Cuadernillo de prácticasBiología 1º

(curso 2018-19)

ÍNDICE

Normas para la realización de las prácticas 2

Práctica 1A: El microscopio 3

Práctica 1B: Aislamiento de microorganismos de muestras ambientales 10

Práctica 2: Preparaciones en fresco y tinción simple 14

Practica 3. Niveles morfológicos de organización y división celular (Mitosis) 19

Práctica 4: Morfología y anatomía de cormofitos 30

ANEXOS

ANEXO 1: Normativa de seguridad e higiene en el laboratorio: actuación en caso

de emergencia e instrucciones de evacuación 53

ANEXO 2: Normativa de seguridad e higiene en el laboratorio: manejo de

sustancias químicas y uso de equipos de protección individual 54

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DISTRIBUCIÓN DE LAS PRÁCTICAS DE LA ASIGNATURA BIOLOGÍA POR DÍAS PRÁCTICA 1 PRÁCTICA 2 PRÁCTICA 3 PRÁCTICA 4

DÍA 1 LUNES

- Descripción del microscopio. - Observación de preparaciones de microorganismos, cortes y tejidos fijadas y teñidas. - Aislamiento de microorganismos de muestras ambientales.

DÍA 2 MARTES

- Observación de preparaciones en fresco. - Tinción simple de muestras de boca y de yogur y de colonias desarrolladas en placas.

DÍA 3 MIÉRCOLES

Niveles de organización vegetal. Mitosis. Cariotipo y cariograma.

DÍA 4 JUEVES

Morfología y anatomía de plantas vasculares.

DÍA 5 VIERNES EXAMEN

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NORMAS PARA LA REALIZACIÓN DE LAS PRÁCTICAS DE BIOLOGÍA 1. Preste atención a las explicaciones de los profesores antes de comenzar el trabajo de

laboratorio. La mayoría de las veces, sus comentarios son complementarios a la información que se incluye en el cuaderno. Tome las notas que crea necesarias y, si lo considera oportuno, realice dibujos que le ayuden a comprender mejor lo explicado.

2. Lea cuidadosamente el cuaderno de prácticas antes de realizarlas y trate de comprender cada

una de ellas. Si tiene alguna duda, pregunte a los profesores. 3. Planifique el trabajo antes de realizarlo. Antes de iniciar una práctica compruebe que dispone

de todo el material necesario. 4. Mantenga la mesa de trabajo libre de objetos personales (ropa, carpetas, bolsos, teléfonos

móviles, etc.). Coloque dichos objetos en las zonas indicadas por los profesores. 5. Utilice siempre bata de laboratorio. La bata protege sus ropas de una contaminación

accidental y de las salpicaduras de los colorantes que se utilizan en el laboratorio o de otros compuestos.

6. No fume ni ingiera alimentos en el laboratorio. No se aproxime pinzas, lápices, papeles u

otros utensilios a la boca. No beba agua contenida en material del laboratorio. 7. Procure que su zona de trabajo esté lo más limpia posible. Para ello, trabaje siempre sobre

los papeles de filtro dispuestos sobre las mesas. Siéntese para trabajar, saldrá todo mejor. 8. El material de desecho debe disponerse en recipientes adecuados para su posterior

descontaminación y limpieza. Es muy importante que coloque cada tipo de material en su contenedor (material biológico, líquidos, vidrio, etc.). No debe tirar por el desagüe los colorantes utilizados en las tinciones sino verterlos en los bidones preparados para tal fin.

9. Tanto en caso de accidente personal (cortes, quemaduras, etc.), como en el caso de rotura de

algún cultivo, caída de éste al suelo o sobre la mesa de trabajo, debe comunicárselo inmediatamente a los profesores responsables de las prácticas.

10. Al finalizar el trabajo, deje recogido todo el material. Compruebe que quedan cerrados

mecheros, grifos y rotuladores y, por ultimo, cada día, antes de abandonar el laboratorio, es aconsejable que se lave, cuidadosamente, las manos con jabón.

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PRÁCTICA 1A: EL MICROSCOPIO 1. Material - Microscopio. - Aceite de inmersión (aceite de cedro). - Solución desengrasante. - Preparaciones de microorganismos, células y cortes de tejidos, fijadas y teñidas. 2. Objetivos de la práctica 1. Conocer los nombres y la función de cada uno de los componentes del microscopio de campo claro,

así como su manejo. 2. Comprender cómo funciona un microscopio de campo claro. 3. Aprender a enfocar con los dos ojos abiertos puesto que los microscopios son binoculares. 4. Enfocar preparaciones de microorganismos, células o cortes de tejidos, utilizando los objetivos

secos (4X, 10X, 40X). 5. Enfocar preparaciones teñidas de bacterias con el objetivo de inmersión (100X). 3. El microscopio La Microbiología se ocupa generalmente de organismos tan pequeños que el ojo humano no los puede ver a simple vista. Debido a la naturaleza de esta disciplina, el microscopio tiene una importancia crucial; la mayor parte de los conocimientos sobre los microorganismos se han descubierto con microscopios. Por ello, es necesario comprender cómo funciona un microscopio y la forma de preparar adecuadamente las muestras para su examen. Hay dos tipos fundamentales de microscopio: óptico y electrónico. Dentro del primer tipo, se encuentran entre otros, los microscopios de campo claro, campo oscuro, contraste de fases y fluorescencia. En las prácticas se utilizará únicamente el microscopio óptico de campo claro. 3.1. Microscopio óptico Los microscopios creados por los primeros microscopistas eran todos sencillos, es decir, constituidos por una sola lente, denominándose por ello microscopios simples. Los microscopios modernos son todos compuestos, lo que significa que tienen más de una lente, de manera que la imagen aumentada que forma la lente del objetivo es ampliada por la lente del ocular. 3.1.1. Lentes y desviación de la luz Para comprender cómo funciona un microscopio óptico, es preciso entender la forma en la que las lentes desvían y enfocan la luz para formar imágenes. Cuando un rayo de luz pasa de un medio a otro, se produce el fenómeno conocido como “refracción de la luz”, es decir, el rayo se desvía en la interfase. Debido a este fenómeno, cuando introducimos un lápiz en un vaso con agua, da la impresión de que el lápiz está doblado. Cada medio tiene un índice de refracción determinado. El índice de refracción es una medida de la intensidad con que una sustancia disminuye la

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Normal Normal

Aire

Aire

Rayo de luz emergente

Rayo de luz incidente

Vidrio

n = 1,52

n = 1 (n = índice de refracción)

velocidad de la luz; la dirección y la magnitud de la desviación se determinan por los índices de refracción de los dos medios que forman la interfase. Así, cuando la luz pasa del aire al vidrio, un medio con un índice de refracción superior, disminuye su velocidad y se desvía hacia la normal, una línea imaginaria perpendicular a la superficie. A medida que la luz deja el vidrio para volver al aire, un medio con un índice de refracción inferior, acelera su velocidad y se desvía de la normal. En consecuencia, un prisma desvía la luz porque la luz incide sobre su superficie en ángulo y el vidrio tiene un índice de refracción diferente al aire. Las lentes actúan como un conjunto de prismas que funcionan como una unidad. Cuando la

fuente de luz está alejada, de forma que los rayos de luz inciden paralelos sobre la lente, una lente convexa enfocará estos rayos en un punto específico, llamado foco o punto focal (F). La

distancia entre el centro de la lente y el punto focal se denomina distancia focal (f). La potencia de una lente está relacionada con la distancia focal. Una lente con una distancia

focal corta aumentará más un objeto que otra lente con una distancia

focal más larga. La lente 1 producirá más aumento.

3.1.2. Microscopio de campo claro Se denomina así a este microscopio porque forma una imagen oscura sobre un fondo claro. Está formado por un cuerpo o soporte de metal compacto, compuesto por una base y un brazo, donde se fija el resto de las partes. En la base se sitúa la fuente de luz. Idealmente, un microscopio debe ser parafocal, es decir, que mantenga la imagen enfocada al cambiar el objetivo. 3.1.2.1. Componentes del microscopio de campo claro Ocular: lente situada cerca del ojo del observador que amplía la imagen del objetivo (10 ó 15 aumentos 10X ó 15X). Cabezal: contiene los sistemas de lentes oculares; aunque puede ser monocular la mayoría son binoculares.

