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Empleo de la viabilidad celular como herramienta para el control de la dosificación de cloro sobre un fango activado con problemas de bulkingPor: Tatiana Montoya Martínez, ingeniero sanitario y ambiental1; Andrés Zornoza

Zornoza, licenciado en Ciencias Químicas1; Pau Granell Muñoz, ingeniero químico1; Gloria Fayos, licenciada en Farmacia1; Vicente Fajardo, licenciado en Farmacia1; Francisco Zorrilla1, licenciado en Químicas; José Luís Alonso Molina2; José Juan Morenilla Martínez, doctor ingeniero industrial3; Ignacio Bernácer Bonora, licenciado en Farmacia3; Francisco J. Martínez Francisco, licenciado en Ciencias Químicas3

1 Grupo Aguas de ValenciaGran Vía Marqués del Turia, 19 - 46005 ValenciaTel.: 963 390 270 - Fax: 963 931 362www.egevasa.es

2 Universidad Politécnica de ValenciaInstituto de Ingeniería del Agua y Medio Ambiente (IIAMA)Área de Química y Microbiología del AguaCamino de Vera, s/n - 46022 ValenciaE-mail: alonso@ihdr.upv.es

3 Entitat de Sanejament D’Aigües de la Comunitat Valenciana (EPSAR)Comunitat Valenciana (EPSAR)C/ Álvaro de Bazán, 10, Entlo . - 46010 ValenciaTel.: 963 604 555 - Fax: 963 603 469http://epsar.cop.gva.es

1. Introducciónnos de los problemas co-múnmente encontrados en los reactores biológicos de

las estaciones depuradas de agua residual (EDAR) es el bulking fila-mentoso. Éste se origina por un cre-cimiento excesivo de determinadas bacterias filamentosas, que provoca una descompensación del flóculo a nivel macroestructural. Si bien una baja proporción de bacterias fila-mentosas puede ser beneficiosa para el flóculo, un crecimiento desmesu-rado deteriora el proceso de separa-ción de la biomasa del agua residual

tratada en los decantadores secun-darios (Kanagawa y col., 2000).

Para el control del bulking fila-mentoso se utilizan diferentes mé-todos químicos, como la adición de peróxido de hidrógeno, ozono y cloro. Este último método es el más empleado debido a las ventajas que presenta: disponibilidad del produc-to, su poder desinfectante y bajo coste. En cualquier caso, ninguno de estos métodos permite actuar únicamente y de manera selectiva sobre la bacteria filamentosa de in-terés. Para reducir el bulking fila-mentoso por el método de cloración

U

La técnica de viabilidad celular evalúa los daños en la membrana celular, tanto en las bacterias formadoras de flóculo como en las filamentosas, causados por adición de cloro sobre el fango activa-do afectado por bacteria filamentosa (Thiothrix-021N). El estudio fue rea-lizado por la empresa Egevasa en la EDAR de Quart-Benàger (Valencia). Para la identificación de la bacteria filamentosa causante de la alteración macroestructural del flóculo se em-plearon criterios sobre las característi-cas morfológicas y también tinciones convencionales: Gram, Neisser y po-lihidroxialcanoatos. Además, se utilizó la técnica de hibridación in situ (FISH), para corroborar los resultados obteni-dos, identificando de manera inequívo-ca la bacteria filamentosa responsable de la alteración.

Palabras clave:Bulking, EDAR, FISH, fango activado, cloración, Thiothrix-021N.

