UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE CD. JUÁREZ

INSTITUTO DE CIENCIAS BIOMÉDICAS

ESCUELA DE MEDICINA

MANUAL DE LABORATORIO

FISIOLOGÍA HUMANA II

MAESTROS:

DR. MIGUEL A. ROSALES SERRANOM en C. VICENTE HERNÁNDEZ GARCÍADR. ALBERTO WECKMANN ORTEGADRA. REBECA PORTILLO SANCHEZDR. JULIO CESAR PRIMODR. FRANCISCO LOERA GARCÍA

AUTORES:

DR. ALBERTO WECKMANN ORTEGADR. MIGUEL A. ROSALES SERRANO

2006

PREFACIO

En esta tercera revisión, los autores han realizado en forma extensa las revisiones y adiciones en casos necesarios del manual, continuando con el mismo formato los objetivos seguirán siendo los mismos, en la práctica, se le presentara al estudiante de medicina un manual de prácticas de laboratorio, necesario para conocimientos previos de métodos y procedimientos a realizar

El presente manual tiene la finalidad de presentar al estudiante, lo conocimientos necesarios para efectuar cada una de las prácticas que realizará durante el semestre, informándole los objetivos, metodologías, paso a paso, el material necesario para cada una de las prácticas que debe realizar; durante el semestre: siendo necesario por parte del alumno la presentación de un protocolo por equipo de cada practica, con los resultados y conclusiones obtenidos en cada una de ellas.

Esperando que este manual sea útil, y que facilite la enseñanza hacia el alumno, deseamos para ellos un mayor aprovechamiento, y que tengan un mejor desempeño dentro del laboratorio.

Nos queda desear el máximo beneficio y provecho del manual a todos los estudiantes.

ACADEMIA DE FISIOLOGÍA

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ÍNDICE

NOMBRE DE LA PRÁCTICA PÁGINA

1. Datos generales de la asignatura

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2. Objetivos generales del curso

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3. Introducción 5

4. Evaluación

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5. Reglamento

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6. Contracción de Intestino Aislado

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7. Consumo de Oxigeno I

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8. Shoch Insulínico

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9. Contracción Uterina Aislada

13

10. Consumo de Oxigeno II 15

11. Potencial de Acción en Nervio Aislado

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12. Potencial de Acción insitu

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3

13. Electromigrafía

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14. Reflejos

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15. Sensibilidad Visual

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DATOS GENERALES DE LA ASIGNATURA

NOMBRE: LABORATORIO DE FISIOLOGÍA HUMANA II.COORDINADOR: ACADEMIA DE FISIOLOGÍA.CARACTER: OBLIGATORIO.TIPO: TEÓRICO - PRÁCTICO.UBICACIÓN: CUARTO SEMESTRE.ÁREA: FISIOLOGÍA.DURACIÓN: SEMESTRAL.NUMERO DE HORAS: 80 HORAS. TEORIA: 48 HORAS (SESIONES DE 3 HORA-

SEMANA) PRACTICA: 32 HORAS (SESIONES DE 2 HORAS-

SEMANA)CRÉDITOS: 15CLAVE: BAS0009REQUISITOS ACADÉMICOS: FISIOLOGÍA HUMANA I

BIOQUÍMICA GENERAL FISIOLOGÍA GENERAL

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OBJETIVOS GENERALES PARA EL CURSO DEL LABORATORIO DE FISIOLOGÍA HUMANA II

1.- El alumno corroborará los conocimientos adquiridos teóricamente, por medio de las prácticas y podrá correlacionar por si mismo.

2.- Recorrer el camino para desarrollar la capacidad de observación y de poder fomentar su espíritu crítico.

3.- Por medio del curso se pretende despertar en los alumnos la inclinación hacia la investigación biomédica.

4.- Durante el curso se dirigirá al alumno en la metodología científica hasta lograr su capacitación para resolver problemas de análisis clínicos.

INTRODUCCIÓN.

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El desarrollo del curso se llevará a cabo en sesiones de 1 hora a la semana donde se le informara al alumno metodología y materiales de la práctica a realizar, posteriormente durante 2 horas a la semana, el alumno realizara la práctica con dirección e indicación del maestro.

El alumno aplicará los conocimientos tomados en teoría, he ira tomando notas, de observaciones, resultados obtenidos de la práctica, para recabarlos en su cuaderno de trabajo en forma individual, y poder realizar su protocolo en forma adecuada que se entregara por equipo para su revisión, de la información recolectada respecto a la practica.

En esta sesión de prácticas, se formarán equipos de trabajo para facilitar su desarrollo.

En otra sesión de 2 horas a la semana que se destinará para discusión de los resultados obtenidos en la práctica. El cual deben de presentar información correspondiente a la practica realizada en aspectos anatómicos, fisiológicos y efectos; debiendo estar adecuadamente tabulados y elaboradas matemáticamente, contando con ilustraciones representativas, gráficas para discutir en conjunto las posibles implicaciones académicas.

EVALUACIÓN.

