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Universidad de Colima Maestría en Ciencias, Área: Biotecnología ABUNDANCIA Y DISTRIBUCIÓN DE ESPECIES DE “GALLINA CIEGA” (Coleoptera: Melolonthidae), HONGOS (Hyphomycetes) Y NEMATODOS (Nematoda: Heterorhabditidae) ENTOMOPATÓGENOS EN LOS ALTOS DE JALISCO, MÉXICO. Tesis Que como requisito parcial para obtener el grado de Maestro en ciencias, Área Biotecnología Presenta Primitivo Díaz Mederos Asesores Dr. Roberto Lezama Gutiérrez Dr. Oscar Rebolledo Domínguez Tecomán, Colima, México. Abril del 2002
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Universidad de Colima
Maestría en Ciencias, Área: Biotecnología
ABUNDANCIA Y DISTRIBUCIÓN DE ESPECIES DE “GALLINA CIEGA”
(Coleoptera: Melolonthidae), HONGOS (Hyphomycetes) Y NEMATODOS
(Nematoda: Heterorhabditidae) ENTOMOPATÓGENOS EN LOS ALTOS DE
JALISCO, MÉXICO.
Tesis
Que como requisito parcial para obtener el grado de
Maestro en ciencias, Área Biotecnología
Presenta
Primitivo Díaz Mederos
Asesores
Dr. Roberto Lezama Gutiérrez
Dr. Oscar Rebolledo Domínguez
Tecomán, Colima, México. Abril del 2002
UNIVERSIDAD DE COLIMAFACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS
OFICIO No. 169/2002.
C. PRIMITIVO DIAZ MEDEROSEGRESADO DE LA MAESTRIA EN CIENCIASAREA: BIOTECNOLOGIAP R E S E N T E .
Con fundamento en el dictamen emitido por el jurado revisor del colegiado del área: deBiotecnología de esta Facultad a mi cargo, de su trabajo de tesis de Maestría y en virtud de queefectuó las correcciones y acató las sugerencias que le habian indicado los integrantes delmismo, se le autoriza la impresión de la tesis “ABUNDANCIA Y DISTRIBUCION DEESPECIES DE “GALLINA CIEGA” (Coleoptera: melolonthidae), HONGOS(Hyphomycetes) Y N E M A T O D O S (Nematoda: Heterorhabditidae)ENTOMOPATOGENOS, EN LOS ALTOS DE JALISCO, MEXICO”, misma que ha sidodirigida por los C.C. Dr. Roberto Lezama Gutiérrez y el Dr. Oscar Rebolledo Dominguez,Profesores-Investigadores de la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de laUniversidad de Colima, respectivamente.
Este documento reunió todas las características apropiadas como requisito parcial paraobtener el grado de Maestro en Ciencias; Area: Biotecnología y fue revisado en cuanto a formay contenido por, los C.C Dr. Francisco Radillo Juárez, Dr. Alfonso Pescador Rubio, Profesores-Investigadores de la Universidad de Colima, y el M.C. Hugo Cesar Arredondo BernalSubdirector del Centro Nacional de Referencia de Control Biológico, respectivamente.
Sin otro particular de momento, reciba un cordial saludo.
A T E N T A M E N T E"ESTUDIA*LUCHA*TRABAJA"
TECOMÁN,COL., A 15 DE ABRIL DEL 2002.
ING. RODOLFO VALENTINO MORENTÍN DELGADO
C.C.P. EXPEDIENTE ACADEMICO DEL ALUMNOC.C.P. EXPEDIENTE CORRESPONDIENTE,C.C.P. ARCHIVO.RVMD/Lety**
Of. No. 169/2002.
Krn 40 Autopista Colima-Manzanillo, Tecomán, Colima, México, Cp 28100Tels. (3)324 42 37,324 46 42 • [email protected]
DIRECTOR
C. DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA.COORDINADOR DEL POSGRADO DE LA F.C.B.A.P R E S E N T E
Por este conducto, el cuerpo académico designado revisor de tesis, hacemos desu conocimiento que después de haber revisado el documento de tesis titulado,ABUNDANCIA Y DISTRIBUCIÓN DE ESPECIES DE “GALLINA CIEGA”(Coleoptera: Melolonthidae), HONGOS (Hyphomycetes) Y NEMATODOS(Nematoda: Heterorhabditidae) ENTOMOPATOGENOS EN LOS ALTOS DEJALISCO, MEXICO, que presenta el C. Ing. Primitivo Díaz Mederos, alumno delposgrado de esta facultad, que reune los elementos suficientes de contenido yforma. Por ello, expresamos nuestra aprobación para que se autorice suimpresibn, para que continue con los trámites académicos, para obtener el gradode Maestro en Ciencias, área biotecnología de esta Facultad de CienciasBiológicas y Agropecuarias.
Sin otro particular, le saludamos cordialmente.
ATENTAMENTETecomán, Colima, a 16 de Marzo del 2002
Bernal onso Pescador Rubio
c.c.p. Ing. Rodolfo V. Morentín Delgado, Director de la F.C.B.A.c.c.p. Interesado.c.c.p. Archivo personalc.c.p. Expediente correspondiente.
AGRADECIMIENTOS
-A la Universidad de Colima por permitime formar parte de ella.
-A la Universidad de Guadalajara por su apoyo, a través del programa PROMEP,
para la realización de este posgrado.
-Al Dr. Ramón Martínez Parra, Dr. Keir Fco. Byerly Murphy y Dr. Diego R.González
Eguiarte, por todo su apoyo en mi proyecto de superación académica.
-De manera especial, mi gran reconocimiento y admiración al Dr. Roberto Lezama
Gutierrez, por su invaluable participación como guía y maestro en mi
formación académica y en la Dirección de este trabajo.
-Al Dr. Oscar Rebolledo Domínguez, por su tutoría y acertadas aportaciones a la
realización de este trabajo.
-Al Biol. Miguel Bernardo Nájera Rincón, por su desinteresada asesoría y gran apoyo
que en todo momento prestó para la realización del presente trabajo.
-Al Dr. Francisco Radillo Juarez, Dr. Alfonso Pescador Rubio y M.C. Hugo Cesar
Arredondo Bernal, por su atinada revisión y sugerencias.
-Al Dr. Jaime Molina Ochoa, Mtra. Edelmira Galindo Velasco y Dra. Marilú López
Lavín, por sus valiosas aportaciones en la realización del trabajo.
-A mis compañeros de la Linea de Control Biológico por sus aportaciones.
-A los Doctores: Fidel Márquez Sanchez, Noel Gómez Montiel y David Noriega
Cantú, por la confianza que me brindaron al extenderme sus cartas de apoyo
ante la Institución que me otorga el grado.
-A mi compañero y amigo Victor Alemán Martínez por sus desinteresadas
aportaciones en cada una de las etapas de desarrollo de este trabajo.
-Al M.C. Hugo Ernesto Flores López por sus valiosas aportaciones para el análisis
de los resultados.
A los M. C. José Angel Martínez Sifuentes, y Humberto Ramírez Vega, por todo su
apoyo moral brindado durante la realización de mis estudios.
-Al Sr. Salvador Muñoz Franco, por todo su empeño para la realización del trabajo de
campo.
-A la Srita. Ana María por su apoyo en la edición del trabajo.
DEDICATORIA
A mi Esposa Alicia; a mis hijos Ariana del Rosario, María Isabel, Primitivo Emanuel,
Justo César y Cecy Irazú; a quienes amo y son mi razón de vida y
superación.
A mi padre, Primitivo Díaz Flores con respeto y gran reconocimiento.
A mis queridos hermanos: Ofelia, Adolfo, Alberto, Ignacio, Antonio, Abel, Ma. del
Carmen, Ma. Guadalupe y Ma. Isabel q.e.p. d.
A la familia Guerrero Godoy
A la memoria de mi madre q.e.p.d. María Isabel Mederos de Díaz
A la memoria de mi inolvidable amigo José Manuel Camacho Zepeda q. e. p. d.
CONTENIDO
Página
RESUMEN X
SUMMARY Xi
LISTA DE CUADROS Xii
LISTA DE FIGURAS Xiii
I.- INTRODUCCIÓN................................................................................................................. 1
II.- ANTECEDENTES.............................................................................................................. 6
2.1. La región en estudio .................................................................................................... 6
2.2 Plagas de la raíz de cultivos....................................................................................... 9
2.3 La gallina ciega y su clasificación taxonómica ........................................................ 9
2.4 Ciclo de vida................................................................................................................10
2.5 Duración del ciclo de vida .........................................................................................11
2.6 Diversidad y Distribución...........................................................................................12
2.7 Algunas características morfológicas de especies de gallina ciega..................12
2.8 Hábitos y daños ..........................................................................................................14
2.9 Control cultural de la gallina ciega...........................................................................19
2.10 Control químico de la gallina ciega .......................................................................20
2.11 Control biológico de la gallina ciega .....................................................................21
2.11.1 Los nematodos en el control de gallina ciega..................................................22
2.11.2 Las Bacterias en el control de gallina ciega .....................................................26
2.11.3 Hongos en el control de gallina ciega ...............................................................28
2.11.4 Seguridad a los vertebrados ...............................................................................34
96
III.- MATERIALES Y MÉTODOS .........................................................................................35
3.1 Identificación de especies de gallina ciega asociadas al cultivo de de maíz...35
3.1.1 Colecta de larvas ....................................................................................................35
3.1.2 Manejo del cultivo ...................................................................................................36
3.1.3 Condiciones edáficas .............................................................................................36
3.1.4 Condiciones climáticas...........................................................................................37
3.1.5 Manejo de larvas colectadas.................................................................................37
3.1.6 Identificación de especies de gallina ciega ........................................................37
3.1.7 Asociación de especies de gallina ciega con las características
agroclimáticas de los sitios y de manejo del cultivo.....................................................38
3.2 Presencia de hongos entomopatógenos ................................................................38
3.2.1 Aislamiento de hongos entomopatógenos..........................................................39
3.2.2 Identificación de hongos entomopatógenos .......................................................39
3.2.3 Asociación de entomopatógenos con características agroclimáticas y de
manejo 39
3.2.4 Conservación de aislamientos ..............................................................................40
3.3 Evaluación de la patogenicidad de los hongos entomopatógenos ....................40
3.3.1 Obtención de larvas para el bioensayo ...............................................................40
3.3.2 Cría de larvas ..........................................................................................................42
3.3.3 Aislamientos.............................................................................................................43
3.3.4 Inoculación de larvas..............................................................................................43
3.3.5 Diseño.......................................................................................................................43
3.3.6 Análisis estadístico .................................................................................................44
IV.-RESULTADOS .................................................................................................................45
4.1 Especies de gallina ciega asociadas al cultivo del maíz .....................................45
4.1.1 Características agroclimáticas de los sitios de muestreo ................................50
4.1.2 Prácticas de manejo del cultivo de maíz en los sitios de muestreo ...............51
4.2 Presencia de entomopatógenos asociados a especies de gallina ciega, en
los Altos de Jalisco, México..................................................................................55
4.2.1 Relación de las características de los sitios con la presencia de hongos. ....57
4.3 Patogenicidad de B. bassiana en larvas de P. ravida..........................................60
V.- DISCUSIÓN......................................................................................................................62
5.1 Identificación de especies de gallina ciega asociadas al maíz...........................62
5.3 Mortalidad de larvas de Phyllophaga ravida.........................................................70
VI.-CONCLUSIONES............................................................................................................72
VII.- LITARATURA CITADA.................................................................................................73
LISTA DE CUADROS
Pag.
Cuadro 1. Diversidad y distribución de la familia Melolonthidae en
México (Morón, 1983).
12
Cuadro 2. Especies de gallina ciega (Coleoptera: Melolonthidae)
presentes en Los Altos de Jalisco, México.
46
Cuadro 3. Características agroclimáticas de los sitios de muestreo. 50
Cuadro 4. Variables de manejo del cultivo de maíz en los sitios de
muestreo en Los Altos de Jalisco, México.
51
Cuadro 5. Modelos de regresión entre especies de gallina Ciega y
características de MO= materia orgánica; P= Fósforo en
ppm.; Mn= manganeso en ppm; FP= Fertilización
fosfórica;Pp= precipitación en mm. y Are= % de arena, en
Los Altos de Jalisco, México.
52
Cuadro 6. Especies de hongos entomopatógenos aislados de gallina
ciega en Los Altos de Jalisco, México.
55
Cuadro 7. Especies de entomopatógenos asociados a gallina ciega y
su ubicación geográfica, en Los Altos de Jalisco, México.
56
Cuadro 8. Análisis de varianza para el número de larvas muertas de
gallina ciega bajo el efecto de tres aislados del hongo B.
bassiana a la concentración de 1x10 8 conidias por ml.
60
Cuadro 9. Porcentaje de mortalidad de larvas y separación de medias
de P. ravida por el efecto de aislados del hongo B. bassiana
a la concentración de 1x10 8 conidias por ml.
61
LISTA DE FIGURAS
Pag.
Figura 1. Ubicación de la región de Los Altos de Jalisco, México. 6
Figura 2. Estratificación agroclimática de Los Altos de Jalisco ,
México (Alemán et al., 1996).
7
Figura 3. Rendimiento potencial de maíz en Los Altos de Jalisco,
México.
8
Figura 4. a)Tipos de raster que presentan algunas especies de
gallina ciega, b) Genitales masculinos de algunas especies
de Phyllophaga (King, 1984)
13
Figura 5. Características de algunos hongos entomopatógenos
(Alves, 1998; Tubaki, 1992).
32
Figura 6. Ubicación de los sitios de muestreo en las tres zonas de
siembra de maíz.
35
Figura 7. Croquis de campo que muestra la ubicación del sitio de
donde fueron extraidos los cepellones de una hectárea de
superficie.
36
Figura 8. Proporción del número de larvas de gallina ciega obtenidas
en distintas zonas agroclimáticas, de Los Altos de Jalisco,
México.
45
Figura 9. Proporción de las especies de gallina ciega encontradas
asociadas al cultivo de maíz en en Los Altos de Jalisco,
México.
47
Figura 10. Especies de gallina ciega presentes en las zonas
agroclimáticas de la región de Los Altos de Jalisco,
México.
48
Figura 11 A. Proporción del número de especies de gallina ciega en la
zona IV templada húmeda.
49
Figura 11B. Proporción de especies de gallina ciega en la zona III
templada Subhúmeda.
49
Figura 12 Relación entre las variables contenido de fósforo y materia
orgánica del suelo con la presencia de C. lunulata en Los
Altos de Jalisco, México.
53
Figura 13 Relación entre las variables contenido de manganeso y
fósforo del suelo con la presencia de Phyllophaga ravida
en Los Altos de Jalisco, México.
53
Figura 14 Relación entre las variables manganeso y precipitación
pluvial con la presencia de Phyllophaga dentex en Los
Altos de Jalisco, México.
54
Figura 15 Relación entre las variables % de arena y pH del suelo con
la presencia de Phyllophaga polyphylla. en Los Altos de
Jalisco, México.
54
Figura 16 a Presencia de aislamientos de B. bassiana en función del
contenido de arcilla (Arc) y manganeso (mn ) en ausencia
de Fósforo (0P), en Los Altos de Jalisco, México.
57
Figura 16 b Presencia de aislamientos de B. bassiana en función del
contenido de arcilla (Arc) y manganeso (mn ) cuando el
contenido de fósforo es alto (60P), en Los Altos de Jalisco,
México.
58
Figura 17 a Relación entre las variables fósforo y contenido de arcilla
con la presencia de B. bassiana en ausencia de
manganeso (0 Mn), en Los Altos de Jalisco, México.
59
Figura 17 b Relación entre las variables Fósforo y contenido de arcilla
con la presencia de B. bassiana y un nivel alto de
manganeso (40 Mn), en Los Altos de Jalisco, México.
59
ABUNDANCIA Y DISTRIBUCIÓN DE ESPECIES DE “GALLINA CIEGA”
(Coleoptera: Melolonthidae), HONGOS (Hyphomycetes) Y NEMATODOS
(Nematoda: Heterorhabditidae) ENTOMOPATÓGENOS) EN LOS ALTOS DE
JALISCO MÉXICO. 1DIAZ-MEDEROS, Primitivo. Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, Universidad de Colima. Apdo. Postal 36, C.P. 28100, Tecomán, Colima.
RESUMEN
El complejo gallina ciega (Coleoptera: Melolonthidae) agrupa a 13 géneros y 850
especies en México, muchas de estas especies son consideradas plagas de cultivos
de las familias Rosaceae, Leguminosae y Gramíneae, como el maíz. Durante el ciclo
PV-2000-2000 se llevó a cabo un estudio con el objetivo de identificar las especies
de gallina ciega asociadas al maíz; detectar la presencia de hongos y nematodos
etomopatógenos en las diferentes especies de gallina ciega y evaluar la
patogenicidad en larvas de 3er estadio en Los Altos de Jalisco, México. Se colectó
un total de 291 larvas en nueve parcelas comerciales que correspondieron a las
especies: Phyllophaga dentex (Bates) con un 27%; P. ravida (Blanch.) 27.1%;
Cyclocephala lunulata (Burn) 19.9%; C. comata (Bates) 9.6%; C. lurida coahulae
(Bates) 4.8%; P. polyphylla (Bates) 4.1%; P vetula (Horn) 3.1%; P. fulviventris
(Moser) 2.7%; P. obsoleta (Blanch.) 2.1% y Anomala sp. 1.0%. También, asociados a
las larvas, se identificaron 37 (80%) aislamientos del hongo entomopatógeno
Beauveria bassiana (Bals) Vuill; seis (13%) de Metarhizium anisopliae (Metch.) y tres,
(7%) de Beauveria brongniartii (Delacrois), así como el nematodo Heterorhabditis sp.
