COMUNICACIÓN Y INFORMÁTICA TESIS PARA OBTENER EL …

UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO

FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA

Efecto de la coinoculación de Rhizobium etli y Azotobacter chroococcum sobre el

crecimiento radicular y aéreo de Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel de campo.

AUTOR: Br. ROSA ANGELICA PORTAL PRETEL

ASESOR: DRA. BERTHA SORIANO BERNILLA

TRUJILLO – PERÚ

2015

TESIS PARA OBTENER EL TÍTULO PROFESIONAL DE

BIÓLOGO - MICROBIÓLOGO

Biblioteca Digital - Direccion de Sistemas de Informática y Comunicación - Universidad Nacional de Trujillo

Esta obra ha sido publicada bajo la licencia Creative Commons Reconocimiento-No comercial-Compartir bajo la misma licencia 2.5 Perú. Para ver una copia de dicha licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by-ns-sa/2.5/pe/ . No olvide citar esta tesis.

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AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO

QUE OTORGAN EL TITULO PROFESIONAL DE

BIÓLOGO – MICROBIÓLOGO

Dr. Orlando Gonzáles Nieves

RECTOR DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO

Dr. Rubén Vera Véliz

VICERRECTOR ACADÉMICO

Dr. Steban Alejandro Ilich Zerpa

SECRETARIO GENERAL DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO



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AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

Dr. José Mostacero León

DECANO DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

Dr. William Zelada Estraver

SECRETARIO DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

Dra. Bertha Soriano Bernilla

DIRECTORA DE ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE MICROBIOLOGÍA

Y PARASITOLOGÍA.



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PRESENTACIÓN

Señores Miembros del Jurado:

En cumplimiento con las disposiciones establecidas en el Reglamento de Grados y

Títulos de la Escuela Académico Profesional de Microbiología y Parasitología de la

Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional de Trujillo, pongo a vuestra

consideración y criterio el presente trabajo de tesis titulado:

Efecto de la coinoculación de Rhizobium etli y Azotobacter chroococcum sobre el

crecimiento radicular y aéreo de Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel de

campo, con el cual pretendo obtener el Título Profesional de Biólogo Microbiólogo.

Trujillo, Mayo del 2015

Br. Rosa Angélica Portal Pretel



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MIEMBROS DEL JURADO

Los suscritos, miembros del jurado, declaran que la presente tesis ha sido ejecutada en

concordancia con las normas de la Escuela Académico Profesional de Microbiología y

Parasitología de la Universidad Nacional de Trujillo.

_________________________________

Ms. C. Juan Wilson Krugg

PRESIDENTE

_________________________________


SECRETARIA

_________________________________

Ms. C. Eduardo Muñoz Ganoza

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APROBACIÓN

Los profesores que suscriben, miembros del Jurado Examinador, declaran que el

presente Informe de Tesis titulado: Efecto de la coinoculación de Rhizobium etli y

Azotobacter chroococcum sobre el crecimiento radicular y aéreo de Physalis

peruviana “aguaymanto” a nivel de campo, ha cumplido con los requisitos formales y

fundamentales, siendo APROBADO por UNANIMIDAD.

_________________________________

Ms. C. Juan Wilson Krugg

PRESIDENTE

_________________________________


SECRETARIA

_________________________________

Ms. C. Eduardo Muñoz Ganoza

VOCAL

DE LA ASESORA



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La que suscribe, Dra. Bertha Soriano Bernilla, asesora de la tesis titulada: Efecto

de la coinoculación de Rhizobium etli y Azotobacter chroococcum sobre el crecimiento

radicular y aéreo de Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel de campo

CERTIFICA:

Que ha sido desarrollada, de acuerdo al reglamento establecido por la Facultad

de Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional de Trujillo, estando en conformidad con

su correspondiente proyecto, y que el informe ha sido redactado acogiendo las

observaciones y sugerencias alcanzadas.

Por lo tanto, autorizo a Rosa Angélica Portal Pretel, continuar con el trámite del

reglamento correspondiente.

Trujillo, Mayo del 2015

_________________________________


Asesora



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DEDICATORIA

Esta tesis se la dedico a mi Dios quién supo

guiarme por el buen camino, darme fuerzas para

seguir adelante y no desmayar en los problemas

que se presentaban, enseñándome a encarar las

adversidades sin perder nunca la dignidad ni

desfallecer en el intento.

A mi madre por su apoyo, consejos, comprensión, amor,

ayuda en los momentos difíciles, y por ayudarme con los

recursos necesarios para estudiar. Me ha dado todo lo que

soy como persona, mis valores, mis principios, mi carácter,

mi empeño, mi perseverancia, mi coraje para conseguir mis

objetivos.

A mi padre que desde cielo me ha guiado y cuidado

mis pasos, que me acompañó en todo momento y me

brindó la luz necesaria en los momentos más

difíciles

A mi hermano por la confianza que ha tenido en mí, por

estar siempre presente y acompañándome en todo

momento.



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AGRADECIMIENTO

Un especial agradecimiento a la Dra. Bertha Soriano Bernilla, por brindarme su tiempo, apoyo

y dedicación, así como las sugerencias constructivas durante el desarrollo de la presente

investigación.

A los profesores de la Escuela Académica de Microbiología y Parasitología, por su

dedicación, por transmitirnos y enseñarnos lo importante que es nuestra profesión, aportando

con un granito de arena a mi formación.

Son muchas las personas que han formado parte de mi vida profesional a las que me

encantaría agradecerles su amistad, consejos, apoyo, ánimo y compañía en los momentos más

difíciles de mi vida. Algunas están aquí conmigo y otras en mis recuerdos y en mi corazón, sin

importar en donde estén quiero darles las gracias por formar parte de mí, por todo lo que me

han brindado y por todas sus bendiciones.

Para ellos: Muchas gracias y que Dios los bendiga.



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RESUMEN

Se determinó el efecto de la coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-

167-01 sobre el crecimiento radicular y aéreo de Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel de

campo en la finca Santa Lucia ubicada en el Distrito de Laredo, Provincia de Trujillo-La

Libertad, aplicándose un diseño experimental de bloques completos al azar con 4 tratamientos

y 3 repeticiones, cada bloque formado por 4 unidades experimentales (parcelas) y cada unidad

experimental a su vez por 15 plántulas de aguaymanto. Para lo cual se reactivaron los cultivos

bacterianos, R. etli en medio Agar Extracto de Levadura Manitol Rojo de Congo a 28°C por

48 horas y A. chroococcum en Agar Ashby a 30°C durante 72 horas. Se efectuaron cuatro

tratamientos considerándose un grupo control (inoculación con agua destilada estéril,

inoculación simple con R. etli, inoculación simple con A. chroococcum ) y un grupo

experimental (coinoculación de ambas bacterias), aplicadas a cada una de las semillas de

Physalis peruviana “aguaymanto”, las cuales fueron sembradas en bandejas de germinación, y

15 plántulas por tratamiento se trasplantaron a las parcelas distribuidas previamente al azar

dentro de cada bloque, después de 20 días de inoculadas. Se realizó la evaluación de las

plántulas de acuerdo a las variables agronómicas como: longitud del tallo, hoja, raíz y peso

seco total a los 40 y 60 días después de la inoculación, en donde se determinó que la

coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01 tiene un efecto

positivo en el crecimiento aéreo de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel

de campo.

