Universidad de San Carlos de Guatemala Facultad de Ingeniería … · 2017. 11. 23. ·...

Universidad de San Carlos de Guatemala

Facultad de Ingeniería

Escuela de Ingeniería Química

ELABORACIÓN Y VALIDACIÓN POR MICROBIOLOGÍA DE UN MÉTODO DE LIMPIEZA Y

SANITIZACIÓN DE EQUIPOS EN LA INDUSTRIA ALIMENTICIA DE MIEL DE ABEJA

Marilyn Andrea Ajá Velásquez

Asesorado por la Inga. Diana Dinorah Domínguez Duarte

Guatemala, marzo de 2017

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA

FACULTAD DE INGENIERÍA

ELABORACIÓN Y VALIDACIÓN POR MICROBIOLOGÍA DE UN MÉTODO DE

LIMPIEZA Y SANITIZACIÓN DE EQUIPOS EN LA INDUSTRIA ALIMENTICIA

DE MIEL DE ABEJA

TRABAJO DE GRADUACIÓN

PRESENTADO A LA JUNTA DIRECTIVA DE LA


POR

MARILYN ANDREA AJÁ VELÁSQUEZ

ASESORADO POR LA INGA. DIANA DINORA DOMÍNGUEZ DUARTE

AL CONFERÍRSELE EL TÍTULO DE

INGENIERA QUÍMICA

GUATEMALA, MARZO DE 2017

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA


NÓMINA DE JUNTA DIRECTIVA

DECANO Ing. Pedro Antonio Aguilar Polanco

VOCAL I Ing. Angel Roberto Sic García

VOCAL II Ing. Pablo Christian de León Rodríguez

VOCAL III Ing. José Milton de León Bran

VOCAL IV Br. Jurgen Andoni Ramírez Ramírez

VOCAL V Br. Oscar Humberto Galicia Nuñez

SECRETARIA Inga. Lesbia Magalí Herrera López

TRIBUNAL QUE PRACTICÓ EL EXAMEN GENERAL PRIVADO

DECANO Ing. Pedro Antonio Aguilar Polanco

EXAMINADOR Ing. Otto Raúl de León de Paz

EXAMINADOR Ing. Carlos Salvador Wong Davi

EXAMINADOR Ing. Erwin Manuel Ortíz Castillo

SECRETARIA Inga. Lesbia Magalí Herrera López

HONORABLE TRIBUNAL EXAMINADOR

En cumplimiento con los preceptos que establece la ley de la Universidad de

San Carlos de Guatemala, presento a su consideración mi trabajo de

graduación titulado:

ELABORACIÓN Y VALIDACIÓN POR MICROBIOLOGÍA DE UN MÉTODO DE LIMPIEZA Y

SANITIZACIÓN DE EQUIPOS EN LA INDUSTRIA ALIMENTICIA DE MIEL DE ABEJA

Tema que me fuera asignado por la Dirección de la Escuela de Ingeniería

Química con fecha 30 de julio de 2015.

Marilyn Andrea Ajá Velásquez

ACTO QUE DEDICO A:

Dios Por darme la oportunidad de vivir, por escuchar

mis oraciones, por estar a mi lado en todo

momento y por su amor incondicional.

Mis padres Rodolfo Ajá y Aura Velásquez de Ajá, por ser

padres ejemplares y apoyarme a mí y a mis

hermanas en todo momento y por su amor.

Mis hermanas Ana Gabriela, Karla Noemí y Sofía Nicolle Ajá

Velásquez (q. e. p. d.), por ser hermanas

maravillosas, ser mi ejemplo y estar en cada

momento juntas.

Mi abuelita Por cada una de sus oraciones por mí, por sus

palabras llenas de amor y ánimo, por ser la

mejor abuelita que Dios me pudo dar.

Toda mi familia Por cada momento vivido juntos, por su amor y

apoyo incondicional.

AGRADECIMIENTOS A:

La Universidad de Por darme el privilegio de estudiar en el

San Carlos de Guatemala lugar que ahora amo y amaré por siempre.

La Facultad de Ingeniería Por enseñarme a ser perseverante, luchar por

mis sueños, por hacerme parte de esta gran

familia y hacer de mí un profesional.

Mis amigos de la Lourdes Ozaeta, Sucely Zapeta, Marcela

facultad Sotoj, Vania López, Blancandrea Divas, Luis

Linares, Harry Pérez, Pedro García, Nissan

Cutzal, por ser personas maravillosas,

luchadoras, por ser personas ejemplo y por

todos los momentos que compartimos juntos

durante esta hermosa etapa de nuestras vidas.

Mis mejores amigas Katherine González, Ilse García, Joselyn

de la adolescencia Contreras, Ilenia Cano, por seguir siendo mis

mejores amigas, estar a mi lado, por su apoyo

y por todos los momentos compartidos hasta

hoy.

Tranex, S.A Por darme la oportunidad de aportar valor a su

empresa.

Inga. Diana Domínguez Por su apoyo en la realización de este trabajo.

I

ÍNDICE GENERAL

ÍNDICE DE ILUSTRACIONES ............................................................................ V

LISTA DE SÍMBOLOS ....................................................................................... IX

GLOSARIO ........................................................................................................ XI

RESUMEN ........................................................................................................ XV

OBJETIVOS .................................................................................................... XVII

Hipótesis.............................................................................................. XVIII

INTRODUCCIÓN ............................................................................................. XIX

1. ANTECEDENTES .................................................................................... 1

2. MARCO TEÓRICO ................................................................................... 5

2.1. Miel de abejas ........................................................................... 5

2.2. Limpieza y sanitización .............................................................. 7

2.2.1. Métodos de limpieza ................................................. 8

2.2.1.1. Limpieza CIP (cleaning in place) ........... 8

2.2.1.2. Limpieza COP ...................................... 10

2.3. Tipos de detergentes ............................................................... 10

2.3.1. Detergentes alcalinos ............................................. 10

2.3.2. Detergentes ácidos ................................................. 11

2.4. Tipos de sanitizantes químicos ................................................ 11

2.4.1. Desinfectantes clorados ......................................... 11

2.4.2. Desinfectantes yodados ......................................... 11

2.4.3. Desinfectantes amonio cuaternario ........................ 12

2.4.4. Desinfectantes de alcohol ....................................... 12

2.5. La validación y métodos .......................................................... 12

II

2.5.1. Métodos de validación ............................................. 13

2.5.2. Métodos microbiológicos ......................................... 14

2.5.2.1. Método Petrifilm ................................... 14

2.5.2.2. Método de recuento de placas ............. 14

2.5.3. Método de bioluminiscencia .................................... 14

3. DISEÑO METODOLÓGICO .................................................................... 17

3.1. Variables .................................................................................. 17

3.2. Delimitación y campo de estudio .............................................. 17

3.3. Recursos humanos disponibles ............................................... 18

3.4. Recursos materiales disponibles .............................................. 18

3.4.1. Equipo ..................................................................... 18

3.4.1.1. Equipo de procesamiento y

envasado de miel de abeja ................... 18

3.4.1.2. Equipo de laboratorio ........................... 19

3.4.2. Cristalería ................................................................ 19

3.4.3. Reactivos ................................................................. 20

3.4.4. Equipo de protección personal ................................ 20

3.5. Técnica cuantitativa y cualitativa .............................................. 20

3.5.1. Técnica cuantitativa ................................................. 20

3.5.2. Técnica cualitativa ................................................... 21

3.6. Recolección y ordenamiento de la información ........................ 21

3.7. Tabulación, ordenamiento y procesamiento de la

información ............................................................................... 22

3.8. Análisis estadístico ................................................................... 23

3.8.1. Estadística inferencial ............................................. 23

4. RESULTADOS ........................................................................................ 25

III

5. INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS ................................................ 49

CONCLUSIONES ............................................................................................. 61

RECOMENDACIONES ..................................................................................... 63

BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................. 65

APÉNDICES ..................................................................................................... 69

ANEXOS ......................................................................................................... 147

V

ÍNDICE DE ILUSTRACIONES

FIGURAS

1. Comparación microbiológica del promedio de coliformes totales

entre métodos y sus variaciones en la superficie de la marmita del

área 1 ................................................................................................... 30

2. Comparación microbiológica del promedio de aerobios totales entre

métodos y sus variaciones en la superficie de la marmita del área 1... 30

3. Comparación microbiológica del promedio del enterobacterias entre


4. Comparación microbiológica del promedio de mohos entre métodos

y sus variaciones en la superficie de la marmita del área 1 ................. 31

5. Comparación microbiológica del promedio de levaduras entre



entre métodos y sus variaciones en la superficie del filtro

del área 1 ............................................................................................. 32


métodos y sus variaciones en la superficie del filtro

del área 1 ............................................................................................. 33

8. Comparación microbiológica del promedio de enterobacterias entre

métodos y sus variaciones en la superficie del filtro del área 1 ............ 33


y sus variaciones en la superficie del filtro del área 1 ......................... 34


métodos y sus variaciones en la superficie del filtro del área 1 ............ 34

VI


entre métodos y sus variaciones en la superficie del tanque del

área 1 .................................................................................................... 35


métodos y sus variaciones en la superficie del tanque del área 1 ........ 35




y sus variaciones en la superficie del tanque del área 1 ....................... 36




entre métodos y sus variaciones en la superficie del tanque de

llenado del área 2 ................................................................................. 37


métodos y sus variaciones en la superficie del tanque de llenado

del área 2 .............................................................................................. 38



del área 2 .............................................................................................. 38


y sus variaciones en la superficie del tanque de llenado

del área 2 .............................................................................................. 39



del área 2 .............................................................................................. 39


entre métodos y sus variaciones en la superficie de la tubería del

área 2 .................................................................................................... 40

VII


métodos y sus variaciones en la superficie de la tubería del área 2 .... 40




y sus variaciones en la superficie de la tubería del área 2 ................... 41




entre métodos y sus variaciones en la superficie de la boquilla del

área 2 ................................................................................................... 42


métodos y sus variaciones en la superficie de la boquilla del área 2 ... 43




y sus variaciones en la superficie de la boquilla del área 2 .................. 44



31. Comparación de ATP de ambos métodos y sus variaciones en la

superficie de la marmita del área 1 ...................................................... 45


superficie del filtro del área 1 ............................................................... 45


superficie del tanque del área 1 ........................................................... 46


superficie del tanque de llenado del área 2 .......................................... 46


superficie de la tubería del área 2 ........................................................ 47

VIII


superficie de la boquilla del área 2 ........................................................ 47

TABLAS

I. Tabla limites máximo permisbles de contaminantes

microbiológicos físicos en miel abejas .................................................... 6

II. Variables dependientes ........................................................................ 17

III. Variables independientes ...................................................................... 17

IV. Análisis de riesgo microbiológico para la miel de abeja ........................ 25

V. Tipo de suciedad depositada en los equipos a estudiar ....................... 26

VI. Elección de detergente ......................................................................... 26

VII. Elección de sanitizante ......................................................................... 27

VIII. Procedimiento para la limpieza tipo COP en el área de llenado de

miel para el tanque de miel y tuberías .................................................. 27

IX. Procedimiento para la limpieza tipo COP en el área de llenado de

miel para boquillas ................................................................................ 28

X. Procedimiento para la limpieza tipo CIP en el área procesadora de

miel ....................................................................................................... 29

XI. Límite permisible de microorganismos indicadores de higiene ............. 29

XII. Comprobación de la hipótesis Hi1 y HO1 de todos los equipos para

los distintos microorganismos estudiados ............................................. 48

XIII. Comprobación de la hipótesis Hi2 y HO2 de todos los equipos de

los dos métodos planteados y sus variaciones para los

microorganismos estudiados ................................................................ 48

IX

LISTA DE SÍMBOLOS

Símbolo Significado

Aw Actividad de agua

cm² Centímetro cuadrado

°C Grados Celsius

Fc Factor crítico de F

F Factor de Fisher-Snedecor

Min Minutos

α Nivel de significación

ppm Partes por millón

%H Porcentaje de humedad

pH Potencial de hidrógeno

P Probabilidad

URL Unidad relativa de luz

XI

GLOSARIO

Aerobios totales Bacterias mesófilas que necesitan de oxígeno

para desarrollarse. Se considera un indicador de

higiene en alimentos.

ANOVA Análisis de varianza. Análisis estadístico para

comprobación de hipótesis nula.

ATP Adenosín trifosfato, molécula presente como

fuente de energía en todas las células vivas.

Indica si hay suciedad en una superficie.

Bacterias Gram Son bacterias con pared celular formada por dos

membranas lipídicas y tiene un espacio entre

ellas. Al someterse a la tinción Gram, dan como

resultado tinción entre rosada y fucsia.

Bypass Tubo de desviación de flujo de agua instalado en

un equipo.

Coliformes totales Grupo de bacterias bacilos gram negativos,

aerobios y anaerobios facultativos, no

esporulados. Su origen es principalmente fecal y

se considera un indicador de higiene.

XII

CIP (clean in place) Limpieza que se realiza en el lugar sin necesidad

de desarmar equipos.

COP (clean out place) Limpieza donde es necesario desarmar los

equipos.

Detergente Sustancia química que se utiliza para desprender

la suciedad de una superficie.

Enterobacterias Bacterias gram negativas, anaeróbicos facultativos

y no son formadoras de esporas. Se considera un

indicador de higiene en alimentos.

Esporas Son células producidas por ciertos hongos,

musgos, helechos y bacterias. Las bacterias las

producen para defenderse, son resistentes a altas

temperaturas, a la humedad, entre otras.

Ingrediente activo Componente principal en la formulación de un

químico de limpieza o sanitización que realiza la

actividad que se espera del producto.

Inocuidad Garantía de que un alimento no causará daño al

consumidor cuando se preparen y/o consuman de

acuerdo a su uso previsto.

Levaduras Son hongos unicelulares y de forma ovoide o

esferoide. Pueden causar alteración en los

XIII

alimentos que tienen pH ácido, actividad de agua

reducida, entre otros.

Limpieza Eliminación de suciedad visible en una superficie.

Miel de abejas Sustancia dulce y natural producida por abejas,

apta para consumo humano mayores de un año.

Mohos Son hongos filamentosos que crecen en

superficies de alimentos u otras superficies en

condiciones de humedad.

Sanitización Eliminación o reducción de microorganismos a un

nivel aceptable en una superficie.

Spray ball Bola de lavado giratoria utilizada para la limpieza y

sanitización en el sistema CIP.

Unidades relativas Unidad de medida del ATP.

de luz (URL)

XV

RESUMEN

En esta investigación se validó un método propuesto de limpieza y

sanitización en una industria alimenticia de miel de abeja.

Se realizó un análisis del nivel de riesgo de ciertos microorganismos

patógenos para determinar si estos podrían desarrollarse o proliferarse en la

miel de abeja; se identificó el tipo de suciedad que genera la miel y se

determinó qué tipo de detergente y sanitizante se debe de utilizar de acuerdo a

microorganismos indicadores de higiene. Se elaboró el procedimiento de

limpieza y sanitización de equipos tipo limpieza fuera de sitio (COP) para el

área de llenado y tipo limpieza en el lugar (CIP) para el área procesadora de

miel. Se tomaron muestras microbiológicas y de adenosín trifosfato (ATP)

después de cada limpieza y sanitización.

El detergente elegido fue alcalino clorado y sanitizante a base de ácido

perácetico. Se obtuvo como resultado microbiológico que la cantidad de

coliformes totales, aerobios totales, enterobacterias, mohos y levaduras

obtuvieron un resultado menor a 70 UFC/ área muestreada para cada uno de

los equipos tanto después de la limpieza como después del sanitizante. El

menor resultado de ATP que se obtuvo al utilizar detergente y sanitizante, la

concentración de detergente alcalino clorado debe de ser 200 ppm porque no

existe diferencia significativa al aumentar la concentración para todos los

equipos. Para la reducción de aerobios totales se debe utilizar detergente y

sanitizante a 200 ppm para los equipos marmita, filtro, tanque y tubería de

llenado.

XVII

OBJETIVOS

General

Validar un método propuesto de limpieza y sanitización de equipos por

microbiología en una industria alimenticia de miel de abeja.

Específicos

1. Realizar una evaluación del nivel riesgo de contaminación microbiológica

en la miel de abeja.

2. Determinar los productos de limpieza y sanitizantes que se deben utilizar

para los componentes de la suciedad y contra los tipos de

microorganismos presentes en superficies.

