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TESIS

QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE:

INGENIERO EN PESQUERÍAS

PRESENTA:

CLARA DE LOS SANTOS NOYOLA

DIRECTOR:

DR. MARCO ANTONIO CADENA ROA

LA PAZ, B. C. S., ABRIL DE 2016

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE

BAJA CALIFORNIA SUR

DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE INGENIERÍA EN PESQUERÍAS

ÁREA DE CONOCIMIENTO DE CIENCIAS DEL MAR Y DE LA TIERRA

CARACTERIZACIÓN PARCIAL DEL CULTIVO DE CUATRO CEPAS

DE MICROALGAS Y DE UNA CIANOBACTERIA AISLADAS DE BAJA

CALIFORNIA SUR, MÉXICO.

AGRADECIMIENTOS

A mi alma máter la Universidad Autónoma de Baja California Sur.

A los colaboradores de la biblioteca de dicha, por las facilidades

proporcionadas para la obtención del material bibliográfico.

Muy particularmente, al Dr. Marco Antonio Cadena Roa por aceptar dirigir

el presente trabajo.

Mi gratitud para el Dr. Juan Manuel Pacheco Vega por la orientación y

disposición que siempre mantuvo sin importar el día y la hora.

Al Dr. Carlos Rangel Dávalos por su paciencia y por el apoyo otorgado en

la revisión del presente trabajo.

A la Ing. Elizabeth Pérez por todas las atenciones prestadas en el

laboratorio de microalgas de la Unidad Pichilingue.

A mis profesores: Q. Br. Ramona Lauterio, Dr. Federico Poujol, M.I. Oscar

Reséndiz, Ing. Jesús Valenzuela, Ing. Norma Álvarez, Dr. Miguel Ojeda, M.C. Manuel

Rodríguez, M.C. Jesús Fiol, Dr. José L. Cervantes, a los profesores del cuerpo

académico de Acuacultura y Química, y sobre todo al Dr. Alfredo Flores por las

clases extras.

A mis compañeros y amigos: Aracely, Yesenia, Madelein, M. Anahí, M.

Guadalupe, Gil, Danny, J. Carlos, Esteban, Tony, Ing. Saldaña (q.e.d.), a Miguel por

el apoyo en la instalación de los estanques utilizados en el cultivo de los

microorganismos, a Ricky por sus observaciones para el presente trabajo.

Al Profesor A. Peralta, Lic. Nahie, Patty, Chely, Rocío, Karina, Tina, Tico, Ing.

Eduardo, Chepe, Gaspar, y a mis queridas McDoñas por su valiosa amistad.

A mis entrañables hermanos adoptivos, Carmen, Cristy, David, D. Karina,

Emma, Érick, Juan Ca, Leo, L. Olea, L. Parra, Maite, Montserrath, Pablo, Xóchitl, y

sobre todo a Francisco por ayudarme en todo momento y por soportarme tanto

desde no sé cuándo.

Así mismo, a Jonah Milo por sus atinadas palabras de aliento.

DEDICATORIA

Con cariño, respeto y admiración a la memoria de una mujer ejemplar y

entrañable, mi abuela Ángela Medina Monjaraz quien aunque no está físicamente

presente, sus enseñanzas, convicciones y afecto continúan marcando cada

momento de mi existencia.

Al hombre para quien no tengo suficientes palabras que describan lo

valioso de su ser, Rodrigo Jerónimo de los Santos Medina mi caro padre.

A quienes son lo más apreciable en mi vida y me nutren con su

desmedido amor y apoyo incondicional, mis hermanos Gilberto, Heradia, Jerónimo

Rodrigo, Lizbeth, Eduardo Ángel, Cecilia y María Gerarda.

A mis sobrinos, Gilberto, Jesús Javier, Cielo, Génesis y Oluwakemi Jacsarah

por ser por ser parte de mis alegrías.

A mi madre María Aurora Noyola Chávez y demás familiares que me han

aportado tanto siempre.

¡Gracias a cada uno de ustedes hoy soy más fuerte!

ÍNDICE

RESUMEN ................................................................................................................... I

ABREVIATURAS Y SÍMBOLOS .................................................................................. II

I. INTRODUCCIÓN. ............................................................................................. 1

I.II. FASES DE CRECIMIENTO ............................................................................ 5

I.III. FICHAS TÉCNICAS DE LOS ASPECTOS GENERALES Y TAXONÓMICOS

DE LAS CEPAS UTILIZADAS .............................................................................. 7

CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA ......................................................................... 7

II. ANTECEDENTES. .......................................................................................... 12

III. PLANTEAMIENTO Y DELIMITACIÓN DEL PROBLEMA. .............................. 14

IV. JUSTIFICACIÓN. ............................................................................................ 15

V. OBJETIVOS. ................................................................................................... 16

V.I. OBJETIVO GENERAL. ................................................................................. 16

V.II. OBJETIVOS ESPECÍFICOS........................................................................ 16

VI. HIPÓTESIS. .................................................................................................... 18

VII. METODOLOGÍA ............................................................................................. 19

1.- SISTEMA DE TRATAMIENTO DEL AGUA .......................................................... 19

2.- PROCESO DE ESCALAMIENTO ........................................................................ 19

3.- CURVAS DE CORRELACIÓN…………….. ......................................................... 20

4.- CULTIVO EN BOTELLAS EXPERIMENTALES ................................................... 21

5.- ANÁLISIS DE LOS DATOS .................................................................................. 24

VIII. RESULTADOS. .............................................................................................. 25

IX. DISCUSIONES ............................................................................................... 60

X. CONCLUSIONES. .......................................................................................... 62

XI. RECOMENDACIONES. .................................................................................. 63

XII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................ 64

ANEXO 1: MEDIO DE CULTIVO F/2 MODIFICADO (GUILLARD, EN STEIN, 1973) 74

I

RESUMEN

CARACTERIZACIÓN PARCIAL DEL CULTIVO DE CUATRO CEPAS DE

MICROALGAS Y DE UNA CIANOBACTERIA AISLADAS DE BAJA CALIFORNIA

SUR, MÉXICO.

En el presente trabajo se cultivó a Chaetoceros sp, Grammatophora sp,

Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp bajo diferentes tratamientos de

temperatura e intensidad luminosa con el fin de conocer estos parámetros óptimos

de crecimiento.

El primer cultivo se desarrolló bajo temperaturas de 22, 26, 30 y 34 ºC e intensidad

luminosa constante de 700 luxes y el segundo a una temperatura constante de 30 ºC

e intensidades luminosas de 700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes.

La concentración celular se determinó mediante la lectura de la densidad óptica a

una longitud de onda de 550 nm.

Encontrando que la temperatura óptima para Chaetoceros sp fue 26 ºC con 4.2 x 106

cel/ml, para Grammatophora sp fue 34 ºC con 1.7 x 106 cel/ml, para Navicula sp 34

ºC con 2.9 x 106, para Schizochytrium sp 30 ºC con 1.9 x 106 cel/ml

aproximadamente y para Spirulina sp 30 oC con 1.4 x 106 cel/ml. En tanto, la

intensidad luminosa óptima fue de 1 900 luxes para las cinco cepas, Chaetoceros sp

con 5 x 106 cel/ml, para Grammatophora sp con 1.8 x 106 cel/ml aproximadamente,

Navicula sp con 4.1 x 106, Schizochytrium sp con 2.3 x 106 cel/ml y Spirulina sp con

2.3 x 106 aproximadamente.

Palabras claves: caracterización, cepa, cianobacterias, cultivo, lux, microalga,

temperatura Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp,

Spirulina sp, intensidad luminosa.

II

ABREVIATURAS Y SÍMBOLOS B.C.S.: Baja California Sur.

°C: Grados centígrados.

et al (latín): Colaboradores.

CH: Chaetoceros sp.

Gram: Grammatophora sp.

Nav: Navicula sp.

Sch: Schizochytrium sp.

Sp: Spirulina sp.

sp: Especie.

FAO (en inglés): Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la

Agricultura.

IL: Intensidad luminosa.

Km: Kilómetro.

nm: Nanómetro.

N: Norte.

μm: Micrometros.

T: Temperatura.

UABCS: Universidad Autónoma de Baja California Sur.

UNESCO (en inglés): Organización de las Naciones Unidas para la Educación, la

Ciencia y la Cultura.

W (en inglés): Oeste.

I. INTRODUCCIÓN

1

I. INTRODUCCIÓN.

Actualmente a la humanidad la aquejan diversos problemas, tales como los

cambios ambientales globales que pueden acarrear consecuencias graves para el

bienestar y la seguridad de la población del mundo entero. La situación es

apremiante porque esos cambios influyen en crisis sociales, económicas y políticas

(UNESCO, 2013). La FAO (2011) señala que las especies acuáticas que son

explotadas comercialmente mediante la pesca o la acuicultura contribuyen de forma

notable a la seguridad alimentaria, al empleo y a la generación de ingresos en

muchos países.

En México, a la acuicultura se le encuentra como una de las actividades con mayor

potencial y desarrollo en los últimos años, la cual arroja beneficios sociales y

económicos que se traducen en una fuente de alimentación para la población con un

elevado valor nutricional y costos accesibles. No obstante este desarrollo ha sido

insuficiente (Álvarez et al., 2012).

Recientemente se han venido utilizando cianobacterias y microalgas para mitigar

algunas crisis que padece la humanidad, tales como, alimentaria, energética y

medioambiental (Jiménez, 2012).

Las cianobacterias y las microalgas son organismos que forman parte del

fitoplancton y son capaces de realizar fotosíntesis con un elevado rendimiento

fotosintético así como de generación de biomasa, en la que pueden llegar a acumular

como material de reserva grandes niveles de azúcares o triacilgliceroles,

susceptibles de ser transformados en biocombustibles para automoción (Álvarez et

al., 2002).

I. INTRODUCCIÓN

2

Las cianobacterias en taxonomía antigua eran conocidas como algas verde-azules,

hoy día se sabe que son bacterias debido a las características anatómicas de sus

células procariotas. Estos organismos pueden ser unicelulares, coloniales o

filamentosos y poseen clorofila tipo a, ficocianina (azul) y ficoeritrina (rojo) cuyas

combinaciones les dan la coloración característica. Algunas pueden crecer en la

oscuridad pero más lentamente que a la luz pero las fotoautótrofas obligadas no se

desarrollan en la oscuridad (Frioni, 1999).

Las unicelulares poseen formas esféricas, ovoides o cilíndricas, las células coloniales

pueden arreglarse en colonias irregulares quedando unidas gracias a la matriz

secretada durante su crecimiento; en tanto, la morfología filamentosa es un resultado

de múltiples divisiones celulares en un solo plano, en ángulo recto al eje principal del

filamento. Su estructura celular consistente de una cadena de células llamada

tricoma, cuyas células vegetativas pueden diferenciarse en heterocistos y aquinetos.

