Prácticas de Micología General 2007-I

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ESCUELA PROFESIONAL DE BIOLOGÍA Informe de Prácticas: Micología General ASIGNATURA : Micología General DOCENTE : MSc. Gianina Llontop Barandiarán ALUMNO : Rómulo Aycachi Inga CICLO : 2006 - II

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Informes de Practica sobre Micologia General. Diferentes actividades realizadas a través del ciclo, descripcion de estos, procedimientos y otros.

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ESCUELA PROFESIONAL DE BIOLOGÍA

Informe de Prácticas:Micología General

ASIGNATURA :

Micología General

DOCENTE :

MSc. Gianina Llontop Barandiarán

ALUMNO :

Rómulo Aycachi Inga

CICLO :

2006 - II

Lambayeque, noviembre de 2006.

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PRÁCTICA Nº 01: MEDIOS DE CULTIVO

I.-INTRODUCCIÓN

Un medio de cultivo es un sustrato o solución de nutrientes, en los que

crecen y se multiplican los microorganismos en el laboratorio, con el objeto

de aislar las diferentes especies en este caso de hongos, para luego

proceder a su identificación y llevar a cabo una serie de estudios

complementarios.

En los medios de cultivo empleados para la propagación de

microorganismos deben prevalecer condiciones adecuadas de humedad.

Por otro lado, un medio de cultivo debe tener una fuente de energía, de

carbono y de nitrógeno. De igual manera un pH (ligeramente ácido) y una

temperatura adecuada en un medio de cultivo son extremadamente

importantes para el crecimiento de los hongos.

Un medio de cultivo adecuado es aquel que contenga los elementos

nutricios esenciales en concentraciones adecuadas, la cantidad necesaria

de sal y el adecuado volumen de agua, se encuentra exento de sustancias

inhibitorias del organismo que se va a cultivar, que tenga la consistencia

deseada, el pH conveniente para el metabolismo del cultivo, y ser estéril.

Los medios de cultivo deben siempre almacenarse en atmósfera fría y

húmeda (refrigeración) para evitar su deterioro y su deshidratación.

II.- OBJETIVO

El propósito de la presente práctica es conocer las fórmulas de los medios

de cultivo y los materiales más utilizados en micología clínica.

III.-MATERIALES

Para medios de cultivo

- Insumos (agar, agua destilada, glucosa, peptona, etc.)

Para materiales empleados:

- Placas de Petri

- Tubos de ensayo

- Matraz

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- Probeta

- Balanza analítica

- Anzas, bisturí

- Mechero bunsen

IV.-PROCEDIMIENTO

Fórmula de algunos medios de cultivo para hongos:

Agar Sabouraud glucosado:

- Glucosa...................... 2.0 g

- Peptona...................... 10 g

- Agar........................... 20 g

- Agua destilada............. 1000 ml

Se mezclan y se lleva a ebullición.

pH: 5.6 –6.5. Este es el medio más

utilizado, es el medio clásico para el

aislamiento de todo tipo de hongos.

Caldo glucosado:

- Peptona……….1.0g

- Glucosa………. 2.0g

- Agua destilada... 100ml

Su propósito es reactivar cepas

deshidratadas. Es un elemento para

identificación de levadura del genero

Candida.

Medio de conservación:

- Agar........................... 20 g

- Peptona...................... 30 g

Permite conservar cepas por un

largo periodo de tiempo.

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- Agua destilada............. 1000 ml

Medio arroz:

- Arroz........................... 1 g

- Agua destilada............. 2 ml

Estimula la esporulación del hongo.

Se recomienda de preferencia

utilizar un arroz superior. Evita el

pleomorfismo de los dermatofitos.

Agar almidón- arroz:

- Arroz........................... 2.0 g

- Agar........................... 2.0 g

- Agua destilada............. 1000 ml

Se hierve el arroz por 5 min, luego, colar en una gasa y en el líquido agregar

agar y se reparte en tubos de 3ml por cada uno y se lleva al autoclave. Ayuda a

estimular la producción de clamidosporas, blastosporas y pseudomicelio de C.

albicans.

Agar harina de maíz:

- Agar........................... 20 g

- Harina de maíz............. 62 g

- Glucosa............. ......... 20 g

- Agua destilada............. 1000 ml

Se somete a baño maría (60ºC por

30 minutos) la harina de maíz con

agua, luego se filtra con un gasa, y

el filtrado se mezcla con el agar y la

glucosa. Este medio es utilizado en

microcultivo.

