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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS MÉDICAS
INSTITUTO SUPERIOR DE POSTGRADOS
ESCUELA DE MEDICINA
POSTGRADO DE PATOLOGIA CLINICA / MEDICINA DE LABORATORIO
Estabilidad de TP, TTP e INR en muestras de sangre total y plasma
citrato, en diversas condiciones de almacenamiento y tiempo de
procesamiento, en pacientes con insuficiencia renal crónica en
hemodiálisis, con tratamiento anticoagulante y pacientes clínicamente
sanos.
Informe final de investigación presentado como requisito para optar por el
Título de Especialista en Patología Clínica-Medicina de Laboratorio
Autora: Dra. Asanza Morales.Gabriela del Rocío
Tutor : Dr. Francisco Barrera.
Quito, Diciembre 2016
II
DEDICATORIA
A mi madre, por su ejemplo de generosidad y compasión, pese a todas las
adversidades, no dejó de confiar en mi.
A mi hijo, Rodrigo por su paciencia, apoyo y confianza.
Gracias
III
RECONOCIMIENTO
La realización del presente trabajo fue posible al apoyo y asesoramiento de
mis profesores, Doctor Kléver Sáenz y Doctor Francisco Barrera.
Al equipo técnico de laboratorio Net-Lab S.A.
A Delia compañera incansable en mis batallas.
Eternamente, reconocida.
IV
© DERECHOS DE AUTOR
Yo, Gabriela del Rocío Asanza Morales en calidad de autora del trabajo de
investigación: ―Estabilidad de TP, TTP e INR en muestras de sangre total
y plasma citrato, en diversas condiciones de almacenamiento y tiempo
de procesamiento, en pacientes con insuficiencia renal crónica en
hemodiálisis, con tratamiento anticoagulante y pacientes clínicamente
sanos” autorizo a la Universidad Central del Ecuador a hacer uso de todos
los contenidos que me pertenecen o parte de los que contiene esta obra, con
fines estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la
presente autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo
establecido en los artículos 5, 6, 8; 19 y demás pertinentes de la Ley de
Propiedad Intelectual y su Reglamento.
Dra. Gabriela del Rocío Asanza Morales
C.I.: 1716756489
Email: [email protected]
Fijo: 022521671
Celular: 0984251390
V
APROBACIÓN DELTRABAJO DE TITULACIÓN DE INVESTIGACIÓN
Yo, Juan Francisco Barrera Guarderas en mi calidad de tutor del trabajo de
titulación, modalidad Proyecto de Investigación, elaborado por GABRIELA
DEL ROCÍO ASANZA MORALES; cuyo título es: ―Estabilidad de TP, TTP
e INR en muestras de sangre total y plasma citrato, en diversas
condiciones de almacenamiento y tiempo de procesamiento, en
pacientes con insuficiencia renal crónica en hemodiálisis, con
tratamiento anticoagulante y pacientes clínicamente sanos.”, previa a la
obtención de Grado de especialista en Patología clínica- Medicina de
laboratorio; considero que el mismo reúne los requisitos y méritos necesarios
en el campo metodológico y epistemológico, para ser sometido a la
evaluación por parte del tribunal examinador que se designe, por lo que lo
APRUEBO, a fin de que el trabajo sea habilitado para continuar con el
proceso de titulación determinado por la Universidad Central del Ecuador.
En la ciudad de Quito, a los 30 días del mes de diciembre de 2016
Dr. Juan Francisco Barrera Guarderas.
DOCENTE- TUTOR
C.C1708072846
VI
ÍNDICE DE CONTENIDOS
DEDICATORIA ................................................................................................................. I
RECONOCIMIENTO ....................................................................................................... III
© DERECHOS DE AUTOR .............................................................................................. IV
APROBACIÓN DELTRABAJO DE TITULACIÓN DE INVESTIGACIÓN ................................. V
ÍNDICE DE CONTENIDOS............................................................................................... VI
LISTA DE TABLAS ........................................................................................................ VIII
LISTA DE ANEXOS ......................................................................................................... IX
LISTA DE GRAFICOS ....................................................................................................... X
RESUMEN ..................................................................................................................... XI
ABSTRACT. ................................................................................................................... XII
INTRODUCCIÓN. ............................................................................................................ 1
CAPITULO I .................................................................................................................... 3
1. EL PROBLEMA DE INVESTIGACIÓN ..................................................................... 3
1.1 Planteamiento del problema ...................................................................... 3
1.2 Justificación ................................................................................................. 5
1.3 Pregunta de la investigación ....................................................................... 5
1.4 Hipótesis: .................................................................................................... 5
1.5 Objetivos ..................................................................................................... 6
CAPITULO II ............................................................................................................... 7
2. MARCO TEÓRICO ................................................................................................ 7
2.1 Pruebas de coagulación. ............................................................................... 12
2.2. Anticoagulantes, mecanismo de acción. ...................................................... 13
2.3 Anticoagulación con heparina de bajo peso molecular ............................... 14
2.4. Variabilidad biológica. .................................................................................. 15
2.5. Herramientas de calidad en el laboratorio clínico. Delta check o Delta
crítico. .................................................................................................................. 16
VII
CAPITULO III ................................................................................................................ 18
3. DISEÑO, UNIVERSO, POBLACIÓN Y MUESTRA ................................................. 18
3.1 Diseño ....................................................................................................... 18
3.2 Variables ................................................................................................... 18
3.3 Operacionalización de variables ............................................................... 19
3.4 Universo y muestra. ...................................................................................... 21
3.5. Recursos. ...................................................................................................... 22
3.6. Descripción general de los instrumentos utilizados .................................... 23
3.7. Plan de análisis de datos .............................................................................. 25
3.8. Consideraciones bioéticas ............................................................................ 25
CAPITULO IV ................................................................................................................ 26
4. RESULTADOS .................................................................................................... 26
4.1 Discusión ....................................................................................................... 38
4.2 Conclusiones................................................................................................. 40
4.3 Recomendaciones ........................................................................................ 41
4.4 MARCO ADMINISTRATIVO ............................................................................ 42
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS. .................................................................................. 43
ANEXOS ....................................................................................................................... 46
Anexo A Formulario de recolección de datos. ........................................................... 46
ANEXO B. Consentimiento informado. ....................................................................... 47
ANEXO C. PROCEDIMIENTO DE EXTRACCIÓN DE SANGRE venosa de la Sociedad
Brasilera de Patología Clínica para la extracción de Sangre Venosa. ......................... 49
ANEXO D. Especificaciones del equipo utilizado en este estudio ............................... 59
ANEXO E. Reactivo para determinación de TP (inserto en español) .......................... 63
ANEXO F. Reactivo para determinación de TTP (inserto en español) ........................ 69
ANEXO G. Documento de Aprobación por la Unidad de Titulación. .......................... 75
ANEXO H. Formulario de evaluación Trabajo de Titulación. ...................................... 76
ANEXO I. Curriculum vitae de la autora. ..................................................................... 78
VIII
LISTA DE TABLAS
Tabla I Distribución por sexo – grupos de estudio. ...................................... 27
Tabla ii Niveles de TP por tipo de paciente estudiado, tiempo y condición de
almacenamiento .......................................................................................... 27
TablaIII Niveles de TTP por tipo de paciente estudiado, tiempo y condición de
almacenamiento .......................................................................................... 27
Tabla IV Niveles de INR por tipo de paciente estudiado, tiempo y condición
de almacenamiento ..................................................................................... 28
Tabla V diferenicas promedio tp ttp e inr en diferentes condiciones de
almacenamiento y tiempo de resguardo pacientes clinicamente sanos ....... 28
Tabla VI Diferencias promedio TP, TTP e INR en diferentes condiciones de
almacenamiento y tiempo de resguardo. Pacientes ERC - hemodiálisis. .... 29
Tabla VII Diferencias promedio TP, TTP e INR en diferentes condiciones de
almacenamiento y tiempo de resguardo. Pacientes anticoagulados -
Warfarina. .................................................................................................... 30
Tabla VIII Diferencias porcentuales (mediana) TP, TTP e INR en diferentes
condiciones de almacenamiento y tiempo de resguardo. Pacientes
Clínicamente Sanos. .................................................................................... 30
Tabla IX Diferencias porcentuales (mediana) TP, TTP e INR en diferentes
condiciones de almacenamiento y tiempo de resguardo. Pacientes ERC -
hemodiálisis. ................................................................................................ 31
Tabla X Diferencias porcentuales (mediana) TP, TTP e INR en diferentes
condiciones de almacenamiento y tiempo de resguardo. Pacientes en
tratamiento anticoagulante. .......................................................................... 32
IX
LISTA DE ANEXOS
Anexo A Formulario de recolección de datos. ............................................. 46
ANEXO B. Consentimiento informado. ........................................................ 47
ANEXO C. PROCEDIMIENTO DE EXTRACCIÓN DE SANGRE venosa de la
Sociedad Brasilera de Patología Clínica para la extracción de Sangre
Venosa. ....................................................................................................... 49
ANEXO D. Especificaciones del equipo utilizado en este estudio ................ 59
ANEXO E. Reactivo para determinación de TP (inserto en español) ........... 63
ANEXO F. Reactivo para determinación de TTP (inserto en español) ......... 69
ANEXO G. Documento de Aprobación por la Unidad de Titulación. ............ 75
ANEXO H. Formulario de evaluación Trabajo de Titulación. ........................ 76
ANEXO I. Curriculum vitae de la autora. ...................................................... 78
X
LISTA DE GRAFICOS
Gráfico I Distribución de edad (años) por grupo .......................................... 26
Gráfico II Estado de adecuación (ok) a criterios de delta crítico. tp 6*,18* y
24** horas. pacientes sanos ........................................................................ 33
Gráfico III. Estado de adecuación (ok) a criterios de delta crítico. Ttp 6*,18* y
24** horas. pacientes sanos ........................................................................ 33
Gráfico IV Estado de adecuación (ok) a criterios de delta crítico. INR 6*,18* y
24** horas. pacientes sanos ........................................................................ 34
Gráfico V. Estado de adecuación (ok) a criterios de delta crítico. tp 6*,18* y
24** horas. pacientes CON ERC EN HEMODIÁLISIS ................................. 34
Gráfico VI. Estado de adecuación (ok) a criterios de delta crítico. Ttp 6*,18* y
24** horas. pacientes CON ERC EN HEMODIÁLISIS ................................. 35
Gráfico VII. Estado de adecuación (ok) a criterios de delta crítico. INR 6*,18*
y 24** horas. pacientes CON ERC EN HEMODIÁLISIS ............................... 35
Gráfico VIII. Estado de adecuación (ok) a criterios de delta crítico. tp 6*,18* y
24** horas. pacientes ANTICOAGULADOS ................................................. 36
Gráfico IX. Estado de adecuación (ok) a criterios de delta crítico. Ttp 6*,18* y
24** horas. pacientes ANTICOAGULADOS ................................................. 36
Gráfico X. Estado de adecuación (ok) a criterios de delta crítico. INR 6*,18* y
24** horas. pacientes ANTICOAGULADOS ................................................. 37
XI
“Estabilidad de TP, TTP e INR en muestras de sangre total y plasma citrato, en diversas condiciones de almacenamiento y tiempo de procesamiento, en pacientes con insuficiencia renal crónica en
hemodiálisis, con tratamiento anticoagulante y pacientes clínicamente sanos.”