Palabras clave: Rhizobium etli, Azotobacter chroococcum, Physalis peruviana, coinoculación



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ÍNDICE

AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILO…….……....…ii

AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS…………….....iii

PRESENTACIÓN……….………………….…………………………………………....iv

MIEMBROS DEL JURADO.……………………..…………...........................................v

APROBACIÓN.………………………………………………….…………...................vi

DE LA ASESORA………………………………………….………………….……….vii

DEDICATORIA………………………………………………………………………..viii

AGRADECIMIENTO………………………………………….………………………..ix

RESUMEN………………………………………………………………..……………...x

INDICE……..…………………........................................................................................xi

INTRODUCCIÓN………………………………………………………………….…….1

MATERIAL Y MÉTODOS………………………………………………………………9

RESULTADOS……………………………………………………………….…………17

DISCUSIÓN…………………………………………………………………….………22

CONCLUSIÓN…………………………………………………………………..……...26

RECOMENDACIONES…………………………………………………….…….…….27

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS…………………………………………………..28

ANEXOS………………………………………………………………………………...35



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I. INTRODUCCIÓN

En la actualidad el uso de los fertilizantes y agroquímicos se ha vuelto indispensable

debido a la baja fertilidad de la mayoría de los suelos para los altos rendimientos y la buena

calidad que se espera en los cultivos, por lo que al hacer un uso adecuado de ellos es

importante para una agricultura sostenible1. El empleo de estos fertilizantes y agroquímicos,

si bien es cierto, garantizan buena calidad de las posturas de la planta, pero al ser usados

indiscriminadamente llegan a generar serios problemas en el ecosistema por contaminación

del suelo, aire y causando un desequilibrio ecológico de la microflora del suelo, disminución

en la eficiencia de mineralización y humificación de la materia orgánica e incremento en la

incidencia de enfermedades radiculares, la destrucción de los controladores naturales y hasta

poner en peligro la salud humana1,2,3

.

Dentro de la aparición de nuevas tecnologías para optimizar la implantación de los

cultivos agricolas se encuentra el uso de los productos biológicos; es decir incorporar al

sistema productivo organismos seleccionados por sus funciones en diversos procesos

biológicos3, y dentro de esos productos se consideran a los PGPR que a finales de la década de

los 70, investigadores utilizaron el término PGPR (plant growth promoting rizobacterias;

rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal) para referirse a las rizobacterias que se

encuentran libres en el suelo, capaces de adaptarse, colonizar y permanecer en la rizósfera de

la planta favoreciendo el crecimiento y desarrollo de ésta con sus actividades, como:

incrementar la solubilidad de los minerales, fijar nitrógeno atmosférico, reducir patógenos de

las raíces y producir sustancias reguladoras del crecimiento4,5,6

.

Recientemente, la



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denominación se ha extendido a microorganismo PGP para incluir hongos y cualquier

organismo a fin7.

La utilización de Rhizobacterias promotoras del crecimiento vegetal, presenta una

alternativa a los fertilizantes químicos y plaguicidas. Dentro de estas bacterias benéficas de

importancia agrícola por su acción como promotoras de crecimiento de las plantas por

producir fitohormonas, disolución y mineralización de los fosfatos, fijación simbiótica y

asimbiótica del nitrógeno atmosférico y la producción de sideróforos y antibióticos, se

encuentran Rhizobium y Azotobacter 8.

En años recientes, se ha retomado el interés de utilizar bacterias promotoras de

crecimiento en la producción de cultivos, como Rhizobium, Bradyrhizobium, Azotobacter,

Azospirillum y otros8. Estas bacterias se han aplicado a semillas, tubérculos o raíz, y son

capaces de colonizar las raíces de las plantas y estimular el crecimiento y rendimiento del

cultivo. Los mecanismos del efecto de las bacterias promotoras de crecimiento no son bien

comprendidos; sin embargo, se ha sugerido un amplio rango de posibilidades que incluye

efectos directos o indirectos 9. Dentro de los mecanismos de acción directos de las PGPR

sobre las plantas, se encuentran el mejoramiento de la germinación, el desarrollo del sistema

radical, la nutrición mineral y la fitoestimulación10

.

El género Rhizobium se caracteriza por su habilidad de facilitar directa o

indirectamente el desarrollo de la raíz y del follaje de las plantas11

. Esta bacteria establece

simbiosis donde se invaden los pelos radicales e inducen la formación de nódulos, estructuras

especializadas en donde el nitrógeno molecular es reducido a amonio; la planta toma el

nitrógeno reducido y la bacteria recibe a cambio carbohidratos y otros nutrimientos. Se han



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encontrado cinco especies de Rhizobios que nodulan hortalizan: entre ellos: R.

leguminosarum, R. etli, R. tropici, R. giardinii, R. gallium12

. Asimismo, el establecimiento de

poblaciones competitivas de microorganismos promotores del crecimiento de las plantas

depende principalmente de aspectos puntuales como la colonización rizosférica de la planta,

dada por la liberación de sus exudados radicales, y la capacidad de respuesta del

microorganismo hacia la rizósfera.11

. Los rizobios son bacterias Gram-negativas, que no

forman esporas, son bacilos aerobios que miden 0.5-0.1x1.2-3.0 μm, son flagelados (1-6

flagelos) que pueden ser peritricales o subpolares. Las colonias generalmente son blancas o

color beige, circulares, convexas, semi translúcidas u opacas y mucilaginosas, que miden de 2-

4 mm de diámetro a los 3-5 días de incubación en Agar Extracto de Levadura Manitol Rojo de

Congo (ELMARC) 13

.

Por otro lado, el género Azotobacter tienen la capacidad de sintetizar antibióticos y

generar sustancias promotoras del crecimiento vegetal, además de fijar nitrógeno no

simbióticamente especies como: A. chroococcum y A. vinelandiison utilizadas como

bioinoculantes en suelos tropicales y alcalinos. Igualmente muchos miembros del género

Azotobacter son utilizados para producción de compuestos de interés como polisacáridos,

vitaminas y pigmentos14

. Así Azotobacter chroococcum sintetiza tiamina, ácido nicotínico,

ácido pantoténico, biótina y otras vitaminas capaces de estimular la germinación de las

semillas, el crecimiento y desarrollo de algunas especies vegetales, siempre que sea adecuada

la concentración de las bacterias en la zona de la rizosfera de las plantas 15

. Son bacterias gram

negativas, mótiles; las colonias son viscosas, convexas, lisas o arrugadas y poseen pequeñas

inclusiones granulares, el color se presenta en diferente matices de pardo, producen pigmentos



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que en ocasiones se difunden en el medio de cultivo (Agar-Asbhy) selectivo para este

género16

.

En la actualidad se están desarrollando nuevas tecnologías en manejo del cultivo,

induciendo la utilización de biofertilizantes para mejorar la productividad de los cultivos y dar

valor agregado al producto cosechado. Diversas bacterias como las del género Azotobacter y

Rhizobium son utilizadas como biofertilizantes17

. De acuerdo a esto último, el uso de

inoculantes incluye la selección y multiplicación de microorganismos benéficos para las

plantas, tanto de aquellas que la protegen del ataque de patógenos, plagas y malezas, como de

las que proporcionan nutrientes; siendo el nitrógeno de gran importancia para el desarrollo y

crecimiento del cultivo18

.

En presencia y disponibilidad de nutrientes minerales, cabe resaltar dentro de estos

últimos la participación del nitrógeno (N) al ser uno de los elementos esenciales para la vida.

El nitrógeno se encuentra en la naturaleza fundamentalmente como gas (79% de la atmósfera),

pero a pesar de su gran abundancia, de poco les sirve a las plantas y animales mientras

permanezca en la atmósfera, ya que son incapaces de fijarlo y aprovecharlo; sin embargo,

existen microorganismos que son capaces de fijar ese nitrógeno atmosférico y transformarlo

en compuestos fácilmente asimilables ya que el nitrógeno es el principal nutriente para el

crecimiento de las plantas18

. Cuando la planta tiene suficiente nitrógeno sus hojas y tallos

crecen rápidamente, en cambio la deficiencia del mismo origina la clorosis en las hojas

(amarillamiento) a partir de la base, y la falta de desarrollo y debilidad de todas las partes de la

planta. En los suelos pobres o carentes de nitrógeno los rendimientos de los cultivos son

bajos19

.