Agar Papa dextrosa:

- Papa ........................... 200 g

- Glucosa....................... 20 g

- Agar........................... 20 g

- Agua destilada ............. 1000 ml

Se pela las papas y se corta en

trozos pequeños, hervir en 500 ml

de agua por 30 minutos, filtrar y

filtrado obtenido se mezcla con el

resto de ingredientes. Este medio

sirve para estimular la esporulación

y para conservación de cepas.

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Caldo base (para zimogramas):

- Peptona ........................... 1.0 g

- Cloruro de sodio................ 0.5 g

- Extracto de carne............... 0.3g

- Agua destilada............. 100.0 ml

Ajustar a pH 7, agregando el

indicador rojo de fenol (0.02g.).

Luego agregar un carbohidrato en

solución acuosa al 10%. Este medio

sirve para identificar al género

Candida según su poder

fermentativo a través del

Zimograma.

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Reactivos:

KOH 10% : reactivo que permite disgregarlas celulas epiteliales

Azul de algodón: se usa en el examen directo de cultivo

Azul de metileno: se usa cuando se sospecha de pitiriacis

versicoides

Azul de metileno ………...3g

Alcohol …………… ….30.0ml

Agua destilada ………. 70.0ml

Antibiótico:

Cloranfenicol: se usa para medio agar saboroud

cloranfinicol ……………. 250mg

Alcohol ………………… 10ml

Una vez preparado se coloca 2 ml en un litro de agar saboroud,el

cloranfenicol se especialmente para que elimine las bacterias y esto

permite la proliferación del hongo esto porque la muestra viene mixta.

A más concentración se usa menor cantidad de antibiotico .

Se usa porque es de amplio espectro tanto en bacterias gram positivas

como gram negativas.

V. Resultados:

Preparación De Agar Sabouraud Glucosado

Agua destilada

Matraz con ingredientespesados en balanza

Glucosa Peptona Agar

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VI.-Conclusiones:

- Se reconoció las fórmulas más utilizadas para la preparación de medios de cultivo

así como los materiales más utilizados en la Micología clínica.

VII.-Referencias:

- Facultad de Ciencias Biológicas (1987). Medios de Cultivo en

Microbiología: Manual de Laboratorio. 3º edic. Edit. Trilcem S.A. Lima.

Matraz taponado con algodón y cubierto con una tapa de papel

Llevar a autoclave y luego a estufa para control de esterilidad

Dejar enfriar y ajustar el pH

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PRACTICA No 02: TOMA DE MUESTRA

I. Introducción:

Las tomas de muestra son de suma importancia para el diagnóstico por

examen directo y cultivo como aislamiento primario.

Para realizar una buena toma de muestra, se deben tener en cuenta las sgtes.

consideraciones:

1. Se debe preguntar al paciente si es que esta recibiendo tratamiento

antimicótico.

2. Si la respuesta es positiva el tratamiento debe ser suspendida por los

menos 5 días.

3. Para el caso de dermatofitosis y micosis subcutánea desinfectar la zona

con alcohol de 70%.

4. La muestra debe ser representativa por Ejm: En Tiña corporis se debe

conocer los síntomas y sospechar de micosis . Esto se evidencia por

que los bordes son definidos y erimatosos rojisos.

5. La cantidad de muestra debe ser suficiente porque se usa para examen

directo y para el cultivo.

II. Objetivo:

- Adiestrar al alumno en las formas correctas de la toma de muestra para

el examen directo y cultivo para aislamiento primario.

III. Procedimiento:

Toma de muestra para dermatofitos

Muestra: Escamas de piel.

Examen directo : con KOH 10%

Siembra: en agar soboraud glucosado

Incubar: al medio ambientes de 2 a 3 semanas.

Toma de muestra para pelo

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Muestra: cabellos cortados de 1 cm con pinzas estériles. Extraer 8 a 10

cabellos de la raíz en placa petri estéril.

Sembrar: en agar saboraud.

Incubar: en el medio ambiente de 2 a 3 semanas.

Toma de muestra para uñas

Muestra: escamas del lecho ungeal o placa. Realizar raspado con hoja

de bisturí de primer uso.

Examen directo: con KOH 10%

Sembrar: en agar saboraud.

Incubar: en el medio ambiente de 2 a 3 semanas.