Autora: Dra. Gabriela del Rocío Asanza Morales
Tutores: Dr. Juan Francisco Barrera Guarderas
Dr. Washintong Paz
RESUMEN
El procesamiento de las muestras para tiempos de coagulación, tiene que llevar un estricto control (tiempo y almacenamiento) dado la sensibilidad de la prueba. Sin embargo cuando el transporte de la muestra se retrasa y tiene que ser preservada como laboratorio se debe garantizar la veracidad de los resultados. Objetivo: Establecer las diferencias en las concentraciones del TP, TTP e INR, en muestras de sangre total y plasma citrato, si varía la condición de almacenamiento y tiempo de procesamiento de la muestra, en pacientes con ERC en tratamiento dialítico, pacientes anticoagulados y pacientes clínicamente sanos. Material y métodos. Se utilizó un diseño factorial mixto de bloques. Se incluyeron 3 grupos de pacientes todos adultos y de ambos sexos. Se extrajo, un tubo de sangre con citrato de sodio por paciente. Las muestras fueron procesadas en el coagulómetro CS 2100 sysmex. De cada muestra se guardó una alícuota y se preservó a temperatura ambiente, el resto de la muestra fue centrifugada y refrigerada. Las muestras fueron procesadas a las 6, 18 y 24 horas. Para análisis estadístico se usó el programa SPSS v18. Resultados: Previo al cálculo se excluyeron los valores aberrantes ―outliers‖. En el análisis existen diferencias estadísticamente significativas (p<0.05) en TP a las 6-18 y 24 horas, el TTP a las 18h e INR a las 18 y 24h de los pacientes sanos. Los pacientes con enfermedad renal crónica que presentaron p<0.05 fue en TP e INR 6 y 18 horas. Los pacientes anticoagulados presentaron diferencia en TP, TTP e INR a las 18horas (p<0.05). Sin embargo, el análisis Deltacheck, cumple criterios de aceptabilidad para la toma de decisión clínica, excepto en los pacientes con anticoagulantes. Conclusión: La estabilidad de la muestra no presenta cambios clínicamente relevantes, si es preservada a temperatura ambiente (22°C) y temperatura de refrigeración (4±2°C).
Palabras clave: TP, TTPa, INR, ESTABILIDAD. SANGRE TOTAL, PLASMA CITRATO.
XII
“Stability of TP, TTP and INR in samples of total blood and citrate plasma, in different conditions of storage and time of processing, in patients with
chronic renal insufficiency in hemodialysis, with anticoagulant treatment and clinically healthy clients.”
Author: Dra. Gabriela del Rocio Asanza Morales Tutors: Dr. Juan Francisco Barrera Guarderas
Dr Washington Paz
ABSTRACT.
The processing of samples for coagulation times has to maintain a strict control (time and storage) due to sensitivity of the test. However, when transportation of the sample delays and has to be stored, the laboratory must guarantee accuracy of the results. Objetive: Establish differences in concentrations of storage condition and processing time of the sample in patients with IRC in dialysis treatment, anticoagulated patients and clinically healthy patients. Material and methods: a mixed factorial design of blocks was used. Three groups of patients were included, adults and both genders. A tube of blood with sodium citrate per patient was extracted. The samples were processed in the coagulometer CS 2100 sysmex. An aliquot from every sample was kept and stored at room temperature, the rest of the sample was centrifuged and cooled. The samples were processed in 6, 18, and 24 hours. The program SPSS v18 was used for the statistical analysis. Results: Prior to calculations, outliers were excluded. There are statically significant differences in the analysis (p<0.05) en TP at 6-18 and 24 hours, TPP at 18 hours and INR at 18 and 24 hours in healthy patients. Patients with chronic renal disease present p<0.05 in TP and INR 6 and 18 hours. Anticoagulated patients presented differences in TP, TTP and INR at 18 hours (p<0.05). However, the Deltacheck analysis, complies criteria of acceptability for clinic decision making, expect in patients with anticoagulants. Conclusion: Stability of the sample does not present clinically
relevant changes if it is stored at room temperature (22 C) and cool temperature (4+/-2 C) Key words: TP, TTPa, INR, STABILITY, TOTAL BLOOD, CITRATE PLASMA.
El Centro Educacional de Idiomas y Especializaciones Administrativas CENDIA C.A, acuerdo ministerial número 3904, certifica, mediante firma del traductor y sello de la institución, haber realizado la traducción del presente documento.
INTRODUCCIÓN.
Al considerar la diversidad de criterios, en cuanto al manejo y conservación
de las muestras, para la realización de tiempos de coagulación y ante la
escasa información respecto al comportamiento de las variables en muestras
preservadas, este trabajo valorará el efecto del tiempo 6 - 18 y 24 horas pos
toma, sobre los tiempos de coagulación, bajo condiciones de manejo de
muestras sanguíneas diferentes a las recomendadas (temperatura y
condición de almacenamiento), y se definirá si la estabilidad (resultados) se
alteran, aplicando a tres grupos de pacientes, clínicamente sanos, otros con
enfermedad renal crónica en hemodiálisis y pacientes en tratamiento con
anticoagulantes independientemente de su patología.
De acuerdo a las recomendaciones del Clinical and Laboratory Standards
Institute (CLSI) norma H21-A5 , las muestras para Tiempo De Protrombina
(TP) tienen que ser procesadas dentro de las primeras 24 horas pos toma y
para Tiempo Parcial De Tromboplastina Activada (TTP) se procesará,
máximo 4 horas posteriores a su toma a temperatura de 25 ° C.(1) Sin
embargo, no existen recomendaciones si fuese necesario almacenar la
muestra a temperatura de refrigeración.
Dado la relevancia clínica que tienen los estudios de coagulación, en el
diagnóstico y seguimiento de ciertas patologías hematológicas, se ha
enfocado este estudio en cómo influenciaría en el resultado de los
parámetros de coagulación TP, TTP e INR si se modifican: la temperatura de
almacenamiento, y tiempo de procesamiento; al resultado obtenido se aplicó
variabilidad biológica intra e interindividual mediante la herramienta de
calidad en laboratorios DeltaCheck.
2
Este estudio se lo realizará bajo estrictas normas de calidad, en un
laboratorio especializado de referencia a nivel nacional, NETLAB S.A.
ubicado en Quito, cuenta con la garantía de Certificación ISO 9001: 2008,
ISO 15189, está acreditado por Accreditation Canada (ISQua).
Palabras clave: TP, TTPa, INR, ESTABILIDAD. SANGRE TOTAL, PLASMA
CITRATO.
3
CAPITULO I
1. EL PROBLEMA DE INVESTIGACIÓN
1.1 Planteamiento del problema
De acuerdo a la guía del Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI)
norma H21-A5, las condiciones pre analíticas previo procesamiento de
muestras de tiempos de coagulación en el laboratorio deben ser de extremo
control, dado la sensibilidad de las mismas. (1)
En la recolección de la muestra, se vigilará: la concentración de
anticoagulante (citrato de sodio), la superficie de contacto (tubo contenedor)
y la centrifugación inmediata de la sangre citrada para obtener plasma.
Para la conservación de muestras se recomienda que:
a) Para Tiempo De Protrombina (TP), la muestra tiene que ser procesada
dentro de las primeras 24 horas pos toma.
b) Para Tiempo Parcial De Tromboplastina Activada (TTPa) se procesará
la muestra, hasta 4 horas posteriores a su toma a temperatura de 25 °
C.
Muestras para evaluar función plaquetaria se procesan dentro de las 4 hs.
Posterior a la extracción de la muestra.
Para su transporte: Cualquiera sea la distancia se remitirán las muestras de
plasma citrato congeladas (-2°C), y en un medio de transporte adecuado
para su conservación, en un tiempo no mayor al recomendado.
4
De la estabilidad: para usar plasma o reactivos congelados, descongelarlos
rápidamente a 37ºC, dejar a temperatura ambiente 30 minutos y utilizarlos
antes de 2 horas. No deben usarse muestras congeladas y descongeladas
más de una vez.
Sin embargo se han realizado estudios como el de Zurcher,et al. (2008)
donde se sugiere que, el uso de muestras de sangre entera transportadas a
temperatura ambiente pueden ser aceptadas para posterior realización de
análisis de la coagulación. Además dentro de los resultados se recalcan que
los parámetros investigados medidos después de 24 – 48 horas posterior a la
recolección de muestras no presentan cambios clínicamente significativos.(2)
Otro estudio, (Rao, LV 2000) demostró que existen diferencias
estadísticamente significativas, pero sin relevancia clínica, dependiendo de la
prueba a realizarse sea TTPa o TP y la muestra mantiene su estabilidad
hasta 12 h y 24 h respectivamente, con almacenamiento a temperatura
ambiente y refrigeración. (3)
La relevancia de este estudio radica en demostrar que la estabilidad
(resultados) del TP, TTPa, e INR no se ve afectada al modificar las
condiciones de manejo establecidas y si se presentan cambios significativos
no serán clínicamente relevantes, demostrable mediante la aplicación de
herramientas de calidad en el laboratorio.
Este estudio no toma en cuenta las solicitudes de urgencia de tiempos de
coagulación, ni muestras donde se soliciten dosificación de factores de
coagulación.
5
1.2 Justificación
La necesidad, de estandarizar los procedimientos de manejo de muestras en
el caso que requieran mayor tiempo de almacenamiento, y por ende el
procesamiento será más tardío. La determinación del efecto sobre los
resultados en diferentes grupos de pacientes.
1.3 Pregunta de la investigación
¿Cómo alteraría en la estabilidad de las pruebas de tiempos de coagulación,
si variamos la temperatura de almacenamiento y el tiempo de procesamiento
de la muestra, independientemente de que el paciente sea sano, presente
patología renal, o tome anticoagulantes?
1.4 Hipótesis:
Habría alteración en la estabilidad de las pruebas para TP, TTP e INR, si
existen modificaciones en las condiciones de manejo y almacenamiento de la
muestra, demostrable en diferentes grupos de pacientes.
6
1.5 Objetivos
1.5.1. Objetivo general
Establecer las diferencias en las concentraciones del TP, TTP e INR, en
muestras de sangre total y plasma citrato, si varía la condición de
almacenamiento y tiempo de procesamiento de la muestra, en pacientes con
enfermedad renal crónica (ERC) en tratamiento dialítico, pacientes
anticoagulados y pacientes clínicamente sanos.
