Síntesis y evaluación de la actividad anticonvulsionante de las fenil alcohol amidas · 2019. 10....
Transcript of Síntesis y evaluación de la actividad anticonvulsionante de las fenil alcohol amidas · 2019. 10....
INSTITUTO POLITECNICO NACIONAL
ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLOGICAS
MÉXICO, D.F. ENERO 2011
“Síntesis y evaluación de la actividad
anticonvulsionante de las
fenil alcohol amidas”
T E S I S
QUE PARA OBTENER EL GRADO DE
MAESTRO EN
CIENCIAS QUIMICOBIOLÓGICAS
P R E S E N T A
QFB. HILDA BEATRIZ POLANCO MINAYA
INSTITUTO POLITECNICO NACIONALSECRETARIA DE INVESTIGACION Y POSGRADO
En la Ciudad de Mexico D. F., siendo las 10:00 horas del d.fa 17 del mes de
diciembre del 2010 se reunieron los miembros de la Comisi6n Revisora de Tesis designadapar el Colegio de Profesores de Estudios de Posgrado e Investigaci6n de la Escuela Nacional
de Ciencias Biol68icas para examinar la tesis titulada:
Presentada par el alumna:Polanco
Apellido paternoMinaya
Apellido materno
Con registro:
Maestrfa en Ciencias Quimicobiol6gicasDespues de intercambiar opiniones, los miembros de la Comisi6n manifestaron APROBAR LAOEFENSA DE LA TES/S, en virtud de que satisface los requisitos senalados par lasdisposiciones reglamentarias vigentes.
iF:?:Dr. Sergio Enrique Meza Toledo
J_rJ\Dra.~alero
/NST/TUTO POL/TECN/CO NAC/ONALSECRETARiA DE INVESTIGACION Y POSGRADO
En la Ciudad de _Mexico, D.F., el dia _05_ del mes enero del ano _2011, el (la) que suscribe
QFB. Hilda Beatriz Polanco Minaya alumno (a) del Programa de Maestrfa en Ciencias
Quimicobiol6gicas con numero de registro B081639, adscrito a la Escuela Nacional de
Ciencias Biol6gicas, manifiesta que es autor (a) intelectual del presente trabajo de Tesis bajo
la direcci6n del Dr. German Alberto Chamorro Cevallos y del Dr. Sergio Emique Meza
Toledo y ceden los derechos del trabajo intitulado "Sintesis y evaluaci6n de la actividad
anticonvulsionante de las fenil alcohol amidas", al Instituto Politecnico Nacional para su
difusi6n, con fines academicos y de investigaci6n.
Los usuarios de la infonnaci6n no deben reproducir el contenido textual, graficas 0 datos del
trabajo sin el pemliso expreso del autor y/o director del trabajo. Este puede ser obtenido
escribiendo a la siguiente direcci6n [email protected] . Si el permiso se otorga, el
usuario debera dar el agradecimiento correspondiente y citar la fuente del mismo.
/erman Alberto Chamorro Cevallos
Este trabajo fue realizado en el Laboratorio de Quimioterapia Experimental
del Departamento de Bioquímica y en el Laboratorio de Toxicología
Preclínica del Departamento de Farmacia de la Escuela Nacional De Ciencias
Biológicas del Instituto Politécnico Nacional bajo la dirección de los
Doctores Germán Alberto Chamorro Cevallos y Sergio Enrique Meza Toledo
con el apoyo de la Secretaría de Investigación y Posgrado del IPN. Proyecto
SIP20100520.
Dedicatoria
A mis padres
A quienes agradezco su apoyo incondicional durante mi preparación
académica, por su preocupación durante mis desvelos y por la confianza que
depositan en mí todos los días. Para ustedes con cariño.
Agradecimientos
Al Dr. Sergio Enrique Meza Toledo
Por el tiempo y asesoría que me brindó durante el desarrollo de este trabajo
Al Dr. Germán A. Chamorro Cevallos
Por su apoyo y dedicación en la dirección de este trabajo
A los profesores:
Dra. Norma Paniagua Castro
Dra. Elizdath Martínez Galero
Dr. Javier Peralta Cruz
Dr. Jorge Pacheco Rosado
Dr. Javier Peralta Cruz
Por sus valiosos consejos en la revisión de este trabajo
A Dra. Norma Paniagua Castro
Por su apoyo técnico en la realización del ensayo de electrochoque
A M. en C. María Angélica Mojica Villegas
Por su valiosa colaboración en la realización del ensayo de electrochoque
A mis compañeros del laboratorio de quimioterapia experimental
Gabriel, Claudia, Amelia, Miguel Angel y Guillermo por su apoyo incondicional
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT)
Por la beca con registro 210208 que me fue otorgada para realizar mis estudios
de posgrado
Al Instituto Politécnico Nacional
Por la beca institucional que me fue otorgada para la realización de la tesis
Indice general
Páginas
Resumen I
1. Introducción 1
1.1. Epilepsia 1
1.2. Clasificación de las epilepsias 1
1.2.1. Crisis parciales 2
1.2.2. Crisis generalizadas 3
1.3. Neuroanatomía 4
1.4. Bases neuroquímicas de la epilepsia 6
1.4.1. Neurotransmisores 6
1.4.2. Sistema inhibidor GABAérgico 7
1.4.3. Sistema excitador Glutamatérgico 9
1.5. Modelos experimentales de epilepsia en ratón 10
1.5.1. Electrochoque 10
1.6. Tratamiento de las epilepsias 11
1.6.1. Mecanismos de acción de los fármacos antiepilépticos 11
1.7. Hexanamidas: nuevos anticonvulsionantes desarrollados en México 13
2. Justificación 18
3. Hipótesis 19
4. Objetivos 20
4.1. Objetivo general 20
4.2. Objetivos específicos 20
5. Estrategia experimental 21
5.1. Síntesis de la 3’-trifluorometil-propiofenona 21
5.1.1. Obtención de la propionaldoxima (paso 1) 21
5.1.2. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona
(paso 2) 21
5.1.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-propiofenona (paso 3) 22
5.2. Síntesis de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona 23
5.2.1. Obtención de la 3’-trifluorometil-acetanilida (paso 2A) 23
5.2.2. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida (paso 2B) 24
5.2.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina (paso 2C) 24
5.2.4. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona
(paso 3) 25
5.2.5. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona (paso 4) 25
5.3. Síntesis de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP) 26
5.3.1. Activación del zinc 26
5.3.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo 26
5.3.3. Formación del dimetil-amino-aluminio 27
5.3.4. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP) 27
5.4. Síntesis de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida
(DL-3’-CF3-HEPP) 28
5.4.1. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato
de etilo 28
5.4.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propiona-
mida (DL-3’-CF3-HEPP) 29
5.5. Caracterización de los compuestos obtenidos 29
5.6. Evaluación de la actividad anticonvulsionante 30
5.6.1. Animales de experimentación 30
5.6.2. Electrochoque 30
6. Resultados 32
6.1. Caracterización de los compuestos sintetizados 32
6.1.1. Síntesis de la 3’-trifluorometil-propiofenona 32
6.1.1.1. Obtención de la propionaldoxima 32
6.1.1.2. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona 33
6.1.1.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-propiofenona 34
6.1.2. Síntesis de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona 35
6.1.2.1. Obtención de la 3’-trifluorometil-acetanilida 35
6.1.2.2. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida 38
6.1.2.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 41
6.1.2.4. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofe-
nona 44
6.1.2.5. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona 45
6.2. Síntesis de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP) 46
6.2.1. Obtención del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo 46
6.2.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP) 49
6.3. Síntesis de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida
(DL-3’-CF3-HEPP) 52
6.3.1. Obtención del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propio-
nato de etilo 52
6.3.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propio-
namida (DL-3’-CF3-HEPP) 55
6.4. Evaluación de la actividad anticonvulsionante 58
6.4.1. Electrochoque máximo 58
7. Discusión 63
7.1. Caracterización de los compuestos 63
7.1.1. Espectrofotometria de infrarrojo 63
7.1.1.1. Espectros de IR de 3’-trifluorometil-acetanilida y 3’-trifluoro-
metil-4’-nitro-acetanilida 64
7.1.1.2. Espectro de IR de 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 64
7.1.1.3. Espectros de IR de la 3’-trifluorometil-propiofenona y de la 3’-
trifluorometil-4-nitro-propiofenona 64
7.1.1.4. Espectros de IR de los hidroxiesteres de DL-HEPP y del DL-3’
-CF3-HEPP 64
7.1.1.5. Espectros de IR del DL-HEPP y del DL-3´-CF3 –HEPP 65
7.1.2. Espectrofotometría de resonancia magnética nuclear de hidró-
geno (RMN-1H) 65
7.1.2.1. Espectrofotometria de RMN-1H de 3’-trifluorometil-acetanilida
y de 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida 66
7.1.2.2. Espectros de RMN-1H de 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 66
7.1.2.3. Espectros de RMN-1H del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenilpropionato
de etilo y del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propio-
nato de etilo 66
7.1.2.4. Espectros de RMN-1H del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP 67
7.1.3. Espectrofotometria de resonancia magnética nuclear de carbo-
no 13 (RMN-13C) 68
7.1.3.1. Espectrofotometria de RMN-13C de 3’-trifluorometil-acetanili-
da y 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida 68
7.1.3.2. Espectro de RNM-13C de 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 68
7.1.3.3. Espectros de RMN-13C del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propio-
nato de etilo y del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-pro-
pionato de etilo 69
7.1.3.4. Espectros de RMN-13C del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP 70
7.2. Actividad anticonvulsionante 70
7.2.1. Electrochoque 70
8. Conclusiones 73
9. Referencias bibliográficas 74
Indice de figuras
páginas
Fig. 1. Síntesis de GABA 7
Fig. 2. Sinapsis GABAérgica 8
Fig. 3. Sinapsis glutamatérgica 9
Fig. 4. Estructura del anillo heterocíclico de los anticonvulsionantes 11
Fig. 5. Estructura química de las pirrolidinonas 14
Fig. 6. Estructura química del HEPB y de sus homólogos inferiores 15
Fig. 7. Estructura química de los homólogos estructurales del HEPA 16
Fig. 8. Esquema general de reacción para la síntesis de la 3’-trifluoro-
metil-propiofenona 21
Fig. 9. Esquema general de reacción para la síntesis de la 3’-trifluoro-
metil-4’-nitro-propiofeno 23
Fig. 10. Esquema general de reacción para la síntesis de DL-3-hidroxi-
3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP) 26
Fig. 11. Esquema general de reacción para la síntesis de DL-3-hidroxi-
3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida (DL-3’-CF3-HEPP) 28
Fig. 12. Espectro de IR de la propionaldoxima 32
Fig. 13. Espectro de IR de la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona 33
Fig. 14. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-propiofenona 34
Fig. 15. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-acetanilida 35
Fig. 16. Espectro de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-acetanilida 36
Fig. 17. Espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-acetanilida 37
Fig. 18. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida 38
Fig. 19. Espectro de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida 39
Fig. 20. Espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida 40
Fig. 21. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 41
Fig. 22. Espectro de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 42
Fig. 23. Espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina 43
Fig. 24. Espectro de IR de la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propio-
fenona 44
Fig. 25. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona 45
Fig. 26. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo 46
Fig. 27. Espectro de RMN-1H de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato
de etilo 47
Fig. 28. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato
de etilo 48
Fig. 29. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida
(DL-HEPP) 49
Fig. 30. Espectro de RMN-1H de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propiona-
mida (DL-HEPP) 50
Fig. 31. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propiona-
mida (DL-HEPP) 51
Fig. 32. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-
propionato de etilo 52
Fig. 33. Espectro de RMN-1H protón de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluoro-
metilfenil)-propionato de etilo 53
Fig. 34. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometil-
fenil)-propionato de etilo 54
Fig. 35. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)
propionamida (DL-3’-CF3-HEPP) 55
Fig. 36. Espectro de RMN-1H de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometil-
fenil)-propionamida (DL-3’-CF3-HEPP) 56
Fig. 37. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometil-
fenil)-propionamida (DL-3’-CF3-HEPP) 57
Fig. 38. Curva dosis-respuesta de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propiona-
mida (DL-HEPP) 60
Fig. 39. Curva dosis-respuesta de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometil-
fenil)-propionamida (DL-3’-CF3-HEPP) 62
Indice de tablas
Tabla 1. Dosis utilizadas de los compuestos sintetizados 30
RESUMEN
El DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenilpropionamida (DL-HEPP) es un
compuesto anticonvulsionante que se encuentra en fase clínica II de estudio
en humanos. Con el fin de incrementar su potencia anticonvulsionante, se
planeó introducir el grupo trifluorometilo en su anillo aromático para
incrementar la hidrofobicidad de dicho compuesto.
Por lo anterior, se sintetizó y evaluó la actividad anticonvulsionante
del compuesto DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida (DL-
3’-CF3-HEPP). Este se sintetizó mediante la reacción entre la 3’-
trifluorometil-propiofenona con el bromoacetato de etilo, en presencia del
zinc, formándose el hidroxiéster correspondiente, el cual al tratarse con
amoniaco dió el DL-3’-CF3 –HEPP.
El DL-3’-CF3–HEPP se caracterizó mediante las técnicas de
espectroscopía de infrarrojo y resonancia magnética nuclear de hidrógeno y
de carbono 13, y los resultados obtenidos confirmaron la estructura
planeada. Se evaluó la actividad anticonvulsionante del DL-3’-CF3–HEPP
utilizando el modelo de electrochoque como inductor de las convulsiones en
ratones. Las dosis efectivas al 50 % encontradas para el DL-HEPP y DL-3’-
CF3–HEPP fueron de 110.6 (96.1 – 145.8) y 39.9 (34.1 – 48.7) mg/kg,
respectivamente. La sustitución del hidrógeno 3’ del anillo aromático del DL-
HEPP por un grupo trifluorometilo incrementó su potencia
anticonvulsionante.
1
1. Introducción
1.1. Epilepsia
La epilepsia es una afección crónica, de etiología diversa, caracterizada
por la repetición de crisis resultantes de la hiperactividad (descarga excesiva y
simultánea) de grupos de neuronas cerebrales (foco epiléptico), (McNamara,
1994).
Las neuronas están organizadas en redes complejas, en estado de
equilibrio permanente entre mecanismos excitadores e inhibidores. Las crisis
sobrevienen en el momento en que estas redes escapan a los procesos de
control del funcionamiento neuronal normal provocando una alteración
repentina, involuntaria, de duración limitada que se presenta como cambios
motores, sensoriales, autonómicos o de conciencia producidos por actividad
cerebral. Las crisis se pueden presentar con o sin interrupción de la conciencia
(capacidad de responder a estímulos del medio ambiente y de recordarlos
después), con movimientos de los ojos o del cuerpo o sin ellos. La forma en
que una crisis epiléptica se manifiesta nos informa del área cerebral implicada.
Aproximadamente el 1% de la población mundial padece de epilepsia y
es el segundo trastorno neurológico más frecuente. El 80% de esta población
sufre de convulsiones que pueden ser controladas con medicamentos (Porter y
Pitlick, 2007).
