Centro de Investigación Científica y de Educación Superior ......A mi director el doctor Juan...

Centro de Investigación Científica y de Educación Superior de Ensenada, Baja California

Doctorado en Ciencias

en Acuicultura

Estimación del perfil de aminoácidos óptimo para el mayor

crecimiento y eficiencia alimenticia en juveniles de Totoaba,

(Totoaba macdonaldi)

Tesis para cubrir parcialmente los requisitos necesarios para obtener el grado de

Doctor en Ciencias

Presenta:

Jorge Madrid Hernández

Ensenada, Baja California, México 2019

Tesis defendida por

Jorge Madrid Hernández

y aprobada por el siguiente Comité

Jorge Madrid Hernández © 2019 Queda prohibida la reproducción parcial o total de esta obra sin el permiso formal y explícito del autor y director de la tesis.

Dr. Juan Pablo Lazo Corvera Director de tesis

Miembros del comité Dra. M. del Pilar Sánchez Saavedra

Dr. Camilo Pohlenz Castillo

Dra. Patricia Juárez Camacho

Dra. María Teresa Viana Castrillón

Dra. Fabiola Lafarga de la Cruz

Coordinador del Posgrado en Acuicultura

Dra. Rufina Hernández Martínez

Directora de Estudios de Posgrado

i

Resumen en español Resumen de la tesis que presenta Jorge Madrid Hernández como requisito parcial para la obtención del grado de Doctor en Ciencias en Acuicultura.

Estimación del perfil de aminoácidos óptimo para el mayor crecimiento y eficiencia alimenticia en juveniles de Totoaba, (Totoaba macdonaldi)

Resumen aprobado por:

__________________________________ Dr. Juan Pablo Lazo Corvera

Director de tesis

La totoaba es una especie endémica del Golfo de California con altas tasas de crecimiento lo que permite considerarla como una especie ideal para la acuicultura. Sin embargo, las especies carnívoras como la totoaba dependen en gran medida del suministro de harina de pescado, ya que es un ingrediente altamente nutritivo y como resultado del rápido crecimiento de la producción mundial acuícola en las últimas décadas, se ha generado un aumento importante en la demanda por la harina de pescado con impactos ambientales importantes. Si queremos tener una industria acuícola sostenible debemos considerar el impacto ambiental, económico y social. La evaluación del requerimiento proteico y de aminoácidos en dieta es de gran importancia para lograr una acuicultura sostenible, ya que la información obtenida ayudará a formular alimentos más eficientes. Los peces no tienen un verdadero requerimiento por las proteínas per se, pero si tienen un requerimiento específico por un perfil bien balanceado de aminoácidos esenciales y no esenciales en el alimento. Entre estos, la lisina es de suma importancia por ser un amino acido limitante en muchos ingredientes y la estimación precisa de su requerimiento es crucial para mejorar la sostenibilidad de los alimentos acuícolas. Sin embargo, una completa evaluación de la calidad nutrimental de una dieta debe considerar a los aminoácidos esenciales, así como a los no esenciales. Una estrategia reciente en la nutrición acuícola, es el formular los aminoácidos de la dieta asemejando la relación de aminoácidos que se encuentre en el cuerpo entero de la especie de interés. Una vez evaluado el requerimiento de un solo aminoácido (i.e., usualmente lisina), el requerimiento por los aminoácidos esenciales restantes, podría predecirse en función de la proporción relativa de los aminoácidos esenciales en el cuerpo completo de la especie. Como primer paso en el presente estudio se estimó el requerimiento de la lisina en dieta para los juveniles de totoaba con un peso inicial de 38.9 ± 9.2 g utilizando 5 niveles de lisina en dieta 1.6%, 1.7%, 2.2%, 2.5% y 2.8% de la materia seca. Los resultados indicaron que el nivel de lisina en dieta que generaba el mayor crecimiento es de 1.93% de la materia seca de la dieta o 4.6% de la proteína cruda, utilizando el coeficiente de crecimiento térmico como variable de respuesta. En el segundo experimento se evaluó el efecto de distintos niveles de proteína utilizando el perfil de aminoácidos esenciales similares al perfil de aminoácidos encontrados en el cuerpo de la totoaba. Se formularon 4 dietas iso-energéticas (460 kcal/100 g) y un contenido proteico de 51%, 44%, 37% y 30% de proteína cruda del peso seco de la dieta. Se logró reducir el contenido de proteína en dieta hasta un 37% sin afectar negativamente el desempeño (i.e., crecimiento) de las totoabas y la eficiencia del alimento, valor de requerimiento proteico menor de lo estimado anteriormente (51%). En el tercer experimento se evaluó el efecto de los algunos aminoácidos no esenciales en la dieta. Se formularon 3 dietas iso-energéticas (505 kcal/100 g) con diferentes niveles de proteína cruda de 51%, 46% y 37%. Se formuló una cuarta dieta con 46% de proteína pero utilizando como base la relación de aminoácidos esenciales del cuerpo entero de la totoaba y agregando algunos aminoácidos no esenciales (glicina, alanina y glutamina). Los resultados indicaron que el aporte de aminoácidos no esenciales en la dieta resultó en un efecto positivo en la eficiencia de la utilización del alimento. En el cuarto y último experimento, se evaluó la digestibilidad aparente de distintas fuentes proteicas alternativas a la harina de pescado. Como fuentes proteicas de origen animal se evaluaron la harina de pescado (sardina), harina de subproducto de ave,

ii

harina de carne y hueso de cerdo y harina de pluma hidrolizada. Los ingredientes proteicos de origen vegetal fueron un concentrado de soya, harina de soya, gluten de maíz y gluten de trigo. Los valores más altos de coeficiente de digestibilidad aparente de la proteína y de los aminoácidos, especialmente lisina, se obtuvieron con la harina de subproducto de ave (HSA), concentrado de soya (CS) y gluten de trigo (GT). Con base en los resultados del presente estudio se recomienda una formulación de alimento de engorda para juveniles de totoaba con un 46% de proteína utilizando ingredientes como la HSA, CS y GT pero balanceando los aminoácidos esenciales respecto al requerimiento de lisina y la adición de glutamina, alanina y glicina, para un crecimiento y supervivencia adecuados en juveniles de totoaba bajo condiciones de cultivo. Palabras clave: Totoaba, requerimiento proteico, concepto proteína ideal, aminoácidos esenciales y no esenciales, digestibilidad.

iii

Resumen en inglés Abstract of the thesis presented by Jorge Madrid Hernández as a partial requirement to obtain the

Doctor of Science degree in Aquaculture.

Estimation of the optimal amino acid profile for the highest growth and nutritional efficiency in

juveniles of Totoaba, (Totoaba macdonaldi)

Abstract approved by: __________________________________

Dr. Juan Pablo Lazo Corvera Thesis Director

Totoaba is an endemic species of the Gulf of California with high growth rates which makes it an excellent candidate species for aquaculture. However, carnivorous species such as totoaba depend to a large extent on the supply of fishmeal, as it is a highly nutritious ingredient and as a result of the increasing growth of world aquaculture production in recent decades, the demand for fishmeal has increased tremendously with important environmental impacts. If we want a sustainable aquaculture industry, we must consider the environmental, economic and social impacts. The evaluation of protein and amino acid requirements in the diets of commercial species is of great importance to achieve sustainability in aquaculture, since the information obtained from this studies will help formulate diets with greater efficiency. Fish do not have a requirement for proteins per se, but do have a specific requirement for a well-balanced essential and non-essential amino acids profile in their diets. Among these, lysine is of great importance since it is typically the first limiting amino acid in many ingredients and the precise estimation of its requirement is crucial to improve the sustainability of aquafeeds. A complete evaluation of the nutritional quality of a diet should include essential amino acids as well as non-essential amino acids. A recent strategy in aquaculture nutrition, is to formulate the essential amino acids of the diet resembling the ratio of essential amino acids that is found in the entire body of the species of interest. Once the requirement for a single amino acid (i.e., usually lysine) has been assessed, the requirement for the remaining essential amino acids could be predicted based on the relative proportion of the essential amino acids found in the entire body of the species. As a first step in the present study, the requirement for lysine in diet was estimated for juvenile totoaba with an initial weight of 38.9 ± 9.2 g using 5 levels of lysine in the diet; 1.6%, 1.7%, 2.2%, 2.5% and 2.8% of the dry matter. The results indicated that a level of lysine in the diet of 1.93% of the dry matter is required for adequate growth, when using thermal growth coefficient as a response variable. For the second experiment, the effect of different levels of protein was evaluated, but maintaining the essential amino acids profile similar to the amino acid profile found in the body of totoaba. Four iso-energetics diets (460 kcal / 100 g) with decreasing protein content were formulated; 51%, 44%, 37% and 30% crude protein. It was possible to reduce the protein content in diet down to 37% without negatively affecting the growth performance and feed efficiency. This protein requirement is quite lower than previously estimated for this species (51%). In the third experiment, the effect of some non-essential amino acids in the diet was evaluated. Three iso-energetics diets (505 kcal / 100 g) were formulated with different levels of crude protein of 51%, 46% and 37%. A fourth diet was formulated with 46% protein but based on the ratio of essential amino acids found in the whole body of totoaba. Additionally, some non-essential amino acids (glycine, alanine and glutamine) were added. The results indicated that the contribution of non-essential amino acids in the diet resulted in a positive effects on feed efficiency. In the fourth and last experiment, the apparent digestibility of different protein sources alternative to fishmeal were evaluated. Protein sources of animal origin evaluated were; fishmeal (sardine), poultry by-product, meat and bone meal, and hydrolyzed feather meal. Vegetable protein sources evaluated were; soy concentrate, soybean meal, corn gluten, and wheat gluten. Apparent digestibility coefficients of the protein and of the essential amino acids, especially lysine, were higher for poultry by-product flour (HSA),

iv

soy concentrate (SC), and wheat gluten (GT). Based on the results of the present study, formulating feeds for totoaba juveniles with 46% protein is recommended using ingredients such as HSA, CS and GT, but balancing the essential amino acids with respect to lysine requirement and the relative proportions found in totoaba whole body and the addition of non-essential amino acids such as glutamine, alanine and glycine, for an adequate growth and survival in juveniles of Totoaba under culture conditions. Keywords: Totoaba protein requirement, ideal protein concept, essential and non-essential amino acids,

digestibility.

v

Dedicatoria

¡A Ana Lucía por todo su apoyo, cariño, paciencia y amor!

vi

Agradecimientos A Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) por la beca otorgada para mi manutención

durante mi doctorado.

Al Centro de Investigación Científica y de Educación Superior de Ensenada (CICESE) y al departamento de

Acuicultura por haberme aceptado en su programa de Doctorado.

A mi director el doctor Juan Pablo Lazo Corvera por aceptarme como estudiante, por sus enseñanzas y

guía durante todo el doctorado, pero sobre todo por brindarme su amistad.

A los miembros de mi comité de tesis Dra. Pilar Sánchez Saavedra, Dra. Patricia Juárez Camacho, Dra.

Teresa Viana Castrillón y al Dr. Camilo Pohlenz Castillo por todos su apoyo, sugerencias y enseñanzas

durante doctorado.

A el M. en C. Abelardo Campos Espinoza técnico del departamento de Acuicultura por todo el apoyo

brindado durante mis experimentos.

A la bióloga Uvinai Salgado técnico del Laboratorio de Peces Marinos del Departamento de Acuicultura

por todo el apoyo en mis bioensayos.

A mi familia; mis padres Patricia Hernández y Gustavo Madrid muchas gracias por todo el apoyo, cariño y

amor; mis hermanos Pancho, Beto y Guicho, gracias carnales.

A mis amigos: Jorge (munky), Pablo, Raquel, Mario, Luis, Paul, Rigoberto, Roberto, Olivia, David, Tere por

brindarme su valiosa amistad durante este proceso

vii

Tabla de contenido Página

Resumen en español ...................................................................................................................................... i

Resumen en inglés ........................................................................................................................................ iii

Dedicatoria ..................................................................................................................................................... v

Agradecimientos ........................................................................................................................................... vi

Lista de Figuras ............................................................................................................................................. ix

Lista de Tablas .............................................................................................................................................. xii

Capítulo 1. Introducción general ...................................................................................................................1

1.1 Estado actual de la acuicultura .........................................................................................................1

1.2 Totoaba macdonaldi .........................................................................................................................2

1.3. Harina de pescado ............................................................................................................................5

1.4 Requerimiento de proteína en dieta ................................................................................................7

1.5 Requerimiento de lisina en dieta .....................................................................................................8

1.6 Importancia de los aminoácidos no esenciales ................................................................................9

1.7 Estrategias para la optimización de la proteína en dieta ............................................................. 12

1.8 Utilización de ingredientes alternos sostenibles .......................................................................... 12

1.9 Digestibilidad .................................................................................................................................. 13

1.10 Concepto de la proteína ideal...................................................................................................... 14

Capítulo 2. Justificación, hipótesis y objetivos .......................................................................................... 15

2.1. Justificación ................................................................................................................................. 15

2.2. Hipótesis ..................................................................................................................................... 15

2.3. Objetivos ....................................................................................................................................... 16

2.3.1. Objetivos generales ................................................................................................................... 16

Capítulo 3. Requerimiento de lisina en dieta para juveniles de Totoaba macdonaldi ............................ 17

3.1. Importancia de la evaluación del requerimiento de lisina........................................................ 17

3.2. Antecedentes .............................................................................................................................. 18

3.3. Metodología................................................................................................................................ 19

3.4. Resultados ................................................................................................................................... 25

3.5. Discusión ..................................................................................................................................... 28

Capítulo 4. Efecto del nivel de proteína en dieta manteniendo la proporción de aminoácidos esenciales

equivalentes al cuerpo entero en juveniles de totoaba............................................................................ 35

4.1. Estrategias para una proteína en dieta más eficiente ................................................................. 35

4.2. Antecedentes ................................................................................................................................ 36

4.5. Discusión ....................................................................................................................................... 45

viii

Capítulo 5. Evaluación de la relación del perfil de aminoácidos esenciales (AAE) y el aporte de

aminoácidos no esenciales (AANE) en dieta para juveniles de totoaba .................................................. 49

5.1. Importancia de los aminoácidos no esenciales ........................................................................... 49

5.3. Metodología .................................................................................................................................. 52

5.3.1. Formulación de las dietas .......................................................................................................... 52

5.4 Resultados ...................................................................................................................................... 56

5.5 Discusión ........................................................................................................................................ 59

Capítulo 6. Digestibilidad de diversas fuentes proteicas en juveniles de totoaba .................................. 63

6.1 Acuicultura sostenible ................................................................................................................... 63

6.3 Metodología ................................................................................................................................... 71

6.3.1. Formulación de las dietas .......................................................................................................... 71

Capítulo 7. Conclusiones ............................................................................................................................ 88

7.1. Recomendaciones ......................................................................................................................... 88

Literatura citada ......................................................................................................................................... 90

Anexos ....................................................................................................................................................... 103

ix

Lista de Figuras Figura Página

Figura 1. Producción mundial de pesca y de la acuicultura. (Tomado de FAO 2018). .................................. 1

Figura 2. Totoaba (Totoaba macdonaldi), Gilbert 1890. (Tomada de http://www.fishbase.org /Photos/

PicturesSummary.php? StartRow=2&ID=6317&what=species&TotRec=5). .................................. 2

Figura 3. Zona de distribución de la totoaba. (Tomado de Arvizu y Chávez 1972). ..................................... 3

Figura 4. Curvas de crecimiento de totoaba macdonaldi en cultivo comercial (Earth Ocean Farms) en un

periodo de 2 años. (Tomada de Juárez et al., 2016). ..................................................................... 4

Figura 5. Producción de la harina de pescado y su proyección al 2030. (Tomado de FAO, 2018). .............. 5

Figura 6. Precio a nivel mundial de la harina de pescado. (Tomado de Tacon y Metian,2008). ................. 6

Figura 7. Función de los aminoácidos en el crecimiento, mantenimiento y salud de los peces. (Tomada de

Li et al. 2009). ............................................................................................................................... 10

Figura 8. Aporte de los aminoácidos en la gluconeogénesis y cetogénesis y su incorporación en el ciclo del

ácido cítrico. (Tomado de D’mello, 2003). ................................................................................... 11

Figura 9. Origen de acetil Coa a partir del catabolismo de la lisina. (Tomado de D’mello, 2003). ............. 18

Figura 10. Colección de material fecal para la evaluación del coeficiente de digestibilidad aparente. (A)

tamiz de 0.2 micras para la colección de las heces por medio de un sifón. (B) lavado del material

fecal con agua destilada. (C) deposición del material fecal en navecilla de aluminio para su secado.

...................................................................................................................................................... 22

Figura 11. Peso final (g) de los juveniles de totoaba alimentados con distintos niveles de lisina en la dieta.

Líneas verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias

significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. L1.6 = lisina 1.60%, L1.7 = lisina

1.77%, L2.2 = lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 = lisina 2.78%. ........................................... 25

Figura 12. Relación entre CCT y el nivel de lisina en dieta (%) basado en un análisis de regresión cuadrática

“quadratic broken line”. Flecha vertical indica el nivel de lisina estimada (1.93 ± 0.8). .............. 33

Figura 13. Peso final (g) de los juveniles de totoaba alimentados con distintos niveles de proteína en la

dieta. Líneas verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias

significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51CP = 51% proteína cruda,

44CP = 44% proteína cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30% proteína cruda. ............ 42

x

Figura 14. Peso final de los juveniles de totoaba alimentados al final del bioensayo. Barras verticales

representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre

tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51C = 51% proteína cruda, 46C = 46% proteína

cruda, 46AA = 46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no esenciales, 37AAE = 37%

proteína cruda con aminoácidos esenciales. ............................................................................... 56

Figura 15. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de lisina en los ingredientes evaluados. Barras

verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas

entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. HP = harina de pescado, SA = subproducto

de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS = harina

de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo. Los valores de la harina de pluma (HP) y el

gluten de maíz (GM) no se pudieron determinar y se les asigno un valor de cero. ..................... 78

Figura 16. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de arginina en los ingredientes evaluados. Barras

verticales representan la desviación estándar. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave,

CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS = harina de soya,

GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo. .................................................................................. 79

Figura 17. . Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de histidina en los ingredientes evaluados. Barras

verticales representan la desviación estándar. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave,

CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS = harina de soya,

GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo. .................................................................................. 79

Figura 18.Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de leucina en los ingredientes evaluados. Barras




de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo. ................................................................... 80

Figura 19. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de metionina en los ingredientes evaluados. Barras




de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo. Los valores de la harina de pluma (HP), harina

de soya y el gluten de maíz (GM) no se pudieron determinar y se les asigno un valor de cero. . 80

Figura 20. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de fenilalanina en los ingredientes evaluados.

Barras verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias

significativas entre tratamientos a>b>c, ANOVA de una vía, α=0.05. HP = harina de pescado, SA =

subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya,

HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo. El valor de la harina de pluma

(HP) no se pudo determinar y se les asigno un valor de cero. ..................................................... 81

Figura 21. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de treonina en los ingredientes evaluados. Barras


xi




Figura 22. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de isoleucina en los ingredientes evaluados. Barras





Figura 23. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de valina en los ingredientes evaluados. Barras





xii

Lista de Tablas

Tabla Página

Tabla 1. Clasificación de los aminoácidos en peces según Wu et al., 2014. ................................................. 8

Tabla 2. Formulación (g/100 g) y composición proximal (%) de las dietas experimentales. L1.6 = lisina

1.60%, L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 = lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 = lisina 2.78%. ........... 20

Tabla 3. Composición total de aminoácidos de las dietas experimentales (g/100 g)*. L1.6 = lisina 1.60%,

L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 = lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 = lisina 2.78%. ....................... 20

Tabla 4. Desempeño de juveniles de totoaba alimentados con distintos niveles de lisina en dieta (± D. E.).

Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía,

α=0.05. L1.6 = lisina 1.60%, L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 = lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 =

lisina 2.78%. .................................................................................................................................. 26

Tabla 5. Eficiencia alimenticia de juveniles de totoaba alimentados con distintos niveles de lisina en dieta

(± D. E.). Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a<b, ANOVA de

una vía, α=0.05. L1.6 = lisina 1.60%, L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 = lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y

L2.8 = lisina 2.78%. ....................................................................................................................... 26

Tabla 6. Composición proximal (%) de los juveniles de totoaba al inicio y final del experimento alimentados

con distinto contenido de lisina en dieta (± D. E.). L1.6 = lisina 1.60%, L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 =

lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 = lisina 2.78%. ................................................................. 27

Tabla 7. Valores de la lisina en la dieta, lisina digestible y coeficientes de digestibilidad aparente (%) de la

materia seca, proteína y aminoácidos (± D. E.). L1.6 = lisina 1.60%, L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 = lisina

2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 = lisina 2.78%. .......................................................................... 27

Tabla 8. Estimación del requerimiento de lisina en dieta utilizando las variables respuesta de los juveniles

de totoaba alimentados con diferente contenido de lisina en la dieta acoplados a un modelo

cuadrático “quadratic broken line”. ............................................................................................. 31

Tabla 9. Estimación de los aminoácidos esenciales en juveniles utilizando la cuantificación del

requerimiento de lisina y la concentración de los aminoácidos del cuerpo completo de la totoaba

(Twibell et al., 2003). .................................................................................................................... 34

Tabla 10. Estudios realizados evaluando requerimientos de aminoácidos bajo el concepto de proteína

ideal. ............................................................................................................................................. 37

Tabla 11. Ingredientes utilizados en la formulación de las dietas experimentales (g/100 g, base seca). 51CP

= 51% proteína cruda, 44CP = 44% proteína cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30%

proteína cruda. ............................................................................................................................. 38

xiii

Tabla 12. Perfil de aminoácidos de las dietas experimentales* (g / 100 g) y porcentaje de los aminoácidos

esenciales respecto a lisina (lisina como 100%). 51CP = 51% proteína cruda, 44CP = 44% proteína

cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30% proteína cruda. ............................................... 39

Tabla 13. Desempeño de juveniles de totoaba al final del experimento (± D. E.). Letras diferentes indican

diferencias significativas entre tratamientos a<b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51CP = 51% proteína

cruda, 44CP = 44% proteína cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30% proteína cruda. . 43

Tabla 14. Eficiencia alimenticia de juveniles de totoaba al final del experimento (± D. E.). Letras diferentes

indican diferencias significativas entre tratamientos a<b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51CP = 51%

proteína cruda, 44CP = 44% proteína cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30% proteína

cruda. ............................................................................................................................................ 43

Tabla 15. Composición proximal (%) de los juveniles de totoaba (± D.E.) al inicio y final del bioensayo. 51CP

= 51% proteína cruda, 44CP = 44% proteína cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30%

proteína cruda. ............................................................................................................................. 44

Tabla 16. Coeficientes de digestibilidad aparente de la materia seca, proteína y aminoácidos esenciales (±

D.E.). Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a<b, ANOVA de una

vía, α=0.05. 51CP = 51% proteína cruda, 44CP = 44% proteína cruda, 37CP = 37% proteína cruda

y 30CP = 30% proteína cruda. ....................................................................................................... 44

Tabla 17. Clasificación de aminoácidos en nutrición animal para peces (Wu et al. 2014).¡Error! Marcador

no definido.

Tabla 18. Estudios evaluando el efecto de los aminoácidos no esenciales en distintas especies. ............. 51

Tabla 19. Formulación de la dietas experimentales (g/100 g en base seca) y composición proximal de las

dietas experimentales (base seca). 51C = 51% proteína cruda, 46C = 46% proteína cruda, 46AA =

46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no esenciales, 37AAE = 37% proteína cruda con

aminoácidos esenciales. ............................................................................................................... 52

Tabla 20. Perfil de aminoácidos de las dietas experimentales* (g / 100 g) y porcentaje de los aminoácidos

esenciales respecto a lisina (lisina como 100%). 51C = 51% proteína cruda, 46C = 46% proteína

cruda, 46AA = 46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no esenciales, 37AAE = 37%

proteína cruda con aminoácidos esenciales. ............................................................................... 53

Tabla 21. Desempeño biológico de los juveniles de totoaba (± D.E.). Letras diferentes indican diferencias

significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51C = 51% proteína cruda, 46C

= 46% proteína cruda, 46AA = 46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no esenciales,

37AAE = 37% proteína cruda con aminoácidos esenciales. ......................................................... 57

Tabla 22. Eficiencia alimenticia de juveniles de totoaba (± D.E.). Letras diferentes indican diferencias

significativas entre tratamientos a>b>c, ANOVA de una vía, α=0.05. 51C = 51% proteína cruda,

xiv

46C = 46% proteína cruda, 46AA = 46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no

esenciales, 37AAE = 37% proteína cruda con aminoácidos esenciales. ....................................... 57

Tabla 23. Composición proximal de los juveniles de totoaba (± D.E.). Letras diferentes indican diferencias

significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51C = 51% proteína cruda, 46C

= 46% proteína cruda, 46AA = 46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no esenciales,

37AAE = 37% proteína cruda con aminoácidos esenciales. ......................................................... 58

Tabla 24. Coeficientes de digestibilidad aparente de la materia seca, proteína y aminoácidos esenciales (±

D.E.). Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b>c, ANOVA de una

vía, α=0.05. 51C = 51% proteína cruda, 46C = 46% proteína cruda, 46AA = 46% proteína cruda con

aminoácidos esenciales y no esenciales, 37AAE = 37% proteína cruda con aminoácidos esenciales.

...................................................................................................................................................... 59

Tabla 25. Coeficiente de digestibilidad aparente de la proteína (CDA) por distintas especies de peces en

ingredientes selectos. NRC, 2011. ................................................................................................ 70

Tabla 26. Composición proximal y perfil de aminoácidos esenciales de los ingredientes proteicos. ........ 72

Tabla 27. Ingredientes utilizados en la formulación de las dietas experimentales (g / 100g). HP = Harina de

pescado, SA = harina subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS =

concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo. ............ 73

Tabla 28. Composición de aminoácidos esenciales de las dietas experimentales (g/100 g). HP = Harina de

pescado, SA = harina subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS =

concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo. ............ 74

Tabla 29. Valores promedio (n= 3) del consuno de alimento de los juveniles de totoaba en el primer

bioensayo. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de

una vía, α=0.05. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave, CH = harina de carne y hueso,

PL = harina de pluma. ................................................................................................................... 77

Tabla 30. Valores promedio (n= 3) del consuno de alimento de los juveniles de totoaba en el segundo

bioensayo. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de

una vía, α=0.05. CS= concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten

de trigo. ........................................................................................................................................ 77

Tabla 31. Coeficiente de digestibilidad aparente con diversos ingredientes proteicos en juveniles de

totoaba. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b>c>d, ANOVA

de una vía, α=0.05. ....................................................................................................................... 78

Tabla 32. Diferencias en las digestibilidades del ingrediente, proteína y lisina obtenidas en distintos

ingredientes proteicos para totoaba. El símbolo (≈) indica no diferencia significativa (P < 0.05); el

símbolo (>) indica mayor digestibilidad significativamente (P < 0.05). ........................................ 87

1

Capítulo 1. Introducción general

1.1 Estado actual de la acuicultura

En el 2014 se logró un suceso importante para la industria de la acuicultura al sobrepasar la

contribución por pesca de las pesquerías para el consumo humano a nivel mundial, ya que desde finales

de los años 80’s, la producción de las pesquerías se ha mantenido estable pero la producción mundial ha

aumentado (Figura 1). Por su parte, la acuicultura es la responsable del incremento a la producción de

alimento para consumo humano, de tal manera, que ha ido incrementando a razón de 6-8% anual, con un

7% en 1974 y un 39% en 2004. En el 2014, la producción acuícola alcanzó las 73.8 millones de toneladas

métricas (TM), estimados en 160 mil millones de dólares (USA$), aportados por 49.8 millones de TM en

peces (USA$ 99 mil millones), 16.1 millones de TM en moluscos (USA$ 19 mil millones), 6.9 millones de

TM en crustáceos (USA$ 36.2 mil millones) y 7.3 millones de TM de otros organismos acuáticos (USA$ 3.7

mil millones). Si se considera la producción de las plantas acuáticas desde el 2014, la acuicultura aporta

más de la mitad de los productos pesqueros (i.e., 53%) (FAO, 2016).

Figura 1. Producción mundial de pesca y de la acuicultura. (Tomado de FAO 2018).

2

1.2 Totoaba macdonaldi

En el 2014, la FAO registró un total de 580 especies cultivadas a nivel mundial, el cual incluían 362

especies de peces (incluyendo híbridos), 104 de moluscos, 62 de crustáceos, 6 de ranas y reptiles, 9 de

invertebrados acuáticos y 37 de plantas acuáticas (FAO, 2016). Entre las especies de peces marinos con

potencial para su cultivo se encuentra la totoaba, Totoaba macdonaldi (Figura 2).

Figura 2. Totoaba (Totoaba macdonaldi), Gilbert 1890. (Tomada de http://www.fishbase.org /Photos/ PicturesSummary.php? StartRow=2&ID=6317&what=species&TotRec=5).

La totoaba es una especie endémica del Golfo de California, México (Figura 3) y es el representante

más grande de su familia (Sciaenidae), logrando alcanzar una longitud de hasta 2 metros y un peso de 135

kilos (Flanagan and Hendrickson, 1976). Debido a las altas tasas de crecimiento de la totoaba, es

considerada una especie ideal para la acuicultura (Juarez et al., 2016). La totoaba es una especie que por

su sobreexplotación pesquera estaba considerada al borde de la extinción e incluida en el catálogo de la

CITES (Cisneros-Mata et al., 1995). Actualmente, se han desarrollado con éxito programas de reproducción

de alevines y juveniles de la totoaba para su repoblamiento, así como para el desarrollo de la acuicultura

(Perez-Velazquez et al., 2016).

3

Figura 3. Zona de distribución de la totoaba. (Tomado de Arvizu y Chávez 1972).

En el año 2013 la empresa “Earth Ocean Farms” cultivó juveniles de totoaba en jaulas en el mar

de Cortez, México comprobando su gran potencial como especie acuícola. Actualmente se ha desarrollado

la tecnología para su reproducción y engorde, y su producción comercial se está llevando a cabo con tasas

de crecimiento reportadas de 2.5 kg en un año y hasta 6 kg en 2 años (Figura 4). Además, de registrar tasas

de conversión alimenticia de 2.5 y una ganancia de peso de hasta 7.5 g/día, lo que indica que la totoaba

es una excelente especie para la acuicultura. Su cultivo a nivel comercial puede contribuir a la producción

de alimentos, el desarrollo socioeconómico y la reducción de la presión de la pesca ilegal sobre poblaciones

naturales (Juarez et al., 2016).

4

Figura 4. Curvas de crecimiento de Totoaba macdonaldi en cultivo comercial (Earth Ocean Farms) en un periodo de 2 años. (Tomada de Juárez et al., 2016).

A pesar del exitoso cultivo de esta especie y del crecimiento continuo de la acuicultura a nivel

mundial, hay muchas cuestiones importantes relacionadas con la producción de los peces, en particular,

los peces marinos, que deben considerarse para lograr un equilibrio en la producción de alimentos para la

humanidad y la sostenibilidad de los métodos de producción, debido a los altos costos de la producción

de alimento y a la utilización de ingredientes poco renovables. La sostenibilidad de la industria acuícola es

una preocupación ambiental, económica y social (Hixson, 2014). Los recursos clave requeridos para

enfrentar este desafío de sostenibilidad, son los alimentos acuáticos para especies carnívoras y los

ingredientes utilizados en su producción (Rana et al., 2009). Las especies de peces marinos carnívoros,

como la totoaba, dependen en gran medida del suministro de la harina de pescado, ya que es un

ingrediente importante en la formulación de las dietas para estas especies. Como resultado del rápido

crecimiento de la producción mundial acuícola en las últimas décadas, ha generado un aumento

importante en la demanda por la harina de pescado (Higgs et al., 1995). Sin embargo, la continua y

5

creciente demanda por este ingrediente, no se puede satisfacer a futuro debido a la producción limitada

de harina de pescado de las pesquerías, y a que las captura se están acercando la sobreexplotación o al

límite máximo sostenible (Figura 5) (FAO, 2016).

Figura 5. Producción de la harina de pescado y su proyección al 2030. (Tomado de FAO, 2018).

1.3. Harina de pescado

La creciente y alta demanda por la harina de pescado debido al gran incremento de la producción

acuícola a nivel mundial y la producción limitada de este producto por parte de las pesquerías, asociado a

un incremento del precio del petróleo y la energía a nivel mundial, ha causado un inevitable incremento

en el precio de la harina de pescado (Tacon y Metian, 2008). Por lo anterior, el costo económico de las

dietas para los peces carnívoros llega a representar hasta un 60% de los costos de producción de una

empresa acuícola (Knapp, 2008), poniendo en riesgo la rentabilidad de la acuicultura de peces carnívoros.

6

Figura 6. Precio a nivel mundial de la harina de pescado. (Tomado de Tacon y Metian,2008).

Conjuntamente, existe una preocupación en disminuir la contaminación del medio ambiente

ocasionados por la utilización de la harina de pescado en las dietas utilizadas en la acuacultura. La mayoría

de las harinas de pescado contienen fósforo en una cantidad muy superior al requerimiento mínimo para

los peces, y este exceso de fosforo será excretado al medio ambiente causando una posible eutrofización.

