GUIA PRÁCTICA DE FARMACOGNOSIA

FACULTAD DE MEDICINA HUMANA Y CIENCIAS DE LA SALUD

ESCUELA PROFESIONAL DE FARMACIA YESCUELA PROFESIONAL DE FARMACIA Y

BIOQUÍMICA BIOQUÍMICA

MANUAL PRÁCTICO D E LABORATORIOde

FARMACOGNOSIA

Autor: Lic Q.F. Sháneri Marcilla Truyenque

Magister en Microbiología Clínica

AREQUIPA – PERÚ

2012

INDICE DEL CONTENIDO

Práctica N°1: Manejo De La Información Bibliográfica En FarmacognosiaPráctica N°2: Evaluación Macroscópica Y Microscópica De Drogas VegetalesPráctica N°3: Identificación De Metabolitos SecundariosPráctica N°4: Métodos De Extracción De Productos NaturalesPráctica N°5: Evaluación De CarbohidratosPráctica N°6: Análisis De AlcaloidesPráctica N°7: Evaluación De Aceites EsencialesPráctica N°8: Análisis De Flavonoides En PlantasPráctica N°9: Analisis Quinonas AntraquinonasPráctica N°10: Análisis CumarinasPráctica N°11: Análisis TaninosPráctica N°12: Detección De Adulteraciones Y/O Falsificaciones En Drogas En PolvoPráctica N°13:Extracción Y Separación De Principios Activos En Plantas Medicinales Mediante Cromatografía En Capa Fina Práctica N°14:Práctica Especial: Presentación De Alternativas De Solución A La Problemática Relacionada Con El Uso Inadecuado De Las Plantas Medicinales, Como Proyección A La Comunidad De Los Futuros Profesionales En Tecnología En Regencia De Farmacia.

PRÁCTICA N° 1MORFOLOGÍA VEGETAL INTERNA Y EXTERNA

OBJETIVOS1. Reconocer tejidos y estructuras vegetales internas utilizando el microscopio, sobre cortes histológicos previamente preparados, de raíz, tallo y hojas en plantas monocotiledóneas y dicotiledóneas.2. Diferenciar estructuras vegetales externas en: raíz, tallo, hojas y flores de plantas monocotiledóneas y dicotiledóneas.INTRODUCCIÓNLa morfología vegetal es la parte de la botánica que estudia las formas y estructuras de las diferentes partes del cuerpo de la planta teniendo en cuenta aspectos histológicos y fisiológicos en el proceso de modificación y transformación que experimentan.METODOLOGÍAPara el desarrollo de la práctica se divide el estudio en:1. Aspectos externos ( cuerpo de la planta)2. Aspectos internos ( Histología )

MORFOLOGIA EXTERNA1. Cuerpo de la planta

El cuerpo de una planta está conformado por dos sistemas:a) Sistema caulinar o de vástago, que comprende: tallos, ramas, hojas y flor.b) Sistema radical: formado por raíces, generalmente subterráneas o terrestres y umergidas ó acuáticas.

1. SISTEMA CAULINAR O DE VÁSTAGO

ASPECTOS INTERNOS: Histología estructura interna del tallo de una planta monocotiledonea

ESTRUCTURA INTERNA DEL TALLO DE UNA PLANTA DICOTILEDONEA

DIAGRAMA DE LA ESTRUCTURA INTERNA DEL TALLO DE UNAPLANTA DICOTILEDÓNEA

CuestionarioGrafica y describe las diferentes clases de tallos que existen en la naturaleza y su clasificación.

De acuerdo con las características morfológicas externas observadas en las plantas asignadas, clasificarlas y consignar la información correspondiente según el siguiente modelo de tabla para su evaluación.

ACTIVIDAD A DESARROLLAREl profesor pondrá a disposición de los estudiantes una serie de placaspreviamente preparadas en las cuales deben identificar utilizando elmicroscopio las estructuras internas de tallos de plantas monocotiledóneas ydicotiledóneas.Nota: dibujar las estructuras claramente diferenciadas de cada uno de loscortes observados para su evaluación.

PRÁCTICA N°2EVALUACIÓN MICROSCÓPICA DE DROGAS VEGETALES

OBJETIVOS1. Reconocimiento macroscópico de Drogas vegetales2. Reconocimiento microscópico de drogas Vegetales: elementos de valor

diagnóstico en la Identificación de drogas vegetalesa. Cristalesb. Elementos conductoresc. Granos de almidón (féculas)d. Células epidérmicas con estomase. Células de parénquimaf. Células de súberg. Células de esclerénquima: células pétreas y fibrash. Pelos

INTRODUCCIONPara el reconocimiento de una droga, disponemos de una serie de características como son:

caracteres morfológicos: forma, tamaño, color y forma de las hojas, deLos frutos...

caracteres organolépticos: olor, sabor, color.Pero el estudio macro morfológico no siempre es posible ya que con frecuencia la droga a reconocer llega ya pulverizada y en muchos casos en pequeña cantidad. Por otra parte los caracteres organolépticos no son suficientes para la identificación de una droga, por lo que en estos casos es necesario recurrir al examen microscópico para poder identificarla correctamente.El estudio microscópico de las drogas tiene un amplio interés práctico en el campo de la Farmacognosia, y por tanto de la Farmacia, y permite resolver problemas que con frecuencia se plantean en este ámbito profesional, entre otros:

Identificación de drogas expedidas en forma pulverizada Detección de posibles adulteraciones Completar la identificación de drogas no pulverizadas cuando los datos

morfológicos y organolépticos no son suficientes.

METODOLOGÍAOBSERVACION MICROSCOPICALa observación microscópica debe hacerse con paciencia y meticulosidad, examinando distintos campos detenida y ordenadamente, ya que no es posible la observación en un solo campo de todos los elementos necesarios para la identificación.Uso del microscopio: Indicamos algunas normas generales de orden práctico, relativas a su manejo:

Limpieza de lentes: Antes de comenzar a trabajar con un microscopio, debe realizarse una inspección del estado de limpieza: lente frontal de cada objetivo, lente superior del ocular, condensador y espejo.

Aumentos a emplear: Los aumentos comúnmente empleados para estos trabajos son de 10X y 40X. Es conveniente recordar que no por ver las cosas muy aumentadas, se ven mejor. La nitidez e intensidad de la imagen y la extensión abarcada en el campo de la preparación son mayores empleando objetivos débiles que fuertes. Por lo que emplearemos habitualmente el de 10X para el examen general de la preparación y el de 40X, solo si queremos apreciar mejor algún detalle de la misma.

Enfoque:

o Iluminación: En general se utilizara el espejo cóncavo para la iluminación artificial. El espejo plano suele utilizarse para la luz natural. Accionando el espejo elegido es fácil conseguir la iluminación del campo del microscopio.

o Enfoque propiamente dicho: Con el tornillo de paso rápido se hace descender el tubo hasta que la lente frontal del objetivo quede cerca de la preparación sin llegar en ningún momento a tocarla, lo que se comprobara por visión lateral, nunca mirando por el ocular. A partir de este momento se comienza el enfoque propiamente dicho.

Montaje de la preparación: Antes de realizar el montaje hay que comprobar la limpieza de portas y cubres. Se pueden hacer dos tipos de preparaciones:

o Extemporáneas: Se montan en agua. Para el montaje se pone sobre el porta una gota de agua y sobre ella se coloca con cuidado el polvo de la droga, tomando una pequeña cantidad del mismo con una esquina del cubre y espolvoreándolo de forma que apenas llegue a cubrir la superficie superior a la gota. Se remueve esta con la esquina del cubre para que el polvo quede impregnado por el liquido. Se toca el borde de la gota con una de las aristas del cubre, se resbala esta sobre el porta para extender convenientemente la gota y se deja caer sobre ella con suavidad el cubre. Si hubiera exceso de liquido que rebosa fuera del cubre, se eliminara absorbiéndolo con papel de filtro. Si por falta de liquido queda parte de la preparación seca, bastara poner en uno de los bordes del cubre una gota de agua y esta penetrara por capilaridad.

o Duraderas o definitivas: Se suelen hacer con glicerol-gelatina que permite hacer preparaciones definitivas en muy pocos minutos y permiten conservarlas durante largo tiempo. Previamente al montaje, fundimos la glicerogelatina por inmersión en un baño de agua templada y a continuación se opera como en el caso anterior.

Reactivos:Emplearemos reactivos de dos tipos:

Aclarantes: Facilitan la observación microscópica de los elementos en estudio, por hacerlos más transparentes:

Agua Glicerina Hidrato de cloral Mezcla aclarante

De coloración: Hacen más patentes determinadas estructuras, parte de ellas o contenidos celulares, bien por ser tenidos selectivamente del color del propio reactivo o bien por dar lugar a nuevas coloraciones distintas a la del reactivo:

Específicos: Agua de lodo: Colorea los granos de fécula o almidón de azul oscuro Sudan III: Colorea las grasas de rojo anaranjado Floroglucina +HCI: colorea la Lignina de rojoGENERALES Cloroyoduro de Zinc: Colorea la celulosa de violeta, la fécula de azul y la

lignina de amarillo. Reactivo universal de Steinmetz: colorea la lignina de amarillo, las grasas de

rojo anaranjado, las féculas de violeta y los taninos de azul o verde3. ELEMENTOS DE VALOR DIAGNÓSTICO EN LA IDENTIFICACIÓN DE DROGAS VEGETALESCristalesOxalato cálcico: Se denominan cristolitos y se encuentran en la base ensanchada de ciertos pelos, característica de algunas especies vegetales (Cañamo indiano) Se puede presentar de diferentes formas según la droga de que se trate, las formas pueden ser:

Aciculares: Se denomina Rafidios y pueden encontrarse:o Aisladoso Agrupados

Paquete Estrella Haz

Prismáticos Cristales agrupados en forma de rosetas: Drusas Cristales arenáceos

Aislados Paquetes Estrella Haz

Prismáticos Uraceas Arenáceas Rosetas

Elementos conductores: vasos y traqueidasLos vasos y traqueidas son elementos constitutivos del xilema de lo vegetales, el principal tejido conductor de una planta, que está formado por fibras, parénquima y elementos conductores (vasos y traqueadas) y está asociado al floema, tejido conductor de sustancias alimenticias.Morfológicamente son estructuras alargadas, con las paredes transversales reabsorbidas. Las paredes laterales están ligeramente lignificadas y engrosadas no uniformemente, originándose espesamientos de distintos tipos, que son los que dan lugar a las distintas denominaciones que reciben.Vasos:

Anillados Espiralados Reticulados Escalariformes Punteados

Traqueidas: Puntuaciones Areoladas

Anulares Espiralados Reticulados Escaleriformes P.AreoladasTraqueidas

P.areoladasPunteados

Granos de almidónPara estudiar el almidón es necesaria la observación de las siguientes características:1. Frecuencia: abundantes, poco abundantes o escasos2. Granos simples o compuestos, aislados o agrupados3. Forma: Lenticular, elíptica, poliédrica, ovoide...4. Tamaño de los granos: pequeño, medio, grande, variable...5. Hilo:

Posición o Céntricoo Excéntrico

Forma o Linealo Puntiformeo Estrellado

6. Zonas de hidratación: Son visibles en algunos casos y otros no.

Si los granos son escasos o pequeños, se puede facilitar su visión con agua de lodo, que los teñirá de azul si los hubiera.