Toma de muestra para Micosis Profundas

1. Mucosas:

Mucosas oral: La muestra se obtendrá con hisopo o bisturí de punta

roma ambos estériles.

Mucosa vaginal: La muestra se obtendrá con hisopos una vez

obtenida la muestra el hisopo es intrododucido en un tubo estéril .Si el

procedimiento es largo colocarlo en solución salina fisiológica (2ml) y

además la toma debe ser duplicada, esto porque con uno se hace

examen directo y el otro sirve para el cultivo siembra.

Siembra: Agar saboraud glucosado

Incubación: en el medio ambiente por 2 semanas.

2. Muestras bronquiales:

Muestra: Para obtener la muestra es necesario una desinfección bucal

con lugol al 1% luego se procede a tomar el esputo para esto se debe

hacer una inspiración profunda , fuerte y tociendo. Tomar la muestra

en un frasco estéril.

Examen directo: se colorea con KOH.

Siembra: Agar saboraud glucosado.

Incubación: A temperatura ambiente por 4 semanas.

3. Líquido cefalorraquídeo:

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Realizar una Punción Lumbar: Tomar 5ml de líquido cefalorraquídeo

y centrifugar a 3000rpm durante 30 minutos.

Examen directo: a partir del sedimento, se realiza con KOH y tinta

china.

Siembra: Agar saboroud glucosado

Incubación: durante 2 semanas e temperatura ambiente

4. Orina

Muestra: tomar 40ml de orina y centrifugar a 3000rpm por 10 minutos.

Examen directo: a partir del sedimento, se realiza con KOH y tinta

china.

Siembra: Agar saboraud glucosado.

Incubación: todas las muestras deben incubarse a dos temperaturas a

medio ambiente y a 37oC para que el hongo este acostumbrado.

Esto por 4 semanas.

Toma de muestras para Micosis Subcutanea

Muestra: Tomarla de abscesos cerradas, fístulas y úlceras.

Desinfectar la zona con alcohol de 70%.

Toma de muestra: Por punción y aspiración se inyecta 2ml de solución

salina fisiológica y se aspira 4ml.

De esta muestra se hace examen directo.

Siembra: Agar Saboraud glucosado por duplicado.

Incubar: A temperatura ambiente por 4 semanas

Toma de muestra de Líquidos Corporales

- Sangre

- Líquido Ascítico

- Líquido Pleural

Punción aspiración: Se realiza con solución salina estéril mas

anticoagulante esto para muestras no purulentas.

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Punción drenaje : Se realiza en un tubo tapa rosca. Esto para muestras

purulentas.

Muestra purulentas: se realiza el examen directo y luego se siembra en

agar saboraud.

Muestra no purulenta: hay que centrifugar, la centrifugación tiene

propósitos de concentración del hongo, se realiza un examen directo y

luego se siembra.

Para ambos casos por duplicado a temperatura ambiente y a 37oC por 4

semanas.

IV. Referencias:

- Microsoft ® Encarta ® 2007. © 1993-2006 Microsoft Corporation. Reservados todos los derechos.

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PRÁCTICA No3: DIAGNÓSTICO DE MICOSIS

SUPERFICIALES

Pitiriasis Versicolor y Piedras

I. TOMA DE MUESTRA

a) Pitiriasis versicolor:

Muestra: Escamas de piel obtenidos por raspados con hojas de bisturí de

primer uso en viales , placas o con cinta adhesiva. No observar limpieza

Síntomas: Manchas pequeñas de color blanco a nivel del tronco anterior y

posterior.

b) Piedras: existe 2 tipos

Muestra: Cabellos

-- Piedra blanca: Cabellos con nódulos de color blanco y fáciles de

desprender pero con mayor frecuencia en barba y axila.

-- Piedra negra: Cabellos con nódulos oscuros y difíciles de

desprender.

Ambas muestra obtenerlas en placas ,viales o sobres estériles.

II. OBJETIVO

- Diagnosticar la P. versicolor mediante examen directo y las Piedras por

examen directo y cultivo.

III. MATERIAL

- Escamas de piel - Pitiriasis

- Cabellos – Piedras

IV. PROCEDIMIENTO

1. Colocar las escamas de piel, pelos o cultivos en una gota de KOH

depositada de antemano en el centro de portaobjeto.

2. Luego cubrir con laminilla y observar con objetivo de mediano aumento

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3. Para el caso de Pitiriasis versicolor si se ha tomado la muestra con cinta

adhesiva colocar esta en una gota de azul de metileno.