En condiciones de laboratorio el hongo B. bassiana alcanzó niveles de mortalidad
comprendidos entre el 8 y 17.5%. Se comprueba la hipótesis sobre la presencia de
diferentes especies de gallina ciega asociadas al maíz y la presencia de hongos y
nematodos entopomatógenos asociados a especies de gallina ciega, en Los altos de
Jalisco, México.
Palabras clave: Gallina ciega, Coleoptera, Melolonthidae Entomopatógenos,
Patogenicidad, Beauveria, Metarhizium, Heterorhabditis.
1 Domicilio actual: Primitivo Díaz Mederos, Apdo. postal 56, C.P. 47600. Tepatitlán, Jalisco, México.
ABUNDANCE AND DISTRIBUTION OF WHITE GRUBS SPECIES (Coleoptera: Melolonthidae), ENTOMOPATHOGENIC FUNGI (Hyphomycetes) AND NEMATODE (Nematoda: Heterorhabditidae) IN THE ALTOS OF JALISCO, MEXICO 2Diaz M. P. Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, Universidad de Colima. Apdo. Postal 36, C.P. 28100, Tecomán, Colima.
SUMMARY
White grubs is a complex of 13 genera and 858 species of the family Melolonthidae in
México. Several species are considerated important pest of crops of the family
Rosaceae, Leguminosae, and Gramineae as corn. In order to determine the grubs
species (Coleoptera: Melolonthidae), the entomopathogenic fungus and nematodes
(Heterorhabditidae) and evaluate the patogenicity of three isolates of B. bassiana in
larvae of 3th ínstar asociated to corn, this study was done during summer 2000, in
Los Altos de Jalisco, México. 291 white grubs of 3th instar was collected in plots of
farmers. The species of white grubs found were Phyllophaga dentex (Bates) with
27%, P. ravida (Blanch.) 27.1%; Cyclocephala lunulata (Burn) 19.9%; C. comata
(Bates) 9.6%; C. lurida coahuilae (Bates) 4.8%; P. polyphylla (Bates) 4.1%; P. vetula
(Horn) 3.1%; P. fulviventris (Moser) 2.7%; P. obsoleta (Blanch.) 2.1% y Anomala sp.
1.0%. Also, asociate to white grubs, we found 37(80%) isolates of entomopathogenic
fungus Beauveria bassiana (Bals) Vuill; six (13%) of Metarhizium anisopliae (Metch)
Sorokin, three (7%) of Beauveria brongniartii (Delacrois) and the nematode
Heterorhabditis sp. Mortality rates by the B. bassiana fungus varied between 8 and
17.5%. Its confirm the hypothese that there are different white grubs species
associated to corn and entomopathogenic fungi and nematodes, in the Altos of
Jalisco, México.
Key words: White grubs, Coleoptera, Melolonthidae, Entomopathogenic fungi,
pathogenicity, Beauveria, Metarhizium, Heterorhabditis
2 Domicilio actual: Primitivo Díaz Mederos, Apdo. postal 56, C.P. 47600. Tepatitlán, Jalisco, México
1
I.- INTRODUCCIÓN
Con el nombre de “Gallinas ciegas”, jobotos, nixticuiles, fogotos, chobotes o
escarabajos de mayo y junio, se conoce a estados larvales de especies fitófagas de
Coleoptera Scarabaeoidea, que incluye principalmente a la familia Melolonthidae
(Endrödi, 1966; Hidalgo et al., 1996); algunas veces, estas gallinas ciegas (Forschler
y Gardner, 1990) son restringidas a la subfamilia Melolonthinae, pero debido a su
similitud y cercanía, se incluyen también otras subfamilias (King, 1984).
Estas especies, conjuntamente a otras como el gusano de alambre Melanotus spp.
(Coleoptera: Elateridae), falsos gusanos de alambre Cebrio spp. (Coleoptera:
Cebrionidae), Colaspis chapalensis Blaque y Diabrotica virgifera zeae K y S
(Coleoptera: Chrysomelidae) que consumen raíces de plantas cultivadas o que son
rizófagas, se les conoce como “complejo de plagas del suelo” (Morón, 1997).
Por su amplio número de especies y distribución mundial en diversas áreas de
cultivo, adquiere especial atención la familia Melolonthidae, en donde se ubica al
complejo gallina giega, formado por los géneros Phyllophaga, Diplotaxis,
Macrodactylus, Anomala, Cyclocephala, Dyscinetus, Strategus, Eutheola, Orizabus,
Ligyrus, Euforia y Cotinis (Endrödi, 1966; Morón, 1983; Abarca et al., 1992).
En el estado de Jalisco, México, donde se siembran anualmente cerca de 700 000
hectáreas de maíz con rendimientos medios de 3, 500 kg/ha (SAGAR 2000), la
gallina ciega junto con otras plagas rizófagas, constituyen el problema entomológico
del maíz más importante en Jalisco (Pérez, 1991). En el año de 1960, se reportaron
170,000 hectáreas afectadas, de las cuales el 27.7% fueron totalmente destruidas; y
en 1979 se estimaron pérdidas de maíz por 1,314 kg/ha (Morón, 1997). Por su parte,
en la región conocida como Los Altos de Jalisco, la presencia de estas plagas
causan reduccion en producción de hasta 839 kg de maíz y 179 kg de frijol por
hectárea (De la Paz, 1993), lo que significan pérdidas del orden del 27%, con
respecto al rendimiento medio en la región.
2
El control de estas plagas se realiza de diferentes formas, a través de prácticas de
campo (Darrel, 1979; Lim et al., 1980; Abarca et al., 1992; Potter et al., 1996;
Bradford et al., 1987); mediante el uso de variedades resistentes (Hoegemeyer,
1941; Rodríguez-del-Bosque, 1986; Crocker et al., 1990; Perez, 1994; Rodríguez-del-
Bosque, 1996); y a través del uso de insecticidas (Teetes, 1973; Morón,1997; Morón,
1984; Mc Bride, 1984); sin embargo, estas tres formas de control, no han sido
suficientemente eficientes (Bottrel,1979) sino que por el contrario, con el uso de
insecticidas, las plagas tienden a incrementarse (Fox, 2000).
El control biológico para este tipo de plagas ha sido mediante microorganismos
(Jackson, 1993), se han utilizado nematodos (Sosa y Hall, 1989; Converse y Grewal,
1998), bacterias (Klein y Jackson, 1992; Robert et al., 1994; Kalla et. al., 1992; Kaya
et al., 1993) y hongos (Zhang et al., 1990; Alves et al., 1990; Zimmermann,1993;
Keller 1992; Shanon et al.,1993; Keller et al., 1999); pero los resultados indican que
es necesario intensificar estudios para conocer más sobre la relación entre
nematodos entomopatógenos y el medio ambiente (Georgis y Gaugler, 1991).
Asimismo, debido a la inconsistencia de los resultados, el uso de bacterias no puede
considerarse como una herramienta a la mano en el control de plagas del suelo
como la gallina ciega (Poprawski y Yule, 1990).
Los hongos entomopatógenos han mostrado gran potencial de control; sin embargo,
se requieren más estudios para determinar los factores que expliquen las bajas
infecciones observadas en campo (Poprawski y Yule, 1991); su efecto sobre los
diferentes estadios de las larvas, como es el caso del hongo Metarhizium anisopliae
(Metch) Sorokin que se ha utilizado contra algunas especies de Phyllophaga
(Shannon et al., 1993).
Es importante mencionar que el uso de insecticidas ha ocasionado que la
entomofauna benéfica disminuya, causando un desequilibrio entre las plagas y sus
enemigos naturales en varios cultivos, lo que ha propiciado que las plagas ataquen
con más intensidad (Vazquez et al., 1970; Lim et al., 1980; Vitum,1985; Kard y Hain,
3
1986).
Como resultado de estos disturbios, muchos sistemas agrícolas de todo el mundo
son reconocidos como no aptos para el desarrollo de enemigos naturales, debido a
que se ha afectado la cadena de su hábitat natural (Landis y Marino, 1999; y Powell,
1986). Este disturbio, en la actualidad, se tiene también en los enemigos naturales,
por lo que es imperante su rescate mediante prácticas que favorezcan su
multiplicación, proporcionando un mejor ambiente (Landis et al., 2000).
Bajo este contexto y para el caso de la gallina ciega, puede afirmarse que se
requieren estudios que incluyan la identificación taxonómica de las especies dañinas
en cada región, ya que existen más de 250 especies de Phyllophaga, 20 especies
de Macrodactylus, 62 de Anomala, 36 de Cyclocephala y 151 especies de otros siete
géneros de Melolonthidae con larvas de tipo gallina ciega (Nájera,1993) y en
muchos casos no se ha comprobado su status de plaga (Castro, 1998); también es
necesario estudiar los aspectos ecológicos, taxonómicos, biogeográficos y
socioeconómicos en cada región y agroecosistema y conocer el fenómeno que se
presenta en la relación insecto-cultivo (Dorn et al., 1999) para implementar métodos
adecuados de control (Morón, 1986).
Por otra parte, la detección, conservación y evaluación de organismos
entomopatógenos de gallina ciega como enemigos naturales nativos de cada zona,
constituyen una gran oportunidad si se toma en cuenta que promueven la estabilidad
en los agroecosistemas como es el caso de la gallina ciega y el maíz, bajo estas
condiciones, los enemigos naturales ofrecen el mecanismo más importante de
regulación poblacional de la plaga, por lo que la conservación e incremento de
especies entomopatógenos puede ser eficiente, ya que ofrecen un efecto preventivo
(Trujillo, 1992).
Considerando las amplias perspectivas del control microbiano de larvas de gallina
ciega y que en México el uso de entomopatógenos representa un campo de
4
investigación viable (Villalobos, 1992), así como las condiciones de humedad del
suelo que prevalecen durante la estación del crecimiento del maíz en la región
(Flores y Ruiz, 1998) y tomando en cuenta que se ha comprobado la existencia de
aislamientos de Beauveria bassiana (Bals) Vuill y Beauvera brongniartii (Delacrois)
en Jalisco (Hernández et al., 1994) sin que se conozcan las especies sobre las
cuales actúan estos entomopatógenos, su distribución geográfica, abundancia y que
tampoco se tienen reportes de la presencia de nematodos en la zona, se consideró
pertinente la realización del presente estudio encaminado hacia la identificación de
las especies gallinas ciegas, así como de hongos entomopatógenos y nematodos
nativos con potencialidad en el control de estas plagas.
Para la realización del presente estudio se parte de la siguiente hipótesis:
En Los Altos de Jalisco, se encuentran presentes diferentes especies de gallina
ciega asociadas al maíz y que éstas son atacadas por diferentes especies de hongos
y nematodos entomopatógenos.
OBJETIVOS:
1.- Identificar las especies de gallina ciega asociadas al cultivo de maíz en la región
de Los Altos de Jalisco, su abundancia y su relación con características de suelo,
clima y manejo del cultivo.
2.- Aislar e Identificar las especies de hongos y nematodos entomopatógenos
asociados a las especies de gallina ciega presentes en el cultivo de maíz de la
región de Los Altos de Jalisco y su relación con características de suelo, clima y
manejo del cultivo.
5
3.- Evaluar la patogenicidad de tres aislados de B. bassiana provenientes de
diferentes especies de gallina ciega asociadas al cultivo de maíz en larvas de tercer
estadio de P. ravida.
6
II.- ANTECEDENTES
2.1. La región en estudio
La región de Los Altos de Jalisco está ubicada al noreste del Estado del Jalisco;
comprende una superficie de 1'513,566 hectáreas, de las cuales 261,038 son de uso
agrícola (SAGAR, 1994), y de esta área el 83.73% se siembra bajo condiciones de
temporal (Figura 1).
Figura 1. Ubicación de la región de Los Altos de Jalisco, México.
Geográficamente se localiza entre los meridianos 101° 05’ 30’’ y 103° 16’ 15’’ L W;
y los paralelos 20°30’17’’y 22° 01’ L N y altitud entre 1770 msnm en Acatic hasta
2200 m s n m. en Jesús María. Sus climas están clasificados como Subtrópico
Semiárido templado y Subtrópico Semiárido Semicálido (Medina et al., 1998), sin
embargo, esta característica presenta un gradiente agroclimático marcado, que da
lugar a cuatro zonas con características bien definidas como lo muestra la Figura 2
(Alemán et al., 1996).
7
Figura. 2.- Estratificación Agroclimática de los Altos de Jalisco, México (Alemán et
al.,1996).
Zona I. Templada seca.- En esta zona, la precipitación pluvial anual media es de 390
mm, la duración del temporal es de 7 días, la temperatura media anual de 17.5 º C, los
suelos son clasificados de acuerdo a DEGGTENAL (1982) como xerosol, grices y de
profundidad menor a 50 cm por lo que la agricultura de temporal no es redituable.
Zona II.- Templada semiseca. La precipitación pluvial media anual es de 503 mm, con
duración del temporal de 60 días, temperatura media anual de 22.5 º C, los suelos son
litosoles, pardos y de profundidad menor a 50 cm., la agricultura se concentra en su
mayoría en cultivos como frijol algunas hortalizas como chile y en menor escala el maíz.
Zona III.- Templada subhúmeda. La precipitación pluvial media anual es de 604 mm,
con duración del temporal de 83 días, temperatura media anual de 18º C, los suelos
sitio
8
son clasificados como planosoles, pardos y de profundidad hasta de 100 cm., en esta
zona se siembra principalmente maíz y en menor escala frijol.
Zona IV.- Templada húmeda. La precipitación pluvial media anual es de 782 mm,
duración del temporal de 109 días, temperatura media anual de 16.5º C, los suelos son
clasificados como Luvisoles, rojizos y profundidad superior a 100 cm., en esta zona el
cultivo de maíz es el más importante.
La región, comprende también un gradiente en el potencial productivo de maíz; de
acuerdo a las condiciones agroclimáticas generales de la región, la zona I es
considerada no apta; la zona II medianamente apta con rendimientos menores a
2500 kg de grano por ha; la zona III buena, con rendimientos entre 2500 y 4000 kg
por ha y la zona IV muy buena con rendimientos de hasta más de 7 toneladas de
grano dependiendo de la tecnología que se use (Figura 3 ).
Figura. 3. Rendimiento potencial de maíz en Los Altos de Jalisco, México.
9
2.2 Plagas de la raíz de cultivos
Dentro de las plagas del suelo, el complejo gallina ciega está constituido
principalmente por los géneros Phyllophaga, Diplotaxis, Macrodactylus, Anomala,
Cyclocephala, Dyscinetus, Strategus, Eutheola, Orizabus, Ligyrus, Euphoria, Golofa y
Cotinis agrupados en 850 especies de Melolonthidae citadas para México, de las
cuales cerca de 560 tienen larvas edafícolas, rizófagas, saprófagas o facultativas, por
lo que no todas las gallinas ciegas son nocivas para las plantas; sin embargo, existen
especies rizófagas estrictas como Phyllophaga, Macrodactylus, Orizabus y Anomala,
que constituyen verdaderas plagas del maíz (Morón, 1983).
2.3 La gallina ciega y su clasificación taxonómica
Las gallinas ciegas están ubicadas en dos familias: Melolonthidae y Scarabaeidae.
Los Melolonthidae son adultos y larvas que tienen hábitos alimenticios bien
diferenciados, consumen raíces, humus, hojarasca, madera podrida, flores, polen,
savia y frutos; en Scarabaeidae, los adultos y larvas en general se nutren con
substratos similares, excremento, carroña, humus y hongos. Las larvas de
Melolonthidae se distinguen por tener las maxilas con lacinia y galea fusionadas
entre sí en toda o casi toda su longitud, mientras que las larvas de Scarabaeidae
sensu stricto presentan estas estructuras totalmente separadas (Morón, 1983).
En muchas ocasiones las gallinas ciegas son ubicadas exclusivamente dentro de la
familia Scarabaeidae con cerca de 20,000 especies descritas en todo el mundo, de
las cuales un gran número causa daños de importancia económica, debido a que los
adultos destruyen el follaje de las plantas al alimentarse; en estado de larva afectan
al sistema radicular de gran cantidad de cultivos agrícolas, otras son benéficas
porque se alimentan de materia orgánica en descomposición y de esta manera
actúan como desintegradores de tales materiales (Moron, 1997).
10
De acuerdo a Ritcher (1958), las larvas de Scarabaeidae conocidas en México como
gallinas ciegas o nixticuiles son plagas de los cultivos agrícolas y se encuentran en
las subfamilias Melolonthinae, Rutelinae, Dynastinae y Cetoniinae; son divididas en
tres categorías, de acuerdo a su hábito alimenticio: a) los que se alimentan
únicamente de materia orgánica en descomposición como es el caso de Cetoniinae;
b) las que son facultativas como Rutelinae y Dynastinae y c) las que se alimentan de
raíces vivas de las plantas cultivadas, como Melolonthinae.
De esta forma y de acuerdo a Borror et al., (1975) y Ritcher (1966) las gallinas ciegas
que causan daño a los cultivos se pueden ubicar taxonómicamente, en los siguientes
niveles taxinómicos
Clase: Insecta
Subclase: Endoterigota
Orden: Coleoptera
Suborden: Polyphaga
Superfamilia : Scarabeoidae
Familias: Melolonthidae y Scarabaeidae
Subfamilias:
Melolonthinae: Generos: Phyllophaga , Macrodactylus, Diplotaxis
Rutelinae: Género Anomala
Dynastinae: Géneros: Cyclocephala, Dyscinetus, Eutheola, Orizabus, Ligyrus,
Golofa, Strategus
Cetoniinae : Géneros Euphoria Cotinis
2.4 Ciclo de vida
Los adultos aparecen poco después de las primeras tormentas en Centro América;
así como en la primavera y verano en norteamérica; emergen del suelo al atardecer
y poco después inician su actividad, pues levantan el vuelo (31-93 m) para
aparearse, lo cual dura aproximadamente entre 15 y 20 minutos para posteriormente
alimentarse de hojas de plantas altas o árboles (Jhonson y Eaton, 1939; King, 1984;
Woodruff y Beck,1988; Kard y Hain 1990 ).