Resumen

Suitability of the cellular viability technique as a control tool of the chlorine dosage on the activated sludge of a biological process affected by bulkingThis work demonstrates the suitability of the cellular viability technique as a control tool of the chlorine dosage on the activated sludge of a biological process affected by the overabundance of the filamentous bacteria (Thiothrix-021N). This technique was used to establish the chlorine dosage according to the observed damages on cellular membranes of both, floc-forming bacteria as well as filamentous bacteria. To identify the filamentous bacteria responsible for the macro-structural alteration of the flocs, several criteria were met, including morphologic characteristics as well as conventional microbiological stains: Gram, Neisser and polyhydroxyalkanoates. FISH was used to confirm the obtained results, providing a definitve identification of the filamentous bacteria responsible for the alteration.Keywords:Bulking, WWTP, FISH, activated slud-ge, chlorination, Thiothrix-021N.

Abstract

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es importante, por un lado, identi-ficar el tipo de bacteria filamentosa causante del episodio, pues no todas son susceptibles a la cloración y, por otro, controlar la integridad del flóculo y su resistencia ante el agen-te químico.

Las primeras claves de identifica-ción para los microorganismos fila-mentosos observados en las EDAR fueron propuestas en los años seten-ta por Eikelboom, quien los agrupó en morfotipos (grupos), la mayoría de los cuales son nombrados con un código de cuatro cifras en función de unas características morfológi-cas comunes y de las respuestas a tinciones diferenciales. En la actua-lidad, los estudios realizados por Jenkins y col. (2004) y Eikelboom (2000) sirven de referencia para la identificación convencional de mi-croorganismos filamentosos. Esta forma de identificación no es es-pecífica porque pueden existir bac-terias morfológicamente iguales y con similar respuesta a tinciones, pero ser genéticamente distintas. Por este motivo, es necesario com-plementar la información obtenida en la identificación convencional con el empleo de técnicas molecu-lares basadas en el análisis del ADN y ARN (hibridación in situ - FISH) aplicadas a los sistemas de trata-miento biológico de agua residual (Amann y col., 1995).

La técnica de FISH se basa en la hibridación directa de la bacteria diana con una sonda complementa-ria de una región del gen 16S ARNr o 23S ARNr. El elevado número de moléculas de ARNr (103-105) es una ventaja en la aplicación de la técnica de hibridación al aumen-tar su sensibilidad (Amann y col., 1995). Una secuencia de DNA (son-da) puede unirse con una secuen-cia de ARN complementaria (16S ARNr o 23S ARNr) y se produce un híbrido ADN:ARN. La sonda está marcada con un fluorocromo en el extremo 5’, de tal forma que los hí-bridos formados se pueden detectar fácilmente con un microscopio de epifluorescencia. La especificidad

de las sondas puede ser ajustada a diferentes niveles taxonómicos, como son dominio, phylum, cla-se, familia, género, especie para la identificación de las bacterias (Amann y col., 1995).

Durante la dosificación de cloro es necesario controlar la integridad del flóculo, dado que este agente biocida afectará en mayor o menor medida a todos los microorganis-mos presentes. Una dosificación excesiva afectaría de manera irre-versible a las bacterias formadoras de flóculo, lo que conllevaría el deterioro del proceso biológico de depuración. Para detectar daños en la membrana celular de las bacterias se utiliza la técnica de viabilidad ce-lular.

La rápida reacción química del cloro con otros compuestos hace que sea necesario alcanzar una buena y rápida mezcla con el fan-go activado, puesto que una mezcla deficiente conllevaría elevados con-sumos de cloro sin llegar a contro-lar el bulking. Los puntos más reco-mendados para la adición de cloro son: directamente en el tanque de aireación y en la recirculación inter-na o externa (Jenkins y col., 2004).

En este trabajo se presenta la es-trategia seguida para solucionar un episodio severo de bulking ocasio-nado por la excesiva presencia de la bacteria filamentosa Thiothrix-021N que afectó a la EDAR de Quart-Benàger. Esta estrategia se basó, en primer lugar, en la identi-ficación de la bacteria responsable del episodio de bulking mediante

técnicas convencionales y posterior confirmación inequívoca mediante FISH y, en segundo lugar, su erra-dicación mediante la dosificación controlada de cloro por medio de la técnica de viabilidad celular.

