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Evaluación de la producción de PMS en un bioreactor anaerobio de
membrana inmersa (BAnMI) para el tratamiento de aguas residuales.
Sandra Constanza Medina Muñoz Asesor: Manuel Salvador Rodríguez Susa, PhD. Departamento de Ingeniería Civil y Ambiental, Universidad de los Andes, Colombia.
Tesis de Maestría en Ingeniería. Diciembre de 2012.
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Palabras Claves:
Tratamiento de aguas residuales
Bioreactor de membrana (MBR)
Productos Microbiales Solubles
(PMS) Ensuciamiento de membrana
ABSTRACT
_____________________________________________________________________ Se evaluó el comportamiento de los PMS en un reactor anaerobio de membrana inmersa de 32 L, tomando muestra del lodo en 3 diferentes alturas (0.145m, 0.445m, 0.75m) y del permeado. Se varió la carga orgánica aplicada en 3.0 ± 0.8 kg DQO/m
3d
(fase 1) y 4.1 ± 0.8 kg DQO/m3d (fase 2), cuyas corridas duraron 144 d y 83 d,
respectivamente. Se obtuvo una mayor producción de PMS en la fase 2, la cual causó mayor ensuciamiento de la membrana. No hubo diferencias estadísticamente significativas (p>0.05) en los PMS extraídos del lodo en las diferentes alturas en ambas fases. En el permeado de la fase 1, hubo una reducción del 56% en la concentración de PMS del lodo, mientras que la reducción para la fase 2 fue del 70%. Esta reducción es equivalente a la retención de PMS efectuada por la membrana y por lo tanto al ensuciamiento. Se realizó la distribución de PMS por tamaños de peso molecular en los rangos <1kDa, 1-10kDa, 10-100kDa y >100kDa. Se encontró que la fracción de menor PM (<1kDa) predominó al inicio de operación de cada carga y a medida que pasa el tiempo, aumentaron las fracciones de mayor peso molecular (>10kDa) debido a su acumulación por menor degradabilidad. Los PMS se presentaron en su mayoría (81-90%) como DQO desconocida, asimismo fue predominante en todas las fracciones de PM, mostrando una amplia distribución de tamaños moleculares. Se requieren investigaciones focalizadas en la caracterización de la fracción desconocida de los PMS, para una mejor comprensión de su efecto en el ensuciamiento de la membrana y ofreciendo una guía en el diseño de postratamiento.
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1. Introducción
Colombia es considerado un país rico en el recurso
hídrico dado que su oferta es seis veces superior al
promedio mundial y tres veces mayor que la oferta de
Latinoamérica. Sin embargo, la disponibilidad del
recurso es escasa debido a que “cerca del 80% de la
población y las actividades económicas del país están
localizadas en cuencas con déficit natural de agua”
(Humboldt, 2011). Además la variabilidad climática,
las grandes presiones por el uso del agua y la
degradación de las cuencas hacen que las reducciones
de la oferta sean considerables (mayores al 50% para
un porcentaje muy alto en ríos) (IDEAM, 2010). Estas
presiones por el uso del agua están relacionadas con la
demanda doméstica y de los diversos sectores
industriales, además de la contaminación proveniente
de sus aguas residuales. Según el Estudio Nacional del
Agua realizado en el 2010 por el IDEAM, la carga
total de DBO generada por los sectores doméstico,
industrial y cafetero se estimó en 819235 toneladas al
año, donde el sector doméstico aportó el 65%, la
industria el 29% y el sector cafetero, el 6%. El estudio
también reporta que solo se removió el 11% de la
DBO a través de tratamiento de aguas residuales, de
manera que la carga orgánica biodegradable vertida a
los sistemas hídricos en Colombia durante el 2008
alcanzó las 729300 toneladas, equivalentes a 2026
toneladas al día (IDEAM, 2010). Esto afecta los
ecosistemas presentes en los ríos dada la reducción de
oxígeno disponible, y aportando patógenos que
repercuten en la salud de la población. Es por esto que
el tratamiento de aguas residuales es una necesidad.
Gran parte de las aguas residuales pueden ser
tratadas mediante procesos biológicos, gracias a la
actividad metabólica de un amplio rango de
organismos que degradan la materia orgánica presente
en el agua (Jeison & Van Lier, 2008). Estos procesos
pueden ser de tipo aerobio o anaerobio. La digestión
anaerobia es utilizada en el tratamiento de aguas
residuales debido a que provee ciertas ventajas sobre
los procesos aerobios tales como menores costos
operativos, dados los bajos requerimientos
energéticos, producción de biogás que puede ser
utilizado como fuente de energía, baja producción de
2
lodos, y soporte de altas cargas de diseño (Lettinga,
1995). No obstante, se presentan desventajas como el
lento crecimiento de los microorganismos, la
inestabilidad del tratamiento por la alta sensibilidad de
los organismos metanogénicos, la producción de
malos olores (Lettinga, 1995), la alta DQO residual
(Aquino, 2004), y la producción de ácido sulfhídrico
(Winkler, 1994). Algunas de estas limitaciones se han
logrado superar gracias a la introducción de los
reactores UASB (Upflow Anaerobic Sludge Blanket).
Este tipo de reactores permiten una mayor retención
de biomasa y mayor resistencia a los cambios de carga
debido a la aglomeración de los microorganismos en
gránulos (D'Abzac et al., 2010).
A partir de ésta configuración se han desarrollado
otras tecnologías que parten del mismo concepto de
retener biomasa y evitar lavados, como los EGSB
(Expanded Granular Sludge Bed), los reactores
híbridos con masa soportada (Luna, 2008), y los
reactores de circulación interna (IC); este último se
caracteriza por su configuración sencilla y facilidades
en operación (Meng et al, 2008). Es por esto que el
número de plantas de tratamiento anaerobio
construidas en Sur América han registrado un
crecimiento exponencial desde 1997 como se muestra
en la figura 1, donde cerca del 84% se basan en la
tecnología granular (UASB y EGSB) (Frankin, 2001).
