DESARROLLO DE PROCESOS ENZIMÁTICOS CATALIZADOS POR LIPASAS ...

UNIVERSIDAD DE OVIEDO

DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÁNICA E INORGÁNICA

DESARROLLO DE PROCESOS ENZIMÁTICOS

CATALIZADOS POR LIPASAS PARA LA

PREPARACIÓN DE COMPUESTOS NITROGENADOS

ÓPTICAMENTE ACTIVOS

TESIS DOCTORAL

SERGIO ANDRÉS ALATORRE SANTAMARÍA

UNIVERSIDAD DE OVIEDO

DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÁNICA E INORGÁNICA

DESARROLLO DE PROCESOS ENZIMÁTICOS

CATALIZADOS POR LIPASAS PARA LA

PREPARACIÓN DE COMPUESTOS NITROGENADOS

ÓPTICAMENTE ACTIVOS

Memoria presentada por Sergio Andrés Alatorre Santamaría para

optar al grado de Doctor por la Universidad de Oviedo

Vicerrectorado de Ordenación Académica y Nuevas Titulaciones

SR. DIRECTOR DEL DEPARTAMENTO DE QUIMICA ORGANICA E INORGANICA

FO

R-O

FE

-VC

E-0

21

AUTORIZACIÓN PARA PRESENTACIÓN DE TESIS DOCTORAL

Curso: 2009/2010

Datos personales:

Apellidos: ALATORRE SANTAMARIA Nombre: SERGIO

D.N.I. X8080718J

Datos Académicos:

Programa de Doctorado cursado: Química organometálica (Mención de Calidad)

Departamento responsable: QUIMICA ORGANICA E INORGANICA

Departamento en el que presenta

la tesis doctoral:

QUIMICA ORGANICA E INORGANICA

Título definitivo de la Tesis: Desarrollo de procesos enzimáticos catalizados por

lipasas para la preparación de compuestos

nitrogenados ópticamente activos.

Autorización del director/es de la tesis

D/Dª: GOTOR SANTAMARIA, VICENTE MIGUEL

Departamento: QUIMICA ORGANICA E INORGANICA

D/Dª: GOTOR FERNÁNDEZ, VICENTE


Autoriza la presentación de la tesis doctoral en cumplimiento de lo establecido en

el Art. 35.1a de la “Modificación del Reglamento del tercer ciclo de estudios

universitarios, la obtención y expedición del título de doctor y otros cursos de

postgrado”, aprobada por el Consejo de Gobierno, en su sesión del día 23 de

octubre de 2008 (BOPA del 19 de diciembre de 2008).

Oviedo, 31 de mayo de 2010

Director de la Tesis

Director de la Tesis

Fdo: GOTOR SANTAMARIA, VICENTE

MIGUEL

Fdo: GOTOR FERNANDEZ, VICENTE

Vicerrectorado de Ordenación Académica y Nuevas Titulaciones

SR./SRA. PRESIDENTE/A DE LA COMISIÓN DE DOCTORADO DE LA UNIVERSIDAD DE OVIEDO

FO

R-O

FE

-VC

E-0

24

AUTORIZACIÓN PARA PRESENTACIÓN DE TESIS DOCTORAL

Datos del alumno:

Curso: 2009/2010

Apellidos: ALATORRE SANTAMARIA Nombre: SERGIO

DNI: X8080718J

Datos Académicos:

Programa de Doctorado cursado: Química organometálica (Mención de Calidad)

Departamento responsable: QUIMICA ORGANICA E INORGANICA

Departamento en que presenta la tesis doctoral: QUIMICA ORGANICA E

INORGANICA

Título definitivo de la Tesis: Desarrollo de procesos enzimáticos catalizados

por lipasas para la preparación de compuestos

nitrogenados ópticamente activos.

Autorización del director/es de la tesis

D/Dª: VICENTE MIGUEL GOTOR SANTAMARIA


D/Dª: VICENTE GOTOR FERNANDEZ


Resolución El Departamento QUIMICA ORGANICA E INORGANICA en su reunión de fecha 14 de Mayo de

2010, acordó dar su conformidad para la presentación de la tesis doctoral a la Comisión de

Doctorado, en cumplimiento de lo establecido 35.2 de la “Modificación del Reglamento del tercer

ciclo de estudios universitarios, la obtención y expedición del título de doctor y otros cursos de

postgrado”, aprobada por el Consejo de Gobierno, en su sesión del día 23 de octubre de 2008

(BOPA del 19 de diciembre de 2008).

Asimismo el director/directores de la tesis doctoral, cumplen con el requisito

establecido en el artículo 2 de la “Modificación del Reglamento del tercer ciclo de estudios

universitarios, la obtención y expedición del título de doctor y otros cursos de postgrado”,

aprobada por el Consejo de Gobierno, en su sesión del día 23 de octubre de 2008 (BOPA

del 19 de diciembre de 2008). Oviedo, 31 de Mayo de 2010

El Director del Departamento

Fdo.: Ricardo Llavona Guerra

Dime que era verdad aquel sendero

que se perdía entre la paz de un prado;

aquel otero puro que he mirado

yo tantas veces con candor primero.

Dime que era verdad aquel lucero

que se incendia casi a nuestro lado.

Di que es verdad que vale un mundo amado

y un cuerpo roto en un vivir sincero.

Di que es verdad que vale haber sufrido

y haber estado entre la mar sombría;

que vale haber luchado, haber perdido.

Haber vencido a la melancolía,

haber estado en el dolor, dormido,

sin despertar, cuando llegaba el día.

“Dime que era verdad”

Carlos Bousoño

Quiero agradecer en primer lugar al Prof. Vicente Gotor

Santamaría, por la oportunidad brindada para

trabajar en su grupo de investigación.

También aprovecho para manifestar un agradecimiento

muy especial para el Prof. Vicente Gotor Fernández, sin

cuyo apoyo, paciencia e ideas esta Memoria hubiera

tardado mucho más en ver la Luz.

Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT),

por el apoyo económico que hizo posible mi estancia en

tierras Asturianas durante la realización de mi Tesis.

A Tod@s aquell@s que a ambos lados del Atlántico

me han acompañado a recorrer este camino.

Gracias por compartirlo y andarlo.

ABREVIATURAS

Å Angstroms

AADH Alanina deshidrogenasa

Ac Acetilo

ac. Acuoso

ACE Enzima convertidora de angiotensina

AcOEt Acetato de etilo

AcOVin Acetato de vinilo

ADN Ácido desoxirribonucleico

APCI Ionización química a presión atmosférica

Ar Arilo

ARN Ácido ribonucleico

Asp Ácido aspártico o aspartato

ATP Trifosfato de adenosina

Bn Bencilo

Boc terc-Butoxicarbonilo

Bu Butilo

iBu Isobutilo

sBu sec-Butilo

tBu terc-Butilo

BuLi Butil litio

Bz Benzoato

°C Grados Celsius

c Cuartete

c Conversión

CAL-A Lipasa de Candida antarctica tipo A

CAL-B Lipasa de Candida antarctica tipo B

cat. Catalítico

Cbz Benciloxicarbonilo

CLEC Agregado enzimático cristalino (Cross-Linked

Enzyme Cristal)

cm Centímetros

13C-RMN Resonancia magnética nuclear de carbono

CRL Lipasa de Candida rugosa

conc. Concentración

conv. Conversión

COX-2 Enzima ciclooxigenasa-2

Cy Ciclohexilo

Desplazamiento químico

d Doblete

DEAD Azodicarboxilato de dietilo

dd Doble doblete

DEPT Aumento de distorsión por transferencia de

polarización

D. I. Diámetro interno

DIPE Diisopropil éter

Dis. Disolución

DKR Resolución cinética dinámica

DMAP 4-(N,N)-Dimetilamino piridina

DME 1,2-Dimetoxietano

DMF (N,N)-Dimetilformamida

DMSO Dimetilsulfóxido

dt Doble triplete

E Razón enantiomérica

E. C. Comisión de Enzimas (Enzyme Commission)

eeS Exceso enantiomérico de sustrato

eeP Exceso enantiomérico de producto

EM Espectrometría de masas

Enz Enzima

eq. Equivalentes

ESI+ Ionización por electrospray en modo positivo

Et Etilo

eV Electrón voltios

g Gramos

Glu Ácido glutámico o glutamato

GSK-3 Glucógeno sintasa cinasa-3

1H-RMN Resonancia magnética nuclear de protón

h Horas

Hex Hexano o hexilo

His Histidina

HPLC Cromatografía de líquidos de alta desempeño

HRMS Espectrometría de masas de alta resolución

Hz Hertzios

IE Impacto electrónico

IR Espectroscopía de infrarrojo

IT Intermedio tetrahédrico

J Constante de acoplamiento

KR Resolución cinética

LDA Diisopropilamiduro de litio

ln Logaritmo natural

LSD Ácido lisérgico

M Molaridad

m Multiplete

Me Metilo

mg Miligramos

MHz Megahertzios

mL Mililitros

Ms Mesilo

m/z Relación carga/masa

Frecuencia

N Concentración normal

NAD(P) Nicotinamida-adenina dinucleótido (fosfato)

NMP N-metilpirrolidinona

n.r. No reacciona

n.d. No determinado

o orto

OIC Ácido octahidroindol-2-carboxílico

P Producto

p para

p/p Relación peso-peso

PF Punto de fusión

Ph Fenilo

Pn Pentilo

PPL Lipasa de páncreas porcino

ppm Partes por millón

Pr Propilo

iPr Isopropilo

PSL-C I Lipasa de Pseudomonas cepacia de tipo I

inmovilizada en un soporte cerámico

Py Piridina

q Quintuplete

rac Racémico

RM Rhizomucor miehei

rpm Revoluciones por minuto

Rf Factor de retención

S Sustrato

s Singulete

sa Singulete ancho

Ser Serina

t Triplete

t Tiempo

t.a. Temperatura ambiente

TBAF Fluoruro de tetrabutilamonio

TBME terc-Butilmetil éter

TFA Ácido trifluoroacético

THF Tetrahidrofurano

TMS Trimetilsililo

TLC Cromatografía de capa fina

Ts Tosilo

U Unidades de enzima

uma Unidad de masa atómica

UV Ultravioleta

Vin Vinilo

RESUMEN

Resumen

Los compuestos nitrogenados orgánicos presentan múltiples aplicaciones en

distintas áreas de la Química, como la química médica o la organocatálisis,

debido a sus destacadas características. Por ello, en esta Memoria de

Investigación nos hemos planteado como objetivos la preparación novedosa

de compuestos como α- y -aminoésteres, 7-azaindoles, 7-azaindolinas,

heteroariletanaminas o imidazoilcicloalcanaminas. Debido al gran auge

experimentado en los últimos años por la Biocatálisis se emplearán distintos

catalizadores enzimáticos para la síntesis estereoselectiva de estos

productos.

Por tanto, este trabajo consta de una introducción general a la

temática a bordar, especialmente la Biocatálisis, y cuatro capítulos bien

diferenciados en función de los objetivos propuestos inicialmente.

Introducción: se ha realizado una extensa revisión bibliográfica

presentando el estado actual de la Biocatálisis y la Química Sostenible, con

el fin de presentar al lector las características más destacadas de las enzimas,

catalizadores empleados a lo largo de esta Memoria.

Capítulo 1: se presentan los resultados obtenidos en el estudio de la

preparación y resolución enzimática de diversos - y -aminoésteres

cíclicos, empleando distintas lipasas. Distintas metodologías se emplearon

para intentar este cometido, tales como las reacciones de

alcoxicarbonilación, transesterificación e interesterificación. Algunos de los

resultados obtenidos en este apartado se han publicado y otro manuscrito se

encuentra actualmente en preparación:

Alatorre-Santamaría, S.; Rodríguez-Mata, M.; Gotor-Fernández, V.;

de Mattos, M. C.; Sayago, F. J.; Jiménez, A. I.; Cativiela, C.; Gotor, V.

“Efficient Access to Enantiomerically Pure Cyclic -Amino Esters Through

a Lipase-Catalyzed Kinetic Resolution”, Tetrahedron: Asymmetry 2008, 19,

1714-1719.

Alatorre-Santamaría, S.; Gotor-Fernández, V.; Gotor, V.

“Stereoselective Synthesis of Optically Active Cyclic α- and -Aminoesters

Through Lipase-Mediated Transesterification or Interesterification

Processes”.

Resumen

Capítulo 2: se ha desarrollado una metodología química para la

preparación de una familia de 7-azaindoles y 7-azaindolinas sustituidos en la

posición 2. Algunas de las 7-azaindolinas serán empleadas como sustratos

en estudios de resolución enzimática empleando lipasas como catalizadores,

además posibles aplicaciones de estos compuestos como inhibidores de

complejos enzimáticos han sido estudiadas. Los resultados de la parte

sintética de este capítulo se han publicado en:

de Mattos, M. C.; Alatorre-Santamaría, S.; Gotor-Fernández, V.;

Gotor, V. “Efficient Synthesis of 2-Substituted 7-Azaindole Derivatives via

Palladium-Catalyzed Coupling and C-N Cyclazation Using 18-Crown-6”,

Synthesis 2007, 2149-2152.

Capítulo 3: se ha llevado a cabo la preparación y resolución

enzimática de aminas derivadas de heterociclos como benzoxazol,

benziotiazol o bencimidazol, mediante el empleo de diversas lipasas. Los

resultados obtenidos en esta parte del trabajo se han publicado en:


“Stereoselective Chemoenzymatic Synthesis of Enantiopure 1-

(Heteroaryl)ethanamines by Lipase-Catalyzed Kinetic Resolutions”, Eur. J.

Org. Chem. 2009, 2533-2538.

Capítulo 4: por último se ha realizado la preparación de

ciclopentano- y ciclohexanaminas derivadas de imidazol ópticamente

activas empleando métodos químicos y quimioenzimáticos. Los resultados

de este capítulo están en fase de redacción para su publicación:


“Chemoenzymatic Preparation of trans- and cis-2-(1H-imidazol-1-

yl)cycloalkanamines. The Influence of the Cyclic Structure Conformation in

the Outcome of the Reaction”

SUMMARY

Summary

Organic nitrogenated compounds possess multiple applications in different

chemical sectors due to their remarkable characteristics in areas such as

medicinal chemistry or organocatalysis. For that reason we have focused

this work in the novel preparation of a variety of α- and -aminoesters, 7-

azaindoles, 7-azaindolines, heteroarylethanamines or

imidazolylcycloalkanamines. Because of the increasing importance of

Biocatalysis in recent years, we will take advantage of the use of enzymatic

catalysts for the stereoselective synthesis of the mentioned classes of

compounds.

This Doctoral Dissertation has been organized in a general

introduction related to the topic under study, mainly Biocatalysis, and four

chapters depending on the class of compounds that we will try to synthesize.

Introduction: an extensive bibliographic revision of the state of the

art related to Biocatalysis and Green Chemistry has been done, in order to

introduce to the general reader the main characteristics of enzymes, catalysts

use throughout this work.

Chapter 1: the results in the preparation and enzymatic kinetic

resolution studies of some α- and -aminoesters using lipases are presented.

Different methodologies have been employed for this purpose, such as the

alcoxycarbonylation, transterification and intersterification reactions. Some

of the outcome obtained has been published and another part of the work is

currently under preparation:

Alatorre-Santamaría, S.; Rodríguez-Mata, M.; Gotor-Fernández, V.;

de Mattos, M. C.; Sayago, F. J.; Jiménez, A. I.; Cativiela, C.; Gotor, V.

“Efficient Access to Enantiomerically Pure Cyclic -Amino Esters Through

a Lipase-Catalyzed Kinetic Resolution”, Tetrahedron: Asymmetry 2008, 19,

1714-1719.


“Stereoselective Synthesis of Optically Active Cyclic - and -Aminoesters

Through Lipase-Mediated Transesterification or Interesterification

Processes”.

Summary

Chapter 2: a general synthetic methodology for the preparation of 7-

azaindoles and 7-azaindolines is described. The enzymatic resolutions of

some of the 7-azaindolines obtained by chemical methods have been tested

and we have also studied the possible applications of these compounds as

enzymatic inhibitors. The synthetic work for the production of 7-azaindoles

has been published in:

de Mattos, M. C.; Alatorre-Santamaría, S.; Gotor-Fernández, V.;

Gotor, V. “Efficient Synthesis of 2-Substituted 7-Azaindole Derivatives via

Palladium-Catalyzed Coupling and C-N Cyclazation Using 18-Crown-6,

Synthesis 2007, 2149-2152.

Chapter 3: the synthesis and enzymatic kinetic resolution of

heteroaryethanamines derived from benzoxazole, benzothiazole and

benzoimidazole have been performed using lipases as biocatalysts. This

chapter has been summarized in the following manuscript:


“Stereoselective Chemoenzymatic Synthesis of Enantiopure 1-

(Heteroaryl)ethanamines by Lipase-Catalyzed Kinetic Resolutions”, Eur. J.

Org. Chem. 2009, 2533-2538.

Chapter 4: in the last part of this research, we have carried out the

preparation of imidazolium cyclopentane- and cyclohexanamines. We are

currently preparing the manuscript for publication:


“Chemoenzymatic Preparation of trans- and cis-2-(1H-imidazol-1-

yl)cycloalkanamines. The Influence of the Cyclic Structure Conformation in

the Outcome of the Reaction”

INDICE

Indice

i

INTRODUCCIÓN ...................................................................... 1

I.1. BIOCATÁLISIS ............................................................................... 3

I.1.2. ¿Por qué la Biocatálisis? ........................................................ 4

1.2. ENZIMAS ......................................................................................... 7

I.2.1. Lipasas ..................................................................................... 8

I.2.1.1. Selectividad de las lipasas en resoluciones

enzimáticas ................................................................................... 11

I.2.2. Enzimas en disolventes orgánicos ....................................... 12

I.2.3. Enzimas inmovilizadas ......................................................... 15

I.3. SÍNTESIS DE AMINAS ÓPTICAMENTE

ACTIVAS ............................................................................................... 17

I.3.1. Rutas biocatalíticas ............................................................... 18

I.3.1.1. Uso de oxidorreductasas ................................................. 19

I.3.1.2. Uso de transferasas (transaminasas) ............................. 19

I.3.1.3. Uso de hidrolasas (lipasas) ............................................. 21

I.3.1.3.1. Resoluciones cinéticas clásicas .................................. 21

I.3.1.3.2. Resoluciones cinéticas dinámicas ............................. 22

I.3.1.3.3. Desimetrización enzimática de compuestos

proquirales o formas meso ........................................................ 23

CAPÍTULO 1. Síntesis estereoselectiva de - y -

aminoésteres cíclicos ópticamente activos mediante

procesos catalizados por lipasas .............................................. 25

ANTECEDENTES ......................................................................... 27

1.1.1. ESTRUCTURA Y PREPARACIÓN DE

AMINAS SECUNDARIAS CÍCLICAS .............................................. 29

1.1.1.1. Preparación de derivados ópticamente activos por

métodos no enzimáticos ................................................................. 30

Indice

ii

1.1.1.2 Preparación de derivados ópticamente activos por

métodos enzimáticos ....................................................................... 34

1.1.2. ESTRUCTURA Y PREPARACIÓN DE - Y -

AMINOÉSTERES CÍCLICOS ............................................................ 37

1.1.2.1. Preparación de - y -aminoácidos cíclicos

ópticamente activos por métodos no enzimáticos ........................ 38

1.1.2.2. Preparación de - y -aminoácidos cíclicos

ópticamente activos por métodos enzimáticos ............................. 41

OBJETIVOS ................................................................................. 45

RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...................................................... 49

1.3.1. RESOLUCIÓN CINÉTICA ENZIMÁTICA MEDIANTE

REACCIONES DE ALCOXICARBONILACIÓN ............................ 51

1.3.1.1. Síntesis química y resolución enzimática del

indolin-2-carboxilato de metilo (2) ................................................ 52

1.3.1.2. Síntesis química y resolución enzimática del

indolin-3-carboxilato de metilo (7) ................................................ 54

1.3.1.3. Síntesis química y resolución enzimática del 1,2,3,4-

tetrahidroquinolin-2-carboxilato de metilo (12) .......................... 56

1.3.2. RESOLUCIÓN CINÉTICA ENZIMÁTICA POR

REACCIONES DE TRANSESTERIFICACIÓN E

INTERESTERIFICACIÓN .................................................................. 58

1.3.2.1. Síntesis química y reacciones enzimáticas con los

derivados de indolina ..................................................................... 58

1.3.2.2. Síntesis química y reacciones enzimáticas con los

derivados de quinolina ................................................................... 62

CONCLUSIONES ...................................................................................... 65

PARTE EXPERIMENTAL ....................................................................... 69

Indice

iii

1.5.1. GENERAL ................................................................................... 71

1.5.2. TÉCNICAS DE ANÁLISIS ........................................................ 72

1.5.3. PROCEDIMIENTOS SINTÉTICOS ........................................ 73

1.5.3.1. Metodología general para la síntesis de indolin-2-

carboxilato de metilo racémico (2) e indolin-2-carboxilato

de butilo (16) ................................................................................... 73

1.5.3.2. Síntesis del N-(aliloxicarbonil)indolin-2-carboxilato

de metilo (3) .................................................................................... 73

1.5.3.3. Procedimiento general para la resolución cinética

enzimática por alcoxicarbonilación .............................................. 74

1.5.3.4. Síntesis del ácido indolin-3-carboxílico (6) ..................... 74

1.5.3.5. Síntesis general de los aminoésteres indolin-3-

carboxilato de metilo (7) e indolin-3-carboxilato de butilo

(15) ................................................................................................... 75

1.5.3.6. Síntesis del carbamato 8 por alcoxicarbonilación

química ............................................................................................ 75

1.5.3.7. Síntesis del indolin-3-carboxilato de alilo (9) .................. 76

1.5.3.8. Procedimiento general para la esterificación de los

derivados de los ácidos 2- y 3-quináldicos (síntesis de 11 y

18) .................................................................................................... 76

1.5.3.9. Procedimiento general para la hidrogenación de los

ésteres metílicos 11 y 18 (síntesis de 12 y 19) ............................... 77

1.5.3.10. Procedimiento general para la transesterificación

de los compuestos 12 y 19 (síntesis de 20 y 21) ............................ 77

1.5.3.11. Procedimiento general para la transesterificación

o interesterificación enzimática de los aminoésteres 2, 7, 12

y 19 ................................................................................................... 78

1.5.4. DATOS EXPERIMENTALES .................................................. 79

CAPÍTULO 2. Síntesis química de 7-azaindolinas y

posteriores estudios de resolución enzimática utilizando

lipasas como catalizadores ....................................................... 93

Indice

iv

ANTECEDENTES ......................................................................... 95

2.1.1. LA INDOLINA Y LOS AZAINDOLES .................................... 97

2.1.2. 7-AZAINDOLES ....................................................................... 100

2.1.2.1. Estrategias para la síntesis de 7-azaindoles................... 103

2.1.3. 7-AZAINDOLINAS ................................................................... 105

2.1.3.1 Estrategias para la preparación de 7-azaindolinas ....... 106

2.1.4. SÍNTESIS QUÍMICA DE 7-AZAINDOLINAS

ENANTIOPURAS ............................................................................... 108

OBJETIVOS ................................................................................ 109

RESULTADOS Y DISCUSIÓN ..................................................... 113

2.3.1. SÍNTESIS QUÍMICA DE 2-ALQUIL-7-AZAINDOLES ...... 116

2.3.1.1. Síntesis de 2-fenil-1H-pirrolo[2,3b]piridina a partir

de 2-amino-3-picolina ................................................................... 116

2.3.1.2. Derivatización a partir de 2-amino-3-yodopiridina ..... 118

2.3.1.3. Ciclación intramolecular de 3-alquinil-2-amino-

piridinas ......................................................................................... 120

2.3.2. SÍNTESIS QUÍMICA DE 2-ALQUIL-7-

AZAINDOLINAS ................................................................................ 124

2.3.3. RESOLUCIÓN CINÉTICA ENZIMÁTICA DE LA

AZAINDOLINA 33b EMPLEANDO LIPASAS COMO

BIOCATALIZADORES ..................................................................... 128

2.3.3.1. Acilación enzimática de 2-propil-7-azaindolina

(33b) ............................................................................................... 129

2.3.3.2. Alcoxicarbonilación enzimática de 2-propil-7-

azaindolina (33b) .......................................................................... 130

2.3.4. ESTUDIOS DE INHIBICIÓN ENZIMÁTICA ...................... 131

2.3.4.1. Estudios de inhibición con la CAL-A ............................ 133

2.3.4.2. Estudios de inhibición con la CAL-B y la PSL-C I ...... 137

Indice

v

CONCLUSIONES ................................................................................... 141

PARTE EXPERIMENTAL .................................................................... 145

2.5.1. GENERAL ................................................................................. 147

2.5.2. TÉCNICAS DE ANÁLISIS ...................................................... 147

2.5.3. PROCEDIMIENTOS SINTÉTICOS ...................................... 148

2.5.3.1. Síntesis de los derivados 2-amino-3-(1'-

alquinil)piridinas (27a-f) ............................................................. 148

2.5.3.2. Síntesis de 1H-pirrolo[2,3-b]piridinas 2-sustituidas

(22a-f) ............................................................................................ 148

2.5.3.3. Procedimiento general para la acetilación de los 7-

azaindoles 22a, 22b y 22h ............................................................ 149

2.5.3.4. Procedimiento general para la reducción de los 7-

azaindoles 29a,b,h a las 7-azaindolinas 34a,b,h ......................... 149

2.5.3.5. Procedimiento general para la hidrólisis de las

amidas 34a,b,h en la formación de las 7-azaindolinas 2-

sustituidas 33a,b,h ........................................................................ 150


enzimática de 33b mediante reacción de acilación

catalizada por lipasas ................................................................... 150


enzimática de 33a y 33b mediante reacción de

alcoxicarbonilación catalizada por lipasas ................................ 150

2.5.3.8. Estudios de inhibición de la CAL-A .............................. 151

2.5.3.9. Estudios de inhibición de la CAL-B y de la PSL-C I ... 151

2.5.4. DATOS EXPERIMENTALES ................................................ 152

CAPÍTULO 3. Síntesis quimioenzimática

estereoselectiva de 1-(heteroaril)etanaminas

enantiopuras empleando lipasas como biocatalizadores .... 167

Indice

vi

ANTECEDENTES ........................................................................ 169

3.1.1. HETEROARILAMINAS BENZOFUSIONADAS:

SÍNTESIS E IMPORTANCIA ........................................................... 171

3.1.2. HETEROARILETANAMINAS ÓPTICAMENTE

ACTIVAS ............................................................................................. 176

3.1.2.1. Métodos químicos ............................................................ 176

3.1.2.2. Resoluciones cinéticas enzimáticas................................. 177

3.1.2.3. Resoluciones cinéticas dinámicas enzimáticas .............. 180

3.1.3. SÍNTESIS QUIMIOENZIMÁTICA ASIMÉTRICA DE

1-HETEROARILETANOLES BENZOFUSIONADOS .................. 181

OBJETIVOS ................................................................................ 185


3.3.1. SÍNTESIS QUÍMICA DE LAS

HETEROARILETANAMINAS RACÉMICAS ............................... 191

3.3.1.1. Preparación de 1-(1H-bencimidazol-2-il)etanamina

(39a) ............................................................................................... 192

3.3.1.2. Síntesis química de la 1-(benzotiazol-2-il)etanamina

(39b) ............................................................................................... 193

3.3.1.3. Síntesis química de la 1-(benzoxazol-2-il)etanamina

(39c) ................................................................................................ 194

3.3.2. RESOLUCIÓN CINÉTICA ENZIMÁTICA DE LAS

HETEROARILETANAMINAS RACÉMICAS ............................... 195

3.3.2.1. Estudio enzimático de la resolución de la 1-

(benzotiazol-2-il)etanamina ......................................................... 196

3.3.2.2. Resolución enzimática de 1-(1H-bencimidazol-2-

il)etanamina y 1-(benzoxazol-2-il)etanamina ............................. 198

3.3.3. ASIGNACIÓN DE LAS CONFIGURACIONES

ABSOLUTAS DE LAS AMINAS 39a-c Y LAS AMIDAS 49a-c .... 200

Indice

vii

CONCLUSIONES ................................................................................... 203


3.5.1. GENERAL ................................................................................. 209



3.5.3.1. Síntesis de rac-1-(1H-bencimidazol-2-il)etanamina

(39a) ............................................................................................... 210

3.5.3.2. Síntesis del rac -1-(1,3-benzotiazol-2-il)etanol (43) ...... 210

3.5.3.3. Síntesis del 2-[1-(1,3-benzotiazol-2-il)etil]-1H-

isoindol-1,3(2H)-diona (44). Inversión de Mitsunobu ............... 211

3.5.3.4. Síntesis de la rac-1-(1,3-benzotiazol-2-il)etanamina

(39b) ............................................................................................... 211

3.5.3.5. Síntesis de rac-1-(1,3-benzoxazol-2-il)etanol (46) ......... 212

3.5.3.6. Síntesis del 1-(1,3-benzoxazol-2-il)etil metasulfonato

(47) ................................................................................................. 212

3.5.3.7. Síntesis del 2-(1-azidoetil)benzoxazol (48) .................... 212

3.5.3.8. Síntesis de rac-1-(1,3-benzoxazol-2-il)etanamina

(39c) ............................................................................................... 213


enzimática de las heteroarilaminas racémicas 39a-c ................. 213

3.5.3.10. Procedimiento general para la acetilación química

de las aminas racémicas u ópticamente activas 39a-c ............... 214

3.5.4. DATOS EXPERIMENTALES ................................................ 215

CAPÍTULO 4. Síntesis quimioenzimática de cis- y trans-

cicloalcanaminas ópticamente activas derivadas de

imidazol .................................................................................... 227

ANTECEDENTES ....................................................................... 229

Indice

viii

4.1.1. SÍNTESIS QUIMIOENZIMÁTICA DE CIS- Y TRANS-

2-AMINOCICLOALCANOLES ........................................................ 232

4.1.1.1. Preparación quimioenzimática de cis- y trans-

ciclopentanoles y ciclohexanoles derviados de imidazol ........... 234

4.1.2. SÍNTESIS QUIMIOENZIMÁTICA DE CIS- Y TRANS-

2-CICLOPENTAN-1,2-DIAMINAS .................................................. 237

OBJETIVOS ................................................................................ 241


4.3.1. SÍNTESIS QUÍMICA Y RESOLUCIÓN ENZIMÁTICA

DE TRANS-2-(1H-IMIDAZOL-2-IL)CICLOALCANAMINAS .... 248

4.3.1.1. Preparación de trans-2-(1H-imidazol-2-

il)cicloalcanaminas 51a,b en forma racémica ............................ 248

4.3.1.2 Síntesis de las correspondientes acetamidas 57a,b,

metoxiacetamidas 58a,b y carbamatos 60a,b en forma

racémica ......................................................................................... 249

4.3.1.3. Resolución cinética enzimática de trans-2-(1H-

imidazol-2-il)cicloalcanaminas 51a,b .......................................... 251

4.3.2. PREPARACIÓN DE LAS CICLOALCANAMINAS

51a,b ÓPTICAMENTE ACTIVAS A PARTIR DE LOS

ALCOHOLES ANÁLOGOS 61a,b .................................................... 253

4.3.2.1. Síntesis de cis-2-(1H-imidazol-2-il)cicloalcanaminas

51a,b en forma enantiopura......................................................... 253

4.3.2.2. Síntesis de trans-2-(1H-imidazol-2-

il)cicloalcanaminas 51a,b en forma enantiopura ....................... 254

4.3.2.3. Síntesis de trans-2-(1H-imidazol-2-

il)cicloalcanaminas 51b en forma enantiopura a través de

la formación de la trans-(1S,2S)-azida 66 ................................... 255

CONCLUSIONES .................................................................................... 259

Indice

ix


4.5.1. GENERAL ................................................................................. 265



4.5.3.1. Síntesis de la rac-trans-ciclopentanamina 51a y

ciclohexanamina 51b, a través de un intermedio aziridinio

54a,b .............................................................................................. 266

4.5.3.2. Preparación química de la acetamidas rac-trans-

57a,b y las metoxiacetamidas rac-trans-58a,b ............................ 267

4.5.3.3. Preparación química de los carbamatos rac-trans-

60a,b .............................................................................................. 267


enzimática de las aminas rac-trans-51a y rac-trans-51b por

procesos de acilación .................................................................... 268

4.5.3.5. Síntesis del rac-trans-ciclopentanol 61a y del rac-

trans-ciclohexanol 61b .................................................................. 268


enzimática de los alcoholes rac-trans-61a y rac-trans-61b

por procesos de acilación ............................................................. 268

4.5.3.7. Procedimiento para la inversión de la configuración

de los (1S,2S)-trans-cicloalcanoles 61a,b con ftalimida

(Inversión de Mitsunobu) ............................................................ 269

4.5.3.8. Síntesis de las (1R,2S)-cis-cicloalcanaminas 51a,b ....... 269

4.5.3.9. Procedimiento para la preparación del (1R,2S)-2-

cis-(1H-imidazol-1-il)ciclopentanol 61a ...................................... 270

4.5.3.10. Procedimiento para la inversión de la

configuración de 61a. Preparación química de (1S,2S)-

trans-51a ........................................................................................ 271

4.5.3.11. Procedimiento para la preparación del (1R,2S)-cis-

2-(1H-imidazol-1-il)ciclohexanol 61b ......................................... 271

4.5.3.12. Procedimiento para la inversión de la

configuración de 61b. Preparación química de (1S,2S)-

trans-51b ........................................................................................ 272

Indice

x

4.5.3.13. Procedimiento para la mesilación del alcohol

(1R,2S)-cis- o (1S,2S)-trans-61b ................................................... 273

4.5.3.14. Procedimiento para la formación de la amina

(1S,2S)-trans- o (1R,2S)-cis-51b a través de la formación de

la correspondiente azida (1S,2S)-trans- o (1S,2S)-cis-66 y

posterior reducción ....................................................................... 273

4.5.4. DATOS EXPERIMENTALES ................................................. 275

REFERENCIAS ...................................................................... 287

INTRODUCCIÓN

Introducción

3

I.1. BIOCATÁLISIS

El empleo de enzimas para el beneficio de la humanidad ha sido importante

a lo largo de la historia, aún sin saber que existían y que eran parte

fundamental de la obtención de distintos bienes. Así, la producción de pan,

queso y bebidas fermentadas son ejemplos sobresalientes de su utilización.

Sin embargo hasta el siglo pasado no se conoció del potencial de los

procesos enzimáticos en su aplicación a diversos procedimientos de síntesis

química, como por ejemplo la preparación de diversas moléculas orgánicas,

como la fructosa, el ácido cítrico, la penicilina y diversas cefalosporinas, así

como la resolución de determinados racematos.1

El entendimiento y desarrollo de esta tecnología ha ido acompañada

de momentos importantes, desde que a mediados del siglo XIX Louis

Pasteur estudiara la fermentación del azúcar en alcohol, lo que derivó a que

en 1878 Wilhelm Kühne acuñara el término “enzima” (en el fermento), más

tarde Emil Fischer en 1894 intentara explicar su método de actuación con el

concepto de “llave-cerradura”, o los estudios de Linus Pauling en los que

estableció que la actividad enzimática venía dada como un complemento del

estado de transición (1944). Este proceso, aunque parsimonioso, ha sufrido

una revolución en los últimos 30 años desde que en 1978 el grupo de

1 Hauer, B.; Roberts, S. Curr. Opin. Chem. Biol. 2004, 8, 103-105.

Introducción

4

investigación de Berg, Cohen y Boyer en la universidad de Stanford sentara

las bases para el desarrollo de la tecnología del ADN recombinante, dando

pie a la producción en masa de un gran número de enzimas, así como al

diseño de proteínas “nuevas” no-naturales.

I.1.1. ¿Por qué la Biocatálisis?

Vivimos en un mundo quiral. La quiralidad dicta la forma de actuación de

las moléculas en un sistema biológico y por tanto es el objetivo final en la

preparación de infinidad de sustancias, siendo las enzimas una herramienta

excepcional para obtenerlas. En el inicio del siglo XXI más de 200 enzimas

tienen una aplicación comercial2 y de estas, un número importante se

emplea en la obtención de nuevos fármacos quirales, mercado que genera un

volumen de negocio que actualmente se acerca a los 200,000 millones de

dólares anuales.3

El hecho de que los biocatalizadores estén siendo cada vez más

empleados para preparar nuevas moléculas se explica por sus características

intrínsecas:

- Son ambientalmente benignas o de desarrollo sostenible al ser

biodegradables, permitiendo generar procesos más limpios y ahorrar así

materiales y energía al disminuir los pasos de reacción (condiciones suaves

de presión, pH y temperatura, medios acuosos, etc)

- en la mayoría de los casos son comercialmente accesibles a bajos

precios, especialmente en comparación con determinados catalizadores

químicos convencionales

- participan en una gran cantidad de transformaciones

(prácticamente todas las reacciones químicas tienen una variante enzimática

que las puede catalizar)

- pueden actuar con un gran control de la regio-, quimio- y

estereoselectividad del proceso.

2 Sharma, R.; Chisti, Y.; Banerjee, U. C. Biotechnol. Adv. 2001, 19, 627-662. 3 Fessner, W.-D.; Anthonsen, T. (Eds.) “Modern Biocatalysis: Stereoselective and Environmentally

Friendly Reactions”, Wiley-VCH, Weinheim (Alemania), 2009.

Introducción

5

Además los grandes avances experimentados en relación al

conocimiento de técnicas moleculares, bioquímicas y biotecnológicas, está

permitiendo una sencilla manipulación y optimización de la actividad de

algunas enzimas de una manera tan rápida “que la información se debe

actualizar con regularidad”.4

Más allá del aspecto económico, para ilustrar la importancia de la

obtención de compuestos enantiopuros, es de destacar el sobradamente

conocido ejemplo de la administración de talidomida en forma racémica

(Figura I-1). Este fármaco se desarrolló hacia mediados del siglo pasado

como antídoto al gas sarín en la Alemania nazi y al que se le asociaron

propiedades analgésicas y tranquilizantes, además de ayudar en malestares

asociados al embarazo como las náuseas. Esto ocasionó que el empleo de

este “medicamento” se popularizara rápidamente entre mujeres embarazadas

durante las décadas del 1950 y 1960. Sin embargo, la ingesta de este

compuesto en su forma racémica, formato comercialmente accesible,

ocasionó que más de 10,000 bebés nacieran con deformaciones,

principalmente en sus extremidades en más de 40 países. Años después se

descubrió que el enantiómero (S) presenta actividad teratogénica, aunque el

uso del otro enantiómero aún es motivo de discordia pues ambos se pueden

interconvertir el uno en el otro dentro del organismo.

N

O

O

NH

O

O N

O

O

NH

O

O

(S)-Talidominda(Teratogénica)

(R)-Talidomida(Antiemética)

Figura I-1. La talidomida, fármaco que administrado en forma racémica a mujeres

embarazadas ocasionó deformaciones a miles de bebés a mediados del siglo XX.

Por último es importante destacar el carácter multidisciplinar de la

Biocatálisis, la cual interrelaciona exitosamente a la Química y la Biología,

campos involucrados en muy diversas actividades humanas (Figura I-2).5

Por ejemplo, el desarrollo de las técnicas bioquímicas y de biología

4 Robertson, D.; Steer, B. Curr. Opin. Chem. Biol. 2004, 8, 141-149.

5 Bommarius, A. S.; Riebel, B. R. “Biocatalysis”, Wiley-VCH, Weinheim (Alemania), 2004.

Introducción

6

molecular da como resultado la mejora o el cambio en la actividad de una

enzima (mutagénesis dirigida) o el desarrollo de la microbiología combinada

con la química orgánica puede mejorar la biodegradación de contaminantes

(biorremediación).

BIOCATÁLISIS(Biotecnología)

Química

Biología

- Biología Molecular- Enzimología- Bioquímica de Proteínas- Microbiología- Bioinformática

- Ingeniería Química

- Bioquímica

- Química Orgánica

- Ingeniería de Proceso- Fenómenos de Transporte- Catálisis

DESARROLLO APLICACIÓN

- Química fina- Fármacos- Alimentos- Agricultura- Análisis clínicos- Energía- Minería- Química básica- Diagnósticos médicos- Industria del papel- Cosmética- Bioremediación

Figura I-2. La Biocatálisis como una metodología multidisciplinar que se refleja en

diversas aplicaciones prácticas.

Es importante recalcar que la Biocatálisis no se presenta como una

panacea o un reemplazo de la química orgánica tradicional, sino que por el

contrario, resulta una herramienta complementaria y útil en diversos

procesos de síntesis.6

Hasta este momento se ha tratado de introducir al lector de una

manera muy general en el ámbito de la Biocatálisis, destacando sus ventajas

funcionales y de aplicación así como una breve perspectiva histórica. A

continuación, se mostrará una pequeña revisión de los catalizadores

centrales de esta tecnología, las enzimas, haciendo hincapié sobre las

lipasas, biocatalizadores empleados en esta Memoria con fines sintéticos.

6 (a) Liese, A.; Seebach, K.; Wandrey, C. “Industrial Biotransformations”, 2a Ed., Wiley-VCH,

Weinheim (Alemania), 2006. (b) Carey, J. S.; Laffan, D.; Thomson, C.; Williams, M. T. Org.

Biomol. Chem. 2006, 4, 2337-2347.

Introducción

7

I.2. ENZIMAS

Una de las condiciones fundamentales para que un organismo sea

perdurable en el tiempo es que tenga la capacidad de catalizar reacciones

químicas eficiente y selectivamente. Sin la catálisis, la velocidad necesaria a

la que tienen que transcurrir las reacciones químicas fundamentales para que

exista vida no sería suficiente. Los catalizadores biológicos que median en

estas reacciones son las enzimas. Estas son, en su gran mayoría (salvo un

pequeño grupo de moléculas de ARN), proteínas, “las más destacadas y

altamente especializadas”.7 Poseen un extraordinario poder catalítico, una

gran selectividad hacia un gran abanico de sustratos, promueven velocidades

de reacción muy altas y trabajan en condiciones suaves de presión y

temperatura en medios acuosos, propiedades muy difíciles de encontrar en

catalizadores de origen no biológico.

Las enzimas han sido clasificadas en 6 grandes grupos por la

Comisión de Enzimas (Enzyme Comission, E.C.) según la reacción que

catalizan. A grandes rasgos, estos grupos, o clases, son:

1) Oxidoreductasas, catalizan transferencias de electrones a través de

intercambios de átomos de H

2) Transferasas, reacciones de transferencia de grupo funcional

3) Hidrolasas, procesos de hidrólisis

4) Liasas, reacciones de adición-eliminación

5) Isomerasas, transferencias de grupos dentro de una molécula para

generar isómeros

6) Ligasas, formación de enlaces C-C, C-S, C-O, C-N por reacciones

de condensación acopladas a ATP.

De entre todas las clases de enzimas conocidas, las más utilizadas a

nivel industrial son las hidrolasas, ya que las reacciones que catalizan de

forma natural:

7 Nelson, D. L.; Cox, M. M. “Lehninger Principles of Biochemistry”, 3ª Ed., Worth Publishers, New

York (EE. UU.), 2000. Capítulo 8, pp. 243-289.

Introducción

8

- suelen tener únicamente un sustrato

- no precisan de cofactores para su correcto funcionamiento

- están termodinámicamente favorecidas

y dentro de esta clase destacan las esterasas y las lipasas, cuya

aceptación se debe en gran medida a dos factores:8

a) Las lipasas soportan el efecto de la desnaturalización en la

interfase agua-lípido donde actúan normalmente. De tal forma, han

desarrollado estructuras inusualmente estables que soportan el efecto

de disolventes poco polares

b) el equilibrio termodinámico de las reacciones que catalizan está

“gobernado” en su mayor parte por las concentraciones de los

reactivos, por lo que se hace factible revertir el equilibrio

termodinámico, por ejemplo hacia la esterificación cuando el agua es

retirada del medio de reacción.

