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“EFECTO DE LA APLICACIÓN DE PROBIÓTICOS EN DIETAS PARA
CAMARÓN BLANCO Litopenaeus vannamei, MEDIANTE
INDICADORES DE CRECIMIENTO Y RESPUESTA INMUNE”
T E S I S
QUE PARA OBTENER EL GRADO DE
MAESTRO EN CIENCIAS EN RECURSOS NATURALES
Presenta
MARCELA ALEJANDRA CAMACHO ESTRADA
Obregón, Sonora; Noviembre de 2012
ii
DEDICATORIA
El presente trabajo está dedicado a mi mis padres Josefina Estrada López y Santiago
Camacho Rubio, quienes han estado con migo en todo momento, apoyándome y
brindándome su apoyo incondicional. Ayudándome a ser mejor persona cada día. Gracias
por su paciencia y por su entrega.
A mis hermanos Enrique Camacho y Erika Camacho, quienes han dado palabras de
aliento en toda situación y han compartido conmigo momentos inolvidables.
A mi sobrina Abril Méndez Camacho por hacer mis días más alegres, por sus
ocurrencias y porque siempre tiene un sonrisa para toda ocasión.
A mis sobrinos Erik Ramón López Camacho y Santiago Nicolás López Camacho
porque desde el momento en que llegaron a mi vida han sido un motor para seguir
adelante.
A Juan Carlos Gil Núñez por ser mi ayuda idónea, por formar parte de mi equipo de vida
y por apoyarme en todo momento. Gracias mi amor. Te amo.
iii
AGRADECIMIENTOS
A Dios por las grandes bendiciones que ha traído a mi vida, por darme la dicha de seguir
viviendo y disfrutar cada uno de mis logros. Porque sé que me ha guardado en todo
momento y ha cambiado mi vida.
A mi Familia por su apoyo incondicional, porque me ayuda a lograr mis objetivos de vida
y sin ellos esto no hubiera sido posible.
Al Dr. Ramón Casillas Hernández, por su paciencia, su confianza y apoyo, pero
principalmente por su amistad y por guiarme en este camino. Aprender de personas como
él es un honor en la vida.
Al Dr. José Cuauhtémoc Ibarra y Dr. Fernando Lares por formar parte de este trabajo
de tesis, por participar y orientarme cuando los necesité, gracias por sus enseñanzas y
por sus consejos.
A mis compañeros de Laboratorio: Fabiola, Aníbal, Claudia, Myriam, Rosita e Iván,
quienes me apoyaron en mi trabajo y formaron parte de mi familia en el laboratorio,
gracias por hacer mis días gratos pues su sentido del humor siempre sacaban lo mejor de
mí.
A mis amigos de Maestría: Daniela Mariscal Domínguez y Alonso Sandoval Yuriar por
compartir este camino conmigo y por ser una gran bendición para mí.
iv
RESUMEN
La acuacultura es una actividad con un gran crecimiento a nivel mundial, no
obstante enfrenta diversos retos con relación a la nutrición y la presencia de
enfermedades. Con el uso de los probióticos en las dietas, se han podido evaluar
mecanismos de acción relacionados con la nutrición y la salud del camarón. Para
realizar el presente estudio fueron diseñados tres experimentos. En el experimento
1 se evaluó la inclusión de tres aditivos comerciales a base de probióticos en
dietas para camarón blanco Litopenaeus vannamei y su respuesta en crecimiento,
sobrevivencia y factor de conversión del alimento (FCA). En el experimento 2 se
evaluó el número total y diferencial de hemocitos en la hemolinfa, en un grupo de
camarones que recibieron un inóculo intramuscular conteniendo la bacteria
Streptococcus sp. En el experimento 3 se midió el grado de inhibición del
crecimiento de Vibrio alguinolyticus, por la actividad antimicrobiana del plasma;
tanto el experimento 1 como en el 2, los camarones fueron alimentados con las
dietas que contenían los probióticos en forma preventiva. Los resultados muestran
que el crecimiento, sobrevivencia y FCA fue significativamente mejor (p<0.05)
donde los camarones fueron alimentados con los aditivos conteniendo los
probióticos. Los camarones que fueron alimentados de forma preventiva con las
dietas conteniendo los probióticos y que recibieron el inóculo intramuscular con la
bacteria Streptococcus sp., no presentaron diferencias significativas (p<0.05) en el
número total y diferencial de hemocitos en la hemolinfa con respecto al grupo
control. El análisis del grado de inhibición del crecimiento de Vibrio alginolyticus,
producido por la actividad antimicrobiana del plasma extraído de camarones
previamente alimentados con los probióticos mostró diferencias significativas
(p<0.05) en la inhibición de V. alginolyticus, con respecto al control. El uso de los
probióticos como aditivos en las dieta mejoraron el rendimiento productivo del
camarón y estimularon la inhibición en el crecimiento de Vibrio alginolyticus,
posiblemente debido a la producción de sustancias inhibitorias del crecimiento de
patógenos oportunistas.
v
INDICE GENERAL
Página
RESUMEN .......................................................................................................................... i
INDICE GENERAL ............................................................................................................ ii
INDICE DE TABLAS, GRÁFICAS Y FIGURAS ................................................................. v
I. INTRODUCCION ............................................................................................................ 1
1.1 Antecedentes .................................................................................................... 1
1.2 Planteamiento del problema .............................................................................. 3
1.3 Justificación ....................................................................................................... 4
1.4 Objetivo general ................................................................................................ 6
1.5 Objetivos específicos ........................................................................................ 6
1.6 Hipótesis ............................................................................................................ 7
1.7 Limitaciones ...................................................................................................... 7
1.8 Delimitaciones ................................................................................................... 7
II. MARCO DE LA INVESTIGACIÓN ................................................................................. 8
2.1 Antecedentes de la acuicultura ......................................................................... 8
2.1.1 Actividad a nivel mundial .......................................................................... 8
2.1.2 Actividad a nivel nacional ......................................................................... 8
2.1.3 Actividad a nivel estado de Sonora .......................................................... 9
vi
2.2 Biología del camarón ......................................................................................... 9
2.2.1 Taxonomía y características morfológicas ............................................... 9
2.2.2 Anatomía .................................................................................................. 9
2.2.3 Alimentación .......................................................................................... 12
2.3 Calidad del agua ............................................................................................. 13
2.4 Probiótico ........................................................................................................ 14
2.4.1 Generalidades ....................................................................................... 14
2.4.2 Efectos benéficos ................................................................................... 16
2.4.3 Selección de probióticos ........................................................................ 17
2.4.4 Microorganismos a nivel tracto digestivo ............................................... 18
2.4.5 Mecanismo de acción ............................................................................ 20
2.4.5.1 Síntesis de antimicrobianos inhibidores (Bacteriocinas) ............. 20
2.4.5.2 Competición por nutrientes ......................................................... 21
2.4.5.3 Estimulación del crecimiento ...................................................... 22
2.5 Sistema de respuesta inmune del camarón .................................................... 23
2.5.1 Respuesta celular del sistema inmune ................................................... 23
2.5.2 Componentes de la hemolinfa del camarón ........................................... 23
2.5.3 Función inmunitaria de los hemocitos .................................................... 25
2.5.3.1 Fagocitosis ................................................................................. 26
2.5.3.2 Encapsulación ............................................................................ 26
vii
2.5.3.3 Melanización ............................................................................... 27
2.5.3.4 Nodulación .................................................................................. 27
2.5.4 Respuesta humoral del sistema inmune....................................................... 28
2.5.4.1 Péptidos antimicrobianos .................................................................. 28
2.5.4.2 Peneidinas ........................................................................................ 28
2.5.4.3 Enzimas hidrolíticas .......................................................................... 28
2.5.4.4 Lisozima ............................................................................................ 29
III. MATERIALES Y MÉTODO ......................................................................................... 30
3.1 Ubicación del experimento .............................................................................. 30
3.2 Primer experimento: Bioensayo de crecimiento y rendimiento productivo ...... 30
3.2.1 Diseño experimental .............................................................................. 30
3.2.2 Descripción del sistema de cultivo ......................................................... 31
3.2.3 Material biológico ................................................................................... 32
3.2.4 Alimentación .......................................................................................... 33
3.2.5 Evaluación de los parámetros biológicos ............................................... 34
3.2.6 Crecimiento y producción ....................................................................... 34
3.2.6.1 Biomasa ...................................................................................... 43
3.2.6.2 Tasa de crecimiento ................................................................... 34
3.2.6.3 Factor de conversión alimenticia ................................................ 35
3.2.6.4 Porcentaje de sobrevivencia ....................................................... 36
viii
3.2.6.5 Calidad del agua ......................................................................... 36
3.2.6.6 Análisis estadísticos de los resultados ....................................... 36
3.3 Segundo experimento: Bioensayo / desafío para conocer la variación en el
número total y diferencial de hemocitos ................................................................ 37
3.3.1 Material biológico ................................................................................... 37
3.3.2 Diseño experimental .............................................................................. 37
3.3.3 Alimentación .......................................................................................... 37
3.3.4 Desafío con Streptococcus sp. por inyección intramuscular .................. 38
3.3.5 Colecta de hemolinfa ............................................................................. 39
3.3.6 Cuenta de hemocitos ............................................................................. 39
3.4 Tercer experimento: Análisis de actividad antibacteriana................................ 41
3.4.1 Material biológico ................................................................................... 41
3.4.2 Colecta de hemolinfa ............................................................................. 41
3.4.3 Actividad antibacteriana ......................................................................... 41
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................................... 44
4.1 Primer experimento: Bioensayo de crecimiento y rendimiento productivo ...... 44
4.1.2 Incremento de biomasa .......................................................................... 44
4.1.3 Tasa de crecimiento (TC) ....................................................................... 46
4.1.4 Factor de conversión alimenticia (FCA) ................................................. 47
4.1.5 Sobrevivencia ........................................................................................ 48
4.1.6 Calidad del agua .................................................................................... 50
ix
4.2 Segundo experimento: Bioensayo / desafío para conocer la variación en el
número total y diferencial de hemocitos. ............................................................... 52
4.2.1 Variación en el número total de hemocitos en hemolinfa de camarón ... 52
4.2.2 Variación en el número diferencial de hemocitos en hemolinfa de
camarón. ........................................................................................................ 53
4.2.3 Diferenciación de hemocitos .................................................................. 56
4.2.3.1 Hemocitos hialinos...................................................................... 56
4.2.3 2 Hemocitos semigranulosos ......................................................... 56
4.2.3.3 Hemocitos granulosos ................................................................ 56
4.3 Tercer experimento: Análisis de actividad antibacteriana................................ 60
4.3.1 Inhibición bacteriana .............................................................................. 60
V. CONCLUSIONES........................................................................................................ 62
VI. RECOMENDACIONES .............................................................................................. 63
VII. LITERATURA CITADA ............................................................................................ 64
x
INDICE DE FIGURAS Y DIAGRAMAS
FIGURAS ........................................................................................................... Página
1. Anatomía del camarón perteneciente al género Litopenaeus ......................... 11
2. Sistema circulatorio abierto/semi-abierto de camarón y órganos asociados. 24
3 Sistema de acuarios con recirculación .............................................................. 31
4 Ubicación del sistema y tinas de aclimatación ................................................... 32
5. Pesado del alimento en una balanza semianalítica Navigator-OHAUS ......... 33
6. Balanza semianalítica Navigator-OHAUS ......................................................... 37
7. Desafío de L. vannamei con Streptococcus sp. .............................................. 39
8. Hemocitos de camarón blanco Litopenaeus vannamei, células hialinas
observadas en hemolinfa ................................................................................. 57
9. Hemocitos de camarón blanco Litopenaeus vannamei, células semigranulosas
observadas en hemolinfa. ...................................................................................... 58
10. Hemocitos de camarón blanco Litopenaeus vannamei, células granulosas
observadas en hemolinfa. ...................................................................................... 59
DIAGRAMAS ......................................................................................................Página
1. Procedimiento de Biometría y siembra del bioensayo ..................................... 33
2. Procedimiento para realizar el conteo total y proporcional de hemocitos ...... 40
3. Procedimiento para realizar la prueba de actividad antibacteriana .............. 43
xi
INDICE DE GRÁFICAS Y TABLAS
GRAFICAS Página
1. Incrementos de biomasa ..................................................................................... 44
2. Biomasa final ....................................................................................................... 45
3. Tasa de crecimiento en peso .............................................................................. 46
4. Factor de conversión alimenticia ........................................................................ 48
5. Porcentaje de sobrevivencia final....................................................................... 49
6. Comportamiento de la temperatura por tratamiento ........................................ 51
7. Comportamiento del oxígeno disuelto por tratamiento .................................... 51
8. Comportamiento de la concentración de salinidad por tratamiento ................ 51
9. Hemocitos totales al inicio y final del bioensayo.............................................. 52
10. Porcentaje de hemocitos iniciales (a) y finales (b) en el reto de infección .. 54
11. Curva de crecimiento bacteriano de Vibrio Alginolyticus en presencia de
plasma. ..................................................................................................................... 61
TABLAS .............................................................................................................Página
1. Taxonomía de Litopenaeus vannamei ......................................................... 10
2. Funciones de los hemocitos ......................................................................... 25
3. Distribución de los tratamientos ................................................................... 30
4. Parámetros de calidad del agua ......................................................................... 50
1
I. INTRODUCCIÓN
1.1 Antecedentes
México es un país privilegiado, ya que cuenta con más de 10,000 km de litoral,
numerosos esteros y lagunas costeras, su clima tropical y la existencia de
especies nativas altamente interesantes para la acuacultura; cuenta además con
recursos naturales inigualables para el desarrollo comercial a gran escala
(Alatorre, 1998). En México, el cultivo de camarón es una actividad muy
importante y representa una alternativa para elevar la producción de dicho
crustáceo, ya que nuestro país cuenta con diversas especies, terreno y clima
características adecuadas para esta actividad (Cruz-Suárez, 1998).