Se reproducen asexualmente, los organismos filamentosos pueden hacerlo por

fragmentación del tricoma o por la formación de hormogonios (Arzate, 2008).al

parecer son macroalgas.

En tanto, las microalgas son un grupo extremadamente heterogéneo de organismos

unicelulares o pluricelulares, pueden ser procariotas o eucariotas, contienen

pigmentos fotosintéticos y accesorios. Esta diversidad hace de ellas una fuente

potencialmente rica en una amplia gama de productos químicos con aplicaciones en

la alimentación, la estética e incluso en las industrias farmacéutica y de combustible

(Olaizola, 2003).

La mayoría de las microalgas son fotoautótrofas (obtienen la energía proveniente de

la luz del sol y el carbono de los compuestos inorgánicos como las sales), otras son

fotoheterótrofas (obtienen la energía proveniente de la luz del sol y el carbono de los

compuestos orgánicos), y algunas son mixotroficas (siendo la fuente de energía la

luz y la materia orgánica, obteniendo el carbono de compuestos orgánicos y del CO2)

(Kaplan et al., 1986).

I. INTRODUCCIÓN

3

Su reproducción en la mayoría de los casos ocurre por división celular binaria, por lo

cual se presenta un crecimiento rápido cuando se inoculan en un medio de cultivo no

limitante y se mantiene en condiciones adecuadas (Arredondo et al., 2007).

Las microalgas de la clase Bacillariophyceae llamadas comúnmente diatomeas,

predominan en aguas oceánicas almacenan carbono de maneras diversas, ya sea

como aceites o como crisolaminarina (polímero glucídico) y cuentan con un alto

potencial para ser usado como fuente de alimento vivo para los organismos que se

cultivan con interés comercial y que presenten hábitos bentónicos al menos en

alguna fase de su ciclo de vida (Siqueiros, 1994; Garibay et al., 2009).

Como las cianobacterias y las microalgas realizan fotosíntesis convirtiendo la energía

solar en energía química a través de la transformación de moléculas de carbono en

materia orgánica (Figueruelo, 2001), siendo la temperatura y la disponibilidad de luz

los principales factores limitantes; los nutrientes inorgánicos e incluso el CO2 pueden

ser incorporados al medio de cultivo en exceso, de forma que nunca sean limitantes

al crecimiento. Por el contrario, la luz debe ser continuamente suministrada al cultivo,

ya que la energía radiante no se puede acumular (Molina, 1996).

La temperatura óptima para el crecimiento de las cianobacterias es mayor que la

necesaria para el desarrollo de algas verdes y diatomeas, lo cual explica porque en

los cuerpos de agua templados y boreales se dan los florecimientos de

cianobacterias, principalmente durante el verano (Robarts et al., 1987).

Las especies de microalgas comúnmente cultivadas toleran temperaturas entre 16 y

27 ° C; en tanto, las inferiores a 16 ° C ralentizan el crecimiento siendo más sensibles

a la fotoinhibición que aquellos que se mantienen en el valor ideal, mientras que

aquellas más altas que 35 ° C son letales para un número de especies, dado que

afecta la composición bioquímica de las células pues algunas proteínas pueden sufrir

daños irreversibles (Madigan et al., 2004; Inouye, et al., 2006).

I. INTRODUCCIÓN

4

En cuanto a la intensidad luminosa se refiere, las cianobacterias tienen la capacidad

de captar longitudes de onda de 500 hasta 600, que difícilmente son empleadas por

otros microorganismos, incluso pueden vivir con solo luz verde, por lo que pueden

crecer a la sombra. Aunque, muchas ellas no pueden sobrevivir a intensidades

luminosas elevadas, lo que limita su distribución a ecosistemas más turbios y

eutróficos (Mur, 1999; Arzate, 2008).

Mientras que, las microalgas emplean la fracción del espectro de luz solar que es

fotosintéticamente activa, es decir entre 350 y 700 nm, lo que supone un 40% de la

radiación total del sol. La mayor parte de los ecosistemas naturales vegetales

presentan una eficiencia de conversión de energía lumínica en biomasa de alrededor

del 1%. Sin embargo, en el caso de las microalgas se han demostrado eficiencias de

conversión luz-biomasa entre 1 y 4% en sistemas abiertos como estanques y aún

mayores en fotobioreactores cerrados (Stephens, 2010).

Las cianobacterias y las microalgas también necesitan de aireación y agitación para

mantener a las células en suspensión, para asegurar que todas las células de la

población están igualmente expuestas a la luz, homogenizar los nutrientes, evitar la

estratificación térmica y para mejorar el intercambio de gases entre el medio de

cultivo y el aire (Suh, 2003).

También, requieren para su crecimiento de elementos inorgánicos que toman del

medio. Las cianobacterias necesitan en su actividad nutricional nitrógeno, oxígeno,

carbono, hidrógeno, fósforo y azufre, que intervienen en la formación de

carbohidratos, grasas y proteínas (Roldán, 1992). Ciertos grupos de microalgas

requieren nutrientes especiales o característicos, como sucede con las diatomeas y

el silicio (Araujo, 2011).

I. INTRODUCCIÓN

5

Las condiciones ambientales cambian con la edad del cultivo, por lo cual se modifica

también la velocidad de crecimiento poblacional. Permitiendo reconocer diferentes

fases de crecimiento poblacional y de esta forma se pueden reconocer diferentes

fases de crecimiento.

La cantidad de biomasa del fitoplancton se determina a partir de los recuentos

(células/ml), biovolumen (mm3/l), e indirectamente a través de la concentración de

clorofila (Arredondo et al., 2007). Existen procedimientos estandarizados para la

obtención de estas métricas y se han desarrollado nuevas técnicas basadas en la

fluorocitometría de flujo y nuevas generaciones de contadores de partículas

(contadores laser) que pueden ser de utilidad para el establecimiento del número y

biomasa algal (Frioni, 1999).

Creo q este párrafo debe ir unido al anteriorUsando un espectrofotómetro se tiene

una evaluación rápida de la concentración celular mediante la densidad óptica del

cultivo y en especial si se cuenta con una curva de calibración; sin embargo, esta

técnica de estimación indirecta es menos precisa que el conteo directo, debido a la

presencia de residuos y/o contaminación bacteriana (Arredondo et al., 2007).

I.II. FASES DE CRECIMIENTO:

i. Fase lag o de adaptación: El comportamiento inicial depende de las

condiciones de las células del inóculo, y de ellas depende el éxito del nuevo

cultivo. Cuando las células del inóculo no se encuentran en condiciones

metabólicas adecuadas se presenta una fase de retardo del crecimiento por lo

cual el cultivo no será exitoso.

ii. Fase de aceleramiento o crecimiento: En ésta fase, diferentes componentes

estructurales se incrementan secuencialmente, iniciando con el ARN, seguido

de las proteínas y del peso individual. La concentración celular es

generalmente la última que muestra este incremento.

I. INTRODUCCIÓN

6

iii. Fase exponencial: Durante este periodo, la velocidad de crecimiento adquiere

su valor máximo y, en vista de la falta de factores limitantes, permanece

aproximadamente constante. Por este motivo, la concentración celular

aumenta rápidamente, aunque en general no se alcanzan valores muy altos.

iv. Fase de desaceleración: En esta fase se empieza a notar un efecto de una

menor disponibilidad de uno de los factores que regulan el crecimiento, en

consecuencia, la tasa de división celular disminuye aunque, en vista del alto

número de células, la concentración celular alcanza su máximo valor.

v. Fase estacionaria: Durante esta fase las condiciones del cultivo son limitantes

y la natalidad es igual a la mortalidad, por lo cual la concentración celular y los

componentes de la biomasa permanecen sin cambios relevantes.

vi. Fase de muerte: La tasa de mortalidad es superior a la tasa de natalidad, por

lo cual la concentración disminuye. Además se registra una disminución de la

biomasa unitaria como resultado de un incremento en la proporción entre

respiración y fotosíntesis y a la ausencia de nutrientes, que conllevan a la

muerte o lisis celular (Fogg et al., 1987, Arredondo, 2007).

Figura 1.- Gráfica de las fases de crecimiento microalgal.

I. INTRODUCCIÓN

7

I.III. FICHAS TÉCNICAS DE LOS ASPECTOS GENERALES Y TAXONÓMICOS DE

LAS CEPAS UTILIZADAS:

1. Chaetoceros sp.- Diatomea marina céntrica y planctónica que tiene un tamaño

de 5.13 μm de ancho y una longitud de 5.76 μm, posee cuatro setas en sus

extremos las cuales miden 18.15, 18.39, 19.45 y 16.0 μm (Zumaya, 2013).

Contiene cloroplastos, su forma es rectangular en vista transversal y elíptica

en vista valvar, es unicelular y se reproduce vegetativamente por fisión binaria

(Hasle et al., 1997).

Clasificación taxonómica:

Reino: Chromalveolata

División: Heterocontophyta

Clase: Bacillariophyceae

Orden: Centrales

Suborden: Biddulphiineae

Familia: Chaetocerotaceae

Género: Chaetoceros (Ehrenberg, 1844)

Especie: Chaetoceros sp

Figura 2.- Chaetoceros sp aislada de la bahía de La Paz, B.C.S., fotografía con un

objetivo de 40X tomada en un microscopio Nikon Optiphot-2.

I. INTRODUCCIÓN

8

2. Grammatophora sp.- Es un organismo unicelular que pertenece al grupo de

diatomeas, es de color amarillo-marrón, generalmente pelágico pero también

se puede encontrar unido a las rocas, plantas o incluso animales (Hasle et al.,

1997).



División: Bacillariophyta


Orden: Pennales

Familia: Striatellaceae

Género: Grammatophora (Ehrenberg, 1840)

Especie: Grammatophora sp

Figura 3.- Grammatophora sp aislada de la bahía de La Paz, B.C.S., fotografía

tomada con un objetivo de 20X en un microscopio Nikon Optiphot-2.

I. INTRODUCCIÓN

9

3. Navicula sp.- Es una diatomea de color pardo debido a la presencia de

clorofila α y c, betarotenos, xantofilas y fucoxantina. Para este caso en

particular sus células se encuentran formando cadenas y formas de vida en el

fondo, válvulas lineales, lanceoladas o elípticas, rafe generalmente recta, rafe

no originada en una cresta (Hasle et al., 1997).