1.2. Clasificación de las epilepsias
En la epilepsia participan las células que componen el sistema nervioso.
Las crisis de epilepsia se caracterizan por sus síntomas clínicos,
(manifestaciones motoras, sensoriales, psíquicas, etc.) y por su traducción
electroencefalográfica. Clasificar las crisis epilépticas significa describirlas
correctamente, identificarlas para su diagnóstico y para la selección del
tratamiento específico. La clasificación de las crisis epilépticas está basada en
la diferencia entre crisis focales o parciales, y aquellas que son generalizadas
desde un principio (McNamara, 1994; Rubio, 1997; Chan et al., 2003).
2
1.2.1. Crisis parciales.
Las crisis parciales implican inicialmente una porción limitada de las
neuronas corticales de un solo hemisferio cerebral; pueden o no generalizarse.
También puede haber o no alteración de la conciencia. Las manifestaciones de
estas crisis dependen del área implicada. Entre las principales variedades se
tiene:
a) Crisis parciales simples, que empiezan con la hiperactividad de un
foco epiléptico en la corteza cerebral, usualmente áreas temporales o frontales.
Entonces se verán síntomas que implican las emociones, como un cambio en
la conducta, sin pérdida de la conciencia. La persona se encuentra alerta,
responde a las preguntas y puede recordar sus crisis. Se producen alteraciones
que sólo nota el paciente (olores anormales, sensaciones extrañas, miedo,
etc.). Suelen durar menos de un minuto (Commission, 1989).
De acuerdo con sus manifestaciones, se han subclasificado en: i)
motoras, implican la activación o relajación repentina de un músculo o de un
grupo de músculos, por lo general localizados en el lado opuesto del cuerpo
aquel en que se generan en el cerebro, ii) sensoriales, provocan alteraciones
en la percepción sensorial. Puede referirse como hormigueo o adormecimiento
de alguna parte del cuerpo, flashes o luces de colores localizadas en el lado
contrario a donde se encuentra el foco epiléptico o sonidos u olores o sabores
extraños, iii) autonómicas, se relacionan a las partes del cuerpo que son
controladas automáticamente por el sistema nervioso; consisten en
sensaciones viscerales, náusea, vómito, palidez o sonrojo, sudoración,
dilatación pupilar, incontinencia urinaria o fecal, etc. Son frecuentes en casos
de epilepsia del sistema nervioso límbico (amígdala, hipocampo, hipotálamo) y
iv) psíquicas, pueden manifestarse a nivel del lenguaje, o de la memoria.
Suelen durar algunos minutos. Finalmente, las crisis parciales pueden
generalizarse si la actividad epiléptica se propaga al resto del cerebro. Este es
uno de los principales niveles de acción de los fármacos antiepilépticos: la
protección del tejido sano de ser invadido por la actividad anormal proveniente
del foco irritativo (Commission, 1989).
.
3
b) Crisis parciales complejas, también llamadas psicomotoras o del
lóbulo temporal. Pueden presentarse en personas de cualquier edad. En estas
crisis no se pierde la conciencia pero si se altera. Las crisis duran entre 30
segundos y 3 minutos. Este tipo de crisis también puede generalizarse,
produciendo un ataque tónico-clónico, tónico o clónico. Los pacientes son más
vulnerables a emociones, las cuales pueden desencadenar una crisis
(Commission, 1989).
1.2.2. Crisis generalizadas
Las crisis generalizadas implican, desde el inicio y de manera difusa,
una gran porción de neuronas corticales y subcorticales de ambos hemisferios
cerebrales al mismo tiempo; es decir, son simétricas y sincrónicas. Las vías de
proyección difusa del tálamo y al tallo cerebral se encuentran involucradas en
este tipo de crisis epilépticas. Entre las principales se incluye:
a) Las ausencias, en las cuales se activa un circuito tálamo-cortical de
manera rítmica y exagerada, que llega a afectar la capacidad del sujeto para
comunicarse con su medio. Es decir, son episodios breves de detención brusca
de la actividad motora que implican la interrupción de la conciencia, a veces
con movimientos automáticos simultáneos como relamerse los labios o
arreglarse la ropa, acompañándose de una mirada fija e inexpresiva,
parpadeos y reclinación ligera de la cabeza hacia atrás. Terminan bruscamente
reanudándose la actividad previa. Su duración es de 5-20 segundos,
recobrándose con extraordinaria rapidez la conciencia, ocurren en su gran
mayoría en niños de 4 a 14 años (Commission, 1989).
b) Crisis mioclónicas, que se caracterizan por sacudidas musculares
súbitas, repentinas, breves de un músculo o de un grupo de músculos. Pueden
ser generalizadas o localizadas, simétricas o asimétricas, sincrónicas (ocurrir al
mismo tiempo en varias partes del cuerpo) o asincrónicas. Las contracciones
abarcan frecuentemente los músculos del cuello, los hombros, los brazos, el
cuerpo o los muslos (Commission, 1989).
c) Crisis atónicas, que consisten en periodos breves de pérdida del tono
muscular. Puede ocurrir en un músculo o en un grupo de músculos. Estas crisis
4
son más frecuentes en la infancia y se asocian a golpes, fracturas, ya que el
paciente no tiene fuerza para meter las manos (Commission, 1989).
d) Crisis tónicas, donde se presentan contracciones musculares
repentinas, bruscas de un solo músculo o de un grupo de músculos. También
hay pérdida de la conciencia. Duran menos de 20 segundos y son más
frecuentes durante el sueño y en niños con algún retardo intelectual. Suelen
iniciar con rigidez del cuello, cabeza levantada, ojos abiertos, contracciones
súbitas de los músculos respiratorios y abdominales y a veces caída al suelo.
Después de la crisis, el paciente se muestra confuso, cansado y con dolor de
cabeza (Commission, 1989).
e) Crisis clónicas, que ocurren casi exclusivamente en el recién nacido y
niños pequeños. Se inician con pérdida o alteración de la conciencia, una
sacudida muscular brusca, breve, seguida de otras que duran varios minutos.
Son frecuentemente asimétricas y pueden predominar en alguna parte del
cuerpo (Commission, 1989).
f) Crisis tónico-clónicas, que comienzan de forma brusca e inesperada.
Se distinguen dos fases: la primera es la fase de contracción de todos los
músculos, llamada tónica, comienza con la pérdida brusca del conocimiento,
continuada con rigidez en las cuatro extremidades; en ocasiones los labios
pueden ponerse morados, debido a que en esta fase no se respira. En la
segunda fase se presentan contracciones alternas de músculos flexores y
extensores de ambos lados del cuerpo o solo a un lado del cuerpo. Las crisis
duran de 1 a 3 minutos y pueden acompañarse de mordedura de la lengua o de
las mejillas, golpes contra objetos o muebles que estén cerca del paciente y
relajación de los esfínteres, el paciente puede caer dormido o puede quedar
confuso, desorientado o algo agitado (Commission, 1989).
1.3. Neuroanatomía
La condición esencial para que se presente una crisis epiléptica es la
presencia de un sistema nervioso. Es decir, se puede producir una crisis de tipo
epiléptico en cualquier animal, e incluso en células nerviosas de invertebrados
(Brailowsky 1999).
5
El sistema nervioso central (SNC) está formado por el cerebro y la
medula espinal. El cerebro se divide en 2 hemisferios, el derecho y el izquierdo,
y el cerebelo, una estructura que se encuentra en la parte posterior de la
cabeza, inmediatamente por arriba del cuello (Brailowsky 1999).
Las principales células del SNC son las neuronas y la glía. Las primeras
son las encargadas de producir unas sustancias químicas llamadas
neurotransmisores, que tienen influencia sobre las células vecinas. Las
neuronas están formadas de un cuerpo celular, o soma, y de ramificaciones
que sirven para que las señales que salen o que llegan a la neurona se
transmitan. La ramificación de salida de la señal nerviosa (impulso nervioso o
potencial de acción) se llama axón. Las ramificaciones de llegada se llaman
dendritas. El punto de contacto entre dos neuronas se denomina sinapsis. Los
axones pueden o no estar recubiertos de una envoltura compuesta de varias
capas llamada mielina. La mielina esta formada por células gliales y sirve para
mantener a la neurona en buen estado y para proteger la transmisión eléctrica
entre las neuronas. En los axones que no están mielinizados, los impulsos
eléctricos se atenúan rápidamente con la distancia. Los hemiferios cerebrales
están unidos por una estructura formada por los axones mielinizados
provenientes de las neuronas de la corteza cerebral, el cuerpo calloso
(Brailowsky 1999).
La corteza cerebral, la capa más externa del cerebro, en donde se
encuentra la mayor densidad de neuronas y donde residen las funciones
primordiales, se puede dividir en varias zonas: la frontal, la parietal, la temporal
y la occipital. Las funciones nerviosas están distribuidas en la corteza de cada
hemisferio; las motoras y las sensitivas están cruzadas: los movimientos de la
parte izquierda del cuerpo se controlan por el hemisferio derecho, y viceversa.
Además, existen áreas visuales, auditivas, gustativas y las llamadas de
asociación, en donde las señales de varias modalidades sensoriales se
combinan. También existen regiones relacionadas con las emociones y la
memoria, en particular, el lóbulo temporal y, por dentro de él, el hipocampo y la
amígdala (Brailowsky 1999).
En la parte más baja del cerebro se encuentran el tálamo y el tallo
cerebral, y dentro de éste, la formación reticular. En estas regiones se
6
encuentran funciones relacionadas con ambos hemisferios cerebrales
(Brailowsky 1999).
1.4. Bases neuroquímicas de la epilepsia
1.4.1. Neurotransmisores
El lenguaje a través del cual el sistema nervioso se expresa puede
interpretarse en términos de estados de reposo (inhibición) o de activación
(excitación) (Rowasky et al., 2004).
Cada neurona tiene un potencial de reposo (-50 a -80 mV) que
representa la diferencia del voltaje entre el interior y exterior de la membrana
neuronal. A lo largo del espacio extracelular abundan los iones sodio y cloro,
mientras que en el espacio intracelular predominan el potasio, proteínas y
ácidos orgánicos. Por tal razón, la neurona está polarizada; es decir, el interior
es negativo con respecto al exterior. Para que una neurona produzca un
impulso nervioso (potencial de acción) (Moncayo, 2006).
Es necesario que se abran suficientes canales o poros membranales y
que dejen pasar sodio; el aumento de concentración de cargas positivas en el
interior de la célula hace que ésta se despolarice. Todo aquel estimulo que
aumente el desbalance entre la cantidad de cargas entre el interior y el exterior
de la célula será hiperpolarizante y tendrá como efecto la inhibición. Al
contrario, los estímulos despolarizantes producirán excitación (Brailowsky,
1999).
Los neurotransmisores son los responsables de los procesos a través
de los cuales una neurona puede excitarse o inhibirse. Hay neurotransmisores
excitadores, como el glutamato, e inhibidores como el ácido gama –
aminobutírico (GABA). También hay fármacos que pueden aumentar o
disminuir los efectos del glutamato, del GABA y de todos los demás
neurotransmisores presentes en el sistema nervioso (Rogawski et al., 2004;
Moncayo, 2006).
Los neurotransmisores actúan gracias a su interacción con receptores,
que son moléculas que los reconocen de manera específica. La ocupación de
estos receptores puede hacer que se activen (agonistas) o se desactiven
(antagonistas). Por tal razón, los agonistas del receptor al GABA imitan su
7
efecto inhibitorio, mientras que los antagonistas son convulsionantes. Estos
conceptos son necesarios para entender cómo se produce la epilepsia y el
mecanismo de acción de los fármacos antiepilépticos (Martínez, 2003).
1.4.2. Sistema inhibidor GABAérgico
El ácido -aminobutírico se sintetiza por la descarboxilación del L-
glutamato, catalizada por la enzima descarboxilasa del ácido glutámico (GAD)
(Fig. 1). Esta reacción requiere como cofactor al fosfato de piridoxal. (Carvajal
et al., 1997).
NH2
OH
OOH
NH2
O
OHO
OH
O
H
O O
O
O
OO
O
O
O
O
GAD
Fosfato de piridoxal
Ácido -aminobutíricoÁcido glutámico
Semialdehído succínico
GABA-T
-Cetoglutarato
Succinato
Fumarato
Ciclo de Krebs
Fig. 1. Síntesis de GABA
El GABA sintetizado se almacena en vesículas previo a su liberación al
espacio sináptico. La interacción del GABA con el receptor postsináptico
GABAA (R-GABAA) conduce a la apertura del canal de Cl-, lo que hiperpolariza
8
el potencial de membrana neural presentándose el efecto inhibitorio. Una vez
en el espacio sináptico, el GABA se recaptura a través de una proteína
transportadora localizada en las neuronas presinápticas y en las células gliales.
Cuando esto sucede el GABA se inactiva por transaminación a semialdehido
succínico, reacción catalizada por la transaminasa del GABA (GABA-T). El
semialdehído succínico formado se oxida a succinato y entra al ciclo del Krebs.
Fig. 2. Sinapsis GABAérgica (Martínez et al., 2003)
El incremento de las concentraciones de GABA en la sinapsis conduce a
la activación de los receptores GABAB (R-GABAB) presinápticos produciéndose
la inhibición en la entrada de Ca++, lo que reduce la liberación del GABA
vesicular a la sinapsis. En consecuencia, los antagonistas de los R-GABAB
presinápticos podrían tener efecto anticonvulsionante, favoreciendo la
liberación de GABA (Martínez et al., 2003).
9
1.4.3. Sistema excitador Glutamatérgico
El L-glutamato es un neurotransmisor excitador. Actúa sobre dos clases
de receptores: i) ionotrópicos, que están asociados directamente con canales
iónicos. ii) los metabotrópicos, que están acoplados a proteínas G y a la
producción de segundos mensajeros (Martínez et al., 2003). Los receptores
ionotrópicos contienen canales permeables a cationes y se clasifican de
acuerdo con sus agonistas selectivos afines a los compuestos N-metil-D-
aspartato (NMDA), ácido -amino-3-hidroxi-5-metil-4-isoxazol propanoico
(AMPA) y kainato. El receptor NMDA es un canal catiónico que permite el paso
de Ca++; mientras que los receptores para kainato son canales iónicos que
cuando se abren permiten la entrada de Na+ y la salida de K+ (Fig. 3).
Fig. 3. Sinapsis glutamatérgica (Feldman et al., 1997)
La inhibición de la entrada de los iones Na+ a través de los canales de
Na+ dependientes de voltaje (presentes en la membrana presináptica
glutamatérgica), impide la despolarización que se requiere para que se abran
los canales de Ca++ dependientes de voltaje, lo que reduce la liberación del
10
glutamato vesicular. Los compuestos que bloquean al glutamato (antagonistas
de los receptores NMDA, AMPA e inhibidores de su liberación) presentan
efecto anticonvulsionantes (Martínez et al., 2003).
