Trichoderma spp. COMO BIOESTIMULANTE DE CRECIMIENTO EN …

Instituto Tecnológico de Torreón

TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÉXICO

TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÉXICO

INSTITUTO TECNOLÓGICO DE TORREÓN

DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN

PROGRAMA DE MAESTRÍA EN CIENCIAS EN SUELO

Trichoderma spp. COMO BIOESTIMULANTE DE

CRECIMIENTO EN LA EFICIENCIA FISIOLÓGICA DEL

CHILE HABANERO

Tesis que presenta:

GUADALUPE LÓPEZ MARTÍNEZ

Como requisito parcial para obtener el grado de:

MAESTRA EN CIENCIAS EN SUELOS

Director de Tesis:

DR. JORGE ARNALDO OROZCO VIDAL

Torreón, Coahuila, México.

Diciembre, 2018

II

Tesis elaborada bajo la supervisión del comité particular de tesis, la cual

ha sido aprobada y aceptada como requisito parcial para obtener el

grado de:

MAESTRO EN CIENCIAS

EN SUELOS

ASESOR PRINCIPAL

DR. JORGE ARNALDO OROZCO VIDAL

ASESOR

MC. ZAIDA CRISPIN DEL RÍO

ASESOR

MC. LETICIA ALFARO HERNÁNDEZ

Torreón, Coahuila; México. Diciembre de 2018

AGRADECIMIENTOS

II

AGRADECIMIENTOS

Es un gusto para mi expresar mi más sinceros agradecimientos a todas y cada una

de las personas que formaron parte de este proyecto, fueron de mucho apoyo y ayuda, sin

ustedes no habría sido posible sacar a delante este trabajo.

A Dios

Primeramente agradezco a mi Padre Dios, por su gracia infinita para conmigo,

gracias por ayudarme a librar cada batalla de la vida y permitirme superarme cada día.

Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT)

Al Instituto Tecnológico de Torreón (ITT)

Por la aceptación y apoyo económico sin el cual hubiese sido difícil llevar a cabo

esta maestría en Ciencias en Suelos.

Por la oportunidad que se me brindo para poder formar parte del alumnado de

calidad que componen y el apoyo durante mi estancia.

A la Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro unidad laguna (UAAAN-UL)

Por el apoyo brindado para poder sacar a delante este proyecto, sin duda estaré

siempre agradecida por todo. Un agradecimiento especial al Profesor Vicente De Paul

Reyna por su supervisión y ayuda en todo momento.

AGRADECIMIENTOS

III

A mis asesores

Especialmente al Dr. Jorge Arnaldo Orozco Vidal, director de esta tesis, por su

incansable labor de ayuda, por la atención brindada, por su paciencia y orientación

continua.

A todos los profesores que contribuyeron a mi formación, sin ustedes no sería

posible alimentarnos de nuevos conocimientos que fortalecen nuestro crecimiento

profesional, gracias a todos.

A mis compañeros de generación

Gracias por la paciencia durante todo el tiempo que pasamos juntos, me llevo las

experiencias y aprendizaje compartido. Natividad, Karla, Dulce, Jesús.

A mi esposo

Edgar Genaro Dávila García, gracias por apoyarme en cada paso que doy, gracias

por ser uno de mis motivos de superación constante, gracias por ayudarme en cada etapa

de este proyecto y por la calidez de tu amor.

DEDICATORIAS

IV

DEDICATORIAS

A todas las personas que han creído en mí y han depositado su confianza en

una servidora. Especialmente a los que estuvieron ahí en los momentos más grises,

Gracias.

A mi esposo, Ed, gracias por ser mi fortaleza y no dejarme caer.

ÍNDICE

V

ÍNDICE PÁGINA

I. INTRODUCCIÓN……………………………………………………………..……………1

1.1.2. Objetivos específicos……………………………………………………..…………….3

1.2. Hipótesis………………………………………………………………………..…………...5

II. REVISIÓN DE LITERATURA…………………………………………………..………..6

2.1. Hongos………………………………………………………………………………...…….6

2.2.1. Trichoderma spp…………………………………………………………………...…….7

2.3. Índices de eficiencia fisiológica…………………………………………...……………...10

2.3.1. Tasa de crecimiento del cultivo (TCC)……………………………………..…………11

2.3.2. Tasa de asimilación neta (TAN)…………………………………………...…………..11

2.3.4. Producción y distribución de biomasa…………………………………...……………12

2.3.5 Extracción de Nitrógeno…………………………………………………...……………13

2.4. Índices de crecimiento………………………………………………………...………….13

2.6. El cultivo de chile…………………………………………………………...…………….15

2.6.1. Origen del chile habanero………………………………………………...……………15

2.6.2. Usos del chile habanero…………………………………………………...……………16

2.6.3. Principales entidades productoras……………………………………...……………..16

2.6.4. Características morfológicas del chile habanero………………………...…………...17

III. MATERIALES Y MÉTODOS………………………………………………...………….19

3.1 Localización del sitio experimental……………………………………...…………..19

3.2 Acondicionamiento del sitio experimental……………………………...…………..20

3.3 Tratamientos………………………………………………………........…………….21

3.4 Materiales……………………………………………………………………………..22

3.4.1 Material general……………………………………………………………………...22

3.4.2 Material vegetativo……………….…………………………………………………..22

3.4.3 Material Microbiológico……………………………………………………………..22

3.5 Trasplante…………………………………………………………………………….26

3.6 Riego…………………………………………………………………………………..27

3.7 Fertilización…………………..………………………………………………………28

ÍNDICE

VI

3.10. Variables evaluadas………………………………………………………………….29

3.10.1. Número de hojas…………………………………………………………………...29

3.10.2. Longitud del tallo de la planta en cm…………………………………………….29

3.10.3. Longitud de raíz en cm……………………………………………………………29

3.10.4. Área foliar………………………………………………………………………….29

3.10.5. Peso seco de raíz, tallo y hojas……………………………………………………30

3.10.6 Índice de eficiencia fisiológica del cultivo…………………………………………….30

3.10.7 Variables de eficiencia fisiológica……………………………………………………..31

3.10.8. Extracción del nitrógeno……………………………………………………………...32

IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN…………………………………………………………..33

