UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE CIENCIAS ... · auxinas a tres tiempos para...

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS

CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA

USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE

ESTACAS DE MORA DE CASTILLA SIN ESPINAS (Rubus glaucus Benth)

TESIS DE GRADO PREVIA A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE

INGENIERO AGRÓNOMO

REMIGIO MANUEL LLIGÜÍN LLIGÜÍN

QUITO - ECUADOR

2015

II

DEDICATORIA

Dedico a Dios que me ha guiado en todo momento

A mis padres: Martha Lligüín, y Gonzalo Lligüín

A todos mis hermanos y a toda mi familia.

III

AGRADECIMIENTOS

En primer lugar agradezco de todo corazón a Dios que me permitió llevar a feliz

término este reto.

Luego a toda mi familia por el apoyo incondicional brindado.

Dejo constancia de mi gratitud a la Facultad de Ciencias Agrícolas, en especial a

los docentes que intervinieron en la realización de este trabajo:

Ing. Valdano Tafur Ing. Lenin Ron Lic. Narcisa Yar

Ing. Jorge Caicedo Ing. Vladimir Cruz Sr. Orlando Trujillo

Ing. Juan León M. Sc. Mónica Jadán Sr. Daniel Herazo

AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL

Yo, Remigio Manuel Liigüín Lligüín. En calidad de autor del trabajo de investigación o

tesis realizada sobre "USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA

ENRAIZAMIENTO DE ESTACAS DE MORA DE CASTILLA SIN ESPINAS

(Rubus glaucus Benth)". USE OF AUXINS AT THREE IMMERSION TIMES FOR

THORN-LESS BLACBERRY (RUBUS GLAUCUS BENTH) CUTTINGS

ROOTING, Por la presente autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR,

hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o parte de los que contienen esta

obra, con fines estrictamente académicos o de investigación.

Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la presente autorización,

seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6, 8, 19

y demás pertinentes de la ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento.

Quito, 26 de mayo del 2015

Remigio Manuel Lligüín Lligüí[email protected]

IV

En calidad de tutor del trabajo de graduación cuyo título es: "USO DE AUXINAS A

TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE ESTACAS DE MORA DE

CASTILLA SIN ESPINAS (Rubus glaucas Benth)", presentado por el señor REMIGIO

MANUEL LLIGÜÍN LLIGÜÍN previo a la obtención del Título de Ingeniero Agrónomo,

considero que el proyecto reúne los requisitos necesarios.

Tumbaco, 26 de mayo del 2015

In. Juan León Fuentes M, Se.

TUTOR

Tumbaco, 26 de mayo del 2015

Señor IngenieroCarlos Alberto Ortega, M. Se.DIRECTOR DE CARRERA DEINGENIERÍA AGRONÓMICAPresente.-

Señor Director:

Luego de las revisiones técnicas realizadas por mi persona del trabajo de graduación,"USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE ESTACASDE MORA DE CASTILLA SIN ESPINAS (Rubus glaucas Benth)^. Llevado a cabopor parte del Señor Egresado: Remigio Manuel Lliguín Lliguín de la Carrera de IngenieríaAgronómica, ha concluido de manera exitosa, consecuentemente, el indicado estudiantepodrá continuar con los trámites de graduación correspondientes de acuerdo a lo queestipulan las normativas y disposiciones legales.

Por la atención que se digne a dar a la presente, le anticipo mi agradecimiento.

Atentamente,

<7Ing. Agr. Juan León F., M.Sc.TUTOR

VII

"USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE ESTACAS

DE MORA DE CASTILLA SIN ESPINAS (Rubus glaucus Benth)"

APROBADO POR:

Ing. Agr. Juan León F., M.Sc.TUTOR DE TESIS

Lie. Diego Salazar V., M. Se.

PRESIDENTE DEL TRIBUNAL

Ing. Agr. Valdano Tafur

PRIMER VOCAL

Ing. Agr. Jorge Caicedo, M. Se.

SEGUNDO VOCAL

VIII

VIII

CONTENIDO

CÁPITULO PÁGINAS

1. INTRODUCCIÓN 1

1.1. Objetivos 2

2. REVISIÓN DE LITERATURA 3

2.1. Generalidades del cultivo de mora 3

2.2. Taxonomía de la mora 4

2.3. Requerimientos agroclimáticos 4

2.4. Botánica de la mora 5

2.5. Métodos de propagación 6

2.6. Sustratos 10

2.7. Etiolación 10

2.8. Sustancias reguladoras del crecimiento 11

2.9. Formación de raíces adventicias 14

2.10. Plagas en estacas de mora 18

3. MATERIALES Y MÉTODOS 20

3.1. Materiales 20

3.2. Método 20

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓNES 28

4.1. Normalidad 28

4.2. Porcentaje general de prendimiento de estacas a los 60 días 30

4.3. Porcentaje de estacas eliminadas 30

4.4. Porcentaje de prendimiento de estacas testigo 31

4.5. Longitud de brote a los 30 días 31

4.6. Longitud de brote a los 60 días 33

4.7. Peso de raíz a los 60 días 36

4.8. Longitud de raíz a los 60 días 38

4.9. Análisis económico 41

5. CONCLUSIONES 46

6. RECOMENDACIONES 47

7. RESUMEN 48

8. SUMMARY 49

IX

CAPÍTULO PÁGINAS

9. BIBLIOGRAFÍA 50

10. ANEXOS 54

11. FOTOGRAFÍAS 65

X

LISTA DE ANEXOS

ANEXO PÁG.

A Peso seco de raíces a los 60 días del ensayo “Uso de auxinas a tres

tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin

espinas (Rubus glaucus Benth)”.

54-55

B Longitud de raíz a los 60 días del ensayo “Uso de auxinas a tres



56-57

C Promedios finales de las diferentes variables en comparación con los

tratamientos aplicados del ensayo “Uso de auxinas a tres tiempos

para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus

glaucus Benth)”.

58

D

Datos de brotes tomados en campo a los 30 días del ensayo “Uso de

auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de

castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.

59-61

E

Datos de longitud de brote tomados a los 60 días del ensayo “Uso de



62-64

11.

Fotografías del manejo del ensayo “Uso de auxinas a tres tiempos

para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus

glaucus Benth)”.

65-66

XI

LISTA DE CUADROS

CUADRO PÁG.

1 Características morfológicas de la variedad de mora INIAP

ANDIMORA-2013

4

2 Características agronómicas de la variedad de mora INIAP

ANDIMORA-2013.

4

3 Factores en estudio en el experimento “Uso de auxinas a tres

tiempos para enraizamiento de estacas de mora sin espinas

(Rubus glaucus Benth)”

23

4 Codificación y descripción de los tratamientos en el estudio “Uso

de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora

sin espinas (Rubus glaucus Benth)”

23

5 Cálculo de prueba Shapiro – Wilks para las variables a 30 y 60

días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para

enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus

glaucus Benth)”.

28

6 Análisis de Varianza para la variable longitud de brote a los 30



glaucus Benth)”.

31

7

Prueba de Tukey al 5% para hormona en la variable longitud de

brote a los 30 días en el experimento “Uso de auxinas a tres



32

8

Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable

longitud de brote a los 30 días en el experimento “Uso de auxinas

a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla

sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.

32

9

Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de

inmersión en la variable longitud de brote a los 30 días en el

experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento

de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus

Benth)”.

33

10 Análisis de la Varianza para la variable longitud de brote a los 60



glaucus Benth)”.

34

11

Prueba de Tukey al 5% para hormona en la variable longitud de

brote a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres

34

XII



12


longitud de brote a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas



35

13


inmersión en la variable longitud de brote a los 60 días en el



Benth)”.

35

14 Análisis de Varianza para la variable peso de raíz a los 60 días

en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para


glaucus Benth)”.

36

15 Prueba de Tukey al 5% para hormona en la variable peso de raíz

a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos

para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas

(Rubus glaucus Benth)”.

37

16


peso de raíz a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a

tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla


37

17 Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de

inmersión, en la variable peso de raíz a los 60 días en el



Benth)”.

38

18 Análisis de Varianza para longitud de raíz a los 60 días en el



Benth)”.

39

19 Prueba de Tukey al 5 % para Hormona en la variable longitud de

raíz a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres



39

20


longitud de raíz a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas



39

XIII

CUADRO PAG

21


inmersión en la variable longitud de raíz a los 60 días en el



Benth)”.

40

22

Costos de producción con auxina ANA en el experimento “Uso


de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.

41

23

Costos de producción con auxina IBA en el experimento “Uso



42

24

Costos de producción y costo unitario proyectados con hormona

IBA a porcentaje de 70 % en el experimento “Uso de auxinas a

tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla


44

25

Costos de producción y costo unitario proyectados con hormona

IBA, a porcentaje de 70 % y a cantidad de plantas en el



Benth)”.

45

XIV

LISTA DE GRÁFICOS

GRÁFICO PÁG.

1 Croquis de la distribución de las unidades experimentales bajo

invernadero

22

2 Prueba gráfica de normalidad para la variable longitud de brote1

a los 30 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos

para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas


28

3 Prueba gráfica de normalidad para la variable longitud de brote

final a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres



29

4 Prueba gráfica de normalidad para la variable peso raíz a los 60



glaucus Benth)”.

29

5 Prueba gráfica de normalidad para la variable longitud de raíz a

los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para


glaucus Benth)”.

30

6 Longitud de brote a los 30 días con hormona (ANA, IBA) y

tiempo de inmersión (T1, T2, T3) en el experimento “Uso de



33

7 Longitud de brote a los 60 días con hormona (ANA, IBA) y

tiempo de inmersión (T1, T2, T3) en el experimento “Uso de



36

8 Peso de raíz a los 60 días en hormona ANA e IBA con tiempos

de inmersión T1, T2, T3 en el experimento “Uso de auxinas a tres



38

9 Longitud de raíz a los 60 días con hormona ANA e IBA con

tiempos de inmersión T1, T2 y T3 en el experimento “Uso de



40

XV

USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE ESTACAS

DE MORA DE CASTILLA SIN ESPINAS (Rubus glaucus Benth)

RESUMEN

En la Facultad de Ciencias Agrícolas (CADET) de la UCE, parroquia Tumbaco, sector la

Morita, se realizó el ensayo para evaluar el enraizamiento de estacas de mora de castilla sin

espinas con dos factores en estudio: ácido naftalenacético (ANA), ácido indolbutírico

(IBA) a 1000 ppm y tres tiempos de inmersión (5, 10 y 15 minutos). El diseño fue factorial

A X B + 1, con siete tratamientos y cuatro repeticiones. El mejor tratamiento fue con IBA

y 15 minutos de inmersión, las variables fueron longitud de brote y raíz, peso seco a los 60

días con valores de: 0.14 cm, 6.55 cm y 70.78 mg respectivamente; el porcentaje de

prendimiento fue de 57.85 %. El costo unitario alcanzó 3.94 dólares y no ofrece

rentabilidad, pero si se proyecta la efectividad del prendimiento a 70 %, o a cantidad de

plántulas, el costo unitario llega a 1.06 y 0.71 dólares respectivamente y por lo tanto

rentable.

PALABRAS CLAVES: HORMONAS, MORA SIN ESPINAS, PRENDIMIENTO.

USE OF AUXEVS AT THREE TIMES FOR THORN-LESS BLACKBERRY

(RUBUS GLAUCUSBENTH) ROOTED CUTTINGS

ABSTRACT

At the school of agricultural sciences (CADET) of the Universidad Central del Ecuador

UCE, parish of Tumbaco, área of La Morita, an essay to evalúate rooting of thorn-less

blackberry cuttings was carried outs using two study factors:: naphthaleneacetic acid

(NAA), indole-butyric acid (IBA) at 1000 ppm and three different immersion times (5,

10 and 15 minutes). Factorial design was A X B + 1, with seven treatments and four

repetitions. The best treatment was using IBA and 15 minutes immersion time, the

variables were sprout and root length, dry weight at 60 days with valúes of: 0.14 cm,

6.55 cm and 70.78 mg accordingly; apprehension percentage was of 57.85 %. Unit cost

reached 3.94 dollars and offers no profitability, but if the apprehension effectiveness

projects towards 70 %, or towards amount of seedlings, unit cost can go from 1.06 to

0.71 dollars accordingly and thus becoming profítable.

KEYWORDS: HORMONES, THORN-LESS BLACKBERRY, APPREHENSION.

CERTIFY that the above and foregoing is a true and correct translation of the original document inSpanish.

O,"._ ó-

Silvia Donoso AcostaCertified TranslatorID..-0601890544

1. INTRODUCCIÓN

En Ecuador, se estima existe una superficie aproximada de 5 247 ha de mora, cultivada por 15 000

pequeños productores, quienes la tienen como rubro principal dentro de un sistema de producción

de la finca, y dependen económicamente de este frutal, por lo que el cultivo ha incrementado la

producción en los últimos años, pasando de 4 480 t en el año 2000 a 12 603 t en el 2009; de igual

forma, en el mismo período de tiempo los rendimientos promedio anuales se han aumentado de

1,93 t ha-1

a 4,73 t ha-1

(SICA, 2002).

La mora se encuentra distribuida en Ecuador principalmente en las provincias de: Tungurahua,

Azuay, Cotopaxi, Bolívar, Chimborazo, Pichincha, Imbabura y Carchi, siendo la primera la

principal zona de producción de mora de castilla con 70% de superficie (3673 ha), y con

rendimiento por hectárea de 5,45 t (INIAP, 2010).

En Ecuador la variedad con mayor importancia comercial y mayor aceptación por parte de los

agricultores y consumidores, es la mora de castilla, con el 98% de superficie sembrada (Martínez,

2007).

En el país existe la variedad de mora sin espinas andina (Rubus glaucus Benth) INIAP

ANDIMORA - 2013, y tres accesiones sin espinas de origen colombiano. Estas provienen del plan

de mejoramiento de mora del INIAP que con el empleo de marcadores micro satélites ISSR donde

se determinaron accesiones duplicadas y luego caracterizadas con marcadores AFLPs en el que se

distinguieron dos grupos A y B, el primero, compuesto por accesiones cultivadas, y el segundo

integrado por especies silvestres; el grupo A, se subdividió en dos subgrupos denominados C1 y

C2. El C1 incluye a tres accesiones sin espinas de origen colombiano, y tres accesiones sin espinas

de origen ecuatoriano, entre las que se encontraba la accesión MA - 0100 que corresponde a la

variedad ANDIMORA; el C2 estuvo conformado por materiales cultivados ecuatorianos con

espinas (Garridos, 2009).

Sin embargo de los logros alcanzados en la producción hasta el 2009, la mora sin espinas registra

problemas de oferta de plantas en Ecuador, y en función de esta necesidad para aumentar la

propagación de Rubus glaucus Benth, se plantea explorar tecnologías que abaraten y estimulen el

uso de plantas obtenidas en los campos, y permitan mayor número, en menor tiempo y de mejor

calidad, además reducir los costos de producción por planta Sharma y Ahuja (2004).

Los métodos actuales de propagación asexual (estacas, acodos, meristemos, tejidos, etc.), para la

producción de plántulas de mora de castilla sin espinas, presentan bajas tasas de enraizamiento; y

mucho tiempo para obtener plantas listas para el campo. Las plantas producidas mediante las

metodologías de propagación asexual, presentan un alto porcentaje de mortalidad al trasplante,

debido a la baja calidad fitosanitaria y un sistema radicular débil; además existe heterogeneidad

entre plantas, para ello hay que hacer una selección de plantas madres (Vásquez, 2008).