Fig. 1. Plantas anaerobias construidas en Sur América (Frankin,
2001)
Un desarrollo relativamente nuevo en este tipo de
procesos son los bioreactores de membrana (MBR),
que logran combinar la tecnología de la membrana de
filtración con el proceso de degradación biológica de
manera que ofrecen mejor calidad de los efluentes,
bajos requerimientos de áreas, capacidad de tratar altas
cargas, menor producción de lodos (Le-Clech et al.,
2006) y mayor producción de biogás (Luna, 2008)
debido a que esta tecnología logra desacoplar casi
perfectamente el tiempo de retención hidráulico del
tiempo de retención de lodos, lo cual hace que la
separación sólido-líquido sea controlada y se logre
retener un mayor contenido de biomasa, factor que
representaba la mayor desventaja de las
configuraciones clásicas. Sin embargo, las
limitaciones en el uso de los MBR están relacionadas
con el ensuciamiento de la membrana, principalmente
como resultado de la presencia de sustancias
poliméricas extracelulares (EPS) y los productos
microbiales solubles (PMS) (Le-Clech et al., 2006),
las cuales se depositan en la superficie de la
membrana reduciendo su permeabilidad e
incrementando los costos operacionales (Yigit et al.,
2006). Estos costos radican principalmente en el
remplazo de la membrana y la demanda de energía
asociada a los requerimientos de limpieza para
mantener la permeabilidad de la membrana (Santos et
al., 2010).
Pese a que en un principio los MBR no se usaban
con frecuencia debido a los altos costos y la rápida
pérdida de eficiencia del proceso, estos reactores se
han abierto campo en el mercado (especialmente
europeo) en los últimos años, gracias a la introducción
de las membranas sumergidas en los Bioreactores.
Dado el potencial de la aplicación de los MBR en
el tratamiento del agua residual a nivel municipal y a
nivel industrial en Colombia, y la importancia de las
investigaciones relacionadas con el ensuciamiento de
la membrana, en éste trabajo se caracterizó el
comportamiento de los productos microbiales solubles
(PMS) en un bioreactor anaerobio de membrana
inmersa (BAnMI), considerando la carga orgánica de
alimentación y el punto de muestreo en el reactor
como variables del análisis. El Centro de
Investigaciones en Ingeniería Ambiental-CIIA de la
Universidad de los Andes ha realizado investigaciones
previas donde se ha logrado estandarizar las técnicas
necesarias para el análisis de PMS.
2. Objetivos 2.1 Objetivo Evaluar la producción de los PMS en cuatro puntos de
muestreo de un bioreactor de membrana inmersa para
el tratamiento de agua residual doméstica sintética, en
función de la carga orgánica aplicada.
2.2 Objetivos Específicos
Evaluar el comportamiento de los PMS durante la
operación de un bioreactor anaerobio de
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membrana inmersa variando la carga orgánica del
influente en dos fases (3 y 4 kg DQO/m3d).
Evaluar el comportamiento de los PMS durante la
operación del BAnMI en 4 diferentes puntos de
medición ubicados verticalmente en el reactor.
Analizar la caracterización de los PMS por
distribución de peso molecular (PM) en los
siguientes rangos:
PM < 1 kDa
1 kDa < PM < 10kDa
10 kDa < PM < 100 kDa
PM > 100 kDa.
3. Marco Teórico
Todos lo parámetros de operación y diseño en un
MBR tienen influencia en el ensuciamiento de la
membrana; las condiciones operacionales, las
características de la membrana y los parámetros del
alimento y biomasa. Sin embargo las investigaciones
relacionadas al tema se han centrado en la influencia
de las sustancias biopoliméricas en el ensuciamiento
de la membrana (Le-Clech et al., 2006).
Las sustancias poliméricas extracelulares (EPS)
son un conjunto de macromoléculas como
polisacáridos, proteínas, ácidos nucleicos,
fosfolípidos, y otros compuestos poliméricos que se
encuentran en o por fuera de la superficie celular y en
el espacio intercelular de los agregados microbianos
(Meng et al., 2009). La función de los EPS es múltiple
e incluye la formación de comunidades bacterianas en
flocs y biopelículas, la generación de una barrera
protectora alrededor de la bacteria, retención de agua y
adhesión a superficies; generando una matriz de gel
altamente hidratada que concentra las células
microbiales y por ende, es responsable de la creación
de una barrera del flujo del permeado a través de la
membrana (Le-Clech et al., 2006) por medio de cuatro
mecanismos según lo planteado por Hermia (1982)
como se muestra en la figura 2 : a) constricción del
poro, b) bloqueo completo, c) bloqueo intermedio y d)
formación de torta.
Fig. 2. Mecanismos del ensuciamiento de membrana (adaptado de
Hurtado, 2011).
Los EPS se subdividen en dos categorías, EPS
insolubles (polímeros capsulares, gel condensado,
polímeros débilmente enlazados, y materia orgánica
adjunta) y los EPS solubles (macromoléculas solubles,
coloides y cienos) o también llamados productos
microbiales solubles (PMS) (Pan et al., 2009). Los
PMS son importantes debido a que siempre se
encuentran en los efluentes de sistemas de tratamiento
biológico y suelen representar la mayoría de la DQO
residual (Ni et al., 2011), esto es 83% - 91% e incluso
el 100% (Wu & Zhou, 2010). Además se ha
encontrado que ésta fracción soluble o coloidal es de
mayor importancia en el fenómeno de ensuciamiento
de la membrana, en comparación con la fracción
insoluble (Drews et al., 2007-1).
Los PMS se definen como un grupo de compuestos
orgánicos que son liberados a la solución como
resultado de diversos mecanismos (ver figura 3), de
manera que se clasifican en productos asociados a la
utilización del sustrato (UAP) y productos asociados a
la biomasa (BAP) (Meng et al., 2009). Los UAP son
producto del metabolismo del sustrato, el crecimiento
de la biomasa y la interacción con el medio ambiente,
mientras que los BAP son formados durante el
decaimiento de la biomasa, la lisis celular y la
hidrólisis de los EPS (Ni et al., 2011).
Fig. 3. Esquema de la formación y degradación de los EPS y PMS.
(Adaptado de Ni et al., 2011).
La diferenciación entre los UAP y los BAP no es
sencilla debido a la heterogeneidad de los
componentes de los PMS, en los que se han
encontrado alcanos, esteres, aromáticos, amidas (Wu
& Zhou, 2010), carbohidratos de cadena larga y en
general, compuestos más complejos que los
encontrados en sistemas aerobios (Zhou et al., 2009).
Sin embargo, se han realizado avances significativos
que han confirmado que los BAP tienen mayor peso
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molecular que los UAP (i.e. PM >10kDa) y que
constituyen la mayor parte de la materia orgánica
soluble, exhibiendo características de coloides
hidrofílicos y macromoléculas de polisacáridos,
proteínas y/o compuestos amino-azúcar (Ni et al.,
2011).
