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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA

Determinación de los rangos de conductividad eléctrica, para el diagnóstico del

porcentaje de germinación en maíz y fréjol.

Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del Título de

Ingeniera Agrónoma

Autora: Flores Unapanta Jessica Alexandra

Tutor: M.Sc. Manuel María Pumisacho Gualoto

Quito, abril de 2018

II

DERECHOS DE AUTOR

Yo Jessica Alexandra Flores Unapanta en calidad de autora y titular de los derechos morales

y patrimoniales del trabajo de titulación DETERMINACIÓN DE LOS RANGOS DE

CONDUCTIVIDAD ELÉCTRICA, PARA EL DIAGNÓSTICO DEL PORCENTAJE DE

GERMINACIÓN EN MAÍZ Y FRÉJOL modalidad presencial, de conformidad con el Art.

114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS,

CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedemos a favor de la Universidad Central del Ecuador

una licencia gratuita, intransferible y no exclusiva para el uso no comercial de la obra, con fines

estrictamente académicos. Conservo a mi favor todos los derechos de autor sobre la obra,

establecidos en la normativa citada.

Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la digitalización y

publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de conformidad a lo dispuesto

en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.

El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma de

expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la responsabilidad por

cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y liberando a la Universidad de

toda responsabilidad.

________________________________

Jessica Alexandra Flores Unapanta

CC. 1724984313

Dirección electrónica:[email protected]

III

APROBACIÓN DEL TUTOR

En mi calidad de tutor del trabajo de titulación, presentado por Jessica Alexandra Flores

Unapanta, para optar por el Grado de Ingeniera Agrónoma; cuyo título es:

DETERMINACIÓN DE LOS RANGOS DE CONDUCTIVIDAD ELÉCTRICA, PARA

EL DIAGNÓSTICO DEL PORCENTAJE DE GERMINACIÓN EN MAÍZ Y FRÉJOL,

considero que dicho trabajo reúne los requisitos y méritos suficientes para ser sometido a la

presentación pública y evaluación por parte del tribunal examinador que se designe.

En la ciudad de Quito, a los 26 días del mes de marzo de 2018.

-------------------------------

M.Sc. Manuel María Pumisacho Gualoto

DOCENTE-TUTOR

CC. 1705985479

IV

DETERMINACIÓN DE LOS RANGOS DE CONDUCTIVIDAD ELÉCTRICA, PARA

EL DIAGNÓSTICO DEL PORCENTAJE DE GERMINACIÓN EN MAÍZ Y FRÉJOL

APROBADO POR:

Ing. Agr. Manuel Pumisacho G., M.Sc.

TUTOR

Ing. Agr. Aida Arteaga M., M.Sc.

PRESIDENTA DEL TRIBUNAL

Ing. Agr. Juan Pazmiño G., M.Sc.

PRIMER VOCAL

Ing. Agr. Nicola Mastrocola R., M.Sc.

SEGUNDO VOCAL

2018

V

DEDICATORIA

Este trabajo de investigación lo dedico principalmente a Dios, por permitirme llegar a este

momento tan especial en mi vida. Por los triunfos y los momentos difíciles que me han enseñado

a seguirte cada día más.

A mis amados padres Segundo y Magdalena por haberme educado, quienes me dieron la

existencia, su cariño y apoyo en cada momento de mi vida, en especial mi madre que nunca me

deja sola en mis proyectos.

A mi amado hijo Jeremy, quien con su sonrisa ha llenado mi corazón de amor y es la luz para

seguir adelante.

A mis hermanos Juan, Patricio, Vicente, Teresa, Silvia, Marcelo, porque siempre he contado

con ellos para todo, gracias por el apoyo y su amor.

A mis amigos Martita, Gaby, Magdalena, Pao y Nancy, gracias por su tiempo y amistad, al fin

logramos llegar hasta el final del camino.

A Diego mi mejor amigo, compañero de vida y amor, que con su esfuerzo y apoyo incondicional

me ha empujado a cumplir mi meta.

Jessica Flores

VI

AGRADECIMIENTO

Agradezco con todo mi corazón a Dios, por llenarme de salud y bendiciones, por permitirme

lograr lo que me propongo.

Mi eterna gratitud a la Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Central del Ecuador

por los años de formación académica.

A mis maestros gracias por su tiempo, por su apoyo así como por la sabiduría que me

transmitieron en el desarrollo de mi formación profesional en especial; al Ing. Diego Arias mi

tutor institucional por haber guiado el desarrollo de este trabajo y llegar a la culminación del

mismo, por confiar en mi para que lleve a cabo tan valiosa investigación, al Ing. Manuel

Pumisacho director de tesis por su guía, sus observaciones y sugerencias y a todos los miembros

del tribunal por darme consejos para mejorar en el proceso de mi tesis.

A la Institución AGROCALIDAD – LABORATORIO DE CONTROL DE CALIDAD DE

SEMILLAS.

A toda mi familia por brindarme apoyo incondicional durante el transcurso de mi carrera.

A mi hijo por aquellas noches de desvelo, esperando que terminara mis deberes para poder irnos

acostar gracias.

A mi amado esposo, por nunca dejarme sola y ayudarme en todo lo que necesitaba, este logro

es de los dos gracias amor.

Jessica Flores

VII

ÍNDICE DE CONTENIDO

CAPÍTULOS PÁGINAS

1. INTRODUCCIÓN ....................................................................................................... 1

2. REVISIÓN DE LITERATURA ................................................................................. 3

2.1. SEMILLA ......................................................................................................................... 3

2.1.1. CONCEPTO ...................................................................................................................... 3

2.1.2. Sistema de producción de semilla ................................................................................. 3

2.1.3. Semilla de calidad .......................................................................................................... 4

2.1.4. Germinación .................................................................................................................. 6

2.1.5. Estructuras esenciales de las plántulas .......................................................................... 9

2.1.6. Parámetros de Evaluación en la Germinación ............................................................. 11

2.1.7. Evaluación de Plántulas ............................................................................................... 14

2.2. DESCRIPCIÓN DE LAS ESPECIES DE SEMILLAS EN ESTUDIO ........................................... 16

2.2.1. Cultivo de Fréjol .......................................................................................................... 16

2.2.2. Cultivo de Maíz ........................................................................................................... 17

2.3. PRUEBA DE CONDUCTIVIDAD ELÉCTRICA ..................................................................... 18

2.3.1. Funcionalidad de las Pruebas de Conductividad Eléctrica .......................................... 18

2.4. ANALIZADOR AUTOMÁTICO DE SEMILLAS EQUIPO SAD 9000S ..................................... 19

2.4.1. Guía de procedimientos biológicos con el uso del SAD 9000s ................................... 19

3. MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................. 27

3.1. UBICACIÓN DEL SITIO EXPERIMENTAL ........................................................................... 27

3.1.1. Ubicación política ......................................................................................................... 27

3.1.2. Ubicación geográfica .................................................................................................... 27

3. 2. MATERIALES ................................................................................................................. 27

3.2.1. Material de laboratorio ................................................................................................. 27

3.2.2. Equipos ......................................................................................................................... 27

3.3. MÉTODOS ....................................................................................................................... 27

3.3.1. Prueba de germinación en el método tradicional........................................................... 27

3.3.2. Prueba de germinación bajo el método de Conductividad Eléctrica (Método

alternativo) ..................................................................................................................... 28

VIII

CAPÍTULO PÁGINAS

3.3.3. Unidad Experimental .................................................................................................... 29

3.3.4. Variables en estudio ..................................................................................................... 32

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................................ 33

4.1. ANÁLISIS DE LA SEMILLAS DE FRÉJOL (PHASEOLUS VULGARIS) ..................................... 33

4.1.1. Conductividad Eléctrica ................................................................................................ 33

4.2. ANÁLISIS DE LA SEMILLAS DE MAÍZ (ZEA MAYS) ............................................................ 38

4.2.1. Conductividad Eléctrica ................................................................................................ 38

4.2.2 Correlación del porcentaje de germinación entre la metodología tradicional y la

metodología alternativa ................................................................................................ 42

5. CONCLUSIONES ...................................................................................................... 44

6. RECOMENDACIONES ............................................................................................ 45

7. RESUMEN .................................................................................................................. 46

8. REFERENCIAS .......................................................................................................... 48

9. ANEXOS ...................................................................................................................... 51

IX

LISTA DE TABLAS

TABLAS PÁG.

1. Porcentajes de germinación obtenidos en los lotes de semilla de fréjol con el método

tradicional y con el equipo, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para

el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz y fréjol” ............................................... 37

2. Porcentajes de germinación obtenidos de lotes de semilla de maíz en el método tradicional y

con el equipo, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico

del porcentaje de germinación en maíz y fréjol” ....................................................................... 42

X

LISTA DE GRÁFICOS

GRÁFICOS PÁG.

1. Número de semillas dentro del rango establecido, en “Determinación de los rangos de

Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en fréjol”. ... 33

2. Relación de Conductividad Eléctrica versus Frecuencia de predicción, en “Determinación

de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de

germinación en fréjol”. ....................................................................................................... 35

3. Relación de Conductividad Eléctrica versus Frecuencia de predicción, en Determinación


germinación en fréjol”. ....................................................................................................... 36

4. Correlación entre PG tradicional y PG Alternativa, en “Determinación de los rangos de

Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en fréjol” .... 38

5. Número de semillas dentro del rango establecido, en “Determinación de los rangos de

Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz”. .... 39



germinación en maíz” ......................................................................................................... 40



germinación en maíz”. ........................................................................................................ 41

8. Correlación entre PG Tradicional y PG Alternativo, en “Determinación de los rangos de

Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz”...... 43

XI

LISTA DE CUADROS

CUADROS PÁG.

1. Características de los lotes de semillas de Fréjol utilizadas en la investigación. .................. 30

2. Características de los lotes de semillas de Maíz utilizadas en la investigación. ................... 31

3. Correlación de Pearson entre PG Tradicional y PG Alternativa, en “Determinación de los

rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz

y fréjol” ...................................................................................................................................... 38

4. Correlación de Pearson entre PG Tradicional y PG Alternativa, en “Determinación de los

rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz

y fréjol” ...................................................................................................................................... 43

XII

LISTA DE FOTOS

FOTOS PÁG.

1. Plántula de Fréjol (Phaseolus vulgaris), germinación epigea .................................................. 8

2. Plántula de maíz (Zea mayz), con germinación hipogea ......................................................... 8

3. GPS modelo Etrex High Sensitivity, marca Garmin ............................................................. 51

4. Homogenización de semillas .....................................................................................................

5. Limpieza de impurezas con ayuda del ................................................................................... 51

6. Muestra pura de fréjol

7. Muestra pura de maíz ............................................................................................................ 52

8. Papel germinador

9. Ubicación de la semilla de manera uniforme ........................................................................ 52

10. Rollos de papel

11. Experimento colocado en cámara germinadora................................................................... 52

12. Semillas de fréjol a los 5 días

13. Semilla de fréjol a los 9 días ................................................................................................ 53

14. Semillas de maíz a los 4 días

15. Semillas de maíz a los 7 días ............................................................................................... 53

16. Plántulas normales de fréjol

17. Plántulas normales de maíz ................................................................................................. 53

18. Plántulas anormales: izquierdo semilla muerta de fréjol, centro plántula .......................... 54

19. Llenado de pocillos con agua destilada

20. Colocación de una sola semilla en cada .............................................................................. 54

21. Bandejas listas para reposar 20 horas

22. Análisis de las bandejas luego de 20 horas.......................................................................... 54

23. Limpieza de bandejas .......................................................................................................... 55

24. Porcentaje de germinación con las cotas calibradas de fréjol ............................................. 55

25. Porcentaje de germinación con las cotas calibradas de maíz .............................................. 56

XIII

LISTA DE ANEXOS

ANEXOS PÁG.

1. GPS para determinar las coordenadas geográficas. ............................................................... 51

2. Pre – limpieza de las semillas en estudio. ............................................................................. 51

3. Muestra representativa lista para el análisis. ......................................................................... 52

4. Preparación del sustrato. ........................................................................................................ 52

5. Evaluación de semillas de fréjol y maíz. ............................................................................... 53

6. Interpretación de la prueba (plántulas normales, anormales y semillas muertas). ................ 53

7. Preparación de las bandejas para la prueba de germinación alternativa (SAD 9000s). ........ 54

8. Resultados obtenidos del equipo. .......................................................................................... 55

XIV

TÍTULO: Determinación de los rangos de conductividad eléctrica, para el diagnóstico del

porcentaje de germinación en maíz y fréjol.

Autor: Jessica Alexandra Flores Unapanta

Tutor: Manuel María Pumisacho Gualoto

RESUMEN

Se determinaron los rangos de CE, para el diagnóstico de PG en maíz y fréjol, utilizando el equipo

analizador automático de semillas SAD 9000-s; el cual indica una metodología innovadora capaz de

medir la CE de la solución, en la cual se colocan las semillas en inmersión durante 20 horas. Con el

método tradicional, el tiempo promedio de análisis del porcentaje de germinación para las especies en

estudio es de 8 días, con el método alternativo se podría obtener resultados del PG en 48 horas. Los

valores de CE para frejol fue 350 – 110 S/cm, en este rango se obtuvo 87% de germinación; en cambio

para maíz el rango fue de 150 – 12 S/cm, con un PG 94.62%. Como resultado del análisis de correlación

entre los valores del porcentaje de PG realizada entre las dos metodologías utilizando el analizador

automático para las dos especies se obtuvieron valores cercanos a uno, lo que nos dice que existe una

correlación positiva entre las dos metodologías.

PALABRAS CLAVE: SEMILLA / PODER GERMINATIVO / CONDUCTIVIDAD

ELÉCTRICA / ANÁLIZADOR AUTOMÁTICO DE SEMILLAS / METODOLOGÍA.

XV

TITLE: Determination of the Ranges of Electrical Conductivity for the Germination Rate of

Corn and Beans.

Author: Jessica Alexandra Flores Unapanta

Menthor: Manuel María Pumisacho Gualoto

ABSTRACT

The ranges of CE were determined for the germination rate of corn and beans using the SAD 9000-s

automatic seed analyzer, which indicated an innovative methodology capable of measuring CE of the

solution in which the seeds were immersed for 20 hours. With the traditional method, the average time

for analyzing the germination rate of a species being studied is 8 days, and with the alternative method

the germination results can be obtained in 48 hours. The CE amounts for beans were 350 – 110 S/cm,

and in this range there was an 87% germination range. On the other hand, corn tested at 150 – 12 S/cm,

with a germination rate of 94.62%. As a result of the correlation analysis between the germination rates

of the two methodologies using the automatic seed analyzer for the two species, values approaching one

were obtained, which tells us that there is a positive correlation between the two methodologies.

KEYWORDS: SEED / GERMINATING POWER / ELECTRICAL CONDUCTIVITY /

AUTOMATIC SEED ANALYZER / METHODOLOGY.

