MANUAL DE LABORATORIO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I · PDF fileEscuela Superior de...

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL ESCUELA SUPERIOR DE MEDICINA

Departamento de Formación Básica Disciplinaria

Academia de Bioquímica Médica I

MANUAL DE LABORATORIO DE

BIOQUÍMICA MÉDICA I

Primer Semestre 2017-2018

Julio 2017

Alumno:

Profesor:

Grupo: Grado: Equipo:

Escuela Superior de Medicina Julio 2017

Laboratorio de Bioquímica Médica I

mlvm / maov / i

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL

ESCUELA SUPERIOR DE MEDICINA



Reglamento Interno de Bioquímica Médica I

CAPITULO I. DE LA INSCRIPCIÓN Y ORGANIZA-

CIÓN DE LOS ALUMNOS

Artículo 1. La materia de Bioquímica Médica I es impar-

tida por los profesores de la Academia de Bioquímica

Médica I del Departamento de Formación Básica Discipli-

naria.

Artículo 2. Para quedar inscritos y tener derecho a asistir

al curso, los alumnos deberán:

a) Aparecer en las listas oficiales del Sistema de Adminis-

tración Escolar del IPN.

b) Llenar y entregar una forma de registro y control inter-

no que les proporcionarán los profesores de grupo el

primer día de clases.

c) Entregar una fotografía reciente, de tamaño infantil.

Artículo 3. Los incisos b y c mencionados en el artículo

anterior, deben cumplirse a más tardar una semana des-

pués de iniciado el curso.

Artículo 4. Cada grupo deberá elegir en la primera sema-

na de clases un representante, que será su vocero oficial,

quien tratará los asuntos académicos relacionados con el

curso ante sus profesores o la Academia.

CAPÍTULO II. DE LA ORGANIZACIÓN DEL CURSO

Artículo 5. El curso de Bioquímica Médica I es Teórico-

Práctico y se desarrolla mediante tres tipos de actividades:

a) Clases de Teoría. Se imparten en las aulas de la Escuela

Superior de Medicina, asignadas a cada grupo al inicio

del curso.

b) Prácticas de Laboratorio. Que se realizan en los Labora-

torios de enseñanza de la Academia de Bioquímica

Médica I.

c) Actividades complementarias. Las que sean asignadas

por los profesores, y que complementen las actividades

académicas.

Artículo 6. En las clases de Teoría se desarrollan los te-

mas del programa con la participación activa de los alum-

nos.

Artículo 7. En las prácticas de Laboratorio los alumnos

realizan experimentos sobre temas que complementan la

teoría, y resuelven problemas aplicativos.

Artículo 8. Las actividades complementarias, versarán so-

bre tópicos de interés para la formación de los alumnos.

CAPITULO III. DE LA ASISTENCIA

Artículo 9. Como se indica en los incisos IV y VI del artí-

culo 107 del Reglamento Interno del I.P.N., es obligación

de los alumnos asistir con puntualidad y regularidad a las

clases de teoría y prácticas de laboratorio en los horarios

que les serán notificados al inicio del curso.

Artículo 10. Los profesores controlarán la asistencia a

clases de teoría y laboratorio, llamando lista de presentes

al inicio de las sesiones, con un periodo de tolerancia de

15 minutos. No hay retardos. En las sesiones de laborato-

rio, los alumnos que lleguen después del periodo de tole-

rancia no podrán permanecer en la sesión.

Artículo 11. Los alumnos asistirán a las clases de teoría,

prácticas de laboratorio y exámenes con uniforme blanco,

que incluye bata, pantalón, zapatos blancos cerrados, NO

TENIS, y sin ningún tipo de accesorio o prenda así como

portando en la solapa izquierda del uniforme su creden-

cial de alumno vigente, como lo marca el inciso VII del

artículo 107 del Reglamento Interno del I.P.N. Quien no

cumpla con estos requisitos no podrá permanecer en la

sesión, y se hará acreedor a la falta correspondiente.

Artículo 12. Durante las sesiones tanto de Teoría como

Laboratorio, los alumnos deberán activar el modo silen-

cioso de sus teléfonos celulares, para no interrumpir el tra-

bajo.

Artículo 13. Las inasistencias a teoría y laboratorio se

podrán justificar dentro de los tres días hábiles siguientes,

con la documentación oficial pertinente (es particular in-

terés la participación como ponentes en Congresos). Debi-

do a la falta de recursos, en caso de no asistir al labora-

torio, el alumno podrá justificar la falta pero no repo-

ner la práctica.

Artículo 14. Las actividades de otras materias, realizadas

en el horario correspondiente a Bioquímica Médica I, no

se consideran justificantes de falta.

CAPÍTULO IV. DEL TRABAJO EN EL LABORATO-

RIO

Artículo 15. Por razones de disciplina y seguridad, ningu-

na persona podrá trabajar en el laboratorio sin bata larga

de laboratorio blanca y el equipo de seguridad apropiado.

Además, deberá llevar manual de laboratorio vigente

completo impreso y encuadernado como se le indicó (no

se aceptan prácticas individuales o medios electrónicos)

El alumno que no cumpla este requisito deberá abandonar

el recinto y se hará acreedor a la falta respectiva.

Artículo 16. Queda estrictamente prohibido fumar e inge-

rir alimentos o bebidas en el laboratorio, así como portar

gorras, sombreros, bufandas o cualquier otro accesorio

ajeno al uniforme. En la misma forma, los alumnos de-

berán abstenerse de recibir visitas, así como sentarse en las

mesas de trabajo, o realizar cualquier tipo de acciones in-

disciplinadas.

Artículo 17. Para trabajar en el laboratorio los alumnos

formarán equipos, con base en las instrucciones que reci-

ban del profesor al inicio del curso.

Escuela Superior de Medicina Julio 2017

Laboratorio de Bioquímica Médica I

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Artículo 18. Cada equipo de trabajo será responsable del

material de vidrio, utensilios, reactivos, aparatos, etc. que

utilice durante el desarrollo de la práctica. Antes de iniciar

la práctica deberán revisar cuidadosamente dicho material

y anotar en el vale cualquier anomalía que observe, ya que

de no hacerlo se harán responsables de los daños que pre-

sente el material y deberán reponerlo en un plazo máximo

de quince días, con nota de compra.

Artículo 19. Al terminar la práctica, el equipo deberá de-

jar la mesa de trabajo limpia y en orden, como la recibió.

Artículo 20. Los alumnos no podrán abandonar el labora-

torio hasta que la práctica termine, o cuando sean autori-

zados por el maestro. Sí un alumno abandona el laborato-

rio sin autorización, se hará acreedor a la falta de ese día.

Artículo 21. El alumno deberá entregar un reporte escrito

de la práctica, que formará parte de su evaluación de labo-

ratorio.

CAPITULO V. DE LA EVALUACIÓN

Artículo 22. La evaluación final de la materia, se hará con

base en tres Evaluaciones Parciales Ordinarias y ,en su ca-

so, los Exámenes Extraordinario y a Título de Suficiencia.

Artículo 23. Las calificaciones quedarán registradas en el

acta de examen correspondiente con un número entero de

cero a diez. En calificaciones superiores a 6 con fracciones

de cinco décimas o más, la calificación se aumentará al en-

tero inmediato superior. En calificaciones inferiores a 6,

las fracciones decimales serán consideradas nulas.

Artículo 24. La evaluación parcial ordinaria de la materia

se hará tomando en cuenta los resultados obtenidos en:

a) El examen parcial departamental de los temas revisados

en el aula.

b) La calidad de su trabajo en el laboratorio y de sus in-

formes de las prácticas.

c) Las actividades académicas complementarias.

Artículo 25. Los exámenes departamentales ordinarios,

extraordinario y a título de suficiencia, se realizarán en el

lugar, fecha y hora que se dará a conocer al inicio del cur-

so.

Artículo 26. Todos los grupos deberán iniciar los exáme-

nes departamentales a la hora programada. Los sinodales

de examen controlarán la asistencia, llamando lista de pre-

sentes al inicio del examen, con un periodo de tolerancia

de 15 minutos, los alumnos que lleguen después del pe-

riodo de tolerancia no podrán presentar examen ni

permanecer en el salón.

Artículo 27. Durante los exámenes, los alumnos no

podrán llevar consigo teléfonos celulares.

Artículo 28. Para tener derecho a presentar cada uno de

los exámenes departamentales ordinarios, los alumnos de-

berán tener un mínimo del 80% de asistencia global (en

teoría y laboratorio) en el periodo examinado, siempre y

cuando no hayan acumulado más del 20% de faltas en el

laboratorio (del total de prácticas del curso).

Artículo 29. Cuando por causa justificada (ver artículos

13 y 14 del presente Reglamento) un alumno no pueda

asistir a presentar un examen ordinario, deberá proceder

según el artículo 46 del Reglamento General de Estudios

del IPN.

Artículo 30. Cada evaluación departamental ordinaria se

integrará por el 50% de la calificación del examen de teor-

ía, más 30% de la calificación de laboratorio, más 20% de

la calificación de actividades complementarias del periodo

correspondiente.

Artículo 31. La calificación final de la materia de Bio-

química Medica I se obtendrá promediando las tres eva-

luaciones parciales ordinarias. La calificación mínima

aprobatoria es de 6 (seis) ver artículos 42 y 43 del Regla-

mento General de Estudios

Artículo 32. Cuando un alumno no apruebe o intente me-

jorar su calificación ordinaria, deberá presentar el Examen

Extraordinario, como se indica en el artículo 45 del Re-

glamento General de Estudios, que incluye el total de los

contenidos de la Unidad de Aprendizaje.

Artículo 33. Para tener derecho a presentar el Examen Ex-

traordinario de la materia, los alumnos deberán contar con

un mínimo de 80% de asistencia a las clases de teoría y

también 80% de asistencia a las prácticas de laboratorio,

del total de clases del curso.

Artículo 34. La calificación mínima aprobatoria del Exa-

men Extraordinario será de 6 (seis). Cuando un alumno

presente este examen para mejorar la calificación ordinaria

obtenida, su calificación final será la más alta.

Artículo 35. Los alumnos que al término del curso tengan

calificación reprobatoria y como mínimo 50% de asisten-

cia a las sesiones de teoría y prácticas de laboratorio,

tendrán derecho a presentar el Examen a Título de Sufi-

ciencia.

CAPITULO VI. OTROS

Artículo 36. Cualquier caso no contemplado en este Re-

glamento deberá someterse por escrito, a la Academia de

Bioquímica Médica I, para su discusión y resolución in-

apelable.

LA ACADEMIA DE BIOQUÍMICA MÉDICA I

Enero 2017

Julio 2017

Semestre Julio-Diciembre 2017

Laboratorio de Bioquímica Médica I Escuela Superior de Medicina

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Departamento de Formación Básica Disciplinaria Academia de Bioquímica Médica I

Reglamento de Laboratorio de Bioquímica Médica I

CAPÍTULO I. DEL MATERIAL DE TRABAJO.

Artículo 1. Durante las sesiones de práctica cada equipo

de trabajo deberá contar con el material siguiente: Franela,

cerillos, masking tape, marcador indeleble, rollo de toallas

de papel absorbente, 1 litro de agua destilada y un tubo de

tiras reactivas para medir pH, con escala de 1 a 14.

Artículo 2. Para su protección, durante su permanencia en

el laboratorio cada alumno debe contar con el equipo de

protección siguiente: bata de laboratorio blanca larga y

abotonada, gorro de cirujano, mascarilla de protección,

NO GOGLES y guantes de cirujano.

CAPÍTULO II. DE LA ASISTENCIA.

Artículo 3. Los(as) alumnos(as) que lleguen después del

periodo de tolerancia, TENDRÁN FALTA Y NO

PODRÁN PERMANECER EN EL LABORATORIO.

NO HAY RETARDOS.

Artículo 4. Los(as) alumnos(as) que abandonen el labora-

torio sin autorización del profesor, TENDRÁN FALTA Y

NO PODRÁN PERMANECER EN EL LABORATO-

RIO.

Artículo 5. Los(as) alumnos(as) que no cumplan con los

requisitos de seguridad señalados en el Artículo 2 del pre-

sente reglamento, NO PODRÁN PERMANECER EN

EL LABORATORIO Y SE HARÁN ACREEDORES

A LA FALTA CORRESPONDIENTE.

Artículo 6. Cuando sea necesario tomar muestra, y no

haya sido previamente designado algún o algunos donado-

res con un fin específico, el donador de cada equipo será el

último(a) alumno(a) que llegue a esa sesión.

CAPÍTULO III. DEL TRABAJO EN EL LABORATO-

RIO.

Artículo 7. Al asistir a las sesiones de práctica, los alum-

nos deberán entrar al laboratorio con su equipo de seguri-

dad completo y llevar consigo su manual de laboratorio

engargolado con gusano de plástico y cubiertas de plástico

transparente, quienes no cuenten con el manual impreso

completo NO PODRÁN PERMANECER EN EL LA-

BORATORIO Y SE HARÁN ACREEDORES A LA

FALTA CORRESPONDIENTE. El manual debe estar

debidamente rotulado con los siguientes datos en la prime-

ra hoja:

a)Nombre del laboratorio.

b)Nombre del alumno.

c)Nombre del profesor.

d)Número de equipo.

e)Grupo y grado.

Artículo 8. La segunda hoja será el Reglamento Interno de

la materia, seguido del presente reglamento, las Reglas de

Seguridad del Laboratorio y los Símbolos de Seguridad

aplicables al Laboratorio.

Artículo 9. El día martes anterior a la práctica, en el mo-

mento que se le solicite, cada equipo de laboratorio entre-

gará un Formato de Reporte de Práctica, escrito a mano,

rotulado con los siguientes datos en la primera hoja:

a)Nombre del laboratorio.

b)Título de la práctica.

c)Grupo.

d)Número de equipo.

e)Nombre de los integrantes del equipo que participaron

en la elaboración.

f)Nombre del profesor.

g)Fecha de entrega.

h)Fecha de la práctica.

Artículo 10. El resto del formato debe incluir:

a)Objetivo y fundamento específicos de cada experimen-

to.

b)Evidencia de Aprendizajes resueltas, incluyendo reac-

ciones y cálculos.

c)Espacios apropiados para:

i.registro de resultados (Tablas, Cuadros, Gráficos,

etc.)

ii.elaboración de datos experimentales (cálculos,

transformaciones, etc.)

iii.discusión y conclusiones de cada experimento.

d)Bibliografía consultada.

Artículo 11. Los equipos que no entreguen el Formato de

Reporte de Práctica, en la forma y momento que se solici-

te, se harán acreedores a una calificación de cero en esta

parte de su evaluación.

Artículo 12. Los equipos que hayan entregado en tiempo

y forma su Formato de Reporte de Práctica, lo recibirán

calificado, el miércoles siguiente para que efectúen, en el

mismo documento, a mano las correcciones que se indi-

quen.

Artículo 13. Al inicio de cada práctica, los profesores

asignarán a cada alumno(a) el experimento(s) que reali-

zarán en la sesión.

Artículo 14. Al final de la sesión de laboratorio y antes de

retirarse, cada equipo entregará el Formato de Reporte de

Práctica completo, incluyendo para cada experimento:

a)Nombre del alumno(a) que lo efectuó.

b)Registro de resultados.

c)Elaboración de datos experimentales.

d)Discusión de resultados.

e)Conclusión.

Julio 2017



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Artículo 15. Al terminar su trabajo y después de haber en-

tregado el material de la práctica y su reporte, los integran-

tes de cada equipo abandonarán el laboratorio, para no dis-

traer a sus compañeros, dejando su lugar de trabajo limpio

y ordenado.

Artículo 16. El día hábil anterior a cada sesión de prácti-

ca, en el salón de clase se realizará el seminario de prepa-

ración de la práctica, para que los alumnos reafirmen el

conocimiento del desarrollo de los experimentos. En esta

sesión los alumnos deberán presentarse con el manual de

laboratorio.

CAPÍTULO IV. DE LA EVALUACIÓN.

Artículo 17. Formato Reporte de Práctica y muestras por

Equipo. Es hasta el 20% de la calificación. Se evalúan:

a)Puntualidad en la entrega.

b)La calidad de los objetivos y fundamentos de cada ex-

perimento.

c)Respuesta de los cuestionarios de Evidencia de Apren-

dizajes.

d)Elaboración de cálculos.

e)Que la(s) muestra(s) sea(n) adecuada(s).

Artículo 18. Trabajo Individual en el Laboratorio. Repre-

senta hasta el 50% de la calificación. Incluye

a)Puntualidad en la asistencia.

b)Resultados prácticos, obtenidos en los problemas asig-

nados en el laboratorio.

c)La velocidad, orden, limpieza y disciplina con que ca-

da alumno realice su trabajo en el laboratorio.