En cada sesión de laboratorio, se tomaran parámetros como:1.- En la práctica se tomara en cuenta la participación de cada alumno y de que

presente buena disciplina, evaluándosele de 0 a 2.2.- En la discusión se tomará en cuanta la intervención del alumno en el análisis

de la práctica, sus resultados teniendo una evaluación de 0 a 6.3.- El alumno tendrá que presentar un reporte de prácticas, por medio de un

protocolo que esta formado por el equipo que participo en ella y este se evaluará de 0 a 2.4.- El total de las evaluaciones nos da 10 puntos, que será la calificación máxima

obtenida por el alumno en una práctica.5.- Se toma como calificación mínima aprobatoria 7.6.- Al fin del semestre, se sumaran los resultados del total de prácticas,

obteniendo el promedio de ellas, el cual equivaldrá a la calificación final de laboratorio, correspondiendo en 30 % de la calificación final del curso.

REGLAMENTO INTERNO DEL LABORATORIO DE FISIOLOGÍA HUMANA II

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1.- En el curso de laboratorio es obligatoria la asistencia. 2.- Se le permitirá al alumno un retardo máximo de 10 minutos.3.- Faltar a práctica, equivale a cero en toda la práctica.4.- El acumular 3 faltas al laboratorio causa baja; y automáticamente se reprueba

la materia.5.- No se permitirá al alumno, comer, fumar, durante su permanencia en el

laboratorio.6.- Es obligación entrar al laboratorio con bata blanca ¾ y manga larga.7.- La evaluación de laboratorio estará dada por el promedio de las calificaciones

que comprenden el desarrollo dentro de la práctica, discusión de los resultados y del protocolo.

8.- La evaluación del laboratorio cuenta en un 30 % más en la calificación final de teoría.

9.- El alumno que reprueba laboratorio automáticamente reprobara teoría.10.- El protocolo se entregará el día de discusión de resultados y tendrá

parámetros de acuerdo al modelo elegido que deberá incluir lo siguiente:

A) TITULO: Este estará incluido en la hoja frontal con las características siguientes:A: 1.- Universidad a la que pertenece.A: 2.- Instituto al que pertenece.A: 3.- Programa al que pertenece.A: 4.- Laboratorio al que pertenece la práctica.A: 5.- Nombre de la práctica.A: 6.- Nombre del alumno y su matrícula.A: 7.- Grupo al que pertenece.A: 8.- Nombre del maestro de laboratorio.A: 9.- Fecha del día de la práctica.

B) OBJETIVO: Estará dado con la finalidad de la práctica y se explica en laboratorio; debiendo contener (Donde, Cuando, Como, Por que y Para que).

C) INTRODUCCIÓN: Es un relato breve de los antecedentes que sirven como base para la parte experimental de la práctica.

D) MATERIAL: Se refiere al equipo y material que se utiliza en la práctica.

E) METODOLOGÍA: Se describen e ilustra, paso por paso la forma de elaboración de la práctica de tipo experimental.

F) RESULTADOS: Se anota en su cuaderno de trabajo los resultados obtenidos, para la elaboración posterior de tablas, gráficas, dibujos, etc. (todos los cambios observados en la variables manejadas).

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G) CONCLUSIÓN: En esté capítulo se analizarán los cambios en las variables manejadas durante la práctica, su sentido y se explicará en base a datos bibliográficos experimentales.

H) BIBLIOGRAFÍA: Se anotarán las fuentes de consulta que se utilizaron para el diseño de la práctica y para la interpretación de sus resultados (mínimo 3), que debe contener los siguientes datos: Nombre del autor, titulo del libro, editorial, año de edición, país, páginas consultadas.

CONTRACCIÓN DE INTESTINO AISLADO

OBJETIVO:Observar, registrar y analizar las características de la contracción del músculo liso

intestinal aislado en condiciones básales y las modificaciones que sufre dicha actividad contráctil al aplicarle soluciones de 1, 2 microgramos de acetilcolina, adrenalina, atropina y fisostigmina.

INTRODUCCIÓN:En el sistema gastrointestinal ocurren diversas acciones fisiológicas como son la

digestión de los alimentos que implica la trituración de éstos por la masticación, el mezclado del contenido intestinal con las diferentes secreciones de las glándulas exocrinas, la separación de los diferentes componentes, la absorción de estos, etc. La motilidad intestinal juega un importante papel en todos estos hechos fisiológicos; esta dada por la contracción de las capas circular y longitudinal de la pared intestinal. En esta pared intestinal se encuentra una inervación intrínsica del intestino, la cual actúa como un marcapaso para iniciar impulsos eléctricos y por consecuencia inicia el peristaltismo. La inervación extrínseca que esta dada por el sistema nervioso autónomo el cual regula de una manera importante la actividad de los plexos nerviosos intrínsecos.

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MATERIAL:Biológico: 1 conejo adulto por grupo.

Quirúrgico: unas pinzas de disección y unas tijeras. Sistema de órgano aislado de temperatura constante. Fisiógrafo o sistema análogo digital. Transductor de tensión. Baño María a 39º grados Centígrados. Jeringas de 5 cc. Solución Locke a 38º grados centígrados. Solución de acetilcolina 1 microgramo x ml. Solución de adrenalina 1 microgramo x ml. Solución de atropina 1 microgramo x ml. Solución de fisostigmina 1 microgramo x ml.

MÉTODO:Sacrifique al conejo mediante un golpe en la nuca.Efectúe una incisión de la apófisis xifoides a la sínfisis del pubis. Busque el

duodeno e identifique el íleon. Corte el intestino en la unión íleo duodenal; libérelo del meso en los siguientes 15

cms. Corte el extremo distal. Páselo a una charola y con una pipeta de 10 ml, lávelo con solución tyrode a 38º C. hasta que el Locke salga limpio.