1.5.2. Objetivos específicos.
a) Establecer el impacto sobre la determinación cuantitativa de TP, TTP e
INR al procesar la muestra en diferentes condiciones de almacenamiento
(temperatura de refrigeración y temperatura ambiente). Utilizando
muestras de plasma y sangre total, respectivamente.
b) Analizar si la estabilidad del TP, TTP e INR no se modifica al procesar la
muestra de plasma citrato inmediatamente posterior a la toma y su valor
se mantiene si es procesada después de: 6, 18 horas de su toma, la
muestra de sangre total se procesará 24 horas después.
c) Evaluar si la estabilidad de las muestras de pacientes sanos, con IRC en
tratamiento dialítico y pacientes anticoagulados se mantiene al variar los
estándares conocidos.
d) Generar recomendación de manejo de muestra
7
CAPITULO II
2. MARCO TEÓRICO
Los procesos de hemostasia y coagulación son dinámicos y complejos, su
finalidad, es lograr evitar hemorragia ante la presencia de una lesión tisular.
En los mencionados procesos intervienen el endotelio vascular, las plaquetas
y los factores de coagulación.(4) Se realizará una revisión de la teoría celular
de la coagulación anteriormente llamada cascada de la coagulación.
Hemostasia: Ante una lesión, donde se afecta la integridad de los vasos
sanguíneos, la hemostasia se activa para detener la hemorragia. Esta tiene
dos fases:
La hemostasia primaria
Controla la hemorragia mediante vasoconstricción con posterior activación
plaquetaria y su característica es ser temporal. Al fenómeno de formación de
fibrina se le denomina hemostasia secundaria y la función es reforzar el
tapón hemostático. (5)
En el endotelio se da un control rápido de la hemorragia, mediante la
vasoconstricción, se inicia la secreción de factor tisular (FT), y se genera
trombina que permite la adhesión plaquetaria además se producen
activadores de plaquetas, leucocitos y monocitos. (5)(6)
El flujo sanguíneo cambia la fluidez y hemostasia normales, se facilita el
transporte de plaquetas y factores a la lesión, luego se limpia el área de
plaquetas y factores activados. Los eritrocitos intervienen en la hemostasia
8
liberando adenosíndifosfato para la adhesión plaquetaria e incrementando su
reactividad. Los neutrófilos en cambio inhiben la activación plaquetaria y su
reclutamiento, y así se modula el tamaño del coágulo. (5)(7)
Plaquetas
Plaquetas o trombocitos, son fragmentos citoplasmáticos de los
megacariocitos, contienen gránulos que poseen múltiples factores
hemostáticos e inflamatorios, además de actina que retrae el coágulo y que
permite el cambio de forma y contracción plaquetarias. Posee además un
sistema canalicular citoplasmático que le permite intercambiar sustancias con
el plasma; cuando su membrana esta activada se acelera la hemostasia.
La formación del coágulo plaquetario tiene varias etapas:
a) Adhesión al subendotelio expuesto a la sangre: las plaquetas se unen al
colágeno vascular y luego se convierten en esferas con pseudópodos.
b) Secreción de sustancias que aceleran la formación del coágulo. Los
agonistas se unen a sus receptores plaquetarios e intervienen en la
(agregación) plaquetaria. El fibrinógeno y su receptor, la glicoproteína
IIb/IIIa, participan en la agregación. Las plaquetas activadas aceleran la
formación de fibrina y proveen los fosfolípidos de las reacciones de la
fase fluida. La membrana activada expone fosfolípidos negativos,
expresa ligandos para los factores Va, VIIIa, IX, IXa y Xa y ofrece una
superficie ideal para las reacciones hemostáticas
c) Reparación tisular. (5)(6)
Hemostasia Secundaria.
De acuerdo al modelo celular se divide en: iniciación, amplificación y
propagación.
9
Fase de Iniciación.
Para que la hemostasia secundaria se active, tiene que haber lesión del
endotelio, donde hay lugar al contacto del plasma con el factor III conocido
también como factor tisular, presente en las membranas celulares. El factor
VII en el plasma es proteína dependiente de vitamina k, circula de forma
activada y no activada, esta se une al factor tisular, forma el complejo FT/VIIa
y estimula a proteasas procoagulantes y anticoagulantes. El complejo puede
activarse a si mismo y activa el factor IX y X, este último activa al factor V y
otras proteasas no coagulantes. Sin embargo, puede ser inhibido por la vía
del factor tisular (inhibidor) (TFPI, por sus siglas en inglés) o por la
antitrombina III (ATIII).
Las características del factor VIIa
a) En su forma libre, no puede ser inactivado por proteasas plasmáticas.
b) Tiene una vida media de dos horas.
c) Está protegido de la inactivación a menos que se encuentre unido al FT.
d) Su función principal es circular de manera libre y buscar sitios donde esté
presente el FT.
Mientras tanto, el factor Xa que se mantiene en la superficie celular, se
combina con el factor Va y produce pequeñas cantidades de trombina (paso
fundamental en la activación plaquetaria y del factor VIII durante la
amplificación). (7,8)
Fase de Amplificación
La trombina generada actúa como:
a) Potente activador de las plaquetas que están adheridas a la superficie
endotelial mediante el receptor (glicoproteína Ia/IIa) y el factor Von
Willebrand.
10
b) Activa además el factor V, convierte el factor VIII activándolo y este
funciona como cofactor del factor IXa para mantener generando factor
Xa.
c) Convierte el factor XI en XIa
En esta fase también se activan los anticoagulantes naturales TFPI (inhibidor
del complejo TF/FVIIa), antitrombina y proteína C, importantes en la
regulación procoagulante. (8)(9)
Fase de Propagación.
En las superficies celulares ricas en fosfolípidos procoagulantes,
principalmente en las plaquetas, el factor XIa convierte FIX en activado, el
factor IXa junto con el VIIIa, se unen a la membrana de las plaquetas y
forman el complejo de «ten asa» (se compone del factor IXa, VIIIa, X y
calcio) activa al factor X, forma factor Xa. Se considera que el complejo
tenasa es 50 veces más eficaz para activar al factor X que el complejo de
FT/VIIa
El factor Xa inicia el ensamble del complejo de protrombinasa, el cual es
constituido por el factor Va, Xa y calcio (FXa/FVa + Ca), el complejo cataliza
la conversión de trombina suficiente para la formación de fibrina e iniciar
(cascada de trombina) con la subsecuente formación de fibrina y la formación
del coágulo.
La trombina activa al FXIII o factor estabilizador de fibrina, el cual forma
enlaces covalentes entre las cadenas de fibrina para la formación del
coágulo y del inhibidor fibrinolítico (TAFI), que tiene un efecto positivo en la
estabilidad del coágulo y una resistencia a la plasmina que limita la lisis.
(9)(7)
Inhibición de la Coagulación.
11
La función de los inhibidores, es controlar la cascada de coagulación ante la
presencia de una lesión vascular y mantener las condiciones fisiológicas. En
este proceso se involucran:
a) Vía de la proteína C/ proteína S.
b) Antitrombina, Cofactor de heparina II, TFPI (inhibidor del factor tisular) e
inhibidor C1, son proteasas inhibitorias circulantes que eliminan los
factores de la coagulación atacando sus sitios activos de acción.
c) Sistema fibrinolítico. (4,10)
-Proteína C. es una glucoproteína dependiente de vitamina K, ejerce sus
acciones anticoagulantes inactivando los factores V y VIII que actúan como
cofactores en la activación de los factores X y II; y promoviendo la fibrinólisis
por la inhibición del inhibidor de activador del plasminógeno PAI-I. La
activación de la proteína C se limita a las superficies endoteliales vasculares,
por la trombina a través de la unión con su receptor (EPCR) y la
glucoproteína transmembrana la trombomodulina con su cofactor la proteína
S.
-Proteína S. tiene actividad anticoagulante, en ausencia de Proteína Ca,
compitiendo con la protrombina (unión al factor Va), inhibiendo al factor Xa o
favoreciendo la interacción de factor Xa – TFPI (inhibidor del factor tisular)
Cuando se une el complejo de proteína C / proteína S al factor Va disminuye
la actividad de la protrombina.
-La trombomodulina altera la lisis del coágulo mediante la supresión de la
actividad fibrinolítica, se une al activador del inhibidor de fibrinólisis (TAFI),
que posteriormente es activado por la trombina (TAFIa) y elimina residuos de
lisina de la fibrina, lo que impide la unión del plasminógeno y la degradación
del coágulo.
-El inhibidor del factor tisular (TFPI) presente en las plaquetas y en el
endotelio microvascular, actúa en la inhibición del factor Xa y mediante
12
interacción con el complejo TF/FVIIa/FXa, donde actúa como cofactor la
proteína S.
-La antitrombina es una proteasa con efecto inhibidor de la trombina,
mediante la inactivación de tres serinas clave de la coagulación, factor IXa,
factor Xa y trombina.
-Sistema Fibrinolítico. Donde la plasmina se une a la fibrina y degrada el
coágulo a (PDF y dímero D), la plasmina es activada por tPA(activador del
plasminógeno) y la urokinasa activadora plasminógeno uPA. El inhibidor de
los activadores es el, activador de plasminógeno (PAI-1), y la plasmina es
inhibida por la antiplasmina alfa2, lo que evita la fibrinólisis. (8)(11)
2.1 Pruebas de coagulación.
2.1.1. Tiempo de Protrombrina (TP)
Es la medición del tiempo en segundos, requeridos para la formación del
coágulo de fibrina en una muestra de plasma citrato, al cual se le adiciona
tromboplastina tisular (factor tisular) que puede ser de conejo vs humana y
cloruro de calcio. Su uso es para valorar, la Vía extrínseca (factor VII) y la
común (factores X, V, II y I ). (12)
En condiciones normales, su valor es de 11 a 15 segundos.
Se expresa en actividad o INR, que significa INTERNATIONAL
NORMALIZED RATIO, surge del uso indistinto de diferentes tipos de
tromboplastina (de acuerdo a su origen, cerebro, corazón o placenta), un
mismo TP con diferentes tromboplastinas refleja diferentes grados de
anticoagulación, lo que disminuye la sensibilidad de la prueba, por este
motivo en el año 1983 se creó el índice de sensibilidad internacional (ISI);
donde toda la tromboplastina, independientemente de su origen o fabricante,
señalará su valor en la etiqueta o prospecto. De ahí se calcula el INR índice
(= tiempo paciente/ tiempo control) elevado al ISI (exponente). El valor
normal es en INR de 0,8 - 1,2. (13)
13
Esta prueba se usa también para el control del tratamiento con cumarínicos.