Artículo 19. Reporte de práctica. Representa hasta el 20%

de la calificación. Se evalúa básicamente:

a)Puntualidad en la entrega

b)Discusión.

c)Conclusiones.

d)Respuestas de los cuestionarios de Evidencia de

Aprendizajes.

e)Elaboración e interpretación de cálculos y gráficas.

Artículo 20. Participación en la sesión de discusión de re-

sultados. Representa hasta el 10% de la calificación. Se

toma en cuenta:

a)Participación en la discusión.

b)Calidad de la participación.

Artículo 21. La calificación parcial ordinaria de Laborato-

rio será el promedio aritmético de las calificaciones obte-

nidas en las prácticas realizadas durante el periodo evalua-

do, ajustadas a valores enteros, como se indica en el Re-

glamento Interno de la materia.

PROFESORES DE TEORÍA Y LABORATORIO

GRUPOS 2CM4 Y 2CM10

Julio 2016

Julio 2017



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Reglas de Seguridad en el Laboratorio de Bioquímica Médica I

El manejo inapropiado de sustancias, materiales y equipo

que se encuentran en el laboratorio, representa peligro tan-

to a la salud de las personas, como a la integridad de las

instalaciones y equipo de trabajo. Es por ello que se deben

obedecer las Reglas de seguridad que se enlistan a conti-

nuación, clasificadas en los siguientes grupos:

1. Sustancias químicas

2. Material biológico y animales de laboratorio

3. Material de vidrio

4. Equipo eléctrico e instalaciones de gas

5. Orden y limpieza

1. Sustancias químicas.

o Cada sustancia debe tener etiqueta de identificación, si

no es así no los utilice.

o Antes de utilizar una sustancia, verifique que se trata

del reactivo correcto y que tiene la concentración reque-

rida.

o Identifique la naturaleza de la sustancia y el tipo de pe-

ligro que implica su manejo; ¿es veneno?, ¿qué tan

tóxico es?, ¿es inflamable?, ¿es corrosivo?

o Evite el contacto o exposición innecesaria con sustan-

cias químicas, utilice el equipo de protección adecuado

y disponible: bata larga, lentes, guantes, campana ex-

tractora, etc.

o No pipeteé sustancias químicas directamente. Siempre

utilice la pre pipeta.

o Evite inhalar productos químicos y sus vapores.

o Trabaje y mantenga bajo la campana los reactivos co-

rrosivos o volátiles.

o Los hidrocarburos ligeros y solventes deben manejarse

lejos del fuego u otras fuentes de calor. Empleé baño

maría para calentarlos.

o Para diluir los ácidos, estos deben verterse lentamente

en el agua, agitando cuidadosamente.

o No vierta agua directamente sobre el ácido porque pro-

vocará salpicaduras

o No deje sobre la mesa tapones de frascos de ácidos u

otras sustancias corrosivas, porque se pueden contami-

nar o dejar residuos corrosivos que podrían causar

quemaduras.

2. Material biológico y animales de laboratorio

o Para el manejo de estos materiales protéjase adecuada-

mente según sea el caso. Usando guantes, cubre boca,

etc.

o Para la manipulación y el sacrificio de los animales de

experimentación siga las indicaciones del Profesor.

o Maneje cuidadosamente las muestras biológicas (san-

gre, orina, saliva, etc.) para evitar contaminaciones de

personas y materiales.

o Todo el material biológico, equipos y de desecho

(cadáveres, muestras biológicas, algodón, gasas, guan-

tes, jeringas, etc.) deberán ser incinerados adecuada-

mente, para lo cual, deberá usted seguir las instruccio-

nes del Profesor para dejarlos convenientemente prepa-

rados.

3. Material de vidrio

o Debe examinar todo el material de vidrio antes de utili-

zarlo, para detectar la existencia de grietas o roturas. En

el caso de que encuentre material defectuoso, repórtelo

de inmediato al encargado del laboratorio para que se lo

cambie.

o No use el material de vidrio con orillas cortantes, con

cuarteadoras, o en general en mal estado.

o Debe transportar, mover o manipular sólo la cantidad

de material de vidrio que pueda manejar con seguridad.

o Use pinzas, franela o guantes de asbesto para transpor-

tar o mover recipientes de vidrio calientes.

o Nunca deje material roto para ser lavado, repórtelo y

tírelo a la basura.

o No deje vidrios rotos sobre la mesa o en cualquier otro

lugar en donde pueda causar accidentes.

o Al calentar recipientes de vidrio, use llama suave al

principio del calentamiento.

o Limpie inmediatamente los materiales que goteen o se

derramen, mediante uso de la franela u otros materiales

para embeber el líquido y evitar que se disperse.

o En caso de líquidos tóxicos derramados, protéjase ade-

cuadamente y ventile el área.

4. Equipo eléctrico e instalaciones de gas.

o No use equipo eléctrico defectuoso.

o Verifique que los enchufes y conexiones estén en bue-

nas condiciones; en caso de que existan cables desnu-

dos o en mal estado, repórtelos inmediatamente.

o Maneje el equipo eléctrico y sus conexiones con las

manos secas y cerciórese que el piso se encuentra seco.

Mantenga seco el espacio alrededor del equipo eléctri-

co.

o Antes de encender el mechero, revise que tanto éste

como la manguera se encuentren en buen estado, verifi-

que que esté adecuadamente conectado a la tubería de

gas (tubos de color amarillo) y retire todo material in-

flamable cercano.

o En caso de accidente, retírese inmediatamente y cierre

la llave de paso que se encuentra bajo la tarja de cada

mesa.

5. Orden y limpieza

o Una vez verificado el buen estado del material de vi-

drio, lávelo para asegurar su limpieza.

o Mantenga siempre limpia y en orden su área de trabajo.

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o No intercambie el contenido de los frascos de reactivo.

Use sólo los tapones de los recipientes correspondien-

tes.

o Cuando requiera volver a llenar sus frascos reactivos,

transfiera del frasco de almacenamiento, la cantidad ne-

cesaria a través de un vaso de precipitados, no devuelva

el sobrante al envase original, busque otro frasco reacti-

vo y vierta el sobrante. Nunca emplee pipetas para efec-

tuar este procedimiento.

ACADEMIA DE BIOQUÍMICA MÉDICA I

Enero 2007

Julio 2017


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Calendario de Prácticas de Laboratorio

Grupos 2CM4 y 2CM10

Práctica Fecha

Introducción al Laboratorio de Bioquímica Médica I 17 de agosto

Propiedades de las Soluciones 24 de agosto

Soluciones Electrolíticas y pH 31 de agosto

Soluciones Reguladoras 7 de septiembre

Propiedades de Proteínas 21 de septiembre

Cinética Química y Catálisis 28 de septiembre

Cinética Enzimática 5 de octubre

Propiedades de Glúcidos 12 de octubre

Oxidaciones Biológicas 9 de noviembre

Propiedades de Lípidos 16 de noviembre

Propiedades de Ácidos Nucleicos 30 de noviembre

Julio 2017


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Contenido

REGLAMENTO INTERNO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I I

REGLAMENTO DE LABORATORIO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I III

REGLAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I V

CALENDARIO DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO VII

CONTENIDO VIII

INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO 1

DISTRIBUCIÓN DE ALUMNOS 1

EL VALE DE MATERIAL DE LABORATORIO 1

MANEJO DEL MECHERO 2

COMO CALENTAR UN LÍQUIDO EN UN TUBO DE ENSAYO 2

PREPARACIÓN DE UN BAÑO MARÍA 3

MANEJO DE REACTIVOS LÍQUIDOS 3

MANEJO DE REACTIVOS SÓLIDOS. 5

COMO TARAR TUBOS PARA CENTRIFUGACIÓN. 5

PROPIEDADES DE LAS SOLUCIONES 7

MEDIDA DE LA PRESIÓN OSMÓTICA. MÉTODO DIRECTO 7

PREPARACIÓN DE UNA SOLUCIÓN DE NACL 2% P/V 8

DIÁLISIS 8

PREPARACIÓN DE UNA SOLUCIÓN DE CH3COOH 0.1M 9

DETERMINACIÓN DE CONCENTRACIÓN POR TITULACIÓN 10

DIFUSIÓN EN LÍQUIDOS 11

SOLUCIONES ELECTROLÍTICAS Y PH 12

DISOCIACIÓN DE UNA SAL Y ELECTROLISIS DEL AGUA 12

CONDUCCIÓN DE CORRIENTE EN ELECTROLITOS FUERTES Y DÉBILES 12

DIFERENCIA DE CONDUCTIVIDAD ENTRE ELECTROLITOS DÉBILES Y FUERTES 13

PREPARACIÓN DE SOLUCIONES DE PH CONOCIDO CON ELECTROLITOS FUERTES Y DÉBILES. 14

ACIDEZ VERDADERA Y ACIDEZ DE TITULACIÓN 14

SOLUCIONES REGULADORAS 16

PODER REGULADOR 16

COMPORTAMIENTO ÁCIDO-BASE DE GLICINA 16

PROPIEDADES DE PROTEÍNAS 18

DETERMINACIÓN DEL PUNTO ISOELÉCTRICO DE LA CASEÍNA 18

REACCIÓN DE NINHIDRINA. 18

REACCIÓN DEL BIURET 19

REACCIÓN XANTOPROTÉICA 20

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REACCIÓN DE MILLON 20

REACCIÓN DE AMINOÁCIDOS AZUFRADOS. 21

PRECIPITACIÓN DE PROTEÍNAS POR METALES PESADOS 22

PRECIPITACIÓN DE PROTEÍNAS POR ÁCIDOS FUERTES. 22

PRECIPITACIÓN POR ALCOHOL 23

CINÉTICA QUÍMICA Y CATÁLISIS 24

COMPROBACIÓN DE LA LEY DE ACCIÓN DE MASAS 24

EFECTO DE LA CONCENTRACIÓN SOBRE LA VELOCIDAD DE UNA REACCIÓN QUÍMICA 24

INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA SOBRE LA VELOCIDAD DE UNA REACCIÓN QUÍMICA 25

EFECTO DEL PH SOBRE LA VELOCIDAD DE UNA REACCIÓN QUÍMICA. 26

EFECTO DE UN CATALIZADOR INORGÁNICO SOBRE LA VELOCIDAD DE HIDRÓLISIS DE SACAROSA 27

EFECTO DE UN CATALIZADOR BIOLÓGICO SOBRE LA VELOCIDAD DE HIDRÓLISIS DE SACAROSA 27

CINÉTICA ENZIMÁTICA 29

PREPARACIÓN DE LA SOLUCIÓN DE AMILASA 29

EFECTO DE LA TEMPERATURA SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA 29

EFECTO DEL PH SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA. 30

EFECTO DE LA CONCENTRACIÓN DE SUSTRATO SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA. 31

EFECTO DE LA CONCENTRACIÓN DE ENZIMA SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA. 32

PROPIEDADES DE GLÚCIDOS 34

DETERMINACIÓN DE LA ESTRUCTURA CRISTALINA DE GLÚCIDOS. 34

FORMACIÓN DE OSAZONAS 34

REACCIÓN DE MOLISCH-UDRANSKY 35

REACCIÓN DE FEHLING 36

REACCIÓN DE BARFOED 36

REACCIÓN DE BIAL 37

REACCIÓN DE SELIWANOFF 37

REACCIÓN DE LUGOL 38

OXIDACIONES BIOLÓGICAS 40

OXIDACIÓN POR PÉRDIDA DE ELECTRONES 40

OXIDACIÓN POR DESHIDROGENACIÓN 41

OBTENCIÓN DE LA FRACCIÓN MITOCONDRIAL DEL TEJIDO 42

DETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD DE DESHIDROGENASA SUCCÍNICA 42

DETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD DE CITOCROMO-OXIDASA. 43

PROPIEDADES DE LÍPIDOS 45

REACCIÓN DE HANUS O ÍNDICE DE YODO 45

EXTRACCIÓN DE LÍPIDOS DE CEREBRO. 46

Julio 2017


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IDENTIFICACIÓN DE FOSFOLÍPIDOS DE CEREBRO POR CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA. 46

IDENTIFICACIÓN DE CEREBRÓSIDOS. 47

REACCIÓN DE LA ACROLEÍNA. IDENTIFICACIÓN DE ACILGLICÉRIDOS. 47

REACCIÓN DE LIEBERMANN-BURCHARDS 48

GRADO DE PERMEABILIDAD DE UNA CAPA LIPÍDICA 48

PROPIEDADES DE ÁCIDOS NUCLEICOS 50

OBTENCIÓN DE DNA DEL BAZO 50

IDENTIFICACIÓN Y CUANTIFICACIÓN DE DNA. 51

IDENTIFICACIÓN Y CUANTIFICACIÓN DE RNA 52

IDENTIFICACIÓN Y CUANTIFICACIÓN DE FOSFATO TOTAL 53

APÉNDICE I. CURVA TIPO DE AZUCARES REDUCTORES 54

APÉNDICE II. AUXILIAR DE MACROPIPETEADO BRAND – PREPIPETA 55

APÉNDICE III. PUENTE DE WHEATSTONE 57

APÉNDICE IV. SIMBOLOGÍA DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO 59

Julio 2017


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INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO

Distribución de alumnos

Desarrollo

a) Antes de entrar al laboratorio, todos los alumnos deberán tener puesta y abotonada su bata de la-

boratorio y portar correctamente el equipo de protección. También deben tener listo su material

de trabajo.

b) Cuando el profesor lo indique, los alumnos colocarán su mochila en el lugar que les sea designa-

do.

c) Siguiendo las instrucciones de su profesor, localice la mesa de trabajo de su equipo de laboratorio

e inmediatamente diríjase a ella.

d) En su mesa, localice tomas de corriente, desagües, tuberías y sitios donde puede trabajar.

e) Ubique la posición de su mesa de trabajo, respecto de la mesa de la campana, instalaciones de se-

guridad, extintores, zonas de seguridad y rutas de evacuación.

f) Con base en la explicación recibida, identifique el uso de cada una de las tuberías que encuentre

en su mesa de trabajo y márquelas con masking tape. Espere a que su profesor confirme que su

etiquetado es correcto.

g) Localice la posición de las válvulas de seguridad de cada tubería.

Evidencia de Aprendizaje

1. Elabore un esquema de su mesa señalando la posición de las tomas de corriente, desagües y

válvulas de flujo.

2. En el esquema de la mesa de trabajo que elaboró en el inciso anterior, marque la posición de las

válvulas de seguridad.

3. Elabore un esquema del laboratorio e indique en él, las zonas de seguridad, la posición del equipo

de seguridad y marque la ruta de evacuación desde su mesa.

El vale de material de laboratorio

Desarrollo

a) Localice el vale de material de laboratorio en la charola que se encuentra en su mesa de trabajo.

Este es un documento en el que se enlista el material que se le confía para la realización de cada

práctica. Tomando en cuenta la lista, identifique y revise cuidadosamente, cada una de las pie-

zas que se le proporcionaron, indicando en el vale, cualquier defecto que encuentre. Por ningún

motivo se deberá remover la charola de la mesa de trabajo.

b) Rotule cada pieza identificada con una etiqueta de masking tape. Reúna en la charola el material

de nombre y/o empleo desconocidos, o de cuyo estado tenga duda, y pregúntelo a su profesor.

Espere a que su profesor compruebe que ha marcado correctamente todo el material.

c) Una vez revisado todo el material, complete la información que se solicita en el vale (fecha, gru-

po, equipo, responsables, etc.) y entréguelo al personal técnico de laboratorio. En las prácticas

siguientes, el vale se debe entregar al inicio de cada sesión, antes de empezar a trabajar, con una

tolerancia de 10 minutos.

d) Al término de cada práctica, los miembros de equipo ordenarán el material, como lo recibieron,

limpiarán la mesa y solicitarán al personal técnico que revise el material en su mesa de trabajo y

les devuelva el vale correspondiente.

Julio 2017


mlvm / maov / 2 Introducción al Laboratorio de Bioquímica Médica I


1. Escribe para qué se emplea cada una de las siguientes piezas de material de laboratorio: Tubo de

ensayo, Pipeta, Bureta, Probeta, Mortero, Válvula de Bunsen, Vaso de precipitados, Matraz afo-

rado, Matraz Erlenmeyer, Reóforos, Cristalizador, Tubos de centrífuga clínica, Tubos Falcon y

Pipeta volumétrica

Manejo del mechero

Desarrollo

a) Nunca use guantes de látex o polietileno cuando trabaje con el mechero. No encienda el me-

chero hasta que su profesor se lo indique.

b) Si es necesario, conecte el tubo de hule del mechero a la llave de gas, la llave debe estar comple-

tamente cerrada, con la manija en posición transversal respecto de la salida del gas. Recuerde que

la tubería de gas es de color amarillo.

c) Asegúrese que el tornillo de control de flujo de gas esté abierto aproximadamente a la mitad de su

capacidad total. El flujo de gas se disminuye girando el tornillo en el sentido de las manecillas del

reloj y se aumenta en sentido contrario.

d) Abra la llave de gas, colocando la manija en un ángulo aproximado de 45 grados respecto de la

salida del gas. Escuchará un ligero zumbido provocado por el flujo del gas.

e) Encienda el mechero, aproximando la flama de un cerillo al borde de la parte superior del meche-

ro, no coloque la flama del cerillo en el centro del mechero porque el flujo de gas la apagaría.