11
La oviposición ocurre a los 8 o 10 días del apareamiento y continúa durante las 3
semanas siguientes; la hembra oviposita alrededor de 50 huevecillos en forma
separada y cubiertos por tierra. Las larvas emergen entre una y cuatro semanas,
después de la oviposición, el alimento son raíces de plantas y materia orgánica
hasta después de un año o dos en que se desarrolla su estado larval (Jhonson y
Eaton, 1939). Tienen tres estadios larvales, al completar el tercero, las larvas,
construyen su celda y experimentan un prolongado letargo o hibernación antes de
pupar (Gaylor y Frankie, 1979).
2.5 Duración del ciclo de vida
El ciclo de vida de las gallinas ciegas es muy variado, depende de la especie y la
región. En Centro América la mitad de las larvas de Phyllophaga parvisetis (Bates)
presentan un ciclo de un año desde huevecillo hasta adulto y el resto de especies
de dos años; P. elenans (Saylor) dura dos años; mientras que P. vicina (Moser) duró
un año; sin embargo, en las zonas más húmedas el ciclo es de un año, mientras que
en zonas más secas es de dos años (King, 1984).
En el Sureste de los Estados Unidos, el ciclo de vida del género Phyllophaga, tiene
duraciones entre 1 y 3 años (Oliver y Chain, 1988); por ejemplo, P. crassisima
(Blanchard), P. ephilida (Say), P. tristis (Fabricius) y P. micans (Knoch), tuvieron un
ciclo de dos años; mientras que, P. fusca (Froelich), P. hirticula (Knoch), P. ulkei
(Smith) y P. luctousa (Horn), tuvieron ciclos de tres años. Asimismo, algunas
Phyllophaga exhiben más corto su ciclo dependiendo de las latitudes, como P.
crassisima que en Arkansas su ciclo dura entre 2 y 3 años y en Indiana dura entre 3
y 4 años (Davis, 1916).
12
2.6 Diversidad y Distribución
Cuadro 1.- Diversidad y distribución de la familia Melolonthidae en México (Morón,
1983).
Subfamilia Géneros No. Especies
Distribución
Rutelinae Anomala 62 Todo el país
Cyclocephala 36 Zonas tropicales y templadas
Dyscinetus 6 “ “ “
Eutheola 4 Zonas tropicales
Orizabus 9 Zonas templadas y frias
Ligyrus 11 Todo el país
Strategus 9 “ “
Dynastinae
Golofa 8 Areas tropicales
Euphoria 33 Zonas tropicales y templadas Cetoniinae
Cotinis 16 “ “ “
Phyllophaga 230 Todo el país
Macrodactylus 20 Zonas templadas y frías
Melolonthinae
Diplotaxis 72 Todo el país
2.7 Algunas características morfológicas de especies de gallina ciega.
La identificación de larvas a nivel de especie no siempre es posible (King, 1984), sin
embargo existen técnicas y consideraciones utilizadas en larvas de tercer estadio
(King, 1984; Jepson, 1956; Ritcher, 1966; King, 1984; Morón, 1983,1986; Nájera,
1993 y Allsopp, 1999), en las que se toma en cuenta principalmente la forma de su
abertura anal, componentes del raster, características de la palidia y palidium,
tamaño y color de la cabeza, mandíbula y último artejo anal, entre otras como lo
muestra la Figura 4 a. Para la identificación en estado adulto existen técnicas como
las de King (1984) y Frey (1975) y Saylor (1943), en las que se consideran
características anatómicas principalmente los genitales masculinos Figura 4 b.
13
b
Fifura 4. a) Tipos de raster que presentan algunas especies de gallina ciega; b)
Genitales másculinos de algunas especies de Phyllophaga (King, 1984)
a
Phyllophaga sp
Anomala sp
Cyclocephala sp
Bothynus sp
P. menetriesi P. tenuipilis
P. ravida
P. testaceipennis
P. obsoleta
P. tumulosa
14
2.8 Hábitos y daños
Los hábitos alimenticios de las gallinas ciegas son muy diversos, pues los hay desde
hábitos rizófagos facultativos que en presencia de fertilizante orgánico disminuye el
consumo de raíces, hasta aquellas que en presencia de materia orgánica en el suelo
aumenta su consumo de raíces (King y Saunders, 1979; Morón, 1983 ).
Las gallinas ciegas se encuentran entre los insectos del suelo más destructores y
problemáticos del maíz, pastos, papa, frijol, fresa, material de viveros y casi todas las
plantas cultivadas. En el caso del maíz, las plantas afectadas muestran crecimiento
poco uniforme y con síntomas de secamiento, ya que sus raíces son consumidas
por estos insectos (King, 1984)
El género Phyllophaga es una plaga que ataca principalmente a Gramineas (25%),
Leguminosas (17 %) y 17 % las Rosaceas. Escarabajos de la familia Scarabaeidae,
causan daños a un amplio número de cultivos en el mundo (Gipson y Carrillo 1959 ).
De las más de 570 especies de Phyllophaga Harris, en Canadá, E.U.A., México, Sur
de Texas, E.U.A, Centro América y El Caribe, destaca por su importancia agrícola P.
crinita (Rodríguez-del-Bosque, 1988; Reinhard, 1940; Teetes et al., 1976; Reinert,
J.A. 1979;Huffman y Harding, 1980).
También en el Sur de Texas, en 1937, fueron identificadas como de importancia
económica en la agricultura las especies P. lanceolata Say y P. crinita por lo que
fueron iniciados estudios en al estación Experimental de Texas, sobre hábitos y
requerimientos alimenticios (Reinhard, 1940). En Costa Rica, se reportan 20
especies de Phyllophaga colectadas en varios países de Centroamérica tales como
Honduras, El Salvador y Nicaragua en cultivos de, café, patata, maíz y sorgo
(King,1984).
En Colombia, constituyen uno de los principales problemas para la producción de
yuca; sus daños obligan a la resiembra de semilla vegetativa y por lo tanto pérdida
15
económica importante en la producción; sin embargo poco se conoce de su biología,
que pudieran contribuir para implementar alguna estrategia de control o bien
proporcionar alguna información agroecológica de interés (Pardo, 1993). Los estados
larvales del género Phyllophaga son plagas en un amplio número de cultivos en el
Continente Americano, reducen el rendimiento de las cosechas por el debilitamiento
o muerte de las plantas, resultado de su hábito rizófago (Hidalgo et al., 1996).
En México y Centro América, la gallina ciega o “joboto” causa daños a las raíces de
un amplio número de cultivos en areas tropicales y subtropicales; la mayoría de las
especies que se incluyen en este grupo pertenecen a los géneros Phyllophaga
Harris, Phytalus Erichson, Chlaenobia Blanchard, Listrochelus Blanchard o
Lachnosterna Hope (Melolonthinae: Melolonthini) y aunque los estudios sobre
biología, taxonomía, identificación y formas de alimentación de Phyllophaga son
escasos y dispersos, datos de campo, de 1960, indicaron que la gallina ciega
constituye la mayor plaga de alimentos y cultivos indutriales en México, El Salvador,
Honduras, Nicaragua y Costa Rica (Frey, 1975; Saylor, 1943; Endrodi,1966).
Los primeros reportes formales de daños causados a los sistemas radiculares de
cultivos en México por Phyllophaga son relativamente recientes y en algunos casos
inexactos. Poco antes y a mediados de 1960, las especies P. trichia Bates P.
dasypoda (Bates), P. rorulenta (Burn), P. sturmi (Bates), P. crinalis (Bates) y P.
vexata (Horn), son plagas en caña de azucar en los estados de Veracruz, Puebla y
Sinaloa (Morón, 1997); mientras que datos más recientes reportan a P. (tridonix)
lalanza, P. dentex, P. ravid, P. fulviventris y P. lenis como plagas del maíz, caña de
azúcar, cacahuate, chile y jícama, en Nayarit (Morón, 1999)
En el Norte de Tamaulipas se reportan las especies P. crinita, Anomala sp. y
Diabrótica balteata Le Conte, como un fuerte problema ( Rodríguez-del-Bosque y
Magallanes, 1994); sin embargo, la especie más importante por su abundancia y
distribución es P. crinita, la cual bajo infestaciones severas causa daños estimados
al maíz en más de una tonelada por hectárea (Rodríguez-del-Bosque, 1986).
16
En el Norte de México, su presencia ha creado un ambiente ideal para su estudio
(Rodríguez-del-Bosque, 1988), debido principalmente a que la agricultura típica de
esta región se ha concentrado en la siembra de gramíneas como maíz y sorgo
principalmente, la presencia de P. crinita se ha intensificado y es en estos dos
cultivos, en donde se han encontrado el mayor número de larvas por muestra ó
cepellón de 30x30x30cm: 1.23 en sorgo y 0.82 en maíz (Rodríguez-del-Bosque,
1984).
De igual manera, en esta zona del país, oeste medio y sur de los Estados Unidos, se
identificó también como plaga en maíz, papa, trigo trigo y pastos, a la especie A.
fluvipensis (Burmiester), la cual a diferencia de en Los Estados Unidos, en el Norte
de México dicha especie es bivolutina ó bicíclica, debido a las condiciones de
temperatura y humedad de la región (Rodríguez-del-Bosque, 1998; Villalobos, 1999).
Durante 14 años en el Norte de Tamaulipas se encontró que probablemente el mayor
número de especies y abundancia de gallina ciega se deba a las mejores
condiciones de humedad, como ya lo han citado Campbell y Emery (1967) y Gaylor y
Frankye (1979); sin embargo, existen especies como A. foraminosa (Bates) que son
más frecuentes en lugares secos (Rodríguez-del-Bosque, 1993) y A. cavifrons (Le
Conte) que aparentemente prefiere este tipo de ambientes (Ratcliffe, 1991).
Durante 1983 y 1984 se llevaron a cabo estudios en Río Bravo, Tamaulipas, para
desarrollar un método de simulación de daño por P. crinita y Anomala sp. así como
de Diabrotica balteata, en la raíz de plantas de maíz, como medio de selección de
resistencia varietal a este tipo de daño. Los genotipos que mostraron mayor
tolerancia al daño eran aquéllos que mostraron los más grandes rendimientos
potenciales en situaciones dónde el daño estaba ausente, como lo fueron: H-422, H-
421 y Pionner 3147 (Rodríguez-del-Bosque, 1986).
Bajo condiciones simuladas de campo, se evaluó el daño provocado por larvas de
17
Phyllophaga crinita y de Anomala spp. en plantas de maíz; se encontró que en
larvas del segundo estadio, causan pérdidas de raíz en un 41%, mientras que las de
tercer estadio causan daños entre el 66 y 88 %, dependiendo de la etapa en que el
daño es provocado (Rodríguez-del-Bosque, 1996) .
El daño por gallinas ciegas Cyclocephala lurida Bates ha sido evaluado también en
Iowa EUA en maíz y soya, durante dos años (1990 y 1991); se evaluaron
infestaciones de 0, 3, 6, y 9 larvas en plantas de ambos cultivos; las variables
medidas para determinar el efecto fueron emergencia de semillas, área foliar, peso
de raíces y peso de planta. En maíz no hubo efecto en cuanto a emergencia de
semillas; en el resto de las variables no hubo diferencias significativas con el testigo
durante el primer año. En el segundo año, el nivel de 9 larvas tuvo menor área foliar,
menor peso de raíces y menor peso de hoja; en cuanto a la soya no se tuvieron
efectos significativos en las variables en estudio, lo que sugiere que antes de utilizar
insecticidas debe considerarse que las gallinas ciegas como las de este tipo no
siempre hacen daño (Rice, 1994).
Otros autores mencionan que la presencia de larvas de gallina ciega en la raíz, no
forzosamente implica daño o acame, ya que no se ha encontrado relación de estas
variables con la producción en maíz en Amatenango del Valle, Chiapas (Castro,
1998).
En el estado de Jalisco, desde su aparición en 1960, estas plagas han sido
estudiadas desde diferentes ámbitos: el complejo de coleópteros asociado al cultivo
de maíz en el Centro de Jalisco, está constituido por 9 géneros y más de 30
especies, distribuidas en las familias Cebrionidae, Elateridae, Chrysomelidae y
Melolonthidae; están distribuidas principalmente en cerca de 220,000 hectáreas,
con daño de un promedio mínimo de 350 kilogramos por hectárea y un máximo de
1.5 toneladas de grano por hectárea y esto equivale aproximadamente a 330,000
toneladas anuales, que representa el 16.5 % de pérdidas por concepto de plagas
(Nájera, 1993).
18
Perez y Nájera (1991) determinaron la distribución estacional y los daños causados
por estas plagas. Los resultados mostraron una disminución en rendimiento
altamente significativa a medida que se incrementa el número de larvas; asimismo,
se encontraron diferencias estadísticamente significativas en rendimiento, debido al
daño por plagas de la raíz.
Por su parte, el complejo de gallina ciega existente en la zona Centro- Occidente del
estado de Jalisco, comprende 20 municipios (Distrito de Desarrollo No. III de la
SAGAR de Ameca), predominan los géneros Phyllophaga en un 66%, Cyclocephala
en 15% y el 19% restante está formado por el complejo de Anomala, Macrodactylus y
Diplotaxis. De las especies de Phyllophaga, nueve fueron las más comunes: P.
ravida P. polyphylla, P. dentex, P. vetula , P. lenis y P. misteca, las cuales son
incluidas dentro de las 14 más importantes citadas para México (Morón, 1986 y
Najera, 1993).
Según resultados de 147 experimentos realizados durante los años 1979-1994 por
el INIFAP (no publicados), las plagas de la raíz del maíz ocasionan pérdidas de
grano en promedio del orden de 998 Kilogramos por hectárea en el estado de
Jalisco; sin embargo, en ocasiones estas pérdidas pueden ascender hasta 3 840
kilogramos por hectárea (De La Paz, 1999).
En la zona agrícola de la región de Los Altos de Jalisco se han encontrado larvas de
plagas del maíz y del frijol como doradillas, Diabrotica spp.; gallina ciega con varios
géneros; esqueletonizador, Colaspis spp. y falso gusano de alambre, Cebrio sp. Las
pérdidas ocasionadas por este complejo varía año con año y depende de las
condiciones agroclimáticas; en la región de Los Altos, la zona húmeda es
considerada como la de mayor daño; las diferencias en rendimientos entre parcelas
tratadas y no tratadas con insecticida varía entre 15 y 839 kilogramos por hectárea
(De la Paz, 1993).
19
2.9 Control cultural de la gallina ciega
Existen prácticas de manejo, también conocidos como “control cultural” que tienen
efecto en las poblaciones de “gallinas ciegas” y constituyen alternativa al control
químico, como en el caso de las especies Popillia japonica Newman, Cyclocephala
borealis Arrow y C. lurida, que son plagas en el Este de E.U.A. en pastos, en donde
la aplicación de sulfato de aluminio al suelo, tiene efectos significativos en la
reducción del número de larvas de C borealis; en contraste con P. japonica en que
no hay efecto; se ha observado también que la aplicación de riegos reduce
significativamente las poblaciones tanto de Popillia como de Cyclocephala en
periodos de vuelo; asimismo, en las parcelas tratadas con composta la presencia de
mayates verdes de junio es más abundante; igualmente ocurre con el contenido de
humedad, la cual se correlaciona significativamente con una mayor cantidad de
larvas por metro cuadrado (Potter et al., 1996).
Otra práctica importante, para reducir los daños por plagas del suelo, es mediante el
manejo de la maleza. Las plantaciones de abetos para árboles de navidad han sido
fuertemente afectados por esta plaga y prácticas como chaponeos de maleza,
propician que los árboles presenten el mayor número de larvas y en consecuencia el
mayor daño, en comparación con el tratamiento en donde no se chaponea la maleza
(Bradford et al., 1987).
Las prácticas de preparación de suelos o rotación de cultivos ha sido utilizada como
alternativa para reducir plagas, aunque en condiciones tropicales su efecto no ha
sido muy significativo; de la misma manera, la solarización con plástico transparente,
como método no químico, ha demostrado ser efectivo en el combate de hongos,
maleza y nematodos y cierta acción no cuantificada sobre plagas del suelo (Lim et
al., 1980), aunque algunos microorganismos sobreviven este proceso (Pullman et
al.,1981).
Sobre la posibilidad de uso de la solarización como método de control de larvas de
20
galina ciega, en Costa Rica han sido probados diferentes tipos de plástico
combinados con insecticidas y diatomita para el control de larvas de las especies de
Phyllophaga spp., Anomala spp. y Cyclocephala spp. en el cultivo de fresa y se ha
comprobado que la combinación de plástico transparente con diatomita, disminuye
significativamente el número de plantas dañadas por estas plagas (Abarca et al.,
1992).
La resistencia genética es otra estrategia que se ha utilizado para la contribuir a la
reducción de daño por plagas y ha demostrado ser efectiva, económica y segura
(Botrell, 1979). En el caso del maíz, se ha evaluado la tolerancia de germoplasma al
daño causado por larvas que atacan a la raíz bajo algunos criterios como capacidad
de regeneración de raíces, soporte de individuos atacando planta y el tamaño de la
raíz entre otros, mismos que han permitido clasificar los geneotipos (Fitzgerald et al.,
1968).