En la siguiente sección se profundizará en las características propias

de esta sub-clase de enzimas, atendiendo especialmente a las características

intrínsecas de estos biocatalizadores, su forma de acción y su aplicación en

procesos de síntesis orgánica tanto en medio acuoso como en disolventes

orgánicos.

I.2.1. Lipasas

Las lipasas (triacilglicerol acilhidrolasas, E.C. 3.1.1.3) son enzimas

ampliamente difundidas en la naturaleza, que poseen una considerable

importancia fisiológica y un gran potencial industrial, ya que se estima sea el

grupo de enzimas más estudiado en aplicaciones biosintéticas.9 Su función

natural consiste en la digestión de grasas (catalizando la hidrólisis de

triacilgliceroles a glicerol y ácidos grasos libres), si bien además poseen una

8 Schmid, R.; Verger, R.; Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1998, 37, 1605-1633.

9 Faber, K. ”Biotransformations in Organic Chemistry”, 5a. Ed., Springer, New York (EE. UU.),

2004.

Introducción

9

gran importancia biotecnológica pues son empleadas en la industria

alimentaria y en la preparación de compuestos quirales.

Una característica notable de la mayoría de las lipasas conocidas

que las diferencia de las esterasas es la denominada activación interfacial.

Esto significa que existe un acusado aumento de la actividad enzimática

cuando se encuentran en una interfase agua-lípido. Distintas investigaciones

sustentan esta afirmación: estudios de la estructura de las lipasas por

cristalografía de rayos X han mostrado que la gran mayoría de ellas poseen

un segmento de la cadena polipeptídica ( -helicoidal) que cubre el centro

activo a manera de tapadera, sin embargo cuando se han cristalizado las

proteínas unidas a un inhibidor irreversible muestran un cambio

conformacional donde esta tapadera está abierta, permitiendo el acceso al

centro activo.10

También se sabe que las lipasas suelen mostrar una muy

baja actividad hacia sustratos que están disueltos en agua, hasta que se crean

condiciones bifásicas.11

Una forma más funcional en la que son clasificadas este tipo de

enzimas es como Serin-hidrolasas, debido al mecanismo de acción con el

que actúan. Su centro activo se compone de una secuencia que se conserva

en todas las lipasas, conocida como “triada catalítica” y que está formada

de un residuo básico (serina, Ser) el cual es activado mediante puentes de

hidrógeno con residuos de histidina (His) y un ácido (glutamato, Glu o

aspartato, Asp),8 además de varios residuos que actúan como

estabilizadores.11

10 (a) Brzozowski, A. M.; Derewenda, U.; Derewenda, Z. S.; Dodson, G. G.; Lawson, D. M.;

Turkenburg, J. P.; Björkling, F.; Huge-Jensen, B.; Patkar, S. A.; Thim, L. Nature 1991, 351, 491-

494. (b) van Tilbeurgh, H.; Egloff, M.-P.; Martínez, C.; Rugani, N.; Verger, R.; Cambillau, C.

Nature, 1993, 362, 814-820. 11 Bornscheuer, U. T.; Kazlauskas, R. J. “Hydrolases in Organic Synthesis: Regio- and

Stereoselective Biotransformations”, 2a Ed., Wiley-VCH, Weinheim (Alemania), 2006, Capítulo 5,

pp. 61-183.

Introducción

10

AspO

O

NN:

H

SerO

H

:

AspO

O

NN:

H

SerO

H

:

R'OO

R

AspO

O

NN

H

SerO

H

ORR'O

AspO

O

NN:

H

SerO

OR

AspO

O

NN:

HSer

O

OR

H

R"O

AspO

O

NN

H

SerO

H

OR

R"O

R'OH(Gpo. saliente)

O

RR"O

Enzima libre

Complejo de Michaelis

Intermedio tetraédrico 1 (IT1)

Intermedio acil-enzima

Intermedio tetraédrico 2 (IT2)

Hueco delacilo

Hueco delnucleófilo

His

His

His

His

His

His

O

RR'O

R"OH(Nucleófilo)

Esquema I.1. Mecanismo catalítico de las serín-hidrolasas.

Inicialmente el átomo de O del grupo hidróxilico de la serina lleva a

cabo un ataque nucleofílico sobre el carbonilo del éster, formando un primer

intermedio tetraédrico (IT1) que se estabiliza por la acción de un “agujero

oxianiónico” (Esquema I-1). Este IT1 se debilita cuando la histidina le cede

un protón al heteroátomo del grupo saliente, de manera que ocasiona que se

libere, apareciendo el complejo acil-enzima. A continuación, el ataque de un

nucleófilo sobre el carbonilo del acilo forma un segundo intermedio

tetraédrico (IT2) que se descompone liberando así el producto y regenerando

finalmente el centro activo del biocatalizador que puede ser utilizado en

sucesivos ciclos.

Introducción

11

I.2.1.1. Selectividad de las lipasas en resoluciones enzimáticas

El grado de eficacia de un proceso de resolución enzimática viene dado por

un parámetro adimensional como lo es la enantioselectividad (E), relación

en que uno de los enantiómeros reacciona más rápido que el otro, y que está

dado por la medida de tres variables: los excesos enantiómericos de sustrato

(eeS) y de producto (eeP) y la conversión de la reacción (c). A mayor valor

de enantioselectividad, mejor es el proceso de resolución enzimática, siendo

valores considerados como excelentes aquellos en los que E >100.

Las lipasas aceptan una gran cantidad de sustratos manteniendo una

alta enantioselectividad, característica que las hace muy útiles desde un

punto de vista sintético.9 Esto es consecuencia de la distribución de los

aminoácidos alrededor del centro activo de la enzima, siendo posible

predecir la selectividad haciendo uso de la denominada regla empírica de

Kazlauskas, la cual se basa en un modelo en el que se asume que el centro

activo de la lipasa consta de dos huecos, uno de tamaño mediano donde se

acomodará el sustituyente menos voluminoso y otro de tamaño grande

donde se acomodará el sustituyente de mayor volumen (Figura I-3).12

G M

H X

Figura I-3. Enantiómero que reacciona más rápido en una resolución enzimática catalizada

por una lipasa (X= OH o NH2).

Asumiendo que el sustituyente más voluminoso (G) tiene prioridad

sobre el mediano (M) a la hora de asignar la estereoquímica, reaccionará

preferentemente el enantiómero de configuración (R) tanto en las reacciones

de transesterificación como de hidrólisis. Esta regla empírica se ha utilizado

con éxito en un gran número de lipasas siendo su aplicación muy extendida

en el campo de la Biocatálisis, tanto para alcoholes secundarios como para

aminas primarias.

12 Kazlauskas, R. J.; Weissfloch, A. N. E.; Rappaport, A. T.; Cuccia, L. A. J. Org. Chem. 1991, 56,

2656-2665.

Introducción

12

I.2.2. Enzimas en disolventes orgánicos

Aunque el medio primigenio donde las enzimas participaron en la

generación de vida en este planeta fue (y sigue siendo) predominantemente

acuático, la síntesis orgánica se ha desarrollado más bien en un ambiente

hidrófobo donde el agua representa un inconveniente debido tanto a

problemas de solubilidad de los compuestos orgánicos como a la aparición

de reacciones colaterales en el medio de reacción.

Los primeros trabajos donde las enzimas catalizaron

transformaciones en medios no completamente acuosos, combinaron el uso

del agua con pequeñas cantidades de disolventes orgánicos miscibles en el

medio. Como era de esperarse, este hecho mejoró en algunos casos la

solubilidad de los compuestos orgánicos pero lo que resultó sorprendente

fue que ciertas enzimas mantenían su actividad.13

A mediados de los años

70 del siglo pasado se intentaron ensayos con disolventes inmiscibles en

agua, de manera que el medio se tornó bifásico: en la fase acuosa se

disolvían las enzimas, mientras que la orgánica servía como reservorio para

el sustrato o como medio para recuperar el producto. En determinados casos

el resultado fue altamente positivo, ya que se pudieron evitar inhibiciones

tanto por sustrato como por producto al estar en una fase distinta a la

enzima. Siguiendo esta lógica, la pregunta era, ¿cuánta agua es necesaria

para que una enzima siga mostrando actividad?14

Así, en el transcurso de los

años 80 surgieron a la luz los primeros trabajos donde se mostraba que

determinadas enzimas (principalmente lipasas y proteasas) eran activas en

disolventes orgánicos puros.15

Pero la lógica nos hace pensar que las enzimas deberían

desnaturalizarse en un disolvente orgánico. Aunque la práctica nos ha

mostrado que en un medio orgánico en ausencia de agua la tendencia a

desdoblarse y desnaturalizarse de las enzimas es muy alta, esta se ve

13 Butler, L. G. Enzyme Microb. Technol. 1979, 1, 253-259. 14 Carrea, G.; Riva, S. (Eds.) “Organic Synthesis with Enzymes in Non-Aqueous Media”, Wiley-VCH,

Weinheim (Alemania), 2008. 15 (a) Zaks, A.; Klibanov, A. M. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 1985, 82, 3192-3196. (b) Kirchner, G.;

Scollar, M. P.; Klibanov, A. M. J. Am. Chem. Soc. 1985, 107, 7072-7076.

Introducción

13

impedida por la falta de flexibilidad necesaria para que este proceso se lleve

a cabo.16

Sin embargo, es importante resaltar que es necesaria una pequeña

cantidad de agua asociada a la proteína para que la actividad se conserve. A

esta agua necesaria para la hidratación y funcionamiento de la enzima se le

denominó “capa esencial”.15a,17

La cantidad de agua necesaria no sólo depende de la enzima, sino

también del disolvente empleado, ya que a mayor polaridad del medio de

reacción el agua que forma la “capa esencial” podrá ser separada de la

enzima con mayor facilidad y de esta forma la actividad se ve reducida.17c

Aunque el papel exacto que desempeñan las moléculas de agua no es del

todo claro, sí se sabe que ocasionan efectos benéficos para la catálisis como

lubricantes moleculares que permiten cierta flexibilidad conformacional,

necesaria para formar el complejo acil-enzima y para liberar el producto

formado.

Así, algunas de las ventajas funcionales de la Biocatálisis en medios

orgánicos son la mejora de la solubilidad de los sustratos, la reducción de

reacciones laterales que son ocasionadas por el agua, las enzimas pueden ser

recuperadas con cierta facilidad, los productos se pueden aislar por

evaporación del disolvente o la eliminación de contaminaciones

bacterianas.18

Entre las desventajas que se derivan del uso de esta técnica

podemos comentar que la actividad enzimática suele ser varios órdenes de

magnitud menor comparada con la que presenta en agua, problemas de

solubilidad de sustratos polares o iónicos, así como limitaciones

difusionales al tratarse de catálisis heterogénea.

En el caso de las lipasas, las reacciones más importantes que

catalizan en disolventes orgánicos se basan todas ellas en la formación

inicial de un complejo acil-enzima a partir del biocatalizador y un derivado

carbonílico, destacando sobre todas ellas las reacciones de

transesterificación por reacción con un alcohol. Sin embargo, analizando el

16 Griebenow, K.; Klibanov, A. M. J. Am. Chem. Soc. 1996, 47, 11695-11700. 17 (a) Klibanov, A. M. Chemtech 1986,16, 354-359. (b) Zaks, A.; Klibanov, A. M. J. Biol. Chem.

1988, 263, 3194-3201. (c) Zaks, A.; Klibanov, A. M. J. Biol. Chem. 1988, 263, 8017-8021. 18 Klibanov, A. M. ChemTech 1986, 16, 354-359.

Introducción

14

mecanismo de acción de las lipasas, se puede entender el por qué de que

acepten una amplia gama de sustratos, pues además de los ya mencionados

acilgliceroles, pueden interaccionar con ácidos carboxílicos, amidas, ésteres

alifáticos, alicíclicos o aromáticos y tioésteres. La razón es que la molécula

que rompe el IT2 (Esquema I-1, p. 10) puede ser no sólo agua, sino otro tipo

de nucleófilo como alcoholes,19

amoniaco,20

aminas,21

hidracinas,22

peróxidos23

o tioles24

(Esquema I-2). Además, hoy en día el descubrimiento

de nuevas actividades de estos biocatalizadores ha originado el concepto de

“promiscuidad catalítica”, que consiste en la habilidad que tiene el centro

activo de una enzima para catalizar más de una transformación química,

siendo muy recientes los ejemplos de reacciones aldólicas o de adición tipo

Michael.25

19 Gotor, V. Biocatal. Biotransform. 2000, 18, 87-103. 20 (a) García, M. J.; Rebolledo, F.; Gotor, V. Tetrahedron Lett. 1993, 38, 6141-6142. (b) García-

Urdiales, E.; Rebolledo, F.; Gotor, V. Tetrahedron: Asymmetry 1999, 10, 721-726. 21 (a) van Rantwijk, F.; Hacking, M. A. P. J.; Sheldon, R. A. Monatsh. Chem. 2000, 131, 549-569. (b)

van Rantwijk, F.; Sheldon, R. A. Tetrahedron 2004, 60, 502-519. (c) I. Alfonso, V. Gotor, Chem.

Soc. Rev. 2004, 33, 201-209. (d) V. Gotor-Fernández, V. Gotor, Curr. Org. Chem. 2006, 10, 1125-

1143. 22 (a) Astorga, C.; Rebolledo F.; Gotor,V. Synthesis 1993, 287-289. (b) Hacking, M. A. P. J.; van

Rantwijk, F.; Sheldon, R. A. J. Mol. Catal. B: Enzym. 2000, 9, 183-191. (c) Hacking, M. A. P. J.;

van Rantwijk F.; Sheldon, R. A. J. Mol. Catal. B: Enzym. 2001, 11, 315-321. (d) Yadav, G. D.;

Borkar, I. V. Process Biochem. 2010, 45, 586-592. 23 (a) Björkling, F.; Frykman, H.; Godtfredsen, S. E.; Kirk, O. Tetrahedron 1992, 48, 4587-4592. (b)

Picard, M.; Gross, J.; Lübbert, E.; Tölzer, S.; Kraüss, S.; van Pée K.-H.; Berkessel, A. Angew.

Chem. Int. Ed. 1997, 36, 1199. (c) Bernhardt, P.; Hult K.; Kazlauskas, R. J. Angew. Chem. Int. Ed.,

2005, 44, 2742-2746. 24 Weber, N.; Klein, E.; Mukherjee, K. D. J. Am. Oil Chem. Soc. 1999, 76, 1297-1300. 25 (a) Bornscheuer, U. T.; Kazlauskas, R. J. Angew. Chem. Int. Ed. 2004, 43, 6032-6040. (b) Hulk,

K.; Berglund, P. Trends Biotechnol. 2007, 25, 231-238. (c) Nobeli, I.; Favia, A. D.; Thornton, J. M.

Nat. Biotechnol. 2009, 27, 157-167.

Introducción

15

R1 OR2

O

R1 Enz

O

R1 NHNHR3

O

NH3

R1 NH2

O

R1 NHR3

O

H2O2

R1 OOH

O

H2O

R1 OH

O

R1 OR3

O

Hidrazinólisis

Amonólisis

AminólisisPerhidrólisis

Transesterificación

Hidrólisis

"Acil-enzima"

R3NHNH2

R3NH2

R3OH

R1 SR3

O

R3SH

Tiólisis Esquema I-2. Transformaciones catalizadas por lipasas en disolventes orgánicos.

Otro aspecto importante a tener en consideración es que los

biocatalizadores no siempre pueden ser empleados en medios de reacción

orgánicos, ya sea como células enteras o en su forma nativa, pues la

actividad puede verse disminuida por diversos factores. Para evitar estos

posibles inconvenientes se han desarrollado técnicas para la inmovilización

de extractos enzimáticos crudos o de enzimas aisladas, cuyo uso está

ampliamente extendido en la síntesis orgánica. En el siguiente apartado se

comenta al respecto.

I.2.3. Enzimas inmovilizadas

La naturaleza diseñó las enzimas para catalizar reacciones bajo condiciones

fisiológicas normalmente en medio acuoso, con presión y temperatura

ambiente, a pH neutro y con concentraciones diluidas de reactivos,

condiciones que no suelen ser comunes en la síntesis química tradicional.

Aunado a esto, los biocatalizadores utilizados a nivel de manufactura

industrial deben ser recuperados y reutilizados para que sean viables

Introducción

16

económicamente. Así, la inmovilización de las enzimas es la estrategia más

comúnmente utilizada para lograr conferirle a un catalizador biológico las

características propias de un catalizador heterogéneo y, de esta forma,

superar algunas de las desventajas que representa el hecho de emplearlas en

condiciones no naturales.26

Algunas de las características de las enzimas

inmovilizadas son:

- Se pueden utilizar repetidamente

- son más fáciles de separar del medio de reacción, simplificando así

la purificación de los productos

- se puede mejorar su estabilidad térmica y su funcionamiento a

distintos valores de pH

- el control sobre una posible contaminación microbiana es

normalmente más sencillo que con una proteína soluble.

En cuanto a las desventajas o limitaciones prácticas de emplear

biocatalizadores inmovilizados tenemos que:

- El coste del soporte al que se une la enzima puede llegar a ser

mayor que el del catalizador mismo

- cuando la inmovilización se realiza mediante una modificación

química en la proteína, la actividad enzimática puede verse reducida

- se pueden llegar a presentar limitaciones por transferencia de masa

o por impedimentos estéricos

- el rendimiento de la unión de la proteína al material de

inmovilización rara vez es cuantitativo, provocando que la proporción de

enzima no pase del 5-10% p/p y reduciendo así la actividad catalítica en por

unidad de peso de sólido.

De esta forma, las estrategias de inmovilización enzimática son muy

variadas siendo casi específicas para cada enzima. La mayoría de estas

técnicas se pueden dividir en cuatro grandes grupos:

26 Lalonde, J.; Margolin, A. en “Enzyme Catalysis in Organic Solvents”, Drauz, K.; Waldmann, H.

(Eds.), Weinheim (Alemania), 2002, Cap. 6, 163-184.

Introducción

17

- Por la adsorción no-covalente a un material o soporte sólido

- en la unión covalente al soporte sólido

- encapsulamiento o atrapamiento en un gel polimérico, membrana o

cápsula

- entrecruzamiento covalente en la estructura de la propia enzima

empleando un agente polifuncional.

Los materiales utilizados como soportes son normalmente polímeros

tanto orgánicos (poliamidas, polialquenos, poliésteres, celulosa, almidón,

agarosa, colágeno o albúmina) como inorgánicos (arena, óxidos metálicos,

arcillas, resinas, sílice y silicatos o alúmina). En el caso del

entrecruzamiento se suelen emplear reactivos como el glutaraldehído y

matrices de soporte como gelatina.

I.3. SÍNTESIS DE AMINAS ÓPTICAMENTE ACTIVAS

Las aminas ópticamente activas desempeñan un papel muy importante en las

industrias agroquímica, farmacéutica y química pues forman parte

fundamental de compuestos biológicamente activos y además son

empleadas como precursores de moléculas más complejas. Esto ha

propiciado la necesidad de desarrollar métodos convenientes que permitan la

preparación de esta clase de sustancias de una manera óptima y eficiente.

Existen en la actualidad diversas estrategias sintéticas para la preparación de

este tipo de compuestos nitrogenados en forma enantiopura, las cuales

comprenden metodologías tales como la resolución por cristalización

mediante formación de sales diastereoméricas, síntesis asimétrica,

separación por cromatografía o el empleo de la Biocatálisis.

Como se ha mencionado con anterioridad, entre las metodologías

sintéticas no enzimáticas utilizadas para la preparación de compuestos con

actividad óptica que contienen el grupo amino, destacan:

a) La resolución clásica de mezclas racémicas por cristalización de

sales diastereoméricas, donde generalmente se emplean ácidos carboxílicos

Introducción

18

como agentes de resolución. Esta alternativa continúa siendo aún hoy en día

una elección muy extendida para acceder a aminas ópticamente activas27

b) entre los procesos de síntesis estereoselectiva de aminas, los

métodos sintéticos más populares son aquellos que comprenden la

hidrogenación asimétrica de iminas (enamidas y cetiminas) o la adición

asimétrica a aldiminas28

c) y por último, también es posible el aislamiento de los

enantiómeros de una mezcla racémica mediante técnicas de separación

analíticas como la cromatografía líquida.29

Pero ya que el empleo de enzimas en la obtención de esta familia de

derivados es el motivo de esta memoria de investigación, a continuación se

explorarán los distintos métodos biocatalíticos existentes para la preparación

de este tipo de compuestos en forma ópticamente activa.

I.3.1. Rutas biocatalíticas

Como ya se ha mencionado durante esta Memoria, la Biocatálisis se

presenta como un método ideal para la producción de precursores con

aplicaciones sintéticas, productos farmacéuticos quirales y compuestos con

alto valor añadido. Así, distintos biocatalizadores han sido empleados en la

preparación de compuestos nitrogenados ópticamente activos. Cabe destacar

en este sentido el uso de hidrolasas, transferasas y óxidorreductasas para el

desarrollo de metodologías más limpias y en muchos casos más

convenientes desde una perspectiva sintética, que las rutas químicas

establecidas hasta este momento. De tal forma, el empleo de

biocatalizadores en síntesis orgánica se ha establecido como una

metodología sumamente útil para la resolución de mezclas racémicas, la

modificación químio- y regioselectiva de compuestos no quirales y la

desimetrización de sustratos proquirales. A continuación, se han resumido

27 Breuer, K.; Ditrich, K.; Habicher, T.; Hauer, B.; Kebeler, M.; Stümer, R.; Zelinsky, T. Angew.

Chem. Int. Ed. 2004, 43, 788-824. 28 Gotor, V. Org. Proc. Res. Dev. 2002, 6, 420-426. 29 (a) Zhang, T.; Kientzy, C.; Franco, P.; Ohnishi, A.; Kagamihara, Y.; Kurosawa, H. J. Chromatogr.

A 2005, 1075, 65-75. (b) Zhang, T.; Nguyen, D.; Franco, P.; Murakami, T.; Ohnishi, A.; Kurosawa,

H. Anal. Chim. Acta 2006, 557, 221-228.

Introducción

19

algunos de los ejemplos más sobresalientes para la síntesis estereoselectiva

de aminas a través de procesos biocatalíticos.30

I.3.1.1. Uso de oxidorreductasas

Si bien no han sido tan estudiadas como otras clases de enzimas para la

preparación de compuestos nitrogenados, las oxidorreductasas promueven la

producción de aminas quirales de una forma altamente estereoselectiva.

Tanto células enteras como enzimas aisladas pueden ser utilizadas pues

poseen una alta enantiodiscriminación, siendo la desventaja de estas últimas

la necesidad de tener que añadir un cofactor al medio de reacción. Un

ejemplo reciente y que se destaca por ser el análogo a la reacción química de

hidrogenación, lo representa la reducción de ariliminas empleando la

levadura Candida parapsilosis en medio acuoso, que permite obtener las

correspondientes (R)-aminas con rendimientos de moderados a buenos (55-

80%) y excelentes excesos enantioméricos (Esquema I-3).31

N R2 NH

R1 R1

R2

C. parapsilosis

H2O25 ºC, 3 h

R1= H, 2-OH, 4-OCH3,

4-Cl, 2-NO2

R2= H, 3-NO2

(R)-Amina(55-80%)

95-99% ee

Esquema I-3. Reducción estereoselectiva de ariliminas empleando Candida parasilopsis en

un medio acuoso.

I.3.1.2. Uso de transferasas (transaminasas)

El estudio de la producción de aminas y aminoácidos quirales empleando

transaminasas ha experimentado un auge importante en los últimos años,

30 Gotor-Fernández, V.; Gotor, V. Curr. Opin. Drug Discov. Dev. 2009, 12, 784-797. 31 Vaijayanthi, T.; Chadha, A. Tetrahedron: Asymmetry 2008, 19, 93-96.

Introducción

20

debido principalmente a la versatilidad que presentan estos biocatalizadores

al aceptar cetonas proquirales o aminas racémicas como sustratos.32

Cuando el sustrato de partida es una cetona, este tipo de enzimas

cataliza la transferencia de un grupo amino al sustrato proquiral desde una

molécula que suele ser la alanina, la cual durante el transcurso de la reacción

se convierte normalmente en piruvato, un co-producto que inhibe la

actividad enzimática cuando está presente en altas concentraciones. Para

evitar este inconveniente Kroutil y colaboradores lograron la obtención de

diversas -aminas quirales partiendo desde las correspondientes cetonas en

un medio acuoso, con conversiones y excesos enantioméricos que en

algunos casos fueron excelentes, combinando 3 enzimas simultáneamente

en 3 distintas reacciones acopladas. La última reacción recicla el cofactor

por la oxidación del formiato, lo que a su vez permite que el piruvato se

reutilice formando de nuevo alanina y desplazando el equilibrio de reacción

favoreciendo la formación de producto (Esquema I-4).33

R R

O NH2

CO2H

NH2

CO2H

O

NH4+ H2O

-TransaminasaDis. Amortiguadora (pH= 7)

DMSO

O-O

L-AADH

NAD(P)H NAD(P)+

CO2Formiato deshidrogenasa

R= Et-, Pr-, Hex-, Ph-

O

O

O

O

Esquema I-4. Aminación reductiva de cetonas para la producción de aminas ópticamente

activas. (L-AADH: L-alanina deshidrogenasa; NAD(P): nicotinamida-adenina dinucléotido

(fosfato); DMSO: dimetilsulfóxido).

32 Höhne, M.; Bornscheuer, U. T. ChemCatChem, 2009, 1, 42-51. 33 Koszelewski, D.; Lavandera, I.; Clay, D.; Guebitz, G. M.; Rozzell, D.; Kroutil, W. Angew. Chem.

Int. Ed. 2008, 47, 9337-9340.

Introducción

21

I.3.1.3. Uso de hidrolasas (lipasas)

Sin duda la subclase de enzimas más empleadas en la preparación de aminas

ópticamente activas son las lipasas. Para este propósito se han desarrollado 3

metodologías según el tipo de sustrato del que se parte. Así, cuando se tiene

una mezcla racémica se utilizan la resolución cinética clásica (Kinetic

Resolution, KR) o la resolución cinética dinámica (Dynamic Kinetic

Resolution, DKR). Por otra parte, la desimetrización enzimática de

compuestos proquirales o formas meso permite la introducción de quiralidad

en moléculas que carecen de ella. A continuación se presentan ejemplos de

cada uno de ellos.

I.3.1.3.1. Resoluciones cinéticas clásicas

Hasta la fecha la metodología más común para la producción de aminas

enantiopuras empleando lipasas es la KR del correspondiente racemato, que

puede ser lograda ya sea por acilación o alcoxicarbonilación del grupo

amino o por hidrólisis de un aminoéster o amida, siendo el mayor

inconveniente de este procedimiento que el máximo rendimiento que se

puede lograr en un compuesto enantiopuro es del 50%. Diversas aminas han

sido obtenidas de esta manera en disolventes orgánicos, empleando

sobretodo la lipasa de Pseudomonas cepacia (PSL) o la lipasa de Candida

antarctica tipo-B (CAL-B) en combinación con ésteres y carbonatos como

agentes de resolución. Por ejemplo, la resolución completa de la 2-

heptilamina y la 2-feniletilamina con la CAL-B, empleando un éster

activado (metoxiacetato de metilo) se logró con excelentes resultados

(Esquema I-5).34

R CH3

NH2

R CH3

NH2

R CH3

HN+

(S)-Amina99% ee(50%)

(R)-Amida99% ee(50%)

CAL-B

O

O

+

rac-AminaR= pentil, fenil

O

O

O

Esquema I-5. Resolución cinética de aminas racémicas catalizada por la CAL-B.

34 Ismail, H.; Lau. R. M.; van Rantwijk, F.; Sheldon, R. A. Adv. Synth. Catal. 2008, 350, 1511-1516.

Introducción

22

I.3.1.3.2. Resoluciones cinéticas dinámicas

La limitación inherente a una KR se puede superar racemizando el

enantiómero que queda sin reaccionar de manera que se pudiera alcanzar a

formar un solo enantiómero con un rendimiento teórico del 100%, técnica

que es conocida como DKR. Para conseguir racemizar el enantiómero del

racemato que reacciona más lentamente, hasta la fecha se han empleado

complejos de Ru, Rh y Pd dando muy buenos resultados en cuanto a

rendimientos y enantioselectividad.35

El primer ejemplo de la preparación de

una amina ópticamente activa por esta vía fue descrita por Reetz y

Schimossek empleando paladio soportado sobre carbono (Pd/C) en una

reacción de acetilación con acetato de etilo (AcOEt) catalizada por la CAL-

B. Así fue posible obtener la (R)-N-(1-feniletil)acetamida a partir de la 1-

feniletanamina con excelentes excesos enantioméricos y altos valores de

conversión (Esquema I-6).36

El proceso de reacemización se da cuando el

paladio promueve un equilibrio amina-imina del enantiómero (S) que no

reacciona.

NH2

HNPd/C

CAL-BAcOEt, Et3N

8 días

(64%)

ONH2

NH

+

Figura I-6. Resolución cinética dinámica de 1-feniletilamina.

La desventaja de este tipo de procedimientos radica en que en

ocasiones, las condiciones de reacción que se requieren para la racemización

son muy drásticas como pueden ser la presencia de sustancias básicas en el

medio o la necesidad de altas temperaturas, condiciones que no deben

inactivar el correcto funcionamiento de la enzima.

35 (a) Hoben, C. E.; Kanupp, L.; Bäckvall, J.-E. Tetrahedron Lett. 2008, 49, 977-979. (b) Andrade, L.

H.; Silva, A. V.; Pedrozo, E. C. Tetrahedron Lett. 2009, 50, 4331-4334. (c) Thalén, L. K.; Zhao, D.;

Sortais, J.-B.; Paetzold, J.; Hoben, C.; Bäckvall, J.-E. Chem. Eur. J. 2009, 15, 3403-3410. 36 Reetz, M. T.; Schimossek, K. Chimia 1996, 50, 668-669.

Introducción

23

I.3.1.3.3. Desimetrización enzimática de compuestos proquirales o

formas meso

A pesar de que el empleo de lipasas es conocido para producir compuestos

ópticamente activos a partir de mezclas racémicas, también sustratos

aquirales pueden ser utilizados como productos de partida para este

propósito.

En nuestro grupo de investigación recientemente se ha descrito la

obtención de aminas enantioenriquecidas a partir de compuestos

proquirales. Una familia de propano-1,3-diaminas han sido

monoselectivamente modificadas mediante reacciones de

alcoxicarbonilación catalizadas por la PSL empleando el carbonato de

dialilo como agente de resolución (Esquema I-7). Los sustituyentes que

presentaron los mejores resultados fueron aquellos de naturaleza más rígida,

presentando restos aromáticos en la posición 2 del esqueleto carbonado.37

R

NH2 NH2

R

HN OH2N

O

OO

O

PSL1,4-dioxano

30 ºC, 250 rpm72 h

(35-73%)13-99% ee

R= H; 4-F-Ph; 4-OMe-Ph; 3-OMe-Ph; 2-OMe-Ph; 4-Ph-Ph; 4-CF3-Ph; 3,4-(OMe)2-Ph; 3,4,5-(OMe)3-Ph; 1-naftil; 2-naftil; bencil; ciclohexil

Esquema I-7. Desimetrización de 1,3-diaminas por reacción de alcoxicarbonilación

catalizada por la PSL.

Hasta aquí se ha mostrado una breve perspectiva histórica sobre la

importancia de la Biocatálisis en la preparación de moléculas ópticamente

activas, poniendo especial atención a ejemplos recientes de la preparación

37 (a) García-Urdiales, E.; Ríos-Lombardía, N.; Mangas-Sánchez, J.; Gotor-Fernández, V.; Gotor, V.

ChemBioChem 2009, 10, 1830-1838. (b) Ríos-Lombardía, N.; Busto, E.; Gotor-Fernández, V.;

Gotor, V. Eur. J. Org. Chem. 2009, 484-493. (c) Ríos-Lombardía, N.; Busto, E.; García-Urdiales,

E.; Gotor-Fernández, V.; Gotor, V. J. Org. Chem. 2009, 74, 2751-2754.

Introducción

24

estereoselectiva de aminas. A continuación se presentan los resultados de

esta memoria de investigación, la cual se ha dividido en cuatro capítulos. En

ellos se abordará la síntesis asimétrica de aminas con diversas estructuras,

por lo que en cada caso se hará una revisión previa de los antecedentes

existentes para la preparación de cada tipo de compuestos, comentando con

posterioridad los resultados más significativos en cada uno de los epígrafes.

CAPÍTULO 1

Síntesis estereoselectiva de - y -aminoésteres

cíclicos ópticamente activos mediante procesos

catalizados por lipasas

ANTECEDENTES

Capítulo 1

29

ANTECEDENTES

1.1.1. ESTRUCTURA Y PREPARACIÓN DE AMINAS

SECUNDARIAS CÍCLICAS

Las aminas secundarias cíclicas están presentes en una gran cantidad de

productos en la naturaleza, con propiedades médicas que varían desde la

analgesia hasta la estimulación. La mayoría de este tipo de heterociclos

poseen 5 (pirrolidina) o 6 (piperidina) átomos en su estructura cíclica,

siendo uno de ellos el nitrógeno correspondiente al grupo amino (Figura 1-

1).

NH

NH

PiperidinaPirrolidina

Figura 1-1. Estructuras de aminas secundarias cíclicas de 5 o 6 miembros.

Los esqueletos de pirrolidina y piperidina forman parte de moléculas

ampliamente difundidas en la naturaleza y con importancia tanto fisiológica

como farmacéutica. Por ejemplo, la 4-hidroxiprolina (Figura 1-2) es un

aminoácido fundamental en la composición de péptidos como el colágeno, a

Antecedentes

30

los que confiere una destacada rigidez estructural.38

Por su parte, el motivo

estructural de la piperidina se encuentra en diversos alcaloides naturales,

como en la piperina, componente activo que da la pungencia a la pimienta

negra y nombre a esa molécula, o la coniina, compuesto venenoso presente

en la cicuta, agente responsable de la muerte del filósofo Sócrates (Figura 1-

2).39

NH

HO

OH

O

N

NH

(R)-4-hidroxiprolina (S)-Coniina

O

O

O

Piperina

Figura 1-2. Derivados de pirrolidina y piperidina que se encuentran en moléculas de origen

natural.

Vista la importancia de este tipo de compuestos nitrogenados, se

describen a continuación distintos métodos tanto químicos como

enzimáticos que han hecho posible la preparación de los mismos.

1.1.1.1. Preparación de derivados ópticamente activos por métodos no

enzimáticos

En esta sección se van a describir una serie de ejemplos representativos

referentes a la preparación de aminas en forma enantiopura mediante

procesos químicos que involucran la modificación de intermedios

ópticamente activos, el empleo de ligandos quirales o catalizadores

asimétricos.

38 Nelson, D. L.; Cox, M. M. Lehninger Principles of Biochemistry 2000, 3ª Ed., Worth Publishers,

New York (EE. UU.). Cap. 5, pp. 113-157. 39 Eicher, T.; Hauptmann, S. “The Chemsitry of Heterocycles”, 2ª Ed., Wiley-VCH: Weinheim

(Alemania), 2003.

Capítulo 1

31

En la naturaleza existen una variedad importante de alcaloides que

contienen en su estructura aminas cíclicas derivadas de la piperidina. Con el

objetivo de preparar moléculas donde este fragmento está presente, Amat y

colaboradores prepararon la ya mencionada coniina como su hidrocloruro

con configuración (R), partiendo de una oxazolopiperidona quiral en 3 pasos

de reacción, siendo el paso de reacción clave la adición estereoselectiva de

un alilsilano (Me3SiCH2CH=CH2) al carbono-2 del anillo de la piperidina.

Los otros dos pasos de reacción corresponden a la reducción-desprotección

que se logra empleando el hidruro de litio y aluminio, para posteriormente

hidrogenar la insaturación que se genera entre el átomo de nitrógeno y el

carbono-6 por reducción catalítica con paladio (Esquema 1-1).40

N OO

PhHN

HCl1. Me3SiCH2CHCH2 TiCl4

2. LiAlH43. H2, Pd/C

Feniloxazolo-piperidinona

Hidrocloruro de (R)-coniina

Esquema 1-1. Síntesis química estereoselectiva del (R)-hidrocloruro de coniina.

Un derivado de la pirrolidina con un potencial de estudio muy alto es

aquel que posee un anillo benzofusionado a su estructura cíclica. Esta

molécula es llamada indolina, y es el derivado 2,3-dihidrogenado del indol,

una de las moléculas más ubicuas entre los productos naturales, y por lo

tanto este tipo de derivados posee diversas aplicaciones en la preparación de

alcaloides,41

fármacos42

y auxiliares quirales en síntesis asimétrica. Entre las

metodologías más habituales para la preparación de indolinas quirales se

encuentra el empleo de auxiliares quirales o catalizadores organometálicos

asimétricos en procesos de hidrogenación de indoles, aminación reductiva,

resoluciones cinéticas o la recristalización empleando sales

diastereoméricas.43

40 Amat, M.; Llor, N.; Bosch, J. Tetrahedron Lett. 1994, 35, 2223-2226. 41 Horton, D. A.; Bourne, G. T.; Smythe, M. L. Chem. Rev. 2003, 103, 893-930. 42 Hobson, L. A.;Nugent, W. A.; Anderson, S. R.; Deshmukh, S. S.; Haley, J. J.; Liu, P.; Magnus,

N. A.; Sheeran, P.; Sherbine, J. P.; Stone, B. R. P.; Zhu, J. Org. Process Res. Dev. 2007, 11, 985-

995. 43 Anas, S.; Kagan, H. B. Tetrahedron: Asymmetry 2009, 20, 2193-2199.

Antecedentes

32

Por ejemplo, el empleo de reactivos quirales en una reacción de

resolución no enzimática permitió la obtención de la (R)-2-metilindolina con

un alto exceso enantiomérico empleando el cloruro de N-tosil-(S)-prolilo

como agente de resolución quiral.44

La reacción de la 2-metilindolina

racémica con este compuesto quiral permitió obtener una amida que fue

purificada mediante un proceso de recristalización, para posteriormente

obtener la (R)-2-metilindolina con un 97% ee tras una hidrólisis ácida

(Esquema 1-2). De la misma manera es posible obtener la (R)-2-metil-

1,2,3,4-tetrahidroquinolina con un 97% ee partiendo de la correspondiente

amina racémica.

NH

NH

NTs

O

Cl

Benceno, t.a.

1)

2) Recristalización3) HCl AcOH n= 1 (R)-2-metilindolina, 97% ee

(13%)n= 2 (R)-2-metil-1,2,3,4-tetrahidro

quinolina, 97% ee(34%)

( )n ( )n

n= 1, 2

Esquema 1-2. Resolución cinética de la 2-metilindolina mediada por un agente de

resolución quiral aminocíclico derivado de la prolina.

A su vez la catálisis asimétrica ha permitido la preparación de

aminas cíclicas en forma enantiopura. Uno de los primeros ejemplos para la

obtención de derivados indolínicos quirales fue descrito por Gross y

colaboradores que emplearon una estrategia de litiación-sustitución

asimétrica para preparar distintas indolinas 2,7-disustituidas (Esquema 1-

3).45

Así, la N-Boc-7-cloroindolina se puede desprotonar

regioselectivamente en la posición 2 con sBuLi y (–)-esparteina en cumeno,

mientras que en ausencia del átomo de cloro se obtienen mezclas de

productos mono- y dilitiados. La reacción del mencionado intermedio con

varios electrófilos (Me3SnCl, CO2, PhCHO, TMSCl o C3H5Br), permitió

44 Krasnov, V. P.; Levit, G. L.; Bukrina, I. M.; Andreeva, I. N.; Sadretdinova, L. S.; Korolyova, M.

A.; Kodess, M. I.; Charushin, V. N.; Chupakhin, O. N. Tetrahedron: Asymmetry 2003, 14, 1985-

1988. 45 Gross, K. M. B.; Jun, Y. M.; Beak, P. J. Org. Chem. 1997, 62, 7679-7689.

Capítulo 1

33

obtener las indolinas disustituidas con buenos valores de enantioselectividad

y rendimientos variados (Esquema 1-3).

N N

1) sBuLi

()-Esparteina

Cumeno

2) Electrófilo

E

BocCl Cl Boc

34-99% ee(11-90%)

E= electrófilo

Esquema 1-3. Preparación estereoselectiva de N-Boc-7-cloroindolinas 2,7-disustituídas.

La obtención de distintas N-acetil-2-alquil indolinas con excelentes

valores de enantioselectividad y rendimiento ha sido descrita a partir del

correspondiente indol, mediante un proceso de hidrogenación catalítica

asimétrica empleando un complejo de rodio como catalizador (Esquema 1-

4A).46

El catalizador es generado in-situ con la ayuda de un derivado de

fosfina y una base como el carbonato de cesio (Cs2CO3). Sin embargo,

cuando fue estudiada la hidrogenación del compuesto metilado en la

posición 3 (Esquema 1-4B), los autores describen una competencia entre los

procesos de hidrogenación (37%) y de alcohólisis de la amida (55%).

N N

[Rh(nbd)2SbF6](S,S)-(R,R)-PhTRAP

Cs2CO3, H2 (50 atm)iPrOH, 60 ºC, 2 h

R

Ac Ac

R= tBu, 91% ee (91%)

R= Ph, 87% ee (91%)

R= CO2Me, 95% ee (95%)

R

N N

[Rh(nbd)2SbF6](S,S)-(R,R)-PhTRAP

Cs2CO3, H2 (50 atm)iPrOH, 60 ºC, 2 hAc Ac

NH

Me Me Me

+

86% ee(37%) (55%)

A

B

Esquema 1-4. A: Preparación de (R)-N-acetil-2-alquilindolinas por hidrogenación

catalítica. B: Hidrogenación catalítica del N-acetil-3-metilindol.

46 Kuwano, R.; Sato, K.; Kurokawa, T.; Karube, D.; Ito, Y. J. Am. Chem. Soc. 2000, 122, 7614-7615.

Antecedentes

34

1.1.1.2. Preparación de derivados ópticamente activos por métodos

enzimáticos

Actualmente la Biocatálisis es considerada una herramienta muy útil para la

obtención de compuestos en forma ópticamente activa a partir de mezclas

racémicas. De esta manera, las hidrolasas son enzimas que han permitido la

resolución de aminas secundarias cíclicas. Dentro del grupo de las

hidrolasas, las lipasas son los biocatalizadores más eficaces para los

procesos de resolución de aminas, si bien existen ejemplos en donde se

utiliza una proteasa como la subtilisina. Así, Wong y colaboradores

describieron la resolución de 2-alquilindolinas con una reacción de

alcoxicarbonilación con carbonato de dialilo catalizada por subtilisina en

medio acuoso, consiguiendo el carbamato con un 93% ee y un rendimiento

del 6% (Esquema 1-5).47

Este es uno de los trabajos pioneros en este campo.

NH

N

Buffer fosfatos 0.1 Mt.a., 92 h

OOOO

O+

Subtilisina

(R)-Carbamato93% ee

(6%)

rac-Amina

Esquema 1-5. Resolución enzimática de la 2-metilindolina por alcoxicarbonilación

catalizada por subtilisina.

