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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
UNIDAD PROFESIONAL INTERDISCIPLINARIA DE BIOTECNOLOGÍA
TESIS
Presentada para obtener el grado de
MAESTRO EN CIENCIAS EN BIOPROCESOS
por
Héctor Ferral Pérez
Ingeniero Bioquímico
TRATAMIENTO DE VINAZAS TEQUILERAS POR COAGULACIÓN – FLOCULACIÓN
EMPLEANDO UN BIOPOLÍMERO ACOPLADO A OZONACIÓN CATALÍTICA
Dirigida por
Dr. Luis Gilberto Torres Bustillos
Dr. Jorge Isaac Chairez Oria
México, D.F. 1 de Julio de 2015
i
ii
iii
iv
RESUMEN
La industria tequilera ha logrado una gran expansión en los años recientes. En el
periodo comprendido de enero de 1994 a diciembre de 2006, esta bebida fue el
segundo producto mexicano de mayor exportación en el sector agroalimentario. El
proceso de producción de tequila implica la fermentación del agave azul, del cual
se obtienen dos subproductos principales, (a) el bagazo, que corresponde al
residuo sólido generado de la extracción de aguamiel, y (b) las vinazas que son
residuos de los fondos del destilador. Por cada litro de tequila que se producido
generan entre 10-12 litros de vinazas y 1.4 kg de bagazo. Las vinazas son
desechadas sin un tratamiento que reduzca su carga organice y toxicidad. En la
ciudad de Tequila se arrojan diariamente 400 mil m3 de residuos líquidos sin el
tratamiento que exige la norma ambiental (PROEPA, 2010). Los problemas
ambientales generados por la disposición inadecuada de las vinazas en cuerpos
de agua incluyen anoxia y acidificación
Los tratamientos propuestos para las vinazas tequileras, la digestión anaerobia ha
demostrado una gran eficiencia de remoción, entre 80 a 90% y gran tolerancia a
cargas orgánicas altas. Sin embargo, la digestión anaerobia está asociada a la
baja capacidad de remoción de color en el caso de las vinazas (Mendez, et al.,
2010). La combinación de procesos de tratamiento de aguas residuales (i.e.
fisicoquímicos y biológicos) presenta diversas ventajas, aumenta la eficiencia de
remoción de carga orgánica, color y toxicidad del agua, utilizando algunos como
pre-tratamientos para un mayor acoplamiento del proceso. Debido a esto se
propone utilizar un tratamiento por coagulación-floculación utilizando biopolímeros
v
acoplado a un proceso de ozonación con el fin de lograr remover compuestos
orgánicos que generen color y toxicidad en las vinazas con el fin de que el efluente
sea introducido a digestión anaerobia.
Se realizaron pruebas de jarras con diversos biopolímeros, de los cuales el que
dio mejores resultado fue el quitosan. Posteriormente se diseñó un modelo para
encontrar las condiciones óptimas para el proceso de coagulación floculación,
tomando en cuenta como variables la concentración de quitosan, la carga orgánica
inicial y el tiempo de proceso. Por un diseño de Box-Bhencken se encontró que las
condiciones óptimas para el proceso son 200 mg/L de quitosan, en un rango de
carga inicial de 20000 a 25000 mg/L (DQO) y con un tiempo de 30 minutos. A
estas condiciones obtuvo una disminución de color, turbidez y carga orgánica del
68%, 80% y 12% respectivamente.
Para entender de mejor manera los mecanismos de coagulación floculación por un
biopolímero como el quitosan, se llevaron a cabo cinéticas de adsorción usando
como adsorbente el floculo seco obtenido en el procesos de coagulación
floculación.
Posteriormente al tratamiento por coagulación floculación se determinó el efecto
de una oxidación avanzada con ozono y el efecto de acoplamiento, así mismo se
determinó el efecto del catalizador oxido de níquel. Se encontró que el catalizador
mejora de manera significativa el efecto del ozono en la vinaza, así mismo con el
acoplamiento a la coagulación floculación como pretratamiento obteniendo una
remoción final de color del 90% con un tiempo de reacción de 30 minutos.
vi
Abstact
In last years, tequila industry has expanded. In period for January 1994 to
December 2006, tequila was the second largest export product in food sector.
Tequila production process involves blue agave liquor fermentation, two main
products are obtained, (a) the bagasse, corresponding to solid residue generated
by liquor extraction, and (b) vinasses, wich are distiller funds residues. For every
liter of tequila produced produce 10-12 liters of vinasse and 1.4 kg of bagasse.
Vinasses are discarded without a treatment to reduce vinasses organic load and
toxicity. In Tequila town, daily is dumped 400 000 m3 of vinasses without any kind
of treatment (PROEPA, 2010). The environmental issues caused by improper
disposal of vinasses in water bodies are anoxia and acidification
Vinasses treatments have proposed, like anaerobic digestion that has shown great
organic load removal efficiency between 80-90% and high tolerance to high
organic load concentration. However, anaerobic digestion is associated with low
capacity for color removal (Mendez, et al., 2010). The combination of wastewater
treatments (ie physicochemical and biological) has several advantages, can
increases organic load, color and water toxicity removal efficiencies, using some
process as pretreatments for further coupling process. Because of this it has been
proposed to use a coagulation-flocculation treatment using biopolymers coupled to
an ozonation process in order to enhance organic compounds removals that can
been generated color and toxicity in vinasses in order to final effluent been
introduced to anaerobic digestion.
vii
Jar tests were performed with different biopolymers, chitosan gave the best results.
A model was designed in order to find the optimum conditions for coagulation
flocculation process, model variables were chitosan concentration, initial organic
load and processing time. Box-Bhencken design found that the optimal conditions
for process are 200 mg / L chitosan, in a range of initial organic load of 20,000 to
25,000 mg / L (COD), and process time of 30 minutes. At these conditions
obtained a decrease in color, turbidity and organic load of 68%, 80% and 12%
respectively.
To better understand the mechanisms of coagulation flocculation chitosan as a
biopolymer, adsorptions kinetics were carried out using as adsorbent dry floc
obtained in coagulation flocculation processes.
Subsequent to the coagulation flocculation treatment, an advanced oxidation
treatment using ozone was coupled and the effect of coupling was determined,
also the effect of nickel oxide as catalyst was determined. It was found that the
catalyst significantly enhances the effect of ozone on vinasses, also with coupling
coagulation and flocculation pretreatment give a final color removal of 90% with an
ozonation reaction time of 30 minutes.
viii
El desarrollo experimental de este trabajo se llevó a cabo en el Laboratorio de
Bioprocesos- Posgrado de la Unidad Profesional Interdisciplinaria de Biotecnología
y en el Laboratorio de Ingeniería química – Posgrado de la Escuela Superior de
Ingeniería Química e Industrias Extractivas.
Agradezco al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT), al Programa
Institucional de Formación de Investigadores y a ICyT DF PICSO 10-8 por los
apoyos económicos otorgados para el desarrollo de este trabajo.
Este trabajo ha sido presentado:
H. Ferral Pérez, J.I. Chairez Oria, H. Mendez Acosta, L. G. Torres Bustillos.
Preatreatmet of tequila vinasses using a sequential biopolymer coagulation
flocculation ozonation system. 4th IWA Mexico Young Professionals Conference
2015. Guanajuato, Guanajuato. Mexico.
H. Ferral Pérez, H. Mendez Acosta, L. G. Torres Bustillos. Pretratamiento de
vinazas tequileras por coagulación floculación empleando un biopolímero para
acoplarlo a una digestión anaerobia. AMIDIQ XXXV encuentro nacional 2014.
Puerto Vallarta, Jalisco, México.
ix
Agradecimientos
Agradezco a mi director de tesis Luis Gilberto Torres Bustillos por todas las
oportunidades que me brindo y haberme permitido trabajar con él, así mismo todo
el tiempo que dedico en mí para mi preparación y desenvolvimiento como
profesionista.
A Isaac Chairez Oria por todo el conocimiento y apoyo que me brindo durante el
desarrollo de mi trabajo.
A mis compañeros de laboratorio que me brindaron su amistad y su apoyo.
A mis padres por permitirme alcanzar mis metas y brindarme su apoyo
incondicional.
A mi comité tutorial, Dra. Inés García, Dr Hugo Mendez, Dra Marina Olivia Franco,
Dr. Isaac Chairez y Dr. Luis Torres por el apoyo y conocimientos brindados
durante mi estancia en UPIBI.
x
CONTENIDO
RESUMEN .............................................................................................................. iv
1. HIPOTESIS ....................................................................................................... 1
2. OBJETIVO GENERAL ...................................................................................... 2
3. OBJETIVOS ESPECIFICOS ............................................................................. 2
4. MARCO TEORICO ........................................................................................... 3
4.1. La industria tequilera .......................................................................................................... 3
4.2. Tratamiento de vinazas ....................................................................................................... 7
4.2.1. Pretratamientos .......................................................................................................... 7
4.2.2. Tratamientos primarios ............................................................................................... 7
4.2.2.1. Lagunas de sedimentación .................................................................................. 7
4.2.2.2. Flotación con aire disuelto .................................................................................. 8
4.2.2.3. Tratamientos Fisicoquímicos ............................................................................... 8
4.2.3. Tratamientos biológicos .............................................................................................. 9
4.2.3.1. Fermentación anaerobia ..................................................................................... 9
4.2.3.2. Acidogénesis y producción de hidrogeno ........................................................... 9
4.2.4. Procesos avanzados .................................................................................................. 10
4.3. Digestión Anaerobia .......................................................................................................... 11
4.3.1. Inhibidores................................................................................................................. 13
4.3.1.1. Amonio .............................................................................................................. 14
4.3.1.2. Metales .............................................................................................................. 14
4.3.1.3. Compuestos orgánicos ...................................................................................... 15
4.4. Coagulación-Floculación.................................................................................................... 16
4.4.1. Mecanismos de coagulación ..................................................................................... 19
4.4.2. Floculación................................................................................................................. 21
4.4.2.1. Tipos de floculación ........................................................................................... 21
4.4.2.2. Tipos de floculantes........................................................................................... 21
4.5. Biopolímeros ..................................................................................................................... 23
xi
4.5.1. Quitosan .................................................................................................................... 24
4.6. Ozono ................................................................................................................................ 25
4.7. Metodología de superficie de respuesta........................................................................... 25
4.8. Adsorción. ......................................................................................................................... 26
4.9. Trabajos anteriores. .......................................................................................................... 27
5. METODOLOGIA ............................................................................................. 30
5.1. Métodos y determinaciones. ............................................................................................ 31
5.1.1. Demanda química de oxigeno ................................................................................... 31
5.1.2. Demanda bioquímica de oxigeno .............................................................................. 31
5.1.3. pH .............................................................................................................................. 32
5.1.4. Solidos totales, solidos solubles, solidos volátiles .................................................... 32
5.1.5. Solidos sedimentables ............................................................................................... 34
5.1.6. Color .......................................................................................................................... 35
5.1.7. Turbiedad .................................................................................................................. 35
5.1.8. Conductividad eléctrica ............................................................................................. 35
