Producción de trucha arcoiris

La Acuacultura está, en Divulgación Divulgación Acuícola .1

Divulgación Acuícola

2. Divulgación Acuícola año 1, No. 20



Resumen: Se hizo un cultivo de larvas de Macrobrachium americanum obtenidas de una hembra de medio silvestre probando nauplios de artemia (art) y el rotífero Brachiuons

plicatilis (art) como dietas vivas y dos condiciones de cultivo, agua clara (AG) y agua verde (AV). Se llevo el cultivo por 21 días hasta llegar al estadio IV. La mayor sobrevivencia se logro utilizando agua clara y nauplios de artemia como alimento vivo Palabras clave: Cultivo, Larvas, Langostino, dietas, crecimiento

Introducción

Los camarones de agua dulce nativos de América fueron reportados por Holthuis (1980), donde se destaca la presencia de 4 especies de importancia comercial M. carcinus y M. acanthurus por el Atlántico y M. tenellum y M. americanum por el

Cultivo larvariode Macrobrachium americanum (Decápoda, palaemonidae) en agua clara, agua verde y dos dietas vivas.

Por: García Concha Omar

[email protected]

Fig. I.-Macrobrachium americanum

Pacífico, además de 22 especies más en México, América Central y Sudamérica, varias especies han sido objeto de estudios taxonómicos, morfológicos, biogeográficos y ecológicos, pero muy pocas han sido consideradas candidatas para operaciones de acuicultura (New Mb 1977, New mb 1980).

El langostino Macrobrachium americanum es una especie común de los ríos del noreste de México, usualmente vive bajo rocas, cavando en el fondo fangoso, o entre las ramas de arboles sumergidos. Es una especie grande (29 cm es lo máximo conocido, rostro-telson) y se reproduce durante los meses cálidos del año. La demanda es marginalmente satisfecha por los pescadores locales. Esta especie se ha tratado de cultivar, pero la información acerca de esta especie no ha sido publicada o no es fácilmente accesible. (Avendaño, 1994)

Avendaño (1944) menciona 3 métodos generales para el cultivo larvario de especies del género Macrobrachium, los cuales se clasifican a continuación:

• Método de agua verde: consiste en la introducción de 30 larvas de langostino por cada litro de agua enriquecida con microalgas .Este método es relativamente fácil de operarlo, pero es poco productivo.

• Método abierto de agua clara: Se maneja densidades mayores, alrededor de 30-50 larvas/litro de agua. Se realizan recambios de agua salobre forzosos y se practica en las zonas aledañas a la costa debido a la fácil disponibilidad de agua salobre. Este método es muy eficiente y recomendable aunque también es delicado. La alimentación se realiza a base de artemia salina.

• Método cerrado de agua clara: Es muy


similar al anterior con la diferencia de que el agua salobre que se utiliza es reciclable previo tratamiento con filtros mecánicos. Este método es recomendable únicamente para los laboratorios situados en zonas interiores, que están lejanos de la costa, debido a la escasa disponibilidad de agua salobre.

Coelho (1981) menciona que el agua a utilizar en la producción de larvas de langostino debe ser de buena calidad y mantener ciertas condiciones físico-químicas las cuales se muestran en la siguiente tabla:

Tabla I.-Condiciones fisicoquímicas del agua, recomendables para la reproducción de langostino.

Parámetro IntervaloTemperatura 26-32ºCSalinidad 13 PpmOxigeno disuelto 6mg/lPH 7.5-8.5Amonio .05 PpmNitritos .01 Ppm

Con respecto a la alimentación de las larvas, uno de los alimentos vivos más ampliamente utilizado son nauplios de artemia, sin embargo el rotífero Brachionus plicatilis también se ha utilizado exitosamente como alimento vivo de mas de 60 especies de peces marinos y 18 de crustáceos, esta especie se ha utilizado con éxito en varios centros de producción de camarones y cangrejos de china.(FAO 1996).

Teniendo en cuenta que los factores más importantes que determinan la calidad de una dieta son el tamaño de partícula, su composición química, nutricional, los tipos y cantidades de cada uno de los componentes o nutrientes no solamente varían entre las diferentes especies, sino también dentro de una misma especie, dependiendo de la edad, función reproductora o condiciones ambientales; resulta de gran importancia conocer los requerimientos nutricionales en las diferentes fases de desarrollo, para poder formular dietas que proporcionen un óptimo crecimiento y mejor eficiencia del alimento (Carlos 2005)

Objetivos

Cultivar larvas de M. americanum bajo condiciones controladas y determinar sus preferencias alimenticias y de cultivo.

Métodos

Se obtuvieron larvas de Macrobrachium americanum de una hembra obtenida en medio silvestre por desove y liberación natural, las larvas obtenidas fueron aclimatadas gradualmente a agua salobre, la cual consistió en incrementar la salinidad de 0 UPS a 17 UPS, en un tiempo de 36 horas. Una vez aclimatadas a medio salobre, las larvas se utilizaron para el experimento. Este se llevo acabo en peceras esféricas de cristal con capacidad de 1.8 litros, mantenidas en el área de bioensayos del Laboratorio de acuicultura del la Universidad del Mar, Campus Puerto Ángel.