4.1 Índices de eficiencia fisiológica del cultivo………………………………………………33

4.2. Extracción de Nitrógeno………………………………………………………………….35

4.3 Raíz…………………………………………………………………………………………36

V. CONCLUSIÓNES………………………………………………………………...…………38

VI. LITERATURA CITADA…………………………………………………………………..39

ÍNDICE DE CUADROS

VII

ÍNDICE DE CUADROS PÁGINA

3.1 Distribución de los tratamientos completamente al azar, se tuvieron dos

tratamientos…………………………………………………………………………….25

3.2 Solución nutritiva Stainer preparada para el riego del cultivo……………….....28

4.1 Índice de crecimiento de chile habanero con hongo trichoderma vs testigo….....34

4.2 Índices del comportamiento relativo del aparato fotosintético de Chile habanero

con Bioestimulantes. ……………………………..…………………………………….35

4.3 Índices de longitud y peso seco de raíz en plantas de chile

habanero……………………………………………………….……….……………….36

ÍNDICE DE FIGURAS

VIII

ÍNDICE DE FIGURAS PÁGINA

2.1 Descripción: T. harzianum (Rifai); a, b. conidióforos de forma piramidal; c, d.

fiálides y conidios. Resolución. a, d. x1600; b. x1300; c. x3300………………….……8

2.2 principales entidades productoras de Chile Habanero…………………………..17

3.1 Localización geográfica del sitio experimental……………….…………………..19

3.2 Preparación de la mezcla (45 % Peat Moss (Turba negra), 45 % arena y 10 %

perlita)..............................................................................................................................21

3.3 Presentación comercial del hongo Trichoderma spp……………………………..23

3.4 Área experimental, dos tratamientos cada uno con 4 repeticiones, con un total

de ocho macetas. …………………………...…………….......…….…………………..24

3.5 Plántulas inoculadas con el hongo Trichoderma Spp., previo al trasplante a

maceta, a los treintaicinco días……………………………………………………….26

3.6 Trasplante de las plántulas a las macetas a los 35 días después de su

germinación……………………………………………………………………………..27

3.7 Muestras de las plantas en la estufa para obtener el peso seco de la planta…...30

RESUMEN

IX

RESUMEN

El objetivo de esta investigación fue evaluar el hongo Trichoderma spp. como

bioestimulante de crecimiento en la eficiencia fisiológica de chile habanero. Para ello

fueron evaluados dos tratamientos: T1: bioestimulante de crecimiento vegetal

(Trichoderma spp.) y T2: testigo sin inocular. Se tomaron tres muestreos vegetativos

destructivos efectuados con un intervalo de 20 días cada uno, donde se colectaron dos

plantas por tratamiento y repeticion para obtener los pesos secos de órganos vegetativos

y con ellos poder calcular los índices de eficiencia fisiológica (TCC, TAN e IAF). El

experimento fue establecido en condiciones protegidas y distribuido en un diseño

completamente al azar con cuatro repeticiones. Los resultados muestran que existió

diferencia estadística significativa en los índices de eficiencia fisiológica al obtener con

el tratamiento uno los mayores valores de TCC (tasa de crecimiento de cultivo) y TAN

(tasa de asimilación neta) 0.171 y 3.30 g.m2 día-1 respectivamente, y una diferencia de

0.121 y 0.80 g.m2 día-1 con relación al testigo. Para la extracción de nitrógeno se

encontraron valores significativos en el tratamiento dos de 142.30 mg por planta a los 60

días después del trasplante (ddt). En cuanto a la longitud de raíz (Lr) y peso seco de raíz

(ps) se encontró una diferencia significativa del 20% en longitud de raíz y 13.5% del

peso seco de raíz respectivamente en relación al testigo. Los resultados sugieren una

acción efectiva de Trichoderma spp. como promotor de crecimiento vegetal, mostrando

que tiene potencial para su uso como bioestimulante, útil para el manejo ecológico del

cultivo de chile habanero.

PALABRAS CLAVES: Hongo, área foliar, cultivo, TCC, TAN.

SUMMARY

X

SUMMARY

The objective of this investigation was to evaluate the fungus Trichoderma spp. in the

physiological efficiency of habanero pepper (Capsicum Chinense Jacq). For this, two

treatments were evaluated: T1: plant growth biostimulant (Trichoderma spp.) And T2:

control without inoculation. Three destructive vegetative samplings were taken with an

interval of 20 days each, where two plants were collected by treatment and repetition to

obtain the dry weights of vegetative organs and with them to calculate the indices of

physiological efficiency (TCC, TAN and IAF). The experiment was established under

protected conditions and distributed in a completely randomized design with four

repetitions. The results show statistical significant difference in the physiological

efficiency indices obtaining the highest values of TCC (crop growth rate) and TAN (net

assimilation rate) 0.171 and 3.30 g.m2 día-1 respectively, and a difference of 0.121 with

treatment one. and 0.80 in relation to the control. For nitrogen extraction, significant

values were found in treatment two with 142.30 mg per plant at 60 days after

transplantation (DDT). Regarding root length (Lr) and root dry weight (ps), a significant

difference of 20% was found in root length and 13.5% of root dry weight respectively in

relation to the control. The results suggest an effective action of Trichoderma spp. as a

promoter of plant growth, showing that it has the potential to be used as a useful

biostimulant, for the ecological management of habanero pepper culture.

KEY WORDS: Fungus, Leaf area, Crop, TCC, TAN.

I. INTRODUCCIÓN

1

I. INTRODUCCIÓN

Los hongos juegan un papel fundamental en la naturaleza. Se estima que el 80%

de las plantas vasculares están asociadas a hongos, sin los cuales no resistirían ciertas

inclemencias del tiempo, como la sequía o la falta de nutrientes en el suelo, serían más

sensibles al ataque de bacterias o insectos. Existe una gran influencia de las

características físicas y químicas del suelo en el funcionamiento e interacción de los

microorganismos y sus efectos benéficos para este. Se considera que las comunidades

microbianas asociadas con el sistema de raíces, desempeñan un papel clave en el

desarrollo de prácticas agrícolas sostenibles (Pérez et al., 2017).