Elíptica Poliédrica Lenticular Ovoide ReniformeForma

Lineal Puntiforme Estrellado No visibles VisiblesHilo

Células epidérmicas

Las plantas herbáceas y en general todos los tejidos jóvenes, que no experimentan un desarrollo secundario, tienen su superficie constituida por células de epidermis y su forma varia según las distintas especies. Existen distintos tipos de epidermis y entre ellas destacaremos:A. Epidermis de células poligonales, con paredes finas, rectas o ligeramente sinuosasB. Epidermis con grandes células de paredes finas y contorno sinuosoC. Epidermis formada por células rectangulares con paredes irregularmente engrosadas o arrosariadasD. Epidermis de células con paredes ligeramente sinuosas y cutícula fuertemente estriada. En la epidermis es frecuente que se observen ESTOMAS: aberturas de la epidermis rodeadas por dos células oclusivas, y en muchos casos dos o más células adyacentes de epidermis (células anexas) suelen estar rodeando a las células oclusivas del estoma.Se pueden clasificar en 4 tipos:E. ANOMOCITICO: Las células epidérmicas que rodean a la estoma, no presentan una disposición particular.F. ANISOCITICO: Poseen tres células epidérmicas alrededor del estoma y una de ellas es más pequeña que las otras dos.G. PARACITICOC: Con una o más células epidérmicas a cada lado del estoma, en posición paralela al eje longitudinal del mismo.H. DIACITICO: células epidérmicas que envuelven al estoma y su membrana común forman ángulos rectos con el eje longitudinal del mismo.

A B C D

E F G H

Células de parénquimaLas células de parénquima, son el tipo de células de paredes celulósicas más comunes de todas las drogas. Se encuentran en la mayoría de los órganos de las plantas, constituyendo lo que se llama "tejido fundamental". La forma de sus células puede ser muy variada, pero en general son células vivas, isodiametricas y de paredes finas y suele presentar un color pardo-verdoso. Enla madurez se pueden producir engrosamientos de sus membranas, aparecenEspacios intercelulares, pudiendo cambiar de forma.Entre los distintos tipos de parénquima señalamos los siguientes:(A) Tejido de parénquima simple(B) Tejido de parénquima simple con espacios intercelulares(C) Parénquima con paredes lignificadas(D) Parénquima reticulado

Células de súberLas células de súber constituyen un tejido protector que reemplaza a la epidermis en tallos y raíces que experimentan crecimiento secundario. La presencia de células suberosas nos indica que estamos ante un tallo, raíz o corteza, ya que los frutos, semillas, hojas y flores, no la presentan. Se caracterizan por ser células muertas, con las membranas recubiertas de suberina (Sustancia de naturaleza grasa con un papel protector).Según la forma de las células y de la pared, podemos establecer los siguientes tipos:A. Células de súber con paredes gruesas y rectangulares (Corteza de Cascara Sagrada)B. Células con paredes finas y rectangulares, con la superficie externa aplanada (Raíz de Ipecacuana)C. Súber de células poligonales (Corteza de Quina)D. Súber estratificado con paredes finas ( Raíz de Rauwolfia)

A B C DTipos de parénquima

A B C DCélulas de súber

Células de esclerénquima: Fibras y células pétreasLa denominación "esclerénquima", incluye a complejos de células con paredes engrosadas generalmente lignificadas, sin contenido celular y cuya función principal es de índole mecánica. Las células esclerenquimatosas pueden ser de dos tipos atendiendo a su forma, tamaño y origen:1. Células Pétreas O Esclereidas2. FibrasCELULAS PETREAS:Son células muertas de parénquima con formas muy variadas y con las paredes engrosadas lignificadas. Pueden encontrarse aisladas o en grupos.Existen distintos tipos:A. Células pequeñas, isodiametricas, con paredes gruesas y pequeño lumen. Se pueden localizar en tejidos parenquimaticos de la corteza, floema etc. (Corteza de Cascara Sagrada)B. Aisladas o agrupadas en pequeños grupos, de formas y tamaños muy variados, con paredes muy engrosados y lumen bastante amplio (Corteza de Canela)

C. Ramificadas y de formas diversas, generalmente aisladas (Astroescleritos de Hoja de Te)D. Fusiformes, con lumen muy ancho (Raíz de Acónito).

FIBRAS:Son células alargadas en sentido axial, con paredes engrosadas, lumen estrecho y generalmente los extremos puntiagudos.Tipos:A. Aisladas con paredes engrosadas y lignificadas, con un lumen muy estrecho (Corteza de Canela)B. Fusiformes, con paredes muy engrosadas y muy lignificadas (Corteza de Quina)C. Fibras estrechas agrupadas en paquete, con cristales prismáticos de oxalato cálcico (Raíz de Regaliz)PELOSSe presentan en células epidérmicas y tienen estructuras y formas muy diversas. Poseen un gran valor de diagnostico en el análisis de drogas pulverizadas. Pueden ser:1 .Tectores2. Glandulosos O SecretoresPelos TectoresAtendiendo al número de células que forman el pelo, pueden ser:Tectores unicelulares:(A) Muy largos, afilados, curvos y parcialmente lignificados (Hoja de Te)(B) Muy cortos, conicos y verrugosos (Hoja de Sen)(C) Con la base ensanchada, conteniendo en ellas cristales de carbonato cálcico (Sumidad de Cáñamo indiano)(D) En forma de estrella o ramillete (Hoja de Boldo, Hoja de Hamamelis)Tectores pluricelulares:(E) Uniseriados y conicos compuestos de dos o tres células.(F) Uniseriados y cónicos, con 3-5 células con una o más de ellas colapsadas(Hoja de Digital)(G) Pelos ramificados, con un eje central más largo que las ramificaciones(Hoja de Romero)Pelos Glandulosos O Secretores(H) Glándula bicelular y pie unicelular (Hoja de Digital)(I) Pie unicelular y glándula pluricelular (Hoja de Estramonio)(J) Pie pluricelular y glándula unicelular (Hoja de Belladona, Hoja de Digital)(K) Glándula pluricelulares y pie pluricelular (Hoja de Beleno)

A B C DPELOS TECTORES

E F GPELOS TECTORES

H I J KPELOS SECRETORES

PRÁCTICA N°3IDENTIFICACIÓN DE METABOLITOS SECUNDARIOS

OBJETIVO1. Reconocimiento macroscópico de Drogas vegetales2. IDENTIFICACIÓN DE METABOLITOS SECUNDARIOS valor diagnóstico en la

Identificación de drogas vegetalesa. Alcaloidesb. Esteroides y/o triterpenoidesc. Saponinasd. Taninose. Flavonoidesf. Quinonas

INTRODUCCION

Se llama metabolitos secundarios de las plantas a los compuestos químicos sintetizados por las plantas que cumplen funciones no esenciales en ellas, de forma que su ausencia no es fatal para la planta, ya que no intervienen en el metabolismo primario de las plantas. Los metabolitos secundarios de las plantas intervienen en las interacciones ecológicas entre la planta y su ambiente.

También se diferencian de los metabolitos primarios en que cada uno de ellos tiene una distribución restringida en el Reino de las plantas, a veces a sólo una especie o un grupo de ellas, por lo que muchos de ellos son útiles en Botánica Sistemática.

Los metabolitos secundarios de las plantas pueden ser divididos en 3 grandes grupos, en base a sus orígenes biosintéticos:

Terpenoides. Todos los terpenoides, tanto los que participan del metabolismo primario como los más de 25.000 metabolitos secundarios,4 son derivados del compuesto IPP (Isopentenil difosfato o "5-carbono isopentenil difosfato") que se forman en la vía del ácido mevalónico. Es un grupo grande de metabolitos con actividad biológica importante (Goodwin 19716 ). Están distribuidos ampliamente en las plantas y muchos de ellos tienen funciones fisiológicas primarias. Unos pocos, como los que forman los aceites esenciales, están restringidos a solo algunas plantas.

Compuestos fenólicos como los fenilpropanoides y sus derivados. Los más de 8.000 compuestos fenólicos que se conocen están formados o bien por la vía del ácido shikímico o bien por por la vía del malonato/acetato.

Compuestos nitrogenados o alcaloides. Los alrededor de 12.000 alcaloides que se conocen, que contienen uno o más átomos de nitrógeno, son biosintetizados principalmente a partir de aminoácidos. Los alcaloides poseen una gran diversidad de estructuras químicas (Robinson 19817 ). Son fisiológicamente activos en los animales, aún en bajas concentraciones, por lo que son muy usados en medicina. Ejemplos conocidos son la cocaína, la morfina, la atropina, la colchicina, la quinina, y la estricnina.

Los metabolitos secundarios cumplen una función específica para cada planta, algunos son responsables de olores y colores característicos, causticidad, y otros comunican sus virtudes medicinales o tóxicas a las plantas.