3. Elaborar los procedimientos según el método propuesto de limpieza y

sanitización para equipos de producción.

4. Comparar la cantidad de microorganismos y suciedad presente en las

superficies de los equipos después de la limpieza y sanitización.

XVIII

HIPÓTESIS

Hipótesis de trabajo

Es factible validar un método de limpieza y sanitización de equipos por

medio de microbiología.

Hipótesis 𝑯𝒊𝟏

Al aumentar la concentración del detergente no existe una reducción

significativa de los microorganismos estudiados.

Hipótesis 𝑯𝑶𝟏

Al aumentar la concentración del detergente si existe una reducción

significativa de los microorganismos estudiados.

Hipótesis 𝑯𝒊𝟐

No existe una reducción significativa de los microorganismos estudiados

cuando se aplica un sanitizante después de un detergente.

Hipótesis 𝑯𝑶𝟐

Si existe una reducción significativa de los microorganismos estudiados

cuando se aplica un sanitizante después de un detergente.

XIX

INTRODUCCIÓN

Hoy en día la inocuidad alimentaria es un tema de gran importancia a nivel

mundial debido ya que con ello se asegura la salud pública de todos los

consumidores. Por esa razón, en una industria de alimentos es vital contar con

procedimientos que ayuden a mantener la seguridad, calidad e inocuidad de los

alimentos en todas las etapas de su procesamiento. Buscando siempre

mantener estos tres parámetros, se abre campo a la comercialización de los

productos a nivel internacional debido a la confianza y competencia que se

genera.

Uno de los factores esenciales para asegurar la calidad e inocuidad de los

alimentos es implementar un plan de limpieza y sanitización, esto con el fin de

eliminar la suciedad y reducir a un nivel aceptable o eliminar la cantidad de

microorganismos que puedan estar presentes o desarrollarse en una planta de

producción de alimentos. Para poder realizar la implementación, y que esta a su

vez sea eficaz, es necesario conocer qué tipos de alimentos se procesan, sus

características fisicoquímicas y microbiológicas, el tipo de suciedad que

generan con base en el origen de donde provienen, la relación de la suciedad

generada respecto las superficies de contacto directo. Toda esta información

debe conocerse ya que es esencial para poder elegir un detergente que sea

efectivo para eliminar ciertos parámetros de suciedad, y un sanitizante que sea

efectivo para erradicar o inactivar ciertos microorganismos generados por el

proceso; ambos químicos no deben dañar la superficie de los equipos ya que

esto podría ocasionar otros problemas graves.

XX

Teniendo este conocimiento es importante realizar los procedimientos

para llevar a cabo la limpieza y sanitización, conocer el uso correcto de los

utensilios, la frecuencia de la limpieza y sanitización, el responsable de que las

actividades se realicen correctamente y el ingrediente activo de los productos

detergentes y sanitizantes, sus respectivas concentraciones a utilizar y las

tiempos de acción de los mismos.

Existen diferentes maneras de validar la efectividad de los métodos de

limpieza y sanitización. Validar un método significa que al realizar ciertas

pruebas se compruebe que el método cumple con parámetros aceptables ya

sean legales o que aseguren que no son dañinos. Para validar el método de

limpieza y sanitización de equipos para la línea de procesamiento y envasado

de miel de abeja de esta investigación se siguieron los pasos del Codex

Alimentarius CAC/GL 69-2008, que indica que para validar un método de

limpieza se deben identificar los contaminantes microbianos que se puedan

generar, realizar un muestreo microbiológico de superficies de equipos, se

deben tener protocolos de limpieza y sanitización de las líneas de producción,

se deben obtener datos científicos; en esta investigación se obtuvieron

resultados microbiológicos indicadores de higiene: coliformes totales, aerobios

totales, enterobacterias, mohos y levaduras, para las distintas variaciones de

concentración de detergente en ambos métodos; si con todo lo anterior los

protocolos de limpieza y sanitización de las superficies que entran en contacto

con los alimentos ayudan a mantener la inocuidad de los alimentos, entonces

se considera un método de limpieza y desinfección validado.

1

1. ANTECEDENTES

En agosto 2006, se desarrolló el informe de EPS de la Universidad de San

Carlos de Guatemala denominado establecimiento de controles, para el

procedimiento y operación del proceso de limpieza CIP (Cleaning in Place), en

la planta de producción de Jugos y Refrescos, S.A. elaborada por el Ingeniero

industrial Juan José Castro Pu. Se elaboran programas de especificaciones y

controles en materia de desinfección; se propuso un procedimiento y su forma

de control de la higiene en la planta de producción basado en el control de

riesgos y análisis de control de puntos críticos teniendo como resultado una

forma adecuada de realizar los procedimientos de limpieza de los equipos

estudiados.

En una industria guatemalteca de fabricación de néctares, se realizó un

análisis técnico-económico sobre la implementación de un sistema de limpieza

automatizado CIP (cleaning in place) contra la implementación de un sistema de

limpieza manual; se concluyó que el más rentable era el sistema manual debido

a que genera un ahorro del 35 % anual, tomando en cuenta las variables de

operación de tiempo, temperatura, velocidad y concentración. Este informe de

EPS de la Universidad de San Carlos de Guatemala fue realizado por la

ingeniera química Lissette Estrada Tenaz en abril de 2007.

En febrero 2008, se presentó el informe de EPS de la Universidad de

San Carlos de Guatemala Reestructuración al proceso de limpieza de las líneas

de envasado, en una planta de alimentos desarrollado por el ingeniero químico

Walter Rolando Villatoro Hernández. Para realizar esta reestructuración se

realizó un estudio de campo para determinar cuáles eran las operaciones y

2

condiciones en las que se realizaba la limpieza de los equipos en las líneas de

producción.

Además, se realizaron pruebas microbiológicas de superficie por el

método swab test para determinar qué sanitizantes llenaban los requisitos

necesarios para garantizar la inocuidad. Se realizaron comparaciones gráficas

de la muerte bacteriana en función del tiempo del sanitizante a diferentes

concentraciones, mostrando como resultado que a mayor concentración del

sanitizante más rápido es la muerte de las colonias presentes en las superficies.

El ingeniero químico Oliver Luis Alejandro Tello Monzón, egresado de la

Universidad de San Carlos de Guatemala presentó su tema de tesis Evaluación

de un método eficaz y eficiente de limpieza y desinfección, para la industria de

bebidas carbonatadas, se realizaron diversos ensayos de concentración y

tiempo óptimo de eliminación de microorganismos en dos tipos de

desinfectantes, el hipoclorito de sodio y el ozono, al resultado de que el ozono

como desinfectante presentó mejores resultados en tiempo de desinfección

eliminando los microorganismos a niveles permisibles, además de un costo de

operación menor. Este estudio se presentó en el mes de febrero de 2009.

En el mes de marzo del año 2012 se presentó en la Universidad de San

Carlos de Guatemala el informe de tesis llamado Diseño de un sistema de

limpieza en sitio (CIP) para una línea de llenado en un salón de embotellado en

la industria cervecera realizado por el ingeniero mecánico industrial, César

Alberto Torres Rivera. Tesis que trata sobre el diseño de un sistema de limpieza

en sitio de los equipos utilizados en el embotellado de la industria cervecera; en

este diseño se variaron las flujos de agua con soluciones de limpieza en las

tuberías de los equipos que tienen contacto directo con el producto; se

determinaron los tiempos de circulación, las concentraciones y temperaturas de

3

los productos químicos sanitizantes óptimos para la reducción de

microorganismos.

En la Facultad de Ingeniería de la Universidad de San Carlos de

Guatemala en el mes de agosto del año 2013, el ingeniero industrial Eddyn

Vladimir Guzmán Mata, desarrolló su tema de tesis Análisis e implementación

de sistemas y procedimientos de Limpieza CIP (limpieza en sitio), en máquinas

llenadoras de envase para una industria licorera, en el cual se realizó un

análisis en el sistema de limpieza y sanitizado que se llevaba en la empresa;

con base en ello se realizaron pruebas con nuevos productos químicos y

diferentes metodologías de aplicación; también, se realizaron pruebas

microbiológicas por medio de la incubación en agar, teniendo como resultado

más efectivo en costos, en operación y resultados microbiológicos, la limpieza

alcalina.

En el mes de junio del año 2014, el ingeniero industrial Alejandro Enrique

Orantes Peñate egresado de la Universidad de San Carlos de Guatemala

presentó su informe de tesis llamado Implementación de un sistema integral de

higiene, limpieza y sanitización con productos químicos, aplicado a una cocina

industrial para el mejoramiento de los procesos de la elaboración de alimentos,

en el que se propone utilizar diferentes productos químicos a concentraciones

específicas que sirven para limpiar y desinfectar las áreas de la cocina del

restaurante; se proponen los equipos necesarios para realizar las actividades

propuestas de limpieza garantizando con esta acción la obtención de productos

alimenticios inocuos.

En el año 2014, en Colombia, los licenciados en microbiología industrial,

Adriana Valenzuela y Carlos Beltrán presentaron su proyecto de tesis

Evaluación del sistema de limpieza y desinfección de la empresa Productos de

4

Antaño, S.A., su estudio se basó en las líneas de producción de arequipe en las

presentaciones de obleas y alfajores, para ello se evaluaron las condiciones

higiénico-sanitarias por medio de inspecciones y muestreos microbiológicos dos

veces a la semana en tres diferentes turnos de trabajo en superficies, equipos y

utensilios utilizados en la producción por el método de hisopado y crecimiento

en cajas de petri en medios de cultivo de agar.

Con los resultados obtenidos se realizaron diluciones de los

microorganismos presentes y se les agregó desinfectante a los tubos de

muestra que presentaron turbidez; se concluyó que el desinfectante no fue

efectivo ya no inactivo los microorganismos. Por lo que se propuso la utilización

de otro químico desinfectante.

5

2. MARCO TEÓRICO

2.1. Miel de abejas

Se entiende por miel la sustancia dulce natural producida por abejas, Apis

mellifera a partir del néctar de las plantas o de secreciones de partes vivas de

estas o de excreciones de insectos seccionadores de plantas que quedan sobre

partes vivas de las mismas y que las abejas recogen, transforman y combinan

con sustancias específicas propias y depositan, deshidratan, almacenan y dejan

en el panal para que madure y añeje.

Las abejas forman parte de una colonia, una unidad vital, que se

denomina enjambre. Para su explotación se utilizan colmenas que son cajas

preparadas para alojar un enjambre con formas y dimensiones adecuadas para

favorecer la producción de la miel y sus productos. La colmena está compuesta

por diferentes tipos de abejas obreras que cambian de función según su edad:

las más jóvenes se dedican a la limpieza; después crían larvas; a continuación

reparan o construyen panales; luego pasan a almacenar polen y miel en

celdillas; posteriormente defienden la colmena y pueden comprender entre 20

000 y 50 000 individuo.

La miel es el alimento de las abejas, obtenido a partir del polen de las

flores. Las abejas construyen celdas para el almacenamiento de la miel

utilizando otra materia que generan ellas mismas: la cera. Las celdas son de

sección hexagonal que es la forma más eficiente para almacenar con la máxima

capacidad y el mínimo gasto de material. La cera la producen en forma líquida

las obreras por medio de unas glándulas especiales y que van dando forma con

6

sus mandíbulas mientras se va solidificando. Para cada gramo de cera se

requieren de 3 a 4 gramos de miel.

En estas celdas se va almacenando la miel que es el resultado de la

secreción del néctar obtenido de las flores y una enzima producida por las

glándulas salivares de las obreras. Cuando una celda está llena de miel, las

abejas se encargan de cerrarla y sellarla con una capa de cera que se

denomina opérculo, lo que elimina la posibilidad de fermentación o que la miel

absorba agua.

La miel de abejas contiene sólidos insolubles que al momento de su

procesamiento se consideran como contaminantes físicos. Por lo general, estos

sólidos insolubles son la cera, insectos, material vegetal, polen y algunas veces

durante la castración de la miel se contamina con tierra.

Según el artículo 46, del Acuerdo Ministerial núm. 169-2012 del Ministerio

de Agricultura, Ganadería y Alimentación (MAGA), los límites máximos

permisibles de contaminantes microbiológicos y físicos en miel de abejas (Apis

mellifera L.) son los siguientes:

Tabla I. Limites máximo permisbles de contaminantes

microbiológicos físicos en miel abejas

Agente Límite máximo permisible

Clostridium botulinum 100 UFC/g

Shigella sp Ausencia

Salmonella sp Ausencia

Coliformes fecales 100 UFC/g

Coliformes totales 100 UFC/g

Hongos y levaduras 100 UFC/g

Contaminantes físicos Ausencia

Fuente: MAGA. Acuerdo ministerial núm. 169-2012. p. 23.

7

2.2. Limpieza y sanitización

La limpieza se refiere a la ausencia de suciedad. Su objetivo principal es

eliminar la suciedad visible, como los restos de los alimentos, las grasas, la

basura, toda la materia orgánica e inorgánica que puede estar presente en las

superficies, utensilios o equipos haciendo uso de detergentes o productos

químicos de limpieza que puedan ser aplicados por medio mecánico o por

medio manual y que posteriormente puedan ser eliminados por enjuague con

agua potable.

La sanitización, también llamada desinfección, es la reducción del número

de microorganismos vivos y la destrucción de patógenos presentes en las

superficies por medio de agentes químicos y métodos físicos adecuados sin

que se vea afectado el producto o la seguridad del consumidor.

En los métodos de limpieza y desinfección, es necesario realizar de

primero la limpieza ya que esta elimina la suciedad y la desinfección se realiza

posteriormente con el fin de eliminar los microorganismos. Para llevar a cabo

correctamente estos procedimientos es necesario tomar en cuenta los

siguientes aspectos:

Superficies a limpiar

Tipo de suciedad

Productos químicos (detergentes y sanitizantes)

La calidad del agua (dureza)

Los utensilios

Procedimientos dependiendo del uso de la superficie

8

Las superficies después de llevar a cabo un procedimiento de limpieza se

pueden clasificar de la siguiente manera:

Sensorialmente limpias: significa que las superficies al tacto no presentan

restos de suciedad.

Visualmente limpias: significa que las superficies al ojo humano no

presentan índices de suciedad visible.

Microscópicamente limpias: significa que la cantidad de microorganismos

presentes son aceptables o nulos.

Hablando específicamente de la suciedad, esta se puede definir como el

polvo, la grasa o cualquier otra cosa causante de impureza. Asimismo,

dependiendo de su estado, la suciedad puede ser:

Suciedad libre: son las impurezas que no están adheridas a las

superficies y por lo tanto son fáciles de eliminar.

Suciedad adherente: son las impurezas que necesitan de una acción

mecánica o química para poder ser eliminadas ya que estas impurezas si

se encuentran adheridas a las superficies.

Suciedad incrustada: son las impurezas introducidas en los relieves o

partes esquinadas de los equipos y que necesitan muchas veces de

acciones, tanto mecánicas como químicas, para poder ser eliminadas.

2.2.1. Métodos de limpieza

2.2.1.1. Limpieza CIP (cleaning in place)

Es la limpieza que se realiza sin la necesidad de desmontar ningún equipo

ni tuberías, por eso su significado en inglés cleaning in place que se traduce al

9

español como limpieza in situ. Este tipo de limpieza se realiza por medio de la

circulación del agua y soluciones de productos químicos a través de todas las

tuberías y superficies de los equipos que tienen contacto directo con los

alimentos.

Con este sistema es posible la eliminación de la suciedad y de los

microorganismos presentes ya que tiene acción física, química y bacteriológica.

Con la acción física se elimina la suciedad; con la química, que es la

desinfección, se reducen el número de microorganismos y con la acción

bacteriológica por medio de la esterilización, se eliminan todas las bacterias de

las superficies de los equipos.

Para la limpieza CIP (cleaning in place) es muy importante preparar las

soluciones de limpieza a concentraciones y temperaturas adecuadas, así

también se deben determinar los ciclos necesarios controlando la temperatura,

velocidad, caudal, tiempo y frecuencia entre cada ciclo de limpieza; con ello se

puede lograr una limpieza efectiva.

Se debe tomar en cuenta que toda la superficie interior y todos los

accesorios que incluya el equipo se mojen y que la solución de lavado fluya

continuamente hacia afuera. Se debe evitar que se acumule el líquido en el

fondo de los equipos debido a que pierde su capacidad de desinfección.