Existe desconocimiento por parte de los viveristas sobre la propagación vegetativa por estaca de

mora de castilla sin espinas, el uso de fitohormonas para enraizamiento y por lo tanto la obtención

de plántulas se ve afectada por la larga duración del periodo de enraizamiento; por lo que es

2

necesario determinar la metodología adecuada y el tipo de auxina apropiada para obtener plantas de

calidad (Salazar y Erazo, 1983).

Ante esto se plantea esta investigación de propagación por estacas de mora de castilla sin espinas,

por ser la forma más recomendada para propagar plantas de mora de manera asexual, porque

garantizan la calidad genética de los clones a partir de una planta madre seleccionada (Salazar y

Erazo, 1983).

La propagación sexual es poco utilizada, por el largo tiempo que la semilla requiere para la

germinación y por un mayor periodo hasta la producción (Vásquez, 2008). Además de que existe

variabilidad genética y la mora es una planta parcialmente auto estéril lo que requiere de la

polinización entomófila, para producir más y mejores frutos. La reproducción sexual es más

utilizada con fines de investigación como cruzamientos, evaluar progenies etc. (Garridos, 2009).

1.1. OBJETIVOS

1.1.1. Objetivo General

Evaluar tres tiempos de inmersión, utilizando dos hormonas, en estacas para la

propagación de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth).

1.1.2. Objetivos Específicos

Establecer el mejor tiempo de inmersión en estacas de mora de castilla sin espinas.

Determinar el tipo de hormona que influye para el tiempo de enraizamiento de estacas de

mora de castilla sin espinas.

Determinar el porcentaje de prendimiento en estacas sin brotes.

Realizar el análisis financiero del mejor tratamiento en mora de castilla sin espinas.

3

2. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. GENERALIDADES DEL CULTIVO DE MORA

2.1.1. Origen

La mora es originaria de las estribaciones de la cordillera de los Andes de Ecuador y Colombia;

también se encuentra en las zonas altas de Panamá, Costa Rica, Honduras, Guatemala, México.

Existen especies de mora en todo el mundo excepto en las zonas desérticas (Rosero, 2005).

Farinango (2010). Manifiesta que la Mora de Castilla (Rubus glaucus Benth), fue descubierta por

Hartw y descrita por Benth. Es originaria de las zonas altas tropicales de América principalmente

Colombia, Ecuador, Panamá, Guatemala, Honduras, México y El Salvador. Sin embargo, Calzada

(1993), indica que, las moras son nativas de Asia, Europa, norte y sur de América. Pero, las moras

encontradas en cada región son nativas de las mismas.

La variedad de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth) INIAP ANDIMORA (Mora

Andina) - 2013, proviene de una mutación de semilla sexual de mora de castilla con espinas,

identificada en los semilleros de los segregantes donde se buscaba ampliar la variabilidad genética

como parte del programa de mejoramiento en esta especie, misma que se identificó y seleccionó en

Píllaro - San Miguelito, Tungurahua en el año 2007 (INIAP, 2013).

Las plantas sin espinas fueron evaluadas, multiplicadas y distribuidas a diferentes localidades de la

provincia del Tungurahua para observar su comportamiento agronómico y la permanencia de la

característica de la ausencia de espinas (INIAP, 2013). La variedad de mora sin espinas (Rubus

glaucus Benth) INIAP ANDIMORA-2013 proviene de una mutación de semilla sexual de

mora de castilla con espinas, planta de origen andino, nativa de climas fríos y moderados

de los Andes ecuatorianos y colombianos.

Según Guerrero (2010) la variedad de mora de castilla sin espinas se obtuvo después de tres años

de investigaciones en mejoramiento genético, realizadas por técnicos e investigadores del Programa

Nacional de Fruticultura del Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias,

INIAP. El estudio se realizó mediante la identificación y selección de materiales de mora de castilla

que tienen como característica relevante no tener espinas.

2.1.2. Características de mora de castilla sin espinas variedad INIAP Andimora-2013

La mora de castilla sin espinas es muy notable por su capacidad productiva, pues se pueden obtener

rendimientos promedio de 18.20 – 18.54 ton· ha-1

por año, otra característica es su ausencia de

espinas en los tallos, misma que facilita las labores de cosecha y poda del cultivo, y que es una

demanda del productor (INIAP, 2013).

4

Cuadro 1. Características morfológicas de la variedad de mora INIAP ANDIMORA-2013

DESCRIPTORES DATOS MORFOLÓGICOS

Forma de tallo Cilíndricos

Diámetro del tallo principal 0.7 – 1.4

Nº yemas por ramas 40 – 50

Color yemas Verde café

Diámetro de yema 0.51 – 0.90

Longitud de yema 0.6 – 1.1

Tamaño de la yema Mediano

Forma de foliolo Ovado elíptico

Color hoja Verde obscure

Fuente: Proaño y Martínez (2008)

Cuadro 2. Características agronómicas de la variedad de mora INIAP ANDIMORA-2013.

CARÁCTER DESCRIPCIÓN

Rango de adaptación msnm 2810 – 2950

Hábito de crecimiento Semi-erecto

Altura de planta m 2

Días plantación inicio floración (d) 210 – 220

Rendimiento kg / planta / año 10 – 16

Fuente: INIAP (2011); Proaño y Martínez (2008).

2.2. TAXONOMÍA DE LA MORA

La clasificación botánica de la mora de castilla (Rubus glaucus Benth) según Montalvo (2010) es la

siguiente:

Reino: Plantae

División: Antofita

Clase: Magnoliophyta

Subclase: Magnoliopsida

Orden: Rosales

Familia: Rosaceae

Género: Rubus

Especie: Glaucus

2.3. REQUERIMIENTOS AGROCLIMÁTICOS

Altitud.- La mora puede crecer entre alturas de 1500 y 3000 m.s.n.m., presentando una buena

producción de frutos, no es recomendable sembrar a altitudes mayores cuando el cultivo es a la

intemperie, pues la mora es susceptible a las heladas. Se considera que el cultivo presenta su

mayor potencial productivo en altitudes entre los 2000 y 2300 m.s.n.m., donde es menos

susceptible a enfermedades (Angulo, 2003).

5

Temperatura.- La mora se desarrolla a temperaturas comprendidas entre los 10 y 18º C y la

humedad relativa no debe sobrepasar el 90% para evitar problemas fitosanitarios (Angulo,

2003).

Precipitación.- La precipitación anual está entre 1400 y 2300 mm (Angulo, 2003).

Suelos.- La planta presenta un buen desarrollo en suelos francos, profundos ya que las raíces

pueden crecer hasta un metro, también se requiere que el suelo tenga una buena capacidad de

retención de la humedad para que ocurra un crecimiento constante de la planta. Los suelos

apropiados deben tener un buen contenido de materia orgánica, además de un pH entre 5,5 y

6,5 Castro y Cerdas (2005).

El suelo franco arenoso, arcillo arenoso o ligeramente arenoso, es el mejor para formar las

platabandas, las mismas que pueden tener las siguientes dimensiones: 1,20 metros de ancho; 10

centímetros de alto sobre el suelo; y, 25 a 30 metros de largo.

(Rosero, 2005). Reporta que la mora es exigente en suelos, prefiere suelos con alto contenidos de

materia orgánica, bien drenados pero al mismo tiempo deben ser capaces de retener el agua. Los

suelos de tipo franco son los recomendados. El pH varía alrededor de 5.2 siendo 5.7 el óptimo.

El suelo recomendado debe mantener una relación de Ca: Mg: K: 2:2:1 ya que junto con el Boro

son responsables de una mayor o menor resistencia a las enfermedades (Rosero, 2005).

2.4. BOTÁNICA DE LA MORA

Es una planta de vegetación perenne, arbustiva semi-erecta, conformada por varios tallos espinosos

que pueden crecer hasta tres metros. Las hojas tienen tres foliolos, ovoides de 3 a 5 centímetros de

largo (INIAP, 2007).

2.4.1. Raíz

La mora presenta una raíz fasciculada donde las raíces primarias se forman a partir de la corona

que está en la base de la planta y que también da origen a gran número de tallos. Estas raíces se

distribuyen en los primeros 30 cm o 50 cm de profundidad (dependiendo: del tipo de suelo,

disponibilidad de nutrientes, humedad y temperatura) proporcionando sostén a la planta. Otra

característica importante es que las raíces junto con los tallos subterráneos presentan yemas que

favorecen a la reproducción asexual Castro y Cerdas (2005).

2.4.2. Tallo

Los tallos forman macollos, son de color crema y tienen espinas aunque éstas se presentan más

tenues en las variedades de mora sin espinas. Los tallos crecen durante el primer año y

posteriormente florecen y producen fruto (desarrollo bianual). En muchas especies los tallos a

medida que crecen se van arqueando hasta llegar al suelo en donde producen raíces en ápices y

entrenudos, surgiendo una propagación vegetativa natural similar a los acodos. La corona se

desarrolla en la base de la planta y es desde donde se originan los tallos primarios de donde se

desprenden ramas primarias, secundarias y terciarias y también las raíces Castro y Cerdas (2005).

6

2.4.3. Ramas

En las plantas de mora es posible distinguir tres tipos de ramas: ramas látigo, ramas vegetativas y

ramas productivas. Las primeras tienen un diámetro y hojas más pequeñas; las ramas vegetativas

son gruesas por lo general con muchas espinas y en la punta tienen hojas cerradas; mientras que las

ramas productivas tienen un porte intermedio entre los látigos y las ramas vegetativas y se

identifican principalmente porque las hojas en su punta son abiertas y además por su crecimiento

vertical Franco y Giraldo (1998).

2.5. MÉTODOS DE PROPAGACIÓN

2.5.1. Reproducción Sexual

La reproducción sexual no es muy utilizada por varias razones: en primer lugar las semillas tienen

un porcentaje de germinación bajo; adicionalmente se producen plantas con mucha variabilidad, el

tiempo para conseguir una planta nueva por semilla es muy prolongado, mientras que asexualmente

se pueden seleccionar plantas madre con buenas características que se mantengan en la progenie.

Esta etapa puede tardar entre 10 y 30 días y posteriormente se pasarán a vivero por un periodo

aproximado entre 45 y 60 días Castro y Cerdas (2005).

Por otro lado (CORPOICA, 2006) afirma que la propagación sexual se realiza a partir de semilla y

aunque es el menos utilizado por los agricultores, permite obtener plantas con una mayor vida

productiva. Sin embargo, presenta diversos inconvenientes para el agricultor como son: pocas

semillas viables, debido a problemas de auto incompatibilidad en el polen, cultivos altamente no

uniformes, lento crecimiento y desarrollo de las plantas.

2.5.2. Reproducción Asexual

La propagación vegetativa es la reproducción de una planta a partir de una célula, un tejido, un

órgano (raíces, tallos, ramas, hojas); partes de una planta pueden dar origen a otra de iguales

características, dependiendo de condiciones como: luz, temperatura, humedad, nutrientes, sanidad;

esto se debe a que muchas de las células de los tejidos vegetales, mantienen la potencialidad de

multiplicarse, de diferenciarse y dar origen a diversas estructuras como tallos y raíces

(CORPOICA, 2006).

Entre los principales métodos de reproducción asexual tenemos: el acodo rastrero, el acodo de

punta y por estacas.

Acodo rastrero

Franco y Giraldo (1998) manifiestan que se realiza en plantas de tallos largos, para lo cual se

escogen ramas de buenas características, se tiende en el suelo sin arrancar de la planta madre, se

tapa con tierra cada 25 cm y se sostiene con estacas. De la sección de la rama tapada con tierra

nacen raíces, y a los tres meses están listas las nuevas plantas. Esta rama debe tener una longitud de

1.5 a 2.5 metros. De una rama se pueden obtener de tres a cuatro acodos e igual número de plantas.

Después de 30 a 40 días estos acodos se separan de la planta madre y se mantienen por 15 a 30 días

más, para que se encuentren listos para el trasplante definitivo. Con este método se pueden obtener

de tres a cinco plantas por rama.

7

.

Acodo de punta

Franco y Giraldo (1998), menciona que el sistema de acodamiento, consiste en provocar la

formación de raíces a un tallo unido aún a la planta madre. El primer paso es seleccionar una rama

vegetativa (delgada); puede ser un tallo que proviene de la base de la planta, vigorosa, tierna, con

hojas terminales juntas y cuyo diámetro sea mayor al de un lápiz. Este procedimiento se realiza

enterrando su extremo, de 5 a 7 centímetros, dentro de una bolsa con tierra, teniendo cuidado de

mantenerla con buena humedad, después de 30 o 40 días, las raíces ya deben haber aparecido y se

han generado de dos a tres pares de hojas pequeñas en el acodo, en este momento se debe cortar la

nueva planta entre 30 y 50 centímetros desde la base, dependiendo de la distancia a la cual se

trasplantará.

Estacas

La propagación por estacas consiste en cortar secciones de tallo de 35 cm de longitud de tallos

vigorosos, con un diámetro aproximado de 1 cm y debe tener entre 3 a 4 yemas. La estaca es

directamente plantada en una funda con sustrato, utilizando hormonas para enraizamiento. Se

obtendrá la planta lista para trasplante en 60 días aproximadamente (Franco y Giraldo, 1998).

De una planta de buenas características, sana, robusta y de alta producción; se escogen las mejores

ramas para obtener las estacas. Estas pueden ser de madera dura que son ramas que ya han

producido sus frutos, son muy vigorosas y se desarrollan en pleno sol; los que proceden de tallos

jóvenes no garantizan un buen prendimiento. Los tallos intermedios o semiduros son los más

apropiados para propagar, del material disponible se eliminan las hojas y se procede a cortar

estacas de 20 a 30 cm con dos a cuatro yemas. Las ramas deben ser del grosor de un lápiz como

mínimo (Cauca y Peña, 1997).

Para facilitar el enraizamiento se pueden aplicar hormonas en la parte inferior de la estaca, para

posteriormente plantarlas en fundas o platabandas para su prendimiento. En este proceso es

necesario mantener la humedad suficiente y el control de malezas. A los cuatro o seis meses

obtendremos gran cantidad de plantas con las características de la planta madre (Cauca y Peña,

1997).

La longitud y diámetro de las estacas a usar es variable y depende de la especie que se desea

producir. Lo más relevante del tamaño de la estaca, es que según lo determine el patrón de las

longitudes del entrenudo, está estrechamente correlacionada con el porcentaje de estacas

enraizadas, las estacas de la parte apical son las más largas y tienen mejor enraizamiento; sin

embargo si todas las estacas se cortan a la misma longitud, las basales enraízan mejor (Leakey,

1985).

Según Bañon (2002). Afirma que la obtención de un sistema radicular de mayor peso seco, por lo

tanto de mayor desarrollo, está relacionado con el peso seco de la estaca utilizada; lo que en

principio hace pensar utilizar aquellas de mayor grosor.