El negocio de los camarones en nuestro país inició hace menos de un siglo, pero
en los últimos 30 años es cuando presenta un desarrollo económico importante, la
captura de camarón en altamar, la pesca ribereña y la acuacultura de camarón
representan importantes alternativas de negocio que brindan el sustento a más de
80 mil de personas en nuestro país, generando divisas por la exportación de sus
productos y proveyendo de alimentos de alto nivel proteínico al consumidor
nacional (Conapesca, 2008).
El cultivo comercial de camarón blanco L. vannamei ha mostrado una tendencia
de rápido crecimiento en América Latina, la producción en el continente americano
ha continuado incrementándose. Después de su declive en 1998 en que se
alcanzó un volumen pico de 193,000 toneladas, descendiendo a 143,000
toneladas en 2000, la producción volvió a aumentar a 270,000 toneladas en 2004
2
(FAO, 2008). En el 2006 se reportó una producción de 158,453 una tendencia
constante a la alza (Conapesca, 2008). La acuacultura maneja grandes cantidades
de organismos por superficie, por tal motivo surgen problemas principalmente en
los países de desarrollo en los cuales se ha intensificado los procesos productivos.
En la actualidad se ha incrementado la tendencia entre los camaronicultores, de
proporcionar alimentos que aceleren el crecimiento de los organismos en cultivo.
(Chamberlain, 1994).
Algunos de los promotores del crecimiento más utilizados incluyen hormonas,
antibióticos y algunas sales. Sin embargo, su uso inapropiado puede resultar en
efectos adversos en el animal o en el consumidor final, así como conducir a una
resistencia en bacterias patógenas, dando lugar a desequilibrios ambientales
(Mejía et al., 2005). Debido a los grandes problemas que se han presentado, han
sugerido varias alternativas profilácticas como por ejemplo: Vacunas eficientes,
manejo de bioseguridad, estimulación de mecanismos de defensa no específica
en los hospederos y el uso de microorganismos benéficos llamados probióticos,
(Decamp y Moriaty, 2008).
3
1.2 Planteamiento del Problema
La acuacultura es una actividad económica importante en muchos países,
principalmente los que se encuentran en vías de desarrollo. En México la
acuacultura se encuentra dentro de los sectores primarios en la economía, debido
fundamentalmente por la generación de alimentos y fuentes de trabajo (Williams et
al., 1992).
México dispone aproximadamente de 11,500 kilómetros de litoral, 358 kilómetros
cuadrados de plataforma continental y más de 2.9 millones de hectáreas de
cuerpos de aguas. Posee también una ubicación geográfica privilegiada que, junto
con la presencia de fenómenos oceanográficos determinan una gran densidad y
variedad de especies en los mares y en las aguas interiores (CONAPESCA,
2009). El cultivo de camarón se ha convertido en una de las principales
actividades acuícolas, debido a que su porcentaje redituable brinda el sustento a
más de 80 mil de personas en nuestro país, generando divisas por la exportación
de sus productos y proveyendo de alimentos de alto nivel proteínico al consumidor
nacional (CONAPESCA, 2008), y por ser una práctica que se ha transmitido de
generación en generación.
En esta actividad se manejan grandes cantidades de organismos por superficie,
por tal motivo surgen problemas de alimentación y enfermedades, debido
principalmente a la exigente demanda de alimentos ricos en proteína animal,
principalmente en los países de desarrollo. Es por eso que se ha generado la
necesidad de intensificar los procesos productivos en la acuicultura. Debido a
esto, actualmente existe una tendencia de proporcionar a los organismos un
alimento que aparte de ofrecer altos niveles protéicos estimulen el crecimiento,
digestibilidad y la mejora en la salud obteniendo incremento en la resistencia a
enfermedades por medio de la inmuno estimulación (Farzanfar 2006). Por lo
anterior, se realiza la siguiente pregunta. ¿Cuál es el efecto de la aplicación de 2
probióticos en la dieta de camarón blanco Litopenaeus vannamei, evaluando
indicadores de crecimiento y respuesta inmune?
4
1.3 Justificación
En la actualidad la acuacultura es uno de los sectores de producción primarios en
México. El cultivo de peces, langostinos y camarones han ampliado su panorama
en estos últimos 30 años, presentando un desarrollo elevado (CONAPESCA,
2009).
A nivel nacional, Sonora es la entidad líder en producción de camarón. El estado
cuenta con cerca de 175 granjas acuícolas, en una extensión de 23 mil hectáreas
en los municipios costeros, de donde dependen más de 8 mil empleos directos por
ciclo y 20 mil indirectos, con una producción promedio de 87,168 mil toneladas
anuales, destinando un 80% a la exportación (CONAPESCA, 2010).
La producción de camarón se encuentra aun en desarrollo y uno de sus
principales objetivos es proporcionar a los organismos alimentos ricos en
nutrientes fáciles de digerir y que estimulen el crecimiento como es el caso de
hormonas, antibióticos y sales. Sin embargo su uso inapropiado puede producir
efectos adversos en el animal así como también en el consumidor final, presenta
problemas al crear resistencias a bacterias patógenas, dando lugar a
desequilibrios ambientales (Mejía et al., 2005).
Debido a este tipo de problemas han surgido otras alternativas para crear una
respuesta positiva en el organismo de interés, por lo que se sugiere el uso de
probióticos, los cuales estimulan el crecimiento, mecanismos de defensa
(resistencia a enfermedades), incremento en la respuesta inmune y en la
digestibilidad produciendo enzimas digestivas (Gómez y Shen, 2008).
Debido a la importancia de la acuacultura en Sonora, así como en todo el país es
importante destacar el papel importante que juega la alimentación. La utilización
de probióticos son una alternativa para el mejoramiento de la producción ya que
5
juegan un papel importante e influyente en la nutrición y salud de los animales en
general (Al-Harbi y Uddin, 2005), es por eso que la producción de probióticos a
buscado la manera de introducirlos al mercado implementado el proceso más
eficaz para minimizar las pérdidas de viabilidad durante los tratamientos térmicos
habituales buscando efectuar una mejora en el comportamiento de las cepas.
Con el presente trabajo se pretende generar información que contribuya a
solucionar diversos problemas que se presentan en la acuicultura, haciendo
énfasis en los beneficios que traería el utilizar probióticos. La realización de la
investigación es viable ya que cuenta con el personal calificado, equipo, material,
laboratorio así como también un apoyo financiero por parte de CONACYT,
empresas particulares como NOREL & NATURE para realizar el proyecto. Los
resultados serán presentados de acuerdo a los términos y condiciones tratados
previamente al inicio de la investigación en la que todas las partes implicadas
quedaron satisfechas. Sin duda alguna el sector productivo de acuacultura se verá
favorecido con los resultados los cuales ayudarán a tener mayor producción con
menos recursos.
6
1.4 Objetivo General
Evaluar el efecto de la aplicación de probióticos en dietas para camarón
blanco Litopenaeus vannamei, mediante indicadores de crecimiento y
respuesta inmune, para determinar su beneficio en términos de producción.
1.5 Objetivos específicos
Determinar la influencia de diferentes probióticos en dietas de camarón
blanco, a través de los parámetros de crecimiento, rendimiento productivo y
calidad del agua.
Comparar si existe una variación en el número total y diferencial de
hemocitos en la hemolinfa de los camarones ante la presencia de la
bacteria Streptococcus sp., cuando fueron alimentados con los probióticos
en forma preventiva.
Analizar el grado de inhibición del crecimiento de Vibrio alginolyticus,
producido por la actividad antimicrobiana del plasma extraído de camarones
alimentados con los probióticos en forma preventiva.
.
7
1.6 Hipótesis
La utilización de probióticos como aditivos en dietas para el camarón Litopenaeus
vannamei, generan cambios significativos en crecimiento y producción, además de
efectos benéficos en el sistema inmunológico; por lo tanto su inclusión mejorará
significativamente la productividad.
1.7 Limitaciones
El mayor beneficio esperado de crecimiento y parámetros de la respuesta inmune
pueden variar de acuerdo a la etapa del cultivo y el sistema. En este bioensayo se
utilizaron juveniles y un sistema de cultivo con aireación y recambio de agua
constante, además con sistema de filtros; carbón activado, cartuchos y rayos UV.
Por lo que es difícil conocer los resultados que se obtendrán al final de esta
investigación, las condiciones manejadas son a nivel laboratorio, las condiciones
naturales de los organismos fueron modificadas y no podemos realizar un
pronóstico de su comportamiento durante el Bioensayo.
1.8 Delimitaciones
El presente trabajo se realizó en los meses de septiembre-octubre del año 2010,
las instalaciones utilizadas fueron el Laboratorio de Acuacultura para la
aclimatación y realizar el bioensayo, el laboratorio de Ecofisiología Acuática para
análisis posteriores de las muestras.
8
II. MARCO DE LA INVESTIGACIÓN
2.1 Antecedentes de la acuacultura
2.1.1 Actividad a nivel mundial
La acuacultura es considerada actualmente como una de las actividades con
mayor desarrollo a nivel mundial, se producen alrededor de 6 millones 400 mil
toneladas de camarón, de las cuales se destinaron al autoconsumo de los países
productores un 55% equivalente a 2 millones 288 mil toneladas y un 45%
equivalente a 1 millón 872 mil toneladas fueron destinados a mercados mundiales
(FIRA, 2009). El valor estimado de la producción mundial camaronera es de
29,639 millones de dólares. Debido a los incrementos en la oferta del camarón a
nivel mundial, se han presenciado un aumento triplicado en la producción acuícola
en los últimos 10 años (SAGARPA, 2011).
2.1.2 Actividad a nivel nacional
México es considerado la sexta potencia mundial en producción de camarón; la
pesca en esteros y bahías aporta un 14.5%, en altamar un 22.8%, mientras que la
acuacultura produce un 62.6% de camarón, siendo esta última la que más
destaca. Los últimos registros de producción de camarón presentan una tasa
media de crecimiento anual de 6.81%, con una producción de 196 mil toneladas
de camarón entero al año, esto se debe principalmente a la existencias de 592
granjas destinadas al cultivo de camarón las cuales dan sustento a 225 mil
empleados, lo cual genera un aporte de 359 millones de dólares en divisas
(SAGARPA, 2009).
9
2.1.3 Actividad nivel del estado de Sonora
Sonora es el estado que mayor porcentaje de producción registra a nivel nacional
con un promedio de 87,168 mil toneladas por año, generando 8 mil empleos
directos y 20 mil indirectos por ciclo y obteniendo un total de ganancias de 271
millones de dólares lo cual contribuye con el 70% de la producción nacional
(SAGARPA, 2011).
El éxito de la acuacultura en Sonora se debe en gran medida a que cuenta con las
condiciones ambientales adecuadas, tecnología, infraestructura y programas de
sanidad que permite a los productos ser aceptados en los mercados
internacionales (IAES-SEDEPRO, 2001).
2.2 Biología del camarón
Los camarones Peneidos por su valor comercial, son considerados de gran
importancia en el ámbito mundial, tanto para las pesquerías como para el cultivo.
La explotación y manejo de recursos bióticos es más eficiente en la medida en que
se tengan mejores conocimientos sobre su biología y ecología. Para la acuacultura
esta información es fundamental. El cultivo de cualquier organismo, requiere
conocer los aspectos relacionados con su anatomía, alimentación y reproducción
(Martínez, 1999).
2.2.1 Taxonomía y características morfológicas
Los camarones taxonómicamente se ubican en el Phylum Artrópoda por poseer
patas articuladas, dentro de la Clase Crustácea por que tienen caparazón externo
o exoesqueleto y al orden Decápoda por que tienen cinco pares de patas
caminadoras (CIPA, 2004), en la tabla 1 se puede observar la taxonomía del
camarón blanco más detalladamente.
10
Tabla 1: Taxonomía de Litopenaeus
vannamei
Phylum : Arthropoda
Clase: Malacostraca
Orden: Decapoda
Suborden: Dendobranchiata
Superfamilia : Penaeidea
Familia : Penaeidae
Género: Litopenaeus
Especie: Vannamei
Fuente: (Pérez-Farfante y Kensley, 1997)
Un camarón peneido tiene el cuerpo alargado, comprimido lateralmente; el que
puede dividirse en cefalotórax (cefalopereion), pleon (abdomen) y telson. En el
cefalopereion se observan un par de pedúnculos oculares, un rostro de longitud
variable con espinas que permiten diferenciar distintas especies; además, en las
partes laterales del caparazón, se encuentran surcos y carenas. Cefalotórax y
abdomen llevan distintos tipos de apéndices articulados, formados por dos ramas:
exopodito y endopodito. En el telson se encuentran los urópodos que sirven para
la natación (Martínez, 1999).
De acuerdo a Rodríguez de la Cruz y Castro (1980), el género Litopenaeus,
presenta por lo general un rostro con dientes ventrales, caparazón sin suturas
longitudinales ni transversales; surco cervical, orbito-antenal y la carina antenal
siempre presente; espina antenal y hepática pronunciadas; cresta longitudinal del
sexto somite abdominal, interrumpida; telson con un profundo surco medio, sin
espinas subapicales fijas, con o sin espinas móviles. Primer segmento antenular,
sin espinas sobre el borde distomedio ventral. Espinas sobre el primer y segundo
par de periópodos; expoditos sobre los primero cuatro pares de pereiópodos y a
veces también sobre el quinto. Apéndice masculino de forma subtriangular u
ovoidal provisto de espinas. La figura1 presenta la morfología externa de un
camaron del género Litopenaeus.
11
2.2.2 Anatomía
La mayoría de los órganos de los camarones, se encuentran en la región del
cefalotórax (Figura 1). El cerebro es trilobulado, presenta un ganglio
supraesofágico. El sistema nervioso es ventral en el tórax y en el abdomen con los
ganglios metamerizados, el corazón es ventral y se conecta directamente con el
hemoseloma a través de arterias abdominales, ventral y dorsal.
El sistema digestivo se compone de boca, estómago y hepatopáncreas situados
en el cefalotórax, un intestino, una glándula intestinal en el abdomen y el ano
situado centralmente donde comienza el telson (Martínez, 1999). La tabla 2
presenta la función de los órganos del camarón.
Figura 1. Anatomía del camarón perteneciente al género Litopenaeus, Fuente:
Martínez 1999.