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Actualmente, toda la producción de aguaymanto en el Perú está orientada a la

exportación manteniendo una gran expectativa de crecimiento de las áreas cultivadas,

exportándose el 99 % de esta fruta a Estados Unidos que consume un 46% de lo exportado,

Canadá y Europa que adquiere un 30%. El Perú se ha convertido en uno de los líderes del

mercado mundial de aguaymanto y la región de Cajamarca se ha consolidado como la primera

región productora de aguaymanto del Perú 20

.

El aguaymanto o uchuva que pertenece a la familia solanácea y su nombre científico

más generalizado es el Physalis peruviana, presenta un valor nutricional, alto en fósforo,

hierro, carbohidratos, provitamina A, vitamina B (tiamina, niacina y vitamina B12)

y vitamina C. El contenido de proteína y fósforo, excepcionalmente altos, son indispensables

para el crecimiento, desarrollo y correcto funcionamiento de los diferentes órganos humanos,

además se ha empleado en la medicina tradicional como agente anticancerígeno, antipirético e

inmunomodulador, asimismo para el tratamiento de enfermedades como la malaria, asma,

hepatitis, dermatitis, el reumatismo y la diabetes de todo tipo21

.

Los extractos de las hojas del aguaymanto, han mostrado importantes actividades

antibióticas y antinflamatorias, se han aislado varios componentes químicos como witanolidos,

physalinas, phygrina, kaempferol y glicósidos de quercentina. Algunos de estos compuestos

tienen una fuerte actividad antioxidante y previenen el daño peroxidativo a microsomas

hepáticos y hepatocitos. Sus compuestos bioactivos principales, las physalinas, han mostrado

tener actividad anticancerígena 22

.

El aguaymanto (Physalis peruviana) es una fruta exótica, no tradicional, alternativa, de

sabor agridulce, que hoy siembran muchos de nuestros campesinos en la sierra del Perú, en



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http://es.wikipedia.org/wiki/Vitamina_A

http://es.wikipedia.org/wiki/Vitamina_C

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Cusco, Huánuco, Huancavelica y sobre todo en Cajamarca, y que momentáneamente este

último departamento ocupa el primer lugar en la producción de esta fruta; produciéndose en

provincias como Hualgayoc, San Marcos, San Pablo, San Miguel y Celendín siendo este el

mayor productor20

.

Del aguaymanto conocemos muchos ecotipos y por ello sabemos que se adapta

fácilmente a muchos pisos ecológicos de los que tenemos en nuestro país, por ello también

puede producirse en la costa y en la selva. Es ideal para sembrarse en regiones ubicadas entre

1,800 y 2,800 metros sobre el nivel del mar, en lugares con alta luminosidad y temperaturas

promedio entre 13 y 18 grados centígrados; sin embargo la planta es muy susceptible a las

temperaturas inferiores a los 10 grados centígrados, a la sequía y a los vientos fuertes. La

planta de aguaymanto generalmente mide un metro de altura aunque puede alcanzar 1.8

metros, sus frutos son bayas de color que oscila entre el naranja y el amarillo y está protegido

por una envoltura natural que lo mantiene fresco, sin dañarse, incluso varias semanas después

de haber sido extraído de la planta; presenta una buena respuesta a la aplicación de

fertilizantes químicos ricos en nitrógeno y potasio como: N, P2O5 y K2O aplicándose cada 2

meses y un abonamiento con materia orgánica cada 4 meses, obteniéndose muy buenos

resultados en la calidad del fruto23

.

En investigaciones realizadas sobre bacterias promotoras de crecimiento en pimentón y

maíz se demostró que la inoculación de Rizobacterias aumentó el crecimiento y asimilación de

nitrógeno en las plantas de pimentón y maíz en condiciones de umbráculo, por lo cual podría

recomendarse como potenciales bacterias promotoras de crecimiento en este cultivo, como

alternativa para reducir el uso de fertilizantes químicos24

. Dentro de los antecedentes de

trabajos realizados con rizobacterias sobresale el señalado por el investigador Chen, en el cual



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se inocularon RPCV de Rhizobium, en un área de 3.3 millones de hectáreas en 18 provincias y

diversos cultivos, entre ellos se tenían: trigo(con un incremento en producción de 8.5- 16%),

arroz (8.1-16%), maíz (6-11%), sorgo (5-10%), papa (15-19%), algodón (6-13%), canola (11-

18%), fríjol (7-16%), remolacha azucarera (15-20%), sandía (16-18%), maní (10-15%), y

espárrago (13-35%) 25

.

En otros trabajos se analizaron los resultados de la inoculación de 8 cepas de

Azotobacter sobre los parámetros de crecimiento y desarrollo in vitro de plantas de piña

(Anana comosus ) cv Cayena lisa , durante la fase de adaptación se demostró que todas las

cepas estudiadas estimularon el crecimiento de las plantas, con valores significativamente

superiores al testigo , lo que permite acortar el periodo de adaptación de las mismas 26

.

La inoculación mixta de Bradyrhizobium o Rhizobium, en combinación con cepas de

Azotobacter y Azospirillum promotoras del crecimiento vegetal, repercute sobre la

nodulación, actividad nitrogenasa y crecimiento vegetal de las leguminosas modificando

además tanto la concentración como el contenido de nitrógeno de las plantas 27

; sin embargo,

el efecto de la coinoculación de Rhizobium etli y Azotobacter chroococcum para promover el

crecimiento de plantas como Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel de campo no es aún

conocida, teniendo en cuenta la importancia agrícola del aguaymanto y el no existir

investigaciones científica realizadas en relación a este vegetal, es que se ha planteado la

presente investigación donde se emplea la coinoculacíon de Azotobacter chroococcum y

Rhizobium etli como una alternativa a los fertilizantes químicos y así disminuir el uso

indiscriminado de estos elementos contaminantes.



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La importancia de esta investigación radica en la necesidad de aplicar biotecnologías para

los sistemas agrícolas sin riesgos, y la utilización de inoculantes basados en microorganismos

benéficos es sin duda una opción con grandes beneficios para la interrelación entre suelo,

planta y ambiente. Por lo que el objetivo principal de este trabajo fue evaluar el efecto de la

coinoculación de Rhizobium etli Rf-167-01 y Azotobacter chroococcum sobre el crecimiento

de Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel de campo, mediante la determinación de las

variables agronómicas como longitud del tallo, raíz, hoja y peso seco total de las plántulas.



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I. MATERIAL Y MÉTODOS

2.1 MATERIAL DE ESTUDIO

2.1.1 Rhizobium etli Rf-167-01 procedente de la colección de cepas del Laboratorio de

Microbiología Ambiental de la Universidad Nacional de Trujillo. Caracterizado

molecularmente en el Laboratorio de Ecología Microbiana y Biotecnología

Marina “Tabusso” de la Universidad Nacional Agraria La Molina.

2.1.2 Cultivo puro de Azotobacter chroococcum procedente del laboratorio de

Microbiología Ambiental de la Universidad Nacional de Trujillo.

2.1.3 360 semillas de Physalis peruviana “aguaymanto” adquirido en AZ Ingenieros

EIRL. Provincia Celendín - Departamento Cajamarca.

2.2 PROCEDIMIENTO

2.2.1 Reactivación y propagación de Rhizobium etli Rf-167-01.

A partir de cultivo puro de R. etli en preservación se sembró en placas Petri

conteniendo Agar Extracto de Levadura Manitol Rojo de Congo (ELMARC)

(ANEXO 01), luego se procedió a incubar a 28 °C por 48 horas.

Luego de la incubación, se observaron las características macroscópicas de R. etli

(colonias blancas o color beige, circulares, convexas, semi translúcidas u opacas



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y mucilaginosas, que miden de 2-4 mm de diámetro) y se tomó una asada de la

colonia y se hizo una extensión en lámina portaobjetos para realizar la

observación microscópica y con tinción Gram para verificar su pureza (ANEXOS

02 y 03).