Lente Foco o punto focal

Distancia focal

F

f

Lente 1

Lente 2

F1

f2

F2

f1

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Microscopio óptico (vista lateral izquierda)

Diafragma

Condensador

Ocular

Objetivos

Portaobjetivos

Brazo

Platina

Pie o base

Foco (lámpara)

Cabezal

Tornillo para mover el condensador

Pinzas

Conexión eléctrica

Macrométrico

Micrométrico

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Microscopio óptico (vista lateral derecha)

Tornillos para mover las pinzas

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Portaobjetivos (revólver): contiene los sistemas de lentes objetivos (de 3 a 5); al girar permite cambiar los objetivos. Objetivo: lente situada cerca de la preparación ampliando la imagen de ésta (4X, 10X, 40-45X, 90-100X). Platina: lugar donde se deposita la preparación; está situada hacia la mitad del brazo. Condensador: lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación, enfocando un cono de luz sobre el portaobjetos. Se monta dentro o por debajo de la platina y puede ser fijo o ajustarse verticalmente. Diafragma: regula la cantidad de luz que entra en el condensador. Fuente de luz: lámpara o foco que dirige los rayos luminosos hacia el condensador. Soporte: mantiene la parte óptica; tiene dos partes, el pie o base y el brazo. Tornillos de enfoque: de ajuste grueso o macrométrico, que aproxima el enfoque y de ajuste fino o micrométrico, que consigue nitidez. Los tornillos se sitúan en el brazo y pueden mover la platina hacia arriba y hacia abajo para enfocar la imagen. Tornillo para desplazar verticalmente el condensador (en aquellos microscopios que lo poseen): permite acercar o alejar el condensador de la preparación. Pinzas: sujeta el portaobjetos. Tornillos para mover las pinzas: permiten desplazar las pinzas junto con el portaobjetos hacia adelante, atrás, izquierda o derecha. 3.1.3. Aumento y resolución de un microscopio El aumento total se calcula multiplicando los aumentos del objetivo y del ocular. Por ejemplo, un objetivo de 40X y un ocular de 10X dan un aumento de 400. El aumento máximo que consiguió Leeuwenhoek fue de unos 270. La resolución o poder de resolución es la capacidad de una lente para separar o distinguir entre objetos pequeños que están muy próximos. La distancia mínima (d) entre dos objetos que permite distinguirlos como entidades separadas, está determinada por la ecuación de Abbé: d = λ/2 AN, donde λ es la longitud de onda de la luz empleada y AN es la apertura numérica. Al disminuir d, aumenta la resolución y el detalle con el que se distingue una muestra. La luz del espectro visible con una longitud de onda menor es la azul (400-500 nm). Normalmente, se emplean microscopios con luz azul o azul-verdosa (450-530 nm). La apertura numérica es una característica propia de la lente y viene definida en función del índice de refracción del medio en que se encuentra la lente (n) y del ángulo θ, que se define como la mitad del ángulo del cono de luz que entra en un objetivo, según la fórmula AN = n sen θ. Como el índice de refracción del aire es 1 y sen θ no puede ser superior a 1 (el

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Objetivo

Bajo aumento

Gran aumento

De inmersión en aceite

De rastreo o lupa Propiedad

Aumento X4 X10 X40-45 X90-100 Apertura numérica 0,1 0,25 0,55-0,65 1,25-1,4 Distancia focal (f) 40 mm 16 mm 4 mm 1,8-2 mm Distancia de trabajo 17-20 mm 4-8 mm 0,5-0,7 mm 0,1 mm Poder de resolución con luz azul (450 nm) 2,3 m 0,9 m 0,35 m 0,18 m

máximo de θ es 90º, y sen 90 es 1), ninguna lente que funcione en el aire puede tener una apertura numérica superior a 1. La única forma de incrementarla por encima de 1 y conseguir una resolución mayor, es aumentando el índice de refracción del medio (el aire en este caso). 3.1.3.1. Objetivo de inmersión en aceite Si se sustituye el aire por aceite de inmersión, generalmente aceite de cedro, un líquido viscoso e incoloro con el mismo índice de refracción del vidrio (1,52), muchos rayos de luz que no pueden penetrar el objetivo debido a la reflexión y refracción en la superficie de la lente del objetivo, podrían hacerlo. Con ello se consigue aumentar la apertura numérica y la resolución. El máximo poder de resolución de un microscopio con un objetivo de inmersión en aceite (AN = 1,25) y con luz azul (450 nm) sería de 180 nm. Esto quiere decir que, en el mejor de los casos, un microscopio de campo claro puede

distinguir entre dos puntos separados por, aproximadamente, 0,2 µm, el tamaño de una bacteria pequeña (micoplasma). La distancia de trabajo de un objetivo es la distancia entre la superficie frontal de la lente y la superficie del cubreobjetos o de la muestra cuando está bien enfocada. Los objetivos con una apertura numérica y un poder de resolución

elevados tienen distancias de trabajo cortas. La mayoría de los microscopios ópticos de campo claro actuales consiguen aumentos de 1.000 ó 1.500 con aceite de inmersión. Cualquier aumento superior a éste no ofrece una observación más detallada. Se podría construir un microscopio óptico para producir un aumento final de 10.000X, pero sería simplemente como aumentar un borrón. En la siguiente tabla se comparan las propiedades de los objetivos del microscopio de campo claro: 4. Observación al microscopio El microscopio óptico de campo claro permite examinar los microorganismos sin teñir, normalmente vivos, en las denominadas preparaciones en fresco, en las que se reduce la luminosidad del campo de visión para aumentar el contraste, con la ayuda del condensador y el diafragma, o bien teñidos mediante colorantes, normalmente muertos tras el proceso de fijación, en lo que se denominan tinciones.

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5. Normas generales para la observación de las preparaciones con el microscopio óptico 1. Encender el microscopio y colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas.

Con ayuda de los tornillos, desplazar la preparación hasta que la extensión se sitúe en el centro de la luz concentrada por el condensador.

2. Si se va a observar una preparación teñida, comprobar que el condensador está elevado y el

diafragma abierto. Si se va a observar una preparación en fresco, el condensador debe estar bajo y el diafragma semicerrado.

3. Como el microscopio es binocular, ajustar la distancia entre ambos oculares de manera que la

visión sea cómoda utilizando ambos ojos. Para compensar las diferencias ópticas entre el ojo izquierdo y el derecho, girar los oculares hasta que la imagen sea más clara. Se aconseja a aquellas personas que llevan gafas, se acostumbren a prescindir de ellas para enfocar las preparaciones.

4. Si va a utilizar el objetivo de inmersión, mirando el microscopio de frente, subir la platina hasta

que el objetivo de inmersión se sumerja en el aceite de cedro y tome contacto con la preparación. Hay que ser extremadamente cuidadoso al realizar esta operación ya que algunos microscopios no tienen tope y se puede romper el portaobjetos y dañar la lente del objetivo.

5. Enfocar la preparación bajando lentamente la platina (nunca enfocar subiendo la platina).

Utilizar el tornillo macrométrico para el ajuste grosero (rápido) y llevar la preparación al enfoque final con el tornillo micrométrico. El micrométrico debe emplearse únicamente para conseguir nitidez una vez enfocada la preparación con el macrométrico.

6. Visualizar distintos campos de la preparación, hasta encontrar uno que sea adecuado. Observar

cuidadosamente cada preparación realizando las anotaciones y dibujos que considere necesarios.

7. Una vez finalizada la observación, debe retirarla cuidadosamente y depositarla en la caja

correspondiente. 8. Desconectar el microscopio, limpiar el objetivo de inmersión si lo ha utilizado (y todas las

zonas que hayan quedado manchadas con aceite de inmersión) empleando un papel suave impregnado en solución desengrasante y cubrir el microscopio con su funda.

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PRÁCTICA 1B: AISLAMIENTO DE MICROORGANISMOS DE MUESTRAS AMBIENTALES (SUELO, AIRE Y DE DISTINTAS ZONAS DEL LABORATORIO) 1. Material - Placas de Petri con Agar común. - Hisopos estériles. - Tubos con solución salina estéril. - Rotulador. - Una muestra de suelo. 2. Objetivos de la práctica 1. Aprender técnicas de aislamiento de microorganismos. 2. Poner de manifiesto la presencia de microorganismos en ambientes diversos y objetos inanimados. 3. Observar el crecimiento de los microorganismos en medio de cultivo sólido. 4. Establecer diferencias en cuanto a cantidad de microorganismos presentes en diferentes ambientes u

objetos según el mayor o menor tránsito de personas. 5. Constatar que muchos de los microorganismos que se encuentran sobre objetos inanimados,

proceden de la microbiota humana, especialmente la de la piel. 6. Comparar la abundancia y diversidad de microorganismos de estas muestras de objetos

frecuentemente tocados por las personas con las de otras muestras ambientales, como el suelo y el aire.

3. Los microorganismos en el medio ambiente Los microorganismos ocupan prácticamente todos los hábitats del planeta, incluyendo sistemas de agua dulce, mares, suelos, aire, otros organismos vivos (plantas y animales), objetos inanimados, etc. Sin embargo, en los ambientes naturales no es frecuente encontrar un solo tipo de microorganismo. Por el contrario, lo que encontramos frecuentemente son comunidades microbianas. En particular, es interesante conocer qué microorganismos están presentes en un hábitat determinado, cultivarlos y aislarlos -cuando sea posible-, e identificarlos. En sitios con una gran actividad humana, especialmente en aquellos lugares donde se concentra o transita un elevado número de personas, resulta relativamente fácil detectar la presencia de microorganismos. Si la búsqueda se realiza a partir de objetos o sitios que son “tocados” por seres humanos, es muy probable que se puedan detectar y aislar microorganismos que forman parte de la microbiota humana, ya sea de forma permanente o transitoria. Se denomina microbiota humana al conjunto de microorganismos que se establecen en alguna localización del cuerpo humano ya sea de forma permanente, durante muchos meses o años, o de forma transitoria, durante días, semanas o algunos meses. No obstante, no todos los microorganismos que se encuentran formando parte de esta microbiota son capaces de resistir y multiplicarse en cualquier ambiente, por lo que no siempre es posible aislarlos. Algunos de estos microorganismos requieren unas condiciones de cultivo especiales, bien sea por su dependencia del oxígeno o por su intolerancia al mismo o por los requerimientos nutritivos que necesitan para su metabolismo. Sin embargo, muchos de ellos son capaces de crecer en medios de cultivo sencillos que pueden preparase en cualquier laboratorio de microbiología básico.