12
2.2.3 Alimentación
El aparato digestivo de los camarones como el de todos los decapados, está
constituido por: boca, esófago, hepatopáncreas e intestino. En el hepatopáncreas
los alimentos entran en contacto con sustancias digestivas que los degradan y
transforman en compuestos asimilables y la absorción de los nutrientes se lleva a
cabo en el intestino (Martínez, 1999). Los nutrientes esenciales para el desarrollo
son proteínas, lípidos, carbohidratos, vitaminas y minerales. Los organismos
emplean estos nutrimentos en el crecimiento, la muda, la tasa metabólica
(estimada por el consumo de oxigeno), y la excreción nitrogenada. Los nutrientes
pueden optimizarse al producir el máximo crecimiento de los organismos utilizando
el mínimo de nutrientes (Durruty et al., 2002).
De todos los nutrimentos las proteínas son el nutriente más abundante presente
en el organismo, seguido de los lípidos y carbohidratos en tercer lugar, siendo la
nutrición proteica realmente la nutrición aminoacídica (Cruz-Suárez 1998), sin
embargo; se han reportado buenos resultados cuando se aumenta la
concentración de proteínas en el alimento (Durruty et al.,2002 y Cuzon et
al.,2004). Pese a esto, los carbohidratos se utilizan como principal fuente de
energía, debido a que representan una fuente barata de energía metabólica en los
alimentos, además de que ayudan a la palatabilidad del alimento (Martínez, 1999).
En cuanto a los lípidos, en este grupo se concentran la mayor parte de la energía
en la dieta. Su composición es a base de tres elementos químicos: carbono,
hidrógeno y oxígeno, siendo mucho menor el contenido de este último en relación
a los otros dos, por lo cual liberan más energía al ser oxidados (Martínez 1999).
Las vitaminas y minerales también son esenciales para la vida del animal, se
requieren en menor proporción que los carbohidratos, lípidos y proteínas. En el
caso de las vitaminas estas sirven como coenzimas dentro del metabolismo de
los diferentes nutrimentos. Por otra parte los minerales toman parte importante en
el mantenimiento de la presión osmótica, son esenciales en la transmisión de
impulsos nerviosos y contracción muscular (Martínez, 1999).
13
2.3 Calidad del agua.
La salinidad y la temperatura son dos de los factores abióticos más importantes
que influyen en la supervivencia de estos organismos acuáticos (Kumlu et al.,
2000). La temperatura es el principal factor medioambiental que determina la tasa
metabólica en invertebrados marinos; Rosas et al., (2001), indicaron que los
camarones a 20ºC son relativamente inactivos y tienen bajo consumo de alimento.
Por el contrario a 35ºC su comportamiento es hiperactivo y tienen un amplio
consumo de alimento (Ponce-Palafox et al., 1997).
La salinidad es considerada una de las propiedades de mayor importancia del
agua del mar, la salinidad de las aguas oscila entre 34 y 38 gramos/litro. Para L.
vannamei, Brock y Main (1994), mencionan que pueden tolerar salinidades de 0 a
55 partes por mil o g/L sin embargo; estos crecen mejor en salinidades de 5 a 25
g/L.
En camarones Peneidos, la salinidad y la temperatura influyen directamente en el
consumo de alimento y la eficiencia de conversión, repercutiendo en la
supervivencia y en el crecimiento de los mismos (Kumlu, 1994). En estudios
realizados por Wasielesky et al., (2001), indicaron que el consumo de oxígeno en
Farfantepenaeus paulensis es temperatura-dependiente, incrementándose el CO2
a mayores temperaturas. Para Litopeneaus vannamei el oxígeno no debe ser
menor de 2 mgO2 / L (Villarreal et al., 1994), ni mayor a 12 mg O2/L (Horna, 1984).
El metabolismo de los camarones libera elevadas cantidades de desechos tóxicos
al medio aumentando la concentración de amonio no ionizado (NH3-N), afectando
a la supervivencia de las postlarvas (Rivera-Rodríguez, 1998). Alcaraz et al.
(1997), en un estudio realizado con P. setiferus, concluyeron que cuando se
representan concentraciones de 1 mg/L de amonio no ionizado (NH3-N), durante
72 horas a una densidad de 10 PL/L, la tolerancia térmica de los camarones
disminuye alcanzando mortalidades del 30%,
14
La concentración de iones de hidrógeno dentro del agua se determina midiendo el
pH, y generalmente se refiere al grado de acidez o basicidad del agua. Los
valores extremadamente bajos de pH pueden estresar al camarón y disminuir la
sobrevivencia; pH moderadamente bajos no afectan la sobrevivencia pero puede
ser un factor adverso para el crecimiento. Niveles de 7.3 a 9.0 es generalmente
aceptado para el cultivo del camarón (Brock y Main, 1994).
Todo el material en suspensión que se encuentra en la columna de agua interfiere
en el paso de la luz solar provocando un efecto llamado turbidez. En los estanques
la turbidez puede ser deseada como la provocada por los organismos planctónicos
o no deseada como la producida por arcillas en suspensión o detritos (MIDA,
1984).
2.4 Probióticos
2.4.1 Generalidades
La utilización de probióticos nace a inicios del siglo pasado con los trabajos de
Metchnikoff, quien sostenía que mediante la ingestión de microorganismos
benéficos era posible controlar a los microorganismos patógenos (Balcazar, 2002).
El término probiótico, para nombrar a los productos de la fermentación gástrica se
deriva de dos vocablos, del latín pro que significa por o a favor de, y del griego
bios que quiere decir vida (Torres y Castillo, 2006). Parker en 1974 introduce la
palabra probiótico como microorganismos o sustancias que contribuyen al balance
microbiano intestinal.
Esta definición ha ido evolucionando con el tiempo y Fuller (1997), señala que los
probióticos son un suplemento alimenticio microbiano vivo, que beneficia al
hospedero animal con una mejoría del balance microbiano intestinal. Tannock
(1997), propuso que se hablara de células microbianas administradas como
suplementos dietéticos dirigidos a mejorar la salud.
15
Verschueren et al. (2000), definieron a los probióticos acuáticos como
microorganismos los cuales tienen un beneficio el modificar la comunidad
macrobiótica asociada con el hospedero. En acuicultura, el término probiótico se
define como un suplemento microbiano formado por un cultivo simple o mixto de
microorganismos seleccionados, que son adicionados con el propósito de
manipular las comunidades microbianas presentes en los sistemas de producción
(Balcazar, 2002).
Entre los microorganismos comúnmente empleados como probióticos se
encuentran las bacterias ácido lácticas, que agrupan una gran cantidad de
géneros, cada uno de ellos con un gran número de especies. Hoy en día hay una
variedad de géneros estudiados entre los cuales destaca Lactobacillus,
Bifidobacterium, Streptococcus, Enterococcus, Escherichia (Mejia et al., 2005),
Nitrosomonas, Cellulomonas, Nitrobacter, Pseudomonas, Rhodoseudomonas y
Acinetobacter (Farzanfar, 2006).
Las bacterias ácido lácticas están clasificadas en el grupo de bacterias Gram-
positivas. Son organismos sin movimiento, no esporulados que producen ácido
láctico. Lactobacillus es el principal grupo de bacterias ácido lácticas (BAL) y
tienen la habilidad de (Vázquez et al., 1998):
1. Adherirse a las células.
2. Excluir o reducir la adherencia de patógenos.
3. Competir por nutrientes esenciales.
4. Estimular la inmunidad del huésped.
5. Persistir y multiplicarse.
6. No son invasivos, no son carcinógenos y no son patógenos.
7. Co agregar y formar una flora normal, balanceada.
16
2.4.2 Efectos benéficos
Como se puede ver el término probiótico ha sido utilizado desde hace ya mucho
tiempo atrás, sin embargo la aplicación de estos en animales y humanos ha
venido a utilizarse hasta la década de los 70’S (Farzanfar, 2006), siendo
mayormente utilizados en puercos, ganado, aves de corral y humanos (Ali, 2000).
Se han venido haciendo numerosos ensayos, en un esfuerzo para promover el
funcionamiento de los probióticos en la salud de los humanos (Lin et al., 2008).
Rengpipat et al. (2003), realizaron un experimento en el cual observó el
crecimiento y la resistencia a Vibrio en camarón tigre (P. monodon) al ser
alimentado utilizando Bacillus (BS11) como probiótico. Se encontró que las tasas
de crecimiento y sobrevivencia de los camarones alimentados con el probiótico
eran altamente diferentes con respecto a las del tratamiento control (Farzanfar,
2006).
Yasuda y Taga (1980), encontraron que hay bacterias que pueden ser utilizadas
no solo como alimento sino también como control biológico en enfermedades.
Datos científicos de los mecanismos de acción de los probióticos indican que los
efectos no viables contra microorganismos actúan de una manera beneficiosa
contra patógenos (Kesarcodi-Watson, 2008).En la acuicultura cuando se enfrenta
con problemas de enfermedad, la respuesta común es recurrir a los medicamentos
antimicrobianos. Mientras que el uso de estos productos tiene un beneficio obvio
para tratar animales infectados con enfermedades bacterianas, el uso de
medicamentos antimicrobianos también ha sido profiláctico o para el realce del
crecimiento (Kesarcodi-Watson et al., 2008). La masiva utilización de
medicamentos antimicrobianos para el control de enfermedades aumenta la
presión selectiva ejercida en el mundo microbiano y anima la aparición natural de
resistencia bacteriana (Verscherue et al., 2000). Un método alternativo para
controlar bacterias patógenas es la adición de cultivos puros de bacterias aisladas
(probióticos), los cuales, a través de experimentos, han venido mostrando que
producen substancias químicas inhibitorias para bacterias patogénicas
(Vaseeharan y Ramasamy, 2003).
17
2.4.3 Selección de probióticos
Las características de los probióticos tienen relación directa con el efecto que
ejercen en el organismo, por lo tanto, su selección es de suma importancia (Torres
y Castillo 2006). El proceso de selección inicial de un probiótico incluye pruebas
de los siguientes criterios: estabilidad del fenotipo y genotipo bacteriano,
incluyendo estabilidad de plásmidos, patrones de utilización de carbohidratos y
proteínas, estudios (crecimiento, tolerancia, sobrevivencia), metabolismo,
propiedades de adhesión al epitelio intestinal, producción de sustancia
antimicrobianas, patrones de resistencia a antibióticos, capacidad para inhibir
patógenos intestinales y/o organismos deterioradores y su inmunogenicidad (Lee
et al., 2000).
La capacidad de adherencia de la mucosa intestinal es un de los más importantes
criterios de selección para un probiótico debido a que la adhesión a la mucosa es
importante para la estimulación del sistema inmune (Torres y Castillo, 2006) y es
un prerrequisito para la colonización (Verschueren et al., 2000). Su fijación en las
superficies epiteliales esta determinada por una serie de estructuras superficiales
o moléculas conocidas como adhesinas. La importancia de este punto radica en
que las bacterias patógenas poseen una alta capacidad de fijación y virulencia,
influenciada por las condiciones idóneas que contribuyen a la proliferación de la
bacteria patógena (Balcazar, 2002).
En los mamíferos los probióticos deben estimular la inmunidad del hospedero
incrementando el número de eritrocitos, macrófagos y linfocitos. Cuando el
hospedero es animal debe funcionar como promotor de crecimiento, las cepas
deben producir sustancias estimulantes como vitaminas. El microorganismo
utilizado debe ser estable por largos periodos de almacenamiento así como en
condiciones de campo. Y por supuesto debe ser no-patógeno y no-tóxico
(Farzanfar, 2006).
18
Lo ideal es que estos microorganismos se aislaran con el fin de asegurar una
inocuidad completa. De preferencia se busca que tengan resistencia a antibióticos
de amplio espectro, ya que una de sus funciones es la eficacia para establecer el
equilibrio de la flora intestinal después de la terapia antimicrobiana (Torres y
castillo, 2006). Cada cepa con potencial probiótico debe ser documentada y
valorada individualmente, la extrapolación de datos de cepas estrechamente
relacionados no es aceptable, por ejemplo, la variabilidad en la adhesión es
significativa de una cepa a otra (Tuomola et al., 2001).
2.4.4 Microorganismos a nivel tracto digestivo
La microflora gastrointestinal juega un papel muy importante e influye de manera
directa sobre la nutrición y la salud de los animales en general. Por esto mismo, al
alterarla se afectan el estatus fisiológico de los organismos incluyendo la
inmunidad, el crecimiento, su desarrollo general y la calidad final del producto (Al-
harbi y Uddin, 2005).
En los animales acuáticos, la microflora intestinal no existe como una entidad
absoluta sino que hay una interacción constante entre el ambiente y la del
organismo, de tal forma que los hospederos y los microorganismos comparten un
mismo ecosistema y estos últimos tienen la opción de vivir en asociación o bien de
manera independiente (Al-harbi y Uddin, 2005).
El tracto gastrointestinal de organismos dulceacuícolas y marinos, se caracteriza
por ser un nicho ecológico favorable para el desarrollo de una gran cantidad de
microorganismos ya que la población de bacterias benéficas y patógenas
observada en el intestino de los animales es normalmente más abundante
comparada con la que se encuentra en el medio ambiente que los rodea (Escobar-
Briones et al., 2006).
19
El desarrollo de la microflora y la barrera gastrointestinal es un proceso gradual
que comienza después del nacimiento. En los animales terrestres, la flora
microbiana materna es la fuente inicial de colonización bacteriana, mientras que
en los animales acuáticos, esta acción está determinada por su contacto con el
ambiente circundante, e influida por la ingesta de alimento, la secreción de
hormonas y la absorción de nutrientes, así como la aparición de proteínas y
enzimas digestivas. Inicialmente, cepas anaerobias facultativas dominan en el
intestino y posteriormente la variabilidad poblacional dependerá del tipo de dieta
ingerida, la edad, la ubicación geográfica, los tratamientos con medicamentos y el
estado general del organismo (Isolauri et al., 2001)
La microflora intestinal de los camarones se considera como autóctona o nativa
cuando los microorganismos son capaces de colonizar la superficie epitelial del
intestino del hospedero, o en su defecto, alóctona o transitoria si los
microorganismos presentes en el medio circulante no logran permanecer dentro
del intestino (Ringo y Olsen, 2003). Actualmente se acepta que los camarones
tienen una microflora intestinal específica que se vuelve estable al llegar a la etapa
adulta. Durante toda la vida del animal, esta flora intestinal presenta funciones
metabólicas, tróficas y protectoras.