División: Bacillariophyta


Orden: Pennales

Familia: Naviculaceae

Género: Navicula (Bory de Saint-Vincent,

1822)

Especie: Navicula sp

Figura 4.- Navicula sp aislada de la bahía de La Paz, B.C.S., fotografía tomada con

un objetivo de 20X en un microscopio Nikon Optiphot-2.

I. INTRODUCCIÓN

10

4. Schizochytrium sp.- Es una microalga unicelular esférica de color verde.

Actualmente se cultivan comercialmente ciertas especies del género de

Schizochytrium porque producen grandes cantidades de DHA (ácido

docosahexaenoico), el cual es derivado de los ácidos grasos omega 3 que son

esenciales para el ser humano (Fedorova, 2011).



División: Heterocontophyta

Clase: Thraustochytridae

Orden: Thraustochytriales

Familia: Thraustochytriaceae

Género: Schizochytrium (Leipe, 1994).

Especie: Schizochytrium sp

Figura 5.- Schizochytrium sp aislada de la bahía de La Paz, B.C.S., fotografía

tomada con un objetivo de 20X en un microscopio Nikon Optiphot-2.

I. INTRODUCCIÓN

11

5. Spirulina sp.- Es una cianobacteria verde-azul con un tamaño de 28.54 de

largo y 7.78 μm de ancho (Zumaya, 2013), multicelular, filamentosa y

simbiótica, se reproduce por medio de fisión binaria, la forma elíptica de sus

filamentos es una característica del género. Crece vigorosamente a altas

temperaturas, bajo fuertes radiaciones solares y en condiciones altamente

alcalinas (FAO, 2008).


Reino: Bacteria

División: Cyanobacteria

Clase: Cyanophyceae

Orden: Oscillatoriales

Género: Spirulina

Especie: Spirulina sp

Figura 6.- Spirulina sp aislada de la bahía de La Paz, B.C.S., fotografía tomada con

un objetivo de 20X en un microscopio Nikon Optiphot-2.

II. ANTECEDENTES

12

II. ANTECEDENTES.

A lo largo de la historia, la población humana ha venido aprovechando los ricos

nutrientes presentes en las microalgas. Sin embargo, no ha sido sino hasta la

segunda mitad del siglo XX que se han investigado formas de uso industrial para

potenciar su aprovechamiento masivo, principalmente en las áreas de la alimentación

y la medicina (Chamorro, 1996). También son utilizadas en la descontaminación de

aguas residuales que contienen contaminantes orgánicos (Ferrera, 2006).

Asimismo, ciertas especies de microalgas son empleadas para la producción de

biodiesel en México y el mundo entero. Empero, los sistemas de cultivo presentan

ciertas limitantes, tales como la escasez de información para su escalamiento, los

elevados costos de operación para la producción y recolección de la biomasa, entre

otros (Garibay, 2009). Y cianobacterias como la Spirulina sp contribuyen al control de

enfermedades como diabetes, hiperlipidemia, enfermedades virales y del sistema

inmune (Chamorro, 2012).

Las diversas investigaciones realizadas para mejorar su aprovechamiento han

tomado en cuenta los factores físicos más importantes, la temperatura y la intensidad

luminosa.

En un estudio donde se analizaron las diferencias del crecimiento y del contenido en

pigmentos de cuatro especies de microalgas marinas cultivadas a diferentes

temperaturas e intensidades de luz, se encontraron los mejores crecimientos a la

mayor de las intensidades de luz ensayadas para las cepas Isochrysis galbana y

Phaeodactylum tricornutum; mientras que, en los cultivos de Tetraselmis suecica y

Dunaliella tertiolecta los mejores crecimientos se encontraron a 20 oC y a la mayor

intensidad de luz ensayada (Abalde et al., 1992).

II. ANTECEDENTES

13

En otro estudió acerca del efecto de intensidades luminosas sobre los parámetros de

crecimiento de dos tipos de cepas de la microalga Dunaliella salina. Se realizaron

cultivos en un fotoperíodo de 12:12, donde los resultados indicaron que las mayores

densidades y tasas de crecimiento se alcanzaron para ambas cepas a 10,000 luxes

(Arcas et al., 2008).

III. PLANTEAMIENTO Y DELIMITACIÓN DEL PROBLEMA

14

III. PLANTEAMIENTO Y DELIMITACIÓN DEL PROBLEMA.

La mayoría de las investigaciones realizadas sobre cianobacterias y microalgas

no se ocupan de la aplicación de cepas nativas pues parten de colecciones ya

establecidas y tampoco de analizar los parámetros físicos de primer orden, como lo

son la intensidad luminosa y la temperatura que regulan todos los procesos

biológicos y que afecta tanto el número como la composición cualitativa de la

comunidad (Frioni, 1999).

Por lo que al aislar en B. C. S., México a Chaetoceros sp, Grammatophora sp,

Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp y tratar de dar un esquema general de

ellas, resulta necesario resolver la interrogante de la intensidad luminosa y la

temperatura óptimas para las cinco cepas nativas, pudiéndose de ésta forma

eficientar los sistemas de cultivo proporcionando las condiciones idóneas para cada

especie. Siendo ésta la finalidad del tema, el presente trabajo se delimitará a la

evaluación de la biomasa para identificar los valores más altos en el cultivo de las

cepas antes mencionadas bajo cuatro diferentes tratamientos para cada uno de

estos parámetros físico.

IV. JUSTIFICACIÓN

15

IV. JUSTIFICACIÓN.

Debido a la gran importancia comercial que últimamente han tenido las

cianobacterias y las microalgas para fines alimenticios, cosméticos, farmacéuticos,

energéticos y medio ambientales resulta una exigencia la optimización de la

producción masiva en la acuicultura, y como Chaetoceros sp, Grammatophora sp,

Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp aisladas de B. C. S., México son cepas

nativas, representan una alternativa favorable para la acuicultura en el estado, pues

se caracterizan por tener una mayor tolerancia a la contaminación y a las

condiciones ambientales del ecosistema local (Bassi et al., 2009; Griffiths et al.,

2009).

Por otra parte, es importante destacar que las cianobacterias y las microalgas son

microorganismos que dependen directamente de la luz para sintetizan la energía

luminosa y transformarla en energía química y como requieren de márgenes precisos

de temperatura para su metabolismo; por lo tanto, la intensidad luminosa y la

temperatura son dos de los factores ambientales fundamentales que más inciden en

la obtención de altos rendimientos en los cultivos (Goldman, 1979 en Hernández et

al., 1996). Razón por la cual, la relevancia de esta investigación radica en conocer

estos parámetros óptimos mediante la evaluación de la producción de biomasa del

cultivo y la puntualización de los valores más altos de crecimiento en las cepas antes

mencionadas, las cuales representan un gran potencial acuícola.

De esta manera se podría obtener un mejor aprovechamiento en la producción de

biomasa traduciéndose en beneficios biotecnológicos, ecológicos y económicos que

aplicándolos en cultivos de los laboratorios locales pueden contribuir a la

sostenibilidad y al progreso social de nuestra región.

V. OBJETIVOS

16

V. OBJETIVOS.

V.I. OBJETIVO GENERAL.

Generar las bases técnicas y biológicas para el cultivo de Chaetoceros sp,

Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp aisladas de Baja

California Sur, México y encontrar las tasas de crecimiento máximo de dichas cepas

bajo diferentes temperaturas e intensidades luminosas.

V.II. OBJETIVOS ESPECÍFICOS.

i. Evaluar la producción de biomasa de Chaetoceros sp, Grammatophora sp,

Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp bajo cuatro diferentes

condiciones de temperatura e intensidad luminosa.

ii. Determinar la temperatura óptima para el cultivo de Chaetoceros sp,

Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp.

iii. Encontrar la intensidad luminosa óptima para el cultivo de Chaetoceros sp,


VI. HIPÓTESIS

17

VI. HIPÓTESIS.

Las cepas Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y

Spirulina sp al ser mantenidas bajo condiciones de cultivo a altas temperaturas e

intensidades luminosas, la densidad celular de dichas cepas se incrementará debido

a que proceden de ambientes cálidos.

VII. METODOLOGÍA

18

VII. METODOLOGÍA.

El presente trabajo se llevó a cabo dentro de las instalaciones del Laboratorio de

Microalgas de la Universidad Autónoma de Baja California Sur (UABCS) Unidad

Pichilingue ubicado en el km 16 de la carretera La Paz-Pichilingue.

1.- SISTEMA DE TRATAMIENTO DEL AGUA

En dicho laboratorio, el agua utilizada para los cultivos proviene de la bahía de

Pichilingue siendo bombeada hasta un canal de llamada de 200 m (Figura 7) que

cuenta con una serie de piletas que decantan el agua (Figura 8) hasta llegar a

estanques de recepción. Posteriormente, el agua pasa a través de una serie de filtros

de arena que van desde 40, 20 y hasta 5 μm y se vierte en contenedores de

almacenamiento de donde es bombeaba al interior del laboratorio.

Dentro del laboratorio el agua pasa por cuatro filtros de algodón que van de 10, 5 y

hasta 1 μm, donde además recibe irradiación de cuatro lámparas UV de 30 W.

Figura 7.- Canal de llamada. Figura 8.- Pileta de decantación.

VII. METODOLOGÍA

19

2.- PROCESO DE ESCALAMIENTO

Las cinco cepas estudiadas en el presente trabajo forman parte de la colección

del laboratorio de microalgas de la UABCS unidad Pichilingue.

Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp

son mantenidas en el cepario en tubos de ensaye de 10 ml en medio de cultivo F/2

(Guillard, 1975) (ver anexo 1) bajo condiciones de temperatura de 21˚C e iluminación

y agitación constante.

Partiendo del cepario dichos ejemplares fueron escalados a volúmenes

gradualmente mayores, utilizando el medio F/2 (Guillard, 1975). Donde el material

utilizado debidamente limpio y el agua de mar fueron esterilizados en autoclave bajo

condiciones estándares de 120 oC – 15 lb/pulg2 y en ausencia de aire durante 20

minutos.

Los escalamientos antes mencionados, fueron llevados a matraces de vidrio de 50 ml

a partir de los tubos de 10 ml, con excepción de la Spirulina sp, ya que se inoculó en

un matraz de 25 ml.

Posteriormente fueron escalados a matraces de 1 L, a excepción nuevamente de la

Spirulina sp, la cual fue llevada a 500 ml (Figura 9).

Figura 9.- Inoculación en matraces de 500 ml y de 1 L.

VII. METODOLOGÍA

20

3.- CURVAS DE CORRELACIÓN

a) Se realizaron unas curvas de correlación construidas con cantidades de 1 ml

de las cepas utilizadas, a las cuales se les evaluó la concentración celular

mediante densidad óptica utilizando la lectura de un espectrofotómetro

Beckman a una longitud de onda de 550 nm.

b) En una hoja de cálculo de Excel 2010® se capturaron las lecturas arrojadas y

con ellas se diseñó un modelo de curvas de correlación que sirvió de patrón

para determinar el valor de la concentración celular de las lecturas posteriores

(Figura 10).