Todos los programas de lavado para este sistema de limpieza dependen

del tipo de producto que se elabora, el tipo de proceso y las exigencias de

santización que se requieran.

10

2.2.1.2. Limpieza COP

La limpieza COP (clean out place) se realiza cuando el equipo necesita

ser desmontado. Se debe tener un lugar y equipo específico para lavar y

sanitizar las partes y piezas de los equipos pero hoy en día es posible; existen

equipos o métodos como el lavado por sistema spray, esto evita que los

equipos y sus partes necesiten ser lavados por inmersión ya que cuentan con

un sistema automático que rocía los equipos con la solución detergente y

sanitizante.

2.3. Tipos de detergentes

Los detergentes son los que se utilizan para retirar la suciedad por medio

del desprendimiento, disolución y dispersión de la suciedad sin deteriorar las

superficies del equipo. Un detergente es un tensoactivo que tiene propiedades

de limpieza en soluciones diluidas y son más solubles en agua dura.

Para elegir un adecuado detergente se debe tomar en cuenta el tipo de

suciedad a remover, la naturaleza del trabajo, la concentración, el tipo de

equipo y la temperatura correcta para ser aplicado. Existen diversos tipos o

clasificaciones de los detergentes:

2.3.1. Detergentes alcalinos

Son detergentes que su pH se encuentra en el rango de 8 y 14. Debido a

la combinación de surfactantes y soluciones caústicas son utilizados para

eliminar grasas, aceites, proteínas y carbohidratos; asimismo, tiene agentes

tensoactivos de baja espuma que ayuda a penetrar la solución en hendiduras y

tramas de los equipos debido a su poder humectante. Los detergentes alcalinos

11

tienen agentes secuestrantes que evitan la formación de mugre en las

superficies de los equipos.

2.3.2. Detergentes ácidos

Son los detergentes en los que su pH es menor a 7. Son utilizados para la

eliminación de la suciedad inorgánica, por ejemplo las incrustaciones y los

minerales. La ventaja de utilizar estos detergentes es que su acción de limpieza

es rápida, no mancha las superficies y mejora su apariencia y adherencia.

2.4. Tipos de sanitizantes químicos

2.4.1. Desinfectantes clorados

Son efectivos contra hongos, bacterias (gram positivas, gram negativas y

esporas), mohos, levaduras y virus a pH bajo. En estos desinfectantes es

predominante la cantidad de ácido hipocloroso y conforme el pH aumenta se

hace predominante el ion hipoclorito. Estos pueden corroer las superficies en

altas concentraciones y uso prolongado.

2.4.2. Desinfectantes yodados

Los desinfectantes yodados son bactericidas y germicidas que actúan

contra esporas, virus y hongos en medio ácido. Estos desinfectantes causan

manchas amarillentas en algunas superficies de los equipos que trae como

ventaja que el yodo reacciona con la suciedad orgánica y mineral, por lo que si

una superficie se tiñe de amarillo entonces indica la presencia de este tipo de

suciedad. Estos desinfectantes tienen la ventaja de no corroer las superficies.

12

2.4.3. Desinfectantes amonio cuaternario

Son desinfectantes tensoactivos con propiedades humectantes,

emulsionantes, suavizantes y antimicrobianas. Son muy efectivos contra

microorganismos gram positivos, pero no se recomienda que se utilicen en

superficies que tengan contacto directo con los alimentos porque forman una

película con la superficie y esta puede contaminar los alimentos. Este tipo de

desinfectantes no tiene olor ni color ni son tóxicos y generalmente son solubles

en agua, estables en diferentes temperaturas, son eficaces a pH alto e inhiben

el crecimiento de mohos.

2.4.4. Desinfectantes de alcohol

La ventaja de estos desinfectantes es que tienen un alto poder microbicida

a gran velocidad debido a que el alcohol es muy volátil a temperatura ambiente.

Sin embargo, no es efectivo contra hongos ni esporas.

2.5. La validación y métodos

La validación del método de limpieza y sanitización es un estudio que

asegura que los procedimientos establecidos junto con los detergentes y

sanitizantes eliminan los residuos y microorganismos a niveles aceptables, o

sea que no sean dañinos para la salud del consumidor.

Según el Codex Alimentarius CAC/GL 69-2008, la validación en general se

concentra en la recolección y evaluación de información científica, técnica y de

observación para así determinar que las medidas de control propuestas

cumplen con su objetivo. Para realizar la validación se deben realizar ciertas

tareas previas: la identificación de los peligros que se pretendan controlar en el

13

producto; los resultados requeridos legalmente o propuestos por la industria las

medidas de control que se tomarán y los criterios de decisión.

2.5.1. Métodos de validación

Un método de validación puede realizarse por referencias bibliográficas

científicas y/o técnicas, estudios de validación previos o conocimientos

históricos sobre el funcionamiento, la medida de control propuesta. Sin

embargo, es necesario asegurarse de que las condiciones de aplicación

en un sistema de control de inocuidad de los alimentos sean

concordantes con la información científica en cuestión.

Otro método para validar es con de la obtención de datos (biológicos,

químicos y/o físicos) durante las condiciones normales de funcionamiento

de la operación por un tiempo específico de pruebas.

Modelos matemáticos: son un medio para integrar matemáticamente los

datos científicos sobre cómo los factores que afectan el funcionamiento

de una medida de control o combinación de medidas de control influyen

en su capacidad para lograr el resultado previsto de inocuidad de los

alimentos.

Encuestas, por ejemplo, al consumidor sobre los peligros estudiados en

cuestión. Sin embargo, se debe asegurar que los resultados de las

encuestas sean estadísticamente validadas para que proporcionen datos

exactos y adecuados según el estudio.

14

2.5.2. Métodos microbiológicos

2.5.2.1. Método Petrifilm

Es un método microbiológico que consiste en una serie de placas que se

pueden utilizar inmediatamente sin necesidad de realizar un caldo de cultivo,

por lo que es un método rápido para tomar muestras. Estas placas están

diseñadas con una película rehidratable cubierta con nutrientes y agentes

gelificantes; a pesar de que estas placas están listas para utilizarse necesitan

tres pasos para dar el resultado: inoculación, incubación y recuento.

Esto implica que para obtener el resultado se necesitan aproximadamente

de 24 a 48 horas de incubación, por lo que no es un método inmediato para la

liberación de un área después de limpiarse y sanitizarse. Sin embargo, con este

método es posible obtener el recuento de aerobios, coliformes, E. Coli,

enterobacterias, mohos y levaduras, entre otros.

2.5.2.2. Método de recuento de placas

Método convencional con caldo de cultivo o placas con agar donde se

deposita la muestra tomada por hisopado. Se debe utilizar un microscopio y

realizar pruebas de tinción para indicar el tipo de microorganismos presentes.

2.5.3. Método de bioluminiscencia

La bioluminiscencia se basa en la medición del ATP (adenosin trifosfato)

que está presente en todas las células vivas como fuente de energía. La prueba

mide tanto el ATP (adenosin trifosfato) proveniente de residuos de alimentos

como el de microorganismos de superficies y muestras líquidas.

15

La reacción de la luciferina (substancia luminiscente) con la luciferasa

(enzima catalizadora) y la muestra por hisopado que contiene ATP (adenosin

trifosfato), es posible medir el ATP cuantificando la luz producida en la

reacción:

Luciferina + luciferasa + ATP = LUZ

El instrumento que se utiliza para medir dicha luz emitida se llama

Luminómetro y la unidad de medida es en URL (unidades relativas de luz). Este

método indica si ha quedado suciedad en las superficies, sin saber si el ATP

(adenosín trifosfato) proviene de microorganismos o de residuos orgánicos. Por

lo tanto, no es posible comparar los resultados de microbiología (UFC) con los

resultados de luminiscencia (URL) porque ambos dan unidades de medida

distintos.

17

3. DISEÑO METODOLÓGICO

3.1. Variables

Tabla II. Variables dependientes

Nombre de la variable Unidades

Unidad formadora de colonias coliformes totales sobre área UFC/ cm²

Unidad formadora de colonias aerobios totales sobre área UFC/ cm²

Unidad formadora de colonias enterobacterias sobre área UFC/ cm²

Unidad formadora de colonias mohos sobre área UFC/ cm²

Unidad formadora de colonias levaduras sobre área UFC/ cm²

ATP (adenosín trifosfato) de la superficie muestreada URL

Fuente: elaboración propia.

Tabla III. Variables independientes

Nombre de la variable Unidades

Concentración de cloro de detergente alcalino clorado ppm Concentración de ácido perácetico de sanitizante ppm Área muestreada cm² Tipo de alimento NA Tipo de suciedad generada NA Nivel de riesgo NA Tipo de superficie (material) NA


3.2. Delimitación y campo de estudio

Área: especialización, microbiología.

Industria: este estudio está dirigido a todas las industrias alimenticias que

deseen asegurar la inocuidad de sus alimentos por medio del control de

18

la limpieza y sanitización de los equipos a utilizar en el procesamiento de

alimentos. Asimismo, se pretende dar a conocer la forma correcta de

elección del agente limpiador y sanitizador dependiendo del tipo de

alimento que se procesa.

Línea de investigación: limpieza y sanitización de equipos en la industria

alimenticia.

Proceso: elaboración y validación de un método de limpieza y

sanitización de equipos utilizados en el procesamiento de miel de abeja.

Ubicación: toda la investigación se realizó en la empresa, en la planta de

procesamiento y envasado de miel de abeja, en el departamento de

control de calidad e inocuidad, área de microbiología.

3.3. Recursos humanos disponibles

Personal operativo: encargado de área para realización del proceso de

limpieza y sanitización.

Personal de químicos de limpieza: encargado de área para la

preparación de soluciones de limpieza.

3.4. Recursos materiales disponibles

3.4.1. Equipo

3.4.1.1. Equipo de procesamiento y envasado de

miel de abeja

Marmita de acero inoxidable capacidad máxima de 9 toneles.

Filtro de acero inoxidable.

19

Tanques de almacenamiento de acero inoxidable, capacidad máxima de

32 toneles.

Tanque de llenado, de acero inoxidable capacidad máxima de 4 toneles.

Tubería de acero inoxidable.

Boquillas de llenado.

3.4.1.2. Equipo de laboratorio

Luminómetro clean- trace de ATP, marca 3M.

Hisopos para muestreo de superficies, swab sampler con caldo leethen,

marca 3M.

Esponjas para muestreo de superficies, con caldo leethen, marca 3M.

Hisopo swab sampler para muestreo de superficies para determinación

de ATP.

Kit de microbiología Petrifilm de superficies, marca 3M.

Kit para medición de ppm para concentración de detergentes y

sanitizantes.

Pipeta electrónica marca 3M, de 1000 μL.

Tips desechables para pipeta.

Campana para siembra microbiológica.

Horno de laboratorio.

Autoclave.

Placa delimitadora de superficie con medida de 10cm x 10 cm.

3.4.2. Cristalería

Probetas de vidrio de 250 mL

Beackers de vidrio de 250 mL

20

Mechero de alcohol

3.4.3. Reactivos

Kit para determinar la concentración de cloro de detergentes,

proporcionado por el proveedor.

kit para determinar la concentración de ácido perácetico de sanitizante,

proporcionado por el proveedor.

3.4.4. Equipo de protección personal

Botas de hule (especiales para limpieza)

Guantes de latex

Lentes de seguridad

3.5. Técnica cuantitativa y cualitativa

3.5.1. Técnica cuantitativa

Se realizó tres repeticiones para los dos métodos estudiados, el método

uno solamente con detergente clorado y variación de concentración del

ingrediente activo (200 ppm, 250 ppm, 300 ppm); y el método dos con

detergente y sanitizante, con variación de la concentración del detergente (200

ppm, 250 ppm, 300 ppm) y sanitizante a concentración constante (200 ppm).

Para cada repetición se realizaron seis puntos de muestreo, los cuales

fueron los distintos equipos de cada línea de producción: marmita, filtro, tanque

de almacenamiento, tanque de llenado, tubería de llenado y boquillas de

llenado; después de realizado el método de limpieza y sanitización. Para cada

21

punto de muestreo se analizó la cantidad de unidades formadoras de colonias

respecto al área muestreada para los microorganismos indicadores de higiene

(coliformes totales, aerobios totales, enterobacterias, mohos y levaduras). Se

realizó la lectura de los resultados de ATP (adenosín trifosfato) obtenidos

después de la limpieza y sanitización de cada repetición realizada en ambos

métodos.

3.5.2. Técnica cualitativa

Se realizó investigación teórica sobre propiedades fisicoquímicas de la

miel de abeja, tipo de suciedad y tipo de material para la elección apropiada de

detergentes y sanitizantes.

3.6. Recolección y ordenamiento de la información

Recolección de información de suciedad en la miel: información teórica

basada en documentos e información proporcionada por el personal

operativo.

Recolectar información de los equipos: se consultaron fichas técnicas de

los equipos para determinar capacidades volumétricas, área y tipo de

material.

Determinación el nivel de riesgo: se realizó el análisis de riesgo de

contaminación por microorganismos patógenos en la miel de abeja

(Salmonella spp, Shigella spp).

22

Elección detergentes y sanitizantes: con base en el tipo de suciedad,

tipo de material del equipo y tipo de limpieza (CIP o COP), se eligieron

los reactivos de limpieza.

Elaboración del procedimiento de limpieza y sanitización: se realizó, junto

con el personal encargado de la limpieza de equipos, el procedimiento

para la limpiar y sanitizar por medio de una prueba piloto.

Ejecución del plan de limpieza y sanitización: con el procedimiento

establecido, se realizó el plan de limpieza y sanitización para el área

procesadora de miel y para el área de envasado de miel, los ejercicios se

realizaron cada dos lotes de producción.

Realizar muestreo de superficies en equipos (microbiológico y ATP): se

muestrearon la superficies de los puntos establecidos después de

realizar la limpieza y sanitización. Se realizó la lectura del muestreo de

ATP y la siembra microbiológica en el laboratorio.

Análisis de resultados de muestreo: después del tiempo establecido, se

procedió a la lectura e interpretación de los resultados microbiológicos y

se tomó nota de ello.

3.7. Tabulación, ordenamiento y procesamiento de la información

Los datos obtenidos de ATP las y microbiológicos fueron utilizados para la

validación del proceso de limpieza y sanitización y para la comprobación de las

hipótesis.

23

3.8. Análisis estadístico

3.8.1. Estadística inferencial

Se realizó el de análisis estadístico de varianza (ANOVA) para la

comprobación la hipótesis alternativa o nula planteada.

25

4. RESULTADOS

Tabla IV. Análisis de riesgo microbiológico para la miel de abeja

Microorganismo Condiciones óptimas de desarrollo

Significancia del peligro

Justificación

Probabilidad Severidad Riesgo Clasificación del riesgo

Shigella spp

Humedad relativa baja. Temperatura óptima de crecimiento 15 a 37°C, pH óptimo de crecimiento 5,5 a 7,5, actividad de agua óptima de crecimiento 0,971 a 1.

2 3 6 Medio

Afecta a personas con sistema inmunitario débil, por ejemplo, bebés, niños menores de 5 años y personas mayores a 60 años e inmunodeprimidos. El rango de pH de la miel es de 4 ºC a 6. La temperatura del procesamiento es de 45 a 60°C, La actividad de agua de la miel es 0,011-0,059. El porcentaje de humedad manejado en la planta es de 16 % a 22 %. Es un riesgo medio porque la severidad de que el microorganismo se encuentre en un alimento puede causar secuelas y muerte.


Microorganismo Condiciones óptimas de desarrollo

Significancia del peligro

Justificación

Probabilidad Severidad Riesgo Clasificación del riesgo

Salmonella spp

Temperatura óptima de crecimiento= 7 ºC -40 ºC; pH óptimo de crecimiento = 3,9-4,7. Actividad de agua óptima de crecimiento: 0,973 a 1. Puede desarrollarse en productos ricos en proteínas y grasas.

2 3 6 Medio

El rango de pH de la miel es de 4 a 6. La temperatura del procesamiento es de 45 ºC a 60 °C. La actividad de agua de la miel es 0,011-0,059. El porcentaje de humedad manejado en la miel es de 16 % a 22 %. Es un riesgo medio porque la severidad de que el microorganismo se encuentre en un alimento puede causar secuelas y muerte (ver apéndice 9).