La función metabólica tiene como finalidad ayudar en los procesos de digestión y
absorción de nutrientes para proporcionar energía al organismo, mientras que la
función trófica fomenta el crecimiento y la diferenciación celular, además de
estimular el sistema inmune del organismo. Su función protectora se desarrolla
desde el nacimiento, ya que actúa como la primera línea de defensa contra
microorganismos patógenos exógenos u oportunistas, creando el efecto barrera.
Además, la mucosa intestinal provee al huésped de protección en contra de la
constante presencia de antígenos provenientes del alimento y de microorganismos
presentes en el ambiente circundante (Isolauri et al., 2001)
20
2.4.5 Mecanismo de acción
El uso de probióticos como bacterias acido lácticas y Bacillus tiene resultados
positivos. Las respuestas positivas del uso de estos microorganismos benéficos
son tal vez obtenidas por ciertos modos de acción específicos (Farzanfar 2006).
Gracias a la capacidad de modificar la estructura de los receptores en la superficie
de la mucosa o a sus características de adhesión, los probióticos pueden
funcionar como competidores o inhibidores de ciertas bacterias patógenas (Torres
y castillo, 2006).
Los mecanismos generales de acción de los probióticos son los siguientes
(Balcazar, 2002; Amores et al., 2004):
Competencia por sitios de fijación con bacterias patógenas (exclusión
competitiva).
Mejoramiento de la nutrición por el suministro de nutrientes esenciales.
Incremento en la digestión por el suministro de enzimas esenciales.
Eliminación directa de materia orgánica disuelta mediada por la bacteria.
Producción de sustancias que inhiben el crecimiento de patógenos
oportunistas.
Producción de sustancias inmunoestimulantes.
2.4.5.1 Síntesis de antimicrobianos inhibidores (bactericidas).
La producción de antimicrobianos por los probióticos es considerado uno de los
principales mecanismos que inhiben el crecimiento de microorganismos patógenos
en el tracto gastrointestinal (GIT por sus siglas en ingles). Las bacterias BAL son
capaces de producir y excretar otras sustancias en cantidades inferiores al ácido
láctico y acético, entre las que destacan el ácido fórmico, ácidos grasos libres,
21
amonio, etanol, peróxido de hidrógeno, diacetilo, acetoína, acetaldehído,
benzoato, enzimas bacteriolíticas, bacteriocinas y antibióticos, además de ciertas
sustancias inhibidoras no identificadas (Vanderbergh, 1993).
2.4.5.2 Competición por nutrientes
El concepto de exclusión competitiva es un término utilizado en la domesticación
de animales y se refiere a la habilidad administrar bacterias oralmente para
estimular la resistencia del hospedero contra enfermedades infecciosas.
Diferentes mecanismos han sido propuestos para este concepto, incluyendo
competencia por nutrientes, competencia por el espacio o sitio de adherencia, y la
estimulación de las funciones inmunes en el huésped (Hong et al., 2005).
Teóricamente, la competición por nutrientes puede jugar un papel importante en la
composición de la microbiota del tracto intestinal o el ambiente que lo envuelve en
las especies acuáticas (Verschueren et al., 2000). Incrementando algunas cepas
de bacterias como Lactobacillus y Bacillus utilizándolas como probióticos con esto
decrece el substrato disponible para otras bacterias (Fooks y Gibson, 2002).
La competición por espacio (sitio de adherencia) en el intestino u otro tejido del
tracto digestivo resulta un mecanismo antagónico contra la colonización de
bacterias patogénicas (Verschuren et al., 2000). La adhesión de la bacteria
probiótica previene el ataque de patógenos, como bacterias coliformes, y
Clostridium, y estimula el retiro de estos cuando el intestino se encuentra infectado
(Lee et al., 2000).
Hay muchos reportes acerca de componentes bacterianos los cuales producen
una inmuno estimulación en peces y camarones. Generalmente, la inmunidad
puede ser promovida de tres formas (Fuller, 1992):
1) Incrementa la actividad de los macrófagos, realzando la actividad de
fagocitosis de los microorganismos.
2) Incrementa la producción de anticuerpos, usualmente inmunoglobulinas e
interferones (un agente viral no-específico).
22
3) Incrementando anticuerpos locales en las superficies mucosas de las
paredes del intestino.
2.4.5.3 Estimulación del crecimiento
El efecto de algunas cepas de bacterias han sido estudiadas por Lara-Flores et al.
(2003), ellos encontraron que todas las dietas suplementadas con probiótico
resultaron con mayor crecimiento que aquellas con la dieta control. Ellos sugieren
que adicionalmente los probióticos pueden mitigar el efecto del factor estrés. Los
alimentos en los organismos se podrían mejorar con la desintoxicación de
componentes potencialmente dañinos en la dieta por enzimas hidrolíticas,
incluyendo amilasas y proteasas, y la producción de vitaminas como biotina y
vitamina B12. Venkat et al. (2004), evaluaron el efecto de algunos probióticos en el
crecimiento de postlarva de Macrobranchium rosenbergii. De acuerdo con los
resultados, se observó un crecimiento significativo para larvas alimentadas con
dietas suplementadas con probióticos. El mejor rendimiento de proteína (más del
55%) y la tasa de eficiencia proteica significativamente alta en los tratamientos
alimentados con probióticos.
Bairagi et al. (2002), evaluaron bacterias aerobias asociadas con el tracto
gastrointestinal de nueve peces de agua dulce, ellos determinaron que ciertas
cepas producían enzimas digestivas, las cuales facilitaban la utilización y digestión
del alimento. Ramírez y Dixon (2003), reportaron las propiedades de bacterias
anaerobias intestinales aisladas de tres especies de peces, mostrando el papel
que podía jugar el probiótico. En una reciente publicación por Bairagi et al. (2004),
el beneficio de adherir B. subtilis y B. circulans en la dieta del Rohu y Labeo rohita,
fue demostrada. En la búsqueda por remplazar harina de pescado por Harina de
hojas en la alimentación de peces, encontraron que la adición de los dos bacillos
intestinales Bacillus spp. incrementaron el rendimiento a juzgar por un número de
factores incluyendo crecimiento, tasa de conversión de alimento y tasa de
eficiencia proteica. Ellos atribuyen esto a la producción extracelular de enzimas
celulolíticas y amilolíticas por la bacteria (Kesarcodi-Watson, 2008).
23
2.5 Sistema de respuesta inmune en camarón
El mecanismo innato de defensa de los artrópodos está basado en la inmunidad
humoral y celular (Muños et al., 2000); estos juegan un papel importante en la
detección y eliminación de microorganismos y parásitos potencialmente dañinos.
Se puede dividir la respuesta inmune de los artrópodos en diferentes fases:
1) Reconocimientos de factores ajenos e inicio de actividad inmunológica.
2) Actividad celular y síntesis de efectores inmunitarios.
3) Actividad humoral del sistema inmune.
La capacidad que tienen los camarones para reconocer y destruir invasores, esta
basada en los componentes de la inmunidad celular y humoral del sistema
circulatorio y son expresados en varias respuestas inmunes (Vergara, 1999).
2.5.1 Respuesta Celular del sistema Inmune
Consiste en la activación de una gran cantidad de células hemocitarias, que tienen
la capacidad de fijarse al agente extraño y destruirlo.
2.5.2 Componentes de la hemolinfa del camarón
Para protegerse a sí mismos de la invasión por parte de agentes patógenos, los
camarones no generan inmunoglobulinas, pero si moléculas efectoras que están
involucradas en la respuesta inmune. El sistema circulatorio de los crustáceos es
de tipo abierto o semi-abierto, por donde transita un tejido fluido denominado
hemolinfa. En la hemolinfa son transportados continuamente nutrientes, excretas,
oxígeno, hormonas y otras moléculas importantes para los diferentes órganos.
Debido a la fluidez y por la capacidad de llegar directamente a los tejidos, la
hemolinfa contiene además todos los componentes del sistema inmunológico.
24
La hemolinfa está compuesta por una fracción celular, representada por células
circulantes o hemocitos (producidas por el tejido hematopoyético) y por una
fracción liquida constituida por el plasma que contiene diferentes factores
humorales. Las respuestas inmuno celulares y humorales actúan de forma
integrada en los crustáceos, protegiéndolos contra la invasión de microorganismos
y parásitos, garantizando así su integridad corporal y homeostática (Barroco et al.,
2008).
Figura 2. Sistema circulatorio abierto/semi-abierto de camarón y órganos
asociados. C: corazón; HP: hepatopáncreas; OHA: órgano hematopoyético
antenal; OHD: órgano hematopoyético dorsal; OHV: órgano hematopoyético
ventral; VD: vaso dorsal (Bachere et al., 2004).
Los hemocitos, células circulantes en la hemolinfa, son las células fagociticas mas
abundantes, se han considerado análogos a los leucocitos de mamíferos debido a
las funciones que realizan en el mecanismo de la defensa como parte de la
respuesta inmune innata, participando en el reconocimiento, destrucción de
partículas extrañas y agentes infecciosos (Raa, 1996).
25
En la mayoría de los decápodos, se han usado criterios morfológicos asociados
con ensayos bioquímicos para identificar y clasificar los diferentes tipos de
hemocitos. Según Johansson y Söderhäll (2000), en el camarón se han reportado
tres tipos de hemocitos distintos, estas células llevan a cabo reacciones inmunes
como fagocitosis, encapsulación, nodulación, citotoxicidad.
a) Células hialinas (HC): Son pequeñas con un núcleo grande y poco
citoplasma y se encuentran presentes en un 80% de la hemolinfa.
b) Células semigranulares (SGC): Son más grandes que las células hialinas
con presencia de algunos gránulos, los núcleos presentes son pequeños y
se encuentran presentes entre el 10-13% de la hemolinfa.
c) Células granulares (LGC): Son más grandes que las células
semigranulares, presentan gran contenido de gránulos y se encuentran en
un rango de 4 a 10% de la hemolinfa.
2.5.3 Función inmunitaria de los hemocitos.
Las células presentes en la hemolinfa desarrollan ciertas funciones especificas
que ayudan a la inmunidad del camarón como se describe en la tabla 2 según
Johansson y Söderhäll (2000).
Tabla 2. Funciones de los hemocitos
Tipo de hemocito Función de inmunidad
Células hialinas
Este tipo de células son las encargadas de realizar
la fagocitosis, mantienen su forma lisa para poder
atacar y desplegarse extensamente para fagocitar
sustancias extrañas
Células semigraulares
Las células semigranulares son inestables, están
encargadas de reconocer y responder ante células
26
invasoras para luego atacar desplegándose en la
superficie del invasor, tienen la capacidad de
fagocitar pero solo en la presencia del sistema
profenoloxidasa (proPO) el cual también puede ser
citotóxico y causar lisis en células eucariotas. A si
mismo, estas células son las principales en la
reacción de encapsulación
Células granulares
Son las encargadas de almacenar y liberar del
sistema profenoloxidasa (proPO) y al igual que las
células semigranulares, pueden producir
citotoxicidad debido a esta enzima y causar lisis en
las células eucariotas.
Se han reportado diversas respuestas celulares en presencia de infecciones
virales en peneidos como lo son la fagocitosis, encapsulación, melanización y
nodulación.
2.5.3.1 Fagocitosis
Mecanismo de defensa celular más común entre todos los animales incluyendo a
los invertebrados (Vargas-Albores, 1995). La fagocitosis es la eliminación de
materiales extraños del hemocele de crustáceos decápodos, donde se ven
involucradas varias clases de células. Es considerada la primera línea de defensa
junto con otros mecanismos humorales, cuando una partícula atraviesa la primer
barrera de defensa que constituye la cutícula (Söderhäll, 1992).
2.5.3.2 Encapsulación
Es considerado un tipo de respuesta multicelular para eliminar toda partícula
extraña que no pueda ser destruida por mecanismos humorales (Vazquez et al.,
1998). Este tipo de mecanismo actúa cuando una partícula es demasiado grande
27
para ser fagocitada. Muchos hemocitos cubren a la partícula grande formando
capas alrededor de ella y las capsulas son fuertemente melanizadas (Söderhäll,
1992). Los hemocitos semigranulares son los encargados de reconocer las
partículas extrañas encapsulándolas mediante una proteína que actúa en conjunto
con la activación del sistema profenoloxidasa que es el promotor de la
encapsulación, además de poseer un factor de adhesión y degranulación para
células semigranulares y granulares.
2.5.3.3 Melanización
Es un proceso que comprende una serie de reacciones enzimáticas en cascada
conocido como sistema profenoloxidasa (proFO), este sistema se encuentra en el
interior de los granulos de los hemocitos granulosos y semigranulosos, puede ser
activado de forma natural o por estimulación de componentes microbiano, como lo
son β-glucanos, peptidoglucanos (PG), lipopolisacaridos (LPS). Una vez liberado
el contenido granular de degranulación, la proFO es activada a fenoloxidasa, esta
última es la encargada de la melanización observada en crustáceos. Promueve la
oxidación de fenoles en quinonas las cuales polimerizan de manera no enzimática
formando depósitos insolubles de melanina. La melanina es un pigmento obscuro
con propiedades biológicas capaces de inhibir la actividad de enzimas bacterianas
y fungicas.
2.5.3.4 Nodulación
La nodulación es un mecanismo muy eficiente para la eliminación de partículas
extrañas, estas son aprisionadas por varias capas de hemocitos, formando
pequeñas capsulas desde las cuales ciertos hemocitos se desprenden y se
infiltran en la masa bacteriana e intentan fagocitarla, seguido de la formación de
los nódulos es activado el sistema profenoloxidasa (proFO) y el nódulo es
melanizado. Este tipo de procesos remueven rápidamente a las partículas
extrañas de la circulación alojándose en las branquias y entre los tubulos
hepatopancreaticos (Söderhäll y Cerenius, 1992).