Trichoderma spp. tienen un efecto inductor sobre el crecimiento y desarrollo de

las plantas, debido a la formación de sideróforos quelatantes de hierro, y la presencia de

hormonas reguladoras de crecimiento que actúan como estimulantes en tejidos

meristemáticos primarios en partes jóvenes (Maria y Alberto, 2005).

La inoculación de hongos promotores de crecimiento es una práctica que ha

tenido beneficios en la producción agrícola (Díaz et al., 2013). El género Trichoderma,

tienen la capacidad de multiplicarse en el suelo y colonizar las raíces de las plantas

liberando factores de crecimiento (auxinas, giberelinas y citoquininas) que estimulan la

germinación y el desarrollo de las plantas (Hinojosa et al., 2009).

I. INTRODUCCIÓN

2

El crecimiento es el incremento irreversible en el tamaño de las plantas. Es un

proceso fisiológico complejo que incluye muchos procesos como división celular,

elongación, fotosíntesis, síntesis de otros compuestos, respiración, translocación,

absorción y transpiración. Además, estando influenciado por factores como son la

temperatura, intensidad de luz, densidad de población, calidad de semilla, contenido de

agua y nutrientes (Taiz, 2015).

Siendo el chile el octavo cultivo con mayor valor generado en la agricultura

nacional, la producción de sus diferentes variedades en México, alcanzó 2.3 millones de

toneladas, con un valor que rebasa los 22 mil 500 millones de pesos (SAGARPA, 2017).

Considerando a México como el país con la mayor diversidad de Capsicum sp,

cultivándose prácticamente en todo el territorio, con sistemas de producción y

problemáticas muy diversos (Rincon, 2012).

Por lo tanto esta investigación vendría ayudar a comprender la importancia de la

utilización de bioestimulantes de crecimiento ya que al inocular el cultivo con hongo

Trichoderma spp. podría afectarse positivamente la absorción de nutrientes y fotosíntesis

incidiendo así en su eficiencia fisiológica.

1.1 Objetivos

3

1.1 Objetivo General

Determinar el crecimiento y extracción de nitrógeno en plantas de chile habanero,

al ser inoculadas con el hongo Trichoderma spp. como bioestimulante de crecimiento.

1.1.2. Objetivos específicos

1.- Determinar las Tasas de eficiencia fisiológica:

a) Tasa de Crecimiento del Cultivo,

b) Tasa de Asimilación Neta

2.- Determinar la longitud y peso seco de raíz

3.-Determinar la extracción del nitrógeno por el cultivo

1.2 Hipótesis

5

1.2. Hipótesis

El hongo Trichoderma spp. está clasificado como un bioestimulante de

crecimiento por lo que inocular plántulas de chile con este hongo se inducirá un efecto

positivo en absorción de nitrógeno y eficiencia fisiológica.

II. REVISIÓN DE LITERATURA

6


2.1. Hongos

Los hongos del suelo desempeñan una función vital en los ecosistemas, tanto en

la descomposición de la materia orgánica, reciclado de nutrientes y mantenimiento de la

rizosfera. Los hongos en la naturaleza se encuentran entre los principales agentes

responsables de los ciclos biogeoquímicos, los ciclos de materia y energía de los

ecosistemas (Cenci et al., 2011).

Los hongos pueden ser beneficiosos o perjudiciales a las plantas dependiendo del

tipo, y lo que emplean como fuente de alimentación. Aunque unos pocos hongos, tales

como la levadura, son unicelulares, la mayoría de los hongos crecen en largos hilos de

células microscópicas llamadas hifas. Cada una de las hifas tiene varias milésimas de

pulgada de grosor, y puede fluctuar, en longitud, de unas pocas células a muchas yardas

(FAO, 2006).

Los hongos son un grupo de diversos organismos unicelulares, multicelulares o

sintácticos productores de esporas que se alimentan de materia orgánica. Incluyen

mohos, levaduras, hongos y hongos venenosos. El reino de los hongos se compone de

una gran variedad de diversas especies que exhiben características únicas y similitudes

con las especies genéticamente relacionadas (Pérez y Merino, 2016).

Los hongos son descomponedores o saprobio, debido a que convierten la materia

orgánica muerta en biomasa fungal, bióxido de carbono y pequeñas moléculas, tales

como ácidos orgánicos (FAO, 2006). Estos hongos, generalmente, utilizan sustratos


7

complejos, tales como la celulosa y la lignina en la madera, y son esenciales en la

descomposición de estructuras de anillos de carbono en algunos contaminantes. Unos

cuantos hongos reciben el nombre de "hongos del azúcar" porque descomponen las

mismas sustancias que muchas bacterias. Al igual que las bacterias, estos hongos son

importantes inmovilizando, o reteniendo, nutrientes en el suelo (FAO, 2006).

Otros hongos pueden asociarse simbióticamente con las raíces de las plantas

como es el caso de los hongos Trichoderma spp. (Cano, 2011).

2.2.1. Trichoderma spp.

Taxonómicamente pertenece al Phylum Ascomycota, Clase Euascomycetes,

Orden Hypocreales, Familia Hypocreaceae. Es un hongo filamentoso cuyo estado

teleomórf corresponde al hongo Hypocrea spp. El género Trichoderma tiene cinco

especies consideradas como antagonistas: Trichoderma harzianum, Trichoderma

koningi, Trichoderma longibrachiatum, Trichoderma pseudokoningii y Trichoderma vir,

Morfológicamente se compone de conidias y fialides (figura 2.1) (García et al., 2006).


8

Figura 2.1 Descripción: T. harzianum (Rifai); a, b. conidióforos de forma piramidal; c,

d. fiálides y conidios. Resolución. a, d. x1600; b. x1300; c. x3300

Trichoderma sp., produce tres tipos de propágulos: hifas, clamidosporas y

conidios, estas son activas contra fitopatógenos en diferentes fases del ciclo de vida,

desde la germinación de las esporas hasta la esporulación. El parasitismo puede ocurrir

mediante la penetración, engrosamiento de las hifas, producción de haustorios y

desorganización del contenido celular. La competencia por el espacio y los nutrimentos

es más favorable, principalmente para los hongos que se desarrollan en la superficie de

las hojas antes de efectuar la penetración, no actuando sobre aquellos que penetran

rápidamente. En algunos casos Trichoderma actúa sobre algunos patógenos debido a su

capacidad de colonizar rápidamente el follaje; también puede colonizar extensivamente

una superficie foliar intacta (Fernández y Vega, 2001).