2. Materiales y métodosEl estudio se realizó en la EDAR

de Quart-Benàger, que está situa-da en la provincia de Valencia y a la que le llegan aguas residuales de carácter doméstico e industrial. Esta EDAR consta de un pretrata-miento que incluye tres balsas de homogenización, cuatro decantado-res primarios (TRH: 5,5 h), cuatro reactores biológicos (TRC: 9 días, TRH: 5,5 h), cuatro decantadores secundarios (TRH: 7,5 h) y un tra-tamiento terciario por ultravioleta para la desinfección del efluente. La estabilización de fangos se reali-za en tres digestores anaerobios. El caudal total promedio de tratamien-to es de 35.200 m3/d y la relación media DBO5/DQO de entrada al proceso biológico es de 0,57.

2.1. Determinaciones fisicoquímicas

La determinación del índice de volumen del fango diluido (IVFD) se realizó según el procedimiento descrito por Jenkins y col. (2004). El resto de determinaciones se rea-lizaron según recomienda el Stan-dard Methods (APHA y col., 1998): índice de volumen del fango (IVF), V30, sólidos suspendidos totales (SST), sólidos suspendidos volá-tiles (SSV), demanda biológica de oxígeno (DBO) y demanda química de oxígeno (DQO).

2.2. Determinaciones microbiológicas

La observación óptica se realizó con un microscopio de contraste de fases, Zeiss modelo Axiostar con objetivos de 10x, 20x, 40x y 100x aumentos, equipado de microfoto-grafía. La identificación de la bacte-ria filamentosa causante del episo-dio de bulking se realizó siguiendo las claves de identificación de mor-

Durante la dosificación

de cloro es necesario controlar

la integridad del flóculo

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fotipos propuestas por Eikelboom (2000) y Jenkins y col. (2004). La confirmación genética del grupo y especie de bacteria filamentosa se realizó mediante FISH.

2.3. Hibridación in situ (FISH)

Esta técnica permite la identifi-cación de bacterias que pertenecen a un nivel taxonómico específico. Se han utilizado sondas de ADN marcadas con fluorocromos, que se unen a la fracción del gen 16S ARN ribosómico de la bacteria filamento-sa en el fango activo, produciendo una fluorescencia en las bacterias con la fracción de ARN ribosómico coincidente.

Esta técnica resulta más fiable para la identificación de bacterias

filamentosas que las técnicas con-vencionales, porque se basa en se-cuencias de nucleótidos específicas de las bacterias o grupos de bacte-rias que se quieren identificar.. En la Tabla 1 se presentan las sondas empleadas, la secuencia de nucleó-tidos, el grupo y el porcentaje de formamida (FA) óptimo para la hi-bridación.

2.4. Tinción con fluorocromos para determinar la viabilidad celular

Para realizar el control de la viabilidad, tanto de las bacterias filamentosas como de las bacterias formadoras de flóculo, se empleó el Live/Dead BacLight (BL) Viability kit (Molecular Probes Inc., 1998). En este método se emplean dos fluorocromos, el SYTO 9 (tinción verde) y el yoduro de propidio (PI, tinción roja). Cuando la membrana bacteriana se encuentra en buen es-tado (bacteria viable), la molécula de SYTO 9 es capaz de entrar en la célula, prevaleciendo una colo-ración verde. Si, por el contrario, la membrana celular está alterada (célula muerta o dañada), la molé-cula de PI entrará en la célula y des-plazará a la molécula de SYTO 9, presentando un color rojo.