Así, es necesario reducir el fósforo en las dietas para peces, reduciendo el contenido de la harina de

pescado en el alimento y reemplazándolo por ingredientes alternos que contengan menos fósforo

(Sugiura y Hardy, 2000). Las dietas para peces deben proporcionar todos los nutrientes esenciales

requeridos y la energía necesaria para satisfacer las necesidades fisiológicas de los animales en cultivo. La

proteína se requiere en la dieta para obtener aminoácidos que se utilizan para sintetizar nuevas proteínas

o mantener las proteínas existentes en los tejidos, mientras que el exceso de proteínas es utilizado como

energía. El exceso de proteína en la dieta incrementara el amonio excretado por los peces, contribuyendo

a la contaminación del agua (Hixson, 2014).

La digestibilidad de los ingredientes y la composición específica de los nutrientes en las dietas son

los principales factores que afectan la producción de desechos de los peces. La minimización de la

producción de residuos asociados a la alimentación debe comenzar por la formulación de la dieta. La

composición y digestibilidad de aminoácidos de la dieta es un factor con un efecto determinante sobre los

residuos nitrogenados excretados (Cho y Bureau, 2001). Estudios previos han demostrado que al formular

un alimento con un exceso de aminoácidos (i.e., por encima del requerimiento de la especie) resultará en

su catabolismo, que es asociado a una excreción de amonio y perdida de energía. El mejoramiento de la

retención de nitrógeno y una reducción en el nitrógeno excretado por los peces, se debe en parte a un

7

aporte de energía no proteica utilizada para satisfacer el requerimiento energético, lo que resultará en

una disminución significativa del catabolismo de los aminoácidos como fuente energética (Lloyd et al.,

1978), comúnmente llamado “protein sparing” (Kaushik y Cowey, 1991). No se ha cuantificado en su

totalidad la proporción de aminoácidos destinados al catabolismo, ya que a pesar de un amplio suministro

de energía no proteica, constantemente se presentaran pérdidas asociadas a un “catabolismo inevitable”

de aminoácidos (Cho and Bureau, 2001). Sin embargo, la habilidad de los peces para utilizar la energía no

proteica es especie-especifico. Se ha observado una relación general entre los hábitos alimenticios y los

requerimientos de proteínas en la dieta entre las especies evaluadas hasta ahora bajo condiciones de

cultivo, de modo que las especies carnívoras tienen mayores requerimientos por las proteínas que las

especies omnívoras y herbívoras (NRC, 2011). Así, es de suma importancia evaluar el requerimiento de

proteína y aminoácidos y su relación con la energía requerida en la especie de interés sobre todo sin son

carnívoras debido a su alto requerimiento. La razón por la que esto es importante es que los peces muy

fácilmente utilizan los aminoácidos de la dieta como fuente de energía metabólica, en lugar de utilizarlos

para la síntesis de tejidos por lo que son catabolizados y el nitrógeno de los aminoácidos se excreta

fácilmente a través de las branquias, lo que contribuye a la contaminación del medio ambiente (Hardy y

Gatlin, 2002).

1.4 Requerimiento de proteína en dieta

La evaluación del requerimiento proteico y de aminoácidos en dieta es de gran importancia para

lograr una acuicultura sostenible, ya que la información obtenida ayudará a formular alimentos con mayor

eficiencia. La proteína es el componente más importante de la dieta de los peces debido a que la ingesta

adecuada de aminoácidos (i.e., provenientes de las proteínas) determina el crecimiento y los costos de

producción ya que se requieren altos niveles en el alimento, en particular en los peces marinos. El valor

nutricional de una fuente proteica está en función de su digestibilidad y su perfil de aminoácidos. Sin

embargo, los peces, al igual que otros organismos, no tienen un verdadero requerimiento por las

proteínas, pero tienen un requerimiento especifico de un perfil bien balanceado de aminoácidos

esenciales y no esenciales en dieta (Wilson, 2002). Los aminoácidos, que son las unidades estructurales de

la proteína, generalmente se clasifican como esenciales, no esenciales y en los últimos años algunos

investigadores han propuesto algunos aminoácidos como condicionales (Wu et al., 2014) (Tabla 2) . Una

deficiencia de aminoácidos resulta en una mala utilización de los nutrientes de la dieta y, por lo tanto, un

bajo crecimiento, y una mala eficiencia alimenticia (Bureau and Cho, 1999). Los aminoácidos esenciales

8

son aquellos cuyos esqueletos de carbono no son sintetizados por los organismos o si lo son, no en

cantidades suficientes, y por lo tanto deben proporcionarse a partir de la dieta. En contraste, los

aminoácidos no esenciales son aquellos aminoácidos que se sintetizan de novo para satisfacer sus

requerimientos y es algo especie especifico (Wu, 2010). Mucho tiempo, se ha asumido, sin mucha

evidencia, que los organismos incluyendo a los seres humanos, podían sintetizar cantidades suficientes de

todos los aminoácidos no esenciales y no los necesitaban en dietas para un crecimiento o salud óptimos.

Sin embargo, la creciente evidencia de estudios en organismos ha demostrado que algunos de los

aminoácidos tradicionalmente clasificados como no esenciales (i.e., glutamina, glutamato y arginina)

desempeñan funciones importantes en múltiples vías de señalización celular, regulando así la expresión

de genes, el recambio de proteínas intracelular, el metabolismo de nutrientes y defensa inmune oxidativa

y que al suministrarse en cantidades adecuadas en la dieta generaban un beneficio en la especie de interés

(Brasse-Lagnel et al., 2009). Tabla 0. Clasificación de los aminoácidos en peces según Wu et al., 2014.

Tabla 1. Clasificación de los aminoácidos en peces según Wu et al., 2014.

Aminoácido esencial Aminoácido no esencial Aminoácido condicional

Lisina Alanina Glutamina

Metionina Serina Glutamato

Leucina Aspargina Glicina

Isoleucina Aspartato Taurina

Valina Cisteína

Histidina Tirosina

Arginina Prolina

Valina

Fenilalanina

Triptófano

1.5 Requerimiento de lisina en dieta

Entre los aminoácidos esenciales uno de los más importantes es la lisina, ya que por lo general es

el primer aminoácido esencial que se vuelve limitante (con respecto al requerimiento de la especie), así

como el aminoácido que en menor cantidad se encuentra en diversos ingredientes alternativos (i.e., harina

de gluten de maíz, harina de plumas, etc.) y los ingredientes ricos en lisina (harina de pescado, harina de

sangre) por lo general suelen ser costosos. La evaluación precisa de los requerimientos de lisina para las

especies de peces cultivados es importante para mejorar la sustentabilidad de los alimentos (Bureau y

Encarnação, 2006). Lisina es uno de los principales aminoácidos el cual se evalúa el requerimiento en dieta

9

en distintas especies con potencial acuícola y a menudo se utiliza como un aminoácido referencia.

Comúnmente, las concentraciones para cada uno de los otros aminoácidos esenciales se expresan como

un porcentaje relativo a la lisina tomando a este último como un 100%. Adicionalmente, existen varias

razones para seleccionar a la lisina como el aminoácido de referencia. Primero, la lisina tiene funciones

importantes en el organismo principalmente en la síntesis de tejido proteico, por lo tanto, su requisito no

está muy influenciado por otras funciones metabólicas. En segundo lugar, según la especie de pez y el tipo

de ingrediente, la lisina suele ser el aminoácido limitante por lo que suele ser el primer aminoácido al cual

se le determina su requerimiento comparado con otros aminoácidos. En tercer lugar, el análisis de la lisina

en la dieta y en los organismos no presenta muchas complicaciones analíticas (Miles y Chapman, 2007).

Así, el requerimiento de lisina en dieta para distintas especies se ha evaluado con mayor frecuencia

comparado con otros aminoácidos esenciales (Wilson, 2002). Además, la lisina es un sustrato para la

síntesis de carnitina, que se requiere para el transporte de ácidos grasos de cadena larga desde el citosol

a las mitocondrias para la oxidación. La biosíntesis de la carnitina se inicia a partir de la metilación de la

lisina por medio de una metiltransferasa. La lisina mono, di y trimetiladas se encuentran en diferentes

proteínas. Sin embrago, solo la trimetilisina se puede convertir en carnitina y según estudios se convierte

solo el 36% de la trimetilisina (Labadie et al., 1976). Los beneficios potenciales de la suplementación con

carnitina en la dieta incluyen la promoción del crecimiento, la protección contra la toxicidad del amoníaco,

la aclimatación mejorada a los cambios de temperatura extremos y el estrés asociado, y el rendimiento

mejorado de la reproducción (Harpaz, 2005).

1.6 Importancia de los aminoácidos no esenciales

Una completa evaluación de la calidad nutrimental de una dieta debería de incluir a los

aminoácidos esenciales así como a los no esenciales. Aunque los aminoácidos no esenciales pueden ser

sintetizados de novo por los organismos, su inclusión en la dieta puede traer beneficios en el desempeño

de los peces. Los estudios con organismos acuáticos y terrestres muestran que muchos aminoácidos

(incluyendo esenciales y no esenciales) regulan las vías metabólicas clave que son cruciales para el

mantenimiento, el crecimiento, la reproducción y la respuesta inmune (Figura 7). Sin embargo, la

importancia de los aminoácidos no esenciales en la dieta ha recibido poca atención en la nutrición de los

peces y otros organismos. Sólo unos pocos estudios han examinado el efecto de los aminoácidos no

esenciales en la nutrición y alimentación de los peces (Abboudi et al., 2009). La formulación de alimentos

acuícolas ha estado evolucionando en los últimos años hacia dos principales tipos de alimentos definidos

10

como: 1) alimentos acuícolas funcionales y 2) alimentos acuícolas orientados a tener un bajo impacto en

el medio ambiente. Los alimentos acuícolas funcionales se definen como alimentos complementados con

ingredientes o nutrientes específicos para lograr una eficiencia deseable de transformación metabólica,

rendimiento del crecimiento, salud y / o rasgos de composición de organismos acuícolas en diversas etapas

de desarrollo (Li et al., 2009).

Figura 7. Función de los aminoácidos en el crecimiento, mantenimiento y salud de los peces. (Tomada de Li et al. 2009).

Los alimentos acuícolas orientados a tener un bajo impacto en el medio ambiente se definen como

alimentos modificados para minimizar los impactos negativos en el ambiente que pueden tener un efecto

negativo sobre el crecimiento, la salud y la reproducción de los organismos cultivados (Li et al., 2009). Los

aminoácidos son nutrientes potencialmente importantes para estos dos tipos de alimentos (i.e.,

funcionales y de bajo impacto al medio ambiente) (Li et al., 2009).

Entre los aminoácidos no esenciales que se pueden incluir en las dietas para un mejor desempeño

de los peces se han estudiado ampliamente la glutamina, la glicina y la alanina. La glutamina es uno de los

11

aminoácidos libres más abundantes en plasma y músculo de pescado, mientras que el glutamato y su

producto de descarboxilación (GABA) son neurotransmisores presentes en altas concentraciones en el

cerebro. La glutamina es esencial para la síntesis de purina y nucleótidos de pirimidina en todas las células.

La glutamina también juega un papel importante regulando el equilibrio ácido-base en el cuerpo (Wu et

al., 2007). Por su parte, la glicina participa en la gluconeogénesis y la digestión de grasas (Fang et al. 2002),

y también estimula la ingesta de alimento de muchos peces (Shamushaki et al. 2007). La glicina tiene una

función regulando la expresión génica en los peces, ya que se ha observado en la trucha arcoíris

Oncorhynchus mykiss, que puede regular señales para activar funciones de la tiroides en conjunto con la

ingesta de energía y proteínas (Riley et al., 1996). La glicina desarrolla un papel crítico en las respuestas

osmorreguladoras de los peces al estrés ambiental (Li et al., 2009). Otros aminoácidos no esenciales de

gran importancia son la alanina y el aspartato, siendo los principales precursores glucogénicos e

importantes sustratos energéticos para los peces (Figura 8). Además, el aspartato es esencial para la

síntesis de nucleótidos de purina en todos los tipos de células. Por su parte, la alanina es la fuente preferida

de nitrógeno para el metabolismo de los aminoácidos entre los órganos de los peces (Mommsen et al.,

1980). Así mismo, la alanina puede estimular el comportamiento alimenticio de ciertas especies de peces.

Sin embargo, los mecanismos aún son desconocidos (Shamushaki et al. 2007).

Figura 8. Aporte de los aminoácidos en la gluconeogénesis y cetogénesis y su incorporación en el ciclo del ácido cítrico. (Tomado de D’mello, 2003).

12

1.7 Estrategias para la optimización de la proteína en dieta

El conocimiento sobre los requerimientos de los aminoácidos esenciales y el patrón de

aminoácidos esenciales en dieta óptimo es particularmente importante para la formulación de dietas

rentables y sostenibles, para maximizar el rendimiento de crecimiento y la condición de salud. La

optimización del perfil de los aminoácidos esenciales en la dieta, de acuerdo con los requerimientos de

una especie de interés, maximiza los aminoácidos esenciales y no esenciales en la dieta y aumenta la

síntesis proteica por los peces (Boisen et al., 2000; Kaushik and Seiliez, 2010). La estimación del

requerimiento de los aminoácidos esenciales de las especies bajo cultivo se ha realizado utilizando

métodos costosos y tardados. Por ejemplo, los bioensayos de dosis-respuesta, utilizando diferentes

criterios como el crecimiento o respuestas fisiológicas a niveles graduados del aminoácido objetivo en la

dieta como variables de respuesta (Rollin et al., 2003). Por lo complicado, costoso y tardado que implica

evaluar el requerimiento de los 10 de aminoácidos esenciales para una especie, se han utilizado nuevas

estrategias para estimar el requerimiento de los aminoácidos esenciales más fácilmente (Marammazi et

al., 2017). Una estrategia reciente en la nutrición acuícola, es el formular los aminoácidos esenciales de la

dieta asemejando la relación de los aminoácidos esenciales que se encuentre en el cuerpo entero de la

especie de interés. Sin embargo, las concentraciones de aminoácidos esenciales en todo el cuerpo

proporcionan solo las cantidades relativas de aminoácidos esenciales, no las cantidades de aminoácidos

que deben de usarse en la formulación de las dietas. Una vez evaluado el requerimiento de un solo

aminoácido (usualmente lisina) a través de un bioensayo dosis-respuesta, el requerimiento para los

aminoácidos esenciales restante podría predecirse en función de la proporción relativa de aminoácidos

esenciales en el cuerpo completo de la especie con respecto al requerimiento del aminoácido evaluado en

el bioensayo dosis-respuesta (Brown, 1995).

1.8 Utilización de ingredientes alternos sostenibles

En los últimos años se ha hecho un notable esfuerzo por sustituir la harina de pescado de los

alimentos formulados para la acuicultura. Sin embargo, sustituir a la harina de pescado no es una tarea

fácil, ya que un ingrediente candidato debe de poseer ciertas características de mercado que faciliten su

uso como sustituto de la harina de pescado; como ejemplo se puede mencionar; una amplia disponibilidad,

buen precio y fácil accesibilidad. Además, es necesario cumplir características nutricionales tales como

baja fibra, almidón, factores anti-nutricionales, alto contenido de proteína, buen perfil de aminoácidos,

13

alta digestibilidad y buena palatabilidad (Gatlin et al., 2007). Entre las distintas fuentes proteicas

asequibles para la elaboración de alimentos balanceados la harina de soya es ampliamente aceptada.

Además de tener un perfil de aminoácidos favorable comparado con otras fuentes de proteínas de origen

vegetal, la harina de soya tiene una alta disponibilidad en el mercado y es de bajo costo, y se ha reportado

que es bastante aceptable para la mayoría de las especies de peces cultivados (Watanabe, 2002). Por su

parte, las proteínas y grasas de subproductos animales se han utilizado en alimentos acuícolas por varias

décadas. Los estudios tempranos de la investigación habían sugerido que estos ingredientes eran de

calidad relativamente pobre y de mala digestibilidad (Bureau, 2006). Sin embargo, gracias a muchos

avances tecnológicos, el gran número de estudios publicados en los últimos años ha demostrado que los

subproductos animales disponibles hoy en día son de mucha mayor calidad que los producidos hace 20 o

30 años. Estos estudios han demostrado que la harina de sangre es una fuente excelente de lisina

altamente biodisponible que lleva ventaja sobre la lisina sintética añadida a dietas (Bureau,

2006). Suficientes cantidades de grasas de sub-productos (i.e., sebo, manteca de cerdo o grasa de ave)

también se puede utilizar en alimentos para la acuicultura siempre que el alimento se formule para

contener cantidades suficientes de ácidos grasos mono o poliinsaturados para promover la digestibilidad

de ácidos grasos saturados, y que contengan niveles adecuados de ácidos grasos esenciales para cumplir

con el requerimiento de la especie de interés (Bureau, 2006). Sin embargo, por lo general las fuentes

alternativas de bajo costo de proteína y lípidos (i.e., harina de soya, gluten de maíz, harina de canola,

harina de carne y hueso, harina de plumas y grasas animales) tienen sus limitaciones y no se pueden incluir

en la formulación de los alimentos en grandes cantidades (Bureau, 2006).

1.9 Digestibilidad

La primera consideración para una exitosa formulación de los alimentos acuícolas es tomar en

cuenta la calidad de los ingredientes, en particular su perfil de aminoácidos. La composición de energía,

de nutrientes, anti-nutrientes y contaminantes de los ingredientes también juegan un papel determinante

en la calidad. Sin embargo, la digestibilidad del ingrediente es sumamente importante y a menudo se pasa

desapercibido (Booth et al., 2013). La evaluación de la digestibilidad provee una buena indicación de la

disponibilidad de la energía y nutrientes (i.e., aminoácidos), y así proporcionar la información necesaria

para formular las dietas cubriendo los requerimientos nutricionales de las especies de interés (Bureau y

Cho, 1999). Muchos investigadores han realizado estudios de digestibilidad de los ingredientes, nutrientes

y dietas en diferentes especies con potencial para su cultivo. Varias metodologías para la determinación

14

de la digestibilidad de los peces se han centrado en el método de recolección de heces, ya sea por sifón,

disección, extracción o uso de la columna de recolección fecal (Hardy, 1997; Storebakken et al., 1998;

Weatherup, 1998; Allan et al., 1999; Bureau et al., 1999), en el tipo de marcador interno utilizado (Kabir

et al., 1998; Weatherup, 1998; Morales et al., 1999; Austreng et al., 2000; Vandenberg and De La Noue,

2001; Oliveira et al., 2007) y la fórmula utilizada para calcular el coeficiente de la digestibilidad aparente

(Forster et al., 1999; Bureau, 2006). Los estudios sobre la digestibilidad de los nutrientes de los alimentos

han revelado diferencias importantes entre las especies para un mismo ingrediente, principalmente

debido a las diferencias en la fisiología y capacidad digestiva, debiéndose de evaluar en cada especie de

interés, así como a los distintos métodos utilizados para evaluar la digestibilidad (Yuan et al., 2010).

1.10 Concepto de la proteína ideal

El concepto de la proteína ideal fue puesto en práctica por primera vez en la industria de cerdos

(ARC, Agriculture Research Council 1981; Emmert 1997; Chung y Baker 1992; Cole, 1980; Wang y Fuller

1989). EL concepto se refiere al escenario donde todos los aminoácidos esenciales son co-limitantes para

el óptimo despeño de una especie y el suministro de los aminoácidos coincide exactamente al

requerimiento (van Milgen y Dourmad, 2015). La formulación del alimento basado en este el concepto es

un modo efectivo para la utilización de menos proteína en la dieta para alcanzar el requerimiento de los

aminoácidos. El requerimiento de los aminoácidos esenciales en este concepto generalmente se expresa

de una forma relativa al requerimiento de lisina (i.e., lisina = 100%) (van Milgen y Dourmad, 2015). La

expresión relativa a lisina es muy práctica, debido a que lisina es por lo general el primer aminoácido

limitante en el alimento, además una de sus principales roles metabólicos es la deposición de nuevo tejido

(Miles y Chapman, 2007). Una manera práctica que se ha desarrollado para estimar la relación del

requerimiento de los aminoácidos esenciales en el alimento, es evaluando la composición y proporción de

los aminoácidos esenciales en el cuerpo completo del animal (Baker, 2009; Kim y Lall, 2001).

Recientemente se ha considerado que los aminoácidos no esenciales también deben de considerarse

dentro del concepto de la proteína ideal y tomarlos en cuenta para formular dietas balanceadas para

mejorar la acreción de la proteína, eficiencia alimenticia y buena salud de los peces. Esto debido a que se

piensa que no son sintetizados a la necesidades requeridas en su totalidad, y están involucrados en

procesos fisiológicos importantes como síntesis de proteína, reproducción, integridad intestinal, respuesta

inmune, degradación de proteínas, secreción de hormonas y el balance acido-base (Wu et al., 2013).

15

Capítulo 2. Justificación, hipótesis y objetivos

2.1. Justificación

Uno de los principales problemas para lograr una acuicultura sustentable es la elaboración de alimentos

formulados al requerimiento nutricional del organismo en cultivo y utilizar ingredientes de buena calidad,

disponibles y económicos. Un excelente perfil de aminoácidos y su alta digestibilidad, hacen a la harina de

pescado el ingrediente proteico por excelencia en los alimentos para peces marinos. Desafortunadamente,

la harina de pescado es un recurso poco renovable con un aumento constante en su demanda, así como

un aumentando de precio sin precedentes, siendo fundamental encontrar fuentes proteicas alternas. Sin

embargo, para desarrollar dietas más eficientes se debe estimar el requerimiento exacto de aminoácidos

(sin excesos, ni deficiencia) y a partir de estos formular alimentos más eficientes y sustentables. Para

mejorar la eficiencia proteica del alimento es necesario considerar los aminoácidos no esenciales, estando

involucrados en muchos procesos metabólicos importantes, y aunque pueden ser sintetizados por los

organismos, se desconoce el beneficio exacto al incluirlos adecuadamente en los alimentos para peces.

Así, el desarrollo de alimentos más eficientes y sustentables permitirá el mejoramiento del cultivo de

especies de interés comercial, el cual incluye a la totoaba, una especie con gran potencial para la

acuicultura en nuestro país.

2.2. Hipótesis

i. La formulación de dietas con base en la proteína utilizando una relación de aminoácidos esenciales

similar a la relación de aminoácidos esenciales encontrados en el cuerpo entero de la Totoaba

macdonaldi, permitirá incorporar un nivel de proteína menor al estimado actualmente (i.e., <52%),

sin afectar negativamente el crecimiento y la utilización del alimento en los juveniles.

ii. Incluir aminoácidos no esenciales (i.e., glutamina, alanina, glicina) en una relación óptima con

respecto a los aminoácidos esenciales en el alimento para juveniles de Totoaba macdonaldi

aumentará la eficiencia de utilización de la proteína del alimento.

16

2.3. Objetivos

2.3.1. Objetivos generales

i. Estimar el nivel óptimo de aminoácidos esenciales en dieta para juveniles de Totoaba macdonaldi

utilizando el concepto de la proteína ideal (CPI) clásico y la relación de aminoácidos esenciales

relativo a la lisina.

ii. Evaluar el efecto de la relación de aminoácidos esenciales y los aminos ácidos no esenciales sobre

crecimiento, utilización de alimento y metabolismo del nitrógeno.

2.4. Objetivos particulares

i. Estimar el requerimiento de lisina en dieta para juveniles Totoaba macdonaldi.

ii. Evaluar el desempeño y eficiencia alimenticia de alimentos formulados con un perfil de los

aminoácidos esenciales con base en el CPI clásico y el requerimiento de lisina pero disminuyendo

el nivel de proteína digestible en juveniles de T. macdonaldi.

iii. Evaluar el desempeño, eficiencia alimenticia en juveniles de T. macdonaldi con distintas relaciones

de aminoácidos esenciales y aminoácidos no esenciales en el alimento.

iv. Estimar la digestibilidad de la proteína y los aminoácidos esenciales en juveniles de T. macdonaldi

de la harina de pescado y algunas fuentes proteicas alternativas

17

Capítulo 3. Requerimiento de lisina en dieta para juveniles de Totoaba macdonaldi

3.1. Importancia de la evaluación del requerimiento de lisina

La lisina es un aminoácido esencial que no puede sintetizarse de novo por los organismos para

satisfacer su requerimiento para un adecuado crecimiento y supervivencia, y debe de ser provisto en la

dieta en las cantidades adecuadas (Li et al., 2009). Los peces alimentados con dietas deficientes en lisina

exhiben mayores tasas de degradación proteica, sin cambios significativos en las tasas de síntesis de

proteínas en el hígado, mientras que la deficiencia de lisina en el músculo puede causar aumentos

significativos tanto en la degradación de proteínas como un decremento en las tasas de síntesis de

proteínas (Halver y Hardy, 2002). Hay evidencia convincente que demuestra que una deficiencia en dieta

de lisina pudiera limitar la síntesis de proteínas (incluyendo las citoquinas) y la proliferación de linfocitos

y pudiera alterar la respuesta inmune, lo que resulta en un aumento de la morbilidad y mortalidad en

respuesta a una infección (Kidd et al., 1997; Konashi et al., 2000). También hay hallazgos de que una

ingesta inadecuada de lisina en dieta reduce la producción de anticuerpos y la inmunidad mediada por

células en pollos (Chen et al., 2003). Además, al compartir los mismos sistemas de transporte con la

arginina, la disponibilidad de lisina en dieta o en el lumen del intestino (extracelular) puede modular la

entrada de arginina dentro del enterocito creando un efecto de antagonismo (Li et al., 2007).

Adicionalmente, es frecuentemente usado como aminoácido referencia debido a su role en la síntesis de

tejido proteico y su interacción con otros aminoácidos (Ball et al., 2007), además de ser un aminoácido

cetogénico (Figura 9) , y que no participa en la transaminación en su catabolismo (D’mello, 2003). Así

mismo, lisina es usada como amino ácido referencia para estimar el requerimiento del resto de los

aminoácidos ácidos esenciales en especies de importancia para la acuacultura, basados en el concepto de

la proteína ideal (NRC, 2011).

18

Figura 9. Origen de acetil Coa a partir del catabolismo de la lisina. (Tomado de D’mello, 2003).

Con el constante incremento del uso de ingredientes proteicos alternativos a la harina de pescado en

alimentos para la acuicultura, es necesario estimar el requerimiento de la lisina lo más exacto posible, ya

que lisina generalmente es el aminoácido limitante en los ingredientes proteicos alternativos (NRC, 2011).

Además, la lisina está involucrada en importantes funciones metabólicas en los organismos como lo es la

absorción del calcio, producción de anticuerpos y enzimas, y la reparación del tejido (Robinson y Li, 2007).

Así, distintos estudios que han evaluado el requerimiento de lisina en dieta utilizando la metodología de

la dosis-respuesta, reportan que el nivel de lisina en el alimento tiene un efecto importante en la

deposición de proteína en el cuerpo del organismo, supervivencia y eficiencia alimenticia en peces

(Michelato et al., 2016; Zehra y Khan, 2013; Grisdale-Helland et al., 2011; Peres y Oliva-Teles, 2008; Forster

y Ogata, 1998; Ruchimat et al., 1997; Craig y Gatlin, 1992).

3.2. Antecedentes

Son numerosos los estudios realizados evaluando el requerimiento de lisina en dietas para distintas

especies acuáticas de interés comercial entre los que se encuentran: Corvina roja (Scienops ocellatus)

donde estimaron un nivel de 2.0% de lisina en dieta en base seca (Brown et al., 1988), con el pez Kob

19

oscuro (Argyrosomus japonicas) donde los autores estimaron un valor de 3.17% de lisina en dieta (Adesola

et al., 2017) y la corvina amarilla (Pseudosciaena crocea) donde estimaron un requerimiento de 2.48% de

lisina en dieta (Zhang et al., 2006). Cabe resaltar que estos son peces pertenecientes a la familia Sciaenidae

misma a la que pertenece la totoaba. De igual forma, se ha evaluado el requerimiento de otras familias de

interés para la industria donde los valores del requerimiento de lisina en dieta varían y en los cuales se

encuentra; el Salmón del Atlántico (Salmo salar) 2.4%, carpa (Cyprinus carpio) 2.2%, bagre de canal

(Ictalurus punctatus) 1.6%, lobona rayada (Morone saxatilis) 1.6%, trucha arcoíris (Oncorhynchus mykiss)

2.4%, jurel cola amarilla (Seriola lalandi) 1.9%, y el lenguado japonés (Paralichtys olivaceus) 2.6% por

mencionar algunos (NRC, 2011). La información de los requerimientos de nutrientes en totoaba se limita

a la proteína (Minjarez-Osorio et al., 2012; Rueda-López et al., 2011) y lípidos (Perez-Velazquez et al., 2016;

Rueda-López et al., 2011) en dieta.

Objetivo del estudio

Estimar el requerimiento de lisina en dieta para juveniles Totoaba macdonaldi.

3.3. Metodología

3.3.1. Formulación de las dietas

Se formularon 5 dietas isoproteicas e isolipídicas para contener 42% de proteína cruda y 12% de lípidos

crudos y se incrementó el porcentaje de lisina en dieta utilizando lisina cristalina, lo que resultó en

contenidos de: 1.60%, 1.77%, 2.20%, 2.58% y 2.78% del peso seco de la dieta (i.e., dietas nombradas L1.6,

L1.7, L2.2, L2.5 y L2.8 respectivamente, Tabla 2).

Se utilizaron aminoácidos ácidos cristalinos libres (EVONIK, UK) para lograr el nivel deseado de

lisina en las dietas y además de adicionar metionina, treonina y valina en una proporción 1:1:1 para

proveer el nivel mínimo requerido en dieta con base al requerimiento de la corvina roja (Scienops

ocellatus) para no comprometer el crecimiento debido a un bajo nivel de estos aminoácidos ácidos con

base a su formulación.

20

Tabla 2. Formulación (g/100 g) y composición proximal (%) de las dietas experimentales. L1.6 = lisina 1.60%, L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 = lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 = lisina 2.78%.

Dietas

Ingredientes L1.6 L1.7 L2.2 L2.5 L2.8

Harina de Pescado (sardina) 10 10 10 10 10

Subproducto ave 12 12 12 12 12

Gluten trigo 25 25 25 25 25

Harina trigo 15 15 15 15 15

Almidón gelatinizado 15.97 15.67 15.37 15.07 14.77

Aceite pescado 9 9 9 9 9

Vitaminas y minerales mix 5 5 5 5 5

Vitamina C 1 1 1 1 1

Lisina 0 0.3 0.6 0.9 1.2

Mezcla de aminoácidos 5.7 5.7 5.7 5.7 5.7

Taurina 1 1 1 1 1

Benzoato de sodio 0.23 0.23 0.23 0.23 0.23

Cloruro colina 0.09 0.09 0.09 0.09 0.09

Butilhidroxitolueno 0.01 0.01 0.01 0.01 0.01

Composición proximal

Proteína cruda (%) 42.8 42.8 42.2 43.4 42.9

Lípido crudo (%) 11.3 12.3 12.5 12.0 11.5

Ceniza (%) 7.6 7.9 8.1 8.2 8.3

Extracto libre nitrógeno + fibra (%) 38.1 36.8 37.1 36.3 37.2

Tabla 3. Composición total de aminoácidos de las dietas experimentales (g/100 g)*. L1.6 = lisina 1.60%, L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 = lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 = lisina 2.78%.

Dietas

L1.6 L1.7 L2.2 L2.5 L2.8

Proteína cruda (%) 42.8 42.8 42.2 43.4 42.9 Aminoácidos esenciales

Lisina 16.0 17.7 22.0 25.1 27.8 Metionina 14.4 15.6 15.4 14.0 13.2 Arginina 14.8 14.2 14.0 14.4 14.8 Leucina 23.7 22.6 22.2 26.2 22.8 Isoleucina 13.1 12.7 12.5 12.8 12.8 Histidina 4.70 4.60 5.80 6.00 5.20 Treonina 17.7 16.5 14.8 17.3 16.5 Fenilalanina 14.4 14.0 13.8 16.2 14.2 Valina 29.4 28.8 26.1 26.7 26.0 Triptófano ND2 ND ND ND ND

Aminoácidos no esenciales Aspartato + Asparagina 18.0 17.0 16.7 17.0 17.0 Glutamato + Glutamina 108.5 104.9 103.3 106.6 107.4 Serina 7.7 6.1 5.6 8.9 7.8 Glicina 18.4 17.4 18.3 18.1 18.5 Alanina 14.4 13.6 13.7 13.7 14.0 Tirosina 6.7 6.4 5.9 5.7 7.0 Cisteína 2.2 2.9 1.6 2.3 2.3 Prolina 25.5 25.7 24.3 23.5 24.5

* Determinado por medio de HPLC.