En esta práctica, se pretende detectar la biodiversidad y ubicuidad de los microorganismos en diferentes muestras ambientales, concretamente, muestras de aire, suelo y de zonas del laboratorio frecuentemente tocadas por las personas. Para ello se van a sembrar estas muestras en un medio de cultivo sólido (agar común), y tras la incubación correspondiente, se van a ver los distintos tipos de microorganismos que aparecen en las placas.

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4. Lugares y objetos del laboratorio donde se recogerán las muestras 1. Superficie de las mesas del laboratorio 2. Grifos del laboratorio 3. Teléfono 4. Ordenadores (ratón, espaciador del teclado, etc.). 5. Tirador de la puerta. 4.1. Procedimiento para la toma de muestra Los alumnos dispondrán de una placa con medio de cultivo estéril, un tubo con solución salina estéril, un hisopo también estéril y un rotulador. Tomarán la muestra de la siguiente manera: 1. Una vez en el lugar exacto donde se ha de tomar la muestra, se procederá a destapar el tubo con solución salina y el hisopo. 2. A continuación, se introducirá el hisopo en la solución salina y se empapará, escurriéndolo después ligeramente sobre la pared del tubo. 3. Seguidamente, se pasará el hisopo por la superficie elegida, rotando el hisopo por la misma a medida que se va extendiendo y tomando la muestra. 4. Por último, se procederá a sembrar la placa, que será abierta exclusivamente en este momento y tapada de nuevo en cuanto finalice este proceso. La tapa de la placa debe permanecer siempre en la mano de uno de los alumnos y sin tocar la parte interna de la misma. 5. Para realizar la siembra adecuadamente, basta con pasar el hisopo por la superficie del agar repetidas veces, rotando el mismo para descargar toda la muestra recogida.

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Se recomienda realizar tres siembras (tomando inóculo una sola vez) rotando la placa 60 grados, aproximadamente cada vez, según indica el esquema. 6. Una vez sembrada, se rotulará la placa en el borde de la base con las iniciales del nombre y apellidos de alguno de los miembros del grupo a fin de que pueda ser identificada tras la incubación. 7. Las placas serán incubadas a 37º C durante 24 horas. 5. Muestra de aire El procedimiento para sembrar la muestra consiste simplemente en dejar expuestas las placas de medio agar común al aire durante un tiempo determinado, con el objeto de que los microorganismos que se encuentran en las partículas de polvo o en aerosoles en el ambiente, entren en contacto con la placa, efectuándose así la siembra de la misma. 1. Abrir la placa de agar común y dejarla expuesta al aire durante 1-2 horas (hacerlo al principio de la práctica para poder exponerlas al ambiente durante al menos 2 horas). 2. Cerrar la placa. Rotular la placa en el borde de la misma con las iniciales del nombre y apellidos de alguno de los miembros del grupo a fin de que pueda ser identificada tras la incubación. 3. Incubar en la estufa a 37ºC durante 24 horas. 6. Muestra de suelo El suelo alrededor de las plantas tiene gran cantidad de microorganismos, como consecuencia de que las raíces de las plantas exudan sustancias (azúcares, aminoácidos, ácidos grasos, compuestos aromáticos, etc.), que se denominan exudados radiculares. Estos compuestos atraen una gran población microbiana, ya que pueden ser utilizados por las bacterias como nutrientes. El procedimiento para la preparación de la muestra de suelo se indica a continuación. 1. Tomar una cucharada de suelo y colocarlo en un tubo estéril. 2. Añadir 10 mL de solución salina. 3. Agitar vigorosamente durante al menos 15-20 segundos con objeto de disgregar las partículas de suelo y liberar los microorganismos adheridos a las mismas. 4. Dejar decantar la suspensión durante unos 10 minutos. 5. Tomar un hisopo estéril, abrir el precinto e introducir el hisopo en la suspensión del suelo (en el líquido superior sin tocar el fondo). Sembrar la muestra en una placa de agar común, para lo cual se

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desliza el hisopo por toda la superficie del medio haciendo muchas estrías muy juntas. Girar el hisopo y la placa unos 60º y repetir la siembra. Volver a girar la placa y hacer las estrías una tercera vez. 6. Una vez sembrada, se rotulará la placa en el borde de la base con las iniciales del alumno. 7. Cerrar la placa en incubar en la estufa a 37ºC durante 24 horas. 7. Lectura de las placas Transcurrido el periodo de incubación, se observarán las placas detectando la presencia de colonias o crecimiento de microorganismos. Es probable la observación de colonias de bacterias y levaduras y el crecimiento de hongos. Observar las diferentes morfologías obtenidas a partir de las diferentes muestras, comparando los microorganismos de las muestras ambientales (de aire y suelo) con los que aparecen en las zonas del laboratorio frecuentemente tocadas por personas, y que deben corresponder a microbiota normal humana.

aire ordenador suelo

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PRÁCTICA 2: PREPARACIONES EN FRESCO Y TINCIÓN SIMPLE 1. Material - Microscopio. - Cultivo bacteriano. - Suspensión de yogur. - Cristal violeta. - Asa de siembra estéril. - Portaobjetos. - Cubreobjetos. - Pinzas. - Bote con agua de grifo. - Cristalizador y paralelas. - Aceite de inmersión (aceite de cedro). - Solución desengrasante. - Rotulador. 2. Objetivos de la práctica 7. Aprender a montar preparaciones en fresco de bacterias. 8. Enfocar preparaciones en fresco de bacterias con el objetivo 40X. 9. Distinguir el pequeño tamaño de las bacterias (y si es posible su movimiento) en las preparaciones

en fresco en comparación con las preparaciones teñidas. 10. Aprender la técnica de las tinciones mediante el empleo de la tinción simple. 11. Observar bacterias y células epiteliales a partir de una preparación teñida de una muestra de

boca. 12. Observar bacterias a partir de una preparación teñida de una muestra de yogur. 13. Observar bacterias a partir de muestras ambientales (aire y suelo) y de la mucosa faríngea. 3. Preparaciones “en fresco” Las preparaciones “en fresco” (sin teñir) se utilizan para la observación de la movilidad bacteriana, así como para la observación de la morfología de otros microorganismos de mayor tamaño, tales como levaduras, mohos, protozoos o algas microscópicas. 3.1. Observación de la movilidad bacteriana entre porta y cubre 3.1.1. Técnica 1. Utilizar un cultivo bacteriano líquido. 2. Con la ayuda de un asa de plástico estéril, depositar una gota del cultivo sobre el portaobjetos.

No hacer nunca una extensión, pues las células pueden perder sus flagelos. Evitar las agitaciones vigorosas de los cultivos.

3. Colocar sobre la preparación un cubreobjetos

perfectamente limpio. Apoyar un lado del cubreobjetos sobre el portaobjetos. Ir inclinándolo hacia la preparación hasta dejarlo caer suavemente sobre la muestra. No comprimir.

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4. Inmediatamente, observar con objetivo de 40X (a veces es conveniente comenzar con un objetivo de menor aumento, 4X ó 10X, y pasar luego al de 40X). El condensador debe estar bajo y el diafragma semicerrado (al no estar las células teñidas y debido al poco contraste que hay entre dichas células y el medio, la observación resulta difícil y un exceso de luz la hace aún más ardua).

5. Si es posible, distinguir el movimiento debido a flagelos (caótico e irregular), del movimiento

debido a las corrientes (todas las células se desplazan en la misma dirección) y del movimiento browniano que toda partícula de pequeño tamaño presenta cuando se encuentra en suspensión (movimiento vibratorio e irregular alrededor de un punto).

Al concluir, depositar la preparación en los contenedores destinados al material de vidrio. 4. Recomendaciones generales para realizar una tinción 1. Marcar con un rotulador cada portaobjetos a fin de identificar la tinción. Marcar por el lado

opuesto a la preparación, para evitar que las letras se borren durante la tinción. 2. La extensión se hará directamente de los cultivos líquidos. Con la ayuda de un asa de plástico estéril, tomar una gota o dos del cultivo líquido y extenderlas sobre la superficie del portaobjetos. La extensión debe tener aproximadamente 1 cm

2.

3. Dejar secar totalmente las extensiones, preferiblemente a temperatura ambiente. 4. Las células teñidas deben parecerse lo más posible a las vivas. Por ello, deben fijarse. La

fijación es el proceso por el que se conservan y mantienen (fijan) en su posición las estructuras internas y externas de las células microbianas; además, inactiva enzimas que podrían alterar la morfología celular y endurece las estructuras celulares para que no cambien durante el proceso de tinción ni de observación. Durante la fijación el microorganismo se destruye y se adhiere (fija) firmemente al portaobjetos.

5. Existen dos formas de realizar la fijación: mediante

calor (llama de mechero) o con productos químicos. 6. Para fijar una preparación con calor, se pasa el

portaobjetos, por el lado opuesto a la preparación, por encima de la llama de un mechero. Son suficientes dos o tres pases rápidos. Para evitar quemaduras se pueden utilizar las pinzas.