A partir del cultivo reactivado de R. etli se realizó la propagación en frascos

planos de vidrio estériles conteniendo Agar Extracto de Levadura Manitol

(ELMA), luego se procedió a incubar a 28 °C por 48 horas.

2.2.2 Reactivación y propagación de A. chroococcum.

A partir de cultivo puro de A. chroococcum en preservación se sembró en placas

Petri conteniendo Agar Ashby (ANEXO 04), luego se procedió a incubar a 30 °C

por 72 horas.

Luego de la incubación, se observaron las características macroscópicas de A.

chroococcum (colonias de color crema, viscosas, convexas, lisas o arrugadas,

poseen pequeñas inclusiones granulares) y se tomó una asada de la colonia y se

hizo una extensión en lámina portaobjetos para realizar la observación

microscópica con tinta china (ANEXOS 05 y 06).

A partir del cultivo reactivado de A. chroococcum se realizó la propagación en

frascos planos de vidrio estériles conteniendo Agar Ashby, luego se procedió a

incubar a 30 °C por 72 horas.



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2.2.3 Preparación del soporte para la siembra de semillas Physalis peruviana

“aguaymanto” de en las bandejas de germinación.

El soporte fue preparado en base a musgos, humus y arena estéril en la proporción

de 3:2:1 respectivamente. Luego se agregó la mezcla a cada uno de los pocillos en

la bandeja de germinación (ANEXO 07).

2.2.4 Desinfección de las semillas de Physalis peruviana “aguaymanto”

Las semillas se lavaron dos veces con agua corriente. Luego fueron desinfectadas

en alcohol al 70% por inmersión durante un minuto y se lavaron cinco veces

consecutivas con agua destilada estéril.

Seguidamente, se les agregó hipoclorito de sodio al 2.25% por 2 minutos y se

lavaron 5 veces consecutivas con agua destilada estéril; por último se les dejó

secar en condiciones de esterilidad.

2.2.5 Estandarización del inóculo de Azotobacter chroococcum y de R. etli Rf-167-

01.

A partir de los frascos de propagación de A. chroococcum se realizó una

suspensión en solución salina fisiológica estéril en un volumen de 150 mL hasta



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obtener una turbidez equivalente a la del tubo Nº 4 del Nefelómetro de Mac

Farland (12 x 108) (ANEXO 08). Al mismo tiempo, se procedió hacer diluciones

hasta 10-8

sembrándose esta última en Agar Asbhy obteniéndose un recuento de

9,4 x 108 UFC/ml. Se realizó el mismo procedimiento para R. etli con la

diferencia de que se sembró en Agar ELMARC obteniéndose un recuento de 9,6 x

108 UFC/ml.

2.2.6 Inoculación de A. chroococcum y R. etli Rf-167-01 en Physalis peruviana

“aguaymanto”.

Se realizó de acuerdo al siguiente esquema de trabajo:

Grupo Control

Control 1: 90 semillas de Physalis peruviana “aguaymanto” se sumergieron cada

una en 1ml de agua destilada estéril (ADE) durante 30 minutos, luego se

sembraron en las bandejas de germinación a una profundidad de 2 cm.


una en 1ml de la suspensión bacteriana de Azotobacter choroococcum durante 30

minutos, luego se sembraron en las bandejas de germinación a una profundidad de

2 cm (ANEXO 09).



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una en 1ml de la suspensión bacteriana de R. etli Rf-167-01 durante 30 minutos,

luego se sembraron en las bandejas de germinación a una profundidad de 2 cm

(ANEXO 09).

Grupo Experimental

90 semillas de Physalis peruviana “aguaymanto” se sumergieron cada una en 1

ml de la suspensión bacteriana formada por 0.5 ml de la suspensión de

Azotobacter choroococcum y 0.5 ml de la suspensión de R. etli Rf-167-01 durante

30 minutos, luego se sembraron en las bandejas de germinación a una

profundidad de 2 cm.

Posteriormente las bandejas fueron transportadas a un vivero cerca al campo de

cultivo, donde fueron regadas interdiario con agua de caño.

2.2.7 Preparación del campo de cultivo según el Diseño de Bloques Completos al

Azar.

El campo de cultivo está ubicado en la finca Santa Lucia en el Distrito De Laredo,

Provincia de Trujillo-La Libertad, con un área de 30 m2. Donde se removió el

suelo con la ayuda de una palana 10 días antes del trasplante; se retiraron las

malas hierbas y desechos no orgánicos, Se determinó los parámetros químicos del

suelo como: concentración de nitrógeno, fósforo y potasio, pH y materia orgánica



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en el Laboratorio de Servicios a la Comunidad e Investigación (LASACI)

(ANEXO 10).

Luego se delimitó seis bloques, cada uno de 5 metros de largo por 1 metro de

ancho (ANEXO 11). A su vez cada bloque fue dividido en cuatro parcelas

(unidades experimentales), y en cada una de ellas se hicieron tres surcos a 40 cm

de distancia (ANEXO 12). Se evaluó los tres primeros bloques a los 40 días y los

últimos tres a los 60 días después de la inoculación.

2.2.8 Trasplante y distribución de las plántulas de Physalis peruviana

“aguaymanto” al campo de cultivo.

Un día antes del trasplante, se hizo un riego abundante de los surcos (riego por

gravedad).

Luego de 20 días de germinación y con 4 a 5 hojas verdaderas (ANEXO 13) las

plántulas de aguaymanto fueron extraídas y trasplantadas al campo de cultivo, se

colocaron a media altura del surco (ANEXO 14). En cada una de las parcelas se

colocaron 15 plántulas, cinco por cada surco a una distancia de 20 cm entre

plántulas, una parcela (unidad experimental) para cada uno de los tratamiento y

distribuidas al azar dentro de cada bloque (ANEXO 15). Luego del trasplante se

regó en forma superficial.



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2.2.9 Evaluación del efecto de la coinoculación de A. chroococcum y R. etli Rf-

167-01 sobre el crecimiento radicular y aéreo de Physalis peruviana

“aguaymanto” a nivel de campo.

El efecto de la coinoculación de A. chroococcum y R. etli sobre el crecimiento

vegetal de aguaymanto se determinó mediante la evaluación de las variables

agronómicas: longitud del tallo, raíz, hoja, y peso seco total de las plántulas. Para

ello, a los 40 y 60 días después de la inoculación bacteriana se cosecharon las

plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” que fueron trasplantadas en los

surcos centrales de cada parcela y se recolectaron los datos de cada una de las

variables agronómicas descritas (ANEXO 16 y 17).

Las plántulas fueron lavadas con agua corriente para eliminar los restos de suelo

presente en la raíz, se midió la longitud de tallo, la raíz y las hojas.

Posteriormente se colocaron en placas Petri y se secaron al horno a 60 °C por 72

h y se determinó el peso seco total en una balanza analítica. Los valores

obtenidos de la evaluación por unidad experimental se promediaron y se

organizaron en tablas y figuras (ANEXOS 18 – 29).

2.2.10 Análisis de datos

Los datos fueron procesados mediante la prueba de Análisis de Varianza

bifactorial (ANOVA) para determinar la diferencia significativa entre los



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tratamientos y los bloques y la prueba de comparación múltiple: Mínima

Diferencia Significativa (MDS), para determinar las diferencias significativas de

las variables agronómicas de los controles y el grupo experimental inoculados

con Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01 en Physalis peruviana

“aguaymanto”a nivel de campo (ANEXOS 30-52).



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II. RESULTADOS

En la Fig. 01 muestra el promedio de la longitud del tallo de las plántulas de

Physalis peruviana “aguaymanto”, después de 40 y 60 días de inoculación; donde se

observa que hay un aumento del crecimiento del tallo en las plántulas que fueron

coinoculadas con A. chroococcum y R. etli Rf-167-01 con respecto a los controles.

