Practica No.1 “Conocimiento y uso del material del laboratorio”

Objetivo: Conoceremos el laboratorio clínico, sus instalaciones y sus áreas, asi como el material y su uso clasificado de acuerdo a sus características.

Generalidades: El laboratorio clínico es el lugar donde se desarrolla la actividad de análisis, aplicando métodos y técnicas de diagnósticos para ayudar a mejorar la salud y la calidad de vida del ser humano. Por lo cual es importante seguir todas las instrucciones y pasos en cada una de las prácticas o análisis que se realicen para obtener los resultados correctos. En todas las prácticas deben anotarse las observaciones, los resultados y las conclusiones.

Fundamento:

Procedimiento:

1.- Identificar las diversas áreas de trabajo en el laboratorio. Colorear cada área identificada en la figura 1.

Áreas Nombre Instalaciones Actividades Especificas

Color

I Mesa de trabajo.

Hidráulica, gas, eléctrica y drenaje.

Análisis de muestras.

Verde

II Lavado y esterilizado.

Hidráulica y drenaje.

Lavado de instrumentos y materiales.

Celeste

III Almacén. Eléctrica Guardado de reactivos y sustancias.

Gris

IV Café

2.- Identificar la ubicación de las áreas de trabajo del laboratorio, y ubicar su propio asiento en la mesa que se le indique, iluminar de color guinda en la figura 1.

3.-Identificar las diversas instalaciones de agua, electricidad, gas y drenaje en tu mesa de trabajo, y en la figura 2, ilumina

a) Azul, la instalación de agua.

b) Amarillo, la instalación de gas.

c) Rojo, la instalación eléctrica.

d) Negro, el drenaje.

5.- Uso de las instalaciones de gas, agua, eléctrica y drenaje. Reportar sus observaciones y resultados.

Observaciones generales:

El laboratorio clínico es un establecimiento ligado a la atención médica, para el diagnóstico, análisis y tratamiento a problemas de salud.

Algunos puntos del reglamento son: entrar en silencio y orden, utilizar la bata blanca, cubre boca, guantes, cabello recogido, no ingerir alimentos ni bebidas en el laboratorio, no utilizar cosméticos ni barniz en las uñas, no fumar, no utilizar joyería, tener limpieza en las mesas de trabajo y el material o vestimenta usado debe de ser desinfectado.

Un laboratorio debe tener secciones como; hematología, inmunología, química clínica, microbiología, para que todo esté bien organizado. También se observaron los materiales por clasificación de uso y por fabricación (del material del que están fabricados).

Observaciones:

En esta práctica se observaron las áreas con las que cuenta el laboratorio: mesa de trabajo, lavado y esterilizado y el almacén (estas son con las que cuenta el laboratorio debido a que el espacio es muy reducido). Tener en cuenta que en un laboratorio clínico adecuado cuenta con registro de paciente y sala de espera, toma de muestras, áreas de laboratorio, almacén y servicios sanitarios.

El laboratorio cuenta con instalaciones hidráulicas y drenaje en lavado y esterilizado, eléctrica en almacén.

Aparte de observar la estructura del laboratorio observamos los materiales que se encuentran en él, la función que tiene cada uno, su clasificación por uso (se clasifican por la utilidad que tienen) y clasificación por fabricación (se clasifican según el material del que estén hechos).

Resultado

Conclusión:

Esta práctica fue de mucha ayuda ya que aprendimos a identificar cada uno de los instrumentos y materiales del laboratorio de acuerdo a su clasificación por uso y por fabricación, en cada uno de los materiales cuál es su utilidad de acuerdo al área que se utiliza,

Puntualidad Silencio y ordenCumplir con las

normas de bioseguridad

Higiene y salud

Preparar materiales

Tener la practica con

procedimiento

Desarrolo de la practica o

tecnica

Identificacion de areas e

instalaciones

Identificaion de los materiales

Obtener sus observaciones y

resultados

Realizar su reporte y

conclusion

Entrega de material y

equipo

Limpieza de las areas de trabajo

Redactar conclusiones

también me ayudo a poder identificar en donde se encuentran situadas las instalaciones del laboratorio, su uso correcto y como está organizada.

Practica No. 2 “Técnicas de Lavado para el Material del Laboratorio”

Objetivo: conocer las diferentes técnicas de lavado de laboratorio, además de conocer la preparación de las diferentes disoluciones de sustancias químicas utilizadas en dichas técnicas.

Generalidades: Es el procedimiento de limpieza del material de laboratorio es importante especificar los métodos de lavado físico y químico, y esterilización ya que dependiendo del tipo de suciedad y contaminación del material serán los procedimientos adecuados al usar.

Observaciones y fuentes de error:

Al empezar la práctica se debe saber el procedimiento, después vamos por los materiales sucios a lavar, posteriormente se hizo la solución jabonosa con agua y detergente, después cada integrante del equipo toma un instrumento y lo empieza a lavar con la solución jabonosa y con esponjas, fibras, escobillones y franelas, a mí me ha tocado lavar los portaobjetos, tomo la esponja cargada de solución jabonosa y cuidadosamente del lado suave de la esponja empiezo a frotar a los portaobjetos sin rayarlos, se desaguan y se ponen a secar. La pipeta se lava poniéndole la solución jabonosa y haciendo un movimiento de vaivén moviéndolo de arriba hacia abajo, se desagua y se pone a secar, los tubos de ensayo y el matraz Erlenmeyer se lava con escobillones limpiándolos sin hacer ni mucha ni muy poca presión sobre ellos y por fuera con la esponja, se desaguan y se ponen a secar, el vaso de precipitado por dentro y por fuera se frotan con la esponja, se desaguan y se ponen a secar, el vaso de precipitado por dentro y por fuera se frotan con la esponja, se desagua y se pone a secar, se observa que no queden residuos de suciedad y aceite, si están totalmente limpios se dejan secar, si hay suciedad hay que lavarlo nuevamente. En nuestro caso nos paso con los tubos de ensayo y los matraces Erlenmeyer. Se llevan con precaución al almacén para su resguardo y se levanta lo utilizado, se hace la limpieza de las áreas de trabajo y se ha concluido la práctica.