21

3.3.2. Elaboración de las dietas

Las dietas fueron elaboradas en el laboratorio de alimentos del Instituto de Investigaciones

Oceanológicas (IIO) en la Universidad Autónoma de Baja California (UABC). Los ingredientes fueron

molidos (i.e., 0.5 mm) y mezclados utilizando una moledora comercial con capacidad de 20 kg (Robot-

Coupe, USA, model R10) de acuerdo al siguiente protocolo: los macro ingredientes fueron mezclados

durante 5 minutos, seguido de la mezcla de los micro ingredientes por 5 minutos adicionales para después

agregar el aceite de pescado y se mezclar por 5 minutos. El almidón previamente gelatinizado y se agregó

y mezcló durante 3 minutos y por último se agregó agua y se mezcló durante 2 minutos hasta alcanzar la

consistencia deseada. La masa obtenida se pasó por un moledor de carne (model M32-5, Tor. Rey, México)

con un dado con orificios de 1/16 de diámetro para moldear los pellets. Los pellets fueron secados usando

un horno de aire forzado de 10 pies cúbicos (VWR 1600 HAFO series, USA) durante 24 horas, una vez que

las dietas estuvieran secas se colocaron en bolsas de plástico selladas y se almacenaron a 4 °C hasta su

utilización.

3.3.3. Condiciones experimentales

Se obtuvieron larvas de totoaba que fueron donadas por el Centro Reproductor de Especies

Marinas del Estado de Sonora (CREMES), se transportaron por aire desde Hermosillo, Sonora a Tijuana,

Baja California. A su llegada se transportaron vía terrestre al Laboratorio de Cultivos de Peces Marinos

(LCPM) en el departamento de Acuicultura en CICESE. Las larvas fueron cultivadas en el LCPM hasta que

alcanzaron el estadio juvenil. Se distribuyeron 150 juveniles de totoaba (peso inicial 38.9 ± 9.2)

aleatoriamente en 15 tanques (n = 10 peces por tanque). Cada tratamiento fue evaluado por triplicado.

Los peces fueron alimentados a mano con las dietas experimentales a saciedad aparente 3 veces al día

cada 4 horas aproximadamente durante 84 días. La unidad experimental consistió en 15 tanques de 250

litros de fibra de vidrio con fondo azul adaptados a un sistema de recirculación de agua de mar compuesto

por un biofiltro de micro cuentas plásticas con capacidad de 3 pies cúbicos (PolyGeyser Model DF #, USA)

una lámpara de luz ultra violeta (Model QL – 25, Pentairaquatics, USA) y bomba de agua (Wave II 2 speed

pump ¾ hp, USA). La temperatura del agua del sistema se mantuvo a 25 °C con una bomba de calor

(Aqualogic model 2TWB0018A1000AB, USA). Los niveles de amonio, nitritos y nitratos del agua del sistema

se midieron cada semana con un kit para acuario (APA®; USA). La temperatura del agua y el oxígeno

disuelto se midieron diariamente utilizando un multi parámetro YSI (model Pro 2030, USA).

22

3.3.4. Colección de muestras

Al inicio del experimento se colectaron 3 peces como muestra inicial. Al final del experimento se

colectaron 3 peces por tanque y se sacrificaron por sobredosis (200 mg/l) de tricaina (MS-222) de acuerdo

con el comité de bioética de la institución. Después, los peces se congelaron a -20 °C para su posterior

análisis de composición proximal del inicio del bioensayo y del final del bioensayo. El crecimiento de los

peces se evaluó utilizando un ictiómetro (Aquatic Eco – Sistems, Inc. FL, USA) para su longitud (cm) y

pesándolos con una balanza (Model AND SK – 2000WP) para estimar el peso inicial (PI) y final (PF). EL

consumo de alimento se estimó diariamente tomando el peso inicial del recipiente de alimento del tanque

antes de alimentar y posteriormente se restó el alimento después de haber alimentado, la diferencia de

pesos (g) se tomó como alimento no consumido. En el caso de que hubiera remanentes de alimento no

consumido en el fondo del tanque, este se recuperó por medio de un sifón, se secó en una mufla a 60 °C

durante 24 horas, se obtuvo su peso (g) y se restó de la cuantificación del alimento consumido para ajustar

el valor del alimento consumido (g). A su vez, para la evaluación del coeficiente de digestibilidad se

colectaron heces del fondo del tanque con un sifón de vidrio de 40 cm de largo y 2 mm de ancho,

inmediatamente después de que los peces liberaron heces (aproximadamente 45 minutos después de

ofrecer el alimento) para evitar posible lixiviación (Figura 10). Las muestras colectadas se secaron a 60 °C

utilizando una mufla por 24 horas, después se almacenaron a -4 °C en tubos (capacidad de 50 ml) de fondo

cónico de polipropileno para su análisis posterior.

Figura 10. Colección de material fecal para la evaluación del coeficiente de digestibilidad aparente. (A) tamiz de 0.2 micras para la colección de las heces por medio de un sifón. (B) lavado del material fecal con agua destilada. (C) deposición del material fecal en navecilla de aluminio para su secado.

23

3.3.5. Cálculos para medir el desempeño de los juveniles

Los índices de desempeño de los organismos y las dietas se estimaron utilizando las siguientes fórmulas:

Ganancia en peso (G) = peso final (g) – peso inicial (g) (1)

Ganancia en peso% (GP%) = [(peso final (g) – peso inicial (g)) / peso inicial (g)] x 100 (2)

Coeficiente de crecimiento térmico (CCT) = 1000 x [(peso final)1/3 – (peso inicial)1/3] x (°C días). (3)

Supervivencia (S) = número de peces restante en cada grupo en día 82 /

número de peces inicial) x 100 (4)

Consumo de alimento (CA) = peso (g) total de alimento consumido / número de peces tota (5)

Tasa de conversión alimenticia (TCA) = alimento consumido / peso ganado (g) (6)

Tasa de eficiencia proteica (TEP) = [peso final (g) – peso inicial (g)] /

peso de la proteína consumida (g) (7)

Valor productivo de la proteína (VPP) = proteína retenida (g) / peso proteína consumida (g) (8)

3.3.6. Composición proximal

La evaluación de la composición proximal de las dietas y de los peces (al inicio y al final del

experimento) se realizó utilizando métodos bien establecidos. La proteína cruda se determinó por el

método de micro-Kjeldahl, donde el total de nitrógeno determinado se multiplico por un factor de 6.5 (de

acuerdo a lo establecido para ingredientes de animales por AOAC, 2005). Los lípidos crudos se

cuantificaron por extracto etéreo utilizando éter de petróleo por medio de un extractor Soxhlet (AOAC,

1990). La estimación de las cenizas fue mediante incineración de la muestra por medio de una mufla

manteniendo una temperatura de 550 °C durante 8 horas. La estimación del extracto libre de nitrógeno +

fibra fue calculada substrayendo del 100% el acumulado en porcentaje de la proteína, los lípidos y la ceniza

(AOAC, 1990).

3.3.7. Análisis de aminoácidos ácidos

El perfil de aminoácidos de las dietas y de la heces se cuantificaron por cromatografía liquida de alto

rendimiento (HPLC, Agilent technology, 1260 series, Tokyo, Japan) de acuerdo al protocolo descrito por

Schuster et al. (1988). Se utilizaron 20 miligramos de cada muestra fueron hidrolizados con una solución

de ácido clorhídrico 6N (volumen/volumen) con fenol al 1% (peso/volumen) durante 24 horas a 110 °C de

24

acuerdo a la metodología de Rayner (1985). Después de la hidrolisis se filtraron las muestras atreves de

un filtro de membrana de nylon de 0.2 micrones para remover los sólidos. El contenido del filtro se aforó

a 25 ml con agua (grado HPLC) y una alícuota fue utilizada para la identificación del contenido de

aminoácidos. Los aminoácidos en la muestra fueron derivatizados con dos reactivos, ortoftaldehido (OPA)

y 9-Cloruro de fluorenilmetiloxicarbonil (FMOC), para los aminoácidos ácidos primarios y secundarios

respectivamente. La separación de los aminoácidos ácidos se realizó mediante una columna (Zorbax

Eclipse AAA, 4.6 x 150 mm and 3.5 µm) de fase invertida con un gradiente de fosfato de sodio di básico

como fase móvil A y acetonitrilo como fase móvil B. La identificación de los aminoácidos totales fue

realizada por un detector de matriz de diodos (DAD por sus siglas en inglés) a una longitud de onda de 338

nm para los aminoácidos primarios y 262 nm para los secundarios. La identificación y concentración de los

aminoácidos fue estimada calculando el área de cada aminoácido relacionada a las curvas de calibración

del estándar de aminoácidos.

3.3.8. Determinación del coeficiente de digestibilidad aparente

El coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de la lisina se determinó utilizando el método de

cenizas insolubles en ácido clorhídrico descrito por (Montaño-Vargas et al., 2002). Para determinar el CDA

de la lisina se utilizaron las siguientes formulas:

EL CDA (%) de lisina = 1 – [(% ceniza insoluble en dieta /% ceniza insoluble en heces) x (% lisina en heces /% lisina en dieta)] (9)

La ceniza insoluble (CI) fue calculada de la siguiente manera:

CI (%) = ceniza insoluble (g) x 100 / muestra (g) (10)

3.3.9. Análisis estadístico

Los valores de la variables de crecimiento y utilización del alimento fueron analizados mediante un

diseño completamente aleatorizados y se presentan como promedios (n = 3) ± desviación estándar (DE).

Todos los datos fueron evaluados para normalidad mediante una prueba Komologorov-Smirnov y para

homocedasticidad mediante una prueba de Levene. Subsecuentemente, se aplicó una prueba de análisis

de varianza (ANOVA) de una vía para determinar si existía diferencias significativas entre los tratamientos,

25

y una prueba Tukey cuando se encontrara diferencias (P < 0.05). Las pruebas de Kologorov – Smirnov,

Levene, ANOVA y Tukey, se realizaron mediante el programa STATISTICA® versión 7. Para estimar el

requerimiento óptimo de lisina en la dieta, el coeficiente de crecimiento térmico fue modelado junto con

la concentración de lisina en la dieta utilizando un modelo de análisis cuadrático “quadratic broken line”

(y = L + U x (R – x) + V x (x – R) (Robbins et al., 2006). Realizado mediante el programa SAS® Studio versión.

3.4. Resultados

3.4.1. Desempeño de crecimiento de los juveniles de totoaba

No se observó mortalidad, ni signos de enfermedades durante la etapa experimental. Al final del

experimento los juveniles alimentados con la dieta L1.6 (lisina 1.6%) resultaron con un PF

significativamente menor que los demás tratamientos (Figura 11). Así mismo, registraron el menor valor

de GP, GP% y CCT con diferencias significativas (P < 0.05). No se encontraron diferencias significativas en

PF, GP, GP% y CCT en los organismos alimentados con concentraciones de lisina en dieta mayores a 1.7%

de la materia seca (Tabla 5).

Figura 11. Peso final (g) de los juveniles de totoaba alimentados con distintos niveles de lisina en la dieta. Líneas verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. L1.6 = lisina 1.60%, L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 = lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 = lisina 2.78%.

b

aa

aa

0

20

40

60

80

100

120

140

L1.6 L1.7 L2.2 L2.5 L2.8

Pes

o e

n g

ram

os

Dietas

26

Tabla 4. Desempeño de juveniles de totoaba alimentados con distintos niveles de lisina en dieta (± D. E.). Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. L1.6 = lisina 1.60%, L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 = lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 = lisina 2.78%.

Dietas

L1.6 L1.7 L2.2 L2.5 L2.8 Peso inicial 39.5 ± 0.4 38.6 ± 0.3 37.7 ± 0.7 40.5 ± 0.6 38.9 ± 0.4

Peso final 96.3 ± 2.8 b 114.4± 4.1a 120.7 ± 5.8a 118.8 ± 3.1a 123.4 ± 3.1a

Ganancia peso (g) 56.8± 3.1b 75.8 ± 3.7a 82.9 ± 5.8a 78.3 ± 3.8a 84.5 ± 3.6a

Ganancia peso relativo (%) 143.8 ± 9.03b 196.5 ± 7.98a 219.7 ± 16.17a 193.1 ± 12.60a 217.1 ± 9.47a

Supervivencia (%) 100 100 100 100 100

Coeficiente crecimiento

térmico 0.582 ± 2.64b 0.728 ± 2.36a 0.813 ± 1.11a 1.731 3.09a 0.805 ± 2.37a

3.4.2. Utilización del alimento

Se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos en los valores de CA, TCA, TEP,

VPP (Tabla 6). Los juveniles de totoaba alimentados con dieta L2.7 registraron los valores menores de TCA

(1.11 ± 0.09), así como los más altos valores de TEP y VPP; 2.09 ± 0.17 y 1.28 ± 0.08, respectivamente.

Tabla 5. Eficiencia alimenticia de juveniles de totoaba alimentados con distintos niveles de lisina en dieta (± D. E.). Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a<b, ANOVA de una vía, α=0.05. L1.6 = lisina 1.60%, L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 = lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 = lisina 2.78%.

Dietas

L1.6 L1.7 L2.2 L2.5 L2.8 Consumo alimento (g/día) 0.91 ± 0.03 1.07 ± 0.04 1.16 ± 0.05 1.17 ± 0.03 1.16 ± 0.05

Tasa conversión alimenticia 1.34 ± 0.03 a 1.18 ± 0.02 ab 1.16 ± 0.07 b 1.26 ± 0.10 ab 1.11 ± 0.09 b

Tasa eficiencia proteica 1.74 ± 0.04 b 1.97 ± 0.03 ab 2.06 ± 0.14 a 1.83 ± 0.13 ab 2.09 ± 0.17 a

Valor productivo proteína 1.09 ± 0.03b 1.21 ± 0.02 ab 1.24 ± 0.05 ab 1.16 ± 0.07 ab 1.28 ± 0.08a

3.4.3. Composición proximal de los juveniles de totoaba

No se encontraron diferencias significativas en la composición proximal (%) del cuerpo entero de

los juveniles de totoaba al analizar la proteína cruda, lípidos crudos, humedad, ceniza y extracto libre de

nitrógeno. Alimentados con dietas con distintos contenidos de lisina (Tabla 7).

27

Tabla 6. Composición proximal (%) de los juveniles de totoaba al inicio y final del experimento alimentados con distinto contenido de lisina en dieta (± D. E.). L1.6 = lisina 1.60%, L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 = lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 = lisina 2.78%.

Dietas

Inicial L1.6 L1.7 L2.2 L2.5 L2.8

Proteína cruda 15.1 ± 0.6 14.8 ± 0.2 14.2 ± 0.0 14.3 ± 0.68 14.7 ± 0.3 14.3 ± 0.2

Lípidos crudos 2.8 ± 0.1 2.4 ± 0.4 2.4 ±0.1 2.4 ± 0.3 2.7 ± 0.3 2.3 ± 0.5

Humedad 75.2 ± 0.9 76.0 ± 2.3 77.0 ± 2.0 76.6 ± 2.1 76.1 ± 1.3 76.6 ± 1.1

Ceniza 4.3 ± 0.5 4.5 ± 0.3 4.2 ± 0.2 4.0 ± 0.6 4.1 ± 0.5 4.4 ± 0.2

Extracto libre de nitrógeno + fibra 2.6 2.3 2.2 2.7 2.4 2.4

3.4.4. Digestibilidad de la lisina

No se encontraron diferencias significativas (P < 0.05) entre los tratamientos en los valores de

coeficiente de digestibilidad aparente de la materia seca, proteína y aminoácidos. Aunque los valores del

coeficiente de digestibilidad aparente de la materia seca fueron menores a 60% en todos los tratamientos,

los valores del coeficiente de digestibilidad aparente de la proteína y de la lisina fueron mayores a 85% en

todos los tratamientos. Por cuestiones metodológicas no se detectaron los valores del coeficiente de

digestibilidad aparente del triptófano, debido a que solo se evaluaron los aminoácidos que requerían

digestión ácida para su cuantificación.

Tabla 7. Valores de la lisina en la dieta, lisina digestible y coeficientes de digestibilidad aparente (%) de la materia seca, proteína y aminoácidos (± D. E.). L1.6 = lisina 1.60%, L1.7 = lisina 1.77%, L2.2 = lisina 2.20%, L2.5 = lisina 2.58% y L2.8 = lisina 2.78%.

Dietas ANOVA

L1.6 L1.7 L2.2 L2.5 L2.8 Valor P

Lisina materia seca (%) 1.60 1.77 2.20 2.51 2.80

Lisina digestible (%) 13.7 15.7 19.1 22.9 24.9

Materia seca (%) 57.9 ± 4.0 51.12 ± 6.7 59.3 ± 8.1 54.7 ± 4.8 58.8 ± 2.7 > 0.05

Proteína (%) 85.9 ± 2.5 86.7 ± 2.4 85.3 ± 7.3 87.8 ± 1.5 86.5 ± 4.7 > 0.05

Aminoácidos esenciales

Lisina 85.7 ± 1.3 88.9 ± 1.5 87.0 ± 3.9 91.5 ± 0.9 89. 5 ± 0.6 > 0.05

Metionina 94.1 ± 0.5 96.8 ± 0.4 94.9 ±1.5 93.5 ± 0.6 92.0 ± 0.4 > 0.05

Arginina 91.4 ± 0.8 89.6 ± 1.4 91.2 ± 2.6 90.5 ± 1.0 91.6 ± 0.5 > 0.05

Leucina 98.2 ± 0.1 100 ± 0.0 98.1 ± 0.5 98.0 ± 0.2 100 ± 0.0 > 0.05

Isoleucina 96.7 ± 0.3 100 ± 0.0 94.5 ± 1.6 96.4 ± 0.3 93.5 ± 0.4 > 0.05

Histidina 100 ± 0.0 100 ± 0.0 100 ± 0.0 100 ± 0.0 100 ± 0.0 > 0.05

Treonina 100 ± 0.0 100 ± 0.0 100 ± 0.0 100 ± 0.0 100 ± 0.0 > 0.05

Fenilalanina 94.1 ± 0.5 100 ± 0.0 94.1 ± 1.7 93.6 ± 0.6 94.1 ± 0.3 > 0.05

Valina 95.8 ± 0.4 94.9 ± 0.7 95.2 ± 1.4 96.4 ± 0.3 96.7 ± 0.2 > 0.05

Triptófano ND ND ND ND ND

28

3.5. Discusión

En el presente estudio, el peso final y GP% de los peces aumentó significativamente con el incremento

del nivel de lisina en la dieta de 1.60% a 1.77% de la materia seca, sin embargo, a mayores valores no se

encontraron aumentos significativos con niveles más altos de lisina en dieta. Se han reportado resultados

similares en varias especies de peces, incluidas especies de la misma familia que la totoaba, Sciaenidae.

Por ejemplo, Brown et al., (1988), evaluaron el efecto de niveles de lisina en dieta del 1.2% a 2.4% de la

materia seca (MS) en la corvina roja, Scieaenops ocellatus (peso inicial 2.7 g) utilizando dietas

experimentales con 35% de proteína. Los autores concluyeron que un nivel de 2.0% de la MS o 5.6% de la

proteína en dieta satisfacía el requerimiento para este aminoácido cuando esta especie es cultivada en

aguas salobres. En un estudio similar, pero re-evaluando más los requerimientos de lisina para esta

especie, Craig and Gatlin, (1992) alimentaron juveniles de corvina roja (peso inicial 6 g) con dietas

formuladas a un 35% de proteína pero utilizando el musculo de la corvina roja como principal fuente de

proteína. Los autores evaluaron niveles de lisina en dieta del 1.0% y 2.5% de la MS y recomendaron un

nivel de lisina en dieta del 1.55% o 4.4% de la proteína para maximizar el crecimiento (GP%).

Adicionalmente, otros estudios con especies carnívoras han reportado requerimientos similares de lisina.

Por ejemplo, un estudio con lubina rayada Morone saxatilis (peso inicial de 1.5 g) recomendó un valor de

requerimiento de lisina en dieta del 2.07% MS con dietas con un 42% proteína para maximizar el

crecimiento (GP) y supervivencia (Small y Soares, 2000). Murillo-Gurrea et al. (2001) encontraron que un

nivel de lisina del 2.06% de la MS dio los mejores resultados en crecimiento para la lubina asiática Lates

calcarifer.

Sin embargo, algunos estudios han reportado requerimientos de lisina más altos o más bajos en

comparación con el presente estudio. Por ejemplo, Grisdale-Helland et al. (2011) encontraron que el nivel

de lisina en la dieta del 2.38% de la MS con dietas que contenían un 50% de proteína, resultaba en la

retención máxima de nitrógeno en el bacalao del Atlántico Gadus morhua (peso inicial 62.8 g). Otro estudio

con el Botia chino Myxocyprinus asiaticus (peso inicial de 1.8 g) encontró un mayor valor de GP cuando los

peces fueron alimentados con un nivel de lisina en dieta del 2.39% de la MS con dietas que contenían 44%

de proteína (Lin et al., 2013). Por su parte, Adesola et al. (2017) obtuvo el mayor crecimiento juveniles del

Dusky kob Argyrosomus japonicus (peso inicial 4.5 g) cuando se alimentaron con dietas que contenían 43%

de proteína y con un contenido de lisina en la dieta del 3.3% de la MS. Del mismo modo, Zhang et al. (2006)

observaron mayores tasas de crecimiento (reportadas como SGR) cuando juveniles de la corvina amarilla

Pseudosciaena crocea (peso inicial de 5.5 g) fueron alimentados con un nivel de lisina en dieta de 2.48%

29

de la MS en dietas con 43% de proteína. Otro estudio reportó un nivel óptimo de lisina en dieta del 3.3%

de la MS con dietas que contenían un 47% de proteína para el lenguado japonés Paralichthys olivaceus

(peso inicial 3 g) y 3.6% de la MS para el besugo rojo Pagrus major (peso inicial 1.7 g) utilizando SGR como

variable respuesta (Forster y Ogata, 1998).

En contraste, algunos estudios han reportado valores más bajo de requerimientos de lisina en

dieta para obtener la mayor GP. Por ejemplo, Ruchimat et al., (1997) encontraron que los niveles de lisina

para mayor GP y utilización del alimento (i.e., como eficiencia de la alimentación) se registraron cuando

los peces eran alimentados con niveles de lisina en dieta del 1.78% de la MS y con dietas que contenían

43% de proteína en juveniles de jurel japonés Seriola quinqueradiata (peso inicial 68.2 g). De manera

similar, Griffin et al. (1992) reportan un requerimiento de lisina en dieta del 1.4% de la MS con dietas que

contenían un 35% de proteína para juveniles de la lobina rayada híbrida Morone saxatilis x Morone

chrysops (inicial peso 5.7 g). Por su parte, Espe et al. (2007) estimaron un requerimiento de lisina en dieta

de 1.26% de la MS utilizando dietas de 44% de proteína para el salmón del atlántico Salmo salar (peso

inicial 642 g). El requerimiento de lisina en la dieta más bajo estimado para estas especies en comparación

con nuestro estudio, podría atribuirse al metabolismo alto que posee la totoaba y las altas tasas de

crecimiento que alcanza. Por ejemplo, Juarez et al. (2016) reporta una tasa de crecimiento de 7.5 g al día

bajo condiciones comerciales de cultivo. Por lo tanto, se espera que el requerimiento de lisina sea mayor.

Las diferencias de los valores estimados en el requerimiento de lisina en la dieta de éste trabajo

respecto a los diversos estudios mencionados en líneas atrás, puede deberse a diferentes factores

nutricionales, ambientales y/o experimentales; como por ejemplo las fuentes de proteínas utilizadas en

las dietas, las condiciones de cultivo y los enfoques metodológicos utilizados (Salze et al., 2017).

Adicionalmente, se pueden mencionar; la etapa de vida de los peces, la cantidad de alimentos consumido,

la digestibilidad de los nutrientes y la salud de los peces entre otro (Hauler and Carter, 2001; De Silva et

al., 2000; Kim et al., 1992). Aunque no fue el objetivo del presente estudio, se ha demostrado que el

modelo matemático aplicado para estimar el valor requerido de un nutriente en dieta pudiera

sobreestimar o subestimar los requerimientos de los nutrientes evaluados (Rodehutscord et al., 2000). De

acuerdo con una revisión reciente de Salze et al. (2017), hay una gran cantidad de modelos utilizados para

estimar los requerimientos nutricionales de los peces (i.e. modelo de broken-line, modelo cuadrático o

modelo cinético de saturación) y ninguno debe suponerse superior o inferior ya que todos tienen sus

ventajas y desventajas y sus limitaciones. Aunque no existe un modelo que sea el más apropiado de los

diferentes modelos matemáticos utilizados para estimar los requerimientos de nutrientes para una

30

especie en particular (Shearer, 2000; Pesti et al., 2009), el análisis de regresión cuadrática ha sido sugerido

como el de menor error para estimar los requerimientos nutricionales en peces (Wilson, 2002). Por lo que

en el presente trabajo se utilizó un modelo cuadrático “broken line” para estimar el requerimiento de

lisina en dieta para juveniles de totoaba.

La similitud de los valores encontrados en el presente estudio comparados con los de Craig y Gatlin

(1992) pudieran ser atribuidos al hecho de que las dietas experimentales de ambos estudios se formularon

para contener el perfil de aminoácidos del cuerpo completo reportados para la especie de interés.

Conforme al concepto de proteína ideal (CPI) (van Milgen y Dourmad, 2015), formular al punto donde

todos los aminoácidos, esenciales y no esenciales hará más eficiente el uso de la proteína en las dietas y

por lo tanto se esperaría un menor requerimiento proteico estimado al considerar esta premisa.

Para alcanzar el nivel deseado en las dietas experimentales, se utilizaron aminoácidos libres

(además de la lisina del ingrediente) para elaborar las dietas experimentales. Ya que los peces crecieron

más conforme aumento el nivel de lisina cristalina en la dieta, se asume que los juveniles de totoaba

pueden utilizar adecuadamente los aminoácidos libres en dieta. Si bien algunos estudios han reportado

una disminución de la ingesta del alimento cuando los peces son alimentados con dietas donde se

incrementa el nivel de lisina cristalina (Berge et al., 2002, Yamamoto et al., 2001). En el presente estudio

la ingesta del alimento no se vio afectada por los niveles de lisina cristalina en la dieta y esto concuerda

con Dabrowski et al. (2007) quien reporta no haber encontrado diferencias significativas en la ingesta del

alimento cuando las dietas fueron provistas con aminoácidos libres.

Aunque se encontraron diferencias significativas en las variables de respuesta caracterizando la

utilización del alimento (i.e., TCA, TEP y VPP) entre el tratamiento con el nivel más bajo de lisina en la dieta

(1.6%) y los demás tratamientos, no se encontraron diferencias significativas en la utilización del alimento

entre los peces alimentados con dietas con mayor cantidad de lisina a partir de 1.7% (i.e., dietas L1.7 a la

L2.8). Esto sugiere que una vez que se alcanzó el requerimiento de lisina, no se observaron diferencias

importantes en la utilización del alimento cuando se incrementó el nivel de lisina en la dieta, que se puede

atribuir a una cantidad suficiente de aminoácidos en la dieta con una síntesis neta de proteínas eficiente

en los juveniles de totoaba, como menciona Wilson (2002). Zhang et al., (2006) en un estudio con la corvina

amarilla Pseudosciaena crocea encontraron el valor más alto de TEP (3.74) con un contenido de lisina en

dieta similar (3.02% de la MS) a lo encontrado en el presente estudio. Mientras que Mai et al. (2006)

encontraron el valor más alto de TEP (3.74) en juveniles de lubina japonesa Lateolabrax japonicus

alimentados con niveles de lisina en la dieta del 2.46% de la MS. Algunos autores han reportado un

31

antagonismo de la lisina con la arginina, lo que resultó en una reducción del peso final y un aumento en la

excreción de amonio, indicando una disminución en la eficiencia de la utilización de la proteína afectando

la TEP (Kaushik y Fauconneau, 1984).

En el presente estudio se utilizó un modelo cuadrático para intentar ajustar los valores de TEP y

VPP al nivel de lisina en la dieta y construir un modelo de requerimiento de lisina usando estas variables.

El modelo mostró un requerimiento estimado de lisina en dieta de 1.81% (R2 = 0.436) y 1.83 (R2 = 0.281);

usando la TEP y el VPP, respectivamente (Tabla 8). Sin embargo, al modelar los valores de CCT se obtuvo

un mejor factor de determinación (r) con esta variable y un mayor nivel de significancia (Tabla 8), por lo

que se decidió estimar el requerimiento de lisina en dieta utilizando CCT (Figura 12). Además, se ha

reportado que el CCT es un modelo más robusto, preciso y útil para modelar el crecimiento de los peces

en relación a la temperatura del agua y es más adecuado para expresar el crecimiento en peces a partir

del estadio juvenil (NRC, 2011). El CCT como modelo de crecimiento ha sido utilizado para estimar

adecuadamente el crecimiento en especies distintas a los salmónidos (Kaushik, 1998).

Tabla 8. Estimación del requerimiento de lisina en dieta utilizando las variables respuesta de los juveniles de totoaba alimentados con diferente contenido de lisina en la dieta acoplados a un modelo cuadrático “quadratic broken line”.

Variable respuesta Requerimiento estimado (%)

respecto a la dieta (base seca)

R2 P valor

Coeficiente de crecimiento térmico 1.93 0.826 <0.001

Ganancia en peso relativo (%) 1.93 0.799 0.001

Tasa conversión alimenticia 1.81 0.436 0.032

Valor productivo de la proteína 1.83 0.281 0.040

Tasa de eficiencia proteica 1.84 0.238 0.061

Los niveles de lisina en la dieta no tuvieron un efecto significativo sobre la composición proximal

de cuerpo entero de los juveniles de totoaba al final del bioensayo. Resultados similares han sido

reportados por Peres y Oliva-Teles (2008) evaluando los requerimientos de lisina para el Turbot

Scophthalmus maximus y por Tantikitti y Chimsung, (2001) trabajando con el bagre de agua dulce Mystus

nemurus y Borlongan y Benitez (1990) con juveniles de chanos Chanos chanos. Estos últimos autores no

encontraron efecto significativo de los niveles de lisina en dieta respecto a los valores de la composición

proximal del cuerpo completo del pez. Por el contrario, algunos autores han reportado un efecto positivo

significativo del nivel de lisina en dieta en el contenido de proteína cruda en cuerpo completo del pez. En

un estudio realizado por Rodehutscord et al. (2000) con juveniles de trucha arco iris Oncorhynchus mykiss,

32

evaluaron la utilización de lisina libre en dietas con niveles incrementales de lisina. Los autores registraron

un aumento en porcentaje de la proteína del cuerpo entero de los juveniles conforme aumentó la lisina

libre en el alimento. Encarnação et al. (2004) realizaron un estudio evaluando la lisina libre (de 1.2% a 2.5%

de la MS) en el alimento con juveniles de trucha arcoíris (peso inicial 24 g). Los autores registraron una

diferencia en el contenido de la proteína del cuerpo de los juveniles con el incremento de la lisina libre en

el alimento. Marcouli et al, (2006) realizó un estudio con juveniles de dorada Sparus aurata (peso inicial

3.5 g) evaluando el requerimiento de lisina en la dieta (de 3.6% a 7.9% de la MS). Los autores registraron

diferencia en el contenido proteico del cuerpo de los juveniles, registrando el mayor valor con el

tratamiento de 6.1% de lisina en la dieta.

El promedio del coeficiente de digestibilidad aparente de la lisian estimado fue del 88. 5% ± 2.5

entre las dietas experimentales. Estos valores del coeficiente de digestibilidad aparente son ligeramente

inferiores a los estimados por Carter and Hauler (2011) para el salmón del Atlántico, donde los autores

reportan un valor del CDA de lisina del 95%. Sin embargo, en comparación con el presente estudio, estos

últimos autores utilizaron dietas semi-purificadas utilizando proteínas altamente digestibles (i.e., 46% de

proteína digestible), lo que probablemente contribuyó a incrementar la digestibilidad de la lisina. Por su

parte, Grisdale-Helland et al. (2011) reportan valores de coeficiente de digestibilidad aparente que van del

91 al 95% de digestibilidad para la lisina en dieta en el bacalao del Atlántico alimentado con dietas

formuladas con harina de pescado y gluten de trigo como principales fuentes de proteína. Por lo tanto, la

menor digestibilidad de lisina observada en el presente estudio podría estar relacionada con el hecho de

que los últimos dos estudios utilizaron proteínas semi-purificadas con una alta digestibilidad (es decir, 93

a 97% de CDA para la proteína) en comparación con el presente estudio, que resultó en valores de

digestibilidad de la proteína del 85%, ya que se utilizó ingredientes menos purificados y más prácticos (es

decir, gluten de trigo, subproducto de aves y harina de pescado). No obstante, como menciona Salze

(2017), faltan estudios que evalúen los requerimientos de lisina en peces en los que se informan los valores

de digestibilidad de la lisina y es importante reportarlos. Se requiere más investigación para estimar los

valores de digestibilidad de lisina de ingredientes prácticos para formular dietas más adecuadas utilizando

fuentes de proteínas alternativas a la harina de pescado.

En conclusión, con base en los resultados del presente estudio, se recomienda como valor mínimo

requerido de lisina en dieta valores promedio de 1.93 ± 0.8% de la MS o un 4.6% de la proteína cruda en

la dieta para un crecimiento óptimo de los juveniles de totoaba. El valor del requerimiento de lisina en

dieta corresponde a un requerimiento de 1.53% de lisina digestible en la dieta.