METODOLOGÍASobre el extracto de la planta seleccionada, el estudiante realizara pruebas químicas de coloración y/o precipitación, para determinar la presencia del metabolito respectivo.

RECONOCIMIENTO DE ALCALOIDES:

Los alcaloides son bases nitrogenadas, las cuales pueden convertirse en sus respectivas sales mediante la adición de un ácido diluido y formar precipitados al adicionar los llamados reactivos para alcaloides. En esta práctica utilizaremos los reactivos de: Mayer y Dragendorff, haciendo la aclaración de que existen otros reactivos para realizar esta prueba.

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL PARA EL RECONOCIMIENTO DEALCALOIDES:Tomar aproximadamente 5 g del material vegetal fresco (o seco en polvo), macerar en un mortero, pasar a un beaker o erlenmeyer, adicionar un volumen suficiente de ácido clorhídrico al 5% que cubra la muestra; calentar al baño maría durante 10 minutos, enfriar y filtrar.Colocar en dos tubos de ensayo aproximadamente 0.5 ml del filtrado ácido, agregar a cada uno de los tubos previamente rotulados con el respectivo nombre del reactivo, 2 gotas de los reactivos de: Dragendorff, Mayer. Si se observa turbidez o precipitado en los dos tubos se considera que la muestra contiene alcaloides (Prueba presuntiva). RECONOCIMIENTO DE ESTEROIDES Y/O TRITERPENOIDES:

En un beaker limpio y seco, tomar una pequeña cantidad de muestra seca y molida, adicionar diclorometano en cantidad suficiente que cubra la muestra (realice esta prueba bajo campana extractora de gases) agitar con varilla de vidrio para realizar una mejor extracción, filtrar sobre sulfato de sodio anhidro.En un tubo de ensayo limpio y seco tomar 1 ml del filtrado orgánico y agregar por la pared del tubo 1 ml de anhídrido acético y con precaución 1-2 gotas de ácido sulfúrico concentrado. La aparición de coloraciones: verdes, azules, rojas o violeta es prueba positiva (+) para esteroides y/o triterpenoides en la muestra. RECONOCIMIENTO DE SAPONINAS:Tomar aproximadamente 5 g del material vegetal fresco y macerar en un mortero, adicionar suficiente cantidad de agua que cubra la muestra, filtrar a través de gasa, pasar 4 ml del filtrado a un tubo de ensayo y agitar vigorosamente durante un minuto, si se forma abundante espuma, estable aproximadamente 5 minutos es prueba presuntiva de la presencia de saponinas en la muestra. RECONOCIMIENTO DE TANINOS:Tomar aproximadamente 5 g del material vegetal fresco, macerar en un mortero hidratando la muestra para facilitar el rompimiento de los tejidos, pasar la muestra completamente macerada a un beaker y adicionar cantidad suficiente de agua para cubrir la muestra, calentar en baño maría de 10 a 15 minutos, filtrar en caliente.Tomar 1 ml del filtrado en un tubo de ensayo y adicionar dos (2) gotas de solución de tricloruro férrico (FeCL3 al 1%). La aparición de un color verde, azul o negro es prueba positiva (+) para compuestos fenólicos; en un segundo tubo de ensayo tomar otro mililitro del filtrado y agregar unas gotas de gelatinasal, si hay turbidez o formación de precipitado es prueba positiva para taninos en la muestra.Las dos pruebas son necesarias para comprobar la presencia de taninos. RECONOCIMIENTO DE FLAVONOIDES:

Macerar en un mortero aproximadamente 5 g del material vegetal finamente picado, pasar a un beaker o erlenmeyer, adicionar suficiente cantidad de etanol que cubra la muestra; calentar al baño maría durante cinco minutos, enfriar y filtrar.Tomar un 1 ml del filtrado etanólico en un tubo de ensayo, agregar varias limaduras de magnesio y por la pared del tubo dejar caer lentamente HCl concentrado (37%) la aparición de colores: naranja, rojo, violeta ó rosado, indican que la prueba es positiva (+) para flavonoides. RECONOCIMIENTO DE QUINONAS:

Pesar aproximadamente 0,5 g de material vegetal en polvo en un beaker de 100 ml, adicionar 20 ml de etanol al 95% y calentar en baño maría durante 5 minutos hasta ebullición para realizar la extracción de la muestra, filtrar en caliente, tomar 5ml del

filtrado y adicionar aproximadamente 3 ml de H2SO4 al 10%, calentar en baño maría, durante 15 minutos hasta ebullición para producir la hidrólisis; enfriar la muestra y realizar la extracción de las quinonas con 5 ml de tolueno (usar el tolueno bajo campana extractora) agitar suavemente sin emulsionar, tomar 2ml de la fase orgánica en un segundo tubo de ensayo, adicionar aproximadamente 1 ml de hidróxido de sodio al 5% en amoníaco al 2%. Luego de agitar se obtiene un color rojo cereza en la capa acuosa, lo que indica presencia de quinonas en la muestra.

Cuestionario:

¿Qué son los: Alcaloides, Esteroides y/o triterpenoides, Saponinas, Taninos, Flavonoides, Quinonas?

Indique los usos medicinales que se les atribuye a los: Alcaloides, Esteroides y/o triterpenoides, Saponinas, Taninos, Flavonoides, Quinonas

Realice un cuadro con 5 plantas que contengan Alcaloides, Esteroides y/o triterpenoides, Saponinas, Taninos, Flavonoides, Quinonas

PRÁCTICA N°4

IDENTIFICACIÓN DE METABOLITOS SECUNDARIOS

OBJETIVO1. Conocer los métodos para extraer los principios activos vegetales2. Conocer los solventes más adecuados3. Realizar extracción de plantas nativas con la técnica de soxhlet y destilación

simple

INTRODUCCIÓNSe deben considerar las características generales del metabolito de interés antes de comenzar con el proceso de extracción, por ejemplo, los glicósidos son termolábiles, sensible al pH, polares y no volátiles consecuentemente el solvente y el proceso a emplear se adecuarán a estas características, para obtener el metabolito sin riesgos de descomposición o formación de artefactos y en alto rendimiento. Aunque la tendencia es aplicar una técnica estándar para obtener el extracto crudo, es conveniente tener en mente que la gran diversidad de compuestos de origen natural no permite que un sólo proceso de extracción se adecue a la obtención de todos ellos, sino que existen procesos individuales de acuerdo al tipo de compuesto. Por ejemplo hay esquemas generales para la obtención de alcaloides; sin embargo la diferencia de núcleos químicos, grupos funcionales y por ende polaridad de los mismos, hace que algunos sean solubles en solventes acuosos y otros en solventes orgánicos.

Selección del solvente : Generalmente se estudian compuestos de polaridad media y rara vez metabolitos solubles en agua. Se debe tener mucha precaución con la selección del disolvente de extracción, éste debe disolver los metabolitos de interés, ser fácil de eliminar, no reaccionar con la muestra, no debe ser muy tóxico, ni fácilmente inflamable. Deben ser destilados antes de ser usados ya que algunos pueden contener plastificantes derivados de los envases y tapas de almacenamiento. El ftalato de diisiooctilo es uno de los plastificantes que con mayor frecuencia se encuentra impurificando el cloroformo y metanol, éste es un compuesto muy activo en numerosos ensayos biológicos y puede estar contaminando a compuestos que se destinen a ensayos de bioactividad induciendo a resultados erróneos.

Las impurezas diclorometano (CH2Cl2) y clorobromometano (CH2ClBr) contenidas en el cloroformo pueden reaccionar con algunos compuestos tales como los alcaloides brucina, estricnina y efedrina produciendo sales cuaternarias de diferente actividad, la presencia de trazas de ácido clorhídrico (HCl) puede producir descomposiciones, deshidrataciones o isomerizaciones de ciertos compuestos. Se ha comprobado que el metanol y el etanol en algunas extracciones donde se aplica calor producen derivados metílicos o etílicos no deseados. Se piensa que los solventes polares tienen mayor poder de penetración en los tejidos y paredes celulares y que en consecuencia tienen mayor poder de disolución de compuestos mientras que los solventes menos polares "lavan" principalmente las partes extracelulares.

El agua no se utiliza con frecuencia para obtener un extracto crudo sino que se extrae el material con una mezcla acuosa de metanol (80% aproximadamente) y al extracto acuoso resultante, luego de evaporado el metanol, se lo particiona con acetato de etilo y se trabaja con lo obtenido en este último solvente. Un inconveniente que presenta esta técnica es la formación de emulsiones, éstas se pueden eliminar posteriormente por centrifugación o agregado de cloruro de sodio (NaCl).

La destilación por arrastre con vapor de agua es ampliamente utilizada para obtener terpenos volátiles o aceites esenciales, sin embargo se ha observado que una caída

de pH, a veces hasta 2, se produce cuando se rompen las vacuolas y se producen reacciones no deseadas en compuestos sensibles de este grupo.

El éter etílico rara vez se emplea para extraer por su volatilidad, inflamabilidad, toxicidad y tendencia a formar peróxidos. También se utilizan soluciones ácidas o alcalinas para la extracción selectiva de algunos compuestos, sin embargo se debe tener precaución con el pH de las mezclas para prevenir hidrólisis o reordenamiento de compuestos sensibles. 