En pruebas de susceptibilidad realizadas en la Estación Experimental de Kansas
E.U.A. se identificaron híbridos de maíz (cruzas simples y cruzas dobles), que
muestran diferencias altamente significativas por su insensibilidad al daño de
Phyllophaga spp. (Hoegemeyer, 1941). Estos estudios han contribuido para que
otros autores realicen trabajos similares, como es el caso del daño simulado por
plagas de la raíz del maíz (Pérez, 1994 y Rodríguez-del-Bosque, 1996).
En otras gramineas, como trigo, avena y cebada, la resistencia genética contra
gallinas ciegas particularmente P. congrua, también han sido una estrategia de
control importante, puesto que se han encontrado amplias diferencias a resistencia a
esta especie, entre y dentro de este tipo de granos; sin embargo, la avena es
menos preferida y el trigo moderadamente resistente, mientras que la cebada es
altamente susceptible (Crocker et al., 1990).
2.10 Control químico de la gallina ciega
21
Se han realizado múltiples ensayos con insecticidas para el control de plagas del
suelo (Fuchs et al., 1974; King y Saunders,1979). Evaluaciones de insecticidas
como Clordano, Diazinon, Desaint, Propoxur y Carbofuran G mediante aplicaciones
directas al suelo en en el cultivo del sorgo han mostrado que los mejores productos
fueron: Diazinon y Carbofuran, los cuales muestran diferencias altamente
significativas en cuanto a número de larvas, mayor número de plantas, así como en
mayor rendimiento. En trigo, los resultados mostraron como mejor tratamiento al
Diazinon (Teetes, 1973)
En Dakota del Norte, EUA, entre 1977 y 1982, evaluan la eficiencia de insecticidas
contra plagas de la raíz del maíz Phyllophaga anixia Lec. y Phyllophaga implicita
(Horm), los cuales habían sido efectivos también contra D. longicornis. Los
resultados mostraron que el Terbufos aplicado en banda sobre el surco al tiempo de
la siembra, es tan efectivo como Furadán y el Temik (McBride, 1984).
No solamente se evalúan insecticidas de manera independiente, para el control de
plagas de la raíz, en algunas ocasiones la aplicación de insecticida se mezcla con el
fertilizante. En Scurry County Texas, se evaluaron insecticidas y fertilizante
nitrogenado para conocer el impacto de P. crinita sobre césped, el efecto sobre el
daño a raíces no fue significativo (Darrel, 1979). En Jalisco también se ha evaluado
la combinación fertilización -insecticidas sobre el daño causado por larvas rizófagas
al maíz; los rendimientos mayores se obtuvieron con la aplicación conjunta de
insecticida y fertilizante nitrofosfatado, en comparación con la aplicación
independiente del nitrógeno ó el fósforo, en donde las plantas no se recuperaron del
daño causado por las plagas y el rendimiento fue similar al testigo sin fertilizar (De
la Paz, 1993).
2.11 Control biológico de la gallina ciega
El concepto de control biológico se define como el uso de enemigos naturales
(parasitoides, depredadores y patógenos) para el control de plagas. Es uno de los
22
métodos más antiguos y eficaces, conocidos por el hombre, puesto que los insectos
que atacan a los cultivos, muchas veces son a su vez atacados por muchas clases
de enemigos naturales (N.A.S., 1971). El término “Control Biológico” puede también
definirse como la acción de parásitos, depredadores y patógenos que mantiene la
densidad de población de otro organismo a un nivel más bajo de aquel que ocurriría
en su ausencia (Bosh y Messenger, 1973).
El control microbiano de insectos es considerado como la utilización dirigida de
entomopatógenos con el objeto de disminuir las poblaciones de plagas insectiles. De
los agentes de acción microbiana, los hongos entomopatógenos presentan una
diversidad de organismos que a la fecha no se han terminado de describir y
caracterizar (Villalobos et al., 1993).
El conocimiento de los patógenos de los insectos data desde el siglo XVIII (1726)
con el descubrimiento del hongo patógeno Cordyceps de un nóctuido; cien años
después en 1835, se publicó el primer libro sobre enfermedades de los insectos; sin
embargo, en la época moderna, después de la segunda guerra mundial, es del
conocimiento general, que los insectos destructivos están sujetos a enfermedades
causadas por microorganismos (De Bach, 1975).
El caso del control microbiológico de plagas de la familia Scarabaeidae fue
propuesto desde hace más de 100 años. Los nematodos entompatógenos, las
bacterias, hongos y virus patógenos actualmente han sido utilizados con éxito en el
control biológico; sin embargo en escarabajos, aún es limitado, (Jackson, 1993)
2.11.1 Los nematodos en el control de gallina ciega
El control biológico de P. japonica de los pastos tuvo éxito con el nematodo
Steinernema (Neoplectana) glaseri parásito en Carolina del Norte.
Subsecuentemente se han realizado estudios tendientes a identificar otras especies
como opciones en el control de este tipo de plagas, como es el caso de
23
Heterorhabditis heliothidis (khan, broks & hirschmann) (= H, bacteriophora) Poinar,
Steinernema carpocapsae (Weiser) y S. glaseri que se han probado contra larvas de
Phyllophaga hirticula Knoch. De estos tres nematodos, H. heliothidis causa la mayor
mortalidad sobre P. hirticula; sin embargo, no se apreció una tendencia en mortalidad
provocada de acuerdo al incremento en el niveles de concentración de los
nematodos (Forschler y Gardner, 1991).
Se ha estudiado también la combinación de nematodos y tratamientos con riegos
como es el caso de H. bacteriophora sobre P. japonica, en donde los resultados
muestran que la aplicación de riego antes e inmediatamente después de la aplicación
de los nematodos así como regando hasta 18 horas después de la aplicación, se
tiene hasta un 100% de mortalidad de la palga; sin embargo, cuando la aplicación se
hace en suelo seco y se riega inmediatamente después, la efectividad del nematodo
es nula a diferencia del tratamiento con insecticida, el cual causa un 54% de control
(Suggars, 1994).
De igual forma se han evaluado en campo y laboratorio, los nematodos S. feltiae y H.
heliothidis contra P. anixia (Le conte), P. fusca (Froelich) y P. comes (Casey). En
laboratorio matan entre 60 y 80% de las larvas; sin embargo, en campo los
resultados son irregulares. En forma asperjada, la aplicación de nematodos aunque
es efectiva contra larvas, es muy variable, ya que el nivel de control no corresponde
a las dosis aplicadas; mucho tiene que ver la diferencia de especies de nematodos y
su movimiento, por lo que debe investigarse más para clarificar las inconsistencias
de estos resultados (Bradford et al., 1988).
En un ensayo en cajas de plástico, se evaluaron los nematodos S. kushidae S.
intermedia, S. carpocapsae (cepa mexicana) S. feltiae, S. glaseri y H. heliothidis,
para el control de la gallina ciega Anomala cuprea Hope, que causa daños a la papa
dulce y a árboles de ciprés japonés. S. kushidae causa niveles de mortalidad de
90%, mientras que el resto presentan niveles de mortalidad comprendida entre 30 y
87% en larvas de 2° y 3° estadio. Este resultado identifica a S. kushidae como un
24
poderoso agente de control biológico para poblaciones de estas larvas; sin embargo,
deberá investigarse sobre métodos de producción comercial y probarse a nivel de
campo (Ogura, 1993).
Del mismo modo se ha evaluado a las especies S. glaseri, A. anomali, S. feltiae y
Heterorhabditis HE-87.3 entre otros, contra larvas de Phylloperta horticola L. y
Amphymallon solstitialis. Un aislamiento de Heterorhabditis HE-87.3 proveniente
de larvas de P. horticola, causa un 100 % de mortalidad en larvas de tercer estadio
de P. horticola; sin embargo, bajo condiciones de campo presenta menos del 47%,
de mortalidad de larvas debido probablemente a condiciones de altas temperaturas
alrededor de 30°C. Por lo anterior, se deduce que al igual que lo ocurrido en EUA,
New Zelanda y Australia, es posible obtener controles de larvas en porcentajes
cercanos al 50%, bajo condiciones de campo (Klein, 1990).
El uso de nematodos para el control en campo tiene muchos problemas, ya que las
larvas de gallina ciega no son tan susceptibles a nematodos como lo son las larvas
de Lepidoptera u Otiorhinchus sulcatus F. (Coleoptera: Curculionidae); por otro lado,
la experiencia y pruebas hechas en invernadero, muestran que el factor más
importante para un éxito con nematodos en el control biológico son las condiciones
ambientales, así como la presión sobre la sensibilidad de larvas a la infección
(Smith, 1992) .
Wassink y Poinar (1984) reportaron que los nematodos de la familia
Steinernematidae son de los más importantes grupos de agentes de control
biológico de insectos del suelo; asimismo, existen por lo menos 100 especies de
insectos de 11 órdenes en América Latina que son susceptibles a S. feltia; de igual
forma, Poinar (1979) menciona que muchas plagas son parasitadas por nematodos
Steinernematidos y las especies más ampliamente usadas han sido cepas de
variado origen geográfico de S. feltia (= N. carpocapsae).
Por su parte, Sosa y Beavers (1985) identificaron a S. feltia como moderadamente
25
efectivo y a S. glaseri como un excelente agente contra Ligurus subtrópicus, ya que
causan mortalidades comprendidas entre 17 y 100% de mortalidad respectivamente.
Sin embargo, bajo condiciones de campo (temperatura media 23.3°C, media mínima
de 13.9°C, suelo con 20% de humedad, pH: 6.2 y 46% de materia orgánica) los dos
nematodos no causaron niveles significativos de reducción del número de larvas
(16.6 y 2.7% respectivamente), aunque S. glaseri presentó la mayor mortalidad
(Sosa y Hall, 1989).
La humedad del suelo es a menudo el factor más crítico en la supervivencia y
movimiento de nematodos entomopatógenos; Shetlar et al., (1988) demuestran que
hay una reducción en la mortalidad de P. japonica cercana al 50% cuando la
humedad se reduce de un 40% a un 25%. Similares resultados son encontrados por
Jackson et al., (1983), quienes mencionan que los nematodos aplicados durante la
lluvia, o cuando se hacen riegos antes de la aplicación, permanecen más estables
que aplicados en condiciones secas.
En general, los nematodos entomopatógenos, principalmente de las familias
Steinernematidae y Heterohabditidae, a diferencia de otros microorganismos, tienen
muchas cualidades que los hacen excelentes agentes de control de plagas del suelo
y tienen un amplio rango de hospederos, facilidad de reproducción, facilidad para
buscar huéspedes, matarlos rápidamente y por ser seguros en cuanto a impacto
ambiental (Gaugler, 1981).
No obstante lo anterior, los nematodos tienen características que pueden ser
limitantes dependiendo de las condiciones del campo donde se pretenda utilizar
como método de control, son susceptibles a la temperaturas altas > de 30º C
(Woodring y Kaya, 1988) requieren de suficiente humedad, por lo que es
indispensable contar con sistema de riego ( Wiright y Jackson, 1988; Kaya y Gaugler
1993).
26
2.11.2 Las Bacterias en el control de gallina ciega
La especie Bacillus popilliae Dutky causa la “enfermedad lechosa” en muchas
especies de escarabajos; es uno de los patógenos más conocidos en el control
biológico de insectos (Klein y Jackson, 1992). Harris (1959), Hutton y Burbutis
(1974), Boucias et al., (1986), Kaya et al., (1992, 1993) y Redmond y Pooter (1995),
han reportado la prevalencia de B. popilliae en diferentes especies de gallina ciega lo
que indica que la efectividad en el control de las poblaciones requiere de alta
infección. En muchas ocasiones es subestimado el grado de infección aparente de
la bacteria en larvas (Cherry y Klein, 1997).
La especie B. popilliae ha sido utilizada para el control de otros escarabajos
diferentes a P. japonica, en donde no se ha tenido mucho éxito; investigaciones
posteriores indican que B. popilliae es altamente específica para Popillia japonica;
asimismo, otras cepas de esta bacteria mostraron también especificidad para su
huesped (Klein y Jackson, 1992).
Bacterias como B. popilliae y Rickettsiella popilliae ( Dutky y Gooden), han sido
aisladas de poblaciones de C. hirta en California, EUA y son consideradas como una
alternativa efectiva para el control biológico de biotipos típicos y atípicos de estos
Scarabaeidos, sobre todo si son introducidos (Kalla et al., 1992).
Otras especies de Coleópteros como larvas de Oxythyrea funesta Poda, Tropinota
scualida Scopoli y Cetonia aurata L. (Coleoptera: Scarabaeidae así como de
Leptinotarsa decemlineata Say y Phaedom cochleariae F. (Coleoptera:
Chrysomelidae) han sido evaluados con la bacteria Bacillus thuriengensis Berlinger.
Esta bacteria mató al 100% de larvas de O. funesta, L. decemlineata y Phaedom
cochleariae F, sin embargo en Cetonia aurata L y T. scualida causa el 0% nivel de
mortalidad debido a su especificidad (Robert et al., 1994).
De manera más aplicable se han realizado trabajos para probar la efectividad de las
27
bacterias sobre larvas del tercer estadio de C. hirta con la bacteria B. popilliae, el
insecticida Bendiocarb y los nematodos S. feltiae y H. bacteriophora. Los resultados
muestran diferencia no significativa entre tratamientos incluyendo el de insecticida;
sin embargo, todos los tratamientos ejercieron una notable declinación en número de
larvas. No obstante a estos resultados la presencia de B. popilliae en el suelo,
infectó y mató entre un 67-90% de las larvas (Kaya et al., 1993).
La información publicada con respecto a la asociación entre bacterias y escarabajos
del género Phyllophaga spp. es escasa; entre las bacterias entomopatógenas
obligadas, solo B. popilliae y B. letimorbus Dutky han sido reportadas, que ocurren
en forma natural entre poblaciones de Phyllophaga spp. (Dutky, 1940); sin embargo,
en Quebec Canadá se reporta la incidencia de cinco entomopatógenos: B. popilliae,
B. cereus, Pseudomonas aeuriginosa, Serratia marcescens y Micococus
nigrofasciens en adultos, huevecillos prepupas, pupas y larvas de Phyllophaga spp.
(Poprawski y Yule, 1990).
Estos mismos autores evaluaron la susceptibilidad de Phyllophaga spp., al mismo
grupo de bacterias. En el primer caso, se encontró a los entomopatógenos en
Phyllophaga spp., principalmente en estados larvales por parte de B. popilliae y M.
nigrofasciens, aunque B. cereus se encuentra en prácticamente todos los estadios
del insecto. En todos los casos, la incidencia varía de 0.01 al 2.78%. En cuanto a
susceptibilidad, en larvas de tercer estadio y de un año de edad, la respuesta es
variada, desde un 3.3% y 10% con P. aeruginosa aplicada vía oral o inyectada,
respectivamente, y 60 y 83.3% con B. cereus por vía oral e inyectada. No obstante
a estos resultados, el uso de bacterias como agentes de control biológico en
especies de Phyllophaga, no deben ser considerados como promisorios; sin
embargo, deberán realizarse más ensayos sobre aislamientos para fortalecer esta
conclusión.
La enfermedad “lechosa” provocada por B. popilliae es la más amplia y viable
alternativa para plagas como las larvas del mayate japonés, pero su uso ha tenido
28
muchos obstáculos debido principalmente a su estrecho rango de hospederos, bajo
incremento en el suelo y a la falta de cultura para cultivar in vitro (Klein, 1988) .
Por otra parte, se ha evaluado la patogenicidad de la bacteria Xehorhabdus
japonicus (Thomás y Poinar) en larvas de tercer estadio de A. cuprea en forma de
inyección directa al hemocelo de las larvas; las fases I y II a concentraciones de 100,
1000 y 10,000 células por larva matan el 100% en dos días posteriores a la
aplicación. Con nematodos juveniles infectados de la bacteria en fase I y aplicados
mediante inyección al homocelo, también se presenta el 100% de mortalidad,
aunque esta tarda 10 días; sin embargo, con infecciones de fase II los nematodos
presentan menos del 20% de mortalidad acumulada a los 10 días (Tachibana et al.,
1996).
2.11.3 Hongos en el control de gallina ciega
Con los hongos B. bassiana, M. anisopliae, Fusarium sp., Penicilium sp., Cordyceps
sp. y Cordyceps ravenelii (Berk y Curt) se reporta patogenicidad sobre larvas de
diferentes estadios de Phyllophaga spp. en EUA y Canadá. Los hongos B. bassiana
y M. anisopliae provocan mayor mortalidad de larvas que los otros hyfomicetos; B.
bassiana ocasiona niveles de mortalidad de 24%, mientras que M. anisopliae mata
entre el 82% y 97% de larvas de segundo y tercer estadio respectivamente a bajas
dosis; lo que permite considerar a este hongo como una alternativa para el control
de larvas de Phyllophaga spp. (Poprawski y Yule, 1991).
Con base en la capacidad de los hongos entomopatógenos para el control de plagas
insectiles (Bing y Lewis, 1992) y dada la falta de formulaciones (Wrighit y Chandler,
1992) se han realizado estudios para la elaboración de bionsecticidas con micelio
seco de M. anisopliae y B. bassiana en alguinate y fécula de maíz (maicena) como
sustrato. Los resultados muestran que esta formulación puede ser una alternativa,
como medio de diseminación de estos hongos, para el control de plagas de insectos
(Pereira y Roberts, 1991).
29
Por su parte, Ferron (1981) menciona la actividad residual de B. Brongniartii, para un
control satisfactorio de poblaciones de Melolontha, años después del tratamiento.
De igual forma, con el uso de M. anisopliae en suelo, ha mostrado alta
patogenicidad contra A. cuprea hasta después de un año de su aplicación, lo que
provoca reducciones en las poblaciones de insectos; no obstante lo anterior, estos
resultados deben ser probados experimentalmente (Shimazu et al., 1993).