En los métodos automatizados cada fabricante equipara su reactivo con un
reactivo estándar, calificado por la OMS. El ISI de una de las tromboplastinas
de referencia (la de origen humano) está muy próximo a 1. Cada fabricante
determina el valor ISI de su lote de reactivo emparejando su lote de
producción de tromboplastina con un lote maestro que se calibra frente a la
tromboplastina de referencia de la OMS. El valor ISI determinado de este
modo entra en el cálculo de INR como un valor exponencial que depende del
lote y el método. (14)
2.1.2 Tiempo de tromboplastina parcial activado (TTPa)
El TTPa es el tiempo en segundos necesarios para la formación del coagulo
después de la adición de: fosfolípidos, un activador como caolín y calcio
(para revertir el efecto anticoagulante) al plasma citrato. Es una prueba que
valora las vías: intrínseca o vía de activación por contacto y la vía común de
la coagulación (factores XII, XI, IX, VIII, X, V, II y I), por lo que está
particularmente indicado para el diagnóstico de las anomalías de estas vías y
la vigilancia de la terapia con heparina. En general su valor normal es de 25
a 35 segundos. (12)
2.2. Anticoagulantes, mecanismo de acción.
2.2.1 Dicumarínicos .
Los anticoagulantes orales como la warfarina y el acenocumarol, son
sustancias que inducen la síntesis defectuosa de todas las proteínas
vitamina K dependientes, inhibiendo el ciclo de conversión de la vitamina K
impide la γ -carboxilación de su forma oxidada a reducida, la forma reducida
14
es el cofactor para la síntesis, de los factores II (protrombina) VII, IX y X, los
cuales serán acarboxilados con actividad coagulante reducida. (15,16)
El efecto anticoagulante de la warfarina disminuye de acuerdo a su vida me -
dia, puede variar desde 6 horas para el factor VII hasta 60 horas para el fac -
tor II; es decir se requiere de tres a cinco días para que los factores almacen
esu nivel más bajo de actividad después de iniciada la terapia. (15,16)
Dentro de las limitaciones para el uso de estos fármacos es que existe
variabilidad en la respuesta, necesidad de control frecuente de tiempos de
coagulación, además presentan numerosas interacciones medicamentosas.
A la actualidad, existen nuevos fármacos anticoagulantes como: Dabigatran
el cual inhibe de forma selectiva a la trombina humana con una afinidad elev
ada e inhibe la agregación plaquetaria inducida por trombina. Rivaroxaban y
Apixaban, inhibidores potentes y selectivos del factor Xa, independientement
e de la presencia de antitrombina, comercializados en España para profilaxis
del tromboembolismo venoso, uso posterior a cirugía de reemplazo de cader
a o rodilla y para la profilaxis del ictus en la fibrilación auricular.(17)
2.2.2 Heparina: Es molécula grande, que atraviesa con dificultad
membranas, no atraviesa barrera placentaria. Vías de administración: en
infusión, intravenosa y subcutánea. Es metabolizada por el sistema retículo
endotelial y su vida media es de 1 a 5 horas; el mecanismo de acción:
estimulando la actividad de la antitrombina III (ATIII), acelerando su acción
anticoagulante, con efecto inmediato. Control: con TTP activado.(18)
2.3 Anticoagulación con heparina de bajo peso molecular
15
Su efecto, sobre la activación de la antitrombina III, que luego inhibe a la
trombina y al factor Xa, se obtienen por despolimerización de la heparina
convencional, la vía de administración subcutánea facilita el manejo extra-
hospitalario. La heparina de bajo peso molecular tiene una vida media
circulante larga que puede ser de hasta 3 a 4 horas, además posee una
biodisponibilidad alta, próxima al 90%. La curva dosis-respuesta es muy
estable, por lo que generalmente no requiere seguimiento de laboratorio. Su
uso es netamente profiláctico, en patologías como la trombosis venosa
profunda. (18)(10)
2.4. Variabilidad biológica.
2.4.1. Definición de variabilidad biológica.
Los componentes de una muestra biológica están sometidos a variaciones
por el hecho de pertenecer a un ser vivo. Las variaciones más conocidas
son, las relacionadas con la edad, el sexo, la dieta, el ejercicio físico, también
existen modificaciones en pacientes con patologías y su tratamiento, hay
variaciones dentro del día y estacionales.
La variación debido al equilibrio entre el recambio metabólico y la regulación
homeostática es a lo que se denomina Variación Biológica. (19)
La variación biológica (VB) es la fluctuación fisiológica de un constituyente en
un fluido biológico. Existen 2 componentes en la variación biológica: la
variación en un individuo alrededor del punto homeostático (variación
individual) y las diferencias en los puntos homeostáticos en un grupo de
individuos (variación interindividual). Los componentes de la variabilidad
biológica se basan en el análisis de varias muestras seriadas, el estadístico
análisis de la varianza (ANOVA).(19)(20)
16
2.4.2. Importancia del estudio de la variabilidad biológica.
a) Descripción de las especificaciones de la calidad analítica como base
para la toma de decisiones médica.
b) Determinar el número de muestras que se requieren para la estimación
del punto homeostático.
c) Establecer la utilidad del intervalo de referencia poblacional.
d) Calcular el valor de referencia de un cambio (VRC) entre resultados
seriados de un paciente, se ha utilizado en el control de la evolución
clínica de un paciente y se discrimina si hay cambios significativos en
una serie de resultados analíticos, es decir, si la diferencia entre los
resultados obtenidos en 2 análisis consecutivos realizados en un tiempo
determinado se debe a cambios en el estado de salud del paciente o a la
variabilidad analítica y/o biológica (21)
2.5. Herramientas de calidad en el laboratorio clínico. Delta check o
Delta crítico.
La parte práctica de la base de datos de Variación Biológica, es el Delta-
Check, definido como el chequeo sistemático de diferencias entre resultados
consecutivos, de un mismo paciente, para la misma prueba, con el fin de
detectar errores no analíticos. (19)
Delta-Check es un método de control de calidad, en la fase pos-analítica, que
compara los resultados de pruebas actuales con las anteriores de los
pacientes y detecta si la diferencia entre los dos resultados excede criterios
explicables por la metrología1 y la Variación Biológica (valor de referencia al
cambio). (22)
17
En los laboratorios que cuentan con sistemas informáticos (LIS), se introduce
la fórmula
Donde. VRC = referencia de cambio Utilizamos el 2 porque tenemos dos
muestras. CVA% = Coeficiente de Variación analítico. Se obtiene a partir de
los datos del control de calidad interno que procesa el laboratorio diariamente
CVI% = Coeficiente de variación Intra Individuo (variación biológica) Estos
CVI% se obtiene de las tablas de Variabilidad Biológica. Z = es un
estadístico: Para considerar un cambio significativo con 95% de confianza
(p<0.05) se debe utilizar como valor de z el valor de 1.96 (z=1.96). Para
considerar un cambio significativo con 99% de confianza (p<0.01) se debe
utilizar como valor z el valor de 2.56 (z=2.58). El análisis de los resultados, es
mediante la diferencia porcentual entre dos valores y se compara con el valor
de referencia al cambio. Si existe modificación o es mayor, el sistema
informático aparece da una alarma en el LIS una flecha verde, de ahí parte la
decisión de validar o no el resultado. (23)(19)
El coeficiente de variación analítico, o imprecisión de un método cuantitativo
es obtenido de un promedio mínimo de los valores del control de calidad
interno de una prueba por 6 meses, esto se lo realiza para verificar la
estabilidad del proceso analítico. (24).
En NETLAB S.A. el Delta-Check para tiempos de coagulación calculado es:
TP: 16.1% TTP: 15.1% INR. 16.1%.-
1 Metrología, m ciencia de la medición Incluye todos los aspectos teóricos y prácticos
relacionado con las mediciones.
18
CAPITULO III
3. DISEÑO, UNIVERSO, POBLACIÓN Y MUESTRA
3.1 Diseño
Para este estudio se requirió de un diseño factorial mixto de bloques.
3.2 Variables
3.2.1 Matriz de Relación de variables
19
3.3 Operacionalización de variables
Variable Definición Dimensión Indicador Escala
Condiciones Pre
Analíticas:
Temperatura de
almacenamiento.
Tiempo de
procesamiento
Conjunto de
pasos y
normas
previos al
procesamiento
de la muestra.
Pasos y
normas
establecidas.
Temperatura
en grados
centígrados
para
mantenimiento
de la muestra.
Tiempo de
procesamiento.
En horas.
Numérica.
Muestras
procesadas:
inmediatamente,
almacenadas a
temperatura
ambiente y de
refrigeración de 2
a 8 °C.
Procesamiento a
las 6-18-24 horas
luego de su
toma.
Variable Definición Dimensión Indicador Escala
Condiciones
clínicas del
paciente
(pacientes
sanos, sin
patología
aparente.
pacientes
con ERC, y
en
tratamiento
con
anticoagulat
Pacientes, con
patología renal
que requieran
hemodiálisis.
Pacientes que
requieran
tratamiento con
anticoagulantes
. Pacientes que
no manifiesten
antecedentes
patología.
Pacientes en
tratamiento
dialítico.
Pacientes en
tratamiento con
anticoagulantes
.
Pacientes
clínicamente
sanos.
Diagnóstico
previo de
paciente que
posee,
enfermedad
renal y/o
patología
vascular.
Grupo de
pacientes
clínicamente
sanos.
Numérica.
30 pacientes con
enfermedad crónica
en tratamiento
dialítico.
30 pacientes en
tratamiento con
anticoagulantes.
30 pacientes
clínicamente sanos.
20
Variable Definición Dimensión Indicadores Escala
Estabilidad
de la
muestra.
(niveles de
TP, TTP e
INR)
Condiciones de la
muestra en estudio,
que me dan la
confianza al
momento de ser
procesada de un
resultado veraz, y
con la capacidad
de repetibilidad. Sin
riesgo de errores
clínicos
Condiciones
idóneas de la
muestra.
Resultados
en segundos
e INR.
Numérica con
rango de valores
considerados
normales menor
o igual a
TP: 11 - 14
segundos
TTP: 25 -
35segundos
INR. 0.8 - 1.2
Variable Definición Dimensión Indicador Escala
TIPO DE
MUESTR
A.
Sangre
Total y
Plasma
Citrato
Sangre total
(muestra magra, tal
cual sale del
paciente, al tubo
colector con
anticoagulante, a
la que no se le
realiza ningún
procedimiento)
Plasma Citrato.
(muestra de sangre
total tomada en
tubo con
anticoagulante, la
que es
posteriormente
centrifugada)
Un tubo de
muestra de
Sangre total
y otro tubo
de plasma
citrato.
-Tubo que
contiene
anticoagulante
con muestra de
sangre sin
centrifugar.
-Tubo con
anticoagulan
te, muestra
de sangre
centrifugada
que contiene
plasma.
*Centrifugada
*No
Centrifugada.
21
3.4 Universo y muestra.
3.4.1 Universo.
El universo del presente estudio, fue conformado por pacientes que forman
parte de convenios interinstitucionales con NET LAB S.A., de las unidades de
hemodiálisis (30), pacientes en tratamiento con anticoagulantes (30), además
pacientes clínicamente sanos (30) para un total de 90 sujetos.