1.5. Modelos experimentales de epilepsia en ratón.
Los modelos experimentales de epilepsia (MEE) son esenciales en la
investigación de los procesos fisiopatológicos de las crisis convulsivas de los
diferentes tipos de epilepsia. Son útiles en el estudio de nuevos fármacos con
actividad anticonvulsionante y su posible mecanismo de acción. Para
desarrollar un MEE, generalmente se eligen mamíferos que presenten
manifestaciones eléctricas y conductuales similares a las de la epilepsia
humana. Existe una gran variedad de MEE en los cuales se puede inducir, en
forma aguda, un número variable de crisis convulsivas apreciables conductual y
electrofisiológicamente (Solís et al., 1997; Kupferberg, 2001).
Un MEE se puede clasificar de manera práctica, lo cual permite
seleccionar el modelo más apropiado a las necesidades del estudio. La
inducción del proceso epiléptico se puede realizar administrando compuestos
químicos por vía sistémica como el pentilentetrazol, la bicuculina, la 4-
aminopiridina, etc. También se puede producir la actividad convulsiva mediante
la aplicación de estímulos eléctricos (Kupferberg, 2001).
1.5.1. Electrochoque
Es un procedimiento que consiste en la aplicación de un estimulo
eléctrico a través de dos electrodos colocados en las orejas del animal para
provocarle convulsiones generalizadas tónico-clónicas. El estímulo consiste en
pulsos rectangulares de 0.2 milisegundos de duración con una frecuencia de 60
a 100 pulsaciones por segundo (pps). Al aplicar un electrochoque a un ratón,
se presentar un cuadro que consta de 3 fases:
a) Flexión inicial
b) Extensión tónica de miembros posteriores
c) Clonus terminal
Un compuesto químico administrado a un animal y evaluado por este
modelo tiene poder anticonvulsionante a las dosis empleadas si es capaz de
11
impedir la presentación de la segunda fase (Giardina, 2000; Granillo et al.,
2002; Mareš et al., 2006).
1.6. Tratamiento de las epilepsias
1.6.1. Mecanismos de acción de los fármacos antiepilépticos
Los agentes antiepilépticos previenen o anulan una crisis porque son
capaces de disminuir la excitabilidad celular. Esto puede lograrse actuando
sobre los neurotransmisores implicados en la sinapsis. De esta forma, se
favorece la inhibición GABAérgica o se bloquea la neurotransmisión producida
por aminoácidos excitadores. Una tercer forma de actuar de éstos fármacos es
modulando los canales iónicos dependientes de voltaje involucrados en la
producción y propagación de potenciales de acción (Rogawski et al., 2004).
Casi el 80% de las epilepsias pueden ser controladas mediante
fármacos. Por lo tanto, la aparición de las crisis pueden prevenirse y el sujeto
puede llevar a cabo una vida normal en todos los aspectos (Porter y Pitlick,
2007).
La selección y utilización de los anticonvulsionantes se basa en su
espectro de acción y su eficacia clínica, aunque deben considerarse otros
factores entre fármacos de similar eficacia como las reacciones adversas y las
interacciones entre ellos. La eficacia del fármaco empleado en el tratamiento
depende del tipo de epilepsia (Porter y Pitlick, 2007).
Hasta 1990, se disponía de 16 fármacos anticonvulsionantes y 13 de
ellos pueden clasificarse en 5 grupos químicos similares: barbitúricos,
hidantoínas, oxazolidinedionas, succinimidas y acetilureas. Estos grupos
tienen en común una estructura de anillo heterocíclico similar, con diversos
sustituyentes (Fig. 1). La X varía como sigue: derivados de la hidantoína, -N-;
barbitúricos, -C-N; oxazolidinedionas; -O-; succinimidas, -C-; acetilureas, NH2
(N está conectado al C2). R1, R2 y R3 varían dentro de cada grupo (Porter y
Pitlick, 2007).
12
N
X
O
OR1
R2
R3
Fig. 4. Estructura del anillo heterocíclico de los anticonvulsionantes
Para los fármacos con esta estructura básica, los sustituyentes en el
anillo heterocíclico determinan la clase farmacológica. Los fármacos restantes
como la carbamazepina, el ácido valproico y las benzodiacepinas, por
mencionar algunos, son estructuralmente distintos (Porter y Pitlick, 2007).
El mecanismo GABAérgico es crucial para la prevención de la actividad
epileptiforme; por lo tanto, el aumento de la inhibición debería ser un medio
efectivo de los compuestos antiepilépticos para disminuir la excitabilidad
anormal de los procesos epilépticos. Para lograr este efecto, se puede i)
facilitar la síntesis de GABA y su liberación en la sinapsis. ii) disminuir su
recaptura por bloqueo de los transportadores del GABA. iii) abatir su
catabolismo por inhibición o bloqueo de la GABA-T iv) activar los receptores
GABAA (Martínez et al., 1989).
El ácido valproico (VPA) o valproato, es un ácido carboxílico de cadena
ramificada simple que inhibe a las enzimas que transforman metabólicamente
al GABA como a la transaminasa del GABA (GABA-T) y la deshidrogenasa del
semialdehido succínico. Estimula a la enzima glutamato descarboxilasa que
interviene en la síntesis del aminoácido, produciendo también el incremento del
gama-hidroxibutirato (GHB), metabolito del GABA, el cual podría ser el
responsable de su acción anticonvulsionante. También es capaz de bloquear
los canales de sodio. Es un fármaco utilizado con frecuencia en enfermedades
del sistema nervioso (SN), especialmente en la epilepsia (crisis generalizadas),
debido a que no presenta efectos sedantes o conductuales (Macdonal et al.,
1993).
También se utiliza el fenobarbital (PB), el cual es un derivado del ácido
barbitúrico; su efecto antiepiléptico se debe a su fijación a un sitio regulador
alostérico en el receptor GABA y potencia la corriente mediada por los
receptores de GABAA, mediante la prolongación del tiempo de apertura de los
13
canales de Cl-. También bloquea las respuestas excitatorias inducidas por
glutamato. Su acción es prolongada en casos de epilepsias generalizadas de
inicio o secundaria a crisis parciales (Martínez et al., 1986; Macdonald et al.,
1993).
La Lamotrigina bloquea la liberación de L-glutamato a la sinapsis es un
antiepilético (Martínez et al., 2003).
La fenitoína, debe su efecto anticonvulsionante a la inhibición de la
liberación de glutamato, bloquea los canales de Na+ dependientes de voltaje, e
inhibe con rapidez la generación de potenciales de acción de membrana
repetitivos. A causa de la formación de radicales libres en los tejidos y de
metabolitos relacionados con efectos teratogénicos, ha pasado a ser fármaco
de segunda elección para ciertos tipos de epilepsias parciales y parciales
complejas y las tónico-clónicas secundariamente generalizadas (Macdonald et
al., 1993).
La carbamazepina (CBZ), inhibe la propagación del foco epiléptico,
disminuye las descargas e impide su propagación. Es de elección en la
epilepsia con crisis parciales. Durante su transformación metabólica forma un
epóxido al que se le atribuye la actividad anticonvulsionante. Este bloquea los
canales de Na+ disminuyendo la transmisión sináptica. Al comienzo del
tratamiento puede producir náuseas, cefaleas, mareos, somnolencia, diplopía e
incoordinación. A niveles elevados puede producir retención de agua,
alteraciones gastrointestinales y cardiovasculares. Como inductor enzimático
(CYP3A4) puede acelerar el metabolismo de otros fármacos, por lo que suele
utilizarse sola (Macdonal et al., 1993; McNamara, 1996).
1.7. Hexanamidas: nuevos anticonvulsionantes desarrollados en México
En 1964, Carvajal y cols., diseñaron y sintetizaron una serie de 2-
pirrolidinonas para que penetraran fácilmente la barrera hematoencefálica e
inhibieran a la transaminasa del ácido -aminobutírico (GABA-T) y tuvieran
efecto anticonvulsionante. Los compuestos se planearon mediante la
sustitución por los grupos etilo y fenilo, metilo y fenilo y difenilo de los átomos
de hidrógeno del carbono del ácido -aminobutírico. Estos radicales se
escogieron porque se conoce que los grupos hidrofóbicos etilo, metilo y fenilo
14
tienen una lipofilicidad que favorece su entrada al sistema nervioso central por
libre difusión. Sin embargo, los productos serían tan polares como el GABA y
por lo tanto, no penetrarían la barrera hematoencefálica. Por otro lado, se había
demostrado que la 2-pirrolidinona si atraviesa la barrera hematoencefálica y se
sugirió que la pirrolidinona en el encéfalo se hidrolizaba a GABA. Finalmente,
se planeó hacer los compuestos -sustituidos ciclizándolos como están en la 2-
pirrolidinona (Fig. 5).
CONHCH
3
CONH
CONH
CH3CH
2
5-metil-5-fenil-2-pirrolidinona 5,5-difenil-2-pirrolidinona 5-etil-5-fenil-2-pirrolidinona
Fig. 5. Estructura química de las pirrolidinonas
Estos compuestos presentaron un efecto inhibidor moderado de la
GABA-T; aunque no elevaron sus concentraciones demostraron tener un
amplio perfil de actividad anticonvulsionante al proteger a los ratones contra las
convulsiones y muerte producidas por el electrochoque máximo (Carvajal,
1964), pentilentetrazol (PTZ), tiosemicarbazida, bicuculina (Pérez et al., 1973),
la 4-aminopiridina (Alemán et al., 1985). También mostraron acción
antiepiléptica en pacientes con convulsiones tónico-clónicas o de grand mal
(Carvajal, 1976). Además protegieron a los gatos contra el “kindling” (Solís et
al., 1979).
En otros estudios realizados, el DL-HEPB, produjo una disminución en la
duración de las postdescargas producidas por la estimulación del hipocampo
en gatos y en algunos de ellos, bloqueó su propagación hacia la sustancia
nigra y la amígdala (Tapia et al., 1979).
Estudios posteriores de resonancia magnética nuclear revelaron que la
estructura real de la 5-etil-5-fenil-pirrolidinona era una -hidroxi- -etil- -fenil
butiramida (HEPB; Fig. 6) (Nathan et al., 1978). Este hallazgo se confirmó dos
años más tarde, cuando elucidaron la estructura por difracción de rayos X y se
15
aclaró que el HEPB era una hidroxi-amida-alifática (Fig. 6) (Castellanos et al.,
1981). Se reevaluó la eficacia farmacológica de estos compuestos, de los
cuales el HEPB resultó ser el más potente ante varios modelos experimentales
de epilepsia. Años más tarde a fin de mejorar su eficacia y reducir sus efectos
tóxicos, se modificó la estructura química reduciendo la cadena carbonada y se
sintetizó la segunda generación de anticonvulsionantes homólogos al HEPB
(Fig. 6); cuyos homólogos inferiores son: 3-hidroxi-3-fenil-pentanamida (HEPP)
y 2-hidroxi-2-fenil-butiramida (HEPA) (Meza et al., 1990).
NH2
OOH
NH2
OOH
NH2
OOH
HEPB HEPP HEPA
Fig. 6. Estructura química del HEPB y de sus homólogos inferiores
Al ser evaluados el HEPP y el HEPA presentaron un amplio perfil
anticonvulsionante en varios modelos de epilepsia experimental en ratón.
(Meza y cols., 1990; Javier y cols., 1996). Además, el HEPP tiene la cualidad
de impedir el status epilepticus experimental en ratas (Brailowsky et al., 1992).
Estos estudios sugieren que el perfil anticonvulsionante de HEPP es similar al
del PB y VPA.
La farmacocinética de HEPP ha sido caracterizada en ratas (Gómez et
al., 1995a) y perros (Gómez et al., 1995b) mostrando que el HEPP se absorbe
amplia y rápidamente es distribuido en tejidos extracelulares. El HEPP presenta
baja unión a proteínas plasmáticas y una relación entre la concentración de
HEPP en plasma y cerebro de 1:1. Los grupos de ratas tratados con HEPP
mostraron un cambio en el patrón de ataque, ya que solo mostraron una débil
convulsión clónica o una débil convulsión tónico-clónica. El HEPP alcanza su
efecto máximo de protección contra los ataques inducidos por PTZ durante la
primer hora después de su administración en ratas. El inicio rápido de la
16
protección del HEPP sugiere que penetra rápidamente la barrera
hematoencefálica (Gómez et al., 1995a,b).
En 1994 Chamorro et al., publicaron que la dosis tóxica 50 (TD50) via
intraperitoneal (ip) del HEPP es mayor que la de HEPB y HEPA en ratones; es
decir, que el HEPP es el menos tóxico de los 3 compuestos; mientras que el
HEPB y el HEPA mostraron entre ellos toxicidad similar. También se evaluó el
potencial teratogénico del HEPB después de la administración oral en ratones.
Se observó que sólo los grupos tratados con dosis altas muestran un ligero
efecto de embriotoxicidad y fetotoxicidad. Sin embargo, el tratamiento con
HEPB no provocó malformaciones en los fetos vivos o reabsorciones.
Meza et al., (1995), publicaron la resolución del compuesto (±)-2-hidroxi-
2-fenilbutiramida (HEPA) y la evaluación de la actividad anticonvulsionante de
sus enantiómeros y sus TD50 respectivas. Farmacológicamente el racemato y
sus enantiómeros presentaron una actividad anticonvulsionante similar contra
las convulsiones inducidas por el pentiléntetrazol (PTZ). Sin embargo, la
actividad anticonvulsionate de los enantiómeros en el tiempo, muestra una
variación entre ellos, la cual probablemente sea debido a las diferencias en su
metabolismo o distribución.
Años más tarde se determinó por vía oral que dosis de 50, 100 y 200
mg/kg de HEPB a ratas gestantes durante el período de organogénesis y
tampoco produjeron malformaciones congénitas en los fetos. Los resultados del
estudio histopatológico de estos animales mostraron que los órganos
estudiados no presentaron alteraciones macroscópicas, ni lesiones focales en
la superficie externa o al corte. Microscópicamente, no se observaron
alteraciones histológicas en riñones, hígado, bazo, ganglios linfáticos y
glándulas submaxilares (Feria y Castellanos, 1996). Los estudios de toxicidad
subcrónica del DL-HEPB (en ratón) administrado durante 13 semanas por vía
oral en un intervalo de dosis entre 100 y 230 mg/kg tampoco causaron efectos
tóxicos aparentes (Chamorro, 1996).
Se ha descrito que pequeños cambios en la estructura pueden alterar el
mecanismo de acción y las propiedades clínicas de un compuesto.
Las fenil alcohol amidas son nuevos fármacos anticonvulsionantes para
combatir la epilepsia de tipo ausencia. Sin embargo, para que presentaran
17
mayor actividad anticonvulsionante se sustituyeron con flúor en la posición para
del anillo fenílico de la HEPA (Fig. 7) (Carvajal et al., 1998). También, la
sustitución con cloro en la posición para del anillo fenílico del HEPA (Fig. 7)
mostró un incremento en la actividad anticonvulsionante del compuesto (Meza
et al., 1998). Así mismo, la sustitución con bromo en la posición para al anillo
fenílico (Fig. 7) generó un aumento en su actividad anticonvulsionante contra
las crisis y muerte provocados por PTZ (Meza et al., 2008). Lo anterior sugiere
que el anillo fenílico y su sustitución es importante para la actividad
anticonvulsionante de las fenil alcohol amidas y de esta manera su
metabolismo sea más lento ó se refleje un aumento en su actividad
anticonvulsionante.