Se cortan 2 cms. de intestino para cada equipo. De una lazada en cada extremo, una en el borde mesenterico y otra en el borde antimesenterico.

El intestino es llevado a la cámara de intestino aislado, ate un extremo al soporte inferior de la cámara y el otro extremo al transductor. Llene la cámara con Locke a 38º grados centígrados, y se deja por unos minutos hasta obtener un trazo regular.

OBSERVACIONES:1.- Tome un trazo basal de un minuto. 2.- Adicione la substancia de prueba al baño y registre por 3 a 5 minutos. 3.- Lave con solución Locke limpia por 3 veces. 4.- Espere a que se estabilice el trazo por 3 a 5 minutos.

Estos pasos deben efectuarse para cada una de las sustancias a estudio.

Substancias de prueba:1.- 1 microgramo de acetilcolina.2.- 2 microgramos de acetilcolina. 3.- 1 microgramo de adrenalina 4.- 2 microgramos de adrenalina.5.- 1 microgramo de fisiostigmina.

6.- 2 microgramos de fisiostigmina.7.- 1 microgramo de atropina. 8.- 2 microgramos de atropina.9.- Aumente la longitud del intestino girando el tornillo de tensión ¾ de vuelta y

registre los cambios observados por 5 minutos.

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RESULTADOS:En cada una de las graficas obtenidas por las sustancias a estudio, cuantifique la

amplitud de las contracciones en gr. En cada una de las graficas obtenidas por las sustancias a estudio, identifique la

frecuencia de las contracciones por minuto y el tono en gr.Elabore una tabla y después construya una gráfica con los valores obtenidos de

cada una de las sustancias y con cada concentración.Analice los resultados obtenidos. Indique el efecto de cada uno de las sustancias usadas. Explique ampliamente el mecanismo de acción.

CONCLUSIONES. En forma de resumen mencione las acciones de las sustancias en estudio en el

intestino del ser humano y en cuales casos se pueden utilizar en forma clínica

BIBLIOGRAFÍA

CONSUMO DE OXÍGENO I

OBJETIVO:El alumno determina el consumo de oxígeno de un animal de experimentación

(rata) en condiciones normales.

INTRODUCCIÓN:El metabolismo es un termino amplio que se refiere a todas las reacciones que

ocurren en un sistema biológico, que incluye todas las reacciones anabólicas, y catabólicas. Una medición del metabolismo provee información de como el organismo obtiene energía y que tan rápido y eficiente la utiliza.

Existen varios métodos para medir el metabolismo como son; la calorimetría directa e indirecta. El consumo de oxígeno esta íntimamente relacionado al metabolismo de los diferentes componentes de la ingesta diaria de alimentos (proteínas, grasas y carbohidratos).

MATERIAL:2 ratas adultas con peso de 150 a 200 gr.

Jaula metabólica Termómetro. Cal Sodada. Vaselina. Manómetro de agua.

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MÉTODO:La jaula metabólica es un dispositivo en el cual en el fondo se pone la cal sodada

que su acción va a ser la de absorber el CO2, por debajo de una rejilla que es donde se sostiene la rata.

La tapadera de la jaula tiene cuatro orificios en los cuales se pone lo siguiente; - Un tubo de látex con una llave. - Un tubo de látex con una jeringa de l0cc. - Un tubo de látex conectado a una manómetro. - Un termómetro.

El procedimiento es el siguiente: Se pesa la rata previamente, y luego se mete en la jaula, la tapadera se coloca sellándola con la vaselina, con la llave de aireación abierta se empieza a tomar la temperatura inicial y se esperan l0 min. a que se estabilice la temperatura. Una vez que ya se estabilizo se cierra la llave y se empieza a tomar el tiempo. En el transcurso de cada minuto se observa el desplazamiento de la columna de agua en el manómetro y al final del minuto se inyecta aire suficiente para que la columna de agua regrese a su nivel inicial. Se mide el aire consumido cada minuto por espacio de 10 min y se suman los volúmenes consumidos y se obtiene un promedio. Se destapa la jaula permitiendo que sea renovado el aire por un tiempo de 5 minutos; se vuelve a tapar efectuando los mismos pasos anteriores para registrar un segundo volumen. El promedio de los valores de O2 consumidos se pasaran a condiciones estándar de presión y temperatura.

RESULTADOS.Con los datos obtenidos de los registros, de consumo de oxigeno en las dos fases

se elaborara una tabla, indicando calorías utilizadas por minuto; además la realización de graficas temperatura presión, consumo oxigeno respectivamente.

CONCLUCIONES. Indicar el metabolismo basal de un ser humano, y los cambios que puede ocasionar, con las patologías.

BIBLIOGRAFÍA.

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SHOCK INSULINICO

OBJETIVO:El objetivo de esta practica es el de que el alumno observe, registre y analice los

cambios que ocurren en un animal de laboratorio (ratón), al aplicarle una dosis de insulina, y la modificación de estos al inyectarle adrenalina o solución glucosada.