7. Una vez fijada, colocar la preparación en las paralelas sobre el cristalizador. Añadir el colorante

a los portaobjetos de uno en uno. 8. Los colorantes empleados en microbiología tienen dos características en común: poseen grupos

cromóforos (grupos con dobles enlaces conjugados que dan el color) y pueden unirse a las células mediante enlaces iónicos, covalentes o hidrófobos.

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9. Los colorantes ionizables se pueden dividir en dos clases en función de su grupo cargado: básicos (son catiónicos o tienen grupos cargados positivamente por lo que se unirán a moléculas o estructuras celulares cargadas negativamente como ácidos nucleicos, proteínas, o la superficie bacteriana). Ejemplos: cristal violeta, azul de metileno, fucsina básica, safranina, verde malaquita; y ácidos (son aniónicos o poseen grupos cargados negativamente por lo que se unen a moléculas o estructuras cargadas positivamente). Ejemplos: eosina, rosa de bengala, fucsina ácida.

10. En la tinción, los colorantes deben

cubrir sólo la superficie de la extensión. Los lavados con agua (de grifo) deben ser abundantes. Los secados finales deben realizarse al aire colocando el portaobjetos verticalmente (apoyado en alguna superficie) sobre el papel de filtro.

11. Comprobar que los rótulos no se han

borrado. Observar al microscopio con objetivo de inmersión (100X).

5. Tinción sencilla o simple Se denomina así porque se emplea un único colorante. Permite determinar el tamaño, la forma y las agrupaciones a las que de lugar la bacteria. También se utiliza para teñir otros microorganismos o células. 5.1. Técnica 1. Extensión. 2. Desecación. 3. Fijación con calor. 4. Colorante: cristal violeta u otro colorante básico, 1 minuto. 5. Lavado con agua de grifo. 6. Dejar secar y observar al microscopio con objetivo de inmersión (100X). 6. Observación de bacterias y células epiteliales en muestras de boca En la boca existe una microbiota muy abundante tanto cualitativa como cuantitativamente. Hay microorganismos en la saliva, en los dientes, en la lengua, en el paladar, etc. Algunos de estos microorganismos intervienen en la formación de la placa dental, produciendo, en ocasiones, caries. Esto se debe a que tienen la capacidad de adherirse firmemente al esmalte dental y una vez que colonizan la superficie del diente son muy difíciles de erradicar.

Una de estas bacterias, Streptococcus mutans, se encuentra en la boca de casi todas las personas y se convierte en un potente inductor de caries porque degrada la sacarosa de la dieta en glucosa y fructosa. La fructosa la utiliza para su propio crecimiento, pero la glucosa la emplea para sintetizar un polímero (glucano). El glucano constituye una especie de red o malla que junto con la gran población de bacterias que Placa dental

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hay en la boca y los residuos orgánicos, forman la placa dental que se adhiere tan firmemente a la superficie de los dientes que la saliva no puede eliminarla.

Por otra parte, como producto final de la fermentación de la glucosa, se forma ácido láctico que daña el esmalte del diente. Cuando la sacarosa se agota, la saliva neutraliza la acidez, pero si ésta persiste o es muy frecuente, el daño no puede reparase de forma eficaz y se produce la caries. Si la caries afecta al interior del diente éste se pudre a menos que se empaste. 6.1. Procedimiento 1. Con la ayuda de un asa de plástico estéril raspar la superficie de los dientes y depositar la

muestra en un portaobjetos. Opcionalmente, se pueden tomar también otros tipos de muestras: raspado de lengua, raspado del paladar, saliva o raspado de cara interna de las mejillas.

2. Si la muestra es líquida no es necesario añadir agua al portaobjetos. Si no es así, extender la

muestra sobre una gota pequeña de agua (la gota se recoge vertiendo agua del bote sobre el asa encima del cristalizador).

3. Dejar secar y realizar una tinción simple. 4. Observar al microscopio con objetivo de inmersión (100X). 6.2. Resultado

En la tinción sencilla de la muestra de boca se comprobará la presencia de células epiteliales y de bacterias (bacilos y cocos). 7. Detección de la presencia de bacterias lácticas en muestras de yogur El yogur es una leche fermentada obtenida por la acción de dos bacterias lácticas sobre la leche, a la temperatura de 45ºC, Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus y Streptococcus thermophilus.

Las características propias del yogur se deben al crecimiento en la leche de estas dos bacterias, que son responsables de la acidificación del medio, las propiedades organolépticas y el desarrollo de la textura adecuada.

Según la legislación española (Real Decreto 874/87, de 30 de abril de 1987), y al igual que

ocurre en el resto de Europa, el yogur debe estar producido por L. delbrueckii subsp. bulgaricus y S. thermophilus, y no es sólo por una cuestión legal, sino porque los compuestos que condicionan el sabor son el resultado del metabolismo de estos microorganismos sobre la lactosa: la fermentación láctica homofermentativa, en la que un 90% del producto de la fermentación de la lactosa es el ácido láctico. A consecuencia de la acidificación de la leche se produce la coagulación (pH 4,6). Este proceso se detiene por enfriamiento del producto a una temperatura inferior a los 10ºC. 7.1. Procedimiento 1. A partir de una muestra homogeneizada de yogur (presentada en una placa Petri) hacer una

extensión con un asa sobre un portaobjetos. 2. Dejar secar y realizar una tinción simple. 3. Observar al microscopio con objetivo de inmersión (100X).

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7.2. Resultado

En la tinción sencilla de la muestra de yogur se comprobará la presencia de Lactobacillus y Streptococcus, bacilos y cocos en cadena, respectivamente.

8. Observación de bacterias a partir de colonias aisladas en medios de cultivo con agar (de muestras ambientales de aire, suelo y zonas transitadas de la facultad) 8.1. Procedimiento Realizar una tinción sencilla a partir de colonias morfológicamente diferentes de las muestras ambientales. Para ello, utilizar el mismo procedimiento que se ha descrito en el apartado 5.1. 8.2. Resultado Observar las tinciones al microscopio con el objetivo 100x y aceite de inmersión. En la tinción sencilla de las muestras ambientales observar los tipos de morfologías y agrupaciones que aparecen (cocos, bacilos, levaduras) en las diferentes muestras, y comparar las muestras de suelo y aire con las muestras que pueden contener microbiota normal humana.

Lactobacillus bulgaricus Streptococcus thermophilus

PRÁCTICA 3: NIVELES MORFOLÓGICOS DE ORGANIZACIÓN Y

DIVISIÓN CELULAR (MITOSIS)

1. OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA:

Conocer la complejidad de los organismos vegetales, desde los más

sencillos, que están formados por una sola célula, hasta los Cormofitos que

son las plantas mas complejas.

Observar los principales tipos morfológicos que existen.

Observar las distintas fases de la mitosis.

Aprender a estudiar un cariotipo y realizar un cariograma.

Los organismos vegetales más simples están constituidos por una sola célula (son

unicelulares) y los más complejos por millones de células (son pluricelulares). Entre

unos y otros hay muchos tipos morfológicos, unos son muy sencillos, microscópicos

y normalmente acuáticos y a partir de ellos, y en el transcurso de la evolución, se

han ido complicando hasta formarse otros muchos más complejos, macroscópicos y

terrestres, que son los vegetales superiores (los que normalmente vemos en el

campo o en los jardines).

Vamos a ver dentro de cada uno de los niveles de organización, los principales tipos

morfológicos:

2.1 NIVEL 1 - PROTOFITOS. Organismos generalmente acuáticos, formados por

una sola célula o por varias unidas por una especie de gelatina, donde cada una de las

células funciona independiente de las otras.

Podemos distinguir los siguientes tipos

morfológicos:

A) Unicelulares Procariotas: formados

por una sola célula, sin núcleo, ni

orgánulos citoplasmáticos (cloro-

plastos, mitocondrias, retículo

endoplasmático, etc.).

B) Unicelulares Eucariotas: formados por una sola célula, con núcleo y orgánulos

citoplasmáticos (cloroplastos, mitocondrias, etc.).

2. NIVELES MORFOLÓGICOS DE ORGANIZACIÓN

19

C) Cenobios: formados por varias

células unidas por gelatina. Cada

célula funciona independiente del

resto, pudiendo disgregarse.

2.2 NIVEL 2 - TALOFITOS. Organismos más complejos, generalmente acuáticos,

constituidos por 2 ó más células, entre las cuales hay intercambio de sustancias a

través de plasmodesmos, y por ello funcionan todas como una unidad.

Son pues seres PLURICELULARES.

Las células pueden ser todas iguales y

con las mismas funciones o bien están

diferenciadas, unas forman el cuerpo

del organismo (células vegetativas) y

otras se especializan en la reproducción

(células reproductoras). Generalmente

al cuerpo de estos organismos se le

llama TALO.

20

Podemos distinguir los siguientes tipos morfológicos:

D) Colonias: formadas por 2 a 50.000 células. Pueden ser planas o esféricas. Son

microscópicas.

E) Filamentos celulares tabicados y

simples: cadenas de células situadas unas a

continuación de otras, todas en un plano.

Son microscópicos.

G) Filamentos cenocíticos o sifonados: Son como

tubos alargados con muchos núcleos, cada uno de

ellos tiene sus correspondientes orgánulos

citoplasmáticos, pero no hay tabiques que los

separen. Son planos y pueden ser simples o

ramificados. Son microscópicos.

F) Filamentos celulares tabicados y ramificados: Son cadenas de células en

un plano, de las que salen cadenas laterales. Son microscópicos.