Los errores que nos sucedieron se produjeron al no lavar correctamente y dejar residuos de suciedad dentro y fuera de los instrumentos y para resolver el problema se tiene que lavar nuevamente.

Conclusiones:

El material debe ser desinfectado y esterilizado completamente y correctamente ya que de lo contrario puede haber complicaciones y problemas por la combinación de sustancias y los resultados saldrían mal, así que hay que ser cuidadosos en ese aspecto porque si no se lava correctamente y es notable hay que lavarlo nuevamente.

Por último se aprendió la utilización del autoclave para esterilización por calos seco de los materiales y el procedimiento para hacer la mezcla crómica para su uso en el lavado químico en suciedad persistente.

Cuestionario:

1.- ¿En qué momento debe realizarse el lavado físico de los materiales del laboratorio?

Después de cada uso que se les dé y si la suciedad es leve.

2.- ¿Únicamente en que situaciones realizamos el lavado químico?

Cuando la suciedad es persistente y hay que tomar medios de limpieza más drásticos.

3.- ¿Cuál es la diferencia entre lavado físico y químico?

Que uno es utilizado para remover la suciedad normal y que el químico hay que tener precaución en la elaboración ya que son reactivos y sirven para suciedad más persistente.

4.- ¿Qué función e importancia tiene realizar un procedimiento de esterilización en el laboratorio clínico?

Para evitar problemas con los resultados al combinarse sustancias o por los organismos que quedan.

5.- ¿Cuáles son los cuidados que deben observar para cada uno de los procedimientos realizados?

Limpiar correctamente los recipientes y materiales.

No aplicar mucha presión porque se pueden fracturar.

No dejar residuos de suciedad.

Utilizar protección para los reactivos.

Practica 3

Conclusión:

Las sustancias que se miden deben tener gran precisión ya que de lo contrario todo se echaría a perder ya que las medidas deben ser exactas respetando siempre el menisco según la forma que este tenga independientemente de la sustancia que sea, si es cóncavo debe ser sobre la línea marcada y si es convexo por debajo de la línea, se aprendió a medir con gran precisión los líquidos usados y también se aprendió el uso que tienen los materiales graduados y los aforados y el uso correcto que tiene cada uno de ellos .

Por otro lado también se aprendió la manera correcta de aforar en los materiales utilizando instrumentos graduados para una mejor precisión y se vio la forma correcta en la que se debe pipetear los líquidos respetando siempre el menisco.

Observaciones:

Primeramente como se ha visto anteriormente se debe entrar en orden y guardando silencio, tomar en cuenta las medidas de seguridad e higiene y llegamos muy bien preparados con la mentalidad de lo que vamos a desarrollar, con el objetivo de lo que haremos, después solicitamos los materiales y se verifican que todos estén bien en todas las formas posibles, si se encuentra suciedad en ellos se deben de lavar, teniendo ya la practica en mano se prosigue a seguir los pasos que esta nos muestra y los nuevos pasos agregados por la maestra escrita en el pizarrón, colocamos agua en los recipientes hasta llegar a la cantidad indicada que nos dicta la práctica y procedemos a agregar los colorantes, un color diferente para cada material volumétrico, seguimos los pasos para mezclar, agregamos o quitamos cantidades de las sustancias según lo requiera, como esto se elaboró con colorantes vegetales estos se separaban en sus colores pero al agitar se mezclaban formando nuevos colores como lo establece la regla de los colores primarios al combinarse, una vez que ya se ha practicado con todos y cada uno de los materiales volumétricos, se procede a retirar el líquido y las sustancias que se encuentran en ellos y proseguimos a hacer el correcto lavado de estos materiales sin dejar residuos de suciedad, se colocan en una posición con la cual se puedan secar y se dejan sobre la mesa de trabajo y eso ha sido todo, limpiamos nuestras áreas de trabajo y hemos terminado.

Fuentes de error:

Se produjo un error cuando la cantidad a poner en el material se nos pasa de lo indicado y se tiene que volver a llenar si es necesario, también cuando el menisco nos quedó muy por debajo o por arriba de la línea según sea su forma (convexo o cóncavo) y se debe de medir nuevamente la sustancia ya que esto debe tener una exactitud máxima.

Practica No.6 “Uso y Manejo de la Centrifuga y el Baño María”

Objetivo:

En la presente experiencia del alumno comprobara la función y aplicara el uso de los aparatos indispensables como son la centrifuga y el baño María.

Generalidades:

La centrifuga es un método que se utiliza para separar partículas de diferentes densidades de una misma sustancia liquida por medio de su fuerza centrífuga y centrípeta.

La incubación por un medio húmedo es un método de agua, acomodando en ella un recipiente que contenga una sustancia la cual a través de un calor emitido, la sustancia se activara o inactivara, de acuerdo al tipo de sustancia, a este proceso también se le llama baño María.