NH2
OOH
F
NH2
OOH
Cl
NH2
OOH
Br
Fig. 7. Estructura química de los homólogos estructurales del HEPA
También se han realizado estudios en los cuales se evaluó la interacción
del HEPP con algunos de los fármacos anticonvulsionantes actuales. Medina et
al., (1998), reportaron una disminución en los niveles en sangre y en la vida
media de HEPP, cuando éste se administró conjuntamente con la fenitoína. En
cambio, García et al., 2003, indicaron una falta de interacción entre HEPP y
CBZ, administrados conjuntamente; es decir, la CBZ no altera los parámetros
farmacocinéticos de HEPP y viceversa. Como la fenitoína es transformada
metabólicamente por las isoenzimas CYP2C9 y 2C19, y la CBZ es oxidada por
CYP3A4; es probable que HEPP puede ser biotransformado por diferentes
isoenzimas del citocromo P450.
18
2. Justificación
La epilepsia es un síndrome neurológico que afecta al 1% de la
población mundial. Los fármacos antiepilépticos establecidos: difenilhidantoína,
carbamacepina, clonazepam, etosuccimida, ácido valproico y barbituratos son
ampliamente prescritos, aunque presentan algunos efectos colaterales
indeseables. Los antiepilépticos introducidos a partir de 1989 como: el
felbamato, la gabapentina, la lamotrigina, la oxcarbazepina, la tiagabina, el
topiramato, la vigabatrina y la zonisamida, aunque son muy eficaces con
respecto a los antiepilépticos establecidos; sin embargo un número significativo
de pacientes epilépticos (20-30%) son resistentes al tratamiento. Por lo anterior
es importante continuar el desarrollo de nuevos fármacos que no induzcan
dicho fenómeno.
19
3. Hipótesis
La incorporación de un grupo hidrofóbico (grupo CF3) en el anillo
aromático del DL-HEPP conducirá a un aumento en su actividad
anticonvulsionante.
20
4. Objetivos
4.1. Objetivo general
Estudiar la actividad anticonvulsionante de fluoro fenil alcohol amidas en
ratones, como parte de los ensayos pre-clínicos necesarios en el desarrollo de
un nuevo fármaco.
4.2. Objetivos específicos
1. Sintetizar los compuestos: DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-
HEPP) yDL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida (DL-3’-
CF3-HEPP).
2. Caracterizar el DL-HEPP y DL-3’-CF3-HEPP mediante espectroscopía
de infrarrojo (IR) y espectroscopia de resonancia magnética nuclear de
hidrógeno (RMN – 1H) y de carbono 13 (RMN – 13C).
3. Evaluar la actividad anticonvulsionante del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-
HEPP contra las convulsiones provocadas por electrochoque en ratones.
21
5. Estrategia experimental
5.1. Síntesis de la 3’-trifluorometil-propiofenona
Fig. 8. Esquema general de reacción para la síntesis de la 3’-trifluorometil-
propiofenona
5.1.1. Obtención de la propionaldoxima (paso 1)
Se hicieron reaccionar 90.8 ml de propionaldehído con 83.5 g (1.258
moles) de clorhidrato de hidroxilamina y una solución de 69.18 g (0.65 moles)
de carbonato de sodio disueltos en 250 ml de agua, la mezcla de reacción se
agitó durante 2 horas a una temperatura de 5 a 10 °C. A continuación, la fase
orgánica se extrajo con éter. Los extractos etéreos se dejaron secar sobre
Na2SO4 anhidro durante toda la noche. Al día siguiente se filtró y se concentró
en el rotavapor a fin de eliminar el éter de la mezcla de reacción, obteniéndose
la propionaldoxima.
5.1.2. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona (paso 2)
Se hicieron reaccionar 18 ml (0.144 moles) de 3’-trifluorometil-anilina con
48 ml de ácido clorhídrico al 37 % y 15 ml de ácido acético glacial a una
22
temperatura de -10°C. Se formó una pasta blanquecina y se agitó hasta que se
disolvió completamente. A continuación se adicionó una solución de nitrito de
sodio (10.8 g de nitrito de sodio disueltos en 16 ml de agua). La adición tardó
60 minutos conservando la temperatura a -10°C. Entonces la mezcla de
reacción se dejó reaccionar durante 45 minutos, observándose vapores naranja
que indicaron la formación de ácido nitroso, obteniéndose la sal de diazonio de
la 3’-trifluorometilanilina. Por otro lado, se preparó una mezcla de ácido acético
glacial (144 ml) con 30 ml de tolueno y una solución de 0.5 g de sulfato de
cobre pentahidratado en 30 ml de agua. Cuando la temperatura de la mezcla
de reacción alcanzó los 15°C se adicionaron 20 g de propionaldoxima, la sal de
diazonio obtenida previamente y una solución de 1.7 g de sulfato de cobre
pentahidratado en 7 ml de agua. La adición tardó 30 minutos. Después la
mezcla de reacción se vertió en un vaso de precipitado que contenía 240 ml de
agua fría y 240 g de hielo y se dejó agitando hasta que el hielo se fundió.
Después la mezcla de reacción se extrajo con dos porciones de 100 ml de éter
etílico cada una y se obtuvieron los extractos etéreos reunidos, se lavaron con
200 ml de una solución saturada de bicarbonato de sodio y con agua destilada.
Posteriormente, los extractos etéreos se secaron sobre sulfato de sodio anhidro
durante la noche. Al día siguiente, se filtró y el filtrado ya seco se concentró en
el rotavapor a fin de eliminar el éter y el tolueno de la mezcla de reacción,
obteniéndose finalmente la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona (30 g).
5.1.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-propiofenona (paso 3)
La oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona (30 g) obtenida previamente
se mezcló con 20 ml de agua y 22 ml ácido clorhídrico al 37%. La mezcla de
reacción se agitó durante 3 horas a 100 ± 5°C, generándose un reflujo suave.
Después la mezcla de reacción se enfrió durante 30 minutos a temperatura
ambiente y se extrajo con dos porciones de 50 ml de éter etílico cada una. A
continuación, los extractos etéreos reunidos se lavaron con 100 ml de una
solución saturada de bicarbonato de sodio y se dejaron secar sobre sulfato de
sodio anhidro durante la noche. Al día siguiente, se filtró y el filtrado ya seco se
concentró en el rotavapor a fin de eliminar el éter y el tolueno de la mezcla de
reacción, obteniéndose finalmente la 3’-trifluorometil-propiofenona (21 g).
23
5.2. Síntesis de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona
Fig. 9. Esquema general de reacción para la síntesis de la 3’-trifluorometil-
4’-nitro-propiofenona
5.2.1. Obtención de la 3’-trifluorometil-acetanilida (paso 2A)
Se hicieron reaccionar 376 ml (3.024 moles) de 3’-trifluorometilanilina y
se agitó con un agitador mecánico, lentamente se adicionaron 332.8 ml (3.530
24
mole) de anhídrido acético manteniendo la temperatura entre 40 y 60°C. A los
70 minutos de adición comenzó a verse la formación de un precipitado blanco.
La adición total del anhídrido duró aproximadamente 2 horas. Terminada la
reacción, el producto se lavó con 2 l de agua y se calentó hasta su completa
fusión. La mezcla de reacción se enfrío y para evitar que se formaran
aglomerados del compuesto, se agitó mecánicamente. Se filtró el producto y se
lavó dos veces más con agua obteniéndose finalmente la 3’-trifluorometil-
acetanilida (591.4 g).
5.2.2. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida (paso 2B)
Se enfriaron 2989.7 ml de H2SO4 al 98 % hasta disminuir la temperatura
entre -5 y 0°C y se adicionaron 570.4 g (2.81 moles) de la 3’-trifluorometil-
acetanilida recién obtenida. Una vez que se disolvió toda la amida se adicionó
lentamente una mezcla de ácidos (163.47 ml de HNO3 fumante y 284.1 ml de
H2SO4 al 98 %, cuidando que la temperatura no excediera los 0°C. La adición
total de los ácidos duró 1 hora 45 minutos aproximadamente. Durante la
adición, la mezcla de reacción adquirió un color naranja. Se dejó en agitación
durante 3 horas. Posteriormente se calentó a 40°C por una hora con agitación
constante. Al calentar la mezcla de reacción ésta tomó un color oscuro y se
vertió en hielo, generándose un sólido color amarillo, éste se filtró y se lavó con
agua, obteniéndose finalmente la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida (657.6 g).
5.2.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina (paso 2C)
Se disolvieron 640 g (2.58 moles) de la 3’-trifluorometil-4’-nitroanilina en
3 l de etanol. Se dejó enfriar y se adicionaron lentamente 1.2 l de una solución
de NaOH 12.5 N. La mezcla de reacción tomó un color café oscuro y al
disolverse adquirió un color vino oscuro y una consistencia espesa. La solución
de NaOH se enfrió previamente para facilitar la adición y evitar que aumentara
mucho la temperatura durante la adición. Después de adicionar la solución de
NaOH la mezcla de reacción se homogenizó y se reflujó durante 8 horas. A
continuación, se dejó enfriar y se evaporó el etanol a presión reducida. El sólido
formado se filtró y se lavó con suficiente agua hasta que quedó de un color café
claro, obteniéndose finalmente la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina (503 g).
25
5.2.4. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona
(paso 3)
Se hicieron reaccionar 15 g (0.0728 moles) de 3’-trifluorometil-4’-nitro
anilina con 24 ml de ácido clorhídrico al 37 % y 7.5 ml de ácido acético glacial a
una temperatura de -10°C, se formó una pasta blanquecina y se agitó hasta
que se disolviera completamente. A continuación se adicionó una solución de
nitrito de sodio (5.4 g de nitrito de sodio disueltos en 8 ml de agua), la adición
tardó 60 minutos conservando la temperatura a -10°C. Entonces la mezcla de
reacción se dejó reaccionar durante 45 minutos, observándose vapores naranja
que indicaron la formación de ácido nitroso, obteniéndose la sal de diazonio de
la 3’-trifluorometil-anilina. Por otro lado, se preparó una mezcla de ácido acético
(72 ml) con 15 ml de tolueno y una solución de 0.25 g de sulfato de cobre
pentahidratado disueltos en 15 ml de agua. Cuando la temperatura alcanzó los
15°C se adicionaron 10 g de propionaldoxima, la sal de diazonio obtenida
previamente y una solución de 0.9 g de sulfato de cobre pentahidratado
disueltos en 3.5 ml de agua. La adición tardó 30 minutos. La mezcla de
reacción se vertió en un vaso de precipitado que contenía 120 ml de agua fría y
120 g de hielo y se dejó agitando hasta que el hielo se fundió. Posteriormente
la mezcla de reacción se extrajo con dos porciones de 100 ml de éter etílico
cada una y se obtuvieron los extractos etéreos, se lavaron con 50 ml de una
solución saturada de bicarbonato de sodio y con agua destilada. Después, los
extractos etéreos reunidos se secaron sobre sulfato de sodio anhidro durante la
noche. Al día siguiente, se filtró y el filtrado ya seco se concentró en el
rotavapor a fin de eliminar el éter y el tolueno de la mezcla de reacción,
obteniéndose finalmente la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro propiofenona.
5.2.5. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona (paso 4)
La oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro propiofenona obtenida
previamente se mezcló con 10 ml de agua y 11 ml ácido clorhídrico al 37%. La
mezcla de reacción se agitó durante 3 horas a 100 ± 5°C, generándose un
reflujo suave. Después se enfrió durante 30 minutos a temperatura ambiente y
se extrajo con dos porciones de 50 ml de éter etílico cada una. A continuación,
los extractos etéreos reunidos se lavaron con 50 ml de una solución saturada
26
de bicarbonato de sodio y se dejaron secar sobre sulfato de sodio anhidro
durante la noche. Al día siguiente, se filtró y el filtrado ya seco se concentró en
el rotavapor a fin de eliminar el éter y el tolueno de la mezcla de reacción,
obteniéndose finalmente la 3’-trifluorometil-4’-nitro propiofenona.
5.3. Síntesis de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP)
Fig. 10. Esquema general de reacción para la síntesis de DL-3-hidroxi-3-
etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP)
5.3.1. Activación del zinc
Sé purificó el zinc (18.12 g) lavándolo con 100 ml de solución de
hidróxido de sodio 0.1 N, seguido por un lavado con 100 ml de agua destilada,
100 ml de solución de ácido acético 0.1 N, 100 ml de agua destilada, 40 ml de
etanol, 40 ml de acetona y finalmente con 40 ml de éter etílico anhidro. Con los
lavados anteriores se elimina el óxido de las partículas lo que permitiría el
desarrollo correcto de la reacción. Posteriormente, el zinc se secó, colocándolo
en un matraz con vacío en un baño de aceite a 105 - 110 °C, durante 5 horas.
5.3.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo
Se hicieron reaccionar 15.8 g (0.2417 moles) de zinc activado con una
mezcla de reacción que contenia 31.6 g (0.2358 moles) de propiofenona, 35.7
g (0.2138 moles) de bromoacetato de etilo, 40 ml de benceno y 10 ml de éter
etílico, recientemente secos y destilados. De ésta solución se adicionaron 10 ml
sobre el zinc, bajo una atmósfera de nitrógeno. Se calentó suavemente,
evaporándose rápidamente el éter. Una vez que la reacción comenzó se
adicionó el resto de la solución, manteniendo en reflujo la mezcla de reacción
durante 5 horas. Posteriormente, la mezcla de reacción se hidrolizó por la
O O
O
OH
O
NH2
OH
(CH3)3Al/NH3BrCH2COOC2H5
Zn0
27
adición de 150 ml de ácido sulfúrico al 10 %. Después la fase bencénica se
separó y se lavó con dos porciones de 60 ml de ácido sulfúrico al 5 %, 20 ml de
carbonato de sodio al 10 %, 25 ml de ácido sulfúrico al 5 % y finalmente con
dos porciones de 25 ml de agua fría. Las soluciones ácidas combinadas se
extrajeron con dos porciones de 50 ml de éter etílico cada una. Después las
fases etéreas y bencénicas reunidas se secaron sobre sulfato de magnesio
anhidro. Posteriormente se filtró y el filtrado ya seco se concentró en un
evaporador rotatorio. El residuo se destiló a presión reducida y se recolectó la
fracción que se destiló a 134 °C, obteniéndose 24.9 g (55.4 % de rendimiento),
de un líquido incoloro viscoso ligeramente amarillo, correspondiente al DL-3-
hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo.
