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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE CIENCIAS QUIMICAS

CARRERA QUIMICA DE ALIMENTOS

Determinación del perfil de ácidos grasos de la quinua ecuatoriana (Chenopodium quinoa

WILLD) variedad INIAP Tunkahuan por diferentes métodos de extracción

Informe final de investigación para optar el Título Profesional de:

Químico de Alimentos

Autor: Walter Andrés Bermúdez Calahorrano

[email protected]

Tutor: Dr. Iván Tapia

Quito, Julio del 2016

ii

Bermúdez Calahorrano Walter Andrés (2016). Determinación del

perfil de ácidos grasos de la quinua ecuatoriana (Chenopodium

quinoa WILLD) variedad INIAP Tunkahuan, por diferentes

métodos de extracción. Trabajo de investigación para optar por el

grado de Químico de Alimentos. Carrera de Química de Alimentos.

Quito: UCE. pág. 72

iii

DEDICATORIA

Dedico este trabajo de investigación a mis padres Walter y Cecilia, por haber sido mi guía

y apoyo incondicional en todo el proceso de mis estudios universitarios.

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AGRADECIMIENTOS

Quiero agradecer a la Universidad Central del Ecuador, a la Facultad de Ciencias

Químicas y a sus profesores, que supieron guiarme e impartirme sus conocimientos, para

aplicarlos en mi vida profesional.

De manera especial quiero agradecer a mis profesores de la carrera, Lorena Goestchel,

Anita Hidalgo, Milene Díaz y Pablo Bonilla, ya que gracias a su excelente forma de

transmitir sus conocimientos, me impulsaron a seguir adelante con mi carrera.

Gracias infinitas a mí amada madre Cecilia, ya que a pesar de todas sus dificultades, ella

fue un pilar fundamental, tanto en mi vida personal como estudiantil.

A mis padres y hermano, por siempre habernos mantenido como una familia unida y feliz.

A Michelle, por ser mi compañera y mi amiga, por estar a mi lado y apoyarme cuando

más lo necesitaba.

A mis amigos de la Facultad, ya que entre estudios y jodas, logramos salir adelante en la

carrera.

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FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS

CARRERA DE QUIMIA DE ALIMENTOS

AUTORIZACIÓN DE LA AUTORIA INTELECTUAL

Yo, Walter Andrés Bermúdez Calahorrano, con CC: 1716867377 en calidad de autor del

trabajo de investigación). Determinación del perfil de ácidos grasos de la quinua

ecuatoriana (Chenopodium quinoa WILLD) variedad INIAP Tunkahuan, por diferentes

métodos de extracción”, por la presente autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL

ECUADOR, hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o de parte de los que

contienen esta obra, con fines estrictamente académicos o de investigación.

Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la presente

autorización, seguirán vigentes a mi favor; de conformidad con lo establecido en los

artículos 5, 6, 8, 19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su

Reglamento.

Quito, a 07 de julio del 2016

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FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS

CARRERA DE QUÍMICA DE ALIMENTOS

ACEPTACION DEL TUTOR

Por la presente dejo constancia que he leído el Informe Final de Investigación, presentado

por el señor Walter Andrés Bermúdez Calahorrano para optar por el Título profesional

de Químico de Alimentos, cuyo tema es "DETERMINACION DEL PERFIL DE

ÁCIDOS GRASOS DE LA QUINUA ECUATORIANA (Chenopodium quinoa willd)

VARIEAD INIAP TUNKAHUAN POR DIFERENTES MÉTODOS DE

EXTRACCION.", el mismo que reúne los requerimientos y los méritos suficientes para

que sea sometido a evaluación por el tribunal calificador.

En la ciudad de Quito a los 27 días del mes de abril del 2016

Dr. Iván Luis Tapia Calvopiña

C.I. 1708468358

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LOCALIZACION Y REALIZACION

El presente tema “Determinación del perfil de ácidos grasos de la quinua ecuatoriana

(Chenopodium quinoa WILLD) variedad INIAP Tunkahuan obtenido por diferentes

métodos de extracción”, se realizara en las instalaciones de los laboratorios de

investigación de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.

ix

Índice

Índice de Tablas ............................................................................................................. xiii

Resumen ......................................................................................................................... xv

Abstract .......................................................................................................................... xvi

Capítulo I .......................................................................................................................... 1

1. Introducción .............................................................................................................. 1

1.1 El Problema ............................................................................................................. 1

1.1.1 Planteamiento del problema ............................................................................. 1

1.2 Formulación del Problema ...................................................................................... 2

1.3 Objetivos ................................................................................................................. 3

1.3.1 Objetivo General .............................................................................................. 3

1.3.2 Objetivos Específicos ....................................................................................... 3

1.4 Importancia y Justificación ..................................................................................... 3

Capitulo II ......................................................................................................................... 5

Marco Teórico .................................................................................................................. 5

2.1 Antecedentes ........................................................................................................... 5

2.2 Fundamento teórico ................................................................................................ 8

2.2.1 Lípidos .............................................................................................................. 8

2.2.1.1 Polaridad de los lípidos............................................................................. 8

2.2.1.2 Clasificación de los lípidos ....................................................................... 9

2.2.1.3 Ácidos grasos ........................................................................................... 10

2.2.1.4 Importancia nutricional de los ácidos grasos ........................................... 12

2.2.2 Determinación del contenido graso ................................................................ 14

2.2.2.1 Extracción en equipo semiautomático (método de sumersión). .............. 14

2.2.3 Determinación del perfil de ácidos grasos ..................................................... 14

2.2.3.1 Factores que influyen la extracción de ácidos grasos .............................. 15

2.2.3.2 Precursores de la oxidación de ácidos grasos .......................................... 17

2.2.4 Análisis granulométrico por tamizado ........................................................... 18

2.2.4.1 Tamaño de las partículas ......................................................................... 19

2.2.4.2 Tamaños de partículas mezcladas y análisis de tamaños ........................ 19

2.2.4.3 Series de tamices estándar ....................................................................... 20

2.2.5 Quinua ............................................................................................................ 21

2.2.5.1 Quinua ecuatoriana variedad INIAP Tunkahuan ..................................... 21

2.2.5.2 Composición y propiedades nutricionales. ............................................. 23

x

2.2.5.3 Componentes lipídicos de la quinua ........................................................ 24

2.2.4.4 Usos la quinua ......................................................................................... 26

2.3 Fundamento legal .................................................................................................. 26

2.3.1 Constitución del Ecuador 2008 – Soberanía Alimentaria .............................. 26

2.3.2 El Buen Vivir en la Constitución del Ecuador 2008 ...................................... 27

2.3.3 Ley Orgánica de Defensa del Consumidor .................................................... 27

2.4 Hipótesis ............................................................................................................... 28

Capitulo III ..................................................................................................................... 30

Metodología .................................................................................................................... 30

3.1 Enfoque de la investigación .................................................................................. 30

3.2 Nivel de la investigación ....................................................................................... 30

3.3 Tipo de investigación ............................................................................................ 30

3.4 Población y muestra .............................................................................................. 30

3.5 Técnicas de recolección de datos .......................................................................... 31

3.6 Técnicas de análisis e interpretación de resultados............................................... 33

3.6.1 Diseño experimental ....................................................................................... 33

3.6.2 Tratamiento estadístico .................................................................................. 33

3.6.2.1 Análisis de varianza ................................................................................. 33

3.6.3 Técnicas e instrumentos analíticos ................................................................. 37

3.6.3.1 Molienda de las semillas de quinua y tamizado de la harina obtenida .... 37

3.6.3.2 Extracción del contenido graso de la harina de semillas de quinua. ....... 38

3.6.3.3 Preparación de esteres metílicos de ácidos grasos (Método Oficial AOCS

Ce 2-66). (AOCS, 2000). ..................................................................................... 40

3.6.4 Materiales, equipos y reactivos ...................................................................... 41

Capitulo IV ..................................................................................................................... 43

Análisis y discusión de resultados .................................................................................. 43

4.1 Obtención de harina de semillas de quinua y análisis granulométrico por tamizado

..................................................................................................................................... 43

4.2 Extracción del contenido graso de la harina de semillas de quinua por tres

métodos diferentes: ..................................................................................................... 48

4.3 Resultados para la determinación del perfil de ácidos grasos para cada uno de los

métodos de extracción................................................................................................. 52

Capítulo V....................................................................................................................... 61

Conclusiones y Recomendaciones.................................................................................. 61

5.1 Conclusiones ......................................................................................................... 61

5.2 Recomendaciones ................................................................................................. 62

xi

Bibliografía ..................................................................................................................... 63

xii

Índice de Figuras

Figura 1 Estructura química del ácido linoleico ............................................................. 13

Figura 2 Estructura química del ácido linolénico ........................................................... 13

Figura 3 Reacción de formación de un éster metílico a partir de un triglicérido. .......... 15

Figura 4 Análisis diferencial del tamaño de partícula .................................................... 20

Figura 5 Análisis acumulativo del tamaño de partícula ................................................. 20

Figura 6 Planta de Quinua variedad INIAP Tunkahuan ................................................. 22

Figura 7 Equipo semiautomático de extracción de grasa Velp Scientifica. ................... 42

Figura 8 Cromatógrafo de gases YL Instruments 6500 .................................................. 42

Figura 9 Análisis diferencial de la distribución de tamaños de partícula de la harina de

grano de quinua .............................................................................................................. 45

Figura 10 Análisis acumulativo de la distribución de tamaños de partícula de la harina

de grano de quinua .......................................................................................................... 46

Figura 11 Histograma que representa el porcentaje de grasa extraído por cada método

de extracción ................................................................................................................... 49

Figura 12 Histograma que representa porcentaje de cada ácido graso para cada método

de extracción ................................................................................................................... 53

xiii

Índice de Tablas

Tabla 1 Clasificación general de los lípidos ..................................................................... 9

Tabla 2 Ácidos grasos saturados .................................................................................... 11

Tabla 3 Ácidos grasos insaturados ................................................................................. 12

Tabla 4 Características morfológicas de la planta de quinua ecuatoriana INIAP

Tunkahuan ...................................................................................................................... 22

Tabla 5 Análisis proximal de la quinua ecuatoriana variedad INIAP Tunkahuan ......... 23

Tabla 6 Comparación del contenido de ácidos grasos entre la quinua, soya y maíz ...... 25

Tabla 7 Composición de ácidos grasos de la quinua ecuatoriana variedad INIAP

Tunkahuan ...................................................................................................................... 25

Tabla 8 Esquema para organizar los datos obtenidos de los métodos de extracción del

contenido graso con sus repeticiones.............................................................................. 31

Tabla 9 Esquema para organizar los diferentes tratamientos de extracción del contenido

graso con los porcentajes obtenidos del ácido graso en estudio. .................................... 32

Tabla 10 Esquema para organizar los datos obtenidos de cada extracción de contenido

graso por cada tratamiento de extracción. ...................................................................... 34

Tabla 11 ANOVA para un factor. Porcentaje de grasa extraída por los tres métodos de

extracción........................................................................................................................ 35

Tabla 12 Esquema para organizar los datos obtenidos del porcentaje del ácido graso en

estudio para cada método de extracción. ........................................................................ 36

Tabla 13 ANOVA de un factor. Porcentaje del ácido graso en estudio por cada método

de extracción ................................................................................................................... 36

Tabla 14 Esquema para organizar los materiales, equipos y reactivos. ......................... 41

Tabla 15 Datos de análisis de tamizado obtenidos para la harina de semillas de quinua44

Tabla 16 Resultados del análisis granulométrico por tamizado ..................................... 44

Tabla 17 Contenido de grasa de la harina de semillas de quinua obtenida con cada

proceso de extracción ..................................................................................................... 48

Tabla 18 Promedio del contenido graso de la semilla de quinua para cada método de

extracción........................................................................................................................ 49

Tabla 19 ANOVA de un factor. Porcentaje de grasa total de la harina de quinua

respecto a los métodos de extracción ............................................................................. 50

Tabla 20 Comparación de medias para la prueba DMS (porcentaje total de grasa por

cada método de extracción) ............................................................................................ 50

xiv

Tabla 21 Métodos de extracción homogéneos para la prueba DMS (porcentaje total de

grasa por cada método de extracción). ........................................................................... 51

Tabla 22 Ácidos grasos determinados en cada método de extracción (gramos de cada

ácido graso en 100g de contenido graso)........................................................................ 52

Tabla 23 Contenido en porcentaje de ácido palmítico para cada método de extracción 54

Tabla 24 ANOVA de un factor. Porcentaje de ácido palmítico respecto a los métodos de

extracción........................................................................................................................ 54

Tabla 25 Resumen del ANOVA para los ácidos grasos mirístico, pentadecanoíco,

palmítico y esteárico ....................................................................................................... 55

Tabla 26 ANOVA de un factor. Porcentaje de ácido tricosanoico respecto a los métodos

de extracción ................................................................................................................... 56

Tabla 27 Comparación de medias para la prueba DMS (porcentaje de ácido tricosanoico

por cada método de extracción) ...................................................................................... 56

Tabla 28 Contenido en porcentaje de ácido linoleico por cada método de extracción .. 57

Tabla 29 ANOVA de un factor. Porcentaje de ácido linoleico respecto a los métodos de

extracción........................................................................................................................ 57

Tabla 30 Comparación de medias para la prueba DMS (porcentaje de ácido linoleico

por cada método de extracción) ...................................................................................... 58

Tabla 31 Resumen del ANOVA para los ácidos grasos oleio, linoleico, linolénico, γ

linolénico, cis 11-eicosenoico, araquidónico .................................................................. 58

Tabla 32 Contenido en porcentaje de ácido palmitoleico por cada método de extracción

........................................................................................................................................ 59

Tabla 33 ANOVA de un factor. Porcentaje de ácido palmitoleico respecto a los métodos

de extracción ................................................................................................................... 59

xv

Resumen

Esta investigación se centró en estudiar diferentes métodos de extracción para conocer el

efecto de los disolventes y la temperatura en la cantidad de grasa extraída y en el

contenido de ácidos grasos de la harina de quinua ecuatoriana variedad INIAP

Tunkahuan.