28
2.5.4 Respuesta humoral del sistema inmune
Es un mecanismo capaz de inhibir el crecimiento bacteriano en plasma, de inhibir
la actividad enzimática y de liberar sutancias causantes de lisis celular.
2.5.4.1 Péptidos antimicrobianos
Son proteínas que actúan como antibióticos endógenos y son considerados como
unos de los principales elementos de la inmunidad innata (Destoumieux et al.,
2000). Actualmente se conocen una amplia variedad de péptidos antimicrobianos,
los cuales se han clasificado basándose en su secuencia de aminoácidos, en sus
estructuras secundarias y similitudes funcionales (Bulet et al., 1999).
Los péptidos antimicrobianos son producidos en células fagocíticas de vertebrados
e invertebrados. El modo de acción es perforar las membranas microbianas,
mientras que otros péptidos interrumpen la biosíntesis de membrana, finalizando
en la muerte celular (Destoumieux et al., 2000).
2.5.4.2 Peneidinas
Los hemocitos son el origen de producción y almacenamiento de este tipo de
péptidos antimicrobiano, su presencia en el plasma de camarón es el resultado de
su secreción o liberación al degranular los hemocitos. Esto sucede como
respuesta al estrés o una estimulación al sistema inmune.
2.5.4.3 Enzimas hidrolíticas
Dentro de los hemocitos existen diversas enzimas hidrolíticas con actividad de
proteasa, glucosidasa, fosfatasa, lipasas y esterasas indicativas de la presencia de
lisosomas (López et al.,1997). Las enzimas lisosomales participan en la muerte y
degradación de microorganismos dentro y fuera de los hemocitos, este tipo de
enzimas son liberadas de la célula al plasma u otros tejidos donde modifican su
conformación favoreciendo el reconocimiento y fagocitosis (Cheng, 1983).
29
2.5.4.4 Lisozima
Es una enzima de los lisosomas asociada con el sistema de defensa y con el
sistema digestivo, donde tiene como principal función la degradación de bacterias.
Ya que actúan contra agentes infecciosos, principalmente atacando a las bacterias
Gram negativas (Viana y Raa, 1992).
30
III. MATERIALES Y MÉTODO
3.1 Ubicación del experimento
El experimento se realizó en el laboratorio de Acuacultura perteneciente al
Departamento de Ciencias Agronómicas y Veterinarias de la Dirección de
Recursos Naturales del Instituto Tecnológico de Sonora, localizado en Ciudad
Obregón, Sonora, México.
3.2 Primer experimento: Bioensayo de crecimiento y rendimiento productivo
3.2.1 Diseño experimental
Se establecieron cuatro tratamientos experimentales; cada uno de ellos con seis
repeticiones, como se muestra en la tabla 3:
Tabla 3. Distribución de los tratamientos.
* = Unidad experimental (10 litros c/u)
Tratamientos Alimento (probiótico)*
1 Ecobiol
2 Ecobiol Plus
3 Ecobiol Super
4 Control
31
3.2.2 Descripción del sistema de cultivo
El sistema de cultivo está compuesto de cuatro unidades experimentales; cada
una de ellas consta de 6 acuarios rectangulares de acrílico con una capacidad de
10 litros cada uno. Los acuarios cuentan con aireación y recambio de agua
constante. El sistema además cuenta con sistema de filtros; carbón activado,
cartuchos y rayos UV, tal como se muestra en la figura 3.
Fig. 3 Sistema de acuarios con recirculación
32
3.2.3 Material biológico
Se utilizaron un lote de camarones Litopenaeus vannamei, trasladados desde el
laboratorio productor de postlarvas Génesis, ubicado en San José Municipio de
Bácum, Son., hasta el laboratorio de acuacultura del ITSON. Posteriormente se
colocaron los organismos en tinas de 1500 L de agua salina, y se permitió su
aclimatación durante 24 horas para su posterior utilización.
Una vez transcurridos las 24 horas, se llevó a cabo la selección de los organismos
con base en su peso, para obtener unidades experimentales de una misma etapa
de desarrollo. El tiempo de aclimatación fue de 24 horas, tiempo en el cual fueron
alimentados con una dieta comercial con 35 % de proteína.
Fig. 4 Ubicación del sistema y tinas de aclimatación.
33
Posterior a la aclimatación se midieron y pesaron 8 organismos en un rango de 0.8
± 0.1g para cada tratamiento con sus 6 repeticiones para introducirse en el
sistema de recirculación.
Diagrama 1. Procedimiento de biometría y siembra del bioensayo
3.2.4 Alimentación
Los organismos acuáticos se alimentaron 3 veces al día 8:00, 13:00 y 18:00 horas
con 4 g de alimento, el cual se pesó en una balanza semianalítica Navigator-
OHAUS con una precisión de 0.01g. El alimento se suministró en comederos de
PVC, y se les dejó por un lapso de 2 horas, transcurridas las dos horas se retiró el
comedero y el alimento fue recolectado en bolsas de plástico y almacenado en un
ultracongelador a -48ºC para su posterior análisis.
Figura 5.- Pesado del alimento en una balanza semianalítica Navigator-OHAUS.
34
3.2.5 Evaluación de los parámetros biológicos
Para dar un seguimiento del efecto de cada tratamiento, se realizaron seis
biometrías, cada 10 días aproximadamente.
3.2.6 Crecimiento y producción
3.2.6.1 Biomasa
Se determinó el incremento de la biomasa de camarón en cada uno de los
tratamientos al final del bioensayo, considerando la suma de todos los individuos
de las 6 peceras que comprende un tratamiento y de acuerdo con la siguiente
función:
Δ W = Wf – W i
Donde:
Δ W = Incremento de peso (gramos)
Wf = Peso final (gramos)
W i = Peso inicial (gramos)
3.2.6.2 Tasa de Crecimiento
La tasa de crecimiento se calculó en gramos por semana de acuerdo con la
siguiente ecuación:
TC (g/semana) = [(Peso individual promedio final – Peso individual promedio
inicial) / días del experimento] * 7
35
3.2.6.3 Factor de conversión alimenticia
El factor de conversión alimenticia se calculó con la siguiente fórmula:
*Consumo aparente = Alimento ingresado al acuario - alimento retirado del acuario
(base seca).
Para los análisis realizados se tomó en cuenta el peso seco del alimento tanto el
inicial como el final para obtener el peso seco de acuerdo con la metodología de la
AOAC, 1995 método #930.15.
El alimento se colocó en cajas Petri, las cuales anteriormente se habían puesto a
peso constante a una temperatura de 115ºC, pesadas y etiquetadas,
posteriormente se le colocó el alimento correspondiente y se dejó secar a una
temperatura de 105ºC durante 24 horas, transcurrido el tiempo se pesó
nuevamente, finalmente para obtener el peso seco se realizó la siguiente resta:
Donde:
PFCA= Peso final de la caja y el alimento.
PCC= Peso constante de la caja.
FCA=Consumo aparente/Biomasa ganada por pecera.
Peso seco= PFCA– PCC.
36
3.2.6.4 Porcentaje de sobrevivencia
Se calculó al final del experimento de manera directa por medio de la siguiente
fórmula:
Donde:
Pf = Población final
Pi = Población inicial
Nota: los datos de sobrevivencia final fueron transformados a logaritmo base 10,
para su posterior análisis estadístico.
3.2.6.5 Calidad del agua
Se registraron diariamente los valores de temperatura y oxígeno disuelto en cada
uno de los tratamientos. Para el registro de datos se utilizó un oxímetro portátil
modelo YSI-85.
3.2.6.6 Análisis estadístico de los resultados
Se realizo el análisis de varianza ANOVA de una vía (P < 0.05) empleando el
programa estadístico STATGRAPHIC Plus 4.0. Posteriormente se realizó una
prueba de Duncan (Comparación de medias) para denotar diferencias
significativas entre tratamientos. Los datos de calidad de agua fueron graficados
utilizando el programa Microsoft Office Excel.
% Sobrevivencia= Pf * 100/Pi.
37
3.3 Segundo Experimento: Bioensayo / desafío para conocer la variación en
el número total y diferencial de hemocitos.
3.3.1 Material Biológico
Se utilizó un lote de camarones Litopenaeus vannamei, los cuales fueron
trasladados desde el laboratorio productor de postlarvas Génesis, ubicado en San
José Municipio de Bácum, Son., hasta el laboratorio de acuacultura del ITSON.
Posteriormente se colocaron los organismos en tinas de 1500 L de agua salina, y
se permitió su aclimatación durante 24 horas para su posterior utilización.
3.3.2 Diseño experimental
Se establecieron cuatro tratamientos experimentales como se muestra en la tabla
3; cada uno de ellos con 3 repeticiones. Las unidades experimentales utilizadas
fueron tibores de 100 litros, conteniendo agua salada. Se seleccionaron 5
organismos en un rango de 6.8 –7.2 g que posteriormente fueron introducidos a
cada tibor correspondiente a los 4 tratamientos. La duración del experimento fue
de 45 días.
3.3.3 Alimentación
Los organismos fueron alimentados 3 veces al día 8:00, 13:00 y 18:00 horas, el
cual se pesó en una balanza semianalítica Navigator-OHAUS con una precisión de
0.01g. El alimento se suministró en comederos de PVC, por un lapso de 2 horas.
Figura 6.- Balanza semianalítica Navigator-OHAUS
38
3.3.4 Desafío con Streptococcus sp. por inyección intramuscular
Se realizó un cultivo de Streptococcus sp. en cajas conteniendo medio de agar de
soya tripticaseína (TSA) al 2%., posteriormente se aisló en un tubo con 15 mL de
caldo Marino con salinidad al 2% por 12 horas, se centrifugó a 6000 rpm por 30
min a 4°C, se descartó el sobrenadante y se realizó una suspensión del pellet
bacteriano con una solución salina estéril al 2%. Se ajustó la turbidez a 2 en
escala McFarland (600 X 106 UFC/mL). Se utilizó solución salina estéril para
realizar una dilución 1:1000 para obtener una concentración de 6000 UFC/mL.
Posteriormente se realizó un desafío el cual consistió en la infección de los
organismos con la bacteria Streptococcus sp., mediante inyección intramuscular
(IM) en el tercer segmento abdominal por la parte ventral, con una jeringa de
insulina de 1mL, aplicando una dosis de 110-130 μL de la dilución bacteriana
(710,000 a 80,000 UFC/camarón) al control negativo se le inyectó con el mismo
volumen de solución salina estéril al 2%.
Se utilizaron los organismos sometidos a 45 días con una dieta con inclusión de
probiótico y una dieta control, los organismos utilizados pertenecen al segundo
experimento. Para cada unidad experimental se colocaron 5 camarones, con un
total de 3 repeticiones por tratamiento, dando un total de 60 organismos repartidos
en 12 peceras, las cuales contenían 50 litros de agua marina, a cada unidad
experimental se le proveyó de una bomba aireadora con difusor, tapadera,
comedero y una red. Se realizó un monitoreo de los parámetros fisicoquímicos
(temperatura, salinidad y oxígeno). Se realizaron dos muestreos de hemolinfa, la
primera antes de ser infectados y la segunda 24 después de ser infectados
39
Figura 7. Desafío de L. vannamei con Streptococcus sp.
3.3.5 Colecta de hemolinfa
Las muestras de hemolinfa se tomaron al final del primer experimento (40 días), la
cual se utilizó como muestra inicial antes del reto y otra muestra se tomó después
de las 24 horas de la infección, utilizada como muestra final. Los hemogramas se
realizaron utilizando 3 organismos por tratamiento. La hemolinfa se extrajo del
sinus ventral que comprende el primer segmento de los pleópodos utilizando
jeringas de 1mL cargadas con una solución isotónica para camarón y EDTA como
anticoagulante ajustado a pH 7.5 previamente enfriado. A las muestras iniciales y
finales se les realizó un análisis en fresco (Hemograma) para contabilizar
hemocitos.
3.3.6 Cuenta de hemocitos
Se determinó el número total y proporcional de hemocitos presentes en el plasma
por conteo en la cámara de Neubauer, utilizando un microscopio de contraste de
fases. El número de hemocitos es expresado en millones de células por mL y la
fórmula hemocitaria en porcentaje de hemocitos, de acuerdo con Gullian et al.,
(2001).
40
Diagrama 2. Procedimiento para realizar el conteo total y proporcional de
hemocitos
Extracción de hemolinfa n=3 Dilución 1:9 y SIC-EDTA pH 7.5
Montaje de Hemolinfa en cámara de Neubauer
Conteo de Hemocitos Microscopio de contraste de fases
Diferenciación
41
3.4 Tercer Experimento: Análisis de actividad antibacteriana
3.4.1 Material biológico
Se utilizaron camarones provenientes de un bioensayo de 45 días realizado en el
segundo experimento, donde los organismos fueron alimentados mediante dietas
adicionadas con probióticos y una dieta control como se muestra en la tabla 3.
3.4.2 Colecta de hemolinfa
Se colectaron 3 organismos de cada tratamiento a los cuales se les extrajo
hemolinfa del sinus ventral utilizando jeringas de 1mL cargadas con una solución
isotónica para camarón y EDTA como anticoagulante ajustado a pH 7.5
previamente enfriado. Las muestras fueron transferidas a microtubos de 2 mL
estériles para su posterior centrifugación a 2500 rpm por 10 min a 4°C, se extrajo
300μl del sobrenadante (plasma) para su posterior uso como inhibidor de la
bacteria V. alginolyticus.
3.4.3 Actividad antibacteriana
Se realizó un cultivo de V. alginolyticus en agar TCBS el cual se dejó incubar por
24 horas a 37°C, posteriormente se tomaron de 4 a 5 colonias aisladas de la placa
y se depositaron en un tubo con 5 mL de solución salina al 2% estéril. Se agitó el
tubo para alcanzar una turbidez de 1 McFarland.