2.5. Dosificación de cloroLa dosificación de cloro se rea-

lizó en el punto de mezcla de la recirculación externa del fango con el efluente de los decantadores primarios (Figura 1b, antes de los tornillos de Arquímedes), dada la imposibilidad de dosificar directa-mente sobre la recirculación, lugar en donde la adición de cloro sería más efectiva. Para garantizar en todo momento la dosificación, se instalaron dos bombas (1+1) y 4 depósitos de hipoclorito de 1.000 l, conectando cada una de las bombas a dos depósitos. La dosificación se realizó mediante una tubería perfo-rada de polietileno de ¾ pulgadas a lo largo de todo la arqueta previa a los tornillos de Arquímedes (Figu-ra 1a). Diariamente fueron aforadas las bombas para garantizar la dosis aplicada.

Para el cálculo de la dosis de cloro se siguieron las recomenda-ciones descritas por Ramírez y col. (2000), que se basan en el cálculo de diferentes parámetros de fun-cionamiento tales como: caudal de recirculación (QRAS, m3/d), concen-tración de sólidos suspendidos en la recirculación (SSRAS, mg/l), sólidos suspendidos totales del sistema, que incluye tanto los sólidos de los reactores como de los decantadores

La técnica FISH permite

la identificación de bacterias de

un nivel taxonómico específico

Tabla 1Sondas Secuencia (5’-3’) Nivel/Grupo % FAa Referencia

EUB 338 GCTGCCTCCCGTAGGAGT Bacteria 20% Amann y col. (1990)

GAM 42a GCCTTCCCACATCGTTT γ-Proteobacteria 35% Manz y col. (1992)

CBET 42a GCCTTCCCACTTCGTTT c para Gammab 35% Manz y col. (1992)

HGC69a TATAGTTACCACCGCCGT Actinobacteria 25% Roller y col. (1994)

G123T CCTTCCGATCTCTATGCA Thiohrix 40% Kanagawa y col. (2000)

G2M GCACCACCGACCCCTTAG T. eikelbomii 35% Kanagawa y col. (2000)

TEI TCCCTCTCCCACATTCTA C para TNIc 40% Kim y col. (2002)

NLIMII175 GGCTCCGTCTCGTATCCG T. japonicad 20% Liu y Seviour (2001)

NLIMII 192 AGACTTTCCAGACAGGAG N. limicola II10 40% Liu y Seviour (2001)

Mpa-all-1410 GGTGTTGTCGACTTTCGGCG Microthrix 35% Levantesi y col. (2006)

Nota: a, porcentaje de formamida; b, competidora para GAM 42a; c, competidora para G123T; y d, Tetrasphaera japonica.

Tabla 1. Sondas empleadas en la hibridación para identificar el microorganismo causante del bulking.

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secundarios (SSSistema, mg/l). A par-tir de estos parámetros se calcula el factor de frecuencia (F), que indica el número de veces que el fango pasa por el punto de dosificación en un día, mediante la Ecuación 1. Ramírez y col. (2000) recomiendan valores de F superiores a 2,5.

F = (QRAS x SSRAS) / (1.000 x x SSsistema) (Ec1)

Calculado el valor F, se determi-na el volumen de hipoclorito nece-sario (VH, l/d). Éste se obtiene a partir de la concentración de cloro como hipoclorito (CCL, g Cl/l), los sólidos suspendidos volátiles totales del sistema (SSVS, kg) y la dosis de cloro (D, g Cl/kg SSVd). La dosis de cloro se estableció a partir de ex-periencias realizadas por otros auto-res (Ecuación 2).

VH = (SSVS x D) / CCl (Ec.2)

3. ResultadosLos resultados experimentales

que se muestran en este trabajo fue-ron obtenidos en la EDAR de Quart-Benager durante el período en que se produjo el continuo deterioro del proceso biológico causado por un crecimiento excesivo de bacterias filamentosas, bulking filamentoso, y su posterior recuperación como consecuencia de las acciones que se realizaron: seguimiento conti-nuo del estado del fango biológico

(determinaciones fisicoquímicas y microbiológicas), identificación del microorganismo causante del dete-rioro del proceso y adición contro-lada de cloro.

