartha AG, Birch LC. 1954. The distribution and abundance of animals. The Chicago

University Press, Chicago. xv + 782 pp.

Bazigos G. P. (1976). Estadísticas aplicadas de pesca. Serie: FAO Documento Técnico de

pesca (135). 181pp.

Caddy J.F, Bazigos, G. 1988. Orientaciones prácticas para el seguimiento estadístico de la

pesca en situaciones de escasez de personal. Serie: FAO Documento Técnico de pesca

(257). 85pp

Cantera J.R. Contreras R. 1978. Informe preliminar sobre el potencial malacológico

aprovechable en el Pacífico colombiano. Mem. I. Sem. Ocean. Pac. Sudamer., 2: 440-

474.

Chirichigno N. 1970. Lista de Crustáceos del Perú (Decapoda y Stomatopoda) con datos de

su distribución geográfica. Inf Inst Mar Perú. N° 35: 95 pp.

Córdova V. 1968. Estudio de la pesquería de Anadara (Anadara) tuberculosa Sowerby 1833

“Concha negra” en los esteros de Tumbes, durante los años 1965 y 1966. Tesis para

optar el grado de Bachiller en Ciencias Biológicas. Universidad Nacional de Trujillo.

Trujillo – Perú. 35 pp.

Espinoza E, Solange A, Ramírez P, Castillo G. 2016. Protocolo para muestreo biológico y

biométrico de crustáceos marinos. Informe Instituto del Mar del Perú 43(4). p. 402-

424

Galindo O, Ramírez A, Campos S, Quispe S, Argüelles J. 2016a. Protocolo para muestreo

biológico y biométrico del erizo de mar Loxechinus albus (Molina, 1782). Informe

Instituto del Mar del Perú 43(4). p. 425-430.

Galindo O, Ramírez A, Campos S, Quispe S, Argüelles J. 2016b. Protocolo para muestreo

biológico y biométrico de pepino de mar. Informe Instituto del Mar del Perú 43(4).

431-444

Herrán Y. 1983. Observaciones sobre el desarrollo gonadal de la “Piangua” Anadara

tuberculosa (Sowerby, l833) y Anadara similis (Adams, 1852) en Punta Soldado, bahía

de Buenaventura. Tesis de Biología, Univ. del Valle, Cali. 110 p.

INVEMAR 2003. Manual de Técnicas Analíticas para la Determinación de Parámetros

Fisicoquímicos y Contaminantes Marinos (Aguas, Sedimentos y Organismos). Santa

Marta, Colombia.

Laevastu T. 1971. Manual de métodos de biología pesquera. FAO. Editorial Acribia.

Zaragoza -España. 243 pp.

Lip G, Poma C. 1997. Aportes para un manejo sostenible de los manglares de Tumbes –

Diagnóstico de las actividades extractivas en el ecosistema de los manglares de

Tumbes. Proyecto Manglares – ONG Pro Naturaleza: 47-52 pp.

Méndez M. 1981. Claves de identificación y distribución de los langostinos y camarones

(Crustacea: Decápoda) de mar y ríos de la costa del Perú. Bol. Inst. Mar Perú. Vol. 5:

170 pp.

Mora E. 2012. Variación espacio temporal en la densidad y estructura de talla y su relación

con el esfuerzo pesquero de Anadara tuberculosa y Anadara similis (Pelecypoda:

Arcidae) en el archipiélago de Jambelí, Ecuador. Tesis de Grado de Magister en

Ciencias con mención en Manejo sustentable de recursos bioacuáticos y medio

ambiente. Guayaquil - Ecuador. 74 pp.

Ordinola E, Alemán S, Montero P. 2020. Concha negra Anadara tuberculosa (Sowerby,

1833) y concha huequera Anadara similis (C.B. Adams, 1852) en los manglares de

Tumbes. Setiembre 2018. Inf Inst Mar Perú. 47(1): 141-158.

Ordinola E, Alemán S, Inga C, Vera M, Llanos J. 2019. Sinopsis biológica, poblacional y

pesquera de Anadara tuberculosa (Sowerby, 1833) y Anadara similis (C. B. Adams,

1852) en los manglares de Tumbes: 1995-2015. Bol Inst Mar Perú. 34(1): 223-264

Sanjinez M, Taipe A, Berrú P, Alfaro S. 2016. Protocolo para muestreo biológico y

biométrico de bivalvos marinos. Informe Instituto del Mar del Perú 43(4), 2016 p.349-

364.

SENACE. 1999. Guía técnica para la elaboración del estudio de impacto ambiental (EIA).

Resolución Ministerial N° 108-99-ITINCI-DM.

Sokal R, Rohlf F. 1969. Biometry: The principles and practice of statistics in biological

research. W.H. Freeman and Company, Ney York. 776pp.

Tafur R, Mariátegui L, Condori W, Buitrón B. 2016. Protocolo para muestreo biológico y

biométrico de cefalópodos. Informe Instituto del Mar del Perú 43(4), 2016. p. 375-

401.

Thompson S.K. 1992. Sampling. John Wiley & Sons, Inc., Pennsylvania

Tresierra A, Culquichicon Z. 1995. Manual de biología pesquera. CONCYTEC. 226 p.

Trumper E.V, Edelstein J.D, Fava F.D, Sosa M.A. 2008. Protocolos de muestreo para

estimación de abundancia y toma de decisiones de manejo del complejo de chinches

en soja. pp. 149-168. En: Trumper, E.V. y Edelstein, J.E (Eds.). Chinches fitófagas en

soja. Revisión y avances en el estudio de su ecología y manejo. Ediciones INTA,

Manfredi. 190 pp

Warwick RM. 1993. Environmental impact studies on marine communities: pragmatical

considerations. Australian Journal of Ecology 18: 63-80.

Zar, J. 1999. Biostatistical Analysis. Prentice Hall, New Jersey. 663pp

Inicio Fin

Año 1 Año 2 Año 3

Trim1 Trim2 Trim3 Trim4 Trim1 Trim2 Trim3 Trim4 Trim1 Trim2 Trim3 Trim4

ELBADistribuciónPoblación / BiomasaEstructura por tallasDensidadFaunaAmbiente

Informe FinalDistribuciónPoblación / BiomasaEstructura por tallasDensidad

FaunaAmbiente

Plan de extracciónCuotasRotacion de areasVedasEtc.

Monitoreo

Tallas medias Densidades medias

Diversidad

INSTITUTO DEL MAR DEL PERU

CARTILLA DE INFORMACIÓN CIENTÍFICA

NOMBRE CIENTÍFICO

Anadara tuberculosa (Sowerby, 1833)

NOMBRE COMÚN

Concha negra, concha de los manglares

DISTRIBUCIÓN Desde el Golfo de California (México)

hasta Tumbes (Perú) (Keen 1971; Mora

1990) (Figura 1).

HÁBITAT

Se asocia al ecosistema de manglar por

debajo de las raíces de mangle rojo (Rhizophora mangle) (Cantera y

Contreras, 1978; Herrán, 1983),

enterradas en sustratos fangosos típicos de este. Habita por debajo de las raíces

de entre 5 y 30 cm de profundidad. Su

hábitat está limitado por el tipo de

sustrato y el nivel de las mareas, siendo

restringido a un sustrato suave, tipo

arcilloso a limo-arcilloso, en las partes

externas de los canales y donde el movimiento del agua es constante

(Herrán, 1983).

MIGRACIONES

No hay información

REPRODUCCIÓN Por observación macroscópica de las gónadas se ha determinado que los desoves de

concha negra están íntimamente relacionados a las variaciones de temperatura, salinidad

Figura 01. Distribución latitudinal de Anadara

tuberculosa (Tomado de Carbajal P, Santamaría J.

2015).

y pluviosidad, por lo que el principal período reproductivo se ubicaría entre los meses de

noviembre a febrero, con dos picos principales de desove, uno en verano y otro en otoño

Ordinola et al. (2019).

Respecto al ciclo de vida, después de ocurrir la fertilización externa del óvulo, a las dos

horas se inicia la división celular y a las seis horas desarrolla cilios y presenta movimientos en la columna de agua, estadio conocido como larva trocófora, presenta una talla de 0,08

mm y una duración de un día. El desarrollo continúa con la fase “D” o veliger de charnela

recta, y presenta una talla de 0,108 mm, y su duración se estima entre 7 y 10 días. Luego

sigue la fase de larva con umbo, cuya talla es de 0,16 mm y presenta una duración entre 3 y 5 días. La última fase es la de larva oculada o pediveliger, cuya talla es de 0,272 mm,

permanecen en la columna de agua entre 13 y 15 días. Las larvas son planctónicas y su

desarrollo transcurre entre 23 y 31 días en aguas oceánicas. La larva pediveliger inicia el asentamiento en las áreas de manglar, con ayuda de las corrientes y de los cambios de

marea. (Borda y Cruz 2004).

Después del asentamiento la post-larva presenta una talla de 5,5 mm y una duración entre 4 y 11 días. En esta fase se presenta un pequeño lapso en el cual se fijan a un sustrato, para

luego liberarse y vivir aisladamente. En algunas ocasiones se encuentran conchas con otras

más pequeñas adheridas, a las que los pescadores llaman “conchas madres” (Figura 2). Los juveniles presentan tallas entre 16 y 30 mm, la duración de esta fase se calcula en 6

meses. Teniendo en cuenta los períodos máximos de reproducción y reclutamiento, se

estima que esta fase se recluta a la pesquería entre 6 y 10 meses posteriores al desove.

Cuando llegan a la talla de la primera reproducción (44 mm de longitud) se consideran

adultos, con una duración de 4 años en la pesquería.

Figura 2.- Ciclo biológico en laboratorio de la concha negra (Anadara tuberculosa).

CRECIMIENTO

No hay información

ALIMENTACIÓN

No hay información

DESCRIPCIÓN CORPORAL Presenta conchas grandes, equivalvas, de forma oblicuamente ovalada, con el borde dorsal

y posterior casi rectos. Su superficie externa es convexa, con periostraco color pardo oscuro

provisto de finas cerdas entre las costillas. Escultura con 33 a 37 costillas radiales, con nudos dispersos principalmente sobre el extremo anterior. Umbos anchos,

frecuentemente erosionados (Figura 3). Cara interna blanca, con un tono rosado debajo de

la charnela; borde crenulado (Keen 1971, Mora 1990).

REGULACIONES

Talla mínima de captura de 4,5 cm de longitud valvar (R.M. N°209-2001-PE).

PESQUERÍA

Históricamente se tiene conocimiento que en 1965 y 1966 se extrajo un promedio de 294

y 262 conchas totales/extractor/faena/día (ct/e/f/d), respectivamente, en Puerto Pizarro y

El Bendito (Cordova 1968). En 1978 fue de 250 ct/f/e/d y en 1980 de 206 ct/f/e/d (Poma et

al. 1980).

A partir del 2002, el IMARPE comenzó a registrar información de captura – esfuerzo del

recurso en Puerto Pizarro y reportó CPUE medias cercanas a 100 ejemplares hasta el 2011,

en 2012 se registró el menor valor medio del período evaluado (68 ct/e/f/d). A partir del 2013 se observó un incremento en la CPUE, llegando a ubicarse en 158 ct/f/e/d en 2015,

valor que se mantuvo hasta el 2018, para luego descender en 2019 a 133 ct/f/e/d. El ítem

conchas totales está compuesto, aproximadamente, por 84 % de ejemplares de conchas

negras y 16 % de conchas huequeras).

Se asume que el incremento en la CPUE durante los últimos años, podría deberse a los

efectos positivos de El Niño 2010 y a las condiciones cálidas registradas a partir del 2013, que posibilitaron la mayor abundancia del recurso (Figura 4).