33

Figura 12. Relación entre CCT y el nivel de lisina en dieta (%) basado en un análisis de regresión cuadrática “quadratic broken line”. Flecha vertical indica el nivel de lisina estimada (1.93 ± 0.8).

Los resultados del presente estudio ayudarán en la formulación de dietas de engorda para

totoaba. Este estimado del requerimiento de lisina en dieta (1.93%) ahora se puede usar para predecir

otros requerimientos de aminoácidos esenciales usando concentraciones de aminoácidos relativas de

todo el cuerpo de la totoaba (Wilson y Poe, 1985; Brown, 1995; Twibell et al., 2003). Estos valores se

reportan en la tabla 9 como una aproximación de los requerimientos de aminoácidos en dieta para

totoaba. Dado que el método más utilizado para estimar el requerimiento de un aminoácido es a través

de un experimento de dosis-respuesta, a menudo no es práctico evaluar cada uno de los aminoácidos

esenciales para cada especie. Por lo tanto, el uso de estrategias para hacer que la proteína de la dieta sea

más eficiente, se ha utilizado con cierto éxito al formular los aminoácidos de la dieta con las mismas

proporciones de los aminoácidos que se encuentran en el cuerpo entero del organismo. (Twibell et al.,

2003). Esta estrategia se basa en el hecho de que si los aminoácidos en la dieta son similares al patrón de

aminoácidos de todo el cuerpo de la especie evaluada, la utilización de la proteína y el crecimiento se

maximizará (Trushenski et al., 2006). Además, la información obtenida en el presente trabajo ayudará en

la búsqueda de fuentes alternativas de proteínas (distintas de la harina de pescado) tratando de igualar el

nivel de lisina digerible estimado aquí.

34

Tabla 9. Estimación de los aminoácidos esenciales en juveniles utilizando la cuantificación del requerimiento de lisina y la concentración de los aminoácidos del cuerpo completo de la totoaba (Twibell et al., 2003).

Totoaba

Cuerpo completo (%)

% Aminoácido (lisina 100%)

Requerimiento estimado (%)

Aminoácido Esencial

Lisina 4.5 100.0 1.9

Metionina 1.8 41.0 0.8

Arginina 4.0 88.7 1.7

Leucina 3.9 88.0 1.7

Isoleucina 2.2 48.7 0.9

Histidina 1.2 27.5 0.5

Treonina 2.4 54.3 1.0

Fenilalanina 2.1 46.7 0.9

Valina 2.5 57.4 1.1

Triptófano 0.5 10.8 0.2

En investigaciones futuras se recomienda la evaluación de la digestibilidad de los ingredientes

alternativos a la harina de pescado en términos de digestibilidad de proteínas y aminoácidos, para obtener

una mejor comprensión de la disponibilidad de nutrientes de varias fuentes de proteínas con el fin de

aumentar la eficiencia alimenticia de esta especie de gran potencial acuícola.

35

Capítulo 4. Efecto del nivel de proteína en dieta manteniendo la

proporción de aminoácidos esenciales equivalentes al

cuerpo entero en juveniles de totoaba

4.1. Estrategias para una proteína en dieta más eficiente

La proteína es el ingrediente más costoso de los alimentos en la acuicultura. Es importante estimar

los requerimientos de aminoácidos de los peces de interés, ya que estos no tienen un requerimiento por

la proteína per se, sino un suministro adecuado y equilibrado de aminoácidos en la dieta (Wilson, 2002).

Una estrategia reciente para hacer más eficiente la proteína en dieta es formular el alimento bajo el

concepto de la proteína ideal (CPI), que hace referencia a la proporción exacta de aminoácidos para el

mantenimiento y producción de un animal (Wang y Fuller, 1989), donde todos los aminoácidos son co-

limitantes para el desempeño (i.e., crecimiento, utilización del alimento, salud), y el suministro de

aminoácidos por medo del alimento del alimento debe concordar debidamente con su requerimiento (Van

Milgen y Dourmad, 2015). En peces se ha utilizado este concepto bajo la premisa de que si el perfil de

aminoácidos esenciales del alimento está en la misma proporción que el perfil de aminoácidos esenciales

del cuerpo entero del animal, la utilización de la proteína y el crecimiento serán maximizados (Trushenski

et al., 2006). De tal manera, si se asume un perfil de aminoácidos ideal constante, el requerimiento por

todos los aminoácidos esenciales puede ser estimado cuando el requerimiento de un solo aminoácido

esencial ha sido evaluado (Boisen et al., 2000). El perfil de los aminoácidos esenciales generalmente se

expresa como el porcentaje del aminoácidos en relación a lisina, a la lisina se le otorga un valor arbitrario

de 100% (Bureau y Encarnação, 2006).

El argumento para utilizar la lisina como aminoácido de referencia se debe a que la lisina

generalmente es el primer aminoácido esencial limitante en el alimento. Además, de no estar involucrado

directamente para la síntesis de otros compuestos nitrogenados (Boisen et al., 2000). Este concepto asume

que los aminoácidos esenciales se utilizan con una eficiencia similar y que el requerimiento por todos los

aminoácidos para el óptimo desempeño de la especie se mantiene similar. El concepto de la proteína ideal,

asume que la eficiencia de la utilización del primer aminoácido limitante en la dieta disminuye cuando se

incrementa la proteína. Esto es debido a que en altos contenidos de proteína con más aminoácidos

disponibles serán catalizados para suministrar energía y el aminoácido esencial limitante es considerado a

no ser cedido a costa de los aminoácidos no esenciales, por consiguiente el aminoácido limitante también

se catalizaría utilizándose como fuente energética (Bureau y Encarnação, 2006).

36

En el presente estudio se asume que la proporción de aminoácidos (i.e., respecto a lisina) del

cuerpo completo de la totoaba refleja la proporción ideal o más próxima al requerimiento de aminoácido

en la dieta (relación reportada en la tabla 10 del presente estudio). Por lo que, se espera que formular

dietas con este perfil o relación hará más eficiente la utilización de la proteína en la dieta, esperando poder

bajar el requerimiento de proteína actualmente usado o estimado i.e., se ha estimado en 48% (Minjarez-

Osorio et al., 2012) y en 52% por Rueda-López et al. ( 2011).

4.2. Antecedentes

El concepto de la proteína ideal ha sido ampliamente utilizado en la industria porcina y avícola

(Wang y Fuller, 1989, Boisen et al., 2000). Sin embargo, este concepto ha sido evaluado en diversos

estudios de nutrición acuícola reportando efectos positivos en el desempeño (i.e., crecimiento,

supervivencia, utilización del alimento) de la especie de estudio. Además, la utilización de este concepto

ha permitido estimar requerimientos de aminoácidos esenciales sin la necesidad de la evaluación de cada

uno de los aminoácidos esenciales por medio de un bioensayo dosis-respuesta. Algunos de los estudios

de importancia se muestran en la tabla 11.


Evaluar el desempeño y eficiencia alimenticia de alimentos formulados con un perfil de los

aminoácidos esenciales con base en el CPI clásico y el requerimiento de lisina pero disminuyendo el nivel

de proteína digestible en juveniles de T. macdonaldi.

37

Tabla 10. Estudios realizados evaluando requerimientos de aminoácidos bajo el concepto de proteína ideal.

Autor Año Estudio Conclusiones

Furuya et al.

2015 Se determinó la composición corporal de 120 peces de cultivo para estimar los requerimientos nutricionales de aminoácidos esenciales en la dieta, basada en el concepto de proteína ideal ((cada aminoácido esencial/lisina) x 100).

La composición corporal total de aminoácidos podría usarse para estimar los requerimientos de los aminoácidos esenciales en dieta, incluyendo la cisteína y la tirosina, para nuevas especies de peces de acuicultura como la Colliroja.

Abimorad et al.

2010 Para determinar el requerimiento de lisina digestible para juveniles de Pacu, se llevó a cabo un ensayo de alimentación de dosis-respuesta. Los juveniles fueron alimentados con 6 dietas que contenían niveles de lisina digestible: 6.8, 9.1, 11.4, 13.2, 16.1 y 19.6 g kg) en base seca.

Los requerimientos de aminoácidos esenciales estimados por el concepto de proteína ideal permitirán la preparación de dietas con un equilibrio adecuado de aminoácidos en un nivel de proteína digestible mínimo para maximizar el crecimiento, la eficiencia de utilización de proteína y la calidad de la canal en el pacú.

Twibell et al.

2003 Tres experimentos fueron diseñados para evaluar la capacidad de predecir los requerimientos de aminoácidos esenciales de la lobina rayada utilizando el requerimiento de lisina cuantificada y las concentraciones de aminoácidos en todo el cuerpo.

Los resultados indicaron que las concentraciones de aminoácidos esenciales en el cuerpo entero y los requerimientos cuantificados de lisina, arginina y metionina podrían usarse para predecir un perfil de aminoácidos en dieta apropiado para la alimentación de la lobina rayada.

Small y Soares

1998 Con el fin de determinar los requerimientos de aminoácidos esenciales de la lobina rayada, se analizaron los filetes para determinar las concentraciones de aminoácidos relativas para determinar las relaciones A / E ((EAA / EAA total) x 1000).

El alto grado de correlación entre los requerimientos cuantitativos derivados de la relación de amino ácidos esenciales del músculo o de todo el cuerpo con los requerimientos de los amino ácidos esenciales de la especies de interés, permite utilizar el uso de relaciones de amino ácidos filete o del cuerpo entero como primer paso para determinar los requerimientos en una nueva especie. Utilizando este método, se estimó el requerimiento de aminoácidos esenciales para la lobina rayado en dietas semi-purificadas y prácticas.

4.3. Metodología


Se formularon 4 dietas iso-energéticas con un contenido energético estimado de 460 kcal/100 g y

un contenido proteico de 51%, 44%, 37% y 30% de proteína cruda del peso seco de la dieta (i.e., dietas

nombradas 51CP, 44CP, 37CP y 30CP, respectivamente). Todas las dietas fueron formuladas para contener

la misma relación en porcentaje (%) de aminoácidos esenciales encontrados en el cuerpo de la totoaba

38

(Tabla 12), utilizando lisina como referencia con un valor de 100%. La composición de los aminoácidos de

las dietas experimentales se muestra en la tabla 12.

Tabla 11. Ingredientes utilizados en la formulación de las dietas experimentales (g/100 g, base seca). 51CP = 51% proteína cruda, 44CP = 44% proteína cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30% proteína cruda.

Ingrediente Dietas

51CP 44CP 37CP 30CP

Harina de pescado (sardina) 72 62 52 41.5

Almidón gelatinizado 12 12 12 12

Almidón 10.06 16.46 22.16

Aceite pescado 5.4 6 8 10

Taurina 1 1 1 1

Celulosa 4.56 4 5.71 8.61

Metionina 0.19 0.16 0.13 0.10

Arginina 0.41 0.36 0.3 0.25

Treonina 0.1 0.08 0.06 0.04

Vitaminas y minerales 3 3 3 3

Vitamina C 1 1 1 1

Butilhidroxitolueno 0.01 0.01 0.01 0.01

Benzoato sodio 0.23 0.23 0.23 0.23

Cloruro colina 0.1 0.1 0.1 0.1

Total 100 100 100 100


Proteína cruda (%) 51.1 ± 0.1 43.5 ± 0.1 37.3 ± 0.5 29.3 ± 0.8

Lípido crudo (%) 10.4 ± 0.1 10.4 ± 0.1 11.3 ± 0.5 12.9 ± 0.8

Ceniza (%) 17.6± 0.7 15.2 ± 0.3 13.3 ± 0.7 10.9 ± 0.8

ELN + fibra (%) 21.2 ± 0.3 30.9 ± 132 38.7 ± 1.2 46.3 ± 0.0

Energía kcal/100 g* 466.0 465.4 462.8 455.1

*Datos estimados de acuerdo con Blaxter, 1989.

4.3.2. Elaboración de las dietas experimentales

Las dietas fueron elaboradas en el laboratorio de peces marinos del Departamento de Acuicultura

del CICESE. La metodología utilizada para la elaboración de las dietas fue la siguiente. Los ingredientes

fueron combinados en una mezcladora de 11.4 litros de capacidad (Hobbart HL120-1STD Model#: 492-

511). Primero se mezcló la harina de pescado junto con el almidón y la celulosa durante 15 minutos,

después se agregaron la mezcla de las vitaminas, minerales y los aminoácidos libres y se mezclaron durante

10 minutos. A continuación se agregó el aceite de pescado y se mezcló durante 15 minutos. Después, se

agregó el almidón gelatinizado y se mezcló durante 10 minutos. Por último se agregó agua

(aproximadamente el 20% del peso total) para darle la consistencia deseada. La masa creada por la mezcla

39

se pasó atreves de una moledora de carne con un tornillo sin fin y un dado acoplado al final con orificios

de 0.3 centímetros de ancho. El producto final se secó en un horno de aire a 60 °C durante 24 horas. Una

vez secas las dietas se colocaron en bolsas de plástico selladas y se almacenaron a 4 °C hasta su utilización.

Tabla 12. Perfil de aminoácidos de las dietas experimentales* (g / 100 g) y porcentaje de los aminoácidos esenciales respecto a lisina (lisina como 100%). 51CP = 51% proteína cruda, 44CP = 44% proteína cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30% proteína cruda.

Dietas

Totoaba

cuerpo completo 51CP 44CP 37CP 30CP

Aminoácido

Lisina 4.5 3.8 3.0 2.3 2.1

Metionina 1.8 1.4 1.1 0.9 0.7

Arginina 4.0 3.2 2.7 2.0 1.8

Leucina 3.9 3.3 2.8 2.1 2.0

Isoleucina 2.2 2.0 1.6 1.2 1.0

Histidina 1.2 1.3 1.0 1.0 0.8

Treonina 2.4 1.5 1.2 1.2 0.8

Fenilalanina 2.1 1.7 1.5 1.2 1.0

Valina 2.6 2.6 2.0 1.5 1.4

Triptófano 0.5 ND ND ND ND

% del aminoácido respecto a lisina (lisina 100%)

Lisina 100 100 100 100 100

Metionina 41 36 38 40 35

Arginina 88 83 92 87 87

Leucina 88 86 94 91 93

Isoleucina 48 51 55 55 53

Histidina 27 33 35 45 36

Treonina 54 38 41 52 40

Fenilalanina 46 45 49 51 47

Valina 57 68 68 65 67

Triptófano 10 ND ND ND ND

*Determinados por medio de HPLC.



Marinas del Estado de Sonora (CREMES), se transportaron por aire desde Hermosillo, Sonora a Tijuana,

Baja California. A su llegada se transportaron vía terrestre al Laboratorio de Cultivos de Peces Marinos

(LCPM) en el Departamento de Acuicultura en CICESE. Las larvas fueron cultivadas en el LCPM hasta que

alcanzaron el estadio juvenil. Ciento veinte juveniles de totoaba con un peso inicial de 7.9 ± 0.1 g se

distribuyeron aleatoriamente en 12 tanques (n = 10 peces por tanque). La unidad experimental consistió

en 12 tanques de fibra de vidrio de 500 litros de capacidad cada uno adaptados a un sistema de

40

recirculación de agua de mar a 25 °C compuesto por un biofiltro de cama compactada de cuentas plásticas

color negro de 1.2 metros cúbicos, un biofiltro de medio dinámico por aireación de medio Kaldness de 1.2

metros cúbicos, dos bombas de agua (SweetWater high efficiency She 3.0 Aquactic Eco-System) y una

bomba de calor (Aqua Logic modelo 2TWB0018A1000AB). El oxígeno disuelto y la temperatura se

monitorearon diariamente con un medidor de multi-parametros (YSI Pro2030, Profesional series, USA). La

cantidad de amonio (NH4), nitritos (NO2) y nitratos (NO3) del agua se monitorearon diariamente durante

la primera semana del experimento, después se monitoreo semanalmente con un kit para acuario (API,

Mars Fishcare North América, Inc. USA). Cada tratamiento fue evaluado por triplicado. Los peces fueron

alimentados a mano con las dietas experimentales a saciedad aparente 3 veces al día aproximadamente

cada 4 horas durante 6 semanas.


Los peces fueron sacrificados con una sobredosis de MS-222 y recolectados al inicio y final del

bioensayo para el análisis de composición proximal (%) del cuerpo entero. Las biometrías, el registro del

consumo de alimento, y la colección del material fecal para la evaluación del coeficiente de digestibilidad

aparente se efectuó utilizando la metodología descrita en la sección 3.3.4.


Se evaluó la ganancia en peso en gramos (GP), la ganancia en peso relativo (GP%) el coeficiente

de crecimiento térmico (CCT), la tasa de conversión alimenticia (TCA), la tasa de eficiencia proteica (TEP)

y el valor productivo de la proteína (VPP) fueron calculados utilizando las fórmulas descritas en la sección

3.3.5.


41

Se evaluó la composición de proteína, lípidos, ceniza humedad y extracto libre de nitrógeno de los

peces y de las dietas experimentales utilizando los protocolos mencionados en la sección 3.3.6.

4.3.7. Análisis de aminoácidos

El análisis de aminoácidos de las dietas y de las heces para estimar la digestibilidad aparente de

los aminoácidos se realizó como se describe en la sección 3.3.7.


El coeficiente de digestibilidad aparente de la materia seca, la proteína y los aminoácidos se

evaluaron mediante el protocolo descrito en la sección 3.3.8.

4.3.9. Análisis estadísticos

Las valores de las variables respuesta de crecimiento y utilización del alimento fueron analizados

mediante un diseño completamente aleatorizados y se presentan como promedios (n = 3) ± desviación

estándar (DE). Todos los valores de las variables de crecimiento y utilización del alimento fueron evaluados

para su normalidad mediante una prueba Komologorov-Smirnov y para su homocedasticidad mediante

una prueba de Levene. Se aplicó una prueba de análisis de varianza (ANOVA) de una vía para determinar

si existía diferencias significativas entre los tratamientos, y una prueba Tukey cuando se encontrara

diferencias (P < 0.05). Las pruebas de Kologorov – Smirnov, Levene, ANOVA y Tukey, se realizaron

mediante el programa STATISTICA® versión 7.

42

4.4. Resultados

4.4.1. Desempeño en crecimiento de los juveniles de totoaba

Al final del bioensayo los juveniles alimentados con la dieta 30CP (30% proteína cruda) resultaron

en el menor peso final (g) con diferencias significativas con respeto a los otros tratamientos (Figura 13).

No se encontraron diferencias significativas en el peso final en el resto de los tratamientos.

Figura 13. Peso final (g) de los juveniles de totoaba alimentados con distintos niveles de proteína en la dieta. Líneas verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51CP = 51% proteína cruda, 44CP = 44% proteína cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30% proteína cruda.

Los juveniles alimentados con la dieta 30CP resultaron en la menor ganancia en peso y con valores

significativamente menores que el resto de los tratamientos. Los juveniles alimentados con las dietas

37CP, 44CP y 52CP no registraron diferencias significativas (P < 0.05) en GP, GP% y CCT. El resto de los

valores del desempeño de los juveniles se muestran en la tabla 13.

0

10

20

30

40

50

60

70

52PC 44PC 37PC 30PC

Pes

o e

n g

ram

os

Dietas

a

a

a

b

43

Tabla 13. Desempeño de juveniles de totoaba al final del experimento (± D. E.). Letras diferentes indican diferencias

significativas entre tratamientos a<b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51CP = 51% proteína cruda, 44CP = 44% proteína

cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30% proteína cruda.

Dietas ANOVA

Variable 51CP 44CP 37CP 30CP Valor P

Peso inicial (g) 7.93 ± 0.1 7.97 ± 0.1 8.00 ± 0.1 7.93 ± 0.1

Peso final (g) 55.3 ± 5.3a 47.8 ± 3.2a 47.2 ± 3.2a 35.2 ± 2.8b <0.00

Ganancia peso (g) 47.4 ± 5.2a 39.8 ± 3.5a 39.3 ± 3.0a 27.4 ± 2.6b < 0.00

Ganancia de peso

relativo (%)

597 ± 62.0a 498 ± 36.8a 493 ± 29.1a 344 ± 27.5b < 0.00

Coeficiente de

crecimiento térmico

1.7 ± 0.11a 1.5 ± 0.8a 1.5 ± 0.06a 1.2 ± 0.07b < 0.00

Supervivencia (%) 100 100 100 100 > 0.05

Índice de condición 1.40 ± 0.04 1.38 ± 0.14 1.32 ± 0.00 1.34 ± 0.05 > 0.05

4.4.2. Utilización del alimento

Los juveniles alimentados con la dieta 51CP registraron el menor valor de TCA y con diferencias

significativas con respecto al resto de los tratamientos (Tabla 15). Sin embargo, los juveniles alimentados

con las dietas 37CP y 30CP registraron el mayor valor de eficiencia proteica y fue significativamente mayor

que la de los juveniles alimentados con las dietas 44CP y 51 CP. Los valores de la utilización del alimento

se presentan en la tabla 15.

Tabla 14. Eficiencia alimenticia de juveniles de totoaba al final del experimento (± D. E.). Letras diferentes indican

diferencias significativas entre tratamientos a<b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51CP = 51% proteína cruda, 44CP = 44%

proteína cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30% proteína cruda.

Dietas ANOVA

Variable 51CP 44CP 37CP 30CP Valor P

Consumo de alimento

(g/día/pez) 0.86 ± 0.08 0.84 ± 0.03 0.87 ± 0.05 0.77 ± 0.6

> 0.05

Tasa de conversión alimenticia 0.74 ± 0.00b 0.87 ± 0.03a 0.90 ± 0.01a 1.16 ± 0.02a < 0.00

Tasa de eficiencia proteica 2.62 ± 0.02 b 2.60 ± 0.11 b 2.97 ± 0.3 a 2.86 ± 0.05 a < 0.00

Valor productivo proteína 1.59 ± 0.07 b 1.56 ± 0.06 b 1.84 ± 0.08 a 1.66 ± 0.07 ab < 0.00

4.4.3. Composición proximal de los juveniles de totoaba

44

No se encontró diferencia significativa (P < 0.05) en la composición proximal de los juveniles entre

los tratamientos, ni con respecto a la composición proximal de la muestra inicial (Tabla 15).

Tabla 15. Composición proximal (%) de los juveniles de totoaba (± D.E.) al inicio y final del bioensayo. 51CP = 51% proteína cruda, 44CP = 44% proteína cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30% proteína cruda.

Dietas

Variable Inicial 51CP 44CP 37CP 30CP

Proteína cruda (%) 15.0 ± 0.5 16.6 ± 0.8 15.4 ± 1.1 16.9 ± 0.4 16.4 ± 0.3

Lípidos crudos (%) 2.6 ± 0.4 2.4 ± 0.2 2.2 ± 0.1 2.6 ± 0.4 3.1 ± 0.4

Humedad 75.2 ± 0.5 72.6 ± 3.1 74.4 ± 0.4 72.5 ± 0.9 71.8 ± 0.4

Ceniza (%) 3.5 ± 0.8 3.8 ± 0.5 3.5 ± 1.0 4.2 ± 0.2 4.3 ± 0.8

Extracto libre nitrógeno + fibra (%) 3.7 4.6 4.5 3.8 4.4

4.4.4. Coeficientes de digestibilidad aparente

No se encontró diferencia significativa (P < 0.05) en el valore del coeficiente de digestibilidad

aparente de la materia seca entre los tratamientos. Sin embargo, si hubo diferencias significativas en el

coeficiente de digestibilidad aparente de la proteína y de la metionina de la dieta entre los tratamientos.

Los juveniles alimentados con la dieta 30CP y 37CP obtuvieron un valor significativamente mayor de la

digestibilidad de la proteína en dieta con respecto a los demás tratamientos. Los valores de la digestibilidad

aparente de los aminoácidos esenciales de los distintos tratamientos se reportan en la tabla 16.

Tabla 16. Coeficientes de digestibilidad aparente de la materia seca, proteína y aminoácidos esenciales (± D.E.). Letras

diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a<b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51CP = 51% proteína

cruda, 44CP = 44% proteína cruda, 37CP = 37% proteína cruda y 30CP = 30% proteína cruda.

Dietas experimentales ANOVA

51CP 44CP 37CP 30CP Valor

P

Materia seca 49.9 ± 3.6 52.6 ± 8.1 61.2 ± 9.9 51.37 ± 17.3 > 0.05

Proteína 82.9b ± 3.6 81.2b ± 2.4 89.7a ± 2.3 90.8a ± 3.1 0.01

Aminoácidos esenciales

Lisina 90.2 ± 5.3 88.5 ± 1.1 93.7 ± 4.4 92.1 ± 2.3 > 0.05

Metionina 89.2 ± 0.8ab 85.4 ± 3.0b 90.1 ± 0.2ab 93.7 ± 3.0a 0.04

Arginina 93.5 ± 5.6 92.0 ± 7.0 93.9 ± 4.3 91.3 ± 3.8 > 0.05

Leucina 91.6 ± 4.6 92.3 ± 6.8 94.2 ± 4.1 92.2 ± 3.4 > 0.05

Isoleucina 93.6 ± 5.9 96.9 ± 5.3 97.5 ± 4.3 92.1 ± 6.7 > 0.05

Histidina 100 ± 0.0 100 ± 0.0 100 ± 0.0 100 ± 0.0 > 0.05

Treonina 96.8 ± 5.4 96.0 ± 7.0 100 ± 0.0 100 ± 0.0 > 0.05

Fenilalanina 87.8 ± 6.8 92.4 ± 10.7 92.6 ± 7.3 89.3 ± 1.8 > 0.05

Valina 89.1 ± 0.4 92.1 ± 6.8 92.1 ± 6.8 93.0 ± 4.8 > 0.05

Triptófano ND ND ND ND

45

4.5. Discusión

Al final del experimento no registraron diferencias significativas (P < 0.05) en el desempeño (i.e.

PF, GP y GP%) de los juveniles de totoaba alimentados con las dietas 51CP, 44CP y 37CP. Los datos sugieren

que es posible formular dietas de engorde para juveniles de totoaba con un nivel de proteína cruda en

dieta inferior al requerimiento estimado en estudios anteriores para esta misma especie (i.e., 52%

reportado por Rueda-López et al. (2011)). Los autores antes mencionados evaluaron distintos niveles de

proteína (43%, 48% Y 52% en base seca) y lípidos (8.5% y 18%) en dieta en juveniles de totoaba (peso inicial

de 12.1 ± 0.09 g). Cabe resaltar que las dietas experimentales evaluadas por Rueda-López et al (2011),

fueron formuladas con distintos ingredientes proteicos incluyendo algunos de origen vegetal. Aunque el

porcentaje de inclusión de estos últimos era bajo, pudo haber ocasionado una disminución en la

digestibilidad de la proteína total d la dieta y consecuentemente un aumento de proteína en la dieta era

necesario para alcanzar el requerimiento de la proteína para los juveniles. Esto debido a que los algunos

ingredientes de origen vegetal (i.e., harina de soya) pueden contener factores anti-nutricionales como las

lecitinas o inhibidores de tripsina (Hendricks, 2002). Esta última enzima es muy importante en la hidrolisis

alcalina de proteínas en el intestino de los peces que a su vez dará origen a péptidos para que sean

hidrolizados a aminoácidos libres y poder ser absorbidos por los enterocitos y ser utilizados por el

organismo (Rust, 2002).Los ingredientes de origen vegetal tienen una menor concentración (en

comparación con la harina de pescado) de los 10 aminoácidos esenciales requeridos por los peces (Gatlin

et al., 2007).

En un estudio realizado por Minjarez-Osorio et al. (2012) donde se evaluó el efecto del nivel de

proteína (4 7%, 52% y 55% en base seca) en dieta en juveniles de totoaba (peso inicial 74.7 ± 5.3 g). Los

autores no reportaron diferencias significativas en PF, GP y GP% en los juveniles alimentados con dietas

que contenían 47%, 52% y 55% de proteína cruda en la dieta concluyendo que un 47% de proteína en dieta

era adecuado. En contraste, en el presente estudio un 37% de proteína es aparentemente adecuado, sin

embargo se formularon las dietas experimentales con un contenido de 10% de lípidos (i.e., 8% en el estudio

de Minjarez-Osorio et al., 2012). Es probable que el mayor contenido de lípidos en las dietas del presente

estudio haya sido utilizado como fuente energética por los juveniles de totoaba, reduciendo la oxidación

de los aminoácidos de la proteína para la generación de energía metabólica. La utilización de un nutriente

(i.e., lípidos o CH) como fuente energética en lugar de las proteínas es mejor conocido como el “Protein

sparring effect” (NRC, 2011). La utilización de otra fuente de energía distinta a la proteína en dietas

46

permite que los peces puedan maximizar el uso de los amino ácidos de las proteínas para síntesis de

proteínas metabólicas y de tejido en vez de ser utilizados como fuente energética (Kaushik y Oliva Teles,

1985). Este efecto pudiera haber ayudado a lograr reducir el nivel de proteína en dieta hasta 37% en el

presente estudio y alcanzar a satisfacer el requerimiento de proteína en los juveniles, ya que no se

encontraron diferencias significativas en el desempeño de los juveniles alimentados con 37%, 44% y 51%

de proteína cruda.

En lo que respecta a las variables de la utilización del alimento si se encontraron diferencias

significativas entre los tratamientos. Los juveniles alimentados con la dieta 51CP registraron el menor valor

de TCA (0.74 ± 0.01). Este valor está por debajo del valor registrado por Rueda-López et al. (2011), donde

obtuvieron un valor de TCA de 1.4 (reportado como un eficiencia alimenticia de 0.7) utilizando dietas con

un 52% de proteína cruda. Minjarez-Osorio et al., (20 12), reportó un valor de TCA de 2.3 en juveniles de

totoaba alimentados con una dieta de 52% de proteína cruda. Estos datos sugieren que la formulación de

las dietas en el presente estudio, resultó en mayor eficiencia de la utilización de la proteína de la dieta

para los juveniles de totoaba. Es probable que formular utilizando la relación de aminoácidos del perfil de

pez completo hace más eficiente el uso de las proteínas como mencionan Wilson y Halver (1998).

Así mismo, se registraron diferencias significativas en la TEP y el VPP entre los tratamientos. Los

valores más latos se obtuvieron con los juveniles alimentados con las dietas 37CP y 30CP. Es bien conocido

que a una menor disponibilidad de proteína en la dieta la proteína va a ser utilizada con mayor eficiencia,

ya que los peces van a utilizar este escaso nutriente esencial lo más eficientemente posible (NRC, 2011).

Sin embargo, el tratamiento 30CP registró el menor valor en PF, GP y GP%, sugiriendo que aunque la

proteína en la dieta se utilizó con buena eficiencia, el nivel proteico no fue suficiente para optimizar el

crecimiento de los juveniles. Rueda-López et al. (2011) reportan un valor de la tasa de eficiencia proteica

de 1.1 para juveniles alimentados con dietas de 52% de proteína, sin embargo este valor se encuentra por

debajo de los reportados para el presente estudio. Minjarez-Osorio et al. (2012) registró valores de tasa

de eficiencia proteica de 1.2. Lo valores de la tasa de conversión alimenticia y tasa de eficiencia proteica

en el presente estudio indican que el balance de los aminoácidos esenciales tiene un efecto positivo en la

utilización de alimento si se compara con previos estudios evaluando diferentes niveles de proteína en la

dieta para juveniles de totoaba. Si se tiene el perfil de aminoácidos adecuado en la dieta (de acuerdo o

cercano al requerimiento de la especie) los aminoácidos de la proteína se utiliza con mayor eficiencia, no

habrá desperdicio de aminoácidos, por lo tanto, cumplirá con el requerimiento de la especie con menor

contenido de proteína en la dieta (Kaushik y Seiliez, 2010).

47

Varios estudios han realizado el balance de la composición aminoácidos en el alimento, semejando

la proporción de aminoácidos encontrados en el cuerpo de la especie de estudio, registrando un efecto

positivo en el desempeño de la especie. Por ejemplo, Furuya et al. (2004) evaluaron el efecto del balance

de los aminoácidos de la dieta de acuerdo a la proporción de aminoácidos encontrados en el del cuerpo

entero de la tilapia, Oreochromis niloticus L. (peso inicial 5.34 g). Los autores sugieren que una dieta

formulada en su totalidad con fuentes de proteína vegetal pero complementada con aminoácidos

esenciales libres para alcanzar los niveles del perfil de aminoácidos del tejido corporal, puede reemplazar

totalmente a la harina de pescado en las dietas para tilapia, sin efectos adversos en el crecimiento de los

juveniles. Por su parte, Twibell et al. (2003) en un estudio realizado con el hibrido de la lobina rayada,

Morone chrysops x M.saxatilis (peso inicial 7.7 g) estimaron los requerimientos de los aminoácidos

esenciales para la especie utilizando los aminoácidos cuantificados en el cuerpo entero del organismo para

formular las dietas experimentales (i.e., utilizando el requerimiento de lisina como aminoácidos

referencia). Los autores concluyeron que si los estudios se centran en la estimar el requerimiento de un

solo aminoácido esencial, es posible predecir el requerimiento de los otros aminoácidos a partir de la

relación de amino ácidos del cuerpo de la especie, permitiendo desarrollar rápidamente dietas óptimas

para engorde.

