Manual de Prac Organica 3 2009-2 Seg Sem

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TECNOLÓGICO DE ESTUDIOS SUPERIORES DE ECATEPEC

DIVISIÓN DE INGENIERÍA QUÍMICA Y BIOQUÍMICA

INGENIERÍA BIOQUÍMICA

ECATEPEC, EDO. DE MÉXICO

1


ACADEMIA DE BIOQUÍMICA

MANUAL DE QUÍMICA ORGÁNICA 3

TERCER SEMESTRE

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PRESENTACIÓN

En el presente manual de prácticas de la materia Química Orgánica 3 para la

carrera de ingeniería Bioquímica se proponen 5 temas de trabajos experimentales relacionados con los temas que serán en su momento estudiados en teoría.

Los cinco temas de trabajos experimentales tienen una presentación que consta de las siguientes secciones:

Conocimientos previos para poder acceder a los conocimientos por adquirir

Objetivo de la experimentación

Hipótesis que puede ser establecida por el alumno a partir del objetivo

Introducción en la cual con tendrá los conceptos generales y específicos que el alumno necesita para la realización de su experimentación.

Relación de equipo.

Materiales y reactivos necesarios.

Procedimiento que debe ejecutarse.

Recomendaciones para registro de datos de los resultados obtenidos.

Análisis de resultados.

Cuestionario que será guía para la presentación de un informe por escrito de acuerdo a la metodología científica.

La razón de ser de estas sesiones es hacer conciente al alumno que la ejecución correcta de una práctica se encuentra facilitada si se ha efectuado un trabajo

previo de reflexión y de planeación sobre lo que se pretende realizar experimentalmente. El trabajo de asimilación de las experiencias y observaciones

vividas en el laboratorio no termina cuando se obtuvo el resultado de la última medición. El trabajo científico, entre otras actividades, requiere de la organización de los resultados experimentales obtenidos, del análisis y discusión de los mismos

y de su comunicación ordenada mediante un informe.

En todas las prácticas, se pretende que el alumno desarrolle su capacidad de observación, aplique los conocimientos teóricos impartidos en la clase de teoría y los de aplicación, adquiridos en los trabajos prácticos realizados con anterioridad

en donde la complejidad crece progresivamente.

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Los cinco trabajos experimentales serán el antecedente de un trabajo de experimentación más amplio que le permita al alumno dentro de la materia, consolidar, profundizar en sus conocimientos y desarrollar sus habilidades

técnicas.

INDICE

PRACTICA No. 1: PROPIEDADES QUIMICAS DE LOS ALCOHOLES

PRACTICA No. 2: OBTENCIÓN DEL FURFURAL

PRACTICA No. 3: OBTENCION DEL AC. B- NAFTILICO

PRACTICA No. 4: SINTESIS DE LA CICLOHEXANONA

PRACTICA No 5.SINTESIS DE AMINAS

PRACTICA No. 6 REACCIONES CARACTERISTICAS DE CARBOHIDRSTOS

PRACTICA No. 7 DETERMINACIÓN DE PROTEÍNAS POR EL MÉTODO DE

LOWRY PRACTICA No. 8 TITULACION DE UN AMINOÁCIDO

PRACTICA No. 9 TITULACION YODOMETRICA DE v -c

PRACTICA No 10 TITULACION YODOMETRICA DE V-C

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ASIGNATURA: QUIMICA INORGÀNICA CARRERA: QUIMICA Y

BIOQUIMICA PROFESOR SABINO JIMENEZHERNANDEZ

PRACTICA-1 PROPIEDADES QUIMICAS DE LOS ALCOHOLES

I.- RELACIÓN DE CONOCIMIENTOS:

Conocimientos requeridos Conocimientos por adquirir

QUIMICA-1 QUIMICA-II

QUIMICA ANALITICA-1 Reacciones quimicas

Estequiometria CValculo quimicos PH

Propiedades de los alcoholes Äcidez de los alcoholes

Las reacciones de los alcoholes con los metales

Mecanismos de reaccion Planteamiento de las reacciones.

OBJETIVO:

Comprender las propiedades de los alcoholes como sus estructuras y las reacciones de diferentes compuestos, a partir de sus estructuras.

Hacer reaccionar a un alcohol con diferentes reactivos para observar las diferentes propiedades químicas que poseen. HIPOTESIS

INTRODUCION:

Las propiedades químicas de los alcoholes, varían según si el alcohol es primario,

secundario o terciario. Las propiedades que dependen del desplazamiento del hidrogeno del grupo oxidrilo son mas rápidas con los primarios, mientras que en las que se sustituye el oxidrilo son mas rápidas con los primarios, mientras en las

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que se sustituye el oxidrilo son mas fáciles con os terciarios. Los tres grupos de alcoholes poseen propiedades químicas particulares que permiten distinguirlos y además usarlos para la síntesis de diferentes tipos de compuestos orgánicos.

MATERIAL Y REACTIVO:

CANTIDAD MATERIAL

6 tubos de ensaye

2 pipetas de 1 ml

1 pro pipeta

2 vasos de precipitado 100ml

1 agitador

1 baño María

1 termómetro

1 tripee

1 rejilla con asbesto

1 probeta 100ml

CANTIDAD REACTIVO

Etanol

Isopropanol

Terbutanol

Glicerol

Sodio metálico

Ácido acético

Ácido sulfúrico

Dicromato de sodio c) Procedimiento

Obtención de Alcoxidos

1.- Colocar 3 ml de cada uno de los alcoholes en un

tubo de ensayo y determinar el pH. de cada uno.

2.- Adicionar un trozo de sodio aproximadamente 3 mm

de lado a cada uno de los alcoholes contenidos en un tubo de ensayo.

3.- Medir nuevamente el pH. a cada uno de los tubos.

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Esterificació

DIBUJOS DE LA EXPERIMENTACION

Tubos de ensayo

ANALISIS DE RESULTADO: CONCLUSIONES: CUESTIONARIO

X.- BIBLIOGRAFÍA

No. Autor / Año Título Editorial / Edición

Anotar los tiempos de reacción, el pH. Resultante y

las reacciones correspondientes.

1.- Colocar en tres tubos de ensaye 3 ml de cada uno de los alcoholes

. 3.- Calentar a baño María hasta 3 min. Después de la

ebullición

4.- Verter la mezcla resultante en 20 ml de agua helada.

Identificar el olor a frutas o flores en cada uno de los tubos de ensaye.

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1. SOLOMON,T.W.E. QUIMICA ORGÁNICA LIMUSA 3ª ED

2 MORRISON AND BOY QUIMICA ORGÁNICA ADISSON WESLEY

3 FESSENDEN QUIMICA ORGÁNICA IBEROAMERICANA

4 STANLEY,H. PINE QUIMICA ORGÁNICA McGRAW HILL 4a

5 JHON McMURRY QUIMICA ORGÁNICA THOMSON 5ª.




BIOQUIMICA PROFESOR SABINO JIMENEZ

PRACTICA-2 OBTENCIÓN DE FIRFURAL



OBTENCIÓN DE FURFURAL

INTRIDUCCION:

Procedencia:Al igual que en la mayor parte de los demás compuestos

organoclorados, los alimentos son la fuente principal de furanos para la población general, siendo los alimentos de origen animal los que más contribuyen a su

acumulación en el organismo humano. Los furanos son contaminantes importantes de los bifenilos policlorados. Los furanos están relacionados con diversas reacciones de incineración y con la síntesis y uso de distintos productos

químicos. Se han detectado en las emisiones procedentes de la incineración de desechos de los hospitales, basura municipal, desechos peligrosos, las emisiones

de los automóviles y la combustión del carbón, la turba y la madera.

Las pentosas son polisacaridos principalmente del salvado de trigo, y la avena de las cáscaras de cacahuate, siendo todos estos desperdicios agrícolas.

Cuando se mezcla el furfural con el acetato de anilina, se forma un colorante rojo,

lo que en esta práctica se usara para demostrar su formación.

OBJETIVO:

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Que el alumno sea capas de identificar cuales son los fenoles y como obtenerlos, de manera practica.

OBJETIVO PARTICULAR:

Poder sintetizar los fenoles, por medio de una hidrólisis de pentosas. Y demostrar la formación de dicha sustancia.

PROBLEMA:

Como identificar el furfural y sintetizarlos adecuadamente. Usando un método eficaz y seguro. Además de demostrar la formación de dicha sustancia.

REACCION:

H O

-C-

H - C - O H CHO

HO - C - H

- C - OH

H - C - OH

H

HIPOTESIS:

Si hacemos reaccionar cáscaras de avena o sustancias naturales que contengan fragmentos de pentosa como mazorcas de maíz y paja. Entonces podemos

obtener altos rendimientos de furfural.