En general, se ha encontrado que la disminución en
la producción de PMS se relaciona con los siguientes
factores:
Un rango óptimo de carga orgánica que se
encuentra entre 0.2-0.3 g DQO/g SST∙d o 0.2-0.8
g DBO/g SST∙d (Barker & Stuckey, 1999).
Menor concentración de DQO en el influente
(Barker & Stuckey, 1999; Ni et al., 2011).
Reducción de la DQO en el efluente en sistemas
biológicos no estresados (Mesquita et al., 2010)
Sustratos de mayor contenido energético (glucosa
vs. acetato) (Mesquita et al., 2010).
Sistemas no estresados (baja producción de
ácidos grasos volátiles, acumulación de biomasa
como sólidos suspendidos volátiles SSV)
(Mesquita et al., 2010).
Incrementos en el tiempo de retención de sólidos
(TRS) que a su vez se asocia a un menor
potencial del ensuciamiento de la membrana (Pan
et al., 2009). Sin embargo Aquino (2004) reporta
que el TRS óptimo debe estar alrededor de los 25
días, ya que a mayor TRS se forman PMS como
BAP originados por decaimiento celular, y a
menores TRS hay mayor metabolismo del
sustrato de manera que se presencian PMS como
UAP.
Los PMS se componen principalmente de
polisacáridos, proteínas y sustancias húmicas (Pan et
al., 2009) y se pueden calcular de dos maneras en
términos de DQO [mg/L] (Mesquita et al., 2010):
PMSDQO= DQOsol –AGVDQO –DQOSus Ec.1
PMSDQO= PMSp DQO+ PMSc DQO+DQOdesconocida Ec.2
AGVDQO= 1.07 x [acetato] + 1.51 x [propianato]
+1.82 x [butirato+isobutirato]
+2.04 x [valérico+ isovalérico]. Ec.3
Donde: DQOsol = DQO soluble (efluente filtrado a 0.2µm).
DQOsus = DQO sustrato (glucosa)
AGVDQO = AGV en términos de DQO. Como se muestra en la
ecuación 3.
PMSp DQO y PMSc DQO = proteínas y carbohidratos en términos de
DQO, respectivamente.
De la composición de los PMS se considera que la
fracción de polisacáridos o carbohidratos hidrofílicos
son los principales causantes en el ensuciamiento de la
membrana (Drews et al., 2007-2), mientras que las
sustancias húmicas tiene un papel irrelevante debido a
que no son retenidas en la membrana por su bajo peso
molecular (Le-Clech et al., 2006). Por otra parte, se
han encontrado bajas concentraciones de proteínas en
la capa de ensuciamiento de la membrana a
comparación de las halladas en el lodo, lo que
confirma la amplia distribución de los PMS como
carbohidratos (Le-Clech et al., 2006; Wu & Zhou,
2010).
Teniendo en cuenta lo anterior, parece ser que el
impacto de los PMS en el ensuciamiento de la
membrana no puede estar relacionado simplemente
con la cantidad de éstos, sino que además se deben
considerar las fracciones orgánicas de los
constituyentes, de manera que el entendimiento
detallado de dichas fracciones y su relación con las
variables operacionales, son un requisito necesario
para entender el mecanismo de ensuciamiento de los
PMS en un MBR (Malamis & Andreadakis, 2009).
La caracterización de los compuestos orgánicos
solubles según su distribución de PM, ha sido
ampliamente estudiada debido a su utilidad para
evaluar la eficiencia y viabilidad de sistemas de pos-
tratamiento. No obstante la mayoría de estudios se han
realizado en sistemas aerobios y no se tiene un
procedimiento estandarizado, lo cual dificulta la
comparación de resultados (Barker & Stuckey, 1999).
La distribución de tamaños de PMS se puede
realizar de forma continua por cromatografía de
permeación de gel (GPC) o de manera discreta usando
celdas de agitación con membranas de ultrafiltración
(UF). Este último método resulta más económico y se
puede realizar en serie o en paralelo (ver figura 4).
Barker y Stuckey (1999) recomiendan usar la
configuración en paralelo ya que se pueden correr las
muestras simultáneamente y se han observado errores
en la distribución de tamaños cuando se usa el sistema
en serie.
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Fig. 4. Diagrama esquemático del montaje en paralelo usado para
determinar la distribución de peso molecular, usando celdas de
ultrafiltración. (Adaptado de Barker & Stuckey, 1999).
En las investigaciones realizadas, utilizando los
diversos métodos disponibles, se ha encontrado que la
distribución de PM tiene un amplio rango debido a la
descomposición microbiana de moléculas grandes
(Pan et al., 2009) y en general, varios autores reportan
una distribución bimodal en la que hay poca presencia
de PMS con PM intermedios (Aquino & Stuckey,
2002). En la siguiente tabla se presentan algunos
resultados de estudios sobre la distribución de PM en
los PMS en sistemas aerobios (Ae) y anaerobios (An).
Referencia Ae/An PMS TRS
(d)
Barker y Stukey
(1999)
Ae/An
<0.5kDa y
>50kDa
n/a
Barker et al.
(1999)
Ae/An
<1 kDa (~79%) y
>300kDa (~22%)
15-100
Aquino & Stuckey
(2002)
An
<10kDa (57%) y
>300 (13%)
n/a
Kuo & Parkin
(1996)
An
<1kDa (43%) y
>10kDa (48%)
15
<1kDa (16%) y
>10kDa (76%)
40
Malamis &
Andreadakis (2009)
Ae
<1 kDa (49-73%) y
>300kDa (18-29%)
33
Magbanua &
Bowers (2006)
Ae
<1kDa (43-66%) y
>100kDa
3-5
Meng et al.
(2011)
Ae
<5kDa y
>100kDa
n/a
Jarusutthirak &
Amy (2006)
Ae
>10kDa 30
Jarusutthirak &
Amy (2007)
Ae
<1kDa (45%) y
>100kDa (35%)
30
Tabla 1. Resumen de algunos resultados de estudios sobre la
distribución de peso molecular de los PMS.
La cantidad de PMS y su distribución de PM están
fuertemente ligadas con el TRS. A medida que se usan
mayores TRS se incrementa la producción de PMS, la
fracción de UAP disminuye y aumentan los BAP
(Jiang et al., 2008). Esto se debe a que la retención de
biomasa en un MBR aumenta el grado de lisis celular,
liberando PMS con mayor tamaño molecular que se
van acumulando, ya que son más difíciles de degradar
(Aquino & Stuckey, 2002; Ni et al., 2011).