5.1.9. Grasas y aceites ......................................................................................................... 36
5.1.10. Alcalinidad total......................................................................................................... 36
5.1.11. Metales pesados ....................................................................................................... 37
5.1.12. Compuestos reductores de Fenol Folin ..................................................................... 37
5.1.13. Caracterización del contenido de materia orgánica presente en el agua residual ... 38
5.2. Prueba de Jarras ................................................................................................................ 38
5.3. Diseño Box-Bencken .......................................................................................................... 39
5.4. Pruebas de adsorción ........................................................................................................ 39
5.5. Obtención del floculo para adsorción. .............................................................................. 40
5.6. Cinéticas de adsorción ...................................................................................................... 41
5.1. Ozonación convencional y catalítica. ................................................................................ 41
6. RESULTADOS ............................................................................................... 43
6.1. Caracterización de las vinazas ........................................................................................... 43
6.2. Diseño del proceso de Coagulación – Floculación. ........................................................... 44
6.2.1. Diseño experimental ................................................................................................. 44
xii
6.3. Adsorción del floculo ......................................................................................................... 70
6.4. Ozonación .......................................................................................................................... 77
6.4.1. Ozonación convencional ........................................................................................... 78
6.4.2. Ozonación catalítica. ................................................................................................. 80
6.4.3. Acoplamiento del proceso ........................................................................................ 82
7. CONCLUSIONES ........................................................................................... 87
8. DIAGRAMA DE ACTIVIDADES ...................................................................... 90
9. BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................... 91
xiii
ÍNDICE DE FIGURAS
FIGURA 1: PARTES DEL AGAVE (ACADEMIA MEXICANA DEL TEQUILA S.A.) ....................... 3
FIGURA 2: PRODUCCIÓN DE TEQUILA EN MÉXICO. CRT, 2013. ...................................... 5
FIGURA 3 ESQUEMA DEL PROCESO DE DIGESTIÓN ANAEROBIA. GIRO. ......................... 11
FIGURA 4 FLUJO DE DQO (DEMANDA QUÍMICA DE OXÍGENO) EN EL PROCESO DE
DIGESTIÓN ANAEROBIA DE MATERIA ORGÁNICA PARTICULADA, FORMADA POR UN 10%
DE MATERIALES INERTES Y UN 90% DE HIDRATOS DE CARBONO, PROTEÍNAS Y LÍPIDOS,
A PARTES IGUALES. IDAE................................................................................... 12
FIGURA 5 TEORÍA DE LA DOBLE CAPA ELÉCTRICA ........................................................ 19
FIGURA 6 ESTRUCTURA PRIMARIA PROPUESTA POR PARA EL POLISACÁRIDO DE LA GOMA
DE MEZQUITE (ASPINAL WHITEHEAD, 1970) ......................................................... 24
FIGURA 7 METODOLOGÍA DE EXPERIMENTACIÓN. ........................................................ 30
FIGURA 8. REMOCIÓN DE COLOR CON RESPECTO A LA CARGA ORGÁNICA INICIAL Y EL
TIEMPO DE C-F ................................................................................................. 46
FIGURA 9. REMOCIÓN DE COLOR CON RESPECTO A LA CARGA ORGÁNICA Y LA
CONCENTRACIÓN DE BIOPOLÍMERO. .................................................................... 47
FIGURA 10. REMOCIÓN DE COLOR CON RESPECTO A LA CONCENTRACIÓN DE BIOPOLÍMERO
Y EL TIEMPO DE C-F. ......................................................................................... 48
FIGURA 11. REMOCIÓN DE LA CARGA ORGÁNICA CON RESPECTO AL TIEMPO DE C-F Y LA
CARGA ORGÁNICA. ............................................................................................. 49
FIGURA 12. REMOCIÓN DE CARGA ORGÁNICA CON RESPECTO A LA CARGA ORGÁNICA Y LA
CONCENTRACIÓN DE BIOPOLÍMERO. .................................................................... 50
FIGURA 13. REMOCIÓN DE CARGA ORGÁNICA CON RESPECTO A LA CONCENTRACIÓN DE
BIOPOLÍMERO Y TIEMPO DE C-F. ......................................................................... 51
xiv
FIGURA 14. REMOCIÓN DE LA TURBIEDAD CON RESPECTO AL TIEMPO DE C-F Y LA CARGA
ORGÁNICA. ........................................................................................................ 52
FIGURA 15. REMOCIÓN DE LA TURBIEDAD CON RESPECTO A LA CARGA ORGÁNICA Y LA
CONCENTRACIÓN DE BIOPOLÍMERO. .................................................................... 53
FIGURA 16. REMOCIÓN DE LA TURBIEDAD CON RESPECTO A LA CONCENTRACIÓN DE
BIOPOLÍMERO Y TIEMPO DE C-F. ......................................................................... 54
FIGURA 17. OPTIMIZACIÓN. REMOCIÓN DE COLOR CON RESPECTO A LA CONCENTRACIÓN
DE QUITOSAN Y LA CARGA ORGÁNICA INICIAL ........................................................ 61
FIGURA 18. OPTIMIZACIÓN. REMOCIÓN DE COLOR CON RESPECTO A LA CONCENTRACIÓN
DE QUITOSAN Y EL TIEMPO .................................................................................. 61
FIGURA 19. OPTIMIZACIÓN. REMOCIÓN DE COLOR CON RESPECTO A LA CARGA ORGÁNICA
INICIAL Y EL TIEMPO. .......................................................................................... 62
FIGURA 20. OPTIMIZACIÓN. REMOCIÓN DE TURBIDEZ CON RESPECTO A LA
CONCENTRACIÓN DE QUITOSAN Y LA CARGA ORGÁNICA INICIAL .............................. 62
FIGURA 21. OPTIMIZACIÓN. REMOCIÓN DE TURBIDEZ CON RESPECTO A LA
CONCENTRACIÓN DE QUITOSAN Y TIEMPO ............................................................ 63
FIGURA 22. OPTIMIZACIÓN. REMOCIÓN DE TURBIDEZ CON RESPECTO A LA CARGA
ORGÁNICA INICIAL Y TIEMPO ................................................................................ 63
FIGURA 23. OPTIMIZACIÓN. REMOCIÓN DE CARGA ORGÁNICA CON RESPECTO A LA
CONCENTRACIÓN DE QUITOSAN Y LA CARGA ORGÁNICA INICIAL. ............................. 64
FIGURA 24. OPTIMIZACIÓN. REMOCIÓN DE CARGA ORGÁNICA CON RESPECTO A LA
CONCENTRACIÓN DE QUITOSAN Y EL TIEMPO ........................................................ 64
FIGURA 25. OPTIMIZACIÓN. REMOCIÓN DE CARGA ORGÁNICA CON RESPECTO A LA CARGA
ORGÁNICA INICIAL Y EL TIEMPO. .......................................................................... 65
xv
FIGURA 26. CINÉTICAS DE ADSORCIÓN DEL FLOCULO SECO CON RESPECTO A LA
REMOCIÓN DE COLOR. ........................................................................................ 71
FIGURA 27. ESPECTRO EN LA REGIÓN ULTRAVIOLETA VISIBLE PARA LA ADSORCIÓN EN EL
TO (NEGRO) Y AL ALCANZAR EL EQUILIBRIO (ROJO) A LAS DIFERENTES
CONCENTRACIONES DE ADSORBENTE. ................................................................. 72
FIGURA 28. DISMINUCIÓN DE LA ABSORCIÓN A 254 NM DEL ADSORBATO EN LA SOLUCIÓN
AL ALCANZAR EL EQUILIBRIO A DISTINTAS CONCENTRACIONES DE ADSORBENTE. ..... 73
FIGURA 29. CONCENTRACIÓN DE COMPUESTOS REDUCTORES DE FENOL FOLIN EN LA
SOLUCIÓN CON RESPECTO A CANTIDAD DE ADSORBENTE. ...................................... 74
FIGURA 30. ISOTERMA DE ADSORCIÓN A 25°C ........................................................... 75
FIGURA 32. CINÉTICA DE OZONACIÓN DE LA VINAZA SIN NINGÚN TRATAMIENTO .............. 79
FIGURA 33. CINÉTICA DE REMOCIÓN DE COLOR DE LA VINAZA CON PRETRATAMIENTO Y LA
VINAZA CRUDA. .................................................................................................. 80
FIGURA 34. OZONACIÓN CONVENCIONAL Y OZONACIÓN CATALÍTICA PARA LA VINAZA SIN
TRATAMIENTO. OZONACIÓN CONVENCIÓN (●). OZONACIÓN CATALÍTICA (▲) ........... 81
FIGURA 35. OZONACIÓN CONVENCIONAL Y OZONACIÓN CATALÍTICA PARA LA VINAZA CON
PRETRATAMIENTO. ............................................................................................. 82
FIGURA 36. BARRIDO UV-VISIBLE PARA EL PROCESO GLOBAL. .................................... 83
FIGURA 37. BARRIDO VISIBLE PARA EL PROCESO GLOBAL. .......................................... 84
xvi
ÍNDICE DE TABLAS
TABLA 1 CARACTERIZACIÓN DE VINAZAS. ..................................................................... 5
TABLA 2 CARACTERÍSTICAS DE LOS COLOIDES HIDROFÓBICOS E HIDROFÍLICOS (RAMÍREZ,
1992)............................................................................................................... 18
TABLA 3 REACTIVOS MÁS COMUNES .......................................................................... 20
TABLA 4 DESCARGAS INDUSTRIALES Y REACTIVOS QUÍMICOS USADOS .......................... 22
TABLA 5. CARACTERIZACIÓN DE LAS VINAZAS ............................................................. 43
TABLA 6. MATRIZ DEL DISEÑO BOX-BHENKEN ............................................................. 45
TABLA 7. ECUACIONES DE LAS SUPERFICIES DE RESPUESTA, PROBABILIDAD DE ERROR Y
COEFICIENTE DE CORRELACIÓN. ......................................................................... 56
TABLA 8. ANOVA PARA LA REMOCIÓN DE COLOR. 1° MATRIZ. ...................................... 57
TABLA 9. ANOVA PARA LA REMOCIÓN DE TURBIDEZ. 1° MATRIZ................................... 58
TABLA 10. ANOVA PARA LA REMOCIÓN DE CARGA ORGÁNICA. 1° MATRIZ. .................... 59
TABLA 11. MATRIZ DEL DISEÑO BOX-BHENKEN PARA DOSIS ÓPTIMA. ............................ 60
TABLA 12. ECUACIONES DE LAS SUPERFICIES DE RESPUESTA DE LA OPTIMIZACIÓN,
PROBABILIDAD DE ERROR Y COEFICIENTE DE CORRELACIÓN. ................................. 66
TABLA 13 ANOVA PARA LA REMOCIÓN DE COLOR. 2° MATRIZ. ..................................... 66
TABLA 14 ANOVA PARA LA REMOCIÓN DE TURBIDEZ. 2° MATRIZ. ................................. 68
TABLA 15 ANOVA PARA LA REMOCIÓN DE CARGA ORGÁNICA. 2° MATRIZ. ..................... 69
TABLA 16. CONSTANTES DE LA ISOTERMA DE LANGMUIR ............................................. 76
TABLA 17. CONSTANTES DE LA ISOTERMA DE FREUNDLICH ......................................... 77
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
2015
1
1. HIPOTESIS
Se puede reducir la carga orgánica y la toxicidad de las vinazas tequileras a partir
de un proceso de coagulación – floculación con biopolímeros acoplado a una
ozonación catalítica. Además de esto el floculo tiene capacidad como adsorbente
permitiendo una mayor eficiencia en la remoción de carga orgánica y de color, la
remoción de color es una medida indirecta de la reducción de compuestos tóxicos
que contienen las vinazas tequileras.
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
2015
2
2. OBJETIVO GENERAL
Tratar las vinazas tequileras con un tratamiento de coagulación – floculación
empleando quitosan, acoplándolo a un proceso de oxidación avanzada por ozono
y catalizadores de óxidos metálicos, con el fin de mejorar la calidad del efluente
para un posterior tratamiento anaerobio.
3. OBJETIVOS ESPECIFICOS
Caracterizar las vinazas tequileras.
Determinar las dosis óptimas de biopolímero para el proceso de
coagulación – floculación de las vinazas.
Evaluar la capacidad de adsorción de compuestos orgánicos y color del
floculo formado con el biopolímero.
Evaluar el efecto del acoplamiento de la ozonación convencional y catalítica
(basada en oxido de niquel) sobre la remoción de color y otros parámetros.
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
2015
3
4. MARCO TEORICO
4.1. La industria tequilera
El incremento que la industria tequilera ha experimentado en los últimos años, ha
provocado una crisis ambiental debido a los subproductos de desecho que se
generan, las vinazas tequileras y bagazo (Lopez A., 2010). El tequila se obtiene a
partir de la fermentación y destilado de la piña del, Agave tequilana, agave azul
que se muestra su estructura en la figura 2. Por disponer de denominación de
origen, se requiere que se fabrique exclusivamente del agave. Debido a la baja
cantidad de azucares fermentables del corazón o piña del agave azul, los
rendimientos de producción del tequila son muy bajos. En este sentido se reporta
que, por cada litro de tequila producido se obtienen 1.4 kg de bagazo y 10- 12 L
de vinazas (Lopez A., 2010).
Figura 1: Partes del agave (Academia mexicana del tequila S.A.)
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
2015
4
Durante el 2012 se produjeron en México 114. 3 millones de litros de tequila al
40% de alcohol (v/v) elaborados únicamente de agave según la CRT, Consejo
Regulador del Tequila. En la figura 3 se muestran los datos estadísticos de
producción de tequila. Esta producción implicó la generación aproximadamente de
1,371.6 millones de litros de vinazas, de las cuales el 80% son descargadas as a
cuerpos de agua superficiales sin sufrir ningún tipo de tratamiento. Estas prácticas
presentan un alto impacto ambiental, ya que 1 kg de DBO puede contaminar 200
m3 de agua limpia, provocando una contaminación de 82,296 toneladas de DBO
que repercuten en 16 500 km3 de agua (Lopez A., 2010).
Las vinazas son los residuos que quedan en los fondos del destilador que se
utiliza para la obtención de cualquier bebida espirituosa. En el caso de las vinazas
tequileras, estas presentan características similares a otras vinazas como son un
pH ácido y altas temperaturas.