A pesar de que los métodos enzimáticos están ampliamente

difundidos para la transformación de diversos compuestos nitrogenados y

que la mayoría de los que existen son procesos en los que participan lipasas,

existen pocos ejemplos descritos para la preparación estereoselectiva de esta

familia de compuestos. De tal forma, Breen describió la resolución de la 1-

metil-1,2,3,4-tetrahidroisoquinolina a través de un proceso de

alcoxicarbonilación catalizada por la lipasa de Candida rugosa (CRL).48

De

entre 15 carbonatos probados, el carbonato mixto de 3-metoxifenilo y alilo

en combinación con tolueno y con una pequeña cantidad de agua (0.05%

47 Orsat, B.; Alper, P. B.; Moree, W.; Mak, C.-P.; Wong, C.-H. J. Am. Chem. Soc. 1996, 118, 712-

713. 48 Breen, G. F. Tetrahedron: Asymmetry 2004, 15, 1427-1430.

Capítulo 1

35

p/p) demostró ser el mejor agente de resolución obteniendo la

correspondiente (S)-amina y el (R)-carbamato con excelentes excesos

enantioméricos y rendimientos aislados (Esquema 1-6).

NH

NH

N O

O

+

(S)-Amina (>99% ee, 46%)

(R)-Carbamato (98% ee, 47%)

CLEC-CRLTolueno, 50 ºC

Agua (0.05% p/p)

OO

O

OMe

rac-Amina

Esquema 1-6. Resolución cinética de 2-metil-1,2,3,4-tetrahidroisoquinolina catalizada por

una preparación cristalina de la lipasa de Candida rugosa.

Nuestro grupo de investigación está estudiando desde hace algunos

años la preparación estereoselectiva de aminas secundarias cíclicas

empleando metodologías enzimáticas, habiendo descrito la resolución de 2 y

3-alquilindolinas mediante un proceso de alcoxicarbonilación catalizado por

lipasas.49

Así, se evaluaron diversos parámetros de reacción como las

proporciones de sustratos, de enzima o la temperatura, encontrando que la

lipasa de Candida antarctica tipo A (CAL-A) resulta ser más reactiva y

selectiva hacia las indolinas sustituidas en la posición 2, mientras que la

lipasa de Candida antarctica tipo B (CAL-B) reconoce al derivado

sustituido en el carbono en posición 3 (Esquema 1-7). Es de resaltar que el

carbamato C-2 sustituido que se obtiene con la CAL-A es de configuración

(R), mientras que la CAL-B permite obtener el (S)-carbamato metilado en C-

3. Además para los compuestos sustituidos en posición 2 se utilizó el

carbonato mixto de fenilo y alilo mientas que para el derivado sustituido en

posición 3 se empleó un carbonato menos reactivo como el carbonato de

dialilo.

49 Gotor-Fernández, V.; Fernández-Torres, P.; Gotor, V. Tetrahedron: Asymmetry 2006, 17, 2558-

2564.

Antecedentes

36

NH

R1N

CAL-ATBME

45 ºC, 20 h250 rpm

OO

OO

O

R2

NH

R2

OMe

R2

R1

R1+

(R)-Carbamato (S)-Amina 97% eeS >99% eeP >99% eeS 95% eeP >99% eeS >99% eeP

NH

N

CAL-BTBME

30 ºC, 10 h250 rpm

OO

OO

OMe

NH

Me

Me

+

(S)-Carbamato 97% ee

(R)-Amina>99% ee

rac-Amina

R1= Ph, R2= H

R1= Me, R2= OMe

R1= Me, R2= F

rac-Amina

Esquema 1-7. Resolución cinética enzimática de derivados de indolina mediante reacción

de alcoxicarbonilación catalizada por distintas lipasas de Candida antarctica.

A pesar de que a escala industrial la simplicidad operacional de la

resolución cinética es una herramienta muy útil, esta metodología tiene una

desventaja inherente al proceso mismo, pues el rendimiento máximo que se

puede alcanzar en un compuesto enantiopuro es del 50%. Para intentar

superar este inconveniente, los procesos de resolución cinética dinámica han

ido ganado atención en los últimos tiempos combinando la KR clásica con

una racemización simultánea para poder acceder al teórico 100% de

rendimiento. Stirling y colaboradores emplearon la 1-metil-1,2,3,4-

tetrahidroisoquinolina racémica en una reacción de alcoxicarbonilación

catalizada por la CRL, empleando el carbonato de 3-metoxifenilo y propilo

en combinación con un complejo de iridio para la racemización del

enantiómero de la amina desfavorecido, obteniendo el correspondiente

carbamato de configuración (R) con un 90% de conversión y un 96% ee

(Esquema 1-8).50

50 Stirling, M.; Blacker, J.; Page, M. I. Tetrahedron Lett. 2007, 48, 1247-1250.

Capítulo 1

37

NH N O

O

(R)-Carbamato (96% ee, 90%)

CRL[IrCp*I2]2

Tolueno, 40 ºC, 8 h

OO

O

OMe

MeO

MeO

MeO

MeO

rac-Amina

Esquema 1-8. DKR de la 6,7-dimetoxi-1,2,3,4-tetrahidroisoquinolina.

1.1.2. ESTRUCTURA Y PREPARACIÓN DE - Y -

AMINOÉSTERES CÍCLICOS

Los aminoácidos ópticamente activos, como componentes fundamentales de

las proteínas, están involucrados en una gran cantidad de procesos

fisiológicos y como tales, han sido objeto de otras tantas aplicaciones

farmacéuticas. Sin embargo, la mayor desventaja de emplear aminoácidos

naturales al construir péptidos bioactivos como fármacos radica en que

pueden ser degradados por el metabolismo, disminuyendo así su

biodisponibilidad dentro del organismo. Una de las estrategias adoptadas

para superar este inconveniente consiste en preparar aminoácidos no-

proteinogénicos, que sirvan como intermedios en la preparación de péptidos

que así podrían tener una mayor estabilidad, tanto estructural como ante la

degradación metabólica. Muchas de estas nuevas moléculas presentan

actividad antibiótica, participan en la inhibición de interacciones proteína-

proteína y hasta en síntesis asimétrica.51

De tal manera, las técnicas

sintéticas para preparar esta importante clase de compuestos son análogas a

las que se han expuesto en el caso de las aminas. En este apartado se

resumirán brevemente algunas de las rutas descritas para la preparación de

α- y -aminoésteres cíclicos, principalmente aquellos que son derivados de

la prolina o el ácido pipecólico (Figura 1-3).

51 Armstrong, A.; Bhonoah, Y.; White, A. J. P. J. Org. Chem. 2009, 74, 5041-5048.

Antecedentes

38

NH

NH

COOH COOH

Ácido pipecólicoProlina

Figura 1-3. Estructuras de dos aminoácidos cíclicos: prolina y ácido pipecólico.

1.1.2.1. Preparación de - y -aminoácidos cíclicos ópticamente activos

por métodos no enzimáticos

Los derivados de prolina son los aminoácidos cíclicos no naturales que han

sido utilizados en mayor medida para la modificación de péptidos. La propia

naturaleza cíclica de esta molécula es la razón principal de ese interés, ya

que confiere propiedades estructurales y biológicas particulares. Por

ejemplo, la síntesis de -aminoácidos cíclicos enantioméricamente puros

también puede ser lograda por medio del empleo de una reacción de

metátesis cruzada combinada con una hidrogenación catalítica. El desarrollo

de dos rutas sintéticas complementarias para la preparación de aminoácidos

cíclicos con anillos de 5 a 7 miembros difluorados, se ha descrito partiendo

de cloruros de imidoilo y ésteres insaturados en una reacción de

acoplamiento cruzado. El producto de esta reacción se cicla posteriormente,

formando un anillo que es reducido por una hidrogenación catalítica para

dar preferentemente los cis--aminoésteres (Esquema 1-9).52

Cl

OR2

NR1

F F

O

Cl

R2O

NR1

FF

O

NH2

CO2R2F

F

( )n

( )m

( )m

( )n

( )m+n

n= 1-3

m= 0-2

Acoplamientocruzado Varios

pasos

m+n= 1-3

**

Esquema 1-9. Preparación de -aminoácidos cíclicos de configuración cis por

hidrogenación catalítica.

52 Fustero, S.; Sánchez-Roselló, M.; Aceña, J. L.; Fernández, B.; Asensio, A.; Sanz-Cervera, J. F.; del

Pozo, C. J. Org. Chem. 2009, 74, 3414-3423.

Capítulo 1

39

El ácido octahidroindol-2-carboxílico (OIC) es un análogo

considerado de mucha utilidad para su aplicación en la preparación de

fármacos peptídicos. Por ejemplo, ha sido empleado en el diseño de

inhibidores de distintas proteínas, como la enzima convertidora de

angiotensina (ACE).53

El grupo del profesor Cativiela ha desarrollado una

metodología para sintetizar los enantiómeros enantiopuros (S,S,S) y (R,R,R)

del OIC mediante su separación cromatográfica preparativa y la posterior

hidrogenación catalítica del intermedio racémico (S*,S*,S*) que se obtiene

en 3 pasos partiendo del ácido indolin-2-carboxílico (Esquema 1-10).54

Los

enantiómeros así preparados se aíslan protegidos en el átomo de nitrógeno

con el grupo terc-butoxicarbonilo (Boc), con un 63% de rendimiento global

después de 4 pasos de reacción y una separación cromatográfica.

NH

CO2H

1) H2, PtO2, AcOHRecristalización (70%)

2) PhCH2OH,

Ácido p-toluensulfónico,

Tolueno, reflujo (92%)

3)Boc2O, Me4N(OH),

DMAP, THF, t.a. (98%)

NBoc

CO2Bn

NBoc

CO2Bn

H

H

NBoc

CO2Bn

H

H

NBoc

CO2Bn

H

H

NBoc

CO2H

H

H

NBoc

CO2H

H

H

HPLC

H2, Pd/C

AcOEtt.a.

(100%)

H2, Pd/C

AcOEtt.a.

(100%)

(R,R,R)

(S,S,S)

(R,R,R)

(S,S,S)

rac-(S*,S*,S*)

rac-(S*,S*,S*)Ácido Indolin-2-carboxílico

H

H

Esquema 1-10. Preparación de los enantiómeros (R,R,R) y (S,S,S) del ácido

octahidroindolin-2-carboxílico (OIC).

53 La ACE es una enzima que participa en la regulación del volumen extracelular y la

vasoconstricción arterial. 54 Sayago, F. J.; Jiménez, A. I.; Cativiela, C. Tetrahedron: Asymmetry 2007, 18, 2358-2364.

Antecedentes

40

La preparación de derivados funcionalizados de piperidina ha sido

extensamente estudiada a lo largo de los últimos años. Por ejemplo, Agami

y colaboradores describieron la obtención del ácido (2S,3S)-3-

hidroxipipecólico de una manera estereoselectiva en varios pasos de

reacción, partiendo del (R)-fenilglicinol y el glioxilato de etilo, pasando por

un producto intermedio de tipo oxadehidroindolizidina.55

Lo más destacable

de este trabajo es que, a pesar del moderado rendimiento (20%, después de

más de 10 pasos de reacción), es posible aislar el producto final con un

exceso diastereomérico del 90% (Esquema 1-11).

HNOH

CO2H

NOBn

O

Ph

NH2

OH

Ph

CHO

CO2Et+

Ac. (2S,3S)-3-hidroxipipecolico

Oxadehidroindolizidina (R)-fenilglicinol Glioxilatode etilo

Esquema 1-11. Retrosíntesis de un derivado 3-hidroxilado del ácido pipecólico.

La preparación de derivados del ácido pipecólico sustituidos en las

posiciones 4 o 5 también ha recibido cierta atención debido a que estas

estructuras están presentes en algunas moléculas biológicamente activas,

principalmente como inhibidores enzimáticos. Sun y colaboradores lograron

preparar los análogos 4 y 5-hidroxilados a través de una ruta consistente en

una alilación asimétrica, ciclación por metátesis cruzada y una reducción

regioselectiva catalizada por paladio (Esquema 1-12).56

NH

HO

CO2H

NH

CO2H

OHN

O

Ph

Boc

O

o

a) Alilaciónb) Metatesisc) Reducción Pd cat.

Esquema 1-12. Síntesis estereoselectiva de los derivados 4 y 5-hidroxilados del ácido

pipecólico.

55 Agami, C.; Couty, F.; Mathieu, H. Tetrahedron Lett. 1996, 37, 4001-4002. 56 Sun, C.-S., Lin; Y.-S.; Hou, D.-R. J. Org. Chem. 2008, 73, 6877-6880.

Capítulo 1

41

1.1.2.2. Preparación de - y -aminoácidos cíclicos ópticamente activos

por métodos enzimáticos

La obtención de esta clase de aminoésteres también ha sido objeto de

algunos estudios de síntesis quimioenzimática empleando principalmente

lipasas. Las estrategias de resolución de mezclas racémicas comprenden

reacciones de hidrólisis, acilación, transesterificación o interesterificación,

debido a la posibilidad que plantean los aminoésteres con la bifuncionalidad

asociada a su estructura, un grupo amino y otro grupo éster.

De tal manera, para el pipecolato de metilo se han estudiado dos

alternativas complementarias, la transesterificación del carbonilo empleando

la CAL-B, o la acilación del grupo amino empleando la CAL-A (Esquema

1-13).57

Los resultados que se obtuvieron con la transesterificación no

fueron buenos, ya que la CAL-B catalizó la reacción pero con muy baja

selectividad. Por otra parte, la resolución del pipecolato de metilo se logró

mediante la acilación estereoselectiva del átomo de nitrógeno del isómero

(S), reacción que fue catalizada por la CAL-A en una reacción de aminólisis

con el butanoato de 2,2,2-trifluoroetilo (PrCO2CH2CF3), en terc-butilmetil

éter (TBME).

NH

CO2Me NH

CO2MeN CO2Me

O

+PrCO2CH2CF3

CAL-ATBME

25 ºC, 9 h(49%)

rac-Pipecolato de metilo (R)-Aminoéster

(95% ee)(S)-Carbamato

(99% ee)

Esquema 1-13. Resolución enzimática del pipecolato de metilo por acilación catalizada por

la CAL-A en TBME.

También los procesos de DKR se han utilizado para la obtención de

los derivados acilados de los ésteres metílicos de la prolina y el ácido

pipecólico, por reacción de los aminoésteres racémicos con PrCO2CH2CF3 o

57 Liljeblad, A.; Lindberg, J.; Kanerva, A.; Katajisto, J.; Kanerva, L. T. Tetrahedron Lett. 2002, 43,

2471-2474.

Antecedentes

42

con butanoato de vinilo (PrCO2Vin) en TBME (Esquema 1-14).58

Los

procesos empleando la CAL-A como biocatalizador, un agente de

racemización (acetaldehído) y un aditivo (ácido acético o trietilamina) han

permitido obtener las (S)-amidas con un 97% ee y rendimientos

cuantitativos para el derivado de prolina y 69% en el caso del ácido

pipecólico. El paso clave en este proceso es la racemización del éster que no

reacciona, lo que se logra con la reacción que se da entre el acetaldehído y el

átomo de nitrógeno del éster, que forma un carbanión intermedio que

favorece la racemización del enantiómero que reacciona más lentamente.

NH

CO2Me

( )n

N CO2Me

( )n

O

PrCO2R

CAL-ATBME

AcetaldehídoAditivo

T, t

n= 1, 2

n= 1: Aditivo= AcOH, T= 25 ºC, t= 25 h, 99% eeS, (97%)n= 2: Aditivo= NEt3, T= 56 ºC, t= 24 h, 97% eeS, (69%)

(S)-Amidas

Esquema 1-14. DKR de ésteres derivados de prolina (n= 1) y ácido pipecólico (n= 2)

catalizada por la CAL-A en TBME, con acetaldehído como agente de racemización.

La estructura de la isoquinolina está presente en distintos

compuestos, de importancia tanto química como biológica, de manera que

medicamentos de origen natural o sintético que son aplicados en una amplia

variedad de terapias contienen este esqueleto. Por ejemplo, la noscapina, un

alcaloide del tipo bencilisoquinolina, es un agente antitusivo al que también

se le han encontrado propiedades anticancerígenas. Kanerva y colaboradores

han desarrollado la preparación de derivados ópticamente activos del ácido

pipecólico benzofusionado, como el ácido 1,2,3,4-tetrahidroisoquinolin-1-

carboxílico, mediante la hidrólisis de su éster metílico empleando la CAL-B,

obteniendo el (R)-ácido (94% ee) y el (S)-éster (92% ee) cuando la

conversión es del 50% (Esquema 1-15).59

Estos resultados mejoran los

valores obtenidos en la reacción de aminólisis catalizada por la propia CAL-

A, que transcurren con una cinética más lenta incluso empleando diferentes

dadores de acilo.

58 Liljeblad, A.; Kiviniemi, A.; Kanerva, L. T. Tetrahedron 2004, 60, 671-677. 59 Paál, T. A.; Forró, E.; Liljeblad, A.; Kanerva, L. T.; Fülöp, F. Tetrahedron: Asymmetry 2007, 18,

1428-1433.

Capítulo 1

43

NH

CO2Et

NH

CO2H

NH

CO2Et

H2O

CAL-BDIPE3 ºC

(Hidrólisis)

rac-Aminoéster (R)-Ácido 94% ee (S)-Éster 92% ee

+

NH

CONHR

R= Bu, Bz; Enzima= CAL-A, CAL-B

EnzimaDIPERNH2(Aminólisis)

Esquema 1-15. Procesos catalizados por lipasas para la resolución de 1,2,3,4-

tetrahidroisoquinolin-2-carboxilato de etilo mediante hidrólisis e intentos fallidos de la

reacción de aminólisis con distintas aminas.

OBJETIVOS

Capítulo 1

47

En los antecedentes de este capítulo se ha puesto de manifiesto la

importancia de los aminoácidos de estructura cíclica en forma ópticamente

enriquecida. Por ello y aprovechando la experiencia de nuestro grupo de

investigación en el desarrollo de metodologías sintéticas enzimáticas, los

objetivos principales que nos planteamos en este capítulo son:

1) Sintetizar químicamente aminoésteres derivados de indolina y

quinolina de forma racémica.

NH

NH

CO2RCO2R

2) Estudiar detalladamente los procesos de resolución cinética

enzimática de estos compuestos catalizados por lipasas,

mediante procesos de alcoxicarbonilación, transesterificación

e interesterificación.

3) Una vez obtenidos los compuestos deseados en forma

ópticamente activa, determinar la enantiopreferencia mostrada

por las enzimas.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Capítulo 1

51


Este apartado se presenta en dos partes. En primera instancia se muestran los

resultados obtenidos en los ensayos de resolución cinética enzimática

empleando reacciones de alcoxicarbonilación catalizados por lipasas, para

posteriormente abordar el estudio de los procesos de transesterificación e

interesterificación.

1.3.1. RESOLUCIÓN CINÉTICA ENZIMÁTICA MEDIANTE

REACCIONES DE ALCOXICARBONILACIÓN

El inicio del estudio para la obtención de - y -aminoésteres cíclicos

enantioenriquecidos se planteó tomando como referencia un trabajo previo

realizado en nuestro grupo de investigación, en el que se preparaba una

familia de derivados de la indolina 2- y 3-sustituidos por la resolución de los

correspondientes racematos mediante procesos de alcoxicarbonilación

catalizados por lipasas, ya comentados en los antecedentes de este

capítulo.49

Resultados y Discusión

52

1.3.1.1. Síntesis química y resolución enzimática del indolin-2-

carboxilato de metilo (2)

Inicialmente nos planteamos la resolución enzimática del indolin-2-

carboxilato de metilo (2), el cual fue preparado, de una manera sencilla, por

esterificación del ácido indolin-2-carboxílico (1) a reflujo de metanol

(MeOH) y cloruro de tionilo (Esquema 1-16), obteniendo el producto 2 con

un rendimiento del 97% después de purificación por columna

cromatográfica.

NH

CO2HNH

CO2MeSOCl2

MeOH67 ºC, 5 h

(97%)rac-1 rac-2

NCO2Me

Cloroformiatode alilo

rac-3Piridina

CH2Cl2, 4 ht.a. (90%) O O

Esquema 1-16. Esterificación del ácido indolin-2-carboxílico racémico y posterior reacción

de carbonatación química.

Previamente a llevar a cabo los intentos de resolución enzimática del

aminoéster 2 fue necesaria la preparación del carbamato racémico 3,

producto final de la reacción enzimática de alcoxicarbonilación por reacción

con cloroformiato de alilo en diclorometano seco y en presencia de piridina,

aislándose el compuesto 3 con un rendimiento del 90%. Con el fin de seguir

el transcurso de las reacciones enzimáticas, se separaron tanto los

enantiómeros del aminoéster racémico 2 como del carbamato 3 empleando

la técnica de HPLC con una columna de relleno quiral (ver parte

experimental, páginas 79 y 80).

La resolución cinética enzimática del compuesto 2 se abordó

entonces empleando hidrolasas como la CAL-B o distintos preparados de la

CAL-A disponibles en distintas casas comerciales,60

y TBME como

disolvente (Esquema 1-17). Los resultados obtenidos se recogen en la Tabla

1-1. Basándonos en los resultados que se obtuvieron en el trabajo previo

60 Los distintos preparados de la CAL-A fueron adquiridos a Biocatalytics, Roche y Codexis (ver

Parte Experimental, página 71).

Capítulo 1

53

para la resolución de distintos derivados de indolinas sustituidas en la

posición 2,49

se emplearon inicialmente 2.5 equivalentes del carbonato

mixto de 3-metoxifenilo y alilo (4a), con respecto al sustrato, y 30 ºC.

NH

Lipasa, TBME

250 rpm

RO O

O

CO2MeN

CO2Me +NH

CO2Me

4a: R= 3-OMe-C6H4-

4b: R= CH2=CHCH2-

OO

rac-2 (R)-2(S)-3

Esquema 1-17. Reacción de alcoxicarbonilación enzimática del indolin-2-carboxilato de

metilo empleando distintas enzimas y carbonatos en TBME seco a 30 ºC.

Tabla 1-1. Resultados de los ensayos de alcoxicarbonilación del aminoéster 2 con los

carbonatos de alilo 4a-b (2.5 equivalentes) en TBME.

Entrada Enzima Dador T

(ºC)

t

(h)

ees

(%)a

eep

(%)a

c

(%)b

Ec

1 CAL-Ad 4a 30 20 98 >99 50 >200

2 CAL-Ae 4a 30 8 98 >99 50 >200

3 CAL-Af 4a 30 4 >99 >99 50 >200

4 CAL-B 4a 30 60 85 99 46 >200

5 CAL-Af 4b 30 74 16 92 15 29

6 CAL-Af 4b 45 49 8 94 8 35

a Determinado por HPLC.

b c = eeS/(eeS+eeP).

c E = ln[(1-c) (1-eeP)]/ln[(1-c) (1+eeP)].

Casas comerciales suministradoras de la CAL-A: d Biocatalytics;

e Roche;

f Codexis.

Para todas las reacciones empleando preparaciones de CAL-A se

observó una excelente enantioselectividad en la alcoxicarbonilación del

grupo amino del (S)-aminoéster, siendo la lipasa de la empresa Biocatalytics

la que mostró una cinética más lenta (20 h, entrada 1) frente a las

velocidades mostradas por la CAL-A de Roche o Codexis (8 y 4 h

respectivamente, entradas 2-3). Por su parte la CAL-B también posee una

excelente selectividad si bien reacciona con una velocidad mucho menor

que la CAL-A (60 h para un 46% de conversión, entrada 4). En todos los

casos sustrato y producto fueron aislados mediante purificación por


54

cromatografía de columna, separando también del crudo de reacción el

carbonato de 3-metoxifenilo y alilo remanente así como el 3-metoxifenol

formado por la hidrólisis del carbonato en el transcurso de la reacción.

Con el fin de comprobar la influencia del agente de

alcoxicarbonilación, se estudió la reacción con la mejor lipasa encontrada

(CAL-A de Codexis) con el carbonato de dialilo (4b), el cual facilitaría en

gran medida el proceso de purificación de los productos finales ya que tanto

el carbonato remanente como el alcohol alílico que se desprende son

compuestos de bajo punto de ebullición (entradas 5 y 6). Sin embargo, tanto

a 30 ºC (entrada 5) como a 45 ºC (entrada 6) las cinéticas fueron mucho más

lentas observándose una pérdida notable de la enantioselectividad del

proceso, probablemente debida a la desactivación de la enzima a tiempos

largos de reacción.

De manera resumida, bajo las condiciones óptimas de reacción

(entrada 3 de la Tabla 1), se aislaron los enantiómeros tanto del sustrato

como del producto de forma enantioméricamente pura y con buenos

rendimientos (92% para el producto y 86% para el sustrato).

Por otra parte, la configuración absoluta del aminoéster aislado 2 se

determinó comparando su tiempo de retención en HPLC con el que se

obtuvo de una muestra del compuesto (S)-2 enantiopuro, el cual se preparó

partiendo del ácido (S)-indolin-2-carboxílico [(S)-1], disponible

comercialmente. De esta forma pudimos asignar inequívocamente la

configuración (R) para el aminoéster remanente 2 y la estereoquímica (S) al

carbamato aislado 3 formado (Esquema 1-17).

1.3.1.2. Síntesis química y resolución enzimática del indolin-3-

carboxilato de metilo (7)

Animados por los excelentes resultados obtenidos en la resolución del

compuesto 2, decidimos extender nuestro estudio al derivado sustituido en

la posición 3, el indolin-3-carboxilato de metilo (7). Por lo tanto,

inicialmente se preparó el compuesto 7 a partir del ácido 3-indol carboxílico

Capítulo 1

55

(5) en dos pasos de reacción. Primero se realiza la reducción química de 5

mediante la adición de sodio metálico en una disolución de butanol, para

posteriormente llevar a cabo la esterificación con metanol del intermedio 6.

Al final de este proceso se aisló el producto racémico 7 con un 74% de

rendimiento global después de purificación por columna cromatográfica en

gel de sílice (Esquema 1-18).61

NH

CO2H

NH

CO2H

Na, BuOH

120 ºC, 16 h 65 ºC, 4 h (74%)

SOCl2, MeOH

NH

CO2Me

5 rac-6 rac-7

Esquema 1-18. Ruta síntetica para obtener el aminoéster racémico 7 a partir del ácido

indolínco 5.

De tal forma se ha estudiado la resolución enzimática del aminoéster

7 en las mismas condiciones que se habían empleado previamente para el

compuesto 2, éster análogo estructuralmente pero sustituido en el carbono 2:

CAL-A y CAL-B como biocatalizadores, los carbonatos 4a,b y TBME

como disolvente (Esquema 1-19).

NH

CO2Me

TBME30 ºC, 250 rpm

N

CO2Me

O

O

rac-7 8

4a,bLipasa

NH

CO2Me

7

+*

*

Esquema 1-19. Alcoxicarbonilación enzimática del sustrato 7 catalizada por lipasas.

Resultados muy diferentes se observaron en función de la lipasa

empleada en el proceso. Al contrario de lo observado con el sustrato

racémico 2, el carbonato 4a presentó una nula reactividad con este

compuesto, observándose solo en el caso de la CAL-B la formación de 3-

metoxifenol por la hidrólisis en el medio de reacción del propio carbonato.

A continuación se utilizó el carbonato 4b con el que la CAL-A muestra una

selectividad limitada (56% conversión, 71% eeS, 56% eeP, después de 10

días de reacción). Con este mismo carbonato, la CAL-B presentó una alta 61 Wolf, H.; Gonzenbach, H.-U.; Müller, K.; Schaffner, K. Helv. Chim. Acta 1972, 55, 2919-2933.


56

estereoselectividad hacia la formación del aminoéster 7 y el carbamato 8, sin

embargo otro producto apareció en el medio de reacción, el correspondiente

éster alílico 9 proveniente de la reacción de transesterificación de 7 con el

alcohol alílico proveniente de la hidrólisis de 4b (Esquema 1-20). Se

comprobó que esta reacción secundaria era catalizada por la CAL-B ya que

en ausencia de enzima este producto no fue detectado, además el disolvente

no parece tener gran influencia en el proceso puesto que la reacción en

tetrahidrofurano (THF) seco también dirige hacia la formación en cierta

extensión del éster alílico 9. Esta reacción lateral presenta un gran

inconveniente como es el aislamiento de los tres productos finales por

cromatografía de columna por lo que nuevas metodologías enzimáticas se

desarrollaron más adelante en esta memoria para la resolución enzimática

del compuesto 7 (ver sección 1.3.2.1.).

NH

CO2Me

TBME30 ºC, 250 rpm

N

CO2Me

O

O

rac-7 8

4bCAL-A

+7 +

NH 9

OO

*

*

Esquema 1-20. Reacción de alcoxicarbonilación de 7 con el carbonato 4b catalizada con

CAL-A.

1.3.1.3. Síntesis química y resolución enzimática del 1,2,3,4-

tetrahidroquinolin-2-carboxilato de metilo (12)

Dados los problemas encontrados con el sustrato 7 y ya que era de nuestro

interés extender la preparación de esta clase de compuestos a otros

aminoésteres cíclicos, decidimos enfocar nuestros esfuerzos hacia el estudio

de la reacción de alcoxicarbonilación catalizada con lipasas estudiando

sustratos de tipo quinolina. De esta manera se preparó el 1,2,3,4-

tetrahidroquinolin-2-carboxilato de metilo (12) a partir del ácido quinolin-2-

carboxílico (10) en dos pasos de reacción, esterificación con MeOH en

presencia de cloruro de tionilo y la posterior reducción química empleando

Capítulo 1

57

cianoborohidruro sódico (NaBH3CN) en medio ácido, obteniendo 12 con un

rendimiento global del 70% (Esquema 1-21).62

N COOH SOCl265 ºC, 6 h

(80%)

N CO2Me

NaBH3CNHCl

THF-MeOHt.a., 14 h

(87%)

NH

CO2Me

10 11 rac-12

MeOH

Esquema 1-21. Síntesis química del 1,2,3,4-tetrahidroquinolin-2-carboxilato de metilo

(12).

Una vez preparado el correspondiente carbamato racémico 13 por

reacción con cloroformiato de alilo en presencia de piridina, se diseñaron

métodos adecuados de HPLC para el seguimiento de las reacciones

enzimáticas. Al igual que con los derivados de indolina, se intentó la

alcoxicarbonilación de 12 bajo las mismas condiciones que mostraron

excelentes resultados con el aminoéster 2. En primera instancia, la CAL-A

no presentó actividad alguna para la reacción con el carbonato 4a lo cual se

contrapone con los resultados obtenidos hasta ahora con los derivados de la

indolina sustituidos en la posición 2, donde es precisamente esta enzima la

que presenta la mejor selectividad en este tipo de reacciones.

Por otra parte, la CAL-B mostró una gran selectividad en la

alcoxicarbonilación de uno de los enantiómeros del sustrato 12,

promoviendo la formación del carbamato 13, al mismo tiempo se detecta la

formación del aminoéster de alilo 14 proveniente de la reacción lateral de

transesterificación como sucedía en el caso de la indolina análoga 7

(Esquema 1-22). Esta actividad de formación del éster alílico ya había sido

observada por Liljeblad y colaboradores en los ensayos de resolución del

metil éster del ácido pipecólico. En ese trabajo se empleó la CAL-A en la

reacción de alcoxicarbonilación con el 4b en TBME, obteniendo tanto la

formación del alil éster como del carbamato.57

Cuando el carbamato 4b fue

empleado en lugar del carbonato mixto 4a, la reacción con la CAL-B

transcurrió con una enantioselectividad muy baja (E= 1.7) para una

conversión superior al 50% (70% en 40 h), si bien no se observó la

formación de ningún subproducto.

62 Vecchietti, V.; Clarke, G. D.; Colle, R.; Giardina, G.; Petrone, G.; Sbacchi, M. J. Med. Chem.

1991, 34, 2624-2633.


58

TBME30 ºC, 250 rpm

4aCAL-B

+

+

NH

CO2Me

rac-12

NH

CO2Me

12

N CO2Me13

OO

NH

14

O

O

*

*

*

Esquema 1-22. Resolución enzimática del sustrato 12 por reacción de alcoxicarbonilación

con el carbonato 4a catalizada por la CAL-B.

1.3.2. RESOLUCIÓN CINÉTICA ENZIMÁTICA POR REACCIONES

DE TRANSESTERIFICACIÓN E INTERESTERIFICACIÓN

Dados los problemas que se observaron en las reacciones de

alcoxicarbonilación con los derivados de la indolina 7 y de la quinolina 12,

decidimos buscar otras metodologías enzimáticas como son la reacción de

transesterificación o la interesterificación, para tratar de sintetizar estas

familias de compuestos en forma ópticamente activa. En este tipo de

reacciones es el grupo éster en lugar del grupo amino el núcleo que sufre la

modificación catalizada por la lipasa, obteniéndose teóricamente a partir de

un éster racémico dos ésteres en forma ópticamente activa.

1.3.2.1. Síntesis química y reacciones enzimáticas con los derivados de

indolina

Como agente de resolución en las reacciones enzimáticas se empleó el

butanol, por lo que fue necesario realizar previamente la síntesis química del

éster de butilo racémico 15, producto final esperado en el proceso

enzimático. Este se preparó por reacción de esterificación del ácido

carboxílico racémico 6 con butanol (BuOH) en presencia de cloruro de

Capítulo 1

59

tionilo. Posteriormente se buscaron condiciones adecuadas para su análisis

cromatográfico por HPLC y así poder tener un adecuado seguimiento de las

reacciones enzimáticas.

El acercamiento inicial al estudio de la reacción de

transesterificación enzimática se realizó con el empleo del BuOH tanto

como disolvente como dador de acilo, con las lipasas CAL-B y la de

Pseudomonas cepacia (PSL-C I). Aunque esta última no presentó actividad

alguna en esta reacción con el sustrato 7, la CAL-B exhibió una excelente

selectividad, produciendo el sustrato y el producto enantiopuros, con una

conversón del 50% después de 4 h de reacción (Esquema 1-23).

NH

CO2Me

BuOH, 4 h30 ºC, 250 rpm

(50% conv.)rac-7

CAL-B

NH

CO2Me

(R)-7(>99% ee)

+

NH

CO2Bu

(S)-15(>99% ee)

Esquema 1-23. Resolución enzimática de 7 por reacción de transesterificación con butanol

catalizada por la CAL-B.

La asignación de la configuración absoluta de los productos de

reacción 7 y 15 se llevó a cabo por comparación del valor de la rotación

óptica y el tiempo de retención obtenido empleando la técnica del HPLC, en

relación al del éster de metilo 7 que se obtuvo mediante un proceso de

hidrólisis enzimática que había sido previamente descrito por Pietruska y

Simon.63

De esta manera se asignó la configuración (S) para el éster butílico

15 y (R) para el éster de metilo remanente 7 obtenidos en el proceso de

transesterificación.

Dados los excelentes resultados obtenidos con la reacción de

transesterificación de 7, decidimos estudiar el comportamiento del derivado

2-indolínico 2 en estas condiciones (Esquema 1-24). Así, intentamos la

transesterificación del metil éster 2 con butanol (Tabla 1-2), empleando

inicialmente el butanol como agente de transesterificación y disolvente,

encontrando que la PSL-C I mostró una baja selectividad (entrada 1),

mientras que la CAL-B permitió obtener el sustrato en forma enantiopura

63 Pietruska, J.; Simon, R. C. ChemCatChem 2010, 2, 505-508.


60

pero a una conversión muy alta (entrada 2). A continuación, y para intentar

disminuir la velocidad de la reacción decidimos llevar a cabo el proceso con

THF como disolvente y tan solo 2 equivalentes de BuOH. Si bien los

resultados con la PSL-C I mejoraron, la enantioselectividad continuó siendo

baja (E= 10, entrada 3). Por otra parte, la CAL-B disminuyó la velocidad de

reacción, pero mantuvo casi inalterado el valor de la enantioselectividad

(entrada 4).

NH

CO2MeNH

CO2MeBuOH o PrCO2Bu

LipasaDisolventeT, 250 rpmrac-2 2

NH

CO2Bu

16

+* *

Esquema 1-24. Ensayos de resolución enzimática del compuesto 2 por transesterificación

(BuOH) o interesterificación (PrCO2Bu).

Tabla 1-2. Resultados de la transesterificación enzimática de 2 con BuOH a 30 ºC y 250

rpm.

Entrada Disolvente Enzima t

(h)

eeS

(%)a

eeP

(%)a

c

(%)b

Ec

1 BuOH PSL-C I 23 10 8 57 1

2 BuOH CAL-B 8 >99 13 88 6

3 THF PSL-C I 20 9 81 10 10

4 THF CAL-B 7 61 60 50 7 a Determinado por HPLC.


c E = ln[(1-c) (1-eeP)]/ln[(1-c) (1+eeP)].

Toda vez que la transesterificación no se mostró como una

alternativa sintética útil para el derivado 2-sustituído 2, se estudió la

reacción de interesterificación, empleando como agente de resolución un

éster en lugar de un alcohol, como es el butanoato de butilo (PrCO2Bu). Los

datos obtenidos en un estudio preliminar con distintas lipasas: CAL-B, PSL-

C I, Rhizomucor miehei (RM), Candida antarctica tipo-A (CAL-A),

Candida rugosa (CRL) y la de páncreas porcino (PPL) se recogen en la

Tabla 1-3.

Capítulo 1

61

Tabla 1-3. Resultados de la reacción de interesterificación de 2 con PrCO2Bu (2 eq.),

catalizado por diferentes lipasas en THF.

Entrada Enzima T

(ºC)

t

(h)

eeS

(%)a

eeP

(%)a

c

(%)b

Ec

1 CAL-A 30 21 0 - 0 -

2 CRL 30 21 0 - 0 -

3 PPL 30 21 0 - 0 -

4 RM 30 21 11 21 34 2

5 CAL-B 30 2 76 78 49 18

6 PSL-C I 30 92 78 50 50 20

7 CAL-B 20 2 77 86 48 30 a Determinado por HPLC.


c E = ln[(1-c) (1-eeP)]/ln[(1-c) (1+eeP)].

En el caso de la CAL-A, CRL y PPL no se observó conversión

alguna (entradas 1-3), mientras que con la lipasa de RM la

enantioselectividad observada fue muy baja (entrada 4). Tanto la CAL-B

como la PSL-C I permitieron obtener conversiones cercanas al 50% con una

moderada selectividad (entradas 5 y 6), siendo la cinética de la reacción con

la CAL-B mucho mayor. Con el fin de mejorar la enantioselectividad

decidimos disminuir la temperatura a 20 ºC en la reacción catalizada por la

CAL-B (entrada 7), y aunque la enantioselectividad mejora, desde un punto

de vista sintético estos resultados no son aceptables sobre todo si los

comparamos con los que se habían obtenido previamente con este

compuesto 2 empleando la reacción de alcoxicarbonilación enzimática.

Si bien por metodologías distintas, se había cumplido a este punto

uno de los objetivos planteados inicialmente, como era la preparación de los

derivados de la indolina de manera enantiopura. Por lo tanto, decidimos

continuar con el estudio extendiéndolo hacia otros - y -aminoésteres

cíclicos como los derivados 1,2,3,4-tetrahidrogenados de la quinolina.


62

1.3.2.2. Síntesis química y reacciones enzimáticas con los derivados de

quinolina

Al igual que con los derivados de indolina, decidimos extender el estudio de

las reacciones de transesterificación a los derivados de la quinolina con

ésteres de metilo en las posiciones 2 y 3 respectivamente: 12 y 19. Este

último compuesto se preparó por una metodología análoga a la que se utilizó

para obtener el racemato 12 (Esquema 1-25). El ácido 3-quinolincarboxílico

(17) se esterifica con metanol, para posteriormente reducir el anillo

piridínico haciendo reaccionar el intermedio 18 con NaBH3CN en medio

ácido a temperatura ambiente, obteniéndose el racemato 19 con un

rendimiento global del 75%, después de dos pasos de reacción.

N SOCl265 ºC, 6 h

(83%)

N

NaBH3CNHCl

THF-MeOHrt, 14 h(90%)

NH

CO2H CO2Me CO2Me

17 18 rac-19

MeOH

Esquema 1-25. Síntesis del 1,2,3,4-tetrahidroquinolin-3-carboxilato de metilo (19).

Así, con los compuestos 12 y 19 se ensayaron las reacciones de

transesterificación con BuOH, tal como se muestra en el Esquema 1-26. En

el caso del compuesto C-2 sustituido 12 se probaron las mismas enzimas

que se utilizaron para el sustrato 2 en este tipo de resolución (Tabla 1-4).

Como ya se había observado antes con el derivado indolínico, las lipasas

CAL-A, CRL y PPL no presentaron actividad alguna (entradas 1-3),

mientras que la lipasa RM y la CAL-B presentaron actividades muy bajas

(entradas 4 y 5), que en el caso de la segunda ya se había observado para

este tipo de reacción con un análogo similar.57

Por el contrario, la PSL-C I

muestra una buena selectividad y abre la posibilidad para mejorar los

valores, pues alcanza un 40% de conversión (entrada 6).

Capítulo 1

63

NH

R1

R2

rac-12: R1= CO2Me, R2= H

rac-19: R1= H, R2= CO2Me

BuOH

LipasaTHF

30 ºC, 250 rpm

NH

R1

R2

NH

R1

R2

+

12: R1= CO2Me, R2= H

19: R1= H, R2= CO2Me

20: R1= CO2Bu, R2= H

21: R1= H, R2= CO2Bu

*

*

*

*

Esquema 1-26. Reacciones de transesterificación de los derivados 12 y 19 con butanol,

catalizadas por diversas lipasas.

Tabla 1-4. Resultados de la reacción de transesterificación del compuesto 12 con butanol.

Entrada Enzima t (h) eeS (%)a eeP (%)

a c (%)

b E

c

1 CAL-A 30 0 - 0 -

2 CRL 72 0 - 0 -

3 PPL 30 0 - 0 -

4 RM 30 40 16 72 2

5 CAL-B 30 70 31 70 4

6 PSL-C I 30 63 91 40 39 a Determinado por HPLC.

b c = eeS/(eeS+eep).

c E = ln[(1-c) (1-eeP)]/ln[(1-c) (1+eeP)].

En el caso del compuesto 19 sustituido en la posición 3 se

descartaron las enzimas CRL y PPL, lipasas que no habían mostrado alguna

actividad con ninguno de los derivados 2 y 12. La CAL-A tampoco en este

caso presenta ninguna actividad (Tabla 1-5, entrada 1), como tampoco se vio

con la PSL-C I (entrada 2) al contrario de lo que se obtuvo con el derivado

de la quinolina sustituido en C-2. Por otra parte, la lipasa de RM mostró una

estereodiscriminación ligeramente mejor que la CAL-B, aunque los valores

de ambas fueron bajos (entradas 3 y 4). Para intentar mejorar estos

resultados se escogió la lipasa de RM empleando el BuOH como agente de

esterificación y disolvente, alcanzándose los mejores valores tanto de

excesos enantioméricos como de conversión (54% conversión, 91% eeS,

76% eeP), después de 24 h de reacción (entrada 5). Posteriormente se intentó

la interesterificación con el PrCO2Bu, pero se vieron datos similares a los de


64

la transesterificación cuando se empleaba THF como disolvente (46% de

conversión, 56% eeS, 67% eeP) a las 34 horas de reacción (entrada 6).

Tabla 1-5. Resultados de las reacción de transesterificación o interesterificación del

compuesto 19 a 30 ºC y 250 rpm.

Entrada Enzima Agente

Resolución t (h)

eeS

(%)a

eeP

(%)a

c (%)b E

c

1d CAL-A BuOH 22 0 - 0 -

2d PSL-C I BuOH 22 0 - 0 -

3d CAL-B BuOH 22 63 11 70 2

4d RM BuOH 22 56 69 45 9

5e RM BuOH 24 91 76 54 23

6f RM PrCO2Bu 34 56 67 46 9

a Determinado por HPLC.


c E = ln[(1-c) (1-eeP)]/ln[(1-c) (1+eeP)].

d Se emplea THF como disolvente.

e Se emplea BuOH como disolvente y agente de resolución.

f Se emplea THF como disolvente.