INTRODUCCIÓN:La insulina es una hormona formada por dos cadenas de aminoácidos con dos

enlaces de puentes disulfuro, la cual es producida en las células beta del páncreas. Esta hormona es importante en el organismo en el control de la glicemia sanguínea y su falta de producción ocasiona la enfermedad denominada diabetes mellitus; en la cual existen alteraciones no solamente en el metabolismo de los carbohidratos, sino también en el metabolismo de las grasas y las proteínas.

En ocasiones el paciente diabético tiene períodos de hipoglucemia por diversas causas que ocasionan diversos trastornos en el organismo.

MATERIAL:2 ratones por equipo.Insulina de acción rápida.Sol. de adrenalina al 1:1000.Sol. de glucosa al 5%.Jeringas de insulina.

MÉTODO:

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Los alumnos ponen los ratones en un recipiente transparente para observar y registrar por 15 minutos su comportamiento (caminar, correr, olfatear, comer, etc.).

Una vez hecho esto se procede a inyectar subcutáneamente a ambos ratones insulina de acción rápida una dosis de 6 unidades.

Se ponen en los recipientes y se registran los cambios cada 5 minutos, hasta que los ratones presenten convulsiones. Una vez ocurrido esto se aplica a un ratón .1 cc de sol. de adrenalina al 1:1000, intraperitoneal.

Al otro ratón se le aplica .5 cc. de solución glucosada al 10%, intraperitoneal Se continúa la observación y el registro de los eventos antes mencionados.

RESULTADOS: Haga una tabla con las conductas observadas durante el período de control, durante la acción de la insulina y después de la aplicación de adrenalina o solución glucosada.

CONCLUCIONES.

BIBLIOGRAFÍA.CONTRACCIÓN UTERINA AISLADA

OBJETIVO: Observar la actividad muscular en un útero aislado y las modificaciones que esta sufre al aplicarle hormonas y drogas como acetilcolina, oxitocina, adrenalina y orciprenalina.

INTRODUCCIÓN: El útero es un órgano hueco, cuya función principal es la de recibir el óvulo fecundado y alojarlo durante el período de tiempo adecuado para su desarrollo, conforme avanza el embarazo y al termino de éste, interviene en el parto.

La actividad muscular uterina es variable, a través de la vida fértil en la mujer, durante el período de reposo, es decir cuando hay gestación, la actividad muscular es escasa aumentando ligeramente durante la menstruación.

Durante el período de gestación el útero no solamente disminuye su actividad, sino también permite que las fibras musculares aumenten su longitud para adaptarse al tamaño del feto.

Al término del embarazo se reinicia la actividad lentamente hasta alcanzar un máximo en el momento del alumbramiento; esta actividad cambiante esta regida por la presencia de hormonas que modifican la cantidad de receptores, o la actividad contráctil de la fibra, y por los neurotransmisores correspondientes al sistema simpático y parasimpático.

El conocimiento de la actividad motriz del útero es indispensable para conocer los mecanismos normales que ocurren durante un funcionamiento adecuado del útero y poder deducir cuando la actividad es anormal.

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MATERIAL: Una rata hembra adulta. Estuche de disección. Fisiógrafo o sistema análogo digital. Traductor de tensión. Sistema de órgano aislado. Jeringas de 5 cc. Anestesal . Solución Tyrode. Oxitocina 0.01 unidad internacional por ml. Acetilcolina 1 microgramo por ml. Adrenalina 1 microgramo por ml. Orciprenalina 1 microgramo por ml.

METODOLOGIA: Pese a la rata y calcule la dosis de anestésico a razón de 40mg /kg de peso. Cargue una jeringa con la dosis total de anestesal.

Coloque la rata en el inmovilizados e inyecte el anestésico por vía intraperitoneal. Coloque la rata en su jaula y espere que surta efecto el anestésico. Una vez anestesiada la rata colóquela en decúbito dorsal y haga una incisión en la

parte media de la pared abdominal del pubis a la apéndice xifoides, busque en la cavidad pélvica el útero que es bicorne libérelo de sus inserciones, colóquelo en una caja de petri con solución tyrode a 38C corte en la porción donde se unen ambos cuernos.

Cada equipo trabajara con un segmento, coloque con una aguja un hilo en cada uno de los extremos, fije uno de ellos a la zona de oxigenación y el otro al transductor de tensión.

Asegúrese que durante todo el experimento la temperatura se mantenga a 38C y se este oxigenando. OBSERVACIONES: Siga la siguiente secuencia en todos los experimentos. 1.- Tome un trazo control en el cual la actividad motora deberá ser estable. 2.- Introduzca la variable experimental y anote el momento en el registro. 3.- Registre los cambios originados durante el tiempo necesario para que sean estables. 4.- Efectué lavado con Tyrode de la cámara por tres veces para cada uno de los experimentos. Experimento 1 aplique 1 microgramos de acetilcolina, lave y aplique 2 mcgr

Experimento 2 aplique 1 microgramos de adrenalina, lave y aplique 2 mcgr Experimento 3 aplique 0.01 UI de oxitosina lave y aplique 0.02 UI

Experimento 4 aplique 1 microgramos de orciprenalina lave y aplique 2 mcgr

CONCLUCIONES:Cuantifique los cambios en la frecuencia, amplitud y tono con la adición de los

medicamentos indicados en cada uno de los experimentos. Explique los mecanismos que

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intervinieron en los cambios de la actividad motriz del músculo a nivel molecular.