El género Trichoderma posee buenas cualidades para el control de enfermedades

en plantas causadas por patógenos fúngicos del suelo, principalmente de los géneros

Phytophthora, Rhizoctonia, Sclerotium, Pythium y Fusarium entre otros. Las especies de


9

Trichoderma actúan como hiperparásitos competitivos que producen metabolitos

antifúngicos y enzimas hidrolíticas a los que se les atribuyen los cambios estructurales a

nivel celular, tales como vacuolización, granulación, desintegración del citoplasma y lisis

celular, encontrados en los organismos con los que interactúa (Ezziyyani et al., 2004).

Además las especies de Trichoderma establecen largos períodos de colonización

en el interior de la epidermis produciendo compuestos capaces de inducir una respuesta

local o sistémica de defensa para las plantas, en la que se involucran la síntesis y

acumulación de fitoalexinas, flavonoides y derivados fenólicos (Vinale et al., 2010).

Trichoderma, se le puede encontrar en diferentes materiales orgánicos y suelos,

están adaptados a diferentes condiciones ambientales lo que facilita su amplia

distribución. Algunas especies prefieren localidades secas y templadas y otras templadas

y frías. Estos hongos son ampliamente conocidos por su producción de toxinas y

antibióticos (Arenas et al., 2009).

Todos los mecanismos de acción de Trichoderma se basan en el principal papel

como promotor de crecimiento vegetal que tiene, el cual se manifiesta desde las primeras

fases de la plántula, y que le confiere mayores ventajas a la hora del trasplante.

Trichoderma se asocia a las raíces de la planta proporcionándole un mayor vigor y

crecimiento (CHANG et al., 1986).

La incorporación de organismos seleccionados por sus funciones en diversos

procesos que contribuyan a la implantación, desarrollo y producción de cultivos es una

alternativa que permite lograr aumentos en el crecimiento radical. Así se favorece la

exploración del suelo y se mejora la accesibilidad al agua y nutrientes limitantes para los


10

cultivos. Como consecuencia, se reducen procesos de pérdida de nutrientes móviles, se

atenúan períodos de moderado estrés hídrico y se logra mantener tasas de crecimiento

activo del cultivo mejorando su capacidad fotosintética (Pedraza et al., 2010).

El uso de microorganismos benéficos puede ser una alternativa para disminuir las

dosis de fertilizantes (Gonzalez et al., 2016). Existe abundante evidencia científica que

ha establecido que el funcionamiento de un ecosistema terrestre depende de la actividad

microbiana del suelo. Entre los mecanismos de acción utilizados por estos

microorganismos se encuentran la facilitación de la adquisición de recursos, intervención

de la morfología de la raíz y la fijación de nitrógeno (Schoebitz, 2006).

2.3. Índices de eficiencia fisiológica.

El crecimiento vegetal se puede analizar mediante el cálculo de índices de

eficiencia, los cuales se pueden determinar con el peso seco de la planta completa ó con

diferentes partes de ésta (raíces, tallos u hojas). Estos índices tienen significado

biológico, pues muestran como un ambiente particular o práctica de manejo es o no más

conveniente para una especie que para otra y comparan funcionamiento de diferentes

especies creciendo bajo las mismas condiciones o de una especie creciendo en diferentes

condiciones (Hunt, 1978).

El análisis de crecimiento con el uso de índices de eficiencia fisiológica se puede

realizar en plantas individuales y en comunidades. En plantas individuales se utilizan la

tasa relativa de crecimiento (TCR), la tasa absoluta de crecimiento (TAC), la tasa de

asimilación neta (TAN), la relación del area foliar (RAF) y el área foliar especifica


11

(AFE). En comunidades, particularmente en agricultura, y en algunos estudios en

producción vegetal natural se utilizan el índice de área foliar (IAF), la tasa de

crecimiento de cultivo (TCC) y la duración del área foliar (DAF) (Hunt, 1978).

2.3.1. Tasa de crecimiento del cultivo (TCC)

Mide la ganancia de biomasa vegetal en el área de superficie ocupada por la

planta. Es aplicable a plantas que crecen juntas en cultivos cerrados (Hunt, 1982). La

máxima TCC ocurre cuando las plantas son suficientemente grandes o densas para

explotar todos los factores ambientales en mayor grado. En ambientes favorables, la

máxima TCC ocurre cuando la cobertura de las hojas es completa, y puede representar el

máximo potencial de producción de masa seca y de tasas de conversión en un momento

dado (Brown, 1984).

2.3.2. Tasa de asimilación neta (TAN)

Representa la ganancia neta en peso seco por unidad de área foliar, es una medida

indirecta de la fotosíntesis (Hunt, 1982). Es conocida también como la tasa foliar

unitaria, y definida como el incremento de material vegetal por unidad de tiempo y se

expresa en g∙m-2∙dia-1(Beadle, 1988). La TAN es una medida de la eficacia del follaje, el

cual constituye la principal fuente de foto asimilados en la producción de materia seca; e

indica también la velocidad de fotosíntesis neta en un lapso relativamente largo, entre dos

muestreos (Escalante y Kohashi, 1993).


12

Este parámetro es aplicable a una planta o a un cultivo, no es constante con el

tiempo y muestra una tendencia a disminuir con la edad de la planta. La disminución se

acelera por un ambiente desfavorable y la ganancia de materia seca por unidad de área

foliar decrece en la medida que salen nuevas hojas, debido al sombreamiento reciproco

(Gardner et al., 1990).

2.3.4. Producción y distribución de biomasa

La productividad en las plantas esta principalmente limitada por el nitrógeno,

siendo indispensable en la producción agrícola, según el estado nutricional de los suelos,

el uso de fertilizantes nitrogenados para compensar algunas deficiencias. Siendo

insuficiente debido a que solo la tercera parte del total de nitrógeno aplicado es absorbido

de forma eficiente por la plata (Shrawat et al., 2008).