Probablemente esto se debe al mayor contenido de sustancias de reserva de la estaca, las que

intervienen en el proceso de formación de raíces. El tamaño del sistema radicular formado está

relacionado con la longitud y el diámetro del mismo, es un factor determinante en el proceso de

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enraizamiento; se consigue mejor respuesta de arraigue en las estacas de mayor grosor y longitud;

muchas plantas enraízan fácilmente con estas dimensiones, sin embargo, esto es un inconveniente

si se tiene escaso material vegetativo (Díaz, 1991)

En la propagación vegetativa de especies forestales, Mesen (1998) indica que, las estacas de 3 a 6

cm son apropiadas con diámetros de 3 a 6 mm, dentro de este rango las estacas más gruesas son

preferibles, normalmente los entrenudos son suficientemente largos para permitir estacas con la

longitud recomendada. Se deben evitar estacas de menos de 3 cm de longitud.

Está probado que el enraizamiento aumenta con pH de 6.5 - 7.0, e incrementos del porcentaje de

calcio y en un medio de enraizamiento (Longman, 1993).

Sin embargo, para facilitar la extracción se recomienda sustratos porosos como arena de rio, grava

fina, aserrín descompuesto, se puede usar mezclas de estos materiales con tierra o turba (Soudre,

2008).

En consecuencia, el medio de enraizamiento no solo es importante por ser el lugar donde se

iniciarán y formarán las raíces adventicias, sino también, porque provee de condiciones de

humedad, aire y oscuridad necesaria para facilitar su desarrollo.

Estacas de madera semidura

Generalmente, estas estacas son obtenidas de especies leñosas, siempre verdes y de hoja ancha,

enraízan más fácilmente que las herbáceas, pero demoran más que éstas; es conveniente

cosecharlos justo después de que ha ocurrido un período de crecimiento y la madera es

prácticamente madura (Hartmann y Kester, 1995).

Las estacas de madera semidura deberán tener de 7.5 a 15 cm de longitud reteniendo las hojas en la

parte superior, si las hojas son muy grandes deben reducirse para disminuir la perdida de agua y

permitir menor espaciamiento en las camas de cultivo; es más frecuente que usen las puntas de las

ramas para hacer estacas pero las partes basales del tallo también enraízan; en cuanto al corte basal,

se realiza éste, debajo de un nudo; comercialmente se les hace enraizar bajo aspersiones de niebla

intermitentes o en climas fríos y húmedos (Hartmann y Kester, 1995).

Estacas de hoja

En relación a estacas de hojas, se debe dar esa denominación a las estacas constituidas

exclusivamente por una hoja completa o partes de esta. Solo un número limitado de especies de

plantas pueden ser propagados por estacas de hoja, por ejemplo las hojas largas ensiformes, se

cortan en secciones de 8 a 10 cm y se entierran hasta tres cuartas partes de su longitud en arena y

después de un tiempo se forma una nueva planta en la base de la hoja, desintegrándose la estaca

original (Hartmann y Kester, 1995).

Estacas de hojas con yema

Constan de un limbo de hoja, un peciolo y un pedazo corto de tallo, con la yema axilar adherida,

tienen un valor particular en las plantas capaces de iniciar el enraizamiento, aunque no a los brotes

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a partir de hojas separadas y resultan también valioso cuando se desea lograr una propagación

rápida, ya que uno de los nudos puede servir de estaca (Weaver, 2001).

Dentro de las especies que se inician con facilidad por estacas de hoja con yema están, la

zarzamora, así como también muchos arbustos tropicales y la mayoría de las plantas herbáceas de

invernadero que de ordinario se propagan por estacas de tallo (Hartmann y Kester, 1995).

Las estacas de hojas con yema son apreciables cuando el material de propagación es escaso debido

a que con la misma cantidad de material materno se puede obtener el doble de nuevas plantas que si

se hicieran de estacas de tallos. Cada nudo puede ser usado como una estaca (Hartmann y Kester,

1995).

En plantas con hojas opuestas de cada nudo pueden obtenerse dos estacas de hoja con yema. Las

estacas de hoja con yema se obtienen mejor de material que tengan yemas bien desarrolladas y

hojas sanas que están creciendo activamente (Hartmann y Kester, 1995).

El tratamiento de las superficies cortadas con alguna de las sustancias que estimule el

enraizamiento debe ayudar a la producción de raíces. Las estacas se insertan en el medio de

enraizamiento, colocando la yema a una profundidad de 1.5 a 2.5 cm. (Hartmann y Kester, 1995).

La humedad relativa es esencial y el calor en el fondo conveniente para lograr un enraizamiento

rápido; Es evidente entonces, que este tipo de material, es sumamente importante cuando se

dispone de escaso material vegetativo, pero se debe contar con ambientes y equipos especiales para

el enraizado (Hartmann y Kester, 1995).

2.5.2.1. Ventajas de la propagación por estaca:

Calderón 1990 citado por Sepúlveda (2004); menciona dentro de las ventajas de la propagación por

estacas los siguientes:

Simplicidad del procedimiento.

Absoluta homogeneidad en todos los árboles obtenidos.

Obtención de un gran número de árboles a partir de una sola planta madre.

Cultivos más cortos debido a la rapidez de esta técnica.

Ausencia de problemas de incompatibilidad entre dos partes vegetativas.

Perfecta conservación de las características clonales.

Necesidad de poco espacio.

Se evita la dependencia hacia el uso de semillas.

Es posible lograr un control preciso del parentesco.

López y Carazo (2005). Agrega que la ventaja de la propagación por estacas en relación con la

propagación por injerto, es la confiabilidad de la replicación genética de la planta madre; con esta

técnica podemos obtener nuevas plantas a partir de estacas con las características genéticas

idénticas a las plantas madres. Generalmente se debe realizar con la finalidad de instalar “jardines

clonales”, es decir, propagar las mejores plantas y sembrarlas en un lugar determinado para

promover el cruzamiento entre ellas y así poder tener mejores semillas y por ende mejores plantas.

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2.6. SUSTRATOS

Se define como sustrato, cualquier material sólido diferente del suelo de origen natural, de síntesis

o residual, mineral u orgánico, usado como soporte para el sistema radical, entre los que se

destacan los que se componen de mezclas en variados porcentajes del suelo, turba, arena, compost,

vermiculita, perlita, fibra de coco, entre otros (Gallardo, 2001).

Aunque no existe un sustrato ideal que cubra totalmente las exigencias de las plántulas, los criterios

para seleccionar los materiales o las diferentes mezclas, deben considerarse las siguientes

características:

• Disponibilidad del material en el mercado.

• Facilidad de manipulación y de mantenimiento de características adecuadas al humedecerse.

• Buen precio del material y de la preparación.

• Su estabilidad a través del tiempo y la posibilidad de reutilización (en cultivos).

• Características físicas adecuadas de tamaño de partículas, la porosidad y la retención de humedad.

• Características químicas como el pH, la salinidad y el contenido de nutrientes, adecuadas para el

crecimiento de las plántulas o estacas. Ninguno de los soportes puede contener metales pesados, ni

debe presentar contaminación con residuos de agroquímicos (plaguicidas, fertilizantes de síntesis

en exceso), hidrocarburos u otro tipo de contaminantes.

• Características biológicas: los sustratos deben estar libres de patógenos (bacterias, hongos,

actinomicetos, nematodos, etc.), insectos y semillas de malezas.

• En caso de su utilización en mezcla, deben ser fáciles de manipular y/o almacenar.

• Deben resistir los cambios del ambiente, tanto físicos como químicos.

2.6.1. Desinfección del sustrato

Enmarcados en la tendencia actual de producción limpia, que implica el menor uso de

agroquímicos, el método de desinfestación de suelo recomendado es la solarización húmeda, ya

que utiliza la energía calórica del sol, a través del cubrimiento del suelo húmedo con coberturas

plásticas bien selladas, que ayudan a incrementar la temperatura hasta el punto de que es capaz de

controlar organismos dañinos, como patógenos presentes en los sustratos, así como el control de

semillas de algunas plantas no deseadas en el cultivo (Jaramillo, Díaz, Sánchez, y Tamayo, 2006).

2.7. ETIOLACIÓN

La etiolación es el desarrollo de plantas o partes de las mismas en ausencia de luz, que tiene como

resultado hojas pequeñas no expandidas, brotes elongados y falta de clorofila, lo que da lugar a un

color blanco de los tejidos. En la práctica, los propagadores de plantas también usan el término de

etiolación para referirse a brotes de plantas madres forzadas a crecer bajo una fuerte sombra

(Hartmann y Kester, 1997).

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La etiolación de brotes aumenta la concentración interna de auxinas, disminuye la lignificación de

los tejidos, aumenta la acumulación de almidón en la región etiolada y disminuye el contenido de

co-factores negativos del enraizamiento, especialmente de AIA –oxidasa, la etiolación aumenta

considerablemente la sensibilidad del tallo a la auxina, asimismo, induce cambios anatómicos en

los tejidos del tallo que podrían incrementar la iniciación de primordios radicales, principalmente a

partir de células parenquimáticas indiferenciadas (Hartmann y Kester, 1997).

El tiempo requerido en ausencia de luz para que los brotes sean adecuadamente etiolados, es

variable. En promedio se ubica entre 3 y 8 semanas. En la mayoría de casos y para fines de

propagación, una vez que los brotes están totalmente etiolados, éstos son puestos en condiciones de

luz para desetiolarlos, manteniendo etiolada sólo la porción donde posteriormente tendrá lugar el

enraizamiento (Ernst, 1999).

2.7.1. Etiolación o etiolado

Desde hace mucho tiempo se sabe que la etiolación es sumamente eficaz para incrementar la

formación de raíces adventicias en tejidos de tallos. Los métodos de acodo, acodo aéreo y aporque

usados en la multiplicación de muchas plantas se basan en este principio. En la etiolación los

tejidos verdes (con cloroplastos) se modifican en tejidos sin cloroplastos, blancos y muy semejantes

a las raíces, esto se logra privando de luz a una parte o toda una planta. (Hartmann y Kester, 1995).

2.7.2. Sombreado, etiolación y aplicación de bandas

Para etiolar es preferible, entre el 95 al 98% de exclusión de luz, luego de esto se inicia el

crecimiento en la oscuridad hasta que los nuevos brotes tengan entre 5 a 7 cm. En este punto la

sombra se elimina progresivamente a lo largo de una semana. En el primer día de la remoción de la

sombra se inicia la con la colocación de bandas autoadhesivas negras o unos anillos de tejido tipo

Velcro (exclusión de luz localizada), la cinta aislante negra de electricidad también es útil. Estas

bandas mantienen el extremo basal del brote en una condición etiolada, zonas blanqueadas o

amarillas donde existe una concentración mayor de auxina endógena (Hartmann y Kester, 1995).

Para ejemplificar lo mencionado, se realizó un experimento de etiolación y posterior aplicación de

bandas en Hibiscus rosa-sinensis, concluyendo que la combinación de estos dos tratamientos,

incrementaron marcadamente el porcentaje de enraizamiento y el número de raíces de esta especie.

Por tanto; en las estacas que presentan dificultad de enraizamiento, es posible efectuar combinación

de técnicas especiales en las plantas madres como la etiolación y la aplicación de bandas, que

permitan blanquear los tejidos, concentrar auxinas y dotar de condiciones favorables a los brotes

para el arraigue más eficiente.

2.8. SUSTANCIAS REGULADORAS DEL CRECIMIENTO

Los reguladores de las plantas son compuestos orgánicos diferentes de los nutrientes, que en

pequeñas cantidades: fomentan, inhiben o modifican de alguna forma, cualquier proceso fisiológico

vegetal (Lira, 2007).

Para distinguir entre hormonas vegetales y sustancias reguladoras del crecimiento de las plantas,

puede decirse que todas las hormonas regulan el crecimiento; pero no todas las sustancias

reguladoras del crecimiento son hormonas (Hartman y Kester, 1991).

12

2.8.1. Clasificación de las Fitohormonas

Weaver (2011) citado por Anchaly (2011) manifiesta que los reguladores de crecimiento, como las

auxinas, citoquininas, giberelinas, ácido abscísico y etileno, influyen en la formación de raíces; de

ellos, las auxinas son las que ejercen mayor efecto en la formación de raíces en los esquejes.

Los cinco grupos principales de hormonas y reguladores de crecimiento son, las auxinas,

citoquininas, giberelinas, ácido absicico y etileno ; no obstante, los dos primeros son los más

usados en la práctica de propagación por estacas (Rojas, García, y Alarcón, 2004).

2.8.1.1. Auxinas

La auxina es un término genérico que se aplica al grupo de compuestos caracterizados por su

capacidad para inducir la extensión de las células de los brotes. Son un grupo de sustancias

reguladoras que intervienen en una serie de actividades fisiológicas de las plantas tales como

crecimiento del tallo, inhibición de yemas laterales, abscisión de hojas y frutos y en la activación de

las células del cambium (Anchaly, 2011)

La formación de las auxinas se asocia con los tejidos en intensa división, especialmente en:

meristemos apicales de tallos y raíces, hojas jóvenes y frutos en desarrollo; también en hojas

maduras y ápices de raíces, aunque en menor proporción, además fueron encontradas en otras

partes de las plantas, a donde son movilizadas desde su sitio de síntesis por transporte polarizado

(Raisman y Gonzáles, 2007).

Las auxinas son esenciales en el proceso de enraizamiento, posiblemente porque estimulan la

síntesis de etileno, el cual a su vez favorece la emisión de raíces. El aumento en la capacidad de

enraizamiento de estacas tratadas con auxina, se atribuye a los efectos positivos de estas sobre la

división celular, unido al reconocido efecto de estas, de promover el transporte de carbohidratos y

cofactores foliares, hacia las regiones tratadas con auxinas; otro efecto de las auxinas sobre la

formación de raíces, radica en su capacidad de estimular la síntesis de ADN, lo cual resulta en una

mayor división celular (Ruíz y Mesen, 2010).

Algunas concentraciones de materiales que ocurren naturalmente, tienen una acción hormonal más

favorable que otras; dentro del grupo de reguladores del crecimiento. Las auxinas son las que

ejercen mayor efecto en la formación de raíces adventicias en estacas (Hartman y Kester, 1991).

Se ha confirmado muchas veces que la auxina natural o aplicada artificialmente, es un

requerimiento para la iniciación de raíces adventicias, ya sea exógena o endógena (Hartman y

Kester, 1991).

Posteriormente se demostró que él IBA y ANA aunque no sean de ocurrencia natural, eran aún más

efectivos para la formación de raíces adventicias en estacas, que el ácido indolacético de ocurrencia

natural.

Según la Unesco (2007) las auxinas sintéticas existentes son: Ácido indolbutírico (IBA), Ácido

naftalenacético (ANA), 2, 4 diclorofenoxiacético (2,4-D).

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Auxinas: La auxina fue la primera hormona que se descubrió en las plantas, intervienen en

actividades como el crecimiento del tallo, la formación de raíces, la inhibición de las yemas

laterales, la abscisión de las hojas y frutos y en la activación de las células del cambium (Hartmann

y Kester, 1995);

Estas sustancias se sintetizan en el ápice caulinar y son transportados basipetalmente desde el ápice

a las partes inferiores de la planta (Taíz y Zeiger, 2006).

Cabe mencionar, que el propósito de tratar con auxinas a las estacas es aumentar el porcentaje de

estacas que forman raíces, acelerar la iniciación de ellas, aumentar el número y calidad de las raíces

y mejorar la uniformidad del enraizamiento (Hartmann y Kester, 1995).