26

Tabla V. Tipo de suciedad depositada en los equipos a estudiar

Equipo Material de la

superficie Tipo de suciedad en el equipo

Propiedades físicoquímicas

de la suciedad

Marmita Acero inoxidable

Miel

Abejas

Cera

Tierra

Azúcares

Proteínas

Filtro Acero inoxidable

Miel

Abejas

Cera

Tierra

Azúcares

Proteínas

Tanques de

almacenamiento Acero inoxidable Miel Azúcares

Tanques de llenado Acero inoxidable Miel Azúcares

Tuberías Acero inoxidable Miel Azúcares

Boquillas Acero inoxidable Miel Azúcares


Tabla VI. Elección de detergente

Área Tipo de suciedad Familia del

detergente

Características

principales

Detergente

elegido

Procesadora de

miel

Azúcares solubles

Proteínas Alcalinos Solubilizante

Detergente

alcalino clorado

para limpieza tipo

CIP sin espuma

Área de llenado Azúcares solubles Alcalinos Solubilizante

Detergente

espumante

alcalino clorado


27

Tabla VII. Elección de sanitizante

Tipo de microorganismos pH de actividad Molécula Sanitizante elegido

Bacterias gram– Esporas

Mohos y levaduras Ácido Ácido perácetico Ácido perácetico

Bacterias gram – Esporas

Mohos y levaduras Alcalino Cloro Cloro


Tabla VIII. Procedimiento para la limpieza tipo COP en el área de

llenado de miel para el tanque de miel y tuberías

Equipo Tanque de llenado

y tuberías Frecuencia de

limpieza

Después de dos lotes de producción

Tipo de limpieza COP

Utensilios de limpieza

Hidrolavadora, equipo espumador,

atomizador

Responsable de limpieza

Operarios asignados

Responsable de verificación

Personal de control de

calidad

Preparación

o Retirar todos los residuos de mayor tamaño si los hay. o Desarmar las válvulas de llenado y colocarlas junto con sus empaques en un recipiente para su

posterior limpieza. o Desarmar las boquillas para su posterior limpieza y sanitización.

Pre-lavado

o Realizar un preenjuague con agua a presión con hidrolavadora sobre la superficie interna y externa del tanque de llenado, luego en la parte interna y externa de la tubería hasta eliminar la suciedad visible.

Limpieza

o Aplicar detergente alcalino clorado a una concentración de 200 ppm de cloro con el equipo de espuma. Rociar toda la superficie interna del tanque y de la tubería. Dejar actuar 10 minutos.

o Aclarado

o Aplicar agua a presión con la hidrolavadora hasta retirar todo el detergente.

Sanitización

o Aplicar con atomizador el sanitizante a base de ácido perácetico a una concentración de 200 ppm a todo el tanque internamente y la tubería.

Secado:

o Dejar secar al aire.


28

Tabla IX. Procedimiento para la limpieza tipo COP en el área de llenado

de miel para boquillas

Equipo Boquillas Frecuencia de

limpieza


Tipo de limpieza

COP


Recipiente para boquillas,

atomizador, cepillo


Operarios asignados

Responsable de verificación:


calidad

Preparación

o Quitar las boquillas de la tubería y colocarlas en un recipiente y llevarlas hacia la estación de lavado.

Pre- lavado

o Aplicar agua a las boquillas directamente de la llave del grifo del lavadero hasta eliminar lo más que se pueda toda la miel.

Limpieza

o Colocar las boquillas en un recipiente con agua y detergente alcalino clorado espumante a 200ppm de cloro y dejar actuar durante 10 minutos.

o o Con un cepillo restregar las boquillas por dentro.

Aclarado

o Desaguar las boquillas con agua directamente del hasta eliminar por completo el detergente.

Sanitización

o Aplicar con atomizador sanitizante a 200 ppm de ácido perácetico por dentro y por fuera de las boquillas.

Secado

o Dejar secar al aire antes de volver a armar el equipo de llenado.


29

Tabla X. Procedimiento para la limpieza tipo CIP en el área

procesadora de miel

Equipo Equipo

procesador de miel

Frecuencia de limpieza


Tipo de limpieza

CIP


Bomba de agua, spray

ball, hidrolavadora


Operarios asignados

Responsable de

verificación


calidad

Preparación

o Drenado de tuberías para extraer el exceso de miel. o Instalar spray ball de la marmita.

Pre- lavado:

o Con la hidrolavadora aplicar agua a la marmita para eliminar el exceso de producto incrustado en la superficie interna.

o Abrir las válvulas de paso (K-001, K-011, K-010) para dejar salir el agua de la marmita. o Cuando ya haya salido el agua, cerrar las llaves (K-011, K-011, K-010). o Agregar agua a la marmita hasta el aforo (aprox. 7 toneles). o Abrir válvulas de paso (K-001, K-002, K-003, K-004, K-005). o Activar bomba de limpieza. o Abrir válvula K-006 por 3 min. o Abrir llave K-007 que abre hacia la tubería que dirige el flujo de agua hacia la marmita,

esto para recircular el agua. o Cerrar la llave K-006 después de los 3 min. o Abrir la llave K-008 que dirige el flujo hacia la spray ball del tanque. o Dejar circular el agua por 7 min. o Cerrar la llave K-005 para interrumpir el paso del flujo hacia el tanque. o Abrir la llave K-009 para permitir la activación de la spray ball de la marmita, dejar actuar

por 5 min. o Dejar salir el agua: abrir la llave K-012 para extraer el agua desde el tanque, cerrar la llave

K-009, abrir llave K-010, cerrar llave K-002, desactivar la bomba de agua, abrir llave K-011.


Tabla XI. Límite permisible de microorganismos indicadores de higiene

Microorganismo indicador Límite permisible establecido

Coliformes totales

<70 UFC/área muestreada en cm² Aerobios totales

Enterobacterias

Mohos

Levaduras


30

Figura 1. Comparación microbiológica del promedio de coliformes

totales entre métodos y sus variaciones en la superficie de la marmita del

área 1


Figura 2. Comparación microbiológica del promedio de aerobios

totales entre métodos y sus variaciones en la superficie de la marmita del

área 1


0,0

1,0

2,0

3,0

Variación 1 Variación 2 Variación 3Co

lifo

rme

s to

tale

s [U

FC/1

00

cm

²]

Variación de métodos

Método 1- Detergenteclorado a distintasconcentraciones

Método 2- Detergenteclorado a distintasconcentraciones +Sanitizado concentraciónconstante

012345678

Variación1

Variación2

Variación3

Ae

rob

ios

Tota

les

[UFC

/10

0

cm²]



Método 2- Detergenteclorado a distintasconcentraciones +Sanitizadoconcentraciónconstante

Método1: detergente clorado a distintas concentraciones

Método 2: detergente clorado a distintas concentraciones + sanitizado concentración constante



31

Figura 3. Comparación microbiológica del promedio del

enterobacterias entre métodos y sus variaciones en la

superficie de la marmita del área 1


Figura 4. Comparación microbiológica del promedio de mohos entre

métodos y sus variaciones en la superficie de la marmita del

área 1


0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

Variación1

Variación2

Variación3

Ente

rob

acte

rias

[U

FC/1

00

cm

²]


Método 1-Detergente clorado adistintasconcentraciones

0,0

0,5

1,0

1,5

Variación 1 Variación 2 Variación 3

Mo

ho

s [U

FC/1

00

cm

²] Método 1- Detergente

clorado a distintasconcentraciones






32

Figura 5. Comparación microbiológica del promedio de levaduras

entre métodos y sus variaciones en la superficie de la

marmita del área 1



totales entre métodos y sus variaciones en la superficie del

filtro del área 1


0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

Variación 1Variación 2Variación 3

Leva

du

ras

[UFC

/10

0cm

²]

Pruebas de métodos



0

2

4

6

8

10

12

Variación1

Variación2

Variación3

Co

lifo

rme

s to

tale

s [U

FC/1

00

cm²]








33



filtro del área 1


Figura 8. Comparación microbiológica del promedio de


superficie del filtro del área 1


0

2

4

6

8

10

12


lifo

rme

s to

tale

s [U

FC/1

00

cm²]




0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

Variación1

Variación2

Variación3En

tero

bac

teri

as [

UFC

/10

0

cm²]








34


métodos y sus variaciones en la superficie del filtro del

área 1



entre métodos y sus variaciones en la superficie del filtro del

área 1


0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4


Mo

ho

s [U

FC/1

00

cm

²]




0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2


Leva

du

ras

[UFC

/ 1

00

cm

²]








35



tanque del área 1




tanque del área 1


0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8


lifo

rme

s To

tale

s [U

FC/1

00

cm²]




0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0

Variación1

Variación2

Variación3

Ae

rob

ios

Tota

les

[UFC

/10

0cm

²]








36



superficie del tanque del área 1



métodos y sus variaciones en la superficie del tanque del

área 1


0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4


Ente

rob

acte

rias

[U

FC/1

00

cm

²]




0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2


Mo

ho

s [U

FC/1

00

cm²]








37


entre métodos y sus variaciones en la superficie del tanque

del área 1




tanque de llenado del área 2


0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2


Leva

du

ras

[UFC

/10

0 c

m²]

Varición de métodos


Método 2- Detergenteclorado a distintasconcentraciones +Sanitizadoconcentración constante

0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0

6,0

7,0

Variación1

Variación2

Variación3

Co

lifo

rme

s To

tale

s [U

FC/1

00

cm

^2]








38







superficie del tanque de llenado del área 2


0

10

20

30

40

50

60

70

80


Ae

rob

ios

Tota

les

[UFC

/10

0 c

m²]




0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5


Ente

rob

acte

rias

[U

FC/

10

0

cm²]








39


métodos y sus variaciones en la superficie del tanque de

llenado del área 2



entre métodos y sus variaciones en la superficie del tanque

de llenado del área 2


0

2

4

6

8

10

12


Mo

ho

s [U

FC/

10

0 c

m²]



Método 2- Detergenteclorado a distintasconcentraciones +Sanitizadoconcentración constante

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8


Leva

du

ras

[UFC

/10

0 c

m²]








40


totales entre métodos y sus variaciones en la superficie de la

tubería del área 2






0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0


Co

lifo

rme

s To

tale

s [U

FC/

88

cm

²]




0

2

4

6

8

10

12

Variación 1 Variación 2 Variación 3Ae

rob

ios

Tota

les

[UFC

/ 8

8 c

m²]








41



superficie de la tubería del área 2



métodos y sus variaciones en la superficie de la tubería del

área 2


0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5


Ente

rob

acte

rias

[U

FC/

88

cm

²]




0

1

2

3

4

5

6

7


Mo

ho

s [U

FC/

88

cm

²]






42







boquilla del área 2


0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2


Leva

du

ras

[UFC

/88

cm

²]




0

5

10

15

20


lifo

rme

s to

tale

s [U

FC/

18

cm²]








43







superficie de la boquilla del área 2


0

5

10

15

20

25

30

Variación 1 Variación 2 Variación 3Ae

rob

ios

Tota

les

[UFC

/ 1

8 c

m²]




0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0


Ente

rob

acte

rias

[U

FC/1

8 c

m²]








44


métodos y sus variaciones en la superficie de la boquilla del

área 2






0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0


Mo

ho

s [U

FC/1

8 c

m²]




0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8


Leva

du

ras

[UFC

/ 1

8 c

m²]







45

Figura 31. Comparación de ATP de ambos métodos y sus variaciones

en la superficie de la marmita del área 1



en la superficie del filtro del área 1


0

5

10

15

20

25

30


ATP

[U

RL

]




0

10

20

30

40

50

60

70

80

90


AT

P [

UR

L]








46


en la superficie del tanque del área 1



en la superficie del tanque de llenado del área 2


0

5

10

15

20

25

30

35


ATP

[U

RL

]




0

5

10

15

20

25

30

35


AT

P [

UR

L]








47


en la superficie de la tubería del área 2



en la superficie de la boquilla del área 2


0

5

10

15

20

25

30

35

40

45


AT

P [

UR

L]




0

20

40

60

80

100

120

140


AT

P [

UR

L]








48

Tabla XII. Comprobación de la hipótesis 𝑯𝒊𝟏 y 𝑯𝑶𝟏 de todos los equipos

para los distintos microorganismos estudiados

Microorganismo

Hipótesis de investigación 𝑯𝒊𝟏 Hipótesis nula 𝑯𝑶𝟏

Marmita Filtro Tanque de

almacenamiento

Tanque de

llenado Tubería Boquilla Marmita Filtro

Tanque de almacenamiento

Tanque de

llenado Tubería Boquilla

Coliformes totales

+ + + + + + - - - - - -

Aerobios totales

+ + + + + + - - - - - -

Enterobacterias + + + + + + - - - - - -

Mohos + + + + + + - - - - - -

Levaduras + + + + + + - - - - - -


Tabla XIII. Comprobación de la hipótesis 𝑯𝒊𝟐 y 𝑯𝑶𝟐 de todos los

equipos de los dos métodos planteados y sus variaciones

para los microorganismos estudiados

Microorganismo

Hipótesis de investigación 𝑯𝒊𝟐 Hipótesis nula 𝑯𝑶𝟐


almacenamiento

Tanque de

llenado Tubería

Boquilla


almacenamiento

Tanque de

llenado Tubería

Boquilla

Coliformes totales

+ + + + + + - - - - - -

Aerobios totales

- variación 1

- variaci

ón1 +

- variación 1

- variación 1 y

3

+ +

variación 1

+ variación 1

- +

variación 1

+ variación 1 y

3

-

Enterobacterias

+ + + + + + - - - - - -

Mohos + + + + + + - - - - - -

Levaduras + + + + + + - - - - - -


49

5. INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS

En las tablas III y IV, se realizó el análisis del riesgo microbiológico para la

miel de abeja determinó que para los microorganismos patógenos Shigela spp y

Salmonella spp el riesgo es medio, debido a que las condiciones a las que se

desarrollan los microorganismos analizados respecto a las condiciones en las

que se procesa y a las propiedades de la miel de abeja; solamente algunas son

ideales por lo que la probabilidad fue de 2 para los dos microorganismos, sin

embargo, la severidad de la presencia de estos fue de 3 ya que ambos

microorganismos pueden causar secuelas y muerte.

En la tabla V se determinó que en la marmita y en el filtro del área

procesadora de miel el tipo de suciedad era miel, abejas, cera y tierra y sus

propiedades fisicoquímicas de esta suciedad eran azúcares y proteínas. En

cambio, para el tanque de almacenamiento de miel de la misma área y para el

tanque de llenado de miel, la tubería y las boquillas de llenado, solamente se

encontraron restos de miel y las propiedades fisicoquímicas de la suciedad son

azúcares.

Con ello se eligió que el tipo de detergente a utilizar debía ser alcalino por

su característica solubilizante; se eligieron dos detergentes uno con espuma y

otro sin espuma, porque para la limpieza tipo CIP no es recomendable la

utilización de espuma por la dificultad que puede presentar para eliminarla, y

para la limpieza tipo COP sí es recomendable ya que se adhiere a la superficie

en contacto, en la tabla VI se observa que se eligió alcalino clorado ya que el

cloro es un sanitizante, por lo que podría realizar tanto la limpieza como la

sanitización al mismo tiempo como se observa. En la tabla VII; tanto el cloro

50

como el ácido perácetico son sanitizantes eficaces contra bacterias gram

negativas, esporas, mohos y levaduras; se eligió un sanitizante a base de ácido

perácetico.

Después de elegidos el detergente y el sanitizante, se procedió a

estandarizar el procedimiento de limpieza y sanitización para ambas áreas; en

la planta ya se encontraba el sistema CIP instalado para el área procesadora de

miel pero no había un procedimiento escrito que explicara exactamente cómo,

cuándo (frecuencia), con qué, quién era el responsable de realizarlo. En la

tabla VIII se presenta el procedimiento para la limpieza tipo COP en el área de

llenado de miel para el tanque de llenado y tuberías, y en la tabla IX la limpieza

de las boquillas de llenado. El procedimiento descrito en la tabla VIII consiste en

desarmar algunas partes del equipo para poder limpiarse y sanitizarse

correctamente ya que si no se desarma podría quedar restos de producto entre

las uniones de estas.