Extracción : Los procesos de extracción más simples empleados se dividen de acuerdo al disolvente (o menstruo) utilizado en:

a) Extracción con agua: infusión, destilación por arrastre con vapor de agua y decocción,

b) Extracción con solventes orgánicos: maceración, lixiviación (o percolación), extracción por aparato de Soxhlet y por fluído supercrítico.

a) Maceración : Consiste en remojar la droga, debidamente fragmentada en un menstruo hasta que éste penetre en la primera estructura celular ablandando y disolviendo las porciones solubles. Se puede utilizar cualquier recipiente con tapa que no se ataque con el disolvente, en éste se colocan la droga (materia vegetal) con el disolvente y tapado se deja en reposo por un período de 2 a 14 días con agitación esporádica. Luego se filtra el líquido y se exprime el residuo. Si el material aún contuviera el principio de interés , se repetirá el proceso son solvente fresco (puro) tantas veces como sea necesario.

b) Lixiviación (percolación ) : Es uno de los procesos más difundidos y si bien se puede realizar con disolventes orgánicos en frío para preservar los compuestos termolábiles que pudiera contener el material. Consiste en colocar el material fragmentado en un embudo o recipiente cónico y hacer pasar un disolvente adecuado a través del mismo. El tamaño de partícula no puede ser menor a 3 mm, como tampoco pueden extraer resinas o materiales que se hinchen dado que el disolvente no percolará. La maceración no tiene ventajas sobre la lixiviación, aunque ésta última requiere de ciertos cuidados a saber: la droga debe estar debidamente compactada para que el disolvente eluya con cierta lentitud dando tiempo al mismo a tener contacto con los tejidos e ingresar en las estructuras celulares y extraer los componentes, de otra manera el residuo desechado contendrá el principio de interés, además se necesita agregar solvente constantemente.

c) Extracción por aparato Soxhlet : El uso de un aparato Soxhlet es una manera conveniente de preparar extractos crudos de plantas. Este proceso usa preferentemente solventes puros aunque algunos autores han utilizado mezclas binarias (mezclas de dos solventes) o terciarias (de tres solventes). Las mezclas de disolventes tienen el inconveniente de que sus componentes individuales tienen distintos puntos de ebullición y en consecuencia la proporción de cada uno de ellos en la camisa conteniendo la muestra sería desconocida impidiendo la repetición de la experiencia a través de otro proceso (p.ej.: lixiviación). El aparato consta de un balón en donde se hace ebullir el disolvente apropiado, sus vapores se condensan encima de la muestra colocada en un cartucho de papel de filtro. El condensado macera momentáneamente la muestra. Cuando la cámara que contiene el cartucho se ha llenado, se produce el sifonamiento (por el tubo sifón) de la solución resultante que cae sobre el balón evaporador. Esta operación se repite sucesivamente, con lo cual la solución contenida en el balón evaporador se va

enriqueciendo con los principios aislados. Es de hacer notar que compuestos termolábiles a la temperatura de ebullición del solvente o que se descompongan por exposición prolongada al calor, no pueden ser extraídos por este proceso. Por este mismo motivo no es aconsejable utilizar agua.

d) Digestión : En este proceso se agrega solvente caliente al material vegetal molido colocado en un erlenmeyer o material de vidrio de boca pequeña, la temperatura elevada del solvente permite una mayor extracción de compuestos ya que la solubilidad de la mayoría de las especies aumenta con la temperatura. Si el solvente utilizado es muy volátil o se lleva a temperatura de ebullición se deberá adosar un refrigerante al erlenmeyer para evitar su evaporación o intoxicación del operador con el solvente. Este último proceso se conoce como reflujo.

e) Infusión y Decocción (cocimiento ) : Tanto la infusión como la decocción son procesos simples de extracción con agua, en el primer caso se agrega agua caliente o hirviendo o fría a la droga molida y luego se filtra; en el segundo la droga se hierve por espacio de 15 minutos con el agua. Note que en la infusión la droga no se somete a ebullición, sino que se le puede agregar el agua a temperatura de ebullición en cuyo caso el sometimiento de los metabolitos a esta temperatura será mínimo. Es conveniente aclarar que en algunos casos se utiliza el proceso de reflujo para extraer con solventes acuosos, esto obedece a que un calentamiento prolongado de la solución acuosa podría producir la evaporación total del solvente. El reflujo con soluciones acuosas se debe realizar sólo cuando se está seguro que el principio a extraer es termoestable.

f) Extracción con Fluidos en Estado Supercrítico (E.F.S.C .) : Siendo este proceso una de las técnicas más novedosas de extracción se comenta en esta sección con detalle. Este proceso es una operación unitaria que aprovecha el poder disolvente de fluidos a temperaturas y presiones por encima de sus valores críticos. Si bien las propiedades de los fluidos supercríticos son conocidas desde hace 100 años, cuando en 1879 se descubrió que los halogenuros metálicos eran muy solubles en tetracloruro de carbono y etanol en estado supercrítico, su explotación en los laboratorios y procesos industriales de separación es reciente. Actualmente se utiliza en la industrias química y en vista de los recientes avances aparece como de significativo impacto en los próximos años.

g) Fluidos Supercríticos : Un fluido supercrítico es cualquier fluido a una temperatura superior a la temperatura crítica. En la figura siguiente se muestra un diagrama de fase (Presión vs. Temperatura) para un fluido puro en el cual se han marcado las zonas correspondientes al sólido (S), gas (G) y líquido (L). También se observan en el diagrama las líneas que indican la coexistencia de dos fases. La líneas correspondiente a gas-líquido se extiende desde el punto tripe o punto crítico donde las propiedades del líquido y el vapor son iguales. Este punto corresponde a una temperatura crítica (Tc) y a una presión crítica (Pc) a partir de la cual comienza la región correspondiente al fluido supercrítico.

METODOLOGÍA:

PRÁCTICA N°5EVALUACIÓN DE CARBOHIDRATOS

OBJETIVO1. Reforsar los conocimientos adquiridos acerca de los carbohidratos mediante

la demostración experimental de algunas de sus propiedades.

INTRODUCCIÓNLos carbohidratos son los compuestos orgánicos más abundantes de la biosfera. La mayoría pueden ser representados con la fórmula general Cx(H2O)y por lo que son literalmente, hidratos de carbono. Gran parte de sus funciones biológicas dependen de esta estructura química tan particular y versátil. Ellos son componentes fundamentales de muchos alimentos y su degradación durante el proceso de digestión genera la energía necesaria para las funciones vitales del organismo. Cuando se encuentran combinados con otras biomoléculas, dan origen a moléculas más complejas cuyas funciones pueden ser estructurales o de soporte celular y tisular, de comunicación entre células, de reconocimiento o de señalización. Químicamente se definen como polihidroxialdehídos o polihidroxiacetonas cíclicas o sustancias que luego de hidrolizarse dan origen a los mismos. Un carbohidrato que no puede ser hidrolizado en uno más simple es llamado monosacárido. Los monosacáridos más comunes son la glucosa, la fructosa, la galactosa y la manosa. Un carbohidrato que puede ser hidrolizado en dos moléculas de monosacáridos es llamado disacárido. Los más importantes son la lactosa (presente en la leche), la sacarosa (presente en el azúcar común) y la maltosa. Por su parte, aquellos carbohidratos que pueden ser hidrolizados en varias moléculas de monosacáridos son llamados polisacáridos. Los más comunes son el almidón y la celulosa, este último es componente estructural de las plantas.

La determinación de glucosa es de importancia médica ya que niveles sanguíneos alterados pueden ser signo de una enfermedad metabólica común conocida como diabetes mellitus.

METODOLOGÍA1. Prueba de Benedict Algunos azúcares tienen la propiedad de oxidarse en presencia de agentes

oxidantes suaves como el ion Fe3+ o Cu2+. Esta característica radica en la presencia de un grupo carbonilo libre, el cual es oxidado y genera un grupo carboxilo. Por lo tanto, aquellos azúcares con un grupo carbonilo libre son llamados azúcares reductores y aquellos en los que el grupo carbonilo se encuentra combinado en unión glicosídica se conocen como azúcares no reductores. Existen varias reacciones químicas que permiten determinar si se está en presencia de un azúcar reductor o no. La prueba de Benedict es una de ellas y se basa precisamente en la reacción o no de un azúcar con el ion Cu2+. El reactivo de sodio. El Na2CO3 confiere a la solución un pH alcalino necesario para que la reacción pueda llevarse a cabo. El citrato de sodio mantiene al ion Cu2+ en solución ya que tiene la propiedad de formar complejos coloreados poco ionizados con algunos de los metales pesados. Con el cobre produce un complejo de color azul. Si se le agrega al reactivo una solución de azúcar reductor y se calienta hasta llevar la mezcla a ebullición, el azúcar en solución alcalina a elevadas temperaturas se convertirá en D-gluconato y su ene-diol, rompiéndose luego en dos fragmentos altamente reductores, los cuales con sus electrones expuestos, reaccionarán con el Cu++. Se obtiene entonces un azúcar oxidado y dos iones Cu+. Posteriormente el Cu+ producido reacciona con los iones OH- presentes en la solución para formar el hidróxido de cobre:

Cu + + OH - → Cu(OH) (precipitado amarillo) El hidróxido pierde agua 2Cu(OH) → Cu2O (precipitado rojo ladrillo) + H2O La aparición de un precipitado amarillo, anaranjado, o rojo ladrillo evidencia la

presencia de un azúcar reductor. Materiales y reactivos

Reactivo de Benedict: consta de 3 soluciones: Pesar 100 g de NaCO3 anhidro y disolver en 200 ml de agua destilada

hervida. Pesar 173 g citrato de sodio y disolverlo en 200 ml de agua destilada

hervida. Pesar 17.3 g de CuSO4.5H2O y disolverlo en 300 ml de agua destilada

hervida. Mezclar las tres soluciones cuando estén frías. Aforar a 1 l con agua

destilada hervida. -Soluciones de carbohidratos 0.1 mol/l. Pesar la cantidad requerida de cada uno de

los carbohidratos a ensayar y disolverlos en 100 ml de agua destilada. La solución de almidón se prepara al 1%: pesar 1 g de almidón y llevar a 100 ml con agua destilada caliente.

-1 gradilla con tubos de ensayo -pipetas de varios volúmenes -baño maría en ebullición Procedimiento

Seleccione la pipeta más conveniente y deposite 2.5 ml de reactivo de Benedict en un tubo de ensayo mediano (los tubos de ensayo grandes se usan en la prueba de hidrólisis del almidón). Repita este paso en 6 tubos más. Luego, a cada tubo, añada 6 gotas de una y solo una de las siguientes soluciones de carbohidratos: glucosa, galactosa, lactosa, xilosa, fructosa, sacarosa al 0.1M y almidón al 1% según el siguiente cuadro:

Coloque los tubos en un baño de agua hirviendo por 5 minutos. Tenga cuidado de no quemarse. Observe cualquier cambio de color durante el calentamiento. Saque el tubo y póngalo en una gradilla y después de un corto tiempo observe si se ha formado un precipitado, el cual puede ser rojo, anaranjado o verdoso.