1

1. INTRODUCCIÓN La existencia de semilla de alta calidad es importante para todos los sectores de la agricultura. El análisis de pureza y las pruebas de germinación han sido ampliamente utilizadas en la evaluación de la calidad de las semillas durante aproximadamente un siglo. Sin embargo, en los últimos tiempos se ha dado énfasis en las mediciones de otros componentes de la calidad de semillas, tales como: sanidad, pureza genética y vigor (Salinas, 2001). En el Ecuador aproximadamente un 35% de los agricultores utiliza semilla certificada de diferentes rubros, mientras que el resto de productores recicla las semillas o usan aquellas que no tienen las cualidades adecuada, es decir no cumple con los parámetros de calidad en el aspecto genético, fisiológico, sanitario y físico (Jiménez, 2014). La presencia de los cuatro atributos de calidad en su máximo nivel permite que la semilla esté en su máxima calidad integral, cada una de ellas aporta su capacidad para originar plantas productivas. La debilidad en cualquiera de ellas introduce un factor limitante y como consecuencia plantas poco productivas. Por ejemplo, la mejora genética no puede expresar su verdadero potencial si la semilla está fisiológicamente deteriorada mostrando mala germinación (INTA, 2004). La calidad de las semillas disminuye con el transcurso del tiempo y la tasa de deterioro depende de las condiciones ambientales durante el almacenamiento y el tiempo en que estas permanecen almacenadas. El primer componente de la calidad que muestra señales de deterioro es el vigor de las semillas, seguido por una reducción en la germinación o de la producción de plántulas normales y finalmente la muerte de las semillas (Salinas, 2001). Dentro de las técnicas de diagnóstico fisiológico, aquellas que evalúan el porcentaje de germinación y vigor de las semillas son muy importantes para el productor, ya que permiten evaluar el potencial de emergencia y posterior establecimiento de las plántulas en el campo. El tiempo de análisis del poder germinativo, mediante las metodologías de referencia ISTA1 (Wellington, P.S. 2013). Este método consiste en colocar las semillas en condiciones ambientales favorables, la evaluación de la prueba se realiza observando todas las partes de la plántula y determinando si estas están defectuosas, dañadas y si están en posibilidad de desarrollarse con normalidad, con un lapso de tiempo prolongado, según la especie. El tiempo de análisis del poder germinativo, mediante las metodologías de referencia ISTA, es prolongado e interfiere directamente en la siembra, producción y comercialización de las diferentes especies de semillas (Wellington, P.S. 2013). En la actualidad se conoce otra técnica para la evaluación del porcentaje de germinación(PG) y el vigor de las semillas, se trata de la Prueba de Conductividad Eléctrica que permite estimar la integridad de la membrana celular, la condición fisiológica y anátomo-morfológica de las semillas individuales a partir de las sustancias liberadas al medio( aminoácidos, lípidos, carbohidratos), la conductividad eléctrica es una variable que resulta sensible para detectar el deterioro de la semilla (Craviotto, 2009). Según estudios realizados por (Salinas et al, 2001), consideró que la integridad de las membranas celulares determinada por los cambios bioquímicos deteriorativos y la capacidad para reorganizar y reparar daños, puede ser considerada la causa fundamental de las diferencias en el vigor de las semillas, que son medidas en forma indirecta a través de la lixiviación de electrolitos durante la prueba de conductividad eléctrica en semillas individuales. Los lotes de semillas que muestran una elevada germinación en laboratorio, pero liberan grandes cantidades de electrólitos, luego de la inmersión en agua, son considerados de bajo vigor, presentando el lote de semillas un bajo desempeño en condiciones de estrés.

2

1 Reglas Internacionales para el Análisis de Semillas.

Contrariamente, lotes con una alta germinación y baja liberación de electrólitos son considerados de alto vigor y con mejor capacidad para soportar condiciones de estrés. El Laboratorio de Control de Calidad - AGROCALIDAD cuenta con un equipo “Analizador Automático de semillas SAD 9000-S”, posiblemente único en el país, el cual se basa en determinar los rangos de Conductividad Eléctrica o valores de corte, de tal manera que mediante estos límites o rangos, se determine el porcentaje de poder germinativo y así realizar la evaluación de uno de los parámetros de la calidad de semillas. Específicamente se buscó determinar el valor de corte óptimo o superior e

inferior en S/cm mediante la medición de la conductividad eléctrica. Así como Comparar el porcentaje de germinación de semillas de maíz (Zea mayz) y fréjol (Phaseolus vulgaris) entre la metodología de referencia ISTA y la metodología del Equipo SAD 9000-S.

3

2. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. Semilla

2.1.1. Concepto

Es considerado semilla todo grano, bulbo, tubérculo y en general toda estructura botánica, destinada a la reproducción sexual o asexual de una especie vegetal (Comisión de Legislación y Codificación, número 2 del Art. 139 de la Constitución de la República). Según (Sierra, 2005), existen básicamente dos tipos de semillas: botánica y vegetativa. Por semilla botánica se entiende el óvulo fecundado y maduro, encerrado dentro del ovario maduro, o fruto. En algunas gramíneas también se pueden formar semillas botánicas fértiles mediante la maduración de un óvulo no fecundado (apomixis), lo que da origen a un embrión viable, como ocurre en algunos géneros como Panicum y Brachiaria. La semilla vegetativa está constituida por partes de la planta que contienen tejidos meristemáticos (yemas), que al ser colocadas en condiciones adecuadas se desarrollan vegetativamente y dan origen a una nueva planta, idéntica a la planta madre. Estas partes de la planta pueden ser raíces, tallos y ramas. Ésta desempeña una función fundamental en la renovación, persistencia y dispersión de las poblaciones de plantas, la regeneración de los bosques y la sucesión ecológica. En la naturaleza la semilla es una fuente de alimento básico para muchos animales. También, mediante la producción agrícola, la semilla es esencial para el ser humano, cuyo alimento principal está constituido por semillas, directa o indirectamente, que sirven también de alimento para varios animales doméstico (Farías, 1997).

2.1.2. Sistema de producción de semilla

Se conoce dos sistemas de producción de semilla, sistema formal y el sistema informal o artesanal

2.1.2.1. Sistema Formal de Producción de Semillas

Sistema formal de semillas, que parte de los bancos de germoplasma “ex situ” (creados y mantenidos por los centros de investigaciones), donde se obtienen, como paso final, semillas certificadas que llegan a las grandes empresas agrícolas, las que son dependientes de una alta y costosa tecnología de producción, por tanto la creación, multiplicación y distribución de semillas toman un horizonte con la intención de controlar y monitorear en campos experimentales, semillas de alto potencial de rendimiento, donde el obtentor pueda generar mejores ganancias económicas (Ortiz, 2010).

El control de generaciones, tiene que ver con las categorías de semillas que se producen en un sistema formal de producción, así, para el caso específico del Ecuador, la denominación de las diferentes categorías está descrita en la Ley de semillas (2016), de la siguiente manera:

Semilla Genética: obtenida por el Fitomejorador y que constituye el origen del proceso de certificación de semillas.

4

Semilla Básica: Corresponde a cultivares que cumplen todos los requisitos de calidad establecidos en el presente Reglamento, se origina de semilla genética y se identifica por un marbete oficial blanco. Semilla Registrada: Corresponde a cultivares que cumplen todos los requisitos de calidad establecidos en el presente Reglamento, se origina en semilla básica y se identifica por un marbete oficial rojo. Semilla Certificada: Primera generación de la multiplicación de la semilla registrada, identificada con marbete de color celeste. Semilla Común: Corresponde a especies, mejoradas o no genéticamente, que no se encuentran registradas y que, para su comercialización, deberá cumplir los requisitos de calidad establecidos en el presente Reglamento.

2.1.2.2. Sistema Informal de Producción de semillas

El sistema informal tiene como escenario las comunidades y chacras de los agricultores, con amplio uso del conocimiento tradicional, donde puede involucrarse costumbres, preferencias y rasgos socioculturales de cada familia o lugar; es una fuente importante de semillas que conforman redes dinámicas de intercambio en sus diferentes formas de abastecimiento, donde coexisten agricultores conservacionistas o nucleares y agricultores demandantes (Soto et al., 2007). El intercambio de semillas entre agricultores y el flujo genético entre variedades en los sistemas agrícolas tradicionales dentro y fuera de las comunidades, se realiza en forma intensa; al modificarse cada ciclo por la presencia de variedades foráneas, varía en el tiempo la composición del grupo de variedades sembradas en la zona (Louette, 1994). El manejo de semillas es muy variable en relación al momento y lugar donde hacen la selección la que puede ser durante la cosecha, después de la cosecha o durante la limpieza de la semilla. La dinámica o flujo de semillas dentro de la comunidad se confirma cuando la mayor parte de las variedades locales tienen relativamente poco uso continuo dentro de los hogares (Collado &Pinedo, 2005).

2.1.3. Semilla de calidad

La semilla es el medio por el cual se lleva al agricultor todo el potencial genético de una variedad con características superiores, incluye tanto el grado de sanidad como su estado fisiológico, por consiguiente, es necesario tomar todas las medidas posibles de protección durante la cosecha, la clasificación y el almacenamiento, con el fin de mantener al máximo el potencial de rendimiento de la semilla (Velásquez, 2008).

Potencial de Rendimiento: La semilla de calidad permite expresar un alto rendimiento, cuando todos los demás factores productivos se cumplen (Peña, 2005).

Mejor Rentabilidad del Cultivo: La producción de semilla de calidad, permite generar un producto de calidad, proporciona un valor agregado al cultivo, mejorando los precios de venta final, traduciéndose en una mejor rentabilidad (Peña, 2005).

5

Una semilla de alta calidad debe cumplir con cuatro atributos de calidad:

2.1.3.1. Atributo de Calidad Genética

La calidad genética de la semilla involucra, características de pureza varietal, potencias de productividad, resistencia a plagas y enfermedades, precocidad, calidad de grano y resistencia a condiciones adversas de suelo y clima. La mayoría de estas características son influenciadas por el medio ambiente. La contaminación genética es aquella resultante del intercambio de granos de polen entre variedades diferentes, en cambio la mezcla varietal, es el resultado de la mezcla de semillas de diferentes variedades. La primera ocurre en la etapa de producción y la segunda en la etapa de post-cosecha. La pureza genética de una variedad, garantiza la obtención en el campo de plantas que van a reproducir fielmente las características seleccionadas por el mejorador y esperadas por agricultores y consumidores (Velásquez, 2008).

2.1.3.2. Atributo de Calidad Física

a) Pureza física: Es la característica que refleja los componentes físicos de un lote de semillas este atributo indica el grado de contaminación del lote con semillas de malezas de otras variedades y la cantidad de material inerte (Velásquez, 2008). b) Humedad: El contenido de humedad de las semillas es la cantidad de agua contenida en ellas, expresada en porcentaje en función de su peso húmedo (base húmeda). La humedad ejerce una gran influencia en el desempeño de las semillas ya que por ejemplo, en el punto de cosecha la mayoría de las especies, es determinada en función del contenido de humedad y también la actividad metabólica de las semillas en los procesos de germinación y deterioro (Velásquez, 2008). c) Daños mecánicos: La semilla durante el proceso de producción, está sujeta a daños mecánicos. Lo ideal sería cosecharla y beneficiarla manualmente, sin embargo, esto no es práctico ni económico. Las cosechadoras, a pesar de estar perfectamente calibradas, poseen mecanismos que golpean las semillas durante la trilla. Ese procedimiento daña las semillas, si estas son cosechadas muy húmedas o muy secas (Velásquez, 2008). d) Aspecto o apariencia: El aspecto del lote de semillas actúa como un fuerte elemento de comercialización. La semillas no solamente debe ser buena sino también parecer buena (Velásquez, 2008).

2.1.3.3. Atributos de Calidad Fisiológica

Los atributos fisiológicos son aquellos relacionados con el metabolismo de la semilla como lo menciona Velásquez (2008), es decir la expresión del potencial máximo de desarrollo de la semilla. a) Germinación: Es definida como la emergencia y el desarrollo de las estructuras esenciales del embrión, donde se manifiesta su capacidad para dar origen a una plántula normal, bajo condiciones ambientales favorables. b) Vigor: Es el resultado de la conjugación de todos aquellos atributos de la semilla que permite la obtención de un número adecuado de plantas bajo condiciones de campo. c) Dormancia: Es una protección natural de la planta para que la especie no se extinga en condiciones adversas de clima y suelo.

6

2.1.3.4. Atributo de Calidad Sanitaria

Es conocido que las semillas son excelentes vehículos para la distribución y diseminación de patógenos. Pequeñas cantidades de inóculo en la semilla pueden tener un gran significado epidemiológico, pues los patógenos transmitidos por las semillas incluyen bacterias, hongos, insectos, nematodos y virus. Las semillas utilizadas para propagación deben ser sanas y libres de patógenos (Velásquez, 2008).

2.1.4. Germinación

La germinación es el proceso mediante el cual un embrión se desarrolla hasta convertirse en una planta. Este proceso se lleva a cabo cuando el embrión se hincha, la cubierta de la semilla se rompe. Para lograr esto, toda nueva planta requiere de elementos básicos para su desarrollo: temperatura, agua, dióxido de carbono y sales minerales. Sin embargo, el crecimiento de una hifa a partir de esporas micóticas se consideran también germinación puede implicar todo lo que se expande en un ser más grande a partir de una existencia pequeña o germen. La germinación es un mecanismo de la reproducción sexual de las plantas (INIAP, 2010). La germinación es el reinicio del crecimiento del embrión en condiciones adecuadas de clima y suelo. El embrión de la semilla inicia su formación a partir del momento de la fertilización del óvulo y se desarrolla durante la maduración hasta que su crecimiento se detiene y el contenido de humedad disminuye a niveles que permitan reducir la actividad metabólica (Velásquez, 2008). Los procesos fisiológicos de crecimiento exigen actividades metabólicas aceleradas, y la fase final de la germinación consiste primero en la activación de aquellos procesos por el aumento del contenido de humedad y de la actividad respiratoria de la semilla. La germinación comprende varias fases entre las que se puede citar: la imbibición de agua, hidratación de tejidos, absorción de oxígeno, actividad enzimática, división celular, diferenciación celular y tejidos, crecimiento y diferenciación de tejidos, emergencia de plántulas, entre los principales (Velásquez, 2008).

2.1.4.1. Proceso de Germinación

Para que el proceso de germinación, es decir, la recuperación de la actividad biológica por parte de la semilla, tenga lugar es necesario que se den una serie de condiciones ambientales favorables como son: un sustrato húmedo, suficiente disponibilidad de oxígeno que permita la respiración aerobia y, una temperatura adecuada para los distintos procesos metabólicos y para el desarrollo de la plántulas (INIAP, 1995). Sin embargo, las semillas de muchas especies son incapaces de germinar, incluso cuando se encuentran en condiciones favorables. Esto es debido a que las semillas se encuentran en estado de latencia. Por ello, mientras no se den las condiciones adecuadas para la germinación, la semilla se mantendrá latente durante un tiempo variable, dependiendo de la especie, hasta que llegado un momento, pierda su capacidad de germinar (Grabe, 1973). Cuando una semilla germina, la primera estructura que emerge, de la mayoría de las especies, después de la rehidratación de los diferentes tejidos es la radícula. En aquellas semillas, en las que la radícula no es el primer acontecimiento morfológico, se considera otros criterios para definir la germinación como: la emergencia del coleóptilo en granos de cereales; la obtención de plantas normales; o el aumento de la actividad enzimática tras la rehidratación de los tejidos (ISTA, 1996).

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2.1.4.2. Fases de la Germinación

a) Fase de Imbibición. - La primera etapa de la germinación se inicia con la entrada de agua en la semilla desde el medio exterior (imbibición). La hidratación de los tejidos de la semilla es un proceso físico con una duración variable según la especie considerada. Una vez que la semilla se ha hidratado, comienzan a activarse toda una serie de procesos metabólicos que son esenciales para que tengan lugar las siguientes etapas de la germinación. En esta fase de la germinación, si las condiciones del medio lo determinan, la semilla puede deshidratarse retornando a su estado inicial. En general, esta deshidratación no afecta negativamente a las semillas, las cuales pueden posteriormente volver a hidratarse y reiniciar el proceso de germinación (Pita & Pérez, 2000). b) Fase de activación metabólica. - Se produce una disminución en la absorción de agua por las semillas. Durante esta etapa tiene lugar una activación generalizada del metabolismo de la semilla, lo cual es esencial para que se desarrolle la última fase del proceso determinación, la fase de crecimiento (Pita & Pérez, 2000). c) Fase de crecimiento. - En esta última fase de la germinación, paralelamente al incremento de la actividad metabólica, se produce el crecimiento y emergencia de la radícula a través de las cubiertas seminales. Las semillas que han alcanzado la fase de crecimiento no pueden volver a etapas anteriores y en el caso de que las condiciones del medio no permitan que esta fase pueda seguir adelante, la semilla morirá. Una vez que la radícula ha roto las cubiertas seminales, se inicia el desarrollo de la plántula, proceso complejo y variable según las especies, que implica un elevado gasto de energía que se obtiene mediante la movilización de las reservas nutritivas de la semilla (Pita & Pérez, 2000).

2.1.4.3. Tipos de germinación

Las semillas viables generalmente comienzan a germinar cuando se sitúa en condiciones adecuadas, de humedad, temperatura, oxígeno y, en algunos casos de luz. En primer lugar las semillas absorben agua, los tejidos se hinchan y la cubierta seminal se vuelve blanda y elástica. La raíz primaria atraviesa la cubierta seminal y se alarga con rapidez; los pelos radicales son abundantes, posteriormente se forman las raíces secundarias. El desarrollo del sistema apical se produce a continuación. Los cotiledones son llevados por encima del suelo (germinación epigea) o permanecen en el suelo en el interior de la cubierta seminal (germinación hipogea) (MAPAMA, 2002).