Figura 10.- Lectura de las muestras en el espectrofotómetro.

VII. METODOLOGÍA

21

4.- CULTIVO EN BOTELLAS EXPERIMENTALES

4.1 Evaluación del efecto de la temperatura en los cultivos: 22, 26, 30 y 34˚C

bajo una intensidad luminosa constante de 700 luxes.

a) Usando 4 estanques de plástico de color blanco de 1 m2 como

contenedores, se colocaron en baño maría 60 botellas experimentales de

plástico transparente de 1.5 L en réplicas de 3 para cada una de las cepas,

distribuyendo 15 botellas en cada uno de los estanques. A cada una de las

botellas se les añadió 1.5 L de agua de mar y 1.5 ml de una solución de

hipoclorito de sodio comercial marca cloralex para su desinfección,

dejando actuar por 24 horas.

b) En dichos estanques se instalaron lámparas que generaban una intensidad

luminosa constante de 700 luxes, y en tres de ellos calentadores que

proveían una temperatura de 26, 30 y 34 ºC respectivamente; mientras

que, en el otro estanque la temperatura fue de 22 ºC. En todas las botellas

experimentales se mantuvo una aireación constante durante todo el

proceso.

c) Consecutivamente, para neutralizar el hipoclorito de sodio (NaClO) se le

adicionaron 1.5 ml de tiosulfato de sodio (Na2S2O3) a cada una de las

botellas experimentales, dejando actuar por 30 minutos.

Pasado este tiempo, se cultivaron en dichas botellas las 5 cepas por

triplicado, enriqueciendo el cultivo con 1.5 ml de macronutrientes, 1.5 ml de

micronutrientes, 1.5 ml de silicatos y 0.75 ml de vitaminas.

VII. METODOLOGÍA

22

d) Posteriormente, se le añadieron 80 ml del cultivo de la cepa contenida en

el matraz de 1 L a cada botella experimental correspondiente pero para la

Spirulina sp se agregaron tan solo 41 ml.

e) Se tomaron (3) muestras de 1 ml para realizar un conteo celular con ayuda

de una cámara de Neubauer y un microscopio compuesto y paralelamente

también se tomaron muestras para realizar lecturas de las cepas

cultivadas y determinar la concentración celular, esto mediante la densidad

óptica en un espectrofotómetro Beckman a una longitud de onda de 550

nm durante siete días. Se obtuvo una ecuación de correlación para cada

cepa y de esta manera se estimaron las concentraciones celulares para la

elaboración de las curvas de crecimiento bajo las diferentes temperaturas e

intensidad luminosa.

El cálculo de la concentración celular se calculo con la fórmula siguiente:

C = (número de células x 10.000) / número de cuadros.

Figura 11.- Conteo celular de la cepa Navicula sp.

VII. METODOLOGÍA

23

4.2 Evaluación del efecto de la intensidad de luz en los cultivos: 700, 1 100, 1

500 y 1 900 luxes y a una temperatura constante de 30 oC.

a) En este período se utilizó un nuevo cultivo madre siguiendo la técnica

expuesta al inicio.

b) Después, se limpiaron y desinfectaron las botellas experimentales y se

sembraron las cepas del mismo modo en que se realizó el tratamiento 1.

Con la excepción de que para este tratamiento se emplearon diferentes

intensidades luminosas en los cuatro estanques (700, 1 100, 1 500 y 1 900

luxes respectivamente) mientras que la temperatura se mantuvo constante,

siendo de 30 oC en cada uno de ellos (Figura 12).

c) Se tomaron las lecturas de la concentración celular de las cinco cepas

cultivadas durante un período de 7 días, tal y como se describió en el

inciso “e” del tratamiento anterior.

Figura 12.- Inoculación en botellas experimentales.

VII. METODOLOGÍA

24

5.- ANÁLISIS DE LOS DATOS.

a) En Excel 2010® con los valores de las lecturas de la densidad óptica se

graficaron las curvas de crecimiento de cada una de las cepas cultivadas

bajo los diferentes tratamientos, mediante la ecuación y = a + bx

Donde y = variable dependiente (cel/ml)

a = ordenada al origen

b = pendiente

x = variable independiente (absorbancia).

b) Finalmente, se efectuó un análisis estadístico utilizando el programa de

Statistic 7® para conocer el efecto de la temperatura y de la intensidad

luminosa en la concentración celular de las cepas empleadas elaborando

un análisis de una vía y otro de dos vías para los diferentes tratamientos.

En ambos casos se verificaron los postulados de la homogeneidad de

varianza y normalidad.

VIII. RESULTADOS

25

VIII. RESULTADOS.

Se obtuvieron 5 curvas de correlación de las cepas tratadas y su respectiva

ecuación de la recta, las cuales se muestran a continuación (Figuras 13-17): donde

sus valores indicaron correlación para realizar estimaciones de las concentraciones

celulares.

Figura 13.- Curva de correlación de Chaetoceros sp con n = 6.

Figura 14.- Curva de correlación de Grammatophora sp con n = 6.

y = 7E-08x - 0.0021 R² = 0.9932

0

0.02

0.04

0.06

0.08

0.1

0.12

0.14

0.16

0.18

0.00E+00 5.00E+05 1.00E+06 1.50E+06 2.00E+06 2.50E+06 3.00E+06

Ab

sorb

anci

a (n

µ)

Densidad (Cel/ml)

Chaetoceros sp

y = 1E-07x - 0.0035 R² = 0.9901

0

0.05

0.1

0.15

0.2

0.00E+00 5.00E+05 1.00E+06 1.50E+06 2.00E+06

Ab

sorb

anci

a (n

µ)

Densidad (Cel/ml)

Grammatophora sp

VIII. RESULTADOS

26

Figura 15.- Curva de correlación de Navicula sp con n = 6.

Figura 16.- Curva de correlación de Schizochytrium sp con n = 6.

y = 2E-08x - 0.0015 R² = 0.9124

0

0.005

0.01

0.015

0.02

0.025

0.03

0.00E+00 5.00E+05 1.00E+06 1.50E+06 2.00E+06

Ab

sorb

anci

a (n

µ)

Densidad (Cel/ml)

Navicula sp

y = 9E-08x + 0.0216 R² = 0.9479

0

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0.07

0.08

0.09

0.1

0.00E+00 1.00E+05 2.00E+05 3.00E+05 4.00E+05 5.00E+05 6.00E+05 7.00E+05 8.00E+05

Ab

sorb

anci

a (n

µ)

Densidad (Cel/ml)

Schizochytrium sp

VIII. RESULTADOS

27

Figura 17.- Curva de correlación de Spirulina sp con n = 6.

y = 1E-07x - 0.0328 R² = 0.988

0

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0.00E+00 5.00E+05 1.00E+06 1.50E+06 2.00E+06 2.50E+06

Ab

sorb

anci

a (n

µ)

Densidad (Cel/ml)

Spirulina sp

VIII. RESULTADOS

28

Tratamiento 1.- Cultivo de las cinco cepas experimentales bajo cuatro

diferentes temperaturas y a una intensidad luminosa constante.

Los resultados correspondientes a la cepa Chaetoceros sp cultivada bajo 22,

26, 30 y 34 oC y a una IL de 700 luxes, indicaron que durante un período de 7 días el

crecimiento más alto obtenido se presentó bajo la temperatura de 26 oC con 4.2 x 106

cel/ml aproximadamente. Por lo anterior, 26 oC resulta de todas las temperaturas

ensayadas, la temperatura óptima para la cepa antes mencionada.

Por otro lado, el comportamiento que siguió dicha cepa bajo las condiciones de este

tratamiento se puede apreciar en la figura 18; la cual exhibe además, las fases de

crecimiento. Aquí se observa que la fase lag o de adaptación ocurrió a partir del día 0

y se mantuvo hasta el día 2, la fase de aceleramiento apareció en el día 3, la fase

exponencial en el día 4 y permaneció hasta el día 5, y la fase de desaceleración en el

día 6; excepto para la temperatura de 26 oC, donde la fase exponencial persistió

hasta el día 7.

Figura 18.- Curvas de crecimiento de Chaetoceros sp cultivada a 700 luxes y a T =

22, 26, 30 y 34 oC.

0.00E+00

5.00E+05

1.00E+06

1.50E+06

2.00E+06

2.50E+06

3.00E+06

3.50E+06

4.00E+06

4.50E+06

0 2 4 6 8

De

nsi

dad

ce

lula

r (c

el/m

l)

Tiempo (Días)

Chaetoceros sp

T = 22 °C

T = 26 °C

T = 30 °C

T = 34 °C

VIII. RESULTADOS

29

De la misma forma, se puede observar que cuando ciertas temperaturas se acercan

al valor de la temperatura óptima, también los valores de la densidad celular se van

acercando; tal y como ocurre a 22 y 26 oC. Y se alejan mientras más difieren del

valor de la densidad celular bajo la T óptima, como ocurre a 30 y 34 oC.

El análisis de varianza indicó diferencia significativa (p< 0.05) para las densidades

celulares al comparar las cuatro temperaturas a intensidad luminosa constante, como

lo indica la figura 19 del análisis estadístico de una vía aplicado a la cepa

Chaetoceros sp con un intervalo de confianza del 95%.

Chaetoceros sp

bajo 4 temperaturas

22 26 30 34

Temperatura (oC)

1E+06

2E+06

2E+06

3E+06

3E+06

4E+06

4E+06

5E+06

5E+06

Den

sid

ad

celu

lar

(cel/m

l)

Figura 19.- ANOVA de una vía aplicada a Chaetoceros sp cultivada a 700 luxes y a T

= 22, 26, 30 y 34 oC.

VIII. RESULTADOS

30

En la tabla 1 se muestran los resultados de la prueba de Tuckey, donde se puede

observar que la densidad celular de la cepa Chaetoceros sp obtenida bajo la

temperatura de 22 oC presenta diferencias significativas en relación a la conseguida

a 26 y 34 oC; pero no, respecto a 30 oC.

Mientras que, las densidades celulares alcanzadas a 30 y 34 oC no presentan

diferencias significativas entre sí.

Individual 95% CIs For Mean Based on Pooled StDev

Level N Mean StDev +---------+---------+---------+---------

22 3 3139048 252475 (-----*-----)

26 3 4185238 37371 (-----*-----)

30 3 2262381 529929 (-----*-----)

34 3 2034286 399946 (----*-----)

+---------+---------+---------+---------

1600000 2400000 3200000 4000000

Tabla 1.- Prueba de Tuckey para Chaetoceros sp cultivada a 700 luxes y T = 22, 26,

30 y 34 oC.