El procedimiento tipo COP inicia con la preparación, que es retirar los

residuos de mayor tamaño si los hubiera, desarmar válvulas, empaques y

boquillas luego se procede al prelavado donde solamente se realiza un lavado

con agua utilizando una hidrolavadora para que el agua vaya a presión y sea

más fácil desprender la miel de la superficie del equipo; la limpieza consiste en

aplicar el detergente elegido a temperatura ambiente utilizando el equipo

espumador y dejar actuar durante diez minutos que son instrucciones dadas por

el fabricante, luego se realiza el aclarado donde solamente se enjuga con agua

utilizando la hidrolavadora para retirar el detergente y proceder al sanitizado

donde se aplica con atomizador el sanitizante elegido a todo el equipo y se deja

secar a temperatura ambiente para finalizar con el procedimiento.

51

El procedimiento de las boquillas se realiza en un recipiente a parte ya que

son las partes del equipo que se desarman; además que es de mayor dificultad

por su forma y tamaño; por lo tanto, es necesario la utilización de un cepillo

para poder remover con mayor facilidad la suciedad adherida, se utiliza también

detergente a temperatura ambiente pero no es necesaria la generación de

espuma con el equipo espumador, ya que las boquillas se sumergen en el

recipiente de lavado y se realiza la acción mecánica con el cepillo, el sanitizado

se realiza con atomizador y se deja secar al aire.

Después de que la limpieza tipo COP se haya realizado, se procede a

armar el equipo para poder volver a utilizarlo.

Para la limpieza tipo CIP del área procesadora de miel que se muestra en

la tabla X y tabla XI, se tiene un sistema de circulación de agua y spray balls

que realizan la acción mecánica que ayudan al desprendimiento de los residuos

de miel adheridos al equipo. Se debe de realizar la preparación del equipo en el

cual se debe de extraer los restos de miel de las tuberías y la instalación de

spray ball en la marmita. El prelavado consiste en remover con la hidrolavadora

la miel que está adherida a la marmita ya que la marmita será el recipiente

inicial para aplicar el agua necesaria para la circulación; después, de ello se

abren las llaves de paso como lo indica el procedimiento respetando los

tiempos de recirculado. Para la limpieza del equipo, el detergente alcalino

clorado se aplica en la marmita con agua y se verifica la concentración para

cumplir con lo requerido, se procede al aclarado que es retirar los restos de

detergente y, por último, el sanitizado que es la recirculación de la dilución del

sanitizante, no es necesario enjuagar, por lo tanto, se deja secar al aire.

De las figuras 1 a la 5, se observa la comparación de los microorganismos

utilizando ambos métodos para el equipo marmita del área procesadora de miel.

52

En la figura 1, se observa que en las variaciones de concentraciones del

detergente para el método 1, la cantidad de coliformes totales disminuyen

conforme aumenta la concentración, pero la cantidad de UFC en 100 cm² no

supera las 3 UFC; para el método 2 de la misma figura solo se observa

presencia de coliformes totales en la variación 1 (200 ppm de cloro en

detergente) pero se mantiene <1 UFC/100 cm².

En la figura 2, se obtuvo en promedio una cantidad de aerobios totales

menor que 8 UFC/ 100cm², conforme se varió la concentración de detergente

disminuyó la cantidad de microorganismos para ambos métodos, sin embargo

el método 2 (utilizando sanitizante) no se obtuvieron resultados mayores de

1UFC/100cm².

En la figura 3, no se obtuvo presencia de enterobacterias al utilizar el

método 2 en ninguna de sus variaciones, pero si se observa presencia de

enterobacterias utilizando el método 1, con resultados menor a 1 UFC/100cm².

En la figura 4 la cantidad de mohos es <2 UFC/100 cm² para ambos métodos;

solamente se observa presencia de mohos en la variación 2 del método 2 pero

el resultado es menor que en el método 1. En la figura 5, conforme aumenta la

concentración de detergente disminuye la cantidad UFC de levaduras pero se

obtuvo como máximo 1UFC/ 100 cm² y se observa presencia de levaduras, en

la variación 2 del método 2.

De la figura 6 a la figura 10, se observa la comparación de los

microorganismos indicadores de higiene en la superficie muestreada del filtro

del área procesadora de miel. En la figura 6, la cantidad de coliformes totales es

menor que 10 UFC/ 100cm², pero conforme se aumentó la concentración de

detergente aumentó la cantidad de UFC de coliformes totales en el método 1 y

53

en el método 2; no se muestra presencia en la variación 2 (250ppm); los

resultados de coliformes totales para el método 2 son <1 UFC/100 cm².

En la figura 7, para aerobios totales en la superficie del filtro, también, al

aumentar la concentración de detergente aumentó la cantidad de UFC de

aerobios totales siendo 14 UFC/100 cm² el mayor valor para el método 1. En el

método 2, solo hubo presencia en la variación 2 y fue menor a 2 UFC/100cm².

En la figura 8, la menor cantidad de UFC de enterobacterias se presentó en la

variación 2 para el método 1, luego en la variación 3 y el de mayor cantidad fue

en la variación 1 con 2 UFC/ 100cm²; para le método 2, solo se observa

presencia de enterobacterias en la variación 3 siendo el resultado <1 UFC/100

cm². En la figura 9 no se muestra presencia de mohos en la superficie del filtro

en ninguna de las variaciones realizadas para el método 2, pero si se muestra

presencia en el método 1 con resultados menores que 2 UFC/100 cm², siendo

la variación 3 la menor cantidad de mohos. En la figura 10 la cantidad máxima

de levaduras en el filtro para el método 1 es 1 UFC/100 cm²; y en el método 2,

solo hay presencia de levaduras en la variación 2 siendo ésta menor a 1 UFC/

100cm².

De la figura 11 a la figura 15, se muestran los resultados microbiológicos

en el equipo tanque de almacenamiento del área procesadora de miel. La

cantidad de coliformes totales mostrada en la figura 11 es menor que 2 UFC/

100cm² para el método 1, y menor que 1UFC/ 100cm² para el método 2. En la

figura 12, la cantidad mayor de aerobios totales se obtuvo en la variación 3 al

utilizar el método 1 siendo <5 UFC/ 100 cm², en el método 2; en la variación 1

no hubo presencia de aerobios totales pero en la variación 2 y 3 si hubo

presencia; sin embargo, el resultado promedio fue menor que 1UFC/ 100cm².

54

En las figuras 13, 14 y 15, no hubo presencia de enterobacterias, mohos,

ni levaduras, respectivamente, al utilizar sanitizante (método 2) en ninguna de

sus variaciones. Si hubo presencia de estos tres microorganismos al utilizar

solamente detergente (método 1) en sus tres variaciones de concentración sin

superar los resultados en 2 UFC/ 100cm².

Desde de la figura 16 hasta la figura 30, los resultados obtenidos son para

los equipos estudiados del área de llenado de miel: los cuales comprenden el

tanque de llenado, la tubería y las boquillas de llenado.

En la figura 16, en el método 1, la mayor cantidad de coliformes totales en

el equipo tanque de llenado se obtuvo en la variación 1 (200ppm), siendo el

resultado <8 UFC/100 cm², y en el método 2 solo en la variación 2 y 3 se obtuvo

presencia de coliformes totales siendo el resultado <1 UFC/100cm².

En la figura 17, la cantidad de aerobios totales aumentó en comparación a

los resultados anteriores de los distintos equipos. Se obtuvo para el método 1

en la variación 3 la mayor cantidad de aerobios totales, <70 UFC/ 100 cm²;

seguido por la variación 1 con un resultado de <30 UFC/ 100 cm² de aerobios

totales y, por último, en la variación 2, menor a 10 UFC/ 100cm². Para el

método 2 en la variación 2, no se observa presencia de aerobios totales, pero si

en la variación 1 y 2, con resultado <10 UFC/ 100cm².

La cantidad de enterobacterias obtenidas en el tanque de llenado que se

observan en la figura 18, es menor que 2 UFC/ 100cm² para el método 1; y para

el método 2 solamente se observa presencia de enterobacterias en la variación

2 pero el resultado es menor a 1 UFC/ 100cm². En la figura 19, se muestran los

resultados de mohos en el tanque de llenado, teniendo presencia de mohos

tanto en el método 1 como en el método 2 para las tres variaciones; la mayor

55

cantidad de mohos fue de 10 UFC/ 100 cm² en la variación 2 del método 1, y <6

UFC/100 cm² para el método 2 en la variación 2.

En la figura 20 la cantidad mayor de levaduras para el equipo tanque de

llenado, se observa en la variación 3 del método 1 obteniendo un resultado

promedio <2 UFC/ 100cm², y en el método 2, el resultado de levaduras fue <1

UFC/ 100cm².

Desde la figura 21 hasta la figura 25 se muestran los resultados

microbiológicos para la tubería de llenado; el área muestreada fue de 88 cm²

debido a la forma cilíndrica de la tubería; en este caso no se utilizó una placa

estándar para delimitación del área a muestrear pero si se marcó hasta donde

debía de introducirse la esponja de muestreo. Los coliformes totales muestran

un comportamiento ascendente conforme se varía la concentración del

detergente para el método 1 siendo el valor promedio mayor <4 UFC/ 88 cm²;

no se muestra presencia de coliformes totales para el método 2 en ninguna de

sus variaciones.

En la figura 22, se muestra que conforme aumenta la concentración de

detergente para el método 1, los aerobios totales disminuyen, teniendo un

promedio en la variación 1 la cantidad de 10 UFC/88 cm²; para la variación 2 <8

UFC/ 88 cm² y para la variación 3 un resultado de <6 UFC/ 88 cm². Para el

método 2 en las tres variaciones realizadas, se observa un resultado <1 UFC/

88 cm². En la figura 23 la mayor cantidad de enterobacterias para el método 1

se muestra en la variación 2 con un resultado menor a 3 UFC/ 88 cm²; seguido

por la variación 3 con un promedio de enterobacterias menor a 2 UFC/ 88 cm²,

y, por último, en la variación 1 con un promedio de 1 UFC/ 88 cm². En la figura

24 se obtuvieron resultados de mohos para los dos métodos, siendo en la

variación 3 del método 1 el promedio mayor de mohos con un resultado de 6

56

UFC/ 88 cm² y para el método dos en la variación 1 y en la variación 2, la

cantidad de mohos fue 1 UFC/ 88 cm² y en la variación 3 el resultado promedio

de mohos fue <1 UFC/ 88 cm². En la figura 25 no se obtuvo presencia de

levaduras para ninguna variación del método 2 pero si se obtuvieron levaduras

en el método 1, sin embargo, ninguna variación superó la cantidad promedio de

1UFC/ 88 cm².

En la figura 26 se observa la comparación microbiológica del promedio de

coliformes totales para la boquilla de llenado; en el la variación 3 del método 1

se obtuvo un promedio menor a 20 UFC/ 18 cm²;los resultados obtenidos para

el método 2 en las tres variaciones fue menor que 1 UFC/18 cm². En la figura

27 la mayor cantidad promedio de aerobios para el método 1 se observa en la

variación 1 de detergente pero el resultado es menor a 25 UFC/ 18 cm², y para

el método 2 la cantidad de aerobios totales para las tres variaciones realizadas

se obtuvo un promedio menor a 5 UFC/ 18 cm². La cantidad de enterobacterias

para el método 1 en la boquilla de llenado disminuyó conforme aumentó la

concentración de detergente según lo que se observa en la figura 28 y el

resultado fue menor a 5 UFC/ 18 cm²; para la variación 1 y la variación 3 del

método 2 no se obtuvo presencia de enterobacterias en la boquilla de llenado

pero si se obtuvo en la variación 2 con un resultado de 1 UFC/ 18 cm².

En la figura 29 la mayor cantidad de mohos promedio obtenidos en la

boquilla de llenado para el método 1 se obtuvo en la variación 2 siendo el

resultado menor a 3 UFC/ 18 cm². En el método dos, de la misma figura, se

observa que no hay presencia de mohos en la variación 1, pero si hay en la

variación 2 y 3 con un resultado menor a 1 UFC/18 cm². En la figura 30 se

muestra el promedio de levaduras obtenidas en la boquilla de llenado, donde el

método 1 muestra mayor cantidad de levaduras en la variación 1 con un

resultado menor a 2 UFC/18 cm²; y en la variación 2 y 3 el resultado es de

57

UFC/18 cm². Para el método 2, solo se observa presencia de levaduras en la

boquilla de llenado en la variación 2 con un resultado menor a 1 UFC/18 cm².

Todos los equipos de ambas áreas, tanto para el método 1 como para el

método 2 en las distintas variaciones, no superaron los 70 UFC/ área

muestreada en cm² para ninguno de los microorganismos; por lo que se

establece en la tabla XII como límite máximo permisible para la validación de la

limpieza y sanitización de equipos en este estudio.

Desde la figura 31 hasta la figura 36, se comparan los resultados

obtenidos de ATP para ambos métodos en sus distintas variaciones. El ATP

indica si hay presencia de alimentos y/o la presencia de microorganismos, con

esto se puede evaluar la presencia de ambos y se determinará si se liberan o

no los equipos después de una limpieza ya que es una respuesta inmediata.

En la figura 31, se observan mayores unidades relativas de luz (URL) en

el equipo marmita del área 1, al utilizar solamente el detergente alcalino clorado

en sus distintas variaciones de concentración (método 1) comparada que al

utilizar el detergente alcalino clorado variando sus concentraciones más

sanitizante a concentración de 200ppm (método 2). El rango de ATP para el

método 1 fue menor de 30 URL y el rango con el método 2 fue menor de 20

URL.

En la figura 32, muestra los resultados de ATP del filtro con un rango

menor a 80 URL al utilizar el método 1 y al utilizar el método 2; el rango para las

tres variaciones fue menor a 20 URL.

El tanque de llenado obtuvo para las tres variaciones de concentración al

utilizar el método 1 un rango menor a 35 URL, según se observa en la figura 34.

58

Y el resultado mayor al utilizar el método 2 se muestra en la variación tres con

un resultado menor de 25 URL y en las otras dos variaciones el resultado fue

menor a 15 URL.

Según la figura 35 el método 1 para la tubería de llenado, obtuvo mayor

cantidad de ATP que al utilizar el método 2; sin embargo, en la variación 1 del

método 1 el resultado fue menor a 40 URL, seguido por la variación 3 con un

valor menor a 35 URL y en la variación 2 el resultado fue menor a 30 URL. Para

el método 2, el rango para las tres variaciones fue menor a 30 URL.

En las boquillas de llenado el resultado con mayor ATP se observa al

utilizar el método 1 con un valor menor a 140 en la variación 1 (200 ppm), en la

variación 2 se obtuvo un resultado menor a 80 URL y en la variación 3 un valor

menor a 60 URL, según se observa en la figura 36. En el método 2 para las tres

variaciones el valor de ATP es menor a 60 URL.

Con todos los resultados de ATP, se determina que el valor mayor de ATP

de todos los equipos fue al utilizar el método 1 siendo el de mayor valor en la

boquilla de llenado. Con esto se estandariza que el resultado para liberar los

equipos después de una limpieza debe de ser menor o igual a 140 URL al

utilizar solamente detergente alcalino clorado a 200 ppm. Al utilizar detergente

alcalino clorado a 200 ppm y sanitizante a 200 ppm el rango de ATP aceptado

para la liberación de equipos debe de ser menor o igual a 40 URL debido que

fue el mayor resultado de ATP obtenido a 200 ppm.

En la tabla XIII se muestran los resultados para la comprobación de la

hipótesis de investigación H_i1 y la hipótesis nula H_O1 de todos los equipos

para los distintos microorganismos estudiados. Se determinó que no hay

59

diferencia significativa al aumentar la concentración del detergente en ninguno

de los equipos, por lo tanto, la H_i1 se acepta.

En la tabla XIV se observan los resultados para la comprobación de la

hipótesis de investigación H_i2 y la hipótesis nula H_O2 de todos los equipos

de los dos métodos planteados y sus variaciones para los microorganismos

estudiados. Se determinó que para la marmita, el filtro y el tanque de llenado la

H_i2 se rechaza para la variación 1 solamente para aerobios totales y H_i2 se

rechaza para aerobios totales en la variación 1 y en la variación 3 para la

tubería de llenado.

61

CONCLUSIONES

1. Se determinó que la miel de abeja tiene un riesgo medio de

contaminación para los microorganismos Shigella spp y Salmonella spp.

2. El detergente adecuado para la limpieza de equipos de acero inoxidable

y suciedad tipo azúcares debía ser alcalino por su propiedad

solubilizante.

3. El tipo de sanitizante debía ser cloro y ácido perácetico, ya que ambos

son efectivos contra los microorganismos indicadores de higiene

estudiados.