3.4.2 Muestra
(a) Se tomó una muestra a 30 sujetos de cada bloque. Se requirieron 3
bloques de sujetos (pacientes ERC en tratamiento dialítico, pacientes en
tratamiento anticoagulante y clínicamente sanos) total 90 sujetos.
(b) Dos bloques, cada uno con tres factores intersujetos y cada bloque
tiene tres mediciones intrasujetos; en el primer bloque y una medición en el
segundo bloque. En quienes se realizará 4 mediciones, para lo cual se
requieren 360 determinaciones de tiempo de coagulación. Un sujeto de cada
3 fue escogido para participar en el estudio (asignación por afijación) y se
consideró los siguientes criterios.
3.4.3. Criterios de inclusión.
a) Pacientes que brinden su consentimiento para participar en este
estudio.
b) Pacientes mayores de 18 años, clínicamente sanos.
c) Paciente con insuficiencia renal crónica en tratamiento de
hemodiálisis.
22
d) Pacientes en tratamiento con anticoagulantes.
3.4.4. Criterios de exclusión
a) Pacientes que otorguen negativa para participar en el estudio.
b) Referentes a la muestra, la misma que relacionada por mala técnica
de toma se encuentre hemolizada.
c) Pacientes que cuenten con solicitud de TP, TTP e INR urgente.
d) Solicitud de dosificación de factores de coagulación.
3.5. Recursos.
3.5.1 Recursos humanos
El presente estudio contó con el apoyo de un tutor el Dr. Francisco Barrera,
el personal técnico y operativo de los laboratorios especializados de
Referencia NETLAB S.A. de la ciudad de Quito y con un médico
posgradista de Patología Clínica para la extracción de sangre de los
pacientes.
3.5.2 Recursos financieros
MATERIALES COSTO (USD) *Costo total de pruebas, incluido material y toma de muestra.
1440
*Hojas de formularios 20 *Anillados y empastados 20 *Impresiones y papel 30 *imprevistos 500
23
*Transporte 200 TOTAL 2210
3.5.3 Presupuesto y financiamiento.
Se solicitó, crédito educativo a la cooperativa Don Bosco por 2000 usd, el
estudio fue autofinanciado, no contó con apoyo institucional.
3.6. Descripción general de los instrumentos utilizados
De acuerdo a los procesos del laboratorio, se cumplió con los parámetros
establecidos desde la fase pre-analítica, analítica y pos-analítica, así se
asegura la calidad de la muestra.
Para la fase pre-analítica, se utilizó un formulario, para la recolección de
datos donde constan los datos de filiación de cada paciente, como nombres
y apellidos, edad, sexo, dirección domiciliaria, teléfono más los
antecedentes patológicos personales. (Anexo A)
El formulario fue procesado por la autora de este trabajo, mismo que fue
aplicado a pacientes que acuden a toma de muestras en NETLAB S.A. y
que por sus co-morbilidades fueron de interés para el presente trabajo. Se
explicó la información clara y detallada acerca de este estudio y
posteriormente los pacientes procedieron a firmar el consentimiento
informado (Anexo B).
El proceso de los datos se realizó con la ayuda del programa Excel para
Windows, versión 2010.
El análisis de los datos se realizó en el programa estadístico SPSS v18.0
Posteriormente, se extrajo un tubo de sangre, por venopunción estándar en
base a las recomendaciones de la sociedad brasileña de patología clínica
/medicina de laboratorio (25) (Anexo C) en tubos al vacío, se mezcló una
24
parte de anticoagulante citrato de sodio (0.109 mol/L o 3.2%) con nueve
partes de sangre venosa, evitando la formación de espuma. La muestra fue
centrifugada en el número de uno, de pacientes con insuficiencia renal
terminal en tratamiento dialítico, pacientes en tratamiento regular con
anticoagulantes, y clínicamente sanos, sin antecedentes de patología
hematológica. A todas las muestras de estos pacientes se les asignó un
código de identificación.
Para la fase Analítica, al tubo de sangre extraído se le tomó una alícuota de
1000µl de sangre total citrada en un tubo eppendorf y se lo almacenó a
temperatura ambiente (22°c) sin centrifugar. El resto de sangre total, fue
centrifugado a 1,500 g durante al menos 15 minutos a temperatura
ambiente, en tiempo máximo de una hora posterior a su toma, se obtuvo
plasma y se procesó la muestra en el coagulómetro Sysmex CS 2100
(equipo que cuenta con controles habituales internos de calidad previa
corrida de muestras y externos) (ver anexo D) para las pruebas de TP,
TTPa, e INR. Los reactivos utilizados fueron Dade® Innovin® de siemens
para (TP) y para TTPa Dade Actin Reactivo de cefaloplastina activada (ver
anexo E y G respectivamente). Al terminar su primer procesamiento, se
conservó la muestra de plasma a temperatura de refrigeración entre 2°c a
8°c, y fueron nuevamente procesadas a las 6 y 18 horas después de su
toma en el mismo equipo. A la muestra que estaba almacenada en el tubo
eppendorf se la centrifugó y procesó al día siguiente (24h) posterior a su
obtención.
Fase pos-analítica, los resultados se compararon entre sí, con el resultado
de la primera muestra que se procesó y posteriormente a estos resultados
se aplicó el método de control de calidad en laboratorio clínico DeltaCheck.
25
3.6.1 Procedimiento de recolección de datos
Se elaboró un formulario específico para la recolección de los datos, para la
recopilación de los mismos se creó una base de datos en Ms Excel y para
limpieza y análisis en SPSS v18.0.
3.7. Plan de análisis de datos
Sobre la información obtenida se aplicó: promedio y desvío estándar, se
identificó las diferencias de promedio. Si existen diferencias en las distintas
formas de conservación de las muestras, frente al valor obtenido en las
muestras analizadas a la primera hora, se utilizó una t de diferencia de
promedios, aceptando como válido un nivel de significación del 95% (p°<
0,05). Las diferencias porcentuales (mediana) fueron comparadas con el
estado de Delta Check o Delta Crítico.
3.8. Consideraciones bioéticas
La presente tesis respetó las normas éticas de investigación en sujetos
humanos establecidas en el Protocolo de Helsinki II. No se ha evaluado
ningún riesgo asociado a esta investigación, salvos los relacionados con el
procedimiento de veno punción, que generalmente son los mínimos y
habituales. Todos los pacientes que ingresen al estudio fueron informados
sobre los probables riesgos previo a extender el consentimiento informado,
en el cual se aclara también la posibilidad de retirarse del estudio si así lo
consideran prudente.
26
CAPITULO IV
4. RESULTADOS
Se analizaron un total de 90 muestras, sin embargo existían valores
aberrantes ―outliers‖, estos valores fueron excluidos. Las muestras
estudiadas son en total 81. De estas muestras las provenientes de sujetos
aparentemente sanos (n=28), con diagnóstico de insuficiencia renal en
hemodiálisis (n=27) y sujetos en tratamiento con anticoagulantes (n=26).
La edad promedio para la totalidad de sujetos estudiados fue de 53.5 ± 18.6
años. La distribución de edad por grupo de estudio, se muestra en el
siguiente gráfico:
Gráfico I Distribución de edad (años) por grupo
La distribución por sexo en los grupos de estudio, se muestra en la Tabla I.
27
Tabla I Distribución por sexo – grupos de estudio.
Grupo
Sexo n (%)
Hombres Mujeres
Sanos (n=26) 13 (50) 13 (50)
ERC-Hemodiálisis (n=27) Warfarina (n=28)
14 (51.9) 13 (48.1)
9 (32.1) 19 (67.9)
N= 81pacientes
Todas las muestras obtenidas de los pacientes, fueron sometidas a
determinación de TP, TTP y cálculo de INR a la hora post toma y a las 6 - 18
horas post toma conservándose en refrigeración y a las 24 horas a
temperatura ambiente. Los resultados por grupo de estudio y condición de
almacenamiento, se muestra en las Tablas II - III y IV.
Tabla II Niveles de TP por tipo de paciente estudiado, tiempo y condición de almacenamiento
Tipo de Paciente Tiempo de Protrombina (segundos) – X±S
1h 6h* 18h* 24h**
Sanos 11.6 ± 0.6 11.6 ± 0.6 12.0 ± 0.6 11.8 ± 0.6 ERC-Hemodiálisis 11.7 ± 0.7 11.4 ± 0.6 11.6 ± 0.6 11.8 ± 0.7 Warfarina 29.4 ± 14.9 29.3 ± 14.8 30.3 ±14.9 29.2 ± 14.4
* Muestras mantenidas en refrigeración (2-8 oC)/** Muestra mantenida temperatura ambiente
(< 25 oC)
28
Tabla III Niveles de TTP por tipo de paciente estudiado, tiempo y condición de almacenamiento
Tipo de Paciente Tiempo parcial de Tromboplastina (segundos) – X±S
1h 6h* 18h* 24h**
Sanos 31.0 ± 2.8 31.2 ± 2.9 31.8 ± 3.0 31.2 ± 2.8 ERC-Hemodiálisis 38.6 ± 26.1 32.1 ± 6.3 33.3 ± 5.1 31.3 ± 4.9 Warfarina 45.8 ± 13.4 45.9 ± 13.2 48.2 ± 15.6 46.8 ± 13.8
* Muestras mantenidas en refrigeración (2-8 oC)/** Muestra mantenida temperatura ambiente
(< 25 oC).
Tabla IV Niveles de INR por tipo de paciente estudiado, tiempo y condición de almacenamiento
Tipo de Paciente International Normalized Ratio – X±S
1h 6h* 18h* 24h**
Sanos 1.15 ± 0.06 1.15 ± 0.06 1.19 ± 0.06 1.17 ± 0.06 ERC-Hemodiálisis 1.16 ± 0.07 1.12 ± 0.06 1.19 ± 0.07 1.17 ± 0.07 Warfarina 2.97 ± 1.55 2.97 ± 1.53 3.13 ± 1.58 3.02 ± 1.57
* Muestras mantenidas en refrigeración (2-8 oC)/** Muestra mantenida temperatura ambiente
(< 25 oC).
Las diferencias promedio entre las diferentes mediciones de muestras
almacenadas por parámetro y grupo de estudio se muestran en las Tablas V
a VII
Tabla V Diferencias promedio TP, TTP e INR en diferentes condiciones de almacenamiento y tiempo de resguardo. Pacientes Clínicamente Sanos.