Germinación epigea. : Muchas especies agrícolas, hortícolas y leñosas, presentan germinación epigea, después de emerger la raíz primaria, se alarga el hipocótilo, forma un arco y finalmente empuja los cotiledones y la joven yema por encima del suelo. Los cotiledones se tornan verdes, se expanden y constituyen los primeros órganos fotosintéticos de la plántula. A continuación se produce el desarrollo del epicotilo y yema terminal (MAPAMA, 2002).

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Foto 1. Plántula de Fréjol (Phaseolus vulgaris), germinación epigea

Germinación hipogea: Se presenta en la mayoría de las monocotiledóneas por ejemplo gramíneas, algunas leguminosas de semillas grandes como Pisum y ciertas especies forestales como Quercus. Existe muy pequeña erogación del hipocotilo y los cotiledones permanecen dentro de la cubierta seminal en el suelo. En muchas otras monocotiledóneas hipogeas parece no existir el alargamiento del epicotilo. En contraste con la germinación epigea, los primeros órganos fotosintéticos son las primera o primeras hojas verdes, que se desarrollan de la plúmula (MAPAMA, 2002).

Foto 2. Plántula de maíz (Zea mayz), con germinación hipogea

2.1.4.4. Metodologías de Análisis del Poder Germinativo

a) Papel Germinador

Uno de los métodos más utilizados a la hora de germinar semillas es el papel germinado húmedo y todas sus variantes. En este método, dejamos la semilla en el papel germinador. Gracias a la capacidad de absorción de la humedad del papel, es muy fácil que la semillas reciban un suministro de humedad constante (INIAP, 2010).

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El papel germinador debe estar sumergido totalmente para que capte la mayor cantidad de agua hasta que se considere punto de saturación óptimo. Es importante conservar las semillas húmedas pero no empapadas. Si las semillas están demasiado empapadas, las raíces no saldrán a buscar más agua y el crecimiento será más lento ya que tendrá el agua que necesitan sin tener que moverse (Snyder, 2008). Por el contrario, si están demasiado secas, se corre el riesgo de matar a la raíz. Conservar la humedad adecuada es una tarea difícil de conseguir con este método, ya que el papel cuando ingresa a la cámara germinadora si no se lo controla constantemente cambia su humedad (Perdomo, 2009).

b) Directo al medio de cultivo

Un segundo método de germinación es sembrar la semilla directamente en el medio elegido, después de haberla sumergido en agua con un estimulador de raíces durante unas horas. Luego de este baño, podemos la semilla directamente en la tierra, en el sustrato de coco o donde queramos. Plantamos la semilla a una profundidad de 5 – 10 milímetros. Al no sembrarla a demasiada profundidad, rápidamente puede salir a la luz y empezar a crecer. Otra buena razón para no plantar la semilla a mayor profundidad, es el riesgo de que el sustrato esté demasiado húmedo durante demasiado tiempo y la semilla empiece a podrirse. La parte superior del medio de cultivo se seca rápidamente y, por lo tanto, hemos de prestar atención y conservarla húmeda. Si lo haces, el medio de cultivo estará más empapado que húmedo, lo que facilitará que las semillas puedan podrirse. Algunas personas seleccionan este método porque provoca muy poco estrés a las semillas; las raíces se abren camino fácilmente entre el sustrato y empiezan a desarrollarse (Anderson, 1973).

2.1.5. Estructuras esenciales de las plántulas

2.1.5.1. Dicotiledóneas

a) Raíz.- Las principales funciones del sistema radicular son fijar la planta al suelo, absorber agua y sales disueltas, y conducir éstas a las cotiledóneas y yema. Las raíces pueden también especializarse en almacenar sustancias de reserva. La primera raíz de la plántula, la raíz primaria, es por lo general de numerosos pelos radicales, que aumentan sensiblemente la superficie de absorción. En un estado posterior (que varía considerablemente según el género) se producen raíces secundarias, bien como raíces laterales que emergen de la raíz primaria o como raíces adventicias que emergen de otras partes de la plántula p. ej. El hipocotilo (MAPAMA, 2002). b) Hipocotilo.-Se denomina hipocotilo la parte del eje de la plántula situada inmediatamente por encima de la raíz primaria y que va hasta el punto d unión d los cotiledones. Por lo general no se distingue externamente con claridad la transición entre la raíz primaria y el hipocotilo, pero normalmente se produce un cambio interno. En las especies con germinación epigea, el hipocotilo se alarga llevando los cotiledones por encima del suelo. En las especies con germinación hipogea, el alargamiento del hipocotilo es pequeño o nulo, y por lo general se distingue con dificultad. Los tejidos conductores del hipocotilo forman un eslabón vital entre la raíz y los cotiledones y sistema apical en relación con la transferencia de agua y sales en sentido ascendente y de materiales de reserva en sentido inverso (MAPAMA, 2002). c) Cotiledones.- Los cotiledones forman parte del embrión, y en las especies con germinación epigea actúan como los primeros órganos fotosintéticos de la joven plántula. En muchos casos crecen considerablemente de tamaño cuando sobrepasan la superficie del suelo. Pueden ser sésiles o tener peciolos, y generalmente son más simples de forma que las hojas foliares que le siguen.

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Ocasionalmente puede haber tres cotiledones en lugar de dos: en algunos géneros (p. ej. Dianthus), aparte las coníferas, este hecho suele ser bastante común. La función de los cotiledones es la de mantener la plántula al principio de su vida, suministrándole los elementos nutritivos almacenados o fotosintetizados por ellos. Posteriormente esta función se realiza por las hojas foliares que se van desarrollando (MAPAMA, 2002). d) Epicotilo.- Se denomina epicotilo a la porción del eje de la plántula comprendida entre el punto de unión de los cotiledones y el de la primera hoja foliar (o par de hojas). En las especies con germinación hipogea, en que los cotiledones permanecen bajo la superficie del suelo dentro de la cubierta seminal, el epicotilo crece considerablemente y lleva a la luz, por encima del suelo, al sistema apical junto con las primeras hojas foliares. A veces, en especies con germinación hipogea, el epicotilo porta varias hojuelas por debajo de las primeras hojas verdaderas. En las especies con germinación epigea el alargamiento del epicotilo durante el período de duración del ensayo suele ser muy pequeño. Los tejidos conductores del epicotilo unen el sistema apical, situado por encima de él, con los cotiledones, hipocotilo y sistema radicular, situados por debajo del mismo (MAPAMA, 2002). e) Sistema apical.- Se denomina sistema apical al extremo superior del eje de la plántula. Es el principal punto de crecimiento apical y consta del meristemo apical y las hojas iniciales. Estas hojas envuelven y protegen, formando así la yema terminal (MAPAMA, 2002).

2.1.5.2. Monocotiledóneas

Las estructuras esenciales de la plántula de las monocotiledóneas no son tan uniformes como aquellas de las dicotiledóneas, y con frecuencia alcanzan una alta especialización y transformación. En algunas especies (p.ej. Allium) la raíz primaria no sobrevive largo tiempo y es reemplazada por las raíces secundarias con posterioridad (aunque no durante el período del ensayo), de forma que no se producen raíces laterales. En determinadas especies de Gramineae (p. ej. Triticum), la raíz primaria se distingue con dificultad de las dos o más raíces secundarias que se desarrollan simultáneamente para formar el sistema radicular seminal (MAPAMA, 2002). En las monocotiledóneas que se manejan en los análisis de semillas, el hipocotilo es muy corto, distinguiéndose con dificultad, y un epicotilo bien diferenciado se presenta en pocas especies (p.ej. Aspargus). Se denomina mesocotilo al eje de la plántula que se distingue en algunas pratenses altamente especializados; en ciertas especies es especialmente largo y bien desarrollado (p.ej. Sorghum, Zea). Morfológicamente, está reconocido que se trata de una estructura compuesta, por ejemplo, resultado de la unión de parte del cotiledón al hipocotilo (MAPAMA, 2002). El mismo autor menciona que con frecuencia el único cotiledón está modificado, lo que dificulta reconocerlo como tal. La totalidad o parte del mismo permanece más o menos encerrado en la semilla y actúa como un órgano de absorción, facilitando los alimentos de reserva del endospermo a la plántula en desarrollo. En su forma más extrema, en las Gramíneas, el cotiledón se divide en dos partes aisladas con funciones bien diferentes: una en forma de escudo (escutelo) para la absorción de los alimentos de reserva, y otra a manera de funda(coleoptilo), que protege el sistema apical mientras emerge a través del suelo.

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2.1.6. Parámetros de Evaluación en la Germinación

2.1.6.1. Plántula Normal

Según MAPAMA (2002), la plántula normal, tal y como se define en las Reglas Internacionales para Ensayos de Semillas, es aquella que representa capacidad para continuar su desarrollo en planta normal cuando se la cultiva en suelo de buena calidad y bajo condiciones favorables de humedad, temperatura e iluminación. Esta capacidad para continuar el desarrollo depende de la sanidad y correcto funcionamiento de las estructuras en desarrollo durante la germinación. La experiencia y los ensayos comparativos han demostrado que no solo las plántulas intactas, en las cuales las partes esenciales están sanas, completas y bien equilibradas, son capaces de producir una planta normal bajo condiciones favorables, sino que ciertos ligeros defectos no impiden que una plántula se desarrolle en planta normal (Wellington, 2013). También se hace excepción para las plántulas podridas o enfermas como resultado de infección procedente de una fuente externa, como por ejemplo otra plántula (infección secundaria). Por lo tanto, se clasifica como normales tres categorías de plántulas:

a) Plántulas intactas

Una plántula intacta presenta una combinación específica de las estructuras esenciales que se detallan a continuación, dependiendo del tipo de semilla que se analice.

Sistema radicular bien desarrollado

Una raíz primaria larga y delgada, generalmente con numerosos pelos radicales y termina en punta delgada

Raíces secundarias, además de la raíz primaria, desarrolladas durante el período oficial del ensayo (p.ej. Zea, Cucurbita).

Tallo de plántula bien desarrollados:

En las plántulas que presentan germinación epigea, un hipocotilo recto, más o menos delgado y alargado.

En las plántulas con germinación hipogea, un hipocotilo corto apenas distinguible, pero un epicotilo bien desarrollado (p.ej. Asparagus, Pisum).

Hipocotilo y epicotilo alargados, en algunos géneros con germinación epigea (Phaseolus).

Mesocotilo más o menos alargado en algunos géneros de familias forrajeras (p.ej. Sorghum).

Un número específico de cotiledones

Un cotiledón en las monocotiledóneas en raras excepciones de dicotiledóneas (p.ej. Cyclamen); puede ser verde y con forma de hoja (p. ej. Allium) o modificado y permaneciendo total o parcialmente en la semilla (p.ej. Asparagus, Gramineae).

Dos cotiledones en las dicotiledóneas; son verdes y similares a hojas extendidas, variables en forma y tamaño según las especies, en aquellas plántulas que presentan germinación epigea, o hemisféricos y carnosos, y permaneciendo en el interior de la cubierta de la semilla en el suelo, en las plántulas con germinación hipogea.

Un número variable de cotiledones en las coníferas son generalmente verdes, largos y estrechos.

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Hojas primarias verdes y extendidas

Una hoja primaria, a veces precedida por hojas rudimentarias, en plántulas con hojas alternas (p. ej. Pisum).

Dos hojas primarias en las plántulas con hojas opuestas (p.ej. Phaseolus).

Sistema apical o yema terminal El sistema apical tiene un desarrollo variable según la especie ensayada.

Coleóptilo Coleoptilo bien desarrollado y recto en Gramineae, con una hoja verde creciendo en su interior hasta el extremo y, al final, emergiendo a través del mismo.

b) Plántulas con ligeros defectos

Las plántulas con ligeros defectos en sus estructuras esenciales que se detallan a continuación, se clasifican como normales siempre que presenten un desarrollo normal y equilibrado comparándolas con las plántulas intactas del mismo ensayo.

Raíz primaria

Con daños limitados, tales como decoloración o manchas necróticas, hendiduras y grietas cicatrizadas o hendiduras y grietas de profundidad limitada.

Raíz primaria defectuosa, pero existiendo un número suficiente de raíces secundarias normales. Esto se aplica exclusivamente a los géneros de ciertos grupos específicos.

Hipocotilo Hipocotilo o epicotilo con daños limitados, tales como decoloración o manchas necróticas, hendiduras, grietas o roturas cicatrizadas; grietas o hendiduras de poca profundidad; ligeros retorcimientos.

Cotiledones

Cotiledones con daños limitados, tales como decoloración o manchas necróticas; cotiledones deformados o dañados, si la mitad o más del tejido funciona normalmente. Este principio general se denomina regla del 50%.

Sólo un cotiledón normal en las dicotiledóneas, si no existe evidencia de daño o podredumbre en el sistema apical o tejidos circundantes.

Tres cotiledones en lugar de dos, siempre que cumplan con la regla del 50%.

Hojas primarias

Hojas primarias con daños limitados, tales como decoloración o manchas necróticas; hojas primarias deformes o dañadas, si la mitad o más del tejido total funciona normalmente.

Sólo una hoja primaria normal (p.ej. Phaseolus), si no existe evidencia de daño o Podredumbre de la yema terminal.

Tres hojas primarias en lugar de dos (p. ej. Phaseolus), siempre que cumpla la regla del 50%.

Coleoptilo

Coleóptilo con daños limitados, tales como decoloración o manchas necróticas.

Coleóptilo con una hendidura a partir del extremo superior y hacia abajo, sin extenderse más de un tercio de la longitud total.

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Coleóptilo con una hoja verde que no llega hasta el extremo, pero que alcanza, por lo menos, la mitad de la longitud del coleóptilo.

c) Plántulas con infección secundarias

Las plántulas con evidencia clara de infección secundaria se clasifican como normales siempre que sus estructuras esenciales son por lo demás normales.

2.1.6.2. Plántula Anormal

Plántula anormal, tal y como se define en las Reglas ISTA, es aquella que no presente capacidad para desarrollarse en una planta normal cuando crece en el suelo bajo condiciones favorables, debido a que tiene una o más de las estructuras esenciales irreparablemente defectuosas. Se pueden distinguir tres grandes grupos de plántulas anormales (Wellington, 2013).

a) Plántulas dañadas

Son aquellas que carecen de alguna de las estructuras esenciales o que están seriamente dañadas que impide un desarrollo equilibrado. Los daños al embrión de la semilla generalmente provienen de causas externas, tales como procesamiento mecánico, calor, sequía o daños producidos por insectos. Las anormalidades a que dan lugar son, por ejemplo, cotiledones o yemas con grietas o completamente separados del resto de la plántula; grietas y hendiduras en hipocotilo, epicotilo o cotiledones; coleóptilo con daños o ápices rotos; raíces primarias con hendiduras, raquíticas o ausentes (Wellington, 2013).

b) Plántulas deformes o desequilibradas

Son aquellas con un desarrollo débil o desequilibrado debido a alteraciones internas de carácter fisiológico-bioquímico. Estas alteraciones internas, sin embargo, se deben con frecuencia a influencias externas previas, tales como condiciones desfavorables en el crecimiento de la planta madre, condiciones adversas en la maduración de a semilla, recolección prematuras, efectos de herbicidas o pesticidas, inadecuados procedimientos de limpieza o condiciones inadecuadas durante el almacenamiento (Wellington, 2013). En algunos casos pueden ser el resultado de la constitución genética o del envejecimiento natural de las semillas. Las anormalidades características pueden incluir raíces primarias atrofiadas o ahiladas; hipocotilo, epicotilo y mesocotilo cortos y gruesos, en forma de lazo, retorcidos o enrollados en espiral; cotiledones rizados, descoloridos o necróticos; coleóptilos cortos y deformados, con hendiduras, en forma de lazo retorcidos o enrollados en espiral, dirección invertida del desarrollo( yemas dobladas hacia abajo, raíces con geotropismo negativo); deficiencias clorofílicas (plántulas blancas o amarillas); plántulas ahiladas o vítreas (Wellington, 2013).

c) Plántulas podridas y / o enfermas

El mismo autor acota que las plántulas con alguna de las estructuras esenciales de tal forma enferma o podrida, como consecuencia de una infección primaria, que impide el normal desarrollo. Ello puede ser el resultado del ataque de hongos o bacterias, a menudo como consecuencia de daños externos o debilidad interna (se hace una excepción para la infección secundaria). Haciendo referencia a lo anterior con frecuencia ocurre que no es posible asignar a una plántula anormal individual alguna de las categorías citadas anteriormente sin un conocimiento de los antecedentes del lote de semillas. Para el trabajo normal de la evaluación esto no es esencial. De hecho,

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es suficiente para el analista saber si una plántula debe ser o no clasificada como anormal excepto si un tipo específico de anormalidad indica que las condiciones de germinación incorrectas y se hace necesario repetir el ensayo. Este puede ser el caso, por ejemplo, de una decoloración o podredumbre de la raíz primaria debido a un nivel de humedad demasiado alto en el sustrato de germinación. Es más, ciertas anormalidades indican condiciones inadecuadas antes de la recolección o en la manipulación de la semilla. Así las roturas y grietas resultan con frecuencia de la pérdida demasiado rápida de humedad antes de la recolección o de una recolección o procesamiento descuidado; coleóptilos o raíces cortos y gruesos pueden ser el resultado de un exceso de tratamiento con productos químicos. Información como la que se cita puede ser de utilidad para el usuario de semillas (Wellington, 2013).