V. RESULTADOS

a) Pitiriasis versicolor

Técnica de

DiagnósticoM. furfur M. ovali.

Examen Directo.

(escamas)

Células redondas agrupadas en racimos y

fragmento cortos en micelio.

Células ovaladas con

filamentos más largos

Cultivos Va a formar una colonia levaduriforme

que con el tiempo se oscurece

Colonia levaduriforme, que

con el tiempo oscurece.

Tinción Gram Se hace un gram y son gram positivos Son Gram positivos.

Cultivo. Van a formar colonias redondas y grandes.

Levaduras ovaladas y

pequeños gemantes.

b) Piedras

Piedra Blanca Piedra Negra

Examen Directo Veremos nódulos formados por artrosporas

o hialino.

Nódulo formado por un tejido

organizado oscuro.

Cultivo. Formado por colonias levaduriformes,

aspecto seco y de color crema.

Colonia de color café oscuro.

Y de crecimiento lento.

Examen directo

de cultivo Micelio artrosporado y cultivo hialino.

Micelio tabicado y oscuro

pigmentado.

VI. OBSERVACIONES:

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PRÁCTICA No4 Y No5: DIAGNÓSTICO DE

DERMATOFITOS

I. Introducción

Los dermatofitos son hongos que se nutren de la queratina de la piel, uñas y

pelos, ocasionando enfermedades conocidas como dermatofitosis, estas, si no

se tratan a tiempo pueden volverse crónicas y además son muy resistentes al

tratamiento; de ahí la importancia de un diagnóstico temprano.

II. Objetivo

- Diagnosticar dermatofitos por examen.directo.

III. MATERIAL

- Escamas de piel y de uñas.

- KOH al 10%

- Láminas

- Laminillas

- Mechero bunsen

- Microscopios

IV. PROCEDIMIENTO

A) Condiciones para toma de muestra

- En el caso de que la persona esta en tratamiento suspender al menos

cinco días antes.

- Eliminar infección secundaria por bacterias.

- Si se trate de escamas de piel realizar con hoja de bisturí de primer uso

pero colectar de la periferia puesto que es la zona de la inflamación por ser

sitio de mayor concentración de los hongos.

- Si es de uña, desinfectar la zona con alcohol al 70% y colocar algodón

humedecido sobre la uña por 3 a 5 minutos para contribuir al

reblandecimiento de placa ungueal, retirar la placa con ayuda de un

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cortaúñas y realizar la extracción con hojas de bisturí de primer uso o

realizar el raspado del lecho ungueal

- Ambos muestra recepcionarse en placa de petri o vial estéril.

B) Examen directo

- Sobre una lámina porta objeto colocar la gota de KOH al 10%

- Con asa de siembra coger una pequeña cantidad de muestra y depositar

sobre la gota, cubrir con laminilla

- Dejar actuar por unos minutos.

- Observar a objetivo de 40x ( para disolver la queratina con la luz).

V. RESULTADO

- La muestra procede de escamas de uña y es positiva se observará hifas

tabicadas diferentes tanto en su longitud, forma y tamaño.

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PRACTICA No6: MÉTODO DE ESTUDIO PARA LA

IDENTIFICACIÓN DE DERMATOFITOS: CULTIVO

I. Introducción

Una vez que se ha determinado la presencia de hongos como hifas de una

muestra se debe llevar a cabo el cultivo de los mismos para poder identificar el

agente etiológico.

No basta determinar la presencia de hongo en examen directo sino que el éxito

en un 100% de la identificación radica en el cultivo.

El cultivo puede ser negativo por las siguientes causas:

1. Se debe a una mala toma de muestra.

- No hubo desinfección de la zona

- No se tomo del lugar adecuado.

- No fue suficiente.

- No fue representativa.

2. Infección bacteriana asociados.

3. El paciente en el momento de toma de muestra estuvo siendo tratado.

II. Objetivo

- Aislamiento primario de dermatofitos.

III. Material

- Escamas de piel o uña

- Agar sabouraud glucosado mas antibiótico

- Tubo estéril (15 x 150 mm)

- Alcohol absoluto

- Asa micológica

- Mechero bunsen

IV. Procedimiento

Preparación del medio mas antibiótico

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1. Disolver una cápsula de cloranfenicol de 250mg en 10ml de alcohol

absoluto.

2. A un litro de medio disuelto y a una temperatura corporal agregarle 2ml

de la solución del antibiótico al medio.