2. Prueba cualitativa de glucosa oxidasa

Este método es utilizado hoy en día para la determinación y cuantificación de glucosa en sangre y orina y vino a reemplazar a otros como la prueba de Benedict, debido a su mayor especificidad y sensibilidad. La prueba se basa el uso de una enzima llamada glucosa oxidasa que reconoce específicamente a una de las formas anoméricas de la D-glucosa, la forma beta glucopiranosa. Esta enzima, en presencia de glucosa, oxígeno y un amortiguador de pH, genera gluconolactona y peróxido de hidrógeno.

El peróxido de hidrógeno es a su vez sustrato de otra enzima, la peroxidasa, la cual en presencia de fenol y una amina aromática (en nuestro caso, la amino-4-antipirina) genera un compuesto de color rosado y agua. Por lo tanto, cuando el reactivo vira de incoloro a rosado, se demuestra la presencia de glucosa en la muestra. Materiales y reactivos -1 placa de aglutinación

-Solución de glucosa oxidasa/ peroxidasa: Contiene glucosa oxidasa, peroxidasa, amortiguador y amino 4 antipirina. -Soluciones de carbohidratos 0.1M utilizados en la práctica de la prueba de Benedict y almidón al 1%. ProcedimientoColoque 3 gotas de solución de glucosa oxidasa/peroxidasa en siete depresiones de la placa de ensayos. Añada una gota de glucosa a una depresión, una gota de fructosa a otra, etc. Observe las depresiones inmediatamente y anote los resultados. Vuelva a observar las depresiones y revise si existe algún cambio.3. Prueba de yodo para Almidón El polisacárido almidón está constituido de dos polímeros, amilosa y amilopeptina. La amilosa está constituida de largas cadenas lineales de glucosa unidas en enlace glicosídico alfa 1,4 (Figura 1). Estas cadenas no poseen un tamaño determinado sino que pueden variar desde unos miles de unidades de glucosa hasta un millón. Por otro lado, la amilopeptina posee, al igual que la

El almidón es la molécula de reserva energética en las plantas por excelencia. Debido a que muchos organismos superiores poseen las enzimas necesarias para su degradación, este polímero puede ser convertido durante el proceso de digestión en diferentes intermediarios metabólicos que generan energía. El glucógeno a su vez es la contraparte del almidón en el reino animal, con la diferencia de que esta molécula posee una mayor cantidad de ramificaciones que el almidón y es más compacta. La conformación de los enlaces alfa 1,4 presentes en estas moléculas causa que estos polímeros asuman una estructura helicoidal muy estrecha. La prueba del almidón es una prueba muy sencilla pero que todavía se utiliza para determinar la presencia de almidón en algunos alimentos. La prueba se basa en una reacción física y no química, en la cual el almidón reacciona con el yodo para formar un complejo de color azul intenso. Bajo las mismas condiciones, el glucógeno da una coloración café. Materiales y reactivos

-1 gradilla con tubos de ensayo medianos -pipetas de varios volúmenes -Solución de almidón 1 % que se utiliza también para la prueba de Benedict -Solución de yodo: Disolver un gramo de yodo en una solución de Kl 2%.

Procedimiento En tres tubos medianos y utilizando la pipeta que más se ajuste, distribuya los reactivos indicados según el siguiente cuadro:

Agite muy bien los tubos y note la diferencia de color que se atribuye a la formación de un complejo entre el almidón y el yodo. Anote el resultado. Posteriormente coloque los tres tubos en un baño de agua caliente (70o C) con cuidado por 10 minutos y observe cualquier cambio de color. Anote el resultado. Enfríe los tubos y observe nuevamente. Anote el resultado.4. Hidrólisis del almidón

Esta práctica tiene como objetivo demostrar que efectivamente los polisacáridos como el almidón están compuestos de monosacáridos unidos por enlaces glicosídicos. Como se mencionó anteriormente, el almidón está constituido de un solo monosacárido, la glucosa. Las propiedades del almidón son diferentes a las de la glucosa como se evidenciará mediante la hidrólisis del almidón para generar glucosa. Todos los polisacáridos son hidrolizados en sus constituyentes monosacáridos, por la acción de ácidos diluidos. Esta es una reacción gradual que puede observarse durante el tiempo de la sesión de laboratorio. Es por tanto recomendable que usted inicie el proceso de hidrólisis al comenzar la sesión de laboratorio y luego proceda con el resto de las pruebas. La hidrólisis del almidón se puede evidenciar con dos pruebas:

a. Desaparición del color azul característico de la prueba del yodo. b. Aparición de glucosa, un azúcar reductor. La aparición de glucosa se evidenciará

mediante la prueba de Benedict. Materiales y reactivos -1 gradilla con 4 tubos de ensayo grandes (10ml) -baño María en ebullición -Pipetas de varios volúmenes -Solución de almidón 1 %: pesar 1 g de almidón y llevar a 100 ml con agua destilada caliente. Preparar fresco. -HCl concentrado: será manipulado únicamente por los instructores. Tenga cuidado a la hora de manipular y agitar sus tubos que contengan este ácido. -Solución de yodo: Disolver un gramo de yodo en una solución de Kl 2%. -Reactivo de Benedict -NaOH 0.4 mol/l: Pesar 16.0 g de NaOH y llevar a 1000 ml con agua destilada. Procedimiento

Coloque 10 ml de una solución de almidón al 1% en un tubo de ensayo grande. Pida a su instructor que le añada 1 ml de HCI concentrado al tubo. Agite bien y luego coloque el tubo en un baño de agua hirviendo con cuidado de no quemarse. Mientras el almidón se está hidrolizando (tarda de 1:30 h a 2 h aproximadamente), efectúe la prueba de coloración del yodo. Para ello, añada en otro tubo 5 ml de agua, una gota de la solución de yodo y 0.5 ml de la solución de almidón que tiene hidrolizando en el baño maría a ebullición. Anote el resultado de la prueba del yodo. Después de que la hidrólisis del almidón se haya llevado a cabo por 15 minutos, saque 0.5 ml del almidón que se está hidrolizando en el baño maría y repita la prueba del yodo. Continúe la hidrólisis hasta obtener una prueba de yodo negativa.Posteriormente y para confirmar la presencia de glucosa, efectúe la prueba de Benedict. Para ello, añada en un tubo 0.5 ml del almidón hidrolizado, 1 ml de NaOH 0.4 mol/l (para neutralizar el ácido) y 2.5 ml de reactivo de Benedict. Incubar por 8 minutos en agua hirviendo. Anote y analice los resultados. Utilice sus resultados del

punto 1 (Prueba de Benedict) y del punto 2 (Prueba de yodo para almidón) para interpretar sus resultados

PRÁCTICA N°6:ANÁLISIS DE ALCALOIDES

OBJETIVOS1. Reconocer los alcaloides mediante reactivos específicos.

2. Observar y reconocer los alcaloides por cromatografía.

INTRODUCCIÓNSon sustancias nitrogenadas, basicas, de origen fundamentalmente vegetal. Su atomo de nitrogeno normalmente se encuentra formando parte de un heterociclo y poseen actividades farmacologicas marcadas a bajas dosis.Son de gran interes terapeutico, tenemos importantes y valiosos representantes en cada uno de los grupos farmacologicos existentes.Se encuentran en la naturaleza formando sales y biosinteticamente se forman a partir de aminoacidos.

Localización: Se encuentran fundamentalmente en Angiospermas, sobretodo enfamilias como Ranunculaceas, Apocinaceas, Loganiaceas, Solanaceas, Rubiaceas, Papaveraceas, Leguminosas, etc.En el vegetal se encuentran formando sales, y fundamentalmente se localizan en tejidos perifericos de semillas, cortezas, raices, hojas, tallos.Propiedades físico-químicas : Aunque algunos alcaloides no oxigenados son liquidos a temperatura ambiente como la nicotina y la esparteina, los alcaloides bases son generalmente solidos cristalizables ligeramente coloreados. Casi siempre están dotados de poder rotatorio especifico y punto de fusion por debajo de 200°C.Los alcaloides base son poco solubles en agua y otros disolventes organicos polares y solubles en disolventes organicos apolares como eter o cloroformo.La formacion de sales estabiliza la molecula, por lo que comercialmente los alcaloides se encuentran al estado de sales.