Por otra parte, los resultados obtenidos por la cepa Grammatophora sp

cultivada bajo 22, 26, 30 y 34 oC y a una IL de 700 luxes por un período de 7 días,

arrojaron que la densidad celular más alta se logró bajo la temperatura de 34 oC con

1.7 x 106 cel/ml aproximadamente; por ello, de todas las temperaturas probadas, 34

oC resulta ser la temperatura óptima para esta cepa.

De igual manera, el comportamiento de la cepa Grammatophora sp cultivada bajo

este tratamiento se representa gráficamente en la figura 20, donde también se

pueden apreciar sus fases de crecimiento. Dicha figura señala que la fase lag o de

adaptación se presentó a partir del día 0 y permaneció hasta el día 1, la fase de

VIII. RESULTADOS

31

aceleramiento comenzó a partir del día 2 y continuó hasta el día 3, la fase

exponencial inició en el día 4 y se prolongó hasta el día 7 en todos los casos.

Figura 20.- Curvas de crecimiento de Grammatophora sp cultivada a 700 luxes y T =

22, 26, 30 y 34 oC.

Así mismo, se puede observar que el crecimiento siguió el mismo patrón de

comportamiento en todas las temperaturas a excepción de la temperatura de 34 oC

que durante el período de los días 5 y 6 la concentración celular continuaba

aumentando rápidamente y con ello alcanzó los niveles más altos que el reto en el

mismo período.

La figura 21 muestra un análisis estadístico de una vía aplicado a la cepa ensayada

Grammatophora sp, con respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes

temperaturas e intensidad luminosa constante, con una P = 0.0 y un intervalo de

confianza del 95%. Dicho análisis indica que si existe diferencia en las densidades

celulares al comparar las cuatro temperaturas a intensidad luminosa constante.

0.00E+00

2.00E+05

4.00E+05

6.00E+05

8.00E+05

1.00E+06

1.20E+06

1.40E+06

1.60E+06

1.80E+06

0 2 4 6 8

Den

sid

ad c

elu

ula

r (c

el/

ml)

Tiempo (Días)

Grammatophora sp

T = 22 ˚C

T = 26 ˚C

T = 30 ˚C

T = 34 ˚C

VIII. RESULTADOS

32

Grammatophora sp

bajo 4 temperaturas

22 26 30 34

Temperatura (oC)

9E+05

1E+06

1E+06

1E+06

1E+06

1E+06

2E+06

2E+06

2E+06

2E+06

2E+06

2E+06

Den

sid

ad

Celu

lar

(cel/m

l)

Figura 21.- ANOVA de una vía aplicada a Grammatophora sp cultivada a 700 luxes y

a T = 22, 26, 30 y 34 oC.

La tabla 2 de la prueba Tuckey señala que las densidades celulares de la cepa

Grammatophora sp alcanzadas a temperaturas de 22, 26 y 30 oC no presentan

diferencias significativas entre sí; pero, sí con respecto a la lograda a 34 oC.



22 3 1149667 12055 (-----*-----)

26 3 1182667 40204 (-----*-----)

30 3 1297667 70543 (-----*-----)

34 3 1665333 216472 (------*-----)

+---------+---------+---------+---------

1000000 1250000 1500000 1750000

Tabla 2.- Prueba de Tuckey para Grammatophora sp cultivada a 700 luxes y T = 22,

26, 30 y 34 oC.

VIII. RESULTADOS

33

Mientras que los resultados logrados por la cepa Navicula sp cultivada bajo

22, 26, 30 y 34 oC y a una IL de 700 luxes indican que el crecimiento más alto

obtenido esta cepa durante un período de 7 días, se obtuvo bajo la temperatura de

34 oC con 2.9 x 106 cel/ml aproximadamente; por lo cual, 34 oC es la T óptima para

esta cepa de todas las temperaturas ensayadas.

El comportamiento que siguió la cepa Navicula sp cultivada bajo este tratamiento, se

representa gráficamente en la figura 22, donde se señalan las fases de crecimiento

de dicha cepa. Ella indica que, la fase lag o de adaptación surgió en el día 0, la fase

de aceleramiento apareció en el día 1 y se mantuvo hasta el día 2, la fase

exponencial empezó en el día 3 y perduró hasta el día 7.

Figura 22.- Curvas de crecimiento de Navicula sp cultivada a 700 luxes y a T = 22,

26, 30 y 34 oC.

0.00E+00

5.00E+05

1.00E+06

1.50E+06

2.00E+06

2.50E+06

3.00E+06

3.50E+06

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Den

sid

ad c

elu

lar

(cel

/ml)

Tiempo (Días)

Navicula sp

T = 22 °C

T = 26 °C

T = 30 °C

T = 34 °C

VIII. RESULTADOS

34

Además, en dicha figura se puede apreciar que durante el período de 7 días, el

crecimiento alcanzado por Navicula sp no consiguió desarrollar el resto de las fases

de crecimiento, tal y como ocurrió con las cepas anteriores.

También, se puede ver que la densidad celular a 34 oC en el día 1 tenía el valor más

alto que el resto pero para los días 2 y 3 todos eran similares entre sí, y para el día 4

la densidad celular a 34 oC volvió a ser la más elevada, manteniéndose de esta

manera hasta el día 7.

En la figura 22 se muestra un análisis estadístico de una vía aplicado a la cepa

Navicula sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes temperaturas e

intensidad luminosa constante, con una P = 0.0 y un intervalo de confianza del 95%.

El cual indicó diferencia significativa para las densidades celulares al comparar las

cuatro temperaturas a intensidad luminosa constante.

Navicula sp bajo 4 temperaturas

22 26 30 34

Temperatura (oC)

2E+06

2E+06

2E+06

2E+06

2E+06

3E+06

3E+06

3E+06

3E+06

3E+06

4E+06

Den

sid

ad

celu

lar

(cel/m

l)

Figura 23.- ANOVA de una vía aplicada a Navicula sp cultivada a 700 luxes y a T =

22, 26, 30 y 34 oC.

VIII. RESULTADOS

35

La tabla 3 señala que las densidades celulares de la cepa Navicula sp

obtenidas bajo las temperaturas de 22, 26 y 30 oC no presentan diferencias

significativas entre sí. En tanto, las logradas a 34 oC sí presentan diferencias

significativas respecto a las alcanzadas a 22 y 26 oC pero no con respecto a 30 oC.


Level N Mean StDev ------+---------+---------+---------+---

22 3 2143333 115036 (---------*--------)

26 3 2201667 79425 (--------*--------)

30 3 2293333 261072 (--------*---------)

34 3 2911667 471071 (--------*--------)

------+---------+---------+---------+---

2000000 2400000 2800000 3200000

Tabla 3.- Prueba de Tuckey para Navicula sp cultivada a 700 luxes y T = 22, 26, 30 y

34 oC.

Vale la pena destacar que, el conteo celular de la cepa Navicula sp se llevó a cabo

en un microscopio compuesto empleando una cámara de Neubauer. Esto debido a

que dicha cepa forma colonias tendiendo a depositarse en el fondo e impidiendo de

esta manera una lectura correcta en el espectrofotómetro.

En los resultados obtenidos por la cepa Schizochytrium sp cultivada a 22, 26,

30 y 34 oC y a una IL de 700 luxes se representa gráficamente en la figura 24

muestran que, el más alto crecimiento adquirido por dicha cepa durante un período

de 7 días, se logró bajo la temperatura de 30 oC con 1.9 x 106 cel/ml siendo 30 oC la

T óptima de todas las temperaturas ensayadas para dicha cepa.

VIII. RESULTADOS

36

El comportamiento que presentó la cepa la cepa Schizochytrium sp cultivada a bajo

este tratamiento se representa gráficamente en la figura 24, la cual muestra las fases

de crecimiento de esta cepa, donde se puede apreciar que la fase lag o de

adaptación apareció en el día 0, la fase de aceleramiento del día 2 al día 3, la fase

exponencial empezó a partir el día 4 hasta el día 7.

Figura 24.- Curvas de crecimiento de Schizochytrium sp cultivada a 700 luxes y a T

= 22, 26, 30 y 34 oC.


estudiada Schizochytrium sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes

temperaturas e intensidad luminosa constante, que mostró diferencia significativa con

una P = 0.0 y un intervalo de confianza del 95%.

0.00E+00

5.00E+05

1.00E+06

1.50E+06

2.00E+06

2.50E+06

0 2 4 6 8

Den

sid

ad c

elu

lar

(cel

/ml)

Tiempo (Días)

Schizochytrium sp

T = 22 °C

T = 26 °C

T = 30 °C

T = 34 °C

VIII. RESULTADOS

37

Schizochytrium sp

bajo 4 temperaturas

22 26 30 34

Temperatura (oC)

8E+05

1E+06

1E+06

1E+06

2E+06

2E+06

2E+06

2E+06

2E+06

Den

sid

ad

celu

lar

(cel/m

l)

Figura 25.- ANOVA de una vía aplicada a Schizochytrium sp cultivada a 700 luxes y

a T = 22, 26, 30 y 34 oC.

Los resultados obtenidos de la prueba de Tuckey se muestran en la tabla 4, donde

se observa que las densidades celulares de Schizochytrium sp obtenidas bajo las

temperaturas de 22, 26 y 30 oC no presentan diferencias significativas entre sí. En

tanto que, a 34 oC sí presentan diferencias significativas respecto a las logradas a 26

y 30 oC; pero, no con respecto a 22 oC.


Level N Mean StDev ---+---------+---------+---------+------

22 3 1260741 79445 (-----*-----)

26 3 1585556 176918 (----*-----)

30 3 1947407 207550 (-----*----)

34 3 1134074 69711 (----*-----)

---+---------+---------+---------+------

1050000 1400000 1750000 2100000

Tabla 4.- Prueba de Tuckey de Schizochytrium sp bajo 700 luxes y T = 22, 26, 30 y 34 oC.

VIII. RESULTADOS

38

Los resultados conseguidos por la cepa Spirulina sp cultivada bajo 22, 26, 30 y

34 oC y a una IL de 700 luxes, señalan que el crecimiento más alto obtenido por

dicha cepa durante un período de 7 días fue bajo la temperatura de 30 oC con 1.4 x

106 cel/ml; por lo que, resulta la T óptima de todas las temperaturas ensayadas en el

tratamiento 1 para la cepa antes mencionada.