En la Fig. 02 muestra el promedio de la longitud de la raíz de las plántulas de

Physalis peruviana “aguaymanto”, después de 40 y 60 días de inoculación, donde se

aprecia un incremento del crecimiento de la raíz en las plántulas inoculadas con A.

chroococcum con respecto, a la coinoculación, y los controles.

En la Fig.03 se muestra el promedio de la longitud de hoja de las plántulas de

Physalis peruviana “aguaymanto”, después de 40 y 60 días de inoculación;

apreciándose un incremento en la coinoculación de A. chroococcum y R. etli Rf-167-01

en relación a los controles.

En la Fig.04 se muestra el promedio del peso seco total de las plántulas de Physalis

peruviana “aguaymanto”, después de 40 y 60 días de la inoculación donde se muestra

un mayor incremento en la coinoculación de A. chroococcum y R. etli Rf-167-01 en

relación a los controles.



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Lon

gitu

d d

e ta

llo (

cm)

*Letras distintas indican diferencias significativas (p < 0.05)

Fig. 1: Promedio de la longitud del tallo de plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”,

después de 40 y 60 días ser coinoculadas con Rhizobium etli Rf-167-01 y Azotobacter

chroococcum en relación con los controles.

3.62

6.95 7.29

10.99

5.42

9.85 9.59

13.21

0.00

2.00

4.00

6.00

8.00

10.00

12.00

14.00

40 60

Agua destilada esteril

A.chroococcum

R.etli

A.chroococcum + R.etli

a1 b1 b1 c1 a* c b d

ddsddd



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8.77 9.18

14.70

16.49

10.27

11.70 12.44

14.12

0.00

2.00

4.00

6.00

8.00

10.00

12.00

14.00

16.00

18.00

40 60

A.D.E.

A. chroococcum

R.etli

A. chroococcum + R. etli


Fig. 2: Promedio de la longitud de la raíz de plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”a

los 40 y 60 días de ser coinoculadas con Rhizobium etli Rf-167-01 y Azotobacter


Lon

gitu

d d

e la

raí

z (c

m)

a* c b d

ddsddd

a1 c1 b1 d1



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Fig. 3: Promedio de la longitud de hoja de plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” a



4.05

5.77 5.95

8.23

4.75

7.45 7.40

9.45

0.00

1.00

2.00

3.00

4.00

5.00

6.00

7.00

8.00

9.00

10.00

40 60


A.chroococcum

R.etli


Lon

gitu

d d

e la

ho

ja (

cm)

a* c b d

ddsddd

a1

c1 b1 d1

ddsddd



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Fig. 4: Promedio del peso seco total de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, a



0.257

0.492 0.573

1.128

0.453

0.844

0.711

1.381

0.000

0.200

0.400

0.600

0.800

1.000

1.200

1.400

1.600

40 60


A.chroococcum

R.etli


Pe

so s

eco

to

tal (

g)

a1

c1 b1 d1

ddsddd a* c b d

ddsddd



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III. DISCUSIÓN

Las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” coinoculadas con Azotobacter

chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01 incrementaron significativamente (p<0.05) su

longitud de tallo y hoja (ANEXO 18-21, 30-33, 42-45) en comparación con los controles

(Figura 1 y 2). Esto se debe a que las cepas de Azotobacter y Rhizobium producen la síntesis

de sustancias estimuladoras del crecimiento vegetal, tales como, vitaminas y hormonas

vegetales, cuyas principales ventajas son estimular la germinación de las semillas, acelerar el

crecimiento de las plantas especialmente en sus primeros estadios, inducir la iniciación

radicular e incrementar la formación de raíces y producir diferentes modificaciones

fisiológicas en las plantas, al intervenir en procesos de fotosíntesis y respiración28

. Además

Azotobacter chroococcum es responsable de la fijación asimbiótica de nitrógeno y la

solubilización de fosfatos, el nitrógeno y fósforo asimilado por la plántula regula la capacidad

de sintetizar proteínas, aminoácidos, enzimas, clorofila y ácidos nucleídos; éstos componentes

se movilizan rápidamente dentro de la planta hasta los meristemos apicales y laterales, y

permiten una mayor división celular y con ello un mejor crecimiento en altura de las

plántulas29, 30

.

Los resultados concuerdan con lo descrito por un investigador que reportó

incrementos en la longitud y biomasa seca de la parte aérea y radicular del fríjol caupí (Vigna

unguiculata L.) a la coinoculación de bacterias diazotróficas de los géneros Azotobacter y

Rhizobium es decir, los tratamientos coinoculados influyeron positivamente en el crecimiento

y nutrición vegetal en comparación con todos los tratamientos inoculados individualmente31

.



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En un estudio realizado en Physalis peruviana “aguaymanto”, se encontró que las

plántulas inoculadas con Azotobacter sp. fueron las que obtuvieron un mayor crecimiento, se

puede inferir que el efecto positivo de este microorganismo se debió a su capacidad para

solubilizar y mineralizar fosfatos presente en el suelo y la síntesis de hormonas vegetales

como índoles 32

.

Otras características que puedan favorecer el crecimiento de estas plántulas Physalis

peruviana “aguaymanto” por Azotobacter y Rhizobium es la producción de sidéroforos, los

que tienen alta afinidad por el hierro, convirtiéndolo en un factor limitante para grupos de

microorganismos patógenos, también producen sustancias que inducen la resistencia sistémica

en algunas plantas; jugando así un papel importante para el control biológico de algunas

enfermedades en las plantas 33,34

.

Según los resultados obtenidos, las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”

inoculadas con A. chroococcum incrementaron significativamente (p< 0.05) su longitud de

raíz (ANEXO 22-23, 34-35, 46-47) en comparación con los demás tratamientos (Figura 3).

Esto se explica porque Azotobacter chroococcum además de fijar el nitrógeno atmosférico,

favorece el desarrollo del sistema radical de la planta con la cual conviven, a través de la

producción de reguladores de crecimiento o fitohormonas 30,35

. Varios autores reportaron el

papel estimulador de A. chroococcum en el crecimiento de raíces, área foliar, altura y

desarrollo de las plántulas en general, en cultivos como café, tomate, frutales y cebolla36, 37.

El

género Azotobacter ha sido reconocido por su eficiencia en la producción de fitohormonas y

sus efectos se asocian con el crecimiento vegetal, especialmente en la estimulación de la

elongación y aumento de la zona radical. En otras investigaciones se demostró el efecto de

Azotobacter chroococcum nativo y comercial “Azotolam” en el desarrollo del cultivo de



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Allium cepa L. (cebolla amarilla dulce) en La Yarada–Tacna, al concluir que A. chroococcum

nativo y comercial produjeron respectivamente un incremento del crecimiento y desarrollo de

la raíz y el tallo de la planta de cebolla 38

. La variación de los datos obtenidos con respecto a la

longitud de la raíz de las plántulas de aguaymanto coinoculadas con Azotobacter chroococcum

y Rhizobium etli Rf-167-01 puede deberse a que si bien las fitohormonas estimulan el

desarrollo de las raíces , una producción en exceso de estos compuestos puede inhibir la

elongación en las raíces de las plantas, además se ha reportado que las concentraciones bajas

de AIA producido por bacterias puede estimular la elongación de la raíz, mientras que los altos

niveles de AIA estimula la formación de raíces laterales y adventicias39

. También se ha

mencionado que estas sustancias estimulan la aparición de raíces laterales, aumentan la

densidad y longitud de los pelos radiales, incrementando así el volumen radical; lo que

permite que el potencial de absorción de nutrientes y de agua se eleven40

.