Figura 3.- Vista externa (A) e interna (B) de valvas de concha negra (Anadara tuberculosa)

A B

Figura 4.- Variación anual de la CPUE del recurso concha (negra y huequera) en los

manglares. 1965 – 2019.

De la información registrada por el IMARPE a partir del 2002, se conoce que la mayor

proporción de conchas extraídas corresponde a la concha negra y en menor porcentaje a

la concha huequera, que es extraída durante las mismas faenas de pesca. En la figura 5 se observa que durante el período 2002 - 2019, la CPUE presentó incrementos, generados

posiblemente por mejores condiciones del ambiente y/o por el mayor acatamiento de la

veda reproductiva.

Figura 5.- Variación de la CPUE de conchas en Puerto Pizarro. 2002 – 2019.

La longitud valvar (LV) promedio de concha negra ha registrado una tendencia decreciente

durante el período 1998 (46,3 mm LV) al 2019 (39,2 mm LV) en Puerto Pizarro. En lo últimos

años (2018 – 2019) se registró un leve incremento de la talla (Figura 6).

Figura 6.- Variación de la talla media y porcentaje de ejemplares con tallas legales de

concha negra en Puerto Pizarro. 1999 – 2019.

REFERENCIAS

Borda C, Cruz R. 2004. Reproducción y reclutamiento del molusco Anadara tuberculosa

(Sowerby, 1833) en el Pacífico colombiano. Rev. Invest. Mar, Colombia. 25(3): 185-

195 pp.

Cantera J.R, Contreras R. 1978. Informe preliminar sobre el potencial malacológico

aprovechable en el Pacífico colombiano. Mem. I. Sem. Ocean. Pac. Sudamer., 2: 440-

474.

Córdova V. 1968. Estudio de la pesquería de Anadara (Anadara) tuberculosa Sowerby 1833

“Concha negra” en los esteros de Tumbes, durante los años 1965 y 1966. Tesis para

optar el grado de Bachiller en Ciencias Biológicas. Universidad Nacional de Trujillo.

Trujillo – Perú. 35 pp.

Herrán Y. 1983. Observaciones sobre el desarrollo gonadal de la “Piangua” Anadara

tuberculosa (Sowerby, l833) y Anadara similis (Adams, 1852) en Punta Soldado, bahía

de Buenaventura. Tesisde Biología, Univ. del Valle, Cali. 110 p.

Keen A. 1971. Sea shells of tropical west America. Marine mollusks from Baja California to

Peru. 2da Edition. Stanford University Press. Stanford. California. 1064 pp.

Mora E. 1990. Catálogo de bivalvos marinos del Ecuador. Instituto Nacional de Pesca.

Boletín Científico Técnico. Guayaquil, Ecuador. Vol. X. N.º 1: 136 p.

Poma C. 1980. Estudio de la concha negra: Bioecología, explotación y cultivo. Informe de la

Dirección Zonal de Pesquería – Tumbes. Perú.

Resolución Ministerial N° 209-2001-PE. Diario Oficial "El Peruano". 26 de junio de 2001.

http://www2.produce.gob.pe/dispositivos/publicaciones/2005/dinsecovi/DGS/RD2015/3

900-3999/RD%203905-2015-PRODUCE-DGS.pdf.

INSTITUTO DEL MAR DEL PERU

CARTILLA DE INFORMACIÓN CIENTÍFICA

NOMBRE CIENTÍFICO

Gari solida (Gray, 1828)

NOMBRE COMÚN

Almeja, concha blanca, almeja pallar

DISTRIBUCIÓN La especie se distribuye en el litoral de las

provincias biogeográficas peruana, centro-

chilena y magallánica. La distribución zoogeográfica latitudinal va desde Talara (4° LS)

en Perú hasta el Archipiélago de Los Chonos (43°

LS) en Chile (Alamo y Valdivieso, 1997).

Batimétricamente se distribuye en el nivel inferior del intermareal y submareal, desde los

2 m a los 30 m de profundidad.

Localidades peruanas, Talara, Chimbote, Ancón, Callao, Pucusana, Chilca, Islas Chincha, Islas

Ballestas, Laguna Grande, Pisco, Ilo.

HÁBITAT

Habita enterrada en fondos blandos

constituidos principalmente por arena gruesa y

grava. Se alimenta de plancton y detritus orgánico. Se ha registrado coexistencia de esta

especie con diversos bivalvos (Semele corrugata, Semele sólida, Protothaca thaca,

gastrópodos de los géneros Oliva, Mitrella, Nassarius, equinodermos Ofiuros, Holoturoideos) y poliquetos (Galindo et al. 2002).

MIGRACIONES

No hay información

Figura 1. Distribución de latitudinal de Gari

solida (Tomado de Carbajal y Santamaria 2018)

REPRODUCCIÓN

Presenta un ciclo reproductivo anual sin un marcado período de reposo gonadal,

expresándose madurez máxima en los meses de febrero, mayo y diciembre, con una etapa de evacuación de gametos entre febrero-marzo, mayo-junio y diciembre-enero.

El asentamiento se produce en forma masiva durante el otoño con la consecuente

presencia de cohortes de reclutas en invierno. La talla mínima de primera madurez sexual en machos se encuentra entre 35-39,9 mm y en hembras en un rango de 40-44,9 mm.

Estimaciones de la talla crítica indican que esta se alcanza en un rango de 61 mm a 66 mm

(Asencio et. al., 1996).

La talla de primera madurez sexual para poblaciones del sur fluctúa en el rango de 35,0 a

39,9 mm de longitud en los machos y entre los 40,0 a 44,9 mm de longitud en las hembras

(Jerez. 1999).

Molusco bivalvo, filtrador, dioico, sin dimorfismo sexual externo. Su morfología interna y

su ciclo de vida básico corresponde al de una almeja. En los períodos de desove, se liberan

los gametos al medio natural donde se produce la fecundación, desarrollándose una larva trocofora, la que experimenta metamorfosis primero a larva veliger y posteriormente a una

larva pediveliger, luego de algún tiempo en la columna de agua se asienta adquiriendo

todas las características del adulto (Olavarría et. al., 1996).

CRECIMIENTO

Mediante experimentos de marcaje-recaptura realizados en la isla El Frontón - Callao, Perú

se estimaron tasas de crecimiento entre 1.76 mm/mes para intervalos de talla 21-30, 31-

40, y 0.28 mm/mes para intervalos 61-70 y 71-80 mm durante el 2002 (Arguelles, datos no

publicados).

ALIMENTACIÓN

Molusco bivalvo filtrador.

DESCRIPCIÓN CORPORAL

Su concha es gruesa, oval alargada y truncada hacia el extremo posterior. El extremo

anterior es más corto y anguloso y hacia él se desplazan, levemente, los pequeños umbos. Externamente la concha tiene finas estrías concéntricas que se engrosan hacia el extremo

posterior. Adultos de color blanco (Carbajal et al. 2015).

REGULACIONES

Talla mínima de captura de 7.5 cm de longitud valvar (R.M. N°209-2001-PE).

PESQUERÍA

La flota está compuesta por botes y lanchas, con motor fuera de borda o central, provistas

de compresora y equipos de buceo semiautónomo, compresora con una a tres salidas. Los trajes de buceo que se usan son los húmedos “upsum” y el traje de buceo seco, elaborado

de manera artesanal.

Figura 02. Descripción morfológica de Gari solida (Carbajal et al., 2015)

Desembarques de almeja Gari solida, por regiones, Perú. 2010 al 2020 (Fuente: IMARPE).

REFERENCIAS Álamo V., Valdivieso V. 1997. Lista sistemática de moluscos marinos del Perú. Instituto del

Mar del Perú, Publicación especial. 183 pp.

Galindo O., Flores D., Rubio J. 2002. Evaluación de Almeja (Gari solida) en Bahía Independencia, abril de 2002. Instituto del Mar del Perú. Informe progresivo N° 151.

Jerez G., Barahona N., Ojeda V., Brown D., Olguín A., Orensanz J. 1999. Estudio biológico-

pesquero de los recursos Tawera y Culengue en la X Región. FIP 97-29. Informe final.

149 pp.

Desembarques t 2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016 2017 2018 2019 2020

Tumbes 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Piura 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Lambayeque 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

La Libertad 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Ancash 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Lima 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Ica 286 303 510 916 1,041 910 603 181 100 147 107

Arequipa 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Moquegua-Tacna 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Olavarria E., Farías A., Uriarte I. 1996. Morfometría y tasas de crecimiento larvario y

postlarvario de los bivalvos Venus antiqua y Gari solida cultivados en laboratorio.

Revista Biol. Marina, Valparaíso 3(12): 107-116. Osorio, C., J Atria y S. Mann, 1979. Moluscos marinos de importancia económica en Chile.

Revista Biología Pesquera Chile 11: 3-47.

Resolución Ministerial N° 209-2001-PE. Diario Oficial "El Peruano". 26 de junio de 2001. http://www2.produce.gob.pe/dispositivos/publicaciones/2005/dinsecovi/DGS/RD2

015/3900-3999/RD%203905-2015-PRODUCE-DGS.pdf.

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CARTILLA DE INFORMACIÓN CIENTÍFICA

NOMBRE CIENTÍFICO

Tivela lessonii (Deshayes, 1830).

NOMBRE COMÚN

Piojosa, concha blanca

DISTRIBUCIÓN Desde Punta telégrafo, Negritos, bahía de Paita, Bahía de Sechura, Bahía de Nonura

(Alamo y Valdivieso 1997).

HÁBITAT

Tivela lessonii, habita playas arenosas en su mayoría expuestas, con una amplitud y

pendiente variable, con incorporación ocasional de canto rodado y conchuela. De acuerdo

con Tarazona et al. (1986), la zonación de este tipo de playa corresponde al modelo que se encuentra dividida entre la línea de marea alta y marea baja y a su vez subdividida en tres

zonas: supralitoral, intermareal e infralitoral (Figura 2), y cada una se caracteriza por

presentar diferentes procesos biológicos y fisicoquímicos, además de brindar hábitat a una diversidad de especies.

En la zona entre Negritos y Bocana de Colán T. lessonii muestra una distribución

discontinua, es decir, presenta una distribución en “parches” de densidad y movilidad

variable, generalmente entre la zona mesolitoral e infralitoral. Dichos bancos están

separados de la zona intermareal aproximadamente por 15 a 20 m de distancia por pozas

denominadas “caletas”, cuya profundidad durante la marea baja alcanza hasta 1,5 m. La concha blanca habita en una especie de meseta denominada “pampa” que queda

sumergida durante la marea baja por 0.2 a 0.5 m de agua (Carbajal et al., 2010).

Figura 2. Esquema de la zonación del hábitat de Tivela lessonii, zona de Punta Balcones,

producto de los efectos de marea diaria. (Fuente: Carbajal et al., 2010).

T. lessoni es un bivalvo excavador superficial macrobentónico, se introduce en la arena

merced a los movimientos de su pie, que se hace turgente por aflujo de sangre y actividad

muscular, posee una concha agudizada por el extremo anterior y romo por el posterior con

la finalidad de retroceder hacia la superficie, con cada ola que rompe, para volver a

enterrarse rápidamente a medida que la ola retrocede. Tivela lessonii permanece

enterrado a una profundidad variable generalmente entre 5 – 20 cm, dejando como

evidencia de su presencia un pequeño montículo de arena en forma de cono con un agujero por donde deben expulsar los productos de desecho

MIGRACIONES

No existe información

REPRODUCCIÓN

Los individuos del género Tivela son dioicos, presentan fecundación externa, la diferenciación sexual y la gametogénesis ocurre sin sincronización; el inicio y la duración

del desarrollo embrionario varían según el área geográfica y distribución, debido

principalmente a la temperatura y la productividad del fitoplancton (Brown & McLachlan,

1990 en Carbajal, 2010). El desarrollo es de tipo lanctotrófico, primero se forma una larva

trocófora nadadora, a la que le sigue una larva velígera, y luego una larva postvelíger, para

luego continuar una vida bentónica.