MATERIAL:

1 QUIFI

2 VASOS DE PP

1 TUBO DE ENSAYE 1 GOTERO

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ACIDO SULFURICO CONCENTRADO

ANILINA

ACIDO CLIRIDRHICO O ACETOCO

AVENA

MAZORCAS DE MAIZ

PROCEDIMIENTO:

- En un matraz de destilado se colocara 10 g de la muestra, añadiendo 10 ml

de agua destilada.

- Después enfriando exteriormente se colocara 5 ml de ácido sulfúrico

concentrado.

- La mezcla se destila hasta un tercio de su volumen.

- La mezcla contiene furfural; note el olor.

- En un tubo de ensaye haga reaccionar 1 ml del destilado con 4 a 8 gotas

de anilina y 1 gota de ácido clorhídrico o acético.

- Observe lo que ocurre.

- Con otro ml del destilado, efectué la prueba de fehling.

- Tome otro ml del destilado y decida que derivado sólido de punto de fusión

conocido y fácil de formar va a preparar para demostrar la producción de

furfural.

- Sintetice y determine su punto de fusión antes y después de recristalizarlo.

- Anote observaciones y conclusiones.

CUESTIONARIO:

1.- ¿Cuál es la fórmula y la estructura del furano?

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2.- ¿De donde se obtiene el furano?

3.- ¿En donde lo ha encontrado el hombre?

4- ¿Cuáles son las especificaciones físicas del furano?

5.- ¿Cuáles son las especificaciones químicas del furano?

6.- ¿Es bueno o malo para el ser humano?

7-¿Por que?

8.- ¿Explique la síntesis del tirano a partir del metoxialeno ?

9.- ¿Por qué es importante en las plantas?

10.- ¿Escribe e investiga los diferentes grupos de fenoles que hay?

11.-¿Escribe detalladamente el mecanismo de reacción de la experimentación?

12.- ¿Qué es una pentosa?

13.-¿Escribe métodos de síntesis para el furano?

14.- ¿Qué diferencia tiene el Furano con el Pirrol y el Tiofeno?

15.- ¿Por qué es el Furano el menos aromático?

16.- ¿Con que sustancia se polimeriza el furano?

BIBLIOGRAFIA:

Química Orgánica, Alan s. Wingrove, 1939, Ed. Harla.

Quimica organica: BRUICE Ed. PEARSON 5ª Edición

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Quimica Organica, Norman L Allinger 2 da Ed Reverte.

Fundamentos de Quìmica Organica, Solmons. Ed limusa, mexico 20





PRACTICA 3 OBTENCIÓN DE ETERB- NAFTILICO



QUIMICA-1 QUIMICA-II

QUIMICA ANALITICA-1 Reacciones químicas Estequiometria

Calculo químicos

Propiedades de los étere Acidez de los éteres

Las reacciones de los alcoholes con los metales Mecanismos de reacción

Planteamiento de las reacciones.

Los Éteres, más específicamente el éter etílico o etoxietano, es un compuesto líquido incoloro, de fórmula (C2H5)2O, y con un punto de ebullición de 34,6 °C. Es extremamente

volátil e inflamable, tiene un olor fuerte y característico, y un sabor dulce y a quemado. El éter es casi insoluble en agua, pero se disuelve en todas las proporciones en la mayoría de

los disolventes líquidos orgánicos, como el alcohol y el disulfuro de carbono. El éter es uno de los disolventes orgánicos más importantes y se usa con frecuencia en el laboratorio como disolvente de grasas, aceites, resinas y alcaloides, entre otros compuestos. La mezcla

de vapor de éter y aire es muy explosiva; además, con el tiempo el éter puede oxidarse parcialmente formando un peróxido explosivo. Por lo tanto, el éter debe almacenarse y

manejarse con mucho cuidado. Se usa principalmente como disolvente, como materia prima para fabricar productos químicos y como anestésico.

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Síntesis del éter b-naftilmetílico.

Introducción

Cuando se trata el etanol con ácido sulfúrico se produce éter dietílico con buenos

rendimientos. Se desconoce el mecanismo detallado de la reacción bajo estas condiciones.

Una posibilidad es que el ión alqui loxonio, formado por reacción del alcohol con ácido sulfúrico sea atacado por una molécula de alcohol.

Procedimiento

En un matraz esférico de 100 ml se colocan 5 g de β-naftol,, 25 ml de metanol y 5

ml de ácido sulfúrico mezcla se mantiene a reflujo durante una hora, se deja enfriar y se vierte sobre 100 ml de agua helada. El éter precipitado, se recoge por succión sobre un Büchner. El precipitado se lava dos veces con agua helada, una

vez con 20 ml de hidróxido de sódio al 10 % y otra vez con agua helada. El producto obtenido se recristaliza en etanol caliente, decolorándose con carbón activo. Los cristales obtenidos se filtran, se secan y se pesan. Se determina el

punto de fusión.

CUESTIONARIO 1.-¿Qué propiedades tiene la cetona?

2.- Desarrolla y plantea los mecanismos de reacción de los reactivos que usaste

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X.- BIBLIOGRAFÍA





4 STANLEY,H. PINE QUIMICA ORGÁNICA McGRAW HILL 4a



DIVISIÓN DE INGENIERÍA QUÍMICA Y BIOQUÍMIC



PRACTICA 4

OBTECION DE LA CICLOHEXANONA



Conocimientos de síntesis Manejo de reactivos

Seguridad en el manejo de los aparatos de laboratorio

1. Propiedades de las cetonas 2. propiedades de los compuestos

carbonilos 3. comportamiento de los

compuestos orgánicos con dobles

enlaces 4. uso y manejo de los aparatos en

el laboratorio, para síntesis

II.- OBJETIVO:

Por medio de la reacción entre el ácido maleico con ácido clorhídrico logrará la isomerización en ácido fumarico.

2.- Entender el tipo de reacciones que se da en la clasificación de la isomería cis-trans de los alquenos, además de sus compuestos cíclicos y el análisis conformacional.

III.- HIPÓTESIS:(Planteada por el alumno)

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IV.- INTRODUCCIÓN:

MATERIAL Y REACTIVOS:

cantidad material

1 Aparato quiffith

1 Parrilla

1 Baño maria

1 Matraz erlemeyer de 50

2 Soportes universal

1 espatulas

cantidad reactivo

Ciclohexanol

Àcido sulfurico

dicroCromato de potasio

Sal de mesa

VI. METODOLOGÍA:

Monte un aparato como el de la figura

En un matraz de tres bocas coloque 3.5 g de

ciclohexanol

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VII.- ANÁLISIS DE RESULTADOS:

El alumno deberá enfatizar en su explicación sobre las diferencias observadas al utilizar diferentes tipos de carbohidratos, el por que una técnica da un valor

positivo con un tipo de carbohidrato y otra no. VIII.- CONCLUSIONES:

El alumno debe concluir con base al fundamento de las técnicas utilizadas y de acuerdo con la estructura de los carbohidratos, estos se pueden clasificar en

reductores y no reductores.

Agregar la mezcla crómico contenida en el embudo de adición, cuide

que el matraz este sumergido sobre agua fria

La mezcla crómico se agrega a través del embudo de seguridad con una temperatura entre 55 y 60 C . Una vez hecha la adicion, se deja enfriar por 30 min agitando de vez

en cuando. Pasando ese tiempo agregar 25 ml de agua al matraz redondo.

Anotar los resultados obtenidos y escribir las reacciones correspondientes.

En la otra boca del matraz conecte un equipo de destilación. Recoja el destilado hasta que ya no salga turbio. Se observaran dos fases del

destilado, agregue unos granos de sulfato de cloruro de sodio y agitar hasta que se disuelva por completo. El destilado se separa con un

embudo de separación. Se separa la fase orgánica y a la fase acuosa se le hacen tres extracciones con éter etílico. Dichas extracciones se juntan con la fase orgánica. Se seca con sulfato de sodio se decanta el

liquido . El éter se evapora con agua tibia y el resto se pesa y se

procede a la destilación para su purificacxion a 155 C.