Se utilizaron tres métodos de extracción: método (A) con éter dietílico por extracción en

equipo semiautomático a temperatura de ebullición del disolvente (34,6°C), método (B)

con hexano por extracción en equipo semiautomático a temperatura de ebullición del

disolvente (69°C), ambos métodos por un tiempo de 50 minutos y el método (C) con

hexano por extracción mediante agitación mecánica a temperatura de 4°C, por 24 horas.

En todos los tratamientos se utilizó harina de quinua obtenida por molienda. El tamaño

promedio de partícula fue de 0,27mm. Este tamaño fue adecuado ya que favoreció una

correcta superficie de contacto que mejoró la solubilidad de los ácidos grasos en los

disolventes utilizados.

Los resultados mostraron que con los métodos A y B se extrajo la misma cantidad de

grasa (6,5437%) a diferencia del método C con el cual se extrajo menor cantidad de grasa

(4,6526%), debido a la baja temperatura usada en el proceso de extracción.

Los ácidos grasos insaturados más abundantes extraídos de la harina de quinua fueron

linoleico, oleico y γ linolénico, independientemente del tratamiento usado.

Por otro lado, el ácido graso saturado encontrado en mayor cantidad fue el palmítico

usando los tres tratamientos, mientras que, los ácidos heneicosanoico y tricosanoico, se

extrajeron en mayor cantidad con el método B.

xvi

Abstract

This research focused on studying different extraction methods to determine the effect of

solvents and temperature on the amount of fat removed and the fatty acid content of

ecuadorian quinoa flour variety INIAP Tunkahuan.

Three extraction methods were used: process (A) by extraction with diethyl ether in

semiautomatic fat extractor at boiling temperature of the solvent (34.6 ° C), process (B)

by extraction with hexane in semiautomatic fat extractor at boiling temperature of the

solvent (69 ° C), both methods for a time of 50 minutes and the process (C) with hexane

by extraction by mechanical agitation at 4 ° C for 24 hours.

Quinoa flour obtained by milling was used in all treatments. The average particle size

was 0,27mm. This size was suitable as favored a correct contact surface which improved

the solubility of the fatty acids in the solvents used.

The results showed that with the methods A and B the same amount of fat (6.5437%) are

extracted, unlike the procedure C which less fat (4.6526%) was extracted, due to the low

temperature used in the extraction process.

Unsaturated fatty acids most abundant extracted quinoa flour were linoleic, oleic and γ

linolenic, regardless of treatment used.

On the other hand, the saturated fatty acid was found in greater quantity palmitic using

the three treatments, while the heneicosanoic and tricosanoic acids extracted in greater

amounts procedure B

1

Capítulo I

1. Introducción

1.1 El Problema

1.1.1 Planteamiento del problema

En la actualidad es indispensable la investigación tecnológica para fuentes

alternativas o no tradicionales de materias primas alimentarias de alta calidad nutricional

y funcional, para que a partir de estos alimentos, se puedan generar nuevos productos con

un alto valor agregado, que conserven en gran medida sus nutrientes y que presenten una

buena calidad organoléptica (Callisaya & Alvarado, 2009).

La quinua, por sus excepcionales propiedades fisicoquímicas, nutritivas y

funcionales, ha adquirido un enorme interés en el estudio de nuevas aplicaciones

tecnológicas para la generación de nuevos productos alimenticios, esto se debe

principalmente al contenido de ácidos grasos, al alto valor biológico de sus proteínas, y a

su destacada composición en minerales (principalmente calcio). En relación al contenido

lipídico de las semillas de quinua, estos tienen una alta proporción de ácidos grasos

insaturados, principalmente oleico y linoleico (Peiretti, Gai, & Tassone, 2013).

Para poder obtener un nuevo producto o derivado alimenticio de la quinua es

necesario utilizar diferentes métodos para aislar sus componentes, los cuales si estos no

son evaluados, pueden alterar la calidad nutricional y funcional del producto a obtenerse

(Peiretti, Gai, & Tassone, 2013).

El presente estudio se centró en utilizar diferentes métodos de extracción para

conocer el efecto de los disolventes y la temperatura en la cantidad de grasa extraída y en

el contenido de ácidos grasos de la harina de quinua ecuatoriana variedad INIAP

Tunkahuan.

2

1.2 Formulación del Problema

¿Los métodos de extracción tendrán un efecto sobre la cantidad de grasa y el

contenido de ácidos grasos de la harina de quinua ecuatoriana variedad INIAP

Tunkahuan?

3

1.3 Objetivos

1.3.1 Objetivo General

Determinar el perfil de ácidos grasos de la quinua ecuatoriana (Chenopudium

quinoa WILLD) variedad INIAP Tunkahuan obtenido por diferentes métodos de

extracción.

1.3.2 Objetivos Específicos

Obtener harina de quinua a partir de sus semillas, para favorecer la

solubilidad de los ácidos grasos en los disolventes usados.

Realizar el análisis granulométrico, para determinar el tamaño de partícula

de la harina de quinua.

Extraer la grasa de la harina de quinua por tres métodos diferentes, para

conocer el efecto del disolvente y la temperatura en el contenido graso.

Determinar el perfil de ácidos grasos extraído por tres métodos, para

conocer el efecto del disolvente y la temperatura en el contenido de ácidos

grasos.

1.4 Importancia y Justificación

En la composición de ácidos grasos de la quinua, se destacan principalmente los

ácidos linoleico, oleico y palmítico, cuyas características son similares a los presentes en

el maíz y soya. A pesar de la alta cantidad de ácidos grasos insaturados que se encuentran

en las semillas de quinua, el aceite de quinua es estable, debido a sus altas cantidades de

vitamina E (0,59 a 2,6 mg/100g), que actúa como un antioxidante natural para evitar la

oxidación rápida de los lípidos. Por todas estas propiedades y debido a que el contenido

graso en la quinua es mucho mayor en comparación con otros cereales, las semillas de

quinua tienen un gran potencial de ser consideradas como semillas oleaginosas (Su-

Chuen, Anderson, Coker, & Ondrus, 2007).

4

El ácido linoleico y linolénico presentes en la quinua son esenciales, ya que el

cuerpo humano no los puede sintetizar y son necesarios ya que forman parte de la

membrana celular, son precursores del ácido araquidónico que a su vez es empleado en

la síntesis de las hormonas prostaglandinas. Contribuyen al mantenimiento de la piel, del

pelo y del sistema reproductor, así como en la regulación del metabolismo del colesterol;

ayudan a la absorción de nutrimentos, a la regulación de la contracción muscular y a la

presión arterial (Thompson, Manore, & Vaughan, 2008).

Con respecto a la producción y cultivo de quinua en el Ecuador, de acuerdo a las

estadísticas del MAGAP, el país siembra alrededor de 2 mil hectáreas de quinua al año,

con una producción total de 1.400 toneladas métricas, que se acerca a un promedio de

0,70 toneladas métricas por hectárea (entre 10 y 15 quintales por hectárea) (Ministerio de

Agricultura, Ganadería, Acuacultura y Pesca, 2012).

En Ecuador, según la Unidad Nacional de Almacenamiento (UNA EP), entre el

año pasado y el actual, la exportación de quinua pasó de 100 a 400 toneladas métricas.

En contraste, las importaciones han disminuido en los últimos 10 años, de 800 a 15

toneladas métricas, esto nos indica que este cultivo está siendo muy apreciado en el

ámbito mundial, por lo tanto es necesario darle valor agregado (Ministerio de Agricultura,

Ganadería, Acuacultura y Pesca, 2012).

En resumen por las excelentes propiedades nutricionales de la quinua y su

interesante perfil lipídico, el cual contiene los ácidos grasos esenciales linoleico y

linolénico, cuyas propiedades y beneficios fueron mencionadas anteriormente, es

importante el estudio del efecto de la temperatura y del disolvente en su extracción, sobre

su estabilidad química.

5

Capitulo II

Marco Teórico

2.1 Antecedentes

Se han llevado a cabo estudios de caracterización fisicoquímica, valor nutritivo y

determinación del perfil de ácidos grasos para diferentes variedades de semillas de quinua

(dependiendo de su país de origen), citándose los siguientes artículos científicos y

revisiones:

Nowak y colaboradores en 2016 realizaron una comparación de los tipos y

cantidad de ácidos grasos de la quinua con otras matrices alimentarias cómo el

arroz y la soya. La comparación de la composición de ácidos grasos de quinua con

la soya, muestra que este pseudocereal contiene aproximadamente la mitad de los

ácidos grasos insaturados que la soya y 10 veces menos ácidos grasos saturados

que esta misma.

Tang y colaboradores en 2014 investigaron la composición en ácidos grasos,

tocoferoles, tocotrienoles y carotenoides, y su contribución a las actividades

antioxidantes en las semillas de tres cultivares de quinua según su color (blanco,

rojo y negro). Los principales componentes individuales fueron

significativamente diferentes, y sus concentraciones fueron mayores en semillas

más oscuras (p <0,05). El rendimiento en la extraccion de la grasa fue de 6,58 a

7,17%, la cual que contenía ácidos grasos predominantemente insaturados

(89.42%). La relación de ácido omega-6 / omega-3 los ácidos grasos fue de 6/1.

Peiretti y colaboradores en el año 2013 estudiaron la composicion de ácidos

grasos, composición química, energía bruta, en diferentes estados de crecimiento

de la planta. El patrón de ácidos grasos en la semilla se caracteriza por presentar:

ácido palmítico (PA, C16: 0), ácido oleico (OA, C18: 1 n-9) y ácido linoleico (LA,

C18: 2 n-6). Entre principal ácido graso de la planta durante el crecimiento, fue el

ácido α linolénico (ALA, C18: 3 n-3) el cual representa el (385 a 473 g / kg del

total FA), mientras que, el contenido de ácido linoleico, que oscilaba de 146 a 176

g / kg del total FA, disminuyó con el aumento de crecimiento.

6

Ando y colaboradores en el año 2012 estudiaron los componentes alimenticios de

las fracciones de la semilla de quinua. Encontraron que la composición proximal

del grano molido fue similar a la de grano entero. El contenido de proteínas y

lípidos del embrión era 57% de la proteína total y 49% de lípidos totale,

respectivamente. El análisis de minerales mostró que el grano de quinua era rico

en K, Mg, Ca, P y Fe. La proteína soluble en agua y las fracciones de proteínas

NaCl solubles en compuestos fueron de 28,7-36,2% y 28,9-32,9% de la proteína

total en cada fracción. Los ácidos grasos insaturados representaron el 87,2 hasta

87,8% del total de los ácidos grasos.

Véga-Galvez y colaboradores en 2010 hicieron una revisión de los factores

nutricionales y potencial funcional de la quinua andina. En su revisión afirmaron

que la quinua ha sido llamado un pseudocereal no solo por motivos botánicos,

sino también debido a su composición inusual y su excepcional equilibrio entre el

aceite, proteína y grasa. La quinua es un excelente ejemplo de "alimento

funcional" que tiene como objetivo reducir el riesgo de varias enfermedades. Las

propiedades funcionales se dan también por los minerales, vitaminas, ácidos

grasos y antioxidantes que pueden contribuir a la nutrición humana, en particular

para proteger las membranas celulares, con buenos resultados comprobados en

funciones neuronales del cerebro. Sus minerales funcionan como cofactores en las

enzimas antioxidantes, agregando mayor valor a su riqueza en proteínas. La

quinua también contiene fitohormonas, que ofrecen una ventaja sobre otros

alimentos vegetales para la nutrición humana.

Su-Chuen y colaboradores en el año 2007, investigaron la estabilidad a la

oxidación de los lípidos en quinua procesada. La harina de quinua fue sometida a

envejecimiento acelerado durante 30 días a 25, 35, 45 y 55°C. Tres muestras se

tomaron de cada tratamiento de temperatura cada 3 días. Los resultados de estas

pruebas sugieren que los lípidos de la quinua son estables durante el periodo de

tiempo estudiado. Con vitamina E como antioxidante de origen natural en

abundancia en la quinoa, el potencial de la quinoa de ser una nueva semilla

oleaginosa podria ser considerado. Este estudio proporciona información

preliminar sobre la estabilidad oxidativa de la quinua.