Tenga cuidado de no acercar su rostro ni objetos inflamables al mechero al momento de en-

cenderlo, ni mientras esté encendido.

f) Ajuste la cantidad de aire que entra, usando el anillo de control de flujo de aire, para cambiar el

tamaño de las aberturas de la parte inferior, hasta que la flama tenga una zona central de color

azul claro, rodeada de otra de color azul oscuro o violeta, la parte más caliente de la flama se en-

cuentra en la punta de la zona azul claro interna. Cuando la combustión es incompleta, por falta

de oxígeno, la flama tiene color amarillo.


1. Elabore un esquema del mechero que tiene en su mesa de trabajo y marque la posición del torni-

llo de control de flujo de gas, el anillo de control de flujo de aire y la entrada del gas.

2. Elabore un esquema que ilustre la forma correcta de encender el mechero.

Como calentar un líquido en un tubo de ensayo

Desarrollo

a) En este ejercicio todos los miembros del equipo debe usar mascarilla de protección.

b) Llene su tubo de ensayo, aproximadamente hasta el 20% de su capacidad, con agua de la llave y

sujételo con las pinzas para tubo de ensayo. Si es necesario, quítese los guantes de látex antes de

iniciar el calentamiento.

c) Coloque el tubo sobre la flama del mechero, en posición inclinada, aproximadamente 70 grados,

cuidando que la flama caliente la parte superior del líquido. Nunca caliente un tubo de ensayo

en el fondo, o en posición vertical, porque se puede proyectar su contenido.

d) Mueva el tubo cuidadosamente, sin sacarlo de la flama, para que todo el líquido se caliente de la

manera más uniforme posible.

e) Durante el calentamiento, dirija la boca del tubo hacia un lugar en que no se encuentre nin-

guna persona o material que se pueda dañar.

Julio 2017



f) Jamás mire directamente la boca de un tubo de ensayo que se está calentando, aunque esté

fuera de la flama del mechero.

g) Continúe el calentamiento hasta lograr que el agua hierva, sin proyectarse.

h) Nunca caliente solventes orgánicos en tubo de ensayo directamente en la flama del mechero.

Hágalo siempre en baño maría.

i) Siempre que termine de usar el mechero apáguelo.


1. Elabore un esquema que ilustre la forma correcta de calentar un líquido en un tubo de ensayo.

2. Elabore un esquema que ilustre la forma correcta de emplear las pinzas para tubo de ensayo.

Preparación de un baño maría

Material

Soporte universal

Anillo de hierro

Rejilla de asbesto

Mechero

Vaso de precipitados de 600 mL

Reactivos

Agua de la llave

Desarrollo

a) Fije el anillo de hierro en el soporte universal para que quede a la altura de la parte más caliente

de la llama del mechero. Coloque la rejilla de asbesto sobre el anillo.

b) Llene el vaso de precipitados a la mitad, con agua de la llave y colóquelo sobre la rejilla de asbes-

to.

c) Si es necesario, quítese los guantes de látex antes de encender el mechero.

d) Coloque el mechero bajo la rejilla de asbesto y enciéndalo. Compruebe que la parte más caliente

de la llama del mechero calienta la base de la rejilla de asbesto. De no ser así, apague el mechero

y ajuste la altura del anillo de hierro. Tenga cuidado porque el anillo podría estar caliente.

e) Cuando se usa el baño maría, conviene añadir al agua del baño trozos de papel blanco y limpio

como “cuerpos de ebullición” para que los recipientes que se colocan en él no se maltraten.

f) Ajusta el agua del baño a la temperatura que te indique tu profesor y mantenla así durante 5 mi-

nutos.


1. Elabore un esquema que ilustre la forma correcta de montar el baño maría.

2. ¿Por qué se debe ajustar la altura del anillo de hierro?

3. ¿Por qué no se debe llenar el vaso completamente?

4. ¿Para qué se emplean los cuerpos de ebullición?

Manejo de reactivos líquidos

Desarrollo

a) Cuando se miden cantidades pequeñas de reactivos líquidos, se usan pipetas graduadas o volumé-

tricas. Para manejar con seguridad reactivos líquidos con pipeta, se usa siempre la pre-

pipeta.

b) Al abrir un frasco de reactivo, coloque el tapón sobre la mesa en posición invertida, para evitar

contaminación.

Julio 2017



c) Vierta la cantidad necesaria de reactivo en un vaso e precipitados limpio y de ahí tome el reacti-

vo. Nunca directamente del frasco de reactivo.

d) Para extraer el líquido utilice una pipeta o un gotero limpios. Nunca vierta reactivos directamente

del frasco para evitar escurrimientos.

e) Usando la pipeta de 10 mL, transfiera 5 mL de agua de un vaso de precipitados a un tubo de en-

sayo en su mesa y en la campana de extracción. Repita la maniobra hasta que pueda realizarla

con seguridad.


1. Empleando la técnica descrita mida el volumen de agua que pueden contener los utensilios que le

indique su profesor.

2. Explique por escrito y claramente el uso correcto de la pre-pipeta.

Desarrollo (continuación)

f) Para manejar cantidades mayores de líquidos se usa la bureta. Para este ejercicio se necesita:

Material

Soporte universal

Bureta

Pinza para bureta

Matraz erlenmeyer de 250 mL


Reactivos

Agua de la llave

g) Fije la pinza de bureta en el soporte universal a la altura apropiada para que sujete la bureta en la

parte media. Tome en cuenta que el espacio debajo de la bureta debe ser suficiente para manejar

con seguridad el matraz erlenmeyer de 250 mL.

h) Sujete la bureta firmemente con la pinza. La graduación debe quedar hacia adelante, con la llave

de la bureta del lado derecho. La llave de la bureta debe estar cerrada.

i) Usando un vaso de precipitados, llene completamente la bureta con agua de la llave. No importa

que rebase la graduación, pero tenga cuidado de que el agua no se derrame. Como precaución,

por si hay derrames, coloque otro vaso de precipitados debajo de la bureta.

j) Coloque el vaso de precipitados debajo de la bureta y usando la mano izquierda abra completa-

mente la llave para que el agua salga con velocidad y arrastre todo el aire del cuerpo de la bureta

y de la llave. Cuando salga todo el aire, cierre la llave, antes de que se vacíe completamente la

bureta.

k) Vuelva a llenar la bureta y ajuste el nivel superior a la graduación.

l) El uso más frecuente de la bureta es la titulación, en la cual se añade el reactivo gota a gota.

Usando el matraz erlenmeyer de 250 mL para recibir el agua, practique a abrir la llave de la bure-

ta, siempre con la mano izquierda, hasta obtener velocidades de goteo constantes y a cerrarla

cuando sea necesario. Es conveniente que al realizar esta maniobra utilice guantes de cirugía por-

que los reactivos que se usarán en las prácticas de laboratorio pueden causar daño al entrar en

contacto con la piel.

m) El otro uso de la bureta es para añadir cantidades medidas de reactivo. Coloque un vaso de preci-

pitados debajo de la bureta y practique a vaciar la bureta, 5 mL cada vez. Recuerde que la llave se

maneja únicamente con la mano izquierda. Nunca debe dejar que la bureta se vacíe completamen-

te, pero si esto llegara a suceder, debe reiniciar el trabajo, en la forma como se indicó en los inci-

sos i, j y k de este ejercicio.

Julio 2017




1. Elabore un esquema que ilustre la forma correcta de montar la bureta.

2. Identifique el tipo de aforo de la bureta utilizada.

3. Explique la forma correcta de leer el volumen en la bureta.

4. Explique por qué se maneja la llave de la bureta con la mano izquierda.

Manejo de reactivos sólidos.

Desarrollo

a) Prepare una “charola de papel”, usando una hoja de papel limpio, si es posible encerado. La cha-

rola se prepara doblando el papel, aproximadamente a un centímetro de cada borde, y colocándo-

los en ángulo recto para formar una pared alrededor del papel. El tamaño de la charola depende

de la cantidad de reactivo a pesar.

b) Encienda la balanza y espere a que se estabilice la lectura, si no está en cero, ajústela usando el

botón de tarar (el que está marcado con T)

c) Coloque la charola de papel en el plato de la balanza. Cuando se estabilice la lectura, tare a cero

la balanza.

d) Abra el recipiente de reactivo y coloque la tapa sobre la mesa, boca arriba para evitar contamina-

ción.

e) Usando una espátula, saque el reactivo del recipiente y colóquelo sobre la charola de papel. Si se

rebasa la cantidad deseada, regrese el exceso de reactivo a su recipiente, usando la espátula. Nun-

ca regrese al recipiente original un reactivo que se derrame fuera de la charola de papel o sobre la

mesa.

f) Al terminar de pesar, cierre inmediatamente el frasco de reactivo para evitar que se hidrate y con-

tamine.


1. Usando la técnica descrita, pese la cantidad de Cloruro de Sodio (NaCl, sal de mesa) que le indi-

que su profesor y colóquela en el sobre de papel que se le proporcione. Escriba en el sobre, el

nombre y la cantidad de reactivo que contiene, número de equipo y grupo. Conserve la muestra

para utilizarla en la siguiente práctica.

2. Pese las cantidades y sustancias que le indique su profesor.

3. Elabore un diagrama de la balanza, señalando la posición del botón de encendido y apagado, del

botón de tara y el de registro (el marcado con R).

4. ¿Cuál es la función del botón de registro?

Como tarar tubos para centrifugación.

Desarrollo

a) En este ejercicio se usará la balanza de dos platillos.

b) Coloque las pesas de medición en la posición de cero. Asegúrese que la aguja o fiel de la balanza

esté en posición cero. Si no lo está gire cuidadosamente las pesas de ajuste en el sentido que sea

necesario, hasta lograr el equilibrio.

c) Coloque un vaso de precipitados en cada platillo, cuidando que el más pesado quede en el platillo

del lado izquierdo.

d) Deslice las pesas de medición de la balanza, hasta lograr que el fiel vuelva a la posición de equi-

librio.

Julio 2017



e) Coloque en cada frasco, una camisa de la centrífuga con un tubo de centrifuga que contenga 5

mL de agua de la llave.

f) Si el fiel de la balanza sale de equilibrio, usando una pipeta, añada agua de la llave, entre la ca-

misa y el tubo de ensayo más ligero, hasta lograr que el fiel de la balanza regrese al equilibrio.

g) Coloque los tubos tarados en la centrifuga, en posiciones simétricas y póngala a funcionar a 2000

rpm durante 3 minuto.

h) Al terminar la centrifugación limpie y seque perfectamente las camisas de la centrífuga y devuél-

valas a su lugar.


1. Elabore un esquema de la balanza de platillo, señalando la posición de las pesas de ajuste y las de

medición.

2. Escriba la razón por la que es necesario tarar los tubos antes de centrifugar.

Julio 2017


mlvm / maov / 7 Propiedades de las Soluciones

PROPIEDADES DE LAS SOLUCIONES

Medida de la presión osmótica. Método directo

Material

Saco de colodión grande

Tubo capilar con tapón


Soporte Universal

Pinza para bureta

Reactivos

Sacarosa 6 M con rojo de Fenol

(ρ = 1.088 g / cm3)

Agua

Desarrollo

a) El osmómetro que se encuentra en la mesa al frente del laboratorio, consis-

te en el cuerpo de una jeringa, cerrada con una membrana de colodión

grande previamente preparado, conteniendo Sacarosa 6 M, teñida con rojo

neutro. En la jeringa se fija un tubo capilar. El dispositivo se sumerge en

un vaso de precipitados con agua.

b) Marque el nivel inicial de la Sacarosa en el tubo capilar.

c) Observe el nivel de la solución cada 15 minutos, durante 90 minutos, ano-

tando la altura ascendida en cada intervalo en la tabla siguiente.

Tiempo

min

Altura

cm

Tiempo

min

Altura

cm

Tiempo

min

Altura

cm

15 45 75

30 60 90


1. ¿Cuándo debe detenerse la ósmosis?

2. ¿La presión en el osmómetro depende de la altura o del radio de la columna de solución?

3. Con los datos obtenidos, calcule la presión osmótica () a cada tiempo sabiendo que la densidad

de la solución de Sacarosa es 1.088 g/mL y la aceleración de la gravedad es 9.81 m s-2

. Anote los

resultados en la tabla siguiente.

Tiempo / min / Pa Tiempo / min / Pa

15 60

30 75

45 90

4. Dibuje la gráfica de presión osmótica en función del tiempo.

Julio 2017



Preparación de una solución de NaCl 5 % p/v

Material

Matraz aforado de 50 o 25 mL

Pipetas de 10, 5 y 1 mL

Reactivos

NaCl (cloruro de sodio) sólido

pesado en la práctica anterior

agua destilada

Desarrollo

a) Calcule el volumen de una solución de NaCl de concentración 5 %, que se puede preparar con la

cantidad de cloruro de sodio sólido que pesó en la sesión anterior, considerando que el reactivo

tiene 100% de pureza.

b) Anote a continuación los mL de solución de NaCl que preparará.

gramos de NaCl ______________ g

Volumen de solución __________ mL

c) En un vaso de precipitados de volumen apropiado, disuelva el cloruro de sodio en una cantidad

de agua destilada menor que el volumen final de solución y viértalo en un matraz aforado del vo-

lumen adecuado.

d) Con el mismo vaso de precipitados llene el cuerpo del matraz aforado con agua destilada, sin lle-

gar al cuello. Para llenar el matraz hasta la marca de aforo, utilice una pipeta de 5 ó 10 mL

e) Guarde esta solución porque la utilizará en el experimento de Diálisis.


1. Describa detalladamente los cálculos realizados para determinar el volumen de solución que pre-

paró.

2. Suponiendo que la solución es exactamente 5 %, calcule su concentración en:

Molaridad

Normalidad

Osmolaridad

mEq/mL

mg/mL

moles %

Describa sus cálculos con todo detalle

Diálisis

Material

Saco de colodión pequeño

Pipeta 10 o 5 mL


hilo de algodón

12 tubos de ensayo

Reactivos

NaCl 5% preparado por su equipo

Almidón 1%

Solución de Lugol

Solución de AgNO3 (nitrato de plata)

agua destilada

Desarrollo

a) En este experimento se utilizará la solución de NaCl 5 % que preparó su equipo.

Julio 2017



b) Humedezca un saco pequeño de colodión en agua destilada (mínimo 5 minutos) y ate un extremo

con el hilo de algodón que se le proporcionará.

c) Con las pipetas apropiadas, coloque 1 mL de NaCl 5 % y 10 mL de Almidón 1 % y ate cuidado-

samente el otro extremo del saco

d) Llene un vaso de precipitados de 500 mL con H2O destilada hasta

2/3 partes de su capacidad

e) En un tubo de ensayo coloque 2 mL de NaCl al 5 % y agréguele 2

gotas de AgNO3 (nitrato de plata) observe la reacción y rotule el

tubo como testigo (+) de cloruros.

f) En otro tubo coloque 2 mL de solución de almidón al 1 % y 2 go-

tas de solución de Lugol, observe la reacción y rotule el tubo co-

mo testigo (+) de almidón respectivamente.

g) En un tercer tubo de ensayo coloque 2 mL del agua contenida en

el vaso de precipitados de 500 mL y añada 2 gotas de Lugol. En

ausencia de almidón la solución se torna de color amarillo. Rotule el tubo como testigo (-) de

almidón.

h) En otro tubo de ensayo coloque 2 mL del agua contenida en el vaso de precipitados de 500 mL y

añada 2 gotas de AgNO3. Sin cloruros, la solución permanece translúcida. Rotule este tubo como

testigo (-) de cloruros.

i) Coloque el saco con la soluciones de Almidón y NaCl en el vaso de precipitados.

j) Después de introducir el saco, determine la presencia de Almidón y/o Clˉ en el agua destilada ca-

da 15 minutos, como hizo en los incisos e y f, hasta completar 1 hora.

k) Los testigos (-) para Almidón y Cloruros, serán las muestras tomadas a tiempo cero, antes de in-

troducir el saco.

l) No deseche los tubos, para comparar los resultados a los diferentes tiempos.