También se ha reportado que los rizobios no solo colonizan la superficie de las raíces,

sino también las células lisadas de la corteza de la raíz y en el espacio intracelular del centro

de las células cilindro de las raíces. Estas asociaciones entre los rizobios y plantas no

leguminosas pueden mejorar el crecimiento de las plantas, aunque no se ha demostrado que

sea mediante la fijación de nitrógeno41, 42

. La colonización endófita de plantas no leguminosas

por rizobios también fue reportado por otros investigadores eso permitiría mejorar la absorción

de nutrientes necesarios para las plantas43

, varios autores han reportado los efectos positivos

de la inoculación combinada con Rhizobium - Azotobacter y otras rizobacterias estimuladoras

del crecimiento vegetal, se han demostrado que aumentan significativamente el número y peso

de nódulos, mayor fijación de nitrógeno, aumento del contenido de macronutrientes y

micronutrientes, en comparación con la inoculación individual de Rhizobium sp.44,45

. El agente

potenciador de estos beneficios ha sido correlacionado con la influencia positiva de la



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bacterias promotoras de crecimiento no simbióticas, ya que se verifican aumentos

significativos en factores de rendimiento como la acumulación de masa seca y el contenido de

nitrógeno en grano46, 47

. Esto concuerda con los resultados obtenidos en el presente trabajo

donde se evidencia el incremento significativo (p< 0.05) del peso seco total de las plántulas de

aguaymanto coinoculadas con Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01

(ANEXO 24-25, 36-37, 48-49) con respecto a los controles (Figura 4).

Para poder ejercer su efecto benéfico sobre las plantas según los resultados obtenidos

en campo (Figura 1-4), los microorganismos promotores del crecimiento deben ser capaces de

competir contra otros microorganismos presentes en la rizósfera por los nutrientes secretados

mediante la raíz y por los espacios físicos disponibles en la misma48

. Algunos autores

señalaron que la colonización de las raíces es un proceso mediante el cual las bacterias

sobreviven en la inoculación de semillas o en el suelo, se multiplican en la espermosfera en

respuesta a los exudados de semillas ricas en carbohidratos y aminoácidos, se adhieren a la

superficie de la raíz y colonizan el sistema de raíz en desarrollo. Por lo tanto las rizobacterias

son eficientes competidores microbianos en la zona de las raíces que desplazan a los

microorganismos nativos colonizando fácilmente las raíces de las plantas donde se las

inocula27

.

Podemos decir entonces que existe una respuesta positiva a la aplicación de

Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01 como inoculantes en Physalis

peruviana “aguaymanto”, una especie frutícola andina relevante por su potencial para la

exportación como fruta fresca, generando divisas por varios millones de dólares al año49

;

reflejándose esto en el incremento de las variables agronómicas. Lo que constituye una

alternativa para una agricultura ecológica y sustentable.



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IV. CONCLUSIÓN

La coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01 tiene efecto

significativo positivo en el crecimiento aéreo de las plántulas de Physalis peruviana

“aguaymanto” en comparación con los controles, a los 40 y 60 días de inoculación, a

nivel de campo.

La coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01 no presenta

un efecto significativo en el crecimiento radicular de las plántulas de Physalis

peruviana “aguaymanto”en comparación con los controles, a los 40 y 60 días de

inoculación, a nivel de campo.



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V. RECOMENDACIONES

Determinar el efecto de la coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli

sobre el crecimiento de Physalis peruviana “aguaymanto”con diferentes

concentraciones de inóculo bacteriano a nivel de campo.

Determinar el efecto de la coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli

sobre el crecimiento radicular y aéreo de Physalis peruviana “aguaymanto”en

comparación con un fertilizante químico a nivel de campo.

Realizar un análisis físico y biológico del suelo del campo de cultivo. Esto para

determinar la influencia de la textura del suelo y los microorganismos nativos en la

interacción Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli coinoculados.

Determinar el efecto de pesticidas aplicados anteriormente en el campo de cultivo,

sobre la viabilidad e interaccion de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli

coinoculados a nivel de campo.



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28

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ISTE

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OMUNICACIÓ

N

33

(cebolla amarilla dulce) en la Yarada – Tacna, [Tesis Biólogo – Microbiólogo],

Universidad Nacional Jorge Basadre Grohmann de Tacna – 2003 Perú.

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34

brasilense e inoculación simple con Bradyrhizobium japonicum en la nodulación,

crecimiento y acumulación de N en el cultivo de soja. Agriscientia 2010;27(2): 71-77.

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ANEXOS



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36

Anexo 01. Composición del medio Agar Extracto de Levadura Manitol Rojo de Congo

para el aislamiento y purificación de Rhizobium etli

Agar Extracto de Levadura Manitol Rojo de Congo

(ELMARC).

Manitol 10.0 g

K2HPO4 0.5 g

MgSO4.7H2O 0.2 g

NaCl 0.1 g

Extracto de levadura 0.4 g

Agar – agar 15.0 g

Solución stock de rojo de congo 10.0 ml

pH final 6.8 ± 0.2 a 25°C



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37

Anexo 02. Observación microscópica de R. etli coloreadas con tinción Gram (100 X)

Anexo 03. Observación macroscópica de colonias de R. etli. en medio Agar Extracto de

Levadura Manitol Rojo de Congo (ELMARC).



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38

Anexo 04. Composición del medio Ashby para el aislamiento y purificación de Azotobacter

chroococcum

AGAR ASHBY

Manitol 0.5 g

K2HPO4 0.5g

Mg SO2.7H2O 0.025 g

NaCl 0.05g

K2SO4 0.01 g

CaCO3 0.5g

Agua destilada 1000 mL



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Anexo 05. Observación microscópica de A. chroococcum coloreadas con tinta china

(100 X)

Anexo 06. Observación macroscópica de colonias de A. chroococcum. en medio Ashby



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40

Anexo 07. Bandejas de germinación con sustrato compuesto de musgos, humos y arena

estéril en la proporción de 3:2:1 respectivamente.

Anexo 08. Suspensión de R. etli Rf 167-01(A) y A. chroococcum (B) a una concentración

aproximada de 12 x 108

UFC/mL, comparado con el tubo N° 04 del Nefelómetro

de Mac Farland.



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41

Anexo 09. Semillas de Physalis peruviana “aguaymanto”, sumergidas en las suspensiones

de R. etli Rf 167-01 (A) y A. chroococcum (B).



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42

Anexo 10. Caracterización química del suelo del campo de cultivo de la finca Santa Lucia

(Laredo -Trujillo).



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43

Anexo 11. División del campo de cultivo en bloques según el diseño experimental.

Anexo 12. División de los bloques en las unidades experimentales (parcelas), compuestas

a la vez por tres surcos.



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44

Anexo 13. Plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” 20 días después de la

coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01.

Anexo 14. Trasplante de las Plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” al campo de

cultivo.



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45

Anexo 15. Distribución de las Plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” en el

terreno de cultivo según el diseño de bloques completos al azar(A), plántula de

aguaymanto en campo, 20 días después del trasplante(B).

A B



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46

Anexo 16. Plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la

inoculación con: Agua destilada esteril(A) y Rhizobium etli Rf-167-01 (B),

Azotobacter chroococcum (C) y ambas bacterias (D), a nivel de campo.



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47

Anexo 17. Plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días después de la inoculación

con: agua destila estéril (A), ambas bacterias (B), Azotobacter chroococcum (C),

Rhizobium etli Rf-167-01 (D), a nivel e campo.

C D



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48

Anexo 18. Longitud del tallo de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” 40

días posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter

chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.