Figura 3. Esquema del ciclo biológico de Tivela lessonii, mostrando los dos estilos de vida presentes en su ciclo de vida, planctónico en las etapa larval y bentónico en la etapa

adulta. (Fuente: Carbajal et al., 2010).

CRECIMIENTO

No existe información

ALIMENTACIÓN No existe información

DESCRIPCIÓN CORPORAL La concha es ovalada-romboidal con los extremos redondeados; lomo posterior obtuso;

con estrías (Es) marrones y amarillentas intercaladas en el umbo (Um), (Figura 1), las que

se desvanecen hacia los extremos; coloración amarillento claro (Carbajal et al. 2010).

Figura 1. Ejemplar de Tivela lessonii en vista dorsal

Los ejemplares de “concha blanca” se caracterizan por presentar adherido a la parte apical

del umbo una especie anémona del orden Actinaria, en una asociación de simbiosis (ambas

se benefician y ninguna se perjudica) que hace que ésta última se beneficie con los restos de alimento o detritus orgánico que elimina el bivalvo, mientras que la anémona le

proporciona defensa ya que secreta una sustancia urticante o picante que hace que los

predadores se inhiban de comer a la presa (Carbajal et al. 2010).

REGULACIONES

No presenta medida regulatoria

PESQUERÍA

Es una pesquería Artesanal - pesquería de orilla, el método de extracción es manual

(técnica del taloneo). Pequeña pesquería artesanal con fines de comercialización en algunas regiones, Piura y Lambayeque, que se comercializa en fresco para consuma

humano directo. Principales lugares de extracción son: Negritos (Talara), Colán (Paita), San

Pablo, San Pedro y Chullillachi (Sechura).

REFERENCIAS

Alamo V, Valdivieso V. 1997. Lista Sistemática de Moluscos Marinos del Perú. 2ª ed.

Instituto del Mar de Perú. Publicación Especial. Callao, 184 pp. Carbajal, W.; J. Macalupu; L. Beltran; W. Fiestas. 2010. Evaluación poblacional del recurso

concha blanca Tivela hians entre Negritos y norte de la bocana de Colán, junio 2010.

MolluscaBase (2021). MolluscaBase. *Tivela lessonii/* (Deshayes, 1830). Accessed

through: World Register of Marine Species at:

*http://www.marinespecies.org/aphia.php?p=taxdetails&id=507950* on 2021-09-

04

INSTITUTO DEL MAR DEL PERU

CARTILLA DE INFORMACIÓN CIENTÍFICA

NOMBRE CIENTÍFICO

Emerita análoga (Stimpson, 1857)

NOMBRE COMÚN

Muy muy

DISTRIBUCIÓN Desde la Isla Kodiak, Alaska, hasta el extremo suroeste de Baja California, México, y

Salaverry, Perú, hasta Estrecho de Magallanes. El área tropical intermedia está ocupada por

Emerita ratbbunae Schmitt, que se reporta desde Perú en Capon. Los registros peruanos de E. analoga incluyen Salaverry, Bahía de Ancón, Callao, Isla de San Lorenzo, Islas de

Chincha y Mollendo (Haig 1965).

Figura 1 Distribución de Emerita análoga muy muy (Tomado de Osorio et al 1967).

HÁBITAT

Alvitres at al. (1999) indica que habita en la zona intermareal con una fase adulta

relativamente sedentaria y la fase larval planctónica. Esta ocupa una amplia distribución en el intermareal arenoso y está sujeta a las fluctuaciones ambientales. Iannaconne et al.

(2007) reporta que Emerita analoga presenta una marcada distribución dentro de la franja

intertidal, donde los individuos más grandes se ubican en la zona de rompiente y los más pequeños cerca a la orilla. Viven en un rango de temperatura que va desde los 14° hasta

los 20°C, profundizándose conforme aumenta la temperatura del agua.

MIGRACIONES No hay información

REPRODUCCIÓN Alvitres et al. 1996, registraron una fertilidad de 570 a 6969 huevos en la región La Libertad.

Curo (1989) en su estudio en la caleta Santa Rosa (Lambayeque) encontró entre 712 y

10517 huevos. Sánchez y Álamo (1974) encontraron de 675 a 9000 huevos. Mientras que

en Chile Osorio et al (1967) reportó de 886 a 4615 huevos. El periodo de desove principal es invierno- primavera y el desove secundario en verano (Efford 1970).

CRECIMIENTO No hay información

ALIMENTACIÓN

Planctofago

DESCRIPCIÓN CORPORAL

Caparazón largo y ovalado, de superficie lisa, cubre casi la totalidad de su cuerpo. Coloración

plateada con tonos amarillentos en las

articulaciones del abdomen. Bordes laterales convexos, parte posterior más ensanchada,

frente con tres dientes, antenas largas y pilosas.

Quelípedos iguales blanco grisáceo, dactylus

ovalados y lameliformes, pereiópodos pilosos. Estrías transversales restringidas a la zona anterior del caparazón. Abdomen parcialmente extendido, telson largo, elongado y

triangular.

REGULACIONES

No hay

PESQUERÍA

Sánchez (1988) indica que la actividad extractiva del muy muy se realiza con cierta

periodicidad, se le utiliza en fresco para consumo humano, también sirve de carnada en la pesca de cordel; así como seco triturado constituye parte de la dieta alimentaria en la

crianza de aves de granja y de porcinos. Cabe señalar que su extracción se realiza

principalmente en el litoral norte y centro en las playas arenosas que se encuentran

alejados de los puertos de desembarque, información que no puede ser captada por el observador de campo.

REFERENCIAS Alvitres V, Chanamé J, Fupuy J, Chambergo A, Cortez M. 1999. Cambios en la prevalencia

de los helmintos parásitos de Emerita analoga por efecto de “El Niño 1997-97”. Rev.

per. Biol. Vol. Extraordinario.: 69-76.

Alvitres V, Gutiérrez R, Veneros B, Chaname J, Fupuy J. 1996. Distribución de la población de Emerita analoga, durante abril-octubre 1995, Playas de Trujillo, La Libertad –Perú.

Alvitres V. 1972. Algunos aspectos ecológicos del muy-muy Emerita analoga (Stimpson)

(Crustacea, Anomura). Tesis para obtener el Bachillerato en Ciencias Biológicas. Universidad Nacional de Trujillo, Perú. 22 págs.

Barnes N, Wenner A.M. 1968. Seasonal variation in the sand crab Emerita analoga

(Decapoda, Hippidae) in the Santa Barbara area of California. Limnology &

Oceanography 13 (3): 465-475.

Bocanegra C, Carvajal W, Oliva J, Ancieta H. 1985. Estructura de la comunidad de

macroinvertebrados bentónicos en las playas arenosas de Trujillo. En: A. Tresierra Ed.

Anales del Primer Congreso Nacional de Biología Pesquera: 231-218. Burnett R. 1971. DDT residues: distributions of concentrations in Emerita analoga

(Stimpson) along coastal California. Science 174: 606-608.

Carvajal W, Curo P, Flores I, Zamora J. 1991. Cambios en la distribución, densidad y dominancia de Donax peruvianus y Emerita analoga en las comunidades del

intermareal arenoso del departamento de Lambayeque. En: Resúmenes del

Seminario Taller Sobre Especies Costeras de Importancia Económica. Lima, Perú: 15-

16. Conan G, Melo C, Yany G. 1975. Evaluation de la production d'une population littorale du

crabe hippidae Emerita analoga (Stimpson) par intégration des parámetres de

croissance et de mortalité. 1th European Symposium on Marine Biology, Belgium, 21:

129-150.

Contreras H, Jaramillo E, Quijón P. 2000. Natural history of Emerita analoga (Stimpson) (Anomura, Hippidae) in a sandy beach of northern Chile. Rev. chil. Hist. nat. 73: 705-

715.

Curo P. 1989. Estructura, tamaño de la población y aspectos bioecológicos del muy-muy Emerita análoga (Stimpson 1857) (Crustacea: Anomura) en la playa de Santa Rosa.

Tesis para optar al título de Licenciado en Biología Pesquera. Universidad Nacional

Pedro Ruiz Gallo, Lambayeque, Perú. 89 págs.

De Lucio L, Solano A, Rebaza V, Alfaro S, Tresierra A, Campos S. 2013. La Pesca artesanal marina en la Región La Libertad, Perú. Inf Inst Mar Perú. 40(1-2): 31-134.

Efford I.E. 1965. Aggregation in the sand crab Emerita analoga (Stimpson). Journal Animal

Ecology 34: 63-75. Efford I.E. 1969. Egg size in the sand crab Emerita analoga (Decapoda, Hippidae).

Crustaceana 16(2): 15-26.

Efford I. 1970. Recruitment to Sedentary Marine Populations as Exemplified by the Sand

Crab, Emerita analoga (Decapoda, Hippidae). Crustaceana, 18(3), 293-308. Haig J. 1965. A report on anomuran and brachyuran crabs collected in Perú during cruise

12 of r/v Anton Bruun. Allan Hancock foundation, University of Southern California,

Los Angeles, California USA. Iannacone J, Alvariño L, Bolognesi B. 2007. Aspectos cuantitativos de los Metazoos

Parásitos del Muy muy Emerita análoga (Stimpson) (Decapoda, Hippidae) en

Chorrillos, Lima – Perú. Asociación Peruana de Helmintología e Invertebrados Afines

(APHIA). Consultado el 30 de noviembre del 2016.

Oliva M.E, Luque J.L, Cevallos A. 1992. Parásitos de Emerita analoga (Stimpson) (Crustacea):

Implicancias ecológicas. Bol. Lima (Perú). 79: 77-80.

Penchaszadeh P. 1971. Observaciones cuantitativas preliminares en playas arenosas de la costa central del Perú, con especial referencia a las poblaciones de muy-muy (Emerita

analoga) (Crustacea, Anomura, Hippidae). Instituto de Biología Marina de Mar del

Plata, Contribución Nº 177: 3-19. Sánchez G, Alamo V. 1974. Algunos aspectos de la biología del muy muy (Emerita analoga).

Serie de Informes Especiales Nº IM 167. IMARPE, Callao, Perú: 32 págs.

Sánchez G. 1988. Algunos aspectos bio-ecologicos del muy muy (Emerita analoga)

(Stimpson, 1857) (Decapoda: Anomura) en playas al sur de Lima. Tesis para optar el grado académico de doctor en ciencias biológicas. Universidad Nacional Mayor de

San Marcos.

Sastre M.P. 1990. Relationships between life history stages and populations in Emerita

portorricensis. Bulletin of Marine Science 47(2): 526-535.

Tantaleán M, Sánchez L, Gómez L, Huiza A. 2005. Acantocéfalos del Perú. Revista peruana de biología, 12: 83-92.

Tarazona J, Paredes C, Igreda M. 1986. Estructura del macrobentos en las playas arenosas

de la zona de Lima, Perú. Revista de Ciencias U.N.M.S.M. 74 (1): 103-116. Tejada A, Baldarrago D, Aragón B, Romucho Y, Villanueva J, Liza C. 2017. Caracterización de

playas arenosas del litoral de las Regiones Moquegua y Tacna. 2015. Inf Inst Mar Perú.

Vol. 44(4): 529-551

INSTITUTO DEL MAR DEL PERU

CARTILLA DE INFORMACIÓN CIENTÍFICA

NOMBRE CIENTÍFICO

Concholepas concholepas (Bruguiere, 1789)

NOMBRE COMÚN

Chanque, Tolina (Perú), loco (Chile)

DISTRIBUCIÓN C. concholepas se encuentra restringida al área de

influencia de las corrientes de Humboldt y

Subantartica. Sánchez Romero (1973) señala la distribución más amplia, indicando su límite más

norteño la isla Lobos de Afuera y como límite sur el

Estrecho de Magallanes en Chile; mientras que,

Álamo y Valdivieso (1987) señalan su límite más norteño desde Playas Lobos (Eten, Perú) hasta el

Estrecho de Magallanes (Chile) (Figura 01).