1. Anote los resultados en la tabla siguiente.

Tiempo/min 0 Testigo (-) 15 30 45 60 Testigo (+)

Clˉ

Almidón

2. Escriba si al final dializaron el Almidón y los Cloruros a través de la membrana.

3. Anote las reacciones químicas que usaron para detectar Almidón y Cloruros.

Preparación de una solución de CH3COOH 0.5M

Material

Matraz aforado de 50 mL

Pipetas de 10,5 y 1 mL

Reactivos

CH3COOH (ácido acético) grado reactivo

Agua destilada

Desarrollo

a) Calcule el volumen de una solución de CH3COOH comercial, con PM = 60, pureza = 99.7% y

densidad a 20° C de 1.06 g/mL, que necesita para preparar 50 mL de solución 0.5 M de

CH3COOH

Julio 2017



b) Anote el volumen de CH3COOH comercial, que usará para preparar la solución.

mL de CH3COOH = __________ mL

c) Usando una pipeta, mida el volumen calculado de ácido acético y colóquelo en un matraz aforado

de 50 mL limpio y seco. Mida la cantidad con la mayor precisión y cuidado posibles.

d) Con un vaso de precipitados de 100 mL llene el cuerpo del matraz aforado con agua destilada, sin

llegar al cuello. Para llenar el matraz hasta la marca de aforo de 50 mL, utilice una pipeta de 5 ó

10 mL.

e) Rotule y guarde esta solución porque la utilizará en el experimento de Titulación.


1. Describa detalladamente los cálculos que realizó para conocer el volumen de CH3COOH comer-

cial que utilizó para preparar los 50 mL de solución 0.5M del ácido.

2. Suponiendo que la solución es exactamente 0.5M calcule su concentración en:

% (p/v)

Normalidad

Osmolaridad

mmoles/L

mg/L

mEq%

Describa sus cálculos con todo detalle.

Determinación de Concentración por Titulación

Material

Matraz Erlenmeyer de 250 mL

Pipeta volumétrica de 10 ó 5 mL

Bureta

Pinza para bureta

Soporte universal

Vasos de precipitados 150 mL

Reactivos

CH3COOH 0.5M preparado por su equipo

indicador de Fenolftaleína

NaOH (hidróxido de sodio) 0.2N

agua destilada

Desarrollo

a) En este experimento se utilizará como problema la solución de

CH3COOH 0.5 M que preparó su equipo.

b) En un matraz Erlenmeyer de 250 mL coloque 10 mL de la solución de

CH3COOH 0.5 M, usando una pipeta volumétrica.

c) Añada 3 gotas de Fenolftaleína.

d) Monte la Bureta en el soporte universal, usando la pinza para bureta.

e) Usando un vaso de precipitados de 150 mL, llene la bureta con NaOH

(hidróxido de sodio) 0.2 N. Recuerde que no debe dejar burbujas de aire

dentro de la bureta.

f) Titule dejando caer gota a gota el hidróxido dentro del matraz Erlenme-

Julio 2017



yer, hasta que la solución adquiera un ligero color rosa, que persista por 30 segundos. Anote el

volumen hasta ese momento y añada una gota más, la solución debe tomar un color rosa intenso.

g) Anote los mL de NaOH 0.2 N que gastó para neutralizar los 10 mL de CH3COOH.

Resultado = _______________ mL de NaOH 0.2N


1. Si la solución que preparó es exactamente 0.5 M ¿Qué volumen de NaOH 0.2 N debería gastar?

2. Suponiendo que la solución de NaOH es exactamente 0.2 N, calcule la verdadera Molaridad del

CH3COOH problema.

3. Escriba la reacción que se efectuó durante la titulación.

Difusión en líquidos

Material

Probeta de 100 mL

Mechero Bunsen

Reactivos

Azul de Metileno en polvo

agua

Desarrollo

a) Llene casi completamente una probeta de 100 mL con agua de la llave.

b) Espolvoree una pequeña cantidad de azul de metileno sobre la superficie y observe. Anote sus

observaciones.

c) Caliente con su mano el punto medio de la probeta y observe lo que sucede. Anote sus observa-

ciones.

d) Observe el descenso del colorante a través de la columna de agua, anote si es uniforme o no antes

y después de calentar.


1. Escriba los conceptos de disolución, difusión y convección.

2. Elabore una tabla donde resuma 3 características que permitan diferenciar los tres fenómenos:

osmosis, diálisis y difusión.

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mlvm / maov / 12 Soluciones Electrolíticas y pH

SOLUCIONES ELECTROLÍTICAS y pH

Disociación de una sal y Electrolisis del agua

Material

Cristalizador

Puente de Wheatstone

Electrodos de carbón

matraz de 500 mL

Probeta de 50 mL

Reactivos

NaCl 10% (50 mL)

Azul de Bromofenol

agua destilada

Desarrollo

a) Coloque el cristalizador sobre un fondo blan-

co y agregue 50 mL de solución de NaCl

10%.

b) Introduzca en la solución los electrodos de

carbón conectados a una fuente de energía

como el Puente de Wheatstone (ver esquema)

o una pila de 6 o 9 V.

c) Observe si se desprende o no, gas en los elec-

trodos y anote en cual.

d) En el espacio entre los electrodos, agregue 5 gotas de Azul de Bromofenol como indicador. Este

indicador es amarillo a pH por debajo de 3 y azul o púrpura a pH mayor

e) Observe los cambios de coloración cerca de los electrodos y anótelos.


1. Elabore un esquema que ilustre este experimento.

2. Anote a que se deben los cambios de color del indicador, usando la fórmula del mismo.

3. Escriba las reacciones químicas que se llevan a cabo en cada electrodo.

Conducción de corriente en electrolitos fuertes y débiles

Material


Caimanes con alambre (Reóforos)


Electrodos de carbón

Reactivos

Solución de HCl (ácido clorhídrico) 0.5 M

Solución de CH3COOH (ácido acético) 0.5 M

Julio 2017



Desarrollo

a) Coloque la solución de CH3COOH 0.5 M que

se encuentra en su mesa, en un vaso de preci-

pitados, en cantidad suficiente para cubrir la

tercera parte de los electrodos.

b) Introduzca los electrodos conectados a una

fuente de energía (ver esquema).

c) Registre la intensidad de la luz emitida por el

foco

d) Aproxime los electrodos, sin que se toquen y

observe la intensidad de la luz emitida.

e) Devuelva la solución de CH3COOH 0.5 M al frasco correspondiente.


1. Escriba qué relación existe entre la intensidad luminosa y la distancia que separa los electrodos, y

explique por qué.

2. Escriba la reacción de disociación del CH3COOH.

Desarrollo (continuación)

f) Lave bien el material y repita el experimento, incisos a, b, c y d, usando HCl 0.5 M.

g) Compare la intensidad de la luz emitida al usar esta solución respecto del CH3COOH. Anote sus

observaciones.

h) Devuelva la solución de HCl 0.5 M al frasco correspondiente.

Evidencia de Aprendizaje (continuación)

3. Anote a que se deben las diferencias en la intensidad de la luz emitida.

4. Escriba la reacción de disociación del HCl.

Diferencia de conductividad entre electrolitos débiles y fuertes

Material

Pipetas de 10 mL

Medidor de Conductividad

Reactivos

Solución de HCl 0.5 M

Solución de CH3COOH 0.5 M

Julio 2017



Desarrollo

a) Siguiendo las instrucciones del Apéndice III, de-

termine la resistencia de las soluciones de HCl 0.5

M y CH3COOH 0.5 M. usando el puente de Whe-

atstone

b) Cuando termine de usar cada solución devuél-

vala al frasco correspondiente.


1. Calcule la conductividad de cada solución.

2. Compare los valores de conductividad y concluya

respecto de la fuerza de cada electrolito.

3. Explique si los resultados de este experimento son

congruentes con los del experimento anterior.

Preparación de soluciones de pH conocido con electrolitos fuertes y débiles.

Material

Matraz aforado de 50 y 100 mL

vaso de precipitados de 100 mL

Pipetas de 1 y 10 mL

Reactivos

CH3COOH grado reactivo

HCl grado reactivo

H2O destilada

Desarrollo

a) Empleando la fórmula para ácidos fuertes, calcule la concentración de soluciones de HCl de pH

1, 1.6 y 2.1

b) Calcule los volúmenes de HCl con 37% de pureza, densidad = 1.18 g/mL y peso molecular de

36.5, necesarios para preparar 50 mL de cada una de las soluciones de pH conocido calculadas en

el inciso anterior (a).

c) Empleando la fórmula para ácidos débiles, calcule la concentración de soluciones de CH3COOH

de pH 2.87, 3.17 y 3.42.

d) Calcule los volúmenes de CH3COOH con 99.7% de pureza, densidad = 1.06 g/mL, peso molecu-

lar 60 y pKa = 4.74, necesarios para preparar 100 mL de cada una de las cinco soluciones de pH

conocido calculadas en el inciso anterior (c).

e) Prepare las soluciones de HCl y CH3COOH que le indique su profesor.

f) Prepare 50 mL de una dilución 1:10 de cada ácido preparado.

g) Guarde todas las soluciones preparadas para usarlas en el experimento siguiente.


1. Describa con todo detalle los cálculos realizados para preparar cada solución.

2. Explique por qué se le asignaron ese par de soluciones para preparar.

Acidez Verdadera y Acidez de Titulación

Material


Bureta

Reactivos

Solución de NaOH 0.1N

Soluciones de HCl preparadas por su equipo

Soluciones de CH3COOH preparadas por su equipo

Fenolftaleína

Julio 2017



Desarrollo

a) Mida el pH de cada una de las solución preparadas, por el método poten-

ciométrico y colorimétrico

b) Mida exactamente 10 mL de la primera solución de CH3COOH, prepa-

rada en el experimento anterior y colóquelos en un matraz Erlenmeyer

de 250 mL.

c) Añada 3 gotas de Fenolftaleína y titule la muestra con NaOH 0.1N.

d) Mida exactamente 10 mL de la primera solución de HCl, preparada en el

experimento anterior y colóquelos en un matraz Erlenmeyer de 250 mL.

e) Añada 3 gotas de Fenolftaleína y titule la muestra con NaOH 0.1N.

f) Repita las titulaciones con las soluciones diluidas de HCl y CH3COOH.

g) Anote sus resultados en el cuadro siguiente.


1. Escriba sus resultados en la tabla siguiente.

Solución pH Gasto de

NaOH 0.1N

M

Teórico Potenciómetro Colorimétrico Teórica Real

CH3COOH

CH3COOH 1:10

HCl

HCl 1:10

2. Describa los conceptos de acidez de titulación o total y acidez verdadera.

3. Explique sus resultados experimentales, tomando como base los conceptos anteriores.

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mlvm / maov / 16 Soluciones Reguladoras

SOLUCIONES REGULADORAS

Poder Regulador

Material

Pipeta de 10 ó 5 mL

Pipeta de 1 mL



Bureta

Pinza para bureta

Soporte universal

Reactivos

KH2PO4 (fosfato de potasio monobásico) 0.01 M y 0.1M

Na2HPO4 (fosfato de sodio dibásico) 0.01 M y 0.1M

HCl 0.1N

NaOH 0.1N

Verde de Bromocresol

Azul de Timol

Desarrollo

a) Calcule los volúmenes de KH2PO4 0.01M y Na2HPO4 0.01M necesarios para preparar 50 mL de

soluciones amortiguadoras con pH de: 6.6, 7.2 y 7.8. El pKa del par conjugado es de 7.2.

b) Calcule los volúmenes de KH2PO4 0.1M y Na2HPO4 0.1M necesarios para preparar 50 mL de so-

luciones amortiguadoras con pH de: 6.6, 7.2 y 7.8. El pKa del par conjugado es de 7.2.

c) Tomando como base el resultado de sus cálculos, prepare la solución que le indique su profesor y

compruebe el valor de pH con el potenciómetro y colorimétricamente.

d) En un matraz Erlenmeyer de 250 ml coloque 10 mL de la solución que preparó y añada 3 gotas

de Azul de Timol.

e) Titule la solución del matraz utilizando NaOH 0.1 N, hasta que el indicador vire a Azul.

f) En un matraz Erlenmeyer de 250 ml coloque 10 mL de la solución que preparó y añada 3 gotas

de Azul de Timol.

g) Titule la solución del matraz utilizando HCl 0.1N, hasta que el indicador vire a Rojo.


1. Describa con todo detalle los cálculos que realizó para prepara la solución.

2. Describa el procedimiento de preparación de la solución.

3. En la tabla siguiente anote el gasto de titulante.

Titulante Gasto / mL

NaOH 0.1N

HCl 0.1N

4. Compare sus resultados con los del resto del grupo y explíquelos con base en el poder regulador

de su solución.

Comportamiento ácido-base de Glicina

Material

2 vasos de precipitados de 100 mL

Pipeta de 10 mL

Probeta de 50 mL

Agitador magnético

Potenciómetro

Bureta

Reactivos

Glicina 0.1N

NaOH 0.1N

HCl 0.1N

Julio 2017


mlvm / maov / 17 Soluciones Reguladoras

Desarrollo

a) En un vaso de precipitados de 100 mL, coloque 30 mL de

Glicina 0.1 N.

b) Introduzca en la solución una barra magnética y colóquela

sobre el agitador.

c) Determine el pH de la muestra con el potenciómetro. (ver

esquema )

d) Titule añadiendo los volúmenes de HCl 0.1 N que se indi-

can en la tabla siguiente.

e) Registre sus resultados en la tabla siguiente.

mL agregados de

HCl 0.1 N pH de la solución

de Glicina

mL agregados de

HCl 0.1 N pH de la solución

de Glicina Añadido Acumulado Añadido Acumulado

0 0 4 15

0.5 0.5 5 20

0.5 1 5 25

1 2 2 27

2 4 1 28

3 7 1 29

4 11 1 30

f) En un vaso de precipitados de 100 mL limpio, coloque 30 mL de Glicina 0.1N.

g) Introduzca en la solución una barra magnética y colóquela sobre el agitador.

h) Determine el pH de la muestra con el potenciómetro.

i) Titule añadiendo los volúmenes de NaOH 0.1 N que se indican en la tabla siguiente.

j) Registre sus resultados en la tabla siguiente.

mL agregados de

NaOH 0.1 N pH de la solución

de Glicina

mL agregados de

NaOH 0.1 N pH de la solución

de Glicina Añadido Acumulado Añadido Acumulado

0 0 4 15

0.5 0.5 5 20

0.5 1 5 25

1 2 2 27

2 4 1 28

3 7 1 29

4 11 1 30


1. Elabore la gráfica de pH en función del volumen acumulado de HCl y NaOH.

2. En la curva de titulación, calcule los pKa de los grupos amino y carboxilo.

3. Compare los pKa obtenidos en la curva, con los valores teóricos para Glicina y calcule el punto

isoeléctrico real y experimental.

Julio 2017 Laboratorio de Bioquímica Médica I Escuela Superior de Medicina

mlvm / maov / 18 Propiedades de Proteínas

PROPIEDADES DE PROTEÍNAS

Determinación del punto isoeléctrico de la Caseína

Material

10 tubos de ensayo

Pipetas de 10 mL

Pipetas de 5 mL

Pipetas de 1 mL

Reactivos

Caseína 5% en CH3COONa 0.1N

CH3COOH 1N

CH3COOH 0.1N

CH3COOH 0.01N

H2O Destilada

Desarrollo

a) Preparar una serie de 10 tubos de ensayo, con las soluciones que se indican en la tabla de la pági-

na siguiente.

Tubo

Solución 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

mL de Caseína 5% en CH3COONa 0.1N 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1

mL de H2O Destilada 8.4 7.8 8.8 8.6 7.6 6.2 3.4 1.0 7.0 9.0

mL de CH3COOH 1N 2

mL de CH3COOH 0.1N 0.2 0.4 1.4 2.8 5.6 8.0

mL de CH3COOH 0.01N 0.6 1.2

pH Teórico

Observación a 0 min



b) Mezcle completamente el contenido de cada tubo.

c) Observe el grado de turbidez o la precipitación que se produce en cada tubo inmediatamente des-

pués de prepararlo y transcurridos 15' y 30', anotando en la tabla con cruces.


1. Calcule el pH teórico de cada tubo y anótelo en la tabla, marcando el punto Isoeléctrico de la

Caseína.

Reacción de Ninhidrina.