CONCLUSIONES

Capítulo 1

67

Se ha llevado a cabo la síntesis química de cuatro aminoésteres

racémicos, dos de ellos derivados de indolina (indolin-2-carboxilato de

metilo e indolin-3-carboxilato de metilo) y otros dos derivados de quinolina

(1,2,3,4-tetrahidroquinolin-2-carboxilato de metilo y 1,2,3,4-

tetrahidroquinolin-3-carboxilato de metilo).

NH

NH

NH

NH

CO2Me

CO2Me

CO2MeCO2Me

Las lipasas estudiadas en los procesos de resolución enzimática de

los mencionados aminoésteres exhibieron distintos comportamientos en los

procesos de alcoxicarbonilación, transesterificación e interesterificación,

dependiendo de la estructura de los sustratos. Como resumen de los

mejores resultados se puede decir que:

- La resolución cinética enzimática mediante alcoxicarbonilación

permitió obtener el (R)-indolin-2-carboxilato de metilo y el (S)-(N)-

(aliloxicarbonil)indolin-2-carboxilato de metilo con excelentes valores de

enantioselectividad y de conversión a un tiempo corto, empleando la lipasa

de Candida antarctica tipo-A (CAL-A), mientras que la CAL-B mostró

conversiones aceptables a tiempos de reacción más largos.

NH

CAL-ATBME, 4 h

30 ºC, 250 rpm(50% conv.)

racN

(R)(>99% ee)

+

NH

(S)(>99% ee)

CO2Me

CO2Me

OO

O O

O

OMe

CO2Me

Conclusiones

68

- Se han sintetizado el (R)-indolin-3-carboxilato de metilo y el (S)-

indolin-3-carboxilato de butilo de manera enantiopura a través de la

resolución cinética del carboxilato de metilo racémico mediante una

reacción de transesterificación catalizada por la CAL-B, empleando BuOH

como agente de resolución.

NH

CO2Me

BuOH, 4 h30 ºC, 250 rpm

(50% conv.)rac

CAL-B

NH

CO2Me

(R)(>99% ee)

+

NH

CO2Bu

(S)(>99% ee)

- Los derivados de la 1,2,3,4-tetrahidroquinolina fueron resueltos

con excesos enantioméricos entre bajos y moderados. La PSL-C I arrojó los

mejores resultados para el derivado sustituido en la posición 2 en la

transesterificación con BuOH en THF, mientras que la lipasa de R. miehei

presentó la mejor actividad hacia el derivado en la posición 3 en la

transesterificación con BuOH tanto como agente de resolución como

disolvente.

PARTE EXPERIMENTAL

Capítulo 1

71

PARTE EXPERIMENTAL

1.5.1. GENERAL

Las lipasas de Candida antarctica tipo B (CAL-B, Novozyme 435, 7300

PLU/g) y de Rhizomucor miehei (Lipozyme RM IM, < 15% en peso) fueron

donadas por la compañía Novozymes (Dinamarca). La lipasa de Candida

antarctica tipo A se adquirió de distintas casas comerciales: Roche

(Chirazyme L-5, 1000 U/g empleando tributirina), Codexis (NZL-101, 5.0

U/g empleando 1-butanol y laurato de etilo), Biocatalytics (IMB-104, 2.6

U/mg empleando tributirina). Las lipasas de Pseudomonas cepacia tipo I

(Amano PSL-C I, inmovilizada en cerámica, 1061 U/g), la lipasa aislada del

páncreas porcino tipo II (PPL, 30-90 unidades/mg de proteína utilizando

triacetina) y la lipasa de Candida rugosa (965 unidades/mg de sólido

empleando la hidrólisis de un ácido graso de aceite de oliva) fueron

adquiridas a Sigma-Aldrich.

Los reactivos utilizados han sido adquiridos en las siguientes casas

comerciales: Acros Organics, Aldrich, Fluka, Lancaster o Prolabo, y no se

realizó ningún tratamiento posterior. Todos los disolventes utilizados en las

reacciones tanto químicas como enzimáticas han sido sometidos

previamente a un tratamiento de secado y destilación en atmósfera inerte; en

el caso del CH2Cl2 y MeOH el agente desecante fue el hidruro cálcico; el

THF, TBME y tolueno se trataron con sodio en presencia de benzofenona

como indicador. El BuOH empleado en las reacciones enzimáticas era de

Parte Experimental

72

grado analítico y fue almacenado bajo atmósfera inerte (N2) y malla

molecular (4Å).

1.5.2. TÉCNICAS DE ANÁLISIS

Para la cromatografía en capa fina se han utilizado cromatofolios de

gel de sílice POLYGRAM SIL G/UV254 (0.25 mm de espesor), los cuales

llevan incorporados un revelador ultravioleta, comercializados por Merck.

Como reveladores se utilizaron dos disoluciones: a) 2 g de KMnO4, 10 g de

K2CO3, 8 lentejas de NaOH en 200 mL H2O; o bien, b) 12 mL de p-

anisaldehído, 17 mL de H2SO4 fumante y 5 mL ácido acético en 450 mL de

MeOH.

Para la cromatografía en columna se utilizó gel de sílice 60 (malla

230-240) adquirida de Merck.

El seguimiento de las reacciones enzimáticas así como la

determinación de los excesos enantioméricos se llevó a cabo empleando la

técnica de cromatografía líquida de alta eficacia (HPLC) con un

cromatógrafo Hewlett-Packard 1100, y con columnas de relleno quiral

Chiralcel OD y OJ-H (25 × 0.46 cm D. I.). La detección empleada fue VIS-

UV a 210, 215 y 254 nm. Como fase móvil se emplearon distintas mezclas

de hexano/2-propanol y hexano/etanol.

Los espectros de resonancia magnética nuclear de protón (1H-RMN)

y carbono (13

C-RMN), así como las secuencias de pulsos adecuadas para

realizar experimentos DEPT se realizaron en los espectrómetros Brucker

AC-300 (1H, 300.13 MHz y

13C, 75.5 MHz) y DPX-300 (

1H, 300.13 MHz y

13C, 75.5 MHz), utilizando como disolventes cloroformo y metanol

deuterados. Los desplazamientos químicos (δ) se dan en valores de partes

por millón (ppm) relativas al disolvente utilizado y las constantes de

acoplamiento (J) en hertzios (Hz). En la descripción de los espectros se han

utilizado las siguientes abreviaturas: s= singulete, sa= singulete ancho, d=

doblete, dd= doble doblete, t= triplete, dt= doble triplete, c= cuarteto, q=

quintuplete y m= multiplete.

Para la medida de la rotación óptica específica se utilizó un

polarímetro Perkin-Elmer 241, con lámpara de sodio.

Los puntos de fusión se midieron en tubos capilares abiertos en un

aparato Gallenkamp y no están corregidos.

Capítulo 1

73

Los espectros de infrarrojo se registraron en un espectrómetro Perkin

Elmer 1720-X FT empleando pastillas de KBr (muestras sólidas) o ventanas

de NaCl (aceites o líquidos). Las bandas de tensión se indican en valores de

νmáx en cm-1

.

Se utilizaron tres técnicas para la espectrometría de masas: impacto

electrónico (IE+) a 70 eV con un equipo MAT 95 de Finigan, e ionización

por electroespray (ESI+) o ionización química a presión atmosférica (APCI

+)

con un cromatógrafo Hewlett-Packard 1100 acoplado a masas. En todos los

casos los valores se refieren a unidades de masa atómica (uma).

1.5.3. PROCEDIMIENTOS SINTÉTICOS

1.5.3.1. Metodología general para la síntesis de indolin-2-carboxilato de

metilo racémico (2) e indolin-2-carboxilato de butilo (16)

A una disolución del ácido indol-2-carboxílico (1, 100 mg, 0.61

mmol) en metanol (12 mL para 2) o en n-butanol (12 mL para 16), bajo

atmósfera inerte de N2 y en un baño de hielo, se añade goteando cloruro de

tionilo (67.1 L, 0.91 mmol) y la mezcla de reacción se calienta a reflujo

(67 ºC, para metanol; 120 ºC para butanol) durante 5 h, hasta que no se

detecta más producto de partida por TLC (30% AcOEt/hexano). El

disolvente se evapora a presión reducida y el residuo resultante se suspende

en agua, se alcaliniza ligeramente (pH= 8) con una solución acuosa de

NaOH 1 M y se extrae con CH2Cl2 (4 x 10 mL). Las fracciones orgánicas se

combinan, se secan sobre Na2SO4 y el disolvente se evapora bajo presión

reducida. El correspondiente crudo de reacción se purifica mediante

cromatografía de columna en gel de sílice (10% AcOEt/hexano) para

obtener 2 (90% rendimiento aislado) y 16 (97% aislado), como aceites

incoloros.

1.5.3.2. Síntesis del N-(aliloxicarbonil)indolin-2-carboxilato de metilo

(3)

A una disolución del aminoéster 2 (30 mg, 0.17 mmol) en CH2Cl2

seco (1.13 mL) se agrega piridina (14 L, 0.18 mmol) bajo atmósfera de

nitrógeno. La mezcla se coloca en un baño de hielo y una vez enfriada se le

Parte Experimental

74

añade cuidadosamente el cloroformiato de alilo (15.3 L, 0.18 mmol),

después de lo cual se deja a la disolución alcanzar la temperatura ambiente y

se agita durante 4 h hasta que no se detecta producto de partida por TLC

(40% AcOEt/hexano). El disolvente se evapora bajo presión reducida, el

residuo obtenido se redisuelve en CH2Cl2 (5 mL) y se lava con agua (2 mL).

La fracción orgánica se evapora hasta sequedad bajo presión reducida y el

residuo obtenido se purifica por cromatografía de columna en gel de sílice

(30% AcOEt/hexano). El carbamato 3 (40 mg, 90% rendimiento aislado) se

aisla como un aceite amarillo pálido.

1.5.3.3. Procedimiento general para la resolución cinética enzimática

por alcoxicarbonilación

A una suspensión del éster de indolina correspondiente 2 o 7 (50 mg,

0.28 mmol) y la lipasa correspondiente (100 mg) en TBME seco (1.9 mL) y

bajo atmósfera de nitrógeno, se añade el carbonato correspondiente 4a-b

(0.70 mmol). La mezcla se agita orbitalmente a 250 rpm, a la temperatura

especificada en cada caso, siguiendo el transcurso de la reacción mediante

HPLC (Ver secciones 1.3.1.1. y 1.3.1.2.). La mezcla de reacción se filtra,

lavando la enzima con CH2Cl2 (3 x 5 mL) y finalmente el filtrado se

concentra bajo presión reducida. El crudo de reacción se purifica por

cromatografía de columna en gel de sílice (5-15% AcOEt/hexano),

aislándose los correspondientes carbamatos y aminoésteres.

1.5.3.4. Síntesis del ácido indolin-3-carboxílico (6)

A una suspensión caliente de ácido indol-3-carboxílico (5, 1 g, 6.2

mmol) en butanol (30 mL) se adiciona sodio metálico (1.9 mg, 82.2 mL) en

porciones de 200-250 mg cada 10 minutos. Después de que todo el sodio es

adicionado, la mezcla se calienta a reflujo (120 ºC) durante toda la noche.

Después de este tiempo, la mezcla se deja enfriar a temperatura ambiente y

agua destilada (15 mL) se añade para asegurar que no exista más sodio sin

reaccionar en el medio de reacción. Posteriormente la mezcla se concentra

bajo presión reducida y alto vacío hasta que no queda butanol remanente. El

sólido resultante se redisuelve en agua (10 mL), se neutraliza con HCl

concentrado y se acidifica con ácido acético acuoso (pH= 4-5). La

Capítulo 1

75

suspensión formada se coloca en un baño de hielo y un sólido comienza a

precipitar, posteriormente se filtra y las aguas madres se saturan con NH4Cl

sólido. El sólido formado también se filtra finalmente y ambos filtrados se

juntan y se emplean sin ninguna purificación adicional en la síntesis de los

compuestos 7 y 15.

1.5.3.5. Síntesis general de los aminoésteres indolin-3-carboxilato de

metilo (7) e indolin-3-carboxilato de butilo (15)

El ácido indolin-3-carboxílico (6, 100 mg, 0.60 mmol) se disuelve en

el correspondiente alcohol (metanol para 7 o n-butanol para 15, 12 mL),

bajo una atmósfera inerte de N2 y se coloca en un baño de hielo. Entonces,

se añade goteando cloruro de tionilo (61 L, 0.80 mmol) y la mezcla de

reacción se calienta a reflujo (67 ºC, para el metanol; 120 ºC para el butanol)

hasta que no se detecta producto de partida por TLC (10% MeOH/CH2Cl2).

Posteriormente el disolvente se evapora bajo presión reducida y el residuo

resultante se resuspende en agua (10 mL), se alcaliniza ligeramente (pH= 8)

con una solución acuosa de NaOH 1 M y se extrae con CH2Cl2 (3 x 10 mL).

Las fracciones orgánicas se combinan, se secan sobre Na2SO4 y se evapora

el disolvente bajo presión reducida. Los crudos de reacción se purifican por

cromatografía de columna en gel de sílice (10-30% AcOEt/hexano) para

obtener 7 (74% rendimiento aislado) y 15 (71% rendimiento aislado), como

aceites ligeramente amarillos en ambos casos.

1.5.3.6. Síntesis del carbamato 8 por alcoxicarbonilación química

Se sigue un procedimiento similar al descrito en la sección 1.5.3.2.

El producto se purifica por cromatografía en columna de gel de sílice (20%

AcOEt/hexano) para obtener el compuesto 8 (85% rendimiento aislado)

como un aceite amarillento.

Parte Experimental

76

1.5.3.7. Síntesis del indolin-3-carboxilato de alilo (9)

Se disuelve el ácido indolin-3-carboxílico (6, 50 mg, 0.6 mmol) en

alcohol alílico (12 mL), mediante un leve calentamiento y agitación

magnética. Después de que se forma la disolución, se enfría la disolución en

un baño de hielo, para adicionar cloruro de tionilo (61 L, 0.8 mmol)

goteando cuidadosamente. La mezcla formada se deja a 80 ºC durante toda

la noche, hasta que no se detecta producto de partida por TLC (10%

MeOH/CH2Cl2). A continuación, la mezcla se concentra bajo presión

reducida y se resuspende en agua (10 mL), se alcaliniza ligeramente (pH= 8)

con una solución acuosa de NaOH 1 M y se extrae con CH2Cl2 (3 x 10 mL).

Las fracciones orgánicas se juntan, se secan sobre Na2SO4 y se evapora el

disolvente bajo presión reducida. El crudo de reacción se purifica por

cromatografía en columna de gel de sílice (10-30% de AcOEt/hexano),

aislándose el compuesto 9 (42% rendimiento aislado) como un aceite

amarillento.

1.5.3.8. Procedimiento general para la esterificación de los derivados de

los ácidos 2- y 3-quináldicos (Síntesis de 11 y 18)

El derivado de la quinolina correspondiente 10 o 17 (500 mg, 2.9

mmol) se disuelve en MeOH (57.8 mL) y la disolución se enfría en un baño

de hielo. Entonces se adiciona SOCl2 (291 μL, 3.9 mmol) cuidadosamente y

la mezcla se coloca a reflujo durante toda la noche, hasta que no se detecta

producto de partida por TLC (30% AcOEt/hexano). La disolución se deja

enfriar a temperatura ambiente y el disolvente se evapora bajo presión

reducida. La mezcla se resuspende en agua (20 mL) y se alcaliniza

ligeramente con una solución acuosa de NaOH 1 M, extrayendo

posteriormente con CH2Cl2 (3 x 15 mL). Las fracciones orgánicas se juntan,

se secan sobre Na2SO4 y el disolvente se evapora hasta sequedad.

Finalmente el crudo de reacción se purifica por cromatografía en columna

de gel de sílice (30% AcOEt/hexano), obteniéndose los aminoésteres 11

(432 mg, 80% aislado) y 18 (446 mg, 83%), como sólidos blancos.

Capítulo 1

77

1.5.3.9. Procedimiento general para la hidrogenación de los ésteres

metílicos 11 y 18 (Síntesis de 12 y 19)

A una disolución del correspondiente éster derivado de la quinolina

11 o 18 (250 mg, 1.3 mmol) en THF (4.7 mL) y metanol (2.3 mL) bajo

atmósfera de nitrógeno, se adiciona NaBH3CN (355 mg, 5.5 mmol). Una

vez que todo el sólido está disuelto, se añade una pequeña cantidad de verde

de bromocresol (indicador de pH), después de lo cual la solución adquiere

un color azul (indica alcalinidad). Entonces, se comienza la adición

periódica por goteo de una solución de HCl 4 M en dioxano, hasta que la

mezcla mantenga una tonalidad amarillenta (indica ácido, pH< 5). En ese

momento la mezcla se enfría en un baño de hielo y se le añade la cantidad

necesaria de una disolución acuosa saturada de NaHCO3 para neutralizar el

medio de reacción. La mezcla se extrae con AcOEt (3 x 10 mL) y las fases

orgánicas se combinan, se secan sobre Na2SO4 y se evapora el disolvente

bajo presión reducida. El crudo de reacción se purifica por columna

cromatográfica en gel de sílice (10-20% AcOEt/hexano), obteniéndose 12

(87% aislado) y 19 (90% aislado), como aceites amarillentos.

1.5.3.10. Procedimiento general para la transesterificación de los

compuestos 12 y 19 (Síntesis de 20 y 21)

A una disolución del correspondiente éster metílico derivado de la

quinolina 12 o 19 (30 mg, 0.16 mmol) en BuOH (3.1 mL) y colocada en un

baño de hielo, se adiciona SOCl2 (16 L, 0.22 mmol) cuidadosamente y la

mezcla se calienta a reflujo durante toda la noche, momento en que no se

detecta producto de partida por TLC (30% AcOEt/hexano). En este punto,

se retira la reacción del calentamiento y se deja enfriar a temperatura

ambiente, eliminando el disolvente bajo presión reducida. El crudo

resultante se resuspende en agua (20 mL) y se alcaliniza ligeramente con

una solución acuosa de NaOH 1 M, posteriormente se extrae con CH2Cl2 (3

x 5 mL). Las fracciones orgánicas se juntan, se secan sobre Na2SO4 y el

disolvente se evapora bajo presión reducida. El crudo de reacción se purifica

por cromatografía de columna en gel de sílice (10-20% AcOEt/hexano),

obteniéndose los aminoésteres 20 (23 mg, 62% aislado) y 21 (26 mg, 70%),

como sólidos blancos.

Parte Experimental

78

1.5.3.11. Procedimiento general para la transesterificación o

interesterificación enzimática de los aminoésteres 2, 7, 12 y 19

A una suspensión bajo atmósfera de nitrógeno del correspondiente

éster 2, 7, 12 o 19 (0.1 mmol), lipasa (1:1 en peso) y disolvente seco (1 mL),

se agrega BuOH o PrCO2Bu (0.2 mmol) bajo atmósfera de nitrógeno. La

mezcla se coloca en un agitador orbital (250 rpm) a la temperatura que

corresponda en cada caso, y el transcurso de las reacciones se sigue por

HPLC:

- Columna Chiralcel OJ-H, Hexano:2-propanol 90:10, 30 ºC, 0.8 mL/min,

para 2 y 7.

- Columna Chiralcel OD, Hexano:2-propanol 90:10, 30 ºC, 0.8 mL/min,

para 12 y 19.

Después del tiempo indicado (ver sección 1.3.2.) se detiene la reacción,

filtrando la enzima que se lava con CH2Cl2 (5 mL). El filtrado se concentra

entonces bajo presión reducida y el crudo de reacción resultante se purifica

por cromatografía de columna en gel de sílice empleando distintos

gradientes de AcOEt/hexano como eluyente (10% y 30%), aislándose los

correspondientes aminoésteres enantioenriquecidos, que se inyectan en

HPLC para medir sus excesos enantioméricos.

Capítulo 1

79

1.5.4. DATOS EXPERIMENTALES

Indolin-2-carboxilato de metilo (2)

NH

CO2Me2

34

5

6

7

9

8 10

11

C10H11NO2

Aceite incoloro

Peso molecular (g/mol): 177.20

[α]20

D: -47.3 (c= 0.28, CH2Cl2), >99% ee (enantiómero (R), por

alcoxicarbonilación enzimática)

Rf : 0.44 (40% AcOEt/hexano)

IR (KBr): 3335, 2950, 2356, 1732, 1684, 1652, 1609, 1531, 1487,

1436, 1313, 1257, 1207, 1151, 992, 773, 748 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 3.28-3.45 (m, 2H, H3), 3.80 (s,

3H, OCH3), 4.39 (dd, J= 9.0, 6.0, 1H, H2), 6.71-6.79 (m, 2H,

H5+H7), 7.02-7.11 (m, 2H, H4+H6)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 33.6 (C3), 52.4 (C11), 59.7 (C2),

110.0 (C7), 119.4 (C6), 124.4 (C4), 126.5 (C9), 127.6 (C5), 149.9

(C8), 174.5 (C10)

MS (IE+, m/z): 200 [(M+Na)

+, 100%], 178 [(M+H)

+, 12%]

HPLC: Columna Chiralcel OJ-H, Hexano/IPA 90:10, 0.8 mL/min,

30 ºC, Tiempos de elución: 24.3 min (S)-2, 34.1 min (R)-2

Parte Experimental

80

N-(Aliloxicarbonil)indolin-2-carboxilato de metilo (3)

NCO2Me

OO12

14

15

16

C14H15NO4

Aceite amarillento


[α]20

D: -106.5 (c= 1.2, CH2Cl2), 99% ee [enantiómero (S), por

alcoxicarbonilación enzimática]

Rf: 0.51 (30% AcOEt/hexano)

IR (NaCl): 3336, 2954, 2365, 2342, 1756, 1701, 1648, 1604,

1530, 1487, 1400, 1268, 1205, 826, 749 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): (CDCl3, 400.13 MHz): 3.30 (d,

J= 15.0, 1H, H3), 3.69 (t, J= 12.0, 1H, H3), 3.90 (s, 3H, H11), 4.70-

5.00 (m, 2H, H14), 5.05-5.15 (m, 1H, H2), 5.25-5.60 (m, 2H, H16),

6.00-6.25 (m, 1H, H15), 7.16 (t, J= 15.1, 1H, H6), 7.33 (t, J= 15.1,

1H, H5), 7.43 (d, J= 8.3, 1H, H4), 7.70 (t, J= 8.0, 1H, H7)

13C-RMN (CDCl3, 100.6 MHz): 32.8 (C3), 52.9 (C11), 59.9 (C2),

66.0 (C14), 114.7 (C7), 117.7 (C16), 122.9 (C6), 124.3 (C4), 127.9

(C5), 132.1 (2C, C9+C15), 142.1 (C8), 152.0 (C12), 172.0 (C10)

MS MS (IE+, m/z): 300 [(M+K)

+, 34%], 284 [(M+Na)

+, 100%], 262

[(M+H)+, 51%]

HPLC: Columna Chiralcel OD, Hexano/EtOH 97:3, 0.8 mL/min, 20

ºC, Tiempos de elución: 12.3 min (S)-3, 14.9 min (R)-3

Capítulo 1

81

Indolin-3-carboxilato de metilo (7)

NH

CO2Me

2

3

4

5

6

7

9

8

10 11

C10H11NO2

Aceite amarillento


[α]20

D: -96.7 (c= 0.86, CH2Cl2), 99% ee (enantiómero (R), por

transesterificación enzimática)


IR (KBr): 3378, 2952, 2282, 1732, 1606, 1532, 1488, 1465, 1436,

1317, 1254, 1200, 1173, 1051, 751 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 3.46 (sa, 1H, NH), 3.74-3.83 (m,

4H, H2+3H11), 3.96 (t, 1H, J= 8.44, H2), 4.22 (dd, 1H, J= 7.90, 9.20,

H3), 6.70 (d, 1H, J= 7.68, H4), 6.74 (t, 1H, J= 7.45, H5), 7. 11 (t, 1H,

J= 6.19, H6), 7.33 (d, 1H, J= 7.45, H7)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 47.1 (C3), 49.1 (C2), 52.2 (C11),

110.0 (C7), 118.8 (C5), 125.0 (C6), 125.9 (C9), 128.6 (C4), 150.9

(C8), 172.6 (C10)

MS (APCI+, m/z): 178.1 [(M+H)

+, 100]

HPLC: Columna Chiralcel OJ-H, Hexano/IPA 90:10, 0.8 mL/min,

30 ºC, Tiempos de elución: 47.2 min (S)-7, 50.9 min (R)-7

Parte Experimental

82

N-(Aliloxicarbonil)indolin-3-carboxilato de metilo (8)

N

OO12

14

15

16

CO2Me

2

34

5

6

7

9

8

10 11

C14H15NO4

Aceite amarillo



IR (NaCl): 3378, 2952, 2282, 1732, 1606, 1532, 1488, 1465, 1436,

1317, 1254, 1200, 1173, 1051, 751 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 3.79 (s, 3H, H11), 4.14-4.24 (m,

2H, H2), 4.50 (dd, 1H, J= 4.84, 4.84, H3), 4.74 (sa, 2H, H14), 5.34

(dd, 2H, J= 17.07, 10.25, H16), 5.94-6.11 (m, 1H, H15), 7.01 (t, 1H,

J= 7.54, H5), 7.27 (t, 1H, J= 7.54, H6), 7.39 (d, 1H, J= 7.69, H4),

7.91 (m, 1H, H7)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 44.8 (C2), 49.4 (C3), 52.6 (C11),

65.9 (C14), 114.9 (C7), 117.9 (C16) 122.7 (C5), 125.0 (C6), 127.4 (C9),

129.0 (C4), 132.3 (C15), 142.2 (C8), 152.2 (C12), 171.6 (C10)

MS (APCI+, m/z): 262.1 [(M+H)

+, 10], 176.1 [(M-CO2C3H)

+, 100]

Capítulo 1

83

Indolin-3-carboxilato de alilo (9)

NH

2

3

4

5

6

7

9

8

10

11

12

13

OO

C12H13NO2

Sólido marrón

PF: 29.5-30 °C



IR (KBr): 3378, 2952, 2282, 1732, 1606, 1532, 1488, 1465, 1436,

1317, 1254, 1200, 1173, 1051, 751 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 3.77 (t, 1H, J= 9.99, H2), 3.98 (t,

1H, J= 8.43, H3), 4.24 (t, 1H, J= 8.58 Hz, H2), 4.69 (dd, 2H, J= 1.23,

1.26, H11), 5.26-5.39 (m, 2H, H13), 5.91-6.04 (m, 1H, H12), 6.69 (d,

1H, J= 7.80, H4), 6.77 (t, 1H, J= 7.49, H6), 7.11 (t, 1H, J= 7.64, H5),

7.34 (d, 1H, J= 7.48, H7)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 47.1 (C2), 49.1 (C3), 65.7 (C11),

110.0 (C7), 118.4 (C13), 118.8 (C5), 125.1 (C6), 125.8 (C9), 128.7

(C4), 131.9 (C12), 151.0 (C8), 171.8 (C10)

MS (IE+, m/z): (APCI

+, m/z): 204.1 [(M+H)

+, 100], 205.1 [(M+2H)

+,

10]

Parte Experimental

84

Quinolin-2-carboxilato de metilo (11)

N CO2Me

2

3

45

6

7

8

10

911

12

C11H9NO2

Sólido blanco

PF: 87-89 ºC



IR (NaCl): ν 3054, 2954, 1725, 1463, 1320, 1266, 1212, 1138, 1108,

846, 779, 736 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 4.09 (s, 3H, CH3), 7.65 (t, J= 7.1,

1H, H6), 7.79 (t, J= 8.5, 1H, H7), 7.88 (d, J= 8.1, 1H, H5), 8.20 (d, J=

8.56, 1H, H2), 8.31 (d, J= 8.56, 2H, H4+H8)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 53.1 (C12), 120.9 (C3), 127.4 (C5),

128.6 (C6), 129.3 (C10), 130.3 (C8), 130.6 (C7), 137.3 (C4), 147.4

(C9), 147.8 (C2), 165.9 (C11)

MS (ESI+, m/z): 187 (M

+, 90), 156 [(M-CH4O)

+, 100%]

Capítulo 1

85

1,2,3,4-Tetrahidroquinolin-2-carboxilato de metilo (12)

NH

CO2Me

2

3

45

6

7

8

10

911

12

C11H13NO2

Aceite amarillento



IR (NaCl): 3400, 3017, 2951, 2844, 1739, 1608, 1497, 1437, 1343,

1301, 1247, 1171, 1019, 749 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.98-2.10 (m, 1H, H3), 2.27-2.36

(m, 1H, H3), 2.73-2.92 (m, 2H, H4), 3.81 (s, 3H, OCH3), 4.07 (dd, J=

3.95, 3.73 Hz, 1H, H2), 6.61-6.71 (m, 2H, H6+H8), 6.98-7.07 (m, 2H,

H5+H7)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 24.5 (C4), 25.6 (C3), 52.2 (C2),

53.8 (C12), 114.4 (C8), 117.5 (C6), 120.4 (C10), 126.9 (C7), 129.0

(C5), 142.8 (C9), 173.6 (C11)

MS (IE+, m/z): (APCI

+, m/z): 192.1 [(M+H)

+, 100]

HPLC: Columna Chiralcel OD, Hexano:2-propanol (90:10), 0.8

mL/min, 30 ºC

Parte Experimental

86

Indolin-3-carboxilato de butilo (15)

NH

2

3

4

5

6

7

9

8

10

11

12

13

14

OO

C13H17NO2

Aceite amarillento


[α]20

D: +78.3 (c= 0.60, CH2Cl2), >99% ee (enantiómero (S), por

transesterificación enzimática)


IR (KBr): 3378, 2960, 2934, 2874, 1732, 1607, 1533, 1488, 1465,

1256, 1180, 748 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300 MHz): 0.98 (t, 3H, J= 7.35, H14), 1.38-1.50

(m, 2H, H13), 1.65-1.74 (q, 2H, H12), 3.59 (s, 1H, NH), 3.74 (t, 1H,

J= 9.65, H2), 3.96 (dd, 1H, J= 7.67, 7.68, H2), 4.18-4.23 (m, 3H,

2H11+H3), 6.67 (d, 1H, J= 7.89, H4), 6.77 (t, 1H, J= 7.46, H5), 7.11

(t, 1H, J= 7.57, H6), 7.33 (d, 1H, J= 7.46, H7)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 13.5 (C14), 19.0 (C13), 30.5 (C12),

47.1 (C3), 49.0 (C2), 64.9 (C11), 109.9 (C7), 118.7 (C5), 124.9 (C6),

126.0 (C9), 128.5 (C4), 150.9 (C8), 172.1 (C10)

MS (ESI+, m/z): 203 (M

+, 70), 160 [(M-C2H3O)

+, 100]

HRMS (APCI+, m/z): 220.1 [(M+H)

+, 100]

HPLC: Columna Chiralcel OJ-H, Hexano:2-propanol (90:10), 30

ºC, 0.8 mL/min

Capítulo 1

87

Indolin-2-carboxilato de butilo (16)

NH

2

34

5

6

7

9

810

11

12

13

14

O

O

C13H17NO2

Aceite amarillento


Rf: 0.57 (30% MeOH/AcOEt)

IR (KBr): 3373, 3055, 2961, 2934, 2874, 1733, 1610, 1531, 1486,

1467, 1396, 1308, 1244, 1198, 1076, 1019, 738 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300 MHz): 0.98 (t, 3H, J= 7.35, H14), 1.36-1.48

(m, 2H, H13), 1.63-1.72 (q, 2H, H12), 3.31-3.48 (m, 2H, H3), 4.19 (t,

2H, J= 6.69, H11) 4.34-4.43 traslape (m, 1H, H2; sa, 1H, NH), 6.73-

6.81 (m, 2H, H5+H7), 7.06-7.13 (m, 2H, H4+H6)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 13.4 (C14), 18.9 (C13), 30.4 (C12),

33.5 (C3), 59.7 (C2), 65.0 (C11), 109.9 (C7), 119.2 (C5), 124.2 (C6),

126.5 (C9), 127.4 (C4), 150.0 (C8), 174.0 (C10)

MS (ESI+, m/z): 242.1 [(M+Na)

+, 100]

HPLC: Columna Chiralcel OJ-H, Hexano:2-propanol (90:10), 30

ºC, 0.8 mL/min

Parte Experimental

88

Quinolin-3-carboxilato de metilo (18)

N2

345

6

7

8

10

9

11 12

CO2Me

C11H9NO2

Sólido blanco

PF: 87-89 ºC



IR (NaCl): ν 3054, 2954, 1725, 1463, 1320, 1266, 1212, 1138, 1108,

846, 779, 736 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 4.02 (s, 3H, H12), 7.59-7.65 (m,

1H, H7), 7.80-7-84 (m, 1H, H6), 7.93 (t, J= 8.33, 1H, H5), 8.16 (d, J=

8.33, 1H, H8), 8.84 (d, J= 1.53, 1H, H4), 9.45 (d, J= 1.97, 1H, H2)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 53.4 (C12), 122.9 (C3), 126.7 (C5),

127.4 (C6), 129.0 (C10), 129.4 (C7), 131.8 (C8), 138.7 (C4), 149.1

(C9), 149.9 (C2), 165.7 (C12)

MS (ESI+, m/z): 187 (M

+, 90), 156 [(M-CH4O)

+, 100%]

Capítulo 1

89

1,2,3,4-Tetrahidroquinolin-3-carboxilato de metilo (19)

NH

2

345

6

7

8

10

9

11 12

CO2Me

C11H13NO2

Aceite amarillento



IR (NaCl): 3409, 3055, 2855, 1734, 1608, 1500, 1439, 1379, 1311,

1267, 1197, 1169, 1121, 1071, 738 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 2.94-3.00 (m, 1H, H4), 3.03-3.06

(m, 2H, H3+H4), 3.39 (dd, 1H, J= 8.99, 8.99, H2), 3.56-3.61 (m, 1H,

H2), 3.76 (sa, 4H, NH+H12), 6.55 (d, 1H, J= 8.11, H5), 6.68 (t, 1H,

J= 6.0, H6), 7.02 (t, 2H, H7+H8)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 29.5 (C4), 38.2 (C3), 43.4 (C2),

51.8 (C12), 114.1 (C8), 117.3 (C6), 119.4 (C10), 126.9 (C7), 129.4

(C5), 143.5 (C9), 174.0 (C11)

MS (APCI+, m/z): 192.1 [(M+H)

+, 100]


mL/min, 30 ºC

Parte Experimental

90

1,2,3,4-Tetrahidroquinolin-2-carboxilato de butilo (20)

NH

2

345

6

7

8

10

912

13

14

15

11

O

O

C14H19NO2

Semisólido blanquecino (funde a temperatura ambiente)



IR (NaCl): 3414, 3054, 2963, 2874, 1735, 1608, 1587, 1491, 1390,

1343, 1299, 1211, 1139, 738 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 0.97 (t, 3H, J= 7.34, H15), 1.35-

1.48 (m, 2H, H14), 1.63-1.72 (m, 2H, H13), 2.27-2.37 (m, 1H, H4),

2.73-2.92 (m, 1H, H4), 4.03-4.06 (dd, 1H, J= 3.73,3.73, H2), 4.14-

4.27 (m, 2H, H12), 6.61-6.70 (m, 1H, H8+H6), 6.97-7.06 (m, 2H,

H7+H5)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 13.6 (C15), 19.0 (C14), 24.7 (C4),

25.8 (C3), 30.5 (C13), 53.9 (C2), 65.0 (C12), 114.5 (C8), 117.5 (C6),

120.5 (C10), 126.9 (C7), 129.0 (C5), 142.9 (C9), 173.2 (C11)

MS (APCI+, m/z): 234.1 [(M+H)

+, 100]


mL/min, 30 ºC

Capítulo 1

91

1,2,3,4-Tetrahidroquinolin-3-carboxilato de butilo (21)

NH

2

345

6

7

8

10

9

11

12

13

14

15O

O

C14H19NO2

Semisólido blanquecino (funde a temperatura ambiente)



IR (NaCl): 3407, 3055, 2961, 2873, 1728, 1608, 1587, 1500, 1467,

1375, 1310, 1267, 1186, 1120, 738 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 0.96 (t, 3H, J= 7.26, H15), 1.34-

1.46 (m, 2H, H14), 1.60-1.69 (m, 2H, H3), 2.93-2.99 (m, 1H, H4),

3.04 (d, 2H, J= 7.26, H3+H4), 3.39 (t, 1H, J= 10.26, H2), 3.59 (dd,

1H, J= 2.67, 3.63, H2), 4.15 (t, 2H, J= 6.63, H12), 6.58 (d, 1H, J=

8.37 Hz, H8), 6.70 (t, 1H, J= 7.41 Hz, H6), 7.02 (t, 2H, J= 7.11,

H7+H5)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 13.6 (C15), 19.0 (C14), 29.5 (C4),

30.6 (C13), 38.3 (C3), 43.5 (C2), 64.5 (C12), 114.6 (C8), 117.9 (C6),

120.0 (C10), 127.0 (C7), 129.5 (C5), 143.1 (C9), 173.6 (C11)

MS (ESI+, m/z): 234.1 [(M+H)

+, 100]


mL/min, 30 ºC

CAPÍTULO 2

Síntesis química de 7-azaindolinas y posteriores

estudios de resolución enzimática utilizando lipasas

como catalizadores

ANTECEDENTES

Capítulo 2

97

ANTECEDENTES

2.1.1. LA INDOLINA Y LOS AZAINDOLES

En este capítulo se describen tanto la síntesis química de una familia de 7-

azaindolinas sustituidas en la posición 2 (Figura 2-1), como el estudio de los

ensayos de resolución enzimática de dichos derivados empleando lipasas

como biocatalizadores. Este tipo de compuestos poseen estructura y

propiedades similares a los derivados del indol, molécula presente en una

gran cantidad de sustancias y, por tanto, con diversas aplicaciones.

N

7-azaindolina

NH

N NH

7-azaindol

1 2

34

5

6

7

NH

Indol Figura 2-1. Estructuras de la 7-azaindolina, 7-azaindol e indol.

El indol es una molécula heterocíclica aromática, formada por un

anillo bencénico fusionado a un pirrol. Su nombre es el acrónimo de indigo

y oleum, ya que originariamente se obtenía a partir de la extracción oleosa

del colorante índigo. Sólido a temperatura ambiente, presente en las heces

fecales humanas, posee un desagradable olor, aunque a concentraciones

bajas presenta un aroma floral que forma parte de distintas esencias y

perfumes.

Antecedentes

98

Considerado por algunos autores como el heterociclo más ubicuo en

la naturaleza,64

esta estructura forma parte de muy diversas sustancias como

lo son el aminoácido L-triptofano, algunos alcaloides (serotonina,

melatonina o LSD), hormonas vegetales como la auxina y distintos

pigmentos (Figura 2-2). Las características propias de su estructura, le dan la

capacidad de unirse a una gran cantidad de receptores con alta afinidad.

NH2

NH

O

OH

Triptofano

NH2

NH

HO

Serotonina

NH

O

NH

O

Melatonina

NH

OH

O

Auxina

NH

HNO

OH

Acido lisérgico (LSD)

Figura 2-2. Distintos derivados del indol.

La variedad tan amplia de compuestos de los que el indol forma

parte fundamental en su estructura, aunado a la importancia de las

propiedades farmacológicas que poseen, ha fomentado el estudio de la

síntesis y funcionalización de las estructuras derivadas de este compuesto

desde hace ya más de 100 años. De entre la miríada de metodologías que

han sido desarrolladas y que se siguen investigando, podemos encontrar la

heteroanulación de Larock (1998), la síntesis de Gassman con N-halo-

anilinas (1973), la ciclización de N-acil-o-toluidinas de Madelung (1912), o

la síntesis de indoles de Fischer a partir de fenilhidrazina y un compuesto

carbonílico (1883), por nombrar solo algunas. A pesar de todo el tiempo y la

tecnología que se ha desarrollado desde entonces, es quizás esta última la

que más aplicaciones industriales tenga, ya que durante los pasados 10 años

64 (a) Bandini, M.; Echholzer, A.; Angew. Chem. Int. Ed. 2009, 48, 9608-9644. (b) Rodrigues de Sa

Alves, F.; Barreiro, E. J.; Fraga, C. A. M. Mini-Rev. Med. Chem. 2009, 9, 782-793.

Capítulo 2

99

se conocen más de 700 referencias del empleo de estrategias sintéticas

fundamentadas en este procedimiento.65

Debido a la gran cantidad de sustancias que poseen el anillo indólico

como parte fundamental de su estructura, se han buscado a lo largo de los

años moléculas similares con actividades farmacológicas parecidas o aún

mayores. Una familia de compuestos que poseen una semejanza estructural

muy grande a la del indol es la de los 7-azaindoles, de los que se hablará a

continuación.

A diferencia de los derivados del indol y a pesar de lo parecido en la

estructura química de ambas familias de compuestos, los azaindoles son

compuestos que se encuentran escasamente difundidos en la naturaleza, pero

que han adquirido cierta prominencia en los últimos años, principalmente

debido a que son empleados como bioisosteres66

del indol o de sistemas

anulares que poseen purina. Otra característica que despierta la curiosidad

de algunos investigadores es la actividad quimio-luminiscente de alguno de

estos derivados.

En esta familia de compuestos el átomo de nitrógeno del anillo

piridínico se puede encontrar en cualquiera de las 4 posiciones no

fusionadas al anillo pirrólico (Figura 2-3), pero en este trabajo nos

centraremos en el estudio del derivado con el nitrógeno alojado en la

posición 7 debido a la importancia que poseen este tipo de compuestos.67

65 (a) Robinson, B. Chem. Rev. 1969, 69, 227-250. (b) Ziegert, R. E.; Knepper, K.; Braese, S. Targets

in Heterocyclic Systems 2005, 9, 230-253. (c) Humphrey, G. R; Kuethe, J. T. Chem. Rev. 2006,

106, 2875-2911. 66 En Química médica, los bioisosteres son 2 biomoléculas con mismos número de átomos y

electrones de valencia. De tal manera que exhiben propiedades farmacocinéticas y

farmacodinámicas similares. 67 Popowycz, F.; Routier, S.; Joseph, B.; Mérour J.-Y. Tetrahedron 2006, 63, 1031-1064.

Antecedentes

100

N NH

N

NH

N

NH

6-azaindol 5-azaindol 4-azaindol

N NH

7-azaindol Figura 2-3. Estructuras de los isómeros del azaindol.

2.1.2. 7-AZAINDOLES

El 7-azaindol (1H-pirrolo[2,3-b]piridina) es una sustancia presente en

algunos productos naturales, principalmente alcaloides. Además de ser útiles

por sus propiedades farmacológicas, el 7-azaindol y sus derivados también

son empleados por ciertas propiedades fisicoquímicas como la

luminiscencia. Otra de las propiedades que se han mencionado y que hace

interesante el estudio de este tipo de molécula, es la analogía estructural con

el indol, lo que le confiere un potencial muy grande dentro del campo de la

química médica. A continuación se mencionarán algunas de las aplicaciones

de esta clase de compuestos, haciendo hincapié en aquellas que repercuten

en el cuidado de la salud humana.