7

Tamer y colaboradores en el año 2007 caracterizaron el contenido lipídico de las

semillas de amaranto. Encontraron un 7.1% de grasas total, de la cual el 82.3%

esta compuesta por trigliceridos, un 10,2% de fosfolípidos. Los ácidos grasos

estan compuestos por linoleico, linolénico, palmítico, y oleico en su gran mayoría.

Repo-Carrasco y colaboradores en el año 2003, determinaron la composición en

proteínas, aminoácidos, ácidos grasos y vitaminas de quinua y kañiwa. En relación

a los ácidos grasos encontraron que el mayor porcentaje de ácidos grasos presentes

en estos aceites es omega 6 (ácido linoleico), siendo el 50,2% para la quinua y el

42,6% para la kañiwa. La composición de ácidos grasos es similar al aceite de

maíz. Las concentraciones de γ- y α-tocoferol fueron para la quinoa 797,2 y 721,4

ppm, y para la kañiwa 788.4 y 726 ppm, respectivamente.

Przybylski y colaboradores en 1994 analizaron la composición lipídica de la

semilla de quinua, tanto en tipos de lípidos, como en su composicion en ácidos

grasos. Econtraron una muy alta cantidad de ácidos grasos libres en las semillas

de quinoa entera y en la cáscara, que representan el 18,9% y 15,4% de lípidos

totales, respectivamente. Los triglicéridos son la fracción mayoritaria presente y

representaron más del 50% de los lípidos neutros. Los diglicéridos estaban

presentes en la semilla entera y contribuyeron 20% de la fracción de lípidos

neutros. De los fosfolípidos examinados, lisofosfatidil etanolamina, fue el más

abundante y compuesto por 45% de los lípidos polares totales. Fosfatidilcolina

fue el componente fosfolípido segundo más grande y aportó el 12% de

fosfolípidos de semillas enteras. una variación considerable en los fosfolípidos era

evidente entre las diferentes fracciones. La composición de ácidos grasos en

general de semillas de quinua, fue similar a la reportada para otros granos de

cereales, de los cuales los ácidos linoleico, oleico y palmítico como los principales

ácidos presentes.

8

Ruales y Nair en 1993 determinaron el contenido de grasas, vitaminas y minerales

de las semillas de quinua. En relacion al contenido graso encontraron que la

semilla de quinua contiene un 6,7% de lípidos, de los cuales el 24,8% está

conformado por ácido oleico, y un 52,3% de ácido linoleico. El contenido de γ-

tofoferol fue de (5,3 mg/100g) y de α-tocoferol fue de (2,6mg/100g).

2.2 Fundamento teórico

2.2.1 Lípidos

La palabra lípido proviene del griego lipos, que significa grasa; originalmente se

definía como “una sustancia insoluble en agua, pero soluble en disolventes orgánicos

como cloroformo, hexano y éter de petróleo”; abarca a grasas, aceites, terpenos, vitaminas

A, D, E y K y pigmentos como los carotenoides. Actualmente se considera que los lípidos

forman un grupo muy amplio de compuestos que se encuentran ampliamente distribuidos

en la naturaleza y son constituidos por carbono, hidrógeno y oxígeno que integran cadenas

hidrocarbonadas alifáticas o aromáticas, también podrían contener nitrógeno y fósforo

(Badui, 2012).

Los lípidos de los alimentos exhiben propiedades físicas y químicas singulares.

Su composición, su estructura cristalina, sus propiedades de fusión y su capacidad de

asociación con el agua y otras moléculas no lipídicas ofrecen especial importancia en

relación con sus propiedades funcionales en numerosos alimentos. Durante el procesado,

el almacenamiento y la manipulación de los alimentos, los lípidos sufren complejos

cambios químicos y reaccionan con otros constituyentes, producen numerosos

compuestos unos favorables y otros desfavorables para la calidad del alimento (Nawar,

2000).

2.2.1.1 Polaridad de los lípidos

Los lípidos polares incluyen a los ácidos grasos libres, fosfolípidos y los

glucolípidos. Estos se orientan de manera espontánea con el grupo polar hacia el agua y

9

forman puentes de hidrógeno, pues en su molécula contienen una parte hidrófila y otra

hidrófoba; por su parte, los no polares (grasas, aceites, ceras, colesterol, hidrocarburos,

vitaminas y pigmentos) permanecen asociados y no se orientan hada la interfase acuosa;

es decir, son totalmente insolubles en agua (Nawar, 2000).

2.2.1.2 Clasificación de los lípidos

La cantidad de sustancias consideradas como lípidos es muy amplia, por lo que la

manera más común de clasificarlas es en función de su estructura química (tabla 1):

Tabla 1 Clasificación general de los lípidos

Fuente: (Badui, 2012)

Las grasas con predominio de ácidos grasos insaturados son líquidas a 25°C y

suelen llamarse más específicamente, aceites. En ellas abundan el ácido oleico y linoleico,

con menos del 20% de ácidos saturados. Son los aceites principalmente derivados de las

oleaginosas como oliva, girasol, soya, maíz, etc. Las grasas con cantidades del orden del

30 a 80% de ácidos grasos saturados, son sólidas y constituyen los sebos y mantecas

animales y algunas vegetales, como las de cacao y palmiste (Primo Yúfera, 2000).

Lípidos simples

Grasas y aceites. Esteres

de glicerol con ácidos

monocarboxílicos.

Ceras. Esteres de alcoholes

monohidroxilados y ácidos

grasos.

Lípidos compuestos

Fosfolípidos

Glucolípidos

Lipoproteínas

Lípidos derivados

Ácidos grasos libres

Pigmentos

Vitaminas liposolubles

Esteroles

Hidrocarburos

10

2.2.1.3 Ácidos grasos

En forma pura, las grasas y los aceites están constituidos exclusivamente por

triacilglicéridos, comúnmente llamados triglicéridos, que a su vez son ésteres de ácidos

grasos con glicerol; por consiguiente, esos ácidos representan un gran porcentaje de la

composición de los triacilglicéridos y, en consecuencia, de las grasas y los aceites. Las

grasas y los aceites poseen diferencias de estabilidad a la oxidación, de plasticidad, de

estado físico, de patrón de cristalización, de índice de yodo, de temperaturas de

solidificación y de fusión, etc., que se deben principalmente a sus ácidos grasos. Para su

estudio, los ácidos grasos se han dividido en dos grandes grupos: los saturados y los

insaturados (Badui, 2012).

a) Ácidos grasos saturados

Varían de 4 a 26 átomos de carbono y su temperatura o punto de fusión aumenta con el

peso molecular o largo de la cadena; así, los de 4 a 8 carbonos son líquidos a 25 °C, (tabla

2) mientras que los de 10 C en adelante son sólidos, y su solubilidad en agua es

inversamente proporcional al peso molecular (Badui, 2012).

11

Tabla 2 Ácidos grasos saturados


b) Ácidos grasos insaturados

Son cadenas lineales de 16 o más carbonos (ver tabla 3), debido a sus

instauraciones estos ácidos grasos tienen una gran reactividad química que se refleja en

tres mecanismos: saturación, como ocurre en la hidrogenación; oxidación, que sucede en

las reacciones de rancidez e isomerización.

Nombre trivial Nombre científico Fórmula Punto de fusión

(°C)

Butírico Butanoico CH3(CH2)2COOH 5,9

Caproico Hexanoico CH3(CH2)4COOH 3,4

Caprílico Octanoico CH3(CH2)6COOH 16,7

Cáprico Decanoico CH3(CH2)8COOH 31,6

Láurico Dodecanoico CH3(CH2)10COOH 44,2

Mirístico Tetradecanoico CH3(CH2)12COOH 54,4

Palmítico Hexadecanoico CH3(CH2)14COOH 63,0

Esteárico Octadecanoico CH3(CH2)16COOH 69,4

Araquídico Eicosanoico CH3(CH2)18COOH 76,0

Behénico Docosanoico CH3(CH2)20COOH 79,9

Lignocérico Tetracosanoico CH3(CH2)22COOH 84,2

Cerótico Hexacosanoico CH3(CH2)24COOH 87,7

12

Tabla 3 Ácidos grasos insaturados


2.2.1.4 Importancia nutricional de los ácidos grasos

En relación a los aspectos nutricionales, a los ácidos grasos se los subdivide en:

ácidos grasos esenciales omega, ácidos grasos saturados y ácidos grasos trans. En la

síntesis de los ácidos grasos, el cuerpo humano no puede introducir dobles enlaces antes

del noveno carbono desde el carbono omega. Por esta razón, los ácidos grasos con dobles

enlaces más cercanos al grupo metilo terminal (el omega 3 y el omega 6) se consideran

ácidos grasos esenciales. En las figuras 1 y 2, se indica la estructura los ácidos grasos

esenciales linoleico y linolénico. Dado que el organismo no los sintetiza, deben obtenerse

de los alimentos (Thompson, Manore, & Vaughan, 2008)

Los ácidos grasos esenciales son el fundamento de importantes compuestos

biológicos conocidos como eicosanoides, por lo tanto, son esenciales para el crecimiento

y la salud. Los eicosanoides toman su nombre de la palabra griega eicosa, que significa

Nombre trivial Nombre científico Fórmula Punto de

fusión (°C)

Palmitoleico Hexadeca-9-enoico C15H29COOH -0,5

Oleico Octadeca-9-enoico C17H33COOH 13,0

Linoleico Ocatadeca-9:12-dienoico C17H32COOH -5,0

Linolénico Octadeca-9:12:15-trienoico C17H29COOH -11,0

Araquidónico Eicosa-5:8:11:14-tetraenoico C19H31COOH -49,5

Vaccénico trans-Octadeca-11-enoico C17H32COOH 40,0

Gadoleico Eicosa-11-enoico C19H17COOH 23,5

Erúcico Docosa-13-enoico C21H40COOH 38,0

Eicosapentaenoico

(EPA)

Eicosa-5,8,11,14,17,-enoico C19H29COOH -50,0

Docosapentaenoico

(DPA)

Docosa-7,10,13,16,19-enoico C21H32COOH -50,0

Docosahexaenoico

(DHA)

Docosa-4,7,10,13,16,19-enoico C21H30COOH -50,0

13

“veinte”, debido a que se sintetizan a partir de ácidos grasos con 20 átomos de carbono.

Entre éstos encontramos las prostaglandinas, los tromboxanos y los leucotrienos. Entre

los más potentes reguladores de las funciones celulares que hay en la naturaleza, los

eicosanoides se producen en casi todas las células del cuerpo; ayudan a regular la

motilidad del tracto gastrointestinal, la actividad secretora, la coagulación de la sangre, la

vasodilatación y la vasoconstricción, la permeabilidad vascular y las inflamaciones. Tiene

que existir un equilibrio entre los distintos eicosanoides para que los procesos de

dilatación/contracción y coagulación de la sangre en los vasos sanguíneos se desarrollen

con normalidad. La síntesis en nuestro cuerpo de los distintos eicosanoides depende de la

cantidad de ácidos grasos esenciales disponibles como precursores y de las enzimas

presentes en cada vía metabólica (Thompson, Manore, & Vaughan, 2008).

Los dos ácidos grasos esenciales en nuestra dieta son el ácido linoleico y el ácido

linolénico. Ambos son precursores de la síntesis del ácido araquidónico, que a su vez este

es precursor de la síntesis de hormonas prostaglandinas, muy importantes en los procesos

inflamatorios. Los ácidos grasos omega promueven la producción de lipoproteínas de alta

densidad HDL, (siglas en inglés de high density lipoproteins), llamado colesterol 'bueno'

(Badui, 2012)

Figura 1 Estructura química del ácido linoleico

Fuente: (Thompson, Manore, & Vaughan, 2008)

Figura 2 Estructura química del ácido linolénico

Fuente: (Thompson, Manore, & Vaughan, 2008)

14

2.2.2 Determinación del contenido graso

El contenido total de lípidos de un alimento se determina, habitualmente, por

medio de los métodos de extracción con disolventes orgánicos. La exactitud de estos

métodos depende sumamente de la solubilidad de los lípidos en el disolvente utilizado y

de la capacidad de extraer los lípidos de los complejos formados con otras

macromoléculas. El contenido en lípidos de un alimento determinado con un disolvente

puede ser completamente diferente del contenido determinado con otro disolvente de

diferente polaridad (Nielsen, 2003).

2.2.2.1 Extracción en equipo semiautomático (método de sumersión).

Este método consta de dos etapas: en la primera etapa, el dedal de celulosa (que

contiene la muestra) se sumerge en el disolvente a ebullición. La muestra con el disolvente

caliente propicia la rápida solubilización de las grasas. En la segunda etapa el dedal (que

contiene la muestra) se eleva y ocurre una segunda extracción por un flujo continuo de

disolvente condensado. Finalmente el disolvente es evaporado y recuperado por

condensación. La grasa extraída se recoge en el vaso extractor y se determina el contenido

graso de muestra por gravimetría (AOAC, 2012).