Se ha observado que la colecta de tres aislamientos de M. anisopliae de larvas de
L. subtropicus (Blatchley) y la evaluación de su patogenicidad en larvas de tercer
estadio a nivel de campo, muestran que únicamente los aislamientos obtenidos de la
misma especie de insecto son patógenos y causan niveles de mortalidad
comprendidios entre 78 y 92%; mientras que en forma natural, M. anisopliae ofrece
niveles de mortalidad más bajos. Lo anterior garantiza el control biológico de estas
especies de insectos; sin embargo, se requieren más estudios para determinar los
factores que definen las bajas infecciones en campo (Raid y Cherry, 1992).
En el caso del hongo B. brongniartii, este ha sido usado con éxito en forma de
preparado comercial para el control del escarabajo Melolontha melolontha L. de
praderas y árboles, en paises como Suiza, Italia y Alemania con resultados
satisfactorios (Keller, 1992).
Por otra parte, se tienen antecedentes de la existencia de aislamientos de B.
brongniartii de larvas de Phyllophaga spp. así como de B. bassiana en larvas de
Diabrótica en la zona conocida como Ciénega de Chapala, Jalisco (Hernández et al.,
1994). En Tepatitlán, Jalisco han sido obtenidos hongos entomopatógenos pero la
identificación no ha sido confirmada (Berlanga et al., 2000).
De acuerdo a Jackson (1993), la comercialización de algunos productos, para el
control microbino puede ser un proceso no muy atractivo, por lo que se requiere de
esfuerzos conjuntos entre autoridades, compañías comerciales y los usuarios, ya
que el desarrollo de este tipo de control en escarabajos y otros insectos plaga,
30
pueden ser un proceso lento; sin embargo, la necesidad de encontrar
sustentabilidad, para el siglo XXI, deberá exigir la continuidad del desarrollo del
control microbiano para la solución de los problemás por larvas de escarabajos.
Por otra parte, el uso constante de insecticidas ha hecho que la entomofauna
benéfica disminuya causando un desequilibrio entre las plagas y sus enemigos
naturales, lo que propicia que las plagas sean más voraces; sin embargo, el uso de
microorganismos como medio de control biológico debe considerar a los factores que
regulan la patogenicidad de dichos organismos como la especificidad, ya que éstos
presentan una cierta especificidad para un cierto número de insectos hospederos; la
adhesión, ya que la capacidad de adhesión influye en su virulencia; la producción
de exoenzimás, las cuales permiten al entomopatógeno degradar la cutícula del
insecto, formación de apresorios que involucran la formación de “mucus” y
producción de toxinas. (Lezama, 1994)
No obstante a estas consideraciones, los hongos Beauveria sp. y Metarhizium sp.
además de ser aptos para la reproducción masiva son ampliamente utilizados en el
control biológico, su calidad de patógenos facultativos por poseer requerimientos
nutricionales simples, les permite tener un rango de hospederos muy amplio
(Lezama, 1994). Estos microorganismos han sido utilizados en múltiples trabajos
para el control de insectos plaga y de gallina ciega (Coleoptera: Scarabaeidae). Las
pruebas realizadas sobre P. menitriesti y P. vicinia, han mostrado resultados
medianamente exitosos, por lo que se dificulta sacar conclusiones (Shanon et al,
1993); asimismo, pruebas de aislamientos de B. bassiana sobre P. congrua, no
produjeron enfermedad, por lo que se requiere probar otras cepas u otro tipo de
especies entomopatógenos para este tipo de plagas (Crocker, 1987).
En tres años de inspección de enemigos naturales de Phyllophaga spp. en Quebec,
se ha observado que de 15, 550 larvas, el 7% presentaron infección por hongos; el
5% por nematodos; 3% por bacterias y 1% por virus; en tanto el 26% de adultos,
pupas, prepupas y huevecillos estuvieron en su mayor parte, libres de
31
enfermedades. Del mismo modo, bioensayos en laboratorio con pruebas de M.
anisopliae, B. bassiana, B. popilliae y Mikoletzkya aerivora, muestran que con el
hongo Metarhizium, puede tenerse posibilidades de éxito en el control biológico (Yule
y Poprawski, 1983; Zobery 1995; Jones et al., 1996; Milner et al., 1997).
2.11.3.1 Clasificación de los hongos entomopatógenos
Los hongos entomopatógenos comúnmente utilizados en el control microbiano como
Beauveria, Paecilomyces y Metarhizium, de acuerdo a Tanada y Kaya (1992), se les
ubica en los siguientes niveles taxonómicos.
División: Eumycota
Subdivisión: Deuteromycotina
Clase: Deuteromycetes (Hyphomycetes)
Orden: Moniliales
Familia: Moniliaceae
2.11.3.2 Características morfológicas de algunos hongos entomopatógenos
En la Figura 5, se presentan las características de algunos hongos entomopatógenos
las cuales son utilizadas para su identificación
2.11.3.3 Mecanismo de infección de los hongos
El modo de infección de todos los hongos entomopatógenos Hyphomycetes es muy
similar, por lo general, se producen conidias en grandes cantidades como propágulos
infectivos. Dichos propágulos son diseminados y entran en contacto sobre su
hospedero y se inicia la infección; es decir, la conidia se adhiere a la cutícula,
germina, penetra, se desarrolla vegetativamente y se multiplica en cuerpos hifales o
blastosporas dentro de la hemolinfa (Anderson, 1979); las conidias de muchos
Deuteromycetes como B. bassiana, Nomura rileyi y M. anisopliae, poseen una
superficie seca e hidrofóbica que interacciona con la parte más externa de la cutícula
del hospedero y permite su ingreso (Grula et al., 1984).
32
Figura 5. Características de algunos hongos entomopatógenos (Alves,
1986; Tubaki, 1952)
2.11.3.4 Relación entre patogenicidad y dosis
Históricamente la patogenicidad o virulencia de los hongos entomopatógenos ha
estado basado en bioensayos imprecisos; sin embargo, se han llevado a cabo
ensayos con B. bassiana contra un gran número de hospederos como el realizado
por Ferron y Robert (1975) en Acanthoscelides obstectus (Say), en donde la
mortalidad estuvo en función de la cantidad de inóculo. Similares resultados obtuvo
Barson (1977) quien encontró que la mortalidad de adultos de Scolytus scolytus
(Forther) tuvo una relación lineal con la concentración del inóculo.
a) Beauveria bassiana, b) conidióforo a) Conidióforo y conidias b) M. anisopliae Var. Anisopliae.
a) conidias de Paeciloyices Verticilium lecanii a) conidióforo
33
2.11.3.5 Efecto de la luz
El efecto de la luz sobre los hongos puede inducir o inhibir la formación de
estructuras. Diferentes formas de radiación pueden ser dañinos, benéficos o inocuos,
dependiendo del tipo de hongo y del tipo de radiación. De acuerdo con Ignoffo et al.,
(1977), las esporas de hongos entomopatógenos son más resistentes a la luz solar
que las esporas de protozoarios, pero menos resistentes que las esporas de
bacterias. Los rayos ultravioleta (UV) tienen diferente efecto, dependiendo del tipo de
hongo, por ejemplo, contra B. bassiana este tipo de radiación causa más daño de
lejos que de cerca (Kreig et al., 1981); mientras que en H. thompsonii ocurre
exactamente lo contrario (Tuvesond y Mc Coy, 1982), en el caso de M. anisopliae, al
exponerse directamente a la luz solar, pierde viabilidad por los rayos UV (Roberts y
Campbell, 1977).
2.11.3.6 Efecto de temperatura
La temperatura tiene un efecto en toda la actividad celular, debajo de 0ºC las células
de los hongos sobreviven, pero raramente se desarrollan y sobre los 40ºC muchas de
las células detienen su crecimiento y en ocasiones mueren; entre este rango la
actividad fúngica puede también incrementarse o disminuir dependiendo de la
especie y la temperatura (Carruthers et al., 1985). No obstante a lo anterior, los
hongos desarrollan su patogenicidad en forma óptima a una temperatura que oscila
entre los 20 y 300 C (Roberts y Campbell, 1977; Soares y Pinnock, 1984).
2.11.3.7 Efecto de la humedad relativa
En general, los hongos requieren alta humedad relativa para desarrollarse desde la
germinación hasta la reproducción, así como para su estabilidad y sobrevivencia. Un
ejemplo de este fenómeno se presenta en Entomophthorales, los cuales requieren de
8 a 10 días con humedad relativa mayor al 90%; pero con periodos prolongados de
rocio o niebla, esto ocurre en 2 o tres días (Wilding, 1969 y 1970); similares
34
condiciones son requeridas por B. bassiana, M. anisopliae y otras especies de
Deuteromycetes (Walstad et al., 1970).
2.11.3.8 Efecto del suelo
La investigación sobre la supervivencia de propágulos de entomopatógenos en el
suelo ha arrojado diversos resultados. De acuerdo a Hüber (1958), el suelo tiene
agentes que dificultan el desarrollo de conidias de B. Bassiana. Walstad et al.,
(1970) reportan niveles reducidos de germinación de conidias de B. bassiana, M.
anisopliae y N. rileyi (Ignoffo et al., 1978) al parecer debido a las altas temperaturas
en el suelo ó por infiltración del suelo removido. Se ha encontrado que B. bassiana
persistió y creció en suelo estéril (Lingg y Donaldson, 1981); sin embargo,
posteriormente las investigaciones muestran que un metabolito (patulin) de
Penicillium urticae, inhibe la germinación y el crecimiento de B. bassiana (Shields et
al., 1981).
2.11.4 Seguridad a los vertebrados
Todos los experimentos y estudios evidencian que el rango de hospederos de los
hongos entomopatógenos excluyen a humanos y otros vertebrados, aunque no han
sido probados todos los hogos entomopatógenos conocidos. Existen algunos casos
en los que se ha citado cierto nivel de toxicidad o alergia en humanos, otros
vertebrados e invertebrados a esporas de B. bassiana, M. anisopliae y Aspergilius
sp. (Ignofo, 1973); sin embargo, estudios realizados en ratones con conidias de B.
Bassiana, vía alimenticia y peritoneal no presentan síntomas que manifestaran
toxicidad (Popov, et al.,1982); en otros tipos de hongos, como Hirsutella thompsonii
Fisher y Nomuraea rileyi (Farlow) Samson, no se han observado efectos nocivos a
vertebrados (Mc.Coy y Helmpel, 1980)
35
III.- MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 Identificación de especies de gallina ciega asociadas al cultivo de maíz
3.1.1 Colecta de larvas
La colecta se llevó a cabo de acuerdo a la metodología de Teetes et al., (1976), para
lo cual se eligieron parcelas comerciales de productores, reconocidas como
frecuentemente infestadas de gallina ciega. Dicha colecta se llevó a cabo durante la
2ª quincena de Agosto y primera de Septiembre, fecha en la que es posible encontrar
larvas de tercer estadio.
Figura 6. Ubicación de los sitios de muestreo en las tres zonas de siembra de maíz.
En las zonas II, III Y IV se seleccionaron un total de 9 parcelas con siembras de
maíz, y en una hectárea de superficie se tomaron 25 muestras o cepellones (figuras
6 y 7). Una hectárea de la superficie fue dividida en 5 partes y en cada una de ellas
se extrajeron 5 submuestras, que en tota l contabilizaron 25 por parcela (Figura 7)
(Aragón y Morón, 1998), Las submuestras de cada cepellón fueron extraídas con el
Sitio
36
auxilio de una “barra de acero” y una pala de corte recto; cada cepellón midió
30x30x30 cm de largo, ancho y profundidad, respectivamente, se extrajo también la
raíz de plantas de maíz y suelo de acuerdo a Rodríguez-del-Bosque (1995).
Figura 7. Croquis de campo que muestra la ubicación del sitio de donde fueron
extraídos los cepellones en una hectárea de superficie.
3.1.2 Manejo del cultivo
En cada parcela se registraron datos sobre manejo del cultivo, tal como lo propone
Darrel, (1979) y Lim et al., (1980), con la finalidad de determinar la posible relación
sobre el manejo y la presencia de especies de gallina ciega y de entomopatógenos.
3.1.3 Condiciones edáficas
Del mismo modo, de cada localidad o sitio de muestreo, se colectaron 5 muestras de
suelo de los primeros 20 cm de profundidad, con ellas se conformó una muestra
25 m
20 m
100 m
37
compuesta, a la cua l se le realizó un análisis físico-químico (color, textura, pH.
%M.O. N nítrico, N amoniacal, P. K. Ca, Mg. Mn), para determinar la relación de
estos datos con la presencia del número de especies de gallina ciega y
entomopatógenos (Abarca et al., 1992; Bidochka et al., 1998).
3.1.4 Condiciones climáticas
También de la estación meteorológica de la Secretaría de Agricultura, Ganadería,
Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación (SAGARPA, 2001) más cercana a los sitios
de muestreo, se tomaron los datos de temperatura máxima y mínima, precipitación y
evaporación diaria con la finalidad de determinar la relación con las presencia
especies de gallina ciega y entomopatógenos (Weiss, 1990; Diark et al., 1998; Fox,
2000)
3.1.5 Manejo de larvas colectadas
El cepellón con las larvas, fueron depositadas en bolsas de plástico de 500 mm
(Rodríguez-del-Bosque, 1995) y transportadas al laboratorio. En el laboratorio el
contenido de las bolsas fue vaciado sobre un plástico negro, las larvas fueron
separadas del suelo y colocadas individualmente en cajas petri de 1.5 cm. de altura
X 12.0 cm de diámetro con suelo proveniente del lugar de la colecta y
permanecieron a una temperatura de 250 C (Raid y Charry, 1992; Nájera, 1998).
3.1.6 Identificación de especies de gallina ciega
La identificación de las especies de larvas se realizó con larvas de tercer estadio tal
como lo citan Jepson (1956); Ritcher (1966); King (1984); Morón (1983); Morón
(1986); Nájera (1993) y Allsopp (1999).
De las larvas que no se logró la identificación a nivel de especie, una parte de ellas
se “fijaron” en alcohol al 70% y el resto se mantuvo en cajas petri con suelo húmedo
38
y fueron alimentadas con zanahoria para continuar con su desarrollo hasta llegar a
adultos (Cherry y Clein, 1997; Hidalgo et al,1996; Nájera, 1998). La identificación se
llevó a cabo de acuerdo a las claves de King (1984) y Frey (1975) y Saylor (1945).
3.1.7 Asociación de especies de gallina ciega con las características
agroclimáticas de los sitios y de manejo del cultivo.
Para conocer la relación de especies de gallina ciega con las características
agroclimáticas y de manejo del cultivo de los sitios de muestreo, se realizaron
análisis de correlación entre dichas variables, considerando como variable
dependiente a las especies de gallina ciega y como variable independiente a las
características agroclimáticas; mediante procedimiento Stepwise (SAS, 1993) se
obtuvieron los modelos de regresión múltiple que define la relación existente entre
las variables.
3.2 Presencia de hongos entomopatógenos
Para detectar, aislar e identificar los hongos entomopatógenos, de las larvas; éstas
se mantuvieron en observación durante 60 días y fueron revisadas cada 24 horas
(Keller, 1997). Aquellas que murieron, se colocaron en cajas petri de plástico (1.5 cm
de altura x 6 cm de diámetro) con papel filtro húmedo, a 25º C (Bidochka et al., 1998),
para evitar posible contaminación por impurezas del propio suelo (Carmichael, 1955),
hasta observar la presencia de micelio o en su caso, esporas o cuerpos fructíferos
que permitieran su aislamiento (Yarwoord, 1946 y Samson, 1981).
Paralelamente, se utilizaron 5 larvas de sexto estadio de Galleria mellonella L. como
insecto trampa, para determinar la presencia de entomopatógenos en cada muestra
de suelo de los sitios de muestreo. Las cinco larvas se colocaron en vasos de
plástico de 1.0 litro de capacidad que contenían 500 g de suelo húmedo; los vasos
con el suelo y las larvas fueron mantenidos a 25° C y revisados después de 7 días
para observar la posible aparición de microorganismos y procesarlos para su
39
identificación respectiva y aislamiento (Zimmerman (1986).
3.2.1 Aislamiento de hongos entomopatógenos
De cada una de las larvas que murieron y presentaron infección por hongo,
siguiendo la técnica de Campbell (1949), se tomó una muestra del hongo y se pasó
a un medio de cultivo de sabouraud dextrosa Agar, extracto de levadura y 500 ppm
de Cloranfenicol ( Alves y Pereira, 1989; Rombach, 1989; Pereira y Roberts 1990,
1991; Jenkis y Prior, 1993; Moorhouse et al., 1993; Sneh, 1991; Poprawsky y Yule,
1991) se incubaron a 25 +- 1º C por tres semanas (Barson et al., 1994),
3.2.2 Identificación de hongos entomopatógenos
Una vez aislados y purificados los hongos en medio de cultivo, se realizó la
identificación taxonómica de los hongos, tomando en cuenta sus características
morfológicas, sus conidióforos, así como posición, forma, color y tamaño de sus
conidias, forma y posición de las esporas y fiálide, según las claves de Alves (986),
Samson (1981), Tanada y Kaya (1993), Rombach y Roberts (1989).
3.2.3 Asociación de entomopatógenos con características agroclimáticas y de
manejo
Para conocer la relación de entomopatógenos con las características agroclimáticas
y de manejo del cultivo de los sitios de muestreo, se realizaron análisis de correlación
entre dichas variables, considerando como variable dependiente a los hongos
entomopatógenos y como variable independiente a las características agroclimáticas;
mediante procedimiento Stepwise (SAS, 1993) se obtuvieron los modelos de
regresión múltiple que define la relación existente entre las variables
40
3.2.4 Conservación de aislamientos
Una vez que se identificaron los hongos entomopatógenos cada uno de los
aislamientos se pasaron a tubos de ensayo con tapón de vaquelita con el medio ya
descrito, para luego incubarse a 25 ± 1º C (Barson et al., 1994) y 70% de humedad
relativa durante tres semanas. Transcurrido ese periodo los cultivos fueron cubiertos
con aceite mineral para su conservación en la colección de hongos
entomopatògenos del laboratorio de Control Biológico de la FCBA de la Universidad
de Colima.