El comportamiento que siguió la cepa Spirulina sp cultivada bajo este tratamiento

representa gráficamente en la figura 26 donde se muestran las fases de crecimiento

alcanzadas, pudiendo apreciar en ella que la fase lag o de adaptación se mantiene

desde el día 0 hasta el día 2, la fase de aceleramiento en el día 3, la fase

exponencial comenzó en el día 4 y permaneció hasta el día 7.

Figura 26.- Curvas de crecimiento de Spirulina sp cultivada a 700 luxes y a T = 22,

26, 30 y 34 oC.

0.00E+00

2.00E+05

4.00E+05

6.00E+05

8.00E+05

1.00E+06

1.20E+06

1.40E+06

1.60E+06

0 2 4 6 8

Den

sid

ad c

elu

lar

(cel

/ml)

Tiempo (Días)

Spirulina sp

T = 22 °C

T = 26 °C

T = 30 °C

T = 34 °C

VIII. RESULTADOS

39

Además, se puede ver que la densidad celular de la cianobacteria Spirulina sp a 22 y

a 26 oC exhibieron el mismo comportamiento; esto mismo ocurría bajo 30 y 34 oC

pero en este último caso se irrumpió con una notable diferencia, justo al presentarse

la fase de crecimiento exponencial en el día 4. Siendo en 30 oC donde la

concentración celular aumentó más rápidamente.


estudiada Spirulina sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes

temperaturas e intensidad luminosa constante que indica diferencia significativa, con

una P = 0.0 y un intervalo de confianza del 95%.

Spirulina sp bajo 4 temperaturas

22 26 30 34

Temperatura (oC)

5E+05

6E+05

7E+05

8E+05

9E+05

1E+06

1E+06

1E+06

1E+06

1E+06

2E+06

2E+06

Den

sid

ad

celu

lar

(cel/m

l)

Figura 27.- ANOVA de una vía aplicada a Spirulina sp cultivada a 700 luxes y a T =

22, 26, 30 y 34 oC.

Así mismo, se puede ver que las densidades celulares de Spirulina sp conseguidas a

las temperaturas de 22, 26 y 30 oC presentan diferencias significativas entre sí. Pero,

con respecto a las logradas a 34 y 26 oC sí no existen diferencias significativas entre

ellas; mientras que, bajo 22, 30 y 34 oC sí existen diferencias significativas (tabla 5).

VIII. RESULTADOS

40

Individual 95% CIs For Mean Based on

Pooled StDev

Level N Mean StDev -----+---------+---------+---------+----

22 3 693667 17898 (--*--)

26 3 837667 10599 (--*-)

30 3 1415667 106143 (--*--)

34 3 949000 17521 (--*--)

-----+---------+---------+---------+----

750000 1000000 1250000 1500000

Tabla 5.- Prueba de Tuckey para Spirulina sp cultivada a 700 luxes y T = 22, 26, 30 y

34 oC.

VIII. RESULTADOS

41

La densidad celular promedio de cada una de las diferentes cepas estudiadas

es mostrada en la figura 28; donde también se aprecian que los valores de densidad

celular mayores fueron para las cepas Chaetoceros sp y Navicula sp, que

Grammatophora sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp presentaron las

productividades de densidad celular más bajas.

Cepas cultivadas bajo 4 diferentes T e IL constante

Ch Gram Nav Sch Sp

Cepas cultivadas

0E-01

5E+05

1E+06

2E+06

2E+06

3E+06

3E+06

4E+06

4E+06

De

ns

ida

d c

elu

lar

(ce

l/m

l)

Figura 28.- Análisis estadístico de dos vías aplicado a las cepas estudiadas respecto

a la densidad celular bajo diferentes T e IL constante, con una P = 0.00207 y un

intervalo de confianza del 95%.

Al realizar el análisis de varianza de dos vías para comparar las densidades celulares

obtenidas de las cepas utilizadas se encontró una diferencia significativa (P˂0.05)

donde las cepas Grammatophora sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp bajo el

tratamiento de T = 22 oC no presentan diferencias significativas entre ellas, y

tampoco tienen diferencias significativas entre ellas Grammatophora sp y

Schizochytrium sp a esta temperatura respecto a la de 26 oC pero sí con el resto de

las cepas.

VIII. RESULTADOS

42

Así mismo, tampoco existen diferencias significativas entre Grammatophora sp,

Schizochytrium sp y Navicula sp 26 oC pero sí existen respecto a Chaetoceros sp y

Navicula sp.

Para Chaetoceros sp y Navicula sp no existen diferencias significativas bajo T

= 30 oC, tampoco entre la Navicula sp a 30 oC y la de 34 oC, pero sí con respecto al

resto de las cepas. En tanto, Spirulina sp a 22 oC sí presenta diferencias

significativas respecto a la Spirulina sp bajo 26, 30 y 34 oC.

Por otro lado, las cepas tratadas bajo 34 oC presentan diferencias significativas entre

sí y bajo el resto de las temperaturas (ver tabla 6).

CEPA PROMEDIO T = 22 oC T = 26 oC T = 30 oC T = 34 oC

Sp 974,000 **** ---

Gram 1,323,833 **** **** ---

Sch 1,481,944 **** **** ---

Nav 2,387,500 **** **** ---

Ch 2,905,238 **** ---

Tabla 6.- Prueba de Tukey de grupos homogéneos para las cepas estudias bajo

diferentes T e IL constante con un α = 0.05.

De las cinco cepas utilizadas una de ellas obtuvo su T óptima a 26 oC, otras dos de

ellas a 30 oC y las otras dos restantes a 34 oC. Se puede decir que la mayoría de

ellas obtuvo su T óptima a rangos más altos de 26 oC; razón por la cual, se decidió

realizar el segundo tratamiento a una temperatura constante de 30 oC, pues en la

siguiente etapa las altas intensidades luminosas pudieron haber causado

fotoinhibición a 34 oC (ver tabla 7).

VIII. RESULTADOS

43

Tabla 7.- Información general de las T óptimas de las 5 cepas utilizadas.

Cepa T óptima Densidad celular

Ch 26 oC 4.2 x 106 cel/ml

Gram 34 oC 1.7 x 106 cel/ml

Nav 34 oC 2.9 x 106 cel/ml

Sch 30 oC 1.9 x 106 cel/ml

Sp 30 oC 1.4 x 106 cel/ml

VIII. RESULTADOS

44

Tratamiento 2.- Cultivo de las cinco cepas experimentales bajo cuatro

diferentes intensidades luminosas y temperatura constante.

Los resultados que corresponden a la cepa Chaetoceros sp cultivada bajo

700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a una T = 30 oC, indican que el crecimiento más

alto conseguido por ésta durante un período de 7 días se logró bajo la intensidad

luminosa de 1 900 luxes con 5 x 106 cel/ml; por lo que, 1 900 luxes resulta de todas

las intensidades luminosas ensayadas la IL óptima para la cepa antes mencionada.

El comportamiento que obtenido por la cepa Chaetoceros sp cultivada bajo este

tratamiento, se puede ver en la figura 29, la cual también muestra las fases de

crecimiento. En dicha figura se puede observar que la fase lag o de adaptación

comenzó a partir del día 0 y se conservó hasta el día 1, la fase de aceleramiento

empezó en el día 2, la fase exponencial apareció en el día 3 manteniéndose hasta el

día 7.

Figura 29.- Curvas de crecimiento de Chaetoceros sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y

1 900 luxes y a 30 oC.

0.00E+00

1.00E+06

2.00E+06

3.00E+06

4.00E+06

5.00E+06

6.00E+06

0 2 4 6 8

Den

sid

ad c

elu

lar

(cel

/ml)

Tiempo (Días)

Chaetoceros sp

IL = 700 luxes

IL = 1100 luxes

IL = 1500 luxes

IL = 1900 luxes

VIII. RESULTADOS

45

El análisis estadístico de una vía indicó diferencia significativa en Chaetoceros

sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes intensidades luminosas y

temperatura constante, con una P = 0.0 y un intervalo de confianza del 95% (figura

30).

Chaetoceros sp bajo 4

intensidades luminosas

700 1100 1500 1900

Intensidad luminosa (luxes)

3E+06

3E+06

4E+06

4E+06

5E+06

5E+06

6E+06

6E+06

De

nsid

ad

celu

lar

(cel/m

l)

Figura 30.- ANOVA de una vía aplicada a Chaetoceros sp cultivada a 700, 1 100, 1

500 y 1 900 luxes y a 30 oC.

Así mismo, se puede ver que las densidades celulares de Chaetoceros sp

conseguidas a las intensidades luminosas de 700, 1 100 y 1 500 luxes no presentan

diferencias significativas entre sí. Pero, con respecto a las obtenidas bajo 1 900 y

700 luxes sí se hallan diferencias significativas entre ellas; mientras que, bajo 1 900,

1 100 y 1 500 luxes no existen diferencias significativas (tabla 8).

VIII. RESULTADOS

46


Level N Mean StDev -+---------+---------+---------+--------

700 3 3524761 * (------*------)

1100 3 4209524 491446 (-----*-----)

1500 3 4439524 133021 (-----*------)

1900 3 5060000 548863 (------*-----)

-+---------+---------+---------+--------

2000000 3000000 4000000 5000000

Tabla 8.- Prueba de Tuckey para Chaetoceros sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1

900 luxes y a 30 oC.

Por otro lado, en el crecimiento obtenido por la cepa Grammatophora sp

cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a una T = 30 oC se puede observar que

la densidad celular más alta se alcanzó bajo la intensidad luminosa de 1 900 luxes

con 1.8 x 106 cel/ml aproximadamente; por lo que resulta, de todas las intensidades

luminosas ensayadas la IL óptima para esta cepa.

El comportamiento de la Grammatophora sp cultivada bajo este tratamiento, se

puede representar gráficamente en la figura 31, donde se aprecia la fase lag o de

adaptación comenzó desde el día 0 hasta el día 1, la fase de aceleramiento a partir

del día 2, la fase exponencial desde el día 3 hasta el día 7; a excepción de la IL de 1

900 luxes donde la fase de aceleramiento se presentó en el día 1 y de la IL a 700

luxes mostrando la fase de desaceleración en el día 7.

VIII. RESULTADOS

47

Figura 31.- Curvas de crecimiento de Grammatophora sp cultivada a 700, 1 100, 1

500 y 1 900 luxes y a 30 oC.

En la figura 32 se observa un análisis estadístico de una vía aplicado a la cepa

estudiada Grammatophora sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes

intensidades luminosas y temperatura constante, con una P = 0.0 y un intervalo de

confianza del 95%.