Posteriormente se prepararon 6 tubos con 2 repeticiones, que contenían 10 mL de
medio marino estéril al cual se le inoculó con 300 μL de la dilución de V.
alginolyticus a concentración 1 McFarland preparada anteriormente.
42
Al mismo tiempo se le adicionaron 300μL de plasma previamente extraído de la
hemolinfa de los organismos alimentados con probiótico y el control, se dejaron
incubando los tubos por 24 horas a 37°C. Para llevar un seguimiento de la
inhibición se utilizó el método turbidimétrico (INCO, 2001), donde se cuantificó el
crecimiento de suspensiones bacterianas en presencia o ausencia del plasma de
camarón L. vannamei. Se utilizó un control negativo que correspondió al 100% del
crecimiento bacteriano. Los resultados fueron expresados en unidades
nefelometricas de turbidez (UNT).
43
Diagrama 3. Procedimiento para realizar la prueba de actividad antibacteriana
Selección de Organismos n=3
Extracción de hemolinfa Jeringa con 300μl de SIC-EDTA pH 7.5
Muestra colocada en tubos
eppendorf de 1.5 ml. Centrifugar a 2500 rpm
por 10 min.
Inoculo en tubos con la cepa Vibrio alginolyticus en medio marino ajustada a
1 escala de McFarland.
Realizo una medición con un
Turbidimetro por 24 horas.
Se incubo a 37°C en una incubadora
con agitador shaker de laboratorio
44
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 Primer experimento: Bioensayo de crecimiento y rendimiento productivo
4.1.2 Incremento de Biomasa
Los resultados indican que los organismos alimentados con una combinación de
probióticos correspondiente a Ecobiol super presentan diferencia significativa, en
incrementos de biomasa (p<0.05), con respecto al control a partir del día 40, como
se muestra en la Gráfica 1.
Grafica 1.- Incrementos de biomasa
45
A partir del día 50, la diferencia significativa se presentó en los tratamientos de
Ecobiol y Ecobiol Super con respecto al control como se muestra en la gráfica 1.
La biometría del día 60 del bioensayo se denotó una diferencia significativa final
(p<0.05), en la biomasa, en los organismos alimentados con probióticos y el
control.
Gráfica 2.- Biomasa final
Los resultados obtenidos coinciden con lo descrito por Heizhao et al. (2004),
donde se demostró que la inclusión de probióticos en la dieta aplicada a
Litopenaeus vannamei, contribuye significativamente a aumentar el coeficiente de
digestibilidad y por consecuente un aumento elevado en la biomasa.
46
Decamp y Moriarty (2006), presentan resultados similares al evaluar la
supervivencia y biomasa de camarón blanco L. vannamei alimentado con una
combinación de tres probióticos (Pro-1, Pro-2 y Pro-W), en donde observaron que
en los organismos alimentados con probióticos fueron los que mayor biomasa
presentaron.
4.1.3 Tasa de crecimiento (TC)
Los organismos al final del experimento presentaron una diferencia significativa
(p<0.05), en tratamientos con inclusión con probióticos respecto al control como se
muestra en la gráfica 3. La TC en peso muestra que la inclusión de probiótico,
genera una respuesta favorable obteniendo los resultados más altos en peso.
Estos resultados coinciden con lo reportado por Gómez y Shen (2008), Yan-Bo et
al., (2005) y Yan-Bo (2007), quienes registraron un incremento significativo en el
crecimiento de camarón blanco L vannamei, al utilizar probióticos del género
Bacillus en dietas aplicadas en estanques y acuarios.
Grafica 3.- Tasa de crecimiento en peso.
47
Balcázar (2003), demostró que la administración de una mezcla de bacterias
(Bacillus sp. y Vibrio sp.) influyen positivamente en la tasa de crecimiento y
sobrevivencia de juveniles de camarón blanco (Litopenaeus vannamei) y
presentan un efecto positivo contra patógenos Vibrio harveyi y virus del síndrome
de mancha blanca (WSSV). Esta protección se dio por la estimulación del sistema
inmune (fagocitosis y actividad antibacteriana).
4.1.4 Factor de conversión alimenticia (FCA)
El factor de conversión alimenticia (FCA), no presentó una diferencia significativa
entre los grupos que poseen inclusión de probióticos, en cambio si existe una
diferencia significativa (P<0.05), entre los grupos que contienen probióticos y el
control con un 95% de confiabilidad.
Estos resultados concuerdan con datos reportados por Talavera (1997) donde,
indica que los valores de FCA para camarón L. vannamei se encuentran entre 0.6-
1.0 en camarones de hasta 10 gramos de peso, y entre 1.0 y 1.3 para tallas
mayores. Idealmente el FCA no debe ser mayor de 1.5. La FAO (2012), indica
que para cultivos intensivos con alimentación basada en dietas artificiales, los
factores de conversión alimenticia deben de fluctuar entre 1.4 y 1.8, en cambio en
cultivos súper-intensivos llega a ser de 1.2 a 1.8.
48
Gráfica 4.- Factor de conversión alimenticia
4.1.5 Sobrevivencia
Como se muestra en la gráfica 4 el porcentaje de sobrevivencia obtenido al final
del experimento fue de 72.9% T3 (Ecobiol Súper), 70.8% T2 (Ecobiol Plus), 68.8%
T1 (Ecobiol) y por último 56.3% T4 (Control), por lo que se demostró que existe
una diferencia significativa (p<0.05), entre grupos que fueron alimentados con una
dieta rica en probióticos grupo A (T1, T2 y T3), y una dieta control (T4) grupo B.
Rengpipat et al. (2000), y Decamp y Moriaty (2006), reportaron que al administrar
probióticos en una dieta de camarón, se obtiene como resultado un aumento
significativo de la sobrevivencia por el incremento en la resistencia ante
patógenos, debido a la activación de la respuesta humoral y celular del camarón.
49
Simões et al. (2002), realizaron un experimento en donde se utilizó una mezcla de
un probiótico comercial suspendida en agua de mar filtrada y adicionada a un
cultivo experimental de larvas de camarón, y encontraron que la presencia de esta
comunidad antes del inicio de la alimentación mejoró la supervivencia y el
desarrollo larvario, en comparación con el de las larvas mantenidas en agua
completamente estéril.
Dalmin et al. (2001),reportaron que el uso de bacilos mejora la calidad de agua, la
tasa de crecimiento y la sobrevivencia, incrementando la salud de juveniles de
camarón tigre Penaeus monodon y reduciendo la carga de vibrios patógenos.
Gráfica 5.- Porcentaje de sobrevivencia final
50
4.1.6 Calidad del Agua
La calidad del agua durante los 60 días del experimento se muestra en las gráficas
6, 7 y 8, en ellas se puede apreciar el comportamiento de la temperatura, el
oxígeno y la salinidad durante experimento, todos los parámetros se encuentran
dentro del rango óptimo para la especie L. vannamei.
Según Kinne (1970), es importante mantener todos los parámetros de calidad del
agua dentro de los rangos permisibles ya que son parte fundamental de las
reacciones metabólicas de los organismos vivos, lo cual se refleja en el
funcionamiento como el crecimiento, la reproducción, la muda, etcétera.
Tabla 4. Parámetros de calidad del agua.
Parámetros T1 T2 T3 T4
Temperatura (°C) 29.92±0.55
30±0.55
29.97±0.57
30±0.54
Oxígeno (mg/L) 2.54±0.28 2.36±0.25
2.26±0.32
2.26±0.28
Salinidad (ppt) 36.26±0.76
36.24±0.79
36.33±0.71
36.15±0.91
T= Tratamiento
51
Gráfica 6.- Comportamiento de la temperatura por tratamiento
Gráfica 7.- Comportamiento del oxígeno disuelto por tratamiento
Gráfica 8.- Comportamiento de la concentración de salinidad por tratamiento
52
4.2 Segundo Experimento: Bioensayo / desafío para conocer la variación en
el número total y diferencial de hemocitos.
4.2.1 Variación en el número total de hemocitos en hemolinfa de camarón.
En la gráfica 9 se muestran la cuenta total de hemocitos por mm3 en donde se
realizó un conteo inicial (antes de la infección) y final (después la infección), se
puede observar un aumento de 37.56% con Ecobiol, 56.48% con Ecobiol Plus,
11.74% con Ecobiol Super y un 32.43% en la dieta Control.
Gráfica 9. Hemocitos totales al inicio y final del bioensayo
Gullian et al. (2004), señalan que los probióticos le infieren al organismo una
actividad inmunoestimulante, capaz de combatir cualquier agente extraño que
ingrese al individuo, es por eso que los hemocitos se incrementaron con el fin de
desarrollar una defensa contra el organismo patógeno.
53
De acuerdo con lo descrito por Bogwald et al. (1996) y Gómez-Gil et al., (2000), la
utilización de probióticos se puede convertir en una alternativa económica y
ecológicamente viable ya que, al fortalecer la respuesta inmune de los organismos
en cultivo, facilitaría el control preventivo ante enfermedades de diferente origen y
naturaleza.
Campa (2012), realizó un experimento donde sometió a una exposición diaria a
juveniles de camarón blanco con 3 cepas probióticas de levaduras marinas
(Debaryomyces hansenii, cepa DH5, DH6 y LL1). Después de 15 días, se registró
un incremento significativo (p<0.05), en hemocitos circulantes en los tratamientos
con las cepas DH6 y LL1 de D. hansenii, comparada con el control.
4.2.2 Variación en el número diferencial de hemocitos en hemolinfa de
camarón.
Como se puede observar en la gráfica 10, los hemocitos hialinos se incrementaron
en presencia de un patógeno, esto se debe principalmente a la activación de los
efectores de la inmunidad celular los cuales participan en la inactivación de
organismos invasores.
Los hemocitos hialinos están ligados a la fagocitosis la cual corresponde a la
reacción más común de los mecanismos celulares de defensa. Es el proceso por
medio del cual las células (hemocitos) ingieren y destruyen los patógenos
invasores, partículas extrañas o células modificadas (envejecidas), del mismo
organismo (Secombes, 1996). En cambio los hemocitos granulosos se encargan
de la encapsulación y formación de nódulos, estos son procesos en los cuales
varios hemocitos colaboran entre ellos para detener la acción de organismos
invasores cuando el hospedero es invadido por partículas de tamaño muy grande
o por un gran número de partículas muy pequeñas para ser ingeridas y destruidas
por las células individualmente (Söderhäll y Cerenius, 1992).
54
Según Newman y Bullis (2004), los hemocitos granulosos secretan enzimas
defensivas que dan muerte a los microbios antes de ser eliminados por otros
granulocitos, mediante los procesos de fagocitosis o encapsulación. Una vez que
los microbios son encapsulados o fagocitados; el proceso de melanización
(hematocitos granulosos), los deja inertes y los prepara para ser expulsados
mediante la excreción cuticular o durante el próximo ciclo de muda.
Gráfica 10. Porcentaje de Hemocitos iniciales (a) y finales (b) en el reto de
infección.
a)
b)
55
En la gráfica 10 se muestra un aumento en los hemocitos hialinos en los 4
tratamientos, siendo Ecobiol plus el que presenta un mayor aumento con un 35%,
mientras que los tratamientos restantes solo presentaron un incremento de 16%
Control, 12% Ecobiol y 4% Ecobiol super.
Van de Braak et al. (2002), indica que el incremento de hemocitos hialinos podría
ser explicado por selección natural, pues solo sobreviven los animales con alta
capacidad de proliferación. Al ser los hemocitos hialinos células jóvenes y poco
diferenciadas, se incrementan para posteriormente transformarse en hemocitos
semigranulosos. Rengpipat et al. (2000), mencionan que el uso de Bacillus sp.
(Cepa S11), como probiótico, provee protección contra enfermedades activando la
defensas celulares (incrementando los hemocitos) y humorales de Penaeus
monodon.
Los hemocitos semigranulosos junto a los granulosos (GR), presentan una
disminución en presencia del patógeno, esto se debe a que este tipo de células
están implicadas en los procesos de encapsulación y nodulación y se ven
disminuidos por su función (Tsing, 1987; Martin et al., 1998).
La caída de hemocitos SG, observadas en los animales con fuerte carga viral,
representarían incapacidad en estos animales de eliminar de circulación, células
infectadas, o hemocitos desgastados mediante encapsulación. En ese sentido,
nuestros resultados concuerdan con los de Momoyama et al. (1994), quien
describe células infectadas por WSSV encapsuladas por hemocitos, los cuales se
ven disminuidos en gran porcentaje.
56
4.2.3 Diferenciación de hemocitos
4.2.3.1 Hemocitos hialinos
Como se puede observar en la figura 8, se presentan los hemocitos hialinos
observados en hemolinfa de camarón blanco L. vannamei perteneciente a los
tratamientos de Ecobiol (HT1), Ecobiol Plus (HT2), Ecobiol Super (HT3) y Control
(HT4). Las células hialinas examinadas presentaron el tamaño más pequeño de
los tres tipos de hemocitos, poseían una forma ovoide-redondeada, conteniendo
algunos gránulos en su interior. De acuerdo con lo descrito por Hose et al. (1990),
los hemocitos hialinos pertenecientes a las langostas Panulirus interruptus y
Homarus americunus, son considerados los más diversos morfológicamente.
4.2.3.2 Hemocitos semigranulosos
En la figura 9 se presentan los hemocitos tipo semigranulosos, los cuales tienen
una forma ovoide con pocos gránulos centrales y más grandes que los hemocitos
hialinos, según Hose et al. (1990), los hemocitos semigranulosos son aquellos
hemocitos que se están preparando para ser células granulares.
4.2.2.3 Hemocitos granulosos.
En la figura 10 se presentan los hemocitos tipo granulosos, los cuales tienen una
forma ovoide con gránulos centrales y más grandes que los hemocitos hialinos,
según Hose et al. (1990), los hemocitos granulares pueden ser fácilmente
diferenciados en dos grupos mediante microscopía de contraste de fases:
pequeños y grandes basándose en la ubicación del núcleo y la presencia de
gránulos grandes.Gonzales y Arenas (2002), realizaron una caracterización del
ostión del norte Argopecten purpuratus, en donde se identificó hemocitos
granulosos con un tamaño de 12.5 ± 0.35 μm, y se caracterizaron por poseer en el
endoplasma un núcleo con pocos gránulos.