2.2.3 Determinación del perfil de ácidos grasos

Los lípidos presentes en las materias primas alimentarias, o en las grasas y los

aceites a granel, pueden ser caracterizados midiendo las cantidades de sus diversas

fracciones, las cuales incluyen los ácidos grasos; los monoglicéridos, diglicéridos y

triglicéridos; los fosfolípidos; los esteroles (incluido el colesterol); y los pigmentos y

vitaminas liposolubles (Nielsen, 2003).

Habitualmente la composición de ácidos grasos o perfil de ácidos grasos, se

determina cuantificando el tipo y la cantidad de ácidos grasos que se encuentran

presentes, extrayendo los lípidos y analizándolos haciendo uso de la cromatografía de

gases (Matissek, Schnepel, & Steiner, 1992).

15

La cromatografía de gases (CG) es ideal para el análisis de los lípidos. La CG se

puede utilizar para determinaciones tales como la composición del conjunto de los ácidos

grasos, la distribución y la localización de los ácidos grasos en los lípidos, los estudios

sobre estabilidad y la oxidación de las grasas, el ensayo de los daños producidos en los

lípidos por el calor o la irradiación y la detección de adulterantes y de agentes

antioxidantes (Nielsen, 2003).

Típicamente, para aumentar la volatilidad antes del análisis mediante la

cromatografía GC, se saponifican los triglicéridos y los fosfolípidos, y los ácidos grasos

así liberados se esterifican para formar ésteres metílicos de ácidos grasos, de acuerdo a la

reacción química que se indica en la figura 3 (Matissek, Schnepel, & Steiner, 1992).

Figura 3 Reacción de formación de un éster metílico a partir de un triglicérido.

Fuente: (Nielsen, 2003)

2.2.3.1 Factores que influyen la extracción de ácidos grasos

El método para la extracción del contenido graso para determinar el perfil lipídico

de la muestra problema, debe tener en consideración ciertos factores que afectarían la

estructura química de los ácidos grasos y por consiguiente su determinación. Los factores

que influyen en la extracción de los ácidos grasos son: tamaño de partícula, tipo de

disolvente, temperatura de extracción, tiempo de extracción. Por lo tanto, se debe emplear

una metodología que tenga en consideración las características antes mencionadas

(Matissek, Schnepel, & Steiner, 1992; Nielsen, 2003; Masson, 2007).

16

En relación al tamaño de partícula, la efectividad en la extracción de los lípidos

depende en gran medida de una adecuada superficie de contacto entre la muestra y el

solvente utilizado. Preferentemente en la molienda se debe evitar que el alimento a

analizarse se caliente para que no ocurran reacciones de oxidación en el contenido

lipídico. Los semillas oleaginosas tienen una limitada porosidad debido a su cascará, lo

que limita la extracción de las grasas a partir de la semilla entera (Nielsen, 2003).

Tomando en cuenta a la temperatura de extracción, el calor propicia a que la

solubilidad de las grasas aumente en el disolvente utilizado. Para determinar el perfil de

ácidos grasos, es recomendable extraer el contenido lipídico en temperaturas bajas, para

evitar en lo posible cualquier reacción de oxidación por acción del calor (Masson, 2007).

Considerando a los disolventes para la extracción de las grasas, estos deberían

presentar una alta capacidad disolvente para los lípidos y una baja o nula capacidad

disolvente frente a las proteínas, los aminoácidos y los hidratos de carbono. Deberían

evaporarse con facilidad y no dejar residuos, presentar un punto de ebullición

relativamente bajo y no ser inflamables ni tóxicos, tanto en el estado líquido como en

vapor. El disolvente ideal debería penetrar fácilmente en las partículas de la muestra, estar

en forma de un componente único para evitar el fraccionamiento, y ser barato y no

higroscópico. La extracción del contenido graso depende sumamente de la solubilidad de

los mismos en el disolvente utilizado. Los ácidos grasos son solubles principalmente en

hexano, éter de petróleo (totalmente apolares) y en éter dietílico (ligeramente polar). El

amplio rango del carácter hidrófobo relativo de los diferentes lípidos hace imposible la

elección de un único disolvente universal para la extracción de los lípidos contenidos en

los alimentos (Nielsen, 2003; Matissek, Schnepel, & Steiner, 1992).

El éter dietílico es el disolvente más utilizado para la extracción del contenido

lipídico. Presenta un punto de ebullición de 34,6°C, es higroscópico y ligeramente polar

por contener un grupo funcional éter, es mejor disolvente para las grasas en comparación

con el éter de petróleo. Tiene una importancia esencial en que la muestra sea anhidra o

con un contenido de humedad menor al 8%, porque el éter dietílico se disuelve

parcialmente en agua, que a su vez extraerá azúcares, entre otros compuestos, durante la

extracción de la grasa (Matissek, Schnepel, & Steiner, 1992; Nielsen, 2003; Masson,

2007).

17

Por otro lado el éter de petróleo es la fracción de punto de ebullición bajo del

petróleo y está compuesta, principalmente, por pentano y hexano. Presenta un punto de

ebullición de 35-38°C y es más hidrófobo que el éter dietílico. Es selectivo para lípidos

muy apolares (Matissek, Schnepel, & Steiner, 1992; Nielsen, 2003; Masson, 2007).

Otro disolvente utilizado para la extracción de grasas es el hexano. Es

hidrocarburo alifático totalmente apolar con un punto de ebullición de 69°C. Selectivo

para extraer todos los lípidos apolares (Matissek, Schnepel, & Steiner, 1992; Nielsen,

2003; Masson, 2007).

2.2.3.2 Precursores de la oxidación de ácidos grasos

Los lípidos de los alimentos están constituidos por diversos ácidos grasos, que

difieren en sus propiedades físicas y químicas y en su susceptibilidad a la oxidación. Los

ácidos grasos poliinsaturados son muy reactivos e inestables y por lo tanto muy

susceptibles a los procesos de oxidación (Badui, 2012).

A continuación se describe los principales factores que producen y aceleran las

reacciones de oxidación de los ácidos grasos.

a) Concentración de oxígeno

Si el oxígeno abunda, la velocidad de oxidación se hace independiente de la

concentración del mismo, pero a concentraciones de oxígeno muy bajas, la velocidad es

aproximadamente proporcional a su concentración. Sin embargo, el efecto de la

concentración de oxígeno se ve influido también por otros factores, como la temperatura,

luz, área superficial (Nawar, 2000).

b) Temperatura

En general, la velocidad de oxidación aumenta con la temperatura. La velocidad de

reacción se duplica por cada 15°C de incremento; sin embargo, ocurre aun en frío en

productos donde los promotores estén muy activos o en aquellos con un muy reducido

contenido de agua; el secado remueve el agua, dejando canales por donde el oxígeno

migra, además de que los glóbulos de grasa se rompen e incrementan su área de

exposición. El aumento de la temperatura también favorece a la formación de radicales

18

libres, los cuales son los precursores para que inicie la oxidación de los ácidos grasos

(Primo Yúfera, 2000).

c) Área Superficial

La velocidad de oxidación aumenta en proporción directa al área superficial del

lípido expuesta al aire. Además, a medida que aumenta el cociente superficie-volumen,

va disminuyendo la influencia de la presión parcial de oxígeno en la velocidad de la

reacción (Nawar, 2000).

d) Luz

Al igual que la temperatura, la luz favorece a la formación de radicales libres, ya que la

energía de un fotón sobre uno de los hidrógenos activos (hidrógenos adyacentes a un

doble enlace carbono carbono) de un ácido graso, produce un radical inestable (Primo

Yúfera, 2000)

e) Agua

En los sistemas lipídicos modelo y en varios alimentos que contienen grasas, la velocidad

de la oxidación depende mucho de la actividad de agua. En los productos secos, con un

contenido mínimo en agua, la oxidación transcurre muy deprisa. Si se aumenta la aw hasta

alrededor de 0,3, la oxidación lipídica se retarda y con frecuencia transcurre a una

velocidad mínima. Este efecto protector de pequeñas cantidades de agua se cree debido a

la reducción de la actividad catalítica de los catalizadores metálicos, al secuestro de los

radicales libres, y/o a dificultades en el acceso del oxígeno al lípido (Nawar, 2000).

2.2.4 Análisis granulométrico por tamizado

Se reconoce al tamizado como una operación básica o unitaria en la ingeniería de

alimentos, considerada de gran importancia en especial en los procesos en que el diámetro

de partícula aporta características específicas a los productos (Brennan & Butters, 1980).

La clasificación de materiales granulares es útil en la mayoría de procesos donde

el tamaño definido de partícula permite cumplir un requisito organoléptico o de

características de dilución, así en el cacao, máxima dilución; en el balanceado,

accesibilidad al animal; en materiales de filtración, en la formación de torta. También es

19

aplicable como método de análisis físico para control de calidad y como parámetro para

determinar la eficiencia de la operación de molienda (Brennan & Butters, 1980).

2.2.4.1 Tamaño de las partículas

En general, es posible especificar “diámetros” para cualquier partícula

equidimensional. Las partículas que no son equidimensionales, es decir, que son más

largas en una dirección que en otras, algunas veces se caracterizan por la segunda

dimensión de mayor longitud. Por convención, los tamaños de las partículas se expresan

en diferentes unidades dependiendo del intervalo de tamaños que intervienen. Las

partículas gruesas se miden en pulgadas o milímetros, las partículas finas en función de

la abertura del tamiz, y las partículas muy finas en micrómetros o nanómetros. Las

partículas ultrafinas se describen a veces en función de su área de superficie por unidad

de masa, por lo general en metros cuadrados por gramo (McCabe, Smith, & Harriot, 2007;

Brennan & Butters, 1980).

2.2.4.2 Tamaños de partículas mezcladas y análisis de tamaños

La información del análisis de tamaño de partícula se tabula para mostrar la masa

o fracción numérica en cada incremento de tamaño como función del tamaño promedio

de partícula (o rango de tamaño) en el incremento. El análisis tabulado de este modo se

denomina análisis diferencial. Los resultados generalmente se presentan como un

histograma, como lo muestra la figura 4, con una curva continua como la línea discontinua

utilizada para aproximar la distribución. Una segunda forma de presentar la información

es a través de un análisis acumulativo, obtenido por agregar, consecutivamente, los

incrementos individuales, comenzando por el que contiene las partículas más pequeñas y

tabulando o graficando las sumas acumuladas contra el diámetro máximo de partícula en

el incremento. La figura 5 representa una gráfica del análisis acumulativo de la

distribución de la figura 4. En los análisis acumulativos, los datos se pueden representar

de manera adecuada por medio de una curva continua (McCabe, Smith, & Harriot, 2007).

20

Figura 4 Análisis diferencial del tamaño de partícula

Fuente: (McCabe, Smith, & Harriot, 2007)

Figura 5 Análisis acumulativo del tamaño de partícula


2.2.4.3 Series de tamices estándar

Para medir el tamaño (y la distribución de tamaños) de las partículas en el

intervalo de tamaños comprendidos entre 3 y 0.0015 pulgadas (76 mm y 38 μm), se

utilizan tamices estándar (Brennan & Butters, 1980).

Los tamices de ensayo se construyen con telas de alambre, cuyas dimensiones

están cuidadosamente estandarizadas. Las aberturas son cuadradas, cada tamiz se

identifica por las mallas por pulgada. Sin embargo, las aberturas reales son menores que

21

las correspondientes al número de mallas, debido al espesor de los alambres. Los tamices

más utilizados son los de la serie Tyler. Esta serie de tamices se basa en la abertura del

tamiz de 200 mallas, que está establecida en 0.074 mm. El área de las aberturas de un

tamiz cualquiera de la serie es exactamente el doble que la de las aberturas del tamiz

próximo más pequeño (McCabe, Smith, & Harriot, 2007).

Los resultados de un análisis de tamizado se tabulan para mostrar la fracción de

masa de cada incremento sobre el tamiz en función del intervalo del incremento del

tamaño de las mallas. Puesto que las partículas en un tamiz han pasado a través del tamiz

situado inmediatamente encima de él, se necesitan dos números para especificar el

intervalo de tamaños de un incremento, uno para el tamiz a través del cual pasa la fracción

y otro para el tamiz sobre el que es retenida. Así, la notación 14/20 quiere decir “a través

de 14 mallas y sobre 20 mallas” (McCabe, Smith, & Harriot, 2007).

2.2.5 Quinua

La quinua (del quechua kínua o kinuwa), es un pseudocereal perteneciente a la

subfamilia Chenopodioideae de las amarantáceas. Su nombre científico es Chenopodium

quinoa WILLD (Ando, Chen, Tang, & Shimizu, 2002).

2.2.5.1 Quinua ecuatoriana variedad INIAP Tunkahuan

Es la variedad más abundante y la que más se comercializa en el Ecuador. Está

clasificada dentro de las variedades dulces, debido a su bajo contenido de saponinas. El

color, sabor y tamaño de las semillas son muy aceptables, tanto en ámbito industrial y

para el consumidor común. A continuación en la tabla 4 se muestran las características de

esta variedad y en la figura 6 se indica la planta de quinua (Peralta, 2009).