Esta eficiencia es expresada como: unidad de biomasa generada por unidad de

nutriente aplicado. En el caso del nitrógeno, la eficiencia fisiológica va a depender de las

características de la especie y de la disponibilidad de dicho nutriente (Shrawat et al.,

2008).

La biomasa aérea acumulada es un conjunto de distintas partes de una planta y

tejidos que difieren en madurez según la estación del año y las condiciones ambientales.

Con el avance de la madurez del canopeo, aumenta la biomasa aérea con un incremento

en la lignificación de tallos y una disminución en la relación hoja-tallo. Se emplea

comúnmente como un indicador importante en los estudios para caracterizar el

crecimiento de las plantas (Cangiano and Pece, 2014).


13

2.3.5 Extracción de Nitrógeno

La curva de absorción de nutrimentos determina las cantidades extraídas por la

planta, a través de su ciclo de vida y permite definir un programa de fertilización

adecuado para el cultivo, que considere tanto la cantidad de fertilizante, como la época

idónea para hacer las aplicaciones (Misle, 2006).

Los estudios de demanda nutrimental contabilizan los requisitos de cosecha, la

extracción total o el consumo de nutrimentos que efectúa un cultivo en particular para

completar su ciclo de producción. Las curvas de extracción son parte de estos estudios y

permiten el conocimiento de la demanda de nutrimentos de acuerdo con la etapa

fenológica de un cultivo; son muy útiles para establecer programas de fertilización ya

que permiten un ajuste más preciso con el fin de maximizar la eficiencia de la

fertilización en el ciclo del cultivo (Bertsch, 2003).

La construcción de las curvas de extracción se lleva a cabo mediante muestreos

secuenciales de la biomasa total desglosada por tejidos. Cada muestreo debe ser

representativo de una etapa particular en el desarrollo fenológico del cultivo, de manera

que se pueda definir la cantidad de nutrimentos que la planta requiere diariamente

durante su ciclo de crecimiento; teóricamente esta es la cantidad minima de nutrimentos

que deben de suministrarse al cultivo (Bertsch, 2003).

2.4. Índices de crecimiento

El crecimiento se define como el incremento irreversible en el tamaño de las

plantas. También como el aumento constante de un organismo, acompañado de proceso

como morfogénesis y la diferenciación celular. Es un proceso fisiológico complejo


14

muchos procesos como división celular, elongación, fotosíntesis, síntesis de otros

compuestos, respiración, traslocación, absorción y traspiración. Además, estando

influenciado por factores como son la temperatura, intensidad de luz densidad de

población, calidad de semilla, contenido de agua y nutrientes (Taíz, 2015).

Los procesos primarios que determinan el crecimiento vegetal son los que lo

involucran el intercambio de gases entre las hojas y el aire circuandante, fotosíntesis,

respiración y traspiración (Taíz et al., 2006).

El método comúnmente utilizado para el estudio de tales aspectos es el análisis de

crecimiento, el cual depende principalmente de dos tipos de mediciones: Peso seco y

Área foliar (Sedano, 2005). El cual consiste en la aproximación cuantitativa para

entender el crecimiento de una planta o población, bajo condiciones naturales o

controladas. Determinando los factores que influyen en el desarrollo de la planta y el

rendimiento, a través del seguimiento de la acumulación de materia seca durante un

determinado periodo.

El crecimiento vegetal se puede analizar mediante el cálculo de índices de

eficiencia, los cuales se pueden determinar con el peso seco de la planta completa ó con

diferentes partes de ésta (raíces, tallos u hojas). Estos índices tienen significado

biológico, pues muestran como un ambiente particular o práctica de manejo es o no más

conveniente para una especie que para otra y comparan funcionamiento de diferentes

especies creciendo bajo las mismas condiciones o de una especie creciendo en diferentes

condiciones (Hunt, 1978).


15

2.6. El cultivo de chile

La importancia del cultivo del chile en México radica principalmente en el aporte

económico de este para el país. La producción de chile en sus diferentes variedades en

México alcanzó las 2.3 millones de toneladas, con un valor que rebasa los 22 mil 500

millones de pesos. El consumo per cápita de chile verde en México es de 16 kilogramos

al año y se cultiva en una superficie de 149 mil hectáreas, por lo que se considera una de

las principales variedades del país (SAGARPA, 2017).

Además, este producto participa con cerca del 20 por ciento de producción de

hortalizas en el país y a nivel mundial, México se ubica como el segundo productor de

chile verde; donde sus principales destinos de exportación son Estados Unidos, Canadá y

España, entre otros (SAGARPA, 2017).

2.6.1. Origen del chile habanero

Diversos estudios han definido como centro de origen del género Capsicum a una

gran área ubicada entre el sur de Brasil y el este de Bolivia, el oeste de Paraguay y el

norte de Argentina. En esta región se observa la mayor distribución de especies

silvestres en el mundo (Ruiz-Lau et al., 2011).

Capsicum annuum L., como la de mayor importancia entre las especies de los

chiles cultivados, con origen, domesticación y diversificación en México, se dispersó a

través del mundo en la época colonial, y se ha convertido en uno de los saborizantes más

importantes en la cocina mundial (Aguilar-Rincón et al., 2010).


16

En el caso particular del chile (Capsicum spp), existen cinco especies cultivadas

(C. annuum, C. chínense, C. pubescens, C. frutescens y C. baccatum) y alrededor de 25

silvestres y semicultivadas (Hernández-Verdugo et al.).

2.6.2. Usos del chile habanero

El interés por este cultivo no se centra únicamente en su importancia económica y

el uso del fruto para el consumo humano; también se ha demostrado que el chile es una

fuente excelente de colorantes naturales, minerales y vitaminas A, C y E. Además de su

uso como alimento o condimento, el chile habanero es utilizado en medicina, debido a la

presencia de unos compuestos denominados capsaicinoides, determinan el grado de picor

en la mayoría de los frutos del género Capsicum (Ruiz-Lau et al., 2011).

Existen productos farmacéuticos hechos a base de extracto de chile habanero que

sirven para aliviar dolores musculares. También se usa en ungüentos, lociones y cremas

para tratar externamente problemas de dolor crónico relacionado con artritis, gota,

neuralgias y cicatrices quirúrgicas. Del chile habanero se extraen oleorresinas, cuya

aplicación, además de la industria alimentaria, se extiende a la industria química para la

elaboración de pinturas, barnices y gases lacrimógenos (Ruiz-Lau et al., 2011).