2.1.7. Evaluación de Plántulas

Concomitantemente con lo anterior, esta fuente sostiene una serie de etapas para la Evaluación de Plántulas como se describe a continuación.

2.1.7.1. Estado de desarrollo de la plántula

Como regla general, las plántulas no deben quitarse del ensayo antes de que todas sus estructuras esenciales se hayan desarrollado hasta tal punto que permitan una exacta determinación. Esto implica que la mayoría de las plántulas en un ensayo. Según el tipo de plántula que se esté analizando- deben tener sus cotiledones libres de las cubiertas seminales (p. ej. Latuca), sus hojas primarias extendidas (p. ej. Phaseolus) o sus hojas emergiendo a través del coleóptilo (p. ej. Triticum) según los casos. Sin embargo, en muchos casos de dicotiledóneas epigeas (p.ej. Daucus, arboles leguminosos) no todas las plántulas liberan sus cotiledones de la cubierta de la semilla al finalizar el período del ensayo. No obstante en el último conteo, al menos el “cuello” con la base de cotiledones deberá ser claramente visible. Si existen dudas acerca del estado de los cotiledones deberá quitarse la cubierta de la semilla con el fin de examinar los cotiledones y la yema terminal. Si la cubierta seminal no puede quitarse sin dañar la plántula, debido a cotiledones necróticos o podridos, la plántula se clasificará como anormal. Las plántulas normales suficientes bien desarrolladas se quitan del sustrato en los conteos intermedios, con el fin de evitar que sus raíces se enreden o que se colapsen las plántulas. No obstante, cualquier plántula dudosa o dañada, deforme o desequilibrada se dejará normalmente hasta el conteo final con el fin de reducir las posibilidades de una evaluación incorrecta. Por otra parte, las plántulas muy podridas o las semillas mohosas deberán quitarse para evitar el riesgo de propagación (Wellington, 2013). Si al finalizar el periodo oficial del ensayo quedan unas pocas plántulas que no han alcanzado un estado apropiado, su evaluación se realizará por el analista de mayor conocimiento y experiencia. La apariencia de las otras plántulas del ensayo puede indicarnos la conducta a seguir. En el caso de que exista un número relativamente grande de plántulas infra desarrolladas y por tanto dudosas, se debe prolongar el ensayo y efectuar las investigaciones oportunas para determinar si las plántulas son normales o no (Wellington, 2013).

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2.1.7.2. Infección secundaria

Las plántulas con infección secundaria se clasifican como normales aunque estén seriamente podridas o enfermas, siempre que se hubiera considerado por lo demás normales. La infección secundara ocurre cuando su evidencia claramente que la fuente de infección no es la semilla por sí misma, sino otras semillas o plántulas o estructuras que encierran la semilla, como por ejemplo en Beta (Wellington, 2013). En caso de podredumbre o enfermedad en el sustrato, pueden ser necesarios conteos adicionales para impedir infección secundaria. Obviamente, las semillas muertes o mohosas así como las plántulas podridas, al ser fuente potencial de infección para las otras plántulas normales, deben quitarse en cada conteo y las semillas restantes pueden ser colocadas en un sustrato limpio. Cuando una muestra debas volverse a analizar debido al gran número de plántulas podridas o enfermas, deben tomarse precauciones especiales para reducir la posibilidad de infección secundaria, por ejemplo: ampliando la separación entre semillas, reduciendo el nivel de humedad, cambiando la temperatura si permite o usando arena o tierra como sustrato (Wellington, 2013).

2.1.7.3. Repetición del análisis en arena o tierra

Según Wellington (2013), cuando la muestra de semilla germinada en sustrato de papel da lugar a cierto número de plántulas dudosas de difícil evaluación, deberá realizarse una repetición del ensayo en arena o tierra con el fin de averiguar la evaluación real. La arena y en especial la tierra, como sustratos más naturales que el papel, ofrecen con frecuencia una evaluación más fiable y real de la muestra, por las razones siguientes:

Algunos hongos sobre la semilla, especialmente los saprofitos, son menos agresivos en arena o tierra que en papel, de forma que las plántulas pueden resistir su ataque y manifestarse como normales.

La tierra tiende a absorber las sustancias fitotóxicas, tales como los residuos de tratamiento químicos o las sustancias naturales que liberan las semillas. Así el efecto fitotóxico que se manifiesta con raíces en forma de maza, raquítica o atrofiada, cuando se ensaya sobre sustratos de papel, se neutralizan parcial o completamente en tierra y las plántulas pueden crecer normalmente.

En caso necesario, las plántulas dudosas pueden desarrollarse y observarse durante un período mayor de duración en arena o preferiblemente en tierra o papel.

2.1.7.4. Contenido de agua del sustrato

Las plántulas de especies tales como Trifolium pratense, Pinus sylvestris y especies de semillas muy pequeñas como Begonia, Nicotiana son sensibles a las condiciones de humedad del sustrato de germinación. Si está demasiado húmedo, las mencionadas especies producen plántulas débiles, vítreas o con la extremidad de la raíz de color marrón (Wellington, 2013). Por el contrario hay especies que necesitan comparativamente condiciones húmedas para una normal germinación, y posterior desarrollo de las plántulas, pues de otra forma se curvan las raíces y se detiene el desarrollo. Si en un ensayo se detectan un número de plántulas que presenten los síntomas descritos, debe repetirse bajo condiciones más favorables de humedad (Wellington, 2013).

2.1.7.5. Geotropismo negativo

A veces sucede que las raíces primarias de las plántulas pierden contacto con el sustrato y se desarrollan hacia arriba. Parece que tales raíces han perdido el geotropismo. Para estar seguro de que no se debe a condiciones adversas de humedad, tales semillas deben volverse a ensayar en arena o tierra. Las

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plántulas cuyas raíces en este nuevo ensayo se desarrollan hacia arriba, fuera de la arena o tierra, se consideran anormales (Wellington, 2013).

2.1.7.6. Semillas múltiples

Pueden presentarse los siguientes tipos de semillas múltiples como lo menciona el Wellington (2013).

Unidades compuestas de semillas: que contiene más de una verdadera semillas (p.ej. glomérulos en Beta; espiguillas múltiples en algunas pratenses). Estas unidades se analizan como una semilla simple y se clasifican como normales cuando se produce por lo menos una plántula normal.

Semillas verdaderas que contienen más de un embrión (gemelos); en la mayoría de las semillas los gemelos son excepcionales y raros. Se cuentan como uno y se clasifican como normal, si al menos uno de los gemelos es normal.

Embriones fusionados; algunas veces se presentan el caso de una semilla que produce dos plántulas fusionadas. Son consideradas anormales.

2.1.7.7. Regla del 50%

Las plántulas se consideran normales si la mitad o más de la totalidad del tejido de los cotiledones es funcional, y anormales cuando más de la mitad del tejido de los cotiledones no funciona por causas tales como: carencia, necrosis, decoloración o podredumbre. La regla del 50 % no aplica cuando los tejidos que rodean el punto de unión de los cotiledones con el hipocotilo están afectados, por ejemplo presentan signos de daños o podredumbre. Sin embargo, la regla del 50% se utiliza en aquellos casos en que deban evaluarse las hojas primarias defectuosas (p.ej. Phaseolus), pero no se aplica cuando las hojas primarias presentan una forma normal, aunque sean de menor tamaño (Wellington, 2013).

2.2. Descripción de las Especies de Semillas en Estudio

2.2.1. Cultivo de Fréjol

El fréjol (Phaseolus vulgaris L.) es una leguminosa originaria de Meso- América (México) y la región andina constituye un centro de dispersión o variabilidad (Bitochi, et al., 2011). En Ecuador es una de las principales fuentes de carbohidrato (40-70%) y proteína (20-25%) para la población, en especial para las familias de escasos recursos que no pueden obtener con facilidad proteína de origen animal (CIHEAM, 2014). El fréjol es uno de los alimentos más antiguos que el hombre conoce; han formado parte importante de la dieta humana desde hace miles de años. Se encuentran entre las primeras plantas alimenticias domesticadas y luego cultivadas, a nivel de país esta leguminosa juega un papel importante, ya que en los campos es necesaria, la combinación del cultivo de maíz y de fréjol; éste método de cultivo sirve para que los campos descansen, ya que la gramínea absorbe nitrógeno y la leguminosa a su vez lo provee (Pumisacho, 2016). Según información proporcionada por el INEC con la ayuda de la Encuesta de Superficie y Producción Agropecuaria Continua (ESPAC, 2016), la superficie sembrada fréjol seco a nivel nacional fue de 23.392 has sembradas y de 18.767 has cosechadas, obteniéndose una producción de 10.672 Tm.

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Condiciones Climáticas

Según Infoagro (2010), el manejo racional de los factores climáticos de forma conjunta es fundamental para el funcionamiento adecuado del cultivo, ya que todos se encuentran estrechamente relacionados y la actuación de uno de estos incide sobre el resto. Es planta de clima húmedo y suave, dando las mejores producciones en climas cálidos. L a temperatura oscila entre 12-15ºC la vegetación es poco vigorosa y por debajo de 15ºC la mayoría de los frutos quedan en forma de “ganchillo”. Por encima de los 30ºC también aparecen deformaciones en las vainas y se produce el aborto de flores. Es una planta de día corto, aunque en las condiciones de invernadero no le afecta la duración del día. No obstante, la luminosidad condiciona la fotosíntesis, soportando temperaturas más elevadas cuanto mayor es la luminosidad, siempre que la humedad relativa sea adecuada, un pH óptimos oscilan entre 6 y 7,5, aunque en suelo enarenado se desarrolla bien con valores de hasta 8,5.

2.2.2. Cultivo de Maíz

El maíz (Zea mays L.) es uno de los productos agrícolas más importantes de la economía nacional, tanto por su elevada incidencia social, ya que casi las tres cuartas partes de la producción total proviene de unidades familiares campesinas, la mayoría de ellas de economías de subsistencia, como también por constituir la principal materia prima para la elaboración de alimentos concentrados (balanceados) destinados a la industria animal, muy en particular, a la avicultura comercial, que es una de las actividades más dinámicas del sector agropecuario (Suquilanda, 2015). El mismo autor menciona que la evolución del cultivo del maíz en el Ecuador en los últimos años muestra que existen profundas diferencias entre los dos tipos utilizados: maíz duro y maíz suave. El maíz duro-seco se utiliza principalmente para uso industrial y es esta precisamente la razón que justifica la expansión tanto en superficie cultivada como en producción y rendimiento. Por el contrario, el maíz suave destinado básicamente al consumo alimenticio familiar, tiende a bajar en tres aspectos: superficie, producción y rendimientos. Según información proporcionada por el INEC con la ayuda de la Encuesta de Superficie y Producción Agropecuaria Continua (ESPAC, 2016), la superficie sembrada de maíz suave a nivel nacional fue de 26.917 has sembradas y de 23.557 has cosechadas, obteniéndose una producción de 69.006 Tm. Esto muestra nuevamente que el maíz suave es cultivado principalmente por pequeños productores, como un cultivo de subsistencia y dedicado al consumo interno; mientras que el maíz duro es cultivado por productores más grandes que poseen una mayor extensión de tierra.

Condiciones agroecológicas

El maíz se adapta muy bien a todo tipo de suelo (franco, franco arcilloso, franco arenoso y arcillo arenoso) y un pH entre 6.5 a 7.5.También requieren suelos profundos, ricos en materia orgánica, con un buen drenaje para no producir encharcamientos que originen asfixia de las raíces, requiere de temperaturas que fluctúen entre 10º C a 20º C. El maíz llega a soportar temperaturas mínimas de hasta 8ºC y a partir de los 30ºC pueden aparecer problemas serios debido a mala absorción de nutrientes minerales y agua. Se hacen necesarias precipitaciones de entre 400 a1 300 milímetros (Suquilanda, 2015).

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2.3. Prueba de Conductividad Eléctrica

La medición de la conductividad eléctrica nos permite realizar una evaluación objetiva de la condición fisiológica y anátomo - morfológica de las semillas individuales a partir de las sustancias por ellas liberadas al medio. Se ha demostrado que semillas envejecidas natural y/o artificialmente, o bien dañadas mecánicamente muestran mayor conductividad eléctrica que las semillas normales sanas. También se ha comprobado que una buena correlación entre la podredumbre de las plántulas y la cantidad de carbohidratos exudados de semillas de distintas especies (Craviotto, 2009).

2.3.1. Funcionalidad de las Pruebas de Conductividad Eléctrica

La prueba de conductividad eléctrica evalúa indirectamente el grado de estructuración de las membranas celulares, mediante la determinación de la calidad de iones lixiviados en la solución de inhibición. Los iones lixiviados son inversamente proporcionales a la integridad de las membranas celulares. Las semillas se sumergen en un determinado volumen de agua, bajo temperatura controlada durante un período de tiempo determinado. Como consecuencia de una menor estructura y selectividad de las membranas celulares, las semillas de menor potencial fisiológico liberan mayor concentración de iones lixiviados (Filho, 1987). La prueba de la conductividad eléctrica ha sido propuesta como un ensayo para evaluar el vigor de las semillas, considerando que semillas con bajo vigor generalmente presentan menor velocidad de restaurar la integridad de las membranas celulares. Esta prueba presenta la ventaja de rapidez, objetividad, bajo costo y poseer base teórica consistente, siendo capaz de identificar el deterioro de las semillas en su estado inicial (Aosa, 1983). El establecimiento de los valores de corte (valores de referencia) para diagnosticar la condición de Vigor específico para cada especie, permite además obtener información acerca del Poder Germinativo de cada lote de semillas. Esta prueba ha sido aplicada en especies tales como: arroz, soja, arveja, maíz, vicia, trigo, algodón, lupino, entre otras y ciertas variedades de porotos y forestales. Actualmente, la Prueba de conductividad eléctrica, da su buena capacidad de resolución y confiabilidad, y debido a los excelentes resultados logrados para algunas especies de gran difusión y significado económico en diferentes países, se halla en un estatus de “recomendada por asociaciones internacionales de análisis de semillas” (Craviotto, 2009).

2.3.1.1 Lixiviación de sustancias (electrolitos)

La integridad de las membranas celulares es esencial para la vida de la semilla, la respiración y la síntesis enzimática. Estas membranas alteran su integridad a medida que la semilla se seca en la madurez pero, sin embargo, durante la imbibición la restauran y recuperan su funcionalidad de permeabilidad selectiva. Esta permeabilidad selectiva es lo que permite la entrada de agua y sustancias nutricias a la semilla durante la germinación y evita la pérdida de sustancias al medio. Durante el proceso de imbibición de agua, la semilla lentamente restaura las membranas celulares y se restablece la selectividad, pero por un período de tiempo se produce salida de solutos al medio, también llamado lixiviación de solutos o exudados (Craviotto, 2009). Las semillas vigorosas probablemente restablecen estas membranas a mayor velocidad y con menor exudado que las semillas menos vigorosas. En éstas últimas semillas se produce una mayor liberación (lixiviación) de electrolitos (iones) tales como aminoácidos y ácidos orgánicos durante el proceso de imbibición en el agua deionizada. Estos solutos tienen la capacidad de conducir la corriente eléctrica y

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se denomina electrolitos. De tal manera que el alta conductividad es el resultado de la presencia en el exudado de iones procedentes de estructuras celulares o subcelulares. Por lo tanto, la Prueba de Conductividad Eléctrica trata de cuantificar indirectamente la degradación y desorganización de las membranas, realizando una medición objetiva de un proceso biológico sumamente complejo e imposible de ser reconocido por el analista mediante las pruebas tradicionales (Craviotto, 2009).