22

Figura 6 Planta de Quinua variedad INIAP Tunkahuan

Fuente: (Peralta, 2009)

Tabla 4 Características morfológicas de la planta de quinua ecuatoriana INIAP

Tunkahuan


Tipo de Raíz Pivotante

Tipo de ramificación Sencillo a ramificado

Forma del tallo Redondo con aristas

Color del tallo juvenil Verde claro

Forma de la hoja Triangular

Tamaño de la hoja Grande

Color de la planta

joven

Verde

Color de la panoja en

flor

Rosado

Color de la panoja

adulta

Rosado amarilla

Color del grano seco Blanco

Tamaño del grano Mediano a pequeño

(2,1mm)

Forma del grano Redondo aplanado

Contenido de saponina

(%)

0,06%

Altura de la planta

(cm)

90 a 180 cm

23

2.2.5.2 Composición y propiedades nutricionales.

La quinua, por sus excepcionales propiedades fisicoquímicas, nutritivas y

funcionales, ha adquirido un enorme interés actualmente, debido principalmente al

contenido de ácidos grasos, al alto valor biológico de sus proteínas, y a su destacada

composición en minerales, principalmente calcio (Jacobsen, 2003). En relación al

contenido lipídico de las semillas de quinua, estos tienen una alta proporción de ácidos

grasos insaturados, principalmente oleico y linoleico (Ruales & Nair, 1992).

A continuación en la tabla 5 se muestra la composición nutricional de la quinua

ecuatoriana variedad INIAP Tunkahuan.

Tabla 5 Análisis proximal de la quinua ecuatoriana variedad INIAP Tunkahuan


Como se indica en la tabla anterior se destaca el porcentaje de proteína, el

porcentaje de grasas y sus minerales como potasio, calcio y fosforo.

Parámetro %

Energía (Kcal/100g) 453,08

Humedad 13,7

Proteína 13,9

Grasa 4,95

Carbohidratos 66,73

Cenizas 3,70

Fibra 8,61

Calcio 0,18

Fósforo 0,59

Magnesio 0,16

Potasio 0,95

Sodio 0,02

Cobre (ppm) 10,0

24

2.2.5.3 Componentes lipídicos de la quinua

La quinua podría ser considerara como un cultivo alternativo de semillas

oleaginosas debido a su fracción lipídica. Además del alto contenido y de la buena calidad

biológica de sus proteínas, la quinua también tiene una composición de lípidos

interesante, tiene un valor de contenido graso entre el 6% a 7% en base seca, superior al

maíz (4,9% en base seca) y más bajo que la soja (20,9% en base seca) (Abugoch, 2009).

El contenido graso de la quinua se caracteriza por contener altas cantidades de

lípidos neutros o apolares en todas las fracciones de la semilla. Los triglicéridos son la

fracción principal presente, representando más del 50% de los lípidos neutros. También

existe una fracción importante de diglicéridos que están presentes en las semillas enteras

y contribuyen con un 20% de la fracción de lípidos neutros. Entre los lípidos polares se

pueden mencionar a lisofosfatidil etanolamina y fosfatidilcolina (también conocida como

lecitina) los cuales son los más abundantes (57%) de los lípidos polares totales. Algunos

investigadores han caracterizado la composición de ácidos grasos de los lípidos de quinua

(Tabla 6) de la siguiente manera: (19 a 12,3%) saturados totales, principalmente ácido

palmítico; monoinsaturados totales (25 a 28,7%), el más importante ácido oleico y ácidos

grasos poliinsaturados (58,7%), de los cuales el ácido linoleico se encuentra en una mayor

cantidad (Abugoch, 2009).

Otra característica importante de la fracción lipídica de las semillas de quinua es

la presencia natural de una alta cantidad de vitamina E (α-tocoferol), 0,59 a 2,6 mg / 100

g en las semillas, que actúa como una defensa natural contra la oxidación de lípidos. Este

hecho podría dar lugar a la obtención de un aceite muy estable a partir de semillas de

quinua, con vitamina E que actuaría como un antioxidante natural (Abugoch, 2009).

25

Tabla 6 Comparación del contenido de ácidos grasos entre la quinua, soya y maíz

Ácido Graso Quinua (%) Soya (%) Maíz (%)

Saturados

Mirístico C14:0 0,1-2,4 Trazas Trazas

Palmítico C16:0 9,2-11,1 10,7 10,7

Esteárico C18:0 0,6-1,1 3,6 2,8

Monoinsaturados

Miristoleico C14:1 1,0 ----- ----

Palmitoleico C16:1 0,2-1,2 0,2 Trazas

Oleico C18:1 22,8-29,5 22,0 26,1

Poliinsaturados

Linoleico C18:2 (n-6) 48,1-52,3 56 57.7

Linolénico C18:3 (n-3) 4,6-8,0 7,0 2,2

Fuente: (Abugoch, 2009).

La tabla 7 indica los principales ácidos grasos presentes en las semillas de quinua

ecuatoriana variedad INIAP Tunkahuan.

Tabla 7 Composición de ácidos grasos de la quinua ecuatoriana variedad INIAP

Tunkahuan


Ácido Graso %

Cáprico C10:0 --------

Láurico C12:0 ---------

Mirístico C14:0 Trazas

Palmítico C16:0 11,49

Esteárico C18:0 Trazas

Oleico C18:0 27,01

Linoleico C18:2 56,80

Linolénico C18:3 4,70

26

2.2.4.4 Usos la quinua

Respecto al proceso de industrialización de la quinua, en Ecuador se manejan

procesos simples y semi complejos. La gama ecuatoriana de productos elaborados con

quinua está restringida y limitada a la quinua desaponificada, perlada y alimentos

intermedios (hojuelas, insuflados y harinas de quinua), y muy limitadamente la papilla

para niños. El procesamiento de la quinua se concentra en el lavado y escarificado

(perlado) del grano para eliminar la saponina, la elaboración de harinas, hojuelas y el

desarrollo de nuevos productos como galletas, pan, graneados, etc. (Peralta, 2009).

En el mercado existen diferentes marcas comerciales de harina de quinua, aunque

estos productos no se basan en una norma específica para harina de quinua, sin embargo

se rigen por la normativa más cercana, que es la norma (NTE INEN 616:2006 Harina de

Trigo. Requisitos), en la cual se indica que el 95% de la harina debe pasar por tamiz, con

una abertura de 0,21mm.

2.3 Fundamento legal

2.3.1 Constitución del Ecuador 2008 – Soberanía Alimentaria

En el Ecuador existe la soberanía ecuatoriana para salvaguardar la producción

alimentaria.

Art. 281.- La soberanía alimentaria constituye un objetivo estratégico y una obligación

del Estado para garantizar que las personas, comunidades, pueblos y nacionalidades

alcancen la autosuficiencia de alimentos sanos y culturalmente apropiados de forma

permanente.

Para ello, será responsabilidad del Estado:

8. Asegurar el desarrollo de la investigación científica y de la innovación tecnológica

apropiada para garantizar la soberanía alimentaria.

10. Fortalecer el desarrollo de organizaciones y redes de productores y de consumidores,

así como la de comercialización y distribución de alimentos que promuevan la equidad

entre espacios rurales y urbanos.

27

2.3.2 El Buen Vivir en la Constitución del Ecuador 2008

La constitución del Ecuador incorpora el principio de la soberanía alimentaria:

Sección primera: agua y alimentación

Art. 13.- Las personas y colectividades tienen derecho al acceso seguro y permanente a

alimentos sanos, suficientes y nutritivos, preferentemente producidos a nivel local y en

correspondencia con sus diversas identidades y tradiciones culturales. El estado

ecuatoriano promoverá la soberanía alimentaria.

2.3.3 Ley Orgánica de Defensa del Consumidor

Capitulo II

Derechos y Obligaciones

De los Consumidores

Art. 4.- Derechos del Consumidor.-

2. Derecho que proveedores públicos y privados oferten bienes y servicios competitivos,

de óptima calidad, y a elegirlos con libertad.

3. Derecho a recibir servicios básicos de óptima calidad.

4. Derecho a la información adecuada, veraz, clara, oportuna y completa sobre los bienes

y servicios ofrecidos en el mercado, así como sus precios, características, calidad,

condiciones de contratación y demás aspectos relevantes de los mismos, incluyendo los

riesgos que pudieran presentar.

6. Derecho a la protección contra la publicidad engañosa o abusiva, los métodos

comerciales coercitivos o desleales.

28

2.4 Hipótesis

Para la ejecución del presente proyecto de investigación, se dividió en dos etapas

principales:

1. Extracción del contenido de grasa de la harina de semillas de quinua por tres

métodos diferentes:

a) Con éter dietílico por extracción en equipo semiautomático a temperatura

de ebullición del disolvente (34,6°C). Tiempo de extracción 40 minutos

b) Con hexano por extracción en equipo semiautomático a temperatura de

ebullición del disolvente. (69°C). Tiempo de extracción 40 minutos.

c) Con hexano por extracción mediante agitación mecánica y a temperatura

de 4°C. Tiempo de extracción 24h.

2. Determinación del perfil de ácidos grasos para cada uno de los métodos de

extracción.

Teniendo en cuenta estas dos etapas, se plantearon las siguientes hipótesis:

Primera etapa

Hipótesis alternativa (Ha): Los métodos usados para extraer la grasa de la harina de

quinua si tienen efecto sobre la cantidad de grasa extraída.

Hipótesis nula (Ho): Los métodos usados para extraer la grasa de la harina de quinua no

tienen efecto sobre la cantidad de grasa extraída

Sistema de variables

Variable independiente: métodos de extracción.

Variable dependiente: contenido de grasa extraída (% base húmeda)

29

Segunda parte.

Hipótesis alternativa (Ha): Los métodos utilizados para la extracción del contenido

lipídico tienen efecto sobre la cantidad de cada ácido graso.

Hipótesis nula (Ho): Los métodos utilizados para la extracción del contenido lipídico

tienen efecto sobre la cantidad de cada ácido graso.

Sistema de variables

Variable independiente: métodos de extracción

Variable dependiente: contenido de cada ácido graso (% en base húmeda)

30

Capitulo III

Metodología

3.1 Enfoque de la investigación

La presente investigación es un estudio cuantitativo ya que utilizó técnicas de

análisis que generan datos numéricos los cuales fueron analizados mediante métodos

estadísticos inferenciales, para poder interpretarlos y llegar a una conclusión.

3.2 Nivel de la investigación

El presente estudio es una investigación descriptiva ya que se analizó diferentes

métodos de extracción para determinar la influencia de cada uno de estos métodos en el

contenido lipídico de la harina de quinua.

3.3 Tipo de investigación

El presente estudio es una investigación experimental. También se apoya en una

investigación bibliográfica ya que mediante una indagación documental se logra conocer

de estudios ya realizados acerca de la temática y logra enriquecer esta investigación.

3.4 Población y muestra

Población: La población para esta investigación será un kilogramo de grano de

quinua ecuatoriana (Chenopodium quinoa WILLD), variedad INIAP Tunkahuan,

de una marca comercial local.

Muestra: A partir del kilogramo de quinua se tomó una muestra de 400g, para

proceder a realizar la molienda y obtener la harina de quinua. Luego para realizar

el desengrasado se utilizaron 360 g de harina de semillas de quinua.

31

3.5 Técnicas de recolección de datos

Primera etapa: Extracción del contenido graso por tres métodos diferentes.

Para organizar los datos se ha construido una tabla de doble entrada que relaciona los

métodos de extracción del contenido graso con sus repeticiones.

Tabla 8 Esquema para organizar los datos obtenidos de los métodos de extracción del

contenido graso con sus repeticiones

Métodos de extracción

Repeticiones A B C

r1 Ar1 Br1 Cr1

r2 Ar2 Br2 Cr2

r3 Ar3 Br3 Cr3

r4 Ar4 Br4 Cr4

Donde:

A: Extracción del contenido graso con éter dietílico en equipo semiautomático, a

temperatura de ebullición del disolvente.

B: Extracción del contenido graso con hexano en equipo semiautomático, a temperatura

de ebullición del disolvente.

C: Extracción del contenido graso con hexano, mediante agitación mecánica a

temperatura de 4°C.

r1…r5: Repeticiones para cada tratamiento.

Segunda etapa: Determinación del perfil lipídico para cada extracción del contenido

graso.

Para organizar los datos se ha construido también una tabla que relaciona los diferentes

tratamientos con las repeticiones. Esta tabla se repetirá para cada ácido graso obtenido de

cada extracción del contenido lipídico.

32

Tabla 9 Esquema para organizar los diferentes tratamientos de extracción del contenido

graso con los porcentajes obtenidos del ácido graso en estudio.

Métodos de Extracción

Repeticiones A B C

r1 XA1 XB1 XC1

r2 XA2 XB2 XC2

r3 XA3 XB3 XC3

r4 XA4 XB4 XC4

Donde:

A: Extracción del contenido graso con éter dietílico en equipo semiautomático, a

temperatura de ebullición del disolvente.