En primer lugar se destacarán brevemente ciertas aplicaciones de

algunos derivados de este fragmento en química inorgánica. Por ejemplo,

complejos formados por el 7-azaindol y distintos metales poseen

interesantes propiedades en al área de la quimioluminiscencia. Dentro de

este campo, la mayor cantidad de trabajos se han dirigido hacia la

posibilidad de dar una mayor estabilidad a este esqueleto, ya que la emisión

tiende a ser inestable al contacto con el aire y la humedad. Un derivado

sustituido en el N-1 con una fosfina aromática ha sido empleado también

como catalizador en la copolimerización de CO y eteno (Figura 2-4A).68

Una de las modificaciones más importantes que se han realizado, es el

cambiar el protón del nitrógeno indólico por un grupo aromático, pues se

generan derivados más estables y altamente luminiscentes,69

siendo un

68 Burrows, A. D.; Mahon, M. F.; Varrones, M. J. Chem. Soc. 2003, 24, 4718-4730. 69 (a) Wu, Q.; Hook, A.; Wang, S. Angew. Chem. Int. Ed. 2000, 39, 3933-3935. (b) Wu, Q.; Lavigne,

J. A.; Tao, Y.; D’Iorio, M.; Wang, S. Chem. Mater. 2001, 13, 71-77.

Capítulo 2

101

ejemplo destacable el derivado organoborado mostrado en la Figura 2-4B.70

Los complejos de coordinación de organoplatino son también una familia de

moléculas importantes ya que su empleo en catálisis y en fotoquímica está

bien documentado (Figura 2-4C).71

N N

PPh

Ph

N N

NN

BNN

NN

PtBn

NCCD3

BAr4

A B C

Figura 2-4. Derivados de 7-azaindol con propiedades de luminiscencia.

Si bien estas propiedades fisicoquímicas resultan interesantes, las

aplicaciones farmacológicas de estos derivados son las que despiertan hoy

en día la mayor curiosidad para su estudio. Por ejemplo, derivados oxidados

de esta familia de compuestos, como los 7-azaoxoindoles de la Figura 2-5,

han sido probados en la investigación y tratamiento de uno de los cánceres

con un índice de recuperación menor, el adenocarcinoma pancreático.72

N NH

N

Br

O

N NH

Br

O

Br

OH

OMe

Figura 2-5. Derivados de 7-azaoxoindoles empleados en tratamientos de cáncer

pancreático.

70 Jia, W.-L.; Bai, D.-R.; McCormick, T.; Liu, Q.-D.; Motala, M.; Wang, R.-Y.; Seward, C.; Tao, Y.;

Wang, S. Chem. Eur. J. 2004, 10, 994-1006. 71 Zhao, S.-B.; Song, D.; Jia, W.-L; Wang, S. Organometallics 2005, 24, 3290-3296. 72 Wood, E. R.; Kuyper, L.; Pretov, K. G.; Hunter III, R. N.; Harris, P. A.; Lackey, K. Bioorg. Med.

Chem. Lett. 2004, 14, 953-957.

Antecedentes

102

Dentro del campo de la farmacología se han encontrado diversas

moléculas con el esqueleto azaindólico como estructura común, las cuales

desempeñan un papel importante en el control de ciertas enfermedades al

actuar como inhibidores específicos de ciertas enzimas. La Glucógeno

Sintasa Cinasa-3 (GSK-3) es una serin-treonin cinasa proteíca que participa

en diversos procesos celulares. Se ha descubierto que inhibidores

relacionados a esta enzima pueden desempeñar una función importante en el

tratamiento de enfermedades como el Alzheimer y la diabetes. Además se ha

encontrado también que algunos macrociclos que poseen el núcleo

azaindólico se presentan como una nueva serie de inhibidores potentes y

altamente específicos de un tipo de GSK.73

Otro ejemplo destacado es la

síntesis de análogos de la estaurosporina como la aza-arcyriaflavina A

(Figura 2-6).74

N N

O O

NN

HNO

O

N N

O O

N

HNO

O

N NH

N

NH

N

OO

Aza-arcyriaflavina A

Macrocíclos derivados de 7-azaindolina inhibidores de GSK

Figura 2-6. Derivados de 7-azaindoles que actúan como inhibidores enzimáticos.

73 Kuo, G.-H.; Prouty, C.; DeAngelis, A.; Shen, L.; O'Neill, D. J.; Shah, C.; Connolly, P. J.; Murray,

W. V.; Conway, B. R.; Cheung, P.; Westover, L.; Xu, J. Z.; Look, R. A.; Demarest, K. T.; Emanuel,

S.; Middleton, S. A.; Jolliffe, L.; Beavers, M. P.; Chen, X. J. Med. Chem. 2003, 46, 4021-4031. 74 (a) Routier, S.; Coudert, G.; Mérour, J.-Y.; Caignard, D. H. Tetrahedron Lett. 2002, 43, 2561-

2564. (b) Routier, S.; Ayerbe, N.; Mérour, J.-Y.; Coudert, G.; Bailly, C.; Pierré, A.; Pfeiffer, B.;

Caignard, D. H.; Renard, P. Tetrahedron 2002, 58, 6621-6630.

Capítulo 2

103

2.1.2.1. Estrategias para la síntesis de 7-azaindoles

A pesar de la enorme cantidad de rutas sintéticas conocidas para preparar

derivados indolínicos, muchas de estas no son metodologías que hayan

podido ser extendidas hacia la preparación de azaindoles. Diversos intentos

empleando las síntesis de Fischer, Madelung o Reissert, que involucran una

ciclización intramolecular, se han llevado a cabo a lo largo de los años. Sin

embargo, estos métodos requieren condiciones de reacción severas y

presentan rendimientos modestos. Muy probablemente estos inconvenientes

sean debidos a la baja reactividad del anillo piridínico o a las condiciones de

alta alcalinidad en combinación con las elevadas temperaturas de reacción.75

Esto además limita el tipo de funcionalidad y el grado de sustitución que se

puede introducir en el núcleo azaindólico. Por lo tanto, se han desarrollado

diversas e innovadoras rutas para mejorar el acceso a la obtención de esta

familia de compuestos.

Las aproximaciones clásicas parten de un proceso de ciclación en

condiciones drásticas, mientras que las menos tradicionales emplean metales

de transición (Pd, Cu o Rh, por ejemplo) como catalizadores o microondas

para la formación del anillo pirrólico. Siendo punto de partida común para la

mayoría de estas rutas sintéticas la piridina y sus derivados. En el Esquema

2-1 se presenta un breve resumen gráfico y muy general de las estrategias

más comúnmente aceptadas para la formación de los derivados del 7-

azaindol.

La primera ruta que se comenta es la que está basada en la reacción

entre derivados litiados con 2-amino-3-vinilpiridinas.76

Esta metodología

consiste en una serie de reacciones en cascada, acoplamiento de Suzuki

incluido, con una carbolitiación del enlace vinílico seguida de la adición de

un electrófilo, que supondría una mayor diversidad molecular (Esquema 2-

1A). Una de las estrategias más empleadas en la actualidad para tratar de

evitar las desventajas de los métodos tradicionales de obtención de indoles,

es la utilización de complejos que posean metales de transición. Parcerisa y

75 Parcerisa, J.; Romero, M.; Pujol, M. D. Tetrahedron 2008, 64, 500-507. 76 Cottineau, B.; O’Shea, D. F. Tetrahedron Lett. 2005, 46, 1935-1938.

Antecedentes

104

colaboradores han propuesto la obtención de diversos 7-azaindoles,

principalmente sustituidos con grupos aromáticos en la posición 2, a partir

de un sustrato comercial y barato como es la 2-amino-3-picolina (Esquema

2-1B).74

N N

R3

R2

R1

N NH

tBuO

+

Li-R3

NC-R2

N NH

X

R1

N NH

R1

R2

N NH2

NN3

R2

N Cl

+NH2

R1

X

R3

O

+H

O

R2

AB

CD

E

Esquema 2-1. Estrategias sintéticas generales para la preparación de derivados del 7-

azaindol.

Una ruta conocida para la obtención de indoles sustituidos es la

síntesis de Hemetsberger-Knittel,77

pero que prácticamente no ha sido

estudiada para los azaindoles.78

Roy y colaboradores emplean esta técnica

para la obtención de diversos derivados sustituidos de 5-, 6- y 7-

azaindoles.79

Los autores proponen un mecanismo de únicamente dos pasos

para obtener el derivado 2-metoxicarbonilo, pasando por una azida

intermedia (Esquema 2-1C). En la búsqueda de métodos para obtener 7-

77 Hemetsberger, H.; Knittel, D.; Wiedmann, H. Monatsh. Chem. 1970, 101, 161-165. 78 Fresneda, P. M.; Molina, P.; Delgado, S.; Bleda, J. A. Tetrahedron Lett. 2000, 41, 4777-4780. 79 Roy, P. J.; Dufresne, C.; Lachance; N.; Leclerc, J.-P.; Boisvert, M.; Wang, Z.; Leblanc, Y.

Synthesis 2005, 2751-2757.

Capítulo 2

105

azaindoles-1,3-disustituidos, Schirok desarrolló una metodología basada en

la preparación previa de un derivado piridínico que tuviera un grupo oxirano

como sustituyente.80

La síntesis está fundamentada en la apertura

regioselectiva del oxirano mediante una amina primaria, para después

realizar una sustitución nucleofílica aromática (Esquema 2-1D). Esta

metodología destaca porque arroja muy buenos resultados, por la variedad

de derivados que utilizan en la posición 1, tanto residuos alquílicos como

cicloalquílicos y aromáticos, y porque se emplea microondas para el

calentamiento de las reacciones.

La presencia de un halógeno en la posición 3 de la piridina, buen

grupo saliente en reacciones de sustitución aromática, facilita el desarrollo

de metodologías de obtención de azaindoles (Esquema 2-1E). La capacidad

de diferentes complejos de Pd para formar anillos intramoleculares, lo

aprovecharon Hong y colaboradores en la obtención de diversos

azaindoles.81

A diferencia de otros trabajos, la reacción de acoplamiento del

alilo, catalizado por el Pd y por una reacción de litiación, genera un

intermedio que al entrar en contacto con la base (K2CO3) forma el anillo

pirrólico, es un procedimiento “one-pot”. Otra alternativa es añadir a la

estructura piridínica un derivado alquinílico sobre la posición en la que se

encuentra el halógeno mediante una estrategia sencilla, como es el

acoplamiento de Sonogashira, catalizado por Pd, para una posterior

ciclación para formar el anillo pirrólico.

2.1.3. 7-AZAINDOLINAS

La 7-azaindolina (2,3-dihidro-1H-pirrolo[2,3-b]piridina) es el derivado

dihidrogenado del azaindol correspondiente (Figura 2-1). Debido al parecido

estructural que guardan ambos compuestos, es también una molécula de

amplio interés farmacológico y quizá la más estudiada de los isómeros de

esta familia. Por ejemplo, Davies y colaboradores sintetizaron una familia

de compuestos, entre los que destaca un derivado azaindolínico, en la

80 Schirok, H. J. Org. Chem. 2006, 71, 5538-5545. 81 Hong, C. S.; Seo, J. Y.; Yum, E. K.; Sung, N.-D. Heterocycles 2004, 63, 631-639.

Antecedentes

106

búsqueda de antagonistas de la proteína integrina,82

enzima que participa en

varios procesos tisulares, como la regulación del ciclo celular.

2.1.3.1. Estrategias para la preparación de 7-azaindolinas

Tal como ocurre con la síntesis de los derivados azaindólicos con respecto a

sus análogos provenientes del indol, no hay publicadas tantas rutas sintéticas

para obtener las 7-azaindolinas. Algunos ejemplos recientes que

consideramos destacados se describen a continuación sucintamente.

Como se mencionó en la sección precedente, un derivado de la 7-

azaindolina fue preparado para ser probado en la inhibición de la integrina.82

La estrategia seguida para su preparación consiste en la combinación de una

reacción de o-metalación y una posterior ciclización in-situ (Esquema 2-2).

Con este procedimiento fue posible preparar distintas piridinas

heteroanuladas a partir de aminopiridinas N-Boc protegidas. La 7-

azaindolina Boc-protegida se obtiene con un rendimiento del 45%, mientras

que el derivado 6-clorado se aisló con un 57%.

NX

R

NHBocN N

Boc

BuLiTMEDA

Haluro Cu (I)Cl(CH2)nI

n= 2,3,4X= H o ClR= H o Me

X

( )n

(45-57%)

Esquema 2-2. Síntesis de 7-azaindolina por o-metalación.

Una aproximación distinta de la metodología anterior es derivatizar

el grupo amino, en lugar de llevar a cabo la sustitución en el C-3 de la

piridina, previamente a la preparación el anillo. Bacqué y colaboradores

aprovechan la química del xantato para preparar 7-azaindolinas N-aciladas y

3-sustituidas.83

Partiendo de una piridina 2,6-dihalogenada, sintetizaron

hasta 6 derivados distintos (Esquema 2-3). Esta metodología destaca por la

82 Davies, A. J.; Brands, K. M. J.; Cowden, C. J.; Dolling, U.-H.; Lieberman, D. R. Tetrahedron Lett.

2004, 45, 1721-1724. 83 Bacqué, E.; El Qacemi, M.; Zard, S. Z. Org. Lett. 2004, 6, 3671-3674.

Capítulo 2

107

flexibilidad para obtener diversos sustratos, pero tiene como inconveniente

los numerosos pasos de reacción que se deben seguir antes del aislamiento

de los productos finales.

NCl Cl NCl NH

NCl N

AcN N

Ac

R

Cl

NH2( )n

n= 1,2AcClBase(n=1, 88%)

Xantatos

(44-97%)

( )

( )n

n

( )n

Esquema 2-3. Síntesis de 3-alquil-7-azaindolinas empleando xantatos.

De manera más reciente y empleando también derivados litiados,

Bailey y colaboradores han preparado la N-propil-3-metil-7-azaindolina

pasando por una (N,N)-dialilamina intermedia la cual, como característica

más sobresaliente, les permitió obtener los 4 isómeros de azaindolina

(Esquema 2-4). Esta ruta plantea el de la formación de una mezcla de

enaminas a partir del N-alilo, lo que les condujo a realizar una

hidrogenación catalítica en el último paso de reacción.

NCl Cl

NCl NH

N N

1) NaHDMS, THF, -78 ºC2) Bromuro de alilo

tBuLi

Pentano/Et2O

(9:1)

-78 ºC, 5 min

1) 20 ºC, 1h

2) MeOH

H2, 1 atm

5% Pd/CEtOH

(76%) (85%)

Esquema 2-4. Síntesis de N-propil-3-metil-7-azaindolina pasando por una dialilamino

bromopiridina.

Antecedentes

108

2.1.4. SÍNTESIS QUÍMICA DE 7-AZAINDOLINAS ENANTIOPURAS

A pesar de las propiedades potenciales que se presentan asociadas a este tipo

de estructuras heteroanulares, es muy escasa la bibliografía, por no decir que

inexistente, al respecto de la preparación de moléculas de este tipo en forma

ópticamente activa tanto por métodos químicos convencionales como

enzimáticos.

Así, el único trabajo que describe la preparación de azaindolinas

enantioenriquecidas lo realizaron Srinivasan y colaboradores.84

En esta

investigación se obtienen los enantiómeros (R) y (S) de un derivado de la 7-

azaindolina como sales de trifluoroacetato, partiendo de la 2-bromopiridina

en 6 pasos de reacción, sin emplear ningún proceso enzimático (Esquema 2-

5). La síntesis contiene dos puntos fundamentales, al venir la

enantioselectividad dada por el empleo de dos catalizadores distintos de

Corey-Lygo de transferencia de fase (uno para cada uno de los

enantiómeros) en la alquilación enantioselectiva y la aril-aminación

generada por un radical libre.

N NH

CO2H

N Br

N

N

CO2Me

Br

Ph

PhHO2CCF3

(S): 89% ee (36%)(R): 99% ee (32%)

(S): >99% ee (35%)(R): >99% ee (60%)

* *

Esquema 2-5. Preparación de derivados enantioenriquecidos (R) y (S) de 7-azaindolinas

mediante síntesis química.

De tal forma, siendo la preparación de derivados enantioenriquecidos

de la 7-azaindolina por vías quimioenzimáticas un campo no estudiado hasta

el momento, se presenta como una buena oportunidad para aportar una

metodología alternativa a la preparación química de compuestos con un

potencial de aplicación casi tan grande como el que presentan las indolinas

análogas. A continuación se muestran los resultados obtenidos en este

estudio.

84 Srinivasan, J. M.; Burks, H. E.; Smith, C. R.; Viswanathan, R.; Johnston, J. N. Synthesis 2005,

330-333.

OBJETIVOS

Capítulo 2

111

En la sección anterior se han expuesto algunas de las

características que hacen de la obtención de los 7-azaindoles y las 7-

azaindolinas un proyecto interesante para su estudio. De tal manera, los

objetivos principales que nos planteamos en este capítulo son:

1) Diseñar una metodología sintética general y eficaz para la

preparación de 7-azaindoles sustituidos en la posición C-2

empleando métodos químicos convencionales.

N NH

R

2) Una vez obtenidos los correspondientes 7-azaindoles, se

intentará llevar a cabo la preparación de las correspondientes

7-azaindolinas racémicas sustituidas en la posición 2 con

restos tanto alifáticos como aromáticos.

N NH

R

3) Por último, se plantea estudiar detalladamente los procesos de

resolución cinética enzimática de este tipo de aminas cíclicas

empleando lipasas como biocatalizadores. De esta manera, se

intentarán preparar derivados ópticamente activos de esta

familia de compuestos.

Capítulo 2

115


A continuación se describen las estrategias seguidas para la preparación de

2-alquil-7-azaindoles y 2-alquil-7-azaindolinas ópticamente activas (Figura

2-7), así como los posteriores estudios de inhibición enzimática que

surgieron como consecuencia de los resultados obtenidos en las resoluciones

cinéticas enzimáticas de las mencionadas aminas. De tal forma, el presente

apartado se encuentra dividido en 4 partes.

En primera instancia se analizan las estrategias sintéticas utilizadas

para obtener 7-azaindoles sustituidos en la posición 2 con restos aromáticos

o alifáticos. A continuación estos sustratos se emplearán para la preparación

de las correspondientes 7-azaindolinas. Posteriormente se presentarán los

resultados obtenidos en las resoluciones cinéticas enzimáticas de estos

compuestos. Por último, se discutirá brevemente sobre el carácter inhibitorio

que puede presentar el núcleo azaindolínico sobre las enzimas empleadas en

este trabajo de investigación.

N NH

R R= Ph (22a), Pr (22b), Bu (22c), Pn (22d), iBu (22e), Cy (22f)

Figura 2-7. Estructuras de los 7-azaindoles objeto de estudio en este capítulo.

Resultados y discusión

116

2.3.1. SÍNTESIS QUÍMICA DE 2-ALQUIL-7-AZAINDOLES

En los antecedentes de este capítulo se describieron diversas estrategias para

la obtención de 7-azaindoles, destacando los problemas que se encuentran

en los procedimientos descritos hasta la fecha para la preparación de esta

familia de compuestos. Cabe destacar que la mayoría de estos

procedimientos implican la protección del grupo amino o bien permiten

únicamente la preparación de derivados sustituidos en las posiciones 1 y/o 3.

De tal manera, nos planteamos el desarrollo de una metodología

eficaz para la obtención de 7-azaindoles sustituidos en la posición 2. El

enfoque inicial del trabajo se basa en la preparación de un sustrato modelo

como es la 2-fenil-1H-pirrolo[2,3-b]piridina (22a, Figura 2-7, página 113),

para luego intentar diseñar una ruta sintética general de distintos 7-

azaindoles, intentando optimizar los resultados especialmente en lo que

respecta a tiempos de reacción y rendimientos aislados de los productos

finales.

2.3.1.1. Síntesis de 2-fenil-1H-pirrolo[2,3b]piridina a partir de 2-amino-

3-picolina

Comenzamos esta parte del estudio basándonos en el trabajo hecho por

Houlihan y colaboradores,85

empleando la 2-amino-3-metilpiridina (23)

disponible comercialmente. En ese estudio se presenta una metodología

modificada de la síntesis de Madelung, la cual pretendíamos generalizar

para un abanico amplio de 7-azaindoles sustituidos en la posición 2. Los

autores preparan la fenilamidopiridina 24a, para posteriormente ciclar la

molécula por medio de una litiación con diisopropilamiduro de litio (LDA)

y así obtener 2-fenil-1H-pirrolo[2,3-b]piridina (22a). El papel del litio en la

ciclación consiste en promover la formación de un intermedio

organométalico entre el metal y los átomos de carbono, nitrógeno y oxígeno

presentes en el enlace amida, lo que permite la formación del ciclo pirrólico.

Este procedimiento, a diferencia del de Madelung, evita altas temperaturas

85 Houlihan, W. J.; Padrino, V. A; Uike, Y. J. Org. Chem. 1981, 46, 4511-4515.

Capítulo 2

117

de reacción que pueden ocasionar reacciones laterales, ocasionando la

aparición de productos secundarios no deseados.

En nuestro caso se hicieron unas ligeras modificaciones a la

metodología de Houlihan descrita en el párrafo anterior, aunque guardando

el mismo principio de generar la amida y luego llevar a cabo la reacción de

ciclación intramolecular (Esquema 2-6). Comenzamos acilando

químicamente la amina 23 con anhídrido benzoico para obtener la amida

24a con un rendimiento cuantitativo. Siguiendo la metodología propuesta se

realizó la ciclación de la amida, obteniendo 22a con un rendimiento similar

(25%) al que describieron los autores para este mismo producto con

anterioridad (22%).85

N NH

O

N NHN NH2

23 24a 22a

Anhídrido benzoicoEt3N

CH2Cl2t.a., 4 h(>98%)

LDA, THF-20 a 25 °C

16 h(25%)

Esquema 2-6. Preparación del derivado 2-fenil-1H-pirrolo[2,3-b]piridina mediante una

metodología modificada de la síntesis de Houlihan.

En este punto, y dado que nuestra intención era preparar derivados

con distintos sustituyentes, decidimos emplear esta metodología para la

preparación de un derivado alifático, la 2-metil-1H-pirrolo[2,3-b]piridina

(22g), y así saber si el comportamiento de la reacción era diferente.

Utilizando anhídrido acético se obtuvo la acetamida 24b con rendimiento

también cuantitativo (Esquema 2-7). Al intentar llevar a cabo la reacción de

ciclación la presencia del BuLi provoca reacciones secundarias, las cuales

podrían ser debidas a la acidez de los hidrógenos en posición al grupo

carbonilo. Para confirmar esta hipótesis, decidimos llevar a cabo la reacción

con el anhídrido de pivaloilo, el cual posee un carbono cuaternario en

posición obteniendo la amida 24c con un rendimiento cuantitativo. La

ciclación de esta amida con BuLi, condujo a 2-terc-butil-1H-pirrolo[2,3-

b]piridina (22i), con un rendimiento del 60%, confirmando así que la

ciclación de los compuestos con átomos de hidrógeno en posición al


118

carbonilo no ocurre, mientras que la ausencia de estos permite la obtención

de los correspondientes 7-azaindoles 2-sustituidos.86

N NH2

N NH

O

N NH

BuLi, THF

-20º C a 25º CX

N NH

tBu

O

N NH

BuLi, THF

-20º C a 25º C14 h

(60%)

O

O O

Et3NCH2Cl2

4 h(>98%)

O

O O

Et3NCH2Cl2

4 h(>98%)

23

24b

24c 22i

22g

Esquema 2-7. Preparación de azaindoles con restos distintos de fenilo en la posición C-2.

2.3.1.2. Derivatización a partir de 2-amino-3-yodopiridina

Ya que la estrategia seguida hasta este momento presentaba una cierta

limitación estructural al no poder obtener de una manera general los

derivados que estábamos buscando, nos planteamos la opción de examinar

el desarrollo de otras metodologías. De tal forma, concentramos nuestros

esfuerzos en la aplicación de rutas sintéticas descritas para la preparación de

compuestos indólicos homólogos, a partir de derivados de piridina

comerciales distintos de la picolina 23. Una de las técnicas más utilizadas en

este campo es el acoplamiento de Sonogashira, el cual es muy eficiente para

la preparación de indoles por acoplamiento de 2-haloanilinas o 2-

aminofenoles con alquinos.65c

86 de Mattos, M. C.; Alatorre-Santamaría, S.; Gotor-Fernández, V.; Gotor, V. Synthesis 2007, 2149-

2152.

Capítulo 2

119

Así, decidimos estudiar este tipo de reacción entre un alquino y la 2-

amino-3-yodopiridina (25) catalizada por complejos de paladio. Iniciamos

con el acoplamiento de fenilacetileno (26a) al compuesto 25 en presencia de

yoduro de cobre (I) y PdCl2(PPh3)2, empleando trietilamina como base y

THF como disolvente. Como resultado de esta reacción, obtuvimos la 2-

amino-3-(2'-fenil)etinilpiridina (27a) con un rendimiento casi cuantitativo.

La reacción comienza con la interacción entre el complejo de paladio y la

piridina, mediante una adición oxidativa. Simultáneamente, el alquino

pierde el átomo de hidrógeno terminal formando un anión que se estabiliza

con el catión cuproso, siendo el CuI un cocatalizador en esta reacción.

Posteriormente, mediante una transmetalación, el alquino se acopla al

complejo de paladio que se ha adicionado al anillo piridínico. Finalmente,

por un proceso de eliminación se forma el producto deseado 27a (Esquema

2-8).

N NH2

I

N

Ph

NH2

+ Ph

CuIPdCl2(PPh3)2

Et3N

THFt.a.14 h

(97%)25 26a 27a

Esquema 2-8. Preparación de la 2-amino-3-(2'-fenil)etinilpiridina mediante acoplamiento

de Sonogashira.

Antes de continuar con el estudio de la ciclación intramolecular de

27a, decidimos extender las condiciones de reacción encontradas a la

preparación de los alquinos 27b-f. Para ello se utilizaron como materiales de

partida diferentes alquinos lineales 26b-d, un alquino ramificado 26e y uno

de estructura cíclica como 26f. El llevar a cabo exitosamente estas

reacciones, permitiría demostrar que no hay ningún impedimento estructural

para la obtención de este tipo de derivados (Esquema 2-9). Así, en todos los

casos se obtienen los compuestos 27b-f con rendimientos muy buenos,

mostrándose en la Tabla 2-1 los resultados obtenidos.


120

N NH2

I

N

R

NH2

+ R

CuIPdCl2(PPh3)2

Et3N

THFt.a.14 h25 26b-f 27b-f

R= Pr, Bu, Pn, iBu, Cy

Esquema 2-9. Preparación de los derivados 27b-f mediante acoplamiento de Sonogashira.

Tabla 2-1. Preparación de los derivados 27a-f a partir de 2-amino-3-

yodopiridina (25) mediante acoplamiento de Sonogashira con los

alquinos 26a-f catalizado por un compuesto de Pd.

Entrada Compuesto R Rendimiento aislado (%)

1

2

3

4

5

6

27a

27b

27c

27d

27e

27f

Ph

Pr

Bu

Pn

iBu

Cy

97

83

88

89

81

83

Por tanto, la metodología empleada se desarrolla con una generalidad

tal que permite obtener diversos derivados con características estructurales

muy diferentes. De tal forma, a continuación decidimos abordar el estudio

de la reacción de ciclación intramolecular de estos compuestos que nos

conduciría al aislamiento de los 7-azaindoles 22a-f.

2.3.1.3. Ciclación intramolecular de 3-alquinil-2-aminopiridinas

Una vez resuelto el problema de la obtención de una variedad amplia de

precursores de 7-azaindoles y existiendo precedentes en la literatura para la

obtención de indolinas 2-sustituidas con compuestos similares, se procedió

Capítulo 2

121

al estudio de la reacción de ciclación intramolecular de los alquinos 27a-f

tomando como modelo el alquino 27a. Así, a continuación se detallan

algunos de los intentos realizados, para posteriormente comentar los

resultados obtenidos con la metodología que transcurrió con mayor éxito.

Es conocido que el bromuro de indio (InBr3) promueve la ciclación

de alquinilanilinas para la obtención de índoles, de esta forma Sakai y

colaboradores obtuvieron el 2-fenilindol con un rendimiento cuantitativo.87

Tratando de trasladar esas condiciones de reacción al compuesto 27a, se

encontró que en su reacción con InBr3 a reflujo de tolueno, se recupera el

producto de partida inalterado (Esquema 2-10).

N NH

InBr3

Tolueno, reflujo

X

N NH2

Ph

27a 22a

Esquema 2-10. Ciclación de 27a catalizada por bromuro de indio.

Posteriormente, pensando que el grupo amino libre pudiera

representar algún problema en las anulaciones intramoleculares, se decidió

proteger el átomo de nitrógeno del compuesto 27a con el grupo mesilo,

empleando piridina como base en THF, para a continuación realizar la

ciclación en presencia de fluoruro de tetrabutilamonio (TBAF) según fue

descrito previamente para derivados de tipo indol.88

Siguiendo este

procedimiento, Yashuara y colaboradores obtuvieron el derivado 2-

fenilindol con un rendimiento del 94%. Sin embargo en nuestro caso en esas

mismas condiciones de reacción, pero con la 3-alquinilpiridina 27a como

material de partida, se recuperó el derivado mesilado 28 inalterado

(Esquema 2-11).

87 Sakai, N.; Annaba, K.; Konakahara, T. Org. Lett. 2004, 6, 1527-1530. 88 Yashuara, A.; Kanamori, Y.; Kaneko, M.; Numata, A.; Kondo, Y.; Sakamoto, T. J. Chem. Soc.

Perkin Trans. I 1999, 529-534.


122

N NH2

Ph

27a

N NHMs

Ph

28

XMsCl

Py/THFt.a.24 h

(94%)

TBAF

THF66 ºC, 48 h

22a

N NH

Esquema 2-11. Intentos de preparación del azaindol 22a con un paso previo de protección

del átomo de nitrógeno con cloruro de mesilo y posterior ciclación intramolecular.

Muchas son las variables que están involucradas en la consecución

de esta reacción, si bien consideramos que el factor más probable para la

baja reactividad del anillo piridínico es la presencia del átomo de nitrógeno

intranular. Sumado a eso, una posible mala elección de los reactivos y

disolventes que promovieran la ciclación, provocó que enfocáramos nuestra

atención hacia otra de las metodologías conocidas para la preparación de

indoles.

Existen varios ejemplos referidos a la combinación del acoplamiento

de Sonogashira de alquinos y haloanilinas para la posterior formación de un

anillo intramolecular, mediado por una base de tipo alcóxido, en la

obtención de indoles funcionalizados.65c

Así, el etóxido de sodio o el terc-

butóxido de potasio son una buena opción para ser utilizados como base en

este último paso de reacción. Knochel y colaboradores desarrollaron una

metodología de este tipo para obtener el 2-fenilindol con rendimientos

cercanos al 80%.89

La preparación del 7-azaindol 22a por esta vía,

utilizando N-metilpirrolidinona (NMP) como disolvente, tampoco condujo a

la formación del producto esperado (Esquema 2-12), a pesar de que la NMP

es un buen disolvente para la correcta solubilización de alcóxidos, aún a

temperatura ambiente, lo que ocasiona un considerable aumento en las

velocidades de este tipo de reacciones.90

Nosotros realizamos la prueba

tanto a temperatura ambiente como a 40 °C y en ninguno de los dos casos se

observó reacción.

89 Koradin, C.; Dohle, W.; Rodriguez, A. L.; Schmid, B.; Knochel, P. Tetrahedron 2003, 59, 1571-

1587. 90 Rodríguez, A. L.; Koradin, C.; Dohle, W.; Knochel, P. Angew. Chem. Int. Ed. 2000, 39, 2488-

2490.

Capítulo 2

123

KOtBu

NMP

t.a. o 40 °C

16 h

X

N NH2

Ph

27a 22a

N NH

Esquema 2-12. Reacción de ciclación mediada por NMP.

En este punto decidimos adicionar un reactivo que mejorara la

solubilidad del alcóxido y, por tanto, su actividad hacia la reacción de

anulación. Nos decantamos por el uso de un éter corona, compuestos

conocidos por su capacidad para mejorar la solubilidad de sustancias polares

en disolventes orgánicos.91

Así, concretamente el éter 18-corona-6 forma un

complejo con el potasio en su cavidad, haciéndolo más soluble en el medio

con respecto a la sal y, sobre todo, aumentando su potencial como base.92

Realizamos este proceso en tolueno a temperatura ambiente y

después de 24 h apenas era perceptible la aparición del producto deseado

22a, por lo que decidimos aumentar la temperatura del proceso hasta 65 ºC.

Transcurrida la primera hora de reacción, se observa la formación del

producto 22a con más claridad mediante análisis de cromatografía en capa

fina (TLC). Viendo este comportamiento de la reacción, decidimos repetir el

proceso pero a 65 ºC desde el inicio (Esquema 2-13), observando la

desaparición total del sustrato por TLC a las 14 h y obteniéndose 22a con un

rendimiento del 94% después de purificación por columna cromatográfica

en gel de sílice (Tabla 2-2, entrada 1).

N NH2

R

27a-f 22a-f

R= Ph, Pr, Bu, Pn, iBu, Cy

KOtBu

18-corona-6

Tolueno

14 h, 65 °C

N NH

R

Esquema 2-13. Reacción de ciclación de 27a-f para la obtención de los azaindoles

correspondientes 22a-f.

91 (a) Steed, J. W. Coord. Chem. Rev. 2001, 215, 171-221. (b) Tsukube, H.; Yamada, T., Shinoda, S.

J. Heterocycl. Chem. 2001, 38, 1401-1408. 92 Wu, Y.; Tabata, M. J. Solution Chem. 2004, 33, 777-795.


124

Posteriormente empleamos las mismas condiciones de reacción en la

ciclación intramolecular del resto de alquinilpiridinas 27b-f, obteniendo

rendimientos superiores al 80% en la formación de los azaindoles 22b-f

(Tabla 2-2, entradas 2-6).

Tabla 2-2. Síntesis de 1H-pirrolo[2,3-b]piridina 2-sustituidas 22a-f ciclación

intramolecular de 27a-f.

Entrada Compuesto R Rendimiento aislado (%)

1

2

3

4

5

6

22a

22b

22c

22d

22e

22f

Ph

Pr

Bu

Pn

i-Bu

Cy

94

84

87

82

80

81

2.3.2. SÍNTESIS QUÍMICA DE 2-ALQUIL-7-AZAINDOLINAS

Una vez que fue cubierto el primer objetivo planteado en este capítulo,

decidimos abordar la preparación de las correspondientes 7-azaindolinas a

partir de los productos 22a-f. A pesar de ser en apariencia un paso en la ruta

fácil de resolver, la reducción del doble enlace entre los carbonos 2 y 3

requirió algo más de trabajo del esperado inicialmente.

Tomando como molécula de referencia el derivado fenólico 22a, se

intentaron varias metodologías conocidas en procedimientos de reducción,

como son el empleo de hidruros derivados de boro, considerados como unos

de los agentes reductores más eficaces desde un punto de vista sintético.93

Así, empleando tanto el cianoborohidruro sódico (NaBH3CN), el

93 Carey, F.A., Sundberg, R.J. “Advanced Organic Chemistry, Part B: Reactions and Synthesis”. 4ª

Ed. Kluwer Academic, New York (EE. UU.), 2001.

Capítulo 2

125

borohidruro sódico (NaBH4) o el complejo piridina-borano (Py-BH3) no se

observó formación alguna del producto de reducción por 1H-RMN de los

crudos de reacción (Esquema 2-14).

NaBH3CN, MeOH

NaBH4, MeOH

Py-BH3, AcOH

n.r.

n.r.

n.r.

22a

N NH

Ph

Esquema 2-14. Reacciones de reducción de 22a mediadas por boranos.

Dada la escasa reactividad encontrada, se decidió cambiar la

estructura del azaindol de partida 22a por el compuesto 22b, ya que cabe la

posibilidad de que la existencia del enlace π entre C-2 y C-3 y el efecto de

resonancia existente con el resto aromático presente en la posición 2,

estuviera confiriendo una estabilidad adicional al sistema en el caso de 22a,

impidiendo la reducción del doble enlace mencionado. De tal forma,

utilizando como referencia el derivado 22b con el sustituyente 2-propilo, se

intentó una reacción de reducción con cianoborohidruro de sodio en ácido

acético (Esquema 2-15). En estas condiciones el producto que se detectó no

fue la azaindolina correspondiente, sino que ocurrió la acetilación sobre el

átomo de nitrógeno N-1, obteniéndose el compuesto 29b.

22b 29b

NaBH3CN

AcOH70 ºC

N NH

Pr

N NPr

Ac

Esquema 2-15. Acetilación de 22b en su reacción con cianoborohidruro sódico.

Aunque nuestro objetivo inicial era intentar preparar los derivados

empleando la menor cantidad de pasos de reacción posibles, vimos que la

presencia del NH libre estaba generando la posibilidad de que ocurrieran

reacciones colaterales. Entonces decidimos proteger el átomo N-1 con un

grupo que fuera fácilmente eliminable, por ejemplo el grupo bencilo, el cual


126

puede ser desprotegido mediante una hidrogenación catalítica a temperatura

ambiente (Esquema 2-16). Así, cuando se protegió el 2-propil-7-azaindol

(22b) con bromuro de bencilo se obtuvo 30, que fue reducido a continuación

empleando cianoborohidruro sódico en ácido acético a 70 ºC, obteniendo el

compuesto 31 con un rendimiento del 70%. Desafortunadamente no fue

posible llevar a cabo la reacción de desprotección con éxito, recuperándose

el producto de partida. Sin embargo finalmente es de destacar en esta

aproximación que la reducción del derivado 30 si se lleva a cabo con el

átomo N-1 protegido.

22b 30

1) NaH/DMF

2) PhCH2Br t.a., 12 h

(56%)

31

H2, Pd/C

MeOHt.a., 16 h

NaBH3CNAcOH24 h, 70 ºC(70%)

n.r.

N NH

Pr

N NPr

Ph

N NPr

Ph

Esquema 2-16. Reducción de 22b mediante una metodología que implica la protección del

átomo de nitrógeno, reducción del doble enlace e hidrogenación del resto bencilo.

Otra metodología común, quizá la más empleada para la adición de

hidrógeno a dobles enlaces C=C, es la catalizada por metales de transición,

por ejemplo el paladio. Por ello, se utilizó este catalizador soportado en

carbono, para la hidrogenación de 22b con ácido fórmico como fuente de

hidrógeno en presencia de trietilamina (Esquema 2-17). Lo que se observó al

final de esta reacción fue la formación de un producto N-formilado 32.

22b 32

a) HCO2HEt3N, Pd/C80 ºC, 96 h

b) NaOH100 ºC, 2 h

N NH

Pr

N NPr

O

Esquema 2-17. N-formilación de 22b por reacción cpn Pd-C y ácido fórmico en presencia

de trietilamina.

Capítulo 2

127

Toda vez que las pruebas realizadas hasta este momento, con dos

compuestos de distinta naturaleza como lo son el derivado de propilo 22b y

el de fenilo 22a, no arrojaban buenos resultados, se optó por considerar el

azaindol 22i con el resto terc-butilo, obtenido con anterioridad en esta

Memoria (Esquema 2-7, página 118), y llevar a cabo su hidrogenación con

el complejo piridina-borano en condiciones ácidas, tal como se había

intentado con 22a. En este caso fue posible aislar el compuesto 33i con un

rendimiento moderado (44%), no observando la acetilación del N-1, ni

siendo necesaria la protección de este átomo de nitrógeno para poder lograr

con éxito la reducción del doble enlace (Esquema 2-18).

22i 33i

Py-BH3

AcOH(44%)

N NH

tBu

N NH

tBu

Esquema 2-18. Reducción del azaindol 22i empleando el complejo Py-BH3 en ácido

acético.

A este punto teníamos que la única metodología para reducir el

anillo pirrólico de los azaindoles requería o bien un residuo alquílico muy

impedido en la posición 2 (lo cual representaba una limitación estructural), o

proteger el átomo de N-1 para posteriormente llevar a cabo la hidrogenación

del doble enlace. De esta manera se diseñó una metodología que nos

permitiera acceder a las azaindolinas 33a-f de una manera conveniente

tomando en consideración estas restricciones moleculares. La estrategia

planteada, aunque con más pasos de los esperados, rindió buenos resultados

y se ha reflejado en el Esquema 2-19.

N NH

R

N NR

N NH

R

1) Ac2OAcOH, 24 h

2) H2, Pd/CEtOH

t.a., 5 h

A

1) NaOH, MeOH65 ºC, 12 h

2) NH4Cl

B

Ac

1a: R= Ph1b: R= Pr1h: R= H

34a,b,h 33a,b,h(45-66%)

Esquema 2-19. Síntesis química de las 7-azaindolinas 2-sustituidas 33a,b,h.


128

Así, se tomó como sustrato modelo el compuesto 22b, cuyo grupo

amino se protegió empleando anhídrido acético y ácido acético a 120 ºC

durante 24 h. La amida formada 29b se reduce a continuación mediante una

hidrogenación catalítica en etanol a temperatura ambiente, obteniéndose el

intermedio 34b después de 5 h de reacción (Esquema 2-19A). Por último se

desprotegió la amida a través de una hidrólisis en medio básico, aislándose

la 2-propil-7-azaindolina (33b) con un rendimiento global del 45%

(Esquema 2-19B). Esta misma metodología se empleó para obtener tanto la

2-fenil-7-azaindolina (33a) a partir de 22a, con un rendimiento global del

46%, y la 7-azaindolina (33h) partiendo de 22h con un rendimiento del

66%.

Antes de llevar a cabo la preparación de las restantes 7-azaindolinas

33c-f, decidimos estudiar las reacciones de resolución enzimática de la 2-

propil-7-azaindolina (33b), con el fin de explorar la viabilidad de emplear

las lipasas como biocatalizadores adecuados en la preparación de 7-

azaindolinas ópticamente activas.

2.3.3. RESOLUCIÓN CINÉTICA ENZIMÁTICA DE LA

AZAINDOLINA 33b EMPLEANDO LIPASAS COMO

BIOCATALIZADORES

Una vez sintetizada la amina racémica 33b, se tomó ésta como sustrato

modelo para llevar a cabo un muestreo de actividad de las lipasas de

Candida antarctica de tipo A y B, catalizadores que mejores actividades

habían presentado en la resolución cinética enzimática de indolinas

sustituidas en la posición 2.49

De esta manera se consideraron dos posibles

aproximaciones reflejadas en el Esquema 2-20. Así, se estudiaron los

procesos de:

a) Acilación enzimática empleando ésteres no activados como son el

acetato de etilo (AcOEt) o el metoxiacetato de etilo

(MeOCH2CO2Et)

b) Alcoxicarbonilación enzimática empleando carbonatos de alilo como

el de dialilo (4b) o el de 3-metoxifenilo y alilo (4a).

Capítulo 2

129

N N

* +

rac-33b

a)

(S) o (R)-33b (R) o (S)-34b

LipasaDisolventeT, 250 rpm

Lipasa: CAL-A o CAL-B; Disolvente: THF o TBME

+

rac-33b

b)

(S) o (R)-33b (R) o (S)-35b

Lipasa+

RO O

O

DisolventeT, 250 rpm

4a,bR= CH2=CH-CH2-R= 3-MeO-C6H4

AcOEt o MeOCH2CO2Et

NH

PrNH

Pr

N

*N

Pr

Ac

N NH

Pr

N

*NH

Pr

N

*N

Pr

OAlilO

Esquema 2-20. Esquema general para los ensayos de resolución cinética enzimática de

33b.

2.3.3.1. Acilación enzimática de 2-propil-7-azaindolina (33b)

Para el estudio de la reacción de acilación del racemato 33b se empleó

inicialmente un éster no activado comercialmente accesible como el AcOEt,

compuesto que en la reacción enzimática desprende etanol, el cuál es

fácilmente eliminable al final de la reacción por un proceso de destilación en

el rotavapor.