La utilización de cloro como biocida sobre la recirculación de fango activado, procedente del tra-tamiento biológico es una práctica frecuente en EDAR con problemas de bulking filamentoso, aunque su aplicación no permite un control específico sobre una población bac-teriana determinada. Antes de llevar a cabo la adición del agente biocida al fango activado es necesario co-nocer de forma inequívoca el tipo de bacteria filamentosa causante del problema de bulking, pues no todos los morfotipos de bacterias filamen-tosas son susceptibles al proceso de cloración.

Tras observar un continuo dete-rioro de las características de sedi-mentación del fango, se intensificó el seguimiento microbiológico del fango con el objetivo de identificar la bacteria causante de este deterio-ro. En la visualización en contras-te de fases del fango se observaba que esta bacteria formaba puentes interfloculares, con formas ligera-mente curvadas (Figura 2a). Su crecimiento principalmente fuera del flóculo la sitúa en condiciones ventajosas frente al resto de micro-organismos (Martins y col., 2004). Los filamentos tenían una longi-tud superior a 200 μm (diámetro aproximado 1,0 -2,0 μm) y morfo-

logía celular cuadrada-discoidal, sin crecimiento epifítico (Figura 2b).

La respuesta a las tinciones Gram (Figura 2c), Neisser (Figura 2d) y gránulos de polifosfato (Figura 2f) fue negativa. Con la tinción Gram se observaron alternancias de espacios más intensos, aspecto característico del tipo 021N. Aunque la tinción Neisser fue negativa, ésta puso de manifiesto la presencia de gránulos Neisser positivo, color azul-violeta (Figura 2d, flecha amarilla), lo que indica acumulación de sustancias de reserva.

Con la tinción Sudan Black (Fi-gura 2e) se observó la presencia de gránulos de polihidroxialcanoatos teñidos de color negro o azul oscu-ro. Este material intracelular puede ser metabolizado para la generación de energía o producción de proteí-nas durante los periodos en que el sustrato se encuentra en muy bajas concentraciones (limitante), convir-tiéndose por tanto en una ventaja selectiva frente a otras bacterias fi-lamentosas y no filamentosas.

La observación microscópica del fango en contraste de fases, junto con las tinciones Gram, Neisser y Sudán Black, apuntaban a que el bulking filamentoso estaba produci-do por el tipo 021N. Sin embargo, este tipo de identificación morfoló-gica presenta limitaciones, puesto que muchas bacterias filamentosas pueden cambiar en su morfología como respuesta a los cambios pro-ducidos en las condiciones medio

Figura 1. Dosificación de cloro en la arqueta de entrada al tratamiento biológico (a); y depósitos de hipoclorito (b).

a b

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ambientales, y aunque algunas de ellas pueden parecer morfológica-mente la misma, varían considera-blemente en su fisiología y taxo-nomía (Seviour, y col., 1997). Para corroborar el resultado obtenido por las técnicas convencionales se empleó la técnica FISH (Figura 3), que permite la correcta e inequívoca identificación de la bacteria, siem-pre que se emplee la sonda específi-ca correspondiente.

Las hibridaciones se realizaron-con las diferentes sondas presenta-das en la Tabla 1. La bacteria cau-sante de la espumación del fango fue Thiothrix eikelboomii sp. nov. (grupo Thiothrix-021N).

Otros estudios realizados en plantas con problemas de bulking filamentoso han hecho posible iden-tificar algunos de los factores que favorecen al esponjamiento del fan-go, tales como: el déficit de nutrien-tes, la deficiencia de oxígeno, la presencia de componentes reduci-dos de azufre (Jenkins y col., 2004). El bulking filamentoso continúa siendo uno de los problemas más frecuentes en EDAR y la solución a adoptar es diferente en cada caso.