TP difX±SD IC 95% diferencia
P
TP1H –TP 6H* 0.053±0.10 0.01 a 0.09 < 0.05
TP1H-TP18H* TP1H-TP24H**
-0.33±0.13 -0.39 a -0.28 < 0.05
-0.15±0.11 -0.20 a - 0.11 < 0.05
29
Tabla V Continuación
TTP difX±SD IC 95% diferencia
P
TTP1H–TTP6H* -0.17±0.79 -0.48 a 0.13 > 0.05
TTP1H-TTP18H* -0.80±0.72 -1.08 a -0.51 < 0.05
TTP1H-TTP24H** -0.20±1.33 -0.72 a 0.31 > 0.05
INR difX±SD IC 95% diferencia
P
INR1H–INR6H* 0.002±0.01 -0.001 a 0.007 > 0.05
INR1H-INR18H* 0.01±0.003 -0.04 a -0.29 < 0.05
INR1H-INR24H** 0.01±0.002 -0.023 a -0.011 < 0.05
* Muestras mantenidas en refrigeración (2-8 oC)/** Muestra mantenida temperatura
ambiente (< 25 oC).
Tabla VI Diferencias promedio TP, TTP e INR en diferentes condiciones de almacenamiento y tiempo de resguardo. Pacientes ERC - hemodiálisis.
TP
difX±SD
IC 95% diferencia
P
TP1H –TP 6H* 0.31±0.27 0.20 a 0.42 < 0.05
TP1H-TP18H* TP1H-TP24H**
-0.26±0.34 -0.40 a -0.12 < 0.05
-0.12±0.32 -0.25 a 0.005 > 0.05
TTP difX±SD IC 95% diferencia
P
TTP1H–TTP6H* 1.71±7.97 -1.44 a 4.86 > 0.05
TTP1H-TTP18H* 0.48±4.84 -1.42 a 2.40 > 0.05
TTP1H-TTP24H** 2.57±6.81 -0.12 a 5.26 > 0.05
INR difX±SD IC 95% diferencia
P
INR1H–INR6H* 0.03±0.03 0.02 a 0.04 < 0.05
INR1H-INR18H* -0.02±0.03 -0.04 a -0.01 < 0.05
INR1H-INR24H** -0.01±0.03 -0.02 a 0.001 > 0.05
* Muestras mantenidas en refrigeración (2-8 oC)/** Muestra mantenida temperatura
ambiente (< 25 oC)
30
Tabla VII Diferencias promedio TP, TTP e INR en diferentes condiciones de almacenamiento y tiempo de resguardo. Pacientes anticoagulados
TP difX±SD IC 95% diferencia
P
TP1H –TP 6H* -0.02±0.66 -0.29 a 0.24 > 0.05
TP1H-TP18H* TP1H-TP24H**
-0.98±1.75 -1.69 a -0.27 < 0.05
0.11±0.92 -0.25 a 0.49 > 0.05
TTP difX±SD IC 95% diferencia
P
TTP1H–TTP6H* -0.17±1.57 -0.81 a 0.46 > 0.05
TTP1H-TTP18H* -1.88±2.35 -2.83 a -0.93 < 0.05
TTP1H-TTP24H** -0.64±2.52 -1.66 a 0.37 > 0.05
INR difX±SD IC 95% diferencia
P
INR1H–INR6H* -0.002±0.07 -0.03 a 0.02 > 0.05
INR1H-INR18H* -0.14±0.19 -0.22 a -0.07 < 0.05
INR1H-INR24H** -0.03±0.09 -0.07 a 0.003 > 0.05
* Muestras mantenidas en refrigeración (2-8 oC)/** Muestra mantenida temperatura
ambiente (< 25 oC)
El análisis del comportamiento de las diferencias porcentuales entre las
diferentes mediciones de muestras almacenadas por parámetro y grupo de
estudio se muestran en las Tablas VIII a X.
(Estas tablas de cumplimiento, comparan, los valores promedio de variación
y su intervalo de confianza frente al criterio.)
Tabla VIII Diferencias porcentuales (mediana) TP, TTP e INR en diferentes condiciones de almacenamiento y tiempo de resguardo. Pacientes Clínicamente Sanos.
TP %
diferencia
(mediana)
P2.5 – p97.5% Estado Delta Crítico (16.1%)
TP1H –TP 6H* 0 -2.58 a 0.909 Cumple
TP1H-TP18H* TP1H-TP24H**
3.1 0.9 a 5 Cumple
1.68 - 0.9 a 2.8 Cumple
31
Tabla VIII Continuación
TTP %
diferencia
(mediana)
P2.5 – p97.5% Estado Delta Crítico (15.1%)
TTP1H–TTP6H* 0.5 -4,7 a 6.23 Cumple
TTP1H-TTP18H* 1.7 -1.8 a 7.1 Cumple
TTP1H-TTP24H** 1.2 -6,4 a 10 Cumple
INR %
diferencia
(mediana)
P2.5 – p97.5% Estado Delta Crítico (16.1%)
INR1H–INR6H* 0 -2.6 a 1.7 Cumple
INR1H-INR18H* 3.3 0 a 6,6 Cumple
INR1H-INR24H** 1.7 -0.8 a 4.1 Cumple
* Muestras mantenidas en refrigeración (2-8 oC)/** Muestra mantenida temperatura
ambiente (< 25 oC).
Tabla IX Diferencias porcentuales (mediana) TP, TTP e INR en diferentes condiciones de almacenamiento y tiempo de resguardo. Pacientes ERC - hemodiálisis.
TP %
diferencia
(mediana)
P2.5 – p97.5% Estado Delta Crítico (16.1%)
TP1H –TP 6H* -2.6 -6.7 a 1.8 Cumple
TP1H-TP18H* TP1H-TP24H**
1.2 -3.3 a 9.7 Cumple
0.4 -4.2 a 7.2 Cumple
TTP %
diferencia
(mediana)
P2.5 – p97.5% Estado Delta Crítico (15.1%)
TTP1H–TTP6H* -6.9 -27.1 a 10.9 Cumple
TTP1H-TTP18H* -0.5 -27.6 a 27.6 Cumple
TTP1H-TTP24H** -8.7 -39.3 a 3.0 No Cumple
INR %
diferencia
(mediana)
P2.5 – p97.5% Estado Delta Crítico (16.1%)
INR1H–INR6H* -2.9 -7.0 a 1.8 Cumple
INR1H-INR18H* 1.2 -3.4 a 10.7 Cumple
INR1H-INR24H** 0 -4.2 a 6.3 Cumple
32
* Muestras mantenidas en refrigeración (2-8 oC)/** Muestra mantenida temperatura
ambiente (< 25 oC).
Tabla X. Diferencias porcentuales (mediana) TP, TTP e INR en diferentes condiciones de almacenamiento y tiempo de resguardo. Pacientes en tratamiento anticoagulante.
TP %
diferencia
(mediana)
P2.5 – p97.5% Estado Delta Crítico (16.1%)
TP1H –TP 6H* 0 -6 a 6.4 Cumple
TP1H-TP18H* TP1H-TP24H**
4.0 -4.4 a 27.2 No Cumple
0 -7.2 a 7.1 Cumple
TTP %
diferencia
(mediana)
P2.5 – p97.5% Estado Delta Crítico (15.1%)
TTP1H–TTP6H* 0.1 -7.8 a 7.7 Cumple
TTP1H-TTP18H* 3.7 -4.5 a 18.1 No Cumple
TTP1H-TTP24H** 0.7 -9.6 a 19.1 No Cumple
INR %
diferencia
(mediana)
P2.5 – p97.5% Estado Delta Crítico (16.1%)
INR1H–INR6H* 0 -6.1 a 7.0 Cumple
INR1H-INR18H* 6.0 -2.3 a 31.7 No Cumple
INR1H-INR24H** 1.3 -5.3 a 9.7 Cumple
* Muestras mantenidas en refrigeración (2-8 oC)/** Muestra mantenida temperatura
ambiente (< 25 oC).
Los porcentajes de adecuación a criterio clínico de variación biológica
aceptable (Delta Crítico), se muestra en los siguientes gráficos.
33
Gráfico II
Gráfico III
100 100 100
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
6 horas 18 horas 24 horas
E S T A D O D E A D E C U A C I Ó N ( O K ) A C R I T E R I O S D E D E L T A C R Í T I C O . T P 6 * , 1 8 * Y 2 4 * * H O R A S . P A C I E N T E S S A N O S
OK OUT
100 100 100
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
6 horas 18 horas 24 horas
E S T A D O D E A D E C U A C I Ó N ( O K ) A C R I T E R I O S D E D E L T A C R Í T I C O . T T P 6 * , 1 8 * Y 2 4 * * H O R A S . P A C I E N T E S
S A N O S
OK OUT
34
Gráfico IV
Gráfico V
100 100 100
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
6 horas 18 horas 24 horas
E S T A D O D E A D E C U A C I Ó N ( O K ) A C R I T E R I O S D E D E L T A C R Í T I C O . I N R 6 * , 1 8 * Y 2 4 * * H O R A S . P A C I E N T E S
S A N O S .
OK OUT
100 100 100
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
6 horas 18 horas 24 horas
E S T A D O D E A D E C U A C I Ó N ( O K ) A C R I T E R I O S D E D E L T A C R Í T I C O . T P 6 * , 1 8 * Y 2 4 * * H O R A S . P A C I E N T E S C O N
E R C E N H E M O D I Á L I S I S
OK OUT
35
Gráfico VI
Gráfico VII
100 100
80
20
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
6 horas 18 horas 24 horas
E S T A D O D E A D E C U A C I Ó N ( O K ) A C R I T E R I O S D E D E L T A C R Í T I C O . T T P 6 * , 1 8 * Y 2 4 * * H O R A S . P A C I E N T E S C O N
E R C E N H E M O D I Á L I S I S
OK OUT
100 100 100
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
6 horas 18 horas 24 horas
E S T A D O D E A D E C U A C I Ó N ( O K ) A C R I T E R I O S D E D E L T A C R Í T I C O . I N R 6 * , 1 8 * Y 2 4 * * H O R A S . P A C I E N T E S C O N
E R C E N H E M O D I Á L I S I S
OK OUT
36
Gráfico VIII
Gráfico IX
100 96 100
4
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
6 horas 18 horas 24 horas
E S T A D O D E A D E C U A C I Ó N ( O K ) A C R I T E R I O S D E D E L T A C R Í T I C O . T P 6 * , 1 8 * Y 2 4 * * H O R A S . P A C I E N T E S
A N T I C O A G U L A D O S
OK OUT
100 92 96
8 4
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
6 horas 18 horas 24 horas
E S T A D O D E A D E C U A C I Ó N ( O K ) A C R I T E R I O S D E D E L T A C R Í T I C O . T T P 6 * , 1 8 * Y 2 4 * * H O R A S . P A C I E N T E S
A N T I C O A G U L A D O S
OK OUT
37
Gráfico X
100 92
100
8
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
6 horas 18 horas 24 horas
E S T A D O D E A D E C U A C I Ó N ( O K ) A C R I T E R I O S D E D E L T A C R Í T I C O . I N R 6 * , 1 8 * Y 2 4 * * H O R A S . P A C I E N T E S
A N T I C O A G U L A D O S
OK OUT
38
Si bien, la variación promedio está dentro de criterio de delta crítico, un 10%
(out) de muestras variaron más que el mismo.