Los valores de TEP registrados fueron más altos en los tratamientos 30CP y 37CP. Estos datos

sugieren que al contener menor cantidad de proteína cruda en el alimento, el organismo intenta

aprovecharla con mayor eficiencia (NRC, 2011). Estos datos concuerdan con lo observado en un estudio

por Serrano et al. (1992), en el que evaluaron el nivel de proteína en dieta para la corvina roja, Sciaenops

ocellatus (peso inicial 2 g) con 3 niveles de proteína (35%, 40% y 45% de proteína cruda en base seca)

registrando el valor más alto de eficiencia proteica para los juveniles alimentados con la dieta de menor

proteína (i.e., 35% de proteína). Cabe señalar que la corvina roja pertenece a la misma familia taxonómica

(Sciaenidae) que la totoaba, la temperatura (23 ± 2 °C) a la que se evaluó el experimento de Serrano et al.

(1992) fue similar al presente estudio y el ingrediente proteico utilizado en las dietas experimentales fue

de alta calidad (i.e., músculo de corvina roja), al igual que en el presente estudio (i.e., harina de sardina),

por lo que se esperaría que el requerimiento fuera similar. Igualmente, Kim y Lall (2001) evaluaron el

requerimiento de la proteína en dieta para juveniles de Haddock, Melanogrammus aeglefinus (peso inicial

6.9 g). Los autores evaluaron 5 niveles de proteína en la dieta (45%, 50%, 55%, 60% y 65% de proteína

cruda en base seca) obtenido de harina de pescado, harina de krill, caseína y harina de trigo, reportando

un tasa de eficiencia proteica (TEP) mayor en los peces alimentados con la dieta de menor contenido

proteico (i.e., 45%).

48

En el presente estudio se formularon las dietas experimentales para ser iso-energéticas, por lo que

fue necesario agregar lípidos para nivelar la energía entre todas las dietas. Esto resultó en una relación

proteína energía (P/E) distinta en todas las dietas experimentales. La relación P/E en el alimento juega un

rol importante en la determinación del requerimiento proteico en peces. Dado que la concentración de

energía en la dieta puede afectar el consumo de alimento, las dietas que contienen más energía pueden

reducir el consumo del mismo. Las dietas con menos contenido de energía disponible pueden provocar

que la proteína sea utilizada para satisfacer las necesidades energéticas del organismo, en lugar de ser

utilizadas para la síntesis de proteínas reduciendo la eficiencia proteica. Por lo tanto, es importante que la

energía y las proteínas se suministren en proporciones adecuadas y que se incluyan niveles adecuados de

energía no proteica en la dieta (Stickney, 2000). El uso de la proteína como fuente energética no es

deseado debido a su alto costo comparado con el costo de otras fuentes energéticas (i.e., almidón, lípidos).

Adicionalmente la excreción de amonio por el catabolismo de los aminoácidos no es deseada ya que puede

deteriorar la calidad del agua (NRC, 2011). Los datos indicaron que aunque se incrementó el contenido

lipídico la dieta 30CP, la cantidad de proteína no fue suficiente para satisfacer las necesidades de la

especie, reflejado en un bajo desempeño (i.e., peso final y ganancia en peso) al final del experimento en

los juveniles de totoaba.

En conclusión, los datos sugieren que hay un aumento de la eficiencia de la proteína de la dieta en

comparación a estudios previos de la especie (Rueda-López et al., 2011 y Minjarez-Osorio et al., 2012) al

balancear los aminoácidos esenciales con la misma relación que se encuentran en el cuerpo entero de la

especie. Se logró reducir el contenido de proteína en dieta hasta un 37% sin afectar negativamente el

desempeño (i.e., crecimiento) de las totoaba y la eficiencia del alimento. Sin embargo, es importante

evaluar la relación proteína/energía en la dieta para estimar una relación adecuada para esta especie y

lograr hacer más eficiente el uso de la proteína promoviendo el uso de energía no proteica y los

aminoácidos esenciales sean mayormente usados para procesos anabólicos y no catabólicos. De la misma

manera, es importante evaluar el posible aporte de los aminoácidos no esenciales en la dieta como fuente

energética, ya que si se quiere reemplazar a la harina de pescado como principal ingrediente proteico

para la formulación de alimento, la mayoría de los ingredientes alternos contienen un bajo aporte de

aminoácidos esenciales de tal forma que un aporte de los aminoácidos no esenciales pudieran ser

utilizados por el organismo para el catabolismo inevitable y los aminoácidos esenciales para la síntesis de

proteínas.

49

Capítulo 5. Evaluación de la relación del perfil de aminoácidos esenciales (AAE) y el aporte de aminoácidos no esenciales (AANE) en dieta para juveniles de totoaba

5.1. Importancia de los aminoácidos no esenciales

Los aminoácidos no esenciales son aquellos que pueden ser sintetizados de novo por los

organismos. Esta categoría de aminoácidos incluye alanina, asparagina, aspartato, glutamato, glutamina,

glicina, prolina, serina y taurina para mamíferos adultos que no sean carnívoros (Wu et al., 2014). Se había

asumido por mucho tiempo que los animales podían sintetizar los aminoácidos no esenciales en las

cantidades suficientes para sus requerimientos, por lo que no se necesitaban incorporarlos en las dietas.

Sin embargo, estudios recientes revelan con pruebas convincentes que no siempre haya una síntesis

adecuada de todos los aminoácidos no esenciales por los animales para generar un rendimiento óptimo

de crecimiento, salud y reproducción (Wu, 2010).

Con base en estas observaciones algunos de los aminoácidos no esenciales han sido incorporados

en una nueva clasificación, caracterizándolos como aminoácidos condicionalmente esenciales, debido a

que su requerimiento puede llegar a ser más alto que la tasa de síntesis de estos bajo ciertas condiciones.

Los aminoácidos condicionales para los peces incluyen al glutamato, glutamina, glicina y taurina. Sin

embargo, esta clasificación depende de distintos factores como son; la especie, edad, factores fisiológicos,

factores ambientales y estados patológicos (Wu et al., 2014).

El concepto de la proteína ideal propuesta por Wang y Fuller, (1989) se refiere a la cantidad de

aminoácidos (i.e., esenciales) en dieta que requiere un organismo sin excesos ni deficiencias. Todos los

aminoácidos esenciales están balanceados a ser igualmente limitantes, es decir la reducción mínima en el

alimento de cualquiera de los aminoácidos esenciales afectaría negativamente el crecimiento y estado de

saludo del organismo. Sin embargo, la mayoría de los estudios solo se enfocan en evaluar el requerimiento

de aminoácidos esenciales excluyendo a los aminoácidos no esenciales de los estudios de investigación.

No obstante, Batterham (1994) expuso que los aminoácidos esenciales y no esenciales deberían incluirse

en el concepto de la proteína ideal. Así mismo, Cole y Van Lunen (1994) sugirieron que para lograr formular

a “la proteína ideal”, sería necesario suministrar una mezcla de aminoácidos esenciales equilibrada de

manera óptima con suficiente nitrógeno en la dieta para la síntesis de aminoácidos no esenciales.

Consecuentemente, es de suma importancia estimar la proporción óptima de aminoácidos esenciales y

aminoácidos no esenciales como estrategia para lograr formular a una proteína ideal. Los esfuerzos para

50

tratar de reducir el contenido de proteína en las dietas prácticas de engorde es un trabajo continuo y

quizás los aminoácidos no esenciales se conviertan en un factor limitante importante al formular. Así, la

evaluación de la proporción optima de aminoácidos esenciales respecto a los no esenciales en las dietas

con bajo contenido proteico, podría ser un factor muy importante para lograr un rendimiento máximo y

aumentar la eficiencia proteica (D’mello, 2003).

Algunos de los aminoácidos no esenciales o condicionales juegan un rol muy importante y una

posible baja síntesis de estos pudiera comprometer el desempeño de los organismos. Entre estos

aminoácidos se encuentra el glutamato encargado de varias rutas metabólicas oxidativas y de síntesis,

además de servir como un buen sustrato de energía para los enterocitos del intestino y como

neurotransmisor en el cerebro (Wu, 1998). Por su parte, la glutamina desempeña un rol muy importante

regulando la síntesis de proteína intracelular (Rezai et al., 2013), producción del glutatión (Humbert et al.,

2007), proliferación celular (Ren et al., 2012) y el balance ácido-base. La glutamina en la dieta es estable

en el lumen del estómago y el intestino, además de estar disponible para su oxidación por los enterocitos

(Wu et al., 1996). Además, debido a su rol en la mucosa intestinal, el metabolismo de los enterocitos y la

fisiología (i.e., donador de fuentes hidrocarbonadas en los músculos y riñones, sustrato primordial en la

gluconeogénesis hepática) la glutamina es necesaria para una buena integridad y funcionalidad del

intestino (Wu et al., 2014). Otro de los aminoácidos considerado como condicional es la glicina ya que es

uno de los mayores componente de colágeno y elastina, dos de las proteínas más abundantes en el cuerpo

(Wu, 2009). Así mismo, es importantes precursor de metabolitos como: porfirinas, las cuales son

precursores de la molécula de hemoglobina; purinas, que son precursoras de bases nitrogenadas como la

guanina y la tiamina; glutatión, principal antioxidante de las células; y la creatina, el cual es un vector

inmediato y directo del ATP en las miofibrillas musculares (Wu et al., 2014).

5.2. Antecedentes

Los trabajos realizados en nutrición acuícola estudiando el efecto de los aminoácidos no esenciales

son escasos. Sin embargo, si se pretende realizar alimento con proteína eficiente y utilizando ingredientes

sostenibles, es necesario realizar más investigación del efecto de los aminoácidos no esenciales en la dieta

sobre las especies de interés. En la tabla 19 se enlistan algunos de los estudios realizados evaluando el

efecto de los aminoácidos no esenciales en dieta.

51

Tabla 17. Estudios evaluando el efecto de los aminoácidos no esenciales en distintas especies.

Autor Año Estudio Conclusiones

Abboudi et al. 2009 Se evaluaron 3 dietas experimentales. Una dieta control, una dieta libre de proteína y una dieta libre de proteína con inclusión de alanina y glicina para ver el efecto de la inclusión de aminoácidos no esenciales en la pérdida de nitrógeno y aminoácidos en alevines del Salmon del Atlántico.

El estudio destaca la gran importancia que tienen los aminoácidos no esenciales en salmones cultivados bajo condiciones de mantenimiento, además se encontró un “protein sparing effect” por el uso de alanina y glicina.

Gaye-Siessegger et al.

2007 Se evaluaron 3 dietas purificadas que diferían solo en su composición de aminoácidos no esenciales para evaluar el efecto de la composición de aminoácidos no esenciales de la dieta sobre el crecimiento de la tilapia del Nilo.

La utilización de aminoácidos libres por la tilapia fue pobre. Sin embargo, la composición de aminoácidos no esenciales de la dieta tuvo un efecto significativo en la ganancia de lípidos, proteínas y energía de los peces.

Peres y Oliva - Teles

2006 Se formularon tres dietas semi-purificadas que incluyen harina de pescado y mezclas de aminoácidos cristalinos como las principales fuentes de nitrógeno para tener una proporción de aminoácidos esenciales / aminoácidos no esenciales en la dieta de 40/60, 50/50 y 60/40, para evaluar la proporción de aminoácidos no esenciales (EAA / NEAA) y el efecto del nitrógeno en la lubina europea.

Los resultados del estudio indicaron que los juveniles de lubina europea requieren un equilibrio adecuado entre los aminoácidos esenciales y los aminoácidos no esenciales para un crecimiento óptimo y una utilización eficiente de la proteína en dieta. Por lo tanto, para promover el máximo rendimiento, las dietas deben tener una proporción de los aminoácidos esenciales / no esenciales de 50/50. Sin embargo, para maximizar la utilización del alimento, la proteína y la energía, esta relación debe aumentarse a 60/40.

Schuhmacher et al.

1995 Se evaluó el efecto de la inclusión de la glicina, el ácido L-glutámico y la L-glutamina como fuentes de aminoácidos no esenciales en la dieta para evaluar el crecimiento en la trucha arcoíris.

Los resultados no indicaron una respuesta clara de la relación óptima entre aminoácidos esenciales y los no esenciales, por lo tanto debe ser reevaluada.


Evaluar el efecto de la relación del perfil de aminoácidos esenciales (AAE) y el aporte de aminoácidos no

esenciales (AANE) en dieta sobre el crecimiento, la supervivencia y la utilización de alimento en juveniles

de totoaba.

52

5.3. Metodología


Se formularon 4 dietas iso-energéticas con un contenido energético estimado de 505 kcal/100 g y

4 niveles de proteína cruda de 51%, 46%, 46% y 37% del peso seco (i.e., dietas nombradas 51C, 46C, 46AA

y 37AAE, respectivamente). La Dieta 51C y la dieta 46C se formularon como dietas control con base en

estudios anteriores (ver Capitulo 4). La dieta 46AA se formuló a 46% de proteína pero utilizando como

base la relación de aminoácidos esenciales cuantificada en el cuerpo entero de la totoaba (Tabla 10)

agregando AAE cristalinos. A su vez, se agregaron algunos aminoácidos no esenciales (glicina, alanina y

glutamina) para evaluar el aporte de los AANE en el desempeño de los juveniles de totoaba. Por último se

formuló otra dieta (37AAE) reduciendo el nivel de proteína a 37% pero manteniendo la proporción de

aminoácidos esenciales que se encuentran en el cuerpo entero de la totoaba.

Tabla 18. Formulación de la dietas experimentales (g/100 g en base seca) y composición proximal de las dietas experimentales (base seca). 51C = 51% proteína cruda, 46C = 46% proteína cruda, 46AA = 46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no esenciales, 37AAE = 37% proteína cruda con aminoácidos esenciales.

Dietas

Ingrediente 51C 46C 46AA 37AAE

Harina Pescado 73.5 62.5 52.5 52.5

Almidón gelatinizado 11.78 12 12 12

Celulosa 0 0.08 2 Almidón 10 9.6 18.59

Aceite pescado 9.3 10 11 11

Taurina 1 1 1 1

Metionina 0 0 0.13 0.13

Arginina 0 0 0.3 0.3

Treonina 0 0 0.06 0.06

Glicina 2.33 Alanina 2.33 Glutamina 2.33 Mix vitaminas y minerales 3 3 3 3

stay C 1 1 1 1

butilhidroxitolueno 0.09 0.09 0.09 0.09

Cloruro colina 0.1 0.1 0.1 0.1

Benzoato sodio 0.23 0.23 0.23 0.23

Composición proximal (%)

Proteína cruda 51.0 ± 0.76 46.5 ± 0.53 46.5 ± 2.51 37.0 ± 0.90

Lípidos crudos 15.8 ± 1.16 13.7 ± 1.29 14.3 ± 0.30 14.8 ± 0.48

Ceniza 13.9 ± 0.16 12.3 ± 0.03 11.0 ± 0.50 10.9 ± 0.01

ELN + fibra 19.8 ± 1.52 27.3 ± 1.88 29.4 ± 0.79 37.5 ± 0.48

Kcal/100 g* 505.15 504.87 506.88 502.43

* Datos estimados de acuerdo a Blaxter, 1989.

53


La elaboración de las dietas experimentales se realizó de acuerdo al procedimiento descrito en la

sección 4.3.2. La composición del perfil de aminoácidos de las dietas se muestra en la tabla 21.

Tabla 19. Perfil de aminoácidos de las dietas experimentales* (g / 100 g) y porcentaje de los aminoácidos esenciales respecto a lisina (lisina como 100%). 51C = 51% proteína cruda, 46C = 46% proteína cruda, 46AA = 46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no esenciales, 37AAE = 37% proteína cruda con aminoácidos esenciales.

Dietas

Totoaba

cuerpo completo 51CP 46CP 46AA 37AAE

Aminoácido

Lisina 4.5 4.0 3.7 3.2 3.0

Metionina 1.8 1.2 1.2 1.3 1.1

Arginina 4.0 3.1 2.8 2.3 2.6

Leucina 3.9 3.9 3.5 3.2 2.9

Isoleucina 2.2 2.2 1.4 1.5 1.8

Histidina 1.2 1.4 1.3 1.2 1.1

Treonina 2.4 1.5 1.4 1.3 1.2

Fenilalanina 2.1 2.0 2.1 1.3 1.5

Valina 2.6 2.9 2.8 1.8 1.9

Triptófano 0.5 ND ND ND ND

Aminoácidos No esenciales

Glutamato 7.6 7.0 7.4 6.0

Glicina 3.8 3.4 4.7 2.6

Alanina 3.4 3.0 3.2 2.4

% del aminoácido respecto a lisina (lisina 100%).

Lisina 100 100 100 100 100

Metionina 41 30 32 40 37

Arginina 88 76 75 73 86

Leucina 88 95 94 102 98

Isoleucina 48 55 38 47 60

Histidina 27 35 35 38 37

Treonina 54 37 38 41 40

Fenilalanina 46 48 56 41 48

Valina 57 71 73 56 61

Triptófano 10 ND ND ND ND

*Determinado por medio de HPLC. ND = no determinado



Marinas del Estado de Sonora (CREMES) y se transportaron por aire desde Hermosillo, Sonora a Tijuana,

54

Baja California. A su llegada a Tijuana se transportaron vía terrestre al Laboratorio de Cultivos de Peces

Marinos (LCPM) en el Departamento de Acuicultura en CICESE. Las larvas fueron cultivadas en el LCPM

hasta que alcanzaron el estadio juvenil. Sesenta juveniles de totoaba con un peso inicial de 180.7 ± 30.1 g

fueron distribuidos aleatoriamente en un sistema de 12 tanques (n = 5 peces por tanque). Cada

tratamiento fue evaluado por triplicado. La unidad experimental consistió en 12 tanques de fibra de vidrio

de 500 litros de capacidad adaptados a un sistema de recirculación de agua de mar a 25 °C compuesto

por un biofiltro de cama compactada de cuentas plásticas con un volumen total de 4 pies cúbicos, un

biofiltro de medio dinámico por aireación de medio Kaldness de 4 pies cúbicos, dos bombas de agua

(SweetWater high efficiency She 3.0 Aquactic Eco-System) y una bomba de calor (Aqua Logic modelo

2TWB0018A1000AB). El oxígeno disuelto y la temperatura se monitorearon diariamente con un medidor

de multi-parametros (YSI Pro2030, Profesional series, USA). El amonio (NH4), nitritos (NO2) y nitratos (NO3)

del agua se monitorearon diariamente durante la primera semana del experimento, después se monitoreo

semanalmente con un kit para acuario (API, Mars Fishcare North América, Inc. USA). Los peces fueron

alimentados a mano con las dietas experimentales a saciedad aparente 3 veces al día cada 4 horas

aproximadamente durante 8 semanas.


Los peces fueron sacrificados y recolectados al inicio y final del bioensayo para el análisis de

composición proximal. Las biometrías, el registro del consumo de alimento, y la colección del material

fecal para la evaluación del coeficiente de digestibilidad aparente se efectuó utilizando la metodología

descrita en la sección 3.3.4.


Se evaluó la ganancia en peso en gramos (GP), la ganancia en peso relativo (GP%) el coeficiente

de crecimiento térmico (CCT), la tasa de conversión alimenticia (TCA), la tasa de eficiencia proteica (TEP)

y el valor productivo de la proteína (VPP). Se utilizaron las fórmulas descritas en la sección 3.3.5.

55


Se evaluó la composición de proteína, lípidos, ceniza humedad y extracto libre de nitrógeno de los

peces y de las dietas experimentales utilizando los protocolos descritos en la sección 3.3.6.


El análisis de aminoácidos de las dietas y de las heces para estimar la digestibilidad aparente de

los aminoácidos se realizó como se describe en la sección 3.3.7.


El coeficiente de digestibilidad aparente de la materia seca, la proteína y los aminoácidos se

evaluaron mediante el protocolo descrito en la sección 3.3.8.


Las valores de las variables respuesta de crecimiento y utilización del alimento fueron analizados

mediante un diseño completamente aleatorizados y se presentan como promedios (n = 3) ± desviación

estándar (DE). Todos los datos fueron evaluados para analizar su normalidad mediante una prueba

Komologorov-Smirnov y para su homocedasticidad mediante una prueba de Levene. Subsecuentemente,

se aplicó una prueba de análisis de varianza (ANOVA) de una vía para determinar si existía diferencias

significativas entre los tratamientos, y una prueba Tukey cuando se encontrara diferencias (P < 0.05). Las

pruebas de Kologorov – Smirnov, Levene, ANOVA y Tukey, se realizaron mediante el programa STATISTICA®

versión 7.

56

5.4 Resultados

5.4.1 Crecimiento de los juveniles de totoaba

Al final del bioensayo se encontró diferencia significativa (P < 0.05) en el peso final entre los

tratamientos. Los juveniles alimentados con la dieta 37AAE (i.e., 37% proteína cruda con aminoácidos

esenciales) registraron los valores más bajos de peso final, ganancia en peso (g) y ganancia en peso relativo

(%).

Figura 14. Peso final de los juveniles de totoaba alimentados al final del bioensayo. Barras verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51C = 51% proteína cruda, 46C = 46% proteína cruda, 46AA = 46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no esenciales, 37AAE = 37% proteína cruda con aminoácidos esenciales.

Los valores del desempeño biológico (i.e., crecimiento, ganancia en peso g, ganancia de peso

relativo%, supervivencia, índice de condición) registraron diferencias significativas (P < 0.05) entre los

tratamientos. Los juveniles alimentados con la dieta 51C, 46C y 46AA obtuvieron los valores de crecimiento

mas altos. Sin embargo no se encontró diferencias significativas en la supervivencia e índice de condición

entre los tratamientos. El resto de los valores se muestran en la tabla 21.

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

51CP 46CP 46AA 37AAE

Pes

o e

n g

Dietas

b

abab a

57

Tabla 20. Desempeño biológico de los juveniles de totoaba (± D.E.). Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51C = 51% proteína cruda, 46C = 46% proteína cruda, 46AA = 46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no esenciales, 37AAE = 37% proteína cruda con aminoácidos esenciales.

Dietas ANOVA

Variable 51C 46C 46AA 37AAE Valor P

Peso inicial (g) 179.5 ± 22.0 181.9 ± 17.6 181.2 ± 7.8 180.2 ± 9.0

Peso final (g) 377.0 ± 50.3ab 361.3 ± 15.6ab 400.8 ± 45.0a 313.1 ± 15.2b 0.013

Ganancia P. (g) 197.4 ± 29.1 a 179.4 ± 2.6 ab 219.6 ± 37.8 a 132.9 ± 6.2 b 0.012

Ganancia (%) 109.9 ± 6.5a 99.3 ± 10.7ab 120.8 ± 15.9a 73.7 ± 0.7b 0.012

Coeficiente crecimiento

térmico 1.1 ± 0.08 a 1.0 ± 0.05 ab 1.2 ± 0.14 a 0.8 ± 0.01 b 0.002

Índice condición 1.62 ± 0.14 1.64 ± 0.02 1.71 ± 0.07 1.67 ± 0.04 > 0.05

Supervivencia (%) 100 100 100 100

5.4.2 Utilización del alimento

Los juveniles alimentados con la dieta 46AA registraron el valor más bajo de TCA con diferencias

significativas con respecto a los tratamientos 46C y 37AAE. Se encontraron valores significativamente más

altos de TEP en los peces alimentados con el tratamiento 46AA. Por su parte los valores de VPP el

tratamiento 37AAE fueron significativamente más bajos en comparación con los peces alimentados con el

tratamiento 46AA.

Tabla 21. Eficiencia alimenticia de juveniles de totoaba (± D.E.). Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b>c, ANOVA de una vía, α=0.05. 51C = 51% proteína cruda, 46C = 46% proteína cruda, 46AA = 46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no esenciales, 37AAE = 37% proteína cruda con aminoácidos esenciales.

Dietas ANOVA

Variable 51C 46C 46AA 37AAE Valor P

Consumo de alimento(g/día/pez) 3.7 ± 0.23 3.9 ± 0.11 3.8 ± 0.31 3.8 ± 0.07 < 0.05

Tasa conversión alimenticia 1.08 ± 0.10 ab 1.21 ± 0.05 b 0.98 ± 0.08 a 1.60 ± 0.10 c <0.001

Tasa eficiencia proteica 1.78 ± 0.16 b 1.87 ± 0.08 b 2.32 ± 0.20 a 1.69 ± 0.11 b 0.003

Valor productivo proteína 1.14 ± 0.20ab 1.26 ± 0.05ab 1.47 ± 0.14a 1.08 ± 0.10b 0.038

5.4.3 Composición proximal de los juveniles de totoaba

No se encontraron diferencias significativas (P < 0.05) en la composición proximal del cuerpo

entero en sus valores de la proteína, ceniza y extracto libre de nitrógeno en los juveniles de totoaba al

final del experimento. Sin embargo, se encontró diferencias significativas en el contenido de lípidos en el

58

cuerpo de los juveniles de totoaba entre los tratamientos al final del bioensayo, así como con respecto a

la muestra inicial. La composición de lípidos de los juveniles al inicio del experimento fue menor con

respecto a los juveniles al final del bioensayo. Así mismo, los juveniles alimentados con la dieta 51C, 46AA

y 37AAE registraron valores significativamente más altos de lípidos.

Tabla 22. Composición proximal de los juveniles de totoaba (± D.E.). Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. 51C = 51% proteína cruda, 46C = 46% proteína cruda, 46AA = 46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no esenciales, 37AAE = 37% proteína cruda con aminoácidos esenciales.

Dietas ANOVA

Variable Inicial 51C 46C 46AA 37AAE Valor P

Proteína cruda (%) 15.8 ± 0.2 15.7 ± 1.5 16.4 ± 0.6 16.0 ± 0.3 15.9 ± 1.0 >0.05

Lípidos crudos (%) 2.7 ± 0.2c 4.5 ± 0.1a 4.0 ± 0.3b 4.5 ± 0.0a 4.8 ± 0.1a <0.005

Humedad 75.4 ± 0.3 75.1 ± 0.4 74.9 ± 0.2 74.5 ± 1.0 74.9 ± 0.9 >0.05

Ceniza (%) 3.3 ± 0.4 3.4 ± 0.3 3.4 ± 0.2 3.6 ± 0.0 3.5 ± 0.0 >0.05

Extracto libre nitrógeno + fibra

(%)

2.8 1.3 1.3 1.4 0.9

5.4.4 Coeficiente de digestibilidad aparente

No se encontraron diferencias significativas (P < 0.05) en el coeficiente de digestibilidad aparente

de la materia seca de las dietas entre los diferentes tratamientos. Sin embargo, si se registró diferencia

significativa en el coeficiente de digestibilidad aparente de la proteína y de los aminoácidos esenciales

entre los tratamientos. Los juveniles alimentados con las dietas 46AA y 37AAE registraron el valor más alto

de CDA de la proteína con diferencias significativas. No se encontró diferencia significativa en el CDA de

lisina entre los tratamientos. Sin embargo, se encontraron diferencias significativas en los CDA para el

resto de los aminoácidos esenciales. Los resultados se presentan en la tabla 24.

59

Tabla 23. Coeficientes de digestibilidad aparente de la materia seca, proteína y aminoácidos esenciales (± D.E.). Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b>c, ANOVA de una vía, α=0.05. 51C = 51% proteína cruda, 46C = 46% proteína cruda, 46AA = 46% proteína cruda con aminoácidos esenciales y no esenciales, 37AAE = 37% proteína cruda con aminoácidos esenciales.

Dietas experimentales ANOVA

51C 46C 46AA 37AAE Valor

P

Materia seca 65.2 ± 5.1 69.0 ± 7.6 66.3 ± 3.8 60.7 ± 1.3 0.308

Proteína 77.8 ± 3.3b 79.6 ± 4.9b 89.0 ± 1.2a 83.0 ± 0.5ab 0.009

Aminoácidos esenciales*

Lisina 76.8 ± 7.3 83. 5 ± 3.1 89.8 ± 2.9 71.2 ± 13.4 0.089

Metionina 75.5 ± 7.1ab 81.0 ± 4.7ab 87.0 ± 3.1a 71.5 ± 6.8b 0.045

Arginina 81.6 ± 5.9ab 85.3 ± 4.5ab 89.2 ± 1.8a 76.3 ± 2.4b 0.023

Leucina 82.8 ± 5.5a 84.2 ± 4.4a 90.1 ± 2.2a 71.6 ± 4.0b 0.042

Isoleucina 80.8 ± 6.0ab 76.3 ± 6.0ab 86.5 ± 2.8a 71.6 ± 3.1b 0.027

Histidina 84.2 ± 3.1bc 85.7 ± 3.5ab 94.7 ± 4.9a 74.1 ± 4.8c 0.001

Treonina 80.4 ± 5.6ab 83.7 ± 4.0a 88.7 ± 2.4a 71.6 ± 1.0b 0.003

Fenilalanina 81.2 ± 5.5ab 86.1 ± 4.3a 90.7 ± 8.4a 70.4 ± 3.1b 0.012

Valina 79.8 ± 5.8a 82.9 ± 4.7a 84.3 ± 3.8a 63.5 ± 5.8b 0.003

Triptófano ND ND ND ND

*Contenido de aminoácidos determinado por HPLC. ND = no determinado.

5.5 Discusión

En el presente estudio no se encontraron diferencias significativas (P < 0.05) en el peso final de los

juveniles alimentados con las dietas 51C, 46C y 46AA, pero si con los peces alimentados con la dieta de

menor proteína, 37AAE. Sin embargo, solo se obtuvo el 120% de ganancia de peso respecto al peso inicial

con el tratamiento que registró la mayor ganancia (46AA) los demás oscilaron entre 73% y 109%. Es

probable que debido al peso inicial (180.7 ± 30.1 g) de los organismos y al poco tiempo que duro el

bioensayo (8 semanas), no se alcanzaron los incrementos en peso deseados (200% del peso inicial de los

organismos al inicio del experimento). La literatura especialista en la nutrición acuícola (i.e., NRC, 2011)

sugiere que la ganancia en peso debe ser como mínimo del 200% para los organismos juveniles y poder

así adjudicar con mayor certeza el efecto en la variable evaluada. Sin embargo, algunos autores mencionan

que solo es necesario 8 semanas de bioensayo, pero es inapropiado asignar un tiempo específico porque

depende de muchos factores (i.e., condición genética, relación proteína/energía en el alimento,

temperatura del agua, densidad de biomasa en el tanque experimental, peso inicial de los organismos al

inicia del bioensayo) (Cowey, 1992). Además, la ganancia en peso no siempre es la más apropiada para

60

evaluar la respuesta de una variable de interés. La utilización del alimento y sus nutrientes pueden dar

información más precisa con respecto al efecto de algún nutriente de la dieta en los juveniles de peces

(Baker, 1986).

Los resultados relacionados con la utilización del alimento (i.e., TCA, TEP y VPP) indican un efecto

positivo con el tratamiento 46AA, ya que registraron la mejor TCA (el valor más bajo de TCA), el más alto

para la TEP y así mismo, el valor más alto para el VPP. Estos datos difieren con los reportados por Wu et

al. (2015) donde se evaluó el efecto de los aminoácidos no esenciales en dieta (i.e., un 25% del total de la

composición de la dieta en base seca) sobre el crecimiento o TEP en juveniles (21.1 g) de lobina rayada

hibrida Morone chrysops ♀ × M. saxatilis ♂. Los autores registraron menor crecimiento en peso en

comparación con la dieta control, atribuido a la pobre utilización de los aminoácidos no esenciales (i. e.,

glutamato y aspartato) por parte de la lobina. Este resultado, se atribuye a un efecto especie-especifico,

ya que en el salmón del Atlántico si se observó una buena utilización de los aminoácidos no esenciales en

la dieta (Larsson et al., 2014). Conjuntamente con los procedimientos experimentales utilizados. Los datos

de la TEP y el VPP en el presente estudio sugieren que totoaba puede utilizar los aminoácidos no esenciales

obteniendo un efecto positivo sobre el crecimiento, debido a que en el tratamiento 46AA el peso final (g),

la GP y la GP% no obtuvo diferencia con la dieta 51C. Estos datos concuerdan con los reportado para

especies como el Salmon, Salmo salar (peso inicial160 g) donde en un estudio realizado por Oehme et al.

(2010) evaluaron el efecto de la incorporación de 1.1% de arginina y 0.75% de glutamato en la dieta (en

base seca). Los autores reportan una mejor tasa de crecimiento específica con el tratamiento que contenía

la incorporación de la arginina y el glutamato y lo atribuyen a que el glutamato pudo haberse utilizado

como fuente energética, y los amino ácidos esenciales para la dieta a la síntesis de nuevas proteína.