Con el objetivo de relacionar algunos de los parámetros fisico-químicos y operacionales del pro-ceso biológico con los instantes de tiempo en que fueron realizados los

cambios operacionales y las dosifi-caciones de cloro, en la Figura 4 se representa la evolución de los SSV del fango (SSVLM), la concentra-ción de cloro añadido, el tiempo de retención celular (TRC), el IVFD y la DQO a la entrada del reactor biológico (DQOdec). Asimismo, se indican los instantes de tiempo en los cuales fueron realizadas las dis-tintas actuaciones sobre el proceso.

Los primeros 17 días (Figura 4), corresponden a las condiciones de partida, período durante el cual la biomasa se encontraba estable. En-tre los días 18 y 58 el crecimiento de la bacteria filamentosa aumentó excesivamente, llegando a afectar

Figura 3. Hibridación de la bacteria filamentosa: sonda G123T para la identificación de bacterias filamentosas del género Thiothrix, 600x (a); y sonda G2M para la identificación de Thiothrix eikelboomii sp. nov, 600x (b).

El bulking filamentoso es uno de los problemas más frecuentes en las EDAR y

la solución a adopar es diferente

en cada caso

Figura 2. Características morfológicas y estructurales de la bacteria filamentosa: visualización en contraste de fases, 100x (a); visualización en contraste de fases, 1.000x (b); tinción Gram, 1.000x (c); tinción Neisser, 1.000x (d); tinción Sudan Black., 1.000x (e); y tinción de polifosfatos, 1.000x. (f).

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negativamente a las características del efluente. Durante este período se realizaron distintos cambios ope-racionales con objeto de reducir la presencia de filamentos. Entre los días 59 y 89 se realizaron tres dosi-ficaciones de cloro a distintas con-centraciones. En los últimos 21 días se presenta la evolución y recupera-ción del proceso biológico.

Durante los primeros 17 días del período experimental, cuando aún el proceso biológico no se había visto afectado, la concentración SS en el efluente (SSef) era inferior a 10 mg/l. Los valores del IVF se encon-traron en torno a 100 ± 15 ml/g, pa-rámetro indicativo de la buena cali-dad de sedimentabilidad del fango. Este valor fue tomado como valor de referencia una vez terminado el período de cloración.

Al comienzo del bulking fila-mentoso, la calidad del efluente no se vio afectada, ya que las pequeñas partículas dispersas fueron filtradas y fijadas sobre la bacteria filamen-tosa (Thiothrix 021N). En los días 18, 19 y 20 hubo problemas con el suministro de oxígeno disuelto a los reactores biológicos, dando origen a un sistema biológico pobremente aireado que favoreció el desarrollo de la bacteria filamentosa.

Además, esto coincidió con un aumento de la carga contaminan-te de entrada al sistema biológico (Figura 4) debido, por un lado, al aumento de vertidos lixiviados procedentes de una planta de trata-miento de residuos sólidos y, por el otro, a la rotura de una tubería in-terna que transportaba el fango pro-veniente del decantador primario al espesador de gravedad. Esta rotura se produjo cerca del canal que reco-ge el clarificado del espesador, por tanto, el sobrenadante del espesador correspondió a un sobrenadante del espesador más fango primario. Am-bas corrientes fueron recirculadas a la entrada de la planta depuradora.

El problema de bulking fue cada vez más severo, hasta el punto que los filamentos dominaron tanto el espacio intraflocular como extraflo-cular. Este incremento provocó va-lores de IVF en torno de 200 ml/g, valor asociado a problemas de bul-king (Pujol y col., 1990). Algunos estudios reflejan que existe una bue-na correlación entre IVF y la longi-tud total del filamento e incluso en-tre el IVF y el número de filamentos (Palm y col., 1980).