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
2015
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Figura 2: Producción de tequila en México. CRT, 2013.
Las vinazas tequileras contienen una carga orgánica elevada, alto grado de color,
además de pH acido con valores de 3.5 a 4.5 y una temperatura de salida del
proceso de destilación aproximadamente de 90°C. También se ha reportado
presencia de material húmico que son sustancias parcialmente aromáticas y
alifáticas, polimerizadas aleatoriamente, de alto peso molecular con características
polianionicas en soluciones neutras o alcalinas, amorfas, acidas, parcialmente
hidrofilicas e hidrofóbicas y complejas químicamente (Meza, et al., s.f.).
En la Tabla 1 se presenta un resumen de las principales caracterizaciones
fisicoquímicas de las vinazas tequileras y no tequileras en distintos trabajos de
investigación.
Tabla 1 Caracterización de vinazas.
Parámetro Mendez et al Iñiguez, Lopez et al Bustamante et Butista et al
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
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(2010) Tequila
Hernandez (2010)
Tequila
(2010) Tequila al (2005) Vino (1998) Caña
pH 3.35 3.6 3.4 - 4.5 3.3 – 5.3 4.5
tBOD(1)/sBOD(2), g/L 50.4 35 – 60/ 25 – 50
4.76 – 32.5
tCOD(3)/sCOD(4), g/L 13-24 55.91 60 – 100/ 40 – 80
11.81 – 111.5 117.88
SS, g/L 28-50 32 – 49.7
TSS, g/L 333 14.14 2 – 8 8 – 10.68
VSS, g/L 12 4.96 – 75.2 6.85 – 9.22
TS, g/L 0.943 25 – 50 6.68 – 113.6 107 – 116.2
SDT, g/L 99 – 105.5
Ssed, g/L
Total de ácidos grasos volátiles, g/L
9.8
Nitrógeno total, g/L 2.5-3.4 0.002 – 0.005 0.021 – 0.252
NH4, Nitrógeno, g/L 0.015 – 0.040
Nitrógeno orgánico, g/L
0.005 – 0.01
Conductividad, S/m 0.18 – 1.16
Fosfatos totales, g/L 0.243 0.190 – 0.472
Grasas y aceites, g/L 0.021 0.01 – 0.1
T. AL, g/L <0.006
T. AC, g/L 1.5 – 6
Na, mg/L 6 – 570
K, mg/L 313 – 403
Ca, mg/L 174 – 9071
Mg, mg/L 32 – 166
Cd, mg/L <0.010 20 – 160
Cu, mg/L 0.364 <3.0 50 – 8,570
Co, mg/L 90 – 610
Cr, mg/L <0.033 10 – 950
Ni, mg/L <0.033 <0.02 60 – 810
Zn, mg/L 0.399 410 – 2,670 60
Pb, mg/L <0.065 <1.0 320 – 1,740
Hg, mg/L 0.0088
(1) Demanda biológica de oxigeno total (tBOD), (2) Demanda biológica de oxigeno
soluble (sBOD) (3) demanda química de oxigeno total (tCOD),(4) demanda química
de oxigeno soluble (sCOD) solidos solubles (SS), Solidos solubles totales (TSS),
Solidos solubles volátiles (VSS), Solidos totales (TS), Solidos disueltos totales
(SDT), Solidos sedimentables (Ssed), Nitrógeno amoniacal (NH4, Nitrógeno),
Alcalinidad Total (T. AL), Acidez total (T.AC).
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4.2. Tratamiento de vinazas
El tratamiento de vinazas en la actualidad se encuentra limitado por la tecnología y
la solvencia económica de las destilerías, como también del tamaño y de la
capacidad física que poseen las empresas para implementar los tratamientos de
vinazas. Los tratamientos se pueden clasificar principalmente en 5 categorías
dependiendo del tipo de las características de este mismo, estos son,
pretratamientos, tratamientos primarios, tratamientos fisicoquímicos, tratamientos
biológico y procesos avanzados (Lopez A., 2010)
4.2.1. Pretratamientos
El pretratamiento normalmente es el proceso donde se reduce la temperatura de
salida de las vinazas, de 90°C a 40°C, y se eleva el pH de 3.5 a 6 – 7, esto se
realiza en tanque de almacenamiento y en albercas que se encuentra a
condiciones ambientales. Para la neutralización de las vinazas se utiliza Ca(OH)2.
Es muy común su uso a todo tipo de escalamiento, desde nivel laboratorio hasta
nivel industrial. Es el tratamiento más económico y permite reducir la acidez del
efluente, aunque no hay una reducción significativa de la carga orgánica, ni del
color.
4.2.2. Tratamientos primarios
4.2.2.1. Lagunas de sedimentación
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Son muy útiles a escala industrial para almacenar y al mismo tiempo la
sedimentación de los sólidos presentes en las vinazas, Aunque el 80% de los
sólidos sedimentables sea eliminado la concentración de la materia orgánica se
encuentra por arriba del 90% ya que estos son los sólidos que se encuentran en
forma coloidal. Por otro lado, las lagunas de sedimentación también presentan
riesgo de contaminación del suelo y subsuelo por difusión.
4.2.2.2. Flotación con aire disuelto
Normalmente se aplica en conjunto con un polímero para acelerar la separación
de los sólidos solubles antes (o después) de un proceso biológico. Presentan una
tasa de remoción de más del 80% para solidos solubles. Sin embargo la
demanda bioquímica de oxígeno y los sólidos disueltos no son reducidos
significativamente. No se puede aplicar esta tecnología a escala industrial debido
a los altos costos implicados.
4.2.2.3. Tratamientos Fisicoquímicos
La coagulación – floculación es uno de los métodos más utilizados a nivel piloto e
industrial. Normalmente se utilizan sales de Al2(SO4)3 como coagulante y
posteriormente un polímero como floculante. Esta tecnología permite remover
solidos solubles y solidos coloidales con una eficiencia desde el 20 al 30%, en el
caso de las vinazas (Lopez A., 2010). También a nivel laboratorio se ha
encontrado que se puede remover aproximadamente el 70% del color y el 37% del
DQO de las vinazas (Meza, et al., s.f.). A escala piloto se reportó una eficiencia de
remoción del 100% utilizando un polímero catiónico (Carpinteryo, et al., 2012). Los
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costos de este proceso son de 3.80 dólares/kg de residuo tratado. Sin embargo la
floculación – coagulación con sales inorgánicas presentan algunas desventajas
como son la baja remoción de solidos disueltos y de materia orgánica, además de
incrementar la cantidad de metales pesados en los efluentes generados, y generar
compuestos clorados por la interacción con la materia orgánica del efluente,
incrementando su toxicidad..
4.2.3. Tratamientos biológicos
4.2.3.1. Fermentación anaerobia
Este método se ha utilizado a nivel laboratorio, planta piloto e industrial debido a
sus ventajas económicas frente al proceso aerobio, ya que no se requiere de
bombeo de aire. El tratamiento anaerobio es capaz de alcanzar remociones del
95% de la materia orgánica en las vinazas (Mendez, et al., 2010), además de que
se produce biogás rico en metano, el cual puede ser utilizado como combustible.
4.2.3.2. Acidogénesis y producción de hidrogeno
Este tratamiento biológico corresponde a una versión truncada de la digestión
anaerobia. En este caso se busca obtener H2 y CO2 como productos finales del
tratamiento. Se ha estudiado el efecto de la temperatura, pH, pretratamientos
como tratamientos térmicos, adición de alcalinidad y sonicación, y parámetros de
operación como el tiempo de retención hidráulico en la capacidad de remoción de
carga orgánica y conversión a producto (Mendez, et al., 2010). Se ha demostrado
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que las vinazas son factibles de ser tratadas con este tipo de fermentación (Lopez
A., 2010).
4.2.4. Procesos avanzados
El uso de agentes oxidantes como el ozono, radiación UV, cloro, peróxido de
hidrogeno, ha sido extensamente utilizado para el tratamiento de aguas
residuales. Se ha reportado altas tasas de degradación de carga orgánica y color
(alrededor del 97%) utilizando un fotocatalizador como TiO2 (Lopez A., 2010).
Beltran y colaboradores (2001), utilizó la ozonificación como postratamiento a un
proceso biológico aplicado a vinazas de uva, obteniendo tasas de remoción de
DQO y de carbón orgánico total de 95 y 80% respectivamente, mientras que la
degradación de polifenoles alcanzo una tasa del 80%. Goyes & Bolaños (2005)
trataron vinazas en condiciones subcriticas y supercríticas, 4500 psi y 450°C,
utilizando peróxido de hidrogeno, reportando una remoción de materia orgánica de
97% en tan solo 3.5 min. A pesar de estos resultados su aplicación a escala
industrial implica costos elevados de operación e infraestructura que no es
accesible a la mayoría de los productores debido a que son pequeñas y medianas
empresas (Lopez A., 2010).
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4.3. Digestión Anaerobia
La digestión anaerobia es el proceso en el cual se degrada materia orgánica y/o
inorgánica con microorganismos en ausencia de oxígeno (i.e anaerobiosis). Este
proceso se lleva a cabo de forma natural en los pantanos, fondos de lagunas y
lagos, donde no hay oxigenación (Ramírez, 1992). La digestión anaerobia se lleva
a cabo en cuatro etapas, la hidrolisis, la acidogénesis, la acetogénesis y la
metanogénesis que se muestra en la Figura 4.
Figura 3 Esquema del proceso de digestión anaerobia. GIRO.
1) Bacterias hidrolíticas-acidogénicas; 2) Bacterias acetogénicas; 3) Bacterias homoacetogénicas; 4) Bacterias metanogénicashidrogenófilas; 5) Bacterias
metanogénicasacetoclásticas.
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El paso inicial de la digestión anaerobia es la hidrolisis, donde se degradan a
monómeros los sustratos orgánicos complejos, esta esta es limitante en la
velocidad global del proceso, principalmente cuando se trata de sustratos de alto
peso molecular. En la Figura 5 se muestran los flujos metabólicos de la
fermentación anaerobia.
Figura 4 Flujo de DQO (Demanda Química de Oxígeno) en el proceso de digestión anaerobia de materia orgánica particulada, formada por un 10% de
materiales inertes y un 90% de hidratos de carbono, proteínas y lípidos, a partes iguales. IDAE
La cantidad y composición del biogás varía dependiéndolas condiciones a las que
se haya controlado el procesos de la digestión, en general este se encuentra
compuesto por metano y dióxido de carbono en su mayoría. Cuando se obtiene
una concentración de metano mayor al 50% del biogás este se puede emplear
como combustible en motores, lámparas, quemadores domésticos e industriales
(Hernandez, 1996).
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A pesar de los beneficios que presenta la digestión anaerobia se pueden presentar
varios problemas que impidan su aplicación a algunos procesos como, generación
o presencia de alcalinidad en algunas aguas residuales, baja calidad del efluente a
tratar por presencia de inhibidores, bajas velocidades de crecimiento a bajas
temperaturas (Speece, 1996).
4.3.1. Inhibidores
La productividad y la estabilidad de la digestión anaerobia dependen del balance
que exista entre las bacterias acidogénicas y las metanogénicas, ya que ambos
grupos difieren en sus características fisiológicas, requerimientos nutricionales,
crecimiento y sensibilidad a factores ambientales. La inhibición por sustancias
siempre es un factor que desencadena la inestabilidad del proceso, ya que la
digestión anaerobia es un proceso complejo que implica sinergismo entre las
especies, por lo cual una sustancia puede afectar de manera significativa la
fermentación (Chen, et al., 2008).
Existen varios modelos de toxicidad para fermentaciones de los cuales se puede
destacar en el tratamiento de efluentes con digestión anaerobia la inhibición
competitiva y no competitiva. La inhibición competitiva consiste en el incremento
de la concentración del efluente en el biorreactor que es proporcional a la
concentración de la toxina. La inhibición no competitiva consiste en el incremento
del DQO en biorreactor que es proporcional a la concentración del compuesto
toxico (Speece, 1996).
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4.3.1.1. Amonio
La degradación biológica de la materia nitrogenada normalmente como proteínas y
urea da como producto final amonio. Se han propuesto varios mecanismos de
inhibición como el cambio en el pH celular, aumento de la energía de
mantenimiento e inhibiciones de enzimas específicas para alguna reacción. El
amonio al ser de bajo peso molecular es muy permeable en la membrana por lo
cual puede producir un desequilibrio en el balance de protones y/o deficiencia de
potasio. Se ha reportado que los microorganismos metanogénicos son los más
susceptibles al amonio, aunque también se ha encontrado que algunas bacterias
acidogénicas tienen mayor sensibilidad (Chen, et al., 2008).