B: Extracción del contenido graso con hexano en equipo semiautomatico, a temperatura

de ebullición del disolvente.

C: Extracción del contenido graso con hexano mediante agitación mecánica, a

temperatura de 4°C.

XA1…. XA4: Porcentaje del ácido graso obtenido por el tratamiento A

XB1… XB4: Porcentaje del ácido graso obtenido por el tratamiento B

XC1… XC4: Porcentaje del ácido graso obtenido por el tratamiento C

r1…r4: Repeticiones

33

3.6 Técnicas de análisis e interpretación de resultados

3.6.1 Diseño experimental


Para esta etapa se ha aplicado un diseño completamente al azar, en cual se ha

comparado las medias de los tratamientos usando un análisis de varianza para aceptar o

rechazar la hipótesis nula y pruebas de múltiples rangos como la Prueba DMS (Diferencia

Mínima Significativa) para determinar cuál de los tratamientos difieren. Las

determinaciones se realizaron con un nivel de confianza del 95% (α = 0,05).

Segunda etapa: Determinación del perfil lipídico para cada extracción del

contenido graso.

Para esta etapa se ha aplicado un diseño completamente al azar, se han comparado

las medias de los tratamientos usando un análisis de varianza para aceptar y pruebas de

múltiples rangos como la prueba DMS para determinar cuál de los tratamientos difieren.

Las determinaciones se realizaron con un nivel de confianza del 95% (α = 0,05). Este

diseño se repetirá para cada ácido graso obtenido en la determinación del perfil lipídico

por cada tratamiento de extracción del contenido graso.

3.6.2 Tratamiento estadístico

3.6.2.1 Análisis de varianza


Hipótesis

Hipótesis alternativa (Ha):

Para las varianzas:

𝑆𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎2 > 𝑆𝑒𝑟𝑟𝑜𝑟

2

34

Para las medias:

𝐻𝑎: 𝜇𝑖 ≠ 𝜇𝑗 𝑝𝑎𝑟𝑎 𝑎𝑙𝑔𝑢𝑛 𝑖 ≠ 𝑗

Hipótesis nula (Ho):

Para las varianzas:

𝑆𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎2 = 𝑆𝑒𝑟𝑟𝑜𝑟

2

Para las medias:

𝐻𝑜: 𝜇𝐴 = 𝜇𝐵 = 𝜇𝐶 = 𝜇

En la tabla 10 se muestra una tabla que organiza los datos obtenidos en cada método de

extracción del contenido graso.

Tabla 10 Esquema para organizar los datos obtenidos de cada extracción de contenido

graso por cada tratamiento de extracción.


Repeticiones A B C

r1 Ar1 Br1 Cr1

r2 Ar2 Br2 Cr2

r3 Ar3 Br3 Cr3

r4 Ar4 Br4 Cr4

Σ ΣA ΣB ΣC

A B C

S SA SB SC

Calculo del factor de corrección

Ecuación 1 Factor de corrección

35

Tabla 11 ANOVA para un factor. Porcentaje de grasa extraída por los tres métodos de

extracción

Prueba DMS (Diferencia mínima significativa)

𝐷𝑀𝑆 = 𝐺𝐿𝐸 ∗ √2𝐶𝑀𝐸𝐸

𝑟

Segunda etapa. Determinación del perfil de ácidos grasos de los lípidos extraídos por los

tres métodos diferentes.

Hipótesis

Hipótesis alternativa (Ha):

Para las varianzas:

𝑆𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎2 > 𝑆𝑒𝑟𝑟𝑜𝑟

2

Para las medias:

𝐻𝑎: 𝜇𝑖 ≠ 𝜇𝑗 𝑝𝑎𝑟𝑎 𝑎𝑙𝑔𝑢𝑛 𝑖 ≠ 𝑗

Hipótesis nula (Ho):

Fuente de

variación

Suma de cuadrados Grados de

libertad

Cuadrado

medio

F0 Valor-

p

Muestras

Error

Total

36

Para las varianzas:

𝑆𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎2 = 𝑆𝑒𝑟𝑟𝑜𝑟

2

Para las medias:

𝐻𝑜: 𝜇𝐴 = 𝜇𝐵 = 𝜇𝐶 = 𝜇

A continuación en la tabla 12 se muestra un esquema para organizar los datos

obtenidos de la determinación del perfil de ácidos grasos para cada método de extracción.

Esta tabla se utilizó para cada uno de los ácidos grasos obtenidos.

Tabla 12 Esquema para organizar los datos obtenidos del porcentaje del ácido graso en

estudio para cada método de extracción.

Métodos de extracción

Repeticiones A B C

r1 XA1 XB1 XC1

r2 XA2 XB2 XC2

r3 XA2 XB3 XC3

r4 XA3 XB4 XC4

Σ ΣXA ΣXB ΣXC

A B C

S SA SB SC

Tabla 13 ANOVA de un factor. Porcentaje del ácido graso en estudio por cada método

de extracción

Fuente de

variación

Suma de cuadrados Grados de

libertad

Cuadrado

medio

F0 Valor-

p

Muestras

Error

37

Prueba DMS (Diferencia mínima significativa)

𝐷𝑀𝑆 = 𝐺𝐿𝐸 ∗ √2𝐶𝑀𝐸𝐸

𝑟

Para finalizar, el diámetro promedio de las partículas en la harina de quinua se calculó

utilizando la siguiente ecuación:

�̅�𝑆 =1

∑𝑥𝑖

�̅�𝑝𝑖

𝑛𝑖=1


3.6.3 Técnicas e instrumentos analíticos

3.6.3.1 Molienda de las semillas de quinua y tamizado de la harina obtenida

Este método se basó en la Norma INEN 517. Harinas de origen vegetal. Determinación

del tamaño de las partículas. (INEN, 1980).

Se escoge los tamices (números de malla: 9, 20, 35, 60, 80, 100, 250 y

>250), colocar uno encima de otro, cuidando que queden en orden

decreciente de arriba hacia abajo, con referencia al tamaño de la abertura

de la malla de cada tamiz, de modo que el tamiz de mayor abertura sea

colocado en la parte superior y el de menor abertura quede en el fondo, y

debajo de éste colocar el plato recolector.

Se pesa con aproximación de 0,1g alrededor de 100g a 500g de harina.

Se transfiere la muestra al tamiz superior de la columna de tamices, poner

la tapa, fijar la columna en el aparato de vibración y poner en

funcionamiento durante 20 minutos, y después de este tiempo, suspender

el movimiento de la máquina.

Total

38

Se pesa cuantitativamente a una hoja de papel, previamente pesada, la

fracción de la muestra retenida por cada uno de los tamices y se pesa con

aproximación al 0,1 g

3.6.3.2 Extracción del contenido graso de la harina de semillas de quinua.

Método A: Extracción con éter dietílico como disolvente en equipo semiautomático Velp

Scientífica a temperatura de ebullición del disolvente (34,6°C) (Velp Scientifica, 2015).

Esta técnica se basara en el método oficial AOAC 2003.05 “Grasa (cruda) método de

extracción con éter dietílico (sumersión)”. (AOAC, 2012).

Se pesa exactamente un vaso de extracción, previamente lavado y secado a 130°C

por una hora.

Se pesa aproximadamente 30g de harina de quinua sobre un papel filtro y se

coloca dentro de los capuchones.

Se enciende el extractor de grasa y abrir el flujo del agua del condensador.

Se adhiere a las columnas de extracción los capuchones que contienen las

muestras.

Se añade suficiente éter dietílico (alrededor de 50 ml) dentro de cada vaso para

cubrir los capuchones cuando estén en posición de inmersión.

Colocar los vasos bajo las columnas de extracción y fijarlos en el lugar

correspondiente cerrando el equipo con la palanca prevista.

Se coloca las columnas de extracción en la posición de inmersión y se asegura de

que los dedales se encuentren sumergidos en el disolvente y hervir por 25 minutos.

Cuando han transcurrido los 25 minutos se levanta los capuchones y colocar en la

posición de lavado y extraer en esta posición por 30 minutos.

Se cierra las llaves de la columna de extracción para recuperar la mayor cantidad

de disolvente y alcanzar la sequedad aparente de los vasos.

Se remueve los vasos de extracción del equipo y se deja evaporar todo el

disolvente sobrante.

Se lleva el vaso con la grasa al desecador y se toma el peso.

Método B: Extracción con hexano en equipo semiautomático Velp Scientífica a

temperatura de ebullición del disolvente (69°C) (Velp Scientifica, 2015).

39

Esta técnica se basara en el método oficial AOAC 2003.06 “Grasa (cruda) método de

extracción con hexano (sumersión)”. (AOAC, 2012).


por una hora.

Se pesa aproximadamente 30g de harina de quinua sobre un papel filtro y se

coloca dentro de los capuchones.

Se enciende el extractor de grasa y abrir el flujo del agua del condensador.

Se adhiere a las columnas de extracción los capuchones que contienen las

muestras.

Se añade suficiente éter di etílico (alrededor de 50 ml) dentro de cada vaso para

cubrir los capuchones cuando estén en posición de inmersión.

Colocar los vasos bajo las columnas de extracción y fijarlos en el lugar

correspondiente cerrando el equipo con la palanca prevista.

Se coloca las columnas de extracción en la posición de inmersión y se asegura de

que los dedales se encuentren sumergidos en el disolvente y hervir por 25 minutos.

Cuando han transcurrido los 25 minutos se levanta los capuchones y colocar en la

posición de lavado y extraer en esta posición por 30 minutos.

Se cierra las llaves de la columna de extracción para recuperar la mayor cantidad

de disolvente y alcanzar la sequedad aparente de los vasos.

Se remueve los vasos de extracción del equipo y se deja evaporar todo el

disolvente sobrante.

Se lleva el vaso con la grasa al desecador y se toma el peso.

Método C: Extracción con hexano por mediante agitación mecánica y a temperatura de

4°C (Silva, 2006).


por una hora.

Se pesa aproximadamente 30g de harina de quinua en el vaso de extracción

previamente pesado.

Se añade 80ml de hexano y se coloca un imán agitador.

Se coloca el vaso con la muestra sobre el agitador magnético. Previamente el

equipo debe estar instalado dentro de una refrigeradora asegurando que la

temperatura este a 4°C.

40

Se enciende el agitador y mantiene en agitación por 24 horas.

Se filtra con papel filtro cuantitativo

Se evapora todo el disolvente a temperatura ambiente

Se pesa el vaso con el contenido de grasa extraída

3.6.3.3 Preparación de esteres metílicos de ácidos grasos (Método Oficial

AOCS Ce 2-66). (AOCS, 2000).

Se extrae la grasa de la semilla de quinua conforme a los métodos establecidos.

Se pesa 0,1 g de grasa extraída por el método en un matraz esmerilado.

Se añade 5 ml de la solución de hidróxido de sodio 0.5 N en metanol.

Se calienta suavemente hasta que se disuelvan los glóbulos de grasa.

Se añade 5 ml de trifloruro de boro- metanol 14%.

Se espera 2 minutos y alejar los matraces de la fuente de calor.

Se añade 5 ml de hexano y 15 ml de la solución saturada de cloruro de sodio.

Se transfiere el contenido del matraz a un tubo de ensayo y observar la separación

de fases.

Se toma 1,5 ml de la fase superior en un vial.

Se realiza las mediciones en el cromatógrafo de gases LY 6500, con las siguientes

condiciones:

Columna: capilar de 60m y diámetro de 0,25mm

Detector: FID

Horno:

Rampa de temperatura: 4°C/min

Temperatura final: 250°C

Tiempo final: 10 minutos

Flujo de aire: 250ml/min

Flujo de nitrógeno (gas portador): 10ml/min

Flujo de hidrógeno: 25ml/min

Temperatura del inyector: 250°C

Temperatura del detector: 250°C

41

3.6.4 Materiales, equipos y reactivos

Tabla 14 Esquema para organizar los materiales, equipos y reactivos.

Equipos Materiales Reactivos

Equipo de vibración para

tamizado

Balones aforados de 100,

500 y 1000ml

Éter dietílico p.a

Serie de tamices Tyler

números 9, 20, 35, 60, 80,

100, 250.

Vasos de precipitación de

50, 100, 500, 1000 ml

Hidróxido de sodio 0.5 N en

metanol

Equipo semiautomático de

extracción de grasa Velp

Scientifica.

Pipetas volumétricas 10,

25, 50m

Trifloruro de boro BF3-

metanol 14%

Cromatógrafo de Gases YL

instruments 6500.

Varillas de agitación. Hexano p.a

Papel filtro cuantitativo Solución de cloruro de sodio

saturada en agua

Equipo de reflujo

Micropipetas

Tubos de ensayo

Desecador

Dedales de celulosa

Planchas de calentamiento

Viales para cromatografía

de gases

42

A continuación (figura 7 y 8) se presentan las fotos de los equipos utilizados:

Figura 7 Equipo semiautomático de extracción de grasa Velp Scientifica.