BIBLIOGRAFÍA

CONSUMO DE OXÍGENO II

OBJETIVO:El alumno determina el consumo de oxígeno en dos animales (ratas) de

experimentación; utilizadas anteriormente para medición basal de consumo de oxigeno.A estos animales de experimentación se les puso en tratamiento siguiente:A una de ellas se le administro una dos media de tiroxina (un microgramo en 24

hrs) por 6 días. A la otra se le ha administrado propiltiouracilo (2 microgramos en 24 hrs) por 15

días.

INTRODUCCIÓN:El metabolismo en seres humanos es aumentado o disminuido por muchos

factores, en los que se encuentran las hormonas tiroideas; las cuales son producidas por la glándula tiroides.

La disminución o el aumento en la función de la glándula tiroides por diferentes estados patológicos, viene a aumentar o disminuir la producción de las hormonas tiroideas con el consiguiente deterioro del metabolismo además también las hormonas tiroideas afectan el crecimiento en el niño.

Las hormonas de la tiroides regularizan funciones, pero además pueden presentar patologías, o cambios importantes en el ser humano.

MATERIAL:2 ratas adultas con peso entre 150 gr a 200 gr.

Jaula metabólica. Termómetro. Jeringas de vidrio de l0 cc Sal Sodada

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Vaselina Manómetro de agua Tiroxina Propil tio- uracilo

MÉTODO:Cada equipo tendrá los pesos de las ratas antes de iniciar la administración de la

tiroxina y el propiltiouracilo. A una rata previamente se le dará con el alimento 1 microgramo por día de tiroxina en los 7 días previos al experimento y a la otra igualmente 2 microgramos por día de propiltiouracilo en los l5 días previos. El procedimiento para la medición de consumo de oxígeno se registra igual que en la práctica de consumo de oxígeno I. El promedio de los valores de O2 consumidos se pasaran a condiciones estándar de presión y temperatura.

RESULTADOS.En el protocolo cada grupo registra los resultados de las 2 practicas y explica los

mecanismos por los cuales los consumos de O2 variaron.

BIBLIOGRAFÍA.

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REGISTRO DEL POTENCIAL DE ACCIÓN EN NERVIO AISLADO

OBJETIVOS:Observar las características generales de un potencial de acción (PA) en un nervio

aislado.Determinar la velocidad de conducción.Observar las características de un registro bifásico y uno monofásico.Determinar las alteraciones que sufre el PA al modificar los parámetros del

estímulo eléctrico.

INTRODUCCIÓN.En general todas las células de los seres vivos muestran una diferencia de

potencial (potencial de reposo PR) a través de la membrana debido, en general, a la permeabilidad diferencial de la membrana a los iones, al equilibrio de Gibbs Donnan y al transporte activo. Siendo el interior de la célula de 10 a 100 mV negativo el interior con respecto al exterior.

Cuando un axón es estimulado apropiadamente, la permeabilidad de la membrana al Na+ aumenta y este entra siguiendo sus gradientes. El flujo de iones positivos al interior de la célula anula el PR haciendo el interior positivo, esta fase se llama despolarización. En este momento la permeabilidad al K+ aumenta al máximo y la de Na+ disminuye. La salida de K+, a favor de su gradiente de concentración provoca un aumento de la negatividad interior haciendo que la membrana regrese al PR fase de repolarización.

Estos cambios momentáneos del potencial de reposo reciben el nombre de potencial de acción (PA).

La alteración de las permeabilidades de la membrana son discretas, es decir ocurren solo en un área de la membrana en un tiempo dado, pero debido a que se establecen "microcircuitos" un instante después la membrana vecina presenta los mismos cambios y el PA propaga a todo lo largo del axón. El osciloscopio de rayos catódicos se utiliza para medir fenómenos eléctricos en

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los tejidos vivientes. En este aparato un rayo de electrones emitido por el cátodo choca con una pantalla fosforescente y produce un punto luminoso. El movimiento en sentido vertical del punto luminoso es proporcional al voltaje recogido por los electrodos de registro colocados en la superficie del nervio. De esta manera el osciloscopio funciona como un voltímetro muy sensible y muy rápido. El rayo de electrones se mueve en sentido horizontal a diferentes velocidades. De esta manera la imagen en la pantalla es una gráfica siendo el eje X tiempo habitualmente en milisegundos (mseg) y el eje Y voltaje generalmente en milivoltios (mV).

El estimulador es un aparato electrónico que genera pulsos eléctricos cuadrados y en el que podemos, mediante los controles adecuados, modificar la amplitud (voltaje), la duración (mseg) y la frecuencia (hz) del estimulo. Este se aplica al nervio a través de los electrodos de estimulación.

MATERIAL.1- Osciloscopio de rayos catódicos.2- Estimulador electrónico.3- Cámara de nervio aislado.4- Estuche de disección.5- Sol. de ringer.6- Cables de conexión.7- Un conejo adulto.

MÉTODO: Mediante un golpe en la nuca del conejo sacrifíquelo.Colóquelo en decúbito ventral y localice la escotadura ciática y el hueco poplíteo.