4.3.1.2. Metales
4.3.1.2.1. Metales Pesados
Los metales pesados están presentes en los lodos y efluentes industriales en
concentraciones significativas, los de mayor interés son el cromo, hierro, cobalto,
zinc, cadmio, cobre y níquel. Al no ser biodegradables tiende a acumularse dando
como resultado concentraciones muy toxicas de la sustancia. Estas sustancias
son las principales causas por las cuales se desestabiliza un procesos de
digestión anaerobia, ya que los metales pesados se unen a grupos tioles y otros
grupos funcionales de las proteínas ocasionando que se cambie la conformación
de la proteína y se afecte su actividad biológica (Chen, et al., 2008).
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4.3.1.3. Compuestos orgánicos
Existe una gran cantidad de compuestos orgánicos que pueden inhibir la digestión
anaerobia debido a su naturaleza no polar, que ocasiona en las membranas de las
bacterias su agrandamiento y perdida de esta, rompiendo el gradiente de iones lo
cual causa lisis celular. Los compuestos que afectan a la digestión anaerobia son:
alquil bencenos, bencenos halogenados, fenoles y alquil fenoles, fenoles
halogenados, nitrofenoles, alcanos, compuestos alifáticos halogenados, alcoholes,
alcoholes halogenados, aldehídos, éteres, quetonas, acrilatos, ácidos carboxílicos,
aminas, nitrilos amidas, piridinas y su derivados, ácidos grasos de cadena larga,
algunos surfactantes y detergentes (Chen, et al., 2008).
La toxicidad de los compuestos es dependiente de la concentración del
compuesto, la edad del cultivo, tiempo de exposición, cantidad de biomasa,
régimen de alimentación, aclimatización y temperatura.
4.3.1.3.1. Clorofenoles
Estos compuestos actúan rompiendo el gradiente de protones de la membrana e
interfieren con la transducción de energía de las células.
4.3.1.3.2. Compuestos alifáticos halogenados
La mayoría de estos compuestos son inhibidores de los microorganismos que
llevan a cabo la metanogénesis, tienen un efecto fuerte en ellos ya que se ha
encontrado que 3.3 mg/L inhibe el 50% de la población (Chen, et al., 2008).
4.3.1.3.3. Compuestos aromáticos N-subtituidos
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Estos compuestos incluyen los nitrobencenos, nitrofenoles, aminofenoles y aminas
aromáticas. Son los más reactivos y tienen una interacción específica con alguna
enzima en alguna ruta catabólica. Los compuestos nitroaromaticos son fuertes
inhibidores de la metanogénesis. Los compuestos nitroanillados se ha encontrado
que son los más tóxicos, en cierta parte por su reactividad química.
4.3.1.3.4. Ácidos grasos de cadena larga
Los ácidos grasos de cadena larga siempre se han considerado un obstáculo para
su degradación en una fermentación anaerobia, debido a su efectos inhibitorios,
ya que este llega a mezclarse con la membrana de las bacterias, lo cual interfiere
con el intercambio de electrones y con la función protectora de esta. Se ha
observado que las bacterias Gram positivas son más propensas a la inhibición de
estos compuestos. La toxicidad de los ácidos grasos de cadena larga se
relacionado más con el estudio de las características fiscas del lodo, como área
superficial, distribución, y tamaños, que con variables biológicas.
4.3.1.3.5. Lignina y derivados
Los derivados de la lignina y la lignina contienen grupos aldehídos u otros
sustituyentes no polares, los cuales son muy tóxicos para la metanogénesis.
4.4. Coagulación-Floculación.
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El proceso de coagulación – floculación es ampliamente utilizado en la
remediación de efluentes contaminados por su capacidad de precipitar y eliminar
sustancias coloidales que normalmente son responsables del color, la turbiedad y
la carga orgánica presente. Normalmente este proceso va a seguido de etapas
posteriores como cloración, ozonificación, tratamiento por lodos activados, entre
otros. La coagulación – floculación se desarrolló entre los años 1890 y 1900, pero
con el surgimiento de los procesos biológicos tendió a ser menos utilizada.
Posteriormente se retomó en 1970 desarrollándose nuevos procesos más
eficientes (Ramírez, 1992).
Un coloide es una partícula que se mantiene en suspensión debido a su tamaño (1
a 200 µm), su estado de hidratación y su carga eléctrica superficial. Pueden ser de
dos tipos hidrofóbicos e hidrofílicos. Los coloides presentan las siguientes
características:
- Movimiento Browniano.
- Son dializables.
- Se difunden lentamente en comparación a los iones solubles.
- Tiene muy baja presión osmótica.
El proceso de coagulación floculación se lleva en dos etapas:
Una desestabilización del coloide producida por la eliminación de las
dobles capas eléctricas que las rodean, con la formación de núcleos
microscópicos.
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La aglomeración de partículas desestabilizadas en microflóculos, y más
tarde en aglomerados voluminosos llamados flóculos.
Dependiendo de las cargas eléctricas de los coloides estos tienen naturaleza
hidrofóbica e hidrofilica. En la Tabla 2 se muestran las principales características
de los coloides dependiendo si naturaleza.
Tabla 2 Características de los coloides hidrofóbicos e hidrofílicos (Ramírez,
1992).
Característica Hidrofóbicos Hidrofílicos
Estado físico. Suspensión Emulsión Tensión superficial Similar a la del medio Mucho menor que la del
medio Viscosidad de
suspensión coloidal Similar a la fase
dispersante Mucho mayor a la de la
fase dispersante Efecto Tyndall Muy pronunciado Pequeño o totalmente
ausente Facilidad de
reconstitución Difícil reconstitución Fácilmente reconstituible
Reacción a electrolitos Fácilmente coagulable Menos sensitivo a la acción de los electrolitos y requieren mayor dosis
para coagular Ejemplos Óxidos de metales,
sulfuros, haluros de plata, metales, bióxido de silicio
Proteínas almidones gomas, mucilagos y
jabones.
El fenómeno de coagulación se ha relacionado con la teoría de la doble capa
eléctrica, la cual describe el arreglo que presentan los iones y las moléculas de
solvente en solución al aproximarse a la superficie de un electrodo cargado
eléctricamente que se ilustra en la Figura 6. La teoría está basada en dos capas
con polaridad distinta separadas por una distancia de orden molecular (Castellan,
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1987). El coloide coagula cuando la comprensión de la doble capa alcanza el
tamaño critico lo cual hace que predominen las fuerzas de atracción sobre las de
repulsión entre las partículas (Rodriguez, 2006).
Figura 5 Teoría de la doble capa eléctrica
4.4.1. Mecanismos de coagulación
Existen tres mecanismos conocidos para el proceso de coagulación que depende
de las características del coagulante a utilizar, los más comunes se utilizan se
muestran en la Tabla 3.
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Tabla 3 Reactivos más comunes
Nombre común Formula
Cal Ca(OH)2
Alumbre Al2(SO4)3
Cloruro férrico FeCl3
Sulfato ferroso FeSO4
Sulfato férrico Fe2(SO4)3
Aluminato de sodio Na2 Al2O4
Reducción de cargas electrostáticas por adsorción de iones de carga
contraria. La adsorción de cationes, en caso que los coloides tengan cargas
negativas, a partir de sales metálicas o de polímeros catiónicos reducen o
neutralizan su carga.
Puentes de interparticulas por adsorción de grupos químicos específicos en
cadenas de polímeros. Algunos polímeros contienen grupos químicos
específicos que pueden interactuar sobre la superficie de los coloides, ser
adsorbidos y servir como puentes para otras partículas. Los polímeros se
clasifican en:
o No iónicos: Aceleran el crecimiento del floculo aniónico, cuando la
neutralización de cargas no es un factor predominantes en la
remoción de solidos suspendidos.
o Catiónicos: Se utiliza para obtener lodos residuales de volumen
menor a los normales y así acortar el tiempo de filtrado.
Adsorción de solidos finamente divididos por medio de hidróxidos alcalinos
en forma de geles. La adsorción con hidróxidos alcalinos se lleva a cabo
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dependiendo del pH. Estos hidróxidos forman productos gelatinosos
hidrolizados, los cuales secuestran las partículas finas.
4.4.2. Floculación
La floculación consiste en el uso de un polielectrolito para aumentar el tamaño de
partícula de los flóculos y mejorar la separación de los sólidos del líquido. La
floculación depende de la naturaleza del polielectrolito, del pH del medio, y de las
características del adsorbato. (Ramírez, 1992).
4.4.2.1. Tipos de floculación
- Floculación Natural
Se lleva a cabo por los procesos naturales de sedimentación, donde la
precipitación de los flóculos depende de su volumen y aumento de masa. Para
este tipo de floculación se requiere de un tiempo de retención elevado.
- Floculación inducida.
Se propicia la colisión por mecanismos hidráulicos o mecánicos. Los mecanismos
hidráulicos se busca generar un gradiente de velocidad con bafles o deflectores,
mecánicamente se utilizan agitadores rotatorios y oscilatorios. Es la que se
recomienda usar.
4.4.2.2. Tipos de floculantes
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Los floculantes pueden ser de origen natural o sintético, orgánicos e inorgánicos,.
Entre los sintéticos se tienen los polielectrolitos los cuales pueden ser aniónicos,
catiónicos o neutros. En la Tabla 4 se muestran algunos floculantes utilizados para
efluentes de distintas industrias.
4.4.2.2.1. Inorgánicos naturales
Los que se utilizan en mayor medida son la betonita y la sílice activada. Las
betonitas son floculantes naturales y se utilizan siempre con hidróxidos metálicos.
La sílice activada es un polielectrolito aniónico, tiene la desventaja que es
termodinámicamente inestable.
4.4.2.2.2. Sintéticos
Son polímeros con cadenas ramificadas o lineales, se caracterizan por el número
de subunidades o por su peso atómico.
Tabla 4 Descargas industriales y reactivos químicos usados
Descarga Industrial Reactivo químico
Alimenticia Ácido lignin-sulfónico Ácido dodecilbencen-sulfónico.
Trisulfato de glucosa. Cloruro férrico
Sulfato de aluminio
Coque y alquitrán Cal o hidróxido de sodio.
Electrolítica Sulfuro de hidrogeno
Extractiva de cadmio Xantatos
Fertilizantes Para fosfatos
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Sales ferrosas Sulfato de aluminio
Cal Para nitrógeno
Sulfato de magnesio y fosfatos.
Fotográficos Sulfato de aluminio
Galvanoplastía Cal
Metalurgia y minera Cal y sulfato de aluminio
Plástico Cal
Papel Bentonitita, coalín, almidón. Poliacrilamida
Productos químicos orgánicos Sulfato de aluminio y cloruro férrico
Refinería de petróleo Sulfato de aluminio y cloruro férrico
Textil Bentonita y sulfato de aluminio
4.5. Biopolímeros
Generalmente los procesos de coagulación floculación se llevan a cabo con la
adición de sales de metales y el uso de un floculante sintético, los cuales pueden
tener consecuencias en el efluente tratado debido a que se incrementa la
concentración de metales y en el caso de los geles de poliacrilamida se
descompone en compuestos que son neurotóxicos. El uso de un biopolímero en el
tratamiento de efluentes por coagulación floculación tiene diversas ventajas desde
un punto de vista ambiental, como son que el agua tratada tiene menor toxicidad,
además de que se genera una menor cantidad de lodos y además estos son más
biodegradables y contienen una menor cantidad de metales (Torres, et al., 2011).
Los biopolímeros más utilizados son las gomas, los pegamentos y mucílagos
obtenido de alguna especie vegetal. Las gomas están compuestas principalmente
por galactomananas que difieren en su estructura dependiendo la fuente. Los
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mucílagos están compuestos principalmente por el ácido poligalacturonico
(Carpinteryo, et al., 2012).
Diversos trabajos han evaluado la capacidad como coagulante – floculante de
varios biopolímeros como goma de guar, goma de xantana, goma de mezquite,
goma de algarrobo, mucilago de nopal, entre otros. En la figura 7 se muestra la
estructura de las galactomananas del mezquite. Se han obtenido porcentajes de
remoción de DQO mucho mayores en comparación con una sal metálica
(Carpinteryo, et al., 2012) (Torres, et al., 2011).
Figura 6 Estructura primaria propuesta por para el polisacárido de la goma de mezquite (Aspinal Whitehead, 1970)
4.5.1. Quitosan
El quitosan es un polisacárido lineal compuesto de cadenas distribuidas
aleatoriamente de β-(1-4) D-glucosamina y N-acetil-D-glucosamina. Puede ser
obtenido a partir de residuos de quitina que se encuentra en exoesqueletos de
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crustáceos y plumas. Debido a sus propiedades fisicoquímicas es usado
ampliamente en la industria farmacéutica, alimentaria y biomédica.