2.6.3. Principales entidades productoras

En México, el chile habanero es ampliamente consumido especialmente en los

estados de Yucatán, Quintana Roo, Campeche y Tabasco. Yucatán ocupa uno de los

primeros lugares de importancia en cuanto a la siembra de esta hortaliza (Tucuch-Haas et

al., 2012).


17

El estado de Yucatán es el principal productor de chile habanero con una

superficie sembrada de 708 ha y un volumen de producción de 3295 Mg, seguido por los

estados de Tabasco, Campeche y Quintana Roo (Navarro et al., 2008).

Figura 2.2 principales entidades productoras de Chile Habanero (Capsicum chinense

Jacq).

2.6.4. Características morfológicas del chile habanero

El chile habanero se clasifica como de clase Angiosperma, subclase

Dicotiledóneas, superorden Simpétalas, orden Tubifloral, familia Solanácea, género

Capsicum y especie C. chinense Jacq (Ruiz-Lau et al., 2011).


18

La planta del chile habanero posee una raíz principal de tipo pivotante, la cual se

profundiza de 0.20 a 0.60 m, con raíces secundarias extendidas que varían en longitud

dependiendo del tipo de suelo. En condiciones de cultivo de cielo abierto, la planta tiene

un hábito de crecimiento intermedio con una altura que puede variar de 0.40 a 1.0 m. No

obstante, cuando se cultiva en condiciones protegidas (invernadero o casa sombra), su

altura puede rebasar 1.5 m. Las hojas son de color verde oscuro brillante, de forma oval

y, dependiendo del manejo del cultivo, en ocasiones pueden alcanzar hasta 15 cm de

largo por 10 cm de ancho; el margen normalmente ondulado es una característica

distintiva de C. chinense (Estrada et al., 2006).

III. MATERIALES Y MÉTODOS

19


3.1 Localización del sitio experimental

El proyecto se realizó en un invernadero, de la Universidad Autónoma Agraria

Antonio Narro Unidad Laguna de la ciudad de Torreón Coahuila, México. Las

coordenadas geográficas que la delimitan son: 103° 37´ 55´´ de longitud, 25° 55´ 72´´

latitud y una altitud de 1124 msnm. El estudio se realizó durante los meses noviembre

2017 y febrero de 2018.

Figura 3.1 Localización geográfica del sitio experimental


20

El invernadero es tipo capilla de 9 por 24 m, construido con tuvo galvanizado y

cubierta de polietileno calibre 720. Humedad relativa de 60-70% y temperatura de 24 ±

2°C, y una radiación del 70 % en relación a la externa.

3.2 Acondicionamiento del sitio experimental

La investigación se llevó a cabo de un invernadero tipo capilla de 9 m por 24 m,

construido con tuvo galvanizado y cubierta de polietileno.

Para las macetas se utilizaron bolsas de plástico negro de 10 kg; para ser llenadas

de la mezcla previamente elaborada con una proporción de 45 % Peat Moss (Turba

negra) previamente solarizado, 45 % arena solarizada y desinfectada y 10 % de perlita.,

en la cual se estableció una planta por maceta.

La solarización es un término que se refiere a la desinfestación del suelo por

medio del calor generado de la energía solar capturada. Es un proceso hidrotérmico, que

tiene lugar en el suelo húmedo el que es cubierto por una película plástica y expuesto a la

luz solar (Chen y Katan, 1980).

Para llevar a cabo la solarización de la arena y del Peat Moss, se ubicó un área

despejada y con mayor incidencia solar, y sobre un plástico transparente se colocó la

arena y de igual manera el Peat Moss. Cabe mencionar que antes de ser desinfectada la

arena se solarizo esto con la finalidad de eliminar una gran carga de patógenos,

posteriormente se le realizó una a desinfección con ácido sulfúrico al 2% por 24 horas.

La solarización se realizó durante un periodo de una semana, se utilizó plástico

de polietileno color blanco calibre 600, con una temperatura inicial de 24 °C y llegando


21

a alcanzar una temperatura de 60 °C la arena y el Peat Moss con temperatura inicial de

20 °C y alzando una temperatura final de 58 °C.

Figura 3.2 Preparación de la mezcla (45 % Peat Moss (Turba negra), 45 % arena y 10 %

perlita)

3.3 Tratamientos

Para este proyecto se utilizaron dos tratamientos, para el tratamiento uno, se

utilizó el hongo Trichoderma spp. a una concentración de 106 conidios/ ml (Hinojosa et

al., 2009), para la inoculación de las plántulas. La inoculación se realizó directamente a

la raíz de la plántula, utilizando una jeringa de 5 ml; Como tratamiento dos se usó un

testigo sin inoculo.


22

3.4 Materiales

3.4.1 Material general

Los materiales utilizados fueron; pala, plástico, arena, Peat Moss, perlita, bolsas

de plástico de 10 kg, vasos de unicel, vaso de precipitado, agitador de vidrio, jeringa,

tensiómetro, pH metro.

3.4.2 Material vegetativo

Para esta investigación se utilizó chile habanero (Capsicum Chinense JACQ),

variedad Orange. Plántulas proporcionadas por el Doctor Vicente De Paul Alvares Reyna

de la Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro.

3.4.3 Material Microbiológico

Para la inoculación del cultivo se usó un hongo comercial de Trichoderma spp.,

nombre comercial TRICOFUNGI, con procedencia del estado de Puebla, México. Sus

especificaciones son las siguientes: ajustar el pH de 6 a 7 con buffer, disolver en un

dispersante no iónico y sin fenol.


23

Figura 3.3 Presentación comercial del hongo Trichoderma spp.


24

3.5 Diseño experimental

Se utilizó un diseño completamente al azar, conformado por el hongo

comercial, y el testigo sin inoculo. Cada tratamiento contó con cuatro repeticiones.

Con un total de 32 áreas experimentales.

Figura 3.4 Área experimental, dos tratamientos cada uno con 4 repeticiones, con un

total de ocho macetas. Nota: por tratarse de muestreo destructivo se

tuvieron que agregar doce macetas más por tratamiento.