3.3 Evaluación de la patogenicidad de los hongos entomopatógenos
Para conocer el nivel de mortalidad que provocan tres aislados de los hongos,
provenientes de larvas de las especies Phyllophaga sp., Cyclocephala sp. y Anomala
sp., se llevó a cabo una evaluación de estos aislamientos en larvas de P. ravida,
(especie presente en la zona de estudio). Estas larvas fueron mantenidas en
laboratorio como se describe a continuación.
3.3.1 Obtención de larvas para el bioensayo
Para la obtención de las larvas que se utilizaron en el experimento se capturaron
adultos, que se colocaron en jaulas para su apareamiento y oviposición hasta la
obtención de larvas, para ello se utilizaron las técnicas de como Reinhard (1940);
Teetes et al., (1976); King (1994); Crocker et al., (1996) mismas que se adecuaron a
las condiciones de la localidad (Hidalgo et al., 1996; Nájera, 1998). A continuación,
brevemente se describe la metodología utilizada.
3.3.1.1 Captura de adultos
La captura de adultos se llevó a cabo por las noches durante la primera semana del
mes de Julio; se utilizó una trampa tipo pantalla con una fuente de luz mercurial de
175 wats y pila de 12 Volts (Nájera, 1998), la cual fue colocada en un predio de maíz
41
del municipio de Tepatitlán, Jal.; así como una trampa de luz negra (Pérez, 1991)
instalada en el Campo Experimental Altos de Jalisco del INIFAP, conectada a la
corriente eléctrica y ubicada a 2.0 metros de altura. Dicha trampa consiste en una
barra de luz negra en posición vertical de 15 watts provista de cuatro láminas de
plástico transparente y un depósito de aluminio, en el cual son recibidos los insectos
que atraídos por la luz chocan con las láminas y caen.
Al mismo tiempo se recolectaron los individuos que se encontraban en áreas
cercanas a la lámpara, sobre todo aquellos que se encontraban copulando. Los
especimenes colectados en la trampa y en el campo se colocaron en botes de
plástico de un litro, con perforaciones en la tapa y se concentraron en el laboratorio.
3.3.1.2 Separación de la especie P. ravida
La separación de la especie P. ravida, se llevó a cabo de acuerdo a las claves de
King (1984), en las que se toma en cuenta el genital masculino, así como otras
características morfológicas de la especie como lo son la forma de las uñas
mesotarsales masculinas (Morón, 1986).
3.3.1.3 Producción de huevecillos
Una vez identificada la especie, se formaron grupos de 25 parejas de adultos y
fueron colocadas en cubetas de plástico de 20 litros con perforaciones en la tapa,
con aproximadamente 15 cm de suelo de textura franca con 22% de humedad
(Goonawardene, 1985), el suelo fue esterilizado en una autoclave a una presión de
20 libras/pulgada2 durante 1.5 horas o equivalente; para posteriormente ventilar el
suelo durante 24 horas. En el centro de la cubeta se colocó un frasco de vidrio con
250 cc de agua y ramas de Acacia farnesiana (L), que sirve de alimento y sostén de
los insectos para la cópula. La temperatura a la que permanecieron fue de 22 ±1ºC.
Diez días después se revisaron las cubetas, se extrajeron los huevecillos y se
colocaron en charolas de plástico de 30x20x7 cm, con una capa de 1.5 cm de suelo
42
húmedo cubierto con papel absorvente en donde permanecieron alrededor de 8 días.
Los huevecillos de mayor tamaño fueron pasados en grupos de 60 a contenedores
de 32x21x13 cm con una capa de 3 cm suelo franco esterilizado de así como
germinado de arroz, en donde emergen las larvas.
3.3.2 Cría de larvas
Las larvas recién emergidas iniciaron su alimentación consumiendo las pequeñas
raíces del arroz; a los 7 días se cortó el arroz en su parte aérea y se realizó una
nueva siembra de germinado de arroz, en otra capa de 3 cm de suelo; a los 8 días
se aplicó la última capa de suelo y se realizó la última siembra de arroz. Desde el
momento en que se depositaron los huevecillos en el contenedor hasta la última
siembra transcurrieron 21 días durante los cuales se desarrollaron las larvas de
primer estadio.
A los de 30 días, se vació el suelo sobre un plástico negro para separar las larvas de
primer y segundo estadio. Las de primer estadio fueron regresadas al contenedor
con suelo y germinado de arroz y las de segundo estadio fueron colocadas en forma
individual en vasos de plástico de 200 ml, los cuales contenían 100 cc de suelo y dos
plántulas de maíz de 5 días de emergidas. Las plántulas fueron remplazadas cada
semana; la alimentación de las larvas fue complementada con rebanadas de
zanahoria y permanecieron en estas condiciones hasta el tercer estadio y fase final
del desarrollo larval.
Para facilitar el manejo del segundo y tercer estadio, los vasos son colocados en
grupos de 20, sobre charolas de 44x35x3 cm e introducidas en bolsa de plástico, lo
cual permite conservar humedad. Todo el alimento fue previamente desinfectado
con hipoclorito de sodio al 1% y durante todo el proceso de cría, se mantuvo una
temperatura ambiental de 23 ° C. Finalmente, las larvas de tercer estadio fueron
individualizadas en cajas de Petri de 12 x 1.5 cm con suelo húmedo y alimentadas
43
con rebanadas de zanahoria (Cherry y Clein, 1997) hasta ser utilizadas en el
bioensayo.
3.3.3 Aislamientos
Para el bioensayo se seleccionaron los aislados Bb1, Bb2 y Bb3 obtenidos en la
colecta de campo y con las larvas en tercer estadio de P. ravida, provenientes de la
cría masiva obtenidas en el laboratorio.
3.3.4 Inoculación de larvas
Para la inoculación de las larvas, se utilizó una suspensión de conidiass a la
concentración de 1x108 conidias/ml. Las larvas fueron inoculadas en forma individual;
cada larva fue introducida en la suspensión contenida en un vaso de precipitado
durante 30 segundos (Moorhouse, 1993); posteriormente fueron colocadas a cajas
de Petri, en donde permanecieron alimentándoseles con rebanadas de zanahoria
(Raid y Cherry 1992; Cherry y Clein 1997; Converse y Greval 1998). El experiemento
se realizó a 25ºC en condiciones de laboratorio. Cada 24 horas se revisaron las
larvas y se registró el número de larvas muertas por hongo (Keller et al., 1999).
Para determinar si una larva estaba muerta, se detectó si dicha larva no se movía, al
tocarla en la superficie ventral del tórax. Las larvas muertas se separaron, se lavaron
con agua destilada estéril sobre una capa doble de papel filtro, para favorecer la
esporulación del hongo (Barson et al., 1994).
3.3.5 Diseño
El diseño experimental utilizado en este bioensayo fue completamente al azar, con 4
tratamientos y 4 repeticiones (Lezama et al., 2000). Cada tratamiento estuvo formado
por cada aislado del hongo y el testigo, el cual estuvo formado por la aplicación de
agua destilada estéril al 0.1% de Tween. En total se utilizaron 20 larvas por unidad
44
experimental en cada tratamiento.
3.3.6 Análisis estadístico
Los datos se sometieron a un análisis de varianza y una prueba de medias de
acuerdo a Tukey 0.05 (Stimac et al., 1993), utilizando el programa SAS (1993).
45
IV.-RESULTADOS
4.1 Especies de gallina ciega asociadas al cultivo del maíz
En total se colectaron 291 larvas en las tres zonas agroclimáticas del estudio. En la
zona húmeda se colectó el 82 % (238); en la zona subhúmeda, un 16% (47) y en la
zona semiárida solo un 2% (6) (Figura 8). De acuerdo al número de larvas colectadas
por cepellón, en las tres zonas, se encontraron 1.9, 0.4 y 0.06 larvas, el mismo
orden.
Figura 8. Proporción del número de larvas de gallina ciega obtenidas en
distintas zonas agroclimáticas, de Los Altos de Jalisco, México.
Con respecto al número de géneros y especies de gallinas ciegas, en total se
identificaron tres géneros Phyllophaga, Anomala y Cyclocephala y 10 especies
asociadas con la rizósfera del maíz. Las cantidades de individuos de cada una de las
82%
16%
2%
Z. T. húmeda
Z. T. Subhúmeda
Z. T. semiseca
46
especies encontradas corresponden a P. dentex, con 27.4%; P. ravida, con 27.1%;
C. Lunulata, 17.9%; C. Comata, 9.6%; C. Lurida, 4.8%; P. polyphylla, 4.1%; P.
vetula, 3.1%; P. fulviventris, 2.7%; P. obsoleta, 2.1% y Anomala sp. 1%,
respectivamente. Se encontró que las especies P. dentex y P. ravida, representan el
54.5% del total de individuos colectados y junto con C. lunulata, suman el 72.4%. Por
otro lado, las especies menos abundantes fueron P. vetula, P. fulviventris, P.
obsoleta y Anomala sp. (Cuadro 2, Figura 9).
De la misma forma, se encontró que del total de las especies, las del género
Phyllophaga representan el 66.5%; de Cyclocephala, el 32.3% y de Anomala, un
1.2%. Las especies de Cyclocephala, C. lunulata fue la más abundante (Cuadro 2,
Figura 9).
Cuadro 2. Especies de gallina ciega (Coleoptera: Melolonthidae) presentes en Los
Altos de Jalisco, México.
No
especies
Subfamilia Especie No.
Larvas
%
1 Melolonthinae Phyllophaga(Phyllophaga) dentex (Bates.) 1888 80 27.4
2 Melolonthinae Phyllophaga(Phyllophaga) ravida(Blanch.) 1850 79 27.1
3 Dynastinae Cyclocephala lunulata (Burm.) 1847 52 17.9
4 Dynastinae Cyclocephala comata (Bates) 1888 14 9.6
5 Dynastinae Cyclocephala lurida coahuilae (Bates) 1888 12 4.8
6 Melolonthinae Phyllophaga (Phyllophaga) polyphylla(Bates), 1988 28 4.1
7 Melolonthinae Phyllophaga (Phyllophaga) vetula (Horn) 1887 9 3.1
8 Melolonthinae Phyllophaga (Phyllophaga) fulviventris (Moser) 1918 8 2.7
9 Melolonthinae Phyllophaga(Phytalus) obsoleta(Blanch), 1850 6 2.1
10 Rutelinae Anomala sp. 3 1.2
Total de larvas 291 100
47
27%
27%18%
10%
5%
4%3%3%2%1%
P. dentexP. ravidaC. lunulataP. polyphyllaC. comataC. lurida coahP. fulviventrisP. vetulaP. obsoletaAnomala
Figura 9.- Proporción de las especies de gallina ciega encontradas asociadas al
cultivo de maíz en Los Altos de Jalisco, México.
Con respecto a la ubicación de las especies de gallina ciega y su distribución en las
tres zonas agroclimáticas, se encontró que las 10 especies están presentes en la
zona templada húmeda, estas son P. dentex, P. ravida, C. lunulata, C. comata, C.
lurida, P. polyphylla, P. vetula, P. fulviventris, P. obsoleta y Anomala sp.; en la zona
templada subhúmeda se encontraron siete de las 10 especies detectadas, ellas son
P. ravida, C. lunulata, C. comata, P. polyphylla, P. vetula, P. obsoleta y Anomala sp.;
en la zona semiseca, únicamente se encontró la especie P. ravida. Esta última
especie es la única que fue encontrada en las tres zonas (Figura 10).
48
La proporción de cada una de las especies, en las diferentes zonas agroclimáticas,
se muestran en las figuras 11A y 11B. En la zona templada húmeda las dos especies
más abundantes fueron P. dentex y P. ravida, mientras que en la zona templada
subhúmeda sobresalieron las especies C. lunulata y P. ravida. Las especies que son
comunes en las dos zonas y que tienen cierto nivel de abundancia son P. ravida, C.
lunulata y P. poliphylla . La especie P. dentex fue la más abundante en la zona
templada húmeda.
Figura10. Especies de gallina ciega presentes en las zonas agroclimáticas de la
región de Los Altos de Jalisco, México.
Z. T Húmeda P. dentex P. ravida P. obsoleta P. fulviventris P. polyphylla P. vetula C. lunulata C. cumata C. lurida Anomala
Z. T. Subhúmeda P. ravida P. polyphylla P. vetula P. obsoleta C. lunulata C. comata C. lurida coah.
Z.T. Semiseca P. ravida
49
Figura 11 A) Proporción del número de especies de gallina ciega en la
zona IV templada húmeda.
Figura 11 B) Proporción del especies de gallina ciega en la zona III templada
Subhúmeda.
0.0
5.010.0
15.0
20.025.030.0
35.0
%
P. dentexP. ravida
C. lunulata
P. polyphylla
C. comataP. fulviventris
P. vetula
C. lurida coah.
P. obsoletaAnomala sp.
0.0
10.0
20.0
30.0
40.0
50.0
%
C. lunulata
P. ravida
P. polyphylla
C. lurida coah.
C. comata
P. vetula
P. obsoleta
50
4.1.1 Características agroclimáticas de los sitios de muestreo
En lo que respecta a las características agroclimáticas de los sitios de muestreo se
encontró que los suelos de las localidades de Acatic, Arandas, Tepatitlán y Jesús
María, que corresponden a la zona templada húmeda, tienen textura arcillosa,
valores de pH menor de 5.2 y contenido de manganeso que varía desde 12 hasta 40
ppm; la precipitación pluvial anual es superior a 645 mm. Las localidades de San
Miguel y Villa Obregón, de la zona templada subhúmeda; Teocaltiche y Villa Hidalgo,
de la zona templada semiseca, presentan en su mayoría con arenosa, pH superior a
6.0, contenido de manganeso de 5 ppm y la precipitación menor a 600 mm. Otras
variables como el contenido de nitrógeno amoniacal, potasio y la temperatura media,
en las tres zonas no guardan una tendencia significativa (Cuadro 3).
Cuadro 3. Características agroclimáticas de los sitios de muestreo.
Loc. Mtra Zona Longitud W Latitud N Altitud
msnm
%
are
%
arc
%
lim
%
Mo
pH Nam
ppm
P
ppm
K
ppm
Ca
ppm
Mg
ppm
Mn
ppm
Pp
mm
TM 0 C
1 25 T H 102048’38’’ 20043’53’’ 1770 26.5 45.6 27.8 1.9 5.1 80 50 250 1600 25 25 773 17.8
2 25 T H 102037’39’’ 20049’57’’ 1870 28.5 43.6 27.8 1.0 4.3 12 25 120 900 25 25 778 18.6
3 25 T H 102038’58’’ 20050’43’’ 1800 28.5 43.6 27.8 1.6 4.2 12 25 180 1600 50 12 778 18.6
4 25 T H 102013’54’’ 20041’19’’ 2200 40.5 29.6 29.8 2.0 4.2 35 25 180 900 25 40 646 16.8
5 25 T SS 102037’13’’ 21040’56’’ 1966 52.7 13.6 33.6 1.6 6.3 12 25 250 1200 50 5 500 19.3
6 25 T SH 102017’03’’ 21004’34’’ 1910 60.9 17.3 21.8 4.8 6.9 12 25 250 1600 125 5 571 17.4
7 25 T SH 102040’11’’ 21008’57’’ 1860 33.1 27.3 39.6 1.9 6.5 12 12 250 1200 125 5 558 19.1
8 25 T SS 102030’17’’ 21030’17’’ 1823 55.1 13.3 31.6 1.6 6.6 12 12 250 1200 125 5 514 18.6
9 25 T H 1020 24’35’’ 20049’35’’ 2010 32.9 41.3 25.8 3.2 5.0 12 12 120 1600 25 25 780 17.2
Loc: 1) Acatic, 2) Tepatitlán a, 3)Tepatitlán b, 4) Jesús María, 5) Villa Hidalgo, 6)San Miguel, 7 Villa Obregón, 8)
Teocaltiche, 9) Arandas; Mtra: Zona: TH)Templada húmeda;TSS) Templada semiseca; TSH)Templada
semihúmeda. Are=Arena, arc=Arcilla, lim=Limo,MO=MateriaOrgánica,PH, Nam=Nitrógeno amoniacal, P=Fósforo,
K=Potasio, Ca=Calcio, Mg=Magnesio, Mn=Manganeso,Pp= Precipitación pluvial, TM=Temperatura Media.
51
4.1.2 Prácticas de manejo del cultivo de maíz en los sitios de muestreo
Se encontró que el manejo que se le dio al cultivo de maíz en las tres zonas de
estudio fue variado, a excepción de la práctica de labranza, que fue casi siempre el
tradicional; la aplicación de estiercol de bovino se realizó en siete de las nueve
localidades y en ocho de los nueve sitios desarrollan el sistema de siembra maíz –
maíz, es decir, no realizan rotación de cultivos.
Se encontró que el control de plagas se realiza en los sitios de Acatic, los dos sitios
de Tepatitlán, Arandas y Jesús María, que corresponden a los de mayor presencia
de gallina ciega y es donde se realiza también, control de maleza, mediante
aplicación de herbicidas en preemergencia; la variedad de maíz es el criollo, de cada
localidad. El fertilizante nitrogenado es desde 0 hasta 180 kg por hectárea, mientras
que el fósforo oscila entre 0 y 70 kg por hectárea (Cuadro 4).
Cuadro 4. Variables de manejo del cultivo de maíz en los sitios de muestreo en Los
Altos de Jalisco, México.
No. Sistema de
siembra
Rotación Estiérol Variedad Control Q.