Como disolvente se empleó el THF que permitió una adecuada

solubilización de la amina de partida, en una concentración 0.15 M, y del

correspondiente éster, empleando de este último 2.5 equivalentes.

Desafortunadamente en ninguna de las condiciones empleadas, ni la CAL-A

ni la CAL-B fueron capaces de catalizar la reacción de acetilación

enzimática de 33b incluso cuando los procesos se llevaron a cabo a 60 ºC en

periodos de tiempo de hasta 72 h (Esquema 2-21). También se probó con

otro éster no activado, como el MeOCH2CO2Et, pero tampoco se detectó

reacción alguna.


130

N N

* +

rac-33b (S) o (R)-33b (R) o (S)-34b

NH

PrNH

Pr

N

*N

Pr

AcLipasa

THF, 30-60 ºC46-72 h, 250 rpm

Lipasa: CAL-A o CAL-B

AcOEt

Esquema 2-21. Intentos de acetilación de 33b catalizada por lipasas en THF.

2.3.3.2. Alcoxicarbonilación enzimática de 2-propil-7-azaindolina (33b)

Toda vez que el empleo de los ésteres etílicos no condujo a la formación de

la correspondiente acetamida 34b, se decidió emplear carbonatos mixtos de

alquilo o arilo y alilo, que han resultado ser muy eficaces en la resolución de

aminas secundarias cíclicas, en muchos casos más aún que los ésteres no

activados.48-50

De nuevo empleando THF como disolvente y 2.5 equivalentes

del carbonato 4a o 4b, ni la CAL-A ni la CAL-B fueron capaces de catalizar

la reacción de alcoxicarbonilación de 33b ni a 30 ni a 60 ºC, en tiempos de

reacción que variaron entre 46 y 96 h (Esquema 2-22), observándose

únicamente la hidrólisis del carbonato de 3-metoxifenilo y alilo por parte de

la CAL-B al detectarse 3-metoxifenol en el medio de reacción.

N N

* +

rac-33b (S) o (R)-33b

NH

PrNH

Pr

Lipasa: CAL-A o CAL-B

4a,b

Lipasa

THF, 30-60 ºC

46-96 h, 250 rpm(R) o (S)-35b

N

*N

Pr

OAlilO

Esquema 2-22 Intentos de alcoxicarbonilación de 33b catalizada por lipasas en THF.

Con el fin de aumentar la reactividad de la amina, se emplearon

carbonatos de vinilo como el carbonato de vinilo y bencilo o el carbonato de

vinilo y oxima, los cuales son más reactivos que los de alilo al desprenderse

acetaldehído en el medio de reacción, ocasionando que los procesos

enzimáticos sean irreversibles. Sin embargo, en todos los casos se recuperó

el sustrato de partida inalterado.

Capítulo 2

131

Finalmente y con el fin de comprobar que el volumen del resto en

posición 2 (propilo) estuviera afectando en gran medida la reactividad del

grupo amino contiguo, se decidió llevar a cabo la reacción de

alcoxicarbonilación con la 2-fenil-7-azaindolina (33a). Empleando el

carbonato 4a en THF a 30 ºC solo se observaron trazas de los productos

finales, encontrándose el carbonato final 35a en forma racémica tras 15 días

de reacción y la adición sucesiva de varios equivalentes de 4a a lo largo de

los días.

De esta manera se concluyó que no parece ser la sustitución en la

posición 2 la que tiene influencia en la reactividad de este tipo de derivados

7-azaindolina, sino que es este propio fragmento el que puede estar

causando algún tipo de inhibición a los biocatalizadores, ya que los

derivados análogos de indolina presentaron una excelente reactividad en los

proceso de resolución cinética de alcoxicarbonilación catalizados por

lipasas.49

2.3.4. ESTUDIOS DE INHIBICIÓN ENZIMÁTICA

Dada la escasa actividad de las aminas 33a y 33b en las reacciones

enzimáticas de acilación y alcoxicarbonilación decidimos estudiar las

posibles razones del comportamiento de estos compuestos nitrogenados. En

primera instancia, nos cuestionamos si las características propias de la

molécula podrían hacerla menos reactiva que la indolina análoga, debido a

que el par electrónico libre del átomo de nitrógeno N-1 (necesario para el

ataque nucleofílico al carbonilo del dador) estuviera comprometido en un

efecto resonante con el anillo piridínico. Además hemos considerado como

posibilidad la existencia de un efecto de inhibición enzimática por parte de

la estructura azaindólica, ya que existen algunos estudios que sugieren que

moléculas que poseen estructuras similares a las 7-azaindolinas participan

en la inhibición de algunas cinasas. Algunos de estos trabajos se comentan a

continuación.

En los antecedentes de este capítulo se hace referencia a distintas

aplicaciones de esta familia de compuestos y sus derivados, principalmente

en aplicaciones farmacológicas.72-74

La mayoría de los artículos publicados


132

hasta la fecha hacen referencia al empleo de los azaindoles como inhibidores

de actividad proteica. Por ejemplo, se conoce que ciertos derivados de 4-

fenil-7-azaindoles actúan como inhibidores selectivos de cinasas, las cuales

están asociadas a procesos antinflamatorios y desórdenes autoinmunes.94

También se han estudiado otro tipo de derivados como 4- y 7-

azaindoles en el tratamiento del cáncer95

o de la artritis reumatoidea,96

pudiendo operar como inhibidores de distintos tipos de cinasas. En todos los

casos se menciona que estos compuestos alteran la cinética de la catálisis

colocándose en las zonas donde el ATP debiera unirse y así fosforilar a la

proteína. Aún más allá, Nguyen y Wang han demostrado que distintos

derivados azaheterocíclicos halogenados, entre ellos de la 7-azaindolina, se

comportan como inhibidores de cinasas,97

ya que las estructuras de los

ciclos de piridina, pirimidinas, quinolinas y quinazolinas forman parte de

sustancias que son conocidas como inhibidores de enzimas fosforilativas.

En todos los casos se piensa que la inhibición viene dada por la interacción

de los átomos de nitrógeno del fragmento de 7-azaindol con residuos de

aminoácidos de las enzimas correspondientes, a través de puentes de

hidrógeno (Figura 2-8).

94 Liddle, J.; Bamborough, P.; Barker, M. D.; Campos, S.; Cousins, R. P. C.; Cutler, G. J.; Hobbs, H.;

Holmes, D. S.; Ioannou, C.; Mellor, G. W.; Morse, M. A.; Payne, J. J.; Pritchard, J. M.; Smith, K.

J.; Tape, D. T.; Whitworth, C.; Williamson, R. A.; Bioorg. Med. Chem. Lett. 2009, 19, 2504-2508. 95 (a) Kim, K. S.; Zhang, L.; Schmidt, R.; Cai, Z.-W.; Wei, D.; Williams, D. K.; Lombardo, L. J.;

Trainor, G. L.; Xie, D.; Zhang, Y.; An, Y.; Sack, J. S.; Tokarski, J. S.; Darienzo, C.; Kamath, A.;

Marathe, P.; Zhang, Y.; Lippy, J.; Jeyaseelan, R. Sr.; Wautlet, B.; Henley, B.; Gullo-Brown, J.;

Manne, V.; Hunt, J. T.; Fargnoli, J.; Borzilleri, R. M. J. Med. Chem. 2008, 51, 5330-5341. (b)

Porter, J.; Lumb, S.; Franklin, R. J.; Gascon-Simorte, J. M.; Calmiano, M.; Le Riche, K.;

Lallemand, B.; Kayaerts, J.; Edwards, H.; Maloney, A.; Delgado, J.; King, L.; Foley, A.; Leconte,

F.; Reuberson, J.; Meier, C.; Batchelor, M. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2009, 19, 2780-2784. 96 Wang, T.; Ledebour, M. W; Duffy, J. P.; Pierce, A. C.; Zuccola, H. J.; Block, E.; Shlyakter, D.;

Hogan, J. K.; Bennani, Y. L. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2010, 20, 153-156. 97 Nguyen, H. N.; Wang, Z. J. Tetrahedron Lett. 2007, 48, 7460-7463.

Capítulo 2

133

N NH

ONHH

R

Figura 2-8. Interacción de residuos de azaindolina por puentes de H con residuos de

aminoácidos.

2.3.4.1 Estudios de inhibición enzimática con la CAL-A

De tal manera y tomando como punto de partida la hipótesis de que

las 7-azaindolinas estarían inhibiendo la actividad de las lipasas en los

procesos de resolución enzimática, se decidió diseñar un experimento

empleando una biotransformación catalizada por la CAL-A y previamente

estudiada en esta memoria de investigación, concretamente en el Capítulo 1

(Esquema 2-23). Así, tomamos como referencia la reacción de resolución

enzimática por alcoxicarbonilación del indolin-2-carboxilato de metilo (2),

que transcurre en 4 h al 50% de conversión a 30 ºC, permitiendo aislar

producto y sustrato en forma enantiopura.98

De tal forma, se plantearon 3

procesos basados en la resolución enzimática de 2:

a) En ausencia de “inhibidor”

b) en presencia de 2-fenil-7-azaindolina (33a)

c) en presencia de piridina (Py).

98 Alatorre-Santamaría, S.; Rodríguez-Mata, M.; Gotor-Fernández, V.; de Mattos, M. C.; Sayago, F.

J.; Jiménez, A. I.; Cativiela, C.; Gotor, V. Tetrahedron: Asymmetry 2008, 19, 1714-1719.


134

NH

CO2Me

NCO2Me

O

O

CAL-A

TBME

30 ºC, 250 rpm

NH

CO2Me

+

Inhibidores:2-Fenil-7-azaindolina (33a)Piridina (Py)

O O

O

OMe

rac-2

(R)-2

(S)-3

4a

Esquema 2-23. Estudios de inhibición enzimática de la CAL-A en la resolución del

indolin-2-carboxilato de metilo (2).

De esta forma se intentarían dilucidar las características estructurales

que pudieran inhibir la actividad de esta lipasa (Tabla 2-3). En todos los

casos las reacciones se llevaron a cabo bajo las mismas condiciones: 0.15 M

de 2-metoxicarbonil indolina; 1 mL de TBME; 2.5 eq. del carbonato 4a;

CAL-A, en relación 2:1 en peso con respecto al sustrato; 0.3 eq. inhibidor;

T= 30 ºC y 250 rpm de agitación orbital.

Tabla 2-3. Ensayos de inhibición enzimática de la CAL-A empleando 2-fenil-7-azaindolina

(33a) o piridina (Py).

Entrada “Inhibidor” t (h) eeS (%)a eeP (%)

a c (%)

b E

c

1 - 1 63 >99 39 >200

2 - 4 99 >99 50 >200

3 33a 1 37 >99 27 >200

4 33a 4 96 >99 49 >200

5 Py 1 74 >99 43 >200

6 Py 4 >99 >99 50 >200

Condiciones experimentales: 2 (0.15 M) en TBME, empleando 2.5 eq. de 4a y la CAL-A en relación 2:1 en peso

con respecto al sustrato 2 a 30 ºC; y 250 rpm a Determinado por HPLC: Chiralcel OD, Hexano:EtOH (97:3), 20

ºC, 0.8 mL/min. b c = eeS/(eeS+eeP). c E = ln[(1–c) (1–eeP)]/ln[(1–c) (1+eeP)].

De estos primeros ensayos pudimos sacar varias conclusiones

interesantes. La primera de ellas es que la presencia de la azaindolina 33a

hace la reacción más lenta si bien no impide que se lleve a cabo el proceso

(entradas 3 y 4). El efecto inhibitorio es más claro cuando solo ha

Capítulo 2

135

transcurrido 1 h, pues la conversión es 1.5 veces mayor sin 2-fenil-7-

azaindolina en el medio (entradas 1 y 3). Sin embargo, a las 4 h de reacción

se puede observar que la resolución en ambos casos presenta valores

similares respecto a la conversión y a los excesos enantioméricos, aunque

ligeramente menores en presencia de 33a (entradas 2 y 4). También se puede

observar que es necesaria la presencia de ambos átomos de nitrógeno, ya que

la reacción llevada a cabo en presencia de piridina en sustitución de 33a no

se ve alterada en cuanto a la velocidad de reacción de manera negativa, si

acaso ocurre un efecto de aumento de la conversión, quizá por el carácter

básico y/o de polaridad de esta amina aromática (entradas 5 y 6). También

es importante señalar que la enantiopreferencia no se ve alterada,

transcurriendo todos los procesos con excelentes selectividades.

Con estos ensayos pudimos plantear una hipótesis más concreta

hacia la explicación del por qué no era posible resolver enzimáticamente las

7-azaindolinas. Conocido por la bibliografía que la característica estructural

N-C-N parece ser el fragmento que interacciona con la enzima para

disminuir su actividad, decidimos estudiar el tipo de inhibición que ocurre

en los procesos. Así, planteamos realizar otras 3 pruebas con el compuesto

que contiene el fragmento más sencillo de esta familia de compuestos, la 7-

azaindolina (33h):

- Añadiendo 0.3 eq. del “inhibidor” 33h

- en presencia de una concentración mayor de “inhibidor” (1.0 eq).

- además de la reacción control en ausencia del “inhibidor”.

Los resultados de estas pruebas se resumen en las Tablas 2-4 a 2-6.

Al igual que como ocurrió en la pruebas anteriores las reacciones se llevaron

a cabo bajo las mismas condiciones: 0.15 M de 2-metoxicarbonil indolina; 1

mL de TBME; 2.5 eq. de carbonato; CAL-A, 2:1 (p:p) con respecto a

sustrato; 30 ºC y 250 rpm de agitación orbital.


136

Tabla 2-4. Prueba de referencia en ausencia de ”inhibidor” 33h.

Entrada t (h) eeS (%)a eeP (%)

a c (%)

b E

c

1 1 54 >99 35 >200

2 2 87 >99 47 >200

3 4 >99 >99 50 >200 a Determinado por HPLC: Chiralcel OD, Hexano:EtOH (97:3), 20 ºC, 0.8 mL/min. b c = eeS/(eeS+eeP). c E = ln[(1–c) (1–eeP)]/ln[(1–c) (1+eeP)].

Como se puede observar en la Tabla 2-4, la reacción transcurre al

50% de conversión tras 4 h, tal como se mostró en el capítulo anterior. Estos

valores nos permitieron determinar la influencia tanto del inhibidor como el

efecto de éste a distintas concentraciones (Tablas 2-5 y 2-6).

Tabla 2-5. Ensayo de inhibición empleando 0.3 eq. de 7-azaindolina (33h).


a c (%)

b E

c

1 1 9 >99 9 >200

2 2 17 >99 15 >200

3 4 45 >99 31 >200

4 24 98 >99 50 >200 a Determinado por HPLC: Chiralcel OD, Hexano:EtOH (97:3), 20 ºC, 0.8 mL/min. b c = eeS/(eeS+eeP). c E = ln[(1–c) (1–eeP)]/ln[(1–c) (1+eeP)].

En comparación con la reacción en ausencia de inhibidor en que a las

4 h se obtenía un 40% de conversión, la conversión empleando 0.3 eq. de

inhibidor alcanza apenas un 31% (entrada 3) y no se completa hasta pasadas

24 h de reacción. Además llama la atención que a una misma concentración

de inhibidor (0.3 eq.), 33h ralentiza en mayor medida la reacción que

cuando se emplea la 2-fenil-7-azaindolina (33a, Tabla 2-5 en entradas 3 y 4,

en comparación con datos de la Tabla 2-3 en entradas 3 y 4). A este punto

resulta claro que la presencia del resto fenilo altera solo parcialmente la

inhibición, pero nunca provocándola o evitándola, ocasionando

posiblemente un impedimento estérico que previene al inhibidor de

interactuar con la lipasa de una manera más eficaz, lo que se manifiesta en

que la velocidad se ralentiza solamente a un inicio.

Capítulo 2

137

Cuando la concentración de inhibidor se incrementa a 1.0 eq., la

reactividad se hace aún menor (Tabla 2-6). Así, la reacción no se completa

hasta pasadas 96 h (entrada 6). Cabe destacar el grado sobresaliente de

inhibición observados en las primeras horas del proceso alcanzando apenas

un 4% de conversión tras 8 h de reacción (entradas 1 a 4).

Tabla 2-6. Ensayo de inhibición empleando 1.0 eq. de 7-azaindolina (33h).


a c (%)

b E

c

1 1 <1 >99 <1 >200

2 2 2 >99 2 >200

3 4 1 >99 1 >200

4 8 4 >99 4 >200

5 25 39 >99 28 >200

6 96 98 >99 50 >200 a Determinado por HPLC: Chiralcel OD, Hexano:EtOH (97:3), 20 ºC, 0.8 mL/min. b c = eeS/(eeS+eeP). c E = ln[(1–c) (1–eeP)]/ln[(1–c) (1+eeP)].

Aunque estos datos no son concluyentes, ya que se requiere un

análisis más profundo de los parámetros cinéticos de la reacción así como

del tipo y sitio de interacción del inhibidor, es aparente que el

comportamiento de la inhibición es reversible y, probablemente,

competitivo. Al igual que ocurrió en los experimentos iniciales con otros

inhibidores como la indolina 33a o la piridina, es importante destacar que no

hubo ninguna alteración en el grado de selectividad mostrado por la enzima.

2.3.4.2. Estudios de inhibición con la CAL-B y la PSL-C I

Observados los efectos de inhibición de los derivados de 7-aza-

indolina 33a y 33h sobre la lipasa de Candida antarctica tipo A, decidimos

estudiar si esta actividad inhibitoria se observa cuando otras lipasas eran

empleadas en procesos de resolución enzimática. De tal manera, se decidió

diseñar un ensayo empleando una reacción enzimática bien conocida en la

bibliografía como es la resolución de 1-feniletanol (36) catalizada por las

lipasas de Candida antarctica tipo B y la lipasa de Pseudomonas cepacia

(PSL-C I), empleando acetato de vinilo (AcOVin, 38) como agente acilante.

Para ello se usó la 7-azaindolina (33h) debido a su accesibilidad comercial


138

(Esquema 2-24) y los resultados obtenidos se encuentran recogidos en la

Tabla 2-7.

OH

OH

OAc

Enzima

33hTHF30 ºC

+

rac-36

(S)-36

(R)-37

O

O

+

AcOVin (38)

Esquema 2-24. Acilación de 1-feniletanol empleando CAL-B o PSL-C I, con el fin de

estudiar si existe una inhibición de la actividad enzimática por presencia de 33h.

Esta reacción se realizó con 0.3 eq. del inhibidor 33h, tal como se

plateó en las pruebas con la CAL-A. De tal manera, del ensayo realizado con

la acetilación del 1-feniletanol se puede observar que mientras con la PSL-C

no se observa ningún tipo de inhibición, la CAL-B muestra valores más

bajos de conversión por lo que parece existir un efecto de inhibición

especialmente a tiempos cortos de reacción (entradas 1 a 3).

Los resultados experimentales aquí mostrados hacen promisorio un

estudio más detallado del empleo de este tipo de derivados de 7-azaindolina

en pruebas de inhibición de actividad proteica, tanto de hidrolasas, enzimas

centrales en la elaboración de esta memoria, como de otros tipos de

biocatalizadores.

Capítulo 2

139

Tabla 2-7. Resultados del estudio de inhibición enzimática de 33h sobre las lipasas CAL-B

y PSL-C I en la reacción de acetilación del 1-feniletanol (36) con acetato de vinilo en THF

a 30 ºC y 250 rpm.

Entrada t (h)

CAL-B (%)a

c (%)a

PSL-C

c (%)a

Sin 33h Con 33hb Sin 33h Con 33h

b

1 1 24 17 32 29

2 2 34 26 41 40

3 4 42 37 48 48

4 8 49 46 50 50

5 25 50 49 n.d.c n.d.

c

Condiciones experimentales: 1-feniletanol (36, 0.1 M) en THF; empleando 3.0 eq. de 38 y la enzima en relación

2:1 en peso con respecto al sustrato 36, a 30 ºC y 250 rpm. a Determinado por HPLC: Chiralcel OB-H,

Hexano:IPA (95:5), 20 ºC, 0.5 mL/min. c = eeS/(eeS+eeP). b 0.3 eq. inhibidor (33h: 7-azaindolina). c n.d.= No

determinado.

CONCLUSIONES

Capítulo 2

143

Se han sintetizado con éxito una familia de seis 2-alquil-7-

azaindoles sustituidos empleando una metodología que combina un

acoplamiento de Sonogashira con una posterior ciclación intramolecular

facilitada por la acción de un éter-corona. Los rendimientos obtenidos en la

preparación de estos compuestos han sido altos.

N NH2

I

N

R

NH2+

R

CuIPdCl2(PPh3)2

Et3N

THFt.a.14 h

N NH

R

R= Ph, Pr, Bu, Pn, iBu, Cy

KOtBu

18-corona-6

Tolueno

14 h, 65 °C

La preparación de las correspondientes 7-azaindolinas por

reducción del doble enlace entre los carbonos C-2 y C-3 de los 7-

azaindoles, ha necesitado de una secuencia de protección-desprotección del

grupo amino libre del heterociclo. De esta forma se han preparado

químicamente la 2,3-dihidro-2-fenil-1H-pirrolo[2,3b]piridina, la 2,3-

dihidro-2-propil-1H-pirrolo[2,3b]piridina y la 2,3-dihidro-1H-

pirrolo[2,3b]piridina con moderados rendimientos.

Las reacciones de resolución cinética enzimática mediante

reacciones de acilación y alcoxicarbonilación de la 2,3-dihidro-2-propil-

1H-pirrolo[2,3b]piridina se estudiaron de manera exhaustiva empleando

dos biocatalizadores, como son las lipasas de Candida antarctica tipo A

(CAL-A) y la de tipo B (CAL-B). Sin embargo, en ningún caso se observó

actividad enzimática.

La razón por la que la 2,3-dihidro-2-propil-1H-

pirrolo[2,3b]piridina no resultó ser un buen sustrato para las reacciones

enzimáticas se explica por el carácter inhibitorio que presenta esta

molécula hacia las lipasas consideradas en este estudio. Ensayos de

inhibición preliminares sobre distintas lipasas parecen demostrar la

inhibición que ocurre debido a la presencia del núcleo de 7-azaindolina.

PARTE EXPERIMENTAL

Capítulo 2

147

PARTE EXPERIMENTAL

2.5.1. GENERAL

Las técnicas de análisis y biocatalizadores utilizados en el capítulo, salvo

indicación contraria, han sido detallados en la parte experimental del

capítulo 1. Para el secado por destilación del CH2Cl2 y la NMP se usó

hidruro cálcico.


El seguimiento tanto de las reacciones enzimáticas como de las pruebas de

inhibición y la determinación de los excesos enantioméricos de los

productos ópticamente activos, se llevó a cabo empleando la técnica de

cromatografía líquida de alta eficacia (HPLC) con un cromatógrafo Hewlett-

Packard 1100, y columnas de relleno quiral Chiralcel OD y OB-H (25 ×

0.46 cm D. I.) y Chiralpak IA y AS (25 × 0.46 cm D. I.). La detección

empleada fue VIS-UV a 210, 215 y 254 nm. Como fase móvil se emplearon

distintas mezclas de hexano/2-propanol y hexano/etanol.

Para los análisis de espectrometría de masas (EM) se empleó la

técnica de ionización por electroespray (ESI+), en un cromatógrafo HP 1100

Parte Experimental

148

acoplado a masas. Los valores se refieren a unidades de masa atómica

(uma).

Los espectros de resonancia magnética nuclear de protón (1H-RMN),

carbono (13

C-RMN) y secuencia de pulsos DEPT han sido realizados con

espectrómetros Bruker AV-300 (300.13 MHz para 1H y 75.5 MHz para

13C)

y Bruker DPX-300 (300.13 MHz para 1H y 75.5 MHz para

13C). Los

desplazamientos químicos se dan en valores de ( ) en partes por millón

(ppm) y las constantes de acoplamiento en Hertzios (Hz). En la descripción

de los espectros se han utilizado las siguientes abreviaturas: s= singulete,

sa= singulete ancho, d= doblete, dd= doble doblete, t= triplete, c= cuarteto,

q= quintuplete y m= multiplete.


2.5.3.1. Síntesis de los derivados 2-amino-3-(1'-alquinil)piridinas (27a-f)

A una suspensión de 2-amino-3-yodopiridina (25, 250 mg 1.14

mmol), CuI (11 mg, 0.057 mmol) y PdCl2(PPh3) (39.9 mg, 0.057 mmol) en

THF seco (4.6 mL) y bajo atmósfera de nitrógeno, se añaden sucesivamente

Et3N (0.48 mL, 3.41 mmol) y el alquino correspondiente 26a-f (1.48 mmol).

La mezcla se agita 14 horas a temperatura ambiente y pasado este tiempo, se

diluye la reacción con Et2O (5 mL) y se filtra en celita, evaporando el


cromatografía de columna en gel de sílice (0-40% AcOEt/hexano) para

obtener las correspondientes alquinilpiridinas 27a-f (ver Tabla 2-1).

2.5.3.2. Síntesis de 1H-pirrolo[2,3-b]piridinas 2-sustituidas (22a-f)

A una disolución de la piridina correspondiente 27a-f (0.86 mmol)

en tolueno anhidro (14 mL) se añaden sucesivamente KOtBu (203 mg, 1.81

mmol) y éter 18-corona-6 (22.8 mg, 0.086 mmol), agitando la mezcla a 65

°C durante toda la noche. El disolvente se evapora bajo presión reducida y el

residuo se resuspende en H2O (5 mL) y se extrae con CH2Cl2 (3 x 5mL). Las

fracciones orgánicas se combinan, se secan con Na2SO4 y se evapora el


Capítulo 2

149

cromatografía de columna en gel de sílice (gradiente de eluyentes 10-60%

AcOEt/hexano) para obtener el correspondiente 7-azaindol 22a-f (ver Tabla

2-2).

2.5.3.3. Procedimiento general para la acetilación de los 7-azaindoles

22a, 22b y 22h

A una disolución 0.83 M del correspondiente 7-azaindol 22a,b,h en

Ac2O (2.8 mL), se le añade gota a gota ácido acético (281 L, 4.9 mmol). La

mezcla se coloca a reflujo a 120 ºC durante toda la noche, hasta que no se

detecta producto de partida por TLC (40% AcOEt/hexano). En ese

momento, se deja enfriar la reacción, se evapora el disolvente a presión

reducida. Posteriormente se resuspende en agua (5 mL), se extrae con

CH2Cl2 (3 x 5 mL), se seca con Na2SO4 y se evapora finalmente el


cromatografía en columna de gel de sílice (10-20% AcOEt-hexano),

aislando los respectivos productos acetilados 29a (46%), 29b (81%) y 29h

(95%), como aceites translúcidos incoloros.

2.5.3.4. Procedimiento general para la reducción de los 7-azaindoles

29a,b,h a las 7-azaindolinas 34a,b,h

En un matraz esférico de 100 mL se pesa una cantidad de Pd/C

(equivalente al 10% en mol de sustrato 29a, 29b o 29h) cerrando el matraz

herméticamente con un tapón septum. Se hace vacío al matraz y se coloca

un globo de H2, al mismo tiempo que se inyecta una disolución 0.08 M del

sustrato en EtOH, el cual se desoxigena previamente por burbujeo de N2. La

mezcla resultante se agita vigorosamente con un imán durante toda la noche.

Pasado este tiempo, se detiene la reacción, se filtra sobre celita y el

disolvente se evapora bajo presión reducida. Se realiza una TLC (80%

AcOEt/hexano) y un 1H-RMN para comprobar que no queda producto de

partida y el crudo de reacción (34a, 34b o 34h) se emplea en el siguiente

paso de reacción sin ninguna purificación adicional.

Parte Experimental

150

2.5.3.5. Procedimiento general para la hidrólisis de las amidas 34a,b,h

en la formación de las 7-azaindolinas 2-sustituidas 33a,b,h

A una disolución 0.14 M de 34a, 34b o 34h en MeOH (12 mL), se le

añade NaOH (276 mg, 6.9 mmol) y se agita vigorosamente la mezcla,

calentando a reflujo (67 ºC). La reacción se detiene cuando que no se detecta

más producto de partida por TLC (60% AcOEt/hexano), enfriando la mezcla

hasta que alcanza la temperatura ambiente. En ese momento se le añade

NH4Cl hasta que se alcaliniza ligeramente (pH= 8). El disolvente se evapora

bajo presión reducida, el crudo se resuspende en CH2Cl2 (20 mL) y se extrae

con agua (3 x 10 mL). La fracción orgánica se seca con Na2SO4 y a

continuación se evapora el disolvente bajo presión reducida. El crudo de

reacción se purifica por cromatografía de columna en gel de sílice (10-40%

AcOEt/hexano, para 33a; 30-50% AcOEt/hexano, para 33b), obteniéndose

los productos 33a (99%) y 33b (75%) como sólidos blancos (agujas). Los

rendimientos globales desde 29a, 29b y 29h serían: 33a (45%), 33b (46%) y

33h (86%)

2.5.3.6. Procedimiento general para la resolución cinética enzimática de

33b mediante reacción de acilación catalizada por lipasas

A una suspensión de 33b (30 mg, 0.2 mmol), la correspondiente

lipasa (60 mg) y THF seco (1.3 mL) bajo atmósfera de nitrógeno, se le

añade AcOEt o MeOCH2CO2Et (0.5 mmol). La mezcla se coloca a 30 ºC y

250 rpm en un agitador orbital, durante el tiempo indicado en cada caso. El

transcurso de las reacciones se sigue por TLC y HPLC (ver sección 2.3.3.1.),

según las condiciones especificadas para cada producto en la sección 2.5.4.


33a y 33b mediante reacción de alcoxicarbonilación catalizada por

lipasas

A una suspensión de la 7-azaindolina 33a o 33b (0.2 mmol), la

correspondiente lipasa (2:1 en peso respecto al sustrato) y de THF seco (1.3

mL), se le añade el carbonato correspondiente 4a,b (0.5 mmol), bajo

Capítulo 2

151

atmósfera inerte. La mezcla se agita a 30 ºC y 250 rpm en un agitador

orbital, durante el tiempo que se indique en cada caso (ver sección 2.3.3.1.

El seguimiento de las reacciones se analiza por TLC y HPLC, según las

condiciones especificadas más adelante para este estos productos.

2.5.3.8. Estudios de inhibición de la CAL-A

A una suspensión compuesta por 2-metoxicarbonil indolina 2 (26

mg, 0.15 mmol), CAL-A (52 mg) y el correspondiente “inhibidor” (0.05 o

0.15 mmol) en TBME seco (1 mL), se le añade el carbonato 4a (52 mg, 0.4

mmol) bajo atmósfera inerte. La mezcla se agita a 30 ºC y 250 rpm en un

agitador orbital, durante el tiempo que indicado en cada caso (ver Tablas 2-5

y 2-6). El seguimiento de las reacciones se llevó a cabo mediante HPLC en

las siguientes condiciones experimentales: columna Chiralcel OD; eluyente

Hexano:EtOH (97:3); flujo 0.8 mL/min; temperatura de la columna 20 ºC.

2.5.3.9. Estudios de inhibición de la CAL-B y la PSL-C I

A una suspensión de 1-feniletanol 36 (12 L, 0.1 mmol), 7-

azaindolina (33h, 4.4 mg, 0.03 mmol) y la correspondiente lipasa (24.4 mg)

en THF seco (1.0 mL), se añade acetato de vinilo (28 L, 0.3 mmol) bajo

atmósfera de nitrógeno. La mezcla se agita a 30 ºC y 250 rpm en un agitador

orbital, durante el tiempo indicado en cada caso (ver Tabla 2-7). El

seguimiento de las reacciones se hizo mediante HPLC en las siguientes

condiciones experimentales: columna Chiralcel OB-H; eluyente Hexano: 2-

propanol (95:5); flujo 0.5 mL/min; temperatura de la columna 20 ºC.

Parte Experimental

152


2-Fenil-1H-pirrolo[2,3-b]piridina (22a)

N NH1

2

34

5

6

7

9

8

10

11

11

12

12

13

C13H10N2

Sólido blanco (94% rendimiento aislado)

PF: 204-206 °C


Rf (60% AcOEt/hexano): 0.56

IR (KBr): ν 3163, 2362, 1870, 1588, 1541, 1458, 1282 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 6.81 (s, 1H, H3), 7.12 (dd, J =

7.7, 4.8, 1H, H5), 7.39-7.45 (m, 1H, H13), 7.52-7.56 (m, 2H, H12+H

12’), 7.91-8.00 (m, 3H, H5+H11+H11’), 8.33 (d, J = 4.3, 1H, H6), 12.78

(s, 1H, NH)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 97.3 (C3), 116.2 (C5), 122.5 (C9),

125.9 (2C11), 128.1 (C4), 128.6 (C13), 128.9 (2C12), 132.4 (C10),

139.6 (C2), 141.8 (C6), 149.8 (C8)

EM (ESI+, m/z): 195 [(M+H)

+, 100], 196 [(M+2H)

2+, 19], 217

[(M+Na)+, 13]

Capítulo 2

153

2-Propil-1H-pirrolo[2,3-b]piridina (22b)

N NH1

2

34

5

6

7

9

8

10

11

12

C10H12N2


PF: 73-75 °C



IR (NaCl): ν 2958, 1587, 1545, 1412, 1276 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.07 (t, J = 7.5 Hz, 3H, H12),

1.83-1.96 (m, 2H, H11), 2.89 (t, J = 7.5, 2H, H10), 6.20 (s, 1H, H3),

7.07 (dd, J = 7.6, 4.8, 1H, H5), 7.87 (d, J = 7.8, 1.5, 1H, H4), 8.24 (d,

J = 4.1, 1H, H6), 12.30 (s, 1H, NH)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 13.9 (C12), 22.3 (C11), 30.7 (C10),

97.1 (C3), 115.3 (C9), 121.8 (C5), 127.5 (C4), 140.1 (C2), 141.6 (C6),

149.1 (C8)

EM (ESI+, m/z): 161 [(M+H)

+, 100%], 162 [(M+2H)

2+, 15%], 183

[(M+Na)+, 38%]

Parte Experimental

154

2-Butil-1H-pirrolo[2,3-b]piridina (22c)

N NH1

2

39

4

5

6

78 13

12

11

10

C11H14N2


PF: 48-49 °C



IR (NaCl): ν 3472, 3297, 3164, 2930, 1588, 1544, 1416, 1278 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.01 (t, J = 7.4, 3H, H13), 1.44-

1.57 (m, 2H, H12), 1.82-1.92 (m, 2H, H11), 2.94 (t, J = 7.4, 2H, H10),

6.25 (s, 1H, H3), 7.08 (dd, J = 7.7, 4.8, 1H, H5), 7.88 (dd, J = 7.7,

1.4, 1H, H4), 8.26 (dd, J = 4.8, 1.4, 1H, H6), 12.70 (s, 1H, NH)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 13.8 (C13), 22.4 (C12), 28.4 (C11),

31.1 (C10), 96.9 (C3), 115.2 (C5), 121.9 (C9), 127.5 (C4), 139.9 (C2),

141.9 (C6), 149.2 (C8)

EM (ESI+, m/z): 175 [(M+H)

+, 100], 176 [(M+2H)

2+, 18]

Capítulo 2

155

2-Pentil-1H-pirrolo[2,3-b]piridina (22d)

N NH1

2

39

4

5

6

78

13

12

11

10

14

C12H16N2


PF: 83-85 °C



IR (NaCl): ν 2930, 1588, 1542, 1427, 1278 cm-1


1.55 (m, 4H, H12,13), 1.89-1.99 (m, 2H, H11), 2.97 (t, J = 7.7, 2H,

H10), 6.30 (s, 1H, H3), 7.15 (sa, 1H, H5), 7.94 (d, J = 6.2, 1H, H4),

8.32 (sa, 1H, H6), 13.05 (s, 1H, NH)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 13.9 (C14), 22.4 (C13), 28.7 (C12),

28.8 (C11), 31.5 (C10), 96.8 (C3), 115.2 (C5), 122.0 (C9), 127.4 (C4),

139.7 (C2), 142.0 (C6), 149.1 (C8)

EM (ESI+, m/z): 188 (M

+, 100), 189 [(M+H)

+, 18]

Parte Experimental

156

2-(2’-Metil)propil-1H-pirrolo[2,3-b]piridina (22e)

N NH

2

394

5

6 10

1112

12

8

C11H14N2


PF: 82-84 °C



IR (NaCl): ν 3215, 3128, 3081, 2958, 1609, 1588, 1420, 1281 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.06 (t, J = 6.8, 6H, 3H12+3H12’),

2.13-2.27 (m, 1H, H11), 2.78 (d, J = 7.1, 2H, H10), 6.25 (s, 1H, H3),

7.07 (dd, J = 8.0, 4.8, 1H, H5), 7.87 (dd, J = 7.7, 1.4, 1H, H4), 8.23

(dd, J = 4.8, 1.7, 1H, H6), 12.45 (s, 1H, NH)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 22.5 (2C12), 28.8 (C11), 38.2 (C10),

97.9 (C3), 115.3 (C5), 121.8 (C9), 127.5 (C4), 140.0 (C2), 140.8 (C6),

149.1 (C8)

EM (ESI+, m/z): 175 [(M+H)

+, 100], 176 [(M+2H)

2+, 13]

Capítulo 2

157

2-Ciclohexil-1H-pirrolo[2,3-b]piridina (22f)

N NH

2

34

5

6

9

8

10

11

13

12

11 12

C13H16N2


PF: 170-172 °C



IR (KBr): ν 3126, 3071, 3015, 2922, 2849, 1609, 1587, 1423, 1277

cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.25-1.60 (m, 5H,

2H11+2H12+1H13), 1.64-1.95 (m, 3H, 2H12+1H13), 2.17-2.22 (m, 2H,

H11), 2.83-2.93 (m, 1H, H10), 6.21 (s, 1H, H3), 7.06 (dd, J = 6.8, 4.8,

1H, H5), 7.87 (d, J = 7.7, 1H, H4), 8.24 (s, 1H, H6), 12.08 (s, 1H,

NH)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 26.1 (C13), 26.3 (2C12), 32.7

(C11+C11’), 37.8 (C10), 95.0 (C3), 115.3 (C5), 121.6 (C9), 127.6 (C4),

140.3 (C2), 146.9 (C6), 149.0 (C8)

EM (ESI+, m/z): 200 (M

+, 100), 201 [(M+H)

+, 19]

Parte Experimental

158

2-Amino-3-(2'-fenil)etinilpiridina (27a)

N NH21

2

3

4

5

6

78

9

10

10

11

1112

C13H10N2


PF: 121-123 °C



IR (KBr): ν 3467, 3289, 3136, 1633, 1564, 1452, 1246 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 5.20 (s, 2H, NH2), 6.68 (dd, J =

7.4, 5.1, 1H, H5), 7.38 (t, J = 3.0, 3H, Harom), 7.52-7.55 (m, 2H,

Harom), 7.62-7.65 (m, 1H, Harom), 8.04 (d, J = 4.0, 1H, H6)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 77.1 (C7), 95.7 (C8), 103.5 (C9),

113.5 (C5), 122.4 (C3), 128.4 (2C11), 128.7 (C4), 131.5 (2C10), 140.2

(C12), 147.1 (C6), 158.4 (C2)

EM (ESI+, 60 eV): m/z (%) = 195 [(M+H)

+, 100%], 196 [(M+2H)

2+,

20%], 217 [(M+Na)+, 18%]

Capítulo 2

159

2-Amino-3-(pent-1'-inil)piridina (27b)

N

Pr

NH22

34

5

6

7

8

C10H12N2

Aceite incoloro (83% rendimiento aislado)



IR (NaCl): ν 3472, 3297, 3164, 2962, 1604, 1571, 1453, 1222 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.04 (t, J = 7.3, 3H, CH3), 1.57-

1.69 (m, 2H, CH2), 2.42 (t, J = 7.0, 2H, CH2), 5.10 (sa, 2H, NH2),

6.56 (dd, J = 7.4, 5.0, 1H, H5), 7.45 (d, J = 7.4, 1H, H4), 7.96 (d, J =

4.6, 1H, H6)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 13.5 (C11), 21.4 (C10), 22.1 (C9),

75.8 (C7), 96.5 (C8), 103.9 (C3), 113.2 (C5), 139.6 (C4), 146.9 (C6),

158.9 (C2)

EM (ESI+, m/z): 161 [(M+H)

+, 100], 162 [(M+2H)

2+, 16], 183

[(M+Na)+, 11]

Parte Experimental

160

2-Amino-3-(hex-1'-inil)piridina (27c)

N

Bu

NH22

34

5

6

7

8

C11H14N2




IR (NaCl): ν 3472, 3330, 3167, 2957, 1605, 1571, 1452, 1223 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 0.93 (t, J = 7.1, 3H, CH3), 1.39-

1.63 (m, 4H, 2CH2), 2.44 (t, J = 7.1, 2H, CH2), 5.10 (sa, 2H, NH2),

6.55 (dd, J = 7.5, 5.0, 1H, H5), 7.44 (dd, J = 7.4, 2.0, 1H, H4), 7.95

(dd, J = 5.0, 2.0, 1H, H6)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 13.5 (C12), 19.1 (C11), 21.9 (C10),

30.6 (C9), 75.7 (C7), 96.6 (C8), 103.9 (C3), 113.1 (C5), 139.5 (C4),

146.8 (C6), 158.9 (C2)

EM (ESI+, m/z): 175 [(M+H)

+, 100%], 176 [(M+2H)

2+, 15%]

Capítulo 2

161

2-Amino-3-(hept-1'-inil)piridina (27d)

N

(CH2)4Me

NH22

34

5

6

7

8

C12H16N2




IR (NaCl): ν 3474, 3300, 3167, 2931, 1604, 1570, 1452, 1223 cm-1


1.46 (m, 4H, 2H11+2H12), 1.54-1.64 (m, 2H, H10), 2.42 (t, J = 7.1,

2H, H9), 5.15 (sa, 2H, NH2), 6.54 (dd, J = 7.5, 5.0, 1H, H5), 7.44 (dd,

J = 7.4, 2.0, 1H, H4), 7.94 (dd, J = 5.1, 1.7, 1H, H6)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 13.8 (C13), 19.4 (C9), 22.0 (C12),

28.3 (C10), 31.0 (C11), 75.7 (C7), 96.7 (C8), 103.9 (C3), 113.1 (C5),

139.5 (C4), 146.8 (C6), 158.9 (C2)

EM (ESI+, m/z): 188 (M

+, 100), 189 [(M+H)

+, 19]

Parte Experimental

162

2-Amino-3-(4'-metilpent-1'-inil)piridina (27e)

N

iBu

NH22

34

5

6

7

8

C11H14N2


Peso molecular: 174.27 g/mol


IR (NaCl): ν 3470, 3382, 3303, 3166, 2950, 1607, 1567, 1450, 1219

cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.03 (d, J = 6.8 Hz, 6H, 6H11),

1.84-1.97 (m, 1H, H10), 2.34 (d, J = 6.5 Hz, 2H, H9), 5.10 (sa, 2H,

NH2), 6.56 (t, J = 5.4, 1H, H5), 7.46 (d, J = 7.4, 1H, H4), 7.96 (d, J =

3.7, 1H, H6)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 21.9 (2C11), 28.0 (C10), 28.6 (C9),

76.6 (C7), 95.6 (C8), 104.0 (C3), 113.2 (C5), 139.6 (C4), 146.8 (C6),

158.9 (C2)

EM (ESI+, m/z): 175 [(M+H)

+, 100], 176 [(M+2H)

2+, 17]

Capítulo 2

163

2-Amino-3-(ciclohexil)etinilpiridina (27f)

N NH22

34

5

6

7

8

910

11

12

1110

C13H16N2


PF: 75-77 °C



IR (KBr): ν 3468, 3290, 3143, 2928, 2851, 1626, 1569, 1453, 1222

cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.35-1.48 (m, 3H, 2H11+1H12),

1.51-1.58 (m, 3H, 2H10+1H12), 1.72-1.76 (m, 2H, 2H11), 1.86-1.90

(m, 2H, 2H10), 2.59-2.64 (m, 1H, H9), 5.10 (sa, 2H, NH2), 6.56 (dd, J

= 7.5, 5.0, 1H, H5), 7.46 (dd, J = 7.4, 1.7, 1H, H4), 7.94 (dd, J = 5.0,

1.4, 1H, H6)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 24.7 (C9), 25.7 (2C11), 29.7 (C12),

32.6 (2C10), 75.6 (C7), 100.9 (C8), 104.0 (C3), 113.2 (C5), 139.5 (C4),

146.8 (C6), 158.8 (C2)

EM (ESI+, m/z): 200 (M

+, 100), 201 [(M+H)

+, 19]

Parte Experimental

164

2,3-Dihidro-2-fenil-1H-pirrolo[2,3-b]piridina (33a)

N2

34

5

6

78

NH

9

10

12

12

13

11

11

C13H12N2



PF: 107-110 ºC

Rf: 0.20 (40% Hexano/AcOEt)

IR (NaCl): ν 3217, 3055, 2986, 2925, 2888, 1609, 1582, 1437, 1265,

896, 739, 708 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 2.97 (dd, J = 16.29, 7.77, 1H,

H3), 3.50 (dd, J = 16.43, 9.46, 1H, H3), 5.03 (t, J= 8.55, 1H, H2),

5.07 (sa, 1H, NH2), 6.56 (dd, J = 7.05, 5.36, 1H, H5), 7.23-7.44 (m,

6H, Harom), 7.88 (d, J = 4.99, 1H, H6)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 37.9 (C3), 60.3 (C2), 113.7 (C5),

120.9 (C9), 125.9 (2C11) 127.6 (C13), 128.7 (2C12), 131.5 (C4), 143.9

(C10), 145.9 (C6), 163.8 (C8)

EM (ESI+, m/z): 197 [(M+H)

+, 100], 198 [(M+2H)

2+, 15]

Condiciones de HPLC: Columna Chiralpak AS (20 ºC), Eluyente:

Hexano/2-propanol (90:10); Flujo 0.8 mL/min, tR1 = 7.2 min, tR2 =

8.0 min

Capítulo 2

165

2,3-Dihidro-2-propil-1H-pirrolo[2,3-b]piridina (33b)

N2

34

5

6

78

NH

9

10

1211

C10H14N2



PF: 49-52 ºC

Rf: 0.24 (20% Hexano/AcOEt)

IR (NaCl): ν 3216, 3169, 3060, 2959, 2930, 2873, 1615, 1591, 1488,

1444, 1319, 1265, 1178, 772, 738 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 0.97(t, J = 7.26, 3H, H12), 1.37-

1.46 (m, 2H, H11), 1.52-1.65 (m, 2H, H10), 2.68 (dd, J = 16.09, 7.26,

1H, H3), 3.16 (dd, J = 15.24, 8.97, 1H, H3), 3.86-3.96 (m, 1H, H2),

4.85 (sa, 1H, NH2), 6.48 (dd, J = 6.84, 5.27, 1H, H5), 7.20 (dd, J=

7.11, 1.42, 1H, H4), 7.80 (d, J = 5.98, 1H, H6)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 13.9 (C12), 19.1 (C11), 34.1 (C10),

39.2 (C3), 56.5 (C2), 113.0 (C5), 125.4 (C9), 131.2 (C4), 145.6 (C6),

163.8 (C8)

EM (ESI+, m/z): 163 [(M+H)

+, 100], 164 [(M+2H)

2+, 10], 185

[(M+Na)+, 35]

Condiciones de HPLC:

Columna Chiralcel OB-H (20 ºC); Eluyente: n-hexano/2-propanol

(93:7); Flujo 0.8 mL/min, tR1 = 10.0 min, tR2 = 14.5 min

Columna Chiralcel OD (20 ºC); Eluyente: Hexano/2-propanol

(90:10); Flujo: 0.8 mL/min, tR1 = 9.1 min, tR2 = 13.5 min

Parte Experimental

166

2,3-Dihidro-1H-pirrolo[2,3-b]piridina (33h)

N2

34

5

6

78

NH

9

C7H8N2



PF: 83-84 ºC


IR (KBr): ν 3200, 3163, 3060, 2997, 2927, 2894, 2846, 1617, 1591,

1506, 1425, 1329, 1259, 768 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 3.01 (t, J = 8.44, 2H, H3), 3.57 (t,

J= 8.44, 2H, H2), 4.85 (sa, 1H, NH2), 6.44 (dd, J = 7.02, 5.26, 1H,

H5), 7.19 (dd, J= 7.02, 1.32, 1H, H4), 7.76 (d, J = 5.27, 1H, H6)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 27.5 (C3), 44.0 (C2), 112.9 (C5),

121.8 (C9), 131.1 (C4), 145.3 (C6), 164.6 (C8)

EM (ESI+, m/z): 121 [(M+H)

+, 100], 122 [(M+2H)

2+, 10], 143

[(M+Na)+, 5]

Condiciones de HPLC: Columna Chiralcel OD (20 ºC); Eluyente:

Hexano/EtOH (97:3); Flujo 0.8 mL/min; tR1 = 20.5 min

CAPÍTULO 3

Síntesis quimioenzimática estereoselectiva de 1-

(heteroaril)etanaminas enantiopuras empleando

lipasas como biocatalizadores

ANTECEDENTES

Capítulo 3

171

ANTECEDENTES

3.1.1. HETEROARILAMINAS BENZOFUSIONADAS: SÍNTESIS E

IMPORTANCIA

Las heteroariletanaminas benzofusionadas (Figura 3-1) son motivos

estructurales que están presentes en una gran variedad de productos

naturales, por ejemplo en metabolitos secundarios de algunos

microorganismos,99

formando parte de la estructura de diversas sustancias

biológicamente activas y por lo tanto en medicamentos. Sin embargo, esta

familia de compuestos no solamente tiene implicaciones biológicas, sino

que también está documentado su empleo en la ciencia de materiales como

agentes fotocrómicos100

o en dispositivos de rayos láser.