Dentro de los reguladores de crecimiento del tipo auxina que influyen en el enraizamiento tenemos:

el ácido indolacético (AIA), el ácido indolbutírico (AIB) y el ácido naftalenacético (ANA), sin

embargo, las dos últimas a menudo son más eficaces cuando se utilizan en combinación, que

cualquiera de ambos utilizados por separado (Weaver, 2001).

Ácido Naftalenacético (ANA)

Ácido naftalenacético (ANA): es obtenido por síntesis, tiene una gran actividad auxínica general y

rizógena. Es bastante estable y es ligeramente más toxico para la planta que el AIB. Su empleo es

más delicado, porque el margen entre el umbral de su actividad y el umbral de su toxicidad es más

pequeño (Leví, 1987)

Para (Noboa, 2011) indica que el ANA es un fitorregulador hormonal con actividad auxínica

horizontal, que ejerce su acción en forma análoga a otros compuestos homólogos, como el ácido

indolbutírico (AIB) y el ácido indolacético (AIA), pero con mayor versatilidad y eficiencia que

éstos; ya que estimula el metabolismo de la planta en diversos eventos fisiológicos, además del

enraizamiento, brindando mayor energía y vigor y presentando menores tasas de degradación.

ANA actúa estimulando la actividad fisiológica de la planta, sobre los puntos de crecimiento

activo en diferentes procesos; es un activador enzimático que afecta la división celular,

promoviendo la emisión radical en plantas por trasplantar o en plantas ya sembradas (Noboa,

2011).

Es un poderoso estimulante hormonal, diseñado para inducir la formación de un sistema radicular

más fuerte en una amplia gama de especies vegetales, es empleado para la propagación asexual por

medio de estacas, para el enraizamiento de acodos y esquejes y para estimular la formación de

macollos (Noboa, 2011).

Ácido Indolbutírico (IBA)

IBA es probablemente la mejor fitohormona vegetal para uso general, debido a que no es tóxico

para las plantas, en una amplia gama de concentraciones y es efectivo para estimular el

enraizamiento en un gran número de especies de plantas (Conesa, 2006).

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Es un compuesto hormonal muy común, utilizado para el enraizamiento de esquejes, que ha

demostrado su efecto promotor sobre la rizogénesis de esquejes de numerosas especies (Conesa,

2006).

El ácido indolbutírico (IBA) se utiliza para causar la formación de raíces aún más a menudo que

NAA o cualquier otra auxina (Hartmann y Kester, 1997).

Ácido indolbutírico (AIB).-Producto de síntesis, tiene una débil actividad auxinica en general pero

una excelente acción rizógena. Sin embargo, el AIB es probablemente el mejor material para uso

masivo debido a que no es toxico para las plantas en una amplia gama de concentraciones y es

efectivo para estimular el enraizamiento de un gran número de especies de plantas (Hartmann y

Kester, 1997).

La mayoría de las especies forestales enraízan bien con dosis de 0,2% a 0.3% de AIB, aunque

algunas pueden requerir dosis mayores o menores (Soudre, 2008).

2.9. FORMACIÓN DE RAÍCES ADVENTICIAS

Hartmann y Kester (1995) afirman que las plantas se pueden dividir en tres clases, respecto a la

iniciación de raíces adventicias:

1. Aquellas en que los tejidos proporcionan todas las diversas sustancias nativas, incluso

auxina. Cuando se hacen las estacas y se les coloca en condiciones ambientales adecuadas,

ocurre una rápida formación de raíces.

2. Aquella en que hay presentes amplias cantidades de cofactores de ocurrencia natural, pero

en que la auxina es limitante. Con la aplicación externa de auxina, el enraizamiento

aumenta grandemente.

3. Aquellas en que falta la actividad de una o más de los cofactores internos, aunque la auxina

natural puede o no estar presente en abundancia. Con la aplicación externa de auxina se

obtiene poca o ninguna respuesta

Asimismo, cualquier nutriente que esté presente en los procesos metabólicos, asociados a la

diferenciación y formación del sistema radicular es considerado esencial para la iniciación de

raíces; a modo de ejemplo, un contenido moderado de nitrógeno en los tejidos es mejor para lograr

un enraizamiento optimo; debe existir un equilibrio de bajo contenido de nitrógeno y alto contenido

de carbohidratos en la planta madre (Sadhu, 2005).

Sin embargo para que pueda efectuarse la iniciación de raíces, el nitrógeno es importante para la

síntesis de ácidos nucleicos y de proteínas, debajo de ese nivel mínimo de disponibilidad de

nitrógeno se detiene la iniciación de raíces; asimismo, la recolección de estacas para la propagación

debe realizarse en las mañanas cuando el material vegetal es turgente (Hartmann y Kester, 1995).

De acuerdo a Salvarrey (2008) las raíces adventicias son de dos tipos: las raíces preformadas y las

raíces de lesiones; las primeras se desarrollan naturalmente en los tallos o ramas, cuando todavía

están adheridas a la planta madre, pero que no emergen sino hasta después de que se corta la

porción del tallo; las raíces de lesiones se desarrollan, sólo después de que se ha hecho la estaca; es

una respuesta al efecto de lesión al preparar la misma.

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El proceso subsecuente de cicatrización y regeneración ocurre en tres pasos: primero; al morir las

células externas lesionadas, se forma una placa necrótica que sella la herida con un material

suberoso (suberina) y tapa el xilema con goma; esta placa protege las superficies cortadas de la

desecación; segundo; después de unos cuantos días, las células que están detrás de esa placa

empiezan a dividirse y se puede formar una capa de células de parénquima (callo); finalmente en

ciertas células próximas al cambium vascular y al floema se empieza a iniciar raíces adventicias.

(Hartmann y Kester, 1995).

Según Hartman y Kester (1991) manifiestan los cambios anatómicos que pueden observarse en el

tallo durante la iniciación de las raíces, pueden dividirse en cuatro etapas:

Desdiferenciación de células maduras específicas.

Formación de células iniciales de raíz en ciertas células cercanas a los haces vasculares, las

cuales se han vuelto meristemáticas por desdiferenciación.

Desarrollo subsecuente de estas células iniciales de raíces en primordios de raíces

organizados.

Desarrollo y emergencia de estos primordios radicales hacia afuera a través del tejido de

tallo, más la formación de conexiones vasculares entre los primordios radicales y los

tejidos conductores de la propia estaca.

En plantas leñosas perennes, en las cuales hay una o más capas de xilema y floema secundarios, en

las estacas de tallo normalmente se originan células de parénquima vivientes, primordialmente en

el xilema secundario joven, pero a veces lo hacen de otros tejidos como los radios vasculares como:

el cambium, el floema, las lenticelas o la médula; por lo general, el origen y desarrollo de las raíces

adventicias se efectúa justamente fuera del núcleo central del tejido vascular al salir del tallo las

raíces adventicias han formado una cofia y los tejidos usuales de la raíz, así como las conexiones

vasculares completas, con el tallo de que se originan; las raíces adventicias usualmente se originan

dentro del tallo (endógenamente) y cerca del cilindro vascular, justo fuera del cambium (Hartman y

Kester, 1991).

El tiempo que tarda la diferenciación de las células iniciales de la raíz, después de la colocación de

las estacas en las camas de propagación, varía mucho; las células iniciales de las raíces,

preformadas o latentes generalmente permanecen en letargo, hasta que se hacen estacas de los

tallos y se colocan en condiciones ambientales favorables, para el desarrollo posterior y la

emergencia de los primordios, como raíces adventicias (Hartman y Kester, 1991).

Entre los diferentes procesos anatómicos y fisiológicos involucrados en la obtención de

enraizamiento a partir de estacas tenemos:

2.9.1. Formación del callo

Cuando una estaca se coloca en condiciones ambientales favorables para el enraizamiento, se

desarrolla cierta cantidad de callo en su extremo basal; el callo es una masa irregular de células

meristemáticas en varios estados de lignificación; el callo prolifera de células jóvenes que se

encuentran en la base de la estaca en la región del cambium vascular, aunque también pueden

contribuir células de la corteza y de la médula (Hartman y Kester, 1991).

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Con frecuencia las primeras raíces aparecen a través del callo, conduciendo a la creencia de que la

formación de callo es esencial para el enraizamiento; en la mayoría de las plantas, la formación del

callo y de las raíces son procesos independientes entre sí y cuando ocurren simultáneamente es

debido a su dependencia de condiciones internas y ambientales similares (Hartman y Kester, 1991).

2.9.2. Condiciones climáticas para el enraizamiento

Las condiciones ambientales son de gran importancia para aquellos cultivares de difícil

enraizamiento y la atención que se preste a ello, hace la diferencia entre el éxito y el fracaso de

obtener un enraizamiento satisfactorio (Hartman y Kester, 1991).

Humedad

Las estacas de mora como los acodos, enraízan con prontitud cuando el suelo tiene la suficiente

humedad que estimula el nacimiento de las raíces.

El ambiente donde se desarrollan las ramillas debe poseer una humedad saturada de un 99 o 100%,

para evitar la evapotranspiración y a la vez mantener la turgencia de las células de los tejidos

foliares; condiciones que se logran mediante el uso de sistemas de riego de nebulización,

dependiendo de las condiciones climáticas de la zona (Hernández, 2003).

Temperatura

La temperatura del suelo y del ambiente que predomina en el sector ayuda al desarrollo de las

raíces, aunque este factor puede regular el proceso natural cuando se presentan variaciones de

temperatura. El factor térmico cuando es “alto” acelera el crecimiento de las yemas en relación a

las raíces (Pedroza y Montes, 2008).

En días de fuerte insolación, será necesario proteger las platabandas improvisando alguna cubierta,

que bien puede ser con ramas, tamo, paja, o cualquier otro material que permita crear sombra.

La temperatura está relacionada tanto con el desarrollo vegetal de la planta, como con la floración y

la fructificación del cultivo; asimismo ejerce un efecto sobre la actividad de las raíces y de los

brotes, de manera que las bajas temperaturas disminuyen su actividad y las altas limitan la

capacidad de absorción (Pedroza y Montes, 2008).

Para el enraizamiento de estacas de la mayoría de las especies, son satisfactorias las temperaturas

diurnas de unos 21 a 27ºC, y las temperaturas nocturnas de 15ºC; aunque ciertas especies enraízan

mejor a temperaturas más bajas; temperaturas elevadas del aire tienden a estimular el desarrollo de

las yemas, con anticipación al desarrollo de raíces y aumenta la pérdida de agua por las hojas

(Hartman y Kester, 1991).

Iluminación

En todas las fases de crecimiento y desarrollo de las plantas, la luz es de importancia primordial

como fuente de energía para la fotosíntesis, en el enraizamiento de estacas; los productos de la

fotosíntesis son importantes para la iniciación y crecimiento de las raíces. (Hartman y Kester,

1991).

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Los efectos de la luz en el enraizamiento pueden deberse a: la intensidad, fotoperiodo (longitud del

día) y la cantidad de luz, esos efectos pueden ser ejercidos ya sean en las plantas madres de las que

se toma el material o en las estacas mismas, durante el proceso de enraizamiento (Hartman y

Kester, 1991).

Nebulización

En la propagación por medio de estacas, uno de los principales problemas es evitar que estas se

marchiten antes que formen las raíces; esto se logra manteniendo el aire circundante a las estacas, a

una humedad relativa elevada (Hartman y Kester, 1991).

Escobar (2011) afirma que, la nebulización es una técnica derivada de la humidificación, que opera

mediante controles automáticos, especialmente graduables que determinan: por una parte el

intervalo entre una aspersión y la siguiente, y por otra parte la duración de la aspersión; esta se

efectúa por medio del paso de agua a presión por boquillas atomizadoras de diversos tipos, siendo

mejores las de menor caudal, siempre que la mesa quede bien y uniformemente cubierta por la

niebla.

Esta nebulización ha de ser intermitente, para no mojar demasiado el sustrato y no bajar mucho la

temperatura de las estacas, ni las del medio; lo que resultará perjudicial, y así evitar la pérdida por

lavado de hojas de nutrientes orgánicos e inorgánicos necesarios para la iniciación radical

(Hartman y Kester, 1991)

2.9.3. Factores que influyen en el enraizamiento de las estacas

Se recomienda utilizar las ramas productivas de las plantas, sin embargo, en la práctica, los

productores emplean las ramas vegetativas por ser más vigorosas y para no reducir la producción

de fruta de la plantación existente (Martínez, 2007).

El suelo debe estar suelto y libre de malezas. La mejor técnica para obtener plantas vigorosas

consiste en el enraizamiento de una zona del tallo mientras la rama continúa adherida a la planta

madre. El desarrollo normal de una planta depende de la interacción de factores externos como:

luz, nutrientes, agua y temperatura, entre otros; como así mismo, de factores internos como las

hormonas vegetales o fitohormonas (Martínez, 2007).

El éxito de enraizamiento de estacas depende de: gran cantidad de factores relacionados con la

minimización del déficit hídrico, la optimización de la fotosíntesis durante el proceso de

propagación, utilización de sustratos adecuados y reguladores de crecimiento que favorezcan la

iniciación y desarrollo de las raíces (Ruíz y Mesen, 2010).

Existen varios factores internos como: el contenido de auxina, cofactores de enraizamiento y las

reservas de carbohidratos; que pueden influir en la iniciación de raíces de las estacas. Para

seleccionar el material vegetal es conveniente tomar las porciones basales de las ramas en las

mañanas, cuando el material vegetal está turgente; así tendrán el equilibrio de bajo contenido de

nitrógeno y alto contenido de carbohidratos, favorable para el buen enraizamiento; sin embargo,

para que pueda efectuarse la iniciación de formación de raíces, el nitrógeno es necesario para la

síntesis de ácidos nucleicos y de las proteínas (Hartman y Kester, 1991).

18

En plantas difíciles de enraizar, la edad de la planta madre puede ser un factor dominante en la

formación de las raíces; las estacas de tallo o de raíz tomadas en la fase de desarrollo juvenil del

crecimiento, forman con frecuencia nuevas raíces, con mayor facilidad que aquellas tomadas de

plantas que están en la fase adulta de su desarrollo, ya sean procedentes de semilla o propagadas

vegetativamente (Hartman y Kester, 1991).

La variabilidad en crecimiento y desarrollo en las fases juvenil y adulta, representan otro factor de

variación asociados a la propagación vegetativa, y es necesario que los propagadores reconozcan

esos factores para poder controlarlos; el desarrollo de la plántula durante su ciclo biológico se

efectúa en diferentes fases designadas como juveniles y adultas y separadas por una fase de

transición.

Según Hartman y Kester (1991) las fases pueden manifestarse en tres formas básicas:

El potencial para cambiar del crecimiento vegetativo a la madurez reproductiva, está

controlada en las puntas de las ramas (meristemas) que en la fase juvenil no tienen la

capacidad para iniciar flores, aun cuando se les proporcionen condiciones adecuadas para

inducir la floración.

Pueden ocurrir variaciones en caracteres morfológicos y fisiológicos específicos;

incluyendo forma de la hoja, vigor y presencia de espinas que están asociadas con

diferentes fases.

En las diferentes fases de las plantas, ocurren diferencias en la capacidad de sus partes para

regenerar ramas o raíces, siendo la regeneración más probable en la fase juvenil que en la

madura.

Hartaman y Kester (1991) expresan que, hay muchas posibilidades de escoger el tipo de material

vegetal a usar, se abarca desde las ramas terminales muy suculentas del crecimiento en curso, hasta

grandes estacas de madera dura de varios años de edad.