25

Cuadro 3.1 Distribución de los tratamientos completamente al azar. Se tuvieron dos

tratamientos, con una misma fertilización.

T1 R1

T2 R4

T1 R4

T2 R2

T2 R1

T1 R4

T2 R2

T1 R3

T1 R2

T2 R3

T1 R3

T2 R4

T1 R4

T2 R3

T2 R2

T1 R3

T1 R2

T2 R3

T1 R1

T1 R2

T2 R2

T2 R4

T1 R1

T2 R1

T1 R1

T2 R1

T2 R3

T1 R4

T1 R3

T2 R1

T1 R2

T2 R4

Inoculación

Antes de ser trasplantadas las plántulas a la maceta, fueron colocadas en

recipientes con 250 g de la mezcla preparada con anticipación y previamente

solarizada, para ser posteriormente inoculadas con 1 mL de las suspensión de

106 conidios/mL de Trichoderma spp. (Hinojosa et al., 2009), y el testigo.


26

Se mantuvieron en dichos contenedores por una semana para asegurar la

supervivencia de la plántula con el inoculo para su posterior trasplante a maceta a los

35 días después de su germinación.

Figura 3.5 Plántulas inoculadas con el hongo Trichoderma Spp., previo al trasplante

a maceta, a los treintaicinco días.

3.5 Trasplante

Una vez trasplantadas las plantas se mantuvieron en condiciones de

invernadero con humedad relativa de 60-70% y temperatura de 24 ± 2°C, y una

radiación del 70 % (784 w/m2) en relación a la radiación externa que es de 1120

w/m2.


27

La plaga de mosquita blanca se controló con un producto orgánico compuesto

por ajo y chile molido del cual se disolvieron 10 g/L para su respectiva aplicación

manual con un atomizador.

Figura 3.6 Trasplante de las plántulas a las macetas a los 35 días después de su

germinación.

3.6 Riego

El riego se realizó manualmente, manteniendo una humedad constante

considerando la capacidad de campo del sustrato utilizado, se manejó un tensiómetro con

el cual se midió la escala (6 PSI) de humedad a la cual se mantuvo durante todo el

experimento.

Medidor de pH y humedad en tierra, tipo trompo modelo phs0010, este medidor

de pH y humedad es el instrumento ideal para comprobar si sus plantas tienen la


28

humedad necesaria y si el suelo tiene el nivel de acidez adecuado para un apropiado

crecimiento. Características: pantalla: analógica, rango de pH: 3 – 8, rango de humedad:

1 – 8.

3.7 Fertilización

Se preparó la solución nutritiva Steiner, con la que se regaron y fertilizaron los

tratamientos.

Cuadro 3.2 Solución nutritiva Stainer preparada para el riego del cultivo.

Compuesto Cantidad de Fertilizante (g) en 200 litros de agua

Nitrato de Calcio Ca(NO3)2

Nitrato de Potasio KNO3

Nitrato de Magnesio MgN3

Sulfato de Magnesio MgSO4

Ácido Fosfórico H3PO4

46.36

144.57

54.49

42.94

13.4 mL

3.9. Muestreo de plantas

Se realizaron tres muestreos cada veinte días por tratamiento a los 20, 40 y 60

días después del trasplante (ddt). Separando en órganos vegetativos (tallos, ramas, hojas),

obteniendo su área foliar, posteriormente se colocaron en bolsas de papel llevándolas a


29

una estufa de desecación a 62° por 24 horas, hasta mantener un peso constante. Esto se

realizó para que posteriormente se calcularan los índices de crecimiento vegetal del

cultivo.

3.10. Variables evaluadas

Variables de crecimiento del cultivo

Estas variables se evaluaron en intervalos de 20 días desde el momento de trasplante de

las plántulas hasta los 60 días ddt. Esto debido a que el cultivo sufrió una caída en su

curva de crecimiento, debido a las fallas dentro del invernadero.

3.10.1. Número de hojas

Se realizó haciendo un conteo de hojas, por repetición.

3.10.2. Longitud del tallo de la planta en cm

Para realizar esta medición se utilizó una cinta métrica.

3.10.3. Longitud de raíz en cm

Se determinó midiendo desde el final del tallo e inicio de raíz hasta el extremo

más distal de la raíz.

3.10.4. Área foliar

Se determinó en cada muestreo para todas las repeticiones mediante el uso de

una tabla cuadriculada en cm2, en la cual se midió cada hoja para determinar su área,

luego, la sumatoria de todas las hojas nos dio como resultado el área foliar de la planta.


30

3.10.5. Peso seco de raíz, tallo y hojas

Se tomaron los tejidos seccionados, separando en órganos vegetativos (tallos,

ramas, hojas), obteniendo su área foliar, posteriormente se colocaron en bolsas de papel

llevándolas a una estufa de desecación a 62°C por 24 horas. Para luego de esto

determinar el peso seco de cada una de las partes, pesándose en una balanza analítica. De

acuerdo a la metodología propuesta por Escalante y Kohashi (1993).

Figura 3.7 Muestras de las plantas en la estufa para obtener el peso seco de la

planta

3.10.6 Índice de eficiencia fisiológica del cultivo

Con los valores obtenidos de materia seca de las láminas foliares, materia seca

total, área foliar y el tiempo entre muestreos se calcularon los índices de crecimiento

siguientes (Sedano-Castro et al., 2005):


31

3.10.7 Variables de eficiencia fisiológica

Tasa de Crecimiento del Cultivo (TCC).

Indica la acumulación de biomasa por unidad de tiempo (velocidad de los procesos

metabólicos).

……………………………………….………….…….Ec. (1)

Donde:

A = Área donde el peso seco fue registrado.

P1 = Peso seco de muestra 1

P2 = Peso seco de muestra 2

T1 = Fecha de muestreo 1 expresado en ddt

T2 = Fecha de muestreo 2 expresado en ddt

Tasa de asimilación neta (TAN)

Es un estimador de la eficiencia fotosintética de la planta. ( g ms m2 dia-1 )

……………………….. Ec. (2)

Donde:

Log e = Logaritmo natural

PS = Peso seco de las muestras en T1 y TE

AF = Área foliar en el periodo T1 y T2.