5.3.3. Formación del dimetil-amino-aluminio
Se hicieron reaccionar 250 ml de amoníaco y 2 g de sodio metálico
cortado en pedazos, esta mezcla de reacción se agitó durante 10 min. A
continuación, se destilaron 4.2 ml de amoníaco líquido, el cual se condensó en
una trampa Dewar (la cual contenía una mezcla de hielo seco-acetona). El
amoníaco se colectó en un matraz que contenía 250 ml de cloruro de metileno
(bajo una atmósfera de nitrógeno) en frío y se le adicionaron 50 ml (0.1 moles)
de trimetilaluminio disuelto en hexanos manteniendo una agitación constante.
5.3.4. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP)
Se preparó una mezcla de reacción que contenía 7.31 g de
dimetilaminoaluminio (0.1 moles) y 11.4 g (0.051 moles) de DL-3-hidroxi-3-etil-
3-fenil-propionato de etilo. Dicha mezcla de reacción se mantuvo en agitación
constante durante 20 minutos. Posteriormente, la mezcla se reflujó durante 24
horas. La reacción se siguió por cromatografía en capa fina hasta que ya no se
observó incremento en el producto. A continuación, en frío se adicionaron gota
a gota 200 ml de ácido clorhídrico 1 % N. Se separó la fase orgánica y la fase
acuosa se extrajo con 3 porciones de 100 ml de éter etílico cada una. Las fases
orgánicas combinadas se lavaron con 3 porciones de 50 ml de solución
saturada de cloruro de sodio, se secó sobre sulfato de magnesio anhidro, se
filtró y se concentró en un evaporador rotatorio. El residuo oleoso se lavó con
28
hexano, se filtró y se recristalizó con agua, obteniéndose 4.4 g (44.4%) del DL-
HEPP en forma de cristales finos con un punto de fusión de 102 a 103 °C.
5.4. Síntesis de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida
(DL-3’-CF3-HEPP)
Fig. 11. Esquema general de reacción para la síntesis de DL-3-hidroxi-3-
etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida (DL-3’-CF3-HEPP)
5.4.1. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato
de etilo
Se hicieron reaccionar 20.22 g ( 0.3093 moles) de zinc activado con una
mezcla de reacción que contenía 40 g (0.198 moles) de 3’-
trifluorometilpropiofenona, 41.3 g (0.2475 moles) de bromoacetato de etilo, 50
ml de benceno y 15 ml de éter etílico, recientemente secos y destilados. De
ésta solución se adicionaron 30 ml sobre el zinc, bajo una atmósfera de
nitrógeno. Se calentó suavemente, evaporándose rápidamente el éter. Una vez
que la reacción comenzó se adicionó el resto de la solución, manteniendo en
reflujo la mezcla de reacción durante 5 horas. Posteriormente, la mezcla de
reacción se hidrolizó por la adición de 184 ml de ácido sulfúrico al 10 %.
Después la fase bencénica se separó y se lavó con dos porciones de 72 ml de
ácido sulfúrico al 5 %, 26 ml de carbonato de sodio al 10 %, 17 ml de ácido
sulfúrico al 5 % y finalmente con dos porciones de 25 ml de agua fría. Las
soluciones ácidas combinadas se extrajeron con dos porciones de 70 ml de
éter etílico cada una. Después las fases etéreas y bencénicas reunidas se
secaron sobre sulfato de magnesio anhidro. Posteriormente se filtró y el filtrado
ya seco se concentró en un evaporador rotatorio. El residuo se destiló a presión
reducida y se recolectó la fracción que se destiló a 118 - 119 °C, obteniéndose
O
CF3
O
O
CF3
OH
O
NH2
CF3
OH
(CH3)3Al/NH3BrCH2COOC2H5
Zn0
29
46.8 g (81.5 % de rendimiento) de DL--3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-
propionato de etilo.
5.4.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-
propionamida (DL-3’-CF3-HEPP)
Se preparó una mezcla de reacción que contenía 40 g (0.1379 moles)
de DL--3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo, 144 ml de
etanol absoluto y 144 ml de hidróxido de amonio. Dicha mezcla se enfrió y se
saturó con amoníaco. El matraz se tapó con un tapón de hule y se dejó
reaccionar a temperatura ambiente durante 21 días. Después, la mezcla de
reacción se enfrío, se destapó el matraz y se adicionaron 11 g de cloruro de
sodio. Entonces la mezcla de reacción se extrajo con 4 porciones de 100 ml de
éter etílico cada una. Los extractos etéreos reunidos se secaron sobre sulfato
de sodio anhidro, se filtraron y se concentraron en un evaporador rotatorio. El
residuo se lavó con hexano, se filtró y se recristalizó con agua, obteniéndose
29.4 g (81.68 %) del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida, el
cual presentó un punto de fusión de 87 - 88 °C.
5.5. Caracterización de los compuestos obtenidos
Tanto el DL-HEPP como el DL-3’-CF3-HEPP se caracterizaron mediante
las siguientes técnicas:
i) Espectrofotometría de infrarrojo (IR). Se usó un espectrofotómetro
Perkin Elmer modelo Spectrum GX 2000, con accesorio de reflectancia
total atenuada (ATR).
ii) Resonancia magnética nuclear de hidrógeno (RMN-1H). Se utilizó un
espectrómetro JEOL Eclipse a 400 MHz, empleándose cloroformo
deuterado como disolvente. Los desplazamientos químicos ( ) se
indican en ppm relativas al tetrametilsilano (TMS).
iii) Resonancia magnética nuclear de carbono 13 (RMN- 13C). Se realizó
en un espectro JEOL Eclipse a 100 MHz, empleándose cloroformo
deuterado como disolvente. Los desplazamientos químicos ( ) se
indican en partes por millón (ppm) relativas al (TMS).
Simbología: s =señal simple; d =señal doble; t = señal triple; q = señal
30
cuádruple; bs = banda ancha; m =señal múltiple.
iv) Punto de fusión. Se utilizó un aparato Mettler Toledo automático
modelo FP62.
5.6. Evaluación de la actividad anticonvulsionante
5.6.1. Animales de experimentación
Se emplearon ratones machos de la cepa Swiss Webster de 25-30 g de
peso. Los ratones fueron acondicionados en jaulas con cama de aserrín en un
cuarto con temperatura de 22-24 ºC, humedad relativa de 40-50 %, con ciclos
de luz/oscuridad de 12 horas cada uno (9:00 a 21:00 horas/luz) y con alimento
y agua ad libitum. Se formaron grupos de 8 ratones (asignados aleatoriamente)
y se trataron con diferentes dosis de DL-HEPP y DL-3’-CF3-HEPP. Los
compuestos se disolvieron en polietilénglicol-400 (PEG - 400) al 10%; cada una
de las soluciones se preparó inmediatamente antes de su uso. Todos los
compuestos se administraron por vía intraperitoneal (i.p).
5.6.2. Electrochoque
Durante la evaluación de la actividad anticonvulsionante del DL-HEPP y
del DL-3’-CF3-HEPP se aplicó una corriente eléctrica en el cerebro a través de
electrodos colocados en los pabellones de las orejas del ratón para inducir los
ataques a los 30 minutos posteriores a la administración del DL-HEPP y del
DL-3’-CF3-HEPP.
El estimulo que recibieron los ratones fue de 30-35 mA, en pulsaciones
de 100 Hz durante 200 ms y una amplitud de 0.5 ms por medio del estimulador
ECT-Unit 7801 Ugo Basile.
Compuesto Dosis
(mg/Kg, ip) Vehículo
DL-HEPP
DL-CF3-HEPP
79, 100, 112, 125
31, 39, 44, 50 PEG-400 al 10%
Tabla 1. Dosis utilizadas de los compuestos sintetizados
31
Este experimento demostró que todo ratón estimulado presentó la fase
tónica y clónica de la convulsión. La abolición de la extensión tónica se tomó
como punto final del ensayo después de la administración de los tratamientos.
Se consideró que la convulsión tónica era bloqueada si la extensión tónica de
las extremidades era igual a un ángulo de 90°C y se mantenía esta postura
más de 3 segundos con respecto al cuerpo del ratón.
Finalmente, se determinó la DE50 y los intervalos de confianza del 95 %
del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP por el método de Litchfield y Wilcoxon
(Litchfield et al., 1949) por lo que, utilizamos el programa de análisis de probit
de la EPA para calcular los valores de CL/CE, versión 1.5.
32
6. Resultados
6.1. Caracterización de los compuestos sintetizados
6.1.1. Síntesis de la 3’-trifluorometil-propiofenona
6.1.1.1. Obtención de la propionaldoxima
La propionaldoxima obtenida se caracterizó mediante espectrofotometría
de infrarrojo (IR), observándose la banda de absorción del grupo O-H de las
oximas a 3256 cm-1.
Fig. 12. Espectro de IR de la propionaldoxima
H
NHOH
33
6.1.1.2. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona
La oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona obtenida se caracterizó por
espectrofotometría de infrarrojo (IR), observándose las siguientes bandas de
absorción: la del grupo O-H de las oximas 3256 cm-1 y la del grupo CF3 a 1322
y a 1072 cm-1.
Fig. 13. Espectro de IR de la oxima de la 3’-trifluorometil-propiofenona
NHOH
CF3
34
6.1.1.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-propiofenona
La 3’-trifluorometil-propiofenona obtenida se caracterizó por
espectrofotometría de infrarrojo (IR), observándose las siguientes bandas de
absorción: la del grupo C=O de las cetonas en 1697 cm-1, la del grupo CF3 a
1322 y a 1071 cm-1.
Fig. 14. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-propiofenona
O
CF3
35
6.1.2. Síntesis de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona
6.1.2.1. Obtención de la 3’-trifluorometil-acetanilida
La 3’-trifluorometil-acetanilida obtenida se caracterizó por
espectrofotometría de infrarrojo (IR), observándose las siguientes bandas de
absorción: la del grupo C=O de la acetanilida en 1669 cm-1; la del grupo N-H de
la acetanilida a 3305 y a 3278 cm-1 y la del grupo CF3 a 1374 y a 1160 cm-1.
Fig. 15. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-acetanilida
CF3
NH
O
CH3
36
La 3’-trifluorometil-acetanilida también se caracterizó por resonancia
magnética nuclear de hidrógeno (RMN-1H), observándose los siguientes
desplazamientos químicos:
RMN-1H ( ): 1.95 (s, 3H, H2); 7.07 (d, 1H (J=7.5 Hz), H6’) 7.18 (t, 1H (J=7.8 Hz),
H5’); 7.58 (d, 1H (J=7.8 Hz), H4’); 7.76 (s, 1H, H2’); 9.54 (s, 1H, NH).
Fig. 16. Espectro de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-acetanilida
37
La 3’-trifluorometil-acetanilida se caracterizó por resonancia magnética
nuclear de carbono (RMN-13C), observándose los siguientes desplazamientos
químicos:
RMN-13C ( ): 24.3 (C2); 116.4 (q, C2’ 3JC-F = 4Hz); 120.0 (q, C4’,
3JC-F = 4Hz);
122.9 (C6’); 124.2 (q, C3’, 1JC-F = 272 Hz); 129.3 (C5’); 130.8 (q, C3’
2JC-F = 32
Hz); 139.7 (C1); 169.6 (C1).
Fig. 17. Espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-acetanilida
38
6.1.2.2. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida
La 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida obtenida se caracterizó por
espectrofotometría de infrarrojo (IR), observándose las siguientes bandas de
absorción: la del grupo N-H de la acetanilida a 3359 cm-1; la del grupo C=O de
la acetanilida en 1709 cm-1; la del grupo CF3 a 1330 y a 1137 cm-1 y la del
grupo NO2 en 858 cm-1.
Fig. 18. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida
CH3
NO2
NH
CF3
O
39
La 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida se caracterizó por resonancia
magnética nuclear de hidrógeno (RMN-1H), observándose los siguientes
desplazamientos químicos:
RMN-1H ( ): 2.55 (s, 3H, H2) 8.24 (d, 1H (J=9.1 Hz), H6’); 8.35 (d, 1H (J=9.0
Hz), H5’); 8.49 (s, 1H, H2’); 10.82 (s, 1H, NH).
Fig. 19. Espectro de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida
CH3
NO2
NH
CF3
O
1
21'
2'
3'4'
5'
6'
40
La 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida se caracterizó por resonancia
magnética nuclear de carbono (RMN-13C), observándose los siguientes
desplazamientos químicos:
RMN-13C ( ): 25.0 (C2); 118.5 (q, C2’ 3JC-F = 6 Hz); 122.5 (C5’); 122.7 (C3’,
1JC-F =
273 Hz); 124.9 (q, C3’, 2JC-F = 34 Hz); 127.6 (C6’); 142.3 (C4’); 144.7 (C1’); 170.5
(C1).
Fig. 20. Espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida
41
6.1.2.3. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina
La 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina se caracterizó por espectrofotometría
de infrarrojo (IR), observándose las siguientes bandas de absorción: del grupo
N-H de la anilina a 3481 y a 3369 cm-1; la del grupo CF3 a 1322 y a 1129 cm-1 y
la del grupo NO2 en 878 cm-1.
Fig. 21. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina
NO2
NH2
CF3
42
La 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina se caracterizó por resonancia
magnética nuclear de hidrógeno (RMN-1H), observándose los siguientes
desplazamientos químicos:
RMN-1H ( ): 4.67 (bs, 2H, NH2); 6.57 (dd, 1H (J=2.6 Hz; J=9.0Hz), H6’); 6.84 (d,
1H (J=2.6 Hz), H2’); 7.73 (d, 1H, (J=9.1 Hz), H5’).
Fig. 22. Espectro de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina
43
La 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina se caracterizó por resonancia
magnética nuclear de carbono (RMN-13C), observándose los siguientes
desplazamientos químicos:
RMN-13C ( ): 112.7 (q, C2’, 3JC-F = 6 Hz); 114.9 (C6’); 122.5 (q, C1,
1JC-F = 273
Hz); 126.4 (q, C3’, 2JC-F = 33 Hz); 129.2 (C5’); 135.9 (C4’); 153.3 (C1’).
Fig. 23. Espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina
44
6.1.2.4. Obtención de la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-
propiofenona
La oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona obtenida se
caracterizó por espectrofotometría de infrarrojo (IR), observándose las
siguientes bandas de absorción: la del grupo O-H de las oximas a 3260 cm-1, la
del grupo CF3 a 1353 y a 1047 cm y la del grupo NO2 en 865 cm-1.
Fig. 24. Espectro de IR de la oxima de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-
propiofenona
NHOH
NO2
CF3
45
O
NO2
CF3
6.1.2.5. Obtención de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona
La 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona se caracterizó por
espectrofotometría de infrarrojo (IR), observándose las siguientes bandas de
absorción: la del grupo C=O de las cetonas en 1701 cm-1, la del grupo CF3 a
1305 y a 1047 cm-1 y la del grupo NO2 en 865 cm-1.
Fig. 25. Espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona
46
6.2. Síntesis de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP)
6.2.1. Obtención del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo
El DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo, intermediario en la
síntesis del DL-HEPP se caracterizó por espectrofotometría de infrarrojo (IR),
observándose las siguientes bandas de absorción: la del grupo O-H en 3493
cm-1, la del grupo C=O del éster en 1710 cm-1.