Se realizaron varios cambios operacionales sobre la consigna de oxígeno en los reactores, la carga

másica y el tiempo de retención ce-lular, cambios que no repercutieron en mejoras consistentes del pro-ceso biológico. El primer cambio operacional (día 23) consistió en el aumento de la concentración de oxígeno disuelto de 2,2 a 2,9 mg/l. Posteriormente se puso en funcio-namiento un reactor auxiliar (día 27) de 6.750 m3 (anóxico-aerobio). Este cambio permitió reducir la car-ga contaminante de entrada a los reactores biológicos y mitigar los cambios de la carga contaminante. Esta medida estaba condicionada a la finalización de unas obras de am-pliación.

En el último cambio operacio-nal, día 33, se redujo el TRC y, por tanto, la concentración de SSVLM. Con este cambio se buscó eliminar una gran cantidad de fango afecta-do. Sin embargo, el esponjamiento del fango continuó aumentando, hasta alcanzar valores de IVFD de 1.454 ml/g. Los valores de DBO5 de entrada al proceso biológico oscila-ron entre 310 y 680 mg/l, con una media de 463 mg/l, valores que con-tinuaron favoreciendo el crecimien-to filamentoso.

Los distintos cambios operacio-nales realizados no repercutieron en una notable reducción de bacterias filamentosas. Debido al continuo aumento de los valores de IVF y el progresivo deterioro de la calidad del efluente se optó por la aplica-ción de cloro sobre la salida de la recirculación externa del fango. A lo largo de este período fueron realiza-das un total de tres dosificaciones de cloro comprendidas entre 6,30 y 8,82 g Cl/kg SSVLM*d, cuyo efec-to sobre el estado del fango bioló-gico del proceso fue supervisado mediante la técnica de viabilidad celular. Esta técnica permite valo-rar en todo momento la integridad de la membrana celular, evitando de esta forma, daños irreparables en las comunidades bacterianas y, por tan-to, en el proceso de depuración del agua residual.

Se realizó una prueba de viabili-dad antes de la primera dosificación

Figura 4. Evolución del IVF, SSVLM, DQO a la entrada del reactor biológico, dosis de cloro ylas actuaciones operacionales realizadas.

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de cloro que se emplearía como con-trol (Figura 5a) para las siguientes muestras procesadas. Las distintas muestras de fango analizadas por la técnica de viabilidad celular duran-te el período de cloración sirvieron

para determinar el grado de afec-ción del biocida sobre la población bacteriana y estimar los períodos de duración de aplicación de cloro.

La adición del biocida se realizó durante nueve días, distribuidos en tres períodos. Durante el primer pe-ríodo, entre los días 59 (Figura 5b) y 63 (Figura 5c), la concentración de cloro adicionada se encontró en-

tre 6,30 y 8,69 g Cl/kg SSVLM*d. La Figura 5c muestra una cantidad importante de filamentos dañados identificados de color rojo.

Tras la primera cloración, la con-sistencia del flóculo fue más débil y la calidad del efluente se vio de-teriorada, obteniéndose un efluente más turbio y con una mayor con-centración de sólidos suspendidos. En esta etapa se tuvo un ligero des-censo de los valores del IVFD, pero no el suficiente como para alcanzar una buena sedimentabilidad del fango. La defloculación fue también contrastada con las observaciones microscópicas del fango en campo claro y contraste de fases.

El segundo período de dosifica-ción de cloro se realizó entre los días 68 y 71, con una dosis variable en-tre 7,33 y 8,82 g Cl/kg SSVLM*d. El efecto de la adición de cloro se reflejó sobre algunas zonas del flóculo (Figura 5d), por lo que se estableció como dosis máxima a emplear 8,82 g Cl/kg SSVLM*d. La observación microscópica mos-tró un flóculo menos consistente, de estructura abierta y abundantes zonas aerobias, de pequeño tamaño y sin un núcleo bien definido. Es importante resaltar que parte de la

concentración de cloro adicionado para el control de las bacterias fila-mentosas es también consumido por la materia orgánica presente, por lo que la dosis óptima efectiva para la eliminación de estas bacterias se encuentra por debajo de los valores indicados.

