TÉCNICAS DE OBTENCIÓN DE MUESTRA SANGUÍNEA EN ANIMALES SILVESTRES

I. Toma de muestra en primates  no humanosTITÌ BEBÈ LECHE (SAGUINUS FUSCICOLLIS)

PROTOCOLO PARA LA TOMA DE MUESTRA

En los miembros pélvicos, las venas femorales son continuaciones de las venas poplíteas justo sobre la rodilla, corren sobre la cara interna de los muslos, junto con la arteria y nervios femorales, y son estos vasos los más empleados en venopunción en el caso de primates de menor tamaño. Más distal, la vena safena menor o lateral es empleada para obtener muestras de sangre, a la altura del muslo.

En primates pequeños, la toma de muestra es generalmente en la vena femoral .En el caso de primates de mayor tamaño como Papiones y chimpancés, la punción puede realizarse en el antebrazo como en los seres humanos o en la cola en la vena coccígea. En los brazos. Las venas humerales (sobre el aspecto anterior del codo) son uno de los puntos de acceso venoso más comunes, también puede emplearse la vena basílica (sobre el aspecto posterior del brazo)

En casos excepcionales puede ser intracardiaca, pero es bastante traumática y puede llevar a la muerte del animal.

Para primates pequeños el volumen máximo de sangre para el hemograma es 1 ml.

Venas del brazo y la pierna enprimates pequeños.

1. Tronco venoso braquicéfalico; 2.Vena yugular interna 3.Vena subclavia; 4.Vena axilar; 5.Vena cefálica; 6. Venas humerales; 7.Vena basílica; 8.Vena cubital 9.Vena radial ; a) vena cava posterior; b) Vena iliaca primitiva; c)Vena iliaca externa; d) Vena femoral; e) Vena safena externa o menor ; g) Vena poplítea; h) Vena peronea; i) Vena tibial posterior; j) Vena tibial anterior.

En estos procedimientos es necesario anestesiar a los primates , ya que tienden a estresarse demasiado y el cuadro hemático cambia radicalmente, a lo que se denomina hemograma de

stress. Ante una situación de stress, se libera gran cantidad de glucocorticoides como el cortisol, la cortisona y la corticosterona, las cuales pueden alterar el hematocrito y el recuento del cuadro blanco presentándose la triada de Thorn (neutrofilia, eosinopenia, linfopenia).

Las filarias afectan mucho a los primates por lo que es necesario desparasitarlos periódicamente con Ivermectina 0.2 mg/Kg. Para lombrices intestinales se tratan con vermífugos.

En la mayoría de casos se prefiere el análisis parasitológico para determinar el estado de salud de los animales, debido a lo traumático y riesgoso de la toma de muestra en las diferentes especies que necesitan en muchos de los casos ser sedados para los procedimientos

II. Toma de muestra en avesCARACARA (POLYBORUS PLANCUS)

PROTOCOLO PARA LA TOMA DE MUESTRA EN AVES

La vena radial (alar), es el sitio de punción más comúnmente elegido por su facilidad; se elige una de las dos alas.

MATERIALES Y MÉTODOS

1. Se debe proceder con cautela para minimizarle el estrés al ave al momento de extraer la muestra sanguínea. Para ello se debe:

Uno de los aspectos más importantes es cubrir la visión del animal, evitando de esta manera que se exalte. Esto permite que el ave de mantenga tranquila durante el procedimiento.

Luego se procede a escoger la vena más adecuada para la extracción de la muestra, separando el ala del cuerpo del animal cuidadosamente.

La asepsia se realiza con Baxidin ya que si se usa alcohol, este es fácilmente absorbido lo cual puede generar intoxicacion e irritacion de la piel en el ave.

1. Con aguja número 21 se hace inserción sobre la vena en un ángulo de 15°, se debe tener cuidado de no extravasar ya que la pared de la vena es muy delgada y podría ocurrir con facilidad, observándose hematoma inmediatamente, si esto no sucede se procede a extraer la muestra, aproximadamente de 1 a 2 ml de sangre en aves de mayor tamaño, y en aves más pequeñas 0,5 ml ya que una cantidad mayor puede producir anemias en esta especie.