Fig. 26. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo
47
El DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo, se caracterizó por
resonancia magnética nuclear de hidrógeno (RMN-1H), observándose los
siguientes desplazamientos químicos:
RMN-1H ( ): 0.77 (t, 3H (J=7.3 Hz), H5); 1.07 (t, 3H (J=7.3 Hz), HB); 1.80 (dq,
2H (J=7.5 Hz), H4); 2.87 (dd, 2H (J=15.6 Hz; J=15.9 Hz), H2); 4.01 (q, 2H (J=7.0
Hz), HA); 4.34 (s, 1H, OH); 7.21 (t, 1H (J=7.1 Hz), H4); 7.32 (t, 2H (J=7.3 Hz),
H3’,5’); 7.40 (d, 2H (J=7.8 Hz), H2’,6’).
Fig. 27. Espectro de RMN-1H de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de
etilo
48
El DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo, se caracterizó por
resonancia magnética nuclear de carbono (RMN-13C), observándose los
siguientes desplazamientos químicos:
RMN-13C ( ): 0.8 (C5); 14.2 (CB); 36.1 (C4); 45.3 (C2); 60.9 (CA); 75.4 (C3); 125.4
(C3’,5’); 126.9 (C4’); 128.3 (C2’,6’); 145.5 (C1’); 173.1 (C1).
Fig. 28. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de
etilo
49
6.2.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-HEPP)
La DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida se caracterizó por
espectrofotometría de infrarrojo (IR), observándose las siguientes bandas de
absorción: la del grupo O-H en 3375 cm-1, la del grupo N-H en 3176 cm-1 y la
del grupo C=O de la amida en 1666 cm-1.
Fig. 29. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida (DL-
HEPP)
O
NH2
OH
50
La DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida, se caracterizó por resonancia
magnética nuclear de hidrógeno (RMN-1H), observándose los siguientes
desplazamientos químicos:
RMN-1H ( ): 0.74 (t, 3H, H5); 1.80 (m, 2H, H5); 2.67 (d, 2H, H2); 5.06 (s, 1H,
OH); 5.78 – 5.97 (bs, 2H, NH2); 7.21 (t, 1H, H4); 7.31 (t, 2H, H3’,5’); 7.36 (d, 2H,
H2’,6’).
Fig. 30. Espectro de RMN-1H de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida
(DL-HEPP)
51
La DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida, se caracterizó por resonancia
magnética nuclear de carbono (RMN-13C), observándose los siguientes
desplazamientos químicos:
RMN-13C ( ): 7.75 (C5); 35.82 (C4); 45.92 (C2); 75.57 (C3); 125.16 (C3’,5’);
126.70 (C4’); 128.16 (C2’,6’); 145.14 (C1’); 174.88 (C1).
Fig. 31. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida
(DL-HEPP)
52
6.3. Síntesis de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida
(DL-3’-CF3-HEPP)
6.3.1. Obtención del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato
de etilo
El DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo,
intermediario en la síntesis del DL-3’-CF3-HEPP se caracterizó por
espectrofotometría de infrarrojo (IR), observándose las siguientes bandas de
absorción: la del grupo O-H en 3493 cm-1, la del grupo C=O del éster en 1711
cm-1.
Fig. 32. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-
propionato de etilo
53
El DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo se
caracterizó por resonancia magnética nuclear de hidrógeno (RMN-1H),
observándose los siguientes desplazamientos químicos:
RMN-1H ( ): 0.75 (t, 3H, H5); 1.07 (t, 3H, HB); 1.73 – 1.87 (m, 2H, H4); 2.88 (dd,
2H, H2); 4.01 (q, 2H, HA); 4.45 (bs, 1H, OH); 7.40 - 7.50 (m, 2H, H5’,6’); 7.57 -
7.6 (d, 1H, H4’); 7.68 (s, 1H, H2’).
Fig. 33. Espectro de RMN-1H protón de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-
trifluorometilfenil)-propionato de etilo
54
El DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo, se
caracterizó por resonancia magnética nuclear de carbono (RMN-13C),
observándose los siguientes desplazamientos químicos:
RMN-13C ( ): 7.86 (C5); 14.04 (CB); 36.04 (C4); 44.90 (C2); 61.11 (CA); 75.32
(C3); 122.30 (C4’); 123.90 (C2’); 124.46 (CF3); 128.8 (C5’); 128.91 (C6’); 130.64
(C3’); 146.71 (C1’); 172.97 (C1).
Fig. 34. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-
trifluorometilfenil)-propionato de etilo
55
6.3.2. Obtención de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-
propionamida (DL-3’-CF3-HEPP)
La DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida se
caracterizó por espectrofotometría de infrarrojo (IR), observándose las
siguientes bandas de absorción: la del grupo O-H en 3325 cm-1, la del grupo N-
H2 de la amida en 3166 cm-1, la del grupo C=O de la amida en 1673 cm-1.
Fig. 35. Espectro de IR de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-
propionamida (DL-3’-CF3-HEPP)
56
La DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida, se
caracterizó por resonancia magnética nuclear de hidrógeno (RMN-1H),
observándose los siguientes desplazamientos químicos:
RMN-1H ( ): 0.73 (t, 3H, H5); 1.81 (m, 2H, H4) 2.71 (s, 2H, H2); 5.33 (s, 1H, OH);
6.09 (bs, 2H NH2); 7.44 (m, 2H, H5’,6’); 7.54 – 7.57 (d, 1H, H4’); 7.66 (s, 1H, H2’).
Fig. 36. Espectro de RMN-1H de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-
propionamida (DL-3’-CF3-HEPP)
57
La DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida, se
caracterizó por resonancia magnética nuclear de carbono (RMN-13C),
observándose los siguientes desplazamientos químicos:
RMN-13C ( ): 7.8 (C5); 35.91 (C4); 45.61 (C2); 75.66 (C3); 122.27 (C4’); 123.88
(C2’); 124.49 (CF3); 128.90 (C5’,6’); 130.63 (C3’); 146.66 (C1’); 174.97 (C1).
Fig. 37. Espectro de RMN-13C de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-
trifluorometilfenil)-propionamida (DL-3’-CF3-HEPP)
58
6.4. Evaluación de la actividad anticonvulsionante
6.4.1. Electrochoque máximo
Se emplearon grupos de 8 ratones macho de la cepa Swiss Webster de
25 a 30 g de peso. Para inducir las crisis epilépticas se aplicó una corriente
eléctrica a través de electrodos colocados en la oreja del ratón. El estímulo fue
de 30-35 mA, en pulsaciones de 100 Hz durante 200 ms. El PEG-400 al 10 %
fue inactivo. Se evalúo la protección del DL-HEPP y del DL-CF3-HEPP,
obteniéndose las DE50 correspondientes mediante un programa de análisis de
probit de la EPA para calcular los valores de CL/CE, versión 1.5.
6.4.1.1. Cálculo de la DE50 del DL-HEPP
Dosis (mg/Kg)
Animales expuestos
No convulsionaron
Respuesta observada
Respuesta ajustada
Respuesta esperada
80 8 1 0.1250 0.1250 0.0854 100 8 2 0.2500 0.2500 0.3403 112 8 4 0.5000 0.5000 0.5195 125 8 6 0.7500 0.7500 0.6897
Chi - cuadrado para la heterogeneidad (calculado) = 0.599
Chi - cuadrado para la heterogeneidad
(Valor de tabla en el 0,05) = 5.991
Mu = 2.043999
Sigma = 0.106888
Parámetros Estimado Error
estándar Límites de confianza del 95%
Intercepto
Pendiente
-14.122790
9.355578
7.630762
3.764177
( -29.079082, 0.833502)
( 1.977792, 16.733364)
Velocidad de respuesta espontánea teórico = 0.0000
59
Estimación de LC / CE y de los valores de límites de confianza
Exposición Límites de confianza del 95%
Punto Conc. Bajo Alto
DL/DE 1.00
DL/DE 5.00
DL/DE 10.00
DL/DE 15.00
DL/DE 50.00
DL/DE 85.00
DL/DE 90.00
DL/DE 95.00
DL/DE 99.00
62.423
73.821
80.726
85.747
110.662
142.816
151.700
165.889
196.179
8.457
18.560
28.126
37.119
96.110
121.804
126.574
133.688
147.593
80.195
88.721
93.952
97.961
145.825
443.499
587.270
892.260
1962.296
60
10+
-
-
-
-
9+
-
-
-
-
8+
-
-
- .
-
7+ .
- ..
- ..
- ...
- ....
6+ ....
- ....
- o...
- ....
- ....
5+ ..o
- ....
- ....
- ... o
- ....
4+ ....
- o....
- ...
- ..
- ..
3+ .
-
-.
-
-
2+
-
-
-
-
1+
-
-
-
-
0+
-+--------------+--------+---------+---------+--------+-------+-
DE01 DE10 DE25 DE50 DE75 DE90 DE99
Fig. 38. Curva dosis-respuesta de DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida
(DL-HEPP)
61
6.4.1.2. Cálculo de la DE50 del DL-3’-CF3-HEPP
Dosis (mg/Kg)
Animales expuestos
No convulsionaron
Respuesta observada
Respuesta ajustada
Respuesta esperada
25 8 1 0.1250 0.1250 0.0677 31 8 1 0.1250 0.1250 0.2101 39 8 3 0.3750 0.3750 0.4708 44 8 6 0.7500 0.7500 0.6224 50 8 6 0.7500 0.7500 0.7642
Chi - cuadrado para la heterogeneidad (calculado) = 1.622
Ch Chi - cuadrado para la heterogeneidad
(Valor de tabla en el 0,05) = 7.815
Mu = 1.601035
Sigma = 0.136048
Parámetros Estimado Error
estándar Límites de confianza del 95%
Intercepto
Pendiente
-6.768169
7.350353
3.716293
2.339301
(-14.052104, 0.515766)
(2.765323, 11.935384)
Velocidad de respuesta espontánea teórico = 0.0000
Estimación de LC / CE y de los valores de límites de confianza
Exposición Límites de confianza del 95%
Punto Conc. Bajo Alto
DL/DE 1.00
DL/DE 5.00
DL/DE 10.00
DL/DE 15.00
DL/DE 50.00
DL/DE 85.00
DL/DE 90.00
DL/DE 95.00
DL/DE 99.00
19.255
23.837
26.710
28.843
39.906
55.212
59.620
66.807
82.703
5.969
10.434
14.000
17.018
34.165
46.241
48.791
52.671
60.502
25.670
29.538
31.953
33.801
48.739
104.245
127.045
170.820
299.119
62
10+
-
-
-
-
9+
-
-
-
-
8+
-
-
- .
-
7+ .
- ..
- ..
- ...
- ....
6+ ....
- ....
- o ... o
- ....
- ....
5+ ...
- ....
- ....o
- ...
- ....
4+ ....
- ..o.
- ...
- ..
- ..
3+ .
-
-.
-
-
2+
-
-
-
-
1+
-
-
-
-
0+
-+--------------+--------+---------+---------+--------+-------+-
DE01 DE10 DE25 DE50 DE75 DE90 DE99
Fig. 39. Curva dosis-respuesta de DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-
trifluorometilfenil)-propionamida (DL-3’-CF3-HEPP)
63
7. Discusión
Para intentar incrementar la actividad anticonvulsionante del DL-HEPP
se sintetizó el compuesto DL-3’-CF3-HEPP, que se diferencia del DL-HEPP por
la presencia de un grupo hidrofóbico (CF3) en la posición 3’ del anillo
aromático.
Para la síntesis de DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP se partió de las
propiofenonas correspondientes, las cuales se transformaron mediante la
reacción de Refotmatsky en los respectivos ésteres, los cuales mediante una
reacción de amoniolisis produjeron las amidas esperadas.
La forma de obtener la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina es mediante una
acetilación previa de la 3’-trifluorometil-anilina debido a que si se hace
reaccionar esta última con ácido nítrico y ácido clorhídrico se obtendría una
mezcla de compuestos nitrados. Estos productos se deben a que se tiene un
grupo amino, el cual es un grupo activador del anillo por efecto mesomérico
positivo, haciendo así más susceptible de nitrar las posiciones orto y para del
anillo aromático. Así la necesidad de acetilar primero la 3’-trifluorometil-anilina
es para disminuir el aporte de carga electrónica del grupo amino sobre el anillo,
y dirigir la nitración hacia la posición para, impidiendo estéricamente la nitración
de la posición orto. Posteriormente a partir de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina
se obtuvo la correspondiente 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona.
7.1. Caracterización de los compuestos
7.1.1. Espectrofotometria de infrarrojo
Cuando una molécula vibra constantemente, sus enlaces se alargan y
contraen recíprocamente. La absorción de luz infrarroja produce cambios en las
vibraciones de una molécula. El espectro infrarrojo es una propiedad
característica de un compuesto orgánico y puede emplearse para establecer la
identidad de los compuestos y revelar su estructura al informar los grupos que
se encuentran en la molécula. Un grupo de átomos determinado da origen a
bandas de absorción características; es decir, un grupo específico absorbe
frecuencias determinadas, que son características de un compuesto (Morrison
y Boyd, 1998).
64
7.1.1.1. Espectros de IR de 3’-trifluorometil-acetanilida y 3’-trifluorometil-
4’-nitro-acetanilida
Los espectros de IR para la 3’-trifluorometil-acetanilida y 3’-trifluorometil-
4’-nitro-acetanilida (Figs. 15 y 18, respectivamente) confirman la acetilación al
observarse una absorbancia en 1669 y 1709 cm-1, respectivamente; estas
absorciones indican la presencia de un grupo carbonilo de amida en la
molécula. El grupo nitro, presenta absorciones características en el espectro de
IR (858 y 878 cm-1) en los intermediarios obtenidos. El grupo trifluorometil,
presenta absorciones en 1137 y en 1330 cm-1.
7.1.1.2. Espectro de IR de 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina
El espectro de IR de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina (Fig. 21) muestra
señales a 3481 y 3369 cm-1, que indican la presencia de un grupo amino
correspondiente a la anilina. El grupo nitro, presenta absorciones
características en el espectro de IR (878 cm-1) en los intermediarios obtenidos.
El grupo trifluorometil, presenta absorciones en 1129 y en 1322 cm-1.
7.1.1.3. Espectros de IR de la 3’-trifluorometil-propiofenona y de la 3’-
trifluorometil-4-nitro-propiofenona
Los espectros de IR para la 3’-trifluorometil-propiofenona y de la 3’-
trifluorometil-4-nitro-propiofenona (Figs. 14 y 24, respectivamente) muestran
una absorbancia en 1697 y 1701 cm-1, respectivamente; estas absorciones
indican la presencia de un grupo carbonilo de cetona en la molécula. El grupo
trifluorometil, presenta absorciones en 1322 (Fig. 14) y en 1353 (Fig. 24) cm-1.
El grupo nitro, presenta absorciones características en el espectro de IR (865
cm-1) en el intermediario obtenido.