Se observaron valores más altos en la tasa de conversión alimenticia en los tratamientos 51C y

46AA con respecto a los tratamientos restantes indicando una menor eficiencia alimenticia en estos dos

tratamientos. A su vez, la tasa de eficiencia proteica fue significativamente mayor en los peces alimentados

con la dieta 46AA. Estos resultados sugirieren que un balance del perfil de aminoácidos esenciales y la

incorporación de los aminoácidos no esenciales en la dieta, resultaron en un mayor crecimiento por unidad

de dieta y por unidad de proteína en los juveniles de totoaba. Los peces tienen un requerimiento por

amino ácidos esenciales en proporcione adecuadas, así como de una proporción adecuada de amino

ácidos esenciales respecto a los no esenciales (Wilson, 2002). Por lo que el balance de los amino ácidos

esenciales, así como la incorporación de los aminoácidos no esenciales (i.e., glutamina, alanina y glicina)

resultaron en un máximo aprovechamiento de la proteína por los juveniles alimentados con la dieta 46AA.

61

De acuerdo con Trushenski et al. (2006) cuando los amino ácidos esenciales de la dieta tienen la

misma proporción entre ellos que los aminoácidos esenciales del cuerpo entero de la especie, la proteína

de la dieta es más eficiente de ser utilizada y el crecimiento se maximiza. Es por esto que los aminos ácidos

en la dieta deben de estar en proporciones y cantidades específicas, por lo que la proteína de la dieta debe

de contener las proporciones y cantidades requeridas, de lo contrario, puede presentarse antagonismo de

algunos amino ácidos, evitando su absorción adecuada y ocasionando una reducción del crecimiento (Wu

et al., 2014). Por ejemplo uno de los principales efectos antagónicos entre aminoácidos esenciales se da

entre la lisina y la arginina , puesto que al ser aminoácidos básicos compiten por el mismo mecanismo de

trasporte dentro del enterocito (D’mello, 2003). En el presente estudio se formuló la dieta 46AA y 37AAE

para mantener la relación de aminoácidos esenciales igual o muy similar a la relación de aminoácidos

esenciales encontrados en el cuerpo entero de la totoaba, basándonos en la premisa de que este es el

perfil adecuado para la mejor utilización de la proteína en la dieta, evitando algún posible efecto de

antagónico entre lisina y arginina.

En el presente estudio, se encontró diferencia significativa en el contenido lipídico de los juveniles

finales respecto a los iniciales. De igual forma, se encontró diferencias significativas entre los tratamientos

al final del bioensayo, donde se observó el mayor contenido de lípidos en los juveniles alimentados con

las dietas 37AAE y 51C. Las dietas experimentales del presente estudio se formularon a un contenido iso-

energético aportado principalmente por las proteínas y lípidos y algo los carbohidratos. Con la finalidad

de evaluar si existía un posible efecto positivo el aporte de energía no proteica (“protein sparing effect”)

en el uso de las proteínas, se incrementó el contenido lipídico por encima del estimado para esta especie

(Rueda-López et al., 2011). Sin embargo, no se observó un efecto positivo al incorporar energía no proteica

por encima del nivel requerido por la especie ya que la dieta con mayor contenido aceite de pescado

(37AAE) resulto en la menor eficiencia proteína (i.e., TEP = 1.69) y acumularon el mayor contenido de grasa

en su cuerpo. Existen estudios con la totoaba evaluando altos niveles de lípidos (hasta 20%) en dieta donde

no se reportan efectos negativos en su desempeño con niveles lipídicos en dieta del 16% (Perez-Velazquez

et al., 2016)

Los juveniles alimentados con la dieta 37AAE presentaron el mayor contenido lipídico en el cuerpo

al final del experimento. Es probable que alto niveles de carbohidratos presente en esta dieta no haya

sido bien utilizado por la totoaba como fuente energética, por lo tanto fueron almacenados como lípidos.

totoaba al igual que la mayoría de los peces carnívoros hace uso limitado de las fuentes de carbohidratos

en dieta como fuente de energía (NRC, 2011). En contraste, datos reportados por Wu et al. (2015)

62

evaluando el uso relativo del carbohidrato por el hibrido de la lobina rayada, demuestran que esta especie

pudo utilizar un 25% de carbohidrato de manera eficiente como fuente energética. Sin embargo, Gaylord

y Gatlin (2000), en otro estudio realizado con este mismo hibrido pero evaluando el efecto del nivel de

lípidos y la L-Carnitina, reportan que cuando el nivel de carbohidrato en dieta se encuentra por encima del

33% el crecimiento se ve disminuido significativamente.

El coeficiente de digestibilidad en el tratamiento 46AA fue más alto significativamente. Esto ayuda

a explicar la mejor tasa de conversión alimenticia, y de la proteína, resultado en un mayor crecimiento.

Por su parte los juveniles alimentados con la dieta 37AAE registraron altos coeficiente de digestibilidad

aparente de la proteína pero sin crecer mejor. Es probable que aunque la poca proteína en la dieta haya

sido bien digerida, no fue suficiente para satisfacer la necesidad por amino ácidos de la totoaba para un

óptimo crecimiento. Sin embargo, en general los coeficientes de digestibilidad aparente de los

aminoácidos esenciales del tratamiento 37AAE (con excepción de la lisina) registraron los valores más

bajos, sugiriendo que la digestibilidad de la proteína observada en esta dieta, probablemente fue aportada

por los aminoácidos no esenciales de la dieta. Aunque se obtuvieron valores de coeficiente de

digestibilidad aparente de la lisina en dieta algo diferente entre tratamientos, no se encontraron

diferencias significativas entre los tratamientos. Esto puede deberse al alto valor de la desviación estándar

calculada ocasionando que la prueba estadística no detectara diferencia significativa con el coeficiente de

confianza utilizado (i.e., 95%).

En conclusión, el aporte de aminoácidos no esenciales en la dieta resulto en un efecto positivo en

el la utilización del alimento (TCA, TEP y VPP) por los juveniles de totoaba, indicando que su uso en dietas

de engorde es viable por lo que se recomienda agregar estos aminoácidos, especialmente cuando se

elaboren dietas con ingredientes alternos a la harina de pescado debido a que la mayoría poseen un perfil

de AAE desbalanceado, y el aporte de aminoácidos no esenciales podrían ser utilizados como fuente

energética permitiendo que la mayoría de los AAE sea destinados a la síntesis proteica

63

Capítulo 6. Digestibilidad de diversas fuentes proteicas en juveniles de totoaba

6.1 Acuicultura sostenible

La sostenibilidad se refiere a la gestión y conservación de los recursos naturales e implica el

establecimiento de sistemas de producción que pueden existir permanentemente en el tiempo. La

definición de la FAO de '' desarrollo sostenible '' implica el manejo y conservación de los recursos naturales

del mundo con una orientación hacia el cambio tecnológico e institucional de tal manera que garantice el

logro y la satisfacción continua de las necesidades humanas actuales y de las generaciones futuras. El

aumento de la densidad de organismos por unidad de volumen en los cultivos acuícolas no suele ser

compatible con el aumento de la sostenibilidad, y establecer un equilibrio entre aumentar la sostenibilidad

con la necesidad de generar un beneficio económico razonable se ha convertido en un desafío para los

acuicultores (Stickney, 2000).

En la última década se ha incrementado la preocupación por el impacto en el ambiente y la

sostenibilidad de los alimentos acuícolas y de la industria en sí. Por una parte, el exceso de fósforo en las

dietas lleva a un exceso de excreción de este mineral y contribuye a la eutrofización del agua. De igual

forma, el exceso de proteína (para asegurar cubrir los requerimientos de las especies de cultivo) en el

alimento causan un alto incremento en los costos, un desperdicio de la proteína y aumento del nitrógeno

en el agua como resultado de excreción (Hixson, 2014). Así, la industria acuícola ha generado un mayor

interés por reducir la perdida de nutrientes al ambiente y reducir el nivel de proteína en la dieta sin ver

afectado el desempeño de la especie de interés (NRC, 2011).

El impresionante crecimiento de la acuicultura de peces carnívoros ha aumentado la demanda de

alimentos para peces que dependen de la harina y el aceite de pescado como los componentes principales

de la dieta debido a su alta calidad nutricional. La harina de pescado es altamente digestible y proporciona

los aminoácidos esenciales, como la lisina y la metionina, que muchas veces son deficientes en los

ingredientes de origen vegetales. El aceite de pescado es una buena fuente de ácidos grasos esenciales

(AGE) como el ácido eicosapentaenoico (EPA) y ácido docosahexaenoico (DHA) que no se encuentran en

los aceites vegetales. Sin embargo, a medida que la harina y aceite de pescado se vuelven cada vez más

escasos, es necesaria la búsqueda de ingredientes alternativos a estos ingredientes tan preciados

(Watanabe, 2002). Además, la harina y aceite de pescado son recursos finitos que han sido utilizados por

64

décadas y no se prospecta un incremento en su producción. Además los stocks silvestres de peces

pelágicos están explotados al máximo por lo que practicar una acuicultura sostenible y amigable con el

medio ambiente se vuelve un tema prioritario (Naylor et al., 2009). Sin embargo, aunque el porcentaje de

inclusión de harina y aceite de pescado en la dietas para acuicultura ha disminuido en los últimos años, la

industria acuícola sigue siendo el mayor consumidor de harina y aceite de pescado a nivel mundial. Su uso

en la elaboración de alimentos acuícolas es más frecuente para los peces de alto nivel tróficos y con niveles

de inclusión de harina de pescado que van desde el 17% al 65%. Los porcentajes usados del aceite de

pescado para la industria acuícola van de 3 al 25% dependiendo de la especie (FAO, 2018).

Aunque las especies de peces de bajo nivel trófico (i.e., carpas, tilapias, bagres, crustáceos)

requieren relativamente menos proteína en sus dietas, también usan harina de pescado y aceite de

pescado en cantidades variables en sus dietas. Aunque la industria acuícola sigue siendo el mayor

consumidor de la harina de pescado en el mundo, el uso de la harina de pescado en alimentos acuícolas

ha disminuido gradualmente desde el 2006 (FAO, 2012). Sin embargo, en las últimas décadas, debido a

una mayor conciencia de la probabilidad de una escasez de harina de pescado, las instituciones de

investigación y la industria de alimentos para acuicultura han realizado numerosos estudios para tratar de

reducir la dependencia de la harina de pescado utilizando ingredientes alternos renovables (FAO, 2012).

Además, el uso de la harina de pescado para alimentar peces es un tema controversial, debido a que el

pescado (i.e., anchoveta, sardina) usado en su producción podría usarse directamente como alimento

humano (Stickney, 2000).

Aunque existen varios ingredientes proteicos comúnmente usados en la acuicultura,

convencionalmente solo aquellos que contienen el 20% o más de proteína cruda se consideran ingrediente

proteico para elaboración de dietas para animales (Garcia et al., 2007). Los ingredientes proteicos

generalmente se clasifican según su origen como proteínas animales o vegetales. Los ingredientes

proteicos de origen animal que se utilizan en las dietas de pescado son productos o subproductos marinos,

subproductos del procesamiento de ganado o aves de corral o subproductos lácteos. Las proteínas de

origen animal generalmente se consideran de mayor calidad que las proteínas vegetales, principalmente

por el mejor perfil de aminoácidos esenciales, mayor digestibilidad y a que no contiene tantos factores

antinutricionales (Stickney, 2000).

La industria de alimentos acuícolas ha identificado que la utilización de ingredientes vegetales es

una opción viable para la producción de dieta para las especies acuícolas, contribuyendo al desarrollo

futuro de la acuicultura sostenible. Sin embargo, las dietas con ingredientes de origen vegetal deben

65

proporcionar los nutrientes para satisfacer los requerimientos de la especie de interés y generar un óptimo

crecimiento, reducir el impacto ambiental al mínimo, producir pescado de alta calidad con beneficio para

la salud humana y de que se haga de una manera económicamente rentable (Gatlin et al., 2007).

6.2. Digestibilidad

La digestibilidad de los nutrientes se expresa como el porcentaje de nutrientes en el alimento

absorbido por el organismo, que se determina por la diferencia del contenido de nutrientes entre el

alimento consumido (entrada) y las heces producidas (salida) (Stickney, 2000). La digestibilidad es el

término utilizado para caracterizar los nutrientes que están sujetos a un proceso de digestión. La digestión

se refiere al proceso donde el nutriente o nutrientes (i.e., proteínas, lípidos, carbohidratos, vitaminas y

minerales) del alimento ingerido por un organismo pasa a través del tracto digestivo como un compuesto

complejo y es separado en compuestos más simples por medio de procesos enzimáticos y químicos (i.e.,

ácido clorhídrico, sales biliares) para su absorción por los enterocitos del lumen del intestino por distintos

mecanismos (i.e., difusión simple, difusión facilitada o transporte activo) (NRC, 2011). Evaluar la

digestibilidad en peces ha sido un verdadero desafío principalmente por llevarse a cabo en un medio

acuático, lo que dificulta la colección de material fecal para la evaluación de los nutrientes, además de

estar sujeto a un proceso de lixiviación dando lugar a una posible pérdida del nutriente a evaluar en el

agua. Otra consideración importante al evaluar la digestibilidad, es tomar en cuenta la producción de un

nutriente de manera endógena, es decir por parte del organismo, donde hay un aporte de nutrientes por

parte de las células epiteliales, enzimas digestivas, sales biliares, fluido intestinal y de la microbiota

(Stickney, 2000). Debido a esto, cuando la evaluación de la digestibilidad se efectúa sin cuantificar el aporte

de un nutriente de manera endógena se le denomina “digestibilidad aparente”. Si se calcula la

digestibilidad tomando en cuenta el aporte endógeno del nutriente, entonces se le denomina

“digestibilidad real” (Ammerman et al., 1995).

Existen comúnmente dos métodos para la evaluación de la digestibilidad de un nutriente, el

método directo y el método indirecto. En ambos se requiere de la colección de material fecal y la

evaluación del nutriente en la dieta y en las heces. El método directo se basa en cuantificar exactamente

la cantidad total de nutrientes ingeridos por el organismo y los nutrientes excretados como heces. Por lo

tanto, es esencial cuando se utiliza el método directo recolectar todas las heces excretadas por los

66

organismos, así como para registrar la cantidad exacta de alimento ingerido. El método indirecto es

usualmente más utilizado, implica tomar una muestra representativa de heces que esté libre de alimento

no ingerido y la utilización de un marcador no toxico e inerte que pase a través del tracto digestivo a la

misma velocidad que el alimento sin ser afectado por los procesos digestivos (i.e., absorción). La

digestibilidad bajo este método se estima basado en la acumulación relativa del indicador en las heces

comparado con el porcentaje de indicador que tiene el alimento. Este último método es más sencillo,

menos laborioso y el más usado por los investigadores (NRC, 2011).

6.3. Ingredientes alternos a la harina de pescado

Una ingrediente alternativo que sea viable para el reemplazo de la harina de pescado debe de

tener características específicas como por ejemplo: un buen perfil nutricional, disponibilidad en el

mercado, facilidad de acceso (i.e., facilidad de envío), apto para el buen desempeño y estado de salud de

los peces, aceptación del consumidor, no produzca alta contaminación al medio ambiente y finalmente un

precio aceptable (Naylor et al., 2009). Existen diversos ingredientes proteicos alternos a la harina de

pescado. Sin embargo, muchos tienen tanto características nutricionales positivas como negativas. Entre

los ingredientes con mayor potencial para la formulación de alimento para la acuicultura se encuentran:

6.3.1. Harina de soya

Entre los diversos ingredientes de origen vegetal disponibles para la alimentación de peces, la

harina de soya es universalmente aceptada por sus cualidades nutrimentales así como una producción

estable y en crecimiento. Además de tener un perfil de aminoácidos favorable en comparación con otras

fuentes de origen vegetal, la harina de soya está disponible de manera consistente, es rentable y se

considera que es aceptable para la mayoría de las especies de peces. El reemplazo de la harina de pescado

por harina de soya ha demostrado que es uno de los reemplazos más prometedores. Sin embargo, es

conocido que puede llegar a tener factores antinutricionales (i.e., inhibidores de enzimas, lecitinas, ácido

fítico) (Bureau and Cho, 1999). La harina de soya es rica en arginina e isoleucina, pero deficiente en lisina

y metionina (NRC, 2011).

67

6.3.2. Concentrado de soya

Los concentrados de proteínas vegetales se preparan mediante diversos métodos que van

concentrando a las proteínas de los ingredientes vegetales por medio de eliminar factores anti-

nutricionales e indigeribles mejorando su calidad nutricional. Los concentrados contienen altos niveles de

proteínas (> 60%), y se han realizado diversos estudios en dietas para peces con resultados favorables. El

concentrado de proteína de soya está disponible comercialmente, aunque a un costo relativamente alto.

La proteína del concentrado de soya es por lo general altamente digestible y con gran palatabilidad en

especies como la trucha arco iris. Dependiendo de la especie se ha logrado reemplazar a la harina de

pescado hasta un 45 a 50% sin afectar las respuestas de crecimiento y la eficiencia de alimentación

(Stickney, 2000). Por lo general contiene un porcentaje de proteína del 65%, aunque el contenido de lisina

suele ser bajo (NRC, 2011).

6.3.3. Gluten de maíz

El gluten de maíz es una proteína vegetal que se produce mediante una molienda húmeda de los

granos de maíz macerado en agua a 50 °C durante 30 horas aprox. El grano macerado se muele separando

el germen que una vez suspendido en una corriente de agua se separa mediante hidrociclones de los otros

constituyentes del grano. El gluten y el almidón por tener diferente densidad son separados por

centrifugación (Garcia et al., 2007). El gluten de maíz tiene alta palatabilidad en salmónidos. Estudios con

trucha arco iris y salmón del Atlántico muestran que el gluten de maíz se complementa muy bien con

harina de soya. No obstante, la incorporación de harina de gluten de maíz debe limitarse en la formulación

de alimentos para los peces debido a su alta concentración en xantofilas que pueden producir una

pigmentación indeseable de la piel y el musculo de los peces (Bureau y Cho, 1999). EL gluten de maíz

generalmente tiene un alto contenido de proteína (i.e., 65%), es rico en leucina, metionina y fenilalanina.

Sin embrago, es deficiente en lisina y arginina (NRC, 2011).

68

6.3.4 Gluten de trigo

El gluten de trigo es una fuente proteica altamente digestible, puede actuar tanto como una fuente

de proteína como un aglutinante de pellets. Tradicionalmente, los almidones se utilizan para proporcionar

la adhesión necesaria de las dietas extruidas y les proporciona una alta estabilidad en el agua (Storebakken

et al., 2000). El gluten de trigo se produce hidratando la harina de trigo para activar el gluten y luego

procesando la masa hidratada para eliminar el almidón, dejando solo el gluten (i.e., concentrado proteico).

Luego se seca el gluten y se vuelve a moler en polvo. Estudios previos han demostrado que el gluten de

trigo puede reemplazar exitosamente una gran proporción de la harina de pescado en las dietas para la

trucha arco iris (hasta un 100% ) (Pfeffer et al., 1992) y 30% en el caso del lenguado del atlántico

Hippoglossus hippoglossus (Helland y Grisdale-Helland, 2006). Es necesario que las dietas se

complementen con lisina ya que es el aminoácido limitante en el gluten de trigo. El gluten de trigo tiene

alto contenido de proteína (i.e., 70 -75%), es rico en arginina, leucina y metionina. Sin embargo, es

deficiente de lisina (NRC, 2011). Otro aspecto importante a considerar es que por lo general su precio es

elevado en el mercado (Naylor et al., 2009).

6.3.5 Harina de subproducto de ave

Está compuesta de órganos de aves de corral sacrificadas, procesadas y limpias. Suele contener

partes como los cuellos, patas, huevos e intestinos, sin incluir plumas. Por lo general es alta calidad y en

su etiqueta debe incluir la cantidad de proteína bruta, fibra bruta mínima, fósforo mínimo y calcio mínimo

y máximo. El nivel de calcio no debe exceder el nivel real de fósforo por más de 2.2 veces. La calidad de la

harina de subproducto de ave incluidos los aminoácidos esenciales limitantes para la mayoría de las

especies (i.e., lisina, metionina), los ácidos grasos esenciales, las vitaminas y los minerales junto con su

buena palatabilidad ha estimulado su uso en alimentos para mascotas y en especial para la organismos

acuáticos (Meeker, 2006).

69

6.3.6 Harina de carne y hueso

Es extraído de la carne de res o de los tejidos de cerdo y no debe contener sangre, pelo, pezuña,

cuerno, guarniciones de piel, estiércol o contenido de rumen o estómago. La harina de carne y huesos

contiene aproximadamente de 45 a 50% de proteína cruda, su calidad nutricional es inferior a la de la

harina de pescado debido a que contiene menos cantidad de aminoácidos no esenciales, con excepción

de arginina (NRC, 2011). Además, la calidad de la proteína puede variar considerablemente entre las

diferentes harinas producidas. La harina de carne y hueso es una buena fuente de minerales, pero el alto

contenido de cenizas limita su inclusión en las fórmulas de alimento para peces, debido a la posibilidad de

que se produzca un desequilibrio mineral en la dieta y porque su contenido de fósforo es alto potenciando

sus efectos contaminantes al medio ambiente (Stickney, 2000).

6.3.7 Harina de pluma hidrolizada

La harina de plumas de ave hidrolizada se prepara mediante el tratamiento a alta presión de

plumas limpias y otros subproductos de aves. La harina de pluma tiene que tener por lo menos un

digestibilidad de pepsina del 75% (i.e., la digestión con pepsina in vitro) (Stickney, 2000). Tiene un alto

contenido de proteínas (85%), pero la calidad de la proteína no es tan buena como la de otros ingredientes

proteicos de origen animales debido a su bajo contenido de metionina, lisina, histidina y triptófano,

además de estar constituida por queratina, proteína que por su estructura es difícil de digerir (Latshaw,

1990). Conjuntamente, la calidad de la harina de pluma no es constante, ya que puede variar en su

composición y biodisponibilidad de nutrientes (Wang y Parsons, 1997).

6.4. Importancia de la digestibilidad de los ingredientes proteicos

Conocer la digestibilidad de los nutrientes en los ingredientes es esencial para estimar el valor

nutritivo de los alimentos. Los alimentos para peces representan el mayor costo de operación en las

unidades de acuicultura intensiva. Es importante conocer los coeficientes de digestibilidad de los diversos

ingredientes para así formular dietas altamente eficientes y que los productores acuícolas reduzcan el

costo de producción sin reducir la producción de pescado. Por lo tanto, es fundamental conocer la

70

digestibilidad de los nutrientes en los ingredientes, así como el contenido de nutrientes y el precio, para

seleccionar los ingredientes para la formulación de dietas rentables. Así mismo, conocer la digestibilidad

es esencial para cuantificar la excreción de nutrientes no digeridos que contaminan el medio acuático y

poder reducir su impacto. Los valores de digestibilidad de los nutrientes de la dieta proporcionan

información básica para evaluar los alimentos e ingredientes para peces que cumplen con los

requerimientos biológicos, económicos y ambientales (Stickney, 2000).

6.2 Antecedentes

Se han realizado estudios previos con distintas especies evaluando la digestibilidad de diversos

ingredientes proteicos para la formulación de dietas prácticas para distintas especies entre las que se

encuentras: la cobia Rachycentron canadum (Chi et al., 2017), Mulloway Argyrosomus japonicas (Booth et

al., 2013), la corvina roja Sciaenops ocellatus (Gaylord y Gatlin, 1996) y la lobina rayada hibrida Morone

saxatilis x Morone chrysop (Sullivan y Reigh, 1995). La digestibilidad de los ingredientes está en función de

diversos factores (i.e., calidad del producto, especie de estudio y su fisiología digestiva, procesamiento del

alimento, entre otros). En la tabla 26 se muestra los valores de digestibilidad aproximados de algunos

ingredientes proteicos evaluados en especies acuícolas.

Tabla 24. Coeficiente de digestibilidad aparente de la proteína (CDA) por distintas especies de peces en ingredientes selectos. NRC, 2011.

Especie

Ingrediente Sciaenops ocellatus

Salmo salar

Oncorhynchus mykiss

Morone saxatilis x Morone chrysops

Seriola sp.

Harina de pescado (sardina) 75–96% 83-95% 90 88% 89%

Subproducto de ave ND* 74-94% 83-96% 55% ND

Harina de carne y hueso 74-79% 85% 83-88% 73% ND

Harina de pluma ND 71-88% 77-87% ND ND

Harina de soya 80-86% 77-94% 90-99% 80%

Concentrado de soya ND 90% 98-100% ND 87%

Gluten de maíz ND 92% 92-97% ND 50%

Gluten de trigo ND 99% 100% ND ND

* ND = no determinado

La generación de información de la digestibilidad de los diversos ingredientes proteicos

disponibles en el mercado para la formulación de dietas prácticas para la totoaba es necesaria para

sustituir a la harina de pescado y reducir los costos de alimentación. El método de cenizas insolubles en

71

ácido clorhídrico es práctico, rápido y sencillo para la determinar el coeficiente de digestibilidad aparente

de la proteína y aminoácidos en los ingredientes proteicos.


Evaluar el coeficiente de digestibilidad de la proteína y los aminoácidos esenciales en diversos ingredientes

alternos a la harina de pescado utilizando el método de cenizas insolubles en ácido clorhídrico.

6.3 Metodología


Para determinar los coeficientes de digestibilidad de la materia seca, proteína y amino ácidos in

vivo de los ingredientes a evaluar, se empleó el método indirecto utilizando cenizas insolubles como

indicador (Montaño-Vargas et al., 2000). Para este propósito se formuló una dieta basal o de referencia

en la cual se estimó la digestibilidad del nutriente de interés (i.e., proteína, aminoácidos y materia seca).

Posteriormente, la dieta basal fue combinada con cada uno de los ingredientes a evaluar en una

proporción del 70-30% (dieta basal : ingrediente) a las que llamamos dietas experimentales. La

digestibilidad del nutriente se determinó en la dieta basal y las dietas experimentales. Por medio de la

diferencia de la digestibilidad entre estas dos dietas, se obtuvo la digestibilidad del nutriente en el

ingrediente de interés. La dieta basal se formuló a un contenido de 50% de proteína cruda y 10% de lípidos.

Como fuente proteica se utilizó harina de pescado (sardina) y como fuente lipídica aceite de pescado

(sardina). Los ingredientes proteicos de origen animal a evaluar fueron los siguientes (Tabla 27): harina de

pescado (Mazinsa, Sinaloa, México) harina de subproducto de ave, harina de carne y hueso de cerdo y

harina de pluma hidrolizada (Proteínas Marinas y Agropecuarias S.A. de C.V, Jalisco, México). Dietas; HP,

SA, CH y PL, respectivamente. Los ingredientes proteicos de origen vegetal fueron (Tabla 27): concentrado

de soya (Midewest Ag enterprises, Minnesota, USA), harina de soya (COLPAC, Sonora, México), gluten

de maíz (Ingredion, Edo. de México, México) y gluten de trigo (Bob´s Redmill, Milwaukie, USA). Dietas CS,

HS, GM y GT, respectivamente.

72

Tabla 25. Composición proximal y perfil de aminoácidos esenciales de los ingredientes proteicos.

Origen animal Origen vegetal

Harina

Pescado

Harina subproducto

Ave

Harina Carne y hueso

Harina Pluma

Concentrado de soya

Harina soya

Gluten maíz

Gluten Trigo

Proteína (%) 69 63 52 80 63 48 63 75

Lípidos (%) 6.5 16.3 12.8 10 4.1 5.0 2.2 1.5

Ceniza 19.7 11.8 23.1 3 3.2 5.8 1.6 0.7

Aminoácidos

esenciales*

Metionina 1.8 1.1 0.8 0.6 0.8 0.7 1.9 1.6

Lisina 5.2 3.6 3.0 2.0 3.4 2.2 1.0 4.9

Treonina 2.7 2.4 1.9 -- 2.4 2.0 2.0 1.6

Histidina 1.7 1.1 1.0 1.7 1.5 1.3 1.2 2.0

Leucina 4.7 4.1 3.6 7.1 4.7 3.8 9.4 6.3

Fenilalanina 2.6 2.3 1.8 4.3 3.1 2.7 3.8 4.5

Triptófano 0.7 0.5 0.4 0.5 0.8 0.7 0.3 1.0

Isoleucina 2.7 2.3 1.7 4.1 2.8 2.6 2.3 3.7

Valina 3.1 2.9 2.6 5.5 2.9 2.7 2.7 4.0

Arginina 4.1 4.1 3.9 6.5 4.2 3.6 1.9 3.8

* Perfil de aminoácidos esenciales de H. pescado y H. de subproducto de ave evaluados por Evonik Industries. H. de Carne y hueso con base a información de NRC, 2011. Harina de pluma hidrolizada otorgada por el proveedor Proteínas Marinas y Agropecuarias S.A. de C.V. Harina de soya con base a información de NRC, 2011. Concentrado de soya información por el proveedor “Midewest Ag enterprises”. Gluten de maíz y gluten de trigo con base a la información de NRC, 2011.

73

Tabla 26. Ingredientes utilizados en la formulación de las dietas experimentales (g / 100g). HP = Harina de pescado,

SA = harina subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS =

harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo.

Ingrediente Dietas ingredientes origen animal Dietas ingredientes origen vegetal

HP SA CH PL CS HS GM GT

Harina de pescado 70 49 49 49 49 49 49 49

Harina de subproducto

de ave (alta calidad)

21

Harina carne y hueso

(cerdo)

21

Harina pluma hidrolizada

21

Concentrado de soya

21

Harina de soya

21

Gluten maíz

21

Gluten trigo

21

Almidón gelatinizado 15 15 15 15 15 15 15 15

Celulosa 3.58 3.58 3.58 3.58 3.58 3.58 3.58 3.58

Aceite de pescado

(sardina)

7 7 7 7 7 7 7 7

Mezcla de vitaminas y

minerales (Rovimix)

3 3 3 3 3 3 3 3

Vitamina C (Satay C) 1 1 1 1 1 1 1 1

Cloruro de Colina 0.09 0.09 0.09 0.09 0.09 0.09 0.09 0.09

Benzoato de sodio 0.23 0.23 0.23 0.23 0.23 0.23 0.23 0.23

Butilhidroxitolueno

(BHT)

0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1


Proteína cruda (%) 50.2±0.8 46.4±0.9 43.4±1.3 54.1±3.9 49.8±0.8 43.1±2.3 47.5±2.1 50.0±2.6

Lípidos crudos (%) 10.7±0.5 12.0±0.4 11.9±1.6 11.7±0.2 9.3±1.5 10.0±2.4 8.9±0.6 9.1±1.4

Cenizas (%) 16.2±0.5 16.4±0.3 17.2±0.3 13.2±0.2 13.2±0.5 13.1±0.7 12.5±0.4 13.1±0.3

Extracto libre nitrógeno +

fibra 22.9 25.2 27.5 21 27.7 33.8 31.1 27.8

74


La elaboración de las dietas experimentales se realizó de acuerdo al procedimiento descrito en la sección

4.3.2.

Tabla 27. Composición de aminoácidos esenciales de las dietas experimentales (g/100 g). HP = Harina de pescado,

SA = harina subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS =

harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo.

Dietas ingredientes origen animal Dietas ingredientes origen vegetal


Aminoácido esenciales

Metionina 1.2 1.0 1.1 0.9 0.9 1.0 1.1 1.2

Lisina 6.4 5.7 5.3 5.3 5.3 5.3 4.9 3.7

Treonina 0.8 1.3 1.3 1.5 1.2 1.2 1.2 1.1

Histidina 0.8 1.1 0.7 1.2 1.2 1.2 0.9 2.2

Leucina 3.2 3.5 3.9 4.2 3.4 3.3 4.5 2.9

Fenilalanina 1.8 1.7 1.8 2.1 1.7 1.6 2.0 1.8

Triptófano

Isoleucina 1.6 1.9 2.2 2.2 1.8 1.8 1.9 1.6

Valina 2.0 2.6 3.0 3.4 2.4 2.4 2.6 1.9

Arginina 1.7 2.8 3.0 3.0 2.6 2.5 2.4 2.2


La evaluación de la digestibilidad de los ingredientes proteicos fue realizada por medio de dos

bioensayos. En el primer bioensayo se evaluaron los ingredientes de origen animal, seguido de un segundo

bioensayo evaluando los ingredientes de origen vegetal. Para el primer bioensayo 48 juveniles de totoaba

con un peso inicial de 529.7 ± 104.2 g se distribuyeron aleatoriamente en 12 tanques (n = 4 peces por

tanque). En el segundo bioensayo 48 juveniles de totoaba con un peso inicial de 745.9 ± 210.6 g se

distribuyeron aleatoriamente en 12 tanques (n = 4 peces por tanque). Cada tratamiento fue evaluado por

triplicado. Los peces fueron alimentados a mano con las dietas experimentales a saciedad aparente 3 veces

al día, cada 4 horas aproximadamente y durante 5 semanas. La unidad experimental consistió en 12

tanques de fibra de vidrio de 500 litros de capacidad cada uno adaptados a un sistema de recirculación de

agua de mar a 25°C compuesto por un biofiltro de cama compactada de cuentas plásticas color negro de

4 pies cúbicos, un biofiltro de medio dinámico por aireación de medio Kaldness de 4 pies cúbicos, dos

75

bombas de agua (SweetWater high efficiency She 3.0 Aquactic Eco-System) y una bomba de calor (Aqua

Logic modelo 2TWB0018A1000AB). El oxígeno disuelto y la temperatura se monitorearon diariamente con

un medidor de multi-parametros (YSI Pro2030, Profesional series, USA), El amonio (NH4), nitritos (NO2) y

nitratos (NO3) del agua se monitorearon diariamente durante la primer semana del experimento, después

se monitoreo semanalmente con un kit de acuario (API, Mars Fishcare North América, Inc. USA).