Con la tijera haga una incisión en la piel entre estos dos puntos. Encuentre la unión de las masas musculares posteriores y sepárelas mediante disección roma en el fondo de esta se encuentra el paquete neurovascular. Separe el ciático de los vasos que lo acompañan, cuidando de no manipularlo demasiado con el fin de no lesionarlo. Diséquelo hasta la escotadura ciática, átelo con un hilo lo más arriba posible y córtelo por arriba del nudo; continúe la disección por abajo del hueco poplíteo y ate otro hilo, corte por debajo del nudo.

Colóquelo en la cámara de nervio aislado, esta contiene en el fondo 1 ml de solución ringer; tápela con un portaobjeto.

Conecte los electrodos de registro de la siguiente manera: el electrodo (cátodo) en un punto lesionado del nervio, el otro electrodo (ánodo) un cm delante del anterior.

Electrodos de estimulación: un electrodo (ánodo) en un extremo, el otro (cátodo) un cm delante del anterior. En uno de los electrones sobrantes conecte el cable de tierra.

OBSERVACIONES:

1. Seleccione, mediante los controles del estimulador, un estímulo con los siguientes parámetros: duración 0.2 mseg., frecuencia 30 cps, intensidad de 0.1 V. Aplíquelo y observe en la pantalla del osciloscopio lo que ocurre al aumentar la intensidad. Identifique mediante sus características el potencial de acción.

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Apunte los cambios observados y haga un dibujo en su cuaderno de laboratorio.2. Coloque los electrodos de registro ambos en una área sana del nervio; inicie la

estimulación y apunte los cambios ocurridos en la respuesta nerviosa.3. Con los electrodos dispuestos como se indica en el inciso 1, mida el período de

latencia en mseg. y la distancia que hay de los electrodos de registro a los de estimulación. Con estos datos calcule la velocidad de conducción del nervio.

4. Mediante un estimulo de 0.02 mseg. de duración con una frecuencia de 30 cps y con una intensidad de 0.1, 0.3, 0.5, 0.7, 1.0, 1.5 volts, etc... Haga una tabla y después una gráfica de intensidad amplitud.

5. Con estímulos de las siguientes duraciones: 0.1, 0.2, 0.3, 0.4, 0.5, 0.7, 0.9 y 1.0 mseg determine la intensidad necesaria para obtener una respuesta del 50% de la máxima obtenida en la observación anterior. Con estos datos construya una gráfica de intensidad - duración y encuentre la cronaxia y la reobase de su nervio.

6. Aplique un estimulo umbral de 5 mseg de duración catódico y luego uno anódico dibuje lo observado en la pantalla.

7. Seleccione en el estimulador pulsos dobles ligeramente sub-umbrales y con un intervalo de 7 mseg. Disminuya lentamente el intervalo entre s1 y s2 anote los cambios observados.

8. Repita la observación 7 pero ahora con estímulos supra-máximos.9. Intercambie la ubicación de los electrodos de estimulación por los de registro y

aplique un estimulo umbral.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN:Explique las características experimentales mediante las cuales identifico el PA.Dibuje y explique la diferencia de un registro monofásico y uno bifásico.Con los datos obtenidos en la observación 3 determine la velocidad de

conducción y explique los factores que modifican esta.Explique las características de la curva intensidad amplitud y explique su relación

con la ley de todo o nada.Construya la gráfica intensidad duración y explique sus características.Dibuje lo observado en el paso 6 y explíquelo.Explique lo que ocurrió con estímulos de intensidad sub-umbral y diferentes

frecuencias. Haga lo mismo con los estímulos supra-máximos.¿Conduce el nervio en ambas direcciones? ¿Porque?

BIBLIOGRAFÍA.

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PROPIEDADES DE CONDUCCIÓN DE LOS NERVIOS IN SITU

OBJETIVO:Observar las características del potencial de acción de un nervio en un organismo

viviente.Determinar la velocidad de conducción la cronaxia y la reobase del nervio cubital.

INTRODUCCIÓN:El flujo de información dentro del SNC es indispensable para su funcionamiento

normal. La información dentro del sistema nervioso es trasmitida en base al PA. La capacidad de flujo de información del SNC depende fundamentalmente de las características del PA y de la excitabilidad de las neuronas es por esto que el análisis y la comprensión de las características de PA es indispensable para iniciar el estudio racional de la neurofisiología.

MATERIAL:Osciloscopio de rayos catódicosEstimulador electrónicoElectrodos de registro, de estimulación y de tierra.

METODOLOGIA:Un alumno del grupo se descubre el miembro superior toráxico (antebrazo y

brazo); con una gasa humedecida en alcohol se limpia las siguientes regiones: cara anterior de la muñeca, región hipotenar y el canal epitroclear en la región del codo.

En estas regiones se colocan los electrodos de la siguiente manera: 1- Dos electrodos de registro en la región hipotenar y estos al canal 2 del

osciloscopio. 2- Dos electrodos de registro montados en un cilindro en el canal

epitroclear y estos en el canal 1 del osciloscopio. 3- Dos electrodos de estimulación en la cara anterior de la región de la

muñeca uno sobre la arteria cubital o por dentro de ésta y otro a 2 cm. hacia el exterior al mismo nivel que el anterior.

Se inicia la estimulación en forma manual con los siguientes parámetros: 0.05 20

mseg. y la intensidad se incrementa paulatinamente, desde 30 microamperios en adelante hasta observar la contracción del dedo meñique con cada estímulo, esto indica que se ha llegado al umbral, y que deben estar presentes tanto la respuesta motora registrada en la región hipotenar, como la respuesta del nervio registrada en la región del codo, si no se observa esta última se deben recolocar los electrodos con el objeto de encontrar el mejor sitio de registro.