4.6. Ozono
El ozono es un compuesto formado por la unión de tres átomos de oxigeno el cual
debido a su inestabilidad en los enlaces genera radicales libres en contacto con
otras sustancias, es por lo cual es un agente altamente oxidante el cual tiene las
ventajas en comparación al cloro y otros agentes químicos oxidantes que no
interactúa con los compuesto orgánicos para formar compuestos de mayor
toxicidad. El ozono puede reaccionar con la mayoría de los compuestos orgánicos
presentes en los efluentes, además de que permite una mineralización de los
compuestos orgánicos. El uso de catalizadores metálicos aumenta la reactividad
del proceso permitiendo una degradación mayor de los contaminantes
recalcitrantes del efluente, los catalizadores pueden actuar de dos formas i)
interactuar con el zono e incrementar la formación de radicales OH- y ii)
reaccionar con los compuestos contaminantes del efluente formando complejos en
la superficie del catalizador permitiendo que el ozono tenga mayor reactividad con
los contaminantes (Rodriguez, et al., 2013).
4.7. Metodología de superficie de respuesta.
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La metodología de superficie de respuesta es una herramienta que se basa en un
conjunto de técnicas matemáticas que nos permiten conocer las variables que
influyen en una respuesta a un problema. El primer objetivo de la RSM consiste en
establecer experimentalmente una aproximación apropiada. Para ello, se propone
un modelo de ecuación, generalmente polinómico, en los k factores X1, X2, ..., Xk
y se selecciona un conjunto de tratamientos sobre los que realizar las
observaciones experimentales, que se utilizarán tanto para obtener estimaciones
de los coeficientes en el modelo propuesto como para obtener una estimación de
la variación del error experimental. Se realizan, entonces, contrastes sobre las
estimaciones de los parámetros y sobre el ajuste del modelo y si el modelo se
considera adecuado, puede utilizarse como función de aproximación. En tal caso,
el estudio de la superficie de respuesta se hace en términos de la superficie
ajustada, pues su análisis será aproximadamente equivalente al del sistema real.
4.8. Adsorción.
La adsorción es un fenómeno físico en el cual las moléculas del adsorbato y el
adsorbente interactúan debido a las fuerzas electroestáticas entre ellas, estas
fuerzas pueden ser interacciones dipolo – dipolo, fuerzas de Van der Waals y
puentes de hidrogeno. Los procesos de adsorción son altamente utilizados para
eliminar constituyentes orgánicos e inorgánicos de corrientes acuosas (Mihelcic,
1999).
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Se ha reportado que los aldehídos que se forman en el calentamiento de los
azucares fermentables como hexosas y pentosas a temperaturas superiores a
150°C (i.e como en un proceso de destilación), tiende a formar aldehídos los
cuales se puede eliminar cierta cantidad del efluente por procesos adsortivos con
polielectrolitos (Carter, et al., 2011).
4.9. Trabajos anteriores.
La aplicación de digestión anaerobia para tratar este efluente, ha generado
rendimientos de remoción de DQO del 90 – 95% además de una producción de
biogás de 537 L/kg de DQO, con una composición del 60% de metano (Mendez, et
al., 2010). También se ha reportado que a pesar de la eficiencia de remoción
mostrada por la digestión anaerobia, esta no tiene la capacidad de remover el
color de las vinazas (Zayas, et al., s.f.) (Meza, et al., s.f.)(. Debido a esto se han
propuesto un sistema de digestión anaerobia acoplado a un proceso de
coagulación floculación con sales metálicas como coagulantes y coadyuvantes. En
vinazas de ron tratadas anaerobicamente se comprobó que el uso de FeCl3
mejoraba la remoción de DQO, turbidez y color con un pH de 8.4, obteniendo una
remoción de DQO del 75.2%, remoción de color de 99.6% y turbidez de 99.8%
(Zayas, et al., s.f.). De manera similar, se ha reportado el tratamiento de vinazas
tequileras con un proceso de digestión anaerobia seguido de la adición de
coagulantes, floculantes y con KMnO4, un oxidante. Se obtuvo que el oxidante
presenta una alta remoción de DQO y color, además que la combinación de
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Al2(SO4)3 y FeCl3 tienen eficiencias de remoción de DQO y color del 40% y 80%
respectivamente (Meza, et al., s.f.).
Por otra parte se ha tratado de sustituir los coagulantes y floculantes inorgánicos
por biopolímeros que presentan las propiedades coagulantes y floculantes
similares. En un estudio de coagulación – floculación para aguas residuales de la
industria cosmética se compararon las eficiencias de remoción de DQO y
turbiedad para goma aguar, goma de algarrobo, mucilago de nopal y FeCl3. Se
obtuvo que los biopolímeros vegetales alcanzaron eficiencias de remoción de
turbiedad, conductividad y DQO mayores a 67.8%, 20.1% y 38.6%
respectivamente, demostrando que poseen las condiciones para sustituir a los
coagulantes y floculantes inorgánicos (Carpinteryo, et al., 2012). De manera
similar se realizó un estudio utilizando biopolímeros como goma de algarrobo,
cosmedia guar, mucilago de nopal, goma de semilla de mezquite y FeCl3, para
tratar aguas municipales. Se obtuvo que la goma de semilla de mezquite tuvo una
eficiencia de remoción de DQO del 90% a un pH de 10, en el caso del mucilago de
nopal se obtuvo una eficiencia de remoción de DQO de 65% también a un pH de
10, nuevamente se demostró la capacidad de los biopolímeros para competir con
los coagulantes inorgánicos (Torres, et al., 2011). En otro estudio se trataron
vinazas tequileras con ácido poliglutamico el cual es el principal componente del
mucilago de nopal. Se reportó que al mezclarlo con hipoclorito de sodio y filtración
en arena las capacidades de eliminación de turbiedad alcanzaron valores del 70%,
mientras que la eliminación de DQO se obtuvo 79.5% además de que hubo
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2015
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decoloración, en condiciones de pH entre 2.5 – 3.5 y temperaturas de 30 – 55°C
(Carvajal, et al., 2012).
El uso de oxidaciones avanzadas acoplado a un proceso biológico ha sido
ampliamente estudiado debido a la capacidad de estas de oxidar compuestos que
son altamente estables y/o resistentes a la biodegradación, sin embargo llegar a la
mineralización de estos compuestos por oxidaciones avanzadas es caro. Por lo
cual su uso como pre-tratamientos y/o post-tratamientos a un proceso biológico
permite utilizar estas tecnologías con costos competitivos (Oller, et al., 2011).
Lucas et al empleo una oxidación avanzada con ozono donde trato vinazas de
vino en un reactor de columna de burbujeo, donde se vario el pH, trabajando con
el pH natural 4, y pH alcalino
Se ha reportado que el acoplamiento de un pre-tratamiento y post-tratamiento a un
oxidación biológica aerobia en vinazas de caña a escala piloto, donde con un flujo
de 2.8 L/min y una concentración de ozono de 19 ppm para ambos tratamientos y
con un tiempo de pre-tratamiento de 4 hora y de 30 min para el postratamiento,
obtuvieron una reducción de la carga orgánica del 79%(DQO) y una reducción de
color del 34.9%. (Savange, et al., 2007).
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2015
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5. METODOLOGIA
La metodología estará divida en distintas etapas que se muestran en la Figura 7 .
Figura 7 Metodología de experimentación.
Remoción de color, turbidez. Espectro de
absorcion de 200 a 700 nm
Remoción color, compuestos orgánicos
Remoción DQO, color, turbiedad.
DBO, DQO, pH, SS, ST, SV, Ssed.
Caracterización de las vinazas
Diseño del proceso de C-F con un biopolimero
Pruebas de adsorción
Ozonación convencional y catalitica.
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2015
31
5.1. Métodos y determinaciones.
Se medirán distintos parámetros para determinar la calidad del efluente antes y
después de los procesos propuestos para su tratamiento.
5.1.1. Demanda química de oxigeno
El método que involucra el uso de dicromato es preferible sobre procedimientos
que utilizan otros oxidantes debido a su mayor potencial redox y su aplicabilidad a
una gran variedad de muestras. Se describen dos métodos para la determinación
de DQO con dicromato. El método a reflujo abierto es conveniente para aguas
residuales en donde se requiera utilizar grandes cantidades de muestra. El método
a reflujo cerrado es más económico en cuanto al uso de reactivos, pero requiere
una mayor homogeneización de las muestras que contienen sólidos suspendidos
para obtener resultados reproducibles. Se utilizara la norma NMX-AA-030-SCFI-
2001.
5.1.2. Demanda bioquímica de oxigeno
El método se basa en medir la cantidad de oxígeno que requieren los
microorganismos para efectuar la oxidación de la materia orgánica presente en
aguas naturales y residuales y se determina por la diferencia entre el oxígeno
disuelto inicial y el oxígeno disuelto al cabo de cinco días de incubación a 20°C.
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
2015
32
Para la determinación de oxígeno disuelto (OD) se puede emplear cualquiera de
los dos métodos establecidos en la norma mexicana NMX-AA-012-SCFI
5.1.3. pH
El método se fundamenta en la existencia de una diferencia de potencial entre las
dos caras de una membrana de vidrio, expuestas a disoluciones acuosas que
difieren en su valor de pH. En primera aproximación, a temperatura constante, la
magnitud de esta diferencia de potencial es directamente proporcional a la
diferencia de pH entre dichas disoluciones. En este método, se efectúa la
determinación electrométrica del pH con base en la definición operacional antes
expuesta. Se determinara según la norma NMX-AA-008-SCFI-2000.
5.1.4. Solidos totales, solidos solubles, solidos volátiles
El principio de este método se basa en la medición cuantitativa de los sólidos y
sales disueltas así como la cantidad de materia orgánica contenidos en aguas
naturales y residuales, mediante la evaporación y calcinación de la muestra filtrada
o no, en su caso, a temperaturas específicas, en donde los residuos son pesados
y sirven de base para el cálculo del contenido de estos (NMX-AA-034-SCFI-2001).
Contenido de sólidos totales
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donde:
ST son los sólidos totales, en mg/L;
G1 es el peso de la cápsula con el residuo, después de la evaporación, en mg;
G es el peso de la cápsula vacía, en mg a peso constante, y
V es el volumen de muestra, en mL.
Contenido de sólidos totales volátiles
donde:
SVT es la materia orgánica total, en mg/L;
G2 es el peso de la cápsula con el residuo, después de la calcinación, en mg,
y V es el volumen de muestra, en mL.
Calcular de sólidos suspendidos totales
donde:
SST son los sólidos suspendidos totales, en mg/L;
G3 es el peso del crisol con el disco a peso constante, en mg;
G4 es el peso del crisol con el disco y el residuo seco, en mg, y
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V es el volumen de muestra, en mL.
Contenido de sólidos suspendidos totales
donde:
SST son los sólidos suspendidos totales, en mg/L;
G5 es el peso del crisol con el residuo, después de la calcinación, en mg;
V es el volumen de muestra, en mL.
Contenido de sales disueltas
donde:
SDT son las sales disueltas totales, en mg/L
ST son los sólidos totales, en mg/L
SST son los sólidos suspendidos totales, en mg/L
5.1.5. Solidos sedimentables
La materia sedimentable se define como la cantidad de sólidos que en un tiempo
determinado se depositan en el fondo de un recipiente en condiciones estáticas.
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35
Colocar la muestra bien mezclada en un cono Imhoff hasta la marca de 1 L. Dejar
sedimentar 45 min, una vez transcurrido este tiempo agitar (NMX-AA-004-SCFI-
2000).
5.1.6. Color
Se medirá el color verdadero y/o aparente en una muestra, mediante su
comparación visual con una escala estandarizada de platino-cobalto. Este método
depende de la apreciación visual del color de la muestra por el analista en
comparación con una escala estandarizada. La percepción del color puede ser
subjetiva, por lo que se debe efectuar una selección del analista basada en su
capacidad de apreciación del tono e intensidad del color. NMX-AA-045-SCFI-2001
5.1.7. Turbiedad
Se comparara la intensidad de la luz dispersada por la muestra bajo condiciones
definidas y la intensidad de luz dispersada por una suspensión de referencia bajo
las mismas condiciones; a mayor dispersión de luz corresponde una mayor
turbiedad. Las lecturas son realizadas empleando un turbidímetro calibrado con
una suspensión de referencia de formacina preparada bajo condiciones
específicas. (NMX-AA-038-SCFI-2001)
5.1.8. Conductividad eléctrica
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Primero se enjuagara la celda con porciones de la disolución de prueba antes de
realizar la medición para evitar contaminación de la muestra por electrolitos.