La longitud y peso de los peces se cuantifico utilizando un ictiómetro (Aquatic Eco – Sistems, Inc.

FL, USA) y pesándolos con una balanza (Model AND SK – 2000WP). EL consumo de alimento se estimó

diariamente tomando el peso inicial del recipiente de alimento del tanque antes de alimentar y

posteriormente se restó el alimento después de haber alimentado, la diferencia de pesos (g) se tomó como

alimento consumido. En el caso de que hubiera remanentes de alimento no consumido en el fondo del

tanque, este se recuperó por medio de un sifón, se secó en una mufla a 60 °C durante 24 horas, se obtuvo

su peso (g) y se restó de la cuantificación del alimento consumido para ajustar el valor. A su vez, para la

evaluación del coeficiente de digestibilidad, se colectaron heces del fondo del tanque con un sifón de

vidrio de 40 cm de largo y 2 mm de ancho inmediatamente después de que se liberaron la heces

(aproximadamente 45 minutos después de ofrecer el alimento) para evitar posible lixiviación. Las muestras

colectadas se secaron a 60 °C utilizando una mufla por 24 horas, después se almacenaron a -4 °C en tubos

(capacidad de 50 ml) de fondo cónico de polipropileno para su análisis posterior.


El objetivo del experimento fue evaluar el coeficiente de digestibilidad aparente de los

ingredientes proteicos. Aunque, se registró el crecimiento y el consumo de alimento de los juveniles, no

se calcularon las variables de desempeño y utilización del alimento.


76

La cuantificación de los aminoácidos de las dietas y de las heces se evaluó conforme a lo descrito

en la sección 3.3.7.


La determinación del coeficiente de digestibilidad aparente de la materia seca, la proteína de la

dieta, la proteína del ingrediente y de los aminoácidos de los ingredientes se evaluó de acuerdo con lo

descrito en la sección 3.3.8.


Los valores de del coeficiente de digestibilidad aparente se presentan como promedios (n = 3) ±

desviación estándar (DE). Los valores de los coeficientes de digestibilidad aparente de la materia seca,

proteína y aminoácidos de los tratamientos fueron evaluados para determinar su normalidad mediante

una prueba Komologorov-Smirnov y para su homocedasticidad mediante una prueba de Levene.

Subsecuentemente, se aplicó una prueba de análisis de varianza (ANOVA) de una vía para determinar si

existía diferencias significativas entre los tratamientos, y una prueba Tukey cuando se encontrara

diferencias (P < 0.05). Las pruebas de Kologorov – Smirnov, Levene, ANOVA y Tukey, se realizaron

mediante el programa STATISTICA® versión 7.

6.4. Resultados

6.4.1. Consumo de alimento

Se encontraron diferencias significativas (P < 0.05) en el consumo de alimento (g) entre los

tratamientos en el primer bioensayo para evaluar la digestibilidad de los ingredientes proteicos de origen

animal. Así mismo, se encontraron diferencias significativas en el consumo de alimento entre los

tratamientos durante el bioensayo para evaluar los ingredientes proteicos de origen animal.

77

Tabla 28. Valores promedio (n= 3) del consuno de alimento de los juveniles de totoaba en el primer bioensayo. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave, CH = harina de carne y hueso, PL = harina de pluma.

Dietas ANOVA

Variable HP SA CH PL Valor P

Consumo de alimento al día (g) 6.77 ± 0.60a 5.70 ± 0.10b 5.90 ± 0.19b 5.32 ± 0.09b 0.003

Consumo de alimento relativo (%)* 1.29 ± 0.17a 1.07 ± 0.04ab 1.10 ± 0.03ab 1.00 ± 0.03b 0.028

*Consumo de alimento relativo (%) = alimento consumido por día (g) / peso promedio (g) de los juveniles x 100.

Tabla 29. Valores promedio (n= 3) del consuno de alimento de los juveniles de totoaba en el segundo bioensayo. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. CS= concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo.

Dietas ANOVA

Variable CS HS GM GT Valor P

Consumo de alimento al día (g) 8.36 ± 0.03a 6.66 ± 0.05b 8.05 ± 0.45a 6.81 ± 0.14b < 0.001

Consumo de alimento relativo (%)* 1.11 ± 0.09a 0.91 ± 0.06b 1.08 ± 0.09ab 0.90 ± 0.01b 0.014

*Consumo de alimento relativo (%) = alimento consumido por día (g) / peso promedio (g) de los juveniles x 100.

6.4.2. Coeficiente de digestibilidad aparente

No se encontraron diferencias significativas (P < 0.05) en el coeficiente de digestibilidad aparente

de la materia seca entre de las dietas experimentales evaluadas (Tabla 31). Sin embargo, si se registró

diferencia significativa en el coeficiente de digestibilidad aparente del ingrediente, de la proteína y de los

aminoácidos de los ingredientes evaluados. Los coeficientes de digestibilidad del ingrediente mayores se

registraron con la harina de pescado, subproducto de ave, gluten de trigo y concentrado de soya. El

coeficiente de digestibilidad del ingrediente menor se registró con la harina de soya. Los coeficientes de

digestibilidad de la proteína mayores (P < 0.05) se registraron con harina de pescado, subproducto de ave,

harina de carne y hueso y gluten de trigo. El coeficiente de digestibilidad de la proteína menor se registró

con el gluten de maíz.

78

Tabla 30. Coeficiente de digestibilidad aparente con diversos ingredientes proteicos en juveniles de totoaba. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b>c>d, ANOVA de una vía, α=0.05.

CDA

Dieta experimental Proteína de la dieta Ingrediente

Proteína del

ingrediente

Dieta

HP 59.1 ± 3.3 79.6 ± 3.5a 59.1 ± 3.3a 79.6 ± 3.5a

SA 60.5 ± 5.4 79.9 ± 0.5a 63.9 ± 18.2a 81.0 ± 2.3a

CH 54.3 ± 3.8 76.3 ± 0.9a 43.1 ± 12.7abcd 62.5 ± 4.6ab

PL 46.3 ± 10.1 67.7 ± 3.9b 35.9 ± 7.7bcd 45.8 ± 11.3bc

CS 57.5 ± 3.5 77.5 ± 1.5a 53.7 ± 11.9ab 72.5 ± 5.0a

HS 48.2 ± 0.5 76.7 ± 1.1a 22.8 ± 1.4d 64.2 ± 6.1ab

GM 49.9 ± 0.9 66.9 ± 0.3b 28.4 ± 3.0bc 30.7 ± 1.1c

GT 51.3 ± 9.9 77.5 ± 2.7a 51.7 ± 11.9abc 72.5 ± 9.3a

ANOVA (P valor) 0.188 < 0.000 0.020 < 0.000

Figura 15. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de lisina en los ingredientes evaluados. Barras verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo. Los valores de la harina de pluma (HP) y el gluten de maíz (GM) no se pudieron determinar y se les asigno un valor de cero.

80 77

27

0

6863

0

95

0

20

40

60

80

100

120


CD

A

Ingredientes

Lisina

a a

aabab

b

79

Figura 16. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de arginina en los ingredientes evaluados. Barras verticales representan la desviación estándar. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo.

Figura 17. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de histidina en los ingredientes evaluados. Barras verticales representan la desviación estándar. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo.

60

89

79 72 7469

6371

0

20

40

60

80

100

120


CD

A

Ingredientes

Arginina

60

87

100

52

77 7870

98

0

20

40

60

80

100

120


CD

A

Ingrediente

Histidina

80

Figura 18. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de leucina en los ingredientes evaluados. Barras verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo.

Figura 19. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de metionina en los ingredientes evaluados. Barras verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo. Los valores de la harina de pluma (HP), harina de soya y el gluten de maíz (GM) no se pudieron determinar y se les asigno un valor de cero.

72

89

70

49

83 80

41

96

0

20

40

60

80

100

120


CD

A

Ingrediente

Leucina

ab

ab

ab

ab

aa

b

ab

76

67

53

0

36

0 0

76

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90


CD

A

Ingrediente

Metionina

ab

a

b

aa

81

Figura 20. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de fenilalanina en los ingredientes evaluados. Barras verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b>c, ANOVA de una vía, α=0.05. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo. El valor de la harina de pluma (HP) no se pudo determinar y se les asigno un valor de cero.

Figura 21. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de treonina en los ingredientes evaluados. Barras verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo.

75 7768

30

65

0

22

69

0

20

40

60

80

100

120


CD

A

Ingrediente

Fenilalanina

a

a

aabc

bc

ab

c

51

87 90

52

76 74

55

76

0

20

40

60

80

100

120


CD

A

Ingrediente

Treonina

ab

abab ab

ab

ab

b

a

82

Figura 22. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de isoleucina en los ingredientes evaluados. Barras verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo.

Figura 23. Coeficiente de digestibilidad aparente (CDA) de valina en los ingredientes evaluados. Barras verticales representan la desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos a>b, ANOVA de una vía, α=0.05. HP = harina de pescado, SA = subproducto de ave, CH = harina carne y hueso, PL = harina de pluma, CS = concentrado de soya, HS = harina de soya, GM = gluten de maíz, GT = gluten de trigo.

68

88 84

48

81

69

46

97

0

20

40

60

80

100

120


CD

A

Ingrediente

Isoleucina

a

ab

a

ababab

bb

66

8876

52

72 70

56

96

0

20

40

60

80

100

120


CD

A

Ingrediente

Valina

ab

ab abab ab

abb

a

83

6.4. Discusión

En las últimas décadas la determinación de los coeficientes de digestibilidad de los ingredientes

típicamente utilizados en dietas para peces ha tenido cierta controversia entre los diversos investigadores

que han realizado este tipo de investigaciones. Ya sea por el método usado (i.e., directo o indirecto), el

tipo de marcador (i.e., oxido crómico o ceniza insoluble en ácido) o la metodología de la colección del

material fecal (i.e., succión anal, remoción de heces del tanque o por “stripping”) (Stickney, 2000). No

existe el método perfecto ya que cada una de las metodologías utilizadas tienes sus limitantes. Por

ejemplo, el uso de óxido crómico como marcador puede arrojar resultados erróneos, puesto que se ha

visto que una pequeña cantidad del marcador puede ser absorbido, como lo observado con la trucha

arcoíris por Sugiura et al. (1998). De igual forma datos registrados por Shiau y Chen (1993) en un estudio

realizado demostraron que el óxido crómico interactúa en la utilización de la glucosa en tilapia. El método

de colección de heces tiene algunas desventajas. Así mismo, al colectar material fecal mediante el

“stripping” se pudiera obtener un cantidad de muestra que no ha sido todavía plenamente digerida por el

pez, puesto que mediante esta técnicas se “forza” la salida de las heces de la región posterior del intestino,

posiblemente evitando que la digestión se efectué en su totalidad y por lo tanto subestimando la

digestibilidad del ingrediente. Por otro lado, al colectar heces mediante sifones se debe poner mucha

atención en el momento que el pez libera las heces, ya que si las heces se van al fondo del tanque y

permanecen mucho tiempo ahí, se presentaría un proceso de lixiviación, teniendo perdida de nutriente al

agua y por lo tanto sobre estimando la digestibilidad. Es un hecho que la evaluación de la digestibilidad en

organismos acuáticos se torna con cierta dificultad por el medio acuático en que se encuentran, por lo que

para su evaluación se debe de poner mucho atención en la colección del material fecal para obtener datos

confiables (Chi et al., 2017).

Los más altos coeficientes de digestibilidad de la proteína de los ingredientes se registraron con

los peces alimentados con la harina de pescado, subproducto de ave, harina de carne y hueso,

concentrado de soya, harina de soya y gluten de trigo. Estos coeficientes de digestibilidad concuerdan con

el estudio realizado por Gaylord y Gatlin, (1996) evaluando la digestibilidad aparente de distintos

ingredientes en la corvina roja Scaienops ocellatus (peso inicial 150 g), especie cercana taxonómicamente

a la totoaba pertenecientes a la misma familia (Sciaenidae). Los autores estimaron coeficientes de

digestibilidad de la proteína más altos para la harina de pescado, la harina de carne y hueso, harina de

soya y harina de trigo. Sin embrago, el coeficiente de digestibilidad de la proteína más bajo que estimaron

fue con la harina de subproducto de ave. Una posible explicación por la que los CDA entre el estudio

presente y el de los autores mencionados anteriormente son distintos, es que la industria de los

84

subproductos de ave ha ido mejorando mucho la calidad de sus ingredientes en los últimos años, puesto

que la digestibilidad de los ingredientes ha aumentado debido a la mejora en la modernización de los

procesos, el mejoramiento del equipo y la implementación de un sistema de monitoreo computarizado al

momento de realizar el procesado de los subproductos (Meeker, 2006). Es muy probable que a la fecha la

digestibilidad de la harina de subproducto de ave ha mejorado notablemente explicando el alto coeficiente

de digestibilidad de la proteína en el presente estudio. Chi et al., (2017) evaluaron distintos ingredientes

proteicos en la cobia Rachycentron canadum (peso inicial 130 g), y encontraron los coeficientes de

digestibilidad de la proteína más altos con la harina de pescado, harina de ave y harina de carne y hueso.

El coeficiente de digestibilidad de la proteína con la harina de pluma hidrolizada registró el valor más bajo

con diferencia significativa (P < 0.05), coincidiendo con los valores del presente estudio. Esto pudiera

deberse a que los ingredientes de origen animal, a diferencia de los de origen vegetal, no presentan

factores antinutricionales facilitando la digestión de los ingredientes en estas especies. Booth et al. (2013)

estimó los coeficientes de digestibilidad de la proteína en varios ingredientes en juveniles de corvina

africana Argyrosomus japonicas (Sciaenidae). Los resultados indicaron que el ingrediente con mayor

proteína digestible se presentó con la harina de pescado (i.e., 97%), seguido por la harina de soya (i.e.,

92%). Por su parte los ingredientes que registraron menor valor de digestibilidad fueron la harina de pluma

(i.e., 57%) seguido por la harina de subproducto de ave (i.e., 48%). Los autores concluyen que para especies

pertenecientes a la familia Sciaenidae no resulta viable la utilización de harina de pluma hidrolizada debido

a sus bajos valores de digestibilidad proteica. La baja digestibilidad registrada por la harina de pluma

concuerda con lo encontrado en el presente estudio. Esto puede ser debido a la dificultad por parte de los

peces para digerir la harina de pluma, ya que está compuesta en gran parte por queratina que se

caracteriza por tener una fuerte estructura proteica con gran proporción de puentes disulfuro, además su

alta concentración de aminoácidos hidrofóbicos (i.e., fenilalanina, isoleucina, valina y alanina) la convierte

en poco soluble en agua. La proteasas digestivas son hidrolasas y requieren que el sustrato este disuelto

en agua para una fácil digestión, por lo que al contener muchos aminoácidos hidrofóbicos la harina se

vuelve poco digestible (McDonald et al., 2011). Aunque en el proceso de producción de la harina de pluma

se debe de asegurar de romper los enlaces de queratina mediante presión por cocción para obtener un

ingrediente altamente palatable y fácil de digerir (Meeker, 2006), sin embargo esto no siempre es el caso.

Además, la calidad del ingrediente va depender en gran medida de la frescura, el proceso de cocción, y las

condiciones de secado del ingrediente crudo, pudiendo afectar negativamente la calidad nutricional del

ingrediente, además, en el tratamiento de cocción y el secado puede resultar en daño en la proteína y

aminoácidos mediante su oxidación, presentando variaciones en la calidad del ingrediente (Bureau et al.,

1999).

85

El gluten de trigo seguido por la harina de pescado y el subproducto de ave registraron los

coeficientes de digestibilidad más altos para la lisina. Es sabido que la harina de pescado es rica en lisina

además de ser altamente digestible (NRC, 2011). Se ha reportado baja digestibilidad de la proteína del

subproducto de ave en estudios previos con especies de scianidos, como por ejemplo el estudio de Booth

et al., (2013) donde registraron un coeficiente de digestibilidad de la proteína de 48%. Sin embargo, no se

ha reportado la digestibilidad de lisina en este ingrediente en otros scianidos. Los resultados del presente

estudio indican que el subproducto de harina de ave tiene alta digestibilidad del aminoácido lisina. Esto es

debido a que en la actualidad la harina de subproducto de ave tiene procesos de manufactura con

mejorada tecnología (Meeker, 2006). Adicionalmente, no presenta factores antinutricionales como los

ingredientes de origen vegetal y tiene una mejor relación de aminoácidos esenciales (Bureau, 2006), en

especial la relación lisina con la arginina puesto que son aminoácidos que compiten por el mismo sistema

de trasporte para introducirse al enterocito. Es conocido que una relación inadecuada de estos dos

aminoácidos puede provocar una mayor entrada de uno de los aminoácidos, evitando la entrada del otro

aminoácido al organismo en un efecto conocido como “antagonismo” entre aminoácidos (D’mello, 2003).

El gluten de trigo a pesar de ser un ingrediente de origen vegetal que probablemente contiene factores

anti-nutricionales como inhibidores de tripsina, resulto en una alta digestibilidad de lisina. Estudios previos

han demostrado que el gluten de trigo tiene una alta digestibilidad en especies como la trucha arcoíris

(Pfeffer et al., 1995) con valores reportados de hasta un 100% de digestibilidad de la proteína. De igual

manera Storebakken et al. (2000) registró hasta un 96% de coeficiente de digestibilidad de la lisina en

salmón del atlántico. Aunque la cantidad de lisina en el gluten de trigo no suele ser muy alta, generalmente

presenta una alta digestibilidad debido a que no se han observado acciones de sustancias anti-

nutricionales (Apper-Bossard et al., 2013). Esto permite una hidrolisis enzimática eficiente por parte de la

tripsina, principal enzima encargada de cortar los enlaces adyacentes a los aminoácidos básicos (i.e., lisina

y arginina) (Rust, 2002). Es importante tomar en cuenta la digestibilidad de la lisina en los ingredientes

alternativos, debido a que lisina es el aminoácido limitante en muchos ingredientes (NRC, 2011) y tiene

un alto requerimiento en la totoaba (Madrid et al., 2018). Por esto se debe tener cuidado al formular

alimento y asegurarnos en proveer la cantidad requerida por la especie.

El coeficiente de digestibles de metionina registró valores no detectables con los ingredientes

harina de pluma, harina de soya y gluten de maíz. Sin embargo, la metionina al ser un aminoácido

hidrofóbico su digestión se dificulta por su pobre solubilidad en el agua, en la harina de pluma es sabido

que tiene alto contenido de aminoácidos esenciales hidrofóbicos (Meeker, 2006), que sumados a la

estructura de la queratina hace difícil hidrolizar estos enlaces peptídicos para liberar el aminoácido y que

86

este disponibles para su absorción por los enterocitos del intestino. Por su parte, los aminoácidos

esenciales hidrófilos (i.e., lisina, arginina, histidina) con excepción de lisina, no registraron diferencia

significativa en el coeficiente de digestibilidad con respecto al resto de los aminoácidos esenciales.

Resultados similares registraron Chi et al., (2017) en un estudio con cobia, donde la digestibilidad de los

aminoácidos esenciales hidrófilos resultó con mayor coeficiente de digestibilidad con respecto a los

hidrofóbicos (i.e., metionina, fenilalanina, valina, leucina, isoleucina). Por su parte, el bajo coeficiente de

digestibilidad de la metionina en la harina de soya puede atribuirse a los factores anti-nutricionales del

ingrediente como los inhibidores de enzimas, en este caso de la quimiotripsina, responsable de hidrolizar

los péptidos adyacentes a los aminoácidos hidrofóbicos (i.e., metionina, fenilalanina, alanina e isoleucina)

(D’mello, 2003).

La digestibilidad de la treonina fue menor significativamente solo con la harina de pescado. La

digestibilidad de valina fue menor solo con la harina de pluma. La digestibilidad la leucina fue menor solo

con el gluten de trigo. Estas diferencias pudieran deberse más a una cuestión de metodología de la

estimación de los coeficiente de digestibilidad, más que a una cuestión biológica. Debido a que la técnica

demanda la medición de muestras con muy bajo peso, (i.e., unos 100 mg de ceniza insoluble), incrementa

la posibilidad de registrar errores en la cuantificación del peso (mg). Esto derivó en la obtención de una

medida de dispersión amplia para la media del triplicado, y en algunos se debió calcular el promedio con

duplicado, registrando la diferencia de digestibilidad en estos aminoácidos con los ingredientes. No se

encontraron diferencias significativas en el coeficiente de digestibilidad para arginina e histidina entre los

ingredientes evaluados.

Por último, es importante mencionar que la variación de la estimación de los coeficientes de

digestibilidad respecto a otros estudios pudiera atribuirse en los distintos tipos de marcador utilizados

puesto que en el presente estudio se utilizó cenizas insolubles en ácido clorhídrico por ser un marcador

endógeno y práctico. Sin embargo, algunos investigadores mencionan que es propenso a producir mayor

variabilidad, y puede subestimar los coeficientes de digestibilidad. Aunque no se ha establecido bien la

causa, se menciona que es debido a un pasaje que pudiera ser más rápido a través del intestino del

marcador (Morales et al., 1999).

En conclusión, los valores de los coeficientes de digestibilidad aparente de la proteína y de los

aminoácidos mayores, especialmente lisina, se registraron con la harina de subproducto de ave,

concentrado de soya y gluten de trigo. Estos datos representan información más precisa, convirtiéndolos

en ingredientes viables para sustituir a la harina de pescado, ayudando a la formulación de dietas de

87

engorde sostenibles para la totoaba. En la tabla 32 se presenta una sugerencia de los ingredientes más

óptimos para la formulación de alimento de engorda para juveniles de totoaba, basados en los resultados

del presente estudio.

Tabla 31. Diferencias en las digestibilidades del ingrediente, proteína y lisina obtenidas en distintos ingredientes proteicos para totoaba. El símbolo (≈) indica no diferencia significativa (P < 0.05); el símbolo (>) indica mayor digestibilidad significativamente (P < 0.05).

Digestibilidad del ingrediente

H. Pescado ≈ S. Ave ≈ G. Trigo ≈ C. Soya ≈ H. Carne y hueso > H. Pluma ≈ G. Maíz > H. Soya

Digestibilidad de la proteína

H. Pescado ≈ S. Ave ≈ G. Trigo ≈ C. Soya ≈ H. Carne y hueso ≈ H. Soya > H. Pluma > G. Maíz

Digestibilidad de lisina

H. Pescado ≈ S. Ave ≈ G. Trigo ≈ C. Soya ≈ H. Soya > H. Carne y hueso > H. Pluma ≈ G. Maíz

88

Capítulo 7. Conclusiones

1. Se estimó un requerimiento de lisina en dieta del 1.93 ± 0.8% de la materia seca o del 4.6% de la

proteína cruda para el mayor crecimiento y eficiencia alimenticia en juveniles de totoaba. Este

valor corresponde a un requerimiento de 1.53% de lisina digestible en la dieta.

2. El valor del requerimiento de lisina se puede usar para predecir otros requerimientos de

aminoácidos esenciales usando concentraciones de aminoácidos relativas de todo el cuerpo de

totoaba y se reportan por primera vez en la Tabla 10 como un proxy de los requerimientos de

aminoácidos de totoaba.

3. Los datos del experimento del efecto del nivel de proteína en dieta manteniendo la proporción de

aminoácidos esenciales equivalentes al cuerpo entero en juveniles de totoaba, sugieren que es

posible aumentar la eficiencia de la proteína de la dieta y reducir el contenido proteico requerido

sin afectar el crecimiento en comparación a estudios previos de la misma especie. Esto se logró al

balancear los aminoácidos esenciales con la misma relación que se encuentran en el cuerpo entero

de la especie bajando el contenido de proteína en la dieta para alcanzar el requerimiento de la

especie.

4. La evaluación del efecto en dieta del perfil de AAE equivalente al cuerpo de la totoaba y el aporte

de AANE en dieta para juveniles de totoaba, revelan un efecto positivo de este perfil de AA en el

la utilización del alimento (TCA, TEP y VPP) por los juveniles, indicando que su consideración al

formular dietas de engorde para totoaba es viable y sugerido, especialmente cuando se elaboren

dietas con ingredientes alternos a la harina de pescado. El aporte de AANE en la dieta permite

que la especie los utilice como fuente energética destinando la mayoría de los AAE para síntesis

proteica.

5. Los valores del CDA del experimento de digestibilidad de diversas fuentes proteicas de origen

animal y vegetal en juveniles de totoaba, representan información importante para lograr la

sustitución de la harina de pescado en dietas prácticas para esta especie, y se recomienda a la

harina de subproducto de ave, el concentrado de soya y el gluten de trigo como ingredientes

viables para la formulación de dietas más eficientes.

89

7.1. Recomendaciones

1. La evaluación del requerimiento de lisina en dieta para totoaba resultó en información muy

importante para la formulación de dietas para esta especie. Sin embargo, para estudios futuros

evaluando el requerimiento de aminoácidos en dieta, se recomienda incorporar más niveles de

aminoácidos en dieta a los evaluados en el presente estudio (i.e., > 5 niveles). Esto ayudaría a

producir un mejor ajuste de datos en el modelo matemático, en particular si se pretende evaluar

mediante un modelo cuadrático “broken line”.

2. La incorporación de 2 niveles más de proteína en el estudio de efecto del nivel de proteína en

dieta manteniendo la proporción de aminoácidos esenciales equivalentes al cuerpo entero en

juveniles de totoaba, permitiría aplicar un modelo cuadrático más adecuado para estimar el nivel

óptimo de proteína en dieta.

3. En el estudio de la evaluación del perfil de aminoácidos esenciales equivalente al cuerpo de la

totoaba y el aporte de AANE en dieta para juveniles de totoaba, se recomienda utilizar organismos

con un peso inicial menor al que se utilizó, para lograr que los peces alcancen por lo menos el

300% de ganancia en peso al final del bioensayo y tener mayor confianza en el efecto observado.

4. Si se utiliza cenizas insolubles en acido como marcador interno para los estudios de digestibilidad

se recomienda asegurarse de tener un contenido de marcador interno de al menos 3% en las

dietas experimentales. Esto ayudaría en los análisis de laboratorio y en tener unos cálculos con

mayor precisión y así generar valores de CDA con medidas de dispersión probablemente más

reducidas.

90

Literatura citada

Abboudi, T., Mambrini, M., Larondelle, Y., Rollin, X. 2009. The effect of dispensable amino acids on nitrogen

and amino acid losses in Atlantic salmon (Salmo salar) fry fed a protein-free diet. Aquaculture 289,

327–333. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2009.01.031.

Adesola, A.A., Jones, C.L.W., Shipton, T.A. 2017. Dietary lysine requirement of juvenile dusky kob,

Argyrosomus japonicus. Aquac. Nutr. 1–8. https://doi.org/10.1111/anu.12576

Allan, G.L., Rowland, S.J., Parkinson, S., Stone, D.A.J. & Jantr- arotai, W. 1999. Nutrient digestibility for

juvenile silver perch Bidyanus bidyanus: development of methods. Aquaculture, 170, 131–145.

Ammerman, C., D. Baker, A.L. 1995. Bioavailability of Nutrients for Animals. Academic Press. pp 441.

AOAC, 1990. Methods of the Association of Official Analytical Chemists, 15th ed. AOAC, Arlington, VA, USA.

Apper-Bossard, E., Feneuil, A., Wagner, A., Respondek, F. 2013. Use of vital wheat gluten in aquaculture

feeds. Aquat. Biosyst. 9. https://doi.org/10.1186/2046-9063-9-21.

ARC (Agricultural Research Council). 1981. The Nutrient Requirement of Pigs. Commonwealth Agricultural

Bureaux, Slough, UK. Agriculture Research Council

Arvizu, J., Chávez, H., 1972. Sinopsis sobre la biología de la totoaba, Cynoscion macdonaldi Gilbert, 1890.

FAO Fish. Synopsis.

Austreng, E., Storebakken, T., Thomassen, M.S., Refstie, S. & Thomassen, Y. 2000. Evaluation of selected

trivalent metal oxides as inert markers used to estimate apparent digestibility in salmonids.

Aquaculture, 188,65–78.

Baker, D.H. 2009. Advances in protein-amino acid nutrition of poultry. Amino Acids 37, 29–41.

https://doi.org/10.1007/s00726-008-0198-3.

Baker, D.H. 1986. Problems and pitfalls in animal experiments designed to establish dietary requirements

for essential nutrients. J. Nutr. 116, 2339–2349.

Baker, D. 1997. Ideal amino acid profiles for swine and poultry and their applications in feed formulation.

BioKyowa Technical Review 9. Biokyowa Publ. Co., Chesterfield, pp 1–24

Ball, R.O., Urschel, K.L., Pencharz, P.B., Metabolism, L., Ball, R.O., Urschel, K.L., Pencharz, P.B. 2007.

Nutritional Consequences of Interspecies Differences in Arginine and Lysine Metabolism. J. Nutr. 137,

13226s–1641s. https://doi.org/137/6/1626S.

Batterham, E. 1994. Ileal digestibility of amino acids in feed stuffs for pigs. En: D’Mello JPF (Eds.) Amino

acids in farm animal nutrition. CAB International, Wallingford, pp 113–131.

Berge, G.E., Sveier, H., Lied, E. 2002. Effects of feeding Atlantic salmon (Salmo salar L.) im- balanced levels

91

of lysine and arginine. Aquac. Nutr. 8, 239–248.

Blaxter, K. 1989. Energy metabolism in animals and man, University of Cambridge. University of

Cambridge, Cambridge. https://doi.org/10.1016/0307-4412(90)90162-H

Boisen, S., Hvelplund, T., Weisbjerg, M.R. 2000. Ideal amino acid profiles as a basis for feed protein

evaluation. Livest. Prod. Sci. 64, 239–251. https://doi.org/10.1016/S0301-6226(99)00146-3

Booth, M.A., Allan, G.L., Smullen, R.P. 2013. Digestibility of common feed ingredients by juvenile mulloway

Argyrosomus japonicus. Aquaculture 414–415, 140–148. https://doi.org/10.1016 /j.aquaculture.

2013.07.045

Borlongan, I.G., Benitez, L. V. 1990. Quantitative lysine requirement of milkfish (Chanos chanos) juveniles.

Aquaculture 87, 341–347. https://doi.org/10.1016/0044-8486(90)90071-T.

Brasse-Lagnel C, Lavoinne A, Husson A. 2009. Control of mammalian gene expression by amino acids,

especially glutamine. FEBS J 276:1826–1844

Brown, P.B. 1995. Using whole‐body amino acid patterns and quantitative requirements to rapidly develop

diets for new species such as striped bass (Morone saxatilis). J. Appl. Ichthyol. 11, 342–346.

https://doi.org/10.1111/j.1439-0426.1995.tb00037.x

Brown, P.B., Davis, D.A., Robinson, E.H. 1988. An estimate of the dietary lysine requirement of juvenile red

drum Sciaenops ocellatus. J. World Aquac. Soc. 19, 109–112. https://doi.org/doi:10.1111/j.1749-

7345.1988.tb00937.x.

Bureau, D.P., 2006. Rendered Products in Fish Aquaculture Feeds, En: David L. Meeker (Eds.), Essential

Rendering: All about the Animal by-Products Industry. pp. 179–194.

Bureau, D.P., Cho, C.Y. 1999. An introduction to nutrition and feeding of fish. Guelph, Ontario.

Bureau, D.P., Encarnação, P.M., 2006. Adequately defining the amino acid requirements of fish: the case

example of lysine. Simp. Int. Nutr. Acuícola; Av. En Nutr. Acuícola 8, 29–54.

Bureau, D.P., Harris, A.M., Cho, C.Y. 1999. Apparent digestibility of rendered animal protein ingredients

for rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Aquaculture 180, 345–358.

https://doi.org/10.1016/S0044-8486(99)00210-0.

Carter, C.G., Hauler, R.C. 2011. Effect of high digestible protein to digestible energy ratio on lysine

utilisation by Atlantic salmon, Salmo salar L., parr. Aquaculture 311, 209–214.

https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2010.11.045.

Chen, J., Sander, E. 2003. The Effect of Dietary Lysine Deficiency on the Immune Response to Newcastle

Disease Vaccination in Chickens. Avian Dis. 47, 1346–1351.

Chi, S., Wang, W., Tan, B., Dong, X., Yang, Q., Liu, H., Zhang, S. 2017. The Apparent Digestibility Coefficients

of 13 Selected Animal Feedstuff for Cobia, Rachycentron canadum. J. World Aquac. Soc. 48, 280–289.

92

https://doi.org/10.1111/jwas.12347.

Cho, C.Y., Bureau, D.P. 2001. A review of diet formulation strategies and feeding systems to reduce

excretory and feed wastes in aquaculture. Aquac. Res. 32, 349–360. https://doi.org/10.1046 /j.1355-

557x.2001.00027.x.

Chung, T., Baker, D. 1992. Ideal Amino Acid Pattern for 10-Kilogram Pigs. Department of Animal Sciences,

University of Illinois.