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. IX.- CUESTIONARIO:

El alumno desarrollara un cuestionario



ASIGNATURA: QUIMICA INORGÀNICA CARRERA: QUIMICA Y BIOQUIMICA

PRACTICA 5

SINTESIS DE AMINAS PRIMARIAS, SECUNDARIAS Y TERCIARIAS



Síntesis 0rgánica

Manejo de reactivos Orgánicos

Comportamiento de las aminas

Síntesis Orgánica

OBJETIVO Síntesis de p-nitroanilina a partir de anilina. INTRODUCCION

Las aminas son sustancias orgánicas que se caracterizan por contener el grupo

amino 2NH . Estas sustancias se clasifican en función de los hidrógenos sustituidos

que tengan, siendo primarias aquellas que tengan un solo hidrógeno sustituido, secundarias las que tengan dos y terciarias tres. Estos sustituyentes pueden ser tanto de naturaleza alifática como aromática. Un gran número de compuestos médica y biológicamente importantes son aminas. Algunos ejemplos pueden ser la adrenalina, las anfetaminas, quinina, histamina, nicotina...Muchos de estos compuestos ejercen poderosos efectos fisiológicos y psicológicos. La serotonina, por ejemplo, es un compuesto muy interesante, ya que, al parecer, mantiene estables los procesos mentales. Otro uso industrial importante de las aminas es en la industria del nylon, donde uno de sus componentes es

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hexametilendiamina. Diversas aminas aromáticas se emplean para preparar tintes orgánicos de gran aplicación en la sociedad industrial. En concreto, nuestro producto objeto de síntesis es bastante tóxico, ya que se puede absorber por la piel. Sus usos son como intermedio de colorantes, especialmente rojo de p-nitroanilina, intermedio para antioxidantes, inhibidores de goma de gasolina, inhibidor de corrosión ...

FUNDAMENTO TEORICO

Para una mayor comprensión del fundamento teórico y en virtud de la claridad de esta práctica estructuraremos el mismo varias partes.

1. Síntesis. Método de protección del grupo amino:

Teóricamente, si nitráramos directamente la anilina hubiésemos obtenido una mezcla de isómeros orto y para, donde el mayoritario sería el isómero para:

Se trata de una reacción de sustitución aromática electrofílica:

La razón es que el grupo 2NH es activante y ortoparadirigente. Se debe a que el par

de electrones sin compartir del nitrógeno está conjugado con el anillo de benceno y cede electrones por resonancia. Demostración: Se basa en la estabilidad del ion arenio.

a) Supongamos que el electrófilo 2NO entra en la posición orto:

HNO3

H2SO4

NH2NH2

NO2

+

NH2

NO2

NH2 NH2

NO2 NO2 NO2

NH2 NH2

NO2

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NH2

H+

NH3+

HNO3

H2SO4

NH3+

NH3

NO2

+

b) Supongamos ahora que el electrófilo entra en posición meta:

c) Supongamos que entra en para:

Por lo tanto vemos que en las posiciones orto y para existe una forma resonante más, esto implica una estabilidad mayor del ion arenio. También podemos observar que en estas posiciones donde se extiende la resonancia se encuentra desactivada la posición meta, ya que es la que soporta la carga positiva la mayor parte de las veces. Por lo tanto demostramos que el grupo amino es fuertemente activante y director orto-para. En términos generales todo lo expuesto es completamente cierto, pero se presenta en problema de que las aminas tienden a protonarse en medio ácido. Y es precisamente esto lo que ocurre en esta nitración.

De este modo pasamos de un sustituyente activante

y director orto-para como es el grupo amino a uno desactivante y metadirigente como es reacción el grupo

3NH . La orientación y reactividad de este grupo se debe

a que es un grupo que atrae electrones por resonancia y por tanto concentra aún más la carga positiva sobre el ion arenio, este hecho conlleva una desestabilización del mismo.

Como tenemos un equilibrio habrá en el medio tanto anilina como su especie protonada y en consecuencia podemos obtener una mezcla de los tres isómeros posibles, ya que:

Otro problema adicional que puede dar la nitración directa es que se pueden obtener productos di- y trisustituidos, además las anilinas pueden oxidarse con relativa facilidad en presencia de un oxidante enérgico como es el nítrico.

Todo esto representa un problema, porque aunque el producto mayoritario sea p-nitroanilina, el rendimiento de la reacción se ve claramente afectado.

Para evitar estos problemas protegemos el grupo amino convirtiéndolo en

3NHCOCH que también es activante y ortoparadirigente, pero que tiene menos

tendencia a protonarse. Un grupo protector debe cumplir tres importantes requisitos:

1. Reaccionar fácilmente con el grupo que se desea proteger. La reacción para pasar al grupo protector debe tener gran rendimiento.

2. Tiene que ser estable bajo las condiciones en las que deberá llevarse a cabo la reacción.

3. El grupo protector debe eliminarse fácilmente una vez haya cumplido su función.

NH2 NH2

NO2

NH2

NO2NO2

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Esta protección se lleva a cabo mediante una reacción de sustitución nucleofílica acílica. En este caso se realizará la sustitución sobre un anhídrido de ácido, derivado de ácido; anhídrido acético. La reacción se realiza en el medio ácido que proporciona el ácido acético. La elección del ácido acético se debe en parte a que el subproducto de la reacción es precisamente ácido acético. La reacción precisa de calor y por tanto se realizará un calentamiento a reflujo. Posteriormente se realiza una adición de agua para hacer una hidrólisis, ya que lo que se obtiene es la amida protonada. Los cristales de acetanilidada se recogerán en una filtración a vacío y después la recristalizaremos para purificarla.

Ahora podemos hacer la nitración sin que el rendimiento se vea muy afectado. Se

utilizará como disolvente de la reacción 42SOH concentrado, así aumentaremos la

velocidad de reacción. La reacción es una sustitución aromática electrofílica, donde el electrófilo es el ion nitronio:

432423 22 HSOOHNOSOHHNO

El ión nitronio se produce porque el ácido sulfúrico es más fuerte que el ácido

nítrico y por eso puede protonarlo. Lo que sucede es que se forma 3HNO y luego pierde

agua. La adición de la mezcla sulfonítrica debe hacerse lentamente y cuidando que la temperatura no sobrepase los 35 ºC, por eso la realizaremos en un baño de hielo. En nuestro caso la temperatura no superó los 30 ºC, pero sin embargo la mezcla comenzó a adquirir un color rojizo oscuro. Por este motivo deducimos que parte del producto, p-nitroacetanilida, se descompuso para dar nitrocompuestos y otros derivados. La nitración atiende al siguiente mecanismo para la posición para; Realmente, también se obtiene el isómero orto pero podemos decir que en cantidades traza, ya que la posición orto se ve muy impedida estéricamente. Como la reacción se hace en medio ácido lo más probable es que parte de p-nitroacetamida esté en su especie protonada por lo que añadiremos

agua para realizar la hidrólisis correspondiente. En este momento recogemos la p-

H3C C

O

O

CH3C

O

+

NH2 H3C C

O

O

NH H

C CH3

O

O

CH3CO

O

CH3C

NH H HH N

CH3C

O

CH3

OH

+ C

O

HNO2

NH C

O

CH3CH3

O

CH N

NO2

H

H2SO4+

NO2

CH3

O

CH N

HNO2

NH C

O

CH3

+NO2+

CH3

O

CH N

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nitroacetanilida en un Büchner mediante una filtración a vacío. Ya nos encontramos en situación para comenzar la desprotección del grupo amino. 2. Desprotección del grupo amino.

Para recuperar el grupo amino que teníamos de partida, basta con adicionar agua en medio ácido, es decir, una hidrólisis ácida. Se trata de una reacción de sustitución nucleofílica acílica, cuyo mecanismo exponemos a continuación:

Paso previo: Protonación

Paso 1:

Paso 2:

Como observamos, al ser una adición de agua en medio ácido, la amina que obtenemos está protonada, ya que el HCl es mucho más ácido que la amina. Para

obtener p-nitroanilina agregaremos una base que sea más fuerte que la amina, con 3NH

bastará para que precipite. Para finalizar la práctica la p-nitroanilina se recogerá por filtración a vacío y se recristalizará.

Hemos de destacar que en todo el proceso de síntesis no sólo hemos tenido el isómero para, sino que también hemos ido arrastrando el orto (incluso algún meta). Nosotros hemos obtenido el producto con un gran porcentaje de pureza gracias a que hemos separado los isómeros y demás impurezas en el proceso de recristalización así como con el tratamiento con carbón activo. Un detalle a destacar es la utilización de hielo durante toda la experiencia. Su fin es que precipite la mayor parte de producto posible.

3. Calentamiento a reflujo

La mezcla de reacción está contenida en el matraz de fondo redondo, al que se une una columna de refrigeración. Cuando la mezcla se calienta y comienza a evaporarse, los vapores ascienden por la columna del refrigerante y al ponerse en contacto con la pared fría condensan. De este modo conseguimos llevar a cabo una determinada reacción o proceso que para realizarse precise calor sin que haya pérdidas de disolvente o reducciones de volumen indeseables.