Figura 8 Cromatógrafo de gases YL Instruments 6500

43

Capitulo IV

Análisis y discusión de resultados

Para la ejecución del presente proyecto de investigación, se realizó el siguiente

proceso:

1. Obtención de harina de semillas de quinua y su correspondiente análisis

granulométrico

2. Extracción del contenido graso de la harina de semillas de quinua por tres


a) Con éter dietílico por extracción en un equipo semiautomático Velp

Scientífica a temperatura de ebullición del disolvente (34,6°C), por 50

minutos.

b) Con hexano por extracción en un equipo semiautomático Velp Scientífica

a temperatura de ebullición del disolvente. (69°C), por 50 minutos.

c) Con hexano por extracción mediante agitación mecánica y a temperatura

de 4°C, por 24 horas.

3. Determinación del perfil de ácidos grasos para todos los tratamientos

planteados.

Cada una de estas etapas con sus correspondientes resultados serán detallados a

continuación:

4.1 Obtención de harina de semillas de quinua y análisis granulométrico por

tamizado

Para obtener la harina de la semilla de quinua se procedió a realizar la reducción

de tamaño con un molino de aspas y se tamizó con un sistema de tamices Tyler. Los datos

obtenidos se muestran en la tabla 15, en esta se indican los tamices utilizados con su

correspondiente número, la cantidad de muestra retenida en cada tamiz (expresada en

gramos) y el diámetro o abertura de cada malla (expresada en milímetros).

44

Tabla 15 Datos de análisis de tamizado obtenidos para la harina de semillas de quinua

En la tabla 16 se muestra los resultados obtenidos en el análisis granulométrico.

Tabla 16 Resultados del análisis granulométrico por tamizado

Malla masa

muestra

(g)

Dpi

(mm)

Xi ΣXi 1-Xi �̅�𝒑𝒊 Xi/�̅�𝒑𝒊

9 0 1,98 0,00 100

20 7,04 0,83 1,28 1,28 98,72 1,41 0,01

35 106,4 0,42 19,28 20,55 79,45 0,63 0,31

60 270,2 0,25 48,95 69,50 30,50 0,33 1,48

80 98,8 0,18 17,90 87,40 12,60 0,21 0,85

100 25,2 0,15 4,57 91,96 8,04 0,16 0,28

250 43,2 0,06 7,83 99,79 0,21 0,10 0,75

>250 1,17 0,21 100 TOTAL 3,68

MASA

TOTAL

552,01

Donde:

Dpi: Abertura de cada tamiz

Xi: fracción retenida de la muestra en cada tamiz

ΣXi: fracción retenida acumulada

1-Xi: fracción de muestra que pasa por cada tamiz

�̅�𝑝𝑖: Diámetro promedio de las partículas en el incremento.

# de malla masa

retenida

muestra

(g)

Dmalla

(mm)

9 0 1,981

20 7,04 0,833

35 106,4 0,417

60 270,2 0,246

80 98,8 0,175

100 25,2 0,147

250 43,2 0,061

>250 1,17

45

A continuación se muestran las figuras 9 y 10 que corresponden al análisis

diferencial y acumulativo respectivamente, estos indican la distribución de los diferentes

tamaños de partículas:

Analisis Diferencial

Dpi

1,981 0,833 0,417 0,246 0,175 0,147 0,061

Xi

0

10

20

30

40

50

60

Dpi vs Xi

Xi

Figura 9 Análisis diferencial de la distribución de tamaños de partícula de la harina de

grano de quinua

46

En la gráfica del análisis diferencial se puede observar una distribución

heterogénea de las partículas, por lo tanto, estas son polidespersas o poligranulares. El

48,95% de la muestra esta retenida en el tamiz número 60, que corresponde a una apertura

de malla de 0,25mm, eso significa que el 69,5% de la harina de quinua tendría un tamaño

de partícula mayor o igual a 0,25mm.

Analisis Acumulativo

Dpi

0,0 0,5 1,0 1,5 2,0 2,5

1+

Xi

0

20

40

60

80

100

120

Dpi vs 1+Xi

Figura 10 Análisis acumulativo de la distribución de tamaños de partícula de la harina

de grano de quinua

47

El análisis acumulativo se ha obtenido agregando, consecutivamente, los

incrementos individuales, se ha comenzado por el que contiene las partículas más

pequeñas y se ha graficado las sumas acumuladas contra el diámetro máximo de partícula

en el incremento, de esta manera se obtiene una distribución del tamaño de partículas, en

la cual el 50% de la muestra pasa por un tamiz que tiene una abertura de malla alrededor

del 0,2mm y el 80% de la muestra de harina de trigo pasa por un tamiz con una abertura

de 0,3mm. Este resultado indicaría que el intervalo de variación en los tamaños de

partícula no es grande.

Para calcular el diámetro promedio de las partículas en la harina de quinua se

utilizó la ecuación

�̅�𝑆 =1

∑𝑥𝑖

�̅�𝑝𝑖

𝑛𝑖=1

Por lo tanto: �̅�𝑆 =1

3,68= 𝟎, 𝟐𝟕𝒎𝒎

En la normativa ecuatoriana solo existen los requisitos para la harina de trigo

(NTE INEN 616:2006 Harina de Trigo. Requisitos.), la cual indica que el 95% de la

muestra debe pasar por un tamiz de 0,21mm de abertura. Para la harina de semillas de

quinua obtenida el 50% de la muestra paso por un tamiz de 0,2mm de apertura, este

diámetro para fines analíticos sería suficiente, ya que si se asegura una adecuada

superficie de contacto para que las grasas tengan una adecuada solubilidad en los

disolventes utilizados.

El resultado del tamaño medio de las partículas tiene concordancia con los valores

del análisis acumulativo mostrado en la tabla 14 y también con la gráfica 2, se puede

observar que el 50% de la muestra pasa por un tamiz con abertura de 0,3mm.

48

4.2 Extracción del contenido graso de la harina de semillas de quinua por tres


Los resultados del contenido lipídico expresados en porcentaje de grasa total (en

base húmeda) con respecto a la harina de quinua para los tres métodos de extracción, se

muestran en la tabla 17. Los datos fueron analizados con la ayuda del programa estadístico

Statgraphics centurión XVI.

Tabla 17 Contenido de grasa de la harina de semillas de quinua obtenida con cada

proceso de extracción

En la tabla 17 se evidencia una dispersión de los datos considerable para el método

de extracción C, debido posiblemente a:

a) No se utilizó un equipo de extracción, a diferencia del método A y el B.

b) No se logró una adecuada recuperación del disolvente, ya que para poder separar

el hexano de la harina de quinua es necesario filtrar la mezcla, por lo tanto se

tuvieron pérdidas de materia grasa principalmente en el papel filtro.

c) Este método utilizado por silva en el 2006, generó errores sistemáticos que

producen perdidas de muestra durante el proceso de filtrado. Al realizar varios

lavados de la harina de semillas de quinua con el disolvente se producen perdidas

de analito.

A continuación en la tabla 18 en la figura 11 se muestra un resumen que indica el

promedio del contenido de grasa para cada método de extracción.

Repeticiones A B C

1 6,6271 6,8984 3,7318

2 6,6990 6,2602 4,3510

3 6,5955 6,4704 4,8065

4 6,5707 6,5457 5,7208

6,6231 6,5437 4,6526

s 0,0556 0,2656 0,8374

49

Tabla 18 Promedio del contenido graso de la semilla de quinua para cada método de

extracción

Métodos de extraccion

A B C

Po

rce

nta

je d

e G

rasa

0

1

2

3

4

5

6

7

Método A: 6,62

Método B: 6,54

Método C: 4,65

Figura 11 Histograma que representa el porcentaje de grasa extraído por cada método

de extracción

En la figura anterior se puede apreciar que los mayores porcentajes de extracción

se obtuvieron al aplicar los métodos A y B, para la extracción del contenido lipídico.

Métodos de extracción Determinaciones Grasa (%)

A 4 6,6231 ± 0,0556

B 4 6,5437 ± 0,2656

C 4 4,6526 ± 0,8374

50

En la tabla 19 se encuentra el análisis de varianza del contenido de materia grasa

para los tres métodos de extracción, se expresa el porcentaje total de grasa con respecto a

los métodos de extracción.

Tabla 19 ANOVA de un factor. Porcentaje de grasa total de la harina de quinua

respecto a los métodos de extracción

Fuente Suma de

Cuadrados

Gl Cuadrado

Medio

Razón-F F-

Crítico

95%

F-

Critico

99%

Valor-P

Entre

grupos

9,95443 2 4,97721 19,27 4,26 8,02 0,0006

Intra

grupos

2,32442 9 0,258269

Total

(Corr.)

12,2788 11

Como se observa en el análisis de varianza, el valor P es menor que 0,05 por lo

tanto se rechaza la hipótesis nula, es decir, existe diferencia significativa en el contenido

de grasa extraída por los tres métodos con un α = 0,05

Para poder reconocer específicamente cual o cuales métodos de extracción son

iguales o diferentes se empleó la prueba DMS.

La comparación de las medias de los tratamientos se ha realizado mediante la

prueba de la diferencia mínima significativa, las tablas 20 y 21 muestran los resultados.

Tabla 20 Comparación de medias para la prueba DMS (porcentaje total de grasa por

cada método de extracción)

Contraste Sig. Diferencia +/- Límites

A - B 0,08 0,813728

A - C * 1,9725 0,813728

B - C * 1,8925 0,813728

51

Tabla 21 Métodos de extracción homogéneos para la prueba DMS (porcentaje total de

grasa por cada método de extracción).

En la tabla 21 se puede observar que las medias de los porcentajes de grasa

extraídos con los métodos A y B, son estadísticamente iguales y la media del porcentaje

de grasa extraído con el método C, difiere con respeto a los anteriores dos métodos

Tanto el método A como el método B extraen la misma cantidad de grasa y tienen

el mayor porcentaje de extracción, en comparación con el método C. Esto se debe

posiblemente, a que en el método C se utilizó una temperatura baja para la extracción, lo

que pudiera haber disminuido la solubilidad de las grasas en este disolvente. Otro factor

que posiblemente influiría a que el método C tenga el menor porcentaje de extracción de

las grasas, es que en este método se generaron errores sistemáticos donde existió perdidas

de muestra, como se explicó anteriormente.

Por otro lado, la polaridad de los disolventes utilizados (hexano mucho más apolar

que éter dietílico) en los métodos A y B, posiblemente no tuvieron influencia, ya que en

ambos métodos se utilizó calor para extraer las grasas y por lo tanto la extracción fue

igual con ambos métodos.

Nivel Casos Media Grupos

Homogéneos

C 4 4,6525 X

B 4 6,545 X

A 4 6,625 X

52

4.3 Resultados para la determinación del perfil de ácidos grasos para cada uno de

los métodos de extracción.

Se logró identificar 14 tipos de ácidos graso, independientemente del método de

extracción, los resultados se muestran en la tabla 22

Tabla 22 Ácidos grasos determinados en cada método de extracción (gramos de cada

ácido graso en 100g de contenido graso)


A B C

Ácidos Grasos #

Carbonos

± s ± s ± s

1. Ácido Mirístico C14:0 0,1798 0,0014 0,2005 0,0164 0,1836 0,0085

2. Ácido Pentadecanoico C15:0 0,0577 0,0007 0,0723 0,0222 0,0583 0,0016

3. Acido Palmítico C16:0 10,3359 0,0693 10,2064 0,2208 10,2005 0,1663

4. Ácido Palmitoleico C16:1n9 0,0883 0,0089 0,0912 0,0011 0,0940 0,0015

5. Ácido Esteárico C18:0 0,5840 0,0123 0,5764 0,0156 0,5637 0,0146

6. Ácido Oleico C18:1n9c 24,8187 0,1614 24,8089 0,0725 25,0202 0,0212

7. Ácido linoleico C18:2n6c 54,8019 0,1333 54,9395 0,1245 55,2515 0,1420

8. Ácido Linolénico C18:3n3 0,4953 0,0000 1,7958 0,0114 1,8193 0,0086

9. Ácido γ-Linolénico C18:3n6 3,9733 0,0304 3,9712 0,0221 4,1105 0,1130

10. Ácido cis-11eicosenoico C20:1n9 0,4913 0,0010 0,4881 0,0047 0,5071 0,0160

11. Ácido araquidónico C20:4n6 1,6907 0,0079 1,6955 0,0036 1,7190 0,0105

12. Ácido Heneicosanoico C21:0 0,1433 0,0017 0,2564 0,1326 0,5255 0,0000

13. Ácido Docosadienoico C22:2n6 0,1024 0,0029 0,1155 0,0338 0,1834 0,0159

14. Ácido Tricosanoico C23:0 0,6167 0,0238 0,6441 0,0095 0,5154 0,0000

En la figura 12 se puede apreciar, mediante un gráfico de barras, el porcentaje de

cada ácido graso obtenido según cada método de extracción

53

Ácid

o m

irís

tico

Ácid

o p

enta

decanoíc

o

Ácid

o p

alm

ític

o

Ácid

o p

alm

itole

íco

Ácid

o e

ste

arico

Ácid

o o

leic

o

Ácid

o lin

ole

ico

Ácid

o lin

olé

nic

o

Ácid

o g

am

a lin

ole

nic

o

Ácid

o c

is-1

1eic

osenoic

o

Ácid

o a

raquid

ónic

o

Ácid

o h

eneic

osanoic

o

Ácid

o d

ocosadie

noic

o

Ácid

o tricosanoic

o

0,01

0,1

1

10

100

A

B

C

Figura 12 Histograma que representa porcentaje de cada ácido graso para cada método

de extracción

Como se puede apreciar en la figura anterior, el ácido linoleico tiene el mayor

contenido de todos los ácidos grasos encontrados en la harina de quinua,

independientemente del método de extracción utilizado. También se observa que el ácido

palmítico tiene el mayor contenido de entre todos los ácidos saturados.