Para lograr un buen enraizamiento de las estacas con hojas, es esencial que éstas mantengan su

turgencia y que tengan un potencial de agua elevado (Hartman y Kester, 1991).

2.10. PLAGAS EN ESTACAS DE MORA

2.10.1. Plagas insectiles

Barrenador del tallo (Epialu ssp)

Síntomas: Producen agujeros en las ramas, luego se marchitan y mueren. Forman galerías o

túneles oscuros dentro de los tallos.

Manejo: Con poda y quema del material afectado, prácticas culturales adecuadas y oportunas.

(PROMUSTA, 1997).

Perla de tierra (Margarode sp.)

Síntomas: El daño principal es la destrucción de las raíces. Son escamas del orden Homóptera las

cuales tienen mayor presencia en suelos ácidos. Forma agallas y verrugas al chupar la sabia.

19

Produce clorosis y poco desarrollo radicular facilitando el volcamiento. Por lo general, su detección

es tardía.

Manejo: De acuerdo con experiencias de investigadores de CORPOICA (2008), la forma de

controlar este insecto es tratando el material de siembra con una mezcla de fungicida + insecticida.

El sitio de siembra se debe desinfectar inyectando furadan o basudín directamente al suelo. Según

experiencias de algunos agricultores, los suelos bajos en materia orgánica son más susceptibles. Se

debe mantener la zona de plateo muy limpia y ventilada.

2.10.2. Plagas patogénicas

Antracnosis (Glomerella singulata); (Colletotrichum sp):

Oleas, (2001), manifiesta que esta enfermedad produce pudrición en las ramas y en los tallos, no

importa el estado de desarrollo en que se encuentre la planta, el primer síntoma observado son

pequeñas manchas de color negro en los tallos, en todas las labores del cultivo se debe tener

cuidado de no herir el tallo ya que esto favorece su ataque, en las hojas se presentan manchas

pardas rodeadas de un aro púrpura.

Manejo ecológico: El manejo más recomendado para esta enfermedad es realizar las labores de

podas a tiempo cada 15 a 20 días, el buen control cultural y posterior quema de las partes afectadas,

disminuye el ataque del hongo si se mantiene la planta bien aireada con podas y un buen tutorado,

bajando así la humedad relativa. El control químico, se realiza con la aplicación alterna de

fungicidas cúpricos (Oleas, 2001).

Benomyl ha sido empleado para estimar el potencial de los compuestos benzimidazoles en el

control químico. Este método sencillo puede ser utilizado para una caracterización de poblaciones

locales de Colletotrichum asociadas con enfermedades particulares de antracnosis (Freeman, Katan,

y Shabi, 1998).

Muerte Descendente (Gloesporium sp):

Oleas, A (2001), menciona que el ataque se manifiesta a través de manchas grises de borde café

morado. La planta comienza a debilitarse de arriba hacia abajo, tornándose de color negro y seco.

Manejo: Todo el material que se encuentre afectado debe eliminarse y quemarse. Las aplicaciones

químicas con productos fungicidas a base de mancozeb o captan han mostrado buenos resultados.

Marchitez (Verticilium alboatrum).

Oleas, (2001), menciona que este hongo es vascular, ocasiona un amarillamiento de las hojas que

se caen posteriormente. La enfermedad se manifiesta en el tallo por manchas negras y un color

azuloso característico.

Manejo; De manera preventiva, con buen drenaje se puede evitar la presencia del hongo, el

proceso de reproducción vegetativa debe realizarse con sumo cuidado, ya que de esta manera

también puede ser transmitido. En casos extremos, donde se observa que la planta llega a tener

todos sus tallos azulosos, lo mejor es eliminarla y quemarla, desinfectando después el sitio con

fungicidas químicos u orgánicos (Oleas, 2001).

20

3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. MATERIALES

3.1.1. Materiales de campo

Libreta de campo

Azadón

Pala

Madera

Vasos de polietileno

Tijeras de podar

Balde

Estilete

Guantes

Mascarilla

Sarán

Materiales de oficina

3.1.2. Materiales de laboratorio

Probeta de 100 ml

Ácido indolbutírico (IBA), concentración 1 000 ppm

Ácido naftalenacético (ANA), concentración 1 000 ppm.

Balanza analítica + - 0.0001 g de METTLER TOLEDO.

3.1.3. Productos químicos para desinfección de suelo, estacas y material

Metalaxil 10 %.

Yoduro de potasio

3.1.4. Material vegetativo

Estacas sin brotes de la parte media de las ramas.

3.2. MÉTODO

3.2.1. Ubicación general del experimento

Provincia: Pichincha

Cantón: Quito

Sitio: Campo Docente Experimental de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la

Universidad Central del Ecuador (CADET).

3.2.2. Ubicación geográfica del experimento

Altitud: 2465 m.s.n.m.

Latitud: 00º13´58´´S

Longitud: 78º23´30´´O

Coordenadas UTM: 17 M 7881949976120

21

3.2.3. Condiciones ambientales del invernadero

Temperatura media anual: 25.7 °C

Humedad relativa: 73.9 %

Velocidad del viento: 2.5 m/s

3.2.4. Diseño Experimental

La investigación se realizó dentro de un experimento factorial A x B + 1 con dos factores en

estudio más un testigo, con cuatro repeticiones; se realizó el análisis estadístico y económico con el

fin de determinar el tratamiento más viable. Para el efecto, se utilizó el programa estadístico

Infostat/E versión estudiantil 2015.

Estos experimentos factoriales son arreglos de tratamientos que no son diseños experimentales sino

que son procedimientos estadísticos que necesariamente deben disponerse en un DCA, DBCA o

DCL; en estos experimentos factoriales es necesario que cada factor en estudio participe con varios

niveles; así, los tratamientos resultan de combinar los diferentes niveles de cada factor en estudio.

3.2.5. Unidades Experimentales

Número de tratamientos: 7

Número de estacas por tratamiento: 5

Número de repeticiones: 4

Número de estacas totales: 140

22

3.2.5.1. Ubicación de las unidades experimentales en el sitio experimental

3.2.5.2.

Gráfico 1: Croquis de la distribución de las unidades experimentales bajo invernadero

Rep. 4 Rep. 1 Rep. 3 Rep. 2

23

3.2.6. Factores en estudio

Hormonas

Tiempos de inmersión

Para el factor en estudio de hormonas se estudió dos tipos diferentes (ANA, IBA), mientras que

para tiempos de inmersión se estudió 3 niveles (5, 10 y 15 minutos)

Cuadro 3. Factores en estudio en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para

enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”

HORMONAS TIEMPOS

Ácido naftalenacético

(ANA)

5 minutos

Ácido indolbutírico (IBA) 10 minutos

15 minutos

3.2.7. Tratamientos

Cuadro 4. Codificación y descripción de los tratamientos en el estudio “Uso de auxinas a tres

tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”

TRATAMIENTOS CODIFICACIÓN DESCRIPCIÓN

T1

T2

T3

T4

T5

T6

Testigo

e2h1t1

e2h1t2

e2h1t3

e2h2t1

e2h2t2

e2h2t3

e2

Estaca, hormona ANA, 5 minutos de inmersión.



Estaca, hormona IBA, 5 minutos de inmersión.



Estacas.

24

3.2.8. Variables en estudio

Longitud de brote a los 30 días

Se procedió a la medición de cada uno de los brotes de la estaca de todos los tratamientos para

posteriormente realizar un promedio (Anexo C, Cuadro 1) por tratamiento, la variable se evaluó a

los 30 días y su expresión fue en cm. Para la medición se utilizó regla de precisión. (Anexo D,

Cuadro 1)

Longitud de brote a los 60 días

Se procedió a la medición total de cada uno de los brotes de las estacas de todos los tratamientos

para posteriormente realizar un promedio por tratamiento, la variable se evaluó a los 60 días y su

expresión fue en cm, se utilizó regla de precisión. (Anexo E, cuadro 1)

Peso seco de raíces a los 60 días

El cálculo del peso seco de raíz se lo hizo en balanza analítica + - 0.0001 g de METTLER

TOLEDO del laboratorio de Producción animal de la Facultad de Ciencias Agrícola de la UCE, la

unidad se representó en mg. (Anexo A, cuadro 1) (Fotos 8 -11)

Longitud de raíz a los 60 días

Utilizando regla de precisión se midió la longitud de la raíz principal desde la base hasta el ápice de

la raíz de todas las estacas de los tratamientos, en cm. La variable se evaluó a los 60 días. (Anexo

B, cuadro 1)

Porcentaje de prendimiento

Para el cálculo del porcentaje de prendimiento se procedió a contar el número de estacas

eliminadas a los 60 días y luego utilizar la fórmula:

# estacas plantadas - # estacas eliminadas

% de prendimiento = X 100

# estacas plantadas

Análisis económico

Al finalizar el ensayo se procedió a calcular costos de producción y costos unitarios de producción

del ensayo, estos cálculos fueron valores experimentales. Sin embargo, si los costos unitarios

fueran altos, se procederá a proyectarlos, con el porcentaje de prendimiento óptimo o por la

cantidad de unidades producidas con el fin de obtener un costo unitario que sea rentable.

25

3.2.9. Manejo Específico de la Investigación

Preparación y desinfección del sustrato

Los componentes del sustrato fueron: tierra negra, champiñonaza y pomina en una relación 2 -1 -1

respectivamente, para la desinfección del sustrato se aplicó captan (1g /l de agua), posteriormente

se procedió a cubrir con plástico negro con la finalidad de solarizar el sustrato. (Fotos 1, 3)

Recolección de estacas en campo

Puesto que esta fase es muy importante (70% depende de la estaca), se hizo una selección

minuciosa del material a recolectar, se obtuvieron estacas vigorosas, de diámetro 0.8 – 1 cm,

longitud 15 - 20 cm, de buena producción, bien desarrolladas libre de plagas y enfermedades,

aclimatadas a la región, de la parte intermedia de la planta madre y semimaduras. (Ver Foto 2)

El material genético fue estacas sin brote, se tomaron de la parte media de las ramas de mora de

castilla sin espinas de la Granja del señor Orlando Trujillo, ubicado en el mismo sector de la

Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Central (Tumbaco, sector La Morita). La

variedad es ANDIMORA proveniente del INIAP sembrada en el año 2012.

La recolección se la realizó en un día fresco, sombreado a primeras horas de la mañana. Una vez

seleccionada la planta madre, se eligieron las ramas productivas de la parte media de la planta y se

procedió a cortar estacas con tres a cuatro yemas y alrededor de un centímetro de diámetro.

Tratamiento y desinfección de estacas

Después de la recolección de estacas se procedió a desinfectar las estacas de la siguiente manera:

- Ante todo se desinfecta la tijera con yodo al 10%.

- Sumergir las estacas durante media hora en: Previcur (IA: Propamocarb-HCl) 3 cc/litro.

- Dejar secar a la sombra durante 30 minutos.

Preparación y Aplicación de auxinas

Se preparó 500 ml de reguladores de crecimiento ANA e IBA en el laboratorio de Biotecnología de

la Facultad de Ciencias Agrícolas de la UCE, a una concentración de 1000 ppm bajo los siguientes

cálculos:

1ppm = 1mg/l

1000 ppm = 1000 mg/l

1000 mg 1000 ml

X 500 ml

X = 500 mg

1g 1000 mg

X 500 mg

X = 0,5 g de auxina

26

Estos 0.5 g se diluyen en NaOH o Alcohol y luego se afora a 500 ml con agua destilada y ya

tenemos preparadas las auxinas ANA e IBA para sumergir las estacas a tres tiempos. Todo este

proceso tiene que ser realizado con gran asepsia. (Foto 4)

Plantación de estacas

Para la aplicación de la hormona se sumergió la base del material vegetal en la dilución de

hormona ANA o IBA de acuerdo a los tiempos planteados en el diseño del experimento (5,10 y 15

minutos respectivamente).

De inmediato se van plantando en el sustrato las estacas sin brote, arreglándolas por tratamientos y

repeticiones de acuerdo a la distribución al azar del experimento sobre una mesa previamente

instalada. (Foto 5, 6)

Etiolación

Las estacas plantadas se colocaron a la sombra y cubiertas con sarán (etioladas), con el propósito

de evitar la brotación inmediata, esto hace que la reserva de la estaca sirva para el enraizamiento en

la base de la estaca y no se agote en la brotación. ( Foto 7) Después de dos semanas se va retirando

paulatinamente el sarán porque va apareciendo la brotación verdadera como consecuencia del

enraizamiento inicial, que es lo que dará lugar a una nueva plántula. En el ápice de la estaca se

colocó pasta de glicerina y vitavax para evitar problemas de patógenos.

Cuidado de las estacas durante y después del enraizamiento

Humedad

El riego en este caso fue mínimo, una vez a la semana puesto que por permanecer a la sombra

transpira menos y progresivamente se aumenta a dos o tres riegos semanales.

Control fitosanitario

Para el manejo fitosanitario durante el enraizamiento y luego del mismo, se controló con la

utilización de tratamientos periódicos de fungicidas (cada 1 o 2 semanas, con Folped o Benomil),

de modo que se reduzca el ataque de patógenos, como hongos saprofitos sobre las estacas.

Durante el ensayo el problema más frecuente que se observó fue una necrosis en la base y ápice de

las estacas (Colletotrichum sp) que avanza progresivamente, muerte descendente, a pesar de los

controles fitosanitarios que se emplearon, la efectividad de estos controles para evitar esta

enfermedad no fue totalmente satisfactoria.

Iluminación

Debe tener: buena iluminación (nunca la luz del sol directa).

Temperatura

La temperatura promedio dentro del invernadero fue de 25 centígrados, se ensayó también con

temperaturas de 30 y 35 centígrados sin resultados, de igual manera las temperaturas bajas no

ayudaron al enraizamiento.

Principales Ensayos Adicionales

Experimento sin etiolar

Todas las estacas fueron colocadas indirectamente a la luz solar y dentro de un microtúnel

elaborado para este propósito y sellado de manera hermética con el fin de obligar a que la

27

transpiración que se dé dentro de este cree mayor humedad relativa y obligue a enraizar a la estaca.

Este ensayo dio resultado parcial porque como siempre hubo muerte descendente que rápidamente

contaminaron a otras estacas.

Experimento en túnel

Se realizaron platabandas en un túnel a temperatura de 37 grados, cubierto con sarán y con riego

constante. Este experimento no tuvo éxito pues la brotación de las yemas fue inmediata y ya no

ocurrió el enraizamiento por el agotamiento de las reservas de la estaca.

Experimento sin sustrato

Consiste en colocar estacas en papel toalla muy humedecida y luego sellada herméticamente en

funda de color negro y colocado de manera horizontal en un lugar obscuro. El resultado en 15 días

todas las estacas tuvieron raíces bien desarrolladas, sin embargo, no se puede asegurar esta

metodología porque se experimentó con pocas repeticiones y habría que determinarse con un

ensayo completo, con control de humedad porque luego se tienen que plantar a sustrato y evaluar

el desarrollo de la plántula.

Factor eliminado

Del primer nivel del factor en estudio que es yema con brote y estaca sin brote, se eliminó el

primero porque no obtuvimos valores; es decir, no hubo prendimiento se obtuvo más del 70 % de

valores en cero y de esta manera un factor no puede ser sometido a un análisis estadístico porque

los datos no son representativos para cálculo de promedios, puesto que no hubo prendimiento y

por lo tanto no puede realizarse análisis estadístico alguno, por ello lo conveniente es eliminar este

factor. De igual manera los datos en el campo no fueron favorables porque no dan ningún tipo de

información y por lo tanto es preferible no tomarlos en cuenta.