METODOLOGÍA1. En medio acidoLa droga pulverizada, (x gramos) se impregna con HCI formandose los correspondientes clorhidratos, las sales formadas se extraen con agua, en caliente, y continua agitacion. Se filtra y se realizan tres alicuotas, sobre las que se anaden gota a gota tres reactivos: R. Bouchardat, R. Dragendorff y R. Mayer, apareciendo en caso positivo precipitados marron, naranja y blanco.Estas reacciones se basan en la capacidad que tienen los alcaloides de combinarse con metales pesados: Bi, Hg, o l. La especificidad de estos reactivos no es absoluta, tambien la dan otras sustancias como las proteinas.El resto del extracto acuoso se somete a una extraccion liquido-liquido en ampolla de decantacion.Previamente se alcaliniza con una base fuerte como NH4OH hasta pH=10, y lasbases debiles (alcaloides) se liberan y se extraen seguidamente con un disolvente organico (eter o cloroformo) varias veces hasta agotar la fase acuosa (lo que se verifica facilmente al presentar la fase acuosa resultados negativos con el reactivo de Mayer conc.). El disolvente organico que contiene los alcaloides base se decanta, se eliminan las trazas de agua por deshidratacion mediante el empleo de una sal anhidra (por ejemplo sulfato sodico) y se evapora a vacio. Se obtiene un residuo de alcaloides totales (A.T.= y mg). Tambien se puede realizar una valoracion volumetrica, redisolviendo los A.T. en un exceso de acido titulado y se valora por retroceso dicho exceso, con una base de titulo conocido y en presencia de un indicador coloreado.2. En medio alcalinoLa droga pulverizada (x gramos) se mezcla con una solucion acuosa alcalina(NH4OH 20 %) hasta empaparla, asi esta base fuerte desplaza a los alcaloidesde sus combinaciones salinas, las bases asi liberadas se extraen seguidamente con un disolvente organico apolar como cloroformo o diclorometano, en un dispositivo tipo Soxhlet de extraccion continua. EI extracto

cloroformico se somete a una purificacion liquido-liquido en ampolla de decantacion, modificando el pH de la solucion y modificando asi su solubilidad.En primer lugar extraemos con una solucion acuosa de HCI 5% y posteriormente separamos la fase acuosa, alcalizamos con NH4OH hasta pH = 10 y extraemos posteriormente con diclorometano sobre sulfato sodico anhidro.Evaporamos a vacio y el residuo de alcaloides totales (A .T.) se pesa.Separación y aislamientoLa separacion de los alcaloides (A.T.) se lleva a cabo mediante cromatografia.La cromatografia en capa fina de silice o alumina es un metodo de separacion de alcaloides, se utilizan diversos disolventes de desarrollo, como Cloroformo/Metanol (90:10) en el caso de alcaloides quinolizidinicos, las placas se revelan con reactivo Dragendorff para cromatografia o vapores de iodo.IdentificaciónLa identificacion puede llevarse a cabo mediante el uso de patrones, en caso de muestras de naturaleza conocida. En la mayoria de los casos debemos separar el alcaloide puro e identificarlo por sus constantes físicas (punto de fusion y poder rotatorio) y datos espectrales (UV. IR, 1 H-RMN, 13CRMN,IE) CUESTIONARIO.Que son los alcaloides?.Que estructura química tienen?.Que actividad farmacologica poseen?

PRÁCTICA N°7EVALUACIÓN DE ACEITES ESENCIALES

OBJETIVOS 1. Aislar el aceite esencial de un producto natural utilizando las siguientes

técnicas de laboratorio: a. -Destilación por arrastre con vapor. b. -Extracción continua en equipo Soxhlet. c. -Extracción directa a reflujo.

2. Conocer las características de cada una de estas técnicas, así como los factores que intervienen en ellas.

3. Comparar la eficiencia y selectividad de cada una de ellas en el aislamiento del aceite esencial de que se trate.

INTRODUCCIÓNLos aceites esenciales son productos aromaticos, obtenidos a partir de vegetales, principalmente por corriente de vapor de agua.Su localizacion en el vegetal es variada, aunque son mas frecuentes en flores (manzanilla) y hojas (eucalipto). Suelen encontrarse en familias pertenecientes a los ordenes de las Magnoliales, Laurales, Rutales, Lamiales, Asterales ...El contenido en los vegetales suele ser cuantitativamente bajo, normalmente inferior al 1 % (hay excepciones: botones de clavo: 15%).Suelen ser liquidos a temperatura ambiente, muy raramente tienen color y en general su densidad es inferior a la del agua (excepciones: canela, clavo..). Suelen estar dotados de poder rotatorio y con un indice de refracción elevado. Son solubles en disolventes organicos (liposolubles) y poco o nada solubles en agua y son arrastrables en corriente de vapor de agua.Quimicamente son mezclas complejas muy variables que pertenecen a dos series con origenes biosinteticos distintos:• Serie terpenica• Serie de los derivados del fenilpropanoPoseen una extensa variedad de propiedades farmacologicas entre las que destacan: antisepticas, espasmoliticas, colagogas etc.EXTRACCIÓN, VALORACIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE LA ESENCIA DE EUCALIPTOLa esencia de eucalipto se extrae de las hojas de Eucaliptus globulus (Mirtaceas). Se encuentra en ellas en una proporcion de 1-3 %. Es un liquido de color ligeramente amarillento y de densidad menor que el agua. El componente mayoritario de esta esencia es el CINEOL o EUCALIPTOL (70-80 %) y va acompanado de carburos terpenicos, alcoholes alifaticos, sesquiterpenos, etc.de color ligeramente amarillento y de densidad menor que el agua. Tanto el eucalipto como la esencia, poseen propiedades expectorantes y antisepticas y ambos son constituyentes de numerosas especialidades prescritas en las afecciones del aparato respiratorio.

METODOGIA1. EXTRACCION: La extraccion se realiza en corriente de vapor de agua. Partimos de unos 30-409 de droga que se depositan en un matraz de fondo redondo al que se añaden unos 300ml de agua saturada de NaCl y a continuacion se realiza el montaje del aparato destilador, que es tipo CLEVENGER, provisto de dos tubuladuras laterales que se prolongan despues en una comun a ambas, donde es recogida la esencia junto con el agua que destila, pero esta vuelve nuevamente al matraz de destilacion por el tubo lateral, Io que hace que el aparato sea de destilacion continua. Una vez encendida la llama del mechero y conectado el sistema de refrigeracion, comienza el proceso de destilacion. A medida que esta progresa, se ira acumulando la esencia y el agua en el tubo colector, quedando en este caso, la esencia en la capa superior. De media en media hora se lee el volumen de esencia y se da por terminada la extraccion

cuando coincidan dos lecturas. Antes de terminar la destilacion se cierra el agua del refrigerante y se continua destilando todavia algun tiempo, para recoger las gotas de esencia que quedan en el refrigerante.

2. VALORACION:Consiste en medir con una regla la altura de la esencia obtenida, dentro del tubo colector y aplicamos la formula:V = Π r2 hObtenemos asi el volumen (cm3) de esencia.Con estos datos:Peso de la droga: P = .......gDensidad: D ~....,1Volumen obtenido de esencia: V= ....... mlPodemos hallar la Riqueza de esencia de la droga:R= (V.d./P)100 = ..... %3. CARACTERIZACION DE LA ESENCIA DE EUCALIPTO: Con la ayuda de un capilar depositamos una pequena cantidad de esencia obtenida en una placa cromatografica de Silicagel. Seguidamente aplicamos la misma cantidad de un patron de EUCALIPTOL y desarrollamos la cromatografia en la fase móvil HEXANO/ACETATO de ETILO 9:1. Se revelacon Vainillina sulfurica, calentando posteriormente en estufa a 100 oC, durante 5 minutos.CUESTIONARIO1. .Como se obtienen los aceites esenciales a partir de los vegetales?2. .Cuales son sus caracteristicas fisico-quimicas?3. .Cuales son algunas de sus propiedades farmacologicas mas destacables?4. Cual es el componente mayoritario de la esencia de eucalipto?

PRÁCTICA N°8ANÁLISIS DE FLAVONOIDES EN PLANTAS

OBJETIVO1. Extracción de flavonoides2. Reconocimiento de flavonoides

INTRODUCCIÓNLos flavonoides pertenecen a un grupo de compuestos naturales arreglados bajo un sistema C6-C3-C6, en el cual dos anillos aromáticos llamados A y B están unidos por una unidad de tres carbonos que pueden o no formar un tercer anillo, que en caso de existir es llamado anillo C. Se conoce como 10 clases de flavonoides los cuales pueden encontrarse como aglicona o bajo la forma de glicósidos con una o tres unidades de azúcar, generalmente en los carbonos 3 y/o 7, siendo los azucares más comunes la glucosa, galactosa, ramnosa, xilosa y arabinosa. Es frecuente que diferentes azúcares se hallen unidas a una misma aglicona y en diferentes posiciones lo que hace mayor el número de glicósidos conocidos; es también común, que se encuentren en mezclas como agliconas y/o glicósidos, aun de las diferentes clases siendo esto último lo más frecuente.Se hallan presente en todas las partes de la planta, algunas clases se encuentran más ampliamente distribuidas que otras, siendo más comunes las flavonas y flavonoles y más restringidos en su ocurrencia las isoflavonas, las chalconas y auronas.Aunque los flavonoides han sido empleados desde mucho tiempo como colorantes de lana, se les atribuye diversas propiedades en las plantas, entre ellos podemos citar (a) protección a los vegetales contra la incidencia de rayos ultravioleta y visible, así como protección contra insectos, hongos virus y bacterias, (b) atrayentes de animales con finalidad de polinización, (c) antioxidantes, (d) control de la acción de las hormonas vegetales, (e) agentes alelopáticas y (f) inhibidora de las enzimas. Por otro lado, estos compuestos poseen también importancia farmacológica, resultado de algunas propiedades importantes atribuidas a algunos representantes de las diferentes clases,como por ejemplo, antinflamatorio, antialérgico, antiulcerogénico, antiviral, anticarcinogénico; asimismo, son utilizados para el tratamiento de la fragilidad capilar, de la diabetes, de las afecciones cardiacas, entre otras.Como características generales de estos compuestos debemos señalar su solubilidad en agua y etanol, su carácter fenólico y su intensa absorción en la región ultravioleta y visible del espectro debido a la presencia de sistemas aromáticos conjugados. Una clasificación preliminar del tipo de flavonoide en un extracto de planta, puede hacerse basado inicialmente en un estudio de sus propiedades de solubilidad y de comportamiento ante reacciones de color; esto, seguido por un examen cromatográfico directamente del extracto y/o del extracto hidrolizado.En este experimento se describen los ensayos a realizar para detectar la presencia de flavonoides en un extracto a través de una sencilla reacción de coloración y una cromatografía de capa delgada utilizando agentes cromogénicos adecuados. Para el ensayo cuantitativo es usual desarrollarlo de dos maneras, por espectrofotometría ultravioleta – visible utilizando reactivo de desplazamiento para la determinación de flavonoides totales y por cromatografía líquida de alta resolución. En esta practica se está considerando el primer método. Como material vegetal puede utilizarse la manzanilla, la ruda, especies de geranio, entre otras.METODOLOGÍA