Esta acumulación de los BAP en TRS
relativamente prolongados hace que sean rechazados
por la membrana, de manera que se señalan a los BAP
como la causa más probable del ensuciamiento de
membrana relacionada a los PMS (Ni et al., 2011). Por
ejemplo Rosenberger et al. (2006) encontró en
reactores aerobios que la fracción hidrofílica con PM
mayor a los 120 kDa es la que más impacta en el
ensuciamiento y marcó la diferencia en el
comportamiento de las membranas entre dos MBR
piloto. Arabi y Nakhla (2010) mencionan que las bajas
concentraciones de PMS con altos PM (i.e. >10 kDa)
causan mayor ensuciamiento de la membrana a
comparación de las altas concentraciones de PMS de
bajo PM. Similar a estos resultados Zhang (2009)
encontró un relación positiva entre los PMS de PM
>10 kDa y la resistencia de la membrana.
4. Metodología
4.1 Descripción del reactor
Para el desarrollo de la investigación se utilizó un
bioreactor anaerobio de membrana inmersa (BAnMI)
de ultrafiltración de flujo ascendente. El reactor tiene
un volumen efectivo de 31.4 L, una altura de 1 m y 20
cm de diámetro, elaborado en acero inoxidable. Se
recircula lodo desde la mitad de la altura del reactor
hacia la parte inferior. En la parte superior se
encuentran dos acoples, uno para la salida del biogás y
otro para ensamblar la membrana de ultrafiltración.
La condición de operación fue mesofílica (29°C -
33°C), la cual fue mantenida por el intercambio de
calor con una chaqueta de calentamiento y regulada
por un sistema de control on-off en una resistencia
eléctrica. El lodo semilla del reactor provino de una
planta de tratamiento de agua residual de una industria
de jugos de fruta.
El BAnMI contiene 3 válvulas de muestreo del
licor de mezcla (P1, P3 y P4) distribuidas en diferentes
alturas del reactor (0.145m, 0.445m, 0.75m,
respectivamente) y en la parte superior del reactor, se
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encuentra el punto de salida del permeado (P5), como
se muestra en la figura 5.
Fig. 5. Esquema del bioreactor anaerobio de membrana inmersa (BAnMI) (Adaptado de Luna, 2008).
4.2 Membrana de ultrafiltración
Para la construcción del módulo de ultrafiltración se
usaron capilares de fibra hueca de Poliéter Sulfona
(PES) suministrados por MEMBRANA®. El diámetro
interno de los capilares de UltraPES era de 0.7 mm,
con un tamaño de poro de 0.01 µm. El número de
capilares acoplados fue de 180, resultando un área
efectiva de membrana de 0.38 m2. La longitud de los
capilares era de 1 m. El modo de operación de la
membrana era por ciclos de 10 minutos de succión, 1
minuto de relajación y 4 minutos de retrolavado.
4.3 Alimentación del reactor
El alimento consistía en un agua residual sintética que
contenía como fuente de carbono glucosa, peptona y
extracto de levadura (ver tabla 2), además se
adicionaba bicarbonato de sodio como solución buffer
para mantener estable el pH (Luna, 2008).
Se realizaron dos corridas consecutivas en el
reactor. En la primera se alimentó el agua residual
sintética con una concentración de 6 g DQO/L,
equivalente a una carga orgánica (OLR – Organic
Loading Rate) de 3.0 ± 0.8 kg DQO/m3d, la cual duró
144 días y se le denominó como la fase 1. Para la
segunda corrida se aumentó la concentración a 9 g
DQO/L, equivalente a una OLR de 4.06 ± 0.8 kg
DQO/m3d. Esta última corrida fue llamada como la
fase 2, cuya duración fue de 83 días.
Componente Concentración
(mg/L)
Glucosa (mg DQO/L) 3000
Peptona (mg DQO/L) 1100
Levadura (mg DQO/L) 1050
Bicarbonato (mg DQO/L) 2000
NH4Cl 200
KH2PO4 45
CaCl2 22.54
MgCl2 9.64
FeCl3∙6H2O 19.44
H3BO3 0.05
ZnCl2 0.05
CuCl2∙2H2O 0.038
MnCl2∙6H2O 0.585
NiCl2∙6H2O 0.091
CoCl2∙6H2O 0.05
Tabla 2. Composición del alimento para una DQO de 6 g/L
Durante cada fase se hicieron lavados hidráulicos a
la membrana cuando la presión de succión del
permeado llegaba a un valor máximo de 32 kPa.
Además, se aplicó el lavado químico cuando se
efectuó el cambio de fase, para garantizar condiciones
similares de operación. De esta manera se realizaron
un total de 2 lavados hidráulicos en la fase 1 y 4
lavados en la fase 2.
4.4 Muestreo
Se hicieron tres tipos de muestreo: frecuente, regular y
especial. Los muestreos frecuentes (cada 2 o 3 días)
corresponden a la medición de parámetros de control
operacional como lo es el pH, la presión de succión de
la membrana, el flujo de succión y retrolavado del
permeado, y la composición de los gases producidos
en el reactor (porcentajes de CH4, CO2 y O2).
Los muestreos regulares fueron muestras del licor
de mezcla extraídas en los 4 puntos del reactor, las
Alimento
Permeado
Agua de calentamiento
Licor de mezcla
Biogas
TC-Control temperatura
TS- Sensor temperatura
pHS- Sensor pH
LS- Sensor de nivel HT-Tanque calentamiento
FT- Tanque alimentación
Biogas
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cuales fueron recolectadas cada 7 días para la fase 1 y
cada 5 días para la fase 2. Finalmente los muestreos
especiales, se realizaron cada 28 días en la fase 1 y
cada 15 días en la fase 2. Con estas muestras se
efectuó la caracterización de los PMS por distribución
de peso molecular, en la que se requirió mayor
volumen del licor de mezcla.
En la tabla 3 se muestran los parámetros medidos
en los cuatro puntos del reactor teniendo en cuenta el
tipo de muestreo.
Muestreo
Frecuente Regular Especial
∙ pH ∙ DQO ∙ Muestreo semanal
∙ Presión ∙ AGV ∙ Distribución de PM
∙ Gases ∙ PMSc
∙ Flujo permeado ∙ PMSp
∙ SST y SSV
Tabla 3. Parámetros de medición según la frecuencia de muestreo
En el muestreo regular se tomaron 100 mL de licor
de mezcla en los puntos P1, P3, P4 y 250 mL de
permeado en P5. A excepción de P5, todas las
muestras se centrifugan a 13000 rpm durante 15 min a
4°C. El sobrenadante obtenido de cada punto, junto
con el permeado de P5, se pasaron a través de un filtro
con tamaño de poro de 0.2 μm, por debajo del cual el
material es considerado soluble. A las muestras
filtradas se cuantificó DQO, AGV, glucosa y PMS
como carbohidratos y proteína.