7.1.1.4. Espectros de IR de los hidroxiesteres de DL-HEPP y del DL-3’-CF3-
HEPP
Los espectros IR del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de etilo y DL-
3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo revelan la presencia
del grupo hidroxi: 3480 cm-1 para el hidroxiéster del DL-HEPP, y a 3493 cm-1
para el hidroxiéster del DL-3’-CF3 –HEPP (Figs. 26 y 32, respectivamente). El
65
grupo carbonilo apareció a 1700 cm-1 para el hidroxiéster del DL-HEPP, y a
1711 cm-1 para el hidroxiéster del DL-3’-CF3 -HEPP, los cuales son grupos
característicos de los hidroxiésteres intermediarios. Las señales registradas en
el espectro IR para los grupos carbonilo e hidroxi corresponden al número de
onda de absorción característico para estos grupos funcionales publicados en
la bibliografía (Morrison y Boyd, 1998; Pretsch et al., 1998; Silverstein y
Webster, 1998). La incorporación del grupo CF3 en posición meta en el anillo
aromático, afectó solo marginalmente la energía vibracional de los grupos de
interés en la estructura del intermediario del DL-3’-CF3 -HEPP, según se
observó en su espectro IR.
7.1.1.5. Espectros de IR del DL-HEPP y del DL-3´-CF3 –HEPP
Los espectros IR del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionamida y del DL-3-
hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionamida revelaron la presencia del
grupo hidroxi a 3375 cm-1 para DL-HEPP, y a 3325 cm-1 para el DL-3’-CF3-
HEPP (Figs. 29 y 35, respectivamente). El grupo amino del DL-HEPP apareció
en 3176 cm-1, y a 3166 cm-1 en el DL-CF3-HEPP. El grupo carbonilo apareció
para el DL-HEPP a 1666 cm-1, y en 1673 cm-1 para el DL-3’-CF3-HEPP. Las
señales registradas en el espectro IR para los grupos mencionados
corresponden al número de onda de absorción característico para dichos
grupos funcionales publicados (Morrison y Boyd, 1998; Pretsch et al., 1998;
Silverstein y Webster, 1998).
7.1.2. Espectrofotometría de resonancia magnética nuclear de hidrógeno
(RMN-1H)
Este espectro muestra picos de absorción que reflejan diferencias en el
ambiente de los protones. Un conjunto de protones de un mismo entorno son
equivalentes, por lo tanto, el número de señales en el espectro RMN-1H revela
el número de conjunto de protones que contiene la molécula. La intensidad
efectiva en cada protón depende del ambiente de éste, la densidad electrónica
y la presencia de otros protones cercanos. Cada conjunto de protones
equivalentes tendrá un ambiente ligeramente diferente de cualquier otro
conjunto, por lo que requerirá una intensidad de campo aplicada diferente para
66
producir la misma intensidad de campo efectiva. La posición de las señales
ayuda a identificar el tipo de protones (aromático, alifático, primario, secundario
o terciario). Un protón protegido comparado con un protón desnudo requiere
una intensidad de campo aplicado mayor, y uno desprotegido, una menor. La
protección desplaza la absorción al campo más alto (hacia la derecha), y la
desprotección la desplaza al campo más bajo (hacia la izquierda). Dichos
desplazamientos de las posiciones de absorción de RMN causadas por la
protección y desprotección electrónica se denominan desplazamientos
químicos. La unidad para expresar dicho desplazamiento es en partes por
millón del campo magnético total aplicado utilizando como referencia al
tetrametisilano (Morrison y Boyd, 1998).
7.1.2.1. Espectrofotometria de RMN-1H de 3’-trifluorometil-acetanilida y de
3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida
Los espectros de RMN-1H de la 3’-trifluorometil-acetanilida y de la 3’-
trifluorometil-4’-nitro-acetanilida (figs. 16 y 19, respectivamente), muestran las
señales esperadas para las estructuras propuestas mas una señal extra, cuyo
desplazamiento (2.96 ppm y 3.67 ppm, respectivamente) es atribuído a la
presencia de agua.
7.1.2.2. Espectros de RMN-1H de 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina
La incertidumbre existente acerca de la posición en la cual se adicionó el
grupo nitro se ve eliminada al obtener el espectro de RMN-1H de la 3’-
trifluorometil-4’-nitro-anilina (Fig. 22). En el se observan las señales de los 3
hidrógenos aromáticos; es decir, los sistemas acoplados esperados para los
protones 2’, 5’ y 6’.
7.1.2.3. Espectros de RMN-1H del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenilpropionato de
etilo y del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo.
Los desplazamientos químicos para protones equivalentes en la cadena
alifática (carbonos 2, 5, 2, A y B) fueron similares para los intermediarios DL-3-
hidroxi-3-etil-3-fenilpropionato de etilo y DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-
trifluorometilfenil)-propionato de etilo, pues las pequeñas variaciones de
67
desplazamiento químico no son significativas (Figs. 26 y 33). Con lo que
respecta al hidrógeno del grupo hidroxi, éste también mantuvo un
desplazamiento químico similar en ambos intermediarios. Sin embargo la
introducción del grupo CF3 en el anillo aromático del hidroxiéster del DL-HEPP
provocó cambios significativos en los desplazamientos químicos para los
protones en dicho anillo. En el caso del hidroxiéster del DL-HEPP (Fig. 26), en
el anillo aromático existen dos pares de protones equivalentes: los de los
carbonos 3’ y 5’ pues aparecieron en una sola señal a 7.32 ppm, así como los
protones de los carbonos 4’ y 6’ se encuentra en 7.40 ppm. La
electronegatividad del grupo CF3 modificó los desplazamientos químicos de los
protones en el anillo aromático del hidroxiéster del DL-3’-CF3-HEPP (Fig. 33).
Sólo se registró un par de protones equivalentes, los de los carbonos 5’ y 6’
que aparecieron en una señal de 7.45 ppm en promedio. También los protones
de los carbonos 2’ y 4’ registraron señales separadas en el caso del DL-3’-CF3-
HEPP. Los desplazamientos químicos registrados en los espectros de RMN-1H
para los hidroxiésteres intermediarios corresponden a lo esperado (Pretsch et
al., 1998; Silverstein y Webster, 1998).
7.1.2.4. Espectros de RMN-1H del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP
Los desplazamientos químicos para los protones equivalentes en la
cadena alifática (carbonos 2, 4 y 5) fueron similares para el DL-HEPP y para el
DL-3’-CF3-HEPP; como en el caso de los hidroxiésteres, las pequeñas
variaciones de desplazamiento químico no son significativas (Figs. 30 y 36). El
hidrógeno del grupo hidroxi del DL-HEPP presentó un mayor desplazamiento
hacia el campo bajo si se compara con el desplazamiento del mismo grupo en
el DL-HEPP (5.33 y 5.06 ppm, respectivamente) esto debido a la introducción
del grupo electroatractor CF3 en el anillo aromático. Los desplazamientos
químicos de los protones del grupo amino en el DL-HEPP indican que estos
protones no son magnéticamente equivalentes pues se registran dos señales
en el espectro de RMN-1H para dicho grupo amino (5.78 y 5.97 ppm, fig. 30).
Mientras que en el DL-3’-CF3-HEPP los protones del mismo grupo son casi
equivalentes apareciendo a 6.09 ppm (Fig. 36). De forma análoga a los
hidroxiésteres del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP, la presencia en éste último
68
del grupo CF3 en el anillo aromático provocó diferencias significativas en los
desplazamientos químicos para los protones en dicho anillo. Para el DL-HEPP,
los dos pares de protones equivalentes en el anillo aromático son: los
hidrógenos 3’ y 5’ que aparecen en 7.31 ppm; y los protones 2’ y 6’ con una
señal en 7.36 ppm. En el espectro de RMN-1H del DL-3’-CF3-HEPP sólo se
registró un par de protones equivalentes, los unidos a los carbonos 5’ y 6’ que
aparecieron a 7.44 ppm; mientras que los protones de los carbonos 2’ y 4’
registraron señales separadas (Fig. 36). Los desplazamientos químicos
registrados en los espectros de RMN-1H para las propionamidas corresponden
a lo esperado (Pretsch et al., 1998; Silverstein y Webster, 1998).
7.1.3. Espectrofotometria de resonancia magnética nuclear de carbono 13
(RMN-13C)
El espectro de resonancia magnética nuclear de carbono 13
complementa la espectroscopía de resonancia magnética nuclear de
hidrógeno, y está relacionado con el esqueleto carbonado. El número de
señales indica cuántos carbonos diferentes, o conjunto de carbonos
equivalentes, existen en una molécula. El desplazamiento químico indica la
hibridación de cada carbono y su ambiente electrónico con respecto a otros
carbonos vecinos o grupos funcionales.
7.1.3.1. Espectrofotometria de RMN-13C de 3’-trifluorometil-acetanilida y
3’-trifluorometil-4’-nitro-acetanilida
Los espectros de RMN-13C de 3’-trifluorometil-acetanilida y 3’-
trifluorometil-4’-nitro-acetanilida (Figs. 17 y 20, respectivamente) muestran
señales a 169.6 y 170.5 ppm características de los carbonos carbonílicos de
las acetanilidas correspondientes.
7.1.3.2. Espectro de RNM-13C de 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina
En el espectro de RMN-13C de la 3’-trifluorometil-4’-nitro-anilina (Fig.
23). El grupo CF3 apareció a 122.5 ppm y la constante de acoplamiento C-F de
273 Hz corresponde a lo esperado (Pretsch et al., 1998; Silverstein y Webster,
1998).
69
7.1.3.3. Espectros de RMN-13C del DL-3-hidroxi-3-etil-3-fenil-propionato de
etilo y del DL-3-hidroxi-3-etil-3-(3’-trifluorometilfenil)-propionato de etilo.
Los desplazamientos químicos de los carbonos de la cadena alifática de
los hidroxiésteres análogos fueron similares ya que las pequeñas variaciones
de desplazamiento químico no son significativas (Figs. 28 y 34). Lo mismo
ocurrió para el carbono 1’ del anillo aromático. El carbono 1 presentó el mayor
desplazamiento químico hacia el campo bajo, y corresponde al grupo carbonilo
de acuerdo a la bibliografía (Pretsch et al., 1998; Silverstein y Webster, 1998).
Mientras que el de mayor desplazamiento hacia el campo alto es el carbono 5,
seguido del carbono B, estos dos últimos corresponden a carbonos primarios
(Figs. 28 y 34). En el espectro de RMN-13C del hidroxiéster del DL-HEPP (Fig.
28) los carbonos 2’ y 6’ mostraron una sola señal a 128.3 ppm, esto sugiere
que son carbonos magnéticamente equivalentes; lo mismo ocurre con el par de
carbonos 3’ y 5’ con una señal en 125.14 ppm. Los carbonos 1’ y 4’ mostraron
señales independientes. La introducción del grupo CF3 en el anillo aromático
del DL-HEPP provocó cambios en los desplazamientos químicos para los
carbonos del anillo fenilo. En el espectro de RMN-13C (Fig. 34) del hidroxiéster
del DL-3’-CF3-HEPP, los carbonos 5’ y 6’ registraron desplazamientos químicos
próximos entre sí (128.8 y 128.9 ppm, respectivamente). Los carbonos 2’ y 4’
también registraron desplazamientos químicos similares entre sí (123.90 y
122.3 ppm, respectivamente). El grupo CF3 en la posición 3’ del anillo
aromático provocó un mayor desplazamiento del carbono 3´ hacia el campo
bajo a 130.6 ppm (Fig. 34).
7.1.3.4. Espectros de RMN-13C del DL-HEPP y del DL-3’-CF3-HEPP
Los desplazamientos químicos de los carbonos de la cadena alifática (carbonos
1 al 5) de las propionamidas análogas fueron similares entre sí; las pequeñas
variaciones de desplazamiento químico no son significativas. Lo mismo ocurrió
para el carbono 1’ del anillo aromático (Figs. 31 y 37). Como en el caso de los
hidroxiésteres, se observaron diferencias en los desplazamientos químicos de
los carbonos del anillo aromático entre el DL-HEPP y su derivado
trifluorometilado. Para el DL-3’-CF3-HEPP existe un par de carbonos
70
equivalentes en el anillo aromático, estos son los carbonos 5’ y 6’ pues ambos
registraron el mismo desplazamiento químico (128.90 ppm; fig. 37), mientras
que el resto de los carbonos aromáticos, incluyendo el del grupo CF3,
registraron señales independientes. Para el DL-HEPP existen dos pares de
carbonos equivalentes aromáticos, éstos son: los carbonos 2’ y 6’ que
presentaron un desplazamiento químico de 128.16 ppm; y los carbonos 3’ y 5’
con un desplazamiento químico de 125.16 ppm. La presencia del grupo CF3 en
el DL-HEPP provocó que el carbono 3’ ya no fuera magnéticamenteequivalente
con el carbono 5’, desplazando su señal hacia el campo bajo apareciendo a
130 - 63 ppm (Fig. 37). Los espectros de RMN-13C para las propionamidas
confirmaron la identidad de los compuestos sintetizados, de acuerdo a lo
publicado en la bibliografía (Pretsch et al., 1998; Silverstein y Webster, 1998).
7.2. Actividad anticonvulsionante
7.2.1. Electrochoque
La actividad anticonvulsionante de un fármaco puede ser caracterizada
por inducción de las convulsiones en ratones con pentilentetrazol (PTZ) o con
electrochoque. El PTZ es el convulsionante químico más utilizado. Puede ser
administrado vía subcutánea a dosis de 85 mg/kg para inducir convulsiones
clónicas. Estas son bloqueadas por etosuximida, ácido valproico, fenobarbital y
diazepam, fármacos capaces de controlar las convulsiones generalizadas de
ausencia y mioclónicas. De tal manera que, la inducción de las convulsiones
con PTZ es considerado un modelo experimental de epilepsia de tipo ausencia
y mioclónica. Cuatro de los fármacos más efectivo contra las convulsiones
tónico-clónico en humanos son fenitoína, carbamacepina, ácido valproico y
fenobarbital. Estos fármacos bloquean el estímulo eléctrico inducido con
electrochoque. Por lo tanto, el modelo de electrochoque es considerado como
un modelo experimental de epilepsia de tipo tónico-clónico generalizada en
animales (Giardina, 2000).
Se ha demostrado que las fenil alcohol amidas presentan actividad
anticonvulsionante contra las convulsiones inducidas por un amplia variedad de
modelos experimentales de epilepsia (Carvajal G et al., 1964; Carvajal-
Sandoval G et al., 1998; Meza et al., 1990; Meza-Toledo et al., 1998; Meza et
71
al., 2008). La DE50 de HEPA para el modelo de PTZ (100 mg/kg vía i.p) se
reporta en 61 (55 - 68) mg/kg; mientras que para F-HEPA se reporta en 49 (43
- 56) mg/kg. En cambio, para el HEPP su DE50 se reporta en 54 (48 - 61)
mg/kg y la del F-HEPP en 43 (34 - 54) mg/kg. La DE50 de HEPB, 56 (51 - 61)
mg/kg, F-HEPB se reporta en 46 (41 - 51) mg/kg (Carvajal et al., 1998).