Material

Papel Whatman #1 Reactivos

Ninhidrina en Butanol al 0.1%

Prolina 2%

Peptona 2%

Gelatina 2%

Caseína 2%

Albúmina 2%

agua destilada



Desarrollo

a) ¡PRECAUCIÓN! Use guantes o pinzas para manipular

el papel.

b) Numere 7 rectángulos de papel filtro Whatman # 1 y

coloque 3 gotas de: (1) H2O, como testigo negativo, (2)

Prolina, (3) Peptona, (4) Gelatina, (5) Caseína, (6)

Albúmina y (7) la sustancia problema. Todos al 2%.

c) Con lápiz, anote debajo de cada muestra el nombre del

compuesto y añádale una gota de solución de Ninhidri-

na en Butanol al 0.1%.

d) Coloque las muestras en el horno a 110 °C durante 5

min, cuidando que no disminuya la temperatura.


1. Anote la intensidad de la coloración obtenida, en la tabla resumen que se encuentra al final del

capítulo.

2. Escriba la reacción química efectuada.

3. Escriba los nombres de otras sustancias que dan positiva la reacción de Ninhidrina, además de

proteínas, péptidos y aminoácidos.

Reacción del Biuret

Material

6 tubos de ensayo

Pipetas de 5 mL

Reactivos

CuSO4 (sulfato de cobre)1%

NaOH 10%

Peptona 2%

Gelatina 2%

Caseína 2%

Albúmina 2%

agua destilada

Desarrollo

a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL de: (1) H2O como testigo negativo, (2) Peptona, (3)

Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Todos al 2%.

b) Añada a cada tubo, 2 mL de solución NaOH al 10%.

¡¡¡PRECAUCIÓN!!!

c) Añada 3 gotas de solución de CuSO4 al 1%, a

cada tubo.

d) Mezcle completamente el contenido de los

tubos y déjelos reaccionar en reposo. La apa-

rición de una coloración violeta o rosa,

máximo en 20 minutos, se considera prueba

positiva. La intensidad del color es propor-

cional al número de enlaces petídicos.


1. Anote la intensidad de la coloración obtenida, en la tabla resumen que se encuentra al final del

capítulo.

2. Escriba la reacción química efectuada.



Reacción Xantoprotéica

Material

6 tubos de ensayo

Pipetas de 5 mL

Reactivos

HNO3 concentrado

NH4OH (hidróxido de amonio) concentrado

Peptona 2%

Gelatina 2%

Caseína 2%

Albúmina 2%

agua destilada

Desarrollo


Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Todos al 2%.

b) ¡Con cuidado!, añada al tubo uno, 1 mL de HNO3 concentrado, mezcle completamente.

c) Caliente ligeramente con precaución y observe si aparece una coloración amarilla.

d) Deje enfriar la solución y añada, resbalando por la pared del tubo, lenta y cuidadosamente

para estratificar, 15 gotas de NH4OH concentrado, para obtener alcalinidad, observe si en la in-

terfase aparece un anillo de color naranja.

e) Repita el experimento (incisos b, c y d) con el resto de los tubos.


1. Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo.

2. ¿Se puede considerar esta reacción general para todas las proteínas?

3. Explique por qué se tiñe de amarillo la piel al contacto con el HNO3.

Reacción de Millon

Material

6 tubos de ensayo

Pipetas de 5 mL

Reactivos

Reactivo de Millon

Peptona 2%

Gelatina 2%

Caseína 2%

Albúmina 2%

agua destilada

Desarrollo

a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL de:

(1) H2O como testigo negativo, (2) Peptona, (3)

Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sus-

tancia problema. Todos al 2%.

b) Añada 5 gotas del reactivo de Millon a cada tu-

bo y mezcle completamente.

c) Con sumo cuidado, caliente cada tubo hasta

que empiece a hervir

¡¡¡PRECAUCIÓN!!!!

d) La presencia de Tirosina se pone de manifiesto

por la aparición de un precipitado blanco que



por acción del calor se vuelve rojo. La presencia de sales, así como soluciones muy alcalinas

puede interferir en esta reacción.


1. Anote en que soluciones apareció el precipitado y su coloración, en la tabla resumen que se en-

cuentra al final del capítulo.

2. Escriba la composición del reactivo de Millón.

3. Anote la reacción química que se llevó a cabo en este experimento.

Reacción de aminoácidos azufrados.

Material

6 tubos de ensayo

Pipetas de 5 mL

Vaso de Precipitados de 500 mL

Reactivos

NaOH 10%

Pb(CH3COO)2 (acetato de plomo)

Peptona 2%

Gelatina 2%

Caseína 2%

Albúmina 2%

agua destilada

Desarrollo

a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL

de: (1) H2O como testigo negativo, (2) Pep-

tona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina

y (6) la sustancia problema. Todos al 2%.

b) Añada a cada tubo 2 mL de solución de Na-

OH al 10% y caliéntelo ligeramente. ¡PRE-

CAUCIÓN!

c) Añada a todos los tubos, 0.5 mL de solución

de Pb(CH3COO)2.

d) Coloque los tubos en baño María a ebullición

por 5 min. El oscurecimiento de la solución o

la formación de un precipitado negro, indica

la presencia de aminoácidos azufrados.


1. Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra a continuación.

2. Escriba la reacción química que se ha efectuado.

3. Escriba algunas sustancias que pueden interferir en esta reacción

Resumen de propiedades químicas de aminoácidos

Solución Ninhidrina Biuret Xantoprotéica Millon Aa azufrados

Prolina

Peptona

Gelatina

Caseína

Albúmina

Problema



Precipitación de proteínas por metales pesados

Material

6 tubos de ensayo

Pipetas de 5 mL

Reactivos

FeCl3 (cloruro férrico) 3%

AgNO3 2%

HgCl2 (cloruro mercúrico) 2%

Pb(CH3COO)2 2%

Peptona 2%

Gelatina 2%

Caseína 2%

Albúmina 2%

Desarrollo

a) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye numerados y agregue 2 mL de: (1) H2O como testigo ne-

gativo, (2) Peptona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Todos al

2%. Esta será su serie testigo en este y los experimentos siguientes.

b) Prepare otra serie de tubos igual a la del inciso anterior (a). A cada tubo de esta serie añádale 2

gotas de solución de FeCl3 al 3%.

c) Observe y anote. A continuación añada a cada tubo exceso de FeCl3 (5 gotas más) si no ocurre

precipitación compruebe el pH.

d) Repita los incisos b y c utilizando AgNO3, HgCl2 y Pb(CH3COO)2, todos al 2%.


1. Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo.

2. ¿Qué efecto tiene el pH en la precipitación de las proteínas con metales pesados?

3. ¿Todos los metales pesados tienen el mismo efecto precipitante?, ¿Por qué?

Precipitación de proteínas por ácidos fuertes.

Material

6 tubos de ensayo

Pipetas de 5 mL

Reactivos

Cl3CCOOH (ácido tricloroacético) 5%

Peptona 2%

Gelatina 2%

Caseína 2%

Albúmina 2%

Desarrollo

a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL de: (1) H2O como testigo

negativo, (2) Peptona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la

sustancia problema. Todos al 2%. Su testigo negativo será la serie

preparada en el inciso a del experimento anterior.

b) Añada 2 mL de Cl3CCOOH al 5%, a cada tubo.


1. Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra al final del

capítulo.

2. Anote el mecanismo del efecto desnaturalizante del Cl3CCOOH y, en

general, de cualquier ácido.



Precipitación por alcohol

Material

6 tubos de ensayo

Pipetas de 5 mL

Reactivos

Alcohol de 96°

Peptona 2%

Gelatina 2%

Caseína 2%

Albúmina 2%

Desarrollo


Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Todos al 2%. Su testigo negativo

será la serie preparada en el inciso a del experimento de precipitación por metales pesados.

b) A cada tubo, agregue resbalando cuidadosamente por la pared, 3 mL de alcohol de 96° para estra-

tificar, y observe lo que ocurre en la interfase.


1. Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra a continuación.

2. Explique el efecto desnaturalizante del alcohol.

Resumen de Propiedades Fisicoquímicas de Proteínas

Agente

Solución Fe Hg Pb Ag CCl3COOH Alcohol

Peptona

Albúmina

Gelatina

Caseína

Problema


mlvm / maov / 24 Cinética Química y Catálisis

CINÉTICA QUÍMICA Y CATÁLISIS

Comprobación de la ley de acción de masas

Material

1 vaso de precipitados de 500 mL

4 vasos de pp. de 100 mL

Probeta de 100 mL

Pipetas de 1 mL

Reactivos

NH4SCN (sulfocianuro de amonio) 0.2M

FeCl3 0.2M en HCl 0.1N

NH4Cl (cloruro de amonio) 3M

H2O Destilada

Desarrollo

a) En un vaso de precipitados de 500 mL, coloque 100 mL de H2O destilada, más 1 mL de solución

de NH4SCN 0.2M y 1 mL de solución de FeCl3 0.2M en HCl 0.1N, y agite vigorosamente hasta

mezclar completamente. Se observará la aparición de un color rojo, debido a la formación de Sul-

focianuro férrico (Fe(SCN)3). Esta será la mezcla reaccionante (M.R.)

b) Numere cuatro vasos de pp. de 100 mL, y coloque en cada uno, 25 mL de la M.R.

c) Agregue a cada vaso el volumen de la sustancia indicada en la tabla siguiente:

vaso mL de FeCl3 0.2M mL de NH4SCN 0.2M mL de NH4Cl 3M Color

1 Solución M.R. (testigo)

2 0.5 0.5

3 1.0 1.0

4 5.0


1. Observe la intensidad de la coloración en cada vaso y anótela en la tabla.

2. Explique sus resultados, con base en la ley de Acción de Masas.

3. Para cada uno de los vasos, escriba la reacción química que se ha efectuado, y su dirección.

Efecto de la concentración sobre la velocidad de una reacción química

Material


Pipetas de 10 mL

5 Vasos de precipitados de 150 mL

Probeta de 100 mL

Reactivos

0.25g de KI (yoduro de potasio) sólido

H2SO4 1:6

solución de Almidón

Na2S2O3 (tiosulfato de sodio) 0.02N

H202 (peróxido de hidrógeno) 0.2 %

H2O Destilada

Desarrollo

a) En un matraz Erlenmeyer de 250 mL, coloque 0.25 g de KI y añada 25 mL de solución de H2SO4

1:6 (DE UNA BURETA DE 50 mL QUE USARA TODO EL GRUPO) Agite hasta disolución

completa y agregue 25 mL de H2O destilada para completar 50 mL. Esta solución se denominará

"solución de HI (ácido yodhídrico)" y se utilizará en este experimento y los dos siguientes.

b) Prepare una serie de vasos de precipitados de 100mL que contengan las cantidades de reactivo

que se indican en la tabla siguiente y mezcle completamente.



Reactivo Vaso 1 Vaso 2 Vaso 3 Vaso 4 Vaso 5

Solución HI (mL) 5 5 5 5 5

Na2S2O3 0.02N (mL) 1.5 1.5 1.5 1.5 1.5

Almidón (gotas) 5 5 5 5 5

Agua destilado (mL) 3 2.5 2 1.5 1

c) Midiendo con la mayor precisión posible, agregue a cada vaso la cantidad de peróxido de hidró-

geno que se indican en la tabla siguiente y mezcle completamente.

Vaso 1 Vaso 2 Vaso 3 Vaso 4 Vaso 5

H2O2 0.2% (mL) 0.5 1 1.5 2 2.5

d) Utilizando un cronómetro, mida el tiempo transcurrido desde que se inicia la adición del peróxi-

do, hasta que en la solución aparezca un color azul. Después de que aparezca el color en cada va-

so, mida la temperatura de la mezcla.


1. Escriba sus resultados en la tabla siguiente


Tiempo / segundos

Temperatura/°C

2. Escriba las reacciones químicas que se han efectuado.

3. Con los datos del experimento calcule la concentración mM y la velocidad de descomposición

del peróxido en mM/s, en cada vaso.

4. Elabore la gráfica de velocidad de reacción en función de la concentración y determine el orden

de reacción y la constante de velocidad específica.

Influencia de la temperatura sobre la velocidad de una reacción química

Material

Pipetas de 10 mL

Pipetas de 5 mL


Reactivos

Solución "HI" del experimento anterior


Na2S2O3 (tiosulfato de sodio) 0.02N

H202 0.2 %

H2O Destilada

Desarrollo

a) Prepare una serie de cinco vasos de precipitados como se indica en la tabla del inciso (b) del ex-

perimento anterior.

b) Pre-incube la mezcla de reacción durante 10 minutos en baño maría a la temperatura que le indi-

que su profesor (baño de hielo, 40 ó 60 ºC).

c) Midiendo con la mayor precisión posible, agregue a cada vaso, la cantidad de H2O2 que se indica

la tabla del inciso (c) del experimento de Efecto de la concentración, sin sacar el vaso del baño

maría.


do, hasta que en la solución aparezca un color azul. Después de que aparezca el color en cada va-

so, mida la temperatura del contenido del mismo.




1. Escriba sus resultados en la tabla siguiente


Tiempo / segundos

Temperatura/°C




de reacción y la constante de velocidad específica a la temperatura asignada.

4. Con los valores de velocidad específica de todo el grupo, elabore la grafica de velocidad específi-

ca en función de la Temperatura y determine la energía de activación.

Efecto del pH sobre la velocidad de una reacción química.

Material

Pipetas de 10 mL

Pipetas de 5 mL


Reactivos

Solución "HI" del experimento anterior


Na2S2O3 0.02N

H202 0.2 %

H2O Destilada

Desarrollo

a) Prepare una serie de cinco vasos de precipitados como se indica en la tabla del inciso (b) del ex-

perimento de Efecto de la concentración.

b) Añada a los vasos 5 mL de la solución de HCl que le indique su profesor (HCl 0.01 N, HCl 0.1 N

ó HCl 1 N).

c) Midiendo con la mayor precisión posible, agregue a cada vaso la cantidad de H2O2 que se indica

la tabla del inciso (c) del experimento de descomposición del H2O2.


do, hasta que en la solución aparezca un color azul.




Tiempo / segundos

pH




de reacción y la constante de velocidad específica al pH asignado.

4. Con los valores de velocidad específica de todo el grupo elabore la grafica de velocidad específi-

ca en función del pH.

5. A partir de las reacciones químicas, explique el efecto del pH sobre la velocidad de esta reacción.



Efecto de un catalizador inorgánico sobre la velocidad de hidrólisis de Sacarosa

Material

Pipetas de 10 mL

Pipetas de 5 mL

5 tubos de ensayo

Baño María a Ebullición

Reactivos

Sacarosa 0.05 M

H2SO4 1:6

NaOH 10%

Solución de Fehling “A"

Solución de Fehling "B"

H2O Destilada

Desarrollo

a) Prepare cuatro tubos de ensayo, siguiendo las ins-

trucciones de la tabla siguiente. Recuerde mezclar

completamente el contenido de los tubos después

de añadir cada reactivo.

Tubo 1 2 3 4

Sacarosa 0.05 M / mL 5 5

H2O destilada / mL 5 5

H2SO4 1:6 / gotas 3 3

b) Coloque todos los tubos en un Baño María a ebu-

llición, durante 15 minutos.

c) Neutralice el ácido de los tubos 1 y 3, añadiendo 12 gotas de NaOH 10%. (la normalidad aproxi-

mada de las soluciones es de 5.9 para el H2SO4 1:6 y 2.5 para el NaOH 10%). Compruebe que se

ha neutralizado el ácido, usando papel indicador de pH. Sí es necesario, añada más gota de NaOH

10%.

d) Añada a cada tubo 2 mL de Reactivo de Fehling “A” y 2 mL de Reactivo de Fehling “B” y mez-

cle completamente.

e) Coloque todos los tubos en Baño María a ebullición, durante 5 minutos.

f) Esta prueba se considera positiva con la presencia de precipitado rojo de Cu2O (óxido cuproso).


1. Anote sus resultados en la tabla siguiente.

Tubo 1 2 3 4

Resultado

2. Anote la reacción de Fehling, sus resultados y conclusiones.

3. ¿Actúa el ácido sulfúrico como catalizador? ¿Por qué?

Efecto de un catalizador biológico sobre la velocidad de hidrólisis de Sacarosa

Material

Pipetas de 10 mL

Pipetas de 5 mL

5 tubos de ensayo

Baño María a 40 °C

Baño María a Ebullición

Reactivos

Sacarosa 0.05 M

Regulador de CH3COONa pH = 4.7

Solución de Invertasa

Solución de Fehling “A"

Solución de Fehling "B"

H2O Destilada



Desarrollo

a) Prepare cuatro tubos de ensayo, siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente. Recuerde mez-

clar completamente el contenido de los tubos después de añadir cada reactivo.