Para las muestras de tipo especial se les aplicó el
mismo procedimiento del muestreo regular, a
diferencia que se tomó un mayor volumen del licor de
mezcla (200mL) para realizar las ultrafiltraciones en
paralelo, como se explica más adelante. En la figura 6
se muestra un resumen de la metodología aplicada.
4.5 Distribución del peso molecular de los PMS
Los sobrenadantes de todos los puntos del reactor
tomados según el esquema del muestreo especial, se
pasaron a través de tres membranas de ultrafiltración
de distinto límite nominal de peso molecular (NMWL)
en combinación paralela como se mostró en la figura
4.
El NMWL o también referido como peso
molecular de corte (MWCO - molecular weight cut-
off), representa la capacidad de la membrana para
retener moléculas más grandes que el tamaño
mencionado en la membrana, el cual está calibrado
con macrosolutos globulares o dextranos mixtos
(Millipore, 1999). Los NMWL seleccionados de
acuerdo con la revisión bibliográfica fueron de 1kDa,
10kDa y 100kDa.
Fig. 6. Resumen de la metodología aplicada
En la figura 7a se muestra la configuración de la
celda de mezcla. La celda contaba con una la base
donde se colocó la membrana o disco de ultrafiltración
(6.3 mm de diámetro). La celda tenía incorporado un
agitador magnético que no rozaba la membrana y la
carcaza aseguraba el cierre de la celda, debido a que el
montaje estaba diseñado para aplicar presión sobre el
líquido y filtrar más rápido. En la figura 7b se muestra
el montaje en funcionamiento, el cual se ponía sobre
un agitador magnético y la tapa de la celda se
conectaba a la línea de nitrógeno industrial. Las celdas
soportan una presión de hasta 75 psi, pero se aplicaron
presiones de 25 psi en las membranas de 1kDa y 10
kDa y de 10 psi para la de 100 kDa, siguiendo las
restricciones técnicas del fabricador de los discos. Para
limpiar las membranas se pasaba agua desionizada
Milli-Q.
Fase 1
P1, P3, P4
Fase 2
Muestreo regular
Centrífuga
Sobrenadante
Muestreo
Especial? Si
Mediciones
AGV DQO Glucosa Proteínas Carbohidrato
No
Filtrar 0.2 μm
Distribución PM
1 KDa
10 KDa
100 KDa
Mediciones DQO
Carbohidrato
P5
8
En las ultrafiltraciones realizadas en paralelo el
interés no fue obtener la fracción filtrada (o permeado)
si no la fracción retenida o retentato, la cual equivale a
los PMS de mayor tamaño que el NMWL de la
membrana. Para obtener el retentato, se introdujo a la
celda 30 mL del sobrenadante y se filtraron 20 mL.
Los 10 mL retenidos se llevaron a 140 mL agregando
agua desionizada Milli-Q y se volvió a filtrar hasta
obtener 20 mL de retentato. Esta muestra se mantuvo
agitada (sin aplicar presión) por 15 minutos para
mejorar la recuperación del material de la superficie
de la membrana. Después del uso de la membrana,
ésta se lavó con una solución de 0.1 M de NaOH y se
guardó en una solución 10% v/v de etanol en agua a
4°C. Este procedimiento se basó en lo aplicado por
Barker et al., (1999).
Fig. 7. Celdas de mezcla modelo 8200 Amicon (Millipore
Corporation) para membranas de ultrafiltración. a) Celda de
mezcla sin armar. b) montaje de ultrafiltración en funcionamiento.
A partir de los retentatos obtenidos de las
ultrafiltraciones se calcularon los PMS por medio de
balances de masa en términos de miligramos de DQO
en 4 rangos de peso molecular: PM<1 kDa,
1kDa<PM<10kDa, 10kDa<PM<100kDa y
PM>100kDa, como se muestra a continuación:
PM<1 kDa= (0.03∙PMSsol) – (0.02∙PMSret 1 kDa) 1 kDa<PM<10 kDa= 0.02∙(PMSret 1 kDa – PMSret 10 kDa) 10kDa<PM<100kDa=0.02∙(PMSret10 kDa–PMSret100 kDa) PM>100 kDa= 0.02∙PMSret 100kDa Ec.4
donde PMSsol [mg DQO/L] son los PMS de las
muestras que contienen la totalidad del material
soluble, y PMSret [mg DQO/L] son los retentatos
obtenidos de cada ultrafiltración. El factor de 0.03 [L]
son los 30 mL introducidos en la celda y el factor de
0.02 [L] son los 20 mL del retentato. Para hallar los
PMS se requirió de las mediciones de DQO, AGV,
carbohidratos y proteínas, según su definición dada
anteriormente.
4.6 Métodos de cuantificación de parámetros.
La DQO soluble se determinó mediante el método
8000 de Hach (2012). Se hizo cuerva de calibración de
concentraciones bajas (10-100 mgDQO/L) y
concentraciones altas (100-1000 mgDQO/L) usando
como patrón el biftalato de potasio. Los AGV se
midieron por cromatografía de gases, utilizando un
cromatógrafo de gases HP series 6890 Plus® con un
detector FID y columna INNOWAX 60m × 0,2mm, y
técnica GC/FID/HS/SPME. Para cada punto se
tomaron 10 mL de muestra, se adicionaron 3g de NaCl
y se ajustó el pH a 2 con ácido fosfórico (H3PO4).
Posteriormente se agitó y se calentó la muestra durante
10 minutos; luego se expuso la fibra (SUPELCO, 75
μm Carboxen – PDMS) por 30 minutos y finalmente
se inyectó la fibra en el cromatógrafo (Acero, 2011).
La cuantificación de proteínas se realizó según el
método colorimétrico de Bradford, basado en la unión
del colorante azul brillante de Coomasie (CBBG) con
el contenido de proteína de la muestra (Bradford,
1976). Se midió la absorbancia en el espectofotómetro
Nanodrop 2000/2000c® Thermo a una longitud de
onda de 595nm. La curva de calibración se realizó en
un rango concentraciones de 5 a 80 mg/L usando
como patrón la albúmina sérica bovina (BSA).