Sumergir la celda en la disolución de prueba, el nivel de la disolución debe cubrir
los orificios de ventilación de la celda, agitar la celda verticalmente para expulsar
las burbujas de aire. Seleccionar el rango adecuado de medición en el
instrumento, una vez que se estabilice la lectura, anotar el valor de conductividad
Después de cada determinación, retirar la celda de la disolución y enjuagarla con
agua desionizada. Reportar los resultados como conductancia específica o
conductividad, mS/m a 25°C. (NMX-AA-093-SCFI-2000)
5.1.9. Grasas y aceites
Este método se basa en la adsorción de grasas y aceites en tierra de diatomeas,
los cuales son extraídos en un Soxhlet empleando hexano como disolvente. Una
vez terminada la extracción se evapora el hexano y se pesa el residuo que ha
quedado en el recipiente; siendo este valor el contenido de grasas y aceites
(NMX-AA-005-SCFI-2000).
5.1.10. Alcalinidad total
La alcalinidad se refiere a la presencia de sustancias hidrolizables en agua y que
como producto de hidrólisis generan el ión hidroxilo (OH-), como son las bases
fuertes, y los hidróxidos de los metales alcalinotérreos; contribuyen también en
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forma importante a la alcalinidad los carbonatos y fosfatos. La presencia de
boratos y silicatos en concentraciones altas también contribuyen a la alcalinidad
del medio.
Este método está basado en la medición de la acidez o alcalinidad en el agua por
medio de una valoración de la muestra empleando como disolución valorante un
álcali o un ácido según sea el caso de concentración perfectamente conocida.
(NMX-AA-036-SCFI-2001).
5.1.11. Metales pesados
El método para la determinación de metales por espectrofotometría de absorción
atómica se basa en la generación de átomos en estado basal y en la medición de
la cantidad de energía absorbida por estos, la cual es directamente proporcional a
la concentración de ese elemento en la muestra analizada (NMX-AA-051-SCFI-
2001).
5.1.12. Compuestos reductores de Fenol Folin
El reactivo del Fenol Folin reacciona con varios compuestos orgánicos
produciendo un color azul, entre ellos se encuentran los ácidos húmicos, taninos,
lignina, compuestos aromáticos hidroxilados, azucares, proteínas y aminas. Todos
etsos compuestos pueden estar presentes en las vinazas tequileras, por lo cual el
uso de reactivo del fenol folin puede darnos una idea de los compuestos orgánicos
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
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que se eliminan en un proceso de adsorción. (American Public Health Association
, 1999)
5.1.13. Caracterización del contenido de materia orgánica presente en
el agua residual
La caracterización de la materia orgánica se analizó mediante un método
espectrofotométrico en la región del ultravioleta cercano y el espectro visible (UV-
Vis) utilizando un espectrofotómetro Lambda 2B, Perkin Elmer. El rango de
longitudes de onda para el barrido de la muestra fue de 200 a 700 nm. Una
medición en el espectro UV/Vis puede mostrar la disminución de la cantidad de
contaminantes y la formación de productos de degradación (Herrison et al., 2013).
Se determinó el área definida por el espectro obtenido en este método, la cual
sirvió para definir de forma aproximada la manera en la que la materia orgánica
fue eliminada y transformada a lo largo del proceso así como la eficiencia en la
remoción de materia orgánica total en la muestra tratada por coagulación-
floculación, ozonación y su combinación.
5.2. Prueba de Jarras
La prueba de jarras es una técnica de laboratorio que pretende realizar una
simulación del proceso de coagulación floculación, de manera que permite evaluar
a escala y de una manera rápida la acción que ejerce sobre el proceso la variación
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de los diferentes parámetros como velocidad y/o tiempo de agitación, gradientes
de velocidad producidos, dosificación de diversos compuestos químicos solos o en
combinaciones, etc.
5.3. Diseño Box-Bencken
Son diseños factoriales incompletos a tres niveles que nos permiten una
estimación eficiente de los coeficientes de un modelo de segundo grado. Este
diseño permite reducir la cantidad de experimentos ya que debido a los puntos
que considera permite que tenga rotabilidad y sea una buena aproximación al
comportamiento del problema.
5.4. Pruebas de adsorción
Se determinara la adsorción del floculo formado por el biopolímero elaborando
isotermas de adsorción, de Langmuir y de Freundlich, las cuales se evaluaran la
perdida de color del efluente, la concentración en el efluente y en el adsorbatos de
algún compuesto orgánico por cromatografía, y concentración en el adsorbente y
el adsorbato de metales pesados.
Isoterma de Langmuir
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Donde θ es la fracción de cobertura de la superficie, C es la concentración, y α
alpha es una constante.
La constante α es la constante de adsorción de Langmuir y es mayor cuanto
mayor sea la energía de ligadura de la adsorción y cuanto menor sea la
temperatura.
Isoterma de Freundlich
Donde
x = masa de adsorbato
m = masa de adsorbente
C = concentración de equilibrio del adsorbato en disolución.
K y 1/n son constantes para un adsorbato y adsorbente dados, y para una
temperatura particular.
5.5. Obtención del floculo para adsorción.
Los lodos residuales de la coagulación floculación se sedimentaron y se secaron a
50°C hasta obtener una pastilla. La pastilla se molió manualmente hasta obtener
un polvo de tamaño de 0.0331 pulgadas de diametro.
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5.6. Cinéticas de adsorción
Se realizaron cinéticas de adsorción donde se determinó al sobrenadante el color
a escala PtCo, sustancias reductoras de Fenol Folin y barrido UV-Vis. Las
cinéticas se realizaron a 25°C con agitación a 150 rpm. Se determinó que el
tiempo cuando se alcanza el equilibrio es de 5 horas.
5.1. Ozonación convencional y catalítica.
El ozono aplicado se obtuvo usando un generador de ozono HTU500G (AZCO
Industries Limited-Canada). La mezcla de oxígeno/ozono fue distribuida en el
reactor mediante una cerámica porosa en la parte inferior del reactor. El flujo
empleado fue de 0.5 L/ min, con una concentración de ozono de 35 mg /L. Se
empleó un reactor de vidrio con una capacidad de volumen de 3 L, el cual contaba
en la parte inferior con un disco poroso y válvula de muestreo.
Para la ozonación catalítica homogénea, se empleó oxido níquel a una
concentración de 10 mg/L basándose en la investigación de Rodriguez et al (2013)
donde encontró que esta concentración es la más eficiente en relación a la
reacción entre el ozono y el óxido de metal.
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6. RESULTADOS
6.1. Caracterización de las vinazas
Se realizó una caracterización de las vinazas obtenidas de la industria “El Patrón”
ubicada en Zapopan, Jalisco que fue facilitada por el CUCEI que pertenece a la
Universidad de Guadalajara ubicada en Guadalajara., Jalisco. Se obtuvieron los
siguientes parámetros según la metodología que se indica en las normas
mexicanas. Los valores se reportan en la Tabla 5.
Tabla 5. Caracterización de las vinazas
En la tabla 5 se puede observar que tiene las características generales de las
vinazas, pH acido, alta carga orgánica, gran cantidad de sólidos y alta presencia
Parámetro
pH 3.9
Turbiedad Abs 620 nm 0.5
Color [PtCo] 4066.67
DBO [mg/L] 15076.0
DQO [mg/L] 37000
TS [g/L] 16.92
Nitrógeno Total [g/L] 0.243
Conductividad 4.12
Fenoles [g/L] 0.6027
Metanol [mg/L] 75.5
Propanol [mg/L] 128.4
s-Butanol [mg/L] 22.7.2
i-Amilico [mg/L] 2413.0
Ca [mg/L] 0.519
Mg [mg/L] 180.9
Cu [mg/L] 0.935
Zn [mg/L] 0.749
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de color. Así mismo se puede observar la presencia de varios alcoholes sin
embarco sus concentraciones pueden variar debido a la volatilización de estos. En
cuestión de los metales, ninguno de estos se encuentra en concentraciones que
superen lo que exige la norma mexicana para disposición de efluentes, lo cual es
lógico debido a que el efluente procede de un producto para consumo humano. El
metal que se encuentra en mayor concentración es el magnesio, esto se debe a
que el agave tequilero tiene una concentración alta de este mineral.
6.2. Diseño del proceso de Coagulación – Floculación.
Se propuso dos etapas para conocer la concentración óptima de biopolímero a
utilizar. En la primera etapa se realizó un barrido para encontrar el rango óptimo
de las variables concentración de biopolímero, carga orgánica inicial y tiempo de
proceso. Una vez encontrados los rangos óptimos, se realiza una optimización del
proceso la cual es la segunda etapa.
6.2.1. Diseño experimental
Se planteó un diseño box-benkhen con las variables que se muestran en la Tabla
6.
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Tabla 6. Matriz del diseño Box-Bhenken
Rango Concentración de
quitosan [mg/L]
Carga orgánica
inicial [mg/L]
Tiempo de
Floculación[min]
-1 200 22200 20
0 300 29600 40
1 400 37000 60
De estos experimentos se obtuvieron las siguientes superficies de respuesta que
correlacionan dos variables con una respuesta. Las respuestas que se consideran
fueron la remoción de color, de turbiedad y de carga orgánica. Sin embargo la
remoción de carga orgánica no es un parámetro que determine la eficiencia del
proceso ya que se ha reportado que la coagulación- floculación no es un proceso
que pueda reducir significativamente la carga orgánica de las vinazas. Los
experimentos se realizaron con un volumen de 1 L, a temperatura ambiente y a pH
inicial de las vinazas.
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Figura 8. Remoción de color con respecto a la carga orgánica inicial y el tiempo de C-F
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Figura 9. Remoción de color con respecto a la carga orgánica y la concentración de biopolímero.
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Figura 10. Remoción de color con respecto a la concentración de biopolímero y el tiempo de C-F.
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Figura 11. Remoción de la carga orgánica con respecto al tiempo de C-F y la carga orgánica.
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Figura 12. Remoción de carga orgánica con respecto a la carga orgánica y la concentración de biopolímero.
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Figura 13. Remoción de carga orgánica con respecto a la concentración de biopolímero y tiempo de C-F.
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Figura 14. Remoción de la turbiedad con respecto al tiempo de C-F y la carga orgánica.
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Figura 15. Remoción de la turbiedad con respecto a la carga orgánica y la concentración de biopolímero.
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Figura 16. Remoción de la turbiedad con respecto a la concentración de biopolímero y tiempo de C-F.
En las figuras 8,9 y 10 que se refieren a la remoción de color se puede observar
que el óptimo relativo para esa zona, se encuentra en los extremos de la función lo
cual nos indica que el máximo de remoción de color no es concluyente ya que no
sabemos si el comportamiento de la remoción a valores más pequeños será
menor o mayor con respecto a ese punto. Sin embargo el hecho que el máximo
relativo se encuentre en las concentraciones más bajas de quitosan nos permite
inferir que no necesitamos concentraciones altas de quitosan para poder obtener
una eficiencia alta del proceso.
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
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Para las figuras 11, 12 y 13, que se refieren al comportamiento del proceso en
función de la carga orgánica como demanda química de oxigeno ( DQO),
podemos observar su comportamiento es parcialmente independiente de la
remoción de color, esto se debe a que la carga orgánica de las vinazas está
compuesta por dos tipos de materia orgánica la que se encuentra de forma no
soluble , fácilmente eliminable por el proceso de coagulación floculación y la
materia orgánica insoluble, que se debe eliminar por medio de otros procesos. Es
por lo cual se presentan varios picos en las superficies de respuesta.
Sin embargo para las figuras 14, 15 y 16 que se refieren a la remoción de
turbiedad, el comportamiento es muy similar a la remoción de color, esto se debe
a que los sólidos que se están eliminando por estar en forma no soluble, los
cuales generan turbiedad en el efluente. De igual manera se estableció que el
máximo relativo se encuentra a la menor concentración de quitosan, para estas
condiciones.
Con las superficies de respuesta modeladas se obtuvo también las ecuaciones
polinómicas de segundo grado de estas, para describir el comportamiento del
proceso a las condiciones de operación con respecto a las remociones de color y
turbiedad y establecer que tanto el modelo puede acoplarse a diseño
experimental, así mismo se puede establecer máximos matemáticos por la
diferencial de estas ecuaciones, la cuales se describen en la tabla 7.
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
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Tabla 7. Ecuaciones de las superficies de respuesta, probabilidad de error y
coeficiente de correlación.