2.4. Analizador automático de semillas Equipo SAD 9000-S

Este equipo permite obtener resultados de germinación y vigor a través de la selección de valores de conductividad eléctrica en µSiemens.cm-1.g-1, denominados valores de "partición" o de "corte", a partir de los cuales las semillas se comportarían como poco vigorosas o con poca capacidad para germinar o producir plántulas normales o ser no viables. El equipo consta de un cabezal múltiple de medición de 100 pares de electrodos, una interfase y un programa de computación que permite la medición de la conductividad del lixiviado de semillas individuales y la manipulación de los datos de Conductividad Eléctrica (Craviotto, 2009). Este Analizador Automático de Semillas – denominado Mini Lab SAD 9000s - permite la toma de decisiones seguras en periodos muy reducidos, facilitando la selección del lote de semilla a sembrar y también el control durante la conservación. Determina Poder germinativo y Vigor mediante ensayos de 10 minutos de duración. Sus resultados son contrastables con otras pruebas y métodos (como la de Tetrazolio). La técnica empleada se basa en el principio de Conductividad Eléctrica de electrolitos en solución. La posibilidad de analizar un elevado número de muestras en 24 horas, con respecto a los 7 a 10 días requeridos por las técnicas tradicionales constituye una de sus mayores ventajas. Es de alta producción y fácil manejo. Permite estudiar numerosas especies entre las que se puede citar: soja, algodón, trigo, maíz, girasol, arveja, lenteja, maní y porotos en general. Tiene la ventaja de ser un método no destructivo de la semilla, posibilitando comparaciones posteriores. También permite el desarrollo de patrones propios de calidad para variedades nuevas (TODOAGRO, 2012). El Analizador Automático de Semillas utiliza la prueba de conductividad eléctrica en semillas individuales, para determinar el vigor y potencial de germinación. Esta estimación sirve para diagnosticar la integridad física o daños a las estructuras seminales de todo tipo, sean éstos debido a la acción de insectos, hongos, o bien de origen mecánico (TODOAGRO, 2012).

2.4.1. Guía de procedimientos biológicos con el uso del SAD 9000-S según Craviotto (2015)

a) El agua deionizada

Es indispensable que el agua que usemos en nuestros ensayos, cualquiera que sea la especie a analizar, no exceda el valor de 5 microsiemens/cm de conductividad eléctrica. Normalmente es posible

conseguir Agua Deionizada de diferentes proveedores, con valores de 0 – 5 S/cm de conductividad eléctrica. El agua deionizada se puede obtener mediante el paso de agua de canilla por una unidad de deionización (disponible en comercios). El agua destilada puede también ser utilizada siempre que su

conductividad medida no exceda los 5 S/cm. Es conveniente que el agua a ser utilizada en los ensayos sea almacenada en recipientes para sustancias químicas y sea mantenida a 20 oC (± 1 oC) por lo menos por 24 horas antes de su uso.

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b) Agua deionizada + Semilla

Se trata de un sistema compuesto de 2 fases: la faz Líquida (agua deionizada) y la faz sólida (semillas y /o fruto). Previamente a la etapa de lixiviación, debemos llenar cada una de las celdas de la gradilla Múltiple de lixiviación del SAD 9000s con agua deionizada. Para ello se puede hacer el uso conveniente del Equipo Dosificador Periférico del Analizador Automático de Semillas. De esa manera economizaremos tiempo y ganaremos precisión en la cantidad final de agua deionizada que debe contener cada celda individual. Debemos asegurarnos que en cada una de las celdas de la gradilla Múltiple de Lixiviación depositemos una única semilla y / o fruto limpio.

c) El volumen de Agua Deionizada

Debemos tener presente que la semilla y / o fruto libera sus electrolitos al medio acuoso, por lo que se produce una dilución de los mismos. Cuanto menor sea la cantidad de sustancias liberadas y que puedan conducir la corriente eléctrica mayor va a ser la incidencia que tenga el volumen de agua cuya conductividad está siendo medida. Esto significa que debemos mantener siempre constante este volumen de agua. Los valores de corte por nosotros fijados, van a tener una relación muy con el volumen de agua utilizado durante el periodo de lixiviación. Este volumen de agua puede ser modificado. De ser considerado oportuno por el analista, mediante la utilización del Dosificador del SAD 9000s.

d) La Temperatura de Lixiviación

Debemos tener presente que la temperatura tiene una influencia muy importante sobre el proceso de lixiviación de electrolitos desde el interior de las semillas y / o frutos. Esto significa que los aumentos de temperatura durante el proceso de lixiviación provocan un significativo incremento en la conductividad eléctrica. La reorganización de las membranas celulares es también influenciada y acelerada, por la temperatura, por lo que la semillas y / o frutos en malas condiciones pueden verse beneficiados. Debemos recordar que la temperatura recomendada para que se lleve adelante el proceso de lixiviación es de 200𝐶. No obstante en diferentes especies no se han hallado diferencias significativas en el rango de 200𝐶- 230𝐶 Esto significa que la magnitud de los resultados puede verse alterada, pero sin llegar a invalidar los Valores de Corte por nosotros fijados.

e) El Tiempo de Lixiviación

Se debe tener presente que el período de tiempo (en horas) utilizado para permitir que las semillas y / o los frutos liberen sus electrolitos es muy importante para poder distinguir lotes de semilla de diferente calidad. Nuestra recomendación es emplear un Tiempo de Lixiviación de 20 horas. No obstante y a criterio del analista, este periodo puede ser alterado. De alterarse el tiempo de lixiviación, debemos conocer que vamos a estar modificando la influencia que ejerce este factor sobre el conjunto de los otros parámetros (Volumen de Agua, temperatura de Lixiviación, Valores de Corte) que determinan los resultados de la medición. Se deberá ajustar la calibración del equipo acorde a los parámetros modificados.

f) El Ambiente de Lixiviación

Es el lugar donde se almacenan las gradillas Múltiples de Lixiviación conteniendo las muestras de semillas y / o frutos. Este debe reunir ciertas condiciones básicas. Los requerimientos están referidos principalmente a:

Conservación constante de la temperatura a 200𝐶(±1) o rango 200 C - 230C

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Limpieza y eliminación de todo tipo de polvos del recinto.

Aseguramiento de que no se produzca evaporación del líquido de las gradillas Múltiples de Lixiviación Como Ambiente de Lixiviación puede empelarse una cámara especial con controles de temperatura y humedad, o bien un ambiente de cuarto que cumpla con los requisitos anteriores. Es importante que en el momento de realizar la medición, el cabezal Múltiple de medición y la Gradilla Múltiple de Lixiviación posean una temperatura semejante. Si esto no es así, el termómetro de ambiente del SAD 9000- S puede llegar a estabilizar o se estabiliza en el momento de la medición, con lo que puede producirse una medición errónea.

g) Especies a ensayar

Todas las especies cultivadas (cereales, oleaginosas, hortícolas, frutales, florales y forestales) pueden ser ensayadas por medio del Analizador Automático de Semillas SAD 9000- S. Ello no implica que ciertas condiciones, por tratarse de un amplio espectro de matrices y particularidades biológicas específicas. Deben ser tomadas en cuenta cada vez que una NUEVA ESPECIE sea incorporada al análisis mediante el SAD 9000s. Factores tales como:

Estructuras celulares o subcelulares

Presencia de resinas internas o externas

Presencia de apéndices seminales

Tamaño de la semillas y / o fruto

Peso de semillas y / o fruto

Relaciones peso / volumen

Coberturas seminales

Tratamientos en cobertura (curado, escarificado, etc.)

Limitaciones propias del principio de conductividad para con alguna especie en particular Se debe tomar con mucha consideración cuando se pretenda lograr un máximo aprovechamiento del SAD- 9000S.

h) Ensayo sobre semillas

Se debe tomar en cuenta que las semillas propiamente hablado como, por ejemplo: soja, tréboles, algodón, maní, porotos en general, arveja, etc.; tendrán un contacto íntimo entre sus estructuras anatómicas, que ejercen relevancia en la expresión del vigor y la germinación, y el agua deionizada en la que son sumergidas. Esto va a facilitar un intercambio directo de sustancias, electrolitos o no, entre ambas fases del sistema semilla-agua deionizada. En este caso los tegumentos o las coberturas se hallan en íntimo contacto con el resto de los órganos (eje embrionario, cotiledones). Esto permite que tanto el embrión como los cotiledones puedan poner de manifiesto fácilmente su condición fisiológica, a través de la liberación de electrolitos, que son inevitablemente arrastrados hacia el medio externo compuesto por el agua deionizada. La libre circulación de sustancias en las semillas de las especies mencionadas y otras similares se verá afectada por la presencia de resinas, gomas, pilosidad y por las propias coberturas seminales. El espesor de estas últimas puede estar relacionada, en algunas variedades, con el color, y podemos encontrarnos con coberturas con mayor o menor grado de impermeabilidad. De la misma manera la presencia de

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una segunda cobertura interna, más delgada que la primera, actúa como un impedimento a la libre circulación de sustancias.

i) Ensayo sobre Frutos

Recordemos una vez más, que cuando estamos analizando especies tales como trigo, maíz, sorgo, girasol, cebada, etc., no tratamos con semillas verdaderas sino con frutos secos indehiscentes. En el caso del girasol (Aquenio) las paredes del fruto o pericarpio no están adheridas a la semilla, quedando una fina capa de aire entre ambas. Además, en esta especie y otras similares, la semilla o pepita, presenta un tegumento muy fino y adherido íntimamente, que junto con las cámara de aire antes mencionada, hacen que no se contacte fácil y rápidamente con el agua deionizada del medio externo. En el caso del Cariopses desnudos como el trigo, maíz, sorgo etc., las capas de tejido conforman un pericarpio fuertemente adherido al embrión y a las sustancias de reserva del endospermo. El alto contenido de sustancias amiláceas de este endospermo, se transforma en un factor de gran influencia en la medida de la conductividad eléctrica. Ello se constituye en un desafío mayor en la medición y en el establecimiento de los valores de corte apropiados. Cuando estamos trabajando con Cariopses vestidos como en el caso de cebada, avena, raigrás, agropiro, etc., debemos tener en cuenta además de las consideraciones hechas para el caso de Cariopses desnudos, la existencia de glumas. Estas son restos de estructuras florales, la lema y la palea, que ejercen influencia en el proceso de lixiviación y en consecuencia en la medición de la conductividad eléctrica.

j) Modo de Operar

La utilización del Analizador Automático de Semillas SAD 9000s exige de los cuidados lógicos relativos a la operación del equipo en sí mismo y a su mantenimiento. Sin embargo, la sencillez de su fase operativa, permite que su uso sea comprendido rápidamente por el operador, sin demandar de mayores conocimientos técnicos acerca del equipo. Un software amigable le permite al operador transitar en forma llevadera y ágil todo el proceso de acceso de muestras y su monitoreo posterior. Ello constituye un factor muy oportuno, teniendo en cuenta los largos períodos de tiempo que el analista debe afrontar durante la rutina de análisis en el Laboratorio de Semillas.

k) Pre acondicionamiento de la semilla o fruto

Tanto las semillas como los frutos se pueden acondicionar previamente a la inmersión en el Agua Deionizada. Esta etapa resulta conveniente, siempre teniendo en cuenta el estado de la muestra de semillas recibida para el análisis, y el criterio del analista en base a sus conocimientos de los biológicos y la medición de la conductividad, en conjunto con su experiencia en el uso del SAD 9000s.

l) Si se trata de semillas

Colocamos en cada una de las celdas de la Gradilla Múltiple de Lixiviación llenas con Agua Deionizada se debe sumergir una única semilla. Las semillas deben estar limpias, es decir no llevar adheridas partículas de ninguna naturaleza arena, (tierra, aceite, restos orgánicos o inorgánicos) ya que estas alteran la medición de conductividad y ensucian los electrodos. Por otro lado, el contenido de humedad de las semillas es importante y puede afectar los resultados. Si nos encontramos con semillas demasiado secas (menos de 11%) o demasiado húmedas (más de 17%), es conveniente realizar un ajuste de la humedad de la muestra. Esto es deseable, siempre a criterio del analista, para evitar desórdenes mecánicos en las estructuras de cobertura de la semilla que puedan afectar severamente el proceso de lixiviación.

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En este sentido, numerosas experiencias admiten que un rango de 11-17% de contenido de humedad de la semilla, no produce alteraciones significativas en la medición de conductividad. Semillas con menos de 11% de humedad deben pre acondicionarse, colocando la muestra entre papeles toalla húmedos, durante 2-4 horas antes de sumergirlas en Agua Deionizada, para dar comienzo al proceso de lixiviación. Semillas con más de 17% de humedad pueden pre acondicionarse en un ambiente seco sobre papeles, toallas secas, hasta alcanzar la humedad de trabajo apropiada. El tamaño de las semillas, principalmente en leguminosas, es también un factor importante que puede afectar la medición de la conductividad y la interpretación de los resultados, particularmente en soja, arveja, y porotos en general, se pueden presentar diferencias muy importantes en el tamaño de semilla entre variedades distintas. Este hecho debe tenerse en cuenta en el establecimiento de los Valores de Corte para la especie y entre variedades de la misma especie. Debemos recordar que en cada de las celdas de la Gradilla Múltiple de lixiviación llenas con Agua Deionizada se debe sumergir una única semilla

m) Si se trata de Frutos

Son las mismas consideraciones hechas para el caso de las semillas, en cuanto a la limpieza, al contenido de humedad y tamaño. Además, hay que tener presente algunos problemas adicionales para algunas especies. Por ejemplo, en el caso de los Aquenios como el girasol, es necesario pre acondicionamiento entre papeles toalla húmeda (1-2 horas), a fin de lograr un adecuado pre hidratación. De esta manera se evita que el fruto flote en la superficie del agua deionizada. La finalidad de esta operación es que toda la superficie del fruto tome contacto con el líquido de imbibición y se produzca una liberación uniforme de electrolitos, frutos de iguales características, deben tratarse de manera similar.

n) Si la semilla esta curada

Se debe tratar de eliminar la mayor cantidad posible de sustancias propias del principio activo del tratamiento cura semilla, ya que estas pueden llegar alterar la medición. La limpieza se puede realizar fácilmente colocando la muestra en una zaranda y haciéndole pasar una fuerte corriente de agua de la canilla. Esta operación puede durar 1-2 minutos y luego se termina enjuagando la muestra con Agua Deionizada. A continuación, se procede a pre acondicionar las semillas, de acuerdo a las necesidades de la muestra: 1. incremento del contenido de humedad 2. disminución del contenido de humedad Luego del pre acondicionamiento se continúa con el procedimiento normal del análisis.

o) Si el fruto está curado

Se realizan los mismos procedimientos que si se tratara de semillas en cuanto al lavado y al posterior enjuague con agua deionizada. En ambos casos es posible el uso de solventes que actúen no alterando las condiciones fisiológicas de las semillas o frutos. Si hablamos de frutos podemos agregar un tratamiento de pre acondicionamiento más: 3- hidratación para facilitar la inmersión (en aquellos casos que así lo requiera)

p) La Medición

El SAD 9000s nos brinda la posibilidad de optar por realizar la medición de la conductividad en repeticiones de 100, 50, o 25 semillas y/o frutos depositados en la Gradilla Múltiple de lixiviación. Esta posibilidad es sumamente ventajosa, no sólo para la rutina de análisis de un Laboratorio de Semillas, sino también a los fines de Investigación en semillas.