21

H) Láminas u organismos

laminares: organismos planos

formados por muchos filamentos

celulares paralelos y unidos

lateralmente. Son microscópicas o

macroscópicas.

I) Plecténquima: organismos con distintas formas, con volumen, formados por

filamentos dispuestos en las tres direcciones del espacio, entrelazados y unidos por

una sustancia compactante. Son macroscópicos.

J) Pseudoparénquima: organismos más complejos, con distintas formas, con volumen,

formados por filamentos dispuestos en las tres direcciones del espacio, entrelazados y

soldados por las paredes celulares. Tienen siempre las células diferenciadas en C.

vegetativas y C. reproductoras. Además en las C. vegetativas aparece otra

diferenciación celular, las células externas son de pequeño tamaño, tienen las paredes

muy gruesas y son protectoras y las células internas son de mayor tamaño y acumulan

sustancias de reserva. Son macroscópicos.

22

K) Talos Hísticos: son los talofitos más complejos que existen. Pueden tener

distintas formas, son organismos con volumen, formados por muchas células

dispuestas en las tres direcciones del espacio que todas se forman por división

de una o varias células iniciales y están diferenciadas en C. vegetativas y C

reproductoras. Las C. vegetativas están diferenciadas en varios tipos distintos,

células protectoras, células de almacenamiento, y a veces también células

conductoras.

Externamente están divididos en tres partes, una que esta dentro del substrato y

ancla el organismo que son los RIZOIDES (formados por una célula o por un

filamento de células), y dos partes fuera del substrato, el CAULOIDE que es

más o menos cilíndrico y el FILOIDE que es aplanado y está a continuación del

cauloide. Son macroscópicos.

2.3 NIVEL intermedio entre Talofitos y Cormofitos (los veremos a continuación)

- BRIOFITOS. Organismos terrestres, pluricelulares, de pequeño tamaño,

macroscópicos. Son muy parecidos a los talos hísticos en cuanto a constitución,

diferenciación celular y forma externa..

2.4 NIVEL 3 - CORMOFITOS. Organismos terrestres, pluricelulares, de tamaños

diferentes (hasta de más de 100 m de longitud), macroscópicos, con volumen, que

están divididos externamente en tres ÓRGANOS: RAÍZ, TALLO Y HOJA. Estos

tres órganos constituyen el CORMO. La raíz es un órgano vegetativo y subterráneo,

sirve para anclar la planta y absorber agua y sales minerales del suelo. El tallo es un

órgano vegetativo y aéreo, sostiene las hojas, normalmente se divide en ramas,

algunas de ellas se especializan en la reproducción (FLORES). Las hojas son

vegetativas y planas, realizan la fotosíntesis y la transpiración. Estos tres órganos

están formados por TEJIDOS.

23

Externamente también están

divididos en tres parte: RIZOIDES

(formados por una célula o por un

filamento de células) que sirven para

sujetarse al substrato, CAULIDIO

parte cilíndrica y aérea sobre la que se

disponen los FILIDIOS (estructuras

planas, verdes, formadas por una capa

de células). También al cuerpo de estos

organismos se le llama TALO.

Caulidio

Filidios

Rizoides

Rizoides

Cauloide

Filoide

UN TEJIDO es un conjunto de células que tienen una morfología

definida y una función especial

Estos organismos presentan dos grandes grupos de tejidos: Los Meristemos o

Tejido meristemático (que se encuentran en el ápice de la Raíz y del Tallo) y

los Tejidos Adultos (que forman el resto de la raíz, tallo y hoja). Los

Meristemos están formados por células vivas, más o menos esféricas, pequeñas,

de paredes delgadas, situadas unas al lado de otra, con núcleos grandes, que

tienen gran capacidad de división. Al dividirse cada una de las células

meristemáticas por mitosis, forman 2 células hijas, una sigue meristemática y la

otra se diferencia (adquieren otra forma y una función especifica) y constituyen

los tejidos adultos. Estos Tejidos Adultos están formados por células vivas o

muertas, poliédricas, grandes, con paredes normales o gruesas y están separadas

dejando entre ellas espacios intercelulares. Las células de los tejidos adultos se

dividen poco o no se dividen.

Los principales tejidos adultos son: el tejido fundamental o PARÉNQUIMA

que forma la mayor parte de los tres órganos; Los tejidos PROTECTORES

que recubren cada uno de los órganos; los tejidos CONDUCTORES (Floema

y Xilema) que transportan sustancias desde la raíz hasta las hojas y viceversa;

los tejidos MECÁNICOS o de SOSTÉN que dan consistencia y resistencia al

vegetal.

2.5 APLICACIÓN DE LOS CONOCIMIENTOS ADQUIRIDOS

Analizar las muestras 1-11 y decir de cada una de ellas: si son

microscópicas o macroscópicas, unicelulares o pluricelulares, si son planos

o tienen volumen, el nivel de organización al que pertenecen y el tipo

morfológico de organismo.

24

3.1 LA MITOSIS

Es la división del núcleo que origina dos núcleos hijos idénticos genéticamente,

e iguales al núcleo de la célula original. A continuación se divide el citoplasma, por

lo que se obtienen dos células.

3. DIVISIÓN CELULAR: MITOSIS

En las células de los meristemos (tejidos

de crecimientos) que tienen una alta

capacidad de dividirse mediante mitosis.

Como se ha mencionado anteriormente,

estos tejidos están formados por células

isodiamétricas con paredes delgadas,

núcleos grandes, nucleolos bien

desarrollados y orgánulos citoplasmático

poco diferenciados.

¿En qué células se pueden observar la mitosis?

25

Vais a realizar una preparación utilizando meristemos apicales de

raíces de Allium cepa (cebolla). Una vez realizada deberéis buscar e

identificar células en las distintas fases de la mitosis. Para ello deberéis

seguir los siguientes pasos:

1.-Teñir varias raíces con Carmín nacarado

2.- Cortar 2 mm de una raíz sobre un portaobjetos

3.- Inmediatamente poner una gota de ácido acético al 45%

4.- Colocar encima un cubreobjeto

5.- Calentar en la bombilla del flexo sin sobrepasar los 37ºC (repetir varias veces)

6.- Con cuidado, golpear sobre la preparación con un palillo

7.- Eliminar el exceso de ácido acético con papel de filtro

8.- Observación al microscopio

3.2 METODOLOGÍA

PROFASE METAFASE TELOFASE ANAFASE

Aunque la mayoría de las células estarán en interfase, busca e identifica

las restantes fases de la mitosis

Para el estudio del cariotipo y la elaboración de un cariograma se deben

examinar los cromosomas con más detalle.

3.3 CARIOTIPO Y ELABORACIÓN DE UN CARIOGRAMA

El CARIOTIPO es el conjunto de cromosomas que tienen los núcleos

somáticos de las células de una planta (en plantas superiores son diploides).

26

Centrómero

Brazo corto

Brazo largo

Cromátidas

ADN

Satélites

BC

BL

Partes de un cromosoma

En el estudio del cariotipo de una especie determinada hay que tener en cuenta:

Metacéntrico (m)

1 – 1,7

Submetacéntrico (sm)

1,8 – 3

Subtelocéntrico (st)

3,1 – 7

Telocéntrico (t)

>7

Número de cromosomas (hay que contarlos en varias células y asegurarse de que

es constante.

Tamaño de los cromosomas.

Morfología. La forma se define por la posición del centrómero que divide al

cromosoma en dos partes o brazos que pueden ser iguales o desiguales. Si los dos

brazos son más o menos iguales porque el centrómero esté situado en la región

mediana se les llama METACÉNTRICOS (la relación entre los brazos es de 1-

1,7); si el centrómero está en la región submedia, SUBMETACÉNTRICOS (la

relación entre los brazos varía entre 1,8 y 3); si el centrómero está en la región

subterminal, SUBTELOCÉNTRICOS (la relación entre los brazos es de 3,1-7); y

si el centrómero está en la región terminal TELOCÉNTRICOS (la relación entre

los brazos es mayor de 7).

27

Presencia o ausencia de estrechamientos o constricciones en los cromosomas y

la posición dentro del cromosoma. A veces una porción del cromosoma está

separada del resto por un filamento más o menos largo de ADN, a esta porción

se le llama SATÉLITE.

Asimetría del cariotipo. Depende simultáneamente del tamaño y la morfología

de los cromosomas. Cuando todos los cromosomas son más o menos del mismo

tamaño y predominan los cromosomas metacénticos o submetacénticos, se dice

que el cariotipo es simétrico. Si por el contrario hay diferencia en el tamaño de

los cromosomas y hay predominio de cromosomas telocéntricos o

subtelocéntricos, se dice que el cariotipo es asimétrico.

Una vez que se ha verificado que el número de cromosomas es igual en todas las

células examinadas, se procederá a la elaboración del cariograma.

EJEMPLO DE LA ELABORACIÓN DE UN CARIOGRAMA

28

1.- Numerar cada cromosoma por detrás

2.- Medir con un trozo de papel milimetrado o con una regla los brazos largos

(BL) y cortos (BC) de todos los cromosomas, y se elabora una tabla añadiendo la

longitud total (LT), la relación brazo largo/brazo corto (BL/BC) y el tipo de

cromosoma (m, sm, st, t). El satélite (en el caso que aparezca) no contabilizará en

la medida del cromosoma.