2.1 Análisis cualitativoA. Tratamiento de muestraPese 1g de muestra seca y pulverizada en un erlenmeyer de 50 mL, añada 5mL de metanol y caliente por 10 minutos a 60°C (sí es posible hacerlo en el ultrasonido). Filtre sobre un vial (extracto A).B. Prueba a la gota: reacción de Shinoda Coloque 20 gotas del extracto A en un tubo de ensayo (o en una placa de toque), agregue 2 a 3 virutas de Magnesio y unas gotas

de ácido clorhídrico concentrado. Observe el cambio de coloraciónC. Cromatografía de capa delgada Utilice cromatofolio de sílica gel 60F254 (Merck) de 10 cm x 3 cm. Aplique 30 μ del extracto A a 1cm del borde inferior. La fase móvil es acetato de etilo: metano : agua (100: 13.5: 10). Deje saturar la cámara cromatográfica (diámetro: 8cm, altura: 11cm).Coloque la placa cromatográfica en la cámara y deje hasta que la fase móvil se mueva aproximadamente 8 cm del origen.Puede también ensayar con el sistema acetato de etilo: ácido acético. Ácido fórmico: agua (100:11:11:26).La placa desarrollada se seca con aire caliente (puede utilizar una secadora de cabello) y se visualiza en la lámpara de onda larga (366 nm) y/o se aspersa con una solución de NP-PEG.Observe las fluorescencias coloreadas nuevamente a la luz UV 366 nm después del aspersado. Determine el valor de Rf de cada componente.El agente cromogénico NP-PEG, consiste en (a) una solución metanólica al 1% de difenilboriloxietilamina (NP) y (b) una solución etanólica al 5% de polietilenglicol – 400 (PEG). Se aspersa primero con (a), seguido de (b).

PRÁCTICA N°9:ANALISIS QUINONAS ANTRAQUINONAS

OBJETIVOS 1. Reconocer la presencia de compuestos quinónicos y antraquinónicos en la

cochinilla. 2. Realizar las pruebas de identificación específicas para el reconocimientos de

quinonas y antraquinonas

INTRODUCCIÓNDe los derivados antracenicos existentes en la naturaleza, las antraquinonas son los que presentan mayor interes farmacognostico. Son derivados de la dicetona del antraceno, por lo tanto son dicetonas aromaticas procedentes de difenoles.

El grado de oxidacion de estos compuestos es variable. La forma antraquinona es la mas oxidada, mientras que las antronas y sus formas tautomeras, antranoles, se designan como formas reducidas. Estas ultimas son muy inestables y generalmente se encuentran en la naturaleza en forma combinada con azucares formando heterosidos, mientras que las antraquinonas pueden encontrarse libres.Cuando las antraquinonas se encuentran en forma de O-heterosidos, por hidrolisis acida originan, por una parte geninas que son di, tri o tetrahidroxi antraquinonas y por otra parte los azucares correspondientes. Las antraquinonas suelen tener grupos hidroxilos, bien en los carbonos 1 y 8 (actividad laxante) o bien en los carbonos 1 y 2 (actividad colorante).

Entre las Drogas mas ricas en antraquinonas tenemos: Hoja de Sen, Hoja de Aloe, Corteza de Frangula, Corteza de Cascara Sagrada, Rizoma de Ruibarbo etc.METODOOGÍA:

1. DETERMINACION CUALITATIVA DE ANTRAQUINONASEs importante recordar que las antraquinonas libres son solubles en disolventes apolares (Cloroformo, Diclorometano, Eter etilico…), pero en forma de heterosidos o en forma de sales alcalinas, son solubles en agua.1) Determinación de antraquinonas libres: Reacción de Bornträger Las geninas antraquinonicas en presencia de soluciones alcalinas dan coloracion roja al formarse la sal correspondiente. Esta reaccion solo es valida para las formas oxidadas (antraquinonas)Técnica

1g de polvo de droga se trata con 1 ml de Diclorometano (para solubilizar las antraquinonas libres) agitando durante 5 minutos. Filtramos en un tubo de ensayo y al filtrado anadimos un volumen equivalente de solución acuosa alcalina (NaOH al 10%). Agitamos y dejamos que se separen las dos capas. Si hay antraquinonas libres la capa acuosa se colorea de rojo.2) Determinación de antraquinonas combinadas en forma de heterósidos. En primer lugar procedemos a hidrolizar el O-heterosido para obtener la antraquinona libre y asi poderla identificar.TécnicaTomamos 1 g de polvo de droga y hervimos con 10 ml de agua (para solubilizar los heterosidos) durante 5 minutos, al cabo de los cuales se deja enfriar y se filtra. Al filtrado se le adiciona unas gotas de HCl al 20% y se vuelve a hervir unos minutos con objeto de realizar la hidrolisis para liberar las antraquinonas combinadas. Se deja enfriar y se anade diclorometano. Se forman dos fases. Agitamos y las antraquinonas libres pasan a la capa de diclorometano. Anadimos una solucion acuosa alcalina, se forma la sal correspondiente y esta al ser soluble en agua pasa a la capa acuosa y además se colorea de rojo.CUESTIONARIO.En que forma suelen estar los derivados antracenicos en las drogas?.Cuales son las principales propiedades fisico-quimicas y farmacologicas de estos compuestos?

PRÁCTICA N°10:

ANÁLISIS CUMARINAS

OBJETIVOS

1. Reconocer las curaminas en la Ruta graveolens “Ruda” 2. Aprender el proceso de extracción de cumarinas.

INTRODUCCIÓN Las cumarinas son productos naturales en base a los cuales se encuentra benzo α-pirona ó α)- cromonas (lactona del ácido cis-orto-hidroxicinámico). Son compuestos ampliamente distribuidos en el mundo vegetal, principalmente en las familias Apiaceaeo Umbelliferae, Fabáceae, Rutaceae. En la naturaleza frecuentemente se encuentran los derivados mas simples de cumarinas y furanocumarinas. La cantidad principal de los representantes de compuestos de este grupi se han encontrado en estado lubre y sólo en un número insginificamente en forma de glicósidos. Las cumarinas se localizan en los diferentes órganos de las plantas frecuentemente en las raíces, corteza y frutos siendo más abundante en estos últimos. El contenido de cumarinas en las diferentes plantas varía desde 0.2 hasta el 10%, incluso a menudo se puede encontrar 5-10 cumarinas de diferentes estructuras en una planta. Las cumarinas poseen propiedades anticoagulantes. El Dicumural fue propuesto como medicamento para la profilaxis y cura de la trombosis y tromboflebitis. En base al dicumarol se han obtenido preparados sintéticos que poseen propiedades anticoagulantes mucho más altas. Ciertas cumarinas poseen actividad fotodinámica, es decir, son capaces de aumentar la sensibilidad de la piel a los rayos ultravioletas, por eso encuentran aplicación en la terapia de vitiligio tales preparados como la amifurina de los frutos de ammi grande, beroscal de los frutos de Pastinaca. Las cumarians están biogenéticamente relacionadas a los fenilpropanoides como flavonoides y ligninas así como a las sustancias derivadas del acetato, como esteroides y terpenoides, ya que su biosíntesis transcurre por ambas vías: vía Shikimato y vía Policétido del acetato.

La propiedad física más usual para reconocer una cumarina es la fluorescencia que ellos desarrollan a la luz UV (366) y ampliamente utilizada es CCD. La placa con extracto acetónico o etéreo con el sistema Hexano – EtOAc (3:1) se observa en el visible, coloraciones amarilla y verdosas, en tanto que en el UV hay fluorescencias: púrpura, verde, celeste. Las cumarinas generalmente se encuentran en diversos tipos de plantas como diferentes familias: apiaceae, rutaceae, umbellifereae, moraceae. Los principales compuestos son: piranocumarinas (apio), umbelliferona/herniatina (zanahoria), furanocumarinas/bergapteno/psoraleno (ruda, limón), bergapteno/imperatorina (mullaca) y furanocumarina/xantotoxina (uva).METODOLOGÍAMATERIALES : Material de vidrio: 2 vasos de 250ml, bagueta, probeta. Equipos: equipo Soxhlet, equipo CCD. Reactivos: etanol, hidróxido de sodio, Diclorometano, Metanol, cloroformo, acetato de etilo, hexano. Obtención del extracto:

PRÁCTICA N°11:ANÁLISIS TANINOS

OBJETIVO1. Extracción de taninos2. Determinación cualitativa de taninos

INTRODUCCIÓNLos taninos son mezclas complejas de sustancias de origen vegetal y estructura polifenolica, y tienen la propiedad de precipitar los alcaloides y las proteinas. Son solubles en agua y precipitan con sales de metales pesados.Se distinguen clasicamente dos grupos de taninos:_ Condensados o catéquicos (polimeros resistentes a la hidrolisis)._ Hidrolizables o pirogálicos (se hidrolizan en medio acido o alcalino o por via enzimatica).Las aplicaciones de las drogas con taninos derivan de sus propiedades astringentes. Por via interna actuan como antidiarreinocs y antisepticos. Por vía externa impermeabilizan las capas mas externas de la piel protegiendo asi las capas subyacentes y tambien tienen un efecto vasoconstrictor sobre pequnos vasos. Son hemostaticos y sirven como antidoto en caso de intoxicacion con alcaloides.

METODOLOGÍA1. EXTRACCION:Se pesa aproximadamente 1 g de droga en un vaso de precipitado con unos 50 ml de agua y se hierve durante 5 minutos, asi los taninos presentes en la droga se solubilizan en el agua. Se deja enfriar y se filtra con papel.2. DETERMINACION CUALITATIVAEl filtrado recogido se reparte en tres porciones sobre las que se realizan los siguientes ensayos:1. Se comprueba el sabor astringente2. Anadimos unas gotas de FeCl3 diluido, obteniendose un precipitado que nos indicara la presencia de taninos. La coloracion del precipitado nos puede orientar si los taninos son hidrolizables o condensados. Los hidrolizables suelen dar un precipitado azul y los condensados un precipitado verde.3. Reaccion de Stiasny: A la tercera porcion de filtrado anadimos unas gotas de HCl y 1 ml de formaldehido y se hierve unos minutos. La aparicion de un precipitado nos confirmara la presencia de taninos condensados.