4. La cantidad de microorganismos indicadores de higiene coliformes

totales, aerobios totales, enterobacterias, mohos y levaduras obtuvieron

un resultado menor a 70 UFC/, área muestreada para cada uno de los

equipos estudiados.

5. El resultado de ATP mayor para todos los equipos estudiados se obtuvo

al utilizar solamente detergente alcalino clorado que al utilizar el

detergente alcalino clorado y sanitizante.

6. Se debe utilizar detergente alcalino clorado y sanitizante para obtener un

menor resultado de ATP.

7. La concentración de detergente alcalino clorado debe de ser 200 ppm

porque no existe diferencia significativa al aumentar la concentración

62

para los equipos del área procesadora de miel y del área de envasado de

miel.

8. Para la reducción de aerobios totales se debe utilizar detergente y

sanitizante a 200 ppm para los equipos marmita, filtro, tanque y tubería

de llenado.

9. Al utilizar solo detergente en las boquillas de llenado se reducen los

microorganismos indicadores de higiene.

63

RECOMENDACIONES

1. Realizar controles microbiológicos de las superficies después de una

limpieza y sanitización eventualmente para verificar si el procedimiento

y los químicos están siendo todavía efectivos.

2. Realizar muestreos microbiológicos de ambiente en la planta de

producción para ambas áreas y evitar posible contaminación de los

equipos y alimentos.

3. Capacitar eventualmente a los encargados de realizar la limpieza y

sanitización de equipos para que realicen el procedimiento establecido

correctamente.

65

BIBLIOGRAFÍA

1. AGUILERA, Alcalá. Actividad del agua de la miel y crecimiento de

microorganismos osmotolerantes. Facultad de veterinaria,

Universidad de Córdoba. España, Córdoba, 1977. 125 p.

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<http://www.fao.org/fao-who-codexalimentarius/standards/list-

standards/es/>. [Consulta: 25 de abril de 2015].

3. _____________. Principios generales de higiene de los alimentos.

Codex Alimentarius. 2003. 35 p.

4. BARRIOS, David. Evaluación de la calidad microbiológica de la miel de

abeja (Apis mellifera L) en centros de acopio de cuatro regiones

apícolas de Guatemala. Trabajo de graduación de licenciatura,

Facultad de ¿, Universidad de San Carlos de Guatemala, 2015.

123 p.

5. BOQUÉ, Ricard; MAROTO, Alicia. Grupo de Quimiometría, cualimetría

y nanosensores. [En línea]. <http://www.quimica.urv.es/quimio>.

[Consulta: 2 de junio de 2016].

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<http://apiterapia.com.ec/portal/apiterapia/miel>. [Consulta: 13 de

mayo de 2016.]

66

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290 p.

69

APÉNDICES

Apéndice 1. Diagrama de equipo del área procesadora de miel


Código Nombre

B-001 Bomba de agua

T-001 Tanque de almacenamiento

F-001 Filtro

M-001 Marmita

K-001 a K-012 Válvulas

T-

F-

M-001

B-

K-

K-

K-K-

K-

K-

K-

K-

K-

K-K- K-

70

Apéndice 2. Resultados obtenidos de análisis microbiológico, datos

microbiológicos obtenidos en las tres corridas realizadas para el método

uno y sus variaciones en concentración para el equipo marmita del área 1

Microorganismo Variación 1 Variación 2 Variación 3

Coliformes totales (UFC/100 cm²)

6 1 0

0 4 2

1 0 2

Aerobios totales (UFC/100 cm²)

5 11 24

11 2 21

6 1 2

Enterobacterias (UFC/100 cm²)

3 0 0

0 1 2

0 0 1

Mohos (UFC/100 cm²)

2 3 0

0 1 1

1 0 1

Levaduras (UFC/100 cm²)

0 0 0

3 2 0

0 0 1

Fuente: elaboración propia

Apéndice 3. Datos microbiológicos obtenidos en las tres corridas

realizadas para el método uno y sus variaciones en concentración para el

equipo filtro del área 1



4 0 1

1 7 28

1 3 0


4 12 40

8 0 0

4 9 2


6 0 0

0 1 4

0 2 0


3 1 0

0 3 0

1 0 1


2 1 1

1 0 0

0 2 1


71



equipo tanque del área 1



0 0 0

4 3 3

1 2 0


1 4 10

6 1 1

2 2 3


2 0 1

1 3 0

0 1 1


0 2 4

2 0 3

7 0 1


0 1 1

2 0 1

1 1 0



realizadas para el método dos y sus variaciones en concentración de

detergente para el equipo marmita del área 1

MICROORGANISMO Variación 1 Variación 2 Variación 3


1 0 0

0 0 0

1 0 0


2 2 1

1 0 0

0 0 0


0 0 0

0 0 0

0 0 0


0 1 0

0 0 0

0 0 0


0 0 0

0 1 0

0 0 0


72



detergente para el equipo filtro del área 1



1 0 1

0 0 3

0 0 0


0 1 0

0 0 0

0 4 0


0 0 0

0 0 1

0 0 0


0 0 0

0 0 0

0 0 0


0 0 0

0 0 0

0 1 0




detergente para el equipo tanque del área 1



0 0 0

1 0 1

0 0 0


0 1 1

0 0 0

0 0 0


0 0 0

0 0 0

0 0 0


0 0 3

0 0 0

0 0 0


0 0 0

0 0 0

0 0 0


73



equipo tanque de llenado del área 2

MICROORGANISMOS Variación 1 Variación 2 Variación 3

Coliformes totales (UFC/ 100 cm²)

17 1 0

0 5 4

3 2 9

Aerobios Totales (UFC/ 100 cm²)

17 7 1

12 0 18

35 20 188

Enterobacterias (UFC/ 100 cm²)

1 2 0

4 0 1

0 4 1

Mohos (UFC/ 100 cm²)

0 2 6

0 0 2

14 28 1

Levaduras (UFC/ 100 cm²)

3 1 0

0 0 0

0 2 5




equipo tubería del área 2



4 1 2

1 0 9

0 7 0


9 2 6

12 1 5

9 19 3


2 1 4

0 0 0

1 6 0


6 1 14

0 0 0

8 7 4


1 1 1

2 0 0

0 1 0


74



equipo boquilla del área 2



9 10 52

12 0 0

2 6 3


5 12 47

60 9 13

8 4 1


1 11 1

13 0 0

0 0 2


2 5 2

0 0 1

1 3 0


4 3 0

0 0 2

1 0 1



realizadas para el método dos y sus variaciones en concentración para el

equipo tanque de llenado del área 2



0 0 0

0 1 0

0 0 2


0 1 0

1 0 0

2 3 2


0 0 0

0 0 0

0 1 0


0 0 1

0 0 0

3 13 0


0 0 0

0 0 0

0 0 1


75



equipo tubería del área 2



0 0 0

0 0 0

0 0 0


0 0 0

0 0 0

1 1 1


0 0 0

0 0 0

0 1 0


3 0 1

0 0 0

0 3 0


0 0 0

0 0 0

0 0 0




equipo boquilla del área 2



2 1 2

1 0 0

0 0 0


0 2 2

0 0 0

1 1 0


0 3 0

0 0 0

0 0 0


0 1 1

0 0 0

0 1 0


0 1 0

0 0 0

0 0 0


76

Apéndice 14. Resultados obtenidos de análisis ATP, datos de ATP (URL)

obtenidos en las tres corridas realizadas para el método uno y sus

variaciones en concentración para los tres equipos muestreados

del área 1

EQUIPO ATP [URL]


Marmita

39 29 20

17 45 18

20 10 27

Filtro

14 11 12

17 15 16

13 17 7


14 18 16

12 10 9

17 15 14


Apéndice 15. Datos de ATP (URL) obtenidos en las tres corridas

realizadas para el método uno y sus variaciones en concentración para los

tres equipos muestreados del área 2

EQUIPO ATP [URL]


Tanque de llenado

28 16 24

37 20 23

31 33 29

Tubería de llenado

32 13 28

28 47 41

58 20 29

Boquilla de llenado

121 76 54

113 60 61

143 86 57


77


realizadas para el método dos y sus variaciones en concentración para los


EQUIPO ATP [URL]


Marmita

14 25 11

13 12 13

16 9 16

Filtro

14 11 12

17 15 16

13 17 7


14 18 16

12 10 9

17 15 14



realizadas para el método dos y sus variaciones en concentración para los


EQUIPO ATP [URL]


Tanque de llenado

14 12 22

15 11 19

13 16 24

Tubería de llenado

17 9 17

13 29 25

16 10 20

Boquilla de llenado

37 34 54

34 50 34

54 11 39


78

Apéndice 18. Promedio de microorganismos obtenidos en método 1 y 2,

promedio de microorganismos en área procesadora de miel

Equipo Microorganismo Método Variación 1 Variación 2 Variación 3

Marmita

Coliformes totales

(UFC/100cm2)

1 2 2 1

2 1 0 0

Aerobios Totales (UFC/100cm2)

1 7 5 0

2 1 1 0

Enterobacterias (UFC/100cm2)

1 1 0 1

2 0 0 0

Mohos (UFC/100cm2)

1 1 1 1

2 0 0 0

Levaduras (UFC/100cm2)

1 1 1 0

2 0 0 0

Filtro

Coliformes totales

(UFC/100cm2)

1 2 3 10

2 0 0 1


1 5 7 14

2 0 2 0


1 2 1 1

2 0 0 0

Mohos (UFC/100cm2)

1 1 1 0

2 0 0 0


1 1 1 1

2 0 0 0

Tanque

Coliformes totales

(UFC/100cm2)

1 2 2 1

2 0 0 0


1 3 2 5

2 0 0 0


1 1 1 1

2 0 0 0

Mohos (UFC/100cm2)

1 1 1 1

2 0 0 0


1 1 1 1

2 0 0 0


79

Apéndice 19. Promedio de microorganismos en área de envasado de

miel

Equipo Microorganismo Método Variación 1 Variación 2 Variación 3

Tanque de

llenado

Coliformes totales (UFC/100cm2)

1 7 3 4

2 0 0 1


1 21 9 69

2 1 1 1


1 2 2 1

2 0 0 0

Mohos (UFC/100cm2)

1 5 10 3

2 1 4 0


1 1 1 2

2 0 0 0

Tubería de

llenado


1 2 3 4

2 0 0 0


1 10 7 5

2 0 0 0


1 1 2 1

2 0 0 0

Mohos (UFC/88cm2)

1 5 3 6

2 1 1 0


1 1 1 0

2 0 0 0

Boquilla de

llenado


1 8 5 18

2 1 0 1


1 24 8 20

2 0 1 1


1 5 4 1

2 0 1 0

Mohos (UFC/18cm2)

1 1 3 1

2 0 1 0


1 2 1 1

2 0 0 0


80

Apéndice 20. Datos calculados para análisis estadístico ANOVA

de un factor para comparación de concentraciones en el método 1,

análisis de varianza de un factor para comparación de coliformes totales

del método 1 a distintas concentraciones en el equipo marmita del área 1

RESUMEN Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza

Concentración 1 3 7 2,33 10,3 Concentración 2 3 5 1,67 4,33 Concentración 3 3 4 1,33 1,33

ANÁLISIS DE VARIANZA

Origen de las variaciones

Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los

cuadrados F Probabilidad

Valor crítico para F

Entre grupos 1,56 2,00 0,78 0,146 0,867 5,14 Dentro de los grupos

32,0 6,00 5,33

Total 33,6 8,00


Apéndice 21. Análisis de varianza de un factor para comparación de

aerobios totales del método 1 a distintas concentraciones en el equipo

marmita del área 1

RESUMEN

Grupos Cuenta Suma Promedio Varian

za

Concentración 1 3,00 22,0 7,33 10,3

Concentración 2 3,00 14,0 4,67 30,3

Concentración 3 3,00 47,0 15,7 142



Suma de cuadrados

Grados de libertad

Promedio de los cuadrados

F Probabili

dad Valor crítico

para F

Entre grupos 198 2,00 98,8 1,62 0,274 5,14

Dentro de los grupos 366 6,00 61,0

Total 564 8,00


81


enterobacterias del método 1 a distintas concentraciones en el equipo

marmita del área 1


Concentración 1 3,00 3,00 1,00 3,00

Concentración 2 3,00 1,00 0,33 0,33

Concentración 3 3,00 3,00 1,00 1,00



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los



Entre grupos 0,89 2,00 0,44 0,308 0,746 5,14 Dentro de los

grupos 8,67 6,00 1,44

Total 9,56 8,00



mohos del método 1 a distintas concentraciones en el equipo marmita del

área 1

RESUMEN

Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza

Concentración 1 3,00 3,00 1,00 1,00

Concentración 2 3,00 4,00 1,33 2,33

Concentración 3 3,00 2,00 0,67 0,33



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los




grupos 7,33 6,00 1,22

Total 8,00 8,00


82


levaduras del método 1 a distintas concentraciones en el equipo marmita

del área 1


Concentración 1 3,00 3,00 1,00 3,00

Concentración 2 3,00 2,00 0,67 1,33

Concentración 3 3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los


Valor crítico para

F


grupos 9,33 6,00 1,556

Total 10,0 8,00



coliformes totales del método 1 a distintas concentraciones en el equipo

filtro del área 1

RESUMEN


Concentración 1 3,00 6,00 2,00 3,00

Concentración 2 3,00 10,0 3,33 12,3

Concentración 3 3,00 29,0 9,67 252



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad Valor crítico para F

Entre grupos 100 2,00 50,3 0,667 0,591 5,14 Dentro de los

grupos 535 6,00 89,2

Total 636 8,00


83



filtro del área 1

RESUMEN


Concentración 1 3,00 16,0 5,33 5,33

Concentración 2 3,00 21,0 7,00 39,0

Concentración 3 3,00 42,0 14,0 508



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad Valor crítico

para F

Entre grupos 126,9 2,00 63,4 0,345 0,722 5,14

Dentro de los grupos

1105 6,00 184

Total 1232 8,00




filtro del área 1

RESUMEN


Concentración 1 3,00 6,00 2,00 12,0

Concentración 2 3,00 3,00 1,00 1,00

Concentración 3 3,00 4,00 1,33 5,33

ANÁLISIS DE

VARIANZA


Suma de cuadrados

Grados de libertad



para F

Entre grupos 1,56 2,00 0,78 0,127 0,883 5,14

Dentro de los grupos 36,7 6,00 6,11

Total 38,2 8,00


84


mohos del método 1 a distintas concentraciones en el equipo filtro del

área 1

RESUMEN


Concentración 1 3,00 4,00 1,33 2,33

Concentración 2 3,00 4,00 1,33 2,33

Concentración 3 3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los




grupos 10,0 6,00 1,67

Total 12,0 8,00



levaduras del método 1 a distintas concentraciones en el equipo filtro del

área 1

RESUMEN


Concentración 1 3,00 3,00 1,00 1,00

Concentración 2 3,00 3,00 1,00 1,00

Concentración 3 3,00 2,00 0,67 0,33

ANÁLISIS DE

VARIANZA


Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los



Entre grupos 0,22 2,00 0,111 0,143 0,870 5,14


4,67 6,00 0,778

Total 4,89 8,00


85



tanque de almacenamiento del área 1

RESUMEN


Concentración 1 3,00 5,00 1,67 4,33

Concentración 2 3,00 5,00 1,67 2,33

Concentración 3 3,00 3,00 1,00 3,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad Valor

crítico para F


grupos 19,3 6,00 3,22

Total 20,2 8,00





RESUMEN


Concentración 1 3,00 9,00 3,00 7,00

Concentración 2 3,00 7,00 2,33 2,33

Concentración 3 3,00 14,0 4,67 22,3



Suma de cuadrados

Grados de

libertad




grupos 63,3 6,00 10,6

Total 72,0 8,00


86




RESUMEN


Concentración 1 3,00 3,00 1,00 1,00

Concentración 2 3,00 4,00 1,33 2,33

Concentración 3 3,00 2,00 0,67 0,33



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los




grupos 7,33 6,00 1,222

Total 8,00 8,00



mohos del método 1 a distintas concentraciones en el equipo tanque de

almacenamiento del área 1

RESUMEN


Concentración 1 3,00 9,00 3,00 13,0

Concentración 2 3,00 2,00 0,67 1,33

Concentración 3 3,00 8,00 2,67 2,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad




grupos 33,3 6,00 5,56

Total 42,9 8,00


87


levaduras del método 1 a distintas concentraciones en el equipo tanque

de almacenamiento del área 1

RESUMEN


Concentración 1 3,00 3,00 1,00 1,00

Concentración 2 3,00 2,00 0,67 0,33

Concentración 3 3,00 2,00 0,67 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad



Entre grupos 0,22 2,00 0,11 0,20 0,82 5,14


3,33 6,00 0,56

Total 3,56 8,00





RESUMEN


Concentración 1 3,00 20,0 6,67 82,3

Concentración 2 3,00 8,00 2,67 4,33

Concentración 3 3,00 13,0 4,33 20,3



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F

Entre grupos 24,2 2,00 12,1 0,340 0,725 5,14


214 6,00 35,7

Total 238,2 8,00


88




RESUMEN


Concentración 1 3,00 64,0 21,3 146,3

Concentración 2 3,00 27,0 9,00 103,0

Concentración 3 3,00 207 69,0 10693



Suma de cuadrados

Grados de libertad



Entre grupos 6024 2,00 3012 0,826 0,482 5,14 Dentro de los

grupos 21885 6,00 3647

Total 27909 8,00





RESUMEN


Concentración 1 3,00 5,00 1,67 4,33

Concentración 2 3,00 6,00 2,00 4,00

Concentración 3 3,00 2,00 0,67 0,33

ANÁLISIS DE

VARIANZA


Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F

Entre grupos 2,89 2,00 1,44 0,50 0,63 5,14


17,3 6,00 2,89

Total 20,2 8,00


89




RESUMEN


Concentración 1 3,00 14,0 4,67 65,3

Concentración 2 3,00 30,0 10,0 244

Concentración 3 3,00 9,00 3,00 7,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 633 6,00 105

Total 713 8,00




de tanque de llenado del área 2

RESUMEN


Concentración 1 3,00 3,00 1,00 3,00

Concentración 2 3,00 3,00 1,00 1,00

Concentración 3 3,00 5,00 1,67 8,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad



Entre grupos 0,889 2,00 0,444 0,108 0,899 5,14


24,7 6,00 4,111

Total 25,6 8,00


90



tubería de llenado del área 2

RESUMEN


Concentración 1 3,00 5,00 1,7 4,33

Concentración 2 3,00 8,00 2,7 14,3

Concentración 3 3,00 11,0 3,7 22,3



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F

Entre grupos 6,00 2,00 3,00 0,22 0,81 5,14


82,0 6,00 13,7

Total 88,0 8,00




tanque de tubería de llenado del área 2

RESUMEN


Concentración 1 3,00 30,0 10,0 3,00

Concentración 2 3,00 22,0 7,33 102

Concentración 3 3,00 14,0 4,67 2,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad

Valor crítico para

F


grupos 215 6,00 35,89

Total 258 8,00


91



tanque de tubería de llenado del área 2

RESUMEN


Concentración 1 3,00 3,00 1,00 1,00

Concentración 2 3,00 7,00 2,33 10,3

Concentración 3 3,00 4,00 1,33 5,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad



crítico para F


grupos 33,3 6,00 5,56

Total 36,2 8,00




tubería de llenado del área 2

RESUMEN


Concentración 1 3,00 14,0 4,67 17,3

Concentración 2 3,00 8,00 2,67 14,3

Concentración 3 3,00 18,0 6,00 52,0



Suma de cuadrados

Grados de libertad




grupos 167 6,00 27,9

Total 184 8,00


92



de tubería de llenado del área 2

RESUMEN


Concentración 1 3,00 3,00 1,00 1,00

Concentración 2 3,00 2,00 0,67 0,33

Concentración 3 3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 3,33 6,00 0,556

Total 4,00 8,00




boquilla de llenado del área 2

RESUMEN


Concentración 1 3,00 23,0 7,67 26,3

Concentración 2 3,00 16,0 5,33 25,3

Concentración 3 3,00 55,0 18,3 852



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F

Entre grupos 288,2 2,00 144 0,478 0,642 5,14 Dentro de los

grupos 1808 6,00 301

Total 2096 8,00


93




RESUMEN


Concentración 1 3 73 24 956

Concentración 2 3 25 8,3 16,3

Concentración 3 3 61 20 569



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 3084 6,00 514

Total 3500 8,00





RESUMEN


za

Concentración 1 3,00 14,0 4,67 52,3

Concentración 2 3,00 11,0 3,67 40,3

Concentración 3 3,00 3,00 1,00 1,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F


grupos 187 6,00 31

Total 209 8,00


94




RESUMEN


Concentración 1 3,00 3,00 1,00 1,00

Concentración 2 3,00 8,00 2,67 6,33

Concentración 3 3,00 3,00 1,00 1,00



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los




grupos 16,7 6,00 2,78

Total 22,2 8,00




de boquilla de llenado del área 2

RESUMEN


Concentración 1 3,00 5,00 1,67 4,33

Concentración 2 3,00 3,00 1,00 3,00

Concentración 3 3,00 3,00 1,00 1,00



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los




grupos 16,7 6,00 2,78

Total 17,6 8,00


95

Apéndice 50. Datos calculados para análisis estadístico ANOVA de un

factor para comparación de métodos, análisis de varianza de un factor

para comparación de coliformes totales entre el método 1 y el método 2 a

concentración de 200 ppm de detergente (variación 1) en el equipo

marmita del área 1


Método 1- variación 1 3 7 2,33 10,3

Método 2 –variación 1 3 2 0,667 0,333



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los



Entre grupos 4,17 1 4,17 0,78 0,43 7,71 Dentro de los grupos 21,3 4 5,33

Total 25,5 5



aerobios totales entre el método 1 y el método 2 a concentración de 200

ppm de detergente (variación 1) en el equipo marmita del área 1

RESUMEN


Método 1- variación 1

3 22 7,33 10,3

Método 2 –variación 1

3 3.0 1,00 1,00



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los



Entre grupos 60,2 1 60,2 10,6 0,03 7,71 Dentro de los

grupos 22,7 4 5,67

Total 82,8 5


96


enterobacterias entre el método 1 y el método 2 a concentración de 200


RESUMEN



3,00 3,00 1,00 3,00


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 6,00 4,00 1,50

Total 7,50 5,00



mohos entre el método 1 y el método 2 a concentración de 200 ppm de

detergente (variación 1) en el equipo marmita del área 1.

RESUMEN


Método 1- variación 1 3,00 3,00 1,00 1,00


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los


Valor crítico para

F


grupos 2,00 4,00 0,50

Total 3,50 5,00


97


levaduras entre el método 1 y el método 2 a concentración de 200 ppm de

detergente (variación 1) en el equipo marmita del área 1

RESUMEN



3,00 3,00 1,00 3,00


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 6,00 4,00 1,50

Total 7,50 5,00



coliformes totales entre el método 1 y el método 2 a concentración de 250


RESUMEN



3,00 5,00 1,67 4,33


3,00 0,00 0,00 0,00

ANÁLISIS DE

VARIANZA


Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 8,67 4,00 2,17

Total 12,83 5,00


98




RESUMEN



3,00 14,0 4,67 30,3


3,00 2,00 0,67 1,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 63,3 4,00 15,8

Total 87,3 5,00





RESUMEN



3,00 1,00 0,333 0,333


3,00 0,00 0,000 0,000



Suma de cuadrados

Grados de libertad




grupos 0,667 4,00 0,167

Total 0,833 5,00


99




RESUMEN



3,00 4,00 1,33 2,33


3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad



para F


grupos 5,33 4,00 1,33

Total 6,83 5,00





RESUMEN



3,00 2,00 0,667 1,333


3,00 1,00 0,333 0,333



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F

Entre grupos 0,17 1,00 0,17 0,200 0,678 7,71


3,33 4,00 0,83

Total 3,50 5,00


100




RESUMEN



3,00 4,00 1,33 1,33


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de

libertad




grupos 2,67 4,00 0,67

Total 5,33 5,00





RESUMEN




3,00 1,00 0,333 0,333



Suma de cuadrados

Grados de libertad



para F

Entre grupos 2,22E-16 1,00 2,22E-16 6,66E-16 1,00 7,71


Total 1,33 5,00


101




RESUMEN



3,00 3,00 1,00 1,00


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad

Valor crítico para

F


grupos 2,00 4,00 0,50

Total 3,50 5,00





RESUMEN



3,00 2,00 0,67 0,33


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 0,667 4,00 0,167

Total 1,333 5,00


102




RESUMEN


za


3,00 1,00 0,333 0,333


3,00 0,00 0,000 0,000



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F


grupos 0,667 4,00 0,167

Total 0,833 5,00




ppm de detergente (variación 1) en el equipo filtro del área 1

RESUMEN



3,00 6,00 2,00 3,00


3,00 1,00 0,33 0,333



Suma de cuadrados

Grados de libertad




grupos 6,67 4,00 1,67

Total 10,8 5,00


103




RESUMEN



3,00 16,0 5,33 5,33


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los



Entre grupos 42,7 1,00 42,7 16 0,02 7,71 Dentro de los

grupos 10,7 4,00 2,67

Total 53,3 5,00





RESUMEN



3 6 2 12


3 0 0 0



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F

Entre grupos 6,0 1 6 1 0,374 7,71 Dentro de los grupos

24 4 6

Total 30 5


104



detergente (variación 1) en el equipo filtro del área 1

RESUMEN



3,00 4,00 1,33 2,33


3,00 0,00 0,00 0,00


Origen de las

variaciones

Suma de cuadrados

Grados de libertad



crítico para F


grupos 4,67 4 1,167

Total 7,33 5





RESUMEN



3 3 1 1


3 0 0 0



Suma de cuadrados

Grados de

libertad




grupos 2,00 4 0,50

Total 3,50 5


105




RESUMEN



3 21 7,00 39,0


3 5.0 1,67 4,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 86,7 4 21,7

Total 129,3 5





RESUMEN



3,00 3,00 1,00 1,00


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 2,00 4,00 0,50

Total 3,50 5,00


106




RESUMEN



3,00 4,00 1,33 2,33


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F

Entre grupos 2,67 1,00 2,67 2,29 0,211 7,71


4,67 4,00 1,17

Total 7,33 5,00





RESUMEN



3,00 3,00 1,00 1,00


3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 2,67 4,00 0,67

Total 3,33 5,00


107




RESUMEN



3,00 29,0 9,67 252


3,00 4,00 1,33 2,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F

Entre grupos 104 1 104 0,818 0,417 7,71 Dentro de los

grupos 509 4 127

Total 614 5





RESUMEN

Grupos Cuenta Suma Promedio Varianz

a

Método 1- variación 3 3,00 42,0 14,00 508

Método 2 –variación 3 3,00 0,00 0,00 0,00


Origen de las

variaciones

Suma de

cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los

cuadrados F

Probabilid

ad

Valor crítico

para F

Entre grupos 294,0 1,00 294 1,16 0,343 7,71

Dentro de los grupos 1016 4,00 254

Total 1310 5,00


108




RESUMEN


za


3 4 1,33 5,33


3 1 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F

Entre grupos 1,50 1,00 1,50 0,533 0,511 7,71


11,3 4,00 2,83

Total 12,8 5,00


Apéndice 77. Análisis de varianza de un factor para comparación

de mohos entre el método 1 y el método 2 a concentración de 300 ppm de


RESUMEN


za


3 1 0,333 0,330


3 0 0,000 0,000



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F


grupos 0,667 4,00 0,167

Total 0,833 5,00


109


de levaduras entre el método 1 y el método 2 a concentración de 300 ppm

de detergente (variación 3) en el equipo filtro del área 1

RESUMEN


za


3 2 0,677 0,333


3 0 0,000 0,000



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F

Entre grupos 0,67 1,00 0,667 4,00 0,122 7,71 Dentro de los grupos 0,67 4,00 0,167

Total 1,33 5,00




ppm de detergente (variación 1) en el equipo tanque de almacenamiento

del área 1

RESUMEN



3 5 1,67 4,33


3 1 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 9,33 4,00 2,33

Total 12,0 5,00


110


de aerobios totales entre el método 1 y el método 2 a concentración de

200 ppm de detergente (variación 1) en el equipo tanque de


RESUMEN



3 9 3 7


3 0 0 0



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 14,0 4,00 3,50

Total 27,5 5,00



de enterobacterias entre el método 1 y el método 2 a concentración de

200 ppm de detergente (variación 1) en el equipo tanque de


RESUMEN


za


3 3 1 1


3 0 0 0



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F


grupos 2,00 4,00 0,50

Total 3,50 5,00


111


de mohos entre el método 1 y el método 2 a concentración de 200 ppm de

detergente (variación 1) en el equipo tanque de almacenamiento del área 1

RESUMEN


za


3 9 3 13


3 0 0 0



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F


grupos 26,0 4,00 6,50

Total 39,5 5,00



de levaduras entre el método 1 y el método 2 a concentración de 200 ppm

de detergente (variación 1) en el equipo tanque de almacenamiento del

área 1

RESUMEN



3 3 1 1


3 0 0 0



Suma de cuadrados

Grados de libertad



crítico para F

Entre grupos 1,50 1 1,50 3 0,16 7,71 Dentro de los

grupos 2,00 4 0,50

Total 3,50 5


112




del área 1

RESUMEN


za





Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F


grupos 4,67 4 1,17

Total 8,83 5





del área 1

RESUMEN



3 7 2,33 2,33


3 1 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 5,33 4,00 1,33

Total 11,3 5,00


113




del área 1

RESUMEN






Suma de cuadrados

Grados de libertad




grupos 4,67 4,00 1,17

Total 7,33 5,00





RESUMEN


za


3 2 0,67 1,33


3 0 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F


grupos 2,67 4 0,667

Total 3,33 5


114




RESUMEN


za


3 2 0,67 0,33


3 0 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F


grupos 0,67 4,00 0,17

Total 1,33 5,00





del área 1

RESUMEN



3 3 1,00 3,00


3 1 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 6,67 4 1,67

Total 7,33 5


115




del área 1

RESUMEN



3 14 4,7 22,3


3 1 0,3 0,3



Suma de cuadrados

Grados de libertad



para F


grupos 45,3 4 11,33

Total 73,5 5





del área 1

RESUMEN


za


3 2 0,67 0,33


3 0 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F


grupos 0,67 4,00 0,17

Total 1,33 5,00


116




RESUMEN



3 8 2,67 2,33

Método 2–variación 3

3 3 1,00 3,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 10,7 4,00 2,67

Total 14,8 5,00





RESUMEN



3 2 0,67 0,33


3 0 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 0,67 4,00 0,17

Total 1,33 5,00


117



ppm de detergente (variación 1) en el equipo tanque de llenado del área 2.

RESUMEN



3 20 6,67 82,3


3 0 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 165 4,00 41,2

Total 231 5,00




ppm de detergente (variación 1) en el equipo tanque de llenado del área 2

RESUMEN



3 64 21,3 146


3 3 1,00 1,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 295 4,00 73,7

Total 915 5,00


118




RESUMEN



3,00 5,00 1,67 4,33


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 8,67 4,00 2,17

Total 12,8 5,00





RESUMEN



3,00 14,0 4,67 65,3


3,00 3,00 1,00 3,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 137 4,00 34,2

Total 157 5,00


119



detergente (variación 1) en el equipo tanque de llenado del área 2

RESUMEN



3,00 3,00 1,00 3,00


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F

Entre grupos 1,50 1,00 1,50 1,00 0,374 7,71


6,00 4,00 1,50

Total 7,50 5,00





RESUMEN



3,00 8,00 2,67 4,33


3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 9,33 4,00 2,33

Total 17,5 5,00


120




RESUMEN



3,00 27,0 9,00 103


3,00 4,00 1,33 2,33



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los




grupos 211 4 52,7

Total 299 5





RESUMEN



3,00 6,00 2,00 4,00


3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad

Valor crítico para

F


grupos 8,67 4,00 2,17

Total 12,8 5,00


121




RESUMEN



3,00 30,0 10,0 244.