Tubo

Solución 1 2 3 4

Sacarosa 0.1N / mL 5 5

H2O destilada / mL 5 5

Sol. reguladora, pH = 4.7 1 1

b) Pre incubar todos los tubos en Baño María a 40° durante el tiempo que sea necesario para que la

solución alcance la temperatura de 40°.

c) Añadir a todos los tubos 0.2 mL de solución de Invertasa, mezclar completamente y volver a co-

locar los tubos en Baño María.

d) Incubar todos los tubos a 40° durante 15 minutos.

e) Añada a todos los tubos 2 mL de Reactivo de Fehling “A” y 2 mL de Reactivo de Fehling “B” y

mezcle completamente.

f) Coloque todos los tubos en Baño María a ebullición, durante 5 minutos.

g) Esta prueba se considera positiva con la presencia de precipitado rojo de óxido cuproso.


1. Anote sus resultados en la siguiente tabla:

Tubo 1 2 3 4

Resultado

2. Compare los resultados con los del experimento anterior, anote sus observaciones.

Julio 2017


mlvm / maov / 29 Cinética Enzimática

CINÉTICA ENZIMÁTICA

Preparación de la solución de Amilasa

Material


Una Pipeta de 10 mL


Baño de hielo

Reactivos

Regulador de fosfatos pH 7

Amilasa en polvo

Desarrollo

a) En un vaso de precipitados, disuelva la enzima que le proporcionen, en la mínima cantidad posi-

ble de regulador de fosfatos de pH 7. Vacíe la solución a un matraz aforado de 100 mL y afore

con solución reguladora.

b) Conserve esta solución en baño de hielo. Esta es la solución de Enzima que se usará en todos los

experimentos.

Efecto de la temperatura sobre la actividad enzimática

Material

7 tubos de ensaye

2 pipetas de 1 mL

2 pipetas de 5 mL


2 tubos Klett

Reactivos

Solución de enzima

Sustrato de almidón

Regulador de fosfatos de pH 7

Ácido 3,5-dinitrosalicílico

Agua destilada

Desarrollo

a) Prepare una serie de 7 tubos siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente. Recuerde mezclar

perfectamente los tubos al añadir cada reactivo.

Tubo

Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6 7

Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.0 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Solución reguladora de fosfatos

0.02M pH = 7

2.0 1.5 1.5 1.5 1.5 1.5 1.5

Agua destilada 3 3 3 3 3 3 3

Pre incubar 5 minutos a: 20°C 0°C 20°C 40°C 50°C 60°C 92°C

b) El tubo 1 será el testigo negativo t(-) por lo que no se le agrega sustrato.

c) Añada a cada tubo 0.5 mL de la solución de Amilasa e incúbelo como se indica en la tabla si-

guiente.

Tubo

Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6 7

Enzima 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Incubar 15 minutos a: 20°C 0°C 20°C 40°C 50°C 60°C 92°C

Ácido 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 1 1

Baño María ebullición por 10 minutos

d) Después de los 10 minutos en baño María a ebullición, los tubos se enfrían al chorro de agua y

se leen en el espectrofotómetro a 540 nm, empleando el tubo 1 como blanco para ajustar a ce-

Julio 2017



ro.

e) En caso de que las lecturas salgan de la escala, es necesario diluir la mezcla reaccionante 1 a 6

con agua destilada (1 mL de solución más 5 de agua), antes de leer.


1. Convierta la Densidad óptica en concentración molar de azucares reductores [AR], usando la

curva tipo que se le proporcionará. Sí es necesario, multiplique la concentración calculada por la

dilución (por 6)


Tubo 1 2 3 4 5 6 7

Densidad óptica 0

[AR] 0

3. Elabore la gráfica de [AR] en función de la Temperatura

4. En la gráfica obtenida, ubique la temperatura óptima de la enzima.

Efecto del pH sobre la actividad enzimática.

Material

6 tubos de ensaye

2 pipetas de 1 mL

2 pipetas de 5 mL


2 tubos Klett

Reactivos

Solución de enzima


Regulador de fosfatos de pH 5, 6, 7, 8, 9


Agua destilada

Desarrollo

a) Prepare una serie de 6 tubos, siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente. Recuerde mezclar


Tubo

Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6

Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.0 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

4 mL de Sol. Reg. de Fosfato

0.2M y NaCl 0.05M a pH de 7 (4.5mL) 5 6 7 8 9

Pre incubar 5 minutos a 40°C



guiente.

Tubo

Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6

Enzima 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Incubar 15 minutos a 40° C

Ácido 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 1

Baño María ebullición por 10 minutos



ro.


Julio 2017





1. Convierta la Densidad óptica en [AR], usando la curva tipo que se le proporcionará. Sí es necesa-

rio, multiplique la concentración calculada por la dilución (por 6)


Tubo 1 2 3 4 5 6

Densidad óptica 0

[AR] 0

3. Elabore la gráfica de [AR] en función del pH

4. En la gráfica obtenida, ubique el pH óptimo de la enzima.

Efecto de la concentración de sustrato sobre la actividad enzimática.

Material

9 tubos de ensaye

2 pipetas de 1 mL

2 pipetas de 10 mL


2 tubos Klett

Reactivos

Solución de enzima




Agua destilada

Desarrollo



Tubo

Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6 7 8 9

Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.0 0.5 1.0 2.0 3.0 4.0 5.0 6.0 7.0

Sol. Reg. de Fosfato 0.02M. pH = 7 7.5 7.0 6.5 5.5 4.5 3.5 2.5 1.5 0.5




guiente.

Tubo

Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6 7 8 9

Enzima 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Incubar 15 minutos a 40°C

Ácido 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 1 1 1 1

Baño María a ebullición por 10 minutos



ro.






Julio 2017




Tubo 1 2 3 4 5 6 7 8 9

Lectura Densidad óptica 0

[AR] 0

3. Elabore la gráfica de [AR] en función de [S] en mg/mL.

4. Determine los valores de KM y VMAX para el sistema, en estas condiciones.

KM = ____________mg de Almidón/L VMAX = ______________[AR]/min

Efecto de la concentración de enzima sobre la actividad enzimática.

Material

6 tubos de ensaye

1 pipetas de 1 mL

2 pipetas de 5 mL


2 tubos Klett

Reactivos

Solución de enzima


Regulador de fosfatos de pH 6.9


Agua destilada

Desarrollo



Tubo

Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6

Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.0 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Sol.Reg. de Fosfato 0.02M pH=7 1.5 1 1 1 1 1

H2O destilada 3.4 4.9 4.8 4.6 4.2 3.4




guiente.

Tubo

Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6

Enzima 1.6 0.1 0.2 0.4 0.8 1.6

Incubar 15 minutos a 40°C

Ácido 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 1

Baño María a Ebullición por 10 minutos



ro.







Julio 2017



Tubo 1 2 3 4 5 6

Densidad óptica 0

[AR] 0

3. Trace la gráfica de [AR] en función de [E] en mg/mL

4. Calcule el Número de Recambio de la enzima, en el experimento.

Julio 2017


mlvm / maov / 34 Propiedades de Glúcidos

PROPIEDADES DE GLÚCIDOS

Determinación de la estructura cristalina de glúcidos.

Material

Microscopio

Portaobjetos

Reactivos

Glucosa sólida

Sacarosa sólida

Almidón

Celulosa

Desarrollo

a) Examine al microscopio muestras sólidas de los siguientes glúcidos: Glucosa, Sacarosa, Al-

midón, Celulosa y el resto que le sean proporcionados.


1. Dibuje los esquemas correspondientes.

Glucosa Sacarosa Almidón Celulosa

2. Anote los glúcidos que presenten estructura cristalina.

3. ¿Qué relación existe entre la estructura de un glúcido y su peso molecular?

Formación de Osazonas

Material

3 tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL


Reactivos

Glúcido en sólido

Clorhidrato de Fenilhidrazina

Acetato de Sodio

Agua destilada

Desarrollo

a) Coloque en un tubo de ensayo: 0.1 g de un car-

bohidrato, más 0.2 g. de clorhidrato de Fenil-

hidrazina, más 0.3 g de acetato de sodio crista-

lizado y 4 mL de agua. Agitar enérgicamente

y tapar el tubo, con un tapón de papel, que per-

mita la salida de vapor.

b) Coloque el tubo en baño María a ebullición,

agitando ocasionalmente. Observe el tiempo

que tardan en aparecer los cristales. Sí en 20

minutos de calentamiento, no se han formado

cristales, retire el tubo del Baño María y déjelo

enfriar en baño de hielo

c) Anote el tiempo de cristalización y si fue en frío o en caliente.

d) Observe al microscopio, los cristales de osazona preparados por TODOS los equipos del grupo.

Julio 2017




1. Dibuje esquemas de cada uno de los cristales.

2. Escriba la reacción que se efectúa.

3. Escriba la razón por la que Glucosa, Manosa y Fructosa forman la misma osazona.

Reacción de Molisch-Udransky

Material

8 tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL

Reactivos

Solución de Formaldehido

Solución de Glucosa

Solución de Fructosa

Solución de Arabinosa

Solución de Sacarosa

Suspensión de Almidón

Agua destilada

Reactivo de Molisch-Udransky

H2SO4 concentrado

Desarrollo

a) Numere 8 tubos de ensaye, y coloque, 3 mL de las

soluciones siguientes: (1) H2O destilada, (2) For-

maldehido, (3) Glucosa, (4) Fructuosa, (5), Arabi-

nosa (6) Sacarosa, (7) Almidón y (8) la muestra

problema.

b) Añada a todos los tubos, 6 gotas de reactivo de

Molisch-Udransky (solución de alfa-naftol al 5%

en alcohol) Mezcle completamente.

c) Posteriormente añada a todos los tubos, 1 mL de

H2SO4 concentrado, inclinando el tubo y dejando

resbalar cuidadosamente el ácido por las pare-

des para estratificar. La reacción es positiva si

aparece en la interfase un anillo de color violeta (NO café)


1. Anote las soluciones que den positiva la reacción, en la tabla al final del capítulo.

2. Escriba si esta reacción se puede usar para diferenciar un glúcido de otro y porqué.

3. Escriba la reacción química que se efectúa.

Julio 2017



Reacción de Fehling

Material

8 tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL


Reactivos

Solución de Formaldehido




Solución de Sacarosa

Suspensión de Almidón

Solución A de Fehling

Solución B de Fehling

Agua destilada

Desarrollo

a) Numere 8 tubos de ensaye, y coloque en cada uno, 2 mL de solución A y 2 mL de la solución B

del reactivo de Fehling. Mezcle completamente.

b) Coloque en el tubo respectivo, 3 gotas de las soluciones de: (1) H2O destilada, (2) Formaldehido,

(3) Glucosa, (4) Fructuosa, (5), Arabinosa (6) Sacarosa, (7) Almidón y (8) la muestra problema.

c) Coloque los tubos en baño María a ebullición durante 5 minutos.

d) Deje enfriar los tubos a temperatura

ambiente (no enfriar con agua). la re-

acción es positiva si se forma un preci-

pitado rojo ladrillo de Óxido cuproso

(Cu2O)


1. Anote sus resultados en la tabla al final

del capítulo.

2. Anote porque algunos azúcares dan

negativa la reacción.

3. Mencione 3 sustancias que usted con-

sidere puedan dar positiva la reacción

de Fehling y no sean azúcares.

4. Escriba la reacción química que se

efectúa.

Reacción de Barfoed

Material

6 tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL


Reactivos



Solución de Lactosa

Solución de Maltosa

Reactivo de Barfoed

Agua destilada

Julio 2017



Desarrollo

a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue a cada uno

3 mL de reactivo de Barfoed.

b) Coloque en los tubos, 1 mL de la solución co-

rrespondiente: (1) H2O destilada, (2) Glucosa,

(3) Arabinosa, (4), Lactosa (5) Maltosa y (6) la

muestra problema.

c) Coloque los tubos en baño María a ebullición.


1. En la tabla al final del capítulo, anote el tiempo

que tarda en aparecer un precipitado color, rojo

de óxido cuproso.

2. ¿Qué diferencia hay en el tiempo de reacción de

Monosacáridos y Disacáridos?


Reacción de Bial

Material

4 tubos de ensayo

Pipetas de 5 mL


Reactivos



Reactivo de Bial

Butanol

Agua destilada

Desarrollo

a) Numere 4 tubos de ensayo, en cada uno coloque, 3 mL del reactivo de Bial. ¡¡¡PRECAU-

CIÓN!!!

b) Añada a los tubos, 0.5 mL de la solución correspondiente: (1) H2O destilada, (2) Glucosa, (3)

Arabinosa y (4) la muestra problema.

c) Caliente los tubos en baño maría durante 5 minutos.

d) Diluya cada tubo con 5 mL de H2O destilada y agregue 2 mL de butanol. Agite enérgicamente

los tubos y deje reposar. Mida el tiempo que tarda en aparecer el color.


1. Anote sus resultados en la tabla al final del capítulo.


3. ¿Cuál es la diferencia entre pentosas y hexosas?

Reacción de Seliwanoff

Material

4 tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL


Reactivos



Reactivo de Seliwanoff

Agua destilada

Julio 2017



Desarrollo

a) Numere 4 tubos de ensaye.

b) Coloque en los tubos 1 mL de la solución correspondiente:

(1) H2O destilada, (2) Glucosa, (3) Fructosa y (4) la muestra

problema.

c) Agregue a cada tubo, 0.5 mL del reactivo de Seliwanoff.

d) Caliente todos los tubos en baño María a ebullición, exacta-

mente 60 segundos. Anote cual glúcido cambió de color en la

tabla al final del capítulo.

e) Continúe calentando durante 5 minutos y anote el tiempo al

que se observa el cambio de color.


1. Escriba sus resultados en la tabla al final del capítulo.

2. Escriba la reacción que se efectúa.

3. ¿Cuál es la diferencia entre cetosas y aldosas?

Reacción de Lugol

Material

4 tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL


Reactivos

Solución de Almidón

Solución de Glucógeno

Lugol

Agua destilada

Desarrollo

a) Numere 4 tubos de ensaye.

b) Coloque en los tubos 2 mL de: (1) H2O destilada, (2) Almidón, (3) Glucógeno y (4) la muestra

problema.

c) Añada a cada tubo una gota de Lugol y mezcle, anote el color que se produce, en la tabla al final

del capítulo.

d) Caliente los tubos en Baño María a ebullición, y déjelos enfriar nuevamente observando lo que

ocurre con la coloración durante el calentamiento y después de este.

e) Escriba sus resultados en la tabla al final del capítulo.


1. Escriba porqué el complejo almidón-yodo es termolábil.

2. Anote si la reacción del Lugol, es característica para cualquier polisacárido.

Julio 2017



Resumen de propiedades químicas de Glúcidos

GLÚCIDO Molisch-

Udransky Fehling Barfoed Bial

Seliwanoff Lugol

1a 2

a

Formaldehido

Glucosa

Fructosa

Arabinosa

Sacarosa

Lactosa

Maltosa

Almidón

Glucógeno

Problema

Julio 2017


mlvm / maov / 40 Oxidaciones Biológicas

OXIDACIONES BIOLÓGICAS

Oxidación por pérdida de electrones

Material

2 Matraces Erlenmeyer de 250 mL

Tapón con válvula de Bunsen

Pipeta 10 ó 5 mL

Pipeta 1 mL

Mosaico blanco

1 Probeta de 50 mL

Reactivos

0.5 g de fibra de Fe

H2SO4 al 10%

agua destilada

K3[Fe(CN)6] (ferricianuro de potasio) 0.5%

KSCN (sulfocianuro de potasio) 0.5%

KMnO4 0.1M

Desarrollo

a) Coloque en un matraz provisto de tapón con válvula de Bunsen abierta, 0.5 g de fibra de Fe y 15

mL de H2SO4 al 10 %; mezcle enérgicamente para tratar de disolver el hierro (lo más posible),

antes de calentar.

b) Caliente a ebullición hasta la disolución del Fe, evitando que se evapore completamente la mez-

cla. Si es necesario añada más ácido.

c) Enfríe al chorro del agua en la tarja; disuelva el residuo de FeSO4 (sulfato ferroso), en 50 mL de

agua destilada.

d) Con plumón, dibuje dos líneas que dividan el mosaico en 4 partes iguales.

e) Prueba para sales ferrosas. En el espacio superior izquierdo del mosaico, coloque 1 gota de so-

lución de FeSO4 y unas gotas de K3[Fe(CN)6] 0.5 %. La obtención de una coloración ó precipita-

do azul indicará la presencia de sales ferrosas.

f) Prueba para sales férricas. En el espacio superior derecho del mosaico, coloque 1 gota de la so-

lución de FeSO4 y unas gotas de solución de KSCN 0.5 %, un color rojo es indicio de la presen-

cia de sales férricas.

g) Oxidación de la sal ferrosa a sal férrica. Coloque en un matraz Erlenmeyer 10 mL de la solu-

ción de FeSO4 y 3 mL de H2SO4 10 %, caliente a ebullición (evitando que se evapore) y en ca-

liente, agregue gota a gota KMnO4 0.1 M hasta que persista un color rosa muy pálido.

h) Para comprobar el paso de sal ferrosa a sal férrica, repita las reacciones de los incisos (d) con

K3[Fe(CN)6] 0.5 % y (e) con KSCN 0.5 %, en los espacios limpios del mosaico.