PRÁCTICA N°12:

DETECCIÓN DE ADULTERACIONES Y/O FALSIFICACIONESEN DROGAS EN POLVO

OBJETIVO1. Reconocer una droga en polvo y / o una falsificación a través de una marcha

que involucra pruebas organolépticas, microscópicas y químicas.

INTRODUCCIÓNLa identificación de material vegetal utilizado como producto fitoterapéutico, no deja de ser un grave problema en el mundo de los productos naturales, uno de los tantos inconvenientes es el manejo de los nombres vulgares o regionales de las plantas, el desconocimiento del órgano o parte de la planta donde se encuentra el ó los principios activos y finalmente el reconocimiento de drogas en polvo objeto de esta práctica.METODOLOGÍAEl estudiante tomará una droga en polvo desconocida y sobre ella realizará pruebas que lo conducirán a identificarla. Una prueba confirmativa involucra análisis fisicoquímicos y espectrofotométricos más especializados y de alta confiabilidad, pero con esta marcha se despejan dudas que generalmente conducen a descartar drogas y a dar un diagnostico aproximado que puede llegar a ser preciso contando con un patrón o estándar certificado.DESARROLLO DE LA PRÁCTICA1. ANÁLISIS ORGANOLÉPTICOS COLOR:

Blanco: goma arabiga y tragacantoAmarillo: regaliz, jengibre, escila.Marrón claro: ipecacuana. Opio, hinojo, genciana, cilantro, cardamomo.Castaño claro: canelaCastaño oscuro: clavo, sábilaAnaranjado: ruibarboVerde: sen, digital, estramonio.

OLOR:CARACTERÍSTICOS: jengibre, hinojo, genciana, cilantro, cardamomo, canela,

clavoSABOR:

Aromático: cilantro, cardamomo, canela, clavo.Aromático y picante: jengibreAmargo: cuasia, genciana. aloes, quina, escila, sen, ruibarbo.Dulce: regaliz.

Muestra (s) presuntiva: _______________________________2. PRUEBAS QUÍMICAS RÁPIDASSolubilidad en agua:Tomar en un tubo de ensayo aproximadamente un gramo de muestra, adicionar agua en cantidad suficiente para cubrir la muestra; mezclar y dejar en reposo durante 15 min. Al cabo de este tiempo observar y sacar conclusiones. Nota: los extractos acuosos y jugos concentrados se disuelven casi completamente, y drogas como la goma arábiga, tragacanto y semillas de lino, ponen de manifiesto su naturaleza gomosa o mucilaginosa.Muestra presuntiva: _______________________________________________Presencia de carbonato de calcio:Tomar en un tubo de ensayo una pequeña cantidad de la muestra adicionar unas gotas de ácido sulfúrico diluido, si hay presencia de carbonato de calcio como adulterante, tiene lugar una efervescencia seguida de disolución.Adulteración y/o falsificación: Muestra(s) con presencia de carbonato de calcio. Si ___ No ___Presencia de aceites fijos y/o aceites esenciales:

Aceites fijos: comprimir una pequeña cantidad de muestra en papel de filtro, si aparece una mancha oleosa que persiste luego de someterla a calentamiento (50°C), la muestra contiene aceite fijo. Ejemplo: lino, maní etc.Aceites esenciales: se reconocen por su olor aromático y a la temperatura de 50°C desaparece la mancha oleosa (la detección del aroma se puede apreciar al calentar la muestra en el baño maría).Muestra (s) Presuntiva: ____________________________________________Prueba para Saponinas, Taninos y Antraquinonas:En un tubo de ensayo tomar aproximadamente 0,5 g de muestra, adicionar aproximadamente 15 ml de agua, agitar durante un minuto. Si aparece espuma abundante sospechar la presencia de drogas que contienen saponinas, como: clavos, nuez moscada etc.; hervir suavemente y anotar si aparece desprendimiento de aceite esencial (por su olor aromático). Filtrar y dividir el filtrado en tres tubos de ensayo, dos para la prueba de taninos y uno para la prueba de antraquinonas.Filtrado 1: aproximadamente 1 ml.Filtrado 2: aproximadamente 1 ml.Filtrado 3: aproximadamente 5 ml.Ensayo para taninos: agregar al filtrado 1, dos gotas de cloruro férrico (FeCl3) al 1%, si aparece coloración de tonos azules a verdes pasando por el negro la prueba se considera positiva para compuestos fenólicos. Al filtrado 2 agregar unas gotas de gelatina sal, si hay formación de turbidez o precipitado la prueba se considera positiva para taninos.Ensayo para antraquinonas: agregar al filtrado 3, un mililitro de H2SO4 al 50%, calentar al baño maría durante 15 minutos para producir la hidrólisis; enfriar la muestra y realizar la extracción de las quinonas con 5 ml de tolueno (usar el tolueno bajo campana extractora) agitar suavemente sin emulsionar, tomar 2ml de la fase orgánica en un segundo tubo de ensayo, adicionar aproximadamente 1 ml de hidróxido de sodio al 5% en amoníaco al 2%. Luego de agitar se obtiene un color rojo cereza en la capa acuosa, lo que indica la presencia de quinonas en la muestra.Presencia de taninos: borraja, salvia, canela, quina, clavo y ruibarbo entre otros.Presencia de antraquinonas: áloes, ruibarbo, cáscara sagrada, sen. Muestra (s) Presuntiva: ____________________________________________3. OBSERVACIÓN MICROSCÓPICAALMIDÓN:Prueba microscópica: montar placa (porta objetos y cubreobjetos) en agua, observar al microscopio, dibujar los gránulos que encuentre.Observación visual con lugol: después de la observación microscópica, adicionar a la placa una gota de lugol, colocarla sobre una superficie blanca y observar si los gránulos se tiñen de azul, lo cual confirma la presencia de almidón en la muestra.Ver estructuras en la consulta previamente realizada por el estudiante (Tratado de Farmacognosia. Trease-Evans. 12 Edición).Presencia de almidón. Si______ No_____TRICOMAS EPIDÉRMICOS (PELOS) Y OXALATO DE CALCIO:Montar placa (porta objetos) en hidrato de cloral, que es un reactivo que disuelve: proteínas, almidón, resinas, aceites esenciales, y produce la expansión de células retraídas. Calentar suavemente y observar:Ver estructuras en la consulta previamente realizada por el estudiante (Tratado de Farmacognosia. Trease-Evans. 12 Edición).Presencia de oxalatos. Si______ No_____PRESENCIA DE LIGNINA:Montar placa (portaobjetos) en solución alcohólica de floroglucina y dejar secar; agregar acido clorhídrico concentrado (HCl 37%), (usar el ácido clorhídrico bajo campana extractora) usar este reactivo con precaución puede quemar y sus vapores son tóxicos, colocar el cubreobjetos y observar; si los vasos no se tiñen de rojo sospechar presencia de: jengibre o ruibarbo.

Presencia de lignina. Si____No____De acuerdo con la siguiente tabla y con lo observado durante la realización de la práctica identifique su muestra problema:

PRÁCTICA N°13:EXTRACCIÓN Y SEPARACIÓN DE PRINCIPIOS ACTIVOS

EN PLANTAS MEDICINALES, MEDIANTE CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA

OBJETIVO1. Utilizando la parte de la planta aprobada por el INVIMA, se realizara la

extracción y posterior identificación del metabolito secundario rutina presente en las plantas asignadas para la práctica, por medio de la técnica de cromatografía en capa fina. El metabolito separado sirve de indicador (marcador) para corroborar la autenticidad de la planta medicinal utilizada y no siempre es el responsable de la acción farmacológica.

METODOLOGÍASobre el extracto de la planta asignada y/o una forma farmacéutica previamente establecida, el estudiante procederá a la extracción y posterior identificación del principio activo mediante la técnica de cromatografía en capa fina y de acuerdo al método de extracción especificado para cada muestra.A continuación se presenta un diagrama de un procedimiento cromatográfico, donde se ilustran los pasos a seguir en una separación cromatográfica.

METODOLOGÍAMuestra No 1 Flores de Pensamiento (Viola tricolor)MÉTODO DE EXTRACCIÓN: tomar 1 gramo del material vegetal seco y molido y extraer con etanol durante 10 minutos sobre un baño de agua a 60°C.Filtrar y concentrar el filtrado para la cromatografía.FASE ESTACIONARIA: Silica Gel GF-254FASE MÓVIL: Acetato de etilo: Acido fórmico: Acido acético: Agua (100 : 11 : 11 : 26)REVELADOR QUÍMICO: revelador de productos naturales, ácido difenilbórico(solución 1) y polietilenglicol (solución 2).REVELADOR FÍSICO: luz UV 365nm.El extracto concentrado se siembra en placas cromatográficas, según instrucciones del profesor y utilizando RUTINA como el patrón.Luego de la siembra se introduce la placa en la cámara cromatográfica que contiene la fase MÓVIL y se deja hasta alcanzar el frente del solvente.

PRÁCTICA N°14:PRÁCTICA ESPECIAL: PRESENTACIÓN DE ALTERNATIVAS DE SOLUCIÓN A LA PROBLEMÁTICA RELACIONADA CON EL USO INADECUADO DE LAS PLANTAS

MEDICINALES, COMO PROYECCIÓN A LA COMUNIDAD DE LOS FUTUROS PROFESIONALES EN TECNOLOGÍA EN REGENCIA DE FARMACIA.

OBJETIVO1. Tomar conciencia de la realidad y problemática de la venta de plantas

medicinales2. Conocer las plantas que se comercializan en la ciudad de Arequipa

INTRODUCCIÓN

http://www.cofzaragoza.org/farm/anexos/boletines/BIFAR_2007/BIFAR%20101.pdfhttp://bvs.sld.cu/revistas/far/vol45_3_11/farsu311.htmhttp://gestiondelafarmacia.blogspot.com/http://www.tipsdenutricion.com/articulos/recetas-nutritivas/http://www.jano.es/jano/ctl_servlet?_f=11&iditem=998&idtabla=1

http://www.dominguezia.org.ar/volumen/index.php?Mostrar=25-1