La cuantificación de carbohidratos se hizo por
medio del método Fenol/Sulfúrico, basada en la
metodología descrita por Dubois et al., (1956) debido
a que es un procedimiento rápido, que permite
resultados reproducibles y es útil para la
determinación de pequeñas cantidades de azúcares. El
límite de detección del método fue de 1 mg/L y la
curva de calibración se hizo hasta 100 mg/L,
utilizando como patrón glucosa anhídrida. La
absorbancia fue medida en un espectrofotómetro
Genesys 10 U.V a una longitud de onda de 525nm. En
éste mismo espectrofotómetro se cuantificó la glucosa
utilizando el kit de glucosa biosystems (2012), cuya
curva de calibración se realizó desde 1 mg/L hasta 100
mg/L.
a) b)
9
5. Análisis de resultados
5.1 Comportamiento del reactor
En la tabla 4 se observa el comportamiento general del
MBR durante su operación en ambas fases. El pH se
mantuvo estable en valores típicos de los sistemas
anaerobios (Rittman & McCarty, 2001). La mayor
parte de la materia orgánica del influente (DQO) (93-
96%) fue removida por el proceso biológico, mientras
que la membrana cumplió un papel fundamental en la
remoción de los SST, como se observa en el permeado
(P5). Estos porcentajes altos de remoción biológica de
DQO coinciden con trabajos realizados por Wu y
Zhou (2010), quienes reportan 96% de remoción es un
reactor anaerobio UASB de 16 L alimentado con agua
sintética de glucosa. Ho y Sung (2009) también
mencionan remociones del proceso biológico de más
del 90% en 4 L en un MBR.
Para los sólidos (SST y SSV) se realizó un test
estadístico (ANOVA) para observar si existían
diferencias estadísticamente significativas en las fases
aplicadas y en los diferentes puntos de muestreo.
Como resultado se obtuvo que no hay diferencia
estadística significativa (p>0.05). Esto sugiere una
buena mezcla, manteniendo homogeneidad del lodo en
el reactor durante las dos fases.
Fase 1 Fase 2
OLR
kg/m3d 3.0 ±0.8 4.1 ± 0.8
pH 7.0 ± 0.2 6.9 ± 0.1
% Remoción acumulada de DQO
P1 95.9 ± 2.7 94.0 ± 4.4
P3 96.9 ± 1.9 93.4 ± 4.9
P4 96.5 ± 2.7 93.5 ± 4.3
P5 98.7 ± 0.4 97.1 ± 3.4
SSV (% SSV/SST )
P1 g/L 15.6 ± 3.7 (86.6 ± 2.9) 13.7 ± 6.3 (89.2 ± 1.2)
P3 g/L 11.4 ± 1.7 (86.5 ±2.4) 12.1 ± 6.0 (88.5 ± 1.4)
P4 g/L 11.1 ± 2.4 (86.7 ± 2.3) 10.8 ± 3.8 (88.8 ± 1.0) *Los valores en paréntesis es el porcentaje de SSV en los SST.
Tabla 4. Parámetros generales en el comportamiento del reactor.
5.2 Comportamiento de los PMS
Se encontró que hay diferencia estadísticamente
significativa (p<0.05) entre los PMS de la fase 1 y los
de la fase 2, en cada punto de muestreo. Como se
muestra en la figura 8, los PMS de la fase 2 fueron
mayores, un hecho esperado debido a que al usar una
mayor concentración de la DQO en el influente, se
incrementa la concentración del donador exógeno de
electrones (más fuente de energía) y se estimula el
metabolismo microbiológico, siendo así como se
estimula la excreción de PMS (Barker & Stuckey,
1999; Zhou et al., 2009; Wu & Zhou, 2010; Ni et al.,
2011). Estos PMS se calcularon según la definición
dada en la ecuación 1, en la que el término DQOSUS
fue igual a cero ya que no se encontró glucosa como
sustrato residual en las muestras, coincidiendo con los
resultados de Jarusutthirak y Amy (2007) y de
Mesquita et al., (2010).
Por otra parte, el incremento en la concentración de
PMS en la fase 2 llevó a un mayor ensuciamiento de la
membrana. Esta asociación positiva entre los PMS y la
resistencia de filtración en la membrana ha sido
reportada por varios autores. (Rosenberger et al.,
2006; Drews et al., 2007-1; Meng et al., 2009; Liu et
al., 2012). El incremento en el ensuciamiento de la
membrana en la segunda fase de operación está
relacionado a que ésta ejerció una mayor retención o
rechazo de los PMS. Al comparar las concentraciones
de PMS entre P4 y P5 de la figura 8, se encontró que
la reducción en la primera fase fue aproximadamente
del 56%, mientras que en la fase 2 fue del 70%. Esta
reducción puede ser atribuida a una mayor formación
de torta en la fase 2, originando una membrana
dinámica biológica que reduce la porosidad y provoca
una mayor retención de PMS (Meng et al., 2011).
Además la formación de la membrana dinámica pudo
llevar a un consumo de PMS teniendo en cuenta que
en esta zona los microorganismos se encuentran con
limitación de sustrato (Martinez-Sosa et al., 2011).
Fig. 8. PMS en los diferentes puntos de muestreo para las dos
cargas aplicadas. PMS calculados según la ecuación 1.
0
200
400
600
800
1000
P1 P3 P4 P5 P1 P3 P4 P5
Fase 1 Fase 2
PM
S (
mg D
QO
/L)
10
Al comparar los PMS entre los puntos de muestreo,
se evidenció en ambas cargas que los PMS dentro del
reactor no presentan diferencias significativas
(p>0.05) en la diferentes alturas evaluadas (observar
P1, P3 y P4). Además en ambas cargas se observa una
ligera tendencia a la presencia de mayor PMS en P4,
lo cual podría ser causado por la acumulación de PMS
en éste punto, debido a la presencia de la membrana
(Liu et al., 2012). No se encontraron investigaciones
sobre el análisis de la variación de PMS a diferentes
alturas de un MBR. La homogeneidad de PMS en el
reactor tiene relación con la concentración de los SSV,
la cual también se mantuvo invariante en las diferentes
alturas, mostrando el efecto de la concentración de la
biomasa en la liberación de PMS al medio.