Tabla II.-Diseño experimental; tres tratamientos (A, B y C) con dos replicas (1 y 2) .AV (agua verde), Rot (rotíferos), ART (artemia), AC (agua clara).

Se utilizaron 6 peceras sobre una base de tuvo

TratamientosReplicas A (AV+ROT) B(AV+ROT+ART)) C(AC+ART)

A1 B1 C1A2 B2 C2

de PVC de 3” cada una, en donde se colocaron treinta larvas tomadas al azar, el volumen de la pecera utilizado fue de 250 ml. Por lo que la densidad larval fue de 0.12 larvas/ml al inicio del experimento. La densidad de artemia en cada recambio fue de 15±5 nauplios/ml para los tratamientos B y C. y se hizo un inoculo de 20±4 rotíferos/ml para el tratamiento A.



Figura I.- A) Unidades experimentales B) Rotífero Brachiuonus plicatilis utilizado para el experimento c) Medición de temperatura y pH del cultivo.

El agua verde (AV) consistió en la microalga Nannocloropsis oculata cultivada en medio de cultivo Q-Foska Foliar (0.3mL/L) y Bedoyecta® (0.3 mL/L) como fuente de vitaminas. Los tratamientos A y B se mantuvieron con una densidad microalgal entre 5 y 17x106 cel/ml. cada dos días se hizo recambio total de agua y alimento a todas unidades experimentales, así como el conteo de las larvas, medición de pH (pH test 30 Waterproof, Mod. 10900), salinidad (Refractómetro Super scientific, mod. 300011), temperatura (pH test 30 Waterproof, Mod. 10900) y amonio.

Resultados

El experimento tuvo una duración de 22 días en donde fue suspendido. La temperatura del cultivo registro un promedio de 29±2.28 °C y el pH se mantuvo entre 8.2 a 8.6 en todos los tratamientos el pH se mantuvo por debajo del agua salobre de 17 UPS. (Fig. II)

Dia de cultivo

2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22

Temp

eratur

a (°C

)

10

15

20

25

30

35

40

Dia de cultivo

4 6 8 10 12 14 16 18 20 22

pH

7.6

7.8

8.0

8.2

8.4

8.6

8.8

A1 A2 B1 B2 C1 C2 Agua mar

En unidades experimentales A1, A2, B1 y B2 mantenidas con microalgas, se mantuvieron hasta el día 7 con densidades menores a 10x 106 células ml-1, en el día 8 se les adiciono una concentración alta de 15x106 células ml-1, esto causo la muerte de las larvas pues al día 10 no se encontraron larvas vivas en ninguna de esta unidades experimentales.

El amonio (NH3/NH4) se midió solo el día 8 antes del recambio de agua, los valores obtenidos se muestran en la figura III. Para los días 19 y 21 el valor de amonio de las U.E. C1 y C2 fueron de 0 mg/l.

A

B

www.divu lgac ionacu ico la .com.mx


Unidad experimental

A1 A2 B1 B2 C1 C2

NH3/

NH4

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

1.4

1.6

Fig

La salinidad tuvo fluctuaciones importantes debido a la evaporación, en la figura III se muestra la salinidad de cada una de las unidades experimentales antes y después de cada recambio de agua el cual se hizo cada dos días, el agua de recambio tuvo una salinidad de 16 .71 ± 0.48 UPS, aunque durante el cultivo el agua tuvo un promedio de 18.83±2.64 UPS, con un máximo de 25 UPS y un mínimo de 16UPS.

Dia de cultivo

3 4 5 6 7 8 9

Salin

idad (

UPS)

0

5

10

15

20

25

30

salinidad 1 Salinidad 2

Dia de cultivo

3 4 5 6 7 8 9

Salin

idad

0

5

10

15

20

25

30Salinidad 1 Salinidad 2

A1

A2

Dia de cultivo

3 4 5 6 7 8 9

Salin

idad (

UPS)

0

5

10

15

20

25

30Salinidad 1 Salinidad 2

Dia de cultivo

3 4 5 6 7 8 9

Salin

idad

(UPS

)

0

5

10

15

20

25

30Col 4 Col 5

B1

B2

Dia de cultivo

2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22

Salin

idad

(UPS

)

0

5

10

15

20

25 Salinidad 1 Salinidad 2

Dia de cultivo5 10 15 20

Salin

idad

(UPS

)

0

5

10

15

20

25 Col 4 Col 5

C1

C2



Figura III.-Salinidad de cada una de las unidades experimentales, antes (salinidad 1) y después (salinidad 2) de cada recambio de agua.

En la siguiente figura se muestra la supervivencia de las larvas, donde las unidades experimentales (U.E) A1, A2, y B1, B2 muestran un súbito descenso desde el día que se empezó el experimento hasta el día en que se mueren todas las larvas por la sobre adición de microalgas. Las U.E C1 y C2 también muestran un claro descenso desde el inicio del experimento, sin embargo es menos marcado y las dos muestran una estabilidad al final del experimento con una sobrevivencia mayor al mayor al 33.33% en las cuales se alcanzo el estadío VI según Monaco (1975).

Dias de cultivo

0 5 10 15 20 25

Num

ero

de la

rvas

0

5

10

15

20

25

30

35 A1 A2 B1 B2 C1 C2

Figura IV.- Supervivencia de larvas durante los días del experimento en las diferentes unidades experimentales.

Figura VII.-a) Larva de M. americanum en estadio VI obtenida al final de el experimento b) Pleopodos en crecimiento en los segmentos abdominales característicos del estadio VI según Mónaco (1975)

BA

Discusiones La temperatura y el pH se encuentran dentro de los óptimos para el cultivo de langostinos según Coelho (1981), sin embargo la mezcla de agua dulce y agua marina genera agua salobre con un pH de 8.0 a 8.5 el cual según Wheaton (1982) se considera como normal. Pero al existir este valor ligeramente alcalino, existe el riesgo de que se presenten dos problemas, el primero precipitación de los carbonatos al medio, y por lo tanto aumento en la dureza del agua y segundo, la presencia de nitrógeno amoniacal total en forma de amoniaco (la forma de nitrógeno mas letal para las larvas).

Estos organismos son eurihalinos, durante su ciclo de vida, sobre todo en las etapas de desove (hembras) lluvias, en estado larval o cuando son postlarvas y quieren migrar en contra de la corriente de los ríos, se someten a intensos cambios en la salinidad, lo que les exige contar con un eficiente sistema osmorregulador. A pesar de esto incluso en los tratamientos AC+ART que fue donde se obtuvo mejor resultado, hubo una mortalidad de mas del 50% esto puede explicarse a que Karl-Heinz (2010) encontró que la salinidad optima de supervivencia y desarrollo larval de M. americanum se encuentra entre 20 y 30 UPS. En los estadios larvales tempranos y decrece hasta 15 a 20 UPS en los estadios posteriores. Esto puede explicar que al principio del experimento hay una alta mortalidad y al final a partir del día 15 disminuye la mortalidad.

El estadio 6 fue alcanzado a los 21 días del cultivo con una temperatura de 29±2.29 °C estos resultados coinciden con los obtenidos por Mónaco (1975) quien obtuvo el mismo estadio antes del día 23 a temperatura de 29.5±0.5 °C pero a salinidad de 15UPS y usando nauplios de artemia y pescado (“bonito”) cocido tamizado como alimento diario.

En cuanto a los tratamientos alimentados con rotíferos, estos mostraron un rápido descenso, uno de los motivos por lo que se presento alta mortalidad es que, aunque en algunos países el rotífero B. plicatilis se ha utilizado con éxito para el cultivo de camarones peneidos y algunos cangrejos, para M. americanum no es un buen alimento debido al tamaño demasiado pequeño,


pues las larvas de M. americanum tenían 2 mm. al nacer y los rotíferos miden 220 µm de longitud y 150 µm de ancho a diferencia de los nauplios de artemia que miden 700-750 µm

Watanabe et al. (1983) observaron que los rotíferos alimentados con Nannochloropsis contenían en peso seco un 75% de proteínas, 22% de lípidos y 3% de cenizas

Conclusiones

A pesar de que los rotíferos presentan mejor contenido nutricional al presentar valores superiores en proteína y lípidos que la artemia, su tamaño no es adecuado para esta especie. Y al parecer el contenido nutricional de la artemia es suficiente para la supervivencia y el buen desarrollo de esta especie.

Concentraciones altas de microalgas son letales para las larvas de M.americanum, por lo que se recomienda hacer un estudio para comprender mejor este efecto, la salinidad juega un papel importante en la supervivencia de estas larvas especialmente en los primeros estadíos, la cual debe ser monitoreada constantemente y mantenerse entre 20 y 30 ups, se puede alcanzar el estadío 6 en 21 días de cultivo a la temperatura de 29±2.29 °C la cual se considera optima para el desarrollo de esta especie.

En este estudio el mejor método para el cultivo larval de M. americanumes utilizando agua clara con salinidad de 17 ups (aunque se recomienda utilizar el intervalo de 20-30 ups) alimentándolas con nauplios de artemia a una densidad de 10-15 artemias por mililitro en una temperatura de 29±2.29 °C.Referencias bibliográficas

Avendaño Morales Mario Alberto. 1994. Cultivo de langostino; Sepesca;

Carlos Mallo Juan .2005. Ensayo sobre alimentación de postlarvas del langostino argentino (Pleocaticus muelleri, Bate) utilizando alimento vivo y diferentes dietas micro encapsuladas. Revista Aquiatci. Numero 22. Pp: 26-38.

COELHO, P.; et al. 1981. Cultivo de Camarones del Género Macrobrachium Bate (Decápoda, Palaemonidae) de Brasil. Brasil. 66 p.

HOLTHUIS LB. 1980. FAO species catalogue.Shrimps and prawns of the world. FAOFisheries Synopsis.; 1(125):271

Monaco G. 1975. Laboratory rearing of larvae of palaemonid shrimp Macrobrachium americanum (Bate) .Aquaculture, 6:369-375.

NEW MB. 1977. El potencial del cultivo de Macrobrachium en Latinoamérica. Trabajo presentado en I Simposio de la Asociación Latinoamericana de Acuicultura. Maracay,Edo. Aragua, Venezuela.; 8

NEW MB.1980 El potencial del cultivo de Macrobrachium en Latinoamérica. RevistaLatinoamericana de Acuicultura. México, D.F; 6: 1-40

Watanabe, T., C. Kitajima y S. Fujita. 1983. Nutritional values of live organisms used in Japan for the mass propagation of fish: a review. Aquaculture 34:115- 143.

Proteína cruda Lípidos(Extracto etéreo)

Fibra cruda Carbohidratos (Extractos libres de Nitrógeno)

Cenizas

52.2 18.9 14.8 14.8 9.7Tabla I.- Composicion proximal de nauplios de artemia salina (%)

Aminoacido Arginina Cistidina Metionina Treonina Isoleucina Fenilalanin% 7.3 .03 1.3 2.5 3.8 4.7

Aminoacido Leucina Lisina Valina Triptofano Tirosina Histidina% 8.9 8.9 4.7 1.5 5.4 1.9

Tabla II.- Perfil de aminoàcidos esenciales en nauplios de artemia recièn eclosionados.



1er. Simposio de producción acuícolaen Morelia Michoacán

El pasado mes de junio se llevó acabo el primer simposio de producción acuícola, en el cual estuvieron presentes representantes de SAGARPA, Catedráticos, Empresarios, Estudiantes y público en general los cuales presenciaron las siguientes conferencias:

Estado de la acuicultura de especies nativas en Latinoamérica (Dr. Carlos Martìnez Palacios IIAF-UMSNH) Inocuidad y bioseguridad en acuicultura (Dra. Cristina Chávez CIIAD Mazatlán). Software para la implementacion de programas de alimentacion en piscicultura (Ing. Arturo Alcocer). Energías alternas para la acuicultura (Manuel Sarmiento Fradera Rancho Nemi).La acuicultura del bagre (Francisco Arregui).La ruta de la trucha (Citlali Gómez Lepe).Sustainable farming of ulva and native brown shrimp in México (Ing. Armando León Aonori Aquafarms).Cultivo de tilapia a nivel comercial en jaulas flotantes proyecto FORDECYT ( Dr. Antonio Campos Mendoza).

Revista Divulgación Acuícola les presenta imágenes de este gran evento organizado por la Facultad de Medicina Veterinaria de la Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo.

Foto: Vianey E. VegaFoto: Vianey E. Vega

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Introducción.-

Dentro de la producción acuícola en México existen diferentes especies que suelen ser de origen lejano, esto puede ocasionar que algunas especies no se puedan reproducir de

manera natural y por lo tanto no tener progenie, es por ello, importante reconocer los ambientes y el modo de reproducción de la especie a tratar.

Dentro de la siguiente investigación se analizarán los aspectos fundamentales que la carpa víbora necesita para su reproducción, además de los mecanismos que se utilizan para lograr que los organismos se puedan sentir en su habitad natural y así de esta manera obtener su reproducción(Ramos, 2014).

Taxonomía.-Las truchas son peces de la subfamilia Salmoninae,

CarpaReproducción artificial de carpa herbívora en el centro acuícola de Zacapu Michoacán.Por: Audifred Salas Correa1 Macswiney Román Yoshio Ivan2, Martínez Cortes Blanca Aurora3.

1 Estudiante de Lic. FMVZ-UMSNH, 2 Profesor de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la UMSNH, 3 PSP de SEDRU y SAGARPA.

dentro de la familia de los salmónidos; el nombre se usa específicamente para peces de tres géneros de dicha subfamilia: Salmo, que incluye las especies del Atlántico, Oncorhynchus (Cadena, 2006).

Reproducción.-La reproducción de esta especie es muy delicada y requiere de diferentes factores muy específicos, algunos de estos desafortunadamente en México no se pueden encontrar de manera natural como son la velocidad del agua, la temporada de verano. En el ambiente natural esta trucha habita en ríos con una velocidad muy elevada y desafortunadamente en México no existen ríos que nos tengan esta velocidad, la trucha también requiere de la lluvia esto es porque la reproducción de la trucha es de manera cíclica, y como factor importante requiere de lluvia para opositar(Ramos, 2014).



Hormonas de la hipófisis.-Hormona del crecimiento o somatotropina (GH): estimula la síntesis proteica e incita la captación de glucosa por parte del músculo y los adipocitos, además induce la gluconeogénesis por lo que aumenta la glucemia; su efecto más importante es quizás que promueve el crecimiento de todos los tejidos y los huesos en conjunto con las somatomedinas. Por lo que un déficit de esta hormona causa enanismo y un aumento (ocasionado por un tumor acidófilo) ocasiona gigantismo en niños, y acromegalia en adultos, (consecuencia del previo cierre de los discos epifisiarios). Prolactina (PRL) u hormona luteotrópica: estimula el desarrollo de los acinos mamarios e incita la traducción de los genes para las proteínas de la leche (Brandan, 2011).

Las demás hormonas son hormonas tróficas que tienen su efecto en algunas glándulas endocrinas periféricas: Hormona estimulante del tiroides (TSH)

o tirotropina: estimula la producción de hormonas por parte del tiroides. Hormona estimulante de la corteza suprarrenal (ACTH) o corticotropina: estimula la producción de hormonas por parte de las glándulas suprarrenales. Hormona luteinizante (LH): estimulan la producción de hormonas por parte de las gónadas y la ovulación. Hormona estimulante del folículo (FSH): complementa la función estimulante de las gónadas provocada por la (LH) (Brandan, 2011).

Justificación.-En México no se cuentan con ciertos factores requeridos para la reproducción natural de la carpa víbora es por ello que es necesaria la intervención de ciertos instrumentos y métodos que nos garantizan la reproducción.

Hipótesis.-Por medio de factores controlados, la reproducción de la carpa víbora en el centro de producción acuícola de Zacapu será lograda.




Objetivo.-Lograr la reproducción de la carpa víbora en el centro de producción acuícola de Zacapu, mediante la aplicación del extracto pituitario de carpa.

Material y métodos.-Se utilizaron 14 machos, estos se les identifica con un número en la cabeza (56, 52, 53, 54, 44, 45, 47, 43, 48, 55, 51, 46, 50, 49) y 7 hembras para la reproducción identificadas por una letra en la cabeza (Z, A, B, Y, X, C, W), estos organismos fueron previamente sacados de los estanques en donde se encontraban juntos (machos y hembras).

Un día después se aplicó una hormona a cada organismo de manera inyectada (figura 1); esta hormona es la hipofisaria, que previamente fue disuelta en solución salina (2.5 ml/dosis). La dosis de la hormona utilizada fue en hembras 1.5mg/kg. Pv. Mientras que en los machos se aplicó una dosis de 1 mg/kg. Pv.

Posteriormente se dejó hacer efecto la hormona durante aproximadamente 12 horas después de la aplicación, para nuevamente repetir las dosis en cada uno de los organismos, después de este procedimiento se recolectaron machos y hembras juntos en un estanque (figura 2), el cual cuenta con un sistema de rotación para simular la corriente en ambiente natural.

Nuevamente se dejaron pasar otras 12 horas para que comiencen a ovopositor y queden fertilizados los huevecillos, el estanque donde se encontraban contaba con un orificio por donde se recolectarían los huevecillos de manera automática y se trasladan a la incubadora (figura 3) donde nacen los organismos, aquí se encontraran hasta 4 días después de nacimiento para que el alevín madure,

Hembras Peso kgW 4.9X 3.2Y 5.5Z 3.1A 3.8B 5.6C 5.4

Macho Peso kg43 3.544 3.545 2.146 3.147 2.948 3.849 3.750 351 3.952 5.553 3.854 3.255 3.556 4.4Tabla 1.- Identificacion y peso (kg) de los reproductores

en esta etapa no se administra ningún tipo de alimentación, los organismos serán nutridos por el saco vitelino, para ser llevados a los estanques.

Resultados.-Las ovoposición fue efectuada alrededor de las 15 horas después de la última aplicación de la hormona hipofisaria, posteriormente se observó como de manera automática se fueron recolectando los huevecillos a la incubadora.

Conclusión.-Aun en ambientes adversos teniendo las bases tanto prácticas como literarias de la carpa víbora se puede acondicionar el ambiente y de esta manera lograr su reproducción en este país.

Bibliografía

Brandan, N. (11 de ABRIL de 2011). HORMONAS HIPOTALÁMICAS E HIPOFISIARIAS. Recupera-do el 02 de julio de 2014, de http://med.unne.edu.ar/catedras/bioquimica/pdf/hhh.pdfCadena, M. (27 de agosto de 2006). taxonomia de la carpa . Recuperado el 02 de julio de 2014, de http://contenidos.educarex.es/mci/2006/12/html/pdf/carpin.pdfRamos, A. H. (03 de julio de 2014). reproduccion de carpa vibora .


Figura 2.-Estanque de reproducción

Figura 3.- Incubadora de alevines

Figura 4.-Iidentificación y hormogenización de los organismos.

Carpa víbora


Foto: Audifred SalasFoto: Audifred Salas

Foto: Audifred Salas



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1.- Ciclo de Vida de los Salmonónidos:En estado silvestre, los salmones tienen características únicas, regresan del mar al lugar donde nacen, en agua dulce; allí se reproducen y algunas especies mueren a los pocos días. La etapa de agua dulce va desde que los huevos se fecundan hasta el tamaño de alevín; luego bajan por los ríos y entran al mar, donde permanecen dos, tres o más años dependiendo de la especie (1).

El salmón del Pacífico llega sólo una vez, el Salmón Atlántico puede volver hasta tres veces y algunas truchas hasta 9 veces. Los mecanismos por las cuales los adultos retornantes encuentran sus ríos maternos, aún no son comprendidos; sin embargo, se sabe que un proceso denominado “imprinting”, en el cual el juvenil capta ciertas condiciones ambientales de su lugar de origen, tiene una gran importancia (4).

Cultivo de trucha en EcuadorPor: Jaime Coronado Seguel, Biólogo marino / Magister(c) en acuicultura Universidad de Chile. Gerente General Ecuatrout, Quito, Ecuador. contacto: [email protected].

Mylko Alegria Saavedra, Bio- informático. Gerente Administración y Logistica Ecuatrout, Quito, Ecuador. contacto: [email protected].

Cuando llega a la desembocadura del río materno comienzan a “escalar” en grupos, si las aguas no son muy turbulentas. En el caso de un río muy caudaloso, algunas especies lo hacen en filas (2).

2.- Cultivo de la trucha:El cultivo de la trucha reproduce las etapas naturales del pez en confinamiento en la fase de agua dulce. En la piscicultura se fecundan las ovas, extraídas de ejemplares hembras. En salas de incubación se desarrollan hasta que eclosionan y se transforman en alevines, que crecen en agua dulce hasta la cosecha.

3.- Calidad de Agua:Los principales parámetros en calidad del agua para el cultivo de la trucha son: temperatura entre 2 – 25°C, oxígeno disuelto en un promedio de 7 ppm, concentraciones de nitritos menores a 10 ppm, un pH entre 6.5-9.0, una turbidez cercana a 50 cm, una alcalinidad de 40 ppm y la concentraciones de amonio inferiores a 1 ppm.

Foto: Jaime Coronado


4.- Cultivo en Agua Dulce:

4.1.- Selección de los Reproductores:Para la selección de los reproductores de trucha, se utilizan en la actualidad dos métodos de selección en la cosecha y en planteles de reproducción.

4.1.2.- Selección en la Cosecha:Una vez que los salmónidos alcanzan el tamaño cosecha sobre los 250 gramos en estanques de crecimiento y previo a la cosecha, son separados como reproductores aquellos ejemplares que reúnen características como un buen crecimiento, baja mortalidad como grupo, aspecto saludable, bajo porcentaje de madurez, entre otros.

4.1.3.- Selección en Planteles de Reproducción:En el mundo existen pisciculturas especializadas en la producción de ovas y alevines, en ellas los reproductores son manejados con selección de familias, mantenidos en temperaturas adecuadas, se les entrega alimento especial, entre otros.Cuando las truchas comienzan a madurar es posible diferenciar las hembras de los machos, los cuales son separados por sexo y chequeados periódicamente, con el objeto de conocer el momento preciso de la ovulación o desove.

4.1.4.- Selección de Ovas:La selección de ovas y alevines, abarca principalmente el análisis de parámetros de calidad, tales como:

4.1.4.a) Genética: Se busca trabajar con ovas y alevines de razas que genéticamente han demostrado productivamente ser muy buenas para la producción de truchas tamaño ración o pan size, ya que permiten obtener peces en un menor tiempo y con una mejor calidad.

4.1.4.b) Estado Sanitario:Comprende la adquisición de un stock de peces con una buena condición de salud, es decir peces que no manifiesten síntomas patológicos, la importancia de adquirir peces sanos radica también, en evitar que el lugar de cultivo se infecte y afecte el manejo productivo posterior de los peces.

Fotografías 1 – 4: Selección de reproductores de distintos grupos o cepas de cultivo y sistemas de marcaje individual y toma de muestras de aletas o extracción de ADN.






5.- Desove:Los reproductores maduros son desovados artificialmente, mediante masajes abdominales (striping) o mediante la inyección de aire en su abdomen, técnica cada vez más usada, puesto que evita eventuales daños a las hembras, hemorragias en la paredes abdominales, disminución del estrés, mayor rapidez en la manipulación, operaciones más profilácticas, etc., a fin de obtener los productos sexuales (huevos y espermios).

Fotografías 5 y 6: Mantención y limpieza de huevos incubados.

6.- Fecundación:Se colocan las ovas en un recipiente, depositado sobre ellas el semen de uno o más machos (pool). Se deben mezclar las ovas y semen en proporción tal que se asegure la fecundidad de todos los huevos.

7.- Lavado e Hidratación:Posterior a la fecundación de las ovas, éstas son lavadas a fin de eliminar cualquier resto de semen y otros desechos, luego se mantienen en las incubadoras de forma definitiva hasta la eclosión.

Fotografías 7 y 8: Extracción de huevos u ovas verdes en las hembras y semen en machos.

Foto: Jaime CoronadoFoto: Jaime Coronado

Foto: Jaime CoronadoFoto: Jaime Coronado


8.- Incubación:Este proceso consiste en mantener en incubadores las ovas fecundadas hasta que se produzca la eclosión de ellos, para lo cual se utilizan incubadoras horizontales o verticales, mientras se realiza un screening patológico a cada reproductor para detectar eventuales enfermedades de transmisión vertical, en el caso que los exámenes sean positivos se eliminan todas las ovas y los reproductores, en caso contrario las ovas son trasvasijadas a incubadores que pueden contener ovas de distintas hembras.

Fotografías 9-12: Fecundación (mezcla de huevos y semen) y posterior lavado y limpieza de huevos.

8.1.- Incubación de Ovas verdes:Etapa que comienza con el huevo recién fecundado e hidratado y que finaliza cuando el huevo alcanza un estado conocido como ova con ojos. El proceso de incubación de ovas verdes hasta el estado de ova con ojo dura entre 17 a 90 días, según la temperatura de agua.

Con el objeto de ampliar los periodos para la disponibilidad de ovas de alevines, en la actualidad se utilizan dos métodos, uno de ellos consiste en incubar ovas de bajas temperaturas de 2 a 7 °C y/o realizar el alevinaje a dichas temperaturas, el otro método consiste en seleccionar razas de maduración tardía o temprana, y genéticamente ir seleccionando reproductores que año a año adelanten o retrasen la época de madurez.

La operación de incubación de ovas verdes, normalmente se subdivide en tres sub-operaciones menores el schoking, la incubación de ovas con ojos y la eclosión.

9.- Schoking:Cuando las ovas alcanzan el estado de ojos, se les somete a un traspaso desde las incubadoras, a un recipiente por medio de un sifón, con el objeto de producir la ruptura de la membrana perivitelina, con ello se produce una mejor selección de los alevines.





10.- Incubación de ovas con ojos:Una alternativa común en el cultivo de salmónidos es la compra para incubar ovas con ojo, ello evita mantener stock de reproductores; esta es la forma en que se exportan las ovas también. Durante esta etapa las ovas con ojos son mantenidas en las incubadoras hasta que se produzca la eclosión (3).

11.- Eclosión:Al término de la incubación se produce la eclosión o rompimiento natural de la membrana del huevo producidas por los movimientos del alevín.

Fotografías 13-15: Fase de incubación y conteo de huevos.

12.- Alevinaje:Consiste en mantener a los alevines recién eclosionados en piletas o bateas por un periodo de entre 10 a 20 días. Se alimentan con la materia nutritiva del saco vitelino hasta su completa absorción e inicio de la alimentación exógena.

En este periodo los alevines comienzan a alimentarse artificialmente. La frecuencia de la alimentación en la primera etapa debe ser alrededor de 7 a 10 veces al día, consumiendo entre un 3 al 6% de su peso corporal, con el objeto de disminuir la dispersión de tallas; la frecuencia de alimentación paulatinamente va bajando a medida que los peces crecen. El tamaño del calibre del alimento estará en relación con el estado de desarrollo de los peces.

13.- Fase 1ra Alimentación:La fase de primera alimentación, consiste en enseñarle a los peces a comer alimentos inertes; esta fase para cuando ya han absorbido o están por absorber completamente el saco vitelino.

La estrategia de manejo consiste en dar una alimentación a saciedad o con un alto número de frecuencias, la que puede ser proporcionada en forma manual o mediante alimentadores automáticas.

Foto: Jaime Coronado Foto: Jaime Coronado



Fotografías 16-18: Fase de eclosión y absorción de saco vitelino.


Foto: Jaime Coronado Foto: Jaime Coronado



14.- Fase Producción de Alevines:Durante esta etapa se recomienda alimentar con un alto número de frecuencias, con el objeto de disminuir las dispersiones; la alimentación puede realizarse en forma manual o automática.

15.- Alimentación de los peces:La alimentación de los peces es el factor más importante a considerar, ya que en él están integrados los mayores costos de producción, es por eso que para calcular la cantidad de alimento a suministrar se elabora una programación, lo cual está estructurada basándose en la respuesta alimenticia de los peces en cada ambiente. Durante el primer periodo de producción la alimentación debe ser a saciedad controlada,

Fotografias19-22: Fecundación (mezcla de huevos y semen) y posterior lavado y limpieza de huevos.

para luego obtener la información necesaria para el cálculo específico para cada piscicultura.

El tipo de alimento a suministrar es extruido o pellet comercial, el que es elaborado sobre la base de los requerimientos nutricionales de los peces y entrega niveles de proteína, hidratos de carbono, lípidos, minerales y fibra. Todos ellos necesarios para un crecimiento rápido y la obtención de un producto de buena calidad.

16.- Manejo o Administración del Cultivo:Cada 20 a 30 días se deben realizar muestreos del peso y la longitud de los peces, para evaluar su crecimiento. La evaluación del peso de los peces permitirá regular las densidades y actualizar


la cantidad de alimento a suministrar durante el nuevo periodo y así sucesivamente hasta el tiempo de cosecha.

En el caso de la producción de alevines cuando sea alcanzada una densidad de 20 a 25 kilos/m3, se debe desdoblar la biomasa en cultivo a otro estanque.

Se deben realizar chequeos sanitarios mensuales, para detectar la presencia de enfermedades. Como medida preventiva se recomienda dar baños de salmuera de sal marina al 2% en forma mensual.

Un aspecto que puede ocasionar altas pérdidas son los depredadores (aves, roedores, etc.), para ello es fundamental colocar por ejemplo mallas que eviten el ingreso de aves y además evitan que el sol afecte la piel de los peces.

Cuando se utilizan estanques de tierra, debe realizar el control de las malezas, puesto que compiten con el oxígeno y disminuyen el volumen de los estanques.

17.- Cosecha:Cuando los peces alcanzan un peso promedio entre 250 y 300 gramos en las truchas pan-size, se podrá comenzar a cosechar. Si una piscicultura se dedica a la producción y venta de alevines, al alcanzar el peso convenido son trasladados vivos a nuevos centros de engorda.

En el caso de la trucha pan – size, las técnicas de cosecha apuntan principalmente a la obtención de un producto de primera calidad, la cual está determinada por sus características organolépticas (color, sabor, textura, etc.), por lo tanto, se procederá a seguir los siguientes pasos para sacrificar la biomasa a cosechar: narcosis (optativo), asfixia de los peces, desangrado, acopio en frío y traslado a plantas de proceso.

18.- Procesamiento:La responsabilidad en la mantención o pérdida de las condiciones de calidad del producto final recae casi exclusivamente en la etapa de procesamiento, la cual comienza en la cosecha, considerando a los peces como materia prima y culmina con la obtención de un producto determinado.

Es muy importante también incorporar los estándares de calidad y sistemas de inspección y certificación, impuestos por los mercados internacionales que serán los futuros compradores de los productos.

La existencia de Plantas de Procesos en proyectos de Cultivo de Truchas se justifica por:

1. Agregar valor a la producción de las pisciculturas.

2. Constituye un poder comprador en la zona o localidad de cultivo.

3. Disminuir los costos de administración y venta para los asociados.

4. Consolidar oferta y precios en los mercados.

5. Incorporar ingresos por concepto servicios a terceros, y

6. Otorgar mayor competitividad a los cultivadores.

La instalación de una Planta de Proceso tiene por objetivo procesar la trucha a fin de ofrecer una variada gama de productos, que permitan al consumidor elegir aquellos que se adapten mejor a sus hábitos de consumo, entre los cuales podemos señalar:

• Trucha eviscerada (fresca y congelada)

• Filete de trucha sin espinas (fresca y congelada)

• Trucha entera sin espinas (fresca y congelada)

• Trucha grande (filete medallón o filete mariposa)

• Caviar de truchas

• Paté de trucha

• Trucha ahumada entera sin espina (en frío y en caliente)

• Filete ahumado de truchas sin espina (en frío y en caliente)

Todos estos productos ofrecen un alto grado de calidad, teniendo además importantes ventajas frente a la comercialización tradicional, a saber:



• Reducción de la oferta de trucha fresca entera en los mercados, como consecuencia del espinado, fileteado y ahumado.

• Incremento del tiempo de conservación, producto del manejo de líneas de frío, procesos de preservación como el ahumado y envasado de tecnología al vacío.

• Facilitar la preparación por parte del consumidor final, por la ausencia de espinas (filete de trucha).

• Reducción del tiempo dedcado a la comercialización de la trucha.

Bibliografía1.-Crossman, E.J., and W.B. Scott. 1973. Freshwater Fishes of Canada. Fisheries Research Board of Canada, Ottawa.

2.-Hart, J.L. 1973. Pacific Fishes of Canada.Fisheries Research Board of Canada, Ottawa. Bulletin 180

3.- Mardones, A & G. Contreras. 2002. Significancia de las ovas nacionales e importadas en la industria Salmonicultora Chilena. X Congreso Latinoamericano de Acuicultura. A. Silva (Ed). Universidad Católica del Norte – Asociación Latinoamericana de Acuicultura. Pgs. 19

4.-U.S. Fish and Wildlife Service. Life Histories and Environmental Requirements of Coastal Fishes and Invertebrates, Species Profiles, 1983 – 1989. U.S. Fish and Wildlife Service Biol.Rep. (11). U.S. Army Corps of Engineers, TR EL-82-4, Washington, D.C.


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Acompañado por el encargado de despacho de la Secretaría de la Función Pública (SFP), Julián Alonso Olivas Ugalde, el titular de la SAGARPA aseguró que se continuará el trabajo con estricto apego a las normas, transparencia, honestidad y eficacia en la administración pública.

Fuente: CONAPESCA

http://www.conapesca.gob.mx/wb/cona/junio_14

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