Verticalmente de Concholepas concholepas puede ser encontrado desde el intermareal hasta los 40

metros (Rabí et al., 1996).

HÁBITAT

El hábitat de C. concholepas está caracterizado

principalmente por las superficies rocosas con

pendientes pronunciadas o verticales a 8 y 10 m de profundidad (Zegers et al., 1986, Lozada et al., 1976

en Rabi et al., 1996). Cuatro substratos básicos

fueron reconocidos para el caso de áreas habitables: (1) comunidades dominadas por las macroalgas Lessonia trabeculata y Macrocystis integrifolia), (2) comunidades dominadas

por organismos incrustantes (mayormente algas coralineas crustosas), (3) comunidades

dominadas por organismos suspensivoros (mayormente por colonias de grandes

cirrípedos, Austromegabalanus psittacus, y ascideas del genero Piure, Piura chilienses, que tienden a ocupar rocas expuestas superficiales), y (4) rocas con una flora dominada por

Figura 01. Distribución latitudinal del

chanque Concholepas concholepas.

algas coralineas Messophylum y pacedores (mayormente el erizo negro, Tetrapigus niger).

(Wilson, 2002).

La estructura por tallas de esta especie está relacionada con la profundidad. Según Rabí et

al (1996) los ejemplares más pequeños (juveniles, menores a 50 mm) se encuentran en el

intermareal, coincidiendo con las observaciones realizadas en el área del Callao, donde ejemplares juveniles han sido observados muy cerca de la zona intermareal, cerca del

cinturón de mitilidos (Arguelles J. Observaciones personales). En la zona intermareal la

captura de estos tamaños lo realizan los pescadores conocidos como “Saltamocheros”,

siendo esta actividad sumamente dañina, ya que el intermareal es considerado como zona de asentamiento de juveniles por excelencia (Guisado y Castilla, 1983; Stotz et al., 1991).

Desde el intermareal hasta los 10 m de profundidad, se encuentran también juveniles, pero

de mayor tamaño, los cuales se encuentran muchas veces protegidas en el cinturón de Lessonia sp (donde hubiera) o en pequeñas grietas. A este nivel de profundidad la pesca lo

realizan pescadores que realizan la actividad extractiva a pulmón con Snorkel. Desde los 10

hasta los 40 m, se encuentran los ejemplares adultos en su mayoría (> 50 mm), y a este

nivel la captura se realiza mediante buceo con compresora.

Figura 02. Intermareal rocoso de

la isla Palomino en el área del

Callao – Perú, mostrando el

cinturón de mitilidos en los cuales juveniles de C.

concholepas pueden ser

observados.

MIGRACIONES

Si bien existe una estructuración vertical de las tallas con la profundidad, existen

migraciones verticales de adultos desde el submareal hacia el intermareal para alimentarse o para reproducirse, siendo en estos periodos capturados fácilmente por los pescadores,

lo cual según Castilla y Schmiede (1979) y Schmiede (1992) afectan el ciclo reproductivo de

esta especie.

REPRODUCCIÓN

C. concholepas es una especie dioica. Luego de la reproducción, las hembras depositan unas

capsulas transparentes y blandas (Ramorino, 1975) que contienen entre 500 y 15000 huevos, las que son fijadas a substratos duros. Los huevos en las capsulas eclosionan como

larvas velíferas entre los 25 y 55 días (Ramorino, 1975), siendo el número de larvas

proporcional al tamaño del chanque. La fecundidad máxima es obtenida por hembras de

100 mm de longitud peristomal, con un promedio de 7,19 millones de larvas por año, decreciendo en las clases superiores a los 100 mm. Las larvas son transportadas por las

corrientes durante 2 a 3 meses (DiSalvo, 1988) hasta alcanzar los 1700-1800 µ tamaño al

cual deben asentarse y realizar la metamorfosis, sin embargo, Molinet et al (2005) menciona que la etapa larval dura entre 6 a 12 meses, tiempo en el cual se alimenta de

fitoplancton. Según Molinet et al. (2005) esta larga etapa larvaria (6 a 12 meses)

posibilitaría que el reclutamiento sea altamente estocástico, generando fallas en el

reclutamiento algunos años, los cuales han sido observados en la costa chilena por Moreno y Reyes (1988) para la zona de Valdivia, y Stotz et al. (1991) para la IV Región de Chile. El

lugar de asentamiento no está claro, pero el intermareal ha sido el más estudiado (Figura

03).

Figura 03. Ciclo reproductivo de Concholepas concholepas mostrando sus diferentes fases

de desarrollo (Tomado de Bustos y Navarrete 2001).

CRECIMIENTO

Según Bustos y Navarrete (2001) el crecimiento presentaría diferencias latitudinales

significativas, de acuerdo a las estimaciones de los parámetros de crecimiento de von Bertalanffy realizados en las Regiones III, IV y V de Chile. El crecimiento de C. concholepas

es lento, alcanzado una talla al primer año no mayor de 45 mm. Los estimados de

crecimiento se han realizado por varios métodos, los cuales muestran una gran variabilidad en los parámetros de crecimiento. En la Tabla 1 adaptado de Rabi et al (1996) se muestran

diferentes estimados de K, Linf e incrementos por mes. Linf varía entre 112 y 201 mm, K

entre 0.12 y 0.52 año-1, e incrementos entre 0.74 y 6.5 mm mes-1.

Tabla 01. Estudios de crecimiento de C. concholepas (Modificado de Rabi et al. 1996).

Autor Área

s

Método Parámetros Incrementos

Tobella (1975) 1 Marcas naturales --- 6.5 m.mes-1

Lozada et a. (1976) 2 Desplazamiento modal --- 3 m.mes-1

Acuña & Stuardo

(1979)

2 Grupos modales Linf = 175.25

mm

K = 0.161 *

3 m.mes-1

Guisado & Castilla

(1983)

1 Desplazamiento modal

(juveniles)

--- 3.67 m.mes-1

Castilla & Jerez

(1996)

5 varios Linf = 183.09

mm

K = 0.203

Linf = 167.15

mm

K = 0.215

8.95 m.año-1

Bustos et al (1986) 1 Frecuencia de tallas

Anillos de crecimiento

Linf = 189.39

mm

K = 0.347

9.95 m.año-1**

Alderstein (1986) 1 Anillos y estructura de la

concha

Linf = 131.40

mm

K = 0.362

---

Lépez (1987) 1 Marcaje y recaptura

Distribución de tallas

Linf = 201 mm

K = 0.12

---

Wolff (1989) 1 Estimaciones ELEFAN en

conchales

Linf = 152-160

mm

K = 0.38 – 0.52

---

Reyes & Moreno

(1990) 1 Distribución de frecuencias

en juveniles

--- 1.74 m.mes-1

Aracena et al (1992) 1 Distribuciones de

frecuencias ELEFAN (a),

Marcaje (b), Modelo

Logístico (c)

Linf = 170 mm

K = 0.17 (a)

Linf = 135.97

mm

K = 0.209 (b)

Linf = 112.8 mm

R = 0.07 (c)

---

Stotz & Pérez (1992) 1 Distribución de frecuencias y

marcaje

Linf = 150 mm

K = 0.32

---

Mendez & cancino

(1992)

1 Experimentos de laboratorio --- 2.27 +/- 0.448

m.mes-1

Rabi y Maraví (1995) Experimentos de

crecimiento de juveniles en

laboratorio

4.36 mm.mes-1

Arguelles (No

publicado)

Experimentos de marcaje y

recaptura (Área del Callao-

Perú)

2.94 mm.mes-1 (n =

57, sd= 1.67, rango

45-65 mm longitud

peristomal, año

1997)

ALIMENTACIÓN Y DEPREDADORES Concholepas concholepas es un cazador y como tal posee estructuras, conductas y

mecanismos que le permiten predar eficientemente e ingerir presas que estén de acuerdo

a su tamaño y preferencias (por ejemplo, choritos, picorocos, piures, jaibas) (Bustos y Navarrete 2001). La conducta alimentaria de C. concholepas cambia a lo largo de su ciclo

de vida. Cuando es una larva veliger pelágica, mediante filtración, se alimenta de

organismos microscópicos presentes en el plancton. En su etapa juvenil, mediante la

perforación de las partes duras de sus presas y posterior succión de las partes blandas, consume pequeños mitilidos, cirrípedos y briozoos (Castilla et al. 1979). En su etapa adulta

consume animales sésiles como picorocos (cirripedos de la especie Balanus laevis),

mitilidos (choritos como Mytilus chilensis, Semimytilus algosus, Perumytilus purpuratus) y

piures (Pyura chilensis), y en menor medida poliquetos serpulidos y briozoos. También

puede alimentarse de jaivas (Cancer plevejus, Homalapsis plana) y gastrópodos como lapas

(Collisella sp.) y Calyptrea trochiformis (Bustos y Navarrete 2001). Entre los depredadores

de C. concholepas se encuentran los asteroideos: Meyenaster gelatinosus y Heliaster helianthus; crustáceos: Homalapsis plana y Cáncer spp., Aves: Larus dominicanus y

Haematopus ater, mamíferos: Lutra felina y Otaria flavescens. También se han encontrado

restos de C. concholepas en estómagos de peces como el peje perro Pimelotopon maculatus, y el peje sapo Sicyases sanguineus (Viviani, 1975 en Bustos y Navarrete, 2001).

DESCRIPCIÓN CORPORAL

C. concholepas posee una concha gruesa, rugosa de color marrón. El ápice está orientado

a la izquierda. Espira baja y muy reducida. Presenta un canal sifonal notorio, y un opérculo pequeño. El interior de la concha es de color blanco (Carbajal et al. 2018).

Figura 04. Descripción morfológica de Concholepas concholepas (Carbajal et al., 2018)

REGULACIONES

Talla mínima de captura de 8,5 cm de longitud peristomal (R.M. N°209-2001-PE).

PESQUERIAS

La extracción se realiza generalmente el buceo semiautónomo a bordo de embarcaciones

marisqueras. Los ejemplares capturados en el periodo 2000-2015 presentaron tallas entre

los 31 y 140 mm de longitud peristomal, y talla mediana de 75 mm. Por zonas o áreas las

tallas medianas fueron de 70 (Ilo), 78 (Camaná) y 83 (Pisco), presentando la mediana de la

talla una tendencia creciente de sur a norte. La estructura por tallas presentaron

diferencias significativas entre ellas (test de funciones de densidad; p <0.05) (Figura 05) (IMARPE 2016).

Figura 05. Grafico box-plot (superior izquierda) e histogramas de la estructura de tallas de

chanque para las áreas de Ilo (1), Camaná (2) y Pisco (3) para el periodo 2000-2015.

Las biomasas medias estimadas durante el periodo 2004 – 2015 presentaron tendencia

negativa reduciéndose paulatinamente desde el 2004 hasta el año 2007 después del cual

se mantuvo alrededor de las 4000 t hasta el año 2012. Posteriormente se observó un ligero incremento hasta alcanzar las 5000 t, sin embargo, éstas fueron menores a la biomasa para

alcanzar el MRS (k/2). La mortalidad por pesca (F) estimada muestra que la mayoría de los

años analizados estuvo por encima de la tasa de mortalidad por pesca para alcanzar el MRS

(FMRS) (Figura 06) (IMARPE 2016) .

Figura 06. Variación de la biomasa estimada (Izquierda) y Mortalidad por pesca (F)

(Derecha) estimadas a través del modelo bayesiano de biomasa dinámica para el Chanque

Concholepas concholepas. Líneas punteadas representan los límites de credibilidad de las estimaciones.