0.00E+00

2.00E+05

4.00E+05

6.00E+05

8.00E+05

1.00E+06

1.20E+06

1.40E+06

1.60E+06

1.80E+06

2.00E+06

0 2 4 6 8

Den

sid

ad c

elu

ula

r (c

el/m

l)

Tiempo (Días)

Grammatophora sp

IL = 700 luxes

IL = 1100 luxes

IL = 1500 luxes

IL = 1900 luxes

VIII. RESULTADOS

48

Grammatophora sp bajo 4


700 1100 1500 1900


8E+05

1E+06

1E+06

1E+06

2E+06

2E+06

2E+06

2E+06

De

ns

idad

celu

lar

(cel/m

l)

Figura 32.- ANOVA de una vía aplicada a Grammatophora sp cultivada a 700, 1 100,

1 500 y 1 900 luxes y a 30 oC.

De igual forma, se puede ver que la densidad celular de Grammatophora sp

conseguida a las intensidades luminosas de 700 y 1 100 luxes no presentan

diferencias significativas entre ellas; pero, 700 sí presenta diferencias significativas

respecto al resto. Por otro lado, entre 1 100 y 1 500 luxes no existen diferencias

significativas; pero, sí hay diferencias significativas entre 1 500 y 700 luxes.

Finalmente se puede ver que entre 1 500 y 1 900 luxes no existen diferencias

significativas (tabla 9).

VIII. RESULTADOS

49



700 3 1054333 12055 (-----*-----)

1100 3 1370333 40204 (-----*-----)

1500 3 1652000 70543 (-----*-----)

1900 3 1799000 216472 (------*-----)

+---------+---------+---------+---------

1000000 1250000 1500000 1750000

Tabla 9.- Prueba de Tuckey para Grammatophora sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y


Mientras que, en el crecimiento conseguido por la cepa Navicula sp cultivada a

700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a una T = 30 oC se puede ver que la densidad

celular más alta se obtuvo bajo la intensidad luminosa de 1 900 luxes con 4.1 x 106

cel/ml; siendo de todas las intensidades luminosas ensayadas, la IL óptima para esta

cepa.

El comportamiento de la Navicula sp se representa gráficamente en la figura 33, en

ella se puede ver que la fase lag o de adaptación comenzó en el día 0, la fase de

aceleramiento en el día 1, la fase exponencial desde el día 3 hasta el día 7; a

excepción de la IL de 1 900 luxes donde la fase exponencial empezó en el día 2 y

para los días 3 y 4 no se observa un crecimiento acelerado sino hasta el día 5.

En ella también se observa que durante el período de 7 días, la cepa Navicula sp no

alcanzó a desarrollar el resto de las fases de crecimiento.

VIII. RESULTADOS

50

Figura 33.- Curvas de crecimiento de Navicula sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1


Por otro lado, en la figura 34 se observa un análisis estadístico de una vía aplicado a

la cepa estudiada Navicula sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes


confianza del 95%.

0.00E+00

5.00E+05

1.00E+06

1.50E+06

2.00E+06

2.50E+06

3.00E+06

3.50E+06

4.00E+06

4.50E+06

0 2 4 6 8

De

nsi

dad

ce

lula

r (c

el/

ml)

Tiempo (Días)

Navicula sp

IL = 700 luxes

IL = 1100 luxes

IL = 1500 luxes

IL = 1900 luxes

VIII. RESULTADOS

51

Navicula sp bajo 4


700 1100 1500 1900

Intesidad luminosa (luxes)

2E+06

3E+06

3E+06

4E+06

4E+06

5E+06

5E+06

Den

sid

ad

celu

lar

(cel/

ml)

Figura 34.- ANOVA de una vía aplicada a Navicula sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y


En la tabla 10 se puede observar que las densidades celulares de Navicula sp

obtenidas bajo las intensidades luminosas de 700, 1 100 y 1 500 luxes no exhiben

diferencias significativas entre ellas. En tanto, 700 y 1 100 luxes presentan

diferencias significativas respecto a la adquirida a 1 900 luxes; finalmente, en 1 500 y

1 900 luxes no presentan diferencias significativas.


Level N Mean StDev ----+---------+---------+---------+-----

700 3 2830000 * (------*------)

1100 3 3235000 319648 (----*-----)

1500 3 3430000 239113 (-----*-----)

1900 3 4136667 262980 (----*-----)

----+---------+---------+---------+-----

2100000 2800000 3500000 4200000

Tabla 10.- Prueba de Tuckey para Navicula sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1 900

luxes y a 30 oC.

VIII. RESULTADOS

52

En tanto, el crecimiento alcanzado por la cepa Schizochytrium sp cultivada

bajo 700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a 30 oC exhibe que la densidad celular más

alta se consiguió bajo la intensidad luminosa de 1 900 luxes con 2.3 x 106 cel/ml; por

lo que, de todas las intensidades luminosas ensayadas resulta la IL óptima para

dicha cepa.

El comportamiento de la Schizochytrium sp cultivada se representa gráficamente de

la figura 35 donde la fase lag o de adaptación comenzó en el día 0 hasta el día 1, la

fase de aceleramiento en el día 2, la fase exponencial a partir del día 3 hasta el día 7.

Así mismo se puede ver que la densidad celular a 1 500 luxes para el día 5 era

superior al resto mientras que para el día 6 era similar a la de 1 900 luxes.

Figura 35.- Curvas de crecimiento de Schizochytrium sp cultivada a 700, 1 100, 1 500

y 1 900 luxes y a 30 oC.

0.00E+00

5.00E+05

1.00E+06

1.50E+06

2.00E+06

2.50E+06

0 2 4 6 8

Den

sid

ad c

elu

lar

(cel

/ml)

Tiempo (Días)

Schizochytrium sp

IL = 700 luxes

IL = 1100 luxes

IL = 1500 luxes

IL = 1900 luxes

VIII. RESULTADOS

53

En tanto, en la figura 36 se observa un análisis estadístico de una vía aplicado a la

cepa estudiada Schizochytrium sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro

diferentes intensidades luminosas y temperatura constante, con una P = 0.0 y un

intervalo de confianza del 95%.

Schizochytrium sp bajo 4


700 1100 1500 1900


1E+06

1E+06

1E+06

2E+06

2E+06

2E+06

2E+06

2E+06

3E+06

De

ns

ida

d c

elu

lar

(ce

l/m

l)

Figura 36.- ANOVA de una vía aplicada a Schizochytrium sp cultivada a 700, 1 100, 1

500 y 1 900 luxes y a 30 oC.

En la tabla 11 se puede observar que las densidades celulares de Schizochytrium sp

obtenidas bajo las intensidades luminosas de 700 y 1 100 luxes no presentan

diferencias significativas entre ellas pero sí respecto a las adquiridas a 1 900 luxes.

Finalmente, la densidad celular bajo 1 500 luxes y con respecto a 1 100 y 1 900 luxes

no presentan diferencias significativas pero sí respecto a 700 luxes.

VIII. RESULTADOS

54


Level N Mean StDev --------+---------+---------+---------+-

700 3 1358888 * (--------*--------)

1100 3 1616296 34005 (---*----)

1500 3 1992962 196920 (---*----)

1900 3 2306296 192772 (---*----)

--------+---------+---------+---------+-

1000000 1500000 2000000 2500000

Tabla 11.- Prueba de Tuckey para Schizochytrium sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y


Mientras que, el crecimiento alcanzado por la cepa Spirulina sp cultivada bajo

700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a 30 oC muestra que la densidad celular más alta

se logró bajo la intensidad luminosa de 1 900 luxes con 2.3 x 106 cel/ml

aproximadamente; siendo de todas las intensidades luminosas ensayadas, la IL

óptima para dicha cepa.

El comportamiento de la Spirulina sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a

una T = 30 oC se representa gráficamente en la figura 37, aquí la fase lag o de

adaptación empezó desde el día 0 hasta el día 1, la fase de aceleramiento en el día

2, la fase exponencial a partir del día 3 hasta el día 7.

De igual modo, se observa que en todos los casos el crecimiento durante la fase

exponencial es paulatinamente lento en relación al crecimiento a 1 900 luxes.

VIII. RESULTADOS

55

Figura 37.- Curvas de crecimiento de Spirulina sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1


Al igual que, en el crecimiento de las cepas anteriores para el crecimiento alcanzado

por la cepa Spirulina sp durante un período de 7 días, tampoco se observaron las

fases de crecimiento de desaceleración, estacionaria y la fase de muerte.

Por otro lado, en la figura 38 se observa un análisis estadístico de una vía aplicado a

la cepa estudiada Spirulina sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes


confianza del 95%.

0.00E+00

5.00E+05

1.00E+06

1.50E+06

2.00E+06

2.50E+06

0 1 2 3 4 5 6 7 8

De

nsi

dad

ce

lula

r ce

l/m

l)

Tiempo (Días)

Spirulina sp

IL = 700 luxes

IL = 1100 luxes

IL = 1500 luxes

IL = 1900 luxes

VIII. RESULTADOS

56

Spirulina sp bajo 4 intensidades luminosas

700 1100 1500 1900


6E+05

8E+05

1E+06

1E+06

1E+06

2E+06

2E+06

2E+06

2E+06

2E+06

3E+06

3E+06

Den

sid

ad

celu

lar

(cel/

ml)

Figura 38.- ANOVA de una vía aplicada a Spirulina sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a 30 oC.

En la tabla 12 se puede observar que las densidades celulares de Spirulina sp

obtenidas bajo las intensidades luminosas de 700 y 1 100 luxes no presentan

diferencias significativas entre ellas, pero sí respecto a la alcanzada a 1 900 luxes.

Mientras que, a 1 500 luxes y con relación a 700 y 1 900 luxes sí presentan

diferencias significativas, pero no entre 1 500 y 1 100 luxes.

VIII. RESULTADOS

57

Individual 95% CIs For Mean Based on

Pooled StDev

Level N Mean StDev --------+---------+---------+---------+-

700 3 1018333 * (-------*-------)

1100 3 1372333 34005 (---*----)

1500 3 1601667 196920 (---*----)

1900 3 2271000 192772 (---*----)

--------+---------+---------+---------+-

1000000 1500000 2000000 2500000

Tabla 12.- Prueba de Tuckey para Spirulina sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a 30 oC.

Las cinco cepas utilizadas obtuvieron su IL óptima bajo 1 900 luxes, por lo que se

puede decir que, Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium

sp y Spirulina sp obtienen densidades de crecimiento más altas bajo rangos de

intensidades luminosas altos (ver tabla 13).

Cepa IL óptima Densidad celular

Ch 1 900 luxes 5 x 106 cel/ml

Gram 1 900 luxes 1.8 x 106 cel/ml

Nav 1 900 luxes 4.1 x 106 cel/ml

Sch 1 900 luxes 2.3 x 106 cel/ml

Sp 1 900 luxes 2.3 x 106 cel/ml

Tabla 13.- Información general de las IL óptimas de las 5 cepas utilizadas.