28

4. RESULTADOS Y DISCUSIONES

4.1. PRUEBA DE NORMALIDAD

A continuación se detallan las pruebas de comprobación de la normalidad realizadas a las distintas

variables estudiadas. De manera general, la prueba de Shapiro - Wilks (Cuadro 5) y el gráfico del

Q-Q plot (Gráfico 2-5), indicaron que nuestros datos tienen una distribución normal; sin embargo,

para la longitud de brote final (longitud de brote a los 60 días) no se ajustó a la normalidad en los

datos por tener un valor disperso, pero se encuentra dentro de los rangos de normalidad.

Cuadro 5. Prueba de Shapiro – Wilks para las variables a 30 y 60 días en el experimento uso de

auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus

glaucus Benth).

Variable N Media D.E. W P*(Unilateral D)

RDUO_Longitud de brote 30 días 36 0.00 0.03 0.97 0.7665

RDUO_Longitud de brote 60 días 36 0.00 0.12 0.92 0.0683

RDUO_Peso de raíz 36 0.00 6.58 0.95 0.3989

RDUO_Longitud de raíz 36 0.00 0.61 0.94 0.1942

* P valor mayor de 0.05 indica normalidad para las variables estudiadas

Gráfico 2. Residuos vs Predichos para la variable longitud de brote a los 30 días en el experimento

uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus

glaucus Benth).

29

Gráfico 3. Residuos vs Predichos para la variable longitud de brote final a los 60 días en el

experimento uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin

espinas (Rubus glaucus Benth).

Gráfico 4. Residuos vs Predichos para la variable peso raíz a los 60 días en el experimento uso de


glaucus Benth).

30

Gráfico 5. Residuos vs Predichos para la variable longitud de raíz a los 60 días en el experimento

uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus

glaucus Benth).

4.2. PORCENTAJE GENERAL DE PRENDIMIENTO DE ESTACAS A LOS 60

DÍAS

estacas plantadas - # estacas eliminadas

% de prendimiento = X 100

# estacas plantadas

140 - 59

% prendimiento = X 100

140

% prendimiento = 57.85%

4.3. PORCENTAJE DE ESTACAS ELIMINADAS

% estacas eliminadas = 100 % - % prendimiento

= 100 – 57.85

% estacas eliminadas = 42.14 %

31

4.4. PORCENTAJE DE PRENDIMIENTO DE ESTACAS TESTIGO

Estacas testigo elimin.

% prendimiento testigo = x 100

20

10

% prendimiento testigo = x 100

20

% prendimiento testigo = 50 %

El análisis del porcentaje de prendimiento de estacas sin brote de mora de castilla sin espinas,

resultó bajo (57.85 %). Esto pudo haberse debido a la baja resistencia que este material presenta en

condiciones de campo, en las que patógenos oportunistas causan tanto muerte descendente como

ascendente en las estacas plantadas.

De acuerdo a Sharma y Ahuja (2004), la mora de Castilla sin espinas presenta problemas de

productividad en el Ecuador, debido al uso de la propagación tradicional (semilla). La mora es

propagada por métodos vegetativos como: estacas y acodos; estos tipos de procesos pueden

facilitar el aparecimiento de plagas y enfermedades que afectan la calidad y cantidad de producción

y consecuentemente incrementan la pérdida económica para el productor.

LONGITUD DE BROTE A LOS 30 DÍAS

En el análisis de varianza (Cuadro 6) para longitud del brote a los 30 días, se presentaron

diferencias significativas para los factores en estudio hormona y tiempo de inmersión, y para la

interacción hormona por tiempo de inmersión. El coeficiente de variación fue de 4.39%. Además el

ADEVA detectó diferencias estadísticas para repeticiones, lo que indica que el diseño empleado

para el estudio de esta variable fue el adecuado.

Cuadro 6. Análisis de Varianza para la variable longitud de brote a los 30 días en el experimento

“Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas


F.V SC Gl CM F p-valor

Modelo 0.15 11 0.01 58.84 <0.0001

Hormona 0.09 2 0.05 198.54 <0.0001

Tiempo de inmersión

0.03 2 0.02 75.46 <0.0001

Repetición 2.90E-03 3 9.80E-04 4.25 0.0152

HxT* 0.02 4 5.00E-03 21.62 <0.0001

Error 0.01 24 2.30E-04

Total 0.15 35

R² R² Aj CV

0.96 0.95 4.39% * Interacción Tipo de hormona por Tiempo de inmersión

La prueba de Tukey al 5% para hormonas en el estudio de la variable longitud de brote a los 30

días (Cuadro 7), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de longitud de brote se

32

alcanzó con la Hormona 1 (ANA) donde se registró un valor de 0.039 cm. La respuesta más baja se

obtuvo con el testigo M (sin inmersión en hormona) donde se alcanzó un promedio de 0.028 cm.

Cuadro 7. Prueba de Tukey al 5% para hormona en la variable longitud de brote a los 30 días en el

experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin


Tipo de Hormona Medias n E.E

H1 (ANA) 0.39 12 4.4E-03 A*

H2 (IBA) 0.37 12 4.49E-03 B M (Testigo) 0.28 12 4.4E-03 C * Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)

La prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en el estudio de la variable longitud de brote a

los 30 días (Cuadro 8), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de longitud de

brote se alcanzó con el tiempo de inmersión 3 (15 minutos) donde se registró un valor de 0.039 cm.

La respuesta más baja se obtuvo con el tiempo 1 (5 minutos) donde se alcanzó un promedio de

0.031 cm.

Cuadro 8. Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable longitud de brote a los

30 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de


Tiempo de inmersión Medias n E.E.

T3 (15 minutos) 0.39 12 4.4E-03 A*

T2 (10 minutos) 0.34 12 4.4E-03 B T1 (5 minutos) 0.31 12 4.4E-03 C * Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)

En el análisis de la interacción de los factores en estudio (Cuadro 9, Gráfico 6), se observa que la

mayor longitud de brote (0.046 cm) se alcanzó con el tratamiento 3 (ANA + T3). Al analizar esta

variable, se determinó que su elongación puede ocurrir por la influencia de las hormonas existentes

en forma natural en las yemas y además por la aplicación externa de hormonas como ANA e IBA a

la base de la estaca. Este resultado concuerda con Anchaly (2011), quien menciona que las auxinas

(ANA e IBA) son un grupo de compuestos químicos que al aplicarlos de manera externa pueden

inducir la elongación de las células de los brotes en el cultivo de mora de castilla sin espinas.

33

Cuadro 9. Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de inmersión en la

variable longitud de brote a los 30 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para

enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.

Hormona Tiempo Medias n E.E.

H1 (ANA) T3 (15 minutos) 0.46 4 0.01 A *

H2 (IBA) T3 (15 minutos) 0.42 4 0.01 B H2 (IBA) T2 (10 minutos) 0.38 4 0.01 C H1 (ANA) T2 (10 minutos) 0.37 4 0.01 C H1 (ANA) T1 (5 minutos) 0.34 4 0.01 C D H2 (IBA) T1 (5 minutos) 0.32 4 0.01 D M (TESTIGO) 0.28 4 0.01 E

* Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)

Gráfico 6. Longitud de brote a los 30 días con hormona (ANA, IBA) y tiempo de inmersión (T1,

T2, T3) en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de


4.5. LONGITUD DE BROTE A LOS 60 DÍAS

En el análisis de varianza (Cuadro 10) para longitud del brote a los 60 días, se presentaron

diferencias significativas para los factores en estudio hormona y tiempo de inmersión, y para la

interacción hormona por tiempo de inmersión. El coeficiente de variación fue de 10.97 %. Además

el ANOVA detectó diferencias estadísticas para repeticiones, lo que indica que el diseño empleado

para el estudio de esta variable fue el adecuado.

34

Cuadro 10. Análisis de la Varianza para la variable longitud de brote a los 60 días en el



F.V. SC gl CM F p-valor

Modelo. 0.15 11 0.01 58.84 <0.0001

Hormona 0.09 2 0.05 198.54 <0.0001

Tiempo de inmersión

0.03 2 0.02 75.46 <0.0001

Repetición 2.90E-03 3 9.80E-04 4.25 0.0152

HxT* 0.02 4 5.00E-03 21.62 <0.0001

Error 0.01 24 2.30E-04

Total 0.15 35

R² R² Aj CV


La prueba de Tukey al 5% para hormonas en el estudio de la variable longitud de brote a los 60

días (Cuadro 11), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de longitud de brote se

alcanzó con la Hormona 2 (IBA) donde se registró un promedio de 0.103 cm. La respuesta más

baja se obtuvo con el testigo M (sin inmersión en hormona) donde se alcanzó un promedio de 0.059

cm.

Cuadro 11. Prueba de Tukey al 5% para hormona en la variable longitud de brote a los 60 días en

el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla


Tipo de Hormona Medias n E.E

H2 (IBA) 1.03 12 0.03 A*

H1 (ANA) 0.8 12 0.03 B

M (Testigo) 0.59 12 0.03 C


La prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en el estudio de la variable longitud de brote a

los 60 días (Cuadro 12), identificó dos rangos de significación. El mejor promedio de longitud de

brote se alcanzó con el tiempo de inmersión 3 (15 minutos) donde se registró un promedio de 0.099

cm. La menor respuesta se obtuvo con el tiempo 1 (5 minutos) donde se alcanzó un promedio de

0.071 cm.

35

Cuadro 12. Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable longitud de brote a los



Tiempo de inmersión Medias n E.E

T3 (15 minutos) 0.99 12 0.03 A * T2 (10 minutos) 0.76 12 0.03 B T1 (5 minutos) 0.71 12 0.03 B * Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)


mayor longitud de brote (0.14 cm) se alcanzó con el tratamiento 6 (IBA + T3). Al analizar esta

variable, se determinó que su elongación puede ocurrir por la influencia de las hormonas existentes

en forma natural en las yemas y además por la aplicación externa de hormonas como ANA e IBA a

la base de la estaca nuevamente, este resultado concuerda con Anchaly (2011), quien menciona que

las auxinas (ANA e IBA) son un grupo de compuestos químicos que al aplicarlos de manera

externa pueden inducir la elongación de las células de los brotes en el cultivo de mora de castilla

sin espinas.

Cuadro 13. Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de inmersión en la variable

longitud de brote a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para


Hormona Tiempo de inmersión Medias n E.E

H2 (IBA) T3 (15 minutos) 1.36 4 0.05 A * H1 (ANA) T3 (15 minutos) 1.03 4 0.05 B H2 (IBA) T2 (10 minutos) 0.94 4 0.05 B C H2 (IBA) T1 (5 minutos) 0.80 4 0.05 C D H1 (ANA) T2 (10 minutos) 0.77 4 0.05 C D H1 (ANA) T1 (5 minutos) 0.75 4 0.05 C D M (TESTIGO) 0.59 4 0.05 D


36

Gráfico 7. Longitud de brote a los 60 días con hormona (ANA, IBA) y tiempo de inmersión (T1,

T2, T3) en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de


4.6. PESO DE RAÍZ A LOS 60 DÍAS

El análisis de varianza (Cuadro 14) para peso de raíz a los 60 días, se presentaron diferencias

significativas para los factores en estudio hormona y tiempo de inmersión, y para la interacción

hormona por tiempo de inmersión. El coeficiente de variación fue de 7.24 %. Además el ANOVA

detectó diferencias estadísticas para repeticiones, lo que indica que el diseño empleado para el

estudio de esta variable fue el adecuado.

Cuadro 14. Análisis de Varianza para la variable peso de raíz a los 60 días en el experimento

“Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas


F.V. SC Gl CM F p-valor

Modelo. 17786.73 11 1616.98 303.19 <0.0001

Hormona 13926.3 2 6963.15 1305.61 <0.0001

Tiempo 2474.25 2 1237.12 231.96 <0.0001

Repeticiones 0.61 3 0.2 0.04 0.9897

H X T * 1385.57 4 346.39 64.95 <0.0001

Error 128 24 5.33

Total 17914.73 35

R² R² Aj CV


37

La prueba de Tukey al 5% para hormonas en el estudio de la variable peso de raíz a los 60 días

(Cuadro 15), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de peso de raíz se alcanzó

con la Hormona 2 (IBA) donde se registró un promedio de 50.33 mg. La respuesta más baja se

obtuvo con el testigo M (sin inmersión en hormona) donde se alcanzó un promedio de 4.65 mg.

Cuadro 15. Prueba de Tukey al 5% para hormona en la variable peso de raíz a los 60 días en el



Hormona Medias n E.E

H2 (IBA) 50.33 12 0.67 A * H1 (ANA) 40.74 12 0.67 B M (TESTIGO) 4.65 12 0.67 C * Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)

La prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en el estudio de la variable peso de raíz a los

60 días (Cuadro 16), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de peso de raíz se

alcanzó con el tiempo de inmersión 3 (15 minutos) donde se registró un promedio de 43.19 mg. La

respuesta más baja se obtuvo con el tiempo 1 (5 minutos) donde se alcanzó un promedio de 23.51

mg.

Cuadro 16. Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable peso de raíz a los 60

días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de


Tiempo de inmersión Medias n E.E

T3 (15 minutos) 43.19 12 0.67 A * T2 (10 minutos) 29.03 12 0.67 B T1 (5 minutos) 23.51 12 0.67 C


En el análisis de la interacción de los factores en estudio (Cuadro 17, Gráfico 8), se observa que el

mayor peso (70.78 mg) se alcanzó con el tratamiento 6 (IBA + T3). Al analizar esta variable, se

determinó que su peso no puede ocurrir solo por la influencia externa de hormonas, ante esto

(Latsangue, Saéz, y Yánez, 2009) indican que, el peso de las raíces y su longitud originadas de las

estacas no dependen de la aplicación de hormonas, sino de otros factores influyentes en las raíces,

tales como el tipo de sustrato utilizado, el pH de este u otros, en el cultivo de mora de castilla sin

espinas. Además Bañon (2002), afirma que la obtención de un sistema radicular de mayor peso

seco, por lo tanto de mayor desarrollo, está relacionado con el peso seco de la estaca utilizada; lo

que en principio hace pensar utilizar aquellas de mayor grosor.

38

Cuadro 17. Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de inmersión, en la

variable peso de raíz a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para


Hormona Tiempo de inmersión Medias n E.E.

H2 (IBA) T3 (15 minutos) 70.78 4 1.15 A * H1 (ANA) T3 (15 minutos) 54.15 4 1.15 B H2 (IBA) T2 (10 minutos) 44.30 4 1.15 C H1 (ANA) T2 (10 minutos) 38.13 4 1.15 D H2 (IBA) T1 (5 minutos) 35.93 4 1.15 D H1 (ANA) T1 (5 minutos) 29.95 4 1.15 E M (TESTIGO) 4.65 4 1.15 F


Gráfico 8. Peso de raíz a los 60 días en hormona ANA e IBA con tiempos de inmersión T1, T2,

T3 en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de


4.7. LONGITUD DE RAÍZ A LOS 60 DÍAS

El análisis de varianza (Cuadro 18) para longitud de raíz a los 60 días, presentó diferencias

significativas para los factores en estudio hormona y tiempo de inmersión, y para la interacción

hormona por tiempo de inmersión. El coeficiente de variación fue de 6.17 %. Además el ANOVA

detectó diferencias estadísticas para repeticiones, lo que indica que el diseño empleado para el

estudio de esta variable fue el adecuado.