Respuesta P R2 Ecuación
Remoción de color
0.0426 0.903 40.121+ 0.25774A+ 0.003249B+ 0.72097C+ 2.0427e-6AB+ 0.00075578AC+ 1.2509e-5BC+ 0.000407A2+ 5.3454e-8B2+ 0.0073178C2
Remoción de turbiedad
0.0288 0.918 70.662+ 0.45395A+ 0.0057223B+ 1.2698C+ 3.5976e-6AB+ 0.0013311AC+ 2.2031e-5BC+ 0.00071683A2+ 9.4145e-8B2+ 0.012888C2
Remoción de DQO
0.96 0.322 118.41+ 0.76069A+ 0.0095891B+ 2.1278C+ 6.0286e-6AB+ 0.0022306AC+ 3.6918e-5BC+ 0.0012012A2+ 1.5776e-7B2+ 0.021598C2
Con los valores de correlación (R2) y probabilidad de error podemos observar que
el comportamiento para la remoción de color y turbiedad se ajusta al diseño
experimental que se evaluó, por lo cual las ecuaciones son aplicables para las
condiciones experimentales dadas, sin embargo para la remoción de carga
orgánica el modelo no se ajusta, debido a valor bajo de coeficiente de correlación
y la probabilidad de error alta.
De igual manera se realizó un análisis estadístico ANOVA, con el fin de conocer la
influencia de cada variable en el proceso donde se obtuvieron las siguientes
relaciones que muestran en la tabla 8, 9 y 10.
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
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Tabla 8. ANOVA para la remoción de color. 1° matriz.
Variable F P
X1 27.747 0.0032785
X2 1.8758 0.22912
X3 2.6847 0.16224
X1:X2 2.6906 0.16187
X1:X3 0.85267 0.39817
X2:X3 2.4014 0.18191
X12 0.92489 0.19524
X22 0.179 0.38036
X32 1.294 0.30687
X1: Concentración de biopolímero. X2: Carga orgánica inicial. X3: Tiempo de C-F.
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Tabla 9. ANOVA para la remoción de turbidez. 1° matriz.
Variable F P
X1 39.762 0.0014764
X2 0.0010229 0.97572
X3 7.6892 0.039229
X1:X2 0.00034098 0.98598
X1:X3 2.5631 0.17029
X2:X3 2.0868 0.20819
X12 0.71717 0.43572
X22 0.10635 0.75755
X32 0.15936 0.70622
X1: Concentración de biopolímero. X2: Carga orgánica inicial. X3: Tiempo de C-F.
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Tabla 10. ANOVA para la remoción de carga orgánica. 1° matriz.
Variable F P
X1 0.25252 0.63665
X2 0.096175 0.76898
X3 0.9617 0.3718
X1:X2 0.012484 0.91538
X1:X3 0.19672 0.67592
X2:X3 0.19092 0.68038
X12 0.51114 0.50663
X22 0.1797 0.68925
X32 0.21453 0.6627
X1: Concentración de biopolímero. X2: Carga orgánica inicial. X3: Tiempo de C-F.
Podemos observar dados los valores estadísticos de la distribución de Fisher y la
probabilidad de error, que la variable que tiene mayor significancia en la remoción
de color, turbidez y carga orgánica, es la concentración de quitosan, seguido por el
tiempo de procesos y por ultimo por la carga orgánica inicial. Sin embargo el
tiempo de proceso y la carga orgánica no tienen el valor de significancia tan
pronunciado como en el caso de la concentración de quitosan además de que en
el caso de la carga orgánica inicial mientras menos se diluya el efluente el proceso
es mucho más económico, de igual manera en el caso del tiempo de contacto. Por
lo cual para encontrar si hay un máximo por debajo de las condiciones
establecidas en el diseño experimental propuesto, se planteó un nuevo diseño
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experimental que se describe en la tabla 11, variando únicamente la concentración
de biopolímero.
Tabla 11. Matriz del diseño Box-Bhenken para dosis óptima.
Rango Concentración de
quitosan [mg/L]
Carga orgánica
inicial [mg/L]
Tiempo de
Floculación[min]
-1 50 22200 20
0 100 29600 40
1 150 37000 60
Para esta matriz se obtuvieron las siguientes superficies de respuesta descritas en
las figuras 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, 24, y 25, donde se puede observar que a la
concentración de biopolímero más baja no existe remoción significativa.
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Figura 17. Optimización. Remoción de color con respecto a la concentración de quitosan y la carga orgánica inicial
Figura 18. Optimización. Remoción de color con respecto a la concentración de quitosan y el tiempo
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Figura 19. Optimización. Remoción de color con respecto a la carga orgánica inicial y el tiempo.
Figura 20. Optimización. Remoción de turbidez con respecto a la concentración de quitosan y la carga orgánica inicial
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Figura 21. Optimización. Remoción de turbidez con respecto a la concentración de quitosan y tiempo
Figura 22. Optimización. Remoción de turbidez con respecto a la carga orgánica inicial y tiempo
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Figura 23. Optimización. Remoción de carga orgánica con respecto a la concentración de quitosan y la carga orgánica inicial.
Figura 24. Optimización. Remoción de carga orgánica con respecto a la concentración de quitosan y el tiempo
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Figura 25. Optimización. Remoción de carga orgánica con respecto a la carga orgánica inicial y el tiempo.
De las siguientes superficies de respuestas se obtuvieron las ecuaciones
correspondientes a estas, para modelar el comportamiento del proceso y la
significancia de las variables por un análisis de varianza. Se puede observar en la
tabla 12, el coeficiente de correlación para cada ecuación así como la probabilidad
de error, se obtuvieron coeficientes de correlación muy cercanos a la unidad y
probabilidades de error bajas por lo cual el modelo se ajusta a las condiciones
experimentales para las tres respuestas que se proba, a diferencia de la 1° matriz
donde la remoción de carga orgánica no puede ser modelada bajo estas
condiciones.
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Tabla 12. Ecuaciones de las superficies de respuesta de la optimización,
probabilidad de error y coeficiente de correlación.
Respuesta P R2 Ecuación
Remoción de color
0.0548 0.961 36.459+ 0.3377A+ 0.0024B+ 0.6035C+ 3.3258e-6AB+ 0.0012AC+ 1.0501e-5BC+ 0.0017A2+ 3.9546e-8B2+ 0.0063C2
Remoción de turbiedad
0.344 0.843 120.21+ 1.1137A+ 0.0080115B+ 1.9899C+ 1.0965e-5AB+ 0.0041045AC+ 3.4621e-5BC+ 0.0056545A2+ 1.3038e-7B2+ 0.021C2
Remoción de DQO
0.0544 0.961 52.759+ 0.48879A+ 0.00351B+ 0.8733C+ 4.8127e-6AB+ 0.0018015AC+ 1.5195e-5BC+ 0.0024818A2+ 5.7226e-8B2+ 0.0092171C2
Así mismo el análisis de varianza nos permite conocer la significancia de cada
variable en el modelo de la superficie de respuesta. Podemos observar en las
tablas 13, 14 y 15 que de igual manera a las superficies de respuesta anteriores la
concentración de quitosan es la que tiene mayor impacto en el comportamiento del
proceso, seguido por la carga orgánica inicial del efluente y en menor medida el
tiempo de proceso.
Tabla 13 ANOVA para la remoción de color. 2° matriz.
Variable F P
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X1 34.031 0.01003
X2 3.792 0.1466
X3 0.117 0.7544
X1:X2 3.083 0.1773
X1:X3 0.3521 0.59466
X2:X3 1.0422e-28 1
X12 6.4229 0.0851
X22 1.5565 0.30069
X32 0.19045 0.69204
X1: Concentración de biopolímero. X2: Carga orgánica inicial. X3: Tiempo de C-F.
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Tabla 14 ANOVA para la remoción de turbidez. 2° matriz.
Variable F P
X1 10.481 0.047943
X2 0.30119 0.62135
X3 0.30191 0.62095
X1:X2 0.0042632 0.95205
X1:X3 0.90573 0.41146
X2:X3 4.4242e-29 1
X12 0.58112 0.50133
X22 1.5565 0.30069
X32 0.19045 0.69204
X1: Concentración de biopolímero. X2: Carga orgánica inicial. X3: Tiempo de C-F.
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Tabla 15 ANOVA para la remoción de carga orgánica. 2° matriz.
Variable F P
X1 27.012 0.013838
X2 12.184 0.039751
X3 0.68137 0.46963
X1:X2 23.845 0.016422
X1:X3 2.2459 0.23091
X2:X3 0.0017327 0.96941
X12 0.25087 0.6509
X22 1.6327 0.29124
X32 0.16925 0.70841
X1: Concentración de biopolímero. X2: Carga orgánica inicial. X3: Tiempo de C-F.
Se trató un nuevo lote de vinazas empleando las condiciones óptimas
determinadas con los experimentos anteriores. Se obtuvo una remoción un 68%
del color presente, 80% de la turbidez y 12% de la carga orgánica total. Las
condiciones del proceso fueron las siguientes: 200 mg/L de quitosan, 22000 mg/L
de carga orgánica inicial (DQO) y 30 minutos de contacto. El aumento de remoción
por el tratamiento de coagulación floculación se puede deber a que cuando las
vinazas se envejecen hay procesos de fermentación que reducen la cantidad de
materia orgánica insoluble, por lo cual mientras más fresca sea la vinaza se puede
eliminar parte significativa de esta carga.
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6.3. Adsorción del floculo
Se evaluó la capacidad de adsorción del floculo formado en el procesos de
coagulación floculación, para esto se separaron los lodos de la coagulación
floculación y se secó a 50°C para no descomponer la matriz de quitosan y evitar
reacciones de polimerización. Se realizó una molienda manual del floculo seco y
se pasó por cribas para obtener un tamaño de partícula homogéneo de
aproximadamente 0.0331 in.
Para determinar la capacidad de adsorción del floculo seco se midió color en
escala PtCo, compuestos reductores del Fenol Folin y su espectro en el rango
ultravioleta visible. Se determinó que el tiempo en el que se llega al equilibrio a las
condiciones de 25°C y 150 rpm de agitación fue de 5 horas. Así mismo se varió la
concentración de adsorbente de 0.1 g/L a 0.5 g/L. De estas cinéticas se obtuvo la
figura 26 donde se observa la remoción del color.
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Figura 26. Cinéticas de adsorción del floculo seco con respecto a la
remoción de color. 0.1 g/L (♦). 0.2 g/L(●). 0.3 g/L (). 0.4 g/L (). 0.5 g/L(X).
Se puede observar que en las primeras dos horas se lleva a cabo un proceso de
rehidratación del floculo, el cual se introduce seco, donde se obtiene un punto
máximo en todos los casos, posteriormente la concentración de compuestos
orgánicos en el líquido incrementa hasta llegar al equilibrio.
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Para comprender mejor el tipo de compuestos que se adsorben en el floculo se
realizó un barrido UV-Visible el cual nos permite relacionar la absorbancia con los
componentes presente en el efluente. Se puede observar en la figura 27 la
disminución de absorción en la región ultravioleta cercano cuando se llega a la
concentración de equilibrio en las diferentes concentraciones de adsorbente. Sin
embargo en la región visible no se observan cambios significativos.
Figura 27. Espectro en la región ultravioleta visible para la adsorción en el To (negro) y al alcanzar el equilibrio (rojo) a las diferentes concentraciones de
adsorbente.
0.1 g/L 0.2 g/L 0.3 g/L
0.4 g/L 0.5 g/L
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Para modelar el proceso de adsorción se empleó la metodología del Fenol Folin ya
que nos permite medir varios compuestos orgánicos que pueden ser eliminados
en el proceso de adsorción. Se reportó estos compuestos como mg equivalentes
de fenol. Así mismo se determinó presencia de compuestos orgánicos de tipo
aromático como polifenoles por medio de la absorción a 254 nm. En la figura 28 se
muestra la variación de los compuestos orgánicos por su variación en la absorción
a 254 nm con respecto a la cantidad de adsorbente.
Figura 28. Disminución de la absorción a 254 nm del adsorbato en la solución al alcanzar el equilibrio a distintas concentraciones de adsorbente.
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Así mismo se graficó la presencia de compuestos reductores del Fenol Folin en
equilibrio para cada concentración de adsorbente lo cual se puede relacionar con
la absorción a 254 nm., que se muestra en la figura 29.
Figura 29. Concentración de compuestos reductores de Fenol Folin en la solución con respecto a cantidad de adsorbente.
Se puede observar la similitud que hay en la reducción de absorción a 254 nm y
los compuestos reductores del fenol folin, ya que para 0.1 g/L de adsorbente se
obtienen los máximos en cuestión a disminución de compuestos orgánicos, sin
embargo a mayor concentración la reducción no es tan significativa. Para
determinar la capacidad adsortiva del floculo se trazó la isoterma de adsorción con
los datos experimentales y se procedió a modelar el comportamiento del
adsorbente con respecto a los modelos de Langmuir y Freundlinch. Se obtuvo la
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figura 30 donde se observa la relación entre la capacidad adsortiva del floculo y la
concentración final en solución.