Otros sitios de punción menos utilizados son la vena atlantooccipital ubicada entre el atlas y la región occipital, la inserción de la aguja debe hacerse perpendicular al sitio antes

mencionado. La punción intracardiaca debe realizarse con mucho cuidado ya que un error en ella, al puncionar las aurículas puede causar la muerte inmediata del animal.

Ojo:

La inmovilización es de gran importancia para el éxito del procedimiento. Existen varios sitios de punción que serán elegidos de acuerdo a la experiencia del operador.

III. TOMA DE MUESTRA DE ANIMALES REPTILESChelonoidis denticulada

PROTOCOLO PARA LA TOMA DE MUESTRA

Al momento de obtener la muestra, el animal se debe tomar de la parte posterior y se intenta extraer la cabeza del caparazón para poder tomar la muestra, la aguja se introduce a través del plexo occipital.

IV.

TOMA DE MUESTRA EN SERPIENTE

Lampropetis triangulum sinaloe

PROTOCOLO PARA LA TOMA DE MUESTRA

Es importante saber manipular a la serpiente por lo tanto lo primero que se debe hacer es inmovilizarla tomándola de la cabeza, para realizar éste procedimiento se requieren dos personas.

Luego de tener a la serpiente inmovilizada se procede a tomarla de la cola, contando 10 escamas del extremo posterior se introduce la aguja de calibre 23 aproximadamente hasta el lugar donde se sienta hueso y se procede a extraer la muestra.

V. TOMA DE MUESTRA DE JAGUARES

La sangre debe ser colectada cuando el jaguar está inmovilizado. El personal de campo debe de estar familiarizado con el procedimiento.

1. Obtención de la muestra: los vasos sanguíneos que se utilizan para tomar una muestra de sangre en un jaguar suelen ser la vena safena medial y lateral, femoral, cefálica, caudal lateral, y/o la yugular. El tamaño de la inyectadora y de la aguja depende de la vena a canalizar. Generalmente, se utilizan agujas con una calibración de 18-22 y 1-1 ½ pulgadas de largo. El volumen de las inyectadoras debe ser de 6-25 ml. Idealmente debería de obtenerse un total de 25 ml de sangre por jaguar.

2. Adicionalmente se debe tomar una muestra de la vena auricular (una vena periférica). Con esta sangre se debe preparar un frotis sanguíneo para diagnostocar/identificar hemoparásitos. Esta muestra debe ser obtenida usando una aguja estéril (calibración 18-22) para pinchar el vaso.

VI. TOMA DE MUESTRA EN OSO HORMIGUERO

Según las preferencias y cada situación se pueden tomar la sangre de la vena yugular, de la cefálica o de las safenas medial y lateral. La vena yugular permite la extracción de un volumen de sangre considerable en poco tiempo, aunque se deben tener especial cuidado ya que estos animales tienen la glándula salivar muy desarrollada. La zona se limpiará con alcohol, posterior desinfección con povidona iodada o clorhexidina, y se volverá a limpiar con alcohol. Se hará presión caudal a la zona de punción para ingurgitar la vena.

En un animal sano joven-adulto se pueden tomar el 1% del peso vivo sin consecuencias negativas, aunque con 25 cc de sangre es suficiente para todas las pruebas. Generalmente el tamaño de las agujas deberá variar entre 25 x 12 a 30 x 8 con jeringas 10 o 20 cc. También, según preferencias se pueden emplear butterflies o sistemas Vacutainer que facilitan la recolección directamente a los tubos. La extracción de la sangre debe realizarse de forma continua, a buen ritmo, sin realizar una presión excesiva para evitar la hemolisis, ni con aspiración demasiado fuerte o rápida para evitar el colapso de la vena. La calidad de la muestra condiciona la calidad de los resultados. Se recomienda que un técnico se encargue de tomar las muestras y otro de ir distribuyendo la sangre en los diferentes tubos.