N

XR2

X= CH, NH, O, S

R1

Figura 3-1. Estructura general de benzoheteroarilaminas.

99 a) Reynolds, M. B.; Deluca, M. R.; Kerwin, S. M. Bioorg. Chem. 1999, 27, 326-337. b) Rodríguez,

A. D.; Ramírez, C.; Rodríguez, I. I.; González, E. Org. Lett. 1999, 1, 527-530. 100 Tauer, E.; Grellmann, K.-H. Chem. Ber. 1990, 123, 1149-1154.

Antecedentes

172

Dada la importancia de esta clase de compuestos sobre todo como

“bloques de construcción” en la preparación de moléculas más complejas,

con actividad biológica y medicinal de interés, varias son las metodologías

que se han desarrollado para su preparación. Dos estrategias sintéticas que

han sido utilizadas para obtener esta clase de compuestos se presentan en el

Esquema 3-1.

N

XR2

NH2

X+ R1

Y

Z N

OH

R3

a b

X= NH2, OH SH

Y= H, R4, OH, F, Cl

Z= NH, O Esquema 3-1. Rutas retrosintéticas para la preparación de heteroarilaminas

benzofusionadas.

La primera de ellas (a) consiste en el acoplamiento de un derivado

carbonílico o tipo imina con un derivado 2-sustituido de la anilina (X= SH,

OH, NH2), en condiciones ácidas y altas temperaturas.101

Esta metodología

permite adicionalmente el empleo de microondas para disminuir los tiempos

de reacción.102

El segundo (b) comprende la ciclación de una base de Schiff

derivada de la condensación de un aldehído con una anilina sustituida en la

posición 2.103

Algunos ejemplos de las propiedades de este tipo de

moléculas se enumeran a continuación.

Paramashivappa y colaboradores describieron la síntesis de los

derivados mostrados en la Figura 3-2 a partir de un producto natural (ácido

anacárdico), para estudiar a continuación su actividad como inhibidores de

la enzima humana ciclooxigenasa-2 (COX-2), clave en el tratamiento y

control de procesos antinflamatorios.104

101 (a) Gill, C.; Jadhav, G.; Shaikh, M.; Kale, R.; Ghawalkar, A.; Nagargoje, D.; Shiradkar, M.

Bioorg. Med. Chem. Lett. 2008, 18, 6244-6247. (b) Blacker, A. J.; Farah, M. M.; Hall, M. I.;

Marsden, S. P.; Saidi, O.; Williams, J. M. J. 2009, 11, 2039-2042. 102 Kamila, S.; Zhang, H.; Biehl, E. R. Heterocycles 2005, 65, 2119-2126. 103 Ohshima, A.; Ikegami, M.; Shinohara, Y.; Momotake, A.; Arai, T. Bull. Chem. Soc. Jpn. 2007, 80,

561-566. 104 Paramashivappa, R.; Phani Kumar, P.; Subba Rao, P. V.; Srinivasa Rao, A. Bioorg. Med. Chem.

Lett. 2003, 13, 657-660.

Capítulo 3

173

N

XS

C15H31

R2 R1O

X= S, O, NH

R1= Me, Et

R2= H, Me, OMe, NO2 Figura 3-2. Compuestos utilizados en la inhibición de la COX-2.

Los benzoxazoles (X= O, Figura 3-1) sustituidos en la posición 2 son

conocidos por poseer diversas propiedades farmacológicas. Algunos

derivados del 5-clorobenzoxazol han sido preparados y probados como

agentes anticancerígenos, además de poseer una destacada actividad

antifúngica y antibacteriana (Figura 3-3a y 3-3b).105

Aún cuando las

propiedades biológicas de este tipo de compuestos han sido las más

estudiadas, las características estructurales propias de estas moléculas les

confieren algunas otras aplicaciones importantes. Por ejemplo, los derivados

con anillos aromáticos sustituidos en la posición 2 (Figura 3-3c y 3-3d)

poseen propiedades fotoquímicas destacables, que se aprovechan como

fotoestabilizadores o en diódos orgánicos de emisión de luz.106

N

OCl

N

N NH

N

O

HO

N

O

HOOMe

OMe

a b

c d

N

O

N

Cl

Figura 3-3. Estructuras de benzoxazoles sustituídos en la posición 2 que presentan

interesantes actividades biológicas (a, b) y propiedades fotoquímicas (c, d).

105 Jauhari, P. K.; Vahaban, A.; Varamalar, S.; Singhal, K.; Raj, P. Med. Chem. Res. 2008, 17, 412-

424. 106 Ohsima, A.; Ikegami, M.; Shinohara, Y.; Momotake, A.; Arai, T. Bull. Chem. Soc. Jpn. 2007, 80,

561-566.

Antecedentes

174

Dada la similitud química entre los heteroátomos de O y de S, los

derivados del benzotiazol son conocidos también por su capacidad para

actuar sobre diversos microorganismos. Por ejemplo, ha sido desarrollada la

preparación de una gran cantidad de derivados en la posición 2 para estudiar

su actividad antiparasitaria o antiinflamatoria (Figura 3-4a),101

o bien el

estudio de sales de benzotiazolonio con actividad biológica ante diversos

microorganismos (Figura 3-4b).107

N

SR1

N+

SPuente

R1= fenil, furanil,

tiofenil, tbutil, ipropil, metil

R2

YZX-

X= Br, I

Y= N(CH3)2, OCH3, OH

Z= 5-NO2, 6-NO2, 5-NHAc, 6-NHAc

R2= metil, alil, propargil

a b

Figura 3-4. Derivados de benzotiazol con interesantes propiedades médicas (a) y

antibióticas (b).

Pero de este grupo de compuestos los que más interés han suscitado

(especialmente en química médica) son los derivados del bencimidazol,

principalmente aquellos sustituidos en la posición 2. Esto quizá sea debido a

la analogía estructural entre el bencimidazol y la purina (Figura 3-5).

Existen distintos ejemplos de aplicaciones en fármacos, de los cuáles se

mencionarán algunos a continuación.

N

N

N

HN

N

HN

Purina Bencimidazol Figura 3-5. Estructura de la purina y del bencimidazol.

Las enfermedades gastrointestinales ocasionadas por parásitos son un

problema de salud importante, sobretodo en los países en vías de desarrollo.

Váldez y colaboradores prepararon una serie de compuestos derivados del

bencimidazol (Figura 3-6a) y midieron la actividad inhibitoria contra los

parásitos que ocasionan la amibiasis y la triquinosis.108

Un grupo de

107 Sigmundová, I.; Zahradník, P.; Magdolen, P.; Bujdáková, H. Arkivoc 2008 (8), 183-192. 108 Váldez, J.; Cedillo, R.; Hernández-Campos, A.; Yépez, L.; Hernández-Luis, F.; Navarrete-

Vázquez, G.; Tapia, A.; Cortés, R.; Hernández, M.; Castillo, R. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2002, 12,

2221-2224.

Capítulo 3

175

moléculas algo más complejas es empleado como antitrombolítico en el

tratamiento y prevención de embolias (Figura 3-6b).109

Otro ejemplo

destacable lo representan los derivados 2-aril sustituidos, por ejemplo, como

agentes quimioterapéuticos en el tratamiento del cáncer, inhibiendo la

actividad de las topoisomerasas del ADN (Figura 3-6c).110

N

NY

L

R4

XArilo

H2N

NH

L= grupo conector (CH2, p. ej.)

R4= H, Me, Et, Pr

Y-X= Carboxamida o sulfonamida

N

HN

R3

R1

R2

R1= H, Cl

R2= H, Cl

R3= CH3, NH2, SH,

NHCOCH3, SCH3

N

HN

R5

NC

R5= Fenil, 2-toluil, 3-toluil, 4-toluil

a

b

c

Figura 3-6. Derivados del bencimidazol con propiedades farmacológicas destacadas:

a) Antiparasitarias, b) antitrombolíticas, c) anticancerígenas.

Hasta aquí se han enumerado las propiedades y aplicaciones de

algunas heteroarilaminas utilizadas principalmente en el desarrollo de

medicamentos. Sin embargo ninguna de estas moléculas posee algo que es

muy preciado en la química médica, como es la quiralidad. Dado que esta

memoria de investigación está enfocada a la obtención de sustancias

ópticamente activas, a continuación se enumeran algunas generalidades en la

preparación y aplicación de heteroarilaminas con actividad óptica.

109 Hauel, N. H.; Nar, H.; Priepke, H.; Ries, U.; Stassen, J.; Wienen, W. J. J. Med. Chem. 2002, 45,

1757-1766. 110 Kim, J. S.; Gatto, B.; Yu, C.; Liu, L. F.; Lavoie, E. J. J. Med. Chem. 1996, 39, 992-998.

Antecedentes

176

3.1.2. HETEROARILETANAMINAS ÓPTICAMENTE ACTIVAS

Al igual que muchos de los derivados mencionados en el apartado anterior,

las 1-(heteroaril)etanaminas ópticamente activas presentan una gran utilidad

como ligandos quirales, así como al ser productos de partida adecuados para

la obtención de moléculas con propiedades farmacológicas y estructuras más

complejas. La preparación de estos compuestos puede realizarse a partir de

métodos de síntesis asimétrica, tanto convencionales como

quimioenzimáticos. A continuación se presenta un breve resumen sobre la

preparación de estos compuestos.

3.1.2.1. Métodos químicos

La obtención de algunas de estas aminas en forma enantiopura se ha

realizado a partir de la resolución de los correspondientes racematos

empleando un ácido ópticamente activo. Por ejemplo, la resolución de las

mezclas racémicas de distintas piridiletanaminas se ha descrito con muy

buenos resultados empleando (L)-(+)-ácido tartárico, que permite el

aislamiento de los enantiómeros de configuración absoluta (S) (Figura 3-

7).111

N

NH2

N

NH2

N

NH2

Figura 3-7. Estructura de (S)-piridiniletanaminas obtenidas por resolución con un ácido

orgánico quiral.

Sin embargo, una estrategia más general comprende la alquilación

asimétrica de la imina correspondiente utilizando un auxiliar quiral, siendo

necesarios varios pasos de protección y desprotección.112

Por ejemplo,

Shikui y colaboradores han desarrollado diversas metodologías para la

preparación de otras tantas aminas enantioenriquecidas (Esquema 3-2A),

111 Smith, H. E.; Schaad, L. J.; Banks, R. B.; Wiant, C. J.; Jordan, C. F. J. Am. Chem. Soc. 1973, 95,

811-818. 112 (a) Shikui, L.; Aiqiao, M.; Lanjun, W.; Yaozhong, J. Synth. Commun. 1993, 23, 2485-2488. (b)

Alvaro, G.; Pacioni, P.; Savoia, D. Chem. Eur. J. 1997, 3, 726-731.

Capítulo 3

177

aunque los excesos enantioméricos que obtuvieron fueron más bien

moderados.112a

Por otro lado, Alvaro y colaboradores lograron aislar

distintas 1-(2-piridinil)alquilaminas enantiopuras después de varios pasos de

reacción, que incluyen el empleo de un triorganozincato y una reducción con

LiAlH4 (Esquema 3-2B).112b

N

N CO2Et

iPr

N

NH

N

NH2

R

R

R= Me, Et

R= Et, Bu, iPr, Bn, Vin

R2MeZnLi

THF, T< 0 °Ct= 2 h

Varios Pasos

A

B

Esquema 3-2. Estrategias sintéticas para la obtención de aminas enantiopuras por

alquilación asimétrica de iminas.

Alternativamente a la síntesis química, existen varias rutas

enzimáticas que pueden ser empleadas para la síntesis de aminas primarias

ópticamente activas partiendo de diversas clases de enzimas, tales como las

oxidorreductasas, las transferasas y las hidrolasas.30,32

Dentro de este último

grupo de biocatalizadores se encuentran las lipasas, biocatalizadores

ampliamente empleados en esta Memoria, por lo que a continuación se

procederá a describir los ejemplos más representativos de su utilización para

la preparación de heteroarilaminas ópticamente activas.

3.1.2.2. Resoluciones cinéticas enzimáticas

La mayoría de las metodologías para realizar este tipo de resoluciones con

lipasas se inician con la preparación de la amina primaria racémica, para

posteriormente, obtener los productos enantioenriquecidos mediante una

Antecedentes

178

reacción de aminólisis.21d,113

En este campo de investigación nuestro grupo

es reconocido internacionalmente, habiendo publicado trabajos pioneros

para la preparación de heteroarilaminas ópticamente enriquecidas.114

De esta

manera, distintas heteroariletanaminas racémicas, monocíclicas y con un

solo heteroátomo, se resolvieron empleando la CAL-B en 1,4-dioxano y

acetato de etilo (AcOEt) como dador de acilo (Esquema 3-3).

R NH2+ AcOEt

R RNH2 NHAc+

rac-AminaR= 2-furil, 2-tienil,2-piridinil

(S)-Amina (R)-Amida

CAL-B

Disolvente30 °C6-40 h

(36-50%) 52-90% ee 89-99% ee

Esquema 3-3. Resolución enzimática de heteroariletanaminas por acilación.

Una vez que se observó que esta lipasa podía catalizar procesos de

esta naturaleza, Skupinska y colaboradores resolvieron con éxito una

colección de compuestos heterocíclicos algo más complejos, empleando el

propio AcOEt como disolvente o simplemente como dador de acilo en un

disolvente orgánico (Esquema 3-4).115

Het NH2 Het HetNH2 NHAc+

(S)-Amina (R)-Amida

CAL-B

iPr2O o AcOEt

Ag. Acilante

60 °C

2-24 h

(50-70%)

61-99% ee 45-98% ee

rac-Amina

Esquema 3-4. Resolución cinética enzimática de diversos heterociclos.

Con resultados mucho más discretos en cuanto a excesos

enantioméricos y conversiones, Sigmund y DiCosimo realizaron un estudio

de la actividad de 17 lipasas en la reacción de aminólisis del AcOEt con una

mezcla racémica de 1-(5-bromo-3-cloro-2-piridinil)etilamina.116

La única

enzima capaz de catalizar este proceso resultó ser la CAL-B, que permitió la

113 Gotor-Fernández, V.; Gotor, V. en “Asymmetric Organic Synthesis with Enzymes”, Gotor, V.;

Alfonso, I.; García-Urdiales, E. (Eds.), Wiley-VCH, Weinheim (Alemania), 2008, Capítulo 7, 171-

191. 114 Iglesias, L. E.; Sánchez, V. M.; Rebolledo, F.; Gotor, V. Tetrahedron: Asymmetry 1997, 8, 2675-

2677. 115 Skupinksa, K. A.; McEachern, E. J.; Baird, I. R.; Skerlj, R. T.; Bridger, G. J. J. Org. Chem. 2003,

68, 3546-3551. 116 Sigmund, A. E.; DiCosimo, R. Tetrahedron: Asymmetry 2004, 15, 2797-2799.

Capítulo 3

179

resolución de piridiniletilaminas disustituidas con enantioselectividades

moderadas (Esquema 3-5).

NNH2

X Cl

NNH2

X Cl

NNHAc

X Cl

+CAL-B

AcOEt22-30 °C,

6-25 h(17-55%)rac-Amina

X= Br, Cl, HF2CO(S)-Amina4-94% ee

(R)-Amida0-76% ee

Esquema 3-5. Resolución cinética enzimática de diversas 1-(3-cloropiridinil)etanaminas.

En este tipo de procesos de resolución el metoxiacetato de etilo

(MeOCH2CO2Et) ha resultado ser un dador de acilo adecuado, como por

ejemplo en la resolución de cloropiridiniletanaminas empleando la CAL-B y

la PSL-C como catalizadores y el terc-butilmetil éter (TBME) como

disolvente (Esquema 3-6).117

En ese trabajo, realizado en nuestro grupo de

investigación, se observó que a mayor longitud presentaba la cadena

alifática, menores eran los valores de conversión con ambas enzimas cuando

se usaba AcOEt. Este inconveniente se logró superar empleando el

MeOCH2CO2Et, obteniendo en todos los casos los sustratos y productos

finales con >90% ee y conversiones superiores al 45%.

N

R1

NH2N

R1

NH2N

R1

HN

+Lipasa

TBMET (h)30 °C

R1= Me, Et: uso de AcOEt (R2= Me)

R1= Pr, Bu: uso de MeOCH2CO2Et (R2= MeOCH2)

Cl Cl Cl

R2 OEt

O

+R2

O

Esquema 3-6. Resolución cinética enzimática de-(4-cloropiridinil)alquilaminas.

Este tipo de procesos han conseguido ser optimizados por la

industria, llevándolos a escala de multigramos. Así, recientemente se ha

descrito la resolución enzimática de once aminas racémicas tanto alifáticas

como aromáticas incluida un derivado heteroaromático como es la 1-(4-

metoxi-3-piridinil)propanamina.118

La resolución de este y los demás

sustratos racémicos se realizó empleando el metoxiacetato de isopropilo

117 Torre, O.; Busto, E.; Gotor-Fernández, V.; Gotor, V. Adv. Synth. Catal. 2007, 349, 1481-1488. 118 Ditrich, K. Synthesis 2008, 2283-2287.

Antecedentes

180

(MeOCH2CO2iPr) como agente acilante, Et2O como disolvente y la CAL-B

como biocatalizador, aislando las correspondientes (S)-aminas y las (R)-

metoxiacetamidas en forma enantiopura tras una noche de reacción a

temperatura ambiente (Esquema 3-7).

N

+CAL-BEt2O12 ht.a.

MeOCH2CO2iPr

MeO

NH2

NMeO

NH2

NMeO

NH2

(S)-Amina>99% ee

(R)-Amina>99% eerac-Amina

Esquema 3-7. Preparación industrial de la 1-(4-metoxi-3-piridinil)propanamina.

3.1.2.3. Resoluciones cinéticas dinámicas enzimáticas

La principal desventaja de las resoluciones cinéticas clásicas es que la

máxima conversión que se puede alcanzar en un compuesto enantiopuro es

del 50%. Para salvar este obstáculo, varios grupos de investigación han

desarrollado una metodología que permite racemizar el enantiómero que no

reacciona para de esta forma conseguir aumentar los rendimientos, que

teóricamente pudieran ser de esta manera del 100 %. Así, las DKR han sido

empleadas en la resolución de este tipo de aminas, entre otras tantas

moléculas, empleando generalmente complejos de Ru o Pd en el proceso de

racemización.119

Sin embargo, en algunos casos no ha sido necesario el empleo de

catalizadores metálicos en el paso de re-racemización, como desarrollaron

Crawford y colaboradores, quienes observaron un proceso de racemización

espontánea de la 8-amino-5,6,7,8-tetrahidroquinolina en presencia de CAL-

B, aislando la correspondiente (R)-acetamida con un rendimiento del

60%.120

Este hecho fue posible debido a que ocurre la racemización del

enantiómero de la amina que queda sin reaccionar por la formación en el

medio de reacción de la correspondiente cetona, la cual con la (S)-amina

remanente sufre una secuencia de hidrólisis y condensación (Esquema 3-8).

119 Gotor-Fernández, V.; Busto, E.; Gotor, V. Adv. Synth. Catal. 2006, 348, 797-812. (b) Lee, J. H.;

Han, K.; Kim, M.-J.; Park, J. Eur. J. Org. Chem. 2010, 999-1015. 120 Crawford, J. B.; Skerlj, R. T.; Bridger, G. J. J. Org. Chem. 2007, 72, 669-671.

Capítulo 3

181

N

+CAL-B

AcOEt,Tolueno50 °C,48 h

NH2

N

NH2

N

NHAc

N

HN

N

(>60 %)>95% ee

Esquema 3-8. Proceso de DKR, en donde la racemización de la amina remanente ocurre a

través de un proceso de hidrólisis y condensación espontáneo no catalizado por

catalizadores organometálicos.

Hasta aquí se ha descrito una breve revisión de las estrategias

publicadas para la preparación de heteroariletanaminas ópticamente activas.

Sin embargo, no hemos encontrado hasta la fecha ejemplos relativos a la

preparación enzimática de heteroariletanaminas benzofusionadas, objeto de

estudio de este capítulo. Sin embargo, sí que son conocidos ejemplos para la

síntesis y resolución de los heteroariletanoles benzofusionados análogos,

ejemplos que serán discutidos a continuación.

3.1.3. SÍNTESIS QUIMIOENZIMÁTICA ASIMÉTRICA DE 1-

HETEROARILETANOLES BENZOFUSIONADOS

Los procesos de resolución enzimática catalizados por enzimas son una de

las metodologías más empleadas para la obtención de compuestos

enantiopuros, aunque solo pocos de estos estudios involucran la preparación

de 1-heteroariletanaminas ópticamente activas en contraste con la gran

cantidad de trabajos relacionados con los alcoholes análogos a estas

estructuras. De tal forma, se presentan a continuación algunas estrategias

seguidas en la producción de estos últimos como preámbulo a los resultados

obtenidos en este capítulo con los correspondientes derivados amino.

Con el fin de sintetizar una familia de derivados enantiopuros del 1-

(bencimidazo-2-il)etanol, Cheedrala y colaboradores describieron la

acilación enzimática de este tipo de heterociclos racémicos catalizadas por

Antecedentes

182

distintas lipasas. Así, para diversos derivados N-sustituidos la CAL-B

mostró los mejores resultados empleando acetato de vinilo (AcOVin) como

dador de acilo (Esquema 3-9).121

Para los compuestos bencilado y metilado

se obtuvieron los valores más altos de estereoselectividad, siendo el sustrato

no sustituido (R= H) el que presentó los valores más bajos, sin embargo, es

de resaltar que el NH libre del bencimidazol no desarrolló ninguna reacción

colateral.

N

N OH

R

N

N OH

R

N

N OAc

R

+

rac-AlcoholR= H, Bz, Ts, Bn

AcOVin

CAL-BTolueno

24 h27 °C (S)-Alcohol (R)-Acetato

Esquema 3-9. Resolución cinética enzimática del 1-(bencimidazo-2-il)etanol y distintos

derivados N-sustituidos.

La resolución enzimática de compuestos heteroaromáticos de este

tipo no solo puede ser llevada a cabo mediante procesos de acilación, sino

también por un proceso de hidrólisis, es decir, empleando como agente de

resolución un alcohol o agua, y como material de partida un éster en lugar

de un alcohol racémico.122

De esta forma, el 1-(benzotiazo-2-il)etanol

racémico fue sometido a dos procesos distintos (Esquema 3-10). En el

primero se describió una resolución enzimática convencional empleando el

acetato de vinilo tanto como agente acilante como disolvente. De las 15

lipasas estudiadas, la CAL-B permitió alcanzar los mejores resultados. Por

otro lado, en la ruta inferior mostrada en dicho esquema, el compuesto

racémico fue acetilado químicamente para llevar a cabo una resolución

mediante una reacción de alcohólisis catalizada por lipasas, en las que se

encontró que el mejor alcohol de los que se probaron fue el etanol. De esta

forma se obtuvieron los acetatos y alcoholes de estereoquímica

complementaria a los obtenidos en los procesos de acetilación enzimática.

121 Cheedrala, R. K.; Sachwani, R.; Krishna, P. R. Tetrahedron: Asymmetry 2008, 19, 901-905 122 Toşa, M.; Pilbák, S.; Moldovan, P.; Paizs, C.; Szatzker, G.; Szakács, G.; Novák, L.; Irimie, F.-D.;

Poppe, L. Tetrahedron: Asymmetry 2008, 19, 1844-1852.

Capítulo 3

183

N

S OH

N

S OAc

N

S OH

N

S OH

N

S OAc

N

S OAc

+

+

AcOVin

Enzimat.a.

Ac2OEt3NDMAPCH2Cl2t.a.12 h

R-OH

CAL-B

(S)-Alcohol

(R)-Alcohol

rac-Alcohol (R)-Acetato

(S)-Acetatorac-Acetato

Esquema 3-10. Estrategia quimioenzimática para la obtención de los enantiómeros (S) y

(R) del 1-benzotiazoiletanol.

Una ruta alternativa a la resolución cinética enzimática de esta clase

de compuestos combina la bioreducción de una cetona y la inversión del

carbono estereogénico del alcohol obtenido (Esquema 3-11). El alcohol de

configuración (S) se prepara en forma enatiopura por bioreducción de la

correspondiente cetona con Saccharomyces cerevisiae (levadura de

panadería). A continuación, el (S)-alcohol obtenido se somete a una reacción

química de inversión de Mitsunobu y posterior desprotección con

monohidrato de hidracina, obteniéndose el enantiómero (R) de manera

enantiopura.123

123 Toşa, M. I.; Podea, P. V.; Paizs, C.; Irimie, F. D. Tetrahedron: Asymmetry 2008, 19, 2068-2071.

Antecedentes

184

N

S OH

N

S OH

SaccharomycescerevisiaeMedio acuoso

1) Inversiónde configuración

2) Desprotección

N

S OH

N

S OClorocromato

de piridinio

CH2Cl2rac-Alcohol

(R)-Alcohol (S)-Alcohol

Esquema 3-11. Estrategia quimioenzimática alternativa para la preparación de los

enantiómeros del 1-benzotiazoiletanol.

Hasta aquí se han recogido los ejemplos más representativos para la

preparación de heteroarilaminas y heteroariletanoles benzofusionados en

forma ópticamente activa empleando biocatalizadores. A continuación se

resumen los resultados alcanzados en este Capítulo 3 para la preparación

química de heteroarilaminas benzofusionadas en forma racémica y su

posterior resolución empleando lipasas como biocatalizadores.

OBJETIVOS

Capítulo 3

187

En los antecedentes de este capítulo se han expuesto los motivos

por los cuales las heteroarilaminas benzofusionadas representan un grupo

importante de moléculas orgánicas. De tal manera, los objetivos principales

que nos planteamos en este capítulo son:

1) Diseñar una metodología química sintética eficaz para la

preparación de derivados racémicos de 1-heteroariletanaminas

benzofusionadas.

N

HN NH2

N

S NH2

N

O NH2

2) Estudiar detalladamente sus procesos de resolución cinética

enzimática catalizados por lipasas, con el fin de obtener

derivados ópticamente activos de este tipo de sustratos.

3) Finalmente se plantea llevar a cabo un estudio sistemático

para encontrar las condiciones de reacción óptimas en

términos de disolvente, dador de acilo, tiempo y temperatura,

adecuadas para la preparación de las correspondientes aminas

y amidas en forma enantiopura.

Capítulo 3

191


Este apartado se presenta en dos partes. Inicialmente se muestran los

resultados correspondientes a la preparación química de los sustratos

racémicos. Posteriormente se abordarán las estrategias enzimáticas seguidas

para la resolución cinética de estos racematos.

3.3.1. SÍNTESIS QUÍMICA DE LAS HETEROARILETANAMINAS

RACÉMICAS

El inicio de este estudio se centró en encontrar rutas sintéticas para la

elaboración de una familia de compuestos heterocíclicos racémicos, basados

en la presencia de un anillo bencénico fusionado al heterociclo: 1-(1H-

benzo[d]imidazol-2-il)etanamina (39a), 1-(benzo[d]tiazol-2-il)etanamina

(39b) y 1-(benzo[d]oxazol-2-il)etanamina (39c).

N

HN NH2

N

S NH2

N

O NH2

39c39b39a

Figura 3-8. Heteroariletanaminas benzofusionadas que se estudiarán en este Capítulo 3.


192

3.3.1.1. Preparación de 1-(1H-bencimidazol-2-il)etanamina (39a)

El primer objetivo fue encontrar una ruta adecuada para preparar la 1-(1H-

benzo[d]imidazol-2-il)etanamina (39a), ya que las estructuras que contienen

el bencimidazol son importantes en la preparación de nuevos fármacos.124

De tal forma, el derivado 39a se obtuvo mediante la modificación de un

proceso descrito con anterioridad.125

Así, la 1,2-fenilendiamina (40a) se

hizo reaccionar con la (D,L)-alanina (41) en condiciones ácidas a 100 ºC,

obteniéndose la amina racémica 39a tras 144 h de reacción, con un 63% de

rendimiento tras cromatografía de columna (Esquema 3-12). Cabe destacar

que previamente se hicieron varios intentos empleando una disolución

menos concentrada de HCl (3N), pero solo se logró aislar el producto con un

rendimiento menor (13%).

NH2

X

N

X NH2

HO

O

NH2

HCl 6N

100 °C

40a (X= NH2)40b (X= SH)40c (X= OH)

rac-39a (X= NH)rac-39b (X= S)rac-39c (X= O)

+

(D,L)-41

Esquema 3-12. Reacción de condensación entre (D,L)-alanina y o-fenilendiamina en

condiciones ácidas.

Motivados por la facilidad en la preparación de 39a, decidimos

aplicar dicha metodología para la síntesis de las otras dos heteroarilaminas

propuestas rac-39b,c. Entonces, el 2-aminotiofenol (40b) y el 2-aminofenol

(40c) se hicieron reaccionar con 41 en una solución acuosa de HCl 6N.

Desafortunadamente, no se observó reacción alguna con ninguno de los

reactivos, aun después de varios días. Toda vez que esta sencilla

metodología no permitió obtener los compuestos 39b y 39c, se buscaron

alternativas para la preparación de estos derivados.

124 Tebbe, M. J.; Spitzer, W. A.; Victor, F.; Miller, S. C.; Lee, C. C.; Sattelberg, T. R.; McKinney, E.;

Tang, C. J. J. Med. Chem. 1997, 40, 3937-3946. 125 Skolnik, H.; Millar, J. G.; Day, A. R. J. Am. Chem. Soc. 1943, 65, 1854-1858.

Capítulo 3

193

3.3.1.2. Síntesis química de la 1-(benzotiazol-2-il)etanamina (39b)

Observando los problemas que se encontraron para intentar obtener la amina

directamente en un paso de reacción, se decidió un cambio de estrategia.

Así, la 1-(benzo[d]tiazol-2-il)etanamina (39b) se preparó a partir del

benzotiazol (42), en una ruta que comprendió 3 pasos (Esquema 3-13). Esta

aproximación se basa en la formación inicial del benzotiazoilalcohol 43 por

el acoplamiento de acetaldehído al átomo de carbono C-2 del compuesto 42

en presencia de BuLi, según fue descrito con anterioridad por Toşa y

colaboradores.122

Posteriormente, el alcohol se somete a una reacción en

condiciones de Mitsunobu, de manera que la ftalimida realiza la sustitución

del grupo hidroxilo en presencia de trifenilfosfina (PPh3) y azodicarboxilato

de dietilo (DEAD) en THF, obteniéndose el intermedio 44. Por último la

ftalimida se desprotege con monohidrato de hidracina (N2H4·H2O), aislando

así la amina racémica 39b con un rendimiento global del 36%.

N

S OH

N

S

NH

O O

N

O

OPPh3, DEADTHF, t.a.

(69%)

N

S

H

O BuLiTHF-60 a -10 °C(69%)

N2H4 H2O

THF:EtOH70 °C(75%)

N

S NH2

42

rac-43 rac-44

rac-39b

Esquema 3-13. Ruta sintética para la obtención de la 1-(bencimidazol-2-il)etanamina

(39b).


194

3.3.1.3. Síntesis química de la 1-(benzoxazol-2-il)etanamina (39c)

Para el caso de la preparación de la 1-(benzo[d]oxazol-2-il)etanamina (39c)

inicialmente se siguió la metodología descrita en el apartado anterior,

tomando en consideración que los átomos de O y S tienen un

comportamiento químico parecido entre sí. Entonces, la estrategia fue

preparar el correspondiente alcohol racémico para posteriormente intentar

transformarlo en la deseada amina. Así, el benzoxazoiletanol (46) se obtuvo

mediante una ruta previamente descrita por Tauer y Grellmann, como se

muestra en el Esquema 3-14.126

El 2-aminofenol (40c) se sometió a una

reacción de condensación con ácido láctico racémico (45) en un dispositivo

Dean-Stark, empleando ácido p-toluensulfónico como catalizador. Después

de 8 h de reacción se logró obtener alcohol racémico 46 con un 67% de

rendimiento después de cromatografía de columna en gel de sílice.

NH2

OH

N

O OH

HO

O

OH

Ácido p-toluen-sulfónico

Dean-StarkTolueno110 °C

8 h

46(67%)

40c

+

rac-45

Esquema 3-14. Reacción de condensación del 2-aminofenol y ácido láctico.

Una vez obtenido 46 se intentó realizar una sustitución nucleofílica

en condiciones de Mitsunobu (Esquema 3-15). Sin embargo, además de una

escasa reactividad, se encontraron serios problemas para el aislamiento de

los productos, tanto de la sustitución con la ftalimida como en la reacción de

desprotección con hidracina. Por ello se buscaron otras opciones para la

obtención del producto 39c de forma óptima. Una metodología alternativa

conocida para generar grupos amino a partir de alcoholes, y que ha sido

anteriormente utilizada con éxito en nuestro grupo de investigación se

describe a continuación.127

126 Tauer, E.; Grellmann, K.-H. Chem. Ber. 1990, 123, 1149-1154. 127 Busto, E.; Gotor-Fernández, V.; Montejo-Bernardo, J.; García-Granda, S.; Gotor, V. Org. Lett.

2007, 9, 4203-4206.

Capítulo 3

195

N

O OH

N

O OMs

N

O N3MsCl

DMAP, PyCH2Cl2, t.a.

30 h(83 %)

NaN3

DMF55 °C15 h

(77%)

N

O NH2

H2Pd LindlarMeOH15h(74%)

N

O N

O

O

FtalimidaDEADPPh3THFt.a.

N2H4 H2O, THF:EtOH, 70 °C

rac-46 rac-47 rac-48

rac-39c

Esquema 3-15. Rutas de síntesis de la 1-(benzoxazol-2-il)etanamina (38c).

El alcohol 46 se activó mediante la formación del correspondiente

compuesto mesilado 47, reaccionando con cloruro de mesilo en presencia de

4-(N,N-dimetilamino)piridina (DMAP) como catalizador y piridina (Py)

como base, obteniéndose con un 83% de rendimiento (Esquema 3-15). Es

interesante hacer notar que en la ausencia del catalizador el rendimiento fue

del 59% en 96 h de reacción, mientras que al adicionar DMAP se alcanzó el

83% en sólo 30 h.

La reacción de 47 con azida de sodio (NaN3) en (N,N)-

dimetilformamida (DMF) dio lugar al intermedio 48 con un 77% de

rendimiento, compuesto que posteriormente se sometió a una reacción de

reducción con hidrógeno molecular catalizada con paladio en metanol,

aislándose el producto 39c con un rendimiento global del 47%, después de 3

pasos de reacción.

3.3.2. RESOLUCIÓN CINÉTICA ENZIMÁTICA DE LAS

HETEROARILETANAMINAS RACÉMICAS

Una vez que se obtuvieron las 3 aminas racémicas, comenzamos los

estudios enzimáticos para su resolución cinética clásica. Decidimos emplear

para este propósito las lipasas CAL-B y PSL-C I, ya que está muy bien

documentada la actividad de estos biocatalizadores en la resolución de

compuestos nitrogenados de este tipo.21d,113


196

El estudio de la resolución enzimática se dividió en dos partes. En

primera instancia quisimos optimizar una metodología que fuera útil a uno

de los sustratos para posteriormente, aplicar esta a los dos compuestos

restantes. Con este fin, decidimos tomar como sustrato modelo 39b pues, a

diferencia del derivado del bencimidazol 39a, no posee un grupo NH dentro

de la molécula que pudiera competir a priori con el grupo NH2 libre de la

molécula.

3.3.2.1. Estudio enzimático de la resolución de la 1-(benzotiazol-2-

il)etanamina

De esta manera se han estudiado con detalle los distintos parámetros que

pueden alterar el desarrollo de la reacción enzimática: tipo de enzima,

disolvente, temperatura o tiempo (Esquema 3-16), empleando acetato de

etilo (AcOEt) como dador de acilo, y THF, TBME o el propio AcOEt como

disolventes de la reacción. Otros factores que han sido tomados en

consideración son: la concentración de sustrato, la temperatura y el tiempo

de reacción. Los datos de las reacciones se resumen en las Tablas 3-1 y 3-2.

N

S NH2 AcOEt

LipasaDisolventeT (°C), t (h)

250 rpm

N

S NH2

N

S HN

+O

(S)-39b

(R)-49b

rac-39b

Esquema 3-16. Resolución cinética enzimática de la 1-(benzotiazol-2-il)etanamina.

Inicialmente los procesos se llevaron a cabo a 30 ºC con agitación

orbital durante 24 horas y tomando regularmente alícuotas para analizar el

transcurso de las biotransformaciones (Tabla 3-1). Lo primero que se

estudió fue el empleo del dador de acilo como disolvente (entradas 1 y 2),

así tanto la CAL-B como la PSL-C I mostraron una gran actividad hacia la

formación de la (R)-acetamida 49b, aislándose la (S)-amina con excesos

enantioméricos iguales o superiores al 95%. Sin embargo, el hecho de que

las conversiones superaran el 50% hizo que los valores de

enantioselectividad fueran moderados.

Capítulo 3

197

Tabla 3-1. Resolución cinética dinámica de la benzotiazoiletanamina 39b (0.15 M) tras 24

h a 30 ºC y 250 rpm.

Entrada Enzima Disolvente AcOEt

(eq.)

eeS (%)

a eeP

(%)a

c (%)

b Ec

1 CAL-B AcOEt 69 98 82 55 45

2 PSL-C I AcOEt 69 95 90 51 70

3 CAL-B THF 2 64 >99 39 >200

4 PSL-C I THF 2 10 >99 9 >200

5 CAL-B TBME 3 91 >99 48 >200

6 PSL-C I TBME 3 78 >99 44 >200 a Determinado por HPLC (ver parte experimental).


c E = ln[(1–c) (1–

eeP)]/ln[(1–c) (1+eeP)].