NO2

CH3

O

CH N NH C

O

CH3

NO2

H+

H

OH

O

CCH3

NH3

+

NO2

O

CH3

H2O

C

H

H

NO2N

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Es conveniente añadir un trozo pequeño de plato poroso para homogeneizar la temperatura en el medio de reacción. El plato poroso libera el aire ocluido produciendo burbujas, así evitamos proyecciones de la disolución hacia la columna. 4. Recristalización. Se trata de un método de purificación que se basa en el hecho de que la mayoría de los sólidos son más solubles en caliente que en frío.

El sólido que se va a purificar se debe disolver en caliente, generalmente a ebullición, en la mínima cantidad de disolvente posible, es decir, lo que vamos buscando es una disolución sobresaturada.

La sustancia a cristalizar se coloca finamente pulverizada en un matraz de fondo redondo, al que se adapta una columna de reflujo y se comienza a calentar. Agregaremos disolvente sólo cuando sea necesario, puesto que el sólido debe disolverse en la mínima cantidad de disolvente.

Una vez se ha disuelto, hacemos un filtrado por gravedad de la mezcla. En esta filtración eliminamos las impurezas insolubles que acompañan la mezcla caliente. Hay sustancias, como la acetanilida, que al filtrarlas con el material frío puede comenzar a cristalizar en el vástago del embudo, por ello es conveniente tener caliente tanto el erlenmeyer donde recogeremos el filtrado como el embudo. También puede darse el caso que al ponerse el filtrado en contacto con las paredes frías del embudo se enfríe parte de éste y se insolubilice. De este modo estamos perdiendo producto, por lo cual baja el rendimiento. Ahora dejamos enfriar la disolución para que cristalice el producto objeto de purificación. Durante el enfriamiento de la disolución caliente se pretende que cristalice la máxima cantidad de la sustancia deseada con un mínimo de impurezas.

El tamaño de los cristales se puede controlar por la velocidad de cristalización; una cristalización rápida favorece la formación de cristales pequeños y una cristalización lenta origina cristales grandes. Puesto que la mayoría de los compuestos orgánicos no presentan tendencia a la formación de cristales grandes, generalmente lo mejor es dejar que el enfriamiento de la disolución sea lento o al menos moderado. El siguiente paso es recoger los cristales con una filtración a vacío. Una vez tenemos depositado el sólido en el Büchner, lo aplastaremos con una espátula y lo lavaremos, generalmente, con un poco de agua fría para que no disuelva parte del sólido.

Finalmente lo introducimos en un desecador para retirar el disolvente o el agua que está impregnando el producto. Si los resultados de purificación no han sido satisfactorios el proceso puede volver a repetirse con el mismo o con otro disolvente. Para la realización de está práctica se nos informó que el disolvente adecuado era el agua, pero en el caso que no se sepa el disolvente apropiado debemos realizar varias pruebas con distintos disolventes. El disolvente adecuado es aquel que disuelve bien la sustancia en caliente pero no en frío. Si nosotros hubiésemos realizado una cromatografía de capa fina con el líquido madre procedente de la filtración, observaríamos que hay una mezcla de compuestos cuyos RF corresponden a los de los correspondientes isómeros. Este hecho demuestra que en la recristalización es posible hacer una separación de isómeros. 5. Decoloración. Tratamiento con carbón activo Este tratamiento suele hacerse antes de la filtración por gravedad en el proceso de recristalización. Se usa cuando la disolución se encuentra coloreada de impurezas orgánicas de peso molecular elevado que acompañan al producto natural deseado o que se han formado como productos de descomposición o subproductos en el proceso de síntesis. En estos casos el color se puede eliminar hirviendo la disolución durante cinco o diez minutos con una pequeña cantidad de carbón absorbente activado.

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La adición de carbón activo a la disolución no puede hacerse cuando ésta está hirviendo, pues en ese caso produciría gran cantidad de espuma. La cantidad de carbón activo utilizada debe ser mínima, puesto que

inevitablemente cierta cantidad del compuesto deseado se absorbe también. Cuando el carbón activo se añade en porciones, se necesita menos cantidad.

En esta práctica se ha usado el carbón activo en la recristalización del producto final.

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL

Síntesis de anilina por reducción de nitrobenceno

En un balón de 500 ml. se colocan 40 gr. de limaduras de hierro, 60 ml. de agua y 6 ml. de HCl (c). Se adapta un refrigerante a reflujo, se agita vigorosamente y se lleva a ebullición sobre tela metálica. Se mantiene la ebullición durante 10 min. y a continuación se agregan gota a gota, por el extremo superior del refrigerante, 20 ml. de nitrobenceno. Finalizada la adición, se calienta a ebullición sobre tela metálica hasta que el líquido que refluye al balón sea incoloro (2-3 hs.), logrado lo cual se añade carbonato de sodio o lechada de cal hasta reacción alcalina al papel tornasol y se arrastra con vapor de agua hasta que el líquido condensado sea homogéneo. A partir de ese momento se recogen 30 ml. más de destilado. Se añade al destilado 5 gr. de sal común por cada 60 ml. de líquido recogido, se agita y extrae la anilina 5 veces con 20 ml. de éter cada vez. El extracto etéreo se seca con NaOH, se filtra por papel plegado recogiendo en un balón de destilación de 250 ml. Se destila el éter a presión reducida y la anilina que queda como residuo se trasvasa a un balón pequeño y se destila sobre tela metálica recogiendo la fracción que pasa a 2ºC antes y 2ºC después del punto de ebullición de la anilina. Síntesis de acetanilida

Técnica I En un vaso de precipitados de 250 ml. se mezclan 125 ml. de agua con 9,5 ml. de HCl (c) y 10 ml. De anilina. Se agita la mezcla hasta disolución total de la anilina. A la solución resultante se añaden 13 ml. de anhidrido acético, agitando hasta disolución. La solución se vuelca inmediatamente sobre una solución de16,5 gr. de acetato de sodio en 50 ml. de agua. Se agita vigorosamente y se enfría con hielo. Se filtra la acetanilida cruda y se lava el Buchner 3 veces con aproximadamente 25 ml. de agua helada cada vez. El producto crudo se recristaliza de agua, se seca, se calcula el rendimiento y se determina el punto de fusión. Técnica II En un balón de 250 ml. se colocan 10 ml. de anilina, 10 ml. de ácido acético glacial, 10 ml. de anhídrido acético y 0,05 gr. de cinc en polvo. Se adapta un refrigerante a reflujo y se calienta a ebullición suave durante 30 min. El líquido aún caliente se vuelca en chorro fino y con buena agitación sobre 250 ml. de agua fría contenida en un vaso de precipitados de 500 ml. Se enfría con hielo se filtra el producto crudo, se lava con aproximadamente 25 ml. de agua fría cada vez (3 veces en total). Se recristaliza de agua, se seca, se calcula el rendimiento y se determina el punto de fusión. Síntesis de p-bromoacetanilida

Se enfría ácido acético (29 ml) hasta que solidifique, en baño de hielo durante 15 min. se decanta el líquido sobrenadante, se deja a temperatura ambiente para que funda y se obtienen así aprox. 25 ml. de ácido acético glacial (rend. 85%). Se disuelven 1,8 ml. de bromo en 8 ml. de ácido acético glacial, bajo campana. La solución resultante se agrega lentamente sobre una solución de 4,5 gr. de acetanilida en

23

20 ml. de ácido acético glacial, enfriada en baño de hielo (para lograr la disolución de la acetanilida se necesita calentar; se disuelve y no precipita al enfriar). La solución resultante es anaranjada, debido al exceso de bromo. Se lo deja reposar durante media hora a temperatura ambiente. Se vuelca sobre 100 ml. de agua helada, agitando continuamente, usando luego 25 ml. de agua para lavar el recipiente. Precipita el producto con un tinte amarillento, debido al exceso de bromo. Se decolora agregando una solución saturada de bisulfito de sodio (aprox. 5 ml.). Se filtra y se lava sobre el filtro con pequeñas porciones de agua helada. Se seca, se pesa, y se toma el punto de fusión. En caso necesario se recristaliza de agua. Síntesis de p-bromoanilina

En un balón de 100 ml. se suspenden 7 gr. de p-bromoacetanilida en 15 ml. de agua. Se calienta a reflujo5 min. Se agrega 9,5 ml. de HCl (c). RECUERDE: agregar un trozo de plato poroso para evitar ebullición violenta. Se continúa el calentamiento con llama baja para evitar carbonización. Aproximadamente 30 min. después del agregado de HCl se produce la disolución. La solución es de color ámbar. Se toma con una pipeta una muestra de 0,5 ml., se pasa a un tubo de ensayos y se añade 1 ml. de agua. Se repite la operación cada 5 min. Cuando no se produce más turbidez se suspende el calentamiento. Se vuelca sobre 25 ml. de agua helada. Si hay impurezas sólidas se filtra la solución. Se neutraliza con solución de NaOH 20% hasta ligera alcalinidad al tornasol. Precipita el producto blanco amarillento. Se filtra y se lava con agua helada hasta que las aguas de lavado no den reacción básica al tornasol. Se seca el producto. Punto de fusión 62-63ºC. Si difiere de este valor conviene recristalizar de agua (tener en cuenta que la p-bromoanilina es algo soluble en agua fría). Síntesis de 4-bromo-3-nitroanilina