Tras la segunda adición de bio-cida, una elevada cantidad de fila-mentos fueron dañados, mostrando una pérdida celular de los tricomas, dejando visible la vaina. El máxi-mo valor obtenido del IVFD du-rante esta etapa fue de 360 ml/g. El tercer y último período de adición de biocida se llevó a cabo entre los días 87 y 89 con una dosis de biocida variable, entre 6,33 y 6,76 g Cl/kg SSLM*d. Los valores de IVFD comprendidos en esta etapa se redujeron, pasando de 640 a 356 ml/g. Los resultados de viabilidad mostraron que tanto el flóculo bac-teriano como las bacterias filamen-tosas habían sido seriamente afec-tados (Figura 5e y Figura 5f), por lo que la cloración fue suspendida. La información obtenida mediante la técnica de viabilidad celular per-mitió controlar en todo momento el grado de afección al que fue sujeta la comunidad biológica del fango,

Figura 5. Seguimiento de la adición de biocida al fango a partir de la prueba de viabilidad celular.

Tras una primera cloración,

la consistencia del flóculo

fue más débil y la calidad del efluente

se vio deteriorada

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convirtiéndose esta técnica en una herramienta práctica en el campo de la depuración de aguas residuales.

Los resultados obtenidos en este estudio ponen de manifiesto que para concentraciones de cloro en el intervalo de 6,30 y 8,82 g Cl/kg SSVLM*d se consigue una im-portante reducción en la población de las bacterias identificada como T. eikelbomii sp. nov. (grupo Thio-thrix-021N). Esta reducción se vio reflejada en una mejora significativa de las características de sedimenta-bilidad del fango (valorada a través del IVF) y, consecuentemente, en una mejora de la calidad del agua efluente.

4. ConclusionesLa proliferación excesiva de

bacterias filamentosas en el fango biológico (bulking filamentoso) afecta negativamente a sus carac-terísticas de sedimentabilidad, pro-vocando un deterioro de la calidad del efluente. Para poder controlar y solucionar satisfactoriamente un episodio de bulking filamentoso es necesario identificar el tipo de bac-teria filamentosa causante de dicho episodio. Las técnicas microbioló-gicas convencionales son una herra-mienta útil para realizar esta tarea de identificación, pero es necesario complementarlas con el empleo de otras técnicas moleculares para ase-gurar la correcta e inequívoca iden-tificación.

En este estudio se ha mostrado la estrategia seguida para solucionar un episodio severo de bulking oca-sionado por la presencia excesiva de la bacteria filamentosa Thiothrix eikelboomii, perteneciente al grupo Thiothrix-021N, identificada de for-ma inequívoca mediante la técnica de hibridación in situ (FISH). Esta bacteria fue susceptible a la adición de cloro aplicado como biocida en concentraciones en torno a 8,8 g Cl/kg SSVLM*d.

La adición de cloro afecta tam-bién a los microorganismos que lle-van a cabo proceso de depuración, por lo que durante la cloración es

necesario controlar la integridad del flóculo y su resistencia ante el agen-te químico. Esto se puede realizar mediante la técnica de viabilidad celular que permite detectar daños en la membrana celular tanto de las bacterias formadoras de flóculo como de las filamentosas.

En este trabajo se ha demostrado la idoneidad de la técnica de viabi-lidad celular como herramienta para el control de la dosificación de cloro. Los resultados obtenidos mediante esta técnica permitieron supervisar y valorar de manera exhaustiva la viabilidad y el grado de afección del fango durante el proceso de clora-ción. La información obtenida me-diante esta técnica la propone como una valiosa herramienta práctica en el campo de la depuración de aguas residuales.

5. Agradecimientos Se agradece la colaboración de

la Entidad Pública de Saneamien-to de la Generalidad Valenciana (EPSAR) y al Grupo Aguas de Va-lencia por su apoyo y respaldo a nuestro trabajo.

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