57
Figura 8. Hemocitos de camarón blanco Litopenaeus vannamei, células hialinas observadas en hemolinfa. Las células de las imágenes HT1, HT2, HT3 y HT4 fueron enfocadas a 100X y la célula hialina HHB de Panulirus interruptus y HHC de Homarus americunus tomada de la bibliografía (Hose et al., 1990) enfocada a 2600X.
HT1 HT2
HT3 HT4
HHB HHC
58
Figura 9. Hemocitos de camarón blanco Litopenaeus vannamei, células
semigranulosas observadas en hemolinfa. Las células de las imágenes ST1, ST2,
ST3 y ST4 fueron enfocadas a 100X y la célula hialina SPI de Panulirus interruptus
y SHA de Homarus americunus tomada de la bibliografía (Hose et al., 1990)
enfocada a 2600X.
ST1 ST2
ST3 ST4
SPI SHA
59
Figura 10. Hemocitos de camarón blanco Litopenaeus vannamei, células granulosas observadas en hemolinfa. Las células de las imágenes GT1, GT2, GT3 y GT4 fueron enfocadas a 100X y la célula granulosa GHA Homarus americunus y GLG de Loxorhynchus grandis tomada de bibliografía (Hose et al., 1990) enfocada a 2600X.
GT1 GT2
GT3 GT4
GHA GLG
60
4.3 Tercer Experimento: Análisis de actividad antibacteriana
4.3.1 Inhibición bacteriana
Como se observa en la gráfica 11, los tubos inoculados con V. alginolyticus a los
cuales se le adicionó plasma de L. vannamei alimentado con el tratamiento de
Ecobiol Plus, presentaron menor crecimiento bacteriano con 16.9 UNT, seguido de
Ecobiol Super 19.7 UNT, Ecobiol 20.9 UNT, Control 27.2 UNT y BG 42.3 UNT que
corresponde a la bacteria en crecimiento. Lo cual indica que en presencia de
plasma, los microorganismos de V. alginolyticus presentaron una inhibición y ésta
se aumentó con el plasma de organismos que recibieron probiótico en el alimento.
Grafica 11. Curva de crecimiento bacteriano de Vibrio Alguinolyticus en presencia
de plasma.
61
Estos resultados concuerdan con Sung et al. (1996), quienes reportaron que
células de V. vulnificus fueron eliminadas de la hemolinfa de P. monodon 12 horas
después de su exposición, desapareciendo completamente a las 24 horas. Adams
(1991), reportó que más del 99% de bacterias de V. alginolyticus fue eliminada de
la hemolinfa de P. monodon, después de 4 horas de exposición. Lo descrito
anteriormente y la inhibición presenciada en este bioensayo, concuerdan con
estudios realizados en crustáceos que han mostrado la habilidad de la hemolinfa
de inhibir el crecimiento bacteriano (Chisholm y Smith 1992; Noga et al., 1996).
Destoumieux et al. (1997), realizaron la caracterización de una nueva familia de
péptidos antimicrobianos conocido como “peneidinas” aislados de la hemolinfa de
P. vannamei. Este tipo de antimicrobianos realizan la eliminación de los
microorganismos durante el proceso de fagocitosis, actúan como antibiótico
endógeno, su incremento en la concentración del plasma ocurre luego de la
infección microbiana. Gracias a la caracterización de los péptidos antimicrobianos
Bachére et al. (2000), han aportado importantes avances en el conocimiento de la
inmunidad innata de P. vannamei.
62
V. CONCLUSIONES
El uso de los probióticos como aditivos en las dieta para el camarón
favorecieron el crecimiento, rendimiento productivo y calidad del agua,
por lo que se puede deber a que los probióticos ayudan a la producción
de enzimas y sustancias inmunoestimulantes, eliminación de materia
orgánica disuelta y mejorar la nutrición por el suministro de nutrientes
esenciales.
Las dietas utilizadas como alimento en forma preventiva, dieta con
inclusión de probiótico y dieta control no generaron cambios en el
número total y diferencial de hemocitos presentes en la hemolinfa, antes
de ser desafiados con la bacteria Streptococcus sp. y después de las 24
horas del desafío.
Las dietas evaluadas generaron un grado de inhibición en el crecimiento
de Vibrio alginolyticus, posiblemente debido a la producción de
sustancias que inhibitorias estimuladas por la presencia de los
probióticos en el alimento utilizado de forma preventiva. En cambio la
dieta control presentó una menor inhibición con respecto a las dietas
con inclusión de probiótico.
63
VI. RECOMENDACIONES
Se recomienda realizar una evaluación de las dietas con inclusión de
probióticos en granjas, ya que los resultados obtenidos a nivel experimental
podrían variar por el efecto de la densidad y de factores externos no
controlables.
Es importante realizar un análisis de producción de Radicales
Intermediarios de oxígeno (ROIs): Involucrados en las respuestas de
defensa del camarón, actividad antibacterian y destrucción de actividades
citotóxicas de un cuerpo extraño, de la misma manera, estudios realizados
han indicado la importancia del análisis del Sistema profenoloxidasa
(proPO), el cual está involucrado en la respuesta de manchas oscuras
(melanización), en la cutícula de los organismos afectados a través de
heridas o alimento contaminado (Muñoz et al., 2000), este tipo de análisis
se recomiendan con fin de profundizar en los indicadores de la respuesta
inmune del camarón blanco L. vannamei.
64
VII. LITERATURA CITADA
Adams, A. 1991. Response of penaeid shrimp to exposure to Vibrio species.
Fish and Shellfish immunology, 1: 59-70. En Alatorre, F. 1998. La
Acuicultura en México: un sector en el futuro. Panorama acuícola, México.
Pp. 37-45.
Alcaraz, G., Chiapa, X. and Venegas, C. 1997. Temperature tolerance of
Penaeus setiferus postlarvae exposed to ammonia and nitrate. Aquatic
Toxicology 39:345-353
Al-Harbi, A. and Uddin, N. 2005. Bacterial diversity of tilapia (Oreochromis
niloticus) cultured in brackish water in Saudi Arabia. Aquaculture 250:566-
572.
Ali, A. 2000. Probiotics in fish farming. Evaluation of bacterial mixture. PhD
Thesis, Swedish University of Agricultural Sciences.
Amores, R., Calvo, A., Maestre, J. y Martínez-Hernández, D. 2004.
Probiotics. Rev. Esp. Quimioter. 17:131-139.
65
Bachére , E., Destoumieux, D., and Bulet, P. 2000. Penaeidins,
antimicrobial peptides of shrimp: a comparison whit other effectors of innate
immunity. Aquaculture 191:71-88.
Bachère, E., Gueguen, Y., Gonzalez, M., De Lorgeril, J., Garnier, J. and
Romestand, B. 2004. Insignts into the anti-microbial defense of marine
invertebrates: the penaeid shrimps and the oyster Crassostrea gigas.
Immunological Reviews, 198: 149-168.
Bairagi, A., Sarkarghosh, K., Sen, S.K. and Ray, A.k (2002) Duckweed
(Lemna polyrrhiza) leaf meal as source of feedstuff in formulated diets for
rohu (Labeo rohita Ham) fingerlings after formulation with a fish intestinal
bacterium. Bioresouce Technol 85 : 17-23
Balcázar, J. 2002. Uso de probióticos en acuacultura: Aspectos generales,
Congreso Iberoamericano Virtual de Acuicultura. Pp 877-881.
Barroco, A., Perazzolo, L. y Rosa, R. 2008. Inmunológica del camarón. En:
Morales, V. y Cuéllar- Anjel, J. 2008. Guía técnica Patología e Inmunología
de camarones penaeidos. 258 pp.
Bogwald, J., Dalmo, R., Leifson, R. M., Stenbern, E. and Gildberg, A. 1996.
The stimulatory effect of muscle protein hydrolysate from Atlantic cod,
Gadus morhua L. on Atlantic salmon, Salmo salar L., head kindney
leucocytes. Fish Shellfish Immunol., 6:3-16.
66
Brock, J. and Main, K. 1994. A guide to the common problems and
diseasdes of culture Penaeus vannamei. World Aquaculture Society, Baton
Rouge, Louisiana, USA:242.
Bulet, P., Hetru, C., Dimarq, J. L. and Hoffmann, D.. 1999. Antimicrobial
peptides in insects; structure and function. Dev. Comp. Immunol. 23:329-
344.
Campa, C., Pacheco, M., Aguirre, G., Luna, A., Guzmán, M., y Ascencio, F.
2012. Efecto de Debaryomyces hansenii en la respuesta antioxidante de
juveniles de camarón blanco Litopenaeus vannamei.
Chamberlain, G. 1994. Investigación de frontera en nutrición acuícola. Pp.
27-43. En: Mendoza, R., Cruz-Suárez, L. y Ricque, D. Edición. Segundo
Simposium internacional de Nutrición acuícola. Monterrey, Nuevo León,
México.
Cheng, T. C. (1983). The role of lysosomes in molluscan inflammation.
American Zoology 23, 129-144.
Chisholm, J. and Smith, V. 1992. Antibacterial activity in the haemocytes of
the shore crab, Carcinus maenas. Journal Marine Biology 72:529-542.
CIPA. 2004. Centro de Investigaciones Pesquera y Acuícolas, Camarones
costeros del pacífico nicaragüense, ciclo de vida y distribución. Managua.
67
http:/www.mific.gob.ni:81/docushare/dsweb/GetRendition/Document-
2414/html#TOC.
Cruz-Suárez, L., Ricque, M. y Domínguez J. 1994. Utilización de la lectina
en la nutrición acuícola: crustáceos. (pp 45-79). En: Mendoza, L., Cruz-
Suárez y Ricque, D. Editores, Segundo Simposium internacional de
nutrición acuícola. Monterrey, Nuevo León, México.
Cruz-Suárez, L. 1998. Digestión en camarón y su relación con formulación y
fabricación de alimentos balanceados en Curso internacional sobre
alimentación de camarón. Mazatlán Sinaloa, México.
CONAPESCA. 2008. Estadísticas de producción de camarón: Acuacultura
y pesca, Industria acuícola Boletín, 4:44-47
CONAPESCA. 2009. Anuario estadístico de “Producción de Camarón en
peso desembarcado por acuacultura”
http://contenido.com.mx/2009/03/sonora-lider.en-captura-de-sardina-
calamar-y-cultivo-de-camaron/.
Cuzon, G., Brito, A., Jimenez-Yan, L., Brito, R., García-Thomas, G. and
Gaxiola, G. 2004. The effect or animal or plant based diets on energy
partitioning in selected ontogenic stages of the shrimp Litopenaeus
vannamei. En: Crúz-Suaréz, L., Ricque-Marie, D., Nieto, M., Villareal, D.,
Scholz, U. y González, M. 2004. Avances en Nutrición Acuícola VII.
Memorias del VII Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. Sonora,
México.
68
Dalmin, G., Kathiresan, K. and Purushothaman, A., 2001. Effect of
probiotics on bacterial population and health status of shrimp in culture pond
ecosystem. Indian J. Exp. Biol. 39, 939–942.
Decamp, O. y Moriarty, D. 2008. Probióticos en la acuicultura: ¿Cómo
andamos y hacia dónde vamos?, Industria acuícola 4:24-27.
Destoumieux, D., Bulet, P., Loew, D., Van Dorsselaer, A., Rodriguez, J. and
Bachère, E. 1997. Penaeidins, a new family of antimicrobial peptides
isolated from the shrimp Penaeus vannamei. The Journal of biological
Chemistry.
Destoumieux, D., Muñoz, M., Bulet, P. and Bachère, E. 2000. Penaeidins, a
family of antimicrobial peptides form penaeid shrimp. Cellular and Molecular
Life Sciences.
Durruty, C., Maldonado, L., Gaxiola, G., García, T. y Pedroza, R. 2002.
Requerimientos de proteína dietética en larvas de Litopenaeus setiferus y
Litopenaeus vannamei. Pp 5.
Escobar-Briones, L., Olvera-Novoa, M., y Puerto-Castillo, C. 2006. Avances
sobre la ecología microbiana del tracto digestivo de la tilapia y sus
potenciales implicaciones. VII Simposium Internacional de Nutrición
Acuícola. Universidad Autónoma de Nuevo León.
69
Farzanfar, A. 2006. The use of probiotics in shrimp aquaculture, FEMS
Immunolo Med Microbiol 48:149-158.
FAO. 2008. The state of world fisheries and aquaculture. Food and
agricultura organization of the United State. Rome, Italy.
FAO. 2012 Programa de información de especies acuáticas (Penaeus
vannamei). Consultada en Mayo de 2008.
http://www.fao.org/fishery/culturedspecies/Litopenaeus_vannamei
FIRA. 2009. Situación actual y perspectivas del camarón en México. Boletin
informativo. Número 3. Pp 11.
Fooks, L. and Gibson, G. 2002. Probiotics as modulators of the gut flora.
British Journal of Nutrition 88:39-49.
Fuller, R. 1992. Probiotics: History and Development of probiotics.
Chapman and Hall, New York. Pp 1-8.
Fuller, R. 1997. Probiotics II. Aplications and practical aspects. Edition:
Chapman and Hall. London. Pp 11-20.
Gómez, R., and Shen, M. 2008. Influence of probiotics on the growth and
digestive enzyme activity of withe Pacific shrimp (Litopenaeus vannamei).
Journal of Ocean University of China. 7:215-218.
70
Gómez-Gil, B., Roque, A. y Garcia-Flores, A. 2000. Enfermedades
infecciosas más comunes en la camaronicultura en México y el Impacto del
uso de antimicrobianos. En: Páez-.Ozuna, F. 2003 Editor. Camaronicultura
y Medio Ambiente. Instituto de Ciencias del Mar y Limnología de la UNAM,
México.
Gonzáles, M y Arenas, G. 2002. Caracterización de la respuesta inmune en
el Ostión del norte Argopecten purpuratus. Vol. 28 Tesis de la Universidad
Autónoma de Baja California, Ensenada, México.