Cole, D.J.A., Van Lunen, T.A. 1994. Ideal amino acid patterns. En: D’Mello, J.P.F. (Ed.), Amino Acids In Farm

Animal Nutrition, CAB International, pp. 99–112.

Cole. 1980. The amino acid requirements of pigs. The concept of an ideal protein. Pig News Inf 1:201–205

Cisneros-Mata, M. a, Montemayor-Lopez, G., Román-Rodríguez, M.J. 1995. Life of Totoaba macdonaldi

History and Conservation. Conserv. Biol. 9, 806–814.

Cowey, C.B. 1992. Nutrition: estimating requirements of rainbow trout. Aquaculture 100, 177–189.

https://doi.org/10.1016/0044-8486(92)90370-Z.

Craig, S.R., Gatlin, D.M. 1992. Dietary Lysine Requirement of Juvenile Red Drum Sciaenops ocellatus. J.

World Aquac. Soc. 23, 133–137. https://doi.org/doi:10.1111/j.1749-7345.1992.tb00761.x.

D’mello, J.P. 2003. Amino Acids in Animal Nutrition Second Edition, Amino Acids in Animal Nutriton. Oxxon,

UK.

Dabrowski, K., Arslan, M., Terjesen, B.F., Zhang, Y. 2007. The effect of dietary indispensable amino acid

imbalances on feed intake: Is there a sensing of deficiency and neural signaling present in fish?

Aquaculture 268, 136–142. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2007.04.065.

De Silva, S.S., Gunasekera, R.M., Gooley, G. 2000. Digestibility and amino acid availability of three protein-

rich ingredient-incorporated diets by Murray cod Maccullochella peelii peelii (Mitchell) and the

Australian shortfin eel Anguilla australis Richardson. Aquac. Res. 31, 195–205.

https://doi.org/10.1046/j.1365-2109.2000.00432.x.

Encarnação, P., De Lange, C., Rodehutscord, M., Hoehler, D., Bureau, W., Bureau, D.P. 2004. Diet digestible

energy content affects lysine utilization, but not dietary lysine requirements of rainbow trout

(Oncorhynchus mykiss) for maximum growth. Aquaculture 235, 569–586.


Espe, M., Lemme, A., Petri, A., El-Mowafi, A. 2007. Assessment of lysine requirement for maximal protein

accretion in Atlantic salmon using plant protein diets. Aquaculture 263, 168–178.


Fang, Y., Yang, S., Wu, G. 2002. Free radicals, antioxidants, and nutrition. Nutrition 18(10):872–879

FAO, 2018. El estado mundial de la pesca y la acuicultura. Food and Agriculture Organization of the United

93

Nations, Rome.

FAO, 2016. The State of World Fisheries and Aquaculture (SOFIA). Food and Agriculture Administration of

the Unated Nations, Rome.

FAO, 2012. Global Picture-Fishmeal production . (The State of World Fisheries and Aquaculture). Food and

Agriculture Administration of the Unated Nations, Rome.

Flanagan, C., Hendrickson, J. 1976. Observations on the commercial fishery and reproductive biology of

the totoaba, Cynoscion macdonaldi, in the northern Gulf of California. Fish. Bull. 531–544.

Forster, I., Higgs, D.A., Dosanjh, B.S., Rowshandeli, M., Parr, J., 1999. Potential for dietary phytase to

improve the nutritive value of canola protein concentrate and decrease phosphorus output in

rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) held in 11 °C fresh water. Aquaculture 179, 109–125. Gomes,

E.F., Rema, P., Kaushik, S.J., 1995.

Forster, I., Ogata, H. 1998. Lysine requirement of juvenile Japanese flounder Paralichthys olivaceus and

juvenile red sea bream Pagrus major. Aquaculture 161, 131–142. https://doi.org/10.1016/S0044-

8486(97)00263-9.

Furuya, W.M., Pezzato, L.E., Barros, M.M., Pezzato, A.C., Furuya, V.R.B., Miranda, E.C. 2004. Use of ideal

protein concept for precision formulation of amino acid levels in fish-meal-free diets for juvenile Nile

tilapia (Oreochromis niloticus L.). Aquac. Res. 35, 1110–1116. https://doi.org/10.1111/j.1365-

2109.2004.01133.x.

Furuya, W., Michelato, M., Salaro, A., Pereira da Cruz, T., Barriviera-Furuya., V. 2015. Estimation of the

dietary essential amino acid requirements of colliroja Astyanax fasciatus by using the ideal protein

concept. Lat. Am. J. Aquat. Res., 43(5): 888-894.

Garcia, T., Villarreal, H., Fenucci, J. 2007. Manual de ingredientes proteicos y aditivos empleados en la

formulación de alimentos balanceados para camarones peneidos. Universidad Nacional de Mar de

Plata, Argentina.

Gatlin, D.M., Barrows, F.T., Brown, P., Dabrowski, K., Gaylord, T.G., Hardy, R.W., Herman, E., Hu, G.,

Krogdahl, Å., Nelson, R., Overturf, K., Rust, M., Sealey, W., Skonberg, D., Souza, E.J., Stone, D., Wilson,

R., Wurtele, E. 2007. Expanding the utilization of sustainable plant products in aquafeeds: A review.

Aquac. Res. 38, 551–579. https://doi.org/10.1111/j.1365-2109.2007.01704.x.

Gaye-Siessegger, J, Focken, U., Abel, H., Becker, K. 2007. Influence of dietary non-essential amino acid

profile on growth performance and amino acid metabolism of Nile tilapia, Oreochromis niloticus (L.).

Comparative Biochemistry and Physiology, Part A 146, 71–77.

Gaylord, T.G., Gatlin, D.M. 2000. Dietary lipid level but not L-carnitine affects growth performance of

hybrid striped bass (Morone chrysops ♀ x M. saxatilis ♂). Aquaculture 190, 237–246.

94

https://doi.org/10.1016/S0044-8486(00)00404-X.

Gaylord, T., Gatlin, D. 1996. Determination of digestibility coefficients of various feedstuffs for red drum

(Sciaenops ocellatus ) Aquaculture 139, 303–314.

Griffin, M.E., Wilson, K.A., Brown, P.B., Randall, M. 1992. The Dietary Lysine Requirement of juvenile Hibrid

Striped Bass. J. Nutr. 1685–1689.

Green, J., Hardy, R., Brannon, E. 2002. The optimum dietary essential : nonessential amino acid ratio for

rainbow trout (Oncorhynchus mykiss), which maximizes nitrogen retention and minimizes nitrogen

excretion. Fish Physiology and Biochemistry 27, 109–115.

Grisdale-Helland, B., Gatlin, D.M., Corrent, E., Helland, S.J. 2011. The minimum dietary lysine requirement,

maintenance requirement and efficiency of lysine utilization for growth of Atlantic salmon smolts.

Aquac. Res. 42, 1509–1529. https://doi.org/10.1111/j.1365-2109.2010.02743.x.

Halver, J.E., Hardy, R.W. 2002. Nutrient Flow and Retention, En: Third (Ed.), Fish Nutrition. Academic Press.

London. pp. 755–770.

Hardy, R.W., Gatlin III, D.M. 2002. Nutritional Strategies to Reduce Nutrient Losses in Intensive

Aquaculture. Av. en Nutr. Acuícola VI. Memorias del VI Simp. Int. Nutr. Acuícola. 3 al 6 Septiembre

del 2002. 3, 23–34.

Hardy, R., 1997. Feed management in intensive aquaculture. Stephen Goddard. Chapman and Hall, New

York, NY. 194 pp

Harpaz, S., 2005. L-Carnitine and its attributed functions in fish culture and nutrition - A review.

Aquaculture 249, 3–21. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2005.04.007

Hauler, R.C., Carter, C.G. 2001. Reevaluation of the Quantitative Dietary Lysine Requirements of Fish. Rev.

Fish. Sci. 9, 133–163. https://doi.org/10.1080/20016491101735.

Helland, S.J., Grisdale-Helland, B. 2006. Replacement of fish meal with wheat gluten in diets for Atlantic

halibut (Hippoglossus hippoglossus): Effect on whole-body amino acid concentrations. Aquaculture

261, 1363–1370. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2006.09.025.

Hendricks, J.D. 2002. Adventitious Toxins, En: Halver, J.e., Hardy, R.W. (Eds.), Fish Nutrition,. Academic

press., London., pp. 143–179.

Higgs, D., Dosanjh, B., Prendergast, A., Beames, R., Hardy, R., Riley, W., Deacon, G. 1995. Use of

rapeseed/canola protein products in finfish diets. En Chhorn Lim, David J. Sessa (Eds). Nutrition and

utilization technology in aquaculture, AOAC, Press. Peoria, Illinois. pp. 130-146.

Hixson, S. 2014. Fish Nutrition and Current Issues in Aquaculture: The Balance in Providing Safe and

Nutritious Seafood, in an Environmentally Sustainable Manner. J. Aquac. Res. Dev. 03.

https://doi.org/10.4172/2155-9546.1000234.

Humbert, B., Nguyen, P., Martin, L., Dumon, H., Vallette, G., Maugère, P., Darmaun, D., 2007. Effect of

http://books.google.com/books?hl=en&lr=&id=NDEsPP30bfwC&oi=fnd&pg=PA130&dq=info:7pBL9mWtaZoJ:scholar.google.com&ots=aJUy_Kbecc&sig=MEM2pcPf8K_RQM81kU64TxOjo90

http://books.google.com/books?hl=en&lr=&id=NDEsPP30bfwC&oi=fnd&pg=PA130&dq=info:7pBL9mWtaZoJ:scholar.google.com&ots=aJUy_Kbecc&sig=MEM2pcPf8K_RQM81kU64TxOjo90

95

glutamine on glutathione kinetics in vivo in dogs. J. Nutr. Biochem. 18, 10–16.

https://doi.org/10.1016/j.jnutbio.2006.02.002.

Juarez, L.M., Konietzko, P.A., Schwarz, M.H. 2016. Totoaba Aquaculture and Conservation : Hope for an

Endangered Fish from Mexico ’ s Sea of Cortez 30–38.

Kaushik, S.J. 1998. Nutritional bioenergetics and estimation of waste production in non-salmonids. Aquat.

Living Resour. 11, 211–217. https://doi.org/10.1016/S0990-7440(98)89003-7.

Kaushik, S.J. and Cowey, C.B., 1991. Ammoniogenesis and dietary factors affecting nitrogen excretion. In:

C.B. Cowey and C.Y. Cho (Editors), Nutritional Strategies and Aquaculture Waste, University of

Guelph, Guelph, Canada. pp. 3- 19.

Kaushik, S.J., de Oliva Teles, A. 1985. Effect of digestible energy on nitrogen and energy balance in rainbow

trout. Aquaculture 50, 89–101. https://doi.org/10.1016/0044-8486(85)90155-3.

Kaushik, S.J., Fauconneau, B. 1984. Effects of lysine administration on plasma arginine and on some

nitrogenous catabolites in rainbow trout. Comp. Biochem. Physiol. -- Part A Physiol. 79, 459–462.

https://doi.org/10.1016/0300-9629(84)90546-2.

Kaushik, S.J., Seiliez, I. 2010. Protein and amino acid nutrition and metabolism in fish: Current knowledge

and future needs. Aquac. Res. 41, 322–332. https://doi.org/10.1111/j.1365-2109.2009.02174.x.

Kabir, N.M.J., Wee, K.L., Maguire, G., 1998. Estimation of apparent digestibility coefficients in rainbow

trout (Oncorhynchus mykiss) using different markers: 1. Validation of microtracer F–Ni as a marker.

Aquaculture 167, 259–272.

Kidd, M.T., Kerr, B.J., Anthony, N.B. 1997. Dietary Interactions between Lysine and Threonine in Broilers.

Poult. Sci. 76, 608–614. https://doi.org/10.1093/ps/76.4.608.

Kim, K. Il, Kayes, T.B., Amundson, C.H. 1992. Requirements for lysine and arginine by rainbow trout

(Oncorhynchus mykiss). Aquaculture 106, 333–344. https://doi.org/10.1016/0044-8486(92)90265-

M.

Kim, J., Lall, S.P. 2001. Effects of dietary protein level on growth and utilization of protein and energy by

juvenile haddock Melanogrammus aeglefinus /.Aquaculture. 195, 311-319.

Knapp G. 2008. Offshore Aquaculture in the United States: Economic Considerations, Implications and

Opportunities. Recuperado de http://www.nmfs.noaa.gov/ aquaculture/ docs/economics_ report

/econ_report_all.p df.

Konashi, S., Takahashi, K., Akiba, Y. 2000. Effects of dietary essential amino acid deficiencies on

immunological variables in broiler chickens. Br. J. Nutr. 83, 449–456.

https://doi.org/10.1017/S0007114500000556.

Labadie, J., Dunn, W.A., Aronson, N.N., 1976. Hepatic Synthesis of Carnitine from Protein-Bound Trimethyl-

96

lysine Lysosomal Digestion of Methyl-Lysine-Labelled Asialo-Fetuin. Biochem. J 160, 85–95.

https://doi.org/10.1042/bj1600085

Larsson, T., Koppang, E.O., Espe, M., Terjesen, B.F., Krasnov, A., Moreno, H.M., Rørvik, K.A., Thomassen,

M., Mørkøre, T. 2014. Fillet quality and health of Atlantic salmon (Salmo salar L.) fed a diet

supplementedwithglutamate.Aquaculture426–427,288–295.

https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2014.01.034

Latshaw, J.D., 1990. Quality of Feather Meal as Affected by Feather Processing Conditions,. Poult. Sci. 69,

953–958. https://doi.org/10.3382/ps.0690953.

Li, P., Mai, K., Trushenski, J., Wu, G. 2009. New developments in fish amino acid nutrition: Towards

functional and environmentally oriented aquafeeds. Amino Acids 37, 43–53.

https://doi.org/10.1007/s00726-008-0171-1

Li, P., Yin, Y.-L., Li, D., Woo Kim, S., Wu, G. 2007. Amino acids and immune function. Br. J. Nutr. 98, 237.

https://doi.org/10.1017/S000711450769936X.

Lin, Y., Gong, Y., Yuan, Y., Gong, S., Yu, D., Li, Q., Luo, Z., 2013. Dietary L-lysine requirement of juvenile

Chinese sucker, Myxocyprinus asiaticus. Aquac. Res. 44, 1539–1549. https://doi.org/10.1111/j.1365-

2109.2012.03161.x

Madrid, J., Pohlenz, C., Viana, M.T., Lazo, J.P. 2018. Dietary lysine requirement for Juvenile, Totoaba

macdonaldi. Aquaculture 500, 92–98. https://doi.org/https://doi.org /10.1016/j.aquaculture.

2018.10.003.

Mai, K.S., Ai, Q.H., Zhang, W.B., Duan, Q.Y., Tan, B.P., Ma, H.M., Xu, W., Liufu, Z.G., Wang, X.J. 2006. Dietary

lysine requirement of juvenile Japanese seabass, Lateolabrax japonicus. Aquaculture 255, 201–209.


Marammazi, J.G., Yaghoubi, M., Safari, O., Peres, H., Mozanzadeh, M.T. 2017. Establishing the optimum

dietary essential amino acid pattern for silvery-black porgy ( Sparidentex hasta ) juveniles by deletion

method. Aquac. Nutr. 1–9. https://doi.org/10.1111/anu.12524.

Marcouli, P.A., Alexis, M.N., Andriopulou, A., Iliopoulou-Georgugaki, J., 2006. Dietary lysine requirement

of juvenile gilthead seabream Sparus aureata L. Aquac. Nutr. 12, 25–33.

McDonald, P., Edwards, R. a, Greenhalgh, J.F.D., Morgan, C. a, Sinclair, L. a, Wilkinson, R.G., 2011. Animal

nutrition. Anim. Nutr. Pearson. Harlow, Englnad.

Meeker, D.L. 2006. Essential Rendering All About The Animal By-Products Industry. National Renderers

Association. Alexandria, Virginia.

Michelato, M., de Oliveira Vidal, L.V., Xavier, T.O., de Moura, L.B., de Almeida, F.L.A., Pedrosa, V.B., Furuya,

V.R.B., Furuya, W.M. 2016. Dietary lysine requirement to enhance muscle development and fillet

97

yield of finishing Nile tilapia. Aquaculture 457, 124–130.


Miles, R.D., Chapman, F.A. 2007. The Concept of Ideal Protein in Formulation of Aquaculture Feeds 1 Using

Ideal Proteins in Aquaculture Feeds : Feeding Excess Protein Is Not Acceptable Lysine : the Reference

Amino Acid.

Minjarez-Osorio, C., González-Félix, M.L., Perez-Velazquez, M. 2012. Biological performance of Totoaba

macdonaldi in response to dietary protein level. Aquaculture 362–363, 50–54.


Mommsen, T.P., French, C.J., Hochachka, P.W. 1980. Sites and patterns of protein and amino acid

utilization during the spawning migration of salmon. Can. J. Zool. 58, 1785–1799.

https://doi.org/10.1139/z80-246

Montaño-Vargas, J., Shimada, A., Va´squez, C., Viana, M. 2002. Methods of measuring feed digestibility in

the green abalone (Haliotis fulgens). Aquaculture 213, 339–346.

Morales, A.E., Cardenete, G., Sanz, A., Higuera, M. De. 1999. Re-evaluation of crude fibre and acid-

insoluble ash as inert markers , alternative to chromic oxide , in digestibility studies with rainbow

trout Oncorhynchus mykiss. Aquaculture, 179, 71–79.

Murillo-Gurrea, Coloso, Borlongan, Serrano. 2001. Lysine and arginine requirements of juvenile asian sea

bass (Lates calcarifer). J. Appl. Ichthyol. 17, 49–53. https://doi.org/10.1046/j.1439-

0426.2001.00242.x.

National Research Council (NRC). 2011. Nutritional requirements of fish and shrimp. National Acadamies

Press, Washington.

Naylor, R.L., Hardy, R.W., Bureau, D.P., Chiu, A., Elliott, M., Farrell, A.P., Forster, I., Gatlin, D.M., Goldburg,

R.J., Hua, K., Nichols, P.D. 2009. Feeding aquaculture in an era of finite resources. Proc. Natl. Acad.

Sci. 106, 15103–15110. https://doi.org/10.1073/pnas.0905235106.

Oehme, M., Grammes, F., Takle, H., Zambonino-Infante, J.L., Refstie, S., Thomassen, M.S., Rørvik, K.A.,

Terjesen, B.F. 2010. Dietary supplementation of glutamate and arginine to Atlantic salmon (Salmo

salar L.) increases growth during the first autumn in sea. Aquaculture 310, 156–163.


Oliveira, A.C.B., Martinelli, L.A., Moreira, M.Z., Cyrino, J.E.P., 2007. Determination of apparent digestibility

coefficient in fish by stable carbon isotopes. Aquac. Nutr. 13, 1–4.

Peres, H., Oliva-Teles, A. 2008. Lysine requirement and efficiency of lysine utilization in turbot

(Scophthalmus maximus) juveniles. Aquaculture 275, 283–290.


98

Perez-Velazquez, M., Minjarez-Osorio, C., Gonzalez-Fellix, M.L. 2016. Effect of dietary lipid level on growth

performance, feed utilization and body composition of totoaba, Totoaba macdonaldi (Gilbert, 1890).

Aquac. Res. 1–11. https://doi.org/10.1111/are.13002.

Pesti, G.M., Vedenov, D., Cason, J.A., Billard, L. 2009. A comparison of methods to estimate nutritional

requirements from experimental data. Br. Poult. Sci. 50, 16–32. https://doi.org/

10.1080/00071660802530639.

Pfeffer, E., Haverkamp, R. 1992. Studies on lysine requirements. J. Anim. Physiol. a. Anim. Nutr. 67, 74–82.

Pfeffer, E., Kinzinger, S., Rodehutscord, M. 1995. Influence of the proportion of poultry slaughter by‐

products and of untreated or hydrothermically treated legume seeds in diets for rainbow trout,

Oncorhynchus mykiss (Walbaum), on apparent digestibilities of their energy and organic compounds.

Aquac. Nutr. 1, 111–117. https://doi.org/10.1111/j.1365-2095.1995.tb00026.x.

Rana. K.J. ; Siriwardena, S.; Hasan, M.R. 2009. Impact of rising feed ingredient prices on aquafeeds and

aquaculture production. FAO Fish. Aquac. Tech. Pap. 541, 63p.

Rayner, C.J., 1985. Protein Hydrolysis of Animal Feeds for Amino Acid Content. J. Agric. Food Chem. 33,

722–725. https://doi.org/10.1021/jf00064a039.

Ren, W., Yin, Y., Liu, G., Yu, X., Li, Y., Yang, G., Li, T., Wu, G. 2012. Effect of dietary arginine supplementation

on reproductive performance of mice with porcine circovirus type 2 infection. Amino Acids 42, 2089–

2094. https://doi.org/10.1007/s00726-011-0942-y.

Rezaei, R., Wang, W., Wu, Z . 2013. Biochemical and physiological bases for utilization of dietary amino

acids by young pigs. J Anim Sci Biotech 4:7.

Riley, W.W., Higgs, D. a., Dosanjh, B.S., Eales, J.G. 1996. Influence of dietary arginine and glycine content

on thyroid function and growth of juvenile rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum). Aquac.

Nutr. 2, 235–242. https://doi.org/10.1111/j.1365-2095.1996.tb00065.x

Robbins, K.R., Saxton, A.M., Southern, L.L., 2006. Estimation of nutrient requirements using broken-line

regression analysis. J. Anim. Sci. 84 Suppl, 155–165. https://doi.org/10.2527/2006.8413_supplE155x.

Robinson, E., Li, M. 2007. Catfish protein nutrition 13. Mississippi Agricultural & Forestry Experiment

Station. Mississippi, USA.

Rodehutscord, M., Borchert, F., Gregus, Z., Pfeffer, E. 2000. Availability and utilisation of free lysine in

rainbow trout Oncorhynchus mykiss / 2 . Comparison of L -lysineP HCl and L -lysine sulphate. Lipids.

Rollin, X., Mambrini, M., Abboudi, T., Larondelle, Y., Kaushik, S.J. 2003. The optimum dietary indispensable

amino acid pattern for growing Atlantic salmon (Salmo salar L.) fry. Br. J. Nutr. 90, 865–876.

https://doi.org/10.1079/BJN2003973

Ruchimat, T., Masumoto, T., Hosokawa, H., Itoh, Y., Shimeno, S. 1997. Quantitative lysine requirement of

99

yellowtail (Seriola quinqueradiata). Aquaculture 158, 331–339. https://doi.org/10.1016/S0044-

8486(97)00215-9.

Rueda-López, S., Lazo, J.P., Reyes, G.C., Viana, M.T. 2011. Effect of dietary protein and energy levels on

growth, survival and body composition of juvenile Totoaba macdonaldi. Aquaculture 319, 385–390.


Rust, M.B. 2002. Nutritional Physiology En: Fish nutrition. Halver, J.E., Hardy, R.W. (Eds.), Fish Nutr. 3rd ed.

Acad. Press. London 367–452.

Salze, G., Quinton, M., Bureau, D. 2017. A Meta-Analysis of Essential Amino Acid Requirements of Fish. En:

Cruz-Suárez, L.E., Ricque-Marie, D., Tapia-Salazar, M., Nieto-López, M.G., Villarreal- Cavazos, D. A.,

Gamboa-Delgado, J., López Acuña, L.M. y Galaviz-Espinoza, M. . (Eds), Investigación y Desarrollo en

Nutrición Acuícola Universidad Autónoma de Nuevo León, San Nicolás de los Garza, Nuevo León,

México, pp. 303-337.

Schuster, R. 1988. Determination of amino acids in biological, pharmaceutical, plant and food samples by

automated precolumn derivatization and high-performance liquid chromatography. J. Chromatogr.

B Biomed. Sci. Appl. 431, 271–284. https://doi.org/10.1016/S0378-4347(00)83096-0.

Serrano, J.A., Nematipour, G.R., Gatlin, D.M. 1992. Dietary protein requirement of the red drum (Sciaenops

ocellatus) and relative use of dietary carbohydrate and lipid. Aquaculture 101, 283–291.

https://doi.org/10.1016/0044-8486(92)90031-F.

Shamushaki, V., Kasumyan, A., Abedian, A., Abtahi, B. 2007. Behavioural responses of the Persian sturgeon

(Acipenser persicus) juveniles to free amino acid solutions. Mar Fresh Behav

Shearer, K.D. 2000. Experimental design , statistical analysis and modelling of dietary nutrient requirement

studies for fish : a critical review. Aquac. Nutr. 6, 91–102. https://doi.org/10.1046/j.1365-

2095.2000.00134.x.

Shiau, S., Chen, M. 1993. Nutrient Requirements and Interactions Carbohydrate utilization by Tilapia

(Oreochromis niloticus x O . aureus ) as Influenced by Different. Am. Inst. Nutr. 1747–1753.

Schuhmacher, A., Wax, C., Gropp, J.M. 1997. Plasma amino acids in rainbow trout Oncorhynchus mykiss.

fed intact protein or a crystalline amino acid diet. Aquaculture 151, 15–28.

Small, B., Soares, J. 2000. Quantitative dietary lysine requirement of juvenile striped bass Morone saxatilis.

Aquac. Nutr. 6–11.

Small, B.C., Soares, J.H. 1998. Estimating the quantitative essential amino acid requirements of striped

bass Morone saxatilis,using fillet A/E ratios. Aquac. Nutr. 4, 225–232.

Stickney,R. 2000. Encyclopedia of Aquaculture. John Wiley & Sons, Inc., Ney York.

Storebakken, T., Shearer, K.D., Baeverfjord, G., Nielsen, B.G., Åsgård, T., Scott, T., De Laporte, a. 2000.

100

Digestibility of macronutrients, energy and amino acids, absorption of elements and absence of

intestinal enteritis in Atlantic salmon, Salmo salar, fed diets with wheat gluten. Aquaculture 184,

115–132. https://doi.org/10.1016/S0044-8486(99)00316-6.

Storebakken, T., Shearer, K.D., Roem, A.J. 1998. Availability of protein, phosphorus and other elements in

fishmeal, soy protein concentrate and phytase-treated soy protein-concentrate-based diets to

Atlantic salmon, Salmo salar. Aquaculture 161, 365–379.

Sugiura, S.H., Dong, F.M., Hardy, R.W. 1998. Effects of dietary supplements of the availability of minerals

in fish meal; preliminary observations. Aquaculture 160, 283–303. https://doi.org/10.1016/S0044-

8486(97)00302-5

Sullivan, J.A., Reigh, R.C. 1995. Apparent digestibility of selected feedstuffs in diets for hybrid striped bass

(Morone saxatilis ♀ X Morone chrysops ♂). Aquaculture 138, 313–322. https://doi.org/10.1016/0044-

8486(95)01071-8.

Tacon, A.G.J., Metian, M. 2008. Global overview on the use of fish meal and fish oil in industrially

compounded aquafeeds: Trends and future prospects. Aquaculture 285, 146–158.


Tantikitti, C., Chimsung, N. 2001. Dietary lysine requirement of freshwater catfish (Mystus nemurus Cuv.

and Val.). Aquac. Res. 32 Suppl., 135–141. https://doi.org/10.1046/j.1355-557x.2001.00011.x.

Trushenski, J.T., Kasper, C.S., Kohler, C.C. 2006. Challenges and Opportunities in Finfish Nutrition. N. Am.

J. Aquac. 68, 122–140. https://doi.org/10.1577/A05-006.1.

Twibell, R.G., Griffin, M.E., Martin, B., Price, J., Brown, P.B. 2003. Predicting dietary essential amino acid

requirements for hybrid striped bass. Aquac. Nutr. 9, 373–381. https://doi.org/10.1046/j.1365-

2095.2003.00266.x.

Van Milgen, J., Dourmad, J.-Y. 2015. Concept and application of ideal protein for pigs. J. Anim. Sci.

Biotechnol. 6, Online Article. https://doi.org/10.1186/s40104-015-0016-1.

Vandenberg, G.W., De La Noue, J. 2001. Apparent digestibility comparison in rainbow trout (Oncorhynchus

mykiss) assessed using three methods of faeces collection and three digestibility markers. Aquac.

Nutr. 7, 237–245.

Wang, T.C., Fuller, M.F. 1989. The optimum dietary amino acid pattern for growing pigs. Br. J. Nutr. 62, 77.

https://doi.org/10.1079/BJN19890009.

Wang, X., Parsons, C.M. 1997. Effect of Processing Systems on Protein Quality of Feather Meals and Hog

Hair Meals Chick Assay for Protein Quality Balance Assay for True AA Digestibility and TME n. Poult.

Sci. 76, 491–496. https://doi.org/10.1038/sj.emboj.7600929.

Watanabe, T. 2002. Strategies for further development of aquatic fish feeds. J Fish Sci 68 SRC-G, 242–252.

101

Weatherup, R.N., 1998. Comparison ofestimates ofdigestibility oftwo diets for rainbow trout,

Oncorhynchus mykiss (Walbaum), using two markers and two methods of faeces collection. Aquac.

Res. 29, 527–533.

Wilson, Robert P., Halver, J. 1998. Protein and Amino Acid Metabolism. Ann. Rev. Nutr. 1986. 6:225-44.

Wilson, R.P., 2002. Amino Acids and Proteins En: Halver, J.e., Hardy, R.W. (Eds.), Fish Nutrition,. Academic

press., London., pp. 143–179.

Wilson, R.P., Poe, W.E. 1985. Relationship of whole body and egg essential amino acid patterns to amino

acid requirement patterns in channel catfish, Ictalurus punctatus. Comp. Biochem. Physiol. Part B

Comp. Biochem. 80, 385–388. https://doi.org/10.1016/0305-0491(85)90224-X.

Wu, G. 2013. Functional amino acids in nutrition and health. Amino Acids 45, 407–411.

https://doi.org/10.1007/s00726-013-1500-6.

Wu, G. 2010. Functional Amino Acids in Growth. Adv. Nutr. 1, 31–37. https://doi.org/10.3945/

an.110.1008.1

Wu, G. 1998. Intestinal mucosal amino acid catabolism. J Nutr 128:1249–1252

Wu, G. 2009. Amino acids: Metabolism, functions, and nutrition. Amino Acids 37, 1–17.

https://doi.org/10.1007/s00726-009-0269-0 https://doi.org/10.1146/annurev-animal- 022513-

114113.

Wu, G., Bazer, F.W., Dai, Z., Li, D., Wu, Z. 2014. Amino Acid Nutrition in Animals : Protein Synthesis and

Beyond. Annu. Rev. Anim. Biosci. 2, 387–417. https://doi.org/10.1146/annurev-animal-022513-

114113

Wu, G., Bazer, F.W., Davis, T.A., Jaeger, L.A., Johnson, G.A., Kim, S.W., Knabe, D.A., Meininger, C.J., Spencer,

T.E., Yin, Y.L. 2007. Important roles for the arginine family of amino acids in swine nutrition and

production. Livest. Sci. 112, 8–22. https://doi.org/10.1016/j.livsci.2007.07.003

Wu, G., Meier, S.A., Knabe, D.A. 1996. Dietary glutamine supplementation prevents jejunal atrophy in

weaned pigs. J. Nutr. 126, 2578–84. https://doi.org/10.1093/jn/126.10.2578.

Wu, X., Castillo, S., Rosales, M., Burns, A., Mendoza, M., Gatlin, D.M. 2015. Relative use of dietary

carbohydrate, non-essential amino acids, and lipids for energy by hybrid striped bass, Morone

chrysops ♀×M. saxatilis ♂. Aquaculture 435, 116–119. https://doi.org/10.1016/

j.aquaculture.2014.09.030

Yamamoto, T., Shima, T., Furuita, H., Suzuki, N., Sánchez-Vázquez, F.J., Tabata, M. 2001. Self-selection and

feed consumption of diets with a complete amino acid composition and a composition deficient in

either methionine or lysine by rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum). Aquac. Res. 32, 83–

91. https://doi.org/10.1046/j.1355-557x.2001.00007.x.

102

Yuan, Y. chao, Gong, S. yuan, Yang, H. jun, Lin, Y. cong, Yu, D. hang, Luo, Z. 2010. Apparent digestibility of

selected feed ingredients for Chinese sucker, Myxocyprinus asiaticus. Aquaculture 306, 238–243.


Zehra, S., Khan, M. 2013. Dietary isoleucine requirement of fingerling catla, Catla catla (Hamilton), based

on growth, protein productive value, isoleucine retention efficiency and carcass composition. Aquac.

Int. 21, 1243–1259. https://doi.org/10.1007/s10499-013-9627-8.

Zhang, C., Ai, Q., Mai, K., Tan, B., Li, H.,Zhanget L. 2006. Dietary lysine requirement of large yellow croaker,

Pseudosciaena crocea R. Aquaculture 253, 564–572. https://doi.org/10.1016/ j.aquaculture.2005.

08.010.

103

Anexos

Parte de los resultados obtenidos en la presente tesis se publicaron en la revista “aquaculture”.

Centro de Investigación Científica y de Educación Superior ......A mi director el doctor Juan...

Documents

Transcript of Centro de Investigación Científica y de Educación Superior ......A mi director el doctor Juan...