32

3.10.8. Extracción del nitrógeno

Se analizaron en laboratorio las láminas foliares recolectadas de los órganos (raíz,

tallo y hojas), por separado para conocer la concentración de nitrógeno total, mediante el

método de Kjeldahl.

Se utilizó un análisis de varianza bajo el modelo completamente al azar, con el

paquete estadístico Minitab 17 y la prueba de Tukey (P ≤ 0.05) para la comparación de

medias.

VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

33

IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1 Índices de eficiencia fisiológica del cultivo

El análisis de varianza indica para los componentes de eficiencia fisiológica

diferencia estadísticamente significativa para los tratamientos (Cuadro 4.1). En ambos

tratamientos la TCC y TAN presentaron una fase lenta hasta los 40 días, sin embargo en

el tratamiento con bioestimulantes inoculados se aprecia una diferencia relevante de los

20 a 60 días de 0.121 y 0.80 g.m2 día-1 respectivamente, siendo con los bioestimulantes

de crecimiento vegetal trichoderma spp, quienes presentaron los valores más altos de

TCC y TAN, lo cual indica una mayor actividad metabólica del cultivo.


34

Cuadro 4.1 Índice de crecimiento de chile habanero con hongo trichoderma vs testigo

Índices Muestreo (ddt) T1 (testigo) T2 (hongo)

TCC

g.m2 día-1

TAN

g.m2 día-1

20-40

40-60

20-60

20-40

40-60

20-60

0.011b

0.016b

0.050b

3.338b

1.05b

2.50b

0.048a

0.049a

0.171a

4.555a

2.66a

3.30a

Medias entre columnas seguidas con la misma letra no son significativamente diferentes

(Tukey; P ≤ 0.05); ddt = días después del trasplante.

La utilización de bioestimulantes de crecimiento vegetal generaron una mayor

eficiencia fotosintética al generar una mayor velocidad de sus procesos metabólicos así

como una mayor eficiencia fotosintética al presentarse los valores más altos de TCC y

TAN, lo que puede atribuirse a que las plantas inoculadas con el hongo presentan la

capacidad de transformar la materia orgánica y solubilizar fosfatos orgánicos e

inorgánicos (Vera et al., 2002 y Godes, 2007), contribuyendo de esta manera a una mejor

nutrición vegetal con lo que se hace más eficiente su producción de biomasa.


35

4.2. Extracción de Nitrógeno

Cuadro 4.2 Índice del comportamiento relativo del aparato fotosintético de Chile

habanero con Bioestimulantes.

Medias entre columnas seguidas con la misma letra no son diferentes estadísticamente


Se encontró una mayor extracción por parte del tratamiento con bioestimulantes a

los 60 ddt, con un valor de 142 mg por planta. Esto contrastó con el testigo sin inoculo a

los 60 ddt, que sólo alcanzó una extracción de 108.3 mg por planta. Lo cual se asume

debido a una mayor disponibilidad de nitrogeno soluble. Harman 2000, señala que el

hongo Trichoderma spp. posee la habilidad para solubilizar varios nutrientes de las

plantas de sus fases minerales insolubles o escasamente solubles.

Dicha extracción permitió en el tratamiento con bioestimulantes una mayor

eficiencia fisiológica del cultivo al presentar una alta velocidad de sus proceso

metabólicos como valores superiores de tasa de crecimiento de cultivo con respecto al

testigo sin inoculo (Cuadro 4.1). Lo que puede atribuirse a la acción del bioestimulante

de crecimiento (Harman, 2000), el cual menciona que el factor de crecimiento no

Índice Muestreo (ddt) T1 (testigo) T2 (hongo)

Extracción de nitrógeno

(N)

mg/planta

20

40

60

60.02b

193.13b

108.3b

315.53a

208.78a

142.30a


36

únicamente se debe a la protección contra patógenos, sino también a la presencia de un

factor regulador de crecimiento.

4.3 Raíz

Cuadro 4.3 Índice de longitud y peso seco de raíz en plantas de chile habanero

Índice Muestreo (ddt) T1 (testigo) T2 (hongo)

Longitud de raíz

(Lr)

cm

Peso seco de raíz

(Ps)

g . m2

20

40

20

20

40

20

31.5b

34.5b

54b

0.044b

0.105b

0.339b

42a

54a

84a

0.065a

0.167a

0.495a

Medias entre columnas seguidas con la misma letra no son significativamente diferentes


El tratamiento dos mostró un efecto positivo sobre la longitud de la raíz (Lr), con

mejores resultados para las plantas tratadas con el hongo bioestimulante Trichoderma

spp., con un incremento de 20 %, en comparación con el testigo. Así mismo el


37

tratamiento inoculado presento resultados significativamente superiores sobre el peso

seco (Ps) 13.5%, con respecto al tratamiento control.

Los resultados anteriores concuerdan con reportes de otros autores que han

señalado importantes incrementos en el crecimiento de plántulas inoculadas

con Trichoderma spp. por ejemplo, el aumento de la biomasa de plantas de fríjol

(Dandurand y Knudsen, 1993), mayor crecimiento del sistema radicular de plantas de

maracuyá (Hinojosa et al., 2007).

V. CONCLUSIONES

38

V. CONCLUSIÓNES

El tratamiento inoculado con bioestimiulantes (hongo trichoderma spp) genero

una mayor eficiencia fotosintética en el cultivo al presentar los valores más altos de tasa

de asimilación neta durante el periodo vegetativo del cultivo.

El cultivo presentó su mayor actividad metabólica con la inoculación del

bioestimulante evaluado a base de esporas de trichoderma spp. pues presenta los valores

más altos para la tasa de crecimiento del cultivo.

Con el uso de bioestimulantes de crecimiento vegetal, se observó una mayor

extracción de nitrógeno, obteniendo una mayor eficiencia en la producción de biomasa,

con respecto al testigo sin inoculo.

El uso de bioestimulantes de crecimiento presentó una importante distribución de

fotoasimilados hacia la raíz arrojando un mayor peso seco y longitud de este.

VI. LITERATURA CITADA

39


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Trichoderma spp. COMO BIOESTIMULANTE DE CRECIMIENTO EN …

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