Identifique la respuesta del nervio por sus características, mida los períodos de latencia de la respuesta de la región hipotenar y la del canal epitroclear.

Mida las distancias entre los electrodos de estimulación y de registro de ambos sitios. Con estos valores calcule las velocidades de conducción.

Mida la amplitud de la respuesta del nervio y obtenga las intensidades requeridas para obtener la misma respuesta con diferentes duraciones. Con estos valores construya una curva de intensidad duración.

Repita el mismo procedimiento en otros tres de los compañeros de equipo.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN:En la hoja de resultados, de su reporte de prácticas, incluya dibujos de los

observados en el osciloscopio. Explique las evidencias en que se baso para identificar el PA.Con los datos obtenidos en el laboratorio de prácticas calcule la velocidad de

conducción del nervio a los electrodos de la región hipotenar y al canal epitroclear.Explique las diferencias.Construya una gráfica de intensidad duración y determine reobase y cronaxia

compárelas con las obtenidas en la práctica de nervio aislado. Explique las diferencias.

BIBLIOGRAFÍA.

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ELECTROMIOGRAFÍA

OBJETIVO:Registrar el electromiograma simultáneamente del bíceps braquial y del tríceps

braquial.Analizar y explicar los cambios en la amplitud y forma del electromiograma

durante una contracción isométrica y una isotónica con diferentes cargas.Explicar como logra el SNC regular el grado de acortamiento de un músculo y

como puede mantener una contracción constante.

INTRODUCCIÓN: La electromiografía es el procedimiento a través del cual se obtiene un registro gráfico de los potenciales de acción de las fibras musculares que constituyen un músculo cuando se activa de manera natural es decir, mediante una contracción voluntaria o estimulando su punto motor. Los potenciales se recogen a través de electrodos colocados en la piel suprayacente al músculo o bien mediante electrodos de aguja insertados en la masa muscular. La amplitud de los potenciales esta en relación directa con el número de unidades motoras activas y con la sincronía de su activación.

MATERIAL:Electrodo de placa.

Bandas de hule Electrodos de electromiografía Sistema Análogo Digital (SAD) Dos pesas de 2 kg cada una Cables de conexión

METODOLOGÍA:Coloque los electrodos de la siguiente manera: 1.- Dos electrodos en la parte media y anterior del bíceps y estos conectados al

canal 1 del Sistema Análogo Digital (SAD). 2.- Dos electrodos en la parte media y posterior de tríceps y estos conectados al

canal 2 sin olvidar ponerles crema electrolítica. 3.- Un quinto electrodo en el tercio inferior del bíceps y a tierra.

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OBSERVACIONES: 1 Registre la actividad muscular al efectuar flexión y extensión máxima del brazo

a una velocidad media sin contar con peso.2 Registre la actividad muscular al mantener el brazo a la mitad del trayecto en 90

grados respecto al anterior durante 5 seg.3 Repita paso 1 levantando un peso de 2 kg.4 Repita paso 2 levantando un peso de 2 kg.5 Repita paso 1 levantando una carga de 4 Kg 6 Repita paso 2 levantando una carga de 4 Kg

RESULTADOS Y DISCUSIÓN:Mida la amplitud promedio de los registros.Compare los registros de los pasos 1, 3 y 5. Compare los registros de los pasos 2, 4 y 6 Explique las diferencias entre cada uno de ellos.Compare los pasos 1 y 2, 3 y 4, y 5 y 6; explique las diferencias.

Compare la configuración de los registros en los pasos 1, 3 y 5 con la de 2, 4 y 6; explique sus diferencias.

BIBLIOGRAFÍA.

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R E F L E J O S

OBJETIVO: El objetivo fundamental de esta práctica es iniciar al estudiante en el aprendizaje de la exploración de reflejos en el ser humano racional.

Identificar y conocer las vías y los centros de integración de dichos reflejos.

INTRODUCCIÓN: El funcionamiento armónico del organismo humano depende fundamentalmente de la actividad integradora del sistema nervioso. Las neuronas, además de realizar las funciones comunes de todas las células y de mantener estados de excitación producidos por ellas mismas, tienen la función de unificar la actividad de órganos y tejidos, para que funcionen como un todo; sin esta función integradora el organismo seria de una mera colección de órganos sin unidad funcional. La base fundamental de esta integración es el arco reflejo, constituido por la neurona aferente y su receptor, un centro de integración con una o varias sinápsis y neuronas; la neurona eferente y su efector. El arco reflejo integrado habitualmente en las partes bajas del sistema nervioso, es manejado a través de inhibición o facilitación por los centros nerviosos superiores. Normalmente, las funciones de la médula espinal están fuertemente controladas por señales procedentes del cerebro. La substancia gris medular es la zona de integración para reflejos medulares y otras funciones motoras. Las señales sensitivas penetran en la médula por las raíces posteriores. Después de entrar en la médula cada señal sensitiva sigue dos destinos separados. Primeramente, en el mismo segmento medular o en segmentos vecinos, el nervio sensorial o sus colaterales terminan en la substancia gris de la médula y desencadenan respuestas reflejas segmentarías o locales. En segundo lugar, las señales viajan a niveles mas altos del sistema nervioso, siendo estas señales sensoriales las que crean la experiencia sensorial consciente. La patología del sistema nervioso modifica fundamentalmente la actividad refleja del mismo, es por esto que la exploración de los reflejos en el paciente neurológico adquiere una gran importancia.