Cada ácido graso se ha considerado como variable respuesta del diseño (DCA),

para el análisis estadístico se ha tomado como modelo un ANOVA de un factor.

A continuación se analizaran los resultados del análisis de varianza aplicado a los

ácidos grasos saturados para cada método de extracción.

54

Contenido de ácidos grasos saturados

En la tabla 23 se muestran los resultados del contenido de ácido palmítico

(expresado en gramos de ácido palmítico en 100g de contenido graso) para cada método

de extracción.

Tabla 23 Contenido en porcentaje de ácido palmítico para cada método de extracción

Repeticiones A B C

1 10,2639 10,3850 10,0983

2 10,2931 10,4088 10,3370

3 10,4132 9,9959 10,3466

4 10,3734 10,0359 10,0202

10,3359 10,2064 10,2005

s 0,0693 0,2208 0,1663

A continuación en la tabla 24 se encuentra el ANOVA realizado para el porcentaje de

ácido palmítico en comparación con los tres métodos de extracción empleados.

Tabla 24 ANOVA de un factor. Porcentaje de ácido palmítico respecto a los métodos de

extracción.

Fuente Suma de

Cuadrados

Gl Cuadrado

Medio

Razón-F F-

Crítico

95%

F-Crítico

99%

Valor-P

Entre grupos 0,0468415 2 0,0234208 0,87 4,26 8,02 0,4532

Intra grupos 0,243572 9 0,0270636

Total (Corr.) 0,290414 11

Como se observa en el análisis de varianza, el valor P es menor que 0,05 por lo

tanto se acepta la hipótesis nula, es decir que no existe diferencia significativa en el

contenido de este ácido graso para cada método de extracción, por lo tanto no existiría

55

efecto del disolvente ni de la temperatura utilizada. De la misma forma ocurrió para los

ácidos grasos mirístico, pentadecanoíco, y esteárico. En la tabla 25 se resume el ANOVA

para estos ácidos grasos.

Tabla 25 Resumen del ANOVA para los ácidos grasos mirístico, pentadecanoíco,

palmítico y esteárico

Se esperaría que con hexano se obtendrían los mejores rendimientos en la

extracción de estos ácidos grasos, debido a que este disolvente es totalmente apolar, pero

cuando se usó éter dietílico como disolvente, la temperatura ayudo a que exista una buena

solubilización de los lípidos.

La temperatura de extracción tampoco tendría un efecto negativo en la estabilidad

química de estos ácidos grasos, ya que son saturados y por lo tanto su reactividad a los

procesos de oxidación disminuye.

Para el caso de los ácidos grasos heneicosanoico y tricosanoico, si existió una

diferencia significativa en el contenido de estos ácidos grasos por cada método de

extracción.

Ácidos grasos F

calculada

Valor

P

F critica

95%

F

crítica

99%

Nivel de

significancia

1. Ácido Mirístico 4,25 0,0502 4,26 8,02 NS

2. Ácido Pentadecanoíco 1,65 0,2448 4,26 8,02 NS

3. Acido Palmítico 4,26 0,4532 4,26 8,02 NS

4. Ácido Esteárico 2,06 0,1828 4,26 8,02 NS

56

A continuación como ejemplo se presenta el ANOVA para el ácido tricosanoico

y su correspondiente prueba DMS en las tablas 26 y 27 respectivamente.

Tabla 26 ANOVA de un factor. Porcentaje de ácido tricosanoico respecto a los métodos

de extracción

Fuente Suma de

Cuadrados

Gl Cuadrado

Medio

Razón-

F

F-

Crítico

95%

F-Crítico

99%

Valor-P

Entre grupos 0,0367835 2 0,0183918 83,80 4,26 8,02 0,0000

Intra grupos 0,00197513 9 0,000219459

Total (Corr.) 0,0387587 11

Tabla 27 Comparación de medias para la prueba DMS (porcentaje de ácido tricosanoico

por cada método de extracción)


Homogéneos

C 4 0,5154 X

A 4 0,616725 X

B 4 0,644125 X

Como indica la prueba DMS, el mayor contenido de ácido tricosanoico se

encontró al aplicar el método de extracción B, por lo tanto si hubo efecto de la temperatura

de extracción y del disolvente utilizado. Tanto el ácido heneicosanoico y tricosanoico al

ser totalmente saturados y contar con el mayor número de carbonos de todos los ácidos

grasos saturados encontrados en la harina de quinua, tendrían una mayor afinidad por el

hexano y se mejoraría su solubilidad con el calor. La temperatura de extracción no tendría

una incidencia negativa en la estructura química de estos ácidos grasos ya que al ser

saturados, su reactividad a los procesos de oxidación disminuye. Por otro lado con el

método C se obtuvo las menores cantidades de estos ácidos grasos, posiblemente porque

a temperaturas bajas se disminuyó la solubilidad de estos ácidos grasos.

57

Contenido de ácidos grasos insaturados

En la tabla 28 se muestran los resultados del contenido de ácido linoleico

(expresado en gramos de ácido linoleico en 100g de contenido graso) para cada método

de extracción.

Tabla 28 Contenido en porcentaje de ácido linoleico por cada método de extracción

Repeticiones A B C

1 54,6513 54,9108 55,0828

2 54,9722 54,8817 55,2677

3 54,7652 54,8437 55,2273

4 54,8191 55,1216 55,4280

54,8019 54,9395 55,2515

S 0,1333 0,1245 0,1420

A continuación en la tabla 29 se encuentra el ANOVA realizado para el porcentaje

de ácido linoleico en comparación con los tres métodos de extracción empleados.

Tabla 29 ANOVA de un factor. Porcentaje de ácido linoleico respecto a los métodos de

extracción

Como indica el análisis de varianza existe una diferencia significativa en el

contenido de este ácido graso por cada método de extracción. Para poder reconocer

específicamente cual o cuales métodos de extracción son iguales o diferentes se empleó

la prueba DMS (Diferencia Mínima Significativa).

La comparación de las medias de los tratamientos se ha realizado mediante la

prueba de la diferencia mínima significativa, la tablas 30 muestra los resultados.

Fuente Suma de

Cuadrados

Gl Cuadrado

Medio

Razón-

F

F-

Crítico

95%

F-Crítico

99%

Valor-P

Entre grupos 0,424401 2 0,2122 11,91 4,26 8,02 0,0030

Intra grupos 0,160288 9 0,0178098

Total (Corr.) 0,584688 11

58

Tabla 30 Comparación de medias para la prueba DMS (porcentaje de ácido linoleico

por cada método de extracción)


Homogéneos

A 4 54,8019 X

B 4 54,9395 X

C 4 55,2514 X

Como indica la prueba DMS, existe una diferencia significativa en el contenido

de este ácido graso al utilizar el método de extracción C, con el cual se obtuvo el mayor

contenido de ácido linoleico en comparación con los otros dos métodos de extracción,

que tuvieron estadísticamente el mismo rendimiento en la cantidad de este ácido graso.

Este comportamiento se observó también para los ácidos grasos oleico, linolénico, γ

linolénico, cis 11-eicosenoico y araquidónico. A continuación en la tabla se resume el

ANOVA para estos ácidos grasos.

Tabla 31 Resumen del ANOVA para los ácidos grasos oleico, linoleico, linolénico, γ

linolénico, cis 11-eicosenoico, araquidónico

Ácidos grasos F

calculada

Valor

P

F critica

95%

F

crítica

99%

Nivel de

significancia

Ácido Oleico 5,38 0,0291 4,26 8,02 *

Ácido Linoleico 11,91 0,0030 4,26 8,02 **

Ácido Linolénico 33977,14 0,0000 4,26 8,02 **

Ácido γ linolénico 5,39 0,0289 4,26 8,02 *

Ácido cis 11-eicosenoico 4,48 0,0477 4,26 8,02 *

Ácido araquidónico 14,84 0,0014 4,26 8,02 **

* Diferencia significativa

** Diferencia altamente significativa

Los ácidos grasos insaturados son muy reactivos debido a que sus dobles enlaces

son fácilmente atacados por los factores que propician la oxidación química, por lo tanto,

debido a que en el método C se utilizó temperatura baja para la extracción del contenido

lipídico, probablemente este factor ayudo a conservar la estructura química de estos

59

ácidos grasos y es por esta razón que posiblemente se obtuvo un mayor contenido al

utilizar el método C.

Para el caso del ácido palmitoleico se obtuvieron los siguientes resultados que se

indican en la tabla 33

Tabla 32 Contenido en porcentaje de ácido palmitoleico por cada método de extracción

Repeticiones A B C

1 0,0949 0,0925 0,0954

2 0,0753 0,0916 0,0919

3 0,0926 0,0899 0,0939

4 0,0904 0,0907 0,0949

0,0883 0,0912 0,0940

s 0,0089 0,0011 0,0015

A continuación se muestra el ANOVA realizado para este ácido graso como se

muestra en la tabla 33

Tabla 33 ANOVA de un factor. Porcentaje de ácido palmitoleico respecto a los métodos

de extracción

El análisis de varianza indica que no existe diferencia significativa en el contenido

de este ácido graso para cada método de extracción, por lo tanto no existiría efecto del

disolvente ni de la temperatura utilizada.

Se esperaría que con el método de extracción C se obtendrían los mejores

rendimientos en la extracción de estos ácidos grasos, debido a que el hexano es un

Fuente Suma de

Cuadrados

Gl Cuadrado

Medio

Razón

-F

F-Crítico

95%

F-Crítico

99%

Valor-

P

Entre grupos 0,000065551 2 0,000032775 1,20 4,26 8,02 0,3460

Intra grupos 0,000246435 9 0,000027381

Total (Corr.) 0,000311987 11

60

disolvente totalmente apolar, pero cuando se usó éter dietílico como disolvente, la

temperatura ayudo a que exista una buena solubilización de los lípidos.

La temperatura de extracción tampoco tendría un efecto negativo en la estabilidad

química de este ácido graso, ya que tienen una sola instauración y por lo tanto su

reactividad a los procesos de oxidación es menor en comparación con los ácidos grasos

poliinsaturados.

61

Capítulo V

Conclusiones y Recomendaciones

5.1 Conclusiones

El proceso de molienda fue adecuado, el tamaño promedio de partícula de la

harina de quinua (0,27 mm), incrementó la superficie de contacto lo que mejoró

la solubilidad de las grasas en los disolventes utilizados.

El contenido de grasa obtenido fue de: 6,6231 ± 0,0556% para el método A,

6,5437 ± 0,2656% para el método B y 4,6526 ± 0,8374% para el método C. Con

la ayuda del análisis estadístico realizado, se concluye que hubo efecto de la

temperatura de extracción, ya que con el método C se obtuvo la menor cantidad

de grasa en comparación con los métodos A y B.

El ácido graso insaturado encontrado en una mayor cantidad en la quinua fue el

ácido linoleico, cuya cantidad supera en más del doble a los ácidos grasos

insaturados que lo siguen, los cuales son: oleico, γ linolénico, linolénico,

araquidónico, cis-11eicosenoico y docosadienoico. El mayor porcentaje de

extracción para estos ácidos grasos se encontró aplicando el método C, por lo tanto

si hubo efecto de la temperatura y el disolvente usado. Para el caso del ácido

palmitoleico, no existieron diferencias significativas en la extracción por cada

método utilizado.

El ácido graso saturado encontrado en una mayor cantidad, independientemente

del método de extracción utilizado, fue el ácido palmítico, cuya cantidad supera

en más del doble a los ácidos grasos saturados que lo siguen: mirístico, esteárico

y pentadecanoíco. No existió diferencia significativa en la extracción de estos

ácidos grasos por cada método de extracción. En el caso de los ácidos grasos

heneicosanoico y tricosanoico, el mayor porcentaje de extracción se encontró a

utilizar el método B.

62

5.2 Recomendaciones

Realizar estudios de estabilidad a la oxidación de los ácidos grasos para

determinar si las condiciones de cada método de extracción conservan o degradan

la estructura de los ácidos grasos.

Adquirir un material de referencia de quinua que declare el porcentaje de grasa

conocido, para poder determinar cuál método de extracción es el más exacto.

Realizar más estudios para la extracción del contenido graso de las semillas de

quinua, recomendando reemplazar el uso de disolventes orgánicos, utilizando otro

tipo de sustancias y metodologías que garanticen la inocuidad del producto y

conserven sus propiedades funcionales, como por ejemplo del uso de fluidos

supercríticos.

63

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