Como se mencionó anteriormente, las proteínas y
carbohidratos junto con la fracción desconocida hacen
parte de la definición de los PMS dada en la ecuación
2. En la figura 9 se muestra que en promedio los PMS
se encontraron principalmente como DQO
desconocida entre un 81% y 90% para todos los
puntos de monitoreo en ambas fases. Estos resultados
coinciden con los encontrados por Mesquita et al.,
(2010) quien concluye que la mayor parte de los PMS
producidos no se deben a procesos de lisis celular ni a
EPS soluble, pero que igualmente debido a la
complejidad de la bioquímica de los sistemas
anaerobios, sigue siendo una fracción desconocida.
Fig. 9. Distribución promedio de las proteínas, carbohidratos y
DQO desconocida en los PMS.
Por otra parte, la concentración de proteínas para
todas las muestras de la fase 1 no superaron el límite
de detección del método (5 mg/L), similar a los
resultados de Le-Clech et al., (2006), mientras que en
la fase 2, se obtuvieron concentraciones comparables a
las de los carbohidratos. El incremento de proteínas en
la fase 2 coincide con los resultados de Kimura et al.,
(2005) donde al incrementar la relación
alimento/microrganismos, se afectó la naturaleza de
los compuestos causantes del ensuciamiento,
aumentando la fracción de proteínas. Otra posible
explicación a éste resultado podría ser el alto tiempo
de retención del lodo, que conlleva a un decaimiento
celular (Ni et al., 2011).
5.3 Distribución de PM de los PMS
Teniendo en cuenta que la fracción desconocida ocupa
la mayor parte de los PMS, en la figura 10 se
presentan los resultados de la distribución de peso
molecular en cada carga y en tres distintos momentos
de operación. El agua residual sintética alimentada al
reactor presentó la distribución esperada debido a los
bajos pesos moleculares de la glucosa y de los
aminoácidos que componen la peptona y la levadura:
PM < 1kDa= 82.7%
1kDa>PM >10kDa=12.2%
10kDa>PM>100kDa=3.1%
PM>100kDa= 1.9%
En la figura 10 se observa que en las primeras
ultrafiltraciones realizadas en ambas cargas, la
fracción predominante fue la más pequeña (<1kDa), la
cual estuvo entre un 61 y 81% del total de los PMS.
Este comportamiento ha sido observado en muchas
investigaciones (Kuo & Parkin, 1996; Barker et
al.,1999; Barker y Stukey, 1999; Malamis &
Andreadakis, 2009), cuyo tiempo de operación no
supera los 40 días. Es factible identificar esta fracción
de menor PM como UAP debido a que en las etapas
iniciales de operación se liberan productos necesarios
para la adaptación a los cambios aplicados entre las
fases y para el metabolismo de un sustrato de mayor
concentración. En contraste con la fracción más
pequeña, en la figura 10 se observa que en general la
fracción intermedia de 10-100 kDa es la menos
representativa en los tiempos cortos de operación de
ambas fases (50 días en fase 1 y 31 días en fase 2). Lo
anterior refleja una distribución bimodal de los PMS
(PM<10kDa y PM>100kDa), similar a Aquino &
Stuckey (2002), Magbanua & Bowers (2006),
Jarusutthirak & Amy (2007) y a Meng y otros (2011).
A medida que se avanza en el tiempo de operación,
se redujeron los porcentajes representativos a la
fracción de menor PM (comparar figuras 10a, 10b y
10 c). En la fase 1 las fracciones intermedias tomaron
0
100
200
300
400
500
P1 P3 P4 P5 P1 P3 P4 P5
Fase 1 Fase 2
PM
S (
mg D
QO
/L)
PMSp
PMSc
DQO desconocida
82% 88% 90%
81%
84% 87%
88%
81%
15% 3% 1%
11% 9% 1%
7%
7%
6%
11%
19% 0%
9%
6%
6%
9%
11
importancia en todos los puntos de muestreo, siendo
así como en la última ultrafiltración realizada (día
144) la fracción más pequeña se redujo hasta un 24%
(ver P3) del total de los PMS. Esto se relaciona al
hecho de que a media que se incrementó el tiempo de
operación, se acumularon los PMS con mayor tamaño
molecular ya que son mas difíciles de biodegradar
(Aquino & Stuckey, 2002; Ni et al., 2011). Estos
compuestos de mayor PM (i.e. >1 kDa) podrían
clasificarse como BAP al observarse su acumulación
en tiempos prolongados de operación (Jiang et al.,
2008), de manera que empiezan a constituir la mayor
parte de la materia orgánica soluble (e.g. 63% de los
PMS en P4 al final de la operación de fase 1) (Ni et
al., 2011).
Para la fase 2 se observó el mismo fenómeno de
reducción de los porcentajes de PM < 1kDa, pero de
manera menos drástica (e.g. en P1 pasó de 66% a un
48%), debido a que la operación bajo esta fase fue
menor (83 días) y las ultrafiltraciones se hicieron con
mayor frecuencia (día 31, día 60 y día 83).
Además del análisis sobre la predominancia de
cada fracción de PM para las dos fases, se identificó la
composición de cada fracción en términos de DQO
desconocida y PMS carbohidratos para el inicio y el
final de la operación en ambas fases. Esto se muestra
en la figura 11. Por ejemplo en la figura 10a la
fracción de PM <1kDa ocupó un 61% del total de los
PMS en P1 para el inicio de la operación de la fase 1.
Este 61% se distribuyó en 57% DQO desconocida y
4% PMS carbohidratos como se muestra en la figura
11a.
A partir de la figura 11 se obtuvo que la DQO
desconocida, (anteriormente identificada como la
principal forma de PMS) presentó una distribución
amplia de PM en ambas fases, de manera que no se
concentró en ciertos tamaños moleculares. Además los
PMS como carbohidrato mostraron bajo contenido en
todas las fracciones. Mesquita et al., (2010) también
encontró bajo contenido de carbohidratos, no solo en
el análisis químico sino también en el análisis de
espectrometría de masas MALDI-TOF-MS (matrix
assisted laser desorption ionization time-of-flight mass
spectrometry) realizado para PM entre los 20 y 80
kDa.
Fig. 10. Caracterización de PMS por distribución de peso molecular. Las figuras a), b) y c) corresponden a la fase 1 y las figuras d), e)
y f) a la fase 2.
12
a) Fase 1, día 50.
b) Fase 1, día 144.
c) Fase 2, día 31.
d) Fase 2, día 83.
Fig. 11. Porcentajes de PMS como carbohidrato y como DQO desconocida en cada fracción de peso molecular, para cada punto de
muestreo. a) y c) Primeras ultrafiltraciones realizada en la fase 1 y fase 2 (día 50 y 33 respectivamente); b) y d) últimas ultrafiltraciones de
la fase 1 y de la fase 2 día 144 y 83, respectivamente.