4.1 Discusión
En el presente estudio, se analizó el impacto de modificar la temperatura de
almacenamiento, y tiempo de procesamiento en muestras de sangre total y
de plasma citrato, en 3 grupos de pacientes.
Los resultados de este estudio muestran que, en el grupo de pacientes
sanos, después de realizar una t de diferencia de promedios, con un intervalo
de confianza del 95% el TTP a las 6 y 24 horas e INR a las 6 horas, no
presentan cambios estadísticamente significativos (p>0.05). Sin embargo en
el TP 6, 18 y 24 horas, TTP a las 18 horas y el INR de las 18 y 24 horas hubo
cambios estadísticamente significativos (p<0.05). No obstante, al realizar la
diferencia porcentual y determinar el estado del delta crítico (tabla VIII) se
concluye que cumplen criterios de aceptabilidad para la interpretación de
resultados, en otras palabras el resultado entregado no cambiará la
interpretación clínica del mismo. Esto se corrobora con el estudio realizado
por Rao LV. 2000 (3), donde la recomendación es que, en plasma o sangre
entera se pueden aceptar las muestras para TP hasta 24 horas y TTP hasta
12 horas pos toma para su procesamiento, y el transporte se lo puede
realizar a temperatura ambiente o a 4°C.
Al estudiar el grupo de pacientes con enfermedad Renal Crónica en
hemodiálisis las diferencias de promedios obtenidas con un intervalo de
confianza de 95% se observa que existen diferencias estadísticamente
significativas (p<0.05) en el TP e INR a las 6 y 18h, en los otros parámetros
no existen diferencias estadísticamente significativas (p>0.05). Pero al
determinar el delta crítico, únicamente el TTP procesado a las 24 horas no
39
cumple con criterios de aceptabilidad y su resultado si modificará la decisión
clínica frente al paciente. En el estudio de Adcock 1998 (26) , se analizaron
cuatro grupos de pacientes (sanos, hospitalizados, anticoagulados con
heparina y pacientes en tratamiento con anticoagulantes orales), sus
muestras fueron sometidas a cuatro condiciones: se centrifugó
inmediatamente y se almacenaron las muestras a temperatura ambiente (20-
22 °C), se centrifugaron inmediatamente las muestras y se almacenaron en
hielo (4 ° C), almacenaron como sangre completa y la preservaron sin
centrifugación a temperatura ambiente y almacenaron las muestras sin
centrifugación, en hielo. Si bien es cierto en este estudio no se contemplan
pacientes con enfermedad renal crónica en tratamiento dialítico, aquí constan
pacientes en tratamiento con heparina, (la heparina es el anticoagulante
usado más comúnmente para evitar la coagulación de la sangre en los tubos
de los equipos de diálisis y las complicaciones que derivan de ello), donde
las muestras de los pacientes que no fueron centrifugadas inmediatamente y
estuvieron almacenadas a temperatura ambiente presentan diferencias
clínicamente significativas en los niveles de TTPa, con una disminución
superior al 50% de los factores de coagulación. Existiendo concordancia con
el presente estudio.
El grupo de pacientes en tratamiento con anticoagulantes presentaron
diferencias estadísticamente significativas (p<0.05) a las 18 horas de
procesamiento de las muestras tanto de TP, TTP e INR, en las pruebas
procesadas a las 6 y 24 horas, no existe diferencia estadísticamente
significativa (p>0.05). En este grupo de pacientes el cálculo de delta crítico o
delta check únicamente cumple con criterio de aceptabilidad las muestras
procesadas hasta las 6 horas pos toma, en el caso de TP e INR en 24 horas
también cumple la tolerancia a variación, sin embargo el TTP no, ni a las 18 y
24 horas. (un 10% de muestras variaron más que el valor de referencia al
cambio o Delta check). En el estudio de Feng, Limin/Zhao 2014 (27), donde
40
se analizaron 72 muestras de pacientes anticoagulados, y se dosificó
factores de coagulación en diferentes condiciones de almacenamiento y
temperatura, existieron cambios porcentuales superiores al 25% en el TTPa
de las muestras que fueron almacenadas durante 12h a temperatura de
refrigeración y a temperatura ambiente a las 8 horas.
4.2 Conclusiones
a) Este estudio ha demostrado que al modificar las condiciones conocidas
de manejo de muestras para el procesamiento de la prueba de tiempos
de coagulación sí se mantiene la estabilidad de la misma, lo que genera
un aporte nuevo para el transporte de las muestras.
b) La centrifugación inmediata de la muestra no es estrictamente necesaria.
c) Las muestras pueden ser conservadas sin centrifugar a temperatura
ambiente hasta 24 horas pos toma, con seguridad en pacientes sin
antecedentes de patología, una excepción es con pacientes que se
encuentren en tratamiento con anticoagulantes orales y la cuantificación
del TTPa en pacientes con ERC en hemodiálisis.
d) La temperatura de refrigeración del plasma citrato, es un buen método
para conservación de muestra.
e) Uso de la herramienta de calidad Deltacheck o deltacrítico es un factor
de ayuda, al momento de la interpretación de resultados, tomando en
cuenta la variabilidad biológica del paciente y los datos del laboratorio.
41
4.3 Recomendaciones
a) Insistir que en la solicitud de exámenes del paciente se coloquen los
antecedentes patológicos personales y la medicación que toma
regularmente.
b) En el caso de ser un laboratorio especializado que recibe muestras de
otros laboratorios y que la distancia es un factor limitante para el
transporte de las muestras, se debe estandarizar las condiciones de
manejo de muestras, en especial la de tiempos de coagulación, prueba
de gran sensibilidad. Este estudio muestra, cómo en los pacientes
clínicamente sanos, no es estrictamente necesario la centrifugación y el
procesamiento inmediato de la muestra.
c) Tener cautela y procesar la muestra de los pacientes en tratamiento con
anticoagulantes en un tiempo inferior a las 18 horas.
d) Evitar procesar la muestra para TTPa en pacientes con enfermedad renal
crónica, si la muestra excede las 18 horas pos toma.
e) Aplicar en los laboratorios clínicos herramientas estadísticas como el
Delta crítico o Delta Check, para establecer si la variación en el resultado
de un analito es causada por alteraciones en los procesos del laboratorio;
o se debe a la variación biológica del individuo, o por su patología
concomitante.
42
4.4 MARCO ADMINISTRATIVO
4.4.1 CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES:
Actividades
Sep/15
Oct/15
Nov/15
Dic/15
Junio/16
Julio/16
Ago/16
Sep/16
Oct/16
Nov/16
Dic/16
Elaboración de propuesta
Aceptación propuesta
Obtención de permisos
Presentación y aprobación protocolo
Aplicación de cuestionario
Recolección de muestras
Elaboración de base de datos
Procesamiento datos
Análisis de datos
Informe
Presentación y defensa
TUTORIA
43
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS.
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46
ANEXOS
Anexo A Formulario de recolección de datos.
TEMA: Estabilidad de TP, TTP e INR en muestras de sangre total y plasma citrato, en diversas condiciones de almacenamiento y tiempo de procesamiento, en pacientes con insuficiencia renal crónica en hemodiálisis, con tratamiento anticoagulante y pacientes clínicamente sanos.
FORMULARIO N°____________
DATOS DE FILIACIÓN
APELLIDOS
NOMBRES
GENERO
EDAD
TELÉFONO FIJO
MÓVIL
DIRECCIÓN DOMICILIARIA
MEDICACIÓN QUE TOMA
ACTUALMENTE
ANTECEDENTES PATOLÓGICOS
PERSONALES.
47
ANEXO B. Consentimiento informado.
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS MÉDICAS INSTITUTO SUPERIOR DE POSTGRADO
TÍTULO DEL ESTUDIO: TEMA: Estabilidad de TP, TTP e INR en muestras
de sangre total y plasma citrato, en diversas condiciones de
almacenamiento y tiempo de procesamiento, en pacientes con
insuficiencia renal crónica en hemodiálisis, con tratamiento
anticoagulante y pacientes clínicamente sanos.
INVESTIGADORES: Dra. Gabriela Asanza Morales LUGAR DONDE SE LLEVARÁ A CABO EL ESTUDIO: Laboratorios de Referencia NET-LAB. Quito, 2016. El presente estudio tiene como objetivo determinar la estabilidad de los tiempos de coagulación en distintas formas de manejo a las conocidas. PARTICIPANTES DEL ESTUDIO: Para el presente estudio se tomará en cuenta pacientes clínicamente sanos; que presenten patología renal y pacientes que estén en tratamiento con anticoagulantes. PROCEDIMIENTO: Para el estudio necesitaremos una muestra de sangre que será extraída de una vena (parte anterior del codo o dorso de la mano). El sitio de punción se limpia con un antiséptico y luego se coloca un torniquete alrededor del antebrazo para restringir el flujo sanguíneo a través de la vena y facilitar que la aguja alcance alguno de los vasos sanguíneos. Luego, se introduce una aguja en la vena y se recoge la sangre en un envase hermético. Una vez que se ha recogido la sangre, se retira la aguja y se cubre el sitio de punción para detener cualquier sangrado. RIESGOS O INCOMODIDADES Cuando se inserta la aguja para extraer la sangre, algunas personas sienten un dolor moderado, mientras que otras sólo sienten un pinchazo o sensación de picadura.
48
PRIVACIDAD Y CONFIDENCIALIDAD Si usted elige participar en este estudio, el investigador obtendrá información sobre usted y su salud que podría identificarse mediante examen de laboratorio, sin embargo, su nombre será mantenido en confidencialidad. CONSENTIMIENTO INFORMADO: He leído la información provista en este formulario de consentimiento, o se me ha leído de manera adecuada. Todas mis preguntas sobre el estudio y mi participación en este han sido atendidas. Libremente consiento a participar en este estudio de investigación. Autorizo el uso y la divulgación de la información de salud a las entidades antes mencionadas en este consentimiento para los propósitos descritos anteriormente. Al firmar esta hoja de consentimiento, no he renunciado a ninguno de mis
derechos legales.
Nombre del Participante: _________________________________________
Edad: _________ años
Dirección: _____________________________________________________
Teléfono (celular):_______________________________________________
Teléfono (local):_________________________________________________
Correo electrónico:
____________________________________________________
Firma del Investigador Principal o persona autorizada para obtener el
consentimiento;
________________________________________________
Firma del Participante: ___________________________
Fecha: (Día/Mes/Año)
__________________________________________________
49
ANEXO C. PROCEDIMIENTO DE EXTRACCIÓN DE SANGRE venosa de la Sociedad Brasilera de Patología Clínica para la extracción de Sangre
Venosa.
Generalidades sobre la venopunción
La venopunción constituye un procedimiento complejo si no lo realiza un
profesional, debe seguir ciertas fases:
(a) Verificar la solicitud del médico y el registro de la petición
(b) Presentarse al paciente, estableciendo la comunicación y ganándose su
confianza (c) Explicar al paciente o a su responsable el procedimiento al que
el paciente va a someterse, siguiendo la política institucional.