Fundamento: Investigar; toma y manejo de muestras (Sangre venosa, orina y heces fecales), descripción, operación, manejo y cuidados de baño María, centrifuga y microcentrifuga. Así como sus respectivos principios y aplicaciones (Baño María; Reacciones enzimáticas: centrifuga; Fuerza centrífuga y centrípeta).

SANGRE

La toma deberá hacerse en un lugar perfectamente iluminado y con el paciente cómodamente sentado. Localizar una vena adecuada en la cara anterior del codo y colocar el torniquete en la parte media del brazo. Desinfectar el área con un algodón humedecido con alcohol al 70% e introducir la aguja con el bisel hacia arriba. Si la sangre no fluye espontáneamente y se está utilizando una jeringa, jalar el émbolo y aspirar con suavidad; si se estáempleando equipo al vacío presionar el tubo de ensaye hacia arriba. Al empezar a fluir la sangre retirar el torniquete y una vez que se haya obtenido la cantidad de sangre requerida (generalmente 6-10 mL), retirar la aguja y colocar una torunda con alcohol sobre el sitio de punción ejerciendo presión para detener la hemorragia.

Si la toma se hizo con jeringa, retirar la aguja y verter la sangre a un tubo estéril, dejándola resbalar lentamente por la pared para evitar hemólisis. Tapar el tubo cuidadosamente. Si la muestra necesaria es sangre total utilizar el anticoagulante adecuado según el proceso que vaya a seguirse (consultar con el laboratorio correspondiente), ya que algunos anticoagulantes pueden interferir con algunas pruebas. Si la toma de sangre es para la obtención de suero, no usar ningún anticoagulante. Si la toma de sangre es para métodos moleculares, utilizar EDTA como anticoagulante, y si el tubo tiene gel, centrifugar lo más pronto posible.

Cuando se va a enviar el tubo con la sangre total (con o sin anticoagulante) para evitar la hemólisis utilizar aguja adecuada, evitar agitar el tubo. Evitar calentamiento o enfriamiento excesivos ya que deja de ser útil y habría que tomar y enviar una nueva muestra.

Muestras para el Departamento de Inmunología e Inmunogenética:

Tomar las muestras en ayunas, excepto para la donación altruista que puede tomarse en cualquier momento.

Tipificación de genes HLA clase I y II para selección de donador para Trasplante de Médula Ósea (TMO), paternidades o donadores altruistas:

2 tubos con anticoagulante EDTA (Tapón lila) por persona.

Para niños menores de 3 años solo un tubo:

** Nota: si requiere de prueba cruzada para TMO incluir adicionalmente:

2 tubos con anticoagulante ACD (Tapón amarillo), de cada persona.

1 tubo con suero del paciente (sin anticoagulante: tapón rojo).

Trasplante Renal:

Tipificación de genes HLA clase I y II y prueba cruzada, detección de anticuerpos anti-HLA por ELISA o

Luminometría:

2 tubos con anticoagulante EDTA (Tapón lila) de 7 ml por persona.

2 tubos con anticoagulante ACD (Tapón amarillo), de cada persona.

1 tubo con suero del paciente (sin anticoagulante: tapón rojo).

Cultivo de Mezcla de Linfocitos (CML):

2 tubos de 10 ml con HEPARINA (Tapón verde) de 10 ml, de cada persona.

Si el paciente está en recaída o tiene bajo conteo leucocitario enviar 3 tubos con anticoagulante HEPARINA

(Tapón verde) de 10 ml.

Manejo:

La muestra debe llegar al laboratorio para su procesamiento, un máximo de 20 horas después de la toma de la muestra. Para estudios de inmunología e inmunogenética, enviar el mismo día de la toma de muestra. Enviar los tubos en posición horizontal a temperatura ambiente (20° - 25° C). Si la temperatura es mayor colocar una capa gruesa de gasa o apósito sobre los tubos y encima un gel refrigerante frío (4ºC). NUNCA EN REFRIGERACIÓN.

SANGRE (CONT.)

Muestras para CV (VIH y linfotipificación): Tomar la muestra con ayuno mínimo de 10 horas. Utilizar tubos con EDTA (adultos 7 ml, niños 3 ml). Enviar la muestra a temperatura ambiente (20-25°C). Para CD4 y Carga Viral enviar dos tubos de 5 ml cada uno, para niños solo uno de 5 ml en el caso de Carga Viral separar el plasma centrifugado a 3000 rpm/15’ enviar congelado en tubo de plástico anotando identificación del paciente, hora y fecha de la toma Para el diagnóstico de citomegalovirus por PCR se requiere de 6 a 10 ml de sangre con EDTA Para la identificación directa de Tripanosoma cruzi (Hematocrito fluorescente – QBC) Tomar 3 ml en tubo con EDTA Para el diagnóstico de leptospirosis se requieren de 3 a 5 mL de sangre sin anticoagulante, la muestra es procesada inmediatamente, se recomienda que sea tomada en el laboratorio si el objetivo es realizar cultivo.

Manejo:

La muestra debe llegar al laboratorio antes de 20 horas después de haber sido tomada (CV-VIH y linfotipificación). Para el diagnóstico de citomegalovirus la muestra debe llegar al Instituto en un horario de 7 a 11:00 A.M. si es necesario transportarla deberá hacerse en un contenedor a

temperatura ambiente La muestra debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su procesamiento; ya que el diagnóstico se hace mediante la observación de las formas vivas de tripomastigotes de T. cruzi El manejo es directo e inmediato.