REFERENCIAS Álamo V, Valdivieso V. 1987. Lista Sistemática de moluscos Marinos del Perú. Boletín –

Volumen extraordinario. Instituto del Mar del Perú.

Bustos E, Navarrete F. 2001. Manual: El Cultivo del Loco (Concholepas concholepas).

Proyecto FONDEF D9611101. IFOP, Chile. 32p. Castilla J.C, Schmide P. 1979. Estudio del recurso Concholepas concholepas (Loco) en la IV

región de Chile. Convenio SERPLAC-IV Región y La Pontificia Universidad Católica de

Chile. 214 pp. Carbajal-Enzian P, Santamaría J, Baldarrago D. 2018. Guía ilustrada para el reconocimiento

de poliplacóforos, gasterópodos y cefalópodos con valor comercial en el Perú. Lima,

Instituto del mar del Perú Imarpe).

Guisado Ch, Castilla J.C. 1983. Aspects of the ecology and growth of an intertidal juvenile population of Concholepas concholepas (Mollusca: Gastropoda: Muricidae) at Las

Cruces. Chile. Mar. Biol. 78:99-103

Imarpe 2016. Evaluación del recurso Concholepas concholepas chanque en el litoral sur (Ica – Tacna) del Perú durante el periodo 2004-2014. Informe técnico, 48 p.

Molinet C, Arévalo A, González M, Moreno C, Arata J, Niklitschek E. 2005. Patterns of larval

distribution and settlement of Concholepas concholepas (Briguiere, 1789)

(Gastropoda, Muricidae) in fjords and channels of southern Chile. Rev. Chil. Hist. Nat.

Vol 78; Nº3; p.409-423

Moreno C.A, Reyes A. 1988. Densidad de Concholepas concholepas (Gastropoda, Muricidae) en la reserva marina de Mehuin: Evidencia de falta en el reclutamiento.

Biología Pesquera 17: 31-38

Rabi M, Yamashiro C, Quiroz M. 1996. Revisión de la biología y pesquería del recurso chanque Concholepas concholepas (Bruguiere, 1789) (Mollusca Gastropoda

Muricidae). Inf Prog N°31. Inst. Mar Perú, 3-23. Ramorino L. 1975. Ciclo reproductivo de Concholepas concholepas en la zona de Valparaíso.

Rev. Biol. Marina Valparaíso 15(2): 149-177. Resolución Ministerial N° 209-2001-PE. Diario Oficial "El Peruano". 26 de junio de 2001.

http://www2.produce.gob.pe/dispositivos/publicaciones/2005/dinsecovi/DGS/RD2015/3900-3999/RD%203905-2015-PRODUCE-DGS.pdf.

Schmiede P. 1992. Agrupaciones reproductivas de Concholepas concholepas como factor de riesgo para su pesquería. XII Meet. Mar. Sci. (Santiago, Chile), 47 p.

Stotz W, Lancelloti D, Martinez D, De Amesti P, Perez E. 1991. Variación temporal y espacial del registro de juveniles recién asentados de Concholepas concholepas (Brugiere, 1789) en el intermareal rocoso de la V Región, Chile. Rev. Biol. Mar., Vol 26 No 2: 351-361

Wilson A. 2002. Estudios de Situación Base y Seguimientos en áreas de manejo: Marco

conceptual e importancia de los estudios realizados en comunidades bentónicas.

Tesis para optar al título de Biólogo Marino. U.C.N. 44 pp. + Tablas y figuras.

Zegers J, Ishiyama V, Tarazona J. 1986. Contribución al conocimiento biológico pesquero del chanque Concholepas concholepas (Bruguiere 1789) (Gastropoda, Muricidae) en

la zona de Pisco, Perú. Rev. de Ciencias UNMSM Vol. 74 (1), 87-102

INSTITUTO DEL MAR DEL PERU

CARTILLA DE INFORMACIÓN CIENTÍFICA

NOMBRE CIENTÍFICO

Fissurella latimarginata G. B. Sowerby I, 1835

NOMBRE COMÚN

Lapa negra, lapa

DISTRIBUCIÓN F. latimarginata se distribuye comúnmente en las aguas templadas cálidas del pacífico sudoriental desde Pimentel-Chiclayo, Perú (6º 47’ S) (Peña, 1970) hasta la zona de desembocadura del río Bío Bío, Concepción, Chile (36º 48’ S) (Mc Lean,1984; Álamo & Valdivieso, 1997) (Figura 1). Su distribución batimétrica abarca desde la zona intermareal rocoso inferior hasta la zona submareal somera en profundidades que llegan hasta los 10m (Mc Lean,1984; Olivares et al., 1998) con registros ocasionales que pueden llegar a los 15m de profundidad.

Figura 1. Mapa de distribución de F. latimarginata “lapa negra”. Elaboración: IMARPE –

ILO HÁBITAT En el intermareal, se encuentra en el sustrato rocoso entre las grietas cubiertas por cirripedios del género Chthamalus o pozas (Olivares et al. 1998), en áreas protegidas a la

acción de las olas cercanas y por encima o entre el cinturón de macroalgas (Lessonia nigrescens) (Guzmán et al., 1998). En la zona submareal rocoso se reporta compartiendo hábitat con Balanus laevis, Austromegabalanus psittacus, Pyura chilensis, Concholepas concholepas, Tetrapygus niger, Tegula sp. F. cumingi y F. pulchra; el sustrato donde habita generalmente está cubierto por algas coralinas incrustantes o complejos de algas rojas o verdes, aunque también se le puede encontrar situado por debajo de las frondas o en la base de L. trabuculata (Figura 2). Suelen encontrarse en grupos o bancos. Los equinodermos Stichaster striatus y Heliaster helianthus son los principales predadores, aunque se reportan peces (Mugiloides chilensis) que se alimentan de esta especie (Olivares et al., 1998).

Figura 2. F. latimarginata “lapa negra” en el submareal somero compartiendo hábitat con

otras especies.

MIGRACIONES

No hay información

REPRODUCCIÓN La fecundación es externa con una primera etapa larval pelágica (Yuvero 2017), la liberación de gametos ocurre los organismos están maduros. Presenta un ciclo reproductivo continuo asincrónico, sin un periodo de reposo gonadal, desovan masivamente dos veces al año con periodos de máxima madurez que varían según la localidad (Brown et al. 1997). La especie es gonocorista, con sexos separados (dioicos), sin hermafroditismo, sin diferenciación sexual externa por lo que solamente se reconoce después de la disección del animal (Mc Lean,1984; Olivares et al. 2009). La gónada es única y de forma sacular y está localizada en el extremo posterior de la cavidad visceral, el testículo de los machos presenta diferentes coloraciones beige, blanco pálido, marrón dividido superficialmente en lóbulos irregulares y el ovario de las hembras es verde

brillante cuya superficie está recorrida por surcos superficiales poco profundos que lo dividen parcial e irregularmente (Figura 3), dichas tonalidades varían de acuerdo al estado de funcionamiento gonadal (Bretos 1979; Bretos et al., 1983; Olivares et al., 1998; Bretos & Chihuailaf, 1990, 1993).

Figura 3. Gónadas de F. latimarginata “lapa negra” ovario hembra (izquierda) y testículo de macho (derecha).

CRECIMIENTO No hay información

ALIMENTACIÓN Herbívoro ramoneador, la dieta de los Fisurellidos está compuesta por una gran variedad

de micro y macroalgas (Ulva, Enteromorpha, Gelidium y algas calcáreas); también se

pueden alimentar de esponjas, detritus y restos de invertebrados (Santelices et al., 1986).

Asimismo, F. latimarginta no presenta ritmo endogeno en los patrones de actividad, ya sea

circamareal o circadiano (Pino et al., 1994).

DESCRIPCIÓN CORPORAL Especie de concha relativamente grande y más aguda en su parte anterior, de altura mediana a alta, de contorno ovalado, la base es arqueada; presenta un orificio (foramen) medianamente grande y ovalado; la superficie externa esta ornamentada con finas y poco espaciadas estrías radiales; la coloración de la valva es variable de negro rojizo a purpura oscuro; el interior de la valva es blanco con un borde grueso (o angosto) de color purpura. El pie es característicamente de color negro intenso con verrugas pequeñas poco espaciadas entre sí, los tentáculos y el manto presentan un color amarillo brillante

característico. (Mc Lean,1984; Oliva &Castilla, 1992; Olivares et al., 1998; Guzmán et al., 1998; Uribe et al., 2013; Carbajal et al., 2018). REGULACIONES

Talla mínima de captura de 6,0 cm de longitud peristomal (R.M. N°209-2001-PE).

PESQUERÍA

La pesquería de la Lapa es de tipo multiespecifica e involucra a otras especies como F. pulchra “lapa ploma”, F. bridgesii “lapa checche”, F. cumingi “lapa rosada” y F. maxima

“lapa criolla”; sin embargo, durante su comercialización no hay separación por especies

(Mc Lean,1984).

Esta pesquería se extiende a todo a través de las costas peruanas-chilenas y es extraído por tres grupos pescadores: los marisqueros de orilla “saltamocheros”, que realizan su labores

en función de las mareas colectando los organismos que se distribuyen en el intermareal;

los buzos a pulmón “pulmoneros” que extraen el recurso en zonas de poca profundidad y

en la zona de rompiente y los buzos a compresora (buceo semiautónomo “hooka”) que

utilizan un embarcación con compresora para realizar su faena a mayor tiempo y

profundidad (Bretos, 1988; Brown et al., 1997).

REFERENCIAS

Álamo V, Valdivieso V. 1997. Lista sistemática de moluscos marinos del Perú. Publicación

especial. Inf Inst Mar Perú. 43(4):6. Bretos M, Chihuailaf R. Studies on the reproduction and gonadal parasites of Fissurella

pulchra (Gastropoda: Prosobranchia). The Veliger, 36(3):245-51, 1993.

Bretos, M, Chihuailaf R. 1990. Biometría y otros aspectos biológicos de Fissurella pulchra

(Mollusca: Prosobranquia). Revista de Biología Marina 25(1): 1-14. Bretos M, Chihuailaf R. 1993. Studies on the reproduction and gonadal parasites of

Fissurella pulchra (Gastropoda: Prosobranchia). The Veliger (1993) 36(3): 245-251.

Bretos M, Tesorieri I, Alvarez L. 1983. The biology of Fissurella maxima Sowerby (Mollusca:

Archaeogastropoda) in northern Chile. 2. Notes ion its reproduction. Biology Bulletin,

165:559-68.

Bretos M, Jirón C. 1980. Trematodes in Chilean fissurellid molluscs. Veliger, 22(3).

Bretos M. 1979. Observaciones sobre Fissurella bridgesii Reeve, 1849, en Tarapacá, norte de Chile. Ciencia y Tecnología del Mar 4: 53-60.

Brown D, González M, López D, Durán L. 1997. Estudio de los ciclos vitales de las especies

comerciales de lapas del género Fissurella en las Regiones I a X. Informe Final

Proyecto FIP 94-33. Fondo de Investigación Pesquera, Subsecretaría de Pesca,

Ministerio de Economía, Fomento y Reconstrucción, Chile. Universidad de Valparaíso,

Facultad de Ciencias, Departamento de Biología. (Abril 1997) 194 pp. Carbajal P, Santamaría J, Baldárrago D. 2018. Guía ilustrada para reconocimiento de

poliplacóforos, gasterópodos y cefalópodos con valor comercial del Perú. Lima,

Instituto del Mar del Perú (Imarpe). Guzmán N, Saá S, Ortlieb L. 1998. Catalogo descriptivo de los moluscos litorales

(Gastropoda y Pelecypoda) de la zona de Antofagasta, 23°S. Estud Oceanol, 17, 17-

86.

McLean J.H. 1984. Systematics of Fissurella in the Peruviana and Magellanic faunal provinces (Gastropoda: Prosobranquia). Natural History Museum of Los Angeles

County, Contributions in Science 354: 1-70.

Marincovich L. 1973. Intertidal mollusks of iquique, Chile. Los Angeles Co. Mus. Nat. Hist., Sci. Bull. 16: 1-49, 102 figs.

MolluscaBase. 2019. MolluscaBase. Fissurella latimarginata (GB Sowerby I, 1835). Accessed

through: World Register of Marine Species at:

http://www.marinespecies.org/aphia.php?p=taxdetails&id=570473 obtenido el 30 de agosto del 2021.

Olivares A, Bretos M, Chihuailaf R, Zenis A. 1998. Biometría, hábitat y epibiontes en

Fissurella latimarginata (Mollusca: Prosobranchia) en el norte de Chile. Estud Oceanol, 17, 95-103.

Oliva, M. 1992. Parasitic castration in Fissurella crassa (Archaeogastropoda) due to an adult

Digenea Proctoeces lintoni (Fellodistomidae). Memóries do Instituto Oswaldo Cruz

87(1): 37-42.

Oliva D, Castilla J.C. 1992. Guía para el reconocimiento y morfometría de diez especies del

género Fissurella Bruguiére 1789 (Mollusca Gastropoda) comunes en las pesquerías

y conchales indígenas de Chile Central y Sur. Gayana, Zoología 56 (3-4):77-108. Olivares-Paz A. 2007. Sistemática molecular del género Fissurella en el Pacífico Sudoriental.

Tesis Doctoral, Facultad de Biología, Universidad de Santiago de Compostela,

Santiago de Compostela, 285 pp. Peña G.M. 1970. Zonas de distribución de los gasterópodos marinos del Perú. Anales

Científicos de la Universidad Nacional Agraria (Lima) 8(3-4):153-170.

Pino C, Castilla JC. 1994. Ritmos de actividad en las lapas Fissurella crassa Lamarck 1822 y

F. latimarginata Sowerby 1835: efectos del ciclo de marea y fotoperiodo. Rev. Biol. Mar., Valparaiso 29, 89-99

Resolución Ministerial N° 338-99-PE. Diario Oficial "El Peruano". 03 de diciembre de 1999.

Resolución Ministerial N° 209-2001-PE. Diario Oficial "El Peruano". 26 de junio de 2001.

Santelices B, Vásquez J, Meneses I. 1986. Patrones de distribución y dietas de un gremio de

moluscos herbívoros en hábitats intermareales expuestos de Chile central. Monografías Biológicas 4: 147-171.

Uribe R, Rubio J, Carbajal P, Berrú P. 2013. Invertebrados marinos bentónicos del litoral de

la Región Áncash, Perú. Bol Inst Mar Perú 28(1-2)136-293. Yuvero M.C. 2017. Caracterización Morfológica y Biología reproductiva en Fissurellidea y

Fissurella (Vetigastropoda: Fissurellidae) en el Atlántico Sudoccidental (Doctoral

dissertation, Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales).

INSTITUTO DEL MAR DEL PERU

CARTILLA DE INFORMACIÓN CIENTÍFICA

NOMBRE CIENTÍFICO

Loxechinus albus (Molina, 1782)

NOMBRE COMÚN

Erizo, erizo verde, erizo rojo

DISTRIBUCIÓN Loxechinus albus es una especie endémica del gran

ecosistema marino de la corriente de Humboldt

(GEMCH) que se distribuye en la costa sudoriental del Océano Pacífico, desde Isla Lobos de Afuera, Perú

(6°53'S) hasta Cabo de Hornos, Chile, (56°70'S)

(Guisado y Castilla, 1987).

HÁBITAT

Según Contreras (1978) Loxechinus albus se encuentra

sobre sustratos rocosos, particularmente grietas y hendiduras del litoral intermareal y submareal,

mayormente asociado a praderas de macroalgas.

MIGRACIONES

No hay información

REPRODUCCIÓN El desarrollo ovocitario de Loxechinus albus, es asincrónico (Molinet et al. 2012) y parcial

(Bendita 2016). El periodo de desove varía de acuerdo a la latitud y la temperatura (Guisado

et al. 1998; Molinet et al. 2012). En Perú se han observado los mayores desoves en los meses de primavera (Yamashiro et al. 1996; Bendita 2016).

Respecto al ciclo de vida, las larvas permanecen en la columna de agua entre 20 y 34 días

(Arrau 1958; Ayerbe et al., 2018; Guisado y Castilla 1987; González et al., 1987),

alimentándose de plancton (Pérez et al., 1995; Cárcamo et al., 2005). El asentamiento ocurre principalmente en el área intermareal rocosa, donde los juveniles de hasta 20 mm

de diámetro de testa ocupan grietas que contienen arena y conchuela, estos juveniles

Figura 01. Distribución latitudinal de Loxechinus albus (tomado CBA, 2021)

migran hacia el submareal, formando poblaciones de individuos con diámetros de testa de

aproximadamente 45 mm. Los individuos con un diámetro de testa mayor a 45 mm migran

a aguas más profundas, formando poblaciones que están expuestas a la extracción comercial (Guisado y Castilla, 1987).

CRECIMIENTO El crecimiento del erizo es lento (1 a 3 mm por mes en promedio), alcanzando tallas

máximas de 120 a 130 mm. La especie alcanza los 70 mm entre los 4 y 5 años (Barahona

et al. 2003).

ALIMENTACIÓN

El erizo es detritívoro en sus etapas juveniles y herbívoro de adulto (Vasquez 2013;

Yamashiro et al., 1996). Consumidor de algas en los ecosistemas intermareal y submareal. Sus principales items alimenticios son las algas Ulva spp., y Lessonia spp.

DESCRIPCIÓN CORPORAL

Figura 2. Ciclo de vida de erizo L. albus (modificado de Bustos y Olave, 2001).

Loxechinus albus presenta una testa hemisférica, de diámetro mediano a grande. Su

coloración es verde, con matices rojizos o violáceos en las áreas ambulacrales e

interambulacrales de individuos adultos, individuos de mayores profundidades muestran tonalidades blanquecinas.

Figura 03. Fotografía de Loxechinus albus (tomado de Lucero. 2019)

Las placas ambulacrales son poligeminadas, con 6 a 11 pares de poros, con un tubérculo primario. El sistema apical es dicíclico con un ano central y numerosas placas periproctales

grandes (Larraín 1975).

REGULACIONES

Talla Mínima de Captura de 70 mm de diámetro del caparazón, sin considerar las espinas

(R.M. N°209-2001-PE).

Veda: prohibición de extracción del recurso erizo en área del litoral de San Juan de Marcona (R.M. N°238-2011-PRODUCE)

PESQUERÍA

En el Perú, L. albus es explotado por la pesquería artesanal en las regiones Ica, Arequipa y Moquegua y Tacna, mediante extracción por orilla, buceo a pulmón y/o compresora en

profundidades de 5 a 35 m (Yamashiro et al., 1996), principalmente en los puertos de

Matarani, Atico, La Planchada y Lomas en la región Arequipa; San Juan de Marcona y Laguna Grande en Ica, y el puerto de Ilo en Moquegua.

REFERENCIAS

Barahona N, Orenzans J, Parma A, Jerez G, Romero C, Miranda H, Zuleta A, Catasti V, Galvéz P. 2003. Bases biológicas para rotación de áreas en el recurso erizo. IFOP.

Informe final FIP N°2000-18. 209 pp.

Bendita H. 2016. Determinación del ciclo reproductivo del "Erizo verde" Loxechinus albus

asociados a periodos estacionales en la zona de Punta de coles - Ilo, 2015. Tesis para optar por el título de Ingeniero pesquero. Universidad Nacional de Moquegua, Perú.

89 pp.

Contreras S, Castilla J. 1987. Feeding behavior and morphological adaptations in two

sympatric sea urchin species in central Chile. Marine Ecology Progress Series.

38:217-224.

Guisado Ch, Arias E, Pérez E, Galleguillos F, Valdebenito M. 1998. Estudio reproductivo del

erizo en las regiones I a VIII. Informe Final. FIP Nº 96-44- 233 pp. Molinet C, Moreno C, Niklitschek E, Matamala M, Neculman M, Arévalo A, Codjambassis J,

Diaz P, Diaz M. 2012. Reproduction of the sea urchin Loxechinus albus across a

bathymetric gradient in the Chilean Inland Sea. Revista de Biología Marina y

Oceanografía Vol. 47, Nº2: 257-272.

Resolución Ministerial N° 209-2001-PE. Diario Oficial "El Peruano". 26 de junio de 2001.

http://www2.produce.gob.pe/dispositivos/publicaciones/2005/dinsecovi/DGS/RD2

015/3900-3999/RD%203905-2015-PRODUCE-DGS.pdf.

Figura 4. Desembarques de erizo L. albus a nivel nacional entre 1967 y 2019 (Fuente: Periodo 1976 – 1992 de Anuarios Estadísticos IMARPE, Periodo 1993 – 2019 de Anuarios PRODUCE y Periodo 2018 – 2019 de

Pesca Artesanal IMARPE).

Resolución Ministerial N° 238-2011-PRODUCE. Diario Oficial "El Peruano". 23 de agosto de

2011. https://busquedas.elperuano.pe/download/url/establecen-veda-del-recurso-

erizo-en-area-del-litoral-de-san-resolucion-ministerial-no-238-2011-produce-681156-2.

Vasquez J, Donoso G. 2013. Loxechinus albus en: Sea Urchins: Biology and Ecology. Editor:

John Miller Lawrence, pp. 285-296. Yamashiro C, Benites C, Zeballos J, Tafur R. 1996. Algunos aspectos biológico-pesqueros

del recurso erizo Loxechinus albus (Molina, 1782). Inf. Prog. Inst. Mar Perú Nº 38,

pp. 31-46.

INSTITUTO DEL MAR DEL PERU

CARTILLA DE INFORMACIÓN CIENTÍFICA

NOMBRE CIENTÍFICO

Patallus mollis Selenka, 1868

NOMBRE COMÚN

Pepino de mar o ancoco

DISTRIBUCIÓN La distribución en condiciones normales es de Paita (Perú) a Talcahuano (Chile) (Uribe et

al. 2013; Berrú, 2020). Patallus mollis es común en las costas de Perú y Chile (Deichmann,

1941; Paredes et al., 1988, 1999). En el Perú, se le ha encontrado en Barranca, Supe, Carquin, Hornillos, El Paraíso, Chancaillo, Ancón, La Herradura, Pta. Negra, San Bartolo,

Pucusana, Asia, Cerro Azul, Isla Lobos de Afuera, Bahía San Juan, Bahía Independencia

(Deichmann, 1941; Paredes, 1974; Paredes et al., 1988, 1999), y en la Isla Focas, Isla Lobos

de Tierra, Cherrepe, Samanco, Huarmey, Huacho, La Punta-Callao, Playa Pulpos-Lima, El Raspón, Atico, Los Tablones-Ilo (Prieto 2010).

HÁBITAT Los equinodermos, son invertebrados casi exclusivamente marinos, pueden vivir

enterrados en la arena, en el fango, entre rocas y arrecifes planos; habitan desde el

intermareal hasta las profundidades abisales, relacionados frecuentemente con algas, coral

y fanerógamas marinas (Toral, 2006). El ancoco vive fijado en las fisuras de sustratos duros,

con parches de sustrato arenoso y conchuela en áreas de fácil acceso cuando las

condiciones del mar se encuentran calmas. Desempeñan un papel ecológico importante

como modificadores del sustrato, al ingerir sedimentos modifican su composición y reciclan la materia orgánica (Hendler et al., 1995; Mangion et al., 2003) para que otras especies de

la comunidad puedan alimentarse de pequeñas algas, sedimentos ricos en nutrientes y

materiales de desecho (pueden ser considerados recicladores).

MIGRACIONES

No hay información

REPRODUCCIÓN

Los pepinos de ma se reproducen por vía

sexual. Las larvas de vida planctónica son denominadas auricularia. En estado

adulto la vida del pepino del mar se

desarrolla en el fondo marino; son por tanto bentónicos. Pattalus mollis, es una

especie dioica, sin dimorfismo sexual

externo.

CRECIMIENTO

La tasa de crecimiento es lenta.

ALIMENTACIÓN

Se alimentan de detritos, algas, en algunos casos de plancton.

DESCRIPCIÓN CORPORAL Pattalus mollis según Deichmann (1941), presentan tamaños de 20 cm o más; hasta 20

tentáculos grandes de casi la misma talla. Piel gruesa con numerosos pies ambulacrales. El

color de los individuos in situ varían desde verde oliva, púrpura rojizo o púrpura brillante hasta negros opacos.

REGULACIONES

Esta es una especie que no cuenta con regulación normativa para su extracción, por lo que

al amparo del “enfoque precautorio” estipulado por la FAO (1997), se deberían adoptar

medidas de manejo para el bienestar poblacional del recurso sugiriendo una veda total de

extracción por el lapso de un año, hasta que la continuidad de los estudios, demuestren su recuperación poblacional.

PESQUERIA P. mollis es extraído principalmente por pescadores artesanales embarcados utilizando

ganchos para separarlos del substrato.

REFERENCIAS

Berrú P, Ríos J. 2020. Pesquería de Patallus mollis Selenka, 1868 (Cucumariidae) y

observaciones biológicas y poblacionales (2008-2017). Región Áncash. Bol Inst Mar Perú. 35(1): 69-79. Disponible en:

https://repositorio.imarpe.gob.pe/handle/20.500.12958/3453

Deichmann, E. 1941. The holothuroidea collected by the Velero III during the years 1932 to 1938. Part I. Dendrochirota. Allan Hancock Pac. Exped., 8(3):61 – 195.

FAO. 1997. Enfoque precautorio para la pesca de captura y las introducciones de peces.

Orientaciones Técnicas para la pesca responsable. Roma. 2: 54 pp.

Hendler G, Miller J, Pawson D, Porter M. 1995. Echinoderms of Florida and the Caribbean Sea. Stars, Sea Urchins and allies. Smithsonian Institution. Hong Kong. 390 pp.

Mangion P, Taddei D, Frouin P, Conand C. 2003. Feeding rate and impact of sediment

reworking by two deposit feeders Holothuris leucospilota and Holothuria atra on a fringing reef (Reunion Island, Indian Ocean). En: Heinzeller T. y J.H. Nebelsick, E. 2004.

Echinoderms, München, Taylor & Francis Group, London. 311-317.

Paredes C. 1974. Contribución al conocimiento de los invertebrados del litoral rocoso del

Departamento de Lima con estudio especial de la biocenosis e mitílidos. Tesis Doctoral. UNMSM. Lima, Perú. 141 pp.

Paredes C, Tarazona J, Canahuire E, Romero L, Cornejo O. 1988. Invertebrados

Macrobénticos del área de Pisco, Perú. En: Salzwedel, H & A. Landa (eds.). Recursos y dinámica del ecosistema de afloramiento peruano. Bol. Inst. Mar Perú-Callao, Vol.

Extraordinario: 121-132.

Paredes C, Cardoso F, Tarazona J. 1999. Invertebrados del Intermareal Rocoso del

Departamento de Lima, Perú: Una lista comentada de especies. Rev.Per.Biol. 6(2):

143 – 151.

Prieto E. 2010. Taxonomía de Holothuroidea (Echinodermata) del mar del Perú. Tesis para

optar el título profesional de Biólogo con Mención en Zoología UNMSM, Lima – Perú. 79 p

Toral V. 2006. La situación biológica y comercial de cohombros de mar de las familias

Holothuriidae y Stichopodidae. Documento de trabajo. Charles Darwin Foundation, Galápagos Islands. AC22. DOC. 22. 31 pp.

Uribe R, Rubio J, Carbajal P, Berru P. 2013. Invertebrados marinos bentónicos del litoral de

la Región Áncash, Perú. Bol Inst Mar Perú 28(1-2), 2013: p. 136-293. Disponible en:

https://repositorio.imarpe.gob.pe/handle/20.500.12958/2195

INSTITUTO DEL MAR DEL PERU

CARTILLA DE INFORMACIÓN CIENTÍFICA

NOMBRE CIENTÍFICO

Thaisella chocolata (Duclos, 1832)

NOMBRE COMÚN

Caracol, caracol plomo, caracol negro (Perú), locate (Chile)

DISTRIBUCIÓN Desde Paita (Perú) a Valparaíso (Chile) (Vegas 1968, Peña 1973 y Osorio et al. 1979), sin

embargo, Dhall (1909), Keen (1971) y Alamo y Valdivieso (1987) amplían está distribución

hasta el norte en el Ecuador.

HÁBITAT

Según Carbajal et al. (2018) Thaisella chocolata se encuentra sobre substratos rocosos y

fondos mixtos de arena con conchuela del intermareal inferior y submareal entre los 2 y 40 m de profundidad. Sin embargo, 0para la zona del Callao menciona que esta especie vive

asociado principalmente a fondos duros (rocas) como blandos (arena). En los substratos

duros, orillas u fondos rocosos se le encuentra desde el intermareal hasta los 20 m de profundidad, formando densas agrupaciones entre las grietas de las rocas o en

concavidades de estas. Los ejemplares juveniles se les encuentra por lo general dentro de

conchas vacías de bivalvos, crustáceos Balánidos “picorocos” u otros organismos muertos.

También es común encontrarlos enterrados en la grava con piedras. Los caracoles de

tamaño mayor viven por lo general sobre el substrato.

MIGRACIONES Este puede migrar verticalmente hasta sobre la línea de marea, donde se le encuentra

alimentándose principalmente del bivalvo Semimytilus algosus. A este nivel no forman

densas agrupaciones, por lo general se le encuentran solos o en grupos escasamente espaciados unos de otros. A este nivel son presa de los pájaros marisqueros como

Haematopus ater “Ostreros” (Arguelles 2014).

REPRODUCCIÓN Retamales (1982) a través de estudios histológicos indica que esta especie en Chile tiene

una máxima madurez en marzo y otra menos intensa en octubre, indicando que esta

especie desova 2 veces al año. Rojas et al. (1986) elaboró una escala de madurez sexual de

4 estadios para hembras y machos, encontrando que la proporción sexual en general se

acerca a 1, y el estadio de postura en hembras y evacuación en machos se realiza durante todo el año, con mayores porcentajes en primavera y secundariamente en marzo y mayo.

Romero (1991) y Robles (1991) en observaciones experimentales en acuarios determinaron

que las cápsulas eclosionan entre los 16 a 19 días, existiendo una relación directa entre el número de huevos y el tamaño de la cápsula, pero desconoce la talla de primera madurez

sexual y frecuencia de reproducción.

CRECIMIENTO Sobre la base del conteo de anillos formados en los opérculos y sobre la base de un anillo

– 1 año, Miranda (1975) en Mejillones (Chile) halló 7 clases anuales y estimó que esta

especie podría pasar de los 10 años para alcanzar las máximas tallas. Las tallas máximas reportadas para esta especie son dadas por Avendaño et al (1996), quién encontró tallas

mayores de 100 mm para la región de Antofagasta durante 1995. Para el área costera de

Tortugas (Casma–Perú) de abril 1994 a marzo de 1995, Huaranga (1995) estimó una

longitud infinita de 99 y 98 mm y constantes de crecimiento de 0.91 y 0.92 año-1 para hembras y machos respectivamente, concluyendo que esta especie es de lento

crecimiento, y que su población se encuentra en estado de sobreexplotación. Arguelles

(2004) estimó tasas de crecimiento de 2.75 mm.mes-1 para 1997 y 1.20 mm.mes-1 para 1998 en el área del Callao en base a experimentos de marcaje recaptura. Sobre los posibles

efectos del evento El Niño en las poblaciones de T. chocolata, Arntz y Fahrbach (1996),

reportan a esta especie como una de las especies que se ve favorecida debida a la alta

mortalidad de especies presas y a su carácter saprófago.

ALIMENTACIÓN

González et al. (1990) reporta para Huanchaco – Perú, que esta especie se alimenta de mitílidos e indica que un principal predador es Scartichtys gigas, lo que concuerda con las

observaciones de Robles (1991) quien encontró que en la zona de Mollendo su principal

alimento son los mitílidos, indicando que esta es una especie carnívora, coincidiendo con Espino (1972) quien llegó a esta misma conclusión basándose en el análisis del tracto

digestivo.

DESCRIPCIÓN CORPORAL Thaisella chocolata presenta una concha grande, gruesa, de coloración variable, blanca,

café, chocolate, verde oliva oscura o grisácea. Presenta una espira baja, estrías axiales muy

delgadas y grandes tubérculos en el hombro. Labio externo cortante con banda marginal

oscura. Labio interno anaranjado. Canal sifonal corto y ancho. (Carbajal et al. 2018).

REGULACIONES

Talla mínima de captura de 6 cm de longitud peristomal (R.M. N°209-2001-PE).

PESQUERIA

La extracción de esta especie es realizada mediante buceo semiautónomo por pescadores

a bordo de embarcaciones artesanales. La pesca de esta especie es acompañada por otras

especies, siendo una pesquería multiespecifica.

REFERENCIAS

Arguelles J. 2004. Cambios en la estructura y dinámica poblacional del caracol Stramonita

chocolata (Duclos, 1832) asociados al evento el Niño 1997-98 en la zona del Callao-

Perú. Tesis para optar el grado de magister en recursos acuáticos, mención en

ecología acuática. UNMSM. 83 pp.

Arntz W, Fahrbach E. 1996. El Niño experimento climático de la naturaleza. 312 p. González F, Veneros B, Diaz M. 1990. Algunos aspectos bioecologicos de Thais sp. en la

caleta de Huanchaco. COMARC – COSALC.

Figura 02. Descripción morfológica de Thaisella chocolata (Carbajal et al., 2018)

Dhall W.H. 1909. Report in a collection of shells from Peru with a summary of the littoral

marine mollusca of the Peruvian zoological province. Proc. U.S.N.Mus., 37

(1704):147-297 Espino M. 1972. Anatomía e histología del tubo digestivo de Thais chocolata (Duclos, 1832)

(Thaididae, Neogastropoda). Tesis para optar el grado de bachiller. UNMSM. Pp.

Huaranga M.F. 1995. Parámetros poblacionales y tasas de explotación de Thais (stramonita) chocolata (Duclos 1832) abril 1994-marzo 1995. Tesis para optar el

grado académico de Master. Univ. Nac. De Trujillo.

Keen A. 1971. Sea shells of tropical West America. Marine mollusks from Baja California to

Perú. Second ed. Stanford Univ. Press. California 170 pp. Miranda B.O. 1975. Crecimiento y estructura poblacional de Thais (Stramonita) chocolata

(Duclos, 1832) en la bahía de Mejillones del sur de Chile (Mollusca, gasterópoda,

Thaididae). Rev. Biol. Mar. Valparaíso, 15 (3):263-286. Osorio W, Atria J, Mann S. 1979. Moluscos de importancia económica en Chile. En Biología

pesquera. Serv. Nac. Pesca. Santiago de Chile N°11:3-47

Peña M.G. 1973. Gasterópodos marinos del Perú con descripción de nuevas especies. Tesis

para optar el grado de Doctor. UNMSM. Retamales G. 1982. Prospección, evaluación y reproducción del erizo, ostión y locate.