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El tiempo de duración de la medición para las 100 celdas es aproximadamente 10 minutos. El correcto acoplamiento entre el Cabezal Múltiple de Medición y la Gradilla Múltiple de lixiviación es fundamental. El operador debe asegurarse de que el acople sea perfecto, lo que le posibilita una correcta inmersión de los electrodos de acero inoxidable en la solución. El operador debe tener presente que en cada celda se halla sumergida una única semilla y que el espacio que separa a ambos electrodos de acero inoxidable debe estar libre de interferencias extrañas. Las semillas pueden ser retiradas de las celdas previamente a la medición, pero ello no es absolutamente necesario, resultando además poco práctico.

q) Tiempo de Medición entre lotes

Es muy conveniente que se tomen las precauciones necesarias para respetar el tiempo de lixiviación de cada uno de los lotes que se van analizar durante el día de trabajo. Para ello el analista debe recordar que el tiempo de lixiviación, es de 20 horas para varias especies. Sin embargo, si se utilizan otros tiempos cualesquiera para la lixiviación, es sumamente importante que cada lote sea analizado al cumplir este período de tiempo. De tal manera que es necesario realizar un ordenamiento horario para cada lote, desde el mismo momento en que se da comienzo al período de lixiviación, a fin de establecer con precisión el momento en que su conductividad debe ser medida. Para ello basta simplemente con utilizar una etiqueta para cada Gradilla Múltiple de Lixiviación, en la que se indica el horario de comienzo y de fin de la lixiviación.

r) Cuidados entre Mediciones

Mientras el SAD 9000s está siendo operado y se halla en plena medición de una muestra, el analista tiene oportunidad de ir disponiendo las gradillas con las muestras siguientes. Al darse por finalizada la medición es fundamental el lavado del Cabezal Múltiple de Medición. Para el lavado se debe emplear la Bandeja Lavadora Periférica del SAD 9000s. Esta bandeja debe contener Agua Deionizada cubriendo siempre el nivel de los orificios de succión y expulsión de agua de la bandeja. La operación de lavado del cabezal debe prolongarse entre 1-2 minutos a fin de facilitar la circulación de agua entre los electrodos de acero inoxidable y posibilitar una buena limpieza. Luego del lavado, el cabezal debe ser secado, para lo cual basta con colocarlo durante 2-3 segundos sobre una plancha de goma-espuma de 1-2 cm de espesor y de tamaño semejante al cabezal. Una vez completado el secado se está en condiciones de acoplar nuevamente del Cabezal Múltiple de Lixiviación que contiene una nueva muestra.

s) Valores de Corte

Establecer valores de corte tiene como objetivo el poder diferenciar, de acuerdo al principio de conductividad eléctrica, a aquellas semillas que están en condiciones fisiológicas saludables de las que no lo están. El SAD 9000s realiza la medición de la conductividad eléctrica de los exudados de cada una de las semillas en forma objetiva. El analista operador del SAD 9000s interviene directamente, a través del programa de computación del equipo, en la fijación de los Valores de Corte, tanto para vigor como para Poder germinativo. El establecimiento de los Valores de Corte es particular de cada especie. De tal manera que, por ejemplo, los valores de corte de la especie de soja son totalmente distintos a los de maíz, trigo, etc. No obstante, una vez establecido un valor particular, el SAD 9000s se limita a computar y sumar el número de semillas cuyo valor de conductividad se halla comprendido hasta el valor designado. Así, por ejemplo, si el operador fija un valor de corte para poder germinativo de 180 µS/cm el SAD 9000s computará todas las celdas cuyo valor de conductividad llegue hasta 180 µS/cm de esta manera, las celdas sumadas se transforman en el valor de poder germinativo del lote en

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cuestión. Igual razonamiento se sigue cuando se fija un Valor de Corte para determinar el Vigor de un lote.

t) Obtención de los Valores de Corte

El operador del SAD 9000s tiene la posibilidad de obtener para cada especie sus propios valores de corte. Si bien estos valores se hallan recomendados, para algunas especies, ello no impide la utilización de otros valores. Esto es particularmente importante cuando por diferentes motivos, al analista tiene estandarizadas condiciones de trabajo diferentes a las recomendadas y son las que piensa usar como rutina durante la operación del SAD 9000s. El cálculo de los valores de corte es sencillo y se puede ordenar mediante el uso de una planilla en donde se consigna:

El número de lote de semillas

El resultado del poder germinativo, el Vigor obtenido mediante la prueba de germinación estándar, prueba de vigor específica.

Los valores de conductividad crecientes de 5 en 5 µS/cm entre dos intervalos amplios, por ejemplo: 50-30 µS/cm. Teniendo los valores de poder germinativo y/o Vigor para un número adecuado de lotes, por ejemplo, entre 10-20 muestras diferentes de la misma especie el analista realiza las operaciones siguientes:

Acondicionar una muestra de cada uno de los lotes para la prueba de conductividad eléctrica

Conducir la prueba de conductividad eléctrica para el lote N 1 estableciendo previamente un Valor de corte para vigor y/o poder germinativo. Elegir por ejemplo, 50 µS/cm.

Cambiar mediante el programa del SAD 9000s el Valor de Corte de 5 en 5 µS/cm de formar creciente y así poder visualizar los nuevos valores de Vigor y / o poder germinativo obtenidos.

Indicar, por ejemplo mediante una X, cada vez que un Valor de Corte empleado permite obtener un valor de Poder Germinativo y vigor cercano (0-5 puntos) a los valores obtenidos en las respetivas pruebas.

Sumar el número de veces que se repite cada valor de corte y determinar así la frecuencia de predicción de cada uno de los valores de conductividad eléctrica.

Emplear como valores de corte para estimar vigor o poder germinativo a aquel valor de conductividad eléctrica que presente la mayor frecuencia de predicción.

Se debe tener en cuenta que al Incrementarse el número de lotes y repeticiones sobre los que basamos la frecuencia de predicción. Será mayor la representatividad y la confiabilidad de un valor de corte dado para la especie considerada.

u) Medición de la Evolución de la conductividad

La recomposición de las membranas celulares requiere de tiempo. Este proceso puede ser afectado por el mayor o menor estado saludable de las semillas y frutos. Es por ello que es de gran importancia el llegar a conocer la evolución del proceso de reorganización celular, toda vez que ello afectará la lixiviación de electrolitos hacia el agua Deionizada. Mediante el uso de esta presentación innovadora del SAD 9000s se tendrá acceso a la evolución de la conductividad eléctrica en el tiempo y se puede así comparar casos de lotes con buena y mala condición fisiológica. De la misma manera, es factible si utiliza posibles modificaciones en los tiempos de lixiviación que mejor se adapten para otras especies a ser analizadas mediante el SAD 9000s.

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v) Importancia Práctica

Se puede presentar casos en que algunas especies presenten diferencias significativas entre cultivares o variables en la liberación de electrolitos. Esto se traduce en valores de conductividad diferentes en su magnitud, por lo que la utilización de un único valor de corte para determinar vigor o poder germinativo no resultará igualmente válida para todos los cultivares o variedades de la misma especie. En estos casos, resulta de gran importancia el estudio de la evolución de la lixiviación en el tiempo. El resultado de ello permitirá evaluar tiempos, temperaturas de lixiviación, volúmenes de agua, tratamientos de semillas o frutos y cualquier otra característica que sea específica y resulte de apoyo en la fijación de los Valores de Corte.

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3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Ubicación del sitio experimental

La presente investigación se realizó en el laboratorio de Control de Calidad de Semillas AGROCALIDAD

3.1.1. Ubicación política

Provincia: Pichincha Cantón: Quito Parroquia: Tumbaco, Barrio San Pedro

3.1.2. Ubicación geográfica

Latitud: 189904.11m Longitud: 9976781.53 m S Altitud: 2356 m.s.n.m Fuente: GPS modelo Etrex High Sensitivity, marca Garmin (Anexo 1)

3. 2. Materiales

3.2.1. Material de laboratorio

Agua destilada con una conductividad de 3 S. Papel germinador Bandeja de montaje de semillas Contenedor de agua Alcohol antiséptico Guantes Pinzas Semilla Vasos de precipitación Bandejas de montaje de semillas SAD 9000s

3.2.2. Equipos

Cámara germinadora Analizador de montaje de semillas equipo SAD 9000- S

3.3. Métodos

3.3.1. Prueba de germinación en el método tradicional

Pasos a seguir para la evaluación de plántulas bajo condiciones de laboratorio controladas y normalizadas según el método tradicional.

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3.3.1.1. Obtención de las muestras de semillas

Las muestras de semillas de las especies de maíz y fréjol que se utilizó para la presente investigación se obtuvo de distinta procedencia; estas muestras fueron almacenadas en el Laboratorio de Control de Calidad de Semillas -Agrocalidad en el período 2016-2017 bajo condiciones controladas.

3.3.1.2. Pre – Limpieza

Las semillas recién cosechadas, traen junto con el lote un gran número de impurezas o materiales indeseables, como: material inerte (hojas verdes, terrones, paja), semillas de malezas, semillas de otras especies, semillas de otras variedades, semillas mal formadas y semillas fuera de patrón o fuera de tipo. La pre-limpieza consiste básicamente en la retirada de los materiales mayores, menores y más livianos del lote de semilla. Para esa operación se utilizó el diafanoscopio (Anexo 2), pues en esa etapa lo más importante es el rendimiento que la calidad (INIAP, 2008).

3.3.1.3. Preparación de las simientes para el análisis

De las muestras colectadas de cada una de las especies se realiza el proceso de pureza el cual consiste en retirar todo material que no esté relacionado con la muestra principal como piedras, basura, semillas de otras especies, entre otros, para de esta manera obtener una muestra representativa (Anexo 3) y pura que esté lista para trabajar.

3.3.1.4. Preparación del sustrato (papel germinador) con las semillas

El papel germinador es sumergido en una bandeja que contiene un volumen de agua destilada de 28.4 ml/ hoja, es decir el papel saturado al 100% para las dos especies, cantidad de agua necesaria según pruebas previas, luego se procede a ponerlo en la bandeja de montaje y sobre él se coloca 50 semillas de manera uniforme, las cuales fueron cubiertas por el papel hasta a adoptar una forma de rollo. Este proceso se realizó para cada una de las especies, se utilizó 200 semillas, divididas en cuatro rollos de 50 semillas (4 observaciones), los cuales fueron colocados en una funda plástica con su respectiva etiqueta de identificación para su posterior ingreso a la cámara germinadora (Anexo 4).

3.3.1.5. Análisis del Porcentaje de Poder Germinativo

Una vez que la muestra se coloca en la cámara germinadora se procede con las respectivas evaluaciones, de acuerdo con los días establecidos en las Reglas ISTA para cada una de las especies de semillas, es así que para el caso de fréjol la primera evaluación se efectuó a los 5 días y la segunda a los 9 días; en el caso de maíz la primera evaluación es a los 4 días y la segunda a los 7 días (Anexo 5).

3.3.1.6. Interpretación de la Prueba

Después de los días transcurridos, se debe contar el número de plántulas normales, anormales, semillas duras y semillas muertas (Anexo 6); en base al número de plántulas normales se determina el porcentaje de poder germinativo de cada una de las muestras preparadas, el cual será correlacionado con el porcentaje de germinación obtenido por el equipo.

3.3.2. Prueba de germinación bajo el método de Conductividad Eléctrica (Método alternativo)

3.3.2.1. Preparación de las bandejas de análisis del equipo SAD 9000s

Mediante la utilización del dosificador del equipo se procede a colocar agua destilada en cada una de las bandejas, las mismas que tienen 100 pocillos y para cada uno de ellos se dosificará la misma cantidad de agua destilada, para el caso específico de maíz y fréjol 8ml por pocillo es lo recomendable. A continuación se coloca en cada pocillo una semilla, dando una totalidad de 100 semillas para cada

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bandeja, se realizará 4 observaciones de 50 semillas, además a las bandejas se las cubre con plástico blanco para evitar el ingreso de impurezas y se las deja reposar por un lapso de 20 horas para que las semillas liberen electrolitos en el agua destilada, el incremento de la Conductividad Eléctrica fruto de la liberación de distintas sustancia en el agua, será posteriormente establecida por el equipo (Anexo 7).

3.3.2.2 Análisis en el Equipo

Una vez que han transcurrido las 20 horas se toma cada una de las bandejas y se precede a realizar el análisis, mediante el software del equipo lo que se pretende es establecer los valores de corte o rangos de Conductividad Eléctrica para que en base a esta determinación establecer el porcentaje de poder germinativo, obteniendo de esta manera el porcentaje de germinación con las cotas calibradas para cada una de las especies (Anexo 8), el mismo que debe coincidir con el porcentaje de germinación obtenido mediante el análisis tradicional.

3.3.3. Unidad Experimental

En la presente investigación se trabajó con dos cultivares, maíz y fréjol; se utilizó 20 lotes para maíz y 20 lotes para fréjol (Cuadro 1 y 2), para cada una se realizó 4 observaciones, obteniéndose un total de 160 unidades experimentales.

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Cuadro 1. Características de los lotes de semillas de Fréjol utilizadas en la investigación.

Procedencia

Número Código Variedad País Provincia Cantón Parroquia % Germ. % Hum.

1 FL1-489 Rojo del Valle Ecuador Chimborazo Pallatanga Pallatanga 93 13



4 FL4-540 Rojo del Valle Ecuador Chimborazo Alausí Multitud 94 13


6 FL6-579 Rojo del Valle Ecuador Pichincha Cayambe Cusubamba 92 13

7 FL7-401 Rojo del Valle Ecuador Pichincha Quito Pifo 95 13

8 FL8-497 Centenario Ecuador Chimborazo Pallatanga Pallatanga 93 13



11 FL11-550 Canario del Chota Ecuador Pichincha Quito Puéllaro 94 13


13 FL13-004 Rojo del Valle Ecuador Cotopaxi Pangua El Corazón 98 13





18 FL18-491 Canario del Chota Ecuador Chimborazo Pallatanga Pallatanga 93 13

19 FL19-391 Canario Ecuador Imbabura Urcuqui Tumbabiro 96 13


Cuadro elaborado por: La autora

31

Cuadro 2. Características de los lotes de semillas de Maíz utilizadas en la investigación.

. Procedencia

Número Código Variedad País Provincia Cantón Parroquia % Germ. % Hum.

1 ML1-400 INIAP 122 Ecuador Pichincha Quito San J. de Minas 90 13

2 ML2-575 INIAP 111 Ecuador Bolívar Guaranda Veintimilla 96 13






8 ML8-402 INIAP 122 Ecuador Cotopaxi Latacunga Belisario Quevedo 99 13



11 ML11-572 INIAP 122 Ecuador Cotopaxi Saquisilí Canchagua 95 13


13 ML13-271 INIAP102 Ecuador Tungurahua Ambato - 92 13




17 ML17-895 INIAP 122 Ecuador Pichincha Quito Puéllaro 97 13

18 ML18-UCE INIAP 122 Ecuador Pichincha Quito Tumbaco 96 13

19 ML19-Quit INIAP 122 Ecuador Pichincha Quito Sangolquí 95 13

20 ML20-122 INIAP 122 Ecuador Pichincha Quito Puéllaro 95 13

Cuadro elaborado por: La autora

32

3.3.4. Variables en estudio

3.3.4.1. Porcentaje de Germinación

Se determinó mediante la metodología tradicional, utilizando sustrato (papel), 200 semillas para cada especie. Se realizó las evaluaciones a los 5 y 9 días para fréjol; para maíz 4 y 7 días.

3.3.4.2. Conductividad Eléctrica

Utilizando el Analizador Automático SAD 9000s, se determinó los rangos de conductividad eléctrica

en S/cm o valores de corte para cada uno de los lotes de las dos especies de semillas en estudio, estos lotes fueron analizados detenidamente para determinar si dichos valores se encontraban dentro de los valores de corte establecidos en la presente investigación.

33

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1. Análisis de la semillas de fréjol (Phaseolus vulgaris)

4.1.1. Conductividad Eléctrica

Para determinar los valores de corte óptimo e inferior, se utilizó el equipo analizador automático de semillas (SAD 9000s), el cual analizó las 4000 semillas de fréjol; obteniéndose un valor de cota superior

u óptimo e inferior de 350 S/cm e inferior de 110 S/cm.

4.1.1.1 Determinación de los valores de corte superior u óptimo e inferior en S/cm.

Gráfico 1. Número de semillas dentro del rango establecido, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en fréjol”.

Se puede observar claramente en el gráfico 1, para la variable conductividad eléctrica se tiene 9 semillas

que se encuentran fuera del rango inferior (<110 S/cm), que representa el 0.22%, 511 semillas fuera

del rango superior (> 350 S/cm), es decir, el 12.78% y 3480 semillas dentro del rango establecido (110

– 350 S/cm), que representa el 87%, de las 4000 semillas analizadas individualmente. Craviotto (2015), en su Manual de Procedimientos Biológicos menciona que la prueba de conductividad eléctrica nos exige que distingamos muy bien la naturaleza de la estructura vegetal a ser ensayada, al analizar los cereales como el maíz, la estructura vegetal es un fruto seco e indehiscente, denominado cariópside. En este caso las sustancias al ser lixiviadas desde las superficies internas de la semilla, deben atravesar diferentes capas de células de distinta organización anatómica y textura, que influyen en la medición de la conductividad. Además el mismo autor menciona que en el caso de algunos cereales forrajeros como la cebada que poseen cariópsides vestidos, se debe considerar además la presencia de glumas (lema y pálea) que ejercen un obstáculo adicional a la libre difusión de electrolitos, lo que no pasa con las semillas de fréjol que el único impedimento al lixiviado de sustancias es la presencia de las coberturas seminales o tegumentos.