57
16 7
15
67
3 9 12
79
8 5 4
58
10 4 14
4
3 0
1
5
1 1 2
2
1 0 1
10
0 1
2
0
30
60
90
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
P1 P3 P4 P5
40
22 21
2
22
40
14 10
32
9
23 19 22
36
16 13
10
0 0
6
2
6
0 5
6
5
0 7 4
1
3 5
0
20
40
60
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
P1 P3 P4 P5
62
18
1 9
65
10 8 8
69
20
1 3
47 39
0 0
4
3
1 2
5
2 1 2
2
0 2
9
5
0 0 0
35
70
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
P1 P3 P4 P5
47
15 5
28
63
11 2
18
56
17
0
22
55
7 2
30
1
2
0
2
1
2
0
2
0
3
0
2
3
1 0
2
0
35
70
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
<1 kDa 1-10
kDa
10-100
kDa
>100
kDa
P1 P3 P4 P5
13
En el permeado al final de la operación de las fases
(ver figura 10), se observó que tiene una proporción
más equilibrada de cada fracción de PM, lo cual
sugiere que la membrana funcionó como un
amortiguador que retuvo material de todas las
fracciones. Esta retención en todas las fracciones se
pudo presenciar de mejor manera en la figura 11 al
comparar P4 y P5. Sin embargo también hubo
incremento de PMS en el permeado, especialmente en
las fracciones de PM intermedias y altas, como se
presenta en las figuras 11a (ver PM>100 kDa), 11b
(ver 1-10kDa) y 11d (ver fracción 10-100kDa). Dicho
incremento en el permeado podría relacionarse a la
presencia de la membrana dinámica donde el
remanente de la mineralización parcial de los PMS de
menor PM se convierte en fracciones más grandes y
complejas (Magbanua & Bower, 2006). Además
siempre se evidenció retención de la fracción de
menor PM (<1kDa), indicando la formación de la
membrana dinámica desde las primeras etapas de
operación del reactor en ambas fases (día 50 para la
fase 1 y día 31 en la fase 2), la cual reduce la
porosidad e impide el paso de fracciones mucho más
pequeñas en comparación con el tamaño de poro
inicial de membrana (0.01µm).
6. Perspectivas y recomendaciones
El análisis sobre el papel que cumple cada fracción
de PM de los PMS en el ensuciamiento de la
membrana y su importancia como efluente de los
reactores anaerobios es vital en la reducción de costos
de los sistemas MBR y en el diseño de
postratamientos. Para esto se requiere experimentos
relacionados con la caracterización de los compuestos
que hacen parte de cada fracción, partiendo desde su
identificación (cromatografía de gases y líquida),
siguiendo por su cuantificación y finalmente
determinando la biodegradabilidad y toxicidad.
Por otra parte, sería interesante evaluar la
producción de PMS aplicando otras variables
operativas como el tipo de sustrato, la temperatura, el
tiempo de retención del lodo y la aplicación de otro
tipo de configuraciones, como por ejemplo el uso de
carbón activado (usado por Baeta et al., 2012), de
empaques o comúnmente llamados sistemas de cama
móvil MBBR (Moving Bed Biofilm Reactor), entre
otros.
Como recomendaciones en la operación de reactor
MBR usado, la carga orgánica influente debe ser igual
o menor a 3.0 kg/m3d. El incremento de la carga
orgánica desde 3.0±0.8kg/m3d de la fase 1 hasta
4.1±0.88kg/m3d de la fase 2, ocasionó un gran cambio
en la frecuencia de los lavados hidráulicos debido al
ensuciamiento. Mientras que en la fase 1 se realizaban
lavados hidráulicos cada tres semanas, en la fase 2 se
hacían cada semana y media, lo cual implicaba mayor
manipulación de la membrana lo que resulta en un
mayor deterioramiento y costos operacionales.
En próximas investigaciones relacionadas, sería
ideal cuantificar los PMS y EPS en la torta de la
membrana para una mejor comprensión de su
dinámica. También podría ser importante la
cuantificación de la producción de biogás en el reactor
para compararla en diferentes variables y completar el
balance de masa de la materia orgánica.
7. Conclusiones
En este trabajo se investigó el comportamiento de los
PMS en un reactor anaerobio de membrana inmersa
para el tratamiento de agua residual doméstica
sintética, en función de dos cargas orgánicas aplicadas
y en diferentes alturas del reactor. Se analizó la
distribución del PM de los PMS en tres distintos
momentos para cada OLR.
Como resultados se obtuvo una mayor producción
de PMS cuando se operó el reactor en la carga
orgánica más alta debido al incremento en la actividad
metabólica de los microorganismos. El incremento en
la producción de PMS causó un mayor ensuciamiento
de la membrana. No se evidenció diferencias
estadísticamente significativas (p>0.05) entre los PMS
extraídos de los puntos de muestreo del lodo pero si
hubo una reducción drástica en el permeado, la cual se
relacionó con el ensuciamiento de la membrana.
A partir del análisis por fracciones de tamaño
molecular, se observó que la fracción de menor PM
(<1kDa) predominó al inicio de operación de cada
carga; pero a medida que pasa el tiempo aumentaron
las fracciones de mayor peso molecular (>10kDa).
Esto se asoció a la acumulación de las fracciones de
mayor PM que son más difíciles de degradar.
14
Se encontró que los PMS se presentan en su
mayoría (81-90%) como DQO desconocida, de modo
que los carbohidratos y proteínas no fueron
representativos. Asimismo este tipo de PMS fue
predominante en todas las fracciones de PM,
mostrando una amplia distribución de tamaños
moleculares. Lo anterior indica que se requieren
investigaciones focalizadas en la caracterización de la
fracción de PMS desconocida en la que se identifique
su composición, se cuantifiquen las concentraciones y
se determine la biodegradabilidad y toxicidad, para
poder entender su función en el ensuciamiento de la
membrana que aporten hacia la reducción de los
costos operativos de los reactores tipo MBR y
ofrezcan una guía en el diseño de sistemas de
postratamiento.
8. Agradecimientos
A Dios y mi familia por ser la fuerza orientadora de
cada día.
A Manuel Salvador Rodríguez y Hector Javier Luna
por su apertura en el compartir de los conocimientos.
A Nataly Zamora por su amistad y apoyo en las largas
jornadas de trabajo en el laboratorio.
A la persona que me brindó su apoyo inesperado, la
compañía de sus palabras y la búsqueda de soluciones.
9. Bibliografía
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