Anexo 19. Longitud del tallo de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 60



Longitud del tallo (cm)

Tratamientos

Bloques

1 2 3 Medias

A.D.E 3.7 3.16 4 3.62

A.chroococcum

8.2 6.76 6.92 7.29

R.etli 5.5 5.76 5 5.42

A.chroococcum

+

R.etli

10.58 9.76 8.42 9.59

Medias 7.00 6.36 6.09


Tratamientos

Bloques

1 2 3 Medias

A.D.E 7.56 6.18 7.12 6.95

A.chroococcum

10.94 11.36 10.68 10.99

R.etli 10.38 9.66 9.85 9.85

A.chroococcum

+

R.etli

13.34 12.14 14.16 13.21

Medias 10.56 9.84 10.37



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Anexo 19. Longitud de raíz de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días

posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter


Anexo 20. Longitud de raíz de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días




Tratamientos

Bloques

1 2 3 Medias

A.D.E 9.5 8.02 8.78 8.77

A.chroococcum

12.02 13.28 12.02 12.44

R.etli 9.78 10.32 10.7 10.27

A.chroococcum

+

R.etli

14.41 14.68 15 14.70

Medias 11.43 11.58 11.63


Tratamientos

Bloques

1 2 3 Medias

A.D.E 8.22 9.38 9.94 9.18

A.chroococcum

14.7 14.28 13.38 14.12

R.etli 11.63 11.22 12.26 11.70

A.chroococcum

+

R.etli

16.98 15.5 17 16.49

Medias 12.88 12.60 13.15



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Anexo 21. Longitud de hoja de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días



Anexo 22. Longitud de hoja de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”,60 días




Tratamientos

Bloques

1 2 3 Medias

A.D.E 4.02 4.12 4.02 4.05

A.chroococcum

6.38 6.02 5.74 5.95

R.etli 4.56 4.94 4.74 4.75

A.chroococcum

+

R.etli

7.66 7.16 7.38 7.40

Medias 5.58 5.56 5.47


Tratamientos

Bloques

1 2 3 Medias

A.D.E 6.32 5.6 5.4 5.77

A.chroococcum

8.34 8.28 8.06 8.23

R.etli 7.94 7.3 7.1 7.45

A.chroococcum

+

R.etli

9.32 9.78 9.34 9.45

Medias 7.98 7.74 7.45



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Anexo 23. Peso seco aéreo de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días



Anexo 24. Peso seco aéreo de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días




Tratamientos

Bloques

1 2 3 Medias

A.D.E 0.21 0.22 0.28 0.23

A.chroococcum

0.40 0.56 0.53 0.50

R.etli 0.39 0.45 0.35 0.41

A.chroococcum

+

R.etli

0.60 0.66 0.63 0.63

Medias 0.40 0.47 0.45


Tratamientos

Bloques

1 2 3 Medias

A.D.E 0.54 0.39 0.41 0.44

A.chroococcum

0.95 1.00 1.01 0.99

R.etli 0.80 0.71 0.75 0.75

A.chroococcum

+

R.etli

1.10 1.37 1.24 1.23

Medias 0.8 0.47 0.85



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Anexo 25. Peso seco radicular de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40



Anexo 26. Peso seco de la parte radicular de las plántulas de Physalis peruviana

“aguaymanto”, 60 días posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-

01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de

campo.


Tratamientos

Bloques

1 2 3 Medias

A.D.E 0.02 0.02 0.02 0.02

A.chroococcum

0.07 0.08 0.07 0.07

R.etli 0.06 0.06 0.05 0.05

A.chroococcum

+

R.etli

0.07 0.08 0.08 0.08

Medias 0.06 0.06 0.06


Tratamientos

Bloques

1 2 3 Medias

A.D.E 0.04 0.05 0.05 0.04

A.chroococcum

0.15 0.14 0.13 0.13

R.etli 0.09 0.09 0.09 0.09

A.chroococcum

+

R.etli

0.13 0.15 0.15 0.14

Medias 0.10 0.11 0.10



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Anexo 27. Peso seco total de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días



Anexo 28. Peso seco total de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días




Tratamientos

Bloques

1 2 3 Medias

A.D.E 0.23 0.24 0.30 0.25

A.chroococcum

0.47 0.64 0.60 0.57

R.etli 0.44 0.50 0.40 0.45

A.chroococcum

+

R.etli

0.67 0.74 0.71 0.71

Medias 0.46 0.53 0.51


Tratamientos

Bloques

1 2 3 Medias

A.D.E 0.58 0.43 0.46 0.50

A.chroococcum

1.10 1.14 1.14 1.13

R.etli 0.89 0.80

0.80 0.84

A.chroococcum

+

R.etli

1.24 1.52 1.38 1.38

Medias 0.95 0.97 0.96



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Anexo 29. Análisis de Varianza de la longitud del tallo de plántulas de Physalis peruviana

“aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-

01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias en a nivel de

campo.

ANOVA de dos factores: Longitud de tallo vs. TRATAMIENTOS, Bloque

Fuente GL SC CM F P

TRATAMIENTOS 3 58.8483 19.6161 46.30 0.000

Bloque 2 1.7426 0.8713 2.06 0.209

Error 6 2.5419 0.4237

Total 11 63.1328

Anexo 30. Diferencia mínima significativa (LSD) para la longitud del tallo de plántulas de

Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días posteriores a la inoculación con

Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas

bacterias a nivel de campo.

Método: 95.0 porcentaje LSD

Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.

* indica una diferencia significativa.

TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos

A.D.E 3 3.62 0.375791 A

R.etli 3 5.42 0.375791 B

A.chroococcum 3 7.29333 0.375791 C

A.chroococcum+R.etli 3 9.58667 0.375791 D

Contraste Sig. Diferencia +/- Límites

A.chroococcum+R.etli - A.D.E * 5.96667 1.30041

A.chroococcum+R.etli - Azotobacter * 2.29333 1.30041

A.chroococcum+R.etli - Rhizobium * 4.16667 1.30041

A.D.E - Azotobacter * -3.67333 1.30041

A.D.E - Rhizobium * -1.8 1.30041

Azotobacter - Rhizobium * 1.87333 1.30041



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Anexo 31. Análisis de Varianza de la longitud de raíz de las plántulas de Physalis

peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con Rhizobium etli

Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a

nivel de campo.

ANOVA de dos factores: Longitud raíz vs. TRATAMIENTOS, Bloque Fuente GL SC CM F P

TRATAMIENTOS 3 60.2744 20.0915 45.14 0.000

Bloque 2 0.0839 0.0419 0.09 0.911

Error 6 2.6708 0.4451

Total 11 63.0291

Anexo 32. Diferencia mínima significativa (LSD) para longitud de raíz de las plántulas de

Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con






A.chroococcum - A.D.E * 5.93067 1.33296

A.chroococcum - A.chroococcum+R.etli * 2.25733 1.33296

A.chroococcum – R.etli * 4.43067 1.33296

A.D.E – A.chroococcum+R.etli * -3.67333 1.33296

A.D.E – R.etli * -1.5 1.33296

A.chroococcum+R.etli – R.etli * 2.17333 1.33296



A.D.E 3 8.76667 0.385196 A

R.etli 3 10.2667 0.385196 B


A.chroococcum 3 14.6973 0.385196 C



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Anexo 33. Análisis de Varianza de la longitud de hoja de las plántulas de Physalis



nivel de campo.

ANOVA de dos factores: Longitud hoja vs. TRATAMIENTOS, Bloque

Fuente GL SC CM F P

TRATAMIENTOS 3 19.3935 6.46449 159.66 0.000

Bloque 2 0.0275 0.01373 0.34 0.725

Error 6 0.2429 0.04049

Total 11 19.6639

Anexo 34. Diferencia mínima significativa (LSD) para la longitud de hoja de las plántulas

de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con







A.D.E 3 4.05333 0.116174 A

R.etli 3 4.74667 0.116174 B

A.chroococcum 3 5.94667 0.116174 C




A.chroococcum+R.etli – A.chroococcum * 1.45333 0.402015


A.D.E – A.chroococcum * -1.89333 0.402015

A.D.E – R.etli * -0.693333 0.402015




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Anexo 35. Análisis de Varianza de Peso seco aéreo de las plántulas de Physalis peruviana



campo.