Con el fin de rebajar la velocidad del proceso, decidimos utilizar

disolventes orgánicos como el THF o el TBME como medios de reacción

(entradas 3-6). De nuevo tanto con la CAL-B como con la PSL-C I se

encontró una excelente enantioselectividad hacia la formación de la

acetamida (R)-49b que en todos los casos se aisló de manera enantiopura.

Las reacciones en THF con 2 equivalentes de AcOEt transcurrieron a una

velocidad menor (entradas 3 y 4), acusándose más este efecto en el caso de

la PSL-C I (9% conversión), mientras que con TBME y 3 equivalentes de

AcOEt se obtuvo un 44% (entrada 6). Comparando los valores indicados en

la Tabla 3-1, la CAL-B es más activa en este proceso, encontrando los

mejores resultados con la combinación de CAL-B, 3 equivalentes de acetato

de etilo y TBME como disolvente (Tabla 3-1, entrada 5).

De tal forma y una vez que se estableció el empleo de TBME como

disolvente, decidimos concentrar nuestra atención en la mejora de la

conversión, mediante cambios en la temperatura, el tiempo y la

concentración del sustrato (Tabla 3-2).


198

Tabla 3-2. Resolución enzimática de 39b en TBME empleando 3 equivalentes de acetato

de etilo y 250 rpm.

Entrada Enzima 39b (M)

T (ºC) t (h) eeS

(%)a

eeP (%)

a c

(%)b E

c

1 CAL-B 0.15 20 48 85 96 47 118

2 PSL-C I 0.15 20 48 50 98 34 168

3 CAL-B 0.10 30 24 97 97 50 >200

4 PSL-C I 0.10 30 24 58 >99 37 >200 a Determinado por HPLC (ver parte experimental).


c E = ln[(1–c) (1–

eeP)]/ln[(1–c) (1+eeP)].

En primer lugar se aumentó el tiempo de reacción, pero

disminuyendo la temperatura para evitar que la conversión fuera superior al

50%, sin embargo un descenso tanto de los excesos enantioméricos de

amina como de amida fue observado empleando tanto la CAL-B (entrada 1),

como la PSL-C I (entrada 2). Tomando en consideración que la temperatura

debía de mantenerse a 30 °C, decidimos disminuir la concentración de

sustrato hasta 0.1 M (entradas 3 y 4). Una conversión del 50% fue alcanzada

con CAL-B, obteniendo tanto la (S)-amida 39b como la acetamida (R)-49b

al 97% ee (entrada 3), mientras que en el caso de la PSL-C I aunque se

recupera la acetamida enantiopura, el exceso enantiomérico de la amina fue

del 58% (entrada 4)

3.3.2.2. Resolución enzimática de 1-(1H-bencimidazol-2-il)etanamina y

1-(benzoxazol-2-il)etanamina

Una vez establecida una metodología adecuada para la resolución de 39b,

decidimos extender el estudio hacia las otras dos aminas racémicas

preparadas (39a,c). En el caso del benzoxazol y dado el parecido en el

carácter químico entre el átomo de S y el de O, no se esperaban

consideraciones especiales. Sin embargo, para el caso del bencimidazol, la

presencia del grupo NH se refleja en una menor solubilidad de la amina de

partida y además no se conocía de antemano si el grupo amino libre del

anillo del imidazol pudiera dar alguna reacción secundaria debido a su

carácter nucleófilo.

Capítulo 3

199

Debido a la baja solubilidad del bencimidazol 39a en TBME, se

decidió comparar la reactividad de este sustrato con la CAL-B y la PSL-C I

en THF como disolvente, mientras que para 39c se empleó el TBME, mejor

disolvente previamente encontrado para el benzoxazol 39b. De tal forma, las

condiciones de las reacciones de resolución se describen en el Esquema 3-17

y la Tabla 3-3.

N

X NH2

AcOEtLipasa

Disolvente30 °C, 24 h

250 rpm

N

X NH2

N

X HN

+

O

(S)-39a,c

(R)-49a,c

rac-39a (X= NH)rac-39c (X= O)

Esquema 3-17. Resolución cinética enzimática de las aminas racémicas.

Tabla 3-3. Resolución cinética enzimática de las aminas racémicas 39a-c (0.1 M) en THF

para 39a y en TBME para 39b-c, empleando 3 equivalentes de AcOEt a 30 ºC y 250 rpm.

Entrada X Enzima ees (%)a eep (%)

a c (%)

b E

c

1 S (39b) CAL-B 97 97 50 >200

2 S (39b) PSL-C I 58 >99 37 >200

3 NH (39a) CAL-B >99 98 51 >200

4 NH (39a) PSL-C I 39 >99 29 >200

5 O (39c) CAL-B 97 >99 49 >200

6 O (39c) PSL-C I 72 >99 42 >200 a Determinado por HPLC.


c E = ln[(1–c) (1–eeP)]/ln[(1–c) (1+eeP)].

Condiciones de reacción: 39a-c (0.1 M), 3 eq. AcOEt, 24 h, 30 °C y 250 rpm.

Como norma general la CAL-B condujo a mejores resultados que la

PSL-C I en todos los casos (entradas 1, 3 y 5), si bien la selectividad

mostrada por esta última enzima fue excelente aunque condujo a valores

menores de conversión (entradas 2, 4 y 6). Cabe destacar que en el caso del

bencimidazol 39a no se observó ninguna reacción por el grupo amino

secundario libre, obteniéndose tanto la amina (S)-39a como la acetamida

(R)-49a de forma prácticamente enantiopuras (entrada 3).


200

Para el caso del benzoxazol 39c (entradas 5 y 6) se observó un

comportamiento bastante similar al del benzotiazol 39b, observándose una

mayor conversión con la CAL-B que con la PSL-C I tras 24 h de reacción,

para aislar tanto amina como acetamida en forma prácticamente

enantiopuras.

Es de resaltar que para las tres aminas, la PSL-C I resulta ser un

biocatalizador que presenta una muy buena enantioselectividad, tan buena

como la CAL-B, solo que comparada con esta última alcanza valores más

bajos de conversión. Esto está en concordancia con los resultados obtenidos

en otros trabajos sobre sustratos similares.122

3.3.3. ASIGNACIÓN DE LAS CONFIGURACIONES ABSOLUTAS

DE LAS AMINAS 39a-c Y LAS AMIDAS 49a-c

Toda vez que los compuestos preparados por vía enzimática no estaban

descritos con anterioridad en la bibliografía, fue necesario demostrar la

estereopreferencia mostrada por las enzimas en los procesos de resolución

realizados. Siendo de conocimiento general que siempre y cuando se

cumplan las premisas establecidas por la regla de Kazlauskas, las lipasas son

selectivas hacia los enantiómeros (R) de las aminas en las reacciones de

aminólisis de ésteres (Figura 3-10),128

se diseñó una metodología sintética

sencilla para la obtención de compuestos con estereoquímica conocida y así

comparar las rotaciones ópticas de los compuestos obtenidos en este

capítulo.

128 Högberg, H.-E. en “Organic Synthesis with Enzymes in Non-Aqueous Media”, Carrera, G.; Riva,

S. (Eds.), Wiley-VCH, Weinheim (Alemania), 2008, Cap. 4, pp. 75-112.

Capítulo 3

201

R1 OR2

O+

NH2H

HH2N

Disolvente

Lipasa

HH2NHNH

O

R1(R)

(S)

(S)(R)

+

Figura 3-9. Enantiopreferencia de las lipasas en reacciones de acilación enzimática de

aminas quirales.

Por tanto, tomando el alcohol racémico 43 como referencia,

llevamos a cabo su resolución cinética empleando la CAL-B y siguiendo

una metodología previamente establecida, utilizando el acetato de vinilo

(38) como agente acilante (Esquema 3-18).122

Después de 16 horas de

reacción se aisla el alcohol (S)-43 y el éster (R)-50 enantiopuros. Tomando

el alcohol (S)-43 nos propusimos obtener la amina enantiopura con la

configuración opuesta, mediante una reacción de inversión de Mitsunobu y

posterior desprotección con hidracina, siguiendo una metodología análoga a

la ya empleada en este capítulo para la preparación del compuesto racémico

39b. Al final de este procedimiento, se aisló la amina (R)-39b con un exceso

enantiomérico del 98%.

La amina (R)-39b obtenida muestra un valor de rotación óptica de

signo contrario al que se había observado con la amina (S)-39b producto de

la resolución cinética enzimática. El que se haya obtenido el signo opuesto

es resultado de la reacción de inversión de Mitsunobu. Extendiendo los

resultados para las aminas 39a,c de estructura similar, se concluyó que la

lipasa muestran una clara estereopreferencia en la acilación de los alcoholes

y aminas de estereoquímica (R) para este tipo de compuestos.


202

N

S OH CAL-B

30 °C, 16 h250 rpm

(50% conversión)

N

S OH

N

S O

+

O

N

S NH2

(S)-43> 99% ee

1) Ftalimida, PPh3,DEAD, THF,

t.a., 6 h

2) N2H4 H2O THF:EtOH, 70 °C, 2 h

[ ]20D (conc.) ee (%)

(R)-39b +10.3 (0.98) 98

vía resolución

enzimática de

rac-43

(S)-39b -9.3 (0.88) 95

vía resolución

enzimática de

rac-39b(R)-39b98% ee

rac-43 (R)-50

38+

Esquema 3-18. Síntesis quimioenzimática de la amina (R)-39b para conocer la

enantiopreferencia mostrada por la CAL-B en la resolución de la amina racémica 39b.

CONCLUSIONES

Capítulo 3

205

Se ha llevado a cabo la preparación química de tres 1-

heteroariletanaminas racémicas: 1-(1H-bencimidazol-2-il)etanamina, 1-

(1,3-benzotiazol-2-il)etanamina y 1-(1,3-benzoxazol-2-il)etanamina,

mediante distintas rutas químicas.

N

X NH2

X= NH, S, O

Las reacciones de resolución cinética enzimática de estos sustratos

se estudiaron de manera exhaustiva empleando dos biocatalizadores, las

lipasas de Candida antarctica tipo B (CAL-B) y Pseudomonas cepacia

(PSL-C I), donde la CAL-B permitió aislar los productos de la reacción

enzimática con mayores conversiones que la PSL-C I.

Al utilizar el acetato de etilo (AcOEt) como agente acilante se

obtuvieron las correspondientes (S)-aminas y (R)-amidas con excelentes

rendimientos y excesos enantioméricos.

N

X NH2

AcOEtLipasa

Disolvente30 °C, 24 h

250 rpm

N

X NH2

N

X HN

+O

(S)

(R)

Se ha llevado a cabo la asignación de las configuraciones

absolutas de las aminas y amidas resultantes, estando de acuerdo con la

Regla de Kazlauskas.

PARTE EXPERIMENTAL

Capítulo 3

209

PARTE EXPERIMENTAL

3.5.1. GENERAL



capítulo 1.


El seguimiento de las reacciones enzimáticas así como la determinación de

los excesos enantioméricos se llevó a cabo empleando la técnica de


Packard 1100, y con columnas de relleno quiral Chiralcel OD y OB-H (25 ×

0.46 cm D. I.) y Chiralpak IA e IC (25 × 0.46 cm D. I.). La detección

empleada fue VIS-UV a 210, 215 y 254 nm. Como fase móvil se emplearon

distintas mezclas de hexano/2-propanol.


y carbono (13



AC-300 (1H, 300.13 MHz y

13C, 75.5 MHz) y DPX-300 (

1H, 300.13 MHz y


Parte Experimental

210







En casos señalados se obtuvieron los valores de espectrometría de

masas de alta resolución (HRMS). En todos los casos los valores se refieren

a unidades de masa atómica (uma).


3.5.3.1. Síntesis de rac-1-(1H-bencimidazol-2-il)etanamina (39a)

o-Fenilendiamina (40a) (432 mg, 4.0 mmol) y una disolución acuosa

de HCl 6N (4 mL) se mezclan y agitan en un matraz. Una vez que se

solubiliza el sólido, se añade (D,L)-alanina (534 mg, 6.0 mmol) y se calienta

la mezcla a reflujo durante 144 h, momento en que una proporción

considerable del producto final es detectada por TLC (70% MeOH/AcOEt).

La reacción se detiene por la adición de una solución acuosa saturada de

NH3 hasta que el pH de la mezcla es ligeramente alcalino (pH 7-8) y

entonces se extrae con AcOEt (6 x 5 mL). Las fracciones orgánicas se

combinan, se secan con Na2SO4 y se evapora el disolvente bajo presión

reducida, obteniéndose un crudo que se purifica por cromatografía de

columna en gel de sílice (30-50% MeOH/AcOEt). La amina racémica 38a

(409 mg, 63% rendimiento aislado) se aisla como un sólido amarillo pálido.

3.5.3.2. Síntesis del rac-1-(1,3-benzotiazol-2-il)etanol (43)

Este procedimiento es análogo al descrito previamente por Poppe y

colaboradores.123

A una solución de benzotiazol (42, 200 μL, 1.85 mmol) en

THF (11.1 mL) bajo atmósfera inerte a -70 °C, se añade una disolución 1.6

M de BuLi en hexano (1.27 mL, 2.0 mmol). Esta mezcla se agita durante 1 h

a esa temperatura y pasado este tiempo se agrega acetaldehído (310 μL, 5.5

mmol), se deja subir la temperatura hasta -10 °C y se mantiene así toda la

Capítulo 3

211

noche. Las dos fases que se forman se separan y la fase acuosa se lava con

Et2O (3 x 10 mL), las fases orgánicas se juntan entonces y se lavan con una

solución de brine (1 x 10 mL), se secan con Na2SO4 y se evapora el


cromatografía de columna en gel de sílice (10-20% AcOEt/hexano),

obteniendo el producto 43 (224 mg, 69% rendimiento aislado) como un

sólido muy fino de color amarillo.

3.5.3.3. Síntesis del 2-[1-(1,3-benzotiazol-2-il)etil]-1H-isoindol-1,3(2H)-

diona (44). Inversión de Mitsunobu

A una disolución del alcohol 43 (100 mg, 0.57 mmol) en THF seco

(3 mL) se añaden, sucesivamente PPh3 (179 mg, 0.68 mmol) y ftalimida (83

mg, 0.57 mmol). La disolución resultante se enfría a 0 °C y se le añade gota

a gota DEAD (124 μL, 0.68 mmol) diluido en THF (0.9 mL). La disolución

formada se deja atemperar hasta que alcanza la temperatura ambiente y se

agita por 6 h, momento en el que no se detecta más producto de partida por

TLC (10% MeOH/CH2Cl2). El disolvente se evapora bajo presión reducida

y el crudo de reacción resultante se purifica por cromatografía de columna

en gel de sílice (50% Hexano/CH2Cl2 a 5% MeOH/CH2Cl2), obteniéndose

44 (121 mg, 69% rendimiento aislado) como un aceite amarillo pálido.

3.5.3.4. Síntesis de la rac-1-(1,3-benzotiazol-2-il)etanamina (39b)

Se añade monohidrato de hidracina (137 μL, 2.9 mmol) a una

disolución del producto 44 (120 mg, 0.39 mmol) en una mezcla de THF (5.6

mL) y EtOH (0.9 mL). La mezcla se agita a 70 °C por al menos 2 h, hasta

que una suspensión blanquecina se forma e impide una correcta agitación.

Dicha suspensión se filtra y lava con THF. El disolvente que se obtiene del

filtrado se evapora bajo presión reducida y el crudo de reacción resultante se

purifica por cromatografía de columna en gel de sílice (100% CH2Cl2 a 5%

MeOH/CH2Cl2), aislando la amina racémica 39b (52 mg, 75% rendimiento

aislado) como una aceite amarillento.

Parte Experimental

212

3.5.3.5. Síntesis de rac-1-(1,3-benzoxazol-2-il)etanol (46)

En una dispositivo de destilación tipo Dean-Stark se prepara una

disolución de o-aminofenol (40c, 6.0 g, 55 mmol) en tolueno seco (25 mL),

a la que se añaden, sucesivamente, (D,L)-ácido láctico (5 mL, 55 mmol) y

ácido p-toluensulfónico (570 mg, 5.5 mmol) y la suspensión formada se

calienta a reflujo por 8 h. Transcurrido este tiempo se separan las dos fases

que se forman a lo largo de la reacción y la fase acuosa se extrae con AcOEt

(4 x 10 mL). Posteriormente se juntan las fases orgánicas, se secan con

Na2SO4 y se evapora el disolvente bajo presión reducida. El crudo de

reacción se purifica por cromatografía de columna en gel de sílice (20-40%

AcOEt/Hexano), obteniéndose el alcohol racémico 46 (6.04 g, 67% aislado)

como un sólido parduzco.

3.5.3.6. Síntesis del 1-(1,3-benzoxazol-2-il)etil metasulfonato (47)

A una disolución del alcohol 46 (250 mg, 1.5 mmol) en CH2Cl2

(19.1 mL) bajo atmósfera inerte, se añaden piridina (370 μL, 4.6 mmol) y

DMAP (250 mg, 1.5 mmol). Posteriormente, se enfría a 0 °C y se adiciona

cuidadosamente cloruro de mesilo (665 μL, 9 mmol). La solución formada

se deja en agitación a temperatura ambiente por 30 h, hasta que no se detecta

más producto de partida por TLC (50% AcOEt/hexano). El disolvente se

evapora bajo presión reducida y el crudo de reacción resultante se purifica

por cromatografía de columna en gel de sílice (30-50% AcOEt/hexano),

aislando el producto puro 47 (301 mg, 83% rendimiento aislado) como un

aceite amarillo muy pálido.

3.5.3.7. Síntesis del 2-(1-azidoetil)benzoxazol (48)

A una disolución del compuesto 47 (433 mg, 1.8 mmol) en DMF

(7.2 mL) se añade azida de sodio (175 mg, 2.7 mmol) y la mezcla se calienta

a 55 °C durante 15 h, tiempo tras el cual no se detecta producto de partida

por TLC (50% AcOEt/hexano). La reacción se detiene añadiendo agua (5

mL) y la mezcla se extrae con Et2O (3 x 5 mL). Las fases orgánicas se

juntan, se secan con Na2SO4 y se evapora el disolvente bajo presión

Capítulo 3

213

reducida. El crudo de reacción se purifica por cromatografía de columna en

gel de sílice (10% AcOEt/hexano), obteniéndose la azida 48 (262 mg, 77%

rendimiento aislado) como un aceite incoloro.

3.5.3.8. Síntesis de rac-1-(1,3-benzoxazol-2-il)etanamina (39c)

La azida 48 (265 mg, 1.4 mmol) y Pd/C activado (105 mg, 0.14

mmol), se colocan en una matraz, el cual se cierra herméticamente con un

tapón tipo septum y se somete a vacío. A esta mezcla se le añaden MeOH

desoxigenado (5.6 mL) y un globo con H2, inyectando ambos al mismo

tiempo. La suspensión formada se agita vigorosamente durante toda la

noche, transcurrido este tiempo se filtra sobre celita y se evapora el


cromatografía en columna de gel de sílice (5-10% MeOH/AcOEt),

obteniéndose la amina racémica 39c (169 mg, 74%) como un aceite

amarillo.


las heteroarilaminas racémicas 39a-c

El disolvente apropiado y seco (2 mL; TBME para 39b y 39c, THF

para 39a) y AcOEt (59 μL, 0.60 mmol) se añaden a una mezcla de la amina

racémica 39a-c (0.20 mmol) y la enzima correspondiente (CAL-B o PSL-C

I, en una proporción de 2:1 en peso enzima:sustrato), bajo atmósfera de N2.

La suspensión se coloca en un agitador orbital (250 rpm) por 24 h, a 30 °C.

Pasado este tiempo se filtra la enzima, lavándose con CH2Cl2 (3 x 5 mL), el

disolvente se evapora bajo presión reducida. El crudo de reacción resultante

se purifica por cromatografía en columna de gel de sílice (10%

MeOH/AcOEt para 39b y 39c; 30-50% MeOH/AcOEt para 39a). Una

alícuota de la amida aislada se inyecta en HPLC mientras que la amina se

somete a una derivatización para poder determinar su exceso enantiomérico

también por HPLC. Ver resultados en Tablas 3-1, 3-2 y 3-3

Parte Experimental

214

3.5.3.10. Procedimiento general para la acetilación química de las

aminas racémicas u ópticamente activas 39a-c

A una disolución de la amina correspondiente 39a-c (1.7 mmol) en

CH2Cl2 seco (2.5 mL) y piridina (340 μL, 4.2 mmol), a 0 °C, se le añade

cloruro de acetilo (478 μL, 6.7 mmol) bajo atmósfera inerte. La mezcla

resultante se deja a temperatura ambiente y se agita durante el tiempo

necesario hasta que no se detecta producto de partida por TLC (10%

MeOH/AcOEt para 39b y 39c; 30% MeOH/AcOEt para 39a). Transcurrido

este período, se evapora el disolvente bajo presión reducida y el residuo

resultante se purifica por columna cromatográfica de gel de sílice con

diferentes proporciones de AcOEt/MeOH, aislando las correspondientes

amidas como: 49a (sólido blanco), 49b (sólido amarillento) y 49c (sólido

blanco).

Capítulo 3

215


1-(1H-Bencimidazol-2-il)etanamina (39a)

N

HN NH2

3

2

17

6

5

49

8

10

11

C9H11N3

Sólido amarillo pálido

PF: 174.5-175.5 °C


[α]20

D: -8.6 (c= 0.98, MeOH), >99% ee [enantiómero (S), por

aminólisis enzimática]

Rf : 0.12 (30% MeOH/AcOEt)

IR (KBr): 3367, 3050, 2974, 2890, 2733, 1932, 1889, 1772, 1622,

1590, 1457, 1419, 1309, 1273, 1221, 1061, 1020, 991, 933, 850,

769, 751 cm-1

1H-RMN (MeOD, 300.13 MHz): 1.59 (d, J= 6.8, 3H, H11), 4.31 (c,

J= 6.6, 1H, H10), 7.20 (m, 2H, H5+H6), 7.60 (m, 2H, H4+H7)

13C-RMN (MeOD, 75.5 MHz): 23.4 (C11), 47.5 (C10), 116.2

(C4+C7), 123.9 (C5+C6), 139.8 (C8+C9), 160.9 (C2)

MS (ESI+, m/z): 161 (M

+, 100), 146 [(M-CH3)

+, 100]

HRMS (ESI+ m/z): (M+H)

+ Teórico (162.1031), Calculado

(162.1026)

Parte Experimental

216

1-(1,3-Benzotiazol-2-il)etanamina (39b)

N

S NH2

3

2

17

6

5

49

8

10

11

C9H10N2S

Aceite amarillento


[α]20

D: -9.3 (c= 0.88, MeOH), 95% ee [enantiómero (S), por



IR (NaCl): 3366, 3297, 2967, 2915, 2863, 2351, 1650, 1590,

1512, 1433, 1308, 756, 726 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.60 (d, J= 6.4, 3H, H11), 2.46

(sa, 2H, NH2), 4.52 (d, J= 6.4, 1H, H10), 7.33 (t, J= 7.3, 1H, H6),

7.43 (t, J= 7.5, 1H5), 7.85 (d, J= 7.9, 1H, H7), 7.95 (d, J= 7.9, 1H,

H4)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 24.3 (C11), 50.2 (C10), 121.6 (C4),

122.6 (C7), 124.6 (C5), 125.8 (C6), 134.1 (C8), 153.3 (C9), 178.8 (C2)

MS (IE+, m/z): 178 (M

+, 90), 136 [(M-C2H4N)

+, 100]

Capítulo 3

217

1-(1,3-Benzoxazol-2-il)etanamina (39c)

N

O NH2

3

2

17

6

5

49

8

10

11

C9H10N2O

Aceite amarillo


[α]20

D: -12.2 (c= 0.59, MeOH), 96% ee [enantiómero (S), por



IR (NaCl): 3336, 3290, 2972, 2929, 1611, 1562, 1452, 1241, 1058,

749 cm-1

1H-RMN (MeOD, 300.13 MHz): 1.60 (d, J= 6.9, 3H, H11), 4.31 (c,

J= 7.0, 1H, H10), 7.36 (m, 2H, H5+H6), 7.59 (m, 1H, H4), 7.68 (m,

1H, H7)

13C-RMN (MeOD, 75.5 MHz): 21.9 (C11), 47.2 (C10), 112.2 (C7),

121.0 (C4), 126.1 (C6), 126.8 (C5), 142.3 (C9), 152.6 (C8), 171.8 (C2)

HRMS (ESI+, m/z): [M+H]

+ Teórico 163.0871, Calculado 163.0866

Parte Experimental

218

rac-1-(1,3-Benzotiazol-2-il)etanol (43)

N

S OH

3

2

17

6

5

49

8

10

11

C9H9NOS

Sólido parduzco

PF: 61-62 °C



IR (KBr): 3214, 2978, 2930, 1734, 1513, 1440, 1290, 1177, 1101,

1013, 891, 757, 733 cm-1


(sa, 1H, OH), 5.25 (c, J= 6.6, 1H, H10), 7.34 (t, J= 7.6, 1H6), 7.43 (t,

J= 7.6, 1H5), 7.83 (d, J= 7.9, 1H7), 7.94 (d, J= 8.0, 1H4)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 23.9 (C11), 68.3 (C10), 121.7 (C4),

122.6 (C7), 124.9 (C5), 126.0 (C6), 134.6 (C8), 152.7 (C9), 177.4 (C2)

MS (APCI+, m/z): 180 [(M+H)

+, 100], 181 [(M+2H)

+, 10]

Capítulo 3

219

rac-2[1-(1,3-Benzotiazol-2-il)etil]-1H-isoindole-1,3(2H)-diona (44)

N

S NO

O

3

2

17

6

5

49

8

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

20

C17H12N2O2S

Aceite amarillo pálido



IR (NaCl): 3057, 2984, 2940, 1995, 1778, 1718, 1612, 1520, 1469,

1437, 1383, 1352, 1335, 1265, 1208, 1127, 1030, 898, 880 cm-1


(c, J= 7.21, 1H, H10), 7.33 (t, J= 7.0, 1H, H6), 7.43 (t, J= 7.0, 1H,

H5), 7.72 (m, 2H, H15+H16), 7.80 (d, J= 8.5, 1H, H7), 7.86 (m, 2H,

H14+H17), 7.98 (d, J= 8.2, 1H, H4)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 17.6 (C11), 48.3 (C10), 121.5 (C4),

123.2 (C7), 123.4 (C14+C17), 125.1 (C5), 126.0 (C6), 131.8 (C19+C20),

134.1 (C15+C16), 152.8 (C9), 167.4 (C13+C18), 170.0 (C2)

MS (ESI+, m/z): 331 [(M+Na)

+, 100], 309 [(M+H)

+, 10]

Parte Experimental

220

rac-1-(Benzoxazol-2-il)etanol (46)

N

O OH

3

2

17

6

5

49

8

10

11

C9H9NO2

Sólido marrón

PF: 29.5-30 °C



IR (KBr): 3375, 3297, 2986, 2363, 2344, 1772, 1751, 1734, 1616,

1569, 1507, 1476, 1456, 1373, 1325, 1284, 1243, 1165, 1122, 1100,

1038, 1003, 955, 935, 903, 888, 816, 766, 746 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.72 (d, J= 6.8, 3H, H11), 5.17 (c,

J= 6.6, 1H, H10), 7.29 (m, 2H, H5+H6), 7.46 (m, 1H, H4), 7.67 (m,

1H, H7)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 21.1 (C11), 63.8 (C10), 110.5 (C7),

119.6 (C4), 124.3 (C6), 125.0 (C5), 140.1 (C9), 150.5 (C8), 168.5 (C2)

MS (EI+, m/z): 163 (M

+, 90), 119 [(M-C2H4O)

+, 100]

HRMS (ESI+, m/z), (M+H)

+ Teórico 164.0712, Calculado 164.0706

Capítulo 3

221

rac-[1-(1,3-Benzoxazol-2-il)etil] metasulfonato (47)

N

O O

3

2

17

6

5

49

8

10

11

S12

13

14

O

O

C10H11NO4S




IR (NaCl): ν 3001, 2992, 2941, 2358, 2340, 1615, 1575, 1477, 1455,

1415, 1351, 1241, 1175, 1106, 1077, 973, 918, 813, 766, 751 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.90 (d, J= 6.8, 3H, H11), 3.10 (s,

3H, H12), 5.92 (q, J= 6.8, 1H, H10), 7.37 (m, 2H, H5+H6), 7.55 (d, J=

8.5, 1H, H7), 7.73 (d, J= 8.4, 1H, H4)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 19.3 (C11), 37.3 (C14), 71.8 (C10),

110.9 (C7), 120.6 (C4), 124.8 (C6), 126.0 (C5), 140.3 (C9), 150.6

(C8), 161.7 (C2)

MS (IE+, m/z): 241 (M

+, 60), 162 [(M-CH3SO2)

+, 100]

Parte Experimental

222

rac-2-(1-Azidoetil)benzoxazol (48)

N

O N3

3

2

17

6

5

49

8

10

11

C9H8N4O




IR (NaCl): 3336, 3057, 2991, 2939, 2475, 2112, 1617, 1569, 1475,

1455, 1241, 1074, 748 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.77 (d, J= 7.0, 3H, H11), 4.79 (c,

J= 7.0, 1H, H10), 7.37 (m, 2H, H5+H6), 7.56 (m, 1H, H7), 7.75 (m,

1H, H4)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 17.6 (C11), 53.9 (C10), 110.7 (C7),

120.3 (C4), 124.6 (C6), 125.5 (C5), 140.5 (C9), 150.7 (C8), 163.8 (C2)

MS (IE+, m/z): 188 (M

+, 50), 146 [(M

+-N3), 100]

Capítulo 3

223

N-[1-(1H-Bencimidazol-2-il)etil]acetamida (49a)

N

HN HN

3

2

1

7

6

5

49

8

10

11

O12

13

14

C11H13N3O

Sólido blanco

PF: 245-247 °C


[α]20

D: +99.5 (c= 0.99, MeOH), 98% ee [enantiómero (R), por



IR (KBr): 3172, 2996, 2968, 2848, 2602, 2303, 2269, 1926, 1889,

1772, 1616, 1568, 1456, 1440, 1375, 1319, 1276, 1147, 1059, 960,

833, 768, 746, 737 cm-1

1H-RMN (MeOD, 300.13 MHz): 1.66 (d, J= 7.0, 3H, H11), 2.1 (s,

3H, H14), 5.29 (c, J= 7.1, 1H, H10), 7.20 (m, 2H, H5+H6), 7.50 (m,

2H, H4+H7)

13C-RMN (MeOD, 75.5 MHz): 20.2 (C11), 23.1 (C14), 45.8 (C10),

116.2 (C4+C7), 124.0 (C5+C6), 139.8 (C9), 140.0 (C8), 157.8 (C2),

173.6 (C13)

MS (ES+, m/z): 203 (M

+, 70), 160 [(M-C2H3O)

+, 100]

HRMS (ESI+, m/z): (M+H)


(204.1131)

Condiciones de HPLC: Columna Chiralpak IC hexano/2-propanol

97:3, 0.8 mL/min, 30 ºC, tR(S) = 7.8, tR(R) = 11.7

Parte Experimental

224

N-[1-(1,3-Benzotiazol-2-il)etil]acetamida (49b)

N

S HN

3

2

17

6

5

49

8

10

11

O12

13 14

C11H12N2OS

Sólido amarillento

PF:139.5-140.5 °C


[α]20

D: +119.6 (c= 0.96, MeOH), 99% ee [enantiómero (R), por



IR (KBr): 3283, 3109, 3042, 2976, 2939, 2426, 1624, 1569, 1472,

1435, 1378, 1203, 1156, 942, 825, 743, 715 cm-1


3H, H14), 5.49 (q, J= 7.1, 1H, H10), 6.63 (sa, 1H, NH), 7.37 (t, J=

7.4, 1H, H6), 7.48 (t, J= 7.4, 1H, H5), 7.85 (d, J= 7.7, 1H, H7), 7.98

(d, J= 8.1, 1H, H4)

13C-RMN (MeOD, 75.5 MHz): 21.8 (C11), 23.2 (C14), 47.7 (C10),

121.7 (C4), 122.7 (C7), 125.2 (C5), 126.2 (C6), 134.1 (C8), 152.5

(C9), 169.4 (C2), 172.9 (C13)

MS (APCI+, m/z): 221 [(M+H)

+, 100], 222 [(M+2H)

+, 10]

Condiciones de HPLC: Columna Chiralcel OD hexano/2-propanol

93:7, 0.8 mL/min, 30 ºC, tR(S) = 19.2, tR(R) = 21.0

Capítulo 3

225

N-[1-(1,3-Benzoxazol-2-il)etil]acetamida (49c)

N

O HN

3

2

17

6

5

49

8

10

11

O12

13 14

C11H12N2O2

Sólido blanco

PF: 126.5-127.5 °C


[α]20

D: +145.5 (c= 0.98, MeOH), >99% ee [enantiómero (R), por



IR (KBr): 3278, 3096, 3042, 2985, 2979, 2932, 2426, 1611, 1572,

1472, 1458, 1378, 1245, 1168, 1145, 1113, 942, 825, 764, 753 cm-1


3H, H14), 5.32 (c, J= 7.1, 1H, H10), 7.40 (m, 2H, H5+H6), 7.62 (m,

1H, H4), 7.69 (m, 1H, H7)

13C-RMN (MeOD, 75.5 MHz): 19.3 (C11), 22.9 (C14), 45.6 (C10),

112.3 (C7), 121.0 (C4), 126.3 (C6), 127.0 (C5), 142.3 (C9), 152.6

(C8), 169.1 (C2), 173.4 (C13)

MS (ESI+, m/z): 227 [(M+Na)

+, 100]

HRMS (ESI+, m/z): (M+H)


(205.0972)

Condiciones de HPLC: Columna Chiralpak IA hexano/2-propanol

90:10, 0.8 mL/min, 30 ºC, tR(S) = 12.3, tR(R) = 16.0

Parte Experimental

226

rac-Acetato de 1-(benzotiazol-2-il)etilo (50)

N

S O

3

2

17

6

5

49

8

10

11

O12

13 14

C11H11NO2S

Aceite amarillo


Rf: 0.44 (20 % AcOEt/hexano)

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.72 (d, J = 6.6 Hz, 3H, H11),

2.15 (s, 3H, H14), 6.20 (c, J = 6.60, 1H, H10), 7.36 (t, J = 8.0, 1H,

H6), 7.50 (t, J = 7.6, 1H, H5), 7.86, (d, J = 8.0, 1H, H7), 7.96 (d, J =

8.0, 1H, H4)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 20.7(C11), 21.0 (C14), 70.1 (C10),

121.6 (C5), 123.2 (C6), 125.2 (C7), 126.1 (C4), 134.6 (C8), 152.9

(C9), 169.7 (C2), 171.2 (C13)

MS (APCI+, m/z): 222 [(M+H)

+, 100 %], 223 [(M+2H)

+, 10], 162

[(M-C2H3O2]+, 5]

Condiciones de HPLC: Columna Chiralcel OB-H hexano/2-

propanol 90:10, 0.8 mL/min, 20 ºC, tR(S) = 10.6, tR(R) = 18.1

CAPÍTULO 4

Síntesis quimioenzimática de cis- y trans-

cicloalcanaminas ópticamente activas derivadas de

imidazol

ANTECEDENTES

Capítulo 4

231

ANTECEDENTES

La presencia de dos grupos amino vecinos es una característica estructural

presente en fármacos y productos naturales con una amplia variedad de

actividades biológicas.129

Además de estas propiedades farmacológicas, las

1,2-diaminas ópticamente activas han sido empleadas en síntesis asimétrica

como ligandos o agentes de resolución.130

En el presente Capítulo se

abordará la síntesis y resolución cinética enzimática de cis- y trans-1,2-

cicloalcanaminas derivadas de imidazol, por lo que a continuación se

describen los ejemplos existentes en la literatura para la preparación

quimioenzimática de cicloalcanoles y cicloalcanaminas con estructuras

análogas a las que tiene como objetivo preparar.

129 (a) Bergmeir, S. C. Tetrahedron 2000, 56, 2561-2576. (b) Kotti, S. R. S. S.; Timmons, C.; Li, G.

Chem. Biol. Drug Des. 2006, 67, 101-114. 130 (a) Ager, D. J.; Prakash, I.; Schaad, D. R. Chem. Rev. 1996, 96, 835-875. (b) Lucet, D.; Le Gall,

T.; Mioskowski, C. Angew. Chem. Int. Ed. 1998, 37, 2580-2627.

Antecedentes

232

4.1.1. SÍNTESIS QUIMIOENZIMÁTICA DE CIS- Y TRANS-2-

AMINOCICLOALCANOLES

La preparación de 1,2-aminoalcoholes cíclicos ópticamente activos ha

experimentado un gran auge en los últimos años debido a que esta clase de

compuestos tiene un gran potencial como precursores de moléculas con

actividad farmacológica como alcaloides o antibióticos.131

Para obtener este

tipo de moléculas se han empleado diversas estrategias, destacando el

empleo de los biocatalizadores por su simplicidad de uso y alto nivel de

inducción asimétrica. En esta área nuestro grupo de investigación ha

desarrollado un gran número de estrategias sintéticas las cuales se resumen a

continuación.

Así, en la década de los 90, se describió por primera vez la

resolución enzimática de trans-2-aminocicloalcanoles utilizando un proceso

de transesterificación enzimática catalizado por lipasas.132

Para ello

inicialmente fue necesario proteger selectivamente el grupo amino libre con

el resto benciloxicarbonilo (Cbz), para posteriormente emplear un éster

activado como el acetato de vinilo (AcOVin) como dador de acilo. De esta

manera la lipasa de Pseudomonas cepacia (PSL-C) promovió la acilación

estereoselectiva del grupo hidroxilo libre obteniendo los correspondientes

acetatos de configuración (1R,2R) y los alcoholes de configuración (1S,2S)

con excelentes excesos enantioméricos (Esquema 4-1). HN

Cbz

OH

HN

Cbz

OAc

HN

Cbz

OH

+

1,4-Dioxano 30 ºC, 250 rpm

rac-trans-Alcoholn=1,2

(1R,2R)-Acetato (1S,2S)-Alcohol

( )n ( )n ( )n+

O

O

AcOVin

PSL-C

Esquema 4-1. Resolución enzimática de trans-2-aminocicloalcanoles empleando PSL-C

como biocatalizador.

131 (a) Pecuinoso, A.; Maffeis, M.; Marchinoro, C.; Rossi, L.; Tamburini, B. Tetrahedron: Asymmetry

1997, 8, 775-778. (b) Gaia, D.; DiBenedetto, D.; Gloor, G.; Jenkins, J.; Kugelman, M.; Maloney,

D.; Miller, A. Org. Process Res. Dev. 2004, 8, 396-400. (c) Overman, L. F.; Mandelson, L. T.;

Jacobsen, E. J. J. Am. Chem. Soc. 1983, 105, 3393-3400. 132 Maestro, A.; Astorga, C.; Gotor, V. Tetrahedron: Asymmetry 1997, 8, 3153-3159.

Capítulo 4

233

Posteriormente el estudio se amplió hacia la resolución enzimática

de los derivados con configuración cis, pero a diferencia de los trans se

encontró que la lipasa de Candida antarctica tipo B (CAL-B) presentaba los

mejores resultados, necesitando de tiempos más largos de reacción para

alcanzar conversiones cercanas al 50% en los (1R,2S)-acetatos (Esquema 4-

2).133

HN

Cbz

OH

HN

Cbz

OAc

HN

Cbz

OH

+

rac-cis-Alcoholn=1,2

(1R,2S)-Acetato (1S,2R)-Alcohol

( )n ( )n ( )n1,4-Dioxano

30 ºC, 250 rpm

AcOVin+CAL-B

Esquema 4-2. Resolución enzimática de cis-2-aminocicloalcoholes empleando CAL-B.

La versatilidad de esta metodología permitió preparar de una manera

similar aminoalcoholes enantioenriquecidos donde el grupo amino es

terciario, siendo parte de un heterociclo como pirrolidina, morfolina o

derivados de piperidina. (Esquema 4-3).134

Los mejores resultados se

obtuvieron al combinar el uso de la PSL con acetato de vinilo como dador

de acilo y terc-butilmetil éter (TBME) como disolvente, aislando en todos

los casos los correspondientes productos enantiopuros y los sustratos con

excesos enantioméricos altos, derivados que fueron aplicados en la adición

de dietilzinc a benzaldehído con moderadas inducciones asimétricas.

OH

NR1R2

OH

NR1R2

OAc

NR1R2

NR1R2 = , , , , ,N

Ph

N

CO2Me

N

N

CHO

N N

O

N

Ph

+

rac-trans (1R,2R) (1S,2S)

AcOVin

PSL-CTBME

Esquema 4-3. Resolución enzimática de trans-2-(N,N-dialquilamino)ciclohexanoles.

133 Luna, A.; Astorga, C.; Fülöp, F.; Gotor, V. Tetrahedron: Asymmetry 1998, 9, 4483-4487. 134 González-Sabín, J.; Gotor, V.; Rebolledo, F. Tetrahedron: Asymmetry 2004, 15, 1335-1341.

Antecedentes

234

Toda vez que la resolución de esta clase de compuestos se desarrolla

con gran eficacia empleando lipasas como catalizadores, recientemente se ha

desarrollado una buena estrategia para la preparación de los dos

enantiómeros del trans-2-aminociclopentanol, a través de la resolución

enzimática del trans-2-(N,N-dialil)amino ciclopentanol empleando de nuevo

la PSL-C como biocatalizador, acetato de vinilo como dador de acilo y

TBME como disolvente. Este proceso enzimático, combinado con la

posterior desprotección química de los grupos alilo y formación del

correspondiente clorhidrato, permite el aislamiento de los trans-

aminociclopentanoles de estereoquímicas (1R,2R) y (1S,2S) según se

muestra en el Esquema 4-4.135

N

OH

N

OAc

N

OH

+PSLTBME

28 ºC, 3 h

(1R,2R)-Acetato

(1S,2S)-Alcohol

AcOVin

NH3Cl

OH

NH3Cl

OH

(1R,2R)-Alcohol

(1S,2S)-Alcohol

rac-trans-Alcohol

Esquema 4-4. Resolución enzimática de trans- 2-(N,N-dialil)aminociclopentanoles y

obtención de los clorhidratos correspondientes.

4.1.1.1. Preparación quimioenzimática de cis- y trans-ciclopentanoles y

ciclohexanoles derivados de imidazol

En este apartado hemos decidido resaltar la preparación de cis- y trans-

cicloalcanoles derivados de imidazol, compuestos estructuralmente análogos

a los que han sido planteados como objetivos en este capítulo, donde el

grupo alcohol será sustituido por un grupo amino. El fragmento de imidazol

confiere a este tipo de compuestos unas propiedades singulares, que se

135 González-Sabín, J.; Morís-Varas, F.; Peña, C.; Rebolledo, F.; Gotor, V. J. Mol. Catal. B: Enzym.

2009, 59, 111-115.

Capítulo 4

235

comentarán con posterioridad a su síntesis quimioenzimática. Así, trans-2-

imidazoilciclopentanoles y ciclohexanoles racémicos han sido obtenidos

mediante la apertura de los correspondientes óxidos de cicloalqueno con

imidazol para estudiar posteriormente su resolución enzimática,

obteniéndose los correspondientes enantiómeros trans mediante una

resolución cinética enzimática catalizada