1. Anote sus resultados en la siguiente tabla.

Soluciones de: K3[Fe(CN)6] KSCN

FeSO4

Fe2(SO4)3

2. ¿Qué gas es el que escapa durante la disolución del Hierro?

3. Escriba las reacciones químicas, en cada caso.

4. Si el KMnO4 es capaz de oxidar al FeSO4 ¿Qué compuesto se reduce?

5. Escriba la reacción de oxido-reducción efectuada.

Julio 2017



Oxidación por deshidrogenación

Material

7 tubos de ensaye

3 pipetas de 5 mL

Reactivos

azul de metileno diluido

Na2S2O4 (hidrosulfito de sodio)

vaselina

H2O2 0.4%

FeCl3 1%

Desarrollo

a) Prepare una serie de 5 tubos de ensaye y numérelos.

b) Añada a cada uno, 5 mL de la solución de azul de metileno diluido.

c) Agregue a cada uno de los tubos, gota a gota una solución recién preparada de Na2S2O4, no debe

estar turbia; cuente el número de gotas necesario para decolorar completamente la solución de azul

de metileno.

d) El tubo 1 es el testigo en reposo; a temperatura ambiente mida el tiempo que tarda en recuperar el

color azul

e) Los tubos 2 y 3 se someten a los tratamientos indicados en la tabla siguiente. Mida el tiempo que

tarda cada tubo en recuperar el color azul.

Tubo 1 2 3

Tratamiento Reposo Baño María a

ebullición

Agitación

enérgica

f) A los tubos 4 y 5, sin agitarlos y a temperatura ambiente, agregue los reactivos indicados en la

tabla siguiente, contando el número de gotas necesario para que recuperen el color azul.

TUBO 4 5

TRATAMIENTO H2O2 0.4% FeCl3 1%,


1. Anote en la tabla, el tiempo o el número de gotas necesarios para que cada tubo recupere el color

azul.

Tubo 1

(segundos) 2

(segundos) 3

(segundos) 4

(gotas) 5

(gotas)

Tiempo o gotas

2. Escriba la reacción química que se ha efectuado.

Julio 2017



Obtención de la fracción mitocondrial del tejido

Material

Estuche de disección

Mortero

Tubos de centrifuga

Centrífuga

pipetas de 5 y 10 mL

Reactivos

KCl (cloruro de potasio) 0.15 M

Hielo

Desarrollo

a) Pese 8 g de hígado y manténgalo en baño de hielo.

b) Trabajando en baño de hielo, fraccione la muestra finamente con tijeras y prepare un homogenei-

zado en un mortero FRIÓ, añadiendo 7 mL de KCl 0.15 M FRIÓ, por cada gramo de tejido.

c) Centrifugue el homogeneizado a 500 rpm por 15 minutos, a 4 °C.

d) Decante el sobrenadante en un recipiente limpio y FRÍO, y deseche el residuo.

e) Vuelva a centrifugar a 4 °C el sobrenadante, pero ahora a 3000 rpm por 15 minutos.

f) De los tubos de centrífuga, decante el sobrenadante en un recipiente limpio y guarde el precipita-

do para usarlo más adelante. (inciso i)

g) Etiquete el recipiente con sobrenadante como "SOBRENADANTE DE HÍGADO" y consérvelo

en frío.

h) El precipitado de la última centrifugación (inciso g) se suspende en un volumen de KCl 0.15M

igual al del sobrenadante, y también se conserva en frío, etiquetado como "SUSPENSIÓN DE

HÍGADO".

Determinación de la actividad de Deshidrogenasa Succínica

Material

8 tubos de ensaye

5 pipetas de 5 mL

Reactivos

Azul de metileno 0.002 M

Succinato de sodio 0.1 M

Malonato de sodio 0.1 M

Agua destilada

Suspensión de Hígado o Corazón

Sobrenadante de Hígado o Corazón

a) Prepare una serie de 6 tubos de ensayo, como se indica en la tabla siguiente.

TUBO

Reactivos en mL 1 2 3 4 5 6

Azul de metileno 0.002M 0.3 0.3 0.3 0.3 0.3 0.3

Succinato de sodio 0.1M 0.0 0.5 0.5 0.0 0.5 0.5

Malonato de sodio 0.1M 0.0 0.0 0.5 0.0 0.0 0.5

H2O destilada 1.5 1.0 0.5 1.5 1.0 0.5

Mezclar bien y pre incubar a 37° por 5 minutos

Suspensión de Hígado 0.5 0.5 0.5 0.0 0.0 0.0

Sobrenadante de Hígado 0.0 0.0 0.0 0.5 0.5 0.5

Julio 2017



b) Mezcle enérgicamente el contenido de cada tubo y añada, resbalando por la pared, 0.5 mL de va-

selina para formar una capa sobre la solución. NO AGITE LOS TUBOS DESPUÉS DE AÑA-

DIR LA VASELINA.

c) Mantenga los tubos en incubación en Baño María a 37C, observe el color de los tubos al inicio

del experimento y cada diez minutos, durante media hora.


1. Anote sus lecturas respecto a los cambios de coloración, en el cuadro siguiente.

Tubo No

Tiempo / minutos 1 2 3 4 5 6

0

10

20

30

2. Escriba en cuál de las fracciones del hígado considera usted que se encuentran las mitocondrias

y por qué.

3. Explique el resultado, tomando en cuenta los reactivos contenidos en cada tubo.

4. Describa como actúa el Malonato de sodio.

Determinación de la actividad de Citocromo-Oxidasa.

MATERIAL

6 tubos de ensaye

4 pipetas 5 mL

REACTIVOS

alfa-Naftol 0.15 % en etanol al 10%

dimetil-para-fenilendiamina 0.15 %

KCN (cianuro de potasio) 0.01%

Agua destilada

Suspensión de Hígado o Corazón

Sobrenadante de Hígado o Corazón

Desarrollo

a) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye como se indica en la tabla siguiente:

TUBO No

Reactivos en mL 1 2 3 4 5 6

alfa-Naftol 0.15 % en Etanol 10% 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Dimetil-para-Fenilendiamina 0.15% 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

H2O destilada 1.0 2.0 0.5 1.0 2.0 0.5

Mezclar bien y pre incubar a 37° por 10 minutos

KCN 0.01% ((0.5 mL = 16 GOTAS)

¡¡¡PELIGRO, VENENO NO PIPETEAR!!! 0.5 0.5

Sobrenadante de Hígado 1.0 1.0

Suspensión de Hígado 1.0 1.0

Julio 2017



b) Mantenga los tubos en incubación en Baño María a 37C, agitándolos con frecuencia.

c) Observe cualquier cambio de color, en el inicio, a los 10, 30 y 30 minutos.


1. Anote sus observaciones en la tabla siguiente.

Tubo No

Tiempo / minutos 1 2 3 4 5 6

0

10

20

30

2. Describa la reacción química que se ha efectuado.

3. Escriba la razón por la que no se usó vaselina en este experimento.

4. Escriba el nombre del inhibidor para cada enzima.

5. Anote la fracción en que se encontraron las enzimas y cuál es la razón.

Julio 2017


mlvm / maov / 45 Propiedades de Lípidos

PROPIEDADES DE LÍPIDOS

Reacción de Hanus o Índice de yodo

Material

5 Tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL

Reactivos

Cloroformo

Aceite de algodón 10 % en Cloroformo

Aceite de cártamo 10 % en Cloroformo

Monoestearil glicerol 10 % en Cloroformo

Aceite de ricino 10 % en Cloroformo

Reactivo de Hanus

Desarrollo

a) Numere 6 tubos de ensaye, limpios y secos, prepare las mezclas que se describe en la tabla si-

guiente.

Tubo No

REACTIVO (mL) 1 (t-) 2 3 6 5 6

Cloroformo 6

Aceite de algodón en cloroformo 6

Aceite de cártamo en cloroformo 6

Monoestearil-glicerol en cloroformo 6

Aceite de ricino en cloroformo 6

Lípido problema en cloroformo 6

10 gotas de reactivo de Hanus SI SI SI SI SI SI

MEZCLAR ENÉRGICAMENTE

Cubrir completamente con aluminio SI SI SI SI SI SI


1. Anote en la tabla siguiente, cada 20 min (durante 80 minutos) el grado de decoloración de cada

tubo, con respecto al testigo negativo de cloroformo.

TIEMPO / minutos

Lípido 20 40 60 80

Lípido problema

Aceite de algodón

Aceite de cártamo

Monoestearil glicerol

Aceite de ricino

2. Escriba la razón por la que se utiliza como índice, el grado de decoloración de la solución.

3. Escriba la reacción química que se lleva a cabo.

Julio 2017



Extracción de lípidos de Cerebro.

Material

5 g de cerebro

Mortero con mano

2 Tubos de centrífuga

Pipeta Pasteur

Pipetas de 5 mL

Reactivos

mezcla cloroformo-metanol-HCl (200:100:1)

HCl 1N

Desarrollo

a) Triture perfectamente 5 g de cerebro, en un morte-

ro con 20 mL de una mezcla de cloroformo-

metanol-ácido clorhídrico (200:100:1) por 10 mi-

nutos.

b) Agregue 3 mL de HCl 1 N, mezcle completamente

y centrifugue a 2000 r.p.m. durante 10 minutos.

c) Separe la fase metanólica (transparente), de-

cantándola con cuidado a un tubo de ensayo, rotule

para uso posterior.

d) La fase clorofórmica (café claro), la obtendrá,

perforando con un hisopo de madera la capa inter-

media (sedimento) y por el orificio que se forma,

introducir cuidadosamente una pipeta Pasteur para tomar el líquido que se encuentra en la parte

inferior del tubo y rotule para su uso posterior. Deseche el sedimento.

Identificación de fosfolípidos de cerebro por cromatografía en capa fina.

Material

Placa de cromatografía

Pipeta Pasteur

Cámara de cromatografía

Reactivos

Cloroformo

Fase clorofórmica

Ninhidrina

Desarrollo

a) En un tubo de ensayo coloque 0.5 mL del líquido de la fase

clorofórmica obtenida en la extracción de lípidos del cerebro,

y agréguele 0.5 mL de Cloroformo.

b) Utilizando una pipeta Pasteur, aplique 1 gota de esta dilución

en 3 puntos equidistantes en una cromatoplaca previamente

preparada, a 2 cm de altura de la base.

c) Repita a aplicación en otra cromatoplaca.

d) Permita que el Cloroformo se evapore e introduzca la primera

placa en una cámara de cromatografía que contenga como sol-

vente de elusión, una mezcla de cloroformo–metanol-ácido

acético-agua (65: 25:8:4)

e) Deje desarrollar el cromatograma hasta que el solvente alcance el frente del solvente ya marcado;

saque la placa de la cubeta y déjela secar.

Julio 2017



f) En esta forma se tendrán 3 cromatogramas en la misma placa, los cuales se rocían con Ninhidri-

na, que revela fosfoaminolípidos.

g) Coloque la placa de cromatografía tratada en el horno a 100C, por 10 minutos para efectuar la

reacción.

h) La segunda placa se revela en una cámara con yodo sublimado que revela todos los lípidos.


1. Calcule los valores de Rf de cada una de las manchas e identifíquelas (con respecto a los valores

de referencia que se le proporcionen para las diferentes fracciones), anotándolas en una tabla.

Identificación de cerebrósidos.

Material

1 Tubo de ensayo

Pipetas de 5 mL

Reactivos

Fase metanólica

Reactivo de Molisch-Udransky

H2SO4 concentrado

Desarrollo

1. Utilizando 1 mL del líquido de la fase metanóli-

ca, obtenido en la extracción de lípidos de cere-

bro, trate de demostrar la presencia de cerebrósi-

dos utilizando la reacción de Molisch-Udransky

cuya técnica y fundamento fue descrito en la

práctica de Glúcidos.


1. Anote el resultado.

2. ¿Qué porción de la molécula de cerebrósido se identifica con esta reacción?

Reacción de la Acroleína. Identificación de acilglicéridos.

Material

3 Tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL

Reactivos

Glicerina

Aceite de algodón

KHSO4 (bisulfato de potasio)

Desarrollo

a) Coloque un poco de KHSO4 en 3 tubos de ensayo limpios, secos y numerados.

b) Añada al tubo 1, 5 gotas de glicerina, al tubo 2,

5 gotas de aceite de algodón, cártamo o girasol

(sin solvente) y al tubo 3, 5 gotas del lípido

problema.

c) Caliente en baño maría a ebullición y huela in-

directamente los vapores. Anote su resultado.


1. Se puede considerar esta reacción general para

cualquier lípido, ¿Por qué?

2. Escriba la reacción que se ha efectuado.

Julio 2017



Reacción de Liebermann-Burchards

Material

4 Tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL

Reactivos

Cloroformo

Colesterol en cloroformo

Fase clorofórmica

Anhídrido acético

H2SO4 concentrado

Desarrollo

a) Prepare 4 tubos de ensayo, siguiendo las instrucciones de la tabla.

Tubo No

REACTIVO (mL) 1 (t-) 2 3 4

Cloroformo 3

Sol. Clorofórmica de colesterol puro 3

Fase clorofórmica 3

Problema 3

Anhídrido acético. Usar en la campana 1 1 1 1

MEZCLAR COMPLETAMENTE

H2SO4, ¡Precaución! deslizar por la pared lentamente 1 1 1 1

Resultado


1. Observe los cambios de coloración que se producen con respecto al testigo negativo de clorofor-

mo y anote sus resultados en la tabla.

Tubo No 1 (t-) 2 3 4

Resultado

Grado de permeabilidad de una capa lipídica

Material

4 Tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL

Reactivos

Azul de metileno más monoestearato de glicerilo

en Butanol

Azul de metileno más colesterol en Butanol

Azul de metileno en Butanol

extracto clorofórmico

Desarrollo

a) Evapore a sequedad, 2 mL del líquido de la fase clorofórmica obtenida en la extracción de lípi-

dos del cerebro. Evaporar en Baño María.

b) El residuo obtenido se disuelve con 2 mL de azul de metileno en butanol. Marque la muestra co-

mo Fosfolípidos en butanol.

c) Prepare 4 tubos de ensaye como se indica en la tabla siguiente. Las soluciones se agregan al agua,

resbalando lentamente por las paredes del tubo, para estratificar.

Julio 2017



Tubo No

Reactivos / mL 1 2 3 4

Agua 5 5 5 5

Azul de metileno más monoestearato de glicerilo en Butanol 2 -- -- --

Azul de metileno más fosfolípidos en Butanol -- 2 -- --

Azul de metileno más colesterol en Butanol -- -- 2 -

Azul de metileno en Butanol -- -- -- 2

d) Deje los tubos en reposo, procurando moverlos

lo menos posible.

e) Observe la difusión del azul de metileno después

de que transcurran 2, 4 y 24 horas.


1. Registre el grado de difusión del azul de metile-

no con respecto al tiempo, en la siguiente tabla.

Tiempo (horas)

Reactivos 2 4 24 Permeabilidad

Final

Azul de metileno más monoestearato de glicerilo en Butanol

Azul de metileno más fosfolípidos en Butanol

Azul de metileno más colesterol en Butanol

Azul de metileno en Butanol

2. Anote a que se debe la diferencia, en cuanto al grado de difusión del azul de metileno, con res-

pecto al tipo de lípido usado.

3. Escriba la relación que existe, entre la difusión del colorante con respecto al grado de permeabili-

dad de las capas lipídicas utilizadas.