En un vaso de 100 ml. se disuelven 1,25 gr. de p-bromoanilina en 7 ml. de H2SO4 conc. (la solución puede oscurecerse). La disolución se hace a temperatura ambiente, rompiendo los grumos que se formen con una varilla. Simultáneamente se prepara la mezcla nitrante. Se toma un un tubo de ensayos 2,75 ml. de ác.sulfúrico conc. y se le agrega 0,35 ml de ác. nítrico (enfriar rápidamente la solución, no tiene importancia el orden de agregado ya que la contidad de nítrico es pequeña); se enfría en baño de hielo. Se agrega la mezcla sulfonítrica a la solución de la p - bromoanilina. El agregado se hace muy lentamente, agitando en forma continua. Se cuida que la temperatura no pase de5ºC. Cuando comienza a agregarse la mezcla sulfonítrica, la solución toma color rojo. Terminada la adición se vuelca sobre 50 gr. de hielo machacado (aprox. un vaso de 100 ml. casi lleno). Puede precipitar algo de producto. Se añade una solución de amoníaco al 14% (diluir al medio el amoníaco concentrado) hasta ligera alcalinidad. Se filtra y lava con agua helada. Queda un producto de color marrón. Se seca y se toma el punto de fusión. Se disuelve en agua a ebullición se filtra en caliente para eliminar las impurezas insolubles. Al enfriar se obtienen cristales de color amarillo anaranjado de p. f. 130ºC (d); (se puede aumentar el rendimiento extrayendo con agua el residuo insoluble de la primera purificación).

RESULTADOS Y OBSERVACIONES

Para el cálculo de las cantidades de los reactivos posteriores a la síntesis de acetanilida se supuso un rendimiento del 100 %, es decir, que los 0.044 moles de anilina empleados inicialmente han pasado a 0.044 moles de acetanilida. Se debe a que los cálculos de la página 22 están realizados para 0.022 moles de acetanilida y nosotros en ese momento no sabíamos que cantidad de acetanilida habíamos sintetizado, ya que nuestro producto estaba húmedo y por lo tanto no se podía pesar.

24

Como resultado de sintetizar p-nitroanilina se pesaron 0.752 g de p-nitroanilina, sabiendo que su peso molecular es 138.04 g/mol suponen 0.0054 moles. El rendimiento que se obtiene:

%3.12100044.0

0054.0.Rdto

El rendimiento de la síntesis es bastante bajo y por tanto a continuación enumeraremos algunos de los factores que hayan podido influir en dicho rendimiento:

1. El rendimiento de la síntesis de acetanilida no es del 100 % 2. En las dos recristalizaciones que se han realizado se ha perdido inevitablemente algo

de producto. 3. En la reacción de nitración se perdió parte como consecuencia de descomposiciones

a nitrocompuestos. 4. En la reacción de nitración no se obtuvo como producto principal el isómero para pero

se formó también, aunque en mucha menos cantidad, el isómero orto. 5. Al realizar el tratamiento con carbón activo se pudo absorber una pequeña cantidad de

producta BIBLIOGRAFÍA

X.- BIBLIOGRAFÍA





4 STANLEY ,H. PINE QUIMICA ORGÁNICA McGRAW HILL 4a


XI.- APÉNDICES.

FIG-1 DISPOSITIVO PARA REFLUJO

25

PRÁCTICA No. 6

REACCIONES CARACTERISTICAS DE IDENTIFICACION DE CARBOHIDRATOS”

26



ASIGNATURA: QUIMICA ORGANICA 3 CARRERA: ING. BIOQUIMICA

PRÁCTICA No. 6

REACCIONES CARACTERISTICAS DE IDENTIFICACION DE CARBOHIDRATOS



Estructura química de los carbohidratos (monosacáridos,

disacáridos y polisacáridos).

Reacciones típicas de los grupos

funcionales de los carbohidratos.(oxido reducción)

Sabrá diferenciar en términos estructurales los azucares

reductores y no reductores.

Conocerá el fundamento de las

técnicas de identificación de carbohidratos.

II.- OBJETIVO:

El alumno deberá concluir a partir de diferentes muestras de carbohidratos cuales son redecores y cuales no.

III.- HIPÓTESIS:

El presente trabajo carece de hipótesis.

27




IV.- INTRODUCCIÓN:

Se denominan carbohidratos o glucósidos los derivados aldehícos o cetónicos reales o potenciales de alcoholes polivalentes o sus productos de condensación. Según la cantidad de glucósidos o azucares sencillo que obtengan de los

policarbohidratos (celulosa o almidón), trisacáridos (arabinosa), disacáridos (sacarosa, maltosa, lactosa y monosacáridos.

Estos últimos por el grupo carbonilito, pueden ser aldosas o cetosas, por el numero de átomos de carbono pueden clasificarse en hexosas

(glucosa,0020galactosa, manosa, fructosa), pentosas (terrosa y eritrosa). Los carbohidratos poseen algunas propiedades de las funciones carbonilo y oxidrilo y

además algunas específicas, todos son óptimamente activos. Por el calor y por la acción de ácidos fuertes se deshidratan, dando en algunos casos derivados de furfural.

V.- EXPERIMENTO:

MATERIAL DE LABORATORIO:

No Material Cantidad

1 Tubos de ensaye 12

2 Vasos de precipitados 1

3 Espátula 1

4 Agitador 1

5 Soporte universal 1

6 Anillo de hierro 1

7 Tela de asbesto 1

8 Mechero de bunsen 1

9 Gradilla 1

10 Pinzas par tubo de ensayo 1

11 Pipeta de 10 ml 2

12 Perillas 2

13 Piceta 1

14 Probeta de 25ml 1

15 Baño Maria 1

16 Gotero 1

28




REACTIVOS:

No Características Cantidad

1 Dextrina 7.5 g

2 Miel 7.5 g

3 Goma arábiga 7.5 g

4 Azúcar 7.5 g

5 Fructosa 7.5 g

6 Glucosa 7.5 g

7 Levadura de pan 7.5 g

8 Sulfato de cobre 17.3 g

9 Citrato de sodio anhidro 17.3 g

10 Agua La necesaria

11 Sulfato de cobre cristalizado 34.6 g

12 Tartrato sódico 17.6 g

13 Nitrato de plata 3 g

14 Hidróxido de sodio 1.5 g

15 Hidróxido de amonio 10 ml

29




VI METODOLOGÍA:

Lavar el material a utilizar

Preparación de los reactivos

. REACTIVO DE

BENEDICT. Disolver en agua 17.3 g de sulfato de cobre, 17.3g de citrato de

sodio anhidro y completar hasta un litro con agua.

2. REACTIVO DE FEHLING. SOLUCION A. disolver 34.6g de sulfato

de cobre cristalizado en 500 ml de agua. SOLUCION B, LAS

CANTIDADDES VARIAN SEGÚN LA FORMULA 17.6G de tartrato sódico

disueltos en 500 ml de agua. 3. REACTIVO DE

TOLLENS. Se disuelven 3g de nitrato de plata, 1.5g de NaOH disueltos en 30

ml de agua, se agrega gota agota hidróxido de amonio diluido (1:1) hasta

que se disuelva el precipitado

Tomar 5 tubos de ensayo y colocar 1 ml de

cada una de las muestras (dextrina, Miel. Goma arábiga. Azúcar. Fructosa y diluirlas en 3 ml de agua. Anotar sus observaciones.

PRUEBA DE BENEDICT.

En un tubo de ensaye ponga 2 o 3 gotas de la solución anterior y 1 ml del reactivo de Benedict. Caliente el tubo con el mechero de bunsen para

cada muestra hasta observar algún cambio tanto en el precipitado como en la solución tratada.

REACCION DE FEHLING.

* En un tubo de ensaye mezcle 2ml de solución A de Fehling con 2 ml de solución B de Fehling, agrégueles 2 ml de la solución de carbohidratos(

las cinco mezclas anteriores). Introduzca los tubos en baño maría previamente calentado, continué el calentamiento. Obsérvese si hay cambios de color,

formación de precipitados y registre el tiempo necesario para la aparición de un precipitado rojizo. Caliente como máximo 25 a 30min. Anote

los tiempos que tarden en reducirse los carbohidratos.