Se observó que la incorporación de átomos de flúor, cloro o bromo al
anillo fenílico de las fenil alcohol amidas incrementa su actividad
anticonvulsionante (Carvajal et al., 1998; Meza et al., 2004; Meza et al., 2008).
Por otro lado, se ha reportado que la DE50 de HEPA para el modelo de
electrochoque es de 126 (119 – 133) mg/kg; mientras que para el HEPP es de
144 (139 – 149) mg/kg y para el HEPB se reporta en 148 (138 – 158) mg/kg.
Este trabajo, se llevó a cabo mediante el modelo experimental de
electrochoque. El tipo y la severidad de la convulsión dependen de la
intensidad del estímulo que se aplique a los animales para el caso del modelo
de electrochoque; mientras que en otros modelos depende de la dosis y la vía
de administración del inductor de las convulsiones. La estimulación eléctrica
puede ser transcorneal o transauricular; nosotros utilizamos la segunda por ser
más efectiva en la generación de la convulsión tónica y manifestación del
clonus de las extremidades (Mareš et al., 2006).
En el modelo clásico de electrochoque se aplica un estímulo de 60 Hz
durante 0.2 s con una corriente de 50 mA para ratón y 150 mA para ratas. En
trabajos previos, Meza et al. (1990), aplicaron un estímulo de 60 Hz durante 0.2
s pero disminuyeron la intensidad de la corriente a 30 – 35 mA y reportaron que
la DE50 de DL-HEPP es de 144 (139 - 149) mg/kg en ratones macho de la cepa
NMR1 de 28 – 32 g de peso; sin embargo, en este estudio se aplicó un
estímulo de 100 Hz pero con la misma intensidad de corriente y con la misma
duración que Meza et al., (1990) y se obtuvo que la DE50 de DL-HEPP es de
110.6 (96 - 146) en ratones macho de la cepa Swiss Webster de 25 – 30 g de
peso. Lo que sugiere la variabilidad en los resultados dependiendo de las
condiciones en las que se realice el ensayo; sin embargo la DE50 que reporta
Meza et al., (1990) cae dentro de los intervalos de confianza del valor que se
obtuvo en este trabajo.
72
Se ha descrito que pequeños cambios en la estructura pueden alterar el
mecanismo de acción y las propiedades farmacológicas de un compuesto. Con
la finalidad de aumentar la actividad anticonvulsionante de DL-HEPP se
modificó su estructura química, adicionándole un grupo hidrofóbico (grupo CF3)
en su anillo aromático, observándose que la DE50 de su nuevo homólogo (DL-
CF3-HEPP) es de 39.9 (34 - 49) mg/kg en el modelo de electrochoque. Por lo
que, la presencia de un grupo trifluorometilo en el anillo aromático del DL-
HEPP aumentó su potencia anticonvulsionante.
El perfil de actividad anticonvulsionante de la serie homóloga de las fenil
alcohol amidas sugiere que son anticonvulsionantes contra las crisis
epilépticas de tipo ausencia. Los resultados obtenidos en nuestro trabajo
mediante el modelo de electrochoque sugieren que las fenil alcohol amidas
también son anticonvulsionantes contra las convulsiones tónico – clónico
generalizadas.
73
8. Conclusiones
Se preparó la 3’-trifluorometilpropiofenona, la cual es la cetona
intermediaria en la síntesis de los compuestos DL-3’-CF3-HEPP, DL-3’-
CF3-HEPB y DL-3’-CF3-HEPA.
Se preparó la 3’-trifluorometil-4’-nitro-propiofenona, la cual es la cetona
intermediaria en la síntesis de los compuestos: DL-3’-CF3-4’-NO2-HEPP,
DL-3’-CF3-4’-NO2-HEPB y DL-3’-CF3-4’-NO2-HEPA
Se sintetizaron los compuestos DL-HEPP y DL-3’-CF3-HEPP, los cuales
se caracterizaron mediante espectroscopía de infrarrojo (IR) y
resonancia magnética nuclear de hidrógeno y de carbono 13, siendo los
resultados obtenidos compatibles con sus estructuras.
Se evaluó la actividad anticonvulsionante (electrochoque máximo) de
DL-HEPP y de 3’ CF3-HEPP, obteniéndose que la DE50 es de 110.6 (96
- 146) y 39.9 (34 – 49) mg/Kg, respectivamente.
La incorporación del grupo trifluorometilo (CF3) al anillo aromático del
DL-HEPP incrementó su potencia de su actividad anticonvulsionante; lo
que sugiere la presencia de un sitio hidrofóbico en el receptor del DL-
HEPP, donde el grupo CF3 pudiera favorecer la interacción con el
receptor y así aumentar la potencia anticonvulsionante de las fenil
alcohol amidas.
74
9. Bibliografía
Alemán V., Martínez de Muñoz D. 1985. Estudio sobre la generación de
convulsiones por drogas. Ciencia. 36:145-155.
Brailowsky S. 1999. Un poco de neuroanatomía. En: Epilepsia: enfermedad
sagrada del cerebro. La ciencia para todos/170. Fondo de Cultura
Económico. México. Pág. 29-33.
Brailowsky S., Montiel T., Hernández E., Marescaux C., and Vergnes M. 1992.
Effects of 3-hidroxy-3-ethyl-3-phenyl-propionamide (HEPP) on rat models
of generalized and focal epilepsy. Epilepsy Res. 11:167-172.
Carvajal G. 1976. Bases bioquímicas en el desarrollo de fármacos. Gac. Méd.
Méx. 111:196-202.
Carvajal G., Russek M., Tapia R., Massieu G. 1964. Anticonvulsive action of
substances designed as inhibitors of gamma-amino-butyric acid-alpha-
ketoglutaric acid transaminase. Biochem Pharmacol. 13:1059-69.
Carvajal-Sandoval G., Juárez-Carvajal E., Cruz-Peinado C., Meza-Toledo S.E.
1998. Synthesis and pharmacological evaluation of a new homologous
series of (±)-p-fluoro-phenyl alcohol amide anticonvulsants. Arzneim-
Forsch/Drug Res. 48:349-352.
Carvajal, G. y Meza, S. 1997. La planeación de fármacos antiepilépticos en:
Epilepsia, aspectos neurobiológicos, médicos y sociales. A. Feria., D.
Martínez y F. Rubio (Eds.). Instituto Nacional de Neurología y
Neurocirugía, México. Págs. 173-191.
Castellano E.E., Zukerman-Schpector y Carvajal G. 1991. 4-hydroxy-4-phenyl-
hexanamide, an anticonvulsant molecule. Acta Crystallogr. B37:284-286.
Chamorro C. G., Salazar M., Salazar S., Ulluoa V., Carvajar G., Martínez de
Muñoz D. 1994. Evaluation of the toxic and teratogenic potential of the
anticonvulsant drug 4-hydroxy, 4-ethyl, 4-phenylbutiramide in mice. Arch
Med Res. 25:441-446
Chamorro C.G. 1996. Estudios de toxicología preclínica para nuevos fármacos.
Arch Neurocien (Méx). 1:118-121.
Chan B.S., and Lowenstein D.H. 2003. Mechanisms of disease epilepsy. N Eng
J Med. 349:1257 – 1266.
75
Commission on classification and terminology of the International League Again
Epilepsy. 1989. Proposal for revised classification of epilepsies and
epileptic syndromes. Epilepsia 30:389-399.
Feria V.A., Castellanos R. 1996. Evaluación del efecto anticonvulsionante de la
DL-4-hidroxi, 4-etil, 4-fenil butiramida (HEPB) y de la DL-3-hidroxi, 3-etil,
3-fenil propionamida (HEPP) sobre la actividad convulsiva inducida por
glutamato monosódico en ratón adulto. Arch. Neurocien. (Méx). 1:81-84.
Feldman R.S., Meyer J.S. y Quenzer L.F. (1997). Amino acids
neurotransmitters and histamine. en: Principles of
neuropsychopharmacology. Sinauer. 1a edición. 391-408. USA.
García A.L., Medina R.L., Pérez M.R., and Jung C.H. 2003. Lack of interaction
between HEPP, a new anticonvulsant agent, and carbamazepine in
rabbits. Biopharm Drug Disposition. 24:205-209.
Giardina W.J. 2000. Anticonvulsonant determination using electroshock-
induced convulsions in the mouse. En: Model of epilepsy: electroshock
and chemical induced convulsion in the mouse. Curr Protocols Pharm
5.22.1 – 5.22.22
Gómez Lisbeth E., Cueva Rolón R., and Lehmann F.P. 1995a. Disposition
kinetic of HEPP in rats after intravenous, oral, and intraperitoneal
administration. Correlation of plasma and brain levels with the
anticonvulsant effect. Biopharm Drug Dispos. 16: 77-89.
Gómez Lisbeth E., Lehmann F.P. 1995b. Pharmacokinetic of the novel
anticonvulsant HEPP after single intravenous administration of three
different doses in dogs. Biopharm Drug Dispos. 16:105-112
Javier A.M., Sánchez G., Martínez de Muñoz. 1996. Espectro de acción
antiepiléptica de la DL-4-hidroxi, 4-etil, 4-fenil butiramida y de sus
homólogos inferiores. Arch Neurocien (Méx). 1:76-80.
Kupferberg H. 2001. Animal model used in the screening of antiepileptic drugs.
Epilepsia 42:4-12.
Litchfield, J.T. y Wilcoxon, F. (1949). A simplified method of evaluating dose-
effect experiments. J. Pharmacol. Exp. Ther. 96: 99-113.
Macdonald R.L. and Kelly K.M. (1993). Antiepileptic drug mechanisms of action.
Epilepsia 34:S1-S8.
76
McNamara J.O. 1994. Cellular and molecular basic of epilepsy. J Neurosci
14:3413-3425.
McNamara J. 1996. Fármacos eficaces para el tratamiento de la epilepsia. En:
Las bases farmacológicas de la terapeútica, Hardman J.G. Linabre L.E.,
Molinoff P.B. Goodman G.A. 9ª edición. Ed. Mc Graw Hill Interamericana
pp. 491-519.
Mareš P., and Kubová H. 2006. Electrical stimulation-induced model of
seizures. en: Model of seizure and epilepsy. A. Pitkänen., P.A.
Schwartkruin and S.L. Moshé. Elsevier Academic Press. Pp. 153-159.
Martínez de Muñoz, D. y S. Meza. 2003. Mecanismos bioquímicos de los
antiepilépticos, en: Farmacología clínica. V. Uriarte, y S. Trejo (Eds.).
Editorial Trillas. Págs. 799-806.
Martínez D.M., Pacheco M.F. 1986. Fármacos antiepilépticos sintetizados en
México. Arch Neuroscien 1:58.
Medina L., García L., Pérez R., Fernandez A., Jung H. 1998. Pharmacokinetic
interaction in rabbits between a new anticonvulsant, DL-3-hydroxy-3-ethyl-
3-phenylpropionamide, and phenytoin. J Pharm Pharmacol. 50:1393-
1396.
Meza Toledo S.E., Zenteno García S.T., Juárez Carvajal E., Martínez de Muñoz
D., Carvajal S.G. 1990. A new homologous series of anticonvulsants:
phenyl-alcohol-amides. Synthesis and pharmacological evaluation.
Arzneim-Forsch/Drug Res. 40:1289-91.
Meza Toledo S.E., Ortega Gonzalez C., Juárez Carvajal E., Carvajal Sandoval
G. 1995. Stereoselective anticonvulsant activity of the enantiomers of (±)-
2-hydroxy-2-phenylbutiramide. Arzneim-Forsch/Drug Res. 45:756-759.
Meza-Toledo S.E., Juarez-Carvajal E., Carvajal-Sandoval G. 1998. Synthesis of
a new homologous series of p-chlorophenyl alcohol amides, and their
testing as potential GABAB receptor antagonists. Arzneim-Forsch/Drug
Res. 48:797-801.
Meza-Toledo S.E., Yasukate-Kimoto L., Alcalá-Rentería M., Dominguez-
Rodriguez M.A., Jaime-Rodríguez R., Nava-Arzaluz M.G., Gutierrez-Laflor
G., Peralta-Cruz J., Carvajal-Sandoval G. 2008. Synthesis of DL-
hydroxybenzenamides anticonvulsants. Arzneim-Forsch/Drug Res. 58:3-8.
77
Moncayo A.E. 2006. Fisiopatología de la epilepsia. En: Manual de epilepsia
para el pediatra y el médico general. Trillas pp. 26-30.
Morrison, R. y Boyd, R. (1998). Espectroscopía y estructura, en: Química
Orgánica. 5° edición. Addison Wesley Longman. México. Págs. 564-602.
Nathan P.J., Massieu G., Carvajal G., Tapia R. 1978. Gamma-hydroxy, gamma-
phenyl caproamide, an anticonvulsant molecule. Rev. Lat. Am. Quím.
9:90-91.
Pérez de la Mora M., Tapia R. 1973. Anticonvulsant effect of 5-ethyl, 5-phenyl,
2-pyrrolidinone and its posible relationship to -aminobutyric acid-
dependent inhibitory mechanism. Biochem Pharmacol. 22:2635-3639.
Porter, R. J. y W. H. Pitlick. (1993). Antiepilépticos, en: Farmacología básica y
clínica. B. G. Katzung. El Manual Moderno. México. Págs. 291-292.
Pretsch, E., Seibl, J., Simon, W. (1998). Tablas para la determinación
estructural por métodos espectroscópicos. Springer. España.
Rogawski M.A. and Löscher W. 2004. The neurobiology of antiepileptic drugs.
Neurosci 5:553-564.
Rubio, F. (1997). Aspectos generales y clasificación de la epilepsia en:
Epilepsia, aspectos neurobiológicos, médicos y sociales. A. Feria. D.
Martínez y F. Rubio (Eds.). Instituto Nacional de Neurología y
Neurocirugía. México. Págs. 1-23.
Silverstein, R. M., Webster, F. X. 1998. Spectrometric Identification of Organic
Compounds. John Wiley & Sons, Inc. USA.
Solís H., Jurado J.L., Fernández G.A. 1979. En: La acción de la butiramida
sobre el desarrollo del “Kindling” y el “Kindling” amigdalino ya establecido
en el gato. Neurobiología, Symposium Internacional. Eds: Velasco-
Suárez M., Escobedo Ríos F., pp:83-94. Instituto Nacional de Neurología
y Neurocirugía, México.
Solís H., Bravo J., Galindo-Morales A., López E. 1997. Participación de la
inhibición recurrente en algunos modelos de convulsiones generalizadas
En: epilepsia, Aspectos neurobiológicos, médicos y sociales, Feria V.A.,
Martínez de Muñoz D., y Rubio D.F., (Eds.), 1a edición. pp 66-84. Instituto
Nacional de Neurología y Neurocirugía, México.
78
Tapia R., Drucker –Colín R.R., Meza-Ruiz G., Durán L., Levi G. (1979).
Neurophysiological and neurochemical studies on the action if the
anticonvulsant g-hydroxy-g-ethyl-g-phenyl-butiramide. Epilepsia. 20:135-
145.