3. Distribuir el medio en tubos (15 x 150) y dejar enfriar en plano inclinado.

4. Comprobar esterilidad del medio en control de calidad (dejar 4 a 5

semanas) .

Siembra de la muestra : Llevar a cabo la siembra por punto y esterilizar bien

el asa

Incubación: Se realizará a temperatura ambiente 25oC a 27oC durante 2 a 3

semanas.

V. Resultados

- Al cabo del tiempo de incubación, una vez obtenida la colonia, realizar el

estudio de las características macroscópica y microscópica.

Siembra del microcultivo

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PRACTICA No7: ESTUDIO MACROSCÓPICO DE

DERMATOFITOS

I. Introducción

A partir de los cultivos obtenidos en Agar Saboraud glucosado se puede

identificar las especies más frecuentes de los dermatofitos teniendo en cuenta

las características macroscópicas del cultivo.

Los dermatofitos son hongos hialinos que forman colonias de diferentes colores

(blanquecinos, amarillentas, marronáceas ), pero si bien es cierto que las

características de color de la colonia ayuda a la identificación , son las

características microscópicas las que determinan este estudio.

Para la identificación de dermatofitos es necesario contar con una colección de

cepas de las especies más frecuentes para realizar dicha identificación por

comparación.

Para la conservación de la cepa se presentan dificultad debido al fenómeno del

pleomorfismo el cual se presenta con la resiembra continua este fenómeno

esta relacionado con la pérdida de de su capacidad de esporulación de la

colonia , esta pierde su color y al final acaban formando un micelio compacto.

Existen medios que evitan el pleomorfismo especialmente los que poseen baja

concentración de azúcar.

La técnica de Castellani que consiste en mantener una densa suspensión de

hongos en agua destilada estéril a temperatura ambiente. Los tubos deben

estar sellados a herméticamente.

II. Objetivo

- Familiarizarse con las características culturales de las principales de los

Dermatofitos para así describir las características culturales de las cepas

obtenidas en un aislamiento primario.

III. Material

- Cultivo puro o cepa.

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IV. Procedimiento

- Llevar a cabo una resiembra de cepa en Agar papa dextrosa (PDA) para

su conservación.

- Observar sus características culturales.

V. Resultados:

DERMATOFITO Color Aspecto anversoAspecto del

reverso

Tiempo de

desarrollo

T. rubrum Blanco Algodonoso Pigmento rojo púrpura 14 días

T. mentagrophytes Blanco o crema

Pulverulenta,

granulosa, yesosa

zoofílicos, algodonosa

antropofílicos.

Amarrillo parduzco, o

ámbar, o marrón, o rojo

castaño.

7 a 10 días

T. tonsurans

Amarillo

inicialmente

crema, grisácea

o marrón

posteriormente.

Placa poco pulverulenta

inicialmente y plegada

posteriormente.

Rojo caoba

inicialmente rojizo

oscuro después.

14 días

E. flocosumAmarillento o

verde olivaFinamente velloso Amarillo azufrado 10 a 14 días

M. canis Blanquecina Poco elevado, escasoPigmento naranja

amarillo o marrón6 a 10 días

M. grypseum Canela

Plana finalmente

granulosa y

pulverulenta.

Canela o crema 6 días

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PRACTICA Nº 8:

I. Introducción:

En los dermatofitos existen diferentes estructuras como clamidosporas y

estructuras como hifas en espiral o raqueta. No obstante, para el diagnóstico

definitivo nos ayuda la forma de las macroconidias y la disposición de las

microconidias. Cabe mencionar que en un primocultivo estas estructuras estás

ausentes (sobre todo si se siembran en medios con inhibidores). Se debe

resembrar la cepa en un medio carente de inhibidores (p.ej. agra papa

dextrosa) y a partir de este repicar un microcultivo.

II. Objetivo:

- Determinar las estructuras microscópicas de los dermatofitos en un

examen directo.

III. Materiales:

- Cepas de dermatofitos obtenidos con un aislamiento primario.

- Líquido de montaje (se recomienda azul de Amann).

- Láminas y laminillas

- Asa micológica

- Mechero bunsen

IV. Procedimiento:

- Se procede con el montaje de la muestra usando el colorante adecuado.

- Se pasa a la observación.