Figura 30. Isoterma de adsorción a 25°C
El modelo de Langmuir se basa en la solución que el proceso de adsorción se
lleva a cabo por la formación de una monocapa en el adsorbente, además de
considerar tamaño homogéneo de los sitios de unión, misma afinidad de los
adsorbatos al sitio de unión. La isoterma de Langmuir es lineal, los coeficientes se
presentan en la tabla 16.
Dónde:
q=Capacidad adsortiva [mg adsorbato/g adsorbente]
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C= Concentración en el equilibrio.[mg/L]
K= Constante de energía libre de adsorción [L/mg]
q0= Capacidad máxima del adsorbente [mg/g]
Tabla 16. Constantes de la isoterma de Langmuir
K - 3.0741
q0 - 0.5618
r2 0.761
Se puede observar que el coeficiente de correlación de la isoterma de Langmuir es
muy baja, esto se puede deber a que el fenómeno de adsorción en el floculo seco
no es de monocapa, además de la heterogeneidad del adsorbato tiene diferentes
tamaños moleculares y compuestos que interactúan de forma variada en los sitios
activos del adsorbente, además que el adsorbente también es altamente
heterogéneo. Además de que el modelo presenta pendiente negativa.
La isoterma de Freundlich permite modelar un proceso mucho más heterogéneo y
no considera la formación de una monocapa.
Donde
q= Capacidad adsortiva [mg adsorbato/g adsorbente]
Kf= Capacidad máxima de adsorción relativa [(mg/g)(mg/L)]
C=Concentración en el equilibrio [mg/L]
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1/n= Intensidad de la adsorción
Tabla 17. Constantes de la Isoterma de Freundlich
Kf 6.08X10-8
1/n -10.43
r2 0.8722
Se puede observar que el coeficiente de correlación es mucho mayor a la isoterma
de Langmuir, así mismo sabemos que como el adsorbato y el adsorbente son
altamente heterogéneos existen diferentes fuerzas que interaccionan para permitir
que se lleve a cabo la adsorción. Además de esto se puede observar un
decremento en la capacidad a mayor concentración de adsorbente, por lo cual
también el modelo tiene pendiente negativa.
6.4. Ozonación
Debido a que la coagulación floculación solo puede eliminar la parte insoluble de
la materia orgánica presente en las vinazas se seleccionó una tratamiento por
oxidación a base de ozono. El ozono es un agente altamente oxidante y nos
permite descomponer polímeros orgánicos a formas más simples, esto puede ser
beneficioso para un posterior tratamiento por digestión anaerobio ya que
incrementa la cantidad de materia orgánica disponible para la oxidación biológica
en el efluente.
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Se determinó el efecto del ozono en la vinaza sin tratamiento, en la vinaza con
tratamiento por coagulación floculación y el uso del catalizador en ambos casos.
Se determinó la eficiencia del proceso con respecto a la remoción del color en el
efluente, debido a que la turbidez no es afectada significativamente por este
proceso, así mismo para la cantidad de materia orgánica debido a que no se
busca una mineralización total de los compuestos solubles en la vinaza tequilera.
Se realizaron barridos de UV-Vis a las muestras para determinar el
comportamiento de las sustancias presentes en el efluente.
Se decidió trabajar con un flujo de 0.5 L/min, con una mezcla ozono/oxigeno de 35
mg/L para 1 litro de efluente. El tiempo de contacto que se estableció fue de 60
min debido a que en un mayor tiempo el proceso ya no es costeable.
6.4.1. Ozonación convencional
Se determinó el comportamiento de la vinaza sin ningún tipo de tratamiento a la
oxidación con ozono donde se obtuvo un máximo de remoción del 32% de color, lo
cual se puede deber a la acidez del efluente que no permite que se formen
radicales hidroxilo lo cual hace que la reacción sea más lenta, adema de esto el
alto contenido de materia orgánica en las vinazas implica que requiera mayor
cantidad de ozono para oxidarlas y que haya una remoción significativa de color.
La cinética de remoción de color se puede observar en la figura 32.
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Figura 32. Cinética de ozonación de la vinaza sin ningún tratamiento
Al utilizar la coagulación floculación como pretratamiento a la ozonación nos
permite eliminar gran cantidad de la materia orgánica insoluble presente en la
vinaza tequilera por lo cual es más fácil que se empieza a oxidar la materia
orgánica soluble, en el proceso hay formación de espuma, debido a que pueden
quedar residuos de quitosan los cuales forman una red que atrapa el ozono, sin
embargo es beneficioso ya que permite una saturación de ozono en la fase liquida.
Se puede observar la comparación entre la vinaza con pretratamiento y la vinaza
cruda al someterse a ozonación en la figura 33. Se puede observar que la
remoción de color después del tratamiento alcanza el 85%, sin embargo después
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
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de los 30 minutos la remoción no es tan significativa por lo cual el proceso ya no
es costeable.
Figura 33. Cinética de remoción de color de la vinaza con pretratamiento y la vinaza cruda.
6.4.2. Ozonación catalítica.
El uso de un catalizador en la reacción puede ser beneficioso ya que permite que
se formen radicales hidroxilo, en el caso del óxido de níquel, por lo cual
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incrementa la efectividad del ozono para la oxidación de contaminantes. Se probó
la eficiencia del tratamiento con catalizador y se estableció un tiempo de 30 min ya
que este fue el tiempo óptimo para tratar la vinaza con pre tratamiento, para la
vinaza sin tratar se obtuvo la figura 34 donde se compara con la ozonación
catalítica. Se puede observar que hay un incremento significativo en la
degradación de los contaminantes usando el NiO como catalizador.
Figura 34. Ozonación convencional y ozonación catalítica para la vinaza sin tratamiento. Ozonación convención (●). Ozonación Catalítica (▲)
Para la vinaza con pretratamiento se sometió a ambas oxidaciones que se
aprecian en la figura 35. La ozonación catalítica permite alcanzar el 92% de
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remoción de color, lo cual nos indica que hay una mejora significativa en la calidad
del efluente.
Figura 35. Ozonación convencional y ozonación catalítica para la vinaza con
pretratamiento. Ozonación convencional (●). Ozonación Catalítica (♦)
6.4.3. Acoplamiento del proceso
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Se realizó un barrido del espectro ultravioleta cercano y región visible para
observar el comportamiento de ambos procesos sobre la materia orgánica, que es
el principal contaminante de las vinazas tequileras. Este barrido se ilustra en la
figura 36, así mismo se ampliaron ambas regiones para apreciar el
comportamiento de los dos procesos, que se aprecian en las figuras 37 y 38.
Figura 36. Barrido UV-Visible para el proceso global. Vinaza cruda (Negro).
Coagulación floculación (Rojo). Ozonación catalítica (Azul).
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Figura 37. Barrido Visible para el proceso global. Vinaza cruda (Negro).
Coagulación floculación (Rojo). Ozonación catalítica (Azul).
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Figura 38. Barrido UV para el proceso global. Vinaza cruda (Negro). Coagulación
floculación (Rojo). Ozonación catalítica (Azul).
El proceso de coagulación floculación el permite eliminar gran parte de la materia
orgánica no soluble, lo cual se observa como una reducción en la absorbancia en
la región visible, sin embargo la reducción no es tan significativa en la región
ultravioleta donde la poca reducción de la absorbancia se puede deber a la
elminación de compuesto orgánicos por la coagulación floculación.
La ozonación catalítica como tratamiento consecuente permite oxidar la materia
orgánica presente en el efluente incluyendo la materia orgánica soluble que no
puede ser eliminado por un proceso de fisicoquímico, esto se puede observar en
Tratamiento de vinazas tequileras por coagulación – floculación empleando un biopolímero acoplado a ozonación catalítica
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ambas regiones del espectro. En la parte ultravioleta se observa una disminución
significativa que se puede deber al rompimiento de los dobles enlaces de la
materia orgánica, además de que los polímeros fenólicos se pueden estar
descomponiendo en formas orgánicas mucho más biodegradables. De la misma
forma se observa una disminución en la absorbancia en el espectro visible, que se
puede deber a la misma oxidación de los compuestos húmicos que le dan el color
a la vinaza.
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2015
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7. CONCLUSIONES
Las vinazas tequileras son un problema ambiental debido a sus características
fisicoquímicas como alta carga orgánica, presencia de compuestos húmicos, pH
ácido y gran cantidad de sólidos, los cuales tienen una repercusión fuerte en el
ambiente debido a la falta de tecnologías desarrolladas para estos efluentes. El
uso de la digestión anaerobia para el tratamiento de estas es una opción
sumamente atractiva debido a que puede reducir gran cantidad de la materia
orgánica, sin embargo el color es persistente, por lo cual un pre-tratamiento por
coagulación- floculación nos permite reducir significativamente los compuestos
que dan el color a las vinazas tequileras, con esto podemos asegurar una mejor
calidad del efluente, la cual puede mejorar el proceso biológico. El uso de un
biopolímero permite que los lodos sean más biodegradables y que no haya
incremento en la concentración de metales en el efluente. El proceso de
coagulación floculación puede ser modelado por un diseño experimental Box-
Bencken, sin embargo el modelo para la remoción de carga orgánica no es muy
preciso a menos que se trabaje a concentración menores a 200 mg/L de quitosan.
Las condiciones óptimas de este proceso en función a la remoción del color se
obtuvieron a 200 mg/L, en un rango de carga inicial de 20000 a 25000 mg/L
(DQO) y con un tiempo de contacto de 30 minutos, no se modificó el pH inicial del
efluente. El parámetro que más influye en el proceso es la concentración de
biopolímero. Se puede remover 68%, 80% y 12% de color, turbidez y carga
orgánica respectivamente.
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El floculo presenta una pequeña capacidad como adsorbente ya que puede retirar
un máximo del 18% del color presente en la vinazas, el cual está relacionado con
la presencia de materia orgánica. El procesos de adsorción de floculo seco es
multicapa ya que no puede ser modelado por la ecuación de Langmuir, además de
la complejidad del adsorbato debido a las características de la materia orgánica
presente en las vinazas, las cuales varían en peso molecular y naturaleza química.
Las mejores condiciones de adsorción se obtuvieron a 25°C, con una agitación de
150 rpm y se llegó al equilibrio en un tiempo de 5 horas. El modelo de Freundlich
se ajusta bien a la isoterma para el floculo seco como adsorbente con coeficiente
de correlación alto (r2=0.8722), además la capacidad adsortiva del floculo decrece
a mayor concentración de adsorbente.
La ozonación permite reducir la carga orgánica soluble del efluente, lo cual mejora
la calidad del agua haciendo que los compuestos húmicos que son difíciles de
degradar sean más disponibles para la digestión anaerobia. El acoplamiento de la
ozonación a los procesos de coagulación floculación es beneficioso ya que
aumenta la eficiencia de la ozonación eliminando la materia orgánica insoluble, la
cual incremente el gasto do ozono del proceso. Además la ozonación permite
descomponer la materia orgánica soluble e insoluble de las vinazas rompiendo los
polímeros que se forman por las reacciones de MiIlard y de polimerización en el
proceso de destilación del tequila, los cuales no pueden ser eliminadas por el
proceso de coagulación floculación.
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El uso de un catalizador en el proceso mejoro significativamente la eficiencia de
remoción ya que incrementa la especiación del oxígeno, incrementando la
concentración de radicales que reaccionan con la materia orgánica degradándola
a compuestos más simples. Así mismo el acoplamiento de los procesos de
coagulación floculación y ozonación catalítica permite alcanzar eficiencias de
remoción de color del 90%, con una remoción de turbidez del 80%. La carga
orgánica como DQO se incrementa debido al rompimiento de los polímeros de la
vinaza lo cual es beneficioso para introducir el efluente a un proceso de digestión
anaerobia el cual aprovechara de mejor manera los compuestos orgánicos más
biodisponibles por el proceso de oxidación.
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8. DIAGRAMA DE ACTIVIDADES
1° semestre 2° semestre 3° semestre 4° semestre
Revisión Bibliografía
Montaje de las técnicas
analíticas
Caracterización de las
vinazas
Pruebas de coagulación –
floculación para determinar
biopolímero y dosis óptima.
Pruebas de adsorción
Ozonación
Escritura de trabajo extenso
Escritura de trabajo de la
tesis
Obtención de grado
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9. BIBLIOGRAFÍA
Aguilar, M. y otros, 2002. Tratamiento físico - químico de aguas residuales coagulación floculación.
España: Universidad de Murcia.
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