(d) Realizar la asepsia de las manos entre paciente y paciente, conforme a la
recomendación del Centers for Disease Control and Prevention (CDC).
La zona más idónea para las venopunciones es la fosa antecubital, en la
parte anterior del brazo, frente y bajo el codo, donde se localiza un gran
número de venas, relativamente próximas a la superficie de la piel. Las
figuras 1 y 2 muestran la localización de las venas del miembro superior y del
dorso de la mano, respectivamente.
50
Técnicas para detectar la vena
(a) Observar las venas de mayor calibre.
(b) Movimiento: Pedir al paciente que baje el brazo y que abra y cierre la
mano. Los movimientos de apertura de las manos reducen la presión venosa
y relajan los músculos.
(c) Masajes: Masajear suavemente el brazo del paciente (del puño hacia el
codo).
(d) Palpación: Realizada con el dedo índice de la persona que extrae la
sangre. No utilizar el dedo pulgar por la baja sensibilidad de la percepción de
las pulsaciones. Ese procedimiento ayuda a distinguir entre venas y arterias
por la presencia de pulsaciones, gracias a la mayor elasticidad y grosor de
las paredes de los vasos arteriales.
(e) Fijar las venas con los dedos, en los casos de flacidez.
Procedimientos
(a) Colocar el brazo del paciente, inclinándolo hacia abajo, desde la altura del
hombro.
(b) Colocar el torniquete con el lazo hacia arriba para evitar la contaminación
de la zona de punción.
(c) No aplicar el procedimiento de golpear sobre la vena con dos dedos al
seleccionar la vena. Este tipo de procedimiento provoca hemólisis capilar y,
por tanto, altera el resultado de algunos analitos.
(d) Si se usa el torniquete para la selección preliminar de la vena, aplicarlo
durante un breve momento, pidiendo al paciente que cierre la mano.
Localizar la vena y aflojar el torniquete enseguida. Esperar 2 minutos para
utilizarlo nuevamente.
(e) El torniquete no deberá ser utilizado en algunas pruebas como lactato o
calcio, para evitar variaciones en el resultado.
51
(f) Aplicar el torniquete de 7,5 a 10 cm por encima de la zona de la punción
para evitar la contaminación de la zona.
(g) No utilizar el torniquete de forma continuada durante más de 1 minuto.
(h) Al aplicar el torniquete, pedir al paciente que cierre la mano para hacer
visible la vena.
(i) No apretar el torniquete con intensidad, puesto que el flujo arterial no debe
ser interrumpido. El pulso debe permanecer perceptible.
(j) Cambiar el torniquete siempre que haya sospecha de contaminación.
Procedimientos en paciente sentado
(a) Pedir al paciente que se siente de cómodamente en una silla adecuada
para la extracción de sangre. Se recomienda que la silla tenga reposabrazos
y evite caídas en caso de que el paciente pierda la consciencia. Las sillas sin
reposabrazos no proporcionan el apoyo adecuado al brazo, ni protegen a los
pacientes en caso de desfallecimiento.
(b) Se recomienda que en el reposabrazos de la silla, el brazo del paciente
esté inclinado levemente hacia abajo y extendido, formando una línea recta
desde el hombro hasta la muñeca. El brazo debe estar apoyado firmemente
por el reposabrazos y el codo no debe estar doblado. Una leve curvatura
puede ser importante para evitar la hipertensión del brazo. (Imágenes 3 - 4- 5
).
52
Procedimientos para la antisepsia e higiene en la extracción de sangre
venosa
(a) Las manos deber ser limpiadas después de entrar en contacto con cada
paciente, evitando de este modo, la contaminación cruzada.
(b) La limpieza se puede realizar con agua y jabón, conforme al
procedimiento ilustrado en la imagen 6, o utilizando alcohol en gel.
(c) La fricción con alcohol reduce en 1/3 el tiempo dedicado por los
profesionales de la salud a la higiene de las manos, aumentando la
adherencia a esta acción básica de control. En lo que respecta a sus
desventajas, se encuentran el olor que permanece en las manos y la
inflamabilidad, que se observa sólo en soluciones de etanol por encima del
70% de concentración.
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Uso adecuado de Guantes
Los guantes desechables son barreras de protección y pueden ser
confeccionados en látex, vinilo, polietileno o nitrilo.
Algunos funcionarios pueden desarrollar dermatitis por el uso prolongado de
estos elementos de protección individual. En tales casos, se deben utilizar
guantes de otros materiales (nitrilo, polietileno y otras composiciones). El uso
de guantes sin talco, así como la utilización de guantes revestidos
internamente de algodón, también pueden ser una alternativa para estos
funcionarios con sensibilidad a estos materiales. Es prudente verificar si el
paciente tiene hipersensibilidad al látex, puesto que hay informes de choque
anafiláctico en la literatura. En tales situaciones, se debe evitar el uso de los
guantes de látex. (Imágenes 7 y 8)
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Extracción de sangre por vacío
La extracción de sangre por vacío es la técnica de extracción de sangre
venosa recomendada por el CLSI en la actualidad. Se utiliza en todo el
mundo y en la mayoría de los laboratorios brasileños, puesto que
proporciona al usuario innumerables ventajas:
(a) La facilidad en la manipulación es una de sus ventajas, dado que el tubo
para la extracción de la sangre por vacío tiene en su interior vacío calibrado y
en capacidad proporcional al volumen de sangre informado en su etiqueta
externa, lo que significa que cuando la sangre deja de fluir dentro del tubo, la
persona que extrae la sangre tendrá la certeza de que se extrajo el volumen
de sangre correcto. La cantidad de anticoagulante/ activador del coágulo es
proporcional al volumen de sangre que tiene que ser extraída, generando, al
final de la extracción, una muestra de calidad para ser procesada o
analizada.
(b) La comodidad del paciente es esencial, dado que con una única punción
venosa se pueden llenar rápidamente todos los tubos que son necesarios
para las pruebas solicitadas por el médico.
(c) Los pacientes con accesos venosos difíciles, como niños, pacientes en
tratamiento médico, sometidos a quimioterapia, etc., también se benefician,
puesto que hay productos que facilitan estas extracciones.
Procedimientos de extracción de sangre por vacío
(a) Verificar que la cabina de extracción está limpia y guarnecida para iniciar
las extracciones
(b) Solicitar al paciente que diga su nombre completo para confirmar la
petición del médico y las etiquetas.
(c) Comprobar y ordenar todo el material a utilizar con el paciente, de
acuerdo con la petición del médico (tubo, gasa, torniquete, etc.). Esa
identificación de los tubos se debe realizar frente al paciente.
(d) Informar al paciente del procedimiento.
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(e) Abrir el precinto de la aguja de extracción múltiple de sangre al vacío
frente al paciente.
(f) Enroscar la aguja al adaptador del sistema de vacío (imagen 21)
(g) Limpiarse las manos.
(h) Colocarse los guantes.
(i) Colocar el brazo del paciente, inclinándolo hacia abajo, a la altura del
hombro (imagen 22)
(j) Realizar la antisepsia.
(k) Aplicar el torniquete al brazo del paciente
(l) Retirar la protección que cubre la aguja de extracción múltiple de sangre
por vacío (imagen 23).
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(m)Realizar la punción en un ángulo oblicuo de 30º, con el bisel de la aguja
hacia arriba (imagen 24). Si es necesario, para ver mejor la vena, estirar la
piel con la otra mano (lejos de la zona donde se ha realizado la antisepsia).
(n) Insertar el primer tubo de vacío (imagen 25).
(o) Cuando la sangre empiece a fluir dentro del tubo, quitar el torniquete del
brazo del paciente y pedirle que abra la mano (imagen 26).
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(p) Homogeneizar inmediatamente después de retirar el tubo, invirtiéndolo
suavemente de 5 a 10 veces (imagen 27).
(q) Después de retirar el tubo, sacar la aguja y comprimir la zona de punción
con algodón o gasa secos (imagen 28).
(r) Ejercer presión en la zona, en general, de 1 a 2 minutos, evitando así la
formación de hematomas y sangrados (imagen 29). Si el paciente está en
58
condiciones de hacerlo, oriéntelo adecuadamente para que realice la presión
hasta que el orifico de la punción deje de sangrar.
(s) Tirar la aguja inmediatamente después de sacarla del brazo del paciente
en un recipiente para materiales punzantes (imagen 30).
(t) Aplique un parche oclusivo en la zona de la punción (imagen 31).
(u) Indique al paciente que no doble el brazo, que no coja peso o bolsa en
bandolera en el mismo lado de la punción durante, al menos, 1 hora, y que
no mantenga el brazo doblado, pues puede funcionar como un torniquete.
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(v) Verificar si tiene alguna pregunta, proporcionando al paciente
orientaciones adicionales si fuese necesario.
(w)Asegurarse del estado general del paciente, preguntándole si está en
condiciones de moverse por sí solo y en caso afirmativo, entregar el
comprobante de retirada del resultado al paciente y después dejarle marchar.
(x) Colocar las muestras en un lugar adecuado o enviarlas inmediatamente a
procesar.
ANEXO D. Especificaciones del equipo utilizado en este estudio
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ANEXO I. Curriculum vitae de la autora.
GABRIELA DEL ROCÍO ASANZA MORALES
Celular: 593-984251390
Fijo: 593-2-2521671
La doctora Gabriela Asanza Morales, es una profesional, dedicada al servicio
de los pacientes. Fue ganadora de concurso interno,
trabajó en el año 2011 en el Hospital Militar como
médico residente, en las áreas clínicas, cumpliendo
reglamento interno de la institución. En el año 2012 ganó
concurso en el IESS e inició labores en el hospital
Carlos Andrade Marín Servicio, de Gastroenterología
como médico residente, y en el año 2014 ingresó al
posgrado de Patología Clínica/Medicina de Laboratorio,
de la Universidad Central del Ecuador, cuyo pensum
culminó este diciembre 2016.
Educación
2014 – 2016 Universidad Central del Ecuador, Posgrado de Patología Clínica y Medicina de Laboratorio (en curso)
2003 – 2009 Escuela Latinoamericana de Medicina, La Habana – Cuba Titulo de: Doctora en Medicina.
Formación relacionada con el posgrado.
A) Noviembre 2014, Congreso Latinoamericano de Patología Clínica y
Medicina de Laboratorio, Punta del Este Uruguay (asistente).
B) Agosto 2015, Congreso Actualización en Medicina de Laboratorio
Hotel Hilton Colon Quito, asistente.
C) Octubre 2015 I Conversatorio de Medicina de Laboratorio modulo
hematología, asistente
D) Junio 2016 II conversatorio Medicina de Laboratorio
E) Octubre 2016 III Conversatorio de Medicina de Laboratorio Netlab.
S.A. Módulo, pruebas especiales (asistente)