34

Durante el proceso de imbibición de agua, las semillas vigorosas que hayan tenido un proceso adecuado de almacenamiento y por poco tiempo, restablecen rápidamente sus membranas y producen una menor liberación de electrolitos ocasionando una lectura de conductividad acorde a la especie (Hampton, 1995). Además la presencia de semillas duras es particularmente importante en las especies como soja, porotos y otras leguminosas, mientras que la presencia de semillas dormidas puede afectar a especies tales como trigo, cebada, avena, etc., (Craviotto, 2015). Arango et al., (2001), menciona que la prueba de conductividad eléctrica estima la germinación y el vigor de las semillas sobre la base de la medición de la liberación de electrolitos al medio como consecuencia del estado de integridad de las membranas celulares, las semillas deterioradas o muertas liberan al medio mayor cantidad de electrolitos que las sanas y vigorosas. Pérez & Pita (1990), acota que una mayor Conductividad Eléctrica indica una mayor presencia de iones lixiviados, lo que se puede correlacionar con una menor emergencia de plántulas normales. Para estimar el vigor y el potencial de germinación, mediante la conductividad eléctrica de los exudados lixiviados por semillas individuales, se establecieron valores de tolerancia denominados valores de corte Anderson (1973). Estos valores permiten diferenciar, según la conductividad eléctrica, a aquellas semillas que están en condiciones fisiológicas saludables de las que no lo están. Para estimar el potencial de germinación tenemos semillas con valores de corte mayor, representadas todas aquellas semillas que no son capaces de germinar y/o producir plántulas normales y valores de corte menores plántulas que presentan dormición o muy jóvenes (Craviotto, 2009). Durante el proceso de imbibición de agua, las semillas vigorosas que hayan tenido un proceso adecuado de almacenamiento y por poco tiempo, restablecen rápidamente sus membranas y producen una menor liberación de electrolitos ocasionando una lectura de conductividad acorde a la especie (Hampton, 1995). Tomando en cuenta lo que mencionan algunos autores y en suma importancia Hampton (1995), se puede aducir que las semillas fuera del rango inferior tienen menor liberación de electrolitos durante el proceso de imbibición en el agua destilada, considerando aquellas semillas como duras o jóvenes, por lo cual el porcentaje de las mismas es mínima, las semillas fuera del rango superior se considera en su estado fisiológico semillas deterioradas o muertas por la mayor liberación de exudados al medio que las sanas y vigorosas como menciona Arango et al., (2001) dentro del rango óptimo encontramos semillas fisiológicamente saludables y que han tenido adecuadas condiciones de almacenamiento, obteniéndose un porcentaje de semillas significativo del total de 4000 semillas analizadas.

35

a) Valor de Corte óptimo o superior

Gráfico 2. Relación de Conductividad Eléctrica versus Frecuencia de predicción, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en fréjol”.

Se puede observar en el gráfico 2, la frecuencia de la conductividad eléctrica, existen conductividades

con frecuencias de 2 como son (265, 300, 335, 370, 396, S/cm) y frecuencias de 4 como en el caso de

los valores (385, 400, 506 S/cm), siendo 350 S/cm el que presenta una frecuencia de predicción de 17; por lo tanto, tomamos éste valor como nuestro valor de cota óptima o superior. Los resultados se obtuvieron de una manera sencilla como lo describe el Manual del Analizador Automático de Semillas (Craviotto, 2015). En términos generales lo primero que se necesita es conocer el resultado del poder germinativo que se obtiene mediante la prueba de germinación estándar, cambiar mediante el

programa del SAD 9000s el valor de corte de 5 en 5 S/cm de forma creciente y así obtener los nuevos valores de corte de poder germinativo, a continuación se suma el número de veces que se repite cada valor de corte y determinar así la frecuencia de predicción de cada uno de los lotes. El establecimiento de los valores de corte es particular de cada especie. Para Craviotto (2015) los valores de corte de la especie de soja son totalmente distintos a los de maíz, trigo. No obstante, una vez establecido un valor particular, el SAD 9000s se limita a computar y sumar el número de semillas cuyo valor de conductividad se halla comprendido hasta el valor designado. Si el operador fija un valor de corte para poder germinativo de 180 µS/cm, el SAD 9000s computará todas las celdas cuyo valor de conductividad llegue hasta 180 µS/cm de esta manera, las celdas sumadas se transforman en el valor de poder germinativo del lote en cuestión.

36

b) Valor de Corte inferior

Gráfico 3. Relación de Conductividad Eléctrica versus Frecuencia de predicción, en Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en fréjol”.

El Gráfico 3, muestra la conductividad eléctrica versus la frecuencia (observaciones), siendo 110 S/cm el que presenta una frecuencia de predicción de 52 por lo tanto, éste valor tomamos como nuestro valor de cota inferior. Se pudo obtener este resultado de una manera sencilla como lo describe el Manual del Analizador Automático de Semillas (Craviotto, 2015). En términos generales lo primero que se necesita es conocer el resultado del poder germinativo que se obtiene mediante la prueba de

germinación estándar, cambiar mediante el programa del SAD 9000s el valor de corte de 5 en 5 S/cm de forma creciente y así obtener los nuevos valores de corte de poder germinativo, a continuación se suma el número de veces que se repite cada valor de corte y determinar así la frecuencia de predicción de cada uno de los lotes según Bonilla (2015) en “DETERMINACIÓN DE LOS VALORES DE CORTE P.G DE COTA ALTA Y LOS DE COTA INFERIOR EN EL EQUIPO SAD 9000s PARA LAS SEMILLAS DE MAÍZ (Zea mays.), FRÉJOL (Phaseolus vulgaris L.) Y CEBADA (Hordeum vulgare L.)” El establecimiento de los valores de corte es particular de cada especie, de tal manera que, suponiendo los valores de corte de la especie de soja son totalmente distintos a los de maíz, trigo, etc., una vez establecido un valor particular, el SAD 9000s se limita a computar y sumar el número de semillas cuyo valor de conductividad se halla comprendido hasta el valor designado, si el operador fija un valor de corte para poder germinativo de 180 µS/cm el SAD 9000s computará todas las celdas cuyo valor de conductividad llegue hasta 180 µS/cm de esta manera, las celdas sumadas se transforman en el valor de poder germinativo del lote en cuestión (Craviotto, 2015).

37

4.1.1.2 Correlación del porcentaje de germinación entre la metodología tradicional y la metodología alternativa (equipo SAD 9000 – S), en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en fréjol”

Se determinó los siguientes porcentajes de germinación para la metodología tradicional y la metodología utilizada en el equipo ver (tabla 1).

Tabla 1. Porcentajes de germinación obtenidos en los lotes de semilla de fréjol con el método tradicional y con el equipo, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz y fréjol”.

Lotes

% de germinación

obtenido mediante la metodología tradicional

% de germinación obtenido mediante la metodología utilizada en el equipo

1 93 92

2 91 90

3 94 92

4 94 93

5 95 93

6 92 91

7 95 94

8 93 92

9 96 95

10 97 95

11 94 93

12 90 89

13 98 97

14 96 96

15 94 94

16 91 89

17 95 95

18 93 92

19 96 96

20 96 95

38

Al realizar la correlación del Porcentaje de Germinación de fréjol entre el método Tradicional y el método Alternativo (gráfico 6), se obtuvo un valor en el coeficiente de Pearson = 0,96 (cuadro 3), lo cual indica que estas dos variables estuvieron relacionadas entre sí en un 96 por ciento, asegurando el uso confiable de estos datos.

Gráfico 4. Correlación entre PG tradicional y PG Alternativa, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en fréjol”

Cuadro 3. Correlación de Pearson entre PG Tradicional y PG Alternativa, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en fréjol”.

Variable (1) Variable (2) n Pearson p-valor PG Metodología Tradicional PG Metodología Alternativa 20 0.96 <0.0001

4.2. Análisis de la semillas de Maíz (Zea mays)

4.2.1. Conductividad Eléctrica

Para determinar los valores de corte óptimo e inferior, se utilizó el equipo analizador automático de semillas (SAD 9000s), el cual analizó las 4000 semillas de maíz; obteniéndose un valor de cota superior

u óptimo e inferior de (150 – 12 S/cm), respectivamente.

39

4.2.1.1 Determinación de los valores de corte óptimo e inferior en S/cm

Gráfico 5. Número de semillas dentro del rango establecido, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz”.

El gráfico 5, muestra que la variable conductividad eléctrica se tiene 12 semillas que se encuentran

fuera del rango inferior (<12 S/cm), lo cual representa el 0.3%; 203 semillas fuera del rango superior

(> 150 S/cm), es decir, el 5.08% y 3785 dentro del rango establecido (12 – 150 S/cm), que representa el 94.62%, de las 4000 semillas analizadas individualmente. Craviotto (2015), en su Manual de Procedimientos Biológicos menciona que la prueba de conductividad eléctrica nos exige que distingamos muy bien la naturaleza de la estructura vegetal a ser ensayada. Es así que al analizar los cereales como el maíz, la estructura vegetal es un fruto seco e indehiscente, denominado cariópside. En este caso las sustancias al ser lixiviadas desde las superficies internas de la semilla, deben atravesar diferentes capas de células de distinta organización anatómica y textura, que influyen en la medición de la conductividad. Además el mismo autor menciona que en el caso de algunos cereales forrajeros como la cebada que poseen cariópsides vestidos, se debe considerar además la presencia de glumas (lema y pálea) que ejercen un obstáculo adicional a la libre difusión de electrolitos, lo que no pasa con las semillas de fréjol que el único impedimento al lixiviado de sustancias es la presencia de las coberturas seminales o tegumentos. Durante el proceso de imbibición de agua, las semillas vigorosas que hayan tenido un proceso adecuado de almacenamiento y por poco tiempo, restablecen rápidamente sus membranas y producen una menor liberación de electrolitos ocasionando una lectura de conductividad acorde a la especie (Hampton, 1995). Además la presencia de semillas duras es particularmente importante en las especies como soja, porotos y otras leguminosas, mientras que la presencia de semillas dormidas puede afectar a especies tales como trigo, cebada, avena, etc., (Craviotto, 2015). Arango et al., (2001), menciona que la prueba de conductividad eléctrica estima la germinación y el vigor de las semillas sobre la base de la medición de la liberación de electrolitos al medio como consecuencia del estado de integridad de las membranas celulares, las semillas deterioradas o muertas

40

liberan al medio mayor cantidad de electrolitos que las sanas y vigorosas. Pérez y Pita (1990), acota que una mayor conductividad eléctrica indica una mayor presencia de iones (lixiviados), lo que se puede correlacionar con una menor emergencia de plántulas normales. Para estimar el vigor y el potencial de germinación, mediante la conductividad eléctrica de los exudados lixiviados por semillas individuales, se establecieron valores de tolerancia denominados valores de corte (Anderson, 1973). Estos valores permiten diferenciar, según la conductividad eléctrica, a aquellas semillas que están en condiciones fisiológicas saludables de las que no lo están. Para estimar el potencial de germinación tenemos semillas con valores de corte mayor, representadas todas aquellas semillas que no son capaces de germinar y/o producir plántulas normales y valores de corte menores plántulas que presentan dormición o muy jóvenes (Craviotto, 2009). Durante el proceso de imbibición de agua, las semillas vigorosas que hayan tenido un proceso adecuado de almacenamiento y por poco tiempo, restablecen rápidamente sus membranas y producen una menor liberación de electrolitos ocasionando una lectura de conductividad acorde a la especie (Hampton, 1995). Tomando en cuenta lo que mencionan algunos autores y en suma importancia Hampton(1995), se puede aducir que las semillas fuera del rango inferior tienen menor liberación de electrolitos durante el proceso de imbibición en el agua destilada, considerando aquellas semillas como duras o jóvenes, por lo cual el porcentaje de las mismas es mínima; las semillas fuera del rango superior se considera en su estado fisiológico semillas deterioradas o muertas por la mayor liberación de exudados al medio que las sanas y vigorosas como menciona Arango et al., (2001) dentro del rango óptimo encontramos semillas fisiológicamente saludables y que han tenido adecuadas condiciones de almacenamiento, obteniéndose un porcentaje de semillas significativo del total de 4000 semillas analizadas.

a) Valor de corte óptimo o superior

Gráfico 6. Relación de Conductividad Eléctrica versus Frecuencia de predicción, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz”

Podemos observar las frecuencias de la conductividad, con frecuencias de 2, 4, 6, 7 que son (75, 140,

80, 100 S/cm) respectivamente, siendo 150 S/cm el que presenta una frecuencia de predicción de

41

14, por lo tanto, tomamos éste valor como nuestro valor de cota óptima o superior. Los resultados se obtuvieron como lo describe el Manual del Analizador Automático de Semillas (Craviotto, 2009). En términos generales lo primero que se necesita es conocer el resultado del poder germinativo que se obtiene mediante la Prueba de germinación estándar, cambiar mediante el programa del SAD 9000s el

valor de corte de 5 S/cm cada vez de forma creciente y así obtener los nuevos valores de corte de poder germinativo, a continuación se suma el número de veces que se repite cada valor de corte y determinar así la frecuencia de predicción de cada uno de los lotes. El establecimiento de los valores de corte es particular de cada especie. Para (Craviotto, 2015) los valores de corte de la especie de soja son totalmente distintos a los de maíz, trigo, etc. Es decir, una vez establecido un valor particular, el SAD 9000s se limita a computar y sumar el número de semillas cuyo valor de conductividad se halla comprendido hasta el valor designado, si el operador fija un valor de corte para poder germinativo de 180 µS/cm, el SAD 9000s computará todas las celdas cuyo valor de conductividad llegue hasta 180 µS/cm de esta manera las celdas sumadas se transforman en el valor de poder germinativo del lote en cuestión.

b) Valor de Corte inferior

Gráfico 7. Relación de Conductividad Eléctrica versus Frecuencia de predicción, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz”.

Se puede observar que el gráfico 7, muestra la conductividad eléctrica versus la frecuencia

(observaciones), siendo 12 S/cm el que presenta una frecuencia de predicción de 32, por lo tanto, éste valor tomamos como nuestro valor de corte inferior. Se pudo obtener este resultado como lo describe el Manual del Analizador Automático de Semillas (Craviotto, 2015). En términos generales lo primero que se necesita es conocer el resultado del poder germinativo que se obtiene mediante la Prueba de Germinación Estándar, cambiar mediante el programa del SAD 9000s el valor de corte de 5

en 5 S/cm de forma creciente y así obtener los nuevos valores de corte de Poder Germinativo, a continuación se suma el número de veces que se repite cada Valor de Corte y determinar así la frecuencia de predicción de cada uno de los lotes según (Bonilla, 2015) en

42

“DETERMINACIÓN DE LOS VALORES DE CORTE P.G DE COTA ALTA Y LOS DE COTA INFERIOR EN EL EQUIPO SAD 9000-S PARA LAS SEMILLAS DE MAÍZ (Zea mays.), FRÉJOL (Phaseolus vulgaris L.) Y CEBADA (Hordeum vulgare L.)” El establecimiento de los valores de corte es particular de cada especie. Como el caso de soja que los valores de corte son totalmente distintos a los de maíz, trigo, etc., una vez establecido un valor particular, el SAD 9000s se limita a computar y sumar el número de semillas cuyo valor de conductividad se halla comprendido hasta el valor designado, si el operador fija un valor de corte para poder germinativo de 180 µS/cm, el SAD 9000s computará todas las celdas cuyo valor de conductividad llegue hasta 180 µS/cm, de esta manera, las celdas sumadas se transforman en el valor de poder germinativo del lote en cuestión (Craviotto, 2015).

4.2.2 Correlación del porcentaje de germinación entre la metodología tradicional y la metodología alternativa (equipo SAD 9000 – S), en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz”

Se determinó los siguientes porcentajes de germinación para la metodología tradicional y la metodología utilizada en el equipo ver (tabla 2).