VIII. RESULTADOS

58

La densidad celular promedio de cada una de las diferentes cepas estudiadas

es mostrada en la figura 39; donde también se aprecian que los valores de densidad

celular mayores fueron para las cepas Chaetoceros sp y Navicula sp, que

Grammatophora sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp presentaron las

productividades de densidad celular más bajas.

Cepas cultivadas bajo 4 diferentes IL y T constante

Ch Gram Nav Sch Sp

Cepas cultivadas

5E+05

1E+06

2E+06

2E+06

3E+06

3E+06

4E+06

4E+06

5E+06

5E+06

De

ns

ida

d c

elu

lar

(ce

l/m

l)

Figura 39.- Análisis estadístico de dos vías aplicado a las cepas estudiadas respecto

a la densidad celular bajo diferentes IL y T constante, con una P = 0.0 y un intervalo

de confianza del 95%.

Al realizar el análisis de varianza de dos vías para comparar las densidades celulares

obtenidas de las cepas utilizadas se encontró una diferencia significativa (P˂0.05)

donde la cepa Grammatophora sp y de la Spirulina sp bajo el tratamiento de IL = 700

luxes no presentan diferencias significativas entre ellas pero sí presentan respecto a

Chaetoceros sp, Navicula sp y Schizochytrium sp. Pero, Spirulina sp a 700 luxes sí

presenta diferencias significativas respecto a la Spirulina sp bajo 1 100, 1 500 y 1

900 luxes.

VIII. RESULTADOS

59

Mientras que la Grammatophora sp y la Schizochytrium sp a 1 100 luxes no

presentan diferencias significativas pero sí respecto a Chaetoceros sp, Navicula sp y

Spirulina sp; también se puede observar que, no existen diferencias significativas

entre la Grammatophora sp a 700 luxes y la de 1 100 luxes.

Por otro lado, la cepa Navicula sp presenta diferencias significativas con

Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp a IL = 1 500

luxes, así como también con la navicula sp a 700, 1 100 y 1 900 luxes (ver tabla 10).

CEPA: PROMEDIO: IL = 700

LUXES

IL = 1 100

LUXES

IL = 1 500

LUXES

IL = 1 900

LUXES

Sp 1,468,917 ****

Gram 1,565,833 **** ****

Sch 1,818,611 ****

Nav 3,409,583 ****

Ch 4,308,452 ****

Tabla 10.- Prueba de Tukey de grupos homogéneos para las cepas estudias bajo

diferentes IL y T constante con un α = 0.05.

VIII. RESULTADOS

60

IX. DISCUSIONES.

De acuerdo a los resultados obtenidos en el presente trabajo se sabe que el

crecimiento máximo alcanzado por la cepa Chaetoceros sp fue bajo la temperatura

de 26 oC con 4.2 x 106 cel/ml aproximadamente y a una intensidad luminosa de 1 900

luxes con 5 x 106 cel/ml. Algunos autores como Renaud et al. (2002), encontraron

que la diatomea Chaetoceros sp presentan sus mayores tasas de crecimiento entre

27-30 °C. Siqueira y Aidar (1993), hallaron que la intensidad luminosa óptima para

Chaetoceros sp va de 2 000 a 4 000 luxes.

Mientras que la temperatura óptima para la cepa Grammatophora sp fue de 34 oC

con una densidad celular 1.7 x 106 cel/ml aproximadamente y bajo una intensidad

luminosa óptima de 1 900 luxes con1.8 x 106 cel/ml. Montes et al. (2005), hallaron

que la temperatura promedio a la que se encuentran algunas especies de

Grammatophora spp en el medio es de 18.5 oC y según McGee (2009) el rango de la

intensidad luminosa para este género fluctúa entre 650 y 800 luxes.

Por otro lado, el mayor crecimiento obtenido por la cepa Navicula sp fue a la

temperatura de 34 oC con una densidad celular de 2.9 x 106 cel/ml aproximadamente

y con una intensidad luminosa de 1 900 luxes con 4.1 x 106 cel/ml. Curbelo et al.

(2006) obtuvieron concentraciones de Navicula sp de 600 x 103 cel/ml a 27 °C y a 1

000 luxes según indicaron Ferreira et al. (2014). Vale la pena mencionar que en el

presente trabajo, se llevó el cultivo a escalas de temperaturas más altas.

En tanto, la temperatura óptima para Schizochytrium sp fue de la temperatura de 30

oC con una densidad celular de 1.9 x 106 cel/ml y la intensidad luminosa óptima de 1

900 luxes con 2.3 x 106 cel/ml. Hammer (1986), halló que la temperatura óptima para

Schizochytrium spp es de 32° C y la intensidad luminosa es de va desde los 530 a 3

445 luxes.

VIII. RESULTADOS

61

Finalmente, para la cepa Spirulina sp el crecimiento máximo logrado fue bajo la

temperatura de 30 oC siendo con 1.4 x 106 cel/ml y a una intensidad luminosa de 1

900 luxes con una densidad celular de 2.3 x 106 cel/ml aproximadamente. González

(1995), encontró que la máxima velocidad de crecimiento que alcanza Spirulina spp

oscila entre los 35 – 38 ºC y que por encima de esta temperatura, hay riesgo de la

destrucción rápida del cultivo y según Vonshak, (in Gitelson, 1996), la intensidad

lumínica puede variar entre 2 000 y 5 000 luxes.

Al encontrar los parámetros óptimos de temperatura e intensidad luminosa en el

cultivo de Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y

Spirulina sp aisladas de BCS, México, el presente estudio cumplió con los objetivos

planteados al inicio, y ello servirá a las industrias pues se trata de cepas con gran

potencial acuícola. Así mismo, es importante puntualizar que las condiciones

climatológicas del ambiente local no representan grandes inconvenientes para el

cultivo de estas cepas pues son nativas y por tanto se encuentran aclimatadas a

dichas condiciones.

Debido a que los resultados obtenidos en el presente trabajo arrojaron que la

mayoría de las cepas cultivadas presentaron la mayor concentración celular a

temperaturas altas en el primer tratamiento y bajo intensidades luminosas de 1 900

luxes en el segundo tratamiento, estos resultados confirman la certeza de la hipótesis

de trabajo.

X. CONCLUSIONES

62

X. CONCLUSIONES.

De acuerdo a los resultados obtenidos en el presente trabajo, para el caso de

Chaetoceros sp, se concluye que la temperatura óptima para su cultivo es de 26 ˚C

y una intensidad luminosa óptima de 1 900 luxes.

Mientras que, para Grammatophora sp la temperatura e intensidad luminosa óptimas

para su cultivo son de 34 oC y 1 900 luxes.

Para el caso de Navicula sp la temperatura óptima es de 34 oC y la intensidad

luminosa de 1 900 luxes.

Schizochytrium sp tiene como temperatura e intensidad luminosa óptimas 30 oC y 1

900 luxes.

Por último, se encontró que para el cultivo de Spirulina sp la temperatura e intensidad

luminosa óptimas son 30 oC y 1 900 luxes.

Con esto se puede decir que los respectivos cultivos de Chaetoceros sp,

Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp podrían

desarrollarse en los laboratorios locales a la intemperie y en lugares donde se

registren temperaturas altas durante el día, mientras que por la noche se podría

recurrir al uso de la energía y luminosidad artificiales, lo que posiblemente ayudaría a

reducir los costos de producción de dichos cultivos.

XI. RECOMENDACIONES

63

XI. RECOMENDACIONES.

Las condiciones climatológicas con las que cuenta Baja California Sur hacen de

éste estado un lugar propicio para el cultivo masivo de cepas de microalgas y

cianobacterias que crecen a temperaturas e intensidades luminosas altas. La

elevada velocidad de crecimiento y el contenido de los nutrientes de dichas cepas las

convierten en una fuente de interés para la industria alimenticia, cosmética y

farmacéutica.

Debido a las exigencias actuales para encontrar nuevas alternativas en las técnicas

de cultivos microalgales, se debe tomar en cuenta que en el medio local existe una

gran variedad de microalgas y cianobacterias que no han sido descritas como las

que se presentan en éste trabajo, por lo que su aislamiento y estudio ayudarían a

maximizar sus cultivos, pudiendo además representar una gran ventaja debido a su

origen y a las cualidades de cultivo que esto les ofrece.

En el presente trabajo, el período de cultivo correspondiente a las cepas

Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp

fue corto y no permitió observar todas las fases de crecimiento por lo que, se

recomienda para estudios posteriores usar un período más amplio en el cultivo de

estas cepas experimentales.

De igual forma, se recomienda tomar en cuenta otros factores físicos que

representen una influencia en el crecimiento de las cepas Chaetoceros sp,


Así como también, tomar en consideración rangos de temperatura e intensidad

luminosa más amplios para los cultivos de las cepas antes mencionadas y de esta

manera contar con una mayor precisión de los rangos óptimos de crecimiento.

XII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

64

XII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS.

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ANEXOS

74

ANEXO 1: MEDIO DE CULTIVO (AGUA DE MAR) F/2 MODIFICADO

(GUILLARD, EN STEIN, 1973):

A) Macronutrientes:

Reactivos Concentración

CaCl2.2H2O 36.76 g/l

MgSO4.7H2O 36.97 g/l

NaHCO3 12.60 g/l

K2HPO4 8.71 g/l

NaNO3 85.01 g/l

Na2SiO3.9H2O 28.42 g/l

De esta solución rotulada como “A” se obtiene 1 ml y se le adiciona a 1 litro de agua

esterilizada.

B) Micronutrientes:


Na2EDTA 4.36 g/l

FeCl3.6H2O 3.15 g/l

CuSO4.5H2O 0.01 g/l

ZnSO4.7H2O 0.022 g/l

CoCl2.6H2O 0.01 g/l

MnCl2.4H2O 0.18 g/l

Na2MoO4.2H2O 0.06 l

De esta solución rotulada como “B”, se obtiene 1 ml y se le adiciona a 1 litro de agua

esterilizada.

ANEXOS

75

C) Silicatos:


Na2SiO3.5H2O 10.5 gr

A esta solución rotulada como “C” se le adicionará 1 litro de agua esterilizada;

posteriormente, se esterilizará mediante filtración a través de un filtro de vidrio, y se

reservará en un envase de polipropileno esterilizado.

D) Vitaminas:


Biotina 0.5 g/l

Cianocobalamina 0.5 g/l

Tiamina 0.1 mg/l

De esta solución rotulada como “C”, se obtiene 1 ml y se le adiciona a 1 litro de agua

esterilizada.

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