SERPLAC – IFOP, Chile

Robles G. 1991. Algunos aspectos biológicos poblacionales del caracol Thais chocolata durante el año 1987 de la zona de Matarani. Universidad Nacional San Agustín de

Arequipa.

Rojas N.J, Tarazona J, Ishiyama V. 1986. Ciclos de reproducción y escala de madurez gonadal

en el caracol Thais (stramonita chocolate (Duclos, 1832). Revista Ciencias UNMSM,

74 (1):117-129.

Romero M. 1991. Desarrollo intracapsular de Thais (stramonita) chocolata (Duclos 1832)

(Prosobranchia: Neogastropoda : Thaididae). Univ. Católica del Norte. Facultad de Ciencias del Mar, Coquimbo – Chile.

Vegas V.M. 1968. Revisión taxonómica y zoogeografica de algunos gasterópodos y

lamelibranquios marinos del Perú. Anales científicos de la Universidad nacional Agraria. 6(1/2):1-29

INSTITUTO DEL MAR DEL PERU

CARTILLA DE INFORMACIÓN CIENTÍFICA

NOMBRE CIENTÍFICO

Platyxanthus orbignyi (H. Milne Edwards y Lucas, 1843

NOMBRE COMÚN

Cangrejo violáceo, jaiba colorada

DISTRIBUCIÓN Se distribuye en la costa americana del Océano Pacífico desde Ecuador a San Antonio, Chile

(Chirichigno 1970; Del Solar 1970; Sánchez y Zimic 1972; Kameya et al., 1998; Zúñiga 2002),

sin embargo, Abarca (1967) indica que la distribución de esta especie estaría circunscrita sólo dentro del ámbito de la Corriente Peruana. Verticalmente se les encuentra desde

zonas eulitorales hasta profundidades que sobrepasan los 50 m (Sánchez y Zimic 1972)

(Figura 1).En el litoral peruano, la distribución de P. orbignyi comprende desde

Lambayeque (6°40'S) hasta Laguna Grande (14°10'S) en Pisco (Abarca 1967). Sin embargo, Carbajal y Santamaria (2018) indican que se distribuye a todo lo largo de la costa peruana

(Figura 2).

Figura 1 Distribución de Platyxanthus

orbignyi cangrejo violáceo (Tomado de

Perea et al 2020)

Figura 2. Distribución de Platyxanthus

orbignyi cangrejo violáceo en Perú (Tomado

de Carbajal y Santamaria 2018)

HÁBITAT

Se encuentran en aguas someras, en fondos arenosos, rocosos e intermareal pedregoso, a

veces cubiertas por arena. Prefiere zonas medianamente expuestas al oleaje con aguas claras y bien oxigenadas (Perea et al., 2020). Abarca (1967) reporta que Platyxanthus

orbignyi es una especie que vive a una temperatura que oscila entre 13,2 °C y 22 °C y una

salinidad entre 34,4 y 34,7 ppt.

MIGRACIONES

No hay información

REPRODUCCIÓN

Tresierra et al. (1992) mencionan el predominio de las hembras, coincidiendo con Abarca

(1967) quien además sostiene que es una especie dioica con notable dimorfismo sexual que hace fácil la distinción entre sexos y que la vulnerabilidad de las hembras se debe sobre

todo en la época de portación de huevos. Mientras Bustos y Retamal (1985) suponen que

puede deberse a las migraciones de las hembras por comportamiento reproductivo.

Tresierra et al. (1992) indican que la fecundidad de esta especie disminuye entre el 9 al 13%, conforme avanza los estadios, esto puede deberse al hecho que conforme avanza la

madurez sexual, los huevos se pierden por efectos funcionales de la especie; registrando

de 77 142 a 149 773 huevos. Mientras Velásquez (2018) indica que esta fluctuó entre 33870 y 389797 huevos, en ejemplares comprendidos entre 34 y 96 mm de ancho cefalotorácico,

respectivamente.

CRECIMIENTO

Tresierra et al. (1992) determinaron la talla a la primera madurez sexual según el método

de la proporción de hembras ovígeras/hembras totales en 70 mm de ancho cefalotorácico

y con el método alométrico en 65 mm de AC; mientras Velásquez (2018) encontró la talla de primera madurez sexual en 57,4 mm de ancho cefalotorácico para los machos y de 64,1

mm Ac para las hembras.

Tresierra et al. (1992) reportan el L∞ para machos en 117.4 mm de AC y en hembras de

112.5 mm de AC. Además, registraron seis estadios de muda para cada sexo. Mientras Oliva

et al. (1997) determinaron doce estados de muda para los machos y once en las hembras;

con L∞ de 115.46 en machos y 107.64 en hembras. También encontraron la tasa de

mortalidad total (Z) de 0.9 a 1.23 en machos y 0.82 a 1.28 en hembras. Mientras la tasa de mortalidad natural (M) anual fluctuó de 0.61 a 0.80 en machos y de 0.73 a 1.02 en hembras.

Así mismo Veneros (1995) estableció siete estados de muda para las hembras y seis para

los machos. Asimismo, determinó la tasa instantánea de mortalidad total en 2,27/año para

hembras y 2,35/año para machos, y la tasa instantánea de mortalidad natural en 0,78/año

para hembras y 0,76/año para machos. Sin embargo, Velásquez (2018) encontró un crecimiento alométrico negativo con L∞ 95,20 mm de Ac en hembras y 99 mm de AC para

machos. Estableció seis y siete estados de muda para las hembras y paras los machos

respectivamente, y los parámetros de mortalidad en función a la frecuencia de talla fue Z de 0.839/año y M de 0,8390 para hembras y una Z de 0.681/año y M de 0,7704 para

machos. Con tasa de explotación (E) 0.7223/ año para las hembras y (E) 0.68 23/ año para

machos.

ALIMENTACIÓN

Abarca (1967) encontró que P. orbignyi es omnívoro, que en sus fases juveniles se alimenta

de diatomeas y cuando es adulto de balanus, pequeños mytilidos y de detritus. Tresierra et al. (1992) indican que la dieta de esta especie estuvo constituida por Semimytilus sp,

Balanus sp, Lepas sp y Emerita sp, que induce a pensar que es una especie preferentemente

carnívora; además, se registró detritus y arena fina. Mientras Perea at al. (2020) mencionan

que son detritívoros (que se alimentan de materia orgánica en descomposición), aunque también se alimenta de crustáceos, moluscos y erizos.

DESCRIPCIÓN CORPORAL Platyxanthus orbignyi presenta: Caparazón y apéndices en tonos púrpura fuerte a púrpura

más tenue. Articulaciones de los pereiópodos y quelípedos más claras. Margen antero

lateral arqueado, aserrado y cortado con nueve largos dientes. Caparazón convexo desde

la parte delantera hasta la posterior, superficie casi lisa, de forma semicircular, con finas

estrías en la región branquial. Región frontal poco sobresaliente con cuatro dientes romos.

Órbitas provistas de un diente interno, un diente suborbital externo más proyectado que

el anterior y un diente suborbital interno. Región posterior del caparazón ancha. Quelípedos anchos, desiguales y lisos, una leve protuberancia sobre la manus y un agudo

diente en el ángulo interior del carpus. Pereiópodos anchos y pilosos, dactylus y uñas

negras (Uribe et al., 2013).

REGULACIONES

R.M. N° 150-2016-PRODUCE

Talla mínima de captura en 7.0 cm de ancho de cafalotórax

Prohibición de extracción de hembras ovígeras (con huevos)

PESQUERIA

La extracción de esta especie es realizada mediante buceo semiautónomo por pescadores

a bordo de embarcaciones artesanales. La pesca de esta especie es acompañada por otras

especies, siendo una pesquería multiespecifica.

REFERENCIAS

Abarca J. 1967. Contribución al conocimiento del cangrejo violáceo Platyxanthus orbignyi. Milne Edwards y Lucas 1843 en el Departamento de la Libertad (Perú). Tesis Br. CC.

BB. UNT. Trujillo – Perú

Bustos y Retamal, 1985. Estudio biológico pesquero del langostino colorado Pleurocondes

monodon H. Milne, Edwards, 1843. Gayana. Zool., 49(3-4):151-164 Carbajal P. Santamaría J. 2017. Guía ilustrada para reconocimiento de crustáceos

braquiuros y anomuros con valor comercial del Perú. Lima, Instituto del Mar del Perú

(Imarpe) Chirichigno N. 1970. Lista de crustáceos del Perú (Decápoda y Stomatopoda) con datos de

su distribución geográfica. Inf. Inst. Mar Perú, Callao (35): 1 – 9

Figura 3. Descripción morfológica de Platyxanthus orbignyi (Tomado de Carbajal y

Santamaria 2017)

Cognetti G, Sara M, Magazzú G. 2001. Biología marina. Primera edición. Ed. Ariel. Barcelona

España. 619pp.

Del Solar E. 1970. Crustáceos Braquiuros (cangrejos), Anomuros y Stomatópodos de la zona nerito-pelágica y litoral de Tumbes. Bol. Soc. Geog. De Lima, 89: 40- 48.

Kameya A, Moscoso M, Lleellish M. 1998. Los crustáceos decápodos y Estomatópodos del

Perú. Inf. Inst. Mar Perú (136): 80-109. Monsalve E. 2016. Categorización de especies marinas de mayor importancia comercial de

la pesquería artesanal en la región Lambayeque según los criterios de la lista roja

regional de la UICN. Tesis para optar el título profesional de Licenciado en Biología

Pesquera. Universidad Nacional Pedro Ruiz Gallo. Facultad de Ciencias Biológicas. Oliva J, Arana P, González A. 1997. Crecimiento y mortalidad del “cangrejo violáceo”

Platyxanthus orbignyi en la zona costera de Lambayeque, Perú. Inf. Inst. Mar Perú

126: 55-74. Perea A, Castillo J, Gálvez M, Pastor R. 2020. Ser del Mar. Sociedad Nacional de Pesquería.

Lima Perú.

Santamaría-Miranda A, Saucedo-Lozano M, Herrera-Moreno MN, Apón-Molina JP. 2005.

Hábitos alimenticios del pargo amarillo Lutjanus argentiventris y del pargo rojo Lutjanus colorado (Pisces: Lutjanidae) en el norte de Sinaloa, México. Rev. Biol. Mar.

Oceanog. 40(1): 33-38.

Sánchez R, y Zimic, E. 1972. Historia Marítima del Perú. El Mar Gran Personaje. I (2). Autosonia. Lima, Perú.

Tresierra A, Delgado C, Medina J, Berrú P. 1992. Biología y Pesquería de Platyxanthus

orbignyi “cangrejo violáceo” en la Caleta de Huanchaco (Trujillo-Perú). REBIOL Vol.

12 Nº 1-2: 45-74.

Uribe R, Rubio J, Carbajal P, Berrú P. 2013. Invertebrados marinos bentónicos del litoral de

la Región Áncash, Perú. Bol Inst Mar Perú 28(1-2), 2013: p. 136-293.

Veneros B. 1995. Crecimiento y tasa de explotación de Platyxanthus orbignyi “cangrejo violáceo” en la Caleta de Huanchaco – Perú. Tesis para optar el grado académico de

maestro en Ciencias, Mención en Evaluación y Administración de Recursos

Pesqueros. UNT. Trujillo. Perú. 42 pp. Velásquez J. 2018. Biología Reproductiva y Dinámica poblacional de Platyxanthus orbignyi

cangrejo violáceo en el litoral de Pimentel-Lambayeque Perú. Setiembre 2013-

octubre 2014. Tesis para optar el título profesional de Licenciado en Biología –

Pesquería. Universidad Nacional Pedro Ruiz Gallo. Facultad de Ciencias Biológicas. Zuñiga O. 2002. Guía de Biodiversidad. Crustáceos. Volumen 1, N° 2. Departamento de

Acuicultura. Facultad de Recursos del Mar. Universidad de Antofagasta. 76 pp.