Tabla 2. Porcentajes de germinación obtenidos de lotes de semilla de maíz en el método tradicional y con el equipo, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz y fréjol”.

Lotes

% de germinación

obtenido mediante la metodología tradicional

% de germinación obtenido mediante la metodología

utilizada en el equipo

1 90 89

2 96 95

3 95 95

4 92 91

5 92 91

6 94 94

7 95 93

8 99 98

9 97 97

10 95 95

11 95 94

12 96 96

13 92 91

14 97 96

15 94 93

16 97 97

17 96 95

18 96 94

19 96 94

20 95 95

43

Al realizar la correlación del Porcentaje de germinación de maíz entre el método Tradicional y el método Alternativo (gráfico 12), se obtuvo un valor en el coeficiente de Pearson = 0,95 (cuadro 4), lo cual indica que estas dos variables estuvieron relacionadas entre sí en un 95 por ciento, asegurando el uso confiable de estos datos.

Gráfico 8. Correlación entre PG Tradicional y PG Alternativo, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz”.

Cuadro 4. Correlación de Pearson entre PG Tradicional y PG Alternativa, en “Determinación de los rangos de Conductividad Eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz”.

Variable (1) Variable (2) n Pearson p-valor PG Metodología Tradicional. PG Metodología Alternativa. 20 0.95 <0.0001

44

5. CONCLUSIONES

Los valores de corte superior para fréjol y maíz respectivamente son: 350 µS/cm y 150 µS/cm; en tanto que el valor de corte inferior para las mismas especies son de 110 µS/cm y 12 µS/cm.

El análisis de correlación realizado entre la metodología tradicional versus la metodología alternativa (SAD 9000s), fue (r =0.96) para fréjol y para maíz (r = 0.95), lo cual representa una correlación positiva, es decir, existe una relación entre los dos métodos propuestos investigados.

Con la ayuda del Analizador Automático de Semillas (SAD 9000s), se consiguió determinar el porcentaje de poder germinativo en un periodo de 24 horas para las dos especies en estudio; en comparación con la metodología tradicional que se logra obtener los resultados de poder germinativo en 9 días para las semillas de fréjol y 7 días para la semilla de maíz, siendo la metodología alternativa la mejor opción de análisis.

La determinación del Porcentaje de Germinación de las semillas en 24 horas, permitirá incrementar la capacidad analítica del laboratorio y la oportunidad de obtener mayores ingresos económicos.

45

6. RECOMENDACIONES

Continuar con la determinación de los valores de corte en más especies de interés comercial en el país.

Trabajar a nivel de variedades para obtener resultados más confiables sobre la conductividad eléctrica, puesto que algunas especies presentan diferencias significativas entre cultivares o variedades en el momento de la liberación de electrolitos.

Se debería realizar la investigación incorporando las variables: período de almacenamiento del lote es decir analizar la edad fisiológica de las semillas y establecer el porcentaje de deterioro.

En futuras investigaciones incorporar la variable vigor para garantizar mejores beneficios en campo.

46

7. RESUMEN

En el presente trabajo se determinó los rangos de conductividad eléctrica, para el diagnóstico del porcentaje de germinación en maíz y fréjol, mediante la utilización del equipo analizador automático de semillas SAD 9000s; el equipo utiliza una metodología innovadora, que consiste en medir la conductividad eléctrica de la solución (agua destilada), en la cual se colocan las semillas en inmersión durante 20 horas, este período de lixiviación permite que las semillas en proceso de germinación liberen sus componentes estructurales principales (aminoácidos, lípidos, carbohidratos), las sustancias liberadas en el agua cambian los valores de conductividad eléctrica de la solución, el analizador automático mediante la medición de los valores de conductividad interpreta el porcentaje de los atributos fisiológicos que poseen las semillas como: porcentaje de germinación, vigor y viabilidad. El porcentaje de germinación es uno de los parámetros de mayor relevancia para la determinación de la calidad de semillas. El tiempo promedio de análisis del porcentaje de germinación para las especies objeto de estudio es de 8 días con el método tradicional, mediante el uso del equipo SAD 9000s (método alternativo) se podrían obtener resultados del porcentaje de germinación en aproximadamente 48 horas; esta metodología permitirá aumentar la capacidad analítica y reducir el tiempo de respuesta de los análisis de germinación del laboratorio. En el presente estudio se obtuvieron como resultados valores de corte superior para fréjol y maíz respectivamente de: 350

S/cm y 150 S/cm; en tanto que el valor de corte inferior para los mismos productos son de 110 S/cm

y 12 S/cm. Como resultado del análisis de correlación entre los valores del porcentaje de poder germinativo realizada mediante la metodología tradicional y la metodología utilizando el analizador automático para las dos especies se obtuvieron valores cercanos a uno, lo que nos dice que existe una correlación positiva entre las dos metodologías.

47

SUMMARY

In the present work the electric conductivity ranges were determined, for the diagnosis of the percentage of germination in corn and beans, by means of the use of the automatic seed analyzer equipment SAD 9000s; the team uses an innovative methodology, which consists of measuring the electrical conductivity of the solution (distilled water), in which the seeds are placed in immersion for 20 hours, this period of leaching allows the germinating seeds to release their main structural components (amino acids, lipids, carbohydrates), the substances released in the water change the values of electrical conductivity of the solution, the automatic analyzer by measuring the conductivity values interprets the percentage of the physiological attributes that the seeds possess as: percentage of germination, vigor and viability. The percentage of germination is one of the parameters of greater relevance for the determination of seed quality. The average time of analysis of the percentage of germination for the species under study is 8 days with the traditional method, through the use of SAD 9000s equipment (alternative method) results of germination percentage could be obtained in approximately 48 hours; this methodology will allow to increase the analytical capacity and reduce the response time of laboratory germination analyzes. In the present study, upper cut values were obtained

for beans and corn respectively: 350 S / cm 150 S / cm; while the lower cut-off value for the same

products are 110 S / cm and 12 S / cm. As a result of the correlation analysis between the values of the percentage of germinative power made by the traditional methodology and the methodology using the automatic analyzer for the two species, values close to one were obtained, which tells us that there is a positive correlation between the two methodologies .

48

8. REFERENCIAS

Anderson, J. (1973). Metabolica changes associate with senescense. Disponible en URL:

https://www.google.com.ec/search?q=Anderson%2C+J.+(1973).+Metabolica+changes+associate+wit

h+senescense.+Seed+Sci+%25+Technol.&oq=Anderson%2C+J.+(1973).+Metabolica+changes+associat

e+with+senescense.+Seed+Sci+%25+Technol.&aqs=chrome..69i57.489j0j1&sourceid=chrome&ie=UTF

-8 [consulta 26 de marzo de 2018]

Aosa, M.(1983). horticultura: Guía Práctica. Quito, Ecuador: Editorial Milagro.

Arango, M.R; Cravitto, R.M. (2001). Estimación de la germinación en soja a través de la Conductividad

Eléctrica. Brasil: Actas XII Congreso Brasilero de Semillas Curitiba – Brasil.

Basantes, E. (2012). Manejo de cultivos andinos del Ecuador. Trabajo de grado presentado como

requisito parcial para optar al título de Ing Agrop. Quito: Universidad de las Fuerzas Armadas- ESPE.

Basantes, E. (2017). El Productor. Manejo del cultivo de maíz. disponible en URL:

https://elproductor.com/articulos-tecnicos/articulos-tecnicos-agricolas/manejo-del-cultivo-de-maiz/.

[Consultado el 26 de marzo de 2018]

CIHEAM. (2014). Curso de Programa Master en Mejora Genética Vegetal. España: Instituto Agronómico

Mediterraneo de Zaragoza.

Collado, L.& Pinedo, R. (2007). Variedades locales de frijol y pallar en la amazonía central del Perú. Perú:

Editorial ESERGRAF.

Craviotto, R. (2009). Influencia de propiedades físicas sobre la conductividad eléctrica de semillas

individuales de soja glycine max (l.) merrill. Revista Científica Agropecuaria, 13(1-2):33-43 disponible

en URL:http://www.fca.uner.edu.ar/rca/Volumenes%20Anteriores/Vol%20Ante%2013/rca_13_%201-

2_%20pdf/RCA_183_Craviotto_final.pdf [consulta 26 de marzo de 2018]

Craviotto, R. (2015). Guía de procedimientos biológicos. Analizador automático de semillas (SAD 9000s).

Quito, Ecuador: Grupo Consultar.

ESPAC (2016). Encuesta de superficie y producción agropecuaria continua, producción y ventas según

región y provincia. disponible en URL:

https://www.google.com.ec/search?q=ESPAC%2C+(2016).+Encuesta+de+superficie+y+producci%C3%

B3n+agropecuaria+continua%2C+producci%C3%B3n+y+ventas+seg%C3%BAn+regi%C3%B3n+y+provin

cia.&oq=ESPAC%2C+(2016).+Encuesta+de+superficie+y+producci%C3%B3n+agropecuaria+continua%2

C+producci%C3%B3n+y+ventas+seg%C3%BAn+regi%C3%B3n+y+provincia.&aqs=chrome..69i57.429j0j

4&sourceid=chrome&ie=UTF-8 [consulta 26 de marzo de 2018]

https://elproductor.com/articulos-tecnicos/articulos-tecnicos-agricolas/manejo-del-cultivo-de-maiz/

49

Farías, M. (1997). La ciencia para todos: El maíz. México: Editorial Fondo de Cultura Económica.

Filogenéticos para la Alimentación y la Agricultura: Conferencia Técnica Internacional sobre recursos

filogenéticos. Alemania: Autor.

Filho, F. M. (1987). Genotypic differences in dry vean yield and yield components as influenced by

germination and rhizobia. Journal, 45 disponible en URL:

https://www.tandfonline.com/doi/abs/10.1080/00103624.2013.875204 [consulta 26 de marzo de

2018]

Grabe, F. (1973). Components of seed vigor and their effects on plantas growth and yield. Seed World.

Hampton, J.G. and Tekrony, D.M. (1995). Handbook of vigour test methods. Argeantina: International

Seed Testing Association.

INFOAGRO (2010). El cultivo de la judía, habichuela o frijol. disponible en URL:

http://www.infoagro.com/documentos/el_cultivo_judia__habichuela_o_frijol__parte_i_.asp

[consulta 26 de marzo de 2018]

INIAP (1995). Variedad Mejorada de Fréjol voluble. Bolívar, Ecuador: Autor.

INIAP (2008). Semilla Tecnología de Producción y Conservación. Quito, Ecuador: Autor.

INIAP (2010). Manual agrícola de Fréjol. Quito - Ecuador: Autor.

INTA (2004). Calidad de semilla, qué implica y cómo evaluarla. disponible en URL:

http://www.produccion-animal.com.ar/produccion_y_manejo_pasturas/pasturas%20artificiales/27-

calidad_semillas.pdf [consulta 26 de marzo de 2018]

ISTA (1996). International Seed Rules for Seed Testing. Sci & Technol. España: Autor.

Jiménez, J. (2014). El 35% de los agricultores utiliza semilla certificada. disponible en URL:

https://www.eltelegrafo.com.ec/noticias/economia/4/el-35-de-los-agricultores-utiliza-semilla-

certificada [consulta 26 de marzo de 2018]

Louette, D. (1994). Intercambio de Semillas entre agricultores y flujo génetico entre variedades de maíz,

en sistemas agrícolas tradicionles. México Instituto Manatlan de Ecología y Conservación de la

Biodiversidad.

Ministerio de Agricultura Pesca y Alimentación - MAPAMA (2002). Manual para Evaluación de

Plántulas. Madrid: Arrieta Artes. v.12

Peña, L. (2005). Fisiología y manejo de tubérculos semilla de papa. Colombia: CORPOICA. disponible en

URL: https://medium.com/@redepapa/fisiologia-y-manejo-de-tuberculos-semilla-de-papa-

b84693603380[ consulta 26 de marzo de 2018]

50

Peralta, M. M. (2005). Manual Agrícola de Leguminosas. Quito, Ecuador: INIAP.

Perdomo, C. (2009). Area de suelos y aguas. s.n.t.

Pérez García, F. y Pita Villamil, J.M. (1999). Dormición de Semillas. Hojas Divulgadoras. Núm. 2103-HD.

Pumisacho, M. (2016). El Cultivo de fréjol. Quito, Ecuador: Universidad Central del Ecuador.

Salinas, A. (2001). Pruebas de vigor y calidad fisiológica de semillas de soja. Pesq. agropec. bras. 36( 2):

371-379 disponible en URL: http://www.scielo.br/pdf/pab/v36n2/a22v36n2.pdf [consulta 26 de marzo

de 2018]

Sierra, J. (2005). Fundamentos para el establecimiento de pasturas y cultivos forrajeros. Colombia:

Editorial Universidad de Antioquía.

Snyder, C. (2008). Mejores Prácticas de Manejo para minimizar emisiones de gases de efecto

invernadero asociada con el uso de fertilizantes. Informaciones Agronómicas, disponible en URL:

https://www.ipni.net/ppiweb/iaecu.nsf/$webindex/1523EB64F3E5C940052574CE00733B4F/$file/Me

jores+Pr%C3%A1cticas+de+Manejo+para+Minimizar+Emisiones+de+Gases.pdf [consulta 26 de marzo

de 2018]

Suquilanda, M. (2015). Producción orgánica de Cultivos Andinos. disponible en URL:

https://es.scribd.com/document/357291625/1-produccion-organica-de-cultivos-andinos-pdf.

[consulta 26 de marzo de 2018]

Telégrafo. (Octubre de 2014). El 35% de los agricultores utiliza semilla certificada. disponible en URL:

http://www.eltelegrafo.com.ec/noticias/economia/8/el-35-de-los-agricultores-utiliza-semilla-

certificada [consulta 26 de marzo de 2018]

TODOAGRO. (14 de Mayo de 2012). MiniLab SAD 9000-S. disponible en URL:

http://www.todoagro.com.ar/noticias/nota.asp?nid=20446 [consulta 26 de marzo de 2018]

Velásquez, J. (2008). Semillas, Tecnología de Producción y Conservación. Quito, Ecuador: INIAP.

disponible en URL:http://www.iniap.gob.ec/nsite/images/documentos/Semilla1-1.pdf [consulta 26 de

marzo de 2018]

Wellinton, P.S. (2013). ISTA Handbook on Seedling Evaluation. Zurichstr: The International Seed Testing association.

https://es.scribd.com/document/357291625/1-produccion-organica-de-cultivos-andinos-pdf

51

9. ANEXOS

ANEXO 1. GPS para determinar las coordenadas geográficas.

Foto 3. GPS modelo Etrex High Sensitivity, marca Garmin

ANEXO 2. Pre – limpieza de las semillas en estudio.

Foto 4. Homogenización de semillas Foto 5. Limpieza de impurezas con ayuda del

diafanoscopio

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ANEXO 3. Muestra representativa lista para el análisis.

Foto 6. Muestra pura de fréjol Foto 7. Muestra pura de maíz

ANEXO 4. Preparación del sustrato.

Foto 8. Papel germinador Foto 9. Ubicación de la semilla de manera uniforme

Foto 10. Rollos de papel Foto 11. Experimento colocado en cámara germinadora

53

ANEXO 5. Evaluación de semillas de fréjol y maíz.

Foto 12. Semillas de fréjol a los 5 días Foto 13. Semilla de fréjol a los 9 días

Foto 14. Semillas de maíz a los 4 días Foto 15. Semillas de maíz a los 7 días

ANEXO 6. Interpretación de la prueba (plántulas normales, anormales y semillas muertas).

Foto 16. Plántulas normales de fréjol Foto 17. Plántulas normales de maíz

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Foto 18. Plántulas anormales: izquierdo semilla muerta de fréjol, centro plántula de maíz con malformación, derecho semilla de maíz con raíz primaria atrofiada.

ANEXO 7. Preparación de las bandejas para la prueba de germinación alternativa (SAD 9000s).

Foto 19. Llenado de pocillos con agua destilada Foto 20. Colocación de una semilla en

Cadapocillo

Foto 21. Bandejas listas para reposar 20 horas Foto 22. Análisis de las bandejas luego de 20 horas

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Foto 23. Limpieza de bandejas

ANEXO 8. Resultados obtenidos del equipo.

Foto 24. Porcentaje de germinación con las cotas calibradas de fréjol

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Foto 25. Porcentaje de germinación con las cotas calibradas de maíz

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