Gullian, M., Thompson, F. and Rodriguez, J. 2004. Selection of probiótico
bacteria and study of their immunostimulatory effect in Penaeus vannamei.
Aquaculture 233:1-14.
Heizhao, Z., Zhixun, G., Yingying, Y., Wenhui, Z., and Zhuojia, J. 2004.
Dietary probiotics on apparent digestibility. Aquaculture research. 35:1441-
1447.
Hong, H.A., Duc, L.H. and Cutting, S.M., 2005. The use of bacterial spore
formers as probiotics. FEMS Microbiology Reviews 29, 813–835
Horna, R. 1984. Guía para el transporte y aclimatación de larvas de
camarón. Mexico. Pp 42.
71
Hose, J. E., Martin, G. G. and Gerard, A. S. (1990). A decapod classification
scheme integrating morphology, cytochemistry, and function. Biol. Bull.
178, 33-45.
IAES-SEDEPRO. 2001. Foro de enlace científico-pesquero 2001. Guaymas,
Sonora. Ponencias.
INCO (International Co-operation with Developing Countries). 2001.
“Evaluation of the usefulness of bacteriophages as model micro-organisms
for the assessment of water treatment processes and water quality”.
Isolauri, E., Sutas, Y., Kankaapaa, P., Arvilommi, H. and Salminen, S. 2001.
Probiotics: Effects on immunity, American Journal of Clinical Nutrition
73:444-450.
Johansson, M. and Söderhäll, K. 2000. Cellular immunity in crustaceans
and the proPo system. Parasitology 5:171-176.
Kesarcodi-Watson, A., Kaspar, H., Lategan, M. and Gibson, L. 2008.
Probiotics in aquaculture: the need, principles and mechanisms of action
and screening processes, Aquaculture 274:1-14.
Kinne, O. 1970. Temperature, Animals. Invertebrates. Marine Ecology, Vol.
1. Environmental Factors. Wiley-Interscience, London. Pp 407-514.
72
Kumlu, M. and Jones D. 1994. Salinity tolerance of hatchery-reared
postlarvae of Penaeus indicus H. Milne Edwards originating from India.
Aquaculture 130 pp. 287-296
Kumlu, M., Eroldogan, O. and Aktas, M. 2000. Effects of temperatura and
salinity on larval growth, survival and development of Penaeus
semisulcatus. Aquaculture 188: 167-173.
Lara-Flores, M., Olvera-Novoa, M., Guzmán-Méndez, B. and López-Madrid,
W. 2003. Use of bacteria Streptococcus faecium and Lactobacillus
acidophilus, and the yeast Saccharomyces cerevisiae as growth promoters
in nile tilapia (Oreochromis niloticus). Aquaculture 216:193-201.
Lee, Y., Lim, C., Teng, W., Ouehand, A., Tuomola, E. and Salminen, S.
2000. Quantitative approach in the study of adhesion of lactic acid bacteria
to intestinal cells and their competition with enterobacteria. Applied and
Enviromental Microbiology. 66:3692-3697.
Lin, Y.P, Thibodeaux, C.H, Pena, J.A, Ferry, G.D. and Versalovic, J, 2008.
Probiotic Lactobacillus reuteri suppress proinflammatory cytokines via c-
Jun. Inflamm Bowel Dis; 14:1068–83 pp.
López, C., Carballal, M.J., Azevedo, C. and Villalba, A..1997. Morphological
characterization of the hemocytes of the clam, Ruditapes decussatus
(Mollusca: Bivalvia). J. Invert. Pathol. 69:51-57.
73
Martin, G., Kay, J., Poole, D. and Poole, C. 1998. In vitro nodule formation
in the ridgeback prawn, Sycionia ingentis, and the American lobster,
Homarus americanus. Invertebr. Biol. 117, 155-168.
Martínez, C. 1999. Cultivo de camarones peneidos, AGT Editor S.a.,
Edición 1. Pp 1-20.
Mejía, G., Mejía, J., Barrera, T., Zaragoza, A., y Castillo, V. 2005.
Importancia de los probióticos en la acuacultura, utilizando Artemia
franciscana como bioencapsulante. 57:39-43
MIDA (Ministerio de Desarrollo Agropecuario). 1984. Manual de cultivo de
camarón de rio gigante de Malasia. Ministerio de Desarrollo agropecuario,
Dirección Nacional de Acuicultura, Panamá. Pp 28.
Momoyama, K., Hiraoka, M., Nakano, H., Inouye, K. and Oseko, N. 1994.
Mass mortalities of cultured kuruma shrimp, Penaeus japonicus, in Japan
histopathological study. Fish Pathol 29:141–148
Moriaty, D. 2006. Interaction of microorganisms and aquatic animals,
particularly the nutritional role of the gut flora. In: R Lesel, R. Editor.
Microbiology in Poecilotherms. Elsevier, Amsterdam.
Muñoz, M., Cedeño, V., Rodrigez, J., Van Der Knaap, W., Mialhe, E. and
Bachere, E. 2000. Measurement of reactive oxygen intermediate production
74
in haemocytes of the penaeid shrimp, Penaeus vannamei. Aquaculture 191:
89-107.
Newman, S. and Bullis, R. 2004. The new wave abstracts. World
Aquaculture Society
Noga, E., Arroll, T. and Fan, A. 1996. Specificity and some physico-
chemical characteristic of the antibacterial activity from blue crab Callinectes
sapidus. Fish and Shellfish Immunology 6:403-412.
Parker RB. 1974. Probiotics, the other half of the antibiotic story. Anim. Nutr.
Health. 29:4-8.
Pérez-Farfante, I. and Kensley, B. 1997. Keys and diagnoses for the
families and genera. Penaeoid and sengestoid shrimps and prawns of the
world. Mémoires du museum national Histoire naturelle. Pp 233.
Ponce-Palafox, J., Martínez, C. and Ross, L. 1997. The effects of salinity
and temperature on the growth and survival rates of juvenile White shrimp,
Penaeus vannamei. Aquaculture 157:107-115.
Raa, J. 1996. The Use of Immunostimulatory Substances in Fish and
Shellfish Farming. Reviews in Fisheries Science, 4(3), 229-288.
75
Ramasamy, P. 2003. Control of pathogenic Vibrio spp. by Bacillus subtilis
BT23, a possible probiotic treatment for black tiger shrimp Penaeus
monodon. Department of Biotechnology, Life Sciences Building, University
of Madras. 36:86-87.
Ramirez, R. and Dixon, B. 2003. Enzyme production by obligate intestinal
anaerobic bacteria isolated from oscars (Astronotus ocellatus), angelfish
(Pterophyllum scalare) and southern flounder (Paralichthys lethostigma).
Aquaculture, 227: 417-426.
Rengpipat, S., Rukpratanpom, S., Piyatiratitivorakul, S. and Menasaveta, P.
2000. Immunity enhancement in black tiger shirmp (Penaeus monodon) by
probiont bacterium (Bacillus S11). Aquaculture 191: 271-288
Rengpipat, S., Tunyanun, A., Fast, A., Piyatiratitivorakul, S. and Menasveta,
P. 2003. Enhanced growth and resistance to Vibrio challenge in pond-
reared black tiger shrimp Penaeus monodon fed a Bacillus probiotic.
Diseases of Aquatic Organisms 55, 169-173.
Ringo, E. and Olsen, R. 2003. Electron microscopy of the intestinal
microflora of fish. Aquaculture 227: 395-415.
Rivera-Rodríguez, María C. 1998. Efecto de la salinidad sobre el
crecimiento y sobrevivencia en postlarvas y juveniles de camarón blanco
Penaeus vannamei, bajo condiciones de laboratorio (Tesis). Universidad de
Colima, Facultad de Ciencias Marinas. Colima, Mexico. Pp. 1-53.
76
Rodríguez de la Cruz, C. y Castro, J. 1980. Notas taxonómicas y
zoogeograficas de los camarones del genero pennaeus. Memorias del
segundo simposium latinoamericano de acuacultura. México, D.F. 1614-
1637.
Rosas, C., Cuzon, G., Gaxiola, G., Prior, Y., Pasctual, C., Rossignyol, J.,
Contreras, F., Sánchez, A. y Wormhoudt, A. 2001. Metabolism and growth
of juveniles of Litopenaeus vannamei: effect of salinity and dietary
carbohidrate levels. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology.
259:1-22.
SAGARPA. 2011. Comunicado de prensa “Impulsaran la pesca y
acuacultura en Sonora”. No. 106/11. México, D.F., 05 de marzo de 2011.
http:/www.sagarpa.gob.mx/saladeprensa/boletines2/2011/marzo/Document
s/2011B106.pdf.
Secombes, C. 1996. The Nonspecific Immune System: Cellular Defenses,
In The Fish Immune System: Organism, Pathogen, and Environment,
Iwama, G. and Nakanishi, T., Academic Press, San Diego, USA, pp. 63-
103.
Simões, N., F., Ribeiro, F. and Jones, D.A. 2002. Feeding early larval
stages of fire shrimp Lysmata debelius (Caridea, Hippolytidae). Aquac. Int.
10: 349–360
Söderhäll, K. and Cerenius, L. 1992. Crustacean Immunity. Anual Rev. on
fish diseases. Pp. 3-23
77
Sung, H., Yang, Y. and Song, Y.1996. Enhancement of microbicidal activity
in Tiger shrimp (Penaeus monodon) via immunostimulation. Journal
Crustacean Biology 16:278-284.
Talavera, V., 1997. Trends and outlooks in aquaculture feed production and
manufacture within the Latin American and Caribbean region. Conference
and Exposition of the World Aquaculture Society, National Shellfish
Association, and American Fisheries Society. Las Vegas, Nevada, USA.
Tannock, G. 1997. Modification of the normal microbiota by diet, stress,
antimicrobial agents, and probiotics. En: Mackie, R., With, B. and Isaacson,
R. Edition. Gastrointestinal Microbiology, Vol. “, Gastrointestinal Microbies
and Host Interactions. Chapman and Hall Microbiology Series, International
Thomson Publishing, New York. Pp. 434-465.
Torres, V. y Castillo, A. 2006. Microbiología de los alimentos. Amate
Editorial, S.A., Universidad de Guadalajara, México. Pp. 485-508.
Tsing, A. (1987). Reserches sur les hémocytes el l’immunité chez le
crustacé Penaeus japonicus. Tesis Doctoral de la Universidad de
Tecnología y Ciencia de Languedoc, Montpellier, Francia.
Tuomola, E., Critteneden, R., Playne, M., Isolauri, E. and Salminen, S.
2001. Quality assurance criteria for probiótico bacteria. American Journal
Clinical Nutrition. 73:393-398.
78
Van de Braak, K., Botterblom, M., Liu, W., Taverne, N.,. Van der Knaap, W.
and Rombout, J. 2002. The role of the haematopoietic tissue in haemocyte
production and maturation in the black tiger shrimp (Penaeus monodon).
Fish & Shellfish immunology 12, 253-272. Bogwald et al., 1996
Vanderbergh, J., Verdonck, L., Robles-Arozarena, R., Rivera, G., Bolland,
A., Balladares, M., Gomez-Gil, B., Calderon, J., Sorgeloos, P. and Swings,
J. 1993. Vibrios associated with Litopenaeus vannamei larvae, postlarvae,
broodstock, and hatchery probionts. Applied and Environmental
Microbiology 2592-2597.
Vargas-Albores, F. (1995): The defense system of brown shrimp Penaeus
californiensis: humoral recognition and cellular responses. J. Mar.
Biotechnol. 3: 153-156.
Vaseeharan, B. and Ramasamy, P. 2003. Abundance of potentially
pathogenic microorganisms in Penaeus monodon larvae rearing systems in
India. Microbiol.158: 299-308.
Vázquez, L., Sierra, C., Juárez, S., Agundis, C., Zavala, A. y Zenteno, E.
1998. Mecanismos de Inmunidad en crustáceos. INTERCIENCIA. Vol. 23.
Pp. 344-348.
Venkat, H., Shau, N. and Jain, K. 2004. Effect on feeding Lactobacillus-
based probiotics on the gut microflora, growth and survival of
postlarvae of Macrobrachium rosenbergii (de Man). Aquac. Res. 35: 501-
507.
79
Vergara, F. 1999. Inmunoestimulación de hemocitos de camarón blanco
Litopenaeus vannamei para la producción de sustancias microbicidas:
análisis cuantitativo de anión superóxido. Tesis de grado. Universidad de La
Salle. Santa Fe de Bogotá.
Verschuerer, L., Rombaut, G., Sorgeloos, P. and Verstraete, W. 2000.
Probiotic bacteria as biological control agents in aquaculture. Microbiology
Molecular. Biology. 64:655-671.
Viana, M. T. and Raa, J. (1992). Lysozyme-like enzyme from the scallop
Chlamys islandica. Ciencias Marinas 18 1, 93-107.
Villarreal, H., Hinojosa, P., Naranjo, J. 1994. Effect of temperature and
oxygenconsumption of laboratory produced Penaeus vannamei postlarvae.
Comp. Biochem. pp 331-336
Williams, K., Smith, D., Barclay, M., Tabrett, S. and Riding, G. 1992.
Evidence of a growth factor in some crustacean-based feed ingredients in
diets for the giant tiger shrimp Penaeus monodon. Aquaculture 250:377-
390.
Wasielesky, W., Luvizotto, S., Sánchez, C. and Bianchini, A. 2001. Effect of
salinity and temperatura on oxigen consumption in juvenile pinck shrimp
Farfantepenaeus paulensis. Book of abstracts word Aquaculture Society.
Sidney Australia. Pp 396.
80
Yan-Bo, W., Zi-Rong, X., and Mei-Sheng, X. 2005. The effectiveness of
commercial probiotics in northern white shrimp Penaeus vannamei ponds.
Fisheries science. 71:1036-1041.
Yan-Bo, W. 2007. Effect of probiotics on growth performance and digestive
enzyme activity of the shrimp penaeus vannamei. Aquaculture. 269:259-
264.
Yasuda, K. and Taga, N. 1980. A mass cultura method for Artemis salina
using bacteria as food. Mer 18:53-62.