REACCION DE TOLLENS

*EN UN TUBO DE ENSAYE COLOQUE 1 ML DE REACTIVO DE Tollens recientemente preparado. Añádale 2 ml de la solución de los carbohidratos, caliente en baño maría 10 a s5 minutos. Efectué esta experiencia con cada uno de los azucares

empleados en las reacciones anteriores. Obsérvese si hay formación de espejo de plata y cuales carbohidratos dan negativo a esta reacción.

Anotar sus observaciones de cada una de las muestras en los diferentes

reactivos que utilizaste.

30





El alumno deberá enfatizar en su explicación sobre las diferencias observadas al

utilizar diferentes tipos de carbohidratos, el por que una técnica da un valor positivo con un tipo de carbohidrato y otra no.

VIII.- CONCLUSIONES:

El alumno debe concluir con base al fundamento de las técnicas utilizadas y de

acuerdo con la estructura de los carbohidratos, estos se pueden clasificar en reductores y no reductores.

.

IX.- CUESTIONARIO:

1. ¿Cuántos carbonos asimétricos o centros quirales tiene una aldohexosa?

2. ¿Cuántos estereo isómeros y cuantos pares de enantiomeros existen en las aldohexosas?

3. 3. ¿Qué significa la letra D y L y el signo (+) y (-) en la nomenclatura de los

carbohidratos?

4. ¿Escriba la proyección de la D(+)glucosa y su enantiomero?

5. ¿Cuál es el –OH hemiacetalico en la glucosa cíclica y en la fructosa cíclica?

6. Que es un enlace glicosidico y de el ejemplo en la unión de la α-glucosa y β-fructosa y nombre el producto resultante?

31




X.- BIBLIOGRAFÍA


1 Merle K.Heidemann 1985 Excersises in Biological

Science

Willard Grant Press

2 Lehninger;A;Cox ,J, 1998 Bioquímica Omega

3 Voet, D; Voet, J. 1998 Bochemistry Wiley and Sons

4 Clark Jr,,John M , 1964 Experimental Biochemistry

W.H Freeman

5 Brewster R.Q 1970 Curso practico de

química orgánica

Alhambra

6 Daniel. C Análisis químico cuantitativo

Iberoamericana

XI.- APÉNDICES.

Se incluirá información adicional que se requiere para la realización de la

experiencia (tablas, fórmulas, etc.)

0

PRÁCTICA No. 7

DETERMINACIÓN DE PROTEÍNAS POR EL MÉTODO DE LOWRY

1




PRÁCTICA No. 7

DETERMINACIÓN DE PROTEÍNAS POR EL MÉTODO DE LOWRY



El alumno debe conocer

previamente la estructura y función de las proteínas.

Conocer los fundamentos de la espectrofotometría (ley de Lamber-Beer).

Conocerá el fundamento de

estas técnicas de cuantificación de proteínas que se basa en los

grupos aromáticos de los aminoácidos.

Con base a la información por el

alumno investigada deberá proponer otras técnicas de

cuantificación de proteínas de acuerdo a diferentes tipos de muestras.

II.- OBJETIVO:

1.-Que el alumno aplique los conocimientos adquiridos sobre espectrofotometría en un método muy común para la determinación de proteínas. 2.-Que el alumno conozca la cantidad de proteína contenida en distintos

alimentos. 3.-Que el alumno integre dentro de su campo de conocimiento el concepto y el

significado de las proteínas III.- HIPÓTESIS:

El presente trabajo carece de hipótesis.

2




IV.- INTRODUCCIÓN:

Existen diversos métodos para la cuantificación de las proteínas, todo ello basados en algunas de sus propiedades típicas, como puede ser los patrones de absorción de las radiaciones electromagnéticas de los grupos aromáticos, la

reactividad del enlace peptídico, su contenido de nitrógeno, etc. El método a utilizar para la cuantificación, dependerá del alimento de que se trate, la exactitud

requerida, la disponibilidad de equipo, etc. A medida que pase el tiempo y los semestres, dentro de las actividades que

realices cotidianamente en el laboratorio, te darás cuenta que la cuantificación de proteína por el método de Lowry es una de las actividades más útiles, cotidianas y

necesarias para el estudiante de ingeniería bioquímica. Como podrás constatar el realizar la practica, la determinación de proteína por medio de este método es muy útil estudiar muestras de alimentos, aunque también resulta ser muy factible

para determinar proteínas existentes en de cultivo o hasta para cuantificar de manera indirecta la biomasa existente en los medios en desarrollo y de esta

manera poder desarrollar cinéticas de gran utilidad para las investigaciones que se hagan.

En la practica, el enfoque es hacia cuantificación de proteína en alimentos, nosotros te proponemos 3 alimentos que sabemos contienen proteína, y te

sugerimos que tu propongas al menos uno mas al que le quieras cuantificar su contenido de proteína.

Esperamos que esta practica te sea de utilidad y además de que te introduzca en un amplio mundo de la química analítica instrumental, te familiarice con la

espectrofotometría y de esta forma llegue a ser una herramienta muy útil en tu vida profesional.

3




V.- EXPERIMENTO:



1 Matraz aforado de 10 ml 1

2 Matraces aforados de 25 ml 2

3 Matraz aforado de 500 ml 1

4 Matraz aforado de 1 litro 1

5 Embudo 1

6 tubos de ensaye 15

7 Gradilla 1

8 Pipetas de 1ml 3

9 Pipeta de 5 ml 1

10 Pipeta de 10 ml 1

11 Piceta 1

12 Vasos de P.P de 100ml 3

13 Baño María 1

14 Propipeta 2

15 Parrilla 1

16 Cubos de hielo Los necesarios

REACTIVOS:


1 Seroalbumina bobina 0.5 g

2 Carbonato de sodio 10 g

3 Hidróxido de sodio 4.0 g

4 Sulfato de cobre 0.25 g

5 Tartrato de sodio y potasio 0.5 g

6 Folin Ciocalteu 50 ml

7 Clara de huevo 2 g

8 Yakult 2 g

9 Gelatina 2 g

4




EQUIPO DE LABORATORIO:


1 Espectrofotómetro 1

2 Celdas para espectrofotómetro 5

5




VI METODOLOGÍA.

.

Lavar el material a utilizar.

Preparación de las soluciones

1).Solución patrón de seroalbumina bobina: Para prepara esta solución, se

deben pesar 0.5g y diluir 50 ml de agua, cuando la solución este casi a la mitad de su volumen deberá ir

ajustando a un pH aproximado de 10, para poder disolver a la proteína, y entonces se determina de aforar

con agua. 2).Solución A: Se pesan 10g de Na2 CO3 en 500ml

de NaOH a 0.1N. 3).Solución B: Se pesan 0.25g de CuSO4 y se

diluyen hasta 25ml con agua destilada 4).Solución C:

Se pesan 0.5g de tartrato de sodio y potasio en 25 ml de agua destilada. 5).Solución D:

Se ponen los reactivos a, b y C respetando la proporción 50 ml de A por 1 ml de B y 1 ml de C. En este

caso cada equipo puede preparar lo que va a utilizar de solución D con los reactivos que ya se prepararon

par todo el grupo. 6).Reactivo de Folin Ciocalteu: Se colocan de Folin Ciocalteu en un

matraz aforado de 50ml y se diluye a este volumen con agua destilada (la proporción que siempre debe tener

esta solución es de 1: 1. 7).Solución de NaOH 0.1N: Se pesan 4 g de NaOH y se diluyen

hasta 1 litro con agua destilada previamente hervida.

Preparación de las soluciones

problema

a).Clara de huevo (M1): Se coloca 2g de clara de huevo y se diluyen 50 ml de agua destilada.

b).dilución de (M1) (M1´ ): Se toma 1 ml de M1 previamente agitada y se diluye hasta 10ml con agua

destilada. c).Muestra de Yogurt (M2): Se pesan 2g de yogurt natural y se

diluyen en 50 ml de agua. d).Se toma 1 ml de M2 y se diluye hasta 10ml con agua destilada. Seria

convenientemente que se hiciera ot ra dilución. e) Muestra de gelatina (M3):

Se pesan 2g de gelatina comercial y se diluyen en 50 ml de agua destilada. f). Dilución de (M3) (M3´):

Posteriormente en los tubos de la curva patrón (del 0 al 6) se introducirá la solución patrón seroalbunina y se completara a su volumen con agua, de acuerdo al siguiente orden:

Tubo Vol.de soln. Patrón (ml)

Vol. De agua (ml)

0 0.0 2.0

1 0.2 1.8

2 0.4 1.6

3 0.8 1.2

4 1.2 0.8

5 1.6 0.4

6 2.0 0.0

A los tubos que están rotulados como M1, M1´, M2, M2´, M3, M3´; además de los de tus propias muestras, se les pondrá cada una de esas soluciones, según corresponda.