3,00 13,0 4,33 56,3



Suma de cuadrados

Grados de

libertad



crítico para F


grupos 601 4,00 150

Total 649 5,00





RESUMEN



3,00 3,00 1,00 1,00


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 2,00 4,00 0,50

Total 3,50 5,00


122




RESUMEN



3,00 13,0 4,33 20,3


3,00 2,00 0,67 1,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad

Valor crítico para

F


grupos 43,3 4,00 10,8

Total 63,5 5,00





RESUMEN



3,00 207 69,0 10693


3,00 2,00 0,667 1,333



Suma de cuadrados

Grados de libertad



Entre grupos 7004.2 1,00 7004 1,31 0,316 7,71 Dentro de los grupos 21389 4,00 5347

Total 28393 5,00


123




RESUMEN



3,00 2,00 0,667 0,333


3,00 0,00 0,000 0,000



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


0,667 4,00 0,167

Total 1,333 5,00





RESUMEN



3,00 9,00 3,00 7,00


3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los



Entre grupos 10,7 1,00 10,7 2,91 0,163 7,71


14,7 4,00 3,67

Total 25,3 5,00


124




RESUMEN



3,00 5,00 1,67 8,333


3,00 1,00 0,33 0,333



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad

Valor crítico para

F


grupos 17,3 4,00 4,33

Total 20,0 5,00




ppm de detergente (variación 1) en el equipo tubería de llenado del área 2

RESUMEN




3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


8,67 4,00 2,17

Total 12,8 5,00


125




RESUMEN



3,00 30,0 10,0 3,00


3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad

Valor crítico para

F


grupos 6,67 4,00 1,67

Total 147 5,00





RESUMEN


Método 1- variación 1 3 3 1 1


3 0 0 0



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico para F


2,00 4,00 0,50

Total 3,50 5,00


126



detergente (variación 1) en el equipo tubería de llenado del área 2

RESUMEN



3,00 14,0 4,67 17,3


3,00 3,00 1,00 3,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad



40,7 4,00 10,2

Total 60,8 5,00




detergente (variación 1) en el equipo tubería de almacenamiento del área 2

RESUMEN



3 3 1 1


3 0 0 0



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 2,00 4,00 0,50

Total 3,50 5,00


127




RESUMEN


Método 1- variación

2 3,00 8,00 2,67 14,3


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los




grupos 28,7 4,00 7,17

Total 39,3 5,00



aerobios totales entre el método 1 y el método 2 a concentración de 250 ppm de


RESUMEN



3,00 22,0 7,33 102


3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad



grupos 205 4,00 51,3

Total 279 5,00


128




RESUMEN






Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los




grupos 21,3 4,00 5,33

Total 27,3 5,00





RESUMEN






Suma de cuadrados

Grados de libertad



crítico para F

Entre grupos 4,17 1,00 4,17 0,481 0,526 7,71


34,7 4,00 8,67

Total 38,8 5,00


129




RESUMEN



3,00 2,00 0,667 0,333


3,00 0,00 0,000 0,000



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 0,667 4,00 0,167

Total 1,333 5,00





RESUMEN



3,00 11 3,67 22,3


3,00 0.0 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad

Valor crítico para

F


grupos 44,7 4,00 11,2

Total 64,8 5,00


130




RESUMEN



3,00 14,0 4,67 2,33


3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad

Valor crítico para

F


grupos 5,33 4,00 1,33

Total 33,5 5,00





RESUMEN


za





Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F


grupos 10,7 4,00 2,67

Total 13,3 5,00


131




RESUMEN



3,00 18,0 6,00 52,0


3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 105 4,00 26,2

Total 153 5.00





RESUMEN



3,00 1,00 0,33 0,33


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad

Valor crítico para

F


grupos 0,67 4,00 0,17

Total 0,83 5,00


132



ppm de detergente (variación 1) en el equipo boquilla de llenado del área 2

RESUMEN



3,00 23,0 7,67 26,3


3,00 3,00 1,00 1,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F

Entre grupos 66,7 1,00 66,7 4,88 0,092 7,71


54,7 4,00 13,7

Total 121 5,00





RESUMEN



3,00 73,0 24,33 956


3,00 1,00 0,333 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabi

lidad Valor crítico

para F


grupos 1913 4,00 478

Total 2777 5,00


133




RESUMEN



3,00 14,0 4,67 52,3


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad



para F


grupos 105 4,00 26,2

Total 137 5,00




detergente (variación 1) en el equipo boquilla de llenado del área 2

RESUMEN

Grupos Cuenta Suma Promedio Varianz

a

Método 1- variación 1 3 3 1 1

Método 2 –variación 1 3 0 0 0



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad


Entre grupos 1,50 1,00 1,50 3,00 0,158 7,71


Total 3,50 5,00


134



detergente (variación 1) en el equipo boquilla de almacenamiento del

área 2

RESUMEN



3,00 5,00 1,67 4,33


3,00 0,00 0,00 0,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F


grupos 8,67 4,00 2,17

Total 12,8 5,00





RESUMEN



3,00 16,0 5,3 25,3


3,00 1,00 0,3 0,333



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F

Entre grupos 37,5 1,00 37.50 2,922 0,163 7,71 Dentro de los

grupos 51,3 4,00 12.83

Total 88,8 5,00


135


de aerobios totales entre el método 1 y el método 2 a concentración de

250 ppm de detergente (variación 2) en el equipo boquilla de llenado del

área 2

RESUMEN


za


3,00 25,0 8,30 16,3


3,00 3,00 1,00 1,00



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabili

dad Valor crítico

para F


grupos 34,7 4,00 8,67

Total 115 5,00



de enterobacterias entre el método 1 y el método 2 a concentración de 250


RESUMEN



3,00 11,0 3,67 40,3


3,00 3,00 1,00 3,00

ANÁLISIS DE

VARIANZA


Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 86,7 4,00 21,7

Total 97,3 5,00


136




RESUMEN

Grupos Cuenta Suma Promedio Varia

nza


3,00 8,00 2,67 6,33


3,00 2,00 0,67 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 13,3 4,00 3,33

Total 19,3 5,00




detergente (variación 2) en el equipo boquilla de almacenamiento

del área 2

RESUMEN






Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los



Entre grupos 0,67 1,00 0,67 0,400 0,561 7,71 Dentro de los grupos 6,67 4,00 1,67

Total 7,33 5,00


137




RESUMEN



3,00 55,0 18,3 852


3,00 2,00 0,667 1,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F

Entre grupos 468,2 1,00 468 1,10 0,354 7.71 Dentro de los

grupos 1707 4,00 426

Total 2176 5,00





RESUMEN



3,00 61,0 20,3 569


3,00 2,00 0,67 1,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


grupos 1141 4,00 285

Total 1722 5,00


138




RESUMEN



3 3 1 1


3 0 0 0



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad

Valor crítico para

F


grupos 2,00 4,00 0,50

Total 3,50 5,00





RESUMEN



3,00 3,00 1,00 1,00


3,00 1,00 0,33 0,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabil

idad Valor crítico

para F


2,67 4,00 0,67

Total 3,33 5,00


139



detergente (variación 3) en el equipo boquilla de almacenamiento del

área 2

RESUMEN



3 3 1 1


3 0 0 0



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad

Valor crítico para

F


grupos 2,00 4,00 0,50

Total 3,50 5,00


Apéndice 138. Muestra de cálculo

Promedio de la cantidad microbiana o ATP en los distintos puntos de

muestreo para la comparación gráfica

�̅� =∑ 𝒙𝒊

𝒏𝒊=𝟏

𝒏

Donde:

�̅�: promedio de microorganismos [UFC/cm²] o [URL]

xi: Valor de microorganismos en cada corrida [UFC/cm²] o [URL]

n: número muestras

140

Continuación del apéndice 138.

Ejemplo: determinar el promedio de la cantidad de coliformes totales

obtenidos en el equipo marmita utilizando el método 1 a 200ppm (variación 1).

�̅� =(6+0+1)𝑈𝐹𝐶/100 𝑐𝑚²

𝟑= 2.33 𝑈𝐹𝐶/100 𝑐𝑚²

Estadística inferencial: análisis ANOVA para comprobación de hipótesis.

Tratamientos Repeticiones

1 2

3

1 𝒀𝟏𝟏 𝒀𝟐𝟏 𝒀𝟑𝟏

2 𝒀𝟏𝟐 𝒀𝟐𝟐 𝒀𝟑𝟐

3 𝒀𝟏𝟑 𝒀𝟐𝟑 𝒀𝟑𝟑

Total 𝒀𝟏∗ 𝒀𝟐∗ 𝒀𝟑∗ 𝑻∗∗


Ecuaciones:

𝑺𝑺𝑻 = ∑ ∑ 𝒀𝒊𝒋𝟐𝒏

𝒋=𝟏 −𝑻∗∗

𝟐

𝒏𝑲

𝒌𝒊=𝟏

𝑺𝑺𝑨 =∑ 𝑻𝒊

𝟐𝒌𝒊=𝟏

𝒏−

𝑻∗∗𝟐

𝒏𝑲

𝑺𝑺𝑬 = 𝑺𝑺𝑻 − 𝑺𝑺𝑨

𝑺𝟏𝟐 =

𝑺𝑺𝑨

𝒌−𝟏

𝑺𝟐 =𝑺𝑺𝑬

𝒌(𝒏−𝟏)

141


𝒇 =𝑺𝟏

𝟐

𝑺𝟐

Donde:

SSA: suma de cuadrados de tratamientos

SSE: suma de cuadrados del error

SST: suma de cuadrados totales

k: número de tratamientos

i: subíndice para tratamientos

𝑻∗∗: total general

𝑻𝒊∗: total de tratamiento i

𝑺𝟐: cuadrado medio del error

𝑺𝟏𝟐: cuadrado medio del tratamiento

F: f de pruebas para tratamientos

𝒀𝒊𝒋𝟐 : todos los datos de todas las muestras

Ejemplo: realizar el análisis ANOVA para coliformes totales obtenidos en

el equipo marmita utilizando el método 1 a distintas variaciones de

concentraciones de detergente (200ppm, 250ppm, 300ppm)

Apéndice 139. Resultados obtenidos en el laboratorio

Microorganismo Repetición Variación 1 Variación 2 Variación 3


1 6 1 0

2 0 4 2

3 1 0 2


142


Apéndice140. Resultado

RESUMEN

Grupos Cuenta Suma Promedio

Varianza

Concentración 1

3 7 2,33 10,3

Concentración 2

3 5 1,67 4,33

Concentración 3

3 4 1,33 1,33



Suma de cuadrados

Grados de libertad


F Probabilidad


Entre grupos 1,56 2,00 0,78 0,14

6 0,867 5,14

Dentro de los

grupos 32,0 6,00 5,33

Total 33,6 8,00


143

Apéndice 141. Equipo marmita en la variación de 200ppm de

detergente alcalino clorado en la primera corrida

Coliformes totales: 6 UFC Aerobios totales: 5 UFC

Enterobacterias: 3 UFC Moho: 2 UFC; Levadura: 0 UFC


144

Apéndice 142. Equipo marmita en la variación de 200ppm de

detergente alcalino clorado y sanitizante a base de ácido paracético a

200ppm en la primera corrida

Coliformes totales: 1UFC Aerobios totales: 2 UFC

u

Enterobacterias: 0 UFC Moho: 0 UFC; Levadura: 0 UFC


145

Apéndice 143. Tablas de probabilidad, severidad y riesgo, Tabla

probabilidad de que ocurra peligro de contaminación microbiológica en el

alimento

Categoría de probabilidad

Probabilidad de que el peligro ocurra Multiplicador

Baja

Las propiedades fisicoquimicas de la miel de abeja (pH, Aw, %H) y temperatura del procesamiento no son ideales para la proliferación y sobrevivencia de los

microorganismos.

1

Media

Solo algunas de las propiedades fisicoquímicas de la miel de abeja (pH, Aw, %H) y/o la

temperatura de procesamiento son ideales para la proliferación y sobrevivencia de los

microorganismos.

2

Media alta

Todas las propiedades fisicoquimicas de la miel de abeja (pH, Aw, %H) son ideales para la

proliferación de microorganismos, sin embargo el proceso de calentamiento elimina los

microoganismos

3

Alta

Todas las propiedades fisicoquimicas de la miel de abeja (pH, Aw, %H) son ideales para la

proliferación de microorganismos y el calentamiento de la miel durante su

procesamiento no elimina o inactiva los microorganismos

4


146

Apéndice 144. Tabla de severidad si existe contaminación

microbiológica en el alimento

Categoría de severidad

Síntomas y patógenos causantes Multiplicador

Baja El patógeno suele causar síntomas leves (vómitos y diarrea) sin necesidad de medicación (B. cereus, Norovirus, S. aureus, C. perfringes)

1

Media

El patógeno puede causar hospitalización

(<10%) pero no secuelas ni muerte

(Campylobacter)

2

Media alta El patógeno causa hospitalización (10-20%),

puede causar secuelas (SHU) y muerte (<0.5%) (E.coli STEC, Salmonella, Yersinia, Shigella sp)

3

Alta

El patógeno causa hospitalización > 20%,

secuelas de muerte >0.5 % (L. monocytogenes,

C. botulinum, E. coli O157:H7, Vibrio spp.)

4


Apéndice 145. Tabla del nivel del riesgo si existe contaminación

microbiológica en el alimento

Puntaje del riesgo Descripción del nivel de riesgo

1 – 5 Bajo

6 – 9 Medio

10 – 12 Elevado

16 Alto


147

ANEXOS

Anexo 1. Criterios para la elección de un detergente

SUCIEDAD FAMILIA PRODUCTO

RECOMENDADO

CARACTERÍSTICAS

DEL PRODUCTO

Azúcares

solubles

Alcalinos Sosa

Potasa

Solibilizante

Saponificante

Otros

hidratos de

carbono

Alcalinos

Productos

enzimáticos

Sosa

Potasa

Solibilizante

Saponificante

Hidrolizante

Desengrasante

Proteínas Alcalinos

Productos

enzimáticos

Sosa

Potasa

Proteasas

Solibilizante

Saponificante

Hidrolizante

Desengrasante

Materias

grasas

Tensoactivos

Productos

enzimáticos

Aniónicos

Catiónicos

No iónicos

Lipasas

Humectante

Emulsificante

Hidrolizante

Desengrasante

Minerales Ácidos

Secuestrantes

(quelantes)

Clorhídrico

Nítrico

Fosfórico

EDTA

Polifosfatos

Gluconato

Solubilizante

Secuestrante

Fuente: GUZMÁN, Yadira. BPM en fábrica de alimentos.

http://bpmfabricasdealimentos.blogspot.com/p/programa-limpieza-y-desinfeccion.html. Consulta:

4 de abril de 2015.

148

Anexo 2. Relación de la suciedad con la superficie elección de un

detergente

Relación suciedad/superficie con el tipo de producto a utilizar

SUCIEDAD SUPERFICIE PRODUCTO A UTILIZAR

Grasa animal o vegetal, proteínas, sangre, huevo, etc.

Dura y lavable: suelos, cristales, formica, acero

inoxidable

Alcalino: pH mayor de 8

Grasas minerales: aceites de coches y lubricantes

Dura y lavable: suelos, cristales, formica, etcétera

Alcalinos y con disolventes en su

formulación

Grasa animales o vegetales. Proteínas, grasas minerales y

polvo

Textiles, moquetas, alfombras, tapizados

Neutro: champúes para limpieza de alfombras

Sarro, incrustaciones de cal, manchas de óxido

Duro y lavable: inodoros, mingitorios, etcétera

Ácidos pH entre 1 y 2



4 de abril de 2015.

Anexo 3. Criterios para la elección de un desinfectante



4 de abril de 2015.

149

Anexo 4. Clasificación de los tipos de suciedad

ORIGEN SUCIEDAD COMPONENTES FÍSICO -

QUÍMICOS

Vegetales crudos

Tejidos vegetales Harina Azúcar Aceites vegetales Tierra

Celulosa Almidón - proteína Polisacáridos - proteína Glúcidos solubles Lípidos

Productos cárnicos y de la pesca

Sangre, músculo Grasas Gelatina Minerales

Proteínas Lípidos Colágeno - proteínas Minerales

Productos lácteos

Leche, suero, cuajada

Nata, materia grasa

Piedra de leche

Proteínas Lípidos Lactosa, proteínas, lípidos,

minerales

Ovoproductos Clara Yema

Proteínas Lípidos - proteínas

Bebidas Zumos de frutas Vinos, cervezas Agua

Azúcares, pulpas Azúcares, taninos,

fermentos Minerales

Utensilios

Desechos Metales pesados Corrosión -

oxidación

Materiales de naturaleza diversa

Óxidos minerales Incrustaciones

Polvo Varios Minerales y orgánicos



4 de abril de 2015.

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