MATERIAL: Martillo de reflejos.

Lámpara de bolsillo.

METODOLOGÍA: Los reflejos se producirán en cada uno de los estudiantes, en el lado derecho e izquierdo. Evaluándolos por el esquema de + de una a 4 + dependiendo de la potencia de la respuesta.

OBSERVACIONES:Reflejo patelar: coloque al paciente cómodamente sentado de manera que las

pantorrillas cuelguen libremente. Localice el tendón inferior del cuadriceps entre la rótula y la tibia. Percútalo con el martillo de reflejos. Observe la respuesta en el cuadriceps.

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Reflejo tibial: en la misma posición del paciente percuta el tendón de Aquiles vea lo que ocurre en los gemelos.

Reflejo tricipital: con la articulación del codo flexionada a 90 grados golpee el tendón inferior del tríceps anote la respuesta y cuantifíquela.

Reflejo bicipital: en la misma posición anterior ponga su dedo pulgar sobre el tendón inferior del bíceps y percuta este golpeando sobre su dedo.

Reflejo de Babinsky: descubra el pie del paciente y con una punta roma talle el borde externo de la planta iniciando en el talón y terminando en la base del dedo pequeño. Anote la respuesta y cuantifíquela.

Reflejo foto motor: observe cuidadosamente la pupila del paciente y con la lámpara, aumente la cantidad de luz que ingresa al ojo observado; anote la respuesta.

Reflejo consensual: observe la pupila de uno de los ojos de su paciente y aumente la cantidad de luz que ingresa al ojo contra lateral; anote la respuesta.

Reflejo de acomodación: diga al paciente que vea a un objeto lejano, observe la pupila, coloque su dedo a 50 cm en el eje de la visión y pídale que vea su dedo; anote la respuesta.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN:Haga una tabla con la valoración de los reflejos provocados en todos los

integrantes de su equipo.Explique las diferencias entre los resultados de todos los alumnos.Investigue las vías de los reflejos y haga un esquema de ellas.Investigue padecimientos en los cuales se alteran los diferentes reflejos que se

provocan en esta práctica.

BIBLIOGRAFÍA.

SENSIBILIDAD VISUAL

OBJETIVO:

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Determinar la agudeza visual cercana y lejana y los campos visuales.Describir los errores de refracción más comunes y explicar la manera adecuada de

corregirlos.Se discuten las alteraciones patológicas del campo visual.Demostrar la presencia del punto ciego y explicar como se produce.

INTRODUCCIÓN: La sensibilidad visual es por definición la distancia más pequeña en que deben estar separados dos puntos para percibirlos como dos, como son los movimientos oculares para fijar un objeto, la configuración de la córnea y el cristalino, los mecanismos químicos de la rodopsina, etc. La lectura de la agudeza visual es una de las pruebas clínicas que nos ayuda a conocer la finura con la que se puede ver. Para efectuar esta lectura nos valemos de los optativos de la carta de Snellen para la lectura de la agudeza visual de lejos y la carta de Jagger para la lectura de la agudeza visual cercana. Los campos visuales se pueden medir mediante una forma clínica o con un campímetro. Se debe efectuar una medición para cada ojo.

MATERIAL: Carta de SnellenCarta de Jagger

Campímetro.

MÉTODO: Para la lectura de la carta de Snellen la persona a examinar se sienta a una distancia de 20 pies, cubriéndose su ojo izquierdo, para examinar el ojo derecho; se pide que lea las letras empezando por las líneas de arriba y se registra hasta la línea que alcance a leer, de la siguiente forma: con un numerador se pone la distancia a la que esta sentada la persona y con un denominador la línea que alcanza a leer. Ej. 20/20, 20/30, 20/50, etc. Después se tapa el ojo derecho y se examina el ojo izquierdo; luego se examinan con ambos ojos. Si usa lentes primero se hace el examen sin lentes y después con lentes (agudeza visual corregida). La agudeza visual de cerca es tomada con la lectura de la carta de Jagger, y esta es una pequeña carta la cual tiene enunciados que deben ser leídos a una distancia de .50 m.; también debe seguirse la misma rutina de examinar un ojo, después el otro ojo y luego con ambos ojos. Los campos visuales los registramos con el campímetro, el cual se pone delante del ojo que se va a examinar y se va girando de 30 en 30 grados el semiaro, empezando de 0 grados hasta completar los 360 grados.

Se fija la visión en el punto medio que es un espejo y se va registrando en que grado aparece el punto blanco. Se hace un dibujo del campo visual aislado y binocular.

Cada uno de los integrantes del equipo se tomará la agudeza visual y la campimetría, registrando en su cuaderno los resultados.

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RESULTADOS. Una vez recolectados los resultados en la práctica, de cada uno de los

participantes del equipo, elabora el protocolo con graficas, tablas, esquemas.Indicando los posibles problemas encontrados o detección de errores en su

realización.

CONCLUCIONES.

BIBLIOGRAFÍA.

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