ANOVA de dos factores: Peso Seco del tallo vs. TRATAMIENTOS, Bloque

Fuente GL SC CM F P

TRATAMIENTOS 3 0.253845 0.0846150 37.24 0.000

Bloque 2 0.011537 0.0057683 2.54 0.159

Error 6 0.013631 0.0022719

Total 11 0.279013

Anexo 36. Diferencia mínima significativa (LSD) para peso seco aéreo de las plántulas de






A.D.E 3 0.234333 0.0275188 A

R.etli 3 0.396667 0.0275188 B

A.chroococcum 3 0.498933 0.0275188 C









A.D.E – R.etli * -0.162333 0.0952279




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Anexo 37. Análisis de Varianza de Peso seco de la parte radicular de las plántulas de




ANOVA de dos factores: Peso Seco de la raíz vs. TRATAMIENTOS, Bloque

Fuente GL SC CM F P

TRATAMIENTOS 3 0.0059191 0.0019730 97.52 0.000

Bloque 2 0.0000370 0.0000185 0.91 0.450

Error 6 0.0001214 0.0000202

Total 11 0.0060775

Anexo 38. Diferencia mínima significativa (LSD) para el peso seco radicular de las

plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la

inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la

inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.



A.D.E 3 0.0222 0.00259686 A

R.etli 3 0.0560667 0.00259686 B

A.chroococcum 3 0.0744 0.00259686 C

A.chroococcum+R.etli 3 0.0784667 0.00259686 C




A.chroococcum+R.etli – A.chroococcum 0.00406667 0.00898636


A.D.E – A.choorococcum * -0.0522 0.00898636

A.D.E – R.etli * -0.0338667 0.00898636

Azotobacter – R.etli * 0.0183333 0.00898636




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Anexo 39. Análisis de Varianza del peso seco total de plántulas de Physalis peruviana



campo.

ANOVA de dos factores: Longitud del tallo vs. TRATAMIENTOS, Bloque

Fuente GL SC CM F P

TRATAMIENTOS 3 0.333856 0.111285 46.51 0.000

Bloque 2 0.012782 0.006391 2.67 0.148

Error 6 0.014357 0.002393

Total 11 0.360994

Anexo 40. Diferencia mínima significativa (LSD) para el peso seco total de las plántulas








A.D.E 3 0.256533 0.0282417 A

Rhizobium 3 0.452733 0.0282417 B

Azotobacter 3 0.573333 0.0282417 C







A.D.E – R.etli * -0.1962 0.0977293




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Anexo 41. Análisis de Varianza de la longitud del tallo de las plántulas de Physalis

peruviana “aguaymanto”, 60 días después de la inoculación con Rhizobium

etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a

nivel de campo.

ANOVA de dos factores: Longitud de tallo vs. TRATAMIENTOS, Bloque

Fuente GL SC CM F P

TRATAMIENTOS 3 61.0644 20.3548 46.93 0.000

Bloque 2 1.1197 0.5598 1.29 0.342

Error 6 2.6022 0.4337

Total 11 64.7863

Anexo 42. Diferencia mínima significativa (LSD) para longitud de tallo de las plántulas de






A.D.E 3 6.954 0.380221 A

R.etli 3 9.85333 0.380221 B

A.chroococcum 3 10.9933 0.380221 B









A.D.E – R.etli * -2.89933 1.31574

A.chroococcum - R.etli 1.14 1.31574



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Anexo 43. Análisis de Varianza de longitud de raíz de las plántulas Physalis peruviana

“aguaymanto”, 60 días posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-


campo.

ANOVA de dos factores: Longitud de raíz vs. TRATAMIENTOS, Bloque Fuente GL SC CM F P

TRATAMIENTOS 3 89.0046 29.6682 45.97 0.000

Bloque 2 0.6054 0.3027 0.47 0.647

Error 6 3.8725 0.6454

Total 11 93.4825

Anexo 44. Diferencia mínima significativa (LSD) para longitud de raíz de las plántulas de

Physalis peruviana “aguaymanto””, 60 días después de la inoculación con







A.D.E 3 9.18 0.463832 A

R.etli 3 11.7033 0.463832 B


A.chroococcum 3 16.4933 0.463832 C


A.chroococcum - A.D.E * 7.31333 1.60507

A.chroococcum - A.chroococcum+R.etli * 2.37333 1.60507

A.chroococcum - R.etli * 4.79 1.60507

A.D.E – A.chroococcum+R.etli * -4.94 1.60507

A.D.E – R.etli * -2.52333 1.60507




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Anexo 45. Análisis de Varianza de la longitud de hoja de plántulas de Physalis peruviana



campo.

ANOVA de dos factores: Longitud de hoja* vs. TRATAMIENTOS, Bloque

Fuente GL SC CM F P

TRATAMIENTOS 3 21.3068 7.10227 84.69 0.000

Bloque 2 0.5635 0.28173 3.36 0.105

Error 6 0.5032 0.08387

Total 11 22.3735

Anexo 46. Diferencia mínima significativa (LSD) para la longitud de hoja de las plántulas








A.D.E 3 5.77333 0.167199 A

R.etli 3 7.44667 0.167199 B

A.chroococcum 3 8.22667 0.167199 C




A.chroococcum+R.etli - A.chroococcum * 1.22 0.578587

A + R - R.etli * 2.0 0.578587

A.D.E - A.chroococcum * -2.45333 0.578587

A.D.E - R.etli * -1.67333 0.578587




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Anexo 47. Análisis de Varianza de Peso seco aéreo de las plántulas de Physalis peruviana



campo.

ANOVA de dos factores: Peso seco del tallo* vs. TRATAMIENTOS, Bloque Fuente GL SC CM F P

TRATAMIENTOS 3 1.02314 0.341045 37.03 0.000

Bloque 2 0.00050 0.000249 0.03 0.973

Error 6 0.05526 0.009210

Total 11 1.07889

Anexo 48. Diferencia mínima significativa (LSD) para peso aéreo de las plántulas de

Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días posteriores a la inoculación con





*indica una diferencia significativa.


A.D.E 3 0.4474 0.0554072 A

R.etli 3 0.753267 0.0554072 B

A.chroococcum 3 0.988533 0.0554072 C





A.chroococcum+R.etli - R.etli * 0.4848 0.191735


A.D.E - R.etli * -0.305867 0.191735

A.chroococcum+R.etli * 0.235267 0.191735



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Anexo 49. Análisis de Varianza de Peso seco radicular de las plántulas de Physalis



nivel de campo.

ANOVA de dos factores: Peso seco de la raíz vs. TRATAMIENTOS, Bloque

Fuente GL SC CM F P

TRATAMIENTOS 3 0.0191800 0.0063933 102.79 0.000

Bloque 2 0.0000547 0.0000274 0.44 0.663

Error 6 0.0003732 0.0000622

Total 11 0.0196079

Anexo 50. Diferencia mínima significativa (LSD) para peso seco radicular de las plántulas

de Physalis peruviana “aguaymanto”,60 días posteriores a la inoculación con





A.D.E 3 0.04486 0.0045533 A

R.etli 3 0.0904333 0.0045533 B

A.chroococcum 3 0.139067 0.0045533 C





A.chroococcum+R.etli - A.chroococcum 0.00343333 0.0157565



A.D.E - R.etli * -0.0455733 0.0157565





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Anexo 51. Análisis de Varianza del peso seco total de plántulas de Physalis peruviana



campo.

ANOVA de dos factores: Peso seco total* vs. TRATAMIENTOS, Bloque Fuente GL SC CM F P

TRATAMIENTOS 3 1.31180 0.437268 45.46 0.000

Bloque 2 0.00087 0.000434 0.05 0.956

Error 6 0.05771 0.009619

Total 11 1.37038

Anexo 52. Diferencia mínima significativa (LSD) para el peso seco total de las plántulas






A.D.E 3 0.49226 0.0566239 A

R.etli 3 0.8437 0.0566239 B

A.chroococcum 3 1.1276 0.0566239 C








A.D.E - R.etli * -0.35144 0.195945





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