LT BL BC BL/BC Tipo

1 21 13,5 7,5 1,8 sm

2 57 30 27 1,1 m

3 54 30 24 1,3 m

4 54 31 23 1,4 m

5 59 31 28 1,1 m

6 32 27 5 5,4 st

7 32 25 7 3,6 st

8 22 15 7 2,1 sm

POR DETRÁS

3.- Recortar cada cromosoma

4.- Emparejar cada cromosoma teniendo en cuenta la longitud total de los

cromosomas y el tipo (m, sm, st, t).

LT BL BC BL/BC Tipo

1 21 13,5 7,5 1,8 sm

2 57 30 27 1,1 m

3 54 30 24 1,3 m

4 54 31 23 1,4 m

5 59 31 28 1,1 m

6 32 27 5 5,4 st

7 32 25 7 3,6 st

8 22 15 7 2,1 sm

Parejas de cromosomas

1 – 8

2 – 5 3 – 4

6 - 7

5.- Alinear las parejas de cromosomas por el centrómero, empezando por la pareja

más grande hasta la más pequeña (independientemente del tipo de cromosoma).

Siempre se pone el brazo largo hacia abajo.

6.- Poner de forma abreviada el tipo de cromosoma debajo de cada pareja. Los

satélites se indican con superíndices.

m msat st sm

Por lo tanto, un cariograma es la disposición ordenada (de mayor a menor) de los

cromosomas emparejados que se obtiene con el estudio del cariotipo.

3.4. APLICACIÓN DE LOS CONOCIMIENTOS ADQUIRIDOS

Realiza el estudio del siguiente cariotipo y elabora su correspondiente

cariograma siguiendo las indicaciones anteriores.

29

PRÁCTICA 4: MORFOLOGÍA Y ANATOMÍA DE CORMOFITOS

Como se ha indicado en la práctica anterior, los Cormofitos son aquellos vegetales que

generalmente tienen una parte subterránea (raíz), y una parte aérea diferenciada en tallo

y hojas. Estos tres órganos están formados por distintos tipos de tejidos especializados.

Además, la raíz, el tallo y/o las hojas pueden sufrir modificaciones dependiendo de las

condiciones en las que vivan estas plantas.

1. OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA

Conocer qué es un Cormofito y qué grupos de plantas incluye.

Familiarizarse con la morfología y anatomía de los órganos característicos

de los Cormofitos (raíz, tallo y hojas).

Comprender la utilidad de los caracteres morfológicos y anatómicos en la

identificación de plantas.

Iniciar el manejo de claves dicotómicas utilizando los caracteres aprendidos.

Reconocer diversas adaptaciones de la raíz, el tallo y las hojas, así como

comprender su finalidad.

30

En los Cormofitos se agrupan los helechos y las plantas con semillas.

Helechos Plantas con semillas

Gimnospermas Angiospermas

Monocotiledóneas

Dicotiledóneas

CORMOFITOS

(Pteridofitas y plantas afines) (Espermatofitas)

31

(Angiospermas

primitivas y

Eudicotiledóneas)

2. LA RAÍZ (MESA 1)

La raíz fija la planta al substrato, y absorbe agua y substancias nutritivas

disueltas que serán transportadas por toda la planta.

Axonomorfa: Constituida por una raíz principal bien desarrollada, a partir de la

cual se producen raíces laterales o secundarias más pequeñas. Es típica de

Dicotiledóneas y Gimnospermas.

Fasciculada: Constituida por numerosas raíces, más o menos de la misma longitud

y grosor, que se originan en la parte inferior del tallo. Es típica de

Monocotiledóneas.

En la muestra 1 y 2 se observan estos dos tipos de raíces. Especifica cuál es

cada una y realiza un esquema de ellas.

Muestra 1:

Muestra 2:

Lo habitual, es que crezca bajo el suelo, y desde un punto de vista

morfológico, se pueden diferenciar dos tipos de raíces:

2.1. MORFOLOGÍA

2.2. ANATOMÍA

En una raíz típica se observan las

siguientes partes:

Muestra 3: Observa al microscopio el

corte longitudinal del extremo de una

raíz. Identifica las tres zonas señaladas.

32

Si se da un corte transversal a una raíz típica con crecimiento primario se

pueden observar los tejidos que la forman y cómo se disponen.

33

Floema (Tejido conductor). Está

formado por células vivas pequeñas de

paredes delgadas que se encarga de

transportar las sustancias elaboradas en

la fotosíntesis.

Xilema (Tejido conductor). Está formado por células muertas más

grandes y de paredes gruesas que se

encargan de transportar el agua y las

sales minerales.

Epidermis (Tejido protector). Es la capa más externa, formada

por células vivas pequeñas de

paredes delgadas.

Endodermis (Tejido protector). Es común en

órganos subterráneos. Está formada por una capa

de células vivas pequeñas que presentan paredes

gruesas (Bandas de Caspary). Esta capa aísla la

zona exterior de la raíz de la zona interior.

Parénquima cortical (Tejido

parenquimático). Es el tejido

localizado entre la epidermis y la

endodermis. Está formada por

numerosas capas de células vivas

más grandes y de paredes

delgadas.

Como se puede observar a continuación, la estructura primaria de una raíz de

dicotiledónea y la de una monocotiledónea presentan algunas diferencias.

CORTE TRANSVERSAL DE UNA RAÍZ PRIMARIA DE UNA DICOTILEDÓNEA

CORTE TRANSVERSAL DE UNA RAÍZ PRIMARIA DE UNA

MONOCOTILEDÓNEA

Endodermis (Tejido protector). Es común en órganos subterráneos. Está

formada por una capa de células vivas

pequeñas que presentan paredes gruesas

(Bandas de Caspary). Esta capa aísla la zona

exterior de la raíz de la zona interior.

Parénquima cortical (Tejido

parenquimático). Es el tejido

localizado entre la epidermis y la

endodermis. Está formada por

numerosas capas de células vivas

más grandes y de paredes

delgadas.

Epidermis (Tejido protector). Es la capa más externa, formada

por células vivas pequeñas de

paredes delgadas.

Floema (Tejido conductor). Está

formado por células vivas pequeñas de

paredes delgadas que se encarga de

transportar las sustancias elaboradas en

la fotosíntesis.

Xilema (Tejido conductor). Está formado por células muertas más

grandes y de paredes gruesas que se

encargan de transportar el agua y las

sales minerales.

34

Médula (Tejido parenquimático). Es el tejido fundamental que está

formado por numerosas capas de

células vivas de paredes delgadas que

pueden acumular sustancias de reserva.

Este tejido puede terminar

desapareciendo.

Muestra 4: Observa el corte transversal de la raíz con crecimiento primario que está

en el microscopio. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema

anterior y señálalos en la siguiente fotografía. Indica si pertenece a una dicotiledónea

o monocotiledónea.

35

Muestra 5: Observa el corte transversal de la raíz con crecimiento primario que está

en el microscopio. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema

anterior y señálalos en la siguiente fotografía. Indica si pertenece a una dicotiledónea

o monocotiledónea.

Indica la diferencia entre el corte transversal de la raíz primaria de una

dicotiledónea y la de una monocotiledónea.

3. EL TALLO (MESA 2)

3.1. MORFOLOGÍA

El tallo, generalmente es la parte

aérea de la planta que sirve de

soporte a hojas, flores y frutos, y

permite la conducción del agua y las

sales minerales procedentes de la

raíz, así como los productos

sintetizados tras la fotosíntesis en las

partes verdes. En él se diferencian

nudos (punto en el que se insertan

las hojas) y entrenudos (zona

situada entre cada dos nudos).

Los tallos de las plantas arbóreas y arbustivas son leñosos (duros),

mientras que los de las plantas herbáceas son blandos y verdes. Aunque

los tallos son generalmente cilíndricos, también se pueden encontrar de

sección cuadrada o triangular.

Muestra 6 (A-C): Indica en cada caso si el tallo es herbáceo o leñosos y su sección

(cilíndrico, cuadrado o triangular).

6A:

6B:

6C:

nudos

Tallo

entrenudo

36

3.2. ANATOMÍA

Epidermis (Tejido protector). Es

la capa más externa, formada por

células vivas pequeñas de paredes

delgadas.

Xilema (Tejido conductor). Formado por células más

grandes y de paredes gruesas

que se encargan de transportar

el agua y las sales minerales.

Floema (Tejido conductor). Formado por células pequeñas

de paredes delgadas que se

encargan de transportar las

sustancias elaboradas en la

fotosíntesis. Colénquima (tejido mecáni-

co). Está formado por varias

capas de células vivas pequeñas

y con las paredes algo más

gruesa que en la epidermis.

Esclerénquima (tejido

mecánico). Está formado por

células muertas pequeñas con

paredes muy gruesas.

Si se da un corte transversal a un tallo típico con crecimiento primario se

pueden observar los tejidos que la forman y cómo se disponen.

Como se puede observar a continuación, la estructura primaria de un tallo de

dicotiledónea y el de una monocotiledónea presentan algunas diferencias.

CORTE TRANSVERSAL DE UN TALLO PRIMARIO DE UNA DICOTILEDÓNEA

Parénquima (Tejido parenquimá-

tico). Es el tejido fundamental donde

se encuentran los elementos

conductores. Está formado por

numerosas capas de células vivas más

grandes y de paredes delgadas.