39

Cuadro 18. Análisis de Varianza para longitud de raíz a los 60 días en el experimento “Uso de


glaucus Benth)”.

F.V. SC Gl CM F p-valor

Modelo. 136.13 11 12.38 266.78 <0.0001

Hormona 100.94 2 50.47 1087.98 <0.0001

Tiempo de inmersión 23.11 2 11.56 249.11 <0.0001

Repeticiones 0.05 3 0.02 0.39 0.7618

H X T* 12.03 4 3.01 64.82 <0.0001

Error 1.11 24 0.05

Total 137.25 35

R² R² Aj CV.


La prueba de Tukey al 5% para hormonas en el estudio de la variable longitud de raíz a los 60 días

(Cuadro 19), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de longitud de raíz se

alcanzó con la Hormona 2 (IBA) donde se registró un promedio de 5.08 cm. La respuesta más baja

se obtuvo con el testigo M (sin inmersión en hormona) donde se alcanzó un promedio de 1.18 cm.

Cuadro 19. Prueba de Tukey al 5 % para Hormona en la variable longitud de raíz a los 60 días en

el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla


Hormona Medias n E.E.

H2 (IBA) 5.08 12 0.06 A H1 (ANA) 4.23 12 0.06 B M (TESTIGO) 1.18 12 0.06 C * Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)

La prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en el estudio de la variable longitud de raíz a

los 60 días (Cuadro 20), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de longitud de

raíz se alcanzó con el tiempo de inmersión 3 (15 minutos) donde se registró un promedio de

4.60cm. La respuesta más baja se obtuvo con el tiempo 1 (5 minutos) donde se alcanzó un

promedio de 2.73 cm.

Cuadro 20. Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable longitud de raíz a los



Tiempo de inmersión Medias n E.E.

T3 (15 minutos) 4.60 12 0.06 A * T2 (10 minutos) 3.14 12 0.06 B T1 (5 minutos) 2.73 12 0.06 C



mayor longitud de raíz (6.55 cm) se alcanzó con el tratamiento 6 (IBA + T3). Al analizar esta

40

variable, se determinó que su longitud no puede ocurrir solo por la influencia externa de hormonas,

ante esto (Latsangue, Saéz, y Yánez, 2009) manifiestan que, la longitud de las raíces originadas de

las estacas no dependen de la aplicación de auxina, sino serian otros factores influyentes en las

raíces, tales como el tipo de sustrato utilizado, el pH de este u otros, en el cultivo de mora de

castilla sin espinas. También (Díaz, 1991) manifiesta que el tamaño del sistema radicular formado

está relacionado con la longitud y el diámetro del mismo, es un factor determinante en el proceso

de enraizamiento; se consigue mejor respuesta de arraigue en las estacas de mayor grosor y

longitud; muchas plantas enraízan fácilmente con estas dimensiones, sin embargo, esto es un

inconveniente si se tiene escaso material vegetativo.

Cuadro 21. Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de inmersión en la

variable longitud de raíz a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para


Hormona Tiempo de inmersión Medias n E.E.

H2 (IBA) T3 (15 minutos) 6.55 4 0.11 A H1 (ANA) T3 (15 minutos) 6.08 4 0.11 A H2 (IBA) T2 (10 minutos) 4.70 4 0.11 B H2 (IBA) T1 (5 minutos) 3.98 4 0.11 C H1 (ANA) T2 (10 minutos) 3.55 4 0.11 C D H1 (ANA) T1 (5 minutos) 3.05 4 0.11 D M (TESTIGO) 1.18 4 0.11 E


Gráfico 9. Longitud de raíz a los 60 días con hormona ANA e IBA con tiempos de inmersión T1,

T2 y T3 en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora


41

4.8. ANÁLISIS ECONÓMICO

Cuadro 22. Costos de producción con auxina ANA en el experimento “Uso de auxinas a tres

tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.

DETALLE UNIDAD CANTIDAD COSTO UNITARIO

TOTAL

COSTO FIJO

MANO DE OBRA jornales 12 10 120

SUB TOTAL 1 120

COSTOS VARIABLES

SUSTRATOS

TIERRA NEGRA Carretilla 0,5 3 1,5

POMINA Carretilla 0,25 3 0,75

HÚMUS Carretilla 0,25 4 1

MATERIAL VEGETAL

ESTACAS Unidad 60 0,02 1,2

FUNGICIDAS

CAPTAN gramos 150 0,008 1,2

VITAVAX gramos 150 0,008 1,2

PREVICUR Cc 5 0,024 0,12

RIDOMIL gramos 10 0,017 0,17

YODURO DE POTASIO Cc 10 0,15 1,5

HORMONAS

ANA gramos 0,5 2,24 1,12

MATERIALES

PLÁSTICO metros 5 0,2 1

VASOS DE PLÁSTICO unidad 200 0,01 2

ASPERSOR unidad 1 0,4 0,4

SUB TOTAL 2 13,16

GRAN TOTAL 133,16

Costo de producción unitario : 4.03 Dólares

Gran Total (133.16 dólares) dividido para total plantas enraizadas con brote e inmersión en

hormona ANA (33 plantas), esto resultó en un costo de producción unitario de 4.03 dólares

por planta.

42

Cuadro 23. Costos de producción con auxina IBA en el experimento “Uso de auxinas a tres

tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.

COSTOS DE PRODUCCIÓN IBA

DETALLE UNIDAD CANTIDAD COSTO UNITARIO TOTAL

COSTO FIJO


SUB TOTAL 1 120

COSTOS VARIABLES

SUSTRATOS




MATERIAL VEGETAL

ESTACAS Unidad 60 0,002 1,2

FUNGICIDAS



PREVICUR cc 5 0,024 0,12


YODURO DE POTASIO cc 10 0,15 1,5

HORMONAS

IBA gramos 0,5 2,24 19

MATERIALES




SUB TOTAL 2 31,04

GRAN TOTAL 151,04

Costo de producción unitario: 3.94 Dólares

Gran total (151.04 dólares) dividido para total plantas enraizadas con brote e inmersión auxina IBA

(38 plantas) resultó un costo de producción unitario de 3.97 dólares por planta.

El costo unitario para plántulas de estacas con hormona ANA es de 4.03 dólares, mientras que para

plántulas de estacas de mora con hormona IBA es de 3.97 dólares. Este costo unitario no es

rentable, debido al bajo porcentaje de prendimiento y a que este es un ensayo experimental. Sin

embargo, la literatura recomienda una eficiencia de prendimiento del 70 %, Ante esto (Hartmann y

Kester, 1996) manifiestan que: Este patrón de respuesta ha sido encontrado en gran cantidad en

otras especies, donde normalmente se da un aumento en la capacidad de enraizamiento al aumentar

la dosis de auxina hasta alcanzar un óptimo, a partir del cual cualquier aumento en dosis de auxina

resulta por el contrario en una disminución en el enraizamiento debido a los efectos tóxicos de la

sobredosis.

43

Con el fin de obtener rentabilidad, se hicieron dos proyecciones aumentando el porcentaje de

prendimiento y aumentando la cantidad de plantas, con el mejor resultado en este caso IBA.

Para el caso de proyectar el prendimiento al 70 %, se realizó un nuevo análisis de costos

considerando que en el ensayo actual un jornal hace 60 plantas y en la proyección el mismo jornal

hace 240 plantas de forma comercial, con estos nuevos costos y jornal vemos que si es rentable

porque el costo unitario es ya de 1.06 dólares como se demuestra a continuación.

Se proyectó a número de plantas (1000), y el costo de producción unitario resultó ser de 0.71

dólares que si es rentable.

4.8.1. Cálculos de costo de producción y costo unitario proyectados

240 plantas 100 %

X 70 %

X = 168 plantas

44

Cuadro 24. Costos de producción y costo unitario proyectados con hormona IBA a porcentaje de

70 % en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de


COSTOS PROYECTADOS A NIVEL COMERCIAL

Efectividad final 168 plantas



COSTO FIJO


SUB TOTAL 1 120

COSTOS VARIABLES

SUSTRATOS

TIERRA NEGRA Carretilla 0,5 3 6

POMINA Carretilla 0,25 3 3


FUNGICIDAS





YODURO DE POTASIO cc 20 0,15 6

HORMONAS

IBA gramos 0,5 38 19

MATERIAL VEGETAL

Estacas unidad 0,02 240 4,8

MATERIALES


VASOS DE PLÁSTICO unidad 240 0,01 2,4


SUB TOTAL 2 57,36

GRAN TOTAL 177,36

Costo de producción unitario 1.06 dólares

Gran total (177.36 dólares) dividido para total plantas enraizadas y con brote sumergidas en auxina

IBA (168 plantas), dio un costo de producción unitario de 1.06 dólares por planta, valor que si es

rentable.

45

Cuadro 25. Costos de producción y costo unitario proyectados con hormona IBA, a porcentaje de

70 % y a cantidad de plantas en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento

de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.

COSTOS PROYECTADOS A NIVEL COMERCIAL

Efectividad del 70 %

Persona 1000 plantas



COSTO FIJO


SUB TOTAL 1 400

COSTOS VARIABLES

SUSTRATOS




FUNGICIDAS





YODURO DE POTASIO cc 40 0,15 6

HORMONAS

IBA gramos 1 38 38

MATERIAL VEGETAL

Estacas unidad 1000 0,002 2

MATERIALES

PLÁSTICO metros 5 1,5 7,5


ASPERSOR unidad 1 3 3

SUB TOTAL 2 95,26

GRAN TOTAL 495,26

Costo de producción unitario 0.71 dólares

Gran total (495.26 dólares) dividido para la proyección a 1000 plantas con 70 % de prendimiento

(700) plantas, se obtuvo un costo de producción unitario de 0.71 dólares por planta, valor que si es

rentable.

46

5. CONCLUSIONES

1.- El porcentaje de prendimiento de las estacas sin brote fue de 57.85 % con hormona IBA y

tiempo de inmersión de 15 minutos, en relación al porcentaje de prendimiento del testigo que

alcanzó el 50 %, lo que representó diferencia con la aplicación de hormona IBA a 15 minutos de

inmersión.

2.- Para longitud de brote a los 30 días, la mejor respuesta se obtuvo con el tratamiento 3 H1T3

(Hormona ANA con tiempo de inmersión de 15 minutos) que registró el mejor promedio con una

longitud de brote de 0.46 mm o 0.046 cm, mientras que el testigo sin hormona obtuvo una longitud

de 0.28 mm o 0.028 cm.

3.- Para las variables longitud de brote, peso de raíz y longitud de raíz, el mejor tratamiento fue el

H2T3 (Hormona IBA con 15 minutos de inmersión), registrando promedios de 1.36 mm (0.14 cm),

70.78 mg y 6.55 cm, respectivamente. De la misma manera para las tres variables evaluadas, los

menores registros se alcanzaron con el testigo con 0.59 mm (0.059 cm), 4.65 mg y 1.18 cm

respectivamente.

4.- Se concluye indicando que el mejor costo de producción unitario ocurre al utilizar hormona IBA

con tiempo de inmersión de 15 minutos por un valor de 3.94 dólares por planta, pero si

proyectamos a porcentaje óptimo de prendimiento del 70 %, éste costo disminuye a 1.06 dólares

por planta. Mientras que al proyectar a número de plantas (1000) y prendimiento del 70 %, el costo

de producción unitario alcanzó un valor de 0.71 dólares por planta. Siendo estos dos últimos

valores rentables para el cultivo de mora de castilla sin espinas.

47

6. RECOMENDACIONES

1.- De acuerdo a los resultados de la investigación para enraizamientos y brotación de estacas de

mora de castilla sin espinas se recomienda utilizar estacas sin brote con hormona IBA a una

concentración de 1000 ppm y con inmersión de 15 minutos.

2.- Realizar ensayos para alcanzar prendimientos óptimos y lograr con ello disminuir el costo de

producción unitario y por lo tanto lograr rentabilidad.

3.- Encontrar la metodología apropiada para estacas de yema y estacas con brote porque de acuerdo

a la teoría enraízan mucho más rápido que una estaca sin brote.

4.- Continuar este ensayo, sin cálculo de la variable peso seco (porque se destruye la planta) para

verificar la calidad de planta obtenida en campo.

48

7. RESUMEN

La presente investigación se efectuó en la Facultad de Ciencias Agrícolas de La Universidad

Central del Ecuador en la Parroquia Tumbaco, sector la Morita (CADET).

Se probaron auxinas a tres tiempos de inmersión para enraizamiento de estacas de mora de castilla

sin espinas (Rubus glaucus Benth), para ello se utilizaron dos factores en estudio, el primero dos

tipos de hormonas ANA e IBA a una concentración de 1000 ppm, el segundo factor tres tiempos de

inmersión: T1 (5 minutos de inmersión), T2 (10 minutos de inmersión), T3 (15 minutos de

inmersión). El objetivo de la investigación fue: Evaluar tres tiempos de inmersión, utilizando dos

hormonas, en estacas sin brote para la propagación de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus

Benth).

Luego de la investigación en campo se realizó el análisis estadístico utilizando un diseño

experimental factorial A x B + 1 con siete tratamientos y cuatro repeticiones; las variables a

medirse fueron: porcentaje de prendimiento a los 60 días, longitud de brote a los 30 días, longitud

de brote a los 60 días, peso seco de raíz a 60 días, longitud de raíz a 60 días y análisis económico.

Como conclusión del estudio realizado se determinó que: el porcentaje de prendimiento fue de

57.85% resultado experimental, que proyectado a porcentaje óptimo alcanzaría 70 % de

enraizamiento y brotación. El mejor tratamiento es con hormona IBA y 15 minutos de inmersión y

sus variables longitud de brote y raíz, peso seco a los 60 días con valores de 1.36 mm (0.14 cm),

6.55 cm y 70.78 mg respectivamente.

El análisis económico del ensayo experimental dio un costo de producción unitario siendo el mejor

tratamiento con hormona IBA y 15 minutos de inmersión de 3.94 dólares por planta. Mientras que

si se proyecta a porcentaje óptimo comercial de 70% tenemos un costo de producción unitario de

1.06 dólares por planta.

49

8. SUMMARY

This research was conducted at the School of Agricultural Sciences of the Universidad Central del

Ecuador Tumbaco Campus (CADET). The title of this work was: USE OF AUXINS AT THREE

IMMERSION TIMES FOR THORN-LESS BLACKBERRY (RUBUS GLAUCUS BENTH)

CUTTINGS ROOTING. Two study factors were used: the first factor was composed by NAA and

IBA auxins (1000 ppm), the second factor was involved with immersion times T1 (5 minutes), T2

(10 minutes), T3 (15 minutes). The aim of this study was to determine the effect of three

immersion times under the application of two auxins in blackberry cuttings without shooting and

thorns (RUBUS GLAUCUS BENTH). For this research a randomized Complete Block design was

used, applying seven different treatments along with a control and four replications. The variables

analyzed were: survival percentage, length of shoot to 30 days, length of shoot to 60 days, dry

weight of root to 60 days, length of root to 60 days and economic analysis.