V. Resultados:

HONGO Macroconidia MicroconidiaHifas

Vegetativas

T. rubrum Generalmente ausentes. Alargadas, con varios lóbulos o espacios

Piriformes con forma de lágrimas y dispuestas lateralmente en las

Ausentes

Page 21: Prácticas de Micología General 2007-I

hifas

T. mentagrophytesAlargadas, en forma de mazo, con varios lóbulos o espacios.

Abundantes, redondeadas, formando grupos.

En espiral

T. tonsuransAlargadas, pero de extremos curvos, con varios lóbulos.

Abundantes, de mayor tamaño y algunos en forma de grupo.

Abundantes clamidosporas e hifas en raquetas.

M. canis

En huso, de paredes gruesas y rugosas, extremos afilados. De 6 a más lóbulos.

Ausentes

M. gypseumEn huso, paredes lisas, extremos redondeados

Ausentes

E. flocosumEn clava, de 3 a 4 lóculos

No hay No hay

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PRACTICA Nº 9: ESTIMULACION DE LA

ESPORULACION

I. Introducción:

Una vez hecho el examen directo del primocultivo y no se observaron

estructuras microscópicas que ayudan a la identificación de los

dermatofitos, debemos recurrir a las técnicas especiales, tal es el caso del

microcultivo, en la cual los dermatofitos desarrollarán.

II. Objetivo:

- Identificación de dermatofitos mediante la técnica del microcultivo.

III. Materiales:

- Cepa

- Equipo de microcultivo

- Agua destilada estéril

- Agar Sabouraud glucosado (1 cm cada lado)

- Pinza y espátula estéril

- Mechero bunsen

IV. Procedimiento:

- Se sigue el procedimiento típico del microcultivo.

V. Resultados:

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PRACTICA Nº 10: ZIMOGRAMA O

FERMENTACION DE CARBOHIDRATOS

I. Introduccion:

La identificacion de levaduras del género Candida mediante el proceso de

fermentación de carbohidratos.

II. Materiales:

- Cepa problema

- Carbohidratos: tubos servidos con carbohidratos conteniendo

campanas de Dirham. Deben ser preparados al 10%.

III. Procedimiento:

- Preparación de los carbohidratos:

o Glucosa, lactosa, sacarosa, maltosa.

o Preparados al 10%.

- Tubos con 9 ml de caldo base conteniendo campana de Dirham

invertida.

- A los tubos con caldo base agregar 1 ml del carbohidrato.

- Sembrar la cepa problema.

- Incubar a 37 ºC por 24 horas.

IV. Resultados:

- Presencia de gas (se lee) en las campanas de Durham.

- Se leerá fermentación de los carbohidratos (se evidenciará por el

viraje del medio).

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PRACTICA Nº 11: IDENTIFICACION DE Candida

albicans

I. Introducción:

Esta se lleva a cabo por observación de examen directo de clamidosporas

(otras especies por fermentación)

II. Objetivo:

- Identificación de C. albicans estimulando la producción de clamidosporas

en un medio pobre de carbohidratos.

III. Material:

- Cepa problema

- Agar almidón arroz (servido en placa o lámina portaobjeto).

- Placas de Petri estéril.

- Equipo de microcultivo.

- Asas en anillo y en punta.

- Mechero bunsen.

- Agua destilada estéril.

IV. Procedimiento:

- Siembra en placa

o La placa servida con agar almidón arroz dividirla en

cuadrantes y en cada cuadrante sembrar una muestra y se

practican tres surcos no muy profundos, se cubren con

laminilla y se incuban por 24 horas a temperatura

ambiente.

- Siembra en lámina

o El agar almidón arroz servido 3 ml en tubo diluido, se vierte

sobre la lámina portaobjetos del equipo de microcultivo o

imaginariamente se divide la lámina en dos y en cada

extremo se siembra por estria con asa en punta. La cepa

problema, se cubre con laminilla y se incuba a temperatura

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ambiente por 24 horas (se le agrega agua antes de

incubar).

V. Resultados:

- Directamente se lleva a observar al microscopio con 40x (placa).

- Siembra en lámina: se observa en microscopio a 40x.

- La presencia de células redondas de doble pared y un pseudomicelio

identifican a C. albicans (clamidosporas).

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PRACTICA Nº 12: MICOSIS SUBCUTÁNEAS Y

SISTÉMICAS

I. Introducción:

II. Objetivo:

- Reconocimiento de las características de los hongos causantes de

micosis subcutáneas y sistémicas.

III. Materiales:

- Microcultivos coloreados con azul de lactofenol.

IV. Resultados: