Protocolo de Baciloscopias

PROTOCOLO PARA BACILOSCOPIACódigo: FA-P-06

Versión: 00

Fecha: 12/08/2012

1. OBJETIVO.Realizar la prueba de baciloscopia.

2. ALCANCE.Este procedimiento aplica para todas los exámenes de baciloscopia

3. CONDICIONES GENERALES.

TOMA DE MUESTRA: Primer esputo de la mañana se deben tomar tres muestras seriadas

(durante tres días consecutivos), esto aplica si el paciente vive en el casco urbano, donde este ubicado el centro de salud.

En el caso de que el paciente viva lejos del centro de salud, se pueden recibir en el siguiente orden:

Primera muestra al momento de la consulta. Segunda muestra a los 20 minutos de entregada la primera. Tercera muestra 20 minutos después de la segunda muestra.

Aunque no es la muestra ideal, las muestras de saliva se procesan.

4. INSUMOS Laminas nuevas pasadas por alcohol Lápiz punta de diamante. Mechero Gradilla de coloración Palillo de madera astillado Papel de empaque Colorantes de Ziehl neelsen previamente filtrados Mesa de procedimiento Microscopio Aceite de inmersión

5. CONTENIDO

METODOS DE RECOLECCION DE LA MUESTRA

Se deben advertir al paciente que es importante una buena calidad de muestra, y que para esto debe seguir las siguientes instrucciones:

En lo posible que sea la primera de la mañana. Preferiblemente ayuno para no contaminar la muestra con restos de comida.

Elaborado por: Bacteriólogo Revisado por: Coordinador Medico Aprobado por: Gerente

Firma: Firma: Firma:


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Fecha: 12/08/2012

Marcar el frasco con nombre completo. El paciente debe hacer previo enjuague de la boca con agua e inspirar

profundamente. Retener el aire por un momento y lanzar fuertemente dentro del tarrito,

(advertir que solo es un esputo), por un esfuerzo de tos y tapar. Lavarse las manos y envolver el frasco en un papel y llevar al laboratorio.

En el caso de que el paciente no pueda expectorar, se debe ayudar con ejercicios respiratorios.

Darle al paciente entre 5 y 6 vasos de agua. Recostarlo en una macilla, ubicado una almohada en el pecho, bocas abajo y

con la cabeza fuera de la camilla. ver figura No. 1. Propinarle suaves golpes en la espalda. Tener listo el frasco para la toma de muestra, esta significativa así solo se

obtengan partículas de esputo.

En el caso de un bebe, y no se logre expectoración, se debe hospitalizar al paciente, ubicar sonda naso gástrica, y marca en que punto esta, sugerir que el bebe debe dormir (para disminuir el peristaltismo), y realizar el aspirado en un volumen aproximado a 10ml, a la 5 o 6 de la mañana, sin que el niño se despierte “esto es muy importante” y mezclar con 2 ml de fosfato triso dicó. Este procedimiento es llevado a cabo por parte de la enfermera y/o el medico de turno.

En el momento de recibir en el laboratorio las muestras se deben verificar la cantidad y calidad de la muestra y cerciorarse que la muestra marcada si pertenece al paciente y anotar en el registro de bacilos copias de cada laboratorio.

PRINCIPIO DEL METODO

La identificación de bacilos existentes en el esputo, se realiza con la aplicación de una coloración llamada Ziehl neelsen, la cual tiñe de rojo los bacilos, con la ayuda del calor proporcionado por el mechero, y que sean resientes a la decoloración brindada por el alcohol acido, color que contrasta con el fondo de color azul, generada por la aplicación de azul de metileno.

PROCEDIMIENTO

1. Se procede a la coloración.


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No. ACTIVIDAD RESPONSABLE REGISTRO1 Usar todos los materiales de

bioseguridad, gafas, tapabocas (uno por procedimiento) y guantes.

Bacteriólogo o auxiliar Na

2 Cubrir el área con papel de empaque, ubicar el mechero entre las muestras, las laminas, los palillos y la persona que va realizar el proceso de extendido.


3 Con el lápiz punta diamante trazar una línea dividiendo el primer tercio de la lámina, y marcar con el código del paciente asignado por el consecutivo de cada laboratorio. “ siempre se debe verificar que el código si pertenezca a la muestra traída por el paciente”


4 Prender el mechero y colocar el envase con la muestra, destapar e identificar la partícula útil del esputo, es decir la mas mucopurulenta.


5 Astillar el palillo de madera de tal forma que facilite la realización del extendido, impregnar el palillo con la muestra y realizar el extendido sobre la lamina ya marcada a partir de la línea que divide el primer tercio, este debe ser de un

Bacteriólogo o auxiliar na


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grosor adecuado no tan grueso ni tan delgado que no quede muestra.

6 Colocar el palillo con la muestra restante, en un recipiente con agua oxigenada (50%), a un porcentaje del 20%, durante 30 minutos. Y descartar en bolsa roja.


8 Dejar secar la muestra a temperatura ambiente, esto es importante porque si no se deja secar bien, el extendido se puede desprender.

Bacteriólogo o auxiliar na

9 Una vez seco el extendido, fijar la muestra extendida en la lámina, pasando sobre el mechero tres veces con el extendido hacia arriba, o sea que la llama no toque directamente la muestra.

2.Nota: los extendidos, que no sean coloreados inmediatamente, se pueden guardar en papel no absorbente y protegidos de la luz durante una semana.


COLORACION DE ZIEHL NEELSEN

La cual tiene tres etapas, coloración, decoloración y coloración de fondo.

Coloración:


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No. ACTIVIDAD RESPONSABLE REGISTRO1 Ubicar las láminas ya

fijadas sobre la gradilla de coloración con el extendido hacia arriba.

3.

Bacteriólogo o auxiliar

2 Cubrir la totalidad del extendido con el primer colorante previamente filtrado, que en este caso es fucsina de Ziehl neelsen o fucsina fenicada.

4.


3 Pasar el mechero por debajo de las laminas, hasta que se observe emisión de vapores, sin permitir que el colorante ebulla, aproximadamente entre 8-10 veces.


4 Una vez halla emisión de vapores, se retira el mechero, y una vez desaparezcan se vuelve a pasar el mechero por debajo de la lamina, repetir este procedimiento durante 10 minutos ( si ocurre evaporación del colorante agregar nuevamente)

5.


5 Dejar enfriar y lavar con agua de chorro, con ayuda de un vaso.


Decoloración:


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No. ACTIVIDAD RESPONSABLE REGISTRO1 Cubrir el extendido teñido,

con alcohol-acido al 3% durante un minuto y lavar suavemente con agua de chorro, ayudado con un vaso (si el extendido conserva el color rojo rosado volver a decolorar y lavar, máximo dos veces).


Coloración de fondo:

No. ACTIVIDAD RESPONSABLE REGISTRO1 Cubrir el extendido

decolorado con azul de metileno durante 2 minutos.


2 Lavar con agua Bacteriólogo o auxiliar

3 Limpiar la parte posterior de la lámina y dejar secar a temperatura ambiente en posición vertical. En este paso se debe tener cuidado de no borrar el numero ubicado en la parte posterior de la lamina.


CULTIVO EN OGAWA KUDOH (OK)

Este procedimiento se lleva cuando, las tres baciloscopias son negativas y los síntomas de la paciente continua siendo de un sintomático respiratorio, también aplican cuando el paciente es VIH positivo. Por consiguiente por la baja sensibilidad de la baciloscopia no es suficiente, cuando el diagnostico se realizo por cultivo, los controles también deben ser por cultivo. Estos medios de cultivo deben mantenerse entre 2-8 grados, teniendo estabilidad de 6 meses.


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PROCEDIMIENTO

No. ACTIVIDAD RESPONSABLE REGISTRO1 Recibir la muestra,

identificarla y procesarla antes de dos horas, a partir del a toma de muestra


2 Seguir las mismas instrucciones que para realizar bacilos copia, de los numerales 1 y 2.Marcar dos tubos de medio de cultivo, por la parte posterior con el número consecutivos de laboratorio, nombres completos del paciente, fecha de siembra, y tipo de muestras sembrada.

Bacteriólogo

3 Colocar el frasco con la muestra, y tomar la parte más purulenta, con un escobillón estéril.

Bacteriólogo

4 Con el escobillón impregnado de muestra, introducir en un tubo que contenga 3 ml de NaOH al 4% o (soda), y dejar en reposo durante dos minutos exactamente, este proceso se realiza para descontaminar la muestra, de bacterias presentes en cavidad bucal.

Bacteriólogo

5 Sacar, escurrir el Bacteriólogo


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escobillón y sembrar sobre toda la superficie “pico de flauta con movimientos de rotación y presión, usar un escobillón para cada tubo de medio de cultivo, con la suficiente para evitar daña el medio de cultivo.

6 Una vez hecha la siembra, tapar y enviar a laboratorio de salud pública, lo mas rápido posible, si esto no posible se debe almacenar en un sitio protegido de la luz y polvo, el medio debe estar bien tapado, máximo dos semanas.


7 El resultado se obtendrá entra 6-8 semanas después.


MODO Y ORDEN DE LECTURA

1. Ubicar la lámina en la platina del microscopio, y enfocar con aumento de 100x, una vez hecho esto, dejar caer una gota de aceite de inmersión sin permitir que el gotero toque la lamina, y enfocar en 100x.

2. Ubicarse en el extremo superior izquierdo de la lámina, y enfocar un campo dividiendo a este mentalmente en cuatro cuadrantes y observar siguiendo el orden de las manecillas del reloj.

3. Seguir recorriendo la lamina de izquierda a derecha, bajar e ir de derecha a izquierda continuado este recorrido hasta legar al extremo inferior derecho o izquierdo. En cada campo se de efectuar movimientos del micrométrico para ver la lamina en superficie y profundidad.

4. Por cada campo observado se debe registrar el número de bacilos identificados y sacar un promedio dependiendo del reporte expuesto a continuación.


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REPORTE

Este se realiza de acuerdo al numero de bacilos vistos por cada y a la cantidad de campos observados. Debido al número de campos (62500) que se observan en una lamina, solo se puede decir que una bacilos copias es positiva si veo mas de 5 bacilos en todo el extendido.

Aplicando la siguiente formula:

Informe de resultados por escala semicuantitativa.

(-) N No se encuentran BAAR en 100 campos observados microscópicos o en diez minutos D de observación.

(+) Menos de un BAAR por campo, en 100 campos microscópicos observados

(++) Uno a diez BAAR por campo, en 50 campos microscópicos observados

(+++)

Se observan mas de 10 BAAR por campo, microscópicos observados

BAAR: BACILOS ACIDO ALCOHOL RESISTENTES.

CONTROL DE CALIDAD:Se debe realizar control de calidad, usando vacuna de BCG, como control positivo, este control se debe realizar, cada vez que se colorea, semanal, quincenal o mensualmente, de acuerdo al criterio o estandarización del procedimiento realizado. (esto debe quedar registrado)

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