SANGRE PERIFÉRICA

Para la recolección de sangre periférica, se debe colectar la muestra en una bolsa con ACD-A por medio de aféresis con previa movilización de células progenitoras hematopoyéticas. El protocolo de cosecha puede ser elegido por el médico y/o BACECU de acuerdo al diagnóstico del paciente. Se deberá enviar plasma autólogo y biometría hemática del producto tomado de la bolsa de cosecha directamente. Para la criopreservación de sangre periférica se debe mantener la muestra en la bolsa de cosecha del hospital con ACD-A como anticoagulante. La unidad debe llegar al Laboratorio en no más de 24 hrs. después de haberse cosechado.

ORINA

Tomar una muestra de la micción espontánea después de una cuidadosa limpieza de la región urogenital con agua y jabón y luego con benzal al 1%. Instruir al paciente para que deseche la primera parte de la micción y se colecta el chorro medio en un recipiente estéril, de boca ancha con tapa de rosca. Sólo en caso de sospechar parásitos, se usa la primera parte de la micción. Para diagnóstico de infección por agentes bacterianos. Tomar una muestra de la micción espontánea después de una cuidadosa limpieza de la región urogenital con agua y jabón y luego con benzal al 1%. Instruir al paciente para que deseche la primera parte de la micción y se colecta el chorro medio en un recipiente estéril, de boca ancha con tapa de rosca. Sólo en caso de sospechar parásitos, se usa la primera parte de la micción. Para el diagnóstico de citomegalovirus por PCR, tomar una alicuola de 50 a 100 ml o en el caso de que el paciente esté hospitalizado se requiere el envío de la bolsa recolectora Para el diagnóstico de enfermedades exantemáticas tomar la muestra entre el día 0 – 5 después de la aparición del exantema Para el diagnóstico de tuberculosis por PCR se requiere de 5 a 20 mililitros de la primera micción de la mañana en recipientes de plástico. Para el diagnóstico de Leptospirosis se requieren 30 mL, se recomienda el chorro medio de la primera micción de la mañana, en un frasco estéril, de boca ancha, de preferencia de plástico, bien sellado y rotulado, especificar tipo de muestra, fecha y hora de la toma.

Manejo:

Los frascos con las muestras se empaquetan en una caja de poliestireno esponjoso con refrigerante congelado para protegerlos del calor excesivo. El tiempo entre la toma de muestra y su llegada al laboratorio nunca debe exceder las 24 horas. Se envían las muestras a temperatura ambiente durante las 2 primeras horas El tiempo entre la toma de muestra y el arribo al lab. Nunca debe exceder de 24 horas conservar y enviar refrigerada, debe llegar al laboratorio entre las 7 y las 11 A.M. El tiempo de llegada al laboratorio no debe exceder de 2 días Para el diagnóstico de Micobacterias, el tiempo no debe exceder de 4 horas. Se envía a temperatura ambiente y debe llegar al laboratorio antes de 8 horas.

MATERIA FECAL

La muestra de materia fecal (diarreica, pastosa o formada) debe ser reciente (< de 24 hrs ) Las heces obtenidas del suelo, excusado o pañal no son aceptadas por la contaminación ambiental a que fueron expuestas. Las muestras enviadas tanto en hisopo rectal (a menos que el paciente no pueda evacuar) como en frascos de vidrio serán rechazadas. La muestra debe

enviarse de acuerdo con el estudio que vaya a efectuarse: Estudios virales: Si la materia fecal es sólida o semisólida tomar una cantidad que no debe exceder el tamaño equivalente al de una nuez o de 2 a 5 g; si es líquida bastan 3 a 10 ml para diagnóstico de Rotavirus. Depositarla en un recipiente de plástico no estéril, de boca ancha y tapa de rosca con sello de seguridad para evitar su derrame. Para el diagnóstico de ántrax gastrointestinal transfiera una cantidad mayor o igual a 5 g de heces, directamente a un recipiente de boca ancha, limpio, estéril, seco y a prueba de fugas. Identificación de poliovirus para casos de Parálisis Flácida Aguda (P.F.A.) tomar 2 muestras de 10 a 20 gr cada una con intervalo de 24–48 horas entre cada muestra. Colocar cada muestra en un envase de plástico de boca ancha con cierre hermético. Para Identificación de enterovirus no polio tomar una muestra de 10 a 20 gr y colocarla en un envase de plástico de boca ancha con cierre hermético. . Si se buscan Micobacterias se envían de 2 a 3 gramos de muestra sin ningún medio de transporte Estudios parasitoscópicos: Colectar tres muestras en 3 días consecutivos. Si la materia fecal es sólida o semisólida tomar una cantidad que no debe exceder el tamaño equivalente al de una nuez, si es líquida bastan 1 a 2 mL. Depositarla en recipientes de plástico, estériles de boca ancha con tapa hermética.

Manejo:

Agentes virales: Transportar la muestra a 4º C con refrigerantes congelados. NO ENVIAR HISOPO RECTAL Agentes bacterianos: Enviar las muestras a temperatura ambiente Estudios parasitoscópicos: no adicionar conservadores Las muestras diarreicas se envían de inmediato. Enviar a temperatura ambiente. Mantener en refrigeración hasta su arribo al laboratorio. Transporte al laboratorio las heces sin conservar dentro de un lapso de 1 hora. Para tiempos de transportación mayores de 1 hora, consérvese de 2-8 °C. El medio Cary-Blair u otro medio de trasporte equivalente es aceptable. Mantener la red fría del envío a una temperatura de 0 a 10ºC desde el momento que se colecta hasta que llega al laboratorio. Mantener la red fría del envío a una temperatura de 0 a 10ºC desde el momento que se colecta hasta que llega al laboratorio. Mantener y enviar refrigerada No adicionar conservadores mantener en refrigeración. Las muestras diarreicas se deben observar de inmediato (30 minutos como máximo después de la deposición) en caso contrario se debe adicionar como preservador el menthiolate –yodo-formaldehido (MIF) e indicarlo en la etiqueta de identificación.

Baño María

El concepto de baño María implica el calentamiento indirecto de la sustancia por convección térmica desde el medio líquido (agua, frecuentemente).

Para calentar al baño María hay que introducir un recipiente pequeño en el que se deposita la sustancia dentro de otro más grande que contiene un líquido y calentar este ´por su base. De este modo, se calienta en primer lugar el líquido contenido en el recipiente de mayor tamaño y esté va calentando gradualmente el contenido del recipiente menor, de un modo suave y constante. Es indispensable que en todo tiempo el recipiente interior (más pequeño) esté en contacto con el líquido para que se produzca la transmisión de calor.

Utilizando diferentes líquidos (aceites, soluciones salinas, etcétera) en el recipiente grande se obtienen diferentes temperaturas de trabajo. Cuando se usa agua, la máxima temperatura del producto del recipiente superior no excederá los 100°C (punto de ebullición del agua a la presión de 1 atm).

El baño de María o baño serológico para laboratorio es un equipo que se utiliza en laboratorios de química, este equipo se utiliza para el calentamiento indirecto, por convección térmica del medio y de sustancia, se basa en un método empleado para conferir la temperatura uniforme a una sustancia liquida o sólida, sumergiendo el recipiente que lo contiene en otro mayor con agua que se lleva hasta la ebullición.

También es utilizado para realizar pruebas serológicas y procedimietosde incubacion, agitacion, inactivación, biomédicos, farmacéuticos.

Por lo general, se utilizan con agua, pero también se puede trabajar con aceite. Los rangos de temperatura en los cuales normalmente son utilizados están entre temperatura ambiente (20-22°C) y los 60°C. También se pueden seleccionar temperaturas de 100°C.

Partes:

Termostato: La función que cumple un termostato es evitar que el agua fluya dentro del motor, hasta que el equipo llegue a su temperatura de funcionamiento normal

Cubierta: Es la parte exterior que cubre el interior del baño María Tanque: Almacena el agua Bandeja Difusora: Dispositivo que se coloca en el fondo de los baños de María, con el

fin de soportar los recipientes que se ponen en el tanque Termómetro: Encargado de medir la temperatura Perilla de Temperatura: Permite ajustar y regular la temperatura

 

 

 

Cuidados:

 Antes de Usarlo

Cuidar que tenga siempre agua destilada a la altura que cubra la resistencia  Ajustar la temperatura deseada con el termostato

 Durante el Uso

Al utilizar termómetros en un baño de María, este debe estar suspendido dentro del agua, no descansando en el fondo del baño

No mover una vez este encendido

 Después de Usarlo

Apagar y desconectar Retirar el agua si ya no va a utilizarse Si se utiliza continuamente hay que cambiar el agua semanalmente

Centrifuga

La palabra centrífuga proviene de la palabra latina centrum, que significa centro y de la

palabra fugare que significa huir.

La centrífuga es un instrumento de laboratorio que a sido diseñada para utilizar la fuerza

centrífuga que se genera en los movimientos de rotación, con el fin de separar los

elementos constituyentes de una mezcla. Existe una amplia diversidad de centrífugas para

poder atender necesidades específicas de la industria y la investigación.

¿Para que se usa la centrifuga?

La centrífuga se a diseñado para utilizar la fuerza centrífuga para separar sólidos

suspendidos en un medio líquido por sedimentación o para separar líquidos de diversa

densidad. Los movimientos rotacionales permiten generar fuerzas mucho más grandes

que la gravedad, en periodos controlados de tiempo.

En el laboratorio las centrífugas se usan generalmente en procesos como la separación

por sedimentación de los componentes sólidos de los líquidos biológicos y, en particular,

en la separación de los componentes de la sangre: glóbulos rojos, glóbulos blancos,

plasma y plaquetas, entre otros, y para la realización de múltiples pruebas y tratamientos.

Funcionamiento

El centrifugado es una sedimentación acelerada, ya que la aceleración de la gravedad se

sustituye por la aceleración centrífuga: \omega^2 r , donde \omega\, es la velocidad

angular de giro de la centrifugadora y r es la distancia al eje de la centrifugadora. Puesto

que la velocidad mencionada puede ser de miles de revoluciones por minuto, se alcanzan

aceleraciones mucho mayores que la intrínseca de la gravedad.

Además de ser más rápida que la sedimentación, la centrifugación permite separar

componentes que la mera sedimentación no podría realizar, por ejemplo separar el uranio

235 del uranio 238.

Como la sedimentación, al centrifugado lo rige la ley de Stokes, según la cual las

partículas sedimentan más fácilmente cuantos mayores sean su diámetro y su peso

específico comparado con el del fluido, y cuanto menor sea su viscosidad. Es importante

considerar que la función del fluido es esencial, pues sin su viscosidad todas las partículas

se precipitarían a la misma velocidad.

Hay diversas clases de centrífugas, entre las que se citan las siguientes:

La centrífuga de mesa La ultracentrífuga La centrífuga para microhematocrito La centrífuga de pie

Estos son los de mas amplio uso en los laboratorios de salud pública, de investigación y

clínicos, entre otros.

Componentes de la Centrífuga

Los componentes más importantes de una centrífuga son los siguientes.

El control eléctrico/electrónico que dispone generalmente de los siguientes elementos:

1. Control de encendido y apagado, control de tiempo de operación –temporizador–, control de velocidad de rotación –en algunas centrífugas–, control de temperatura –en centrífugas refrigeradas–, control de vibraciones –mecanismo de seguridad– y sistema de freno.

2. Sistema de refrigeración, en las centrífugas refrigeradas.3. Sistema de vacío, en ultracentrífugas4. Base5. Tapa6. Carcaza7. Motor eléctrico8. Rotor. Existen rotores de diverso tipo, los más comunes son los de ángulo fijo, los de cubo

pivotante, los de tubo vertical y los de tubo casi vertical, los cuales se explican a continuación.

MICROCENTRIFUGA

DEFINICION:

Microcentrífuga es una máquina centrífuga especializada utilizada en el laboratorio clínico. Ésta pone en rotación una muestra más pequeña para separar por fuerza rotatoria sus componentes o fases (generalmente una sólida y una líquida), en función de su densidad. Esta es de uso para los tubos capilares.

Es muy útil para precipitar ADN y otras sustancias que se trabajan en volúmenes pequeños.

Descripción

Descripción de sus partes

Base del equipo

1. Tapa: para proteger la muestra en el momento de centrifugación.

2. Cobertura Metálica: Para asegurar los capilares

3. Dispositivo de seguridad: Para asegurarse de que este bien cerrada.

4. Botón de tiempo: Para determinar el tiempo de centrifugación de la muestra

5. Botón ON: Para encender y apagar el equipo.

6. Bombilla de encendido: Incida que el equipo está en funcionamiento.

7. Placa de escala: Para determinar los valores.

Funcionamiento

3.1 Conectar el cable a la conexión eléctrica de 110 voltios

3.2 Accionar el dispositivo de seguridad para abrir la tapa.

3.3 Colocar los microhematocritos con la muestra, teniendo en cuenta la carga en el rotor de forma balanceada.

3.4 Asegure los capilares con la cobertura metálica.

3.5 Fijar el tiempo de centrifugación

3.6 Observar detenidamente el funcionamiento, si no existe ningún problema continúe, de lo contrario suspéndase.

3.7 Accionar el dispositivo de seguridad

3.8 abra la tapadera para sacar los tubos.

3.8 Desenchufe

Reacciones enzimáticas:

La naturaleza de las enzimas

1) La reacción química se lleva a cabo bajo condiciones suaves

2) Acción específica de acuerdo a la clase de enzima

3) Tasas de reacción muy rápidas

4) Numerosas enzimas para diferentes objetivos

 Son aquellos procesos biológicos en los que tienen lugar una enzima. Enzima es un complejo proteico que presenta la propiedad catalizadora, es decir que aceleran o aletardan procesos químicos en cuanto le convenga a la célula. Si normalmente la degradación de una sustancia tarda diez días en degradarse, con la acción de una enzima tardara una hora. Esto se debe a que cada reacción química presenta una energía de activación, esto es una barrera energética que tienen que vencer los reactivos para transformarse en productos; la enzima, si es catalítica positiva o aceleradora, disminuye esa barrera para que sea más fácil convertirse en productos, y si es retardadora o negativa, aumenta esa barrera. Cabe destacar que la enzima no sufre transformación durante la reacción química, es decir, no se altera químicamente, y puede ser reutilizada para la siguiente reacción. Presenta una zona alexitérica que es la que se une con el sustrato y así lo degrada y lo

transforma en una molécula mucho más simple. Por ejemplo: la lipasa, es una que degrada las grasas, que son moléculas enormes, que no puede asimilarlas la célula por lo que necesita la acción de enzimas para llevarlo cavo. La gran mayoría de los procesos celulares esta mediado por enzimas, desde la duplicación del ADN, la reproducción celular, la asimilación y desecho de sustancias, la concentración de sustancias dentro de las células, etc. Las enzimas son específicas, esto quiere decir que para cada sustrato hay una enzima específica, es el típico caso de la cerradura y la llave, para cada cerradura hay una llave, y solo una que pueda abrir la puerta, pasa igual con las enzimas. 

Fuerza Centrifuga

En la mecánica clásica o newtoniana, la fuerza centrífuga es una fuerza ficticia que

aparece cuando se describe el movimiento de un cuerpo en un sistema de referencia en

rotación, o equivalentemente la fuerza aparente que percibe un observador no inercial que

se encuentra en un sistema de referencia rotatorio.

La fuerza centrífuga es la más conocida de las fuerzas circulares. Veamos en qué

consiste.

Si tienes una botella en la mano y la giras en el aire haciendo círculos con ella, verás que

el agua de su interior forma un remolino como el de la imagen. Esto se debe a la fuerza

centrífuga.

Cuando un objeto es sometido a un movimiento circular parece que ese objeto esté

intentando escapar y alejarse del centro del movimiento. De ahí el nombre que ecibe esta

fuerza, centrífuga, que significa huir del centro.

El calificativo de "centrífuga" significa que "huye del centro". En efecto, un observador no

inercial situado sobre una plataforma giratoria siente que existe una «fuerza» que actúa

sobre él, que le impide permanecer en reposo sobre la plataforma a menos que él mismo

realice otra fuerza dirigida hacia el eje de rotación. Así, aparentemente, la fuerza centrífuga

tiende a alejar los objetos del eje de rotación. El término también se utiliza en la mecánica

de Lagrange para describir ciertos términos en la fuerza generalizada que dependen de la

elección de las coordenadas generalizadas.

En general, la fuerza centrífuga asociada a una partícula de masa   en un sistema de

referencia en rotación con una velocidad angular   y en una posición   respecto del eje de

rotación se expresa:

Por lo tanto, el módulo de esta fuerza se expresa:

Fuerza centrípeta

Se llama fuerza centrípeta a la fuerza, o al componente de la fuerza que actúa sobre un

objeto en movimiento sobre una trayectoria curvilínea, y que está dirigida hacia el centro

de curvatura de la trayectoria.

El término «centrípeta» proviene de las palabras latinas centrum, «centro» y petere,

«dirigirse hacia», y puede ser obtenida a partir de las leyes de Newton. La fuerza

centrípeta siempre actúa en forma perpendicular a la dirección del movimiento del cuerpo

sobre el cual se aplica. En el caso de un objeto que se mueve en trayectoria circular con

velocidad cambiante, la fuerza neta sobre el cuerpo puede ser descompuesta en un

componente perpendicular que cambia la dirección del movimiento y uno tangencial,

paralelo a la velocidad, que modifica el módulo de la velocidad.La fuerza centrípeta no

debe ser confundida con la fuerza centrífuga, tal como se explica en la sección

Malentendidos comunes.

La fuerza centrífuga y la fuerza centrífuga y centrípeta están estrechamente relacionadas.

Ahora vamos a explicar la segunda.

La fuerza centrípeta es contraria a la centrífuga. Es la atracción de un objeto que gira

circularmente entorno a un eje o un centro hacia ese centro. La fuerza centrípeta siempre

actúa de forma perpendicular a la dirección del movimiento.

Podemos observar la fuerza centrípeta si atamos una pelota a una cuerda y la hacemos

girar: la cuerda sería la fuerza centrípeta.

Todo esto puede resultar confuso. Te voy a desvelar el secreto: la fuerza centrífuga es una

fuerza ficticia, sólo sería "real" para un observador que estuviera en un marco de

referencia en rotación.

Material:

8 tubos de ensayo de 13x100 2 tapones para tubo de ensayo. 2 pipetas graduadas de 5 mililitros. 1 vaso de precipitado de 100 mililitros. 1 cucharilla de porcelana. 1 gradilla metálica. 1 aplicador de madera.

Sustancias:

Agua corriente. Arena. Almidón (harina de trigo). Orina. Sangre venosa.

Equipo:

Centrifuga. Baño María. Cronometro.

Procedimiento: (Reportar el procedimiento a través del desarrollo de diagramas de flujo por cada una de las sustancias sin olvidar anotar pasos del procedimiento que no están mencionados aquí, con sus respectivos dibujos)

1.-Preparar una mezcla de agua con almidon en un tubo de ensayo.

a) Colocar 5 mililitros de agua en un tubo de ensayo.b) Colocar al tubo de ensayo con agua una porción de almidon con ayuda de una

cucharilla de porcelana.c) Tapar el tubo con un tapón y mezclar fuertemente hasta obtener una mezcla

homogénea y etiquetar.

2.- Realizar el mismo procedimiento con la arena. Para mezclar utilizamos aplicador de madera.

3.- Centrifugar las sustancias por un tiempo de 5 minutos a 1500 rpm (Los tubos deben estar etiquetados, colocarlos sin tapones y equilibrar los porta-muestras con el otro tubo que contenga agua a la misma cantidad de sustancia, a este procedimiento se le llama calibrar los tubos).

4.- Colocar 5 mililitros de orina en un tubo de ensayo con ayuda de la pipeta, previamente mezclada.}

a) Etiquetar y calibrar.b) Centrifugar por un tiempo de 8 minutos a 3000 rpm.

5.- Extraer 5 mililitros de sangre venosa (Realizar procedimiento de acuerdo con la técnica previamente estudiada en la teoría).

a) Colocar 2.5 mililitros de sangre extraída en un tubo de ensayo con anticoagulante, tapar.

b) Colocar los 2.5 mililitros restantes en otro tubo sin anticoagulante.c) Etiquetar.d) Centrifugar la muestra sanguínea con anticoagulante por un tiempo de 10 minutos a

2500 rpm.

6.- Colocar el tubo con sangre sin anticoagulante en el baño María a 37°C, tratar de que el tubo al colocarlo en la gradilla del baño María tenga un ángulo de inclinación y tomar el tiempo observando cada 30 segundos si la sangre ha coagulado. Anotar tiempo exacto.

a) Centrifugar después de este procedimiento por un tiempo de 6 minutos a 2500 rpm.

Resultado:

Observaciones:

Puntualidad. Silencio y Orden. Cumplir Normas de Bioseguridad. Higiene y Salud.

Preparar Materiales.Tener Practica con Procedimiento.

Desarrollo de la Practica.

Colocar 5 ml. de agua en un tubo de

ensayo.

Colocar almidon con la cucharilla de

porcelana.

Tapar el tubo y mezclar

fuertemente.Etiquetar.

Colocar 5 ml. de agua en un tubo de

ensayo.

Colocar Arena con la cucharilla de porcelana.

Mezclar utilizando aplicador de madera.Etiquetar.Calibrar los tubos en

la centrifugadora.

Centrifugar por 5 minutos a 1500 rpm. Retirar los tubos.

Colocar 5 ml. de orina en un tubo de

ensayo.Etiquetar y calibrar.

Centrifugar por 8 minutos a 3000 rpm.

Extraer 5 ml. de sangre venosa

Colocar 2.5 ml. de sangre en un tubo

con anticoagulante.