6




Una vez que tengas listos todos con las muestras par cuantificación, deberás

adicionar a cada uno de ellos 1 ml de NaOH 0.1N con ayuda de la pipeta de 1 ml a la que hayas rotulado como NaOH.

Cuando le hayas adicionado el NaOH al ultimo de los tubos, deberás introducirlos

con el mayor cuidado al baño maría, el cual deberá contener el agua hirviente, ah partir de que introduzcas todos los tubos (lo cual deberá de hacerse al mismo tiempo) en el baño de agua caliente, debes contar 5 minutos de los cuales debes

retirarlos e introducirlos inmediatamente el dispositivo en donde tengas hielo, y ahí deben permanecer ot ros 5 minutos.

Una vez cumplidos los 5 minutos, les deberás de adicionar 5 ml de la solución D

a cada uno de los tubos con la pipeta de 5 ml a la cual pusiste la etiqueta de sol D. a cada tubo al que agregues esta solución D . A cada tubo al que le agregues esta solución, debes agitarlo en el vortex para mezclar perfectamente todo el

contenido del tubo. Después de haber agitado el último de los tubos, debe ponerlos a todos en los

dispositivos que preparaste para mantenerlos en la oscuridad, donde deberán permanecer durante 30 minutos exactamente.

Una vez cumplidos los 30 minutos, se debe agregar a cada tubo 1 ml de la

solución de Folin Ciocalteu, con la pipeta de 1 ml correspondiente, agitándolos en el vortex. Inmediatamente después de adicionarles el reactivo de Folin , deberás ponerlos

nuevamente en la oscuridad y dejarlos ahí otros 30minutos.

Cumplido ese tiempo, los debes de leer en el espectrofotómetro a 750nm,

calibrando este con el tubo No 0, el cual será el blanco.

Recuerda que por lo menos debes tener 3 lecturas para cada tubo par poder

hacer un buen tratamiento estadístico de tus datos.

7




ANÁLISIS DE RESULTADOS:

Con base en la curva patrón de absorbancia contra concentración de proteína el alumno debe interpretar y comentar las absorbancias obtenidas de las muestras de proteína y explicar las diferencias, así mismo debe argumentar el por que de la

utilización del rango en el cuál se hacen las lecturas


El alumno deberá concluir sobre las posibles aplicaciones de este método de acuerdo al tipo de muestra; sobre la efectividad del método y sobre el rango de

resolución del mismo. IX.- CUESTIONARIO:

1. ¿Qué son la s proteínas y como se clasifican? 2.

3. ¿Cómo se forma un enlace peptídico? 4.

5. Investigar el mecanismo de reacción entre la sal metálica y la proteína. 6. 7. ¿Cuales son los aminoácidos esenciales y cuales no? y ¿porque?

8




X.- BIBLIOGRAFÍA


1 Merle K.Heidemann 1985 Excersises in Biological Science

Willard Grant Press

2 Lehninger;A;Cox ,J, 1998 Bioquimica Omega


4 Clark Jr,,John M , 1964 Experimental

Biochemistry

W.H Freeman

5 Brewster R.Q 1970 Curso practico de química orgánica

Alhambra

6 Daniel. C Análisis químico

cuantitativo

Iberoamericana

XI.- APÉNDICES.

Se incluirá información adicional que se requiere para la realización de la experiencia (tablas, fórmulas, etc.

0

PRÁCTICA No. 8

TITULACIÓN DE UN AMINOÁCIDO

1



El alumno debe conocer con claridad la naturaleza química del enlace peptídico.

Deberá conocer la estructura de

los 20 aminoácidos existentes en la naturaleza y su clasificaron de

acuerdo con su grupo funcional.

Conocer el concepto de pH.

Diferenciar entre los conceptos de pH, pK y pI (punto isoeléctrico).

Deberá conocer unas propiedades fisicoquímicas de los

aminoácidos (anfotericismo).

II.- OBJETIVO:

Identificar las propiedades ácido-base de un aminoácido en base a una curva de titulación.

III.- HIPÓTESIS:

Los grupos R polares de los aminoácidos correspondientes son susceptibles de

titulación. . IV.- INTRODUCCIÓN:

Los aminoácidos se pueden clasificar según diversos criterios. Con fines

analíticos, y limitándose a grupos representativos según su forma de interactuar en solución, es muy importante saber su pH para identificar con que grupo funcional está actuando en solución.




PRÁCTICA No. 8 TITULACION DE UN AMINOÁCIDO

2




V.- EXPERIMENTO:



1 Matraz Erlenmeyer de 250 ml 2

2 Goteros 2


4 Bureta de 50 ml 1

REACTIVOS:


1 Anaranjado de metilo El necesario

2 Universal El necesario

3 Fenolftaleina El necesario

4 Ácido amino acético El necesario

5 Hidróxido de sodio El necesario

6 Glicina 0.8601 g

3




VI METODOLOGÍA:

Preparar dos soluciones, una de HCl y

otra de NaOH 0.01 M

Estandarizarla

Diluir el aminoácido (glicina) y tomar alícuotas con el indicador adecuado, para el ácido se utilizara el anaranjado de metilo y

para la sosa fenolftaleína.

Lavar el material a uti lizar

4





De acuerdo con las curvas de titilación obtenidas para cada aminoácido el alumno

deberá interpretar los puntos de inflexión de dichas curvas, indicando la estructura química presente del aminoácido antes y después de cada punto de inflexión. Así mismo deberá comentar sobre las especies protonadas y no protonadas a

diferentes valores de pH.


La curva de valoración para la glicina protonada en sus puntos más favorables de

pH queda como se mostrará más adelante. A Ph bajo <1 esencialmente toda la glicina existe en forma del catión protonado A. A elevado pH>12 el anión aminocarboxilato C es la forma principal. Entre estos límites de pH, la sal interna B

se hallará presente junto con A o C.

IX.- CUESTIONARIO:

1. ¿Explique el significado químico del pK?

2. ¿Que relación hay entre el pH , el pK y el pI (punto isoeléctrico?

3. ¿Que es un zwtterion?

4. Explique el fundamento de la técnica de electroforesis para la separación de aminoácidos y proteínas?

5




X.- BIBLIOGRAFÍA

.No. Autor / Año Título Editorial / Edición


Science

Willard Grant Press

2 Lehninger;A;Cox ,J, 1998 Bioquímica Omega



W.H Freeman


química orgánica

Alhambra

6 Harris, Daniel. C Análisis químico cuantitativo

Iberoamericana

XI.- APÉNDICES.

Se incluirá información adicional que se requiere para la realización de la experiencia (tablas, fórmulas, etc.)

0

PRÁCTICA No.9

TITULACIÓN YODIMÉTRICA DE VITAMINA C

1




PRÁCTICA No. 9

TITULACIÓN YODIMÉTRICA DE VITAMINA C



Importancia y función de la vitamina C en los seres vivos.

Conocer previamente la estructura de la vitamina C y sus

posibles transformaciones químicas

Conocer las relaciones

estequiométricas de ion tiosulfato.

Conocer el fundamento de una titilación por oxido reducción de un compuesto orgánico vital

(vitamina C).

Cuantificar con precisión el

contenido de vitamina C a partir de diversas fuentes alimenticias

II.- OBJETIVO:

Este apartado deberá mostrar para qué se realiza la experiencia, qué se pretende lograr, cuantificar, demostrar, comparar, enseñar, comprobar, etc.

III.- HIPÓTESIS:

A mayor temperatura mayor degradación de la vitamina C contenida en la muestra.

2




V.- INTRODUCCIÓN:

Las vitaminas son compuestos orgánicos esenciales en el metabolismo y

necesarios para el crecimiento y, en general, para el buen funcionamiento del organismo. Las vitaminas participan en la formación de hormonas, células

sanguíneas, sustancias químicas del sistema nervioso y material genético. Las diversas vitaminas no están relacionadas químicamente, y la mayoría de ellas tiene una acción fisiológica distinta. Por lo general actúan como catalizadores,

combinándose con las proteínas para crear metabólicamente enzimas activas que a su vez producen importantes reacciones químicas en todo el cuerpo. Sin las

vitaminas muchas de estas reacciones tardarían más en producirse o cesarían por completo.

La vitamina C o ácido ascórbico está presente en muchas frutas y vegetales, y el consumo para el cuerpo es importante.