De plagas.
Control Q.
Maleza
Kg de N / ha
(FN)
Kg de P / ha
(FP)
1 Labr. Tradic. Maíz-Maíz Si H-1464 (C) Si Si 180 70
2 Labr. Tradic. Maíz-Maíz No H-1070 (C) Si Si 96 69
3 Labr. Tradic. Maíz-Maíz Si Criollo Si 0 0 0
4 L. Conservación M- Trigo Si Halcón (A) Si Si 100 60
5 Labr. Tradic. Maíz-Maíz Si Criollo NO Si 27 9
6 Labr. Tradic. Maíz-Maíz Si Verens NO SI 36 46
7 Labr. Tradic. Maíz-Maíz Si Criollo NO NO 0 0
8 Labr. Tradic. Maíz-Maíz Si Criollo NO NO 0 0
9 Labr. Tradic. Maíz-Maíz NO H-1070 (C) Si SI 45 46
(C): CATASMET, (A): ASGROW
52
Los análisis de correlación múltiple, realizados entre el número de larvas de cada
especie de gallina ciega con el contenido de p, M.O., Mn, FP, Pp., %arena y pH,
indicaron correlación significativa con las especies C. lunulata, P. ravida, P. dentex y
P. poliphylla (Cuadro 5).
La presencia de la especie C. lunulata se correlacionó positivamente con el
contenido de materia orgánica (MO %) y el contenido de fósforo (ppm), esto indica
que según el modelo a mayor cantidad de fósforo y de materia orgánica, el número
de larvas aumenta (Figura 12, cuadro 5). Por su parte, la especie P. ravida se
correlacionó positivamente con el contenido de manganeso (Mn) y en forma negativa
con la fertilización fosfórica (FP), es decir, que a medida que se incrementa el
contenido de manganeso y se reduce el contenido de fósforo, se incrementa el
número de larvas (Figura 13, Cuadro 5).
De igual forma, P. dentex se relacionó positivamente con el manganeso (Mn) y en
forma negativa con la precipitación pluvial (Pp), es decir, de acuerdo al modelo el
número de larvas de esta especie se incrementa, conforme aumenta el contenido de
manganeso (Mn) y disminuye la precipitación pluvial (Pp) (Figura 14, Cuadro 5). Por
su parte, P. polyphylla se relacionó negativamente con la textura arenosa (Are) y
positivamente con el pH, lo que indica que a medida que se incrementa el pH del
suelo y se reduce el % de arena (Are) el número de larvas de esta especie aumenta.
(Figura 15, Cuadro 5).
Cuadro 5. Modelos de regresión entre especies de gallina Ciega y características de
MO= materia orgánica; P= Fósforo en ppm.; Mn= manganeso en ppm; FP= Fertilización
fosfórica;Pp= precipitación en mm. y Are= % de arena, en Los Altos de Jalisco, México.
VARIABLE DEPENDIENTE MODELO R2 Prob>F
No de larvas de C.lunulata Y = -0.54 + 0.14 (MO) + 0.02 (P) 0.30 0.0001
No de larvas de P. ravida Y =0.045 + 0.03 (Mn) - 0.01 (FP) 0.20 0.0001
No de larvas de P. dentex Y = 1.63 + 0.134 (Mn) - 0.01 (Pp) 0.56 0.0001
No de larvas de P. polyphylla Y = -0.44 - 0.01 (Are) + 0.2 (pH) 0.20 0.0001
53
Figura 12. Relación entre las variables contenido de fósforo y materia orgánica del suelo con la presencia de C. lunulata, en Los Altos de Jalisco, México.
Figura 13. Relación entre las variables contenido de manganeso y fósforo del suelo con la presencia de P. ravida en Los Altos de Jalisco, México.
54
Figura 14. Relación entre las variables manganeso y precipitación pluvial con la presencia de P. dentex, en Los Altos de Jalisco, México.
Figura 15. Relación entre las variables % de arena y pH el suelo con la presencia
de P. polyphylla en Los Altos de Jalisco, México.
55
4.2 Presencia de entomopatógenos asociados a especies de gallina ciega, en
los Altos de Jalisco, México.
Se encontró que de las 291 larvas obtenidas en los diferentes sitios de muestreo, 45
(15.4%) de ellas estuvieron infectadas con hongos entomopatógenos. De estos
hongos, 37 (82%) pertenecen a la especie B. bassiana; 5 (11%) a M. anisopliae y 3
(7%) a B. brongniartii (Cuadro 6). Del mismo modo, de las muestras de suelo, en la
localidad de Jesús María fue aislado M. anisopliae y el nematodo Heterorhabditis
sp., posiblemente H. bacteriophora (Cuadro 7).
De los 46 aislados de hongos entomopatógenos, 38 (83%) provinieron de diferentes
especies del género Phyllophaga, 5 (11%) de la especie Cyclocephala lunulata, y
solamente 1 aislado se obtuvo de Anomala sp. Se encontró que de los 46 aislados
de hongos entomopatógenos 45 (99%) fueron obtenidos en la zona templada
húmeda y solamente un aislamiento, el del hongo de M. anisopliae fue obtenido en
la zona templada subhúmeda; en la zona semiseca no se aisló ningún
entomopatógeno. Los municipios en los que más se concentraron los hongos
entomopatógenos fueron Jesús María, con el 53% y Arandas, con el 31% (Cuadro 7).
Cuadro 6. Especies de hongos entomopatógenos aislados de gallina ciega en Los
Altos de Jalisco, México.
ENTOMOPATÓGENO HOSPEDERO TOTAL %
Beauveria bassiana P. dentex, P. ravida, P. polyphylla,
P. vetula, P. obsoleta, C. .lunulata,
Anomala sp.
37 82
Metarhizium anisopliae P. dentex, C .lunulata, Suelo. 5 11
Beauveria . brongniartii P. polyphylla, C. lunulata. 3 7
Total de aislamientos. 45 100
56
Cuadro 7. Especies de entomopatógenos asociados a gallina ciega y su ubicación geográfica, en Los Altos de Jalisco, México.
No Progre. Entomopatógeno Hospedero Localidad Zona Agroclim. Longitud W Latitud N
1 M. anisopliae (suelo)Galleria m. Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 2 B. bassiana C. lunulata Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 3 B. bassiana P. obsoleta Tepatitlán B T. Húmeda 1020 37’ 39’’ 20049’57’’ 4 B. bassiana Anomala sp..p Tepatitlán B T. Húmeda 1020 37’ 39’’ 20049’57’’ 5 B. bassiana P.vetula Tepatitlán B T. Húmeda 1020 37’ 39’’ 20049’57’’ 6 B. bassiana C. lunulata Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 7 B. bassiana P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 8 B. bassiana P.dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 9 B. bassiana P. ravida Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 10 B. bassiana P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 11 M. anisopliae C. lunulata San Miguel T.Semiseca 1020 17’ 03’’ 21004’54’’ 12 B. bassiana P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 13 B. bassiana P.vetula Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’’
14 B. bassiana P.vetula Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 15 B. bassiana P. dentex Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 16 B. bassiana P.vetula Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 17 B. bassiana P. ravida Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 18 B. bassiana P.dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 19 B. bassiana P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 20 B. bassiana P. polyphylla Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 21 B. brongniartii P. polyphylla Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 22 B. bassiana P. polyphylla Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 23 B. bassiana Anomala sp..p Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 24 B. brongniartii C.lunulata Acatic T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 25 B. bassiana P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 26 B. bassiana P.dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 27 B. bassiana P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 28 B. bassiana P. ravida Tepa Baluarte T. Húmeda 1020 37’ 39’’ 20049’57’’ 29 B. bassiana P. polyphylla Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 30 B. bassiana P. ravida Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 31 B. bassiana P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 32 B. bassiana P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 33 B. bassiana P. polyphylla Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 34 B. bassiana P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 35 B. bassiana P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 36 B. bassiana P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 37 M. anisopliae P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 38 M. anisopliae P. dentex Tepa Baluarte T. Húmeda 1020 37’ 39’’ 20049’57’’ 39 B. bassiana P. obsoleta Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 40 B. bassiana P. polyphylla Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 41 B. bassiana P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 42 B. bassiana P. polyphylla Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 43 B. bassiana P. polyphylla Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 44 B. brongniartii P. dentex Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’ 45 M. anisopliae P. polyphylla Arandas T. Húmeda 102024’ 35’’ 20049’35’ 46 M. anisopliae C. lunulata Tepa Baluarte T. Húmeda 1020 37’ 39’’ 20049’57’’ 47 Heterorhabditis sp.. Suelo Jesús María. T. Húmeda 1020 13’ 54’’ 20041’19’’
57
4.2.1 Relación de las características de los sitios con la presencia de hongos.
Al igual que con las especies de gallina ciega, los análisis de correlación, entre las
características agroclimáticas, de manejo de los sitios y la presencia de
entomopatógenos, mostraron que algunas de ellas correlacionaron con la presencia
de la especie B. bassiana y se obtuvo el siguiente modelo de regresión múltiple:
Y = 0.187 - 0.007(Arc) - 0.01(P) + 0.03 (Mn) con P>F= 0.0001 y r2 = 0.4
Lo que significa que la presencia de B. bassiana está en función de la textura y del
contenido de fósforo y manganeso en el suelo; es decir, que el número de
aislamientos de B. bassiana (Y) se incrementa conforme disminuyen el porciento de
arcilla (Arc) y el contenido de fósforo (P); así como al aumentar el contenido de
manganeso (Mn).
Se encontró que la variación entre la presencia del número de aislamientos de B.
bassiana depende del comportamiento de los factores (Figura 16a y 16b). Lo anterior
indica que conforme disminuye la presencia de fósforo (0 P) y en presencia de
manganeso la cantidad de aislados de este hongo aumenta, como en la Figura 16a
y 16 b.
Del mismo modo, se encontró que el aumento en el contenido de manganeso, tal
como se aprecia en las figuras 17 a y 17 b, da como resultado un aumento en el
número de aislamientos de B. bassiana; sin embargo, en un suelo con alto nivel de
este elemento, se esperaría la presencia de hongos sin importar el nivel de los otros
dos factores.
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Figura 16 a Presencia de aislamientos de B. bassiana en función del contenido de arcilla (Arc) y manganeso (mn ) en ausencia de Fósforo (0P), en Los Altos de
Jalisco, México.
Figura 16 b Presencia de aislamientos de B. bassiana en función del contenido de arcilla (Arc) y manganeso (mn) con alto contenido de fósforo (60P), en Los altos de Jalisco, México.
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Figura 17 a. Relación entre las variables fósforo y contenido de arcilla con la presencia de B. bassiana en ausencia de manganeso (0 Mn), en Los Altos de Jalisco, México.
Figura 17 b. Relación entre las variables fósforo y contenido de arcilla con la presencia de B. bassiana y un nivel alto de manganeso (40 Mn), en Los Altos de Jalisco, México.
60
4.3 Patogenicidad de B. bassiana en larvas de P. ravida .
Con respecto a la virulencia de tres aislados de B. bassiana en larvas de tercer
estadio de P. ravida, a la concentración de 1x108 conidias/ml, se encontró que las
primeras larvas muertas por hongo se observaron a los 28 días después de la
inoculación. La mortalidad total, acumulada hasta los 91 días, fue de 8.8, 10 y 17.5%,
para los aislados provenientes de Phyllophaga sp., Cyclocephala sp. y Anomala sp.,
respectivamente, periodo en el que las larvas no afectadas por los hongos
emergieron como adulto. El análisis de varianza, realizado con el número de larvas
muertas en cada uno de los tratamientos, mostró que hay diferencias significativas
entre la virulencia de los aislados, con respecto a la especie P. ravida (Cuadro 8).
Cuadro 8. Análisis de varianza para el número de larvas muertas de gallina ciega
bajo el efecto de tres aislados del hongo B. bassiana a la concentración de
1x10 8 conidias por ml.
F.Var. GL SC CM F CALC. Pr > F
TRA 3 2.46500000 0.82166667 6.06 0.0153
REP 3 0.51500000 0.17166667 1.27 0.3431
Error 9 1.22000000 0.13555556
Total 15 4.20000000
C.V. 23.0%
La prueba de comparación de medias por Tukey (0.05) indicó que los tres aislados
de B. bassiana sor virulentas para larvas de P. ravida; sin embargo, el aislamiento
obtenido de una especie de Anomala resultó no compartir igualdad estadística con el
segundo nivel de significancia, al que corresponde el testigo y se detectó que los
aislados de Cyclocephala sp. y Phyllophaga sp. comparten igualdad estadística con
el tratamiento testigo (Cuadro 9).
61
Cuadro 9. Porcentaje de mortalidad de larvas y separación de medias de P. ravida
por el efecto de aislados del hongo B. bassiana a la concentración de 1x108
conidias/ml.
Tratamiento Mortalidad (%)
B. bassiana aislado de Anomala sp. 17.5a
B. bassiana aislado de Cyclocephala sp. 10 ab
B. bassiana aislado de Phyllophaga sp. 8.8 ab
Testigo 0 b
C.V. 23%; Media:12.1%
62
V.- DISCUSIÓN
5.1 Identificación de especies de gallina ciega asociadas al maíz
La presencia de gallina ciega en su estado adulto ha sido reportada, prácticamente
en todos los ambientes de México y en la mayoría de los cultivos, principalmente en
gramíneas (Gipson y Carrillo, 1959). De La Paz (1993) reporta en la región de Los
Altos, la presencia de adultos de Cyclocephala sp. Strategus julianus L; Ligyrus sp. ,
Cotinis mutabilis (G. y P), Euphoria leucografa (G. y P.), Macrodactylus virens Bates
y Phyllophaga longipilosa Bates. En estado de larva solamentese reporta el género
Phyllophaga; con el presente trabajo fue posible identificar a dichas especies en su
estado larvario, lo que constituye una importante aportación para el diseño de
estrategias de control.
La identificación especies de Melolonthidos en estadio de larva resulta difícil por lo
que se reportan pocas especies plenamente identificadas asociadas al maíz (Morón,
1997; King, 1984). En el presente estudio se identificaron, en estado de larva, dos
especies de Cyclocephala; seis de Phyllophaga y una de Anomala; de las seis de
Phyllophaga, dos (P. dentex y P. ravida) son reconocidas asociadas al maíz y
reconocidas como plagas en este cultivo por Morón, (1986); Posteriormente este
mismo autor considera también dañinas a P. vetula y P. fulviventris y P. obsoleta,
por tener hábitos rizófagos (Morón, 1997).
Se observó que la presencia de gallina ciega en la región, está relacionada con
algunas características agroclimáticas de las tres zonas, es decir, se observó que el
mayor número de larvas de las diferentes especies fueron encontradas en la zona
templada húmeda, seguido de la templada semihúmeda y templada semiseca, en
esta última, solamente fue encontrada una especie. Estos resultados coinciden con
los reportados por De la paz (1983), quien señala que los adultos de gallina ciega
tienen su mayor actividad en la zona templada húmeda.
63
La zona templada húmeda es la parte de la región de Los Altos de Jalisco con mayor
potencial de producción de maíz y de otras gramineas, lo que constituye un ambiente
propicio para el desarrollo de especies de gallina ciegas del género Phyllophaga
Cyclocephala y Anomala, tal como lo menciona Rodríguez-del-Bosque (1988), quien
señala que especies rizófagas estrictas, se incrementan conforme aumenta la
superficie de siembra de maíz (Morón, 1983). De igual manera, en esta zona es
donde cada año se utiliza más insecticida para controlar las plagas del suelo, sin que
los resultados sean los esperados, sino por el contrario, a la postre éstas se
incrementan cada año Fox (2000).
La presencia P. ravida y P. polyphylla en la zona de estudio indica que se requiere
de más estudios para conocer otras posibles especies en la región consideradas
económicamente importantes. Morón (1997) señala que en Ameca, Jalisco estas
dos especies, junto con Diabrotica virgifera zeae son las plagas económicamente
más importantes.
Por su parte, la presencia de P. ravida en las tres zonas agroclimáticas confirma que
es una especie ampliamente distribuida en Jalisco, ya que ha sido encontrada
prácticamente en todos los lugares en donde se han realizado estudios de este tipo
(Pérez, 1991; Nájera 1993) y en este estudio fue encontrada en todas las localidades
de muestreo.
Las especies P. vetula, P. fulviventris y P. obsoleta fueron encontradas en menor
proporción en la zona de estudio; sin embargo estas especies están comprendidas
dentro del listado considerado como plagas agrícolas en México y reportadas para
altitudes que van desde 1,200 a 2,400 msnm en vegetación forestal (Morón, 1997).
La especie P. obsoleta tiene un rango más amplio, que va desde de 400 a 2400
msnm y junto a P. fulviventris han sido encontradas también en Centro América
(King, 1984); el área donde se llevó acabo el presente estudio comprende de los
1,770 a los 2,200 msnm.
64
Las tres especies mencionadas han sido reportadas en otras zonas maiceras del
estado de Jalisco, diferentes a la de la región de Los Altos (Pérez, 1991; Nájera
1993); esta investigación confirma la presencia de estas especies también a nivel de
larva, asociadas al cultivo de maíz en esta región.
La ocurrencia de Cyclocephala en pastos del estado de California, EUA, es reportada
por primera vez por Saylor (1945); las especies C. hirta Le Conte, C. lurida Bland, C.
longula Le Conte, C. melanocephala Fabr. y C pasadena Cases, son consideradas
como plagas en pastos (Alí, 1989). La presencia de C. lunulata en estado de larva en
este estudio, coincide con lo reportado por Pérez (1991) y Nájera (1993) en la
Cienega de Chapala, quienes identificaron a esta especie y los mismos
investigadores la ubican como plaga en su estado de larva.