Colocar 2.5 ml. de sangre en un tubo sin anticoagulante.

Etiquetar.

Centrifugar muestra con anticoagulante por 10 min. a 1500

rpm.

Colocar sangre sin anticoagulante en el baño Maria a 37°C

Centrifugar por 6 min. a 2500 rpm.

Lavado del material.Realizar reporte y conclusion.

Obtener observaciones y

resultados.

Entrega del material y equipo.

Limpieza de las areas de trabajo.

Redactar conclusiones.

Primeramente cuando entramos al laboratorio se debe entrar en orden a tomar nuestros lugares correspondientes y en silencio, se deben aplicar las normas de bioseguridad para evitar problemas y hacemos la limpieza total del área de trabajo.

Proseguimos a realizar la revisión de la práctica que se tiene escrita en la libreta de trabajo, se repasan los temas y los fundamentos y si alguno de los compañeros tienen dudas, se resuelven entre todos. Una vez hecho esto se deberá solicitar el material que está indicado en la práctica y que vamos a utilizar, si en estos materiales se encuentra suciedad se deberá lavar muy bien y de la manera correcta por dentro y fuera para eliminar toda la suciedad que hay en ellos y poder trabajar bien. Una parte del equipo empieza por hacer las mezclas homogéneas de agua con harina y arena, se colocan 5 mililitros de agua en dos tubos de ensayo haciendo uso de la pipeta, se le coloca una porción de harina en el primer tubo con ayuda de la cucharilla de porcelana, se coloca un tapón y se agita fuertemente hasta mezclar y homogenizar, al segundo tubo se le coloca una porción de arena con ayuda de la cucharilla de combustión y se procede a mezclar utilizando el aplicador de madera moviendo circularmente hasta homogenizar completamente.

Se colocan en la centrifugadora sin taparlos, poniéndolos en lados contrarios para calibrarlos y se ponen a centrifugar por 5 minutos a 1500 revoluciones por minuto, se espera el tiempo indicado y se extraen los tubos.

Después haciendo uso de la pipeta se extrae 5 mililitros de orina y se coloca en un tubo de ensayo sin tapar, se coloca en la centrifugadora y se calibra con otro tubo lleno de agua a la misma capacidad y se centrifuga por 8 minutos a 3000 revoluciones por minuto, una vez pasado el tiempo se extraen los tubos de ensayo y se colocan en la gradilla.

Por otro lado la segunda parte del equipo empezara por extraer una muestra de sangre según el método investigado en el fundamento, se lleva el proceso a cabo y utilizamos una jeringa estéril de 5 mililitros preferentemente, se extraen los 5 mililitros completamente, mientras se preparan dos tubos de ensayo, en uno se coloca una gota de anticoagulante y el otro queda vacío, se colocan 2.5 mililitros de sangre en cada tubo de ensayo y el que no tiene anticoagulante se coloca rápidamente en el baño María que está a 37°C, se inicia el cronometro y cada 30 segundos se retira para ver si ha coagulado y si no se coagulo se vuelve a meter hasta que quede totalmente coagulado, se toma el tiempo exacto y se retira.

Al tubo que contiene anticoagulante se coloca en la centrifugadora calibrándolo con un tubo con 2.5 mililitros de agua, se pone a centrifugar en un tiempo de 10 minutos a 1500 revoluciones por minuto, una vez pasado el tiempo se extrae y se coloca el tubo con sangre coagulada calibrada con el mismo tubo con los 2.5 mililitros de agua, se pone a centrifugar por 6 minutos a 2500 revoluciones por minuto y se extrae.

Se colocan todos los tubos en la gradilla metálica y se escriben las observaciones y resultados, se limpia el área de trabajo y se lava muy bien el material, una vez lavado se entrega en buenas condiciones, se redactan las conclusiones y hemos terminado.

Fuentes de Error:

Las fuentes de error que se nos presentaron fueron mínimas, el primero fue al hacer las mezclas ya que se nos pasaron los mililitros de agua por arriba de la marca indicada, otro posible error fue en la extracción de sangre ya que el proceso fue rápido pero tardamos en

colocar el tubo sin anticoagulante en el baño María pero fue a tiempo ya que no se coagulo antes.

En el pipeteo de la orina nos ocurrió de que siempre se nos pasaba el menisco por arriba de la marca y se tenía que pipetear de nuevo hasta que nos quedara la cantidad exacta y requerida.

En la calibración de tubos de ensayo ya que los niveles de las sustancias no estaban del mismo nivel y fue fallo del pipeteo ya que a un tubo le faltaba más sustancia y al otro subo le sobraba así que procedimos a quitarle y agregarle las sustancias respectivamente a los tubos hasta lograr que ambos quedaran nivelados.

Se centrifugaron los tubos pero el de las mezclas se nos pasó el tiempo indicado y la centrifugadora en la cual había sangre y orina no se podía abrir pero al final todo resulto bien.

Conclusión:

En esta práctica se aprendió fundamentalmente a utilizar correctamente la centrifuga y el baño María ya que ese era nuestro objetivo.

Se utilizaron dos centrifugas de distinto tamaño pero igual tipo, una sirvió para centrifugar la orina junto con la sangre y en la otra las mezclas de almidón (Harina de trigo) y arena.

Por primera vez centrifugamos la sangre y la orina y aprendimos a identificar los diferentes componentes de la sangre y de la orina.

También aprendimos los fundamentos principales de las maquinas utilizadas así como sus usos y las partes que tienen y para qué sirve cada una así también las condiciones que debe tener para meterlos a su aplicación.