37

CORTE TRANSVERSAL DE UN TALLO PRIMARIO DE UNA

MONOCOTILEDÓNEA

Epidermis (Tejido protector). Es la capa más externa, formada

por células vivas pequeñas y

paredes delgadas.

Xilema (Tejido conductor).

Está formado por células

muertas más grandes y de

paredes gruesas que se

encargan de transportar el

agua y las sales minerales.

Floema (Tejido conductor).

Está formado por células vivas

pequeñas de paredes delgadas

que se encarga de transportar

las sustancias elaboradas en la

fotosíntesis. Colénquima (tejido

mecánico). Está formado

por varias capas de células

vivas pequeñas y con las

paredes algo más gruesa que

en la epidermis.

Parénquima (Tejido paren-

quimático). Es el tejido donde se

encuentran los elementos

conductores. Está formado por

numerosas capas de células vivas

más grandes y de paredes

delgadas.

Esclerénquima (tejido

mecánico). Está formado

por células muertas

pequeñas con paredes muy

gruesas.

38

Muestra 7: Observa al microscopio el corte transversal de un tallo con crecimiento

primario. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema anterior y

señálalos en la siguiente fotografía. Indica si se trata del tallo de una

monocotiledónea o de una dicotiledónea.

Muestra 8: Observa al microscopio el corte transversal de un tallo con crecimiento

primario. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema anterior y

señálalos en la siguiente fotografía. Indica si se trata del tallo de una

monocotiledónea o de una dicotiledónea.

39

Indica las diferencias entre el corte transversal del tallo primario de una

monocotiledónea y el de una dicotiledónea.

4. LA HOJA (MESA 3)

4.1. MORFOLOGÍA

Las hojas son órganos laminares, generalmente especializados en la función

fotosintética y en la respiración.

ÁPICE

BASE

La cara superior de la hoja es el haz y la inferior es el envés. El limbo es la parte

laminar de la hoja, y el eje que lo une al tallo es el pecíolo. A veces, en la base del

pecíolo aparecen unas pequeñas piezas que se denominan estípulas. Las hojas que

tienen pecíolos son hojas pecioladas, pero si carecen de él, son hojas sésiles o

sentadas.

Hoja peciolada Hoja sentada

40

Disposición de las hojas en el tallo

Muestra 9 (A-E): Indica en cada caso la disposición de las hojas en cada uno de

los tallos.

9A:

9B:

9C:

9D:

9E:

Las hojas son simples, cuando constan de una sola lámina foliar, o compuestas,

cuando la lámina foliar se divide en varias subunidades llamadas folíolos (todos los

folíolos están en el mismo plano).

Hojas simples Hojas compuestas

Folíolos

41

Existen muchos tipos de hojas simples atendiendo a su forma, margen, ápice,

base, etc.

42

Tipos de hojas compuestas

Nerviación de la hoja

Los nervios que atraviesan las hojas, además de proporcionar cierta rigidez, se

encargan de conducir el agua y las sustancias nutritivas. A continuación se

indican algunos tipos de hojas atendiendo a la disposición de sus nervios.

Los caracteres dados anteriormente para las hojas simples se pueden aplicar a los

folíolos de las hojas compuestas.

43

44

ACTIVIDAD 1. A continuación se pueden observar diferentes tipos de hojas.

Completa los siguientes recuadros. Si la hoja es compuesta especifica el tipo.

Forma

Margen

Tipo de hoja

Ápice Ápice Apice

Base Base

45

Nerviación Nerviación

Tipo de hoja

Tipo de hoja

Forma de los foliolos de la base

Forma de la hoja

Ápice

Margen

46

ACTIVIDAD 2. Identificación mediante una clave dicotómica

de las muestras 10A-Ñ

A continuación se aplicarán los conocimientos adquiridos sobre la morfología de

la hoja identificando distintos tipos de hojas mediante una clave dicotómica.

CLAVE 1.- Hoja peciolada ····································································································2

1.- Hoja sentada ·····································································································10

2.- Hoja simple·········································································································3

2.- Hoja compuesta ································································································13

3.- Hoja palmatinervia ··························································································· M

3.- Hoja pinnatinervia ······························································································4

4.- Hoja con estípula ································································································F

4.- Hoja sin estípula ·································································································5

5.- Margen de la hoja entero ····················································································6

5.- Margen de la hoja de otra forma·········································································7

6.- Hoja falcada·········································································································I

6.- Hoja hastada ······································································································ E

7.- Margen de la hoja lobulado ··············································································· C

7.- Margen de la hoja de otra forma·········································································8

8.- Hoja deltoide······································································································Ñ

8.- Hoja de otra forma······························································································9

9.- Base de la hoja cordada ·····················································································A

9.- Base de la hoja de otra forma ············································································N

10.- Hojas escuamiformes·······················································································D

10.- Hojas de otra forma ························································································11

11.- Hoja acicular····································································································H

11.- Hoja de otra forma··························································································12

12.- Hoja con nerviación paralela, margen entero ··················································K

12.- Hoja con nerviación pinnada, margen dentado ··············································· L

13.- Hoja digitada····································································································· J

13.- Hoja pinnada···································································································14

14.- Con estípula, margen de los folíolos serrados ················································· B

14.- Sin estípula, margen de los folíolos entero······················································G

Muestra

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Muestra

Muestra

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Muestra

Muestra

Al igual que en la la raíz y el tallo, al dar un corte transversal a una hoja

típica se pueden observar los tejidos que la forman.

47

4.2. ANATOMÍA

Epidermis superior (Tejido

protector). Es la capa más

externa, formada por células vivas

pequeñas y paredes delgadas.

Xilema (Tejido conductor). Formado por células muertas

más grandes y de paredes

gruesas que se encargan de

transportar el agua y las sales

minerales.

Floema (Tejido conduc-

tor). Formado por células

vivas pequeñas de paredes

delgadas que se encarga de

transportar las sustancias

elaboradas en la fotosíntesis.

Epidermis inferior (Tejido

protector)

Cutícula capa delgada que está

compuesta de una sustancia denominada

cutina segregada por las células de la

epidermis.

Parénquima en empalizada

(Tejido parenquimático). Capa de

células vivas alargadas con muchos

cloroplastos y que se disponen muy

juntas.

Parénquima esponjoso (Tejido

parenquimático). Varias capa de

células vivas poligonales con

mucho espacio entre ellas.

Células oclusivas. Pareja

de células vivas que forman

el estoma

Muestra 11: Observa al microscopio el corte transversal de una hoja típica de

Dicotiledónea. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema anterior y

rotula la siguiente fotografía.

Muestra 12: Estomas en la epidermis de

Carpobrotus.

Para ver los estomas separa una lámina de la

epidermis de Carpobrotus, y colócala sobre el

portaobjeto con una gota de agua destilada, con la

cara interna de la epidermis hacia arriba.

Ahora coloca encima un cubreobjeto y reconoce

los estomas en el microscopio usando el objetivo

de x10 y x40. Realiza un esquema localizando las

células oclusivas y el ostíolo.

5.1. ADAPTACIONES DE LA RAÍZ

Aunque lo normal es que la raíz sea un órgano subterráneo con la morfología

observada en las muestras 1 o 2, a veces puede presentar otro aspecto debido a que

la planta necesite adaptarse a una determinada situación.

5.1.1. Raíces que acumulan sustancias de reserva para pasar una época

desfavorable.

* Raíces tuberosas

Son raíces subterráneas engrosadas que se

parecen a los tubérculos caulinares.

* Raíces napiformes

Son raíces principales engrosadas,

aunque es frecuente que también

forme parte la zona inferior del tallo.

5. ADAPTACIONES DEL CORMO (MESA 4)

Las distintas partes del cormo (raíz, tallo y hojas) pueden presentar diversas

modificaciones para adaptarse al lugar en el que viven o bien a unas

determinadas condiciones ambientales.

Ostíolo

Células

oclusivas

48

5.2. ADAPTACIONES DEL TALLO

Aunque las funciones del tallo son sostener las ramas, hojas, flores y frutos, así

como conducir la savia bruta y elaborada, en ocasiones se adapta para favorecer

la fotosíntesis, actúa como órgano de reserva acumulando sustancias elaboradas

o simplemente agua, o puede actuar como órgano de multiplicación. A veces

realizan más de una función a la vez.

5.2.2. Tallos subterráneos que acumulan sustancias de reserva para

sobrevivir en condiciones ambientales desfavorables, y además sirven para

la multiplicación.

* Rizomas

Son tallos subterráneos, ricos en sustancias

de reserva, que crecen de forma indefinida

paralelos al sustrato. Al poseer yemas

pueden producir nuevas plantas.

5.1.3. Raíces con función de sostén.

* Raíces fúlcreas

Son raíces gruesas que se forman en los nudos

basales y penetran en el suelo donde cumplen una

doble función: sostén y absorción.

5.1.2. Raíces que ayudan a la planta a disponer de mayor cantidad de

luz para la fotosíntesis.

* Raíces adhesivas

Son raíces aéreas que se pegan a un soporte vertical

para alcanzar zonas mejor iluminadas.

49

5.2.1. Tallos subterráneos reducidos a un pequeño disco

del que salen raíces

Estos tallos están rodeados de hojas no

fotosintéticas que acumulan sustancias de

reservas.

* Tubérculos caulinares

Son tallos subterráneos, ricos en sustancias

de reserva y generalmente más grueso que

los rizomas, pero de crecimiento limitado.