Del mismo modo en la zona de estudio fueron identificadas larvas del género
Anomala; Pérez (1991) y Nájera (1993), reportan la presencia de Anomala
inconstans Burmieister en estado adulto, en zonas de Jalisco cercanas a donde se
realizó el presente estudio, posiblemente el ejemplar aquí encontrado corresponda a
esa misma especie. Morón et al., (1997) reportan esta especie en Jalisco y en otros
estados de la república, esta especie ha sido reportada además de en México, en
Centro América, Sudamérica y el Caribe (Blackwelder, 1944 y Jamenson, 1998); sin
embargo, se requiere de confirmar con otros estudios, si las larvas encontradas en
Los Altos de Jalisco corresponden a esta especie.
Con respecto a la relación que guardan el número de especies de gallina ciega con
los factores agroclimáticos y de manejo, se observó que C. lunulata está
directamente relacionada con el contenido de materia orgánica y con el contenido de
fósforo de los suelos, esta información coincide con lo expuesto por Morón et al.,
(1997), quienes ubican a la tribu Cyclocephalini, a la cual pertenece este género,
como consumidoras tanto de raíces como de restos orgánicos humificados.
65
En el caso de P. ravida, su presencia se relaciona con el contenido de manganeso
de los suelos y de la fertilización fosfórica; por su parte, la especie P. dentex se
relacionó con el contenido de manganeso y la precicipatión pluvial; por último P.
polyphylla, se relacionó con el tipo de textura y con el pH.
En general, el número y diversidad de especies de gallina ciega observadas en la
zona de estudio, tuvo una relación directa con el gradiente agroclimático y
productivo; es decir, en la zona templada húmeda donde se tiene el mayor potencial
de maíz, se encontró que el 82% del total de larvas y el 100% de las especies; en la
zona templada subhúmeda, donde el potencial para el maíz es bueno, se encontró el
16 % del total de larvas y el 66% de las especies; mientras que en al zona templada
semiseca, donde se tiene el menor potencial para maíz, solamente se encontró el
2% del total de larvas y una especie, lo que representa el 11% de las 9 especies
encontradas.
La relación existente entre las características del medio ambiente y de manejo del
cultivo de maíz con la presencia de especies de gallina ciega, requieren de
investigarse con mayor precisión; y estos resultados pudieran servir como base para
futuros trabajos sobre el tema, tal como lo señala Morón (1986) quien sostiene que
se requiere de intensificar este tipo de estudios, para conocer los agroecosistemas
en donde se desarrollan estas plagas y llegar así a tener métodos efectivos de
control.
5.2 Aislamiento e identificación de hongos entomopatógenos asociados a gallina ciega.
La detección y aislamiento de entomopatógenos endémicos de gallina ciega
constituye una oportunidad para conocer los enemigos naturales endémicos en Los
Altos de Jalisco y poder, a partir de ello, seleccionar un posible candidato para ser
considerado como agentes de control biológico, puesto que promueven la estabilidad
de las poblaciones presentes en los agroecosistemás (Trujillo, 1992). Los resultados
obtenidos con el presente estudio motivan a la búsqueda de microorganismos que
66
ofrezcan posibilidades de control contra estas plagas, tal como lo han venido
realizando Shanon et al., (1993) quienes han intensificado los estudios sobre
utilización de aislamientos nativos y exóticos de hongos para pruebas sobre larvas
de Phyllophaga.
Del mismo modo, se han realizado múltiples trabajos para probar la asociación de
hongos del género Beauveria con larvas de Scarabaeidae; Ferrón (1972), llevó a
cabo un diagnóstico patológico en larvas L3 de Melolonta melolonta L., durante 4
meses de cuarentena, en dos épocas diferentes (1971 y 1972), observó que B.
tenella estuvo presente en el 11.2 y 10.7% de las larvas, respectivamente, valores
muy superiores a los obtenidos con otros entomopatógenos como B. popilliae,
Ricketsiella melolonthae, M. anisopliae, Nosema melolonthae, Adelina melolonthae,
otras bacterias y virus.
En este trabajo fueron obtenidos e identificados 46 aislamientos de hongos
entomopatógenos (37 de B. bassiana, tres de B. brongniartii y seis de M. anisopliae)
provenientes de 45 larvas de gallina ciega asociadas al maíz y de una muestra de
suelo. Situación que confirma lo mencionado por Bidochka et al., (1998), quienes
señalan la amplia distribución geográfica de estas especies de entomopatógenos;
así como su amplio rango de especies de insectos en los que suelen estar
presentes (Mugnai et al., 1989).
La proporción mayoritaria de B. bassiana encontrada con relación a M. anisopliae
en larvas de gallina ciega, coincide con lo obtenido por Poprawsky y Yule (1991),
quienes encontraron también una proporción similar en larvas de 2º. y 3er estadio,
mientras que en otros estadios de escarabajos, la incidencia mayor correspondió a
M. anisopliae y otras especies. Entre las especies de gallina ciega de donde fueron
obtenidos los entomopatógenos en Los Altos de Jalisco, se encuentran algunas del
género Phyllophaga, que ya habían sido reportadas como hospederas de M.
anisopliae var. mayor y B. bassiana por Poprawski y Yule (1991) y Berlanga et al.,
(2000).
67
La presencia de las B. bassiana y B. brongniartii ha sido reportada por Hernández et
al., (1994) en una región de Jalisco cercana a la zona de estudio; sin embargo, junto
con M. anosopliae las tres especies encontradas en este trabajo, representan el
primer reporte de la existencia de hongos entomopatógenos en la región de Los
Altos; situación que coincide con lo planteado por Remauddiere y Latge (1985)
quienes señalan la existencia de entomopatógenos en México.
Vannien (1996), señala que la ocurrencia de hongos Hyphomycetos como B.
bassiana, M. anisopliae, P. farinosus (Holmsk) A.H.S. Br G,Sm., Cordyceps militaris
(L.:Fr) Link, sobre insectos al Norte de la Península Escandinaba ha sido acumulada
gradualmente desde el siglo pasado. Por su parte Vannien, Husberg y Hokkanen
(1989) señalan que la presencia Hyphomycetes como de B bassiana, M. anisopliae,
P. farinosus es común encontrarlos en forma natural en suelos no cultivados; sin
embargo, en el presente estudio, las tres especies de hongos (B bassiana, B
brongniartii y M. anisopliae) fueron encontrados bajo suelo cultivable.
En esta investigación la especie B. bassiana fue aislada de todas las especies de
gallina ciega encontradas en la región: P. dentex, P. ravida, P. polyphylla, P. vetula,
P. obsoleta, C. lunulata y Anomala, esto coincide con lo expuesto por Mc Leod,
(1954) y De Hoog (1972), quienes afirman que desde su descubrimiento como
causante de la enfermedad conocida como muscardina del gusano de seda, B.
bassiana junto con B. brongniartii, atacan a todos los estadios de todos los grupos
de insectos.
Del mismo modo en el presente estudio se obtuvieron aislamientos de M. anisopliae
de C. lunulata, P. dentex y P. polyphylla. Este hongo ha sido aislado también de
Anomala expansa (Bates) en Taiwan en 1962; ha sido reconocido como virulento en
hospederos de Scarabaeidae ( Fargues y Robert, 1983) y ha sido reportado
causando enfermedad a larvas de Psilophplis vestila (Sharp) (Coleoptera:
Melolonthidae) la cual es una plaga importante del árbol de caucho en 1965
68
(Thomas, 1973); es decir, se tiene una opción como microorganismo
entomopatógeno nativos, el cual ha sido reconocido como agente de control de
gallinas ciegas (Propawsky y Yule, 1991).
Tulloch (1976) separó a este hongo en dos variedades: flavoviridaeata y anisopliae;
esta última ha sido utilizada para control de Oryctes rhinoceros L. (Coleoptera:
Scarabaeidae) (Latch, 1976). Las dos variedades han sido utilizadas en Francia, para
el control de Otiorhynchus sulcatus F. (Coleoptera: Curculiónidae), insecto de
importancia económica en cultivos de fresa (Soares et al., 1983); Por su parte Rayd y
Cherry, (1992), han utilizado aislamientos M. anisopliae, provenientes de L.
subtropicus B. para estudios de mortalidad de larvas; es decir es una especie
ampliamente utilizada para el control biológico de plagas agrícolas que incluso en
algunos países ya tienen formulaciones comerciales (Zimmermann, 1993).
De la especie B. brongniartii fueron obtenidos tres aislamientos, cada uno de larvas
de P. dentex, P. polyphylla y C. Lunulata respectivamente. Esta especie fue
separada de B. bassiana por la forma y tamaño de sus conidias así como por la
forma elíptica mayoritaria de sus conidias y forma alargada de su fialide (De Hoog,
1972). Este hongo es considerado un excelente insecticida biológico, sobre todo si se
cuenta con humedad y temperaturas adecuadas, para el control de Melolontha
melolontha L. (Ferrón, 1965). Por su parte Keller et al., (1999), resalta también la
patogenicidad de este hongo en M. melolontha L. y su rápida multiplicación e
infección entre individuos.
Hace falta evaluar cada uno de los aislados en este estudio para tratar de
seleccionar el aislado y la especie de hongo entomopatógeno para cada una de las
especies de gallina ciega, con miras de generar un desarrollo biotecnológico para el
control biológico de gallina ciega.
En relación a las zonas agroclimáticas, se encuentra que la mayor cantidad de
microorganismos entomopatógenos (hongos y una especie de nematodo) fueron
69
obtenidos en la zona templada húmeda, donde es de esperarse que exista la mayor
cantidad de factores bióticos y abióticos que favorezcan su desarrollo, tal como lo
mencionan Lingg y Donaldson (1981), Osborne y Boucias (1985), Gaugler et al.,
(1989) y Studert et al., (1990); además que B. bassiana tiene un amplio rango de
adaptación por temperatura, (Fargues et al., 1997).
Hywel-Jones y Gillespie (1990) mencionan que B. bassiana y M. anisopliae
concurren cuando la temperatura es adecuada y existen insectos en donde puedan
hospedarse; lo cual coincide con estos resultados ya que en la zona donde hubo la
mayor presencia de insectos se observó también la mayor cantidad de hongos
entomopatógenos.
B. bassiana ha sido aislado más frecuentemente a temperaturas comprendida entre
(8-15º C) comparado con M. anisopliae (Bidochka et al., 1998); en este trabajo sin
embargo no se observó este fenómeno, puesto que en los sitios de muestreo la
temperatura ambiental osciló entre 16.2º y 19.3º C. También se menciona que en
Europa B. bassiana se ha localizado en ambientes naturales y M. anisopliae zonas
de cultivo (Vanninen 1996; Stenzel 1992; Mietkowski et al., 1991; Kleespies et.
al.1989) y en Australia lo confirma Rath et al., (1992); en este estudio los muestreos
de larvas hospedantes y en consecuencia la presencia de hongos fue observada en
suelos de cultivo
Finalmente, en el modelo de regresión obtenido para la presencia de
entomopatógenos, puede observarse que la presencia de B. bassiana se relaciona
en forma negativa con el contenido de arcilla (Arc) y con el fósforo del suelo (P) y en
forma positiva con el contenido de Manganeso (Mn); condiciones similares se
presentaron en suelos forestales ácidos de Finlandia, en donde ha predominado la
presencia de B. bassiana (Vanninen, 1996). Sin embargo esta correlación entre el
hongo y las características el contenido de este elemento, requiere más
investigación para explicar el fenómeno.
70
5.3 Mortalidad de larvas de Phyllophaga ravida
La evaluación de tres aislamientos del hongo B. bassiana obtenidos de tres especies
de gallina ciega, en larvas de P. ravida, especie reconocida como una de las de
mayor importancia económica (Morón, 1986), mostró que el nivel de mortalidad
acumulada causada por los aislamientos en el bioensayo oscilaron entre el 8.8 y el
17.5 %, a los 91 días después de la inoculación; el valor más alto se presentó con el
aislado de Anomala sp. (17.5%); sin embargo, estos datos toman interés,
considerando los resultados que encontró Shanon (1993) en Costa Rica, en donde
cepas de B. bassiana no tuvieron éxito con larvas de 2º estadio de P. menetriesi y
esporádicamente mató larvas de 3er. estadio.
Datos similares muestra Crocker (1987), quien reporta niveles de mortalidad por
debajo del 8% en larvas de Phyllophaga, a los 52 días después del tratamiento con
dos aislamientos de B. bassiana. Por su parte, Poprawski y Yule (1991) encuentran
niveles de mortalidad del orden del 24% con B. bassiana, en comparación con M.
anisopliae el cual mata entre el 82 y 97% de larvas de 2º y 3er estadio de
Phyllophaga, pero por inyección. Por su parte, Ferrón (1967) mide los niveles de
micosis presentados por larvas de M. melolontha, después de la infección de este
Beauveria tennela (Delacr.) Siesmako (=B. brongniartii), perteneciente al mismo
grupo de hongos (Tubaki, 1952) y encuentra también bajos niveles de mortalidad, el
rango obtenido varia de 4% a 76%, esta última cifra con un nivel de 1011
conidiosporas por m2 de suelo.
Con larvas de otro tipo de escarabajos, como Alphitobius diaperinus Panzer
(Coleoptera: Tenebrionidae), B. bassiana es capaz de causar un 100% de
mortalidad, a dosis de 2.5 x1011 conidias /m2 (Geden et al., 1998); así como en
larvas de Chalcodermus bimaculatus (Coleoptera: Curculionidae) en que B. bassiana
mata hasta un 90% (Quintela et al., 1990). Estos resultados hacen suponer que
larvas jóvenes de gallina ciega, pudieran tener más susceptibilidad a B. bassiana,
situación que motiva para realizar ensayos con larvas de primeros estadios.
71
Estos resultados permiten aseverar que B. bassiana es un hongo patógeno natural
de larvas de gallina ciega que puede ser considerado como alternativa, no obstante
que se presentaron bajos niveles de mortalidad, situación que motiva para continuar
con más investigación tendiente a evaluar la virulencia de los aislados: ya que se ha
demostrado que son muchos los factores que influyen sobre micosis de B. tenella
(temperatura, humedad, tipo del suelo entre otros) en los bioensayos de laboratorio
(Ferron, 1965)
Otros trabajos se han enfocado a reducir poblaciones de larvas, mediante el uso de
otra especie de Beauveria, tal es el caso del estudio realizado por Keller et al.,
(1997), quien realiza aplicaciones aéreas de esporas de B. brongniartii en adultos de
M. melolontha, para controlar las larvas de generaciones subsecuentes, las cuales
son una plaga importante de plantaciones forestales en el Norte de Suiza y
encuentra que hay una mayor tasa de reproducción, en el área no tratada por el
hongo que en el área tratada.
Situación similar había ocurrido con aplicaciones de B. bassiana en adultos de
Leptinotarsa decemlineata (Coleoptera: Chyzomelidae), en donde se observa una
reducción de larvas de la generación subsecuente en áreas en donde es aplicado el
hongo a los adultos (Storch y Dill, 1987). Estos resultados pueden conducir a realizar
estudios con mayor control de variables (laboratorio, invernaderos, etc.) que permitan
conocer mejor el fenómeno de transferencia del patógeno entre un estadio a otro del
insecto.
Los resultados del presente estudio pueden considerarse como una oportunidad para
continuar realizando pruebas con los aislamientos obtenidos, sobre las diferentes
especies de gallina ciega existentes en la zona de estudio y fuera de él, ya que de
acuerdo a Morón (1986) se requiere de estudios de los agroecosistemas, para
definir métodos eficientes de control de las gallinas ciegas consideradas como
plagas.
72
VI.-CONCLUSIONES
Bajo las condiciones en que se llevó a cabo la presente investigación, se puede
concluir lo siguiente:
Se confirma la hipótesis de que existen diferentes especies de gallina ciega
asociadas al cultivo de maíz en Los Altos de Jalisco; las especies presentes de
mayor a menor abundancia fueron: P. dentex, P. rabiad C. lunulata, C. cumata, C.
lurida coahulae, P. polyphylla, P. vetula , P. fulviventris , P. obsoleta y Anomala sp;
cuya distribución de mayor a menor número de individuos fue en la zonas templada
húmeda, templada subhúmeda y templada semiseca. La especie P. ravida se
encontró en las tres zonas agroclimáticas. Se detectó que algunas de las especies
de gallina ciega están relacionadas positivamente con características del suelo, como
materia orgánica, fósforo, manganeso y pH; en forma negativa se relacionaron con la
textura arenosa, la fertilización fosfórica y la precipitación pluvial.
Se confirma también la hipótesis de que las especies de gallina ciega asociadas al
maíz en Los Altos de Jalisco, son infectadas por entomopatógenos. El
entomopatógeno más frecuente fue el hongo B. bassiana, mismo que fue aislado de
larvas de P. dentex, P. ravida, C. lunulata, P. polyphylla, P. vetula, P.obsoleta y
Anomala; el hongo M. anisopliae fue aislado de C. lunulata, P. dentex y P.
polyphylla y la especie B. brongniartii se encontró en larvas de C. lunulata, P. dentex
y P. polyphylla. Del mismo modo, se encontró el nematodo heterorhabditis sp.
extraído de suelo. A excepción de un aislamiento de M. anisopliae, todos los
entomopatógenos fueron encontrados en la zona templada húmeda.
La abundancia de la especie B. bassiana se relacionó de forma negativa con el
contenido de arcilla y el fósforo del suelo y en forma positiva, con el contenido de
manganeso.
En condiciones de laboratorio, tres aislados de B. bassiana fueron capaces de matar
larvas de P. ravida a los 28 días después de la inoculación; a los 91 días
postinoculación se alcanzó una mortalidad máxima de 17.5%. Los tres aislados de B.
bassiana probados sobre larvas de P. ravida fueron estadísticamente iguales, con
niveles de mortalidad entre el 8 y 17.5%
73
VII.- LITERATURA CITADA
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