Julio 2017


mlvm / maov / 50 Propiedades de Ácidos Nucleicos

PROPIEDADES DE ÁCIDOS NUCLEICOS

Obtención de DNA del bazo

Material

2 Tubos de centrífuga

Pipetas de 5 mL


Reactivos

Bazo

Solución reguladora de citrato 0.01 M en NaCl

0.14 N, pH 7.2

NaCl 2.6 M

alcohol etílico al 95%

Desarrollo

a) Coloque en un vaso de licuadora frío, 450 mL de solución reguladora de citratos-NaCl.

b) Ponga a funcionar la licuadora y vaya añadiendo los trozos de bazo congelado uno a uno, espe-

rando a que se homogeneíce completamente el primero, antes de añadir el segundo y así sucesi-

vamente SIN QUE SE CALIENTE LA MEZCLA. Una vez terminada la adición, continúe

homogeneizando por 30 segundos.

c) Coloque el homogeneizado en tubos de centrifuga adecuados y tárelos.

d) Centrifugue por 15 minutos a 5000 r.p.m., en la centrifuga refrigerada. Deseche el sobrenadan-

te y conserve el residuo 1.

e) En cada tubo, lave el residuo de la centrifugación anterior con 15 mL de solución reguladora de

citratos, agitando hasta re suspender con ayuda de un agitador de vidrio.

f) Vuelva a tarar los tubos y nuevamente centrifugue por 5 minutos a 5 000 r.p.m. El segundo so-

brenadante también se desecha.

g) Al residuo de la segunda centrifugación de cada tubo, añádale 15 mL de NaCl 2.6M frío y homo-

genice por agitación.

h) Nuevamente tare los tubos y centrifugue el homogenizado a 8 000 r.p.m. por 30 minutos. El

líquido sobrenadante contiene el DNA, SE ROTULA Y SE GUARDA PARA LA OBTEN-

CIÓN DEL DNA. El residuo que contiene restos celulares y proteínas insolubles, se desecha.

i) El líquido sobrenadante con DNA, se coloca en un vaso de precipitados de 150 mL y se añaden

lentamente por la pared del vaso, 2 volúmenes de alcohol etílico al 95%, procurando que la fase

alcohólica quede en la parte superior. Se deberá observar la formación de un precipitado blan-

co denso en la interfase.

j) Introduzca un agitador, con salientes pequeñas hasta el fondo del vaso de precipitados, gírelo y

extráigalo lentamente del vaso procurando enrollar sobre él las fibras de DNA precipitado.

k) En la forma anterior recolecte todo el DNA que sea posible y transfiéralo a un frasco Gerber que

contenga 10 mL de agua. (El DNA debe disolverse) Esta es la solución problema para deter-

minar DNA en el siguiente experimento.


1. Elabore un esquema de las fibras de DNA obtenidas.

2. Anote la razón de utilizar el bazo como fuente de DNA.

3. Escriba si es conveniente o no, utilizar regulador de fosfatos para la extracción del DNA y ¿por

qué?

4. Escriba la razón por la que se lleva a cabo la extracción a baja temperatura.

Julio 2017



Identificación y Cuantificación de DNA.

Material

6 Tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL


2 Tubos Klett

Reactivos

Solución patrón de DNA 1 mg/mL

Solución DNA problema

Reactivo de Dische

Desarrollo

a) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye, numerándolos.

b) Tubo 1, coloque únicamente 2 mL de H2O destilada como testigo negativo.

c) Tubo 2, coloque 2 mL de solución patrón de DNA [1 mg/mL]

d) Tubo 3, coloque 2 mL de H2O destilada, más 2 mL de solución patrón de DNA [0.5 mg/mL] y


e) Tubo 4, coloque 2 mL de H2O destilada, más 2 mL de la solución del Tubo 3 [0.25 mg/mL] y


f) Tubo 5, coloque 2 mL de H2O destilada, más 2 mL de la solución del Tubo 4 [0.125 mg/mL] y

mezcle completamente. Deseche 2 mL.

g) Tubo 6, coloque 2 mL de solución DNA problema, obtenida en la extracción del DNA del bazo.

h) Para desarrollar color, siga las instrucciones de la tabla siguiente.

TUBO No

Reactivo / mL 1(t-) 2 3 4 5 6 (p)

Reactivo de Dische (en la campana extractora) 4 4 4 4 4 4

Agitar vigorosamente

Incubar 10 minutos en BAÑO MARÍA. a ebullición

Enfriar 5 minutos en baño de hielo, (color azul transparente)

i) Mida la intensidad del color en el espectrofotómetro a 600 nm, AJUSTÁNDOLO A 0 CON EL

TUBO 1.



TUBO No

1 (t-) 2 3 4 5 6 (p)

DENSIDAD ÓPTICA (D.O.) 0

Concentración (mg/mL) 0 1.0 0.5 0.25 0.125

2. Grafique D.O. en función de la concentración de DNA en mg/mL.

3. Interpole el valor de D.O. de la solución problema y obtenga la concentración del DNA en

mg/mL de la solución problema.

Julio 2017



Identificación y Cuantificación de RNA

Material

6 Tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL


2 Tubos Klett

Reactivos

Solución patrón de RNA 0.3 mg/mL

Solución RNA problema

Reactivo de Orcinol ácido

Reactivo de Orcinol alcohol

Desarrollo

a) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye, numerándolos.

b) Tubo 1, únicamente 3 mL de H2O destilada. (t(-), amarillo)

c) Tubo 2, coloque 3 mL de sol. patrón de RNA [0.1 mg/mL]

d) Tubo 3, coloque 3 mL de H2O destilada, más 3 mL de solución patrón de RNA [0.05 mg/mL] y


e) Tubo 4, coloque 3 mL de H2O destilada, más 3 mL de solución del Tubo 3 [0.025] y mezcle

completamente.

f) Tubo 5, coloque 3 mL de H2O destilada, más 3 mL de solución del Tubo 4 [0.0125] y mezcle

completamente. Deseche 3 mL.

g) Tubo 6, únicamente 3 mL del RNA problema.

h) A continuación, aplique a los tubos el tratamiento de la tabla siguiente.

TUBO No

Reactivo / mL 1(t-) 2 3 4 5 6 (p)

Reactivo de Orcinol ácido (en la campana extractora) 6 6 6 6 6 6

Reactivo de Orcinol alcohol (en la campana extractora) 0.4 0.4 0.4 0.4 0.4 0.4

Agitar vigorosamente

Incubar 10 minutos en BAÑO MARÍA. a ebullición

Incubar 5 minutos en baño de hielo (color verde esmeralda)

i) Mida la intensidad del color en el espectrofotómetro a 660 nm, AJUSTANDO A CERO CON

EL TUBO 1.



TUBO No

1 (t-) 2 3 4 5 6 (p)


Concentración (mg/mL) 0 0.1 0.05 0.025 0.0125

2. Grafique D.O. en función de la concentración de RNA en mg/mL.

3. Interpole el valor de D.O. de la solución problema y obtenga la concentración de RNA en

mg/mL, de la solución problema.

Julio 2017



Identificación y Cuantificación de Fosfato Total

Material

6 Tubos de ensaye

Pipetas de 5 mL


2 Tubos Klett

Reactivos

Buffer acetatos 0.1N pH= 4

Reactivo de Molibdato 2.5%

Vitamina C 1% (reciente)

Sol. tipo de PO4 1M

Sol. tipo de PO4 2.5M

Sol. tipo de PO4 5M

Problema de DNA

Problema de RNA

Agua destilada

Desarrollo

a) Prepare una serie de 6 tubos como se indica en la tabla siguiente.

TUBO No

Reactivo /mL 1 t- 2 3 4 5 6

Buffer acetatos 0.1M pH= 4 7 7 7 7 7 7

Reactivo de Molibdato 2.5% 0.5 o.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Vitamina C 1% (reciente) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

H2O destilada 2

Sol. tipo de PO4 1M/mL 2

Sol. tipo de PO4 2.5M/mL 2

Sol. tipo de PO4 5M/mL 2

Problema de DNA 2

Problema de RNA 2

Reposar 30 minutos a temperatura ambiente (color azul)

b) Mida la intensidad del color desarrollado en el espectrofotómetro a 660 nm, usando como blan-

co el tubo 1.



TUBO No

1 (t-) 2 3 4 5 (DNA) 6 (RNA)


Concentración (M/mL) 0 1.0 2.5 5.0

2. Grafique D.O. en función de la concentración de Fosfato.

3. Interpole los valores de D.O. de las soluciones problema (DNA y RNA) y obtenga la concentra-

ción d mL.

4. Anote como afecta el medio ácido y el básico los enlaces 3'-5' diéster fosfato.

Julio 2017


mlvm / maov / 54 Apéndice I. Curva Tipo de Azucares Reductores

APÉNDICE I.

Curva Tipo de Azucares Reductores

Material

1 matraz aforado de 100 mL

3 pipeta de 5 o 10 mL


2 celdas para fotocolorímetro

11 tubos de ensayo

Reactivos Glucosa (Dextrosa) grado reactivo



Desarrollo

a) Solución estándar (0.1 M) Disuelve 1.8 g de Glucosa en 100 mL de agua.

b) Solución tipo (0.02 M) Diluye 20 mL de la solución estándar a 100 mL con agua destilada.

c) Prepara una serie de 11 tubos de ensaye como se indica en la tabla siguiente.

Solución Testigo 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

mL de solución tipo 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

mL regulador de fosfato pH = 7 10 9 8 7 6 5 4 3 2 1 0

Ac. 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1

d) Coloca todos los tubos en baño maría a ebullición durante 10 minutos.

e) Enfría los tubos al chorro del agua y lee la coloración en el fotocolorímetro a 540 nm (filtro ver-

de), empleando el tubo 1 como blanco para ajustar a cero.

f) Registra tus resultados en la tabla siguiente:

Tubo No Testigo 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

U.K. 0

MA.R. 0


1.Calcula la concentración molar de azucares reductores (MA.R.) en cada tubo. Anota el resultado en

la tabla anterior

2.Dibuja la gráfica de la curva tipo que obtuviste, en unidades Klett en función de la concentración

molar de azúcares reductores.

3.Calcula la ecuación de la recta obtenida, para calcular la concentración de azucares reductores de

los problemas.

Julio 2017


mlvm / maov / 55 Apéndice II. Auxiliar de Macropipeteado Brand – Prepipeta

APÉNDICE II.

Auxiliar de Macropipeteado Brand – Prepipeta

FUNCIÓN

Este aparato sirve como ayuda para pipetear con seguridad, líquidos con pipetas aforadas, graduadas

y de vaciado por soplado, de vidrio y plástico, en la gama de volúmenes de 0.1 a 200 mL y con tubo

de succión de diámetro exterior < 9.2 mm. Con un manejo apropiado, el líquido pipeteado única-

mente debe entrar en contacto con la pipeta, nunca con la prepipeta.

COMPONENTES

Pera de succión

Botón de soplado

Control de pipeteado

Adaptador de pipetas

INSTRUCCIONES PARA PIPETEAR

a) Evacuación del aire de la pera de succión. Antes de colocar la pipeta opri-

ma la pera de succión.

b) Colocación de la pipeta. Sujetando firmemente la pipeta por el extremo su-

perior, introducirla con cuidado en el adaptador de pipetas hasta que quede

firmemente sujeta.

¡Atención! Fíjese que la pipeta esté acoplada fuertemente. Nunca emplear la

fuerza para acoplar las pipetas. Especialmente con pipetas delgadas, existe el

peligro de rotura del vidrio y peligro de heridas.

La prepipeta con la pipeta colocada en su sitio, debe mantenerse siempre en

posición vertical, con la punta hacia abajo.

Julio 2017


mlvm / maov / 56 Apéndice II. Auxiliar de Macropipeteado Brand – Prepipeta

c) Llenado de la pipeta. Introducir la punta de la pipeta en el líquido.

Empujar el control de pipeteado hacia arriba con cuidado. Llenar la pipeta un

poco arriba de la marca del volumen deseado

¡Atención! Por favor, tenga cuidado de que el líquido no entre en el aparato.

Esto afecta el funcionamiento de la membrana del filtro y disminuye la capa-

cidad de succión. En este caso se debe cambiar el filtro.

Nota:

Cuando más se desplace hacia arriba el control de pipeteado, tanto mayor

será el efecto de succión, o sea, el menisco del líquido asciende más rápida-

mente. En pipetas grandes (>50 mL) el vacio obtenido en la pera de succión

no es suficiente para hacer ascender la cantidad de líquido de una sola vez.

En este caso oprímase de nuevo la pera de succión y continúe aspirando.

d) Ajuste del menisco. Secar el exterior de la pipeta con un paño de material

exento de pelusa. Mover el control de pipeteado con cuidado hacia abajo has-

ta que el menisco del líquido esté exactamente ajustado.

e) Vaciar la pipeta. Mantener inclinado el recipiente en que se recibirá el líqui-

do. Colocar la punta de la pipeta contra la pared interior. Mover hacia abajo

el control de pipeteado hasta que el menisco del líquido alcance la marca del

volumen deseado.

f) Para pipetas con tiempo de espera. (por ejemplo con rótulo “Ex + 15 s”)

En cuanto el menisco de la pipeta se encuentre en reposo, mantener el tiempo

de espera indicando en la pipeta (en el caso del ejemplo, 15 s)

Arrastrar algunos milímetros hacia arriba la punta de la pipeta por la pared

del recipiente.

g) Para pipetas con vaciado por soplado. (terminales, rotuladas “ausblasen –

blow out”))

En cuanto el menisco de la pipeta se encuentre en reposo, oprimir una vez el

botón de soplado.

Arrastrar algunos milímetros hacia arriba la punta de la pipeta por la pared

del recipiente.

h) Después de pipetear. Sujetar la pipeta lo más cerca posible del extremo su-

perior y extraerla del adaptador.

PRECAUCIONES

1. Utilizar la prepipeta únicamente para pipetear y sólo dentro de los limites de resistencia de los

materiales de que está fabricada.

2. No emplear nunca la fuerza.

3. La prepipeta no debe usarse para pipetear líquidos cuyos vapores ataquen los materiales con que

está fabricada.

4. Si la prepipeta no funciona correctamente o gotea, deje de usarla inmediatamente y avise al ins-

tructor para que se revise.

Julio 2017


mlvm / maov / 57 Apéndice III. Puente de Wheatstone

APÉNDICE III.


COMPONENTES

A)Escala del Galvanómetro

B)Botón del Seguro de Galvanómetro

C)Botón de Ajuste del Galvanómetro

D)Botón de Corriente del Galvanómetro

E)Terminales para Medir Resistencia

F)Terminales para Medir Corriente

G)Interruptor de Encendido

H)Terminales de la Batería

I)Perilla de Rango de la Resistencia

J)Perilla de Millares

K)Perilla de Centenas

L)Perilla de Decenas

M)Perilla de Unidades

INSTRUCCIONES DE OPERACIÓN

I. Como fuente de poder

1.Conecte el aparato a la toma de corriente.

2.Conecte los cables conductores a las terminales de batería, (B.A.)

3.El paso de corriente es inmediato, al accionar el interruptor de encendido (G).

II. Medición de la Resistencia

1.Conecte el aparato a una toma de corriente.

2.Libere el galvanómetro deslizando el botón de seguro (B), en dirección de la escala (A). Ajuste

la aguja a cero girando el botón de ajuste (C).

Julio 2017


mlvm / maov / 58 Apéndice III. Puente de Wheatstone

3.Conecte la resistencia problema a las terminales para medir resistencia (E). El orden no es im-

portante.

4.Ajuste la perilla de Rango de resistencia (H) a su máximo valor (1000). El resto de las perillas (I

a L) ajústelas a 9.

5.Presione el botón de corriente del galvanómetro (D) y observe si la aguja de la escala se mueve a

la derecha (+) o a la izquierda (-).

6.Mueva la perilla H al valor de 100, vuelva a presionar el botón D y observe si la aguja se mueve

en la misma dirección que antes. Si es así, mueva la perilla H al valor inferior siguiente (10) y

vuelva a realizar la observación; continúe disminuyendo el valor, hasta que la aguja del gal-

vanómetro cambie de dirección.

7.Después del cambio de dirección, devuelva la perilla H al último valor en que la aguja se des-

plazó en la dirección original.

8.A continuación, mueva la perilla de millares (I) de 9 a 8, presione el botón D y observe si el mo-

vimiento de la aguja cambia de dirección. Nuevamente, si no hay cambio, disminuya los valores

de la perilla I, hasta encontrar una valor en el cual la dirección del movimiento cambie.

9.De la misma manera, ajuste los valores de las perillas de centenas (J) decenas (K) y unidades (L)

en ese orden, hasta que la aguja no se mueva.

10.Una vez logrado el equilibrio, el valor de la resistencia, en ohms, se calcula sumando los valores

de obtenidos para las perillas millares, centenas, decenas y unidades, y multiplicando el resultado

por el valor del RATIO.

Resistencia = (Millares + Centenas + Decenas + Unidades) x RATIO

Julio 2017


mlvm / maov / 59 Apéndice IV. Simbología de Seguridad en el Laboratorio

APÉNDICE IV.

Simbología de Seguridad en el Laboratorio

INFLAMABLE

VENENO

EXPLOSIVO

RADIACTIVO

CORROSIVO

GAS COMPRIMIDO

INFLAMABLE

OXIDANTE

EXPLOSIVO

NIVEL DE RIESGO

BAJO

CORROSIVO

IRRITANTE

VENENO

DAÑO AMBIENTAL

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