La vitamina C es importante en la formación y conservación del colágeno la proteína que sostiene muchas estructuras corporales que representa un papel

muy importante en la formación de huesos y dientes.

Si hay deficiencia de la vitamina en la dieta que se consume es necesario tomar tabletas de vitamina C ya que la misma ya que la misma tiene una acción escorbútica necesaria para el mantenimiento de la sustancia intercelular de células

como el masen quima, colágeno, cartílagos, huesos, dentina y cemento del endotelio vascular.

La vitamina C se indica como profilaxis y tratamiento del escorbuto. Coadyuvante en el tratamiento de las diátesis hemorrágicas, piorreas, infecciones gingivales,

anemias, desnutrición, infecciones diversas intoxicaciones de medicamentos por arsénico, sales de cloro, etc.

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VI.- EXPERIMENTO:



1 Espátula 1



4 Bureta 1

5 Parrilla 1

6 Vasos de p.p de 250 ml 3

7 Piceta 1

8 Perilla 1

9 Matraces Erlenmeyer de 250 ml 1

REACTIVOS:


1 Tabletas 5

2 Yoduro de potasio 2 g

3 KIO3 50 ml

4 Tiosulfato 50 ml

5 Ácido sulfúrico 60 ml

6 Indicador de almidón 2 ml

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VI METODOLOGÍA

Lavar el material a utilizar

Preparación y estandarización de la solución del tiosulfato.

El indicador de almidón se prepara haciendo el engrudo con 5 g de almidón

soluble y 5 mg de yoduro mercúrico en 50 ml de agua. El engrudo se vierte en 500 ml de agua hirviente y se mantiene en ebullición hasta que se transparente

Se prepara tiosulfato de sodio 0.07 M disolviendo 8.7 g de tiosulfato de sodio en 500 ml de agua recién hervida que contiene 0.05 g de carbonato de sodio. Se

almacena esta solución en un recipiente color ámbar que se mantiene tapado herméticamente. Se prepara yodato de potasio 0.01 M pesando con exactitud 1 g de reactivo sólido y disolviendo en un matraz volumétrico de 500 ml.

La solución de tiosulfato se estandariza como sigue: con una pipeta se transfiere 50 ml de la solución de yodato de potasio a un matraz. Se añaden dos gramos de

yodato de potasio sólido y 10 ml de ácido sulfúrico 0.5 M. Se titula inmediatamente con tiosulfato hasta que la solución haya perdido gran parte de su color (amarillo pálido). Entonces se añaden 2 ml de engrudo de almidón como indicar y se

termina la titulación. Se repite la titulación con dos volúmenes extra de 50 ml de la

solución de yodato de potasio

Determinación de la vitamina C

Se puede utilizarse una presentación comercial de vitamina c que contenga 100 mg por tableta. La siguiente determinación se realiza por triplicado, y se

calculan la media y desviación estándar relativa a la cantidad de vitamina C por tableta.

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Se disuelven dos tabletas en 60 ml de ácido sulfúrico 0.3 M, utilizando una varilla de vidrio para pulverizar el sólido. (Parte del sólido aglutinante

no se disuelve.)

Se añaden 2 g de KI sólido y 50 ml de KIO3 patrón. Entonces se titula con tiosulfato patrón. Justo antes de alcanzar al punto final, se agregan 2 ml de

indicador de almidón.

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A partir de las diferentes muestras alimenticias el alumno deberá comentar sobre

cual es la más indicada para suministrar esta vitamina; los valores de titilación arrogados le deben permitir hacer una comparación relativa del contenido de

vitamina C con productos en el mercado. VIII.- CONCLUSIONES:

El ácido ascórbico es un agente reductor fuerte y se determina por simple valoración con solución de yodo, el cual se oxida al ácido ascórbico a ácido deshidroascórbico; el yodo se reduce a yoduro como se muestra en la siguiente

reacción.

IX.- CUESTIONARIO:

1. Investigar el mecanismo de reacción entre la vitamina C y el compuesto de yodo.

2. Investigar la importancia de la vitamina C en los seres humanos.

3. ¿Cuál es la función del almidón durante la titulación?

4. Con base al mecanismo de reacción ¿por qué se considera esta técnica una reacción de oxido reducción?.

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X.- BIBLIOGRAFÍA



Science

Willard Grant Press




W.H Freeman


química orgánica

Alhambra

6 Daniel. C Análisis químico cuantitativo

Iberoamericana

XI.- APÉNDICES.



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PRÁCTICA No.10

DETERMINACIÓN DE ÍNDICE DE SAPONIFICACIÓN

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PRÁCTICA No. 10

DETERMINACIÓN DE ÍNDICE DE SAPONIFICACIÓN.



Conocer la estructura y función de los lípidos relacionados con

ácidos grasos y lípidos no relacionados con los ácidos grasos.

Conocer el fundamento de la técnica par medir el índice de

saponificación

Definir estructuralmente a la materia saponificable y a la

materia in saponificable.

II.- OBJETIVO:

Conocer el fundamento de la técnica par medir el índice de saponificación y definir.

III.- HIPÓTESIS:

Los lípidos o grasas de origen animal presentan mayor índice de saponificación que las de origen.

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V.- INTRODUCCIÓN:

ÁCIDOS GRASOS. Son ácidos monocarboxílicos generalmente con cadenas de carbono largas (cerca de 10 a 20 átomos) . Pueden ser saturados o no saturados.

Algunos ejemplos de ácidos grasos son el ácido palmítico (C15H33COOH) el cual se encuentra en la grasa animal y el ácido oleico (C17H33COOH) el cual se

encuentra en el aceite de olivo.

Grasas y aceites son ésteres del glicerol (un alcohol trihidróxido) y ácidos grasos. Los aceites pueden convertirse en grasas por hidrogenación (reaccionan con el

hidrógeno en presencia de un catalizador, por ejemplo el platino metálico) para romper los enlaces múltiples y formar un compuesto sólido saturado. La manteca sólida y la oleomargarina se preparan de esta forma a partir de aceites de maíz,

soya, maní, o de la semilla de algodón.

Los glicéridos no saturados (aceites o grasas obtenidas por hidrogenación parcial de aceites) parece que son de ayuda para bajar cierta incidencia de enfermedades

del corazón.

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VI.- EXPERIMENTO:




2 Parrilla 1

3 Refrigerante 1


5 Baño maría 1

6 Balanza analítica 1

7 Pinzas para refrigerante 1

8 Bureta 1


10 Matraz de bola 1

11 Pipeta graduada de 10 ml 1

12 Piceta 1

13 Perilla 1

14 Tapon de monohoradado 1

REACTIVOS:


1 Ácido Clorhídrico 25 ml

2 Hidróxido de potasio 0.5N La necesaria

3 Muestras de aceite de oliva, cártamo y manteca

cerdo.

100 g

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Colocar en un matraz con tapón esmerilado de 250 ml de 1.5 a 2.0 g de muestra pesada

exactamente, pesado, agregar 25 ml de la solución de 0.5 N de hidróxido de potasio en etanol. Ensamblar al matraz un condensador adecuado, calentar en baño de vapor, mantener a reflujo durante 30 minutos agitando por rotación el contenido del matraz.

Agregar 1 ml de fenolftaleína y valorar el exceso de hidróxido de potasio con solución 0.5 N de ácido clorhídrico. Correr simultáneamente una prueba en blanco de reactivos usando las mismas cantidades y valorando de la misma manera.

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El alumno deberá hacer una comparación de los índices de saponificación de cada muestra con base a la estructura química de las mismas.


El alumno deberá concluir con base en los índices de saponificación de los

índices obtenidos, la relación entre el número de moles de yodo incorporados a los ácidos grasos y la estructura del mismo (grado de insaturación).

IX.- CUESTIONARIO:

1. Describe el mecanismo de reacción de la saponificación.

2. ¿Cual seria el rendimiento obtenido a partir de 1Kg de ácidos grasos tomando en cuenta el índice de saponificación obtenido?

3. Investigar otro método distinto para obtener el índice de saponificación.

4. Describa diez funciones importantes en las que participan los ácidos grasos

en la función celular ( células ecuariotas vegetales o animales y células

procariotas)

5. Describa diez aplicaciones industriales de los ácidos grasos.

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X.- BIBLIOGRAFÍA


1 Merle K.Heidemann 1985 Excersises in Biological Science

Willard Grant Press



4 Clark Jr,,John M , 1964 Experimental

Biochemistry

W.H Freeman

5 Brewster R.Q 1970 Curso practico de química orgánica

Alhambra

6 Daniel. C Análisis químico

cuantitativo

Iberoamericana

XI.- APÉNDICES.



Manual de Prac Organica 3 2009-2 Seg Sem

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