In conclusion the most important finding was: For length of shoot (1.36 mm), root (6.55 cm) and

dry weight (70.78 mg) at 60 days, the best results were achieved with treatment 6 (IBA with 15

minutes of immersion).

In the economic analysis the cost of the better treatment (IBA with 15 minutes of immersion) was

3.94 dollar per plant. If we want to make a projection to analyze the production cost in an optimal

percentage (70%), the cost will reduced to 1.06 dollars per plant.

50

9. BIBLIOGRAFÍA

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54

10. ANEXOS

Anexo A.

Cuadro 1. Peso seco de raíces a los 60 días del ensayo uso de auxinas a tres tiempos para

enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth).

HORMONA ANA, 5 MINUTOS

Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4

Trat. 1

Estaca 1 ELIMINADA 32,7 ELIMINADA ELIMINADA

Estaca 2 28,9 ELIMINADA 28,9 ELIMINADA

Estaca 3 29,0 ELIMINADA ELIMINADA 28,4

Estaca 4 29,9 34,4 28,0 ELIMINADA

Estaca 5 ELIMINADA 33,6 ELIMINADA 28,3

Total 87,8 100,7 56,9 56,7

Promedio 29,3 33,6 28,5 28,4



Trat. 2


Estaca 2 ELIMINADA 35,8 41,3 ELIMINADA


Estaca 4 37,6 37,2 ELIMINADA 38,0


Total 111,8 110,4 121,9 75,2

Promedio 37,3 36,8 40,6 37,6



Trat. 3

Estaca 1 57,5 50,5 55,4 55,2



Estaca 4 56,7 ELIMINADA 53,2 55,1


Total 169,5 150,9 162,9 166,6

Promedio 56,5 50,3 54,3 55,5

HORMONA IBA, 5 MINUTOS


Trat. 4






Total 99,4 76,9 103,9 112,4

55

Promedio 33,1 38,5 34,6 37,5

Cuadro 1. (cont.).



Trat. 5


Estaca 2 43,2 46,8 ELIMINADA ELIMINADA




Total 172,9 139,3 137,8 125,1

Promedio 43,2 46,4 45,9 41,7



Trat. 6




Estaca 4 74,7 64,2 68,4 70,9

Estaca 5 ELIMINADA 67,4 69,1 74,6

Total 225,5 266,3 275,7 217,1

Promedio 75,2 66,6 68,9 72,4

TESTIGO


Trat. 7

Estaca 1 ELIMINADA ELIMINADA 4,7 5,2


Estaca 3 ELIMINADA ELIMINADA 4,4 ELIMINADA



Total 8 14,1 13,7 10,6

Promedio 4,0 4,7 4,6 5,3

56

Anexo B.

Cuadro 1. Longitud de raíz a los 60 días del ensayo uso de auxinas a tres tiempos para

enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth).



Trat. 1






Total 9 9,6 6,1 5,8

Promedio 3,0 3,2 3,1 2,9



Trat. 2






Total 10,9 9,1 11,5 7,6

Promedio 3,6 3,0 3,8 3,8



Trat. 3

Estaca 1 6,4 6,6 5,6 6,1





Total 24,2 12,7 17,3 24,1

Promedio 6,1 6,4 5,8 6,0



Trat. 4






Total 11,1 8 12,2 12,7

57

Promedio 3,7 4,0 4,1 4,2

Cuadro 1. (cont.).



Trat. 5


Estaca 2 4,1 5 ELIMINADA ELIMINADA




Total 18,2 14,2 14,1 14,4

Promedio 4,6 4,7 4,7 4,8



Trat. 6



Estaca 3 7 6 ELIMINADA 6,3

Estaca 4 6,5 6,3 6,5 6,3

Estaca 5 ELIMINADA 6,6 6,5 6,6

Total 20,7 25,4 26 19,2

Promedio 6,9 6,4 6,5 6,4

TESTIGO


Trat. 7

Estaca 1 ELIMINADA ELIMINADA 1 0,7


Estaca 3 ELIMINADA ELIMINADA 1,4 ELIMINADA



Total 2 3,8 3,8 1,9

Promedio 1,0 1,3 1,3 1,0

58

Anexo C.

Cuadro 1. Promedios finales de las diferentes variables en comparación con los tratamientos

aplicados del ensayo uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de

castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth).

Hormona Tiempinmers Repetición Longbrote1 Longbr f Long br2 Peso raíz Long raíz

H1 T1 1 0,31 0,78 0,47 29,30 3,00

H1 T1 2 0,35 0,79 0,44 33,60 3,20

H1 T1 3 0,33 0,70 0,37 28,50 3,10

H1 T1 4 0,37 0,72 0,35 28,40 2,90

H1 T2 1 0,37 0,79 0,42 37,30 3,60

H1 T2 2 0,36 0,75 0,39 36,80 3,00

H1 T2 3 0,35 0,77 0,42 40,60 3,80

H1 T2 4 0,38 0,76 0,38 37,80 3,80

H1 T3 1 0,49 0,96 0,47 56,50 6,10

H1 T3 2 0,45 0,97 0,52 50,30 6,40

H1 T3 3 0,45 0,99 0,54 54,30 5,80

H1 T3 4 0,46 1,20 0,74 55,50 6,00

H2 T1 1 0,30 0,80 0,50 33,10 3,70

H2 T1 2 0,33 0,79 0,46 38,50 4,00

H2 T1 3 0,32 0,82 0,50 34,60 4,10

H2 T1 4 0,33 0,78 0,45 37,50 4,10

H2 T2 1 0,38 0,95 0,57 43,20 4,60

H2 T2 2 0,37 0,96 0,59 46,40 4,70

H2 T2 3 0,38 0,92 0,54 45,90 4,70

H2 T2 4 0,37 0,91 0,54 41,70 4,80

H2 T3 1 0,42 1,20 0,78 75,20 6,90

H2 T3 2 0,43 1,27 0,84 66,60 6,40

H2 T3 3 0,40 1,24 0,84 68,90 6,50

H2 T3 4 0,44 1,72 1,28 72,40 6,40

M 0 1 0,26 0,62 0,36 4,00 1,10

M 0 2 0,30 0,56 0,26 4,70 1,30

M 0 3 0,26 0,58 0,32 4,60 1,30

M 0 4 0,28 0,60 0,32 5,30 1,00

59

Anexo D.

Cuadro 1. Datos de brotes tomados en campo a los 30 días del ensayo uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin


USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE ESTACAS DE MORA SIN ESPINAS (Rubus glaucus Benth).

Nombre Fecha 05-Mar-15

ESTACAS CON BROTE A LOS 30 DÍAS

Hormona ANA, 5 minutos

Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio Trat.

Trat. 1 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2

Estaca 1 ELIMINADA 0,3 ELIMINADA ELIMINADA 0,30 0,30

Estaca 2 0,2 0,3 ELIMINADA 0,3 0,4 ELIMINADA 1,20 0,30

Estaca 3 0,3 0,4 ELIMINADA ELIMINADA 0,4 0,4 1,48 0,37

Estaca 4 0,4 0,3 0,4 0,3 0,3 0,3 ELIMINADA 1,98 0,33

Estaca 5 ELIMINADA 0,4 0,3 ELIMINADA 0,4 0,3 1,40 0,35

Total 0,9 1,0 0,8 0,9 0,6 0,7 0,8 0,7 6,36 0,80

Promedio 0,3 0,3 0,4 0,3 0,3 0,4 0,4 0,3 2,72 0,34

Pomedio Rep. 0,31 0,35 0,33 0,37 1,36 0,34


Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio rep.



Estaca 2 ELIMINADA 0,5 0,3 0,2 ELIMINADA 0,96 0,32


Estaca 4 0,3 0,3 0,3 ELIMINADA 0,5 0,4 1,80 0,36


Total 1,0 0,8 1,1 1,1 0,9 0,8 0,8 0,7 7,16 0,90

Promedio 0,3 0,4 0,4 0,4 0,3 0,4 0,4 0,4 2,90 0,36

Pomedio Trat. 0,37 0,36 0,35 0,38 1,45 0,36

Cuadro 1. (cont.).

60




Estaca 1 0,5 0,6 0,3 0,3 0,4 0,5 0,3 0,5 3,35 0,42



Estaca 4 0,4 0,5 ELIMINADA 0,4 0,6 0,4 0,6 2,85 0,48

Estaca 5 ELIMINADA 0,5 0,7 0,5 0,3 ELIMINADA 2,00 0,50

Total 1,4 1,6 0,8 1,5 1,3 1,4 1,2 1,6 10,70 1,34

Promedio 0,5 0,5 0,4 0,5 0,4 0,5 0,4 0,5 3,70 0,46

Pomedio Trat. 0,49 0,45 0,45 0,46 1,85 0,46

Hormona IBA, 5 minutos


Estaca 1 0,2 0,3 ELIMINADA 0,4 0,3 0,3 1,50 0,30

Estaca 2 ELIMINADA 0,3 0,3 ELIMINADA ELIMINADA 0,60 0,30



Estaca 5 0,3 0,4 ELIMINADA ELIMINADA 0,3 1,00 0,33

Total 0,8 1,0 0,7 0,6 0,3 1,0 0,7 0,9 6,00 0,75

Promedio 0,3 0,3 0,4 0,3 0,3 0,3 0,4 0,3 2,53 0,32

Pomedio Trat. 0,30 0,33 0,32 0,33 1,27 0,32



Estaca 1 0,4 ELIMINADA 0,3 0,5 0,4 0,4 2,00 0,40

Estaca 2 0,4 0,3 ELIMINADA ELIMINADA 0,70 0,35




Total 1,1 1,2 1,0 0,4 0,6 1,4 1,1 1,1 7,90 0,99

Promedio 0,4 0,4 0,3 0,4 0,3 0,5 0,4 0,4 3,00 0,38

Cuadro 1. (cont).

Pomedio Trat. 0,38 0,37 0,38 0,37 1,50 0,38

61





Estaca 2 0,4 0,5 ELIMINADA 0,5 ELIMINADA 1,40 0,47

Estaca 3 0,4 0,5 0,3 0,4 0,6 2,20 0,44

Estaca 4 0,4 0,4 0,4 0,3 ELIMINADA 0,4 0,5 2,40 0,40

Estaca 5 ELIMINADA 0,5 0,4 0,4 0,5 0,2 2,00 0,40

Total 0,8 1,3 1,4 1,6 1,2 0,8 0,9 1,3 9,30 1,16

Promedio 0,4 0,4 0,5 0,4 0,4 0,4 0,5 0,4 3,38 0,42

Pomedio Trat. 0,42 0,43 0,40 0,44 1,69 0,42

Testigo sin brotes



Estaca 1 ELIMINADA ELIMINADA 0,4 0,3 0,3 0,95 0,32

Estaca 2 0,2 0,2 0,4 0,3 ELIMINADA ELIMINADA 1,10 0,28

Estaca 3 ELIMINADA ELIMINADA 0,3 0,2 ELIMINADA 0,50 0,25



Total 0,7 0,4 0,9 0,9 1,0 0,4 0,6 0,5 5,30 0,66

Promedio 0,3 0,2 0,3 0,3 0,3 0,2 0,3 0,3 2,19 0,27

Pomedio Trat. 0,26 0,30 0,26 0,28 1,10 0,27

62

Anexo E.

Cuadro 1. Datos de longitud de brote tomados a los 60 días del ensayo uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin


USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE ESTACAS DE MORA SIN ESPINAS (Rubus glaucus Benth).

Nombre Fecha 05-Abr-15

ESTACAS CON BROTE A LOS 60 DÍAS


Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio Trat.







Total 2,4 2,3 1,5 2,5 1,4 1,4 1,4 1,5 14,37 1,80

Promedio 0,8 0,8 0,8 0,8 0,7 0,7 0,7 0,7 5,99 0,75

Pomedio Rep. 0,78 0,79 0,70 0,72 2,99 0,75









Total 2,5 1,5 2,2 2,3 2,4 2,2 1,5 1,6 16,15 2,02

Promedio 0,8 0,8 0,7 0,8 0,8 0,7 0,7 0,8 6,14 0,77

Cuadro 1. (cont.).

63

Pomedio Trat. 0,79 0,75 0,77 0,76 3,07 0,77




Estaca 1 0,9 1,0 1,1 0,9 1,1 0,6 1,2 1,2 8,03 1,00





Total 3,1 2,6 2,8 3,0 3,2 2,8 3,7 3,5 24,69 3,09

Promedio 1,0 0,9 0,9 1,0 1,1 0,9 1,2 1,2 8,23 1,03

Pomedio Trat. 0,96 0,97 0,99 1,20 4,12 1,03







Estaca 5 0,7 0,7 ELIMINADA ELIMINADA 0,8 2,20 0,73

Total 2,4 1,6 1,6 1,5 2,4 2,5 1,6 2,3 15,90 1,99

Promedio 0,8 0,8 0,8 0,8 0,8 0,8 0,8 0,8 6,35 0,79

Pomedio Trat. 0,80 0,78 0,82 0,78 3,18 0,79




Estaca 2 1,0 0,9 1,1 ELIMINADA ELIMINADA 3,00 1,00



Estaca 5 0,9 0,9 0,8 1,2 ELIMINADA 0,9 0,8 5,45 0,91

Total 2,8 2,9 2,6 3,2 1,8 2,8 2,8 2,6 21,49 2,69

Promedio 0,9 1,0 0,9 1,1 0,9 0,9 0,9 0,9 7,46 0,93

Cuadro 1. (cont.).

Pomedio Trat. 0,95 0,96 0,92 0,91 3,73 0,93

64





Estaca 2 1,2 1,2 ELIMINADA 1,3 ELIMINADA 3,70 1,23

Estaca 3 1,2 1,3 ELIMINADA 1,7 1,8 6,00 1,50

Estaca 4 1,2 1,2 1,3 1,3 1,3 1,7 1,7 9,66 1,38

Estaca 5 ELIMINADA 1,2 1,3 1,2 1,8 1,6 7,10 1,42

Total 2,4 3,6 3,8 5,1 2,5 2,5 5,2 5,1 30,16 3,77

Promedio 1,2 1,2 1,3 1,3 1,3 1,2 1,7 1,7 10,86 1,36

Pomedio Trat. 1,20 1,27 1,24 1,72 5,43 1,36

Testigo sin brotes



Estaca 1 ELIMINADA ELIMINADA 0,6 0,6 0,7 1,90 0,63

Estaca 2 0,6 0,6 0,6 0,6 ELIMINADA ELIMINADA 2,43 0,61

Estaca 3 ELIMINADA ELIMINADA 0,5 0,6 ELIMINADA 1,10 0,55



Total 1,2 1,3 1,6 1,8 1,5 1,3 1,1 1,3 11,03 1,38

Promedio 0,6 0,7 0,5 0,6 0,5 0,7 0,6 0,7 4,71 0,59

Pomedio Trat. 0,62 0,56 0,58 0,60 2,35 0,59

65

11. FOTOGRAFÍAS

Fotografías del manejo del ensayo uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de

mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth).

Foto 1: Desinfección de sustrato Foto 2: Recolección de estacas

Foto 3: Preparación del sustrato Foto 4: Inmersión en hormonas

Foto 5: Plantación de estacas Foto 6: Unidades experimentales

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Foto 8: Secado de raíces

Foto 9: Preparación para pesar raíces Foto 10: Peso de raíces

Foto 11: Registro de datos

Foto 7: Etiolación de estacas

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