En su superficie también tienen yemas de las

que podrán brotar nuevas plantas.

* Estolones

Son brotes laterales que nace en la base del tallo

que crecen horizontalmente al sustrato, y que son

capaces de enraizar para originar un nuevo

individuo .

5.2.3. Tallos adaptados exclusivamente a la multiplicación.

5.2.4. Tallos que acumulan agua

* Tallos carnosos, crasos o suculentos

Son tallo aéreos de aspecto carnoso que

muestran algunas plantas al almacenar

agua en su tejido parenquimático.

A veces el agua se almacena en la base

del tallo.

5.2.5. Tallos o ramas que ayudan al la planta a disponer de mayor

cantidad de luz para la fotosíntesis.

* Zarcillos caulinares

Son tallos que se hacen delgados, a modo de

hilos, capaces de rodear cualquier soporte para

alcanzar zonas mejor iluminadas.

* Tallos o ramas volubles

Son tallos flexibles que se enrollan en algún soporte .

50

*Bulbo

Son yemas subterráneas con hojas o bases de hojas

ricas en materia de reserva y tallo reducido a un

pequeño disco situado en la base. En las axilas de las

hojas se producen nuevas yemas, originando nuevos

bulbos, por lo que los bulbos también sirven para la

multiplicación de la planta.

* Zarcillos foliares

Son hojas o partes de éstas que se hacen delgadas, a

modo de hilos, capaces de rodear cualquier soporte para

alcanzar zonas mejor iluminadas.

5.3.3. Hojas que contribuyen a disponer de mayor cantidad de luz para la

fotosíntesis.

5.3.2. Hojas que acumulan sustancias de reserva para pasar una época

desfavorable.

51

* Tallos o ramas aplanados

Son típicos de plantas con hojas muy reducidas

(escamas o espinas) que aplastan sus tallos, dándoles

incluso aspecto de hojas, con el fin de aumentar la

superficie por donde realizar la fotosíntesis.

5.3. ADAPTACIONES DE LAS HOJAS

Las espinas son formaciones rígidas, ricas en tejidos de

sostén, que disminuyen la pérdida de agua, e incluso pueden

ayudar a la absorción del rocío y de la niebla como en el caso

de los cactus.

No hay que confundir estas espinas con las que

desarrollan otras plantas para defenderse de los

herbívoros.

* Hojas carnosas, crasas o suculentas

Son hojas de aspecto carnoso que muestran algunas plantas

al almacenar agua en el tejido parenquimático de las hojas.

5.3.1. Hojas que acumulan agua o minimizan su pérdida

* Hojas reducidas a espinas

Zarcillo

Espinas

5.3.4. Hojas adaptadas a condiciones anormales de nutrición

* Hojas trampas

Son típicas de plantas que viven en lugares pobres en

nitrógeno. Para compensar esta carencia suelen transforman

sus hojas en trampas para capturar pequeños insectos que

utilizarán como fuente suplementaria de nitrógeno.

ACTIVIDAD 3. Indica en cada muestra el tipo de adaptación y para

que sirve. Fíjate que en algunas plantas se modifica más de un órgano.

Indícalo cuando ocurra.

Muestra 13…………………………………………………………………

Muestra 14…………………………………………………………………

Muestra 15…………………………………………………………………

Muestra 16…………………………………………………………………

Muestra 17…………………………………………………………………

Muestra 18…………………………………………………………………

Muestra 19…………………………………………………………………

Muestra 20…………………………………………………………………

Muestra 21…………………………………………………………………

Muestra 22…………………………………………………………………

Muestra 23 …………………………………………………………………

Muestra 24…………………………………………………………………

Muestra 25…………………………………………………………………

Muestra 26…………………………………………………………………

Muestra 27…………………………………………………………………

Muestra 28…………………………………………………………………

Muestra 29…………………………………………………………………

52

INSTRUCCIONES DE EVACUACIÓN

• Siga siempre las instrucciones del Equipo deAlarma y Evacuación, y del personal de laUS:

Consulte plano de evacuación No salga con objetos pesados o

voluminosos. No retroceda a buscar "objetos

olvidados« En presencia de humo tápese la

nariz y boca con un pañuelo. Siexiste mucho humo, camineagachado.

No utilice los ascensores ni saquevehículos del aparcamiento.

Evite bloquear las puertas de salida.

• En el exterior: Diríjase al punto de encuentro:

situado en la zona exterior de lazona principal.

Evite obstaculizar las vías deacceso.

No regresar al edificio hasta que lecomuniquen el fin de la emergencia.

Teléfono de Emergencias 112

Teléfonos de utilidad:

Bomberos 080Policía Local 092EPES 061

INSTRUCCIONES DE SEGURIDAD PARA ALUMNOS

EN LABORATORIOS/TALLERES

Servicio de Prevención de Riesgos Laborales

Servicio Prevención Riesgos Laborales - Universidad de Sevilla –

C/ Avicena S/N - CP:41009 - SEVILLA Tfno. Sede Central: 954 486163 Fax. Sede Central: 954486164

Correo electrónico: seprus@us.es

ACTUACIÓN EN CASO DE EMERGENCIA

• Si descubre o detecta una emergencia,póngase inmediatamente en contacto con elresponsable de la instalación o personal delcentro.

• Haga uso de la ducha de seguridad y fuentelavaojos y del botiquín (si el laboratorio nodispone de él, solicítelo al responsable)

• Siga en todo momento las instrucciones deevacuación que se le indiquen.

• Si esta solo avise al personal del centro y/oconserjería de la situación del fuego y activeun pulsador de alarma.

SEÑALES DE EVACUACIÓN

NORMAS DE ACCESO• Sólo realizar las actividades que han sido

autorizadas.• Se recomienda estar acompañado durante la

actividad por profesores o técnicos delaboratorios.

• Familiarizarse con el edificio y laboratorio,con sus medidas de seguridad, en particularcon las vías de evacuación, los elementos delucha contra incendios y con las condicionesde riesgos.

MANEJO DE SUSTANCIAS• Consultar etiqueta y ficha de datos de

seguridad antes de la manipulación decualquier sustancia y seguir susinstrucciones.

• Utilizar los EPIS (equipos de protecciónIndividual) adecuados

• Utilizar las campanas extractoras si la tarealo requiere.

• Realizar los trasvases en pequeñascantidades y lejos de un foco de calor,empleando la instrumentación adecuada.

• La eliminación de los residuos ha derealizarse según el procedimientoestablecido por la Universidad de Sevilla.

• Para más información consulte alresponsable.

EN INSTALACIONES CON EQUIPOS RADIOACTIVOS

Todo el personal que deba manejar equiposradioactivos o entrar en instalaciones radiactivasdebe recibir información PREVIA sobre losriesgos radiactivos o radiológicos relacionadoscon su actividad y valorar la necesidad de controlmédico y dosimétrico.

USO DE EQUIPOS • Seguir las indicaciones del responsable y

del personal del Centro en relación al usodel equipo.

• Asegúrese de la desconexión del equipo alfinalizar el trabajo.

• En caso de duda o incidencia avisar alresponsable /personal del laboratorio.

USO DE EQUIPOS DE PROTECCIÓN INDIVIDUAL

• Utiliza correctamente los guantes, mascarillasrespiratorias, etc., que sean necesarios encada tarea, adecuados.

• al tipo de sustancia o riesgo del que tenganque protegerte.

• Usa gafas de seguridad siempre que realicestareas con material de vidrio, presencia delíquidos, gases, vapores o nieblas, siintervienen envases a presión o criogénicos,

• a diferentes temperaturas o equipos dearranque de materiales.

• Usa calzado de seguridad si en el laboratoriose manipulan cargas mayores de 10 Kg o seusan ayudas a la manipulación de cargas comocarretilla, transpaleta, etc.

SEGURIDAD EN EQUIPOS DE TRABAJOAntes de la compra de una máquina O equipo detrabajo recuerde siempre que esta tenga:• Marcado CE• Declaración “CE” de Conformidad.• Manual de Instrucciones y mante-nimiento

EN LA INSTALACIÓN/LABORATORIO

• Conocer y observar las medidas deprevención y protección básicas para evitarlas condiciones inseguras que puedandesembocar en situaciones de riesgo y/o deemergencia, para ello sigua el manual deprácticas donde se especifican las medidasde seguridad.

• Seguir las instruccionese indicaciones delresponsable y personaldel laboratorio.

• Una vez finalizada la tarea, se deberánguardar los materiales, limpiar el lugar detrabajo, y asegurarse de las desconexión deaparatos, conductos de agua y gas, etc.

• En laboratorios localizar la ducha deseguridad y fuente lavaojos.

• Mantener el orden y limpieza.

EXPOSICIÓN CON AGENTES BIOLOGICOSSe seguirán las siguientes recomendaciones:1. LIQUIDOS CORPORALES:- Piel: lavarse con agua y jabón durante 10 min. - Ojos, nariz, boca: aclarar con agua o suero fisiológico durante 10 min.2. ANTE PINCHAZO Y/0 CORTE:- Limpiar la herida con abundante agua sin

restregar, permitiendo fluir libremente la sangredurante 3 min. Inducir el sangrado si fuesenecesario.

- Lavar con agua y jabón durante 10 min.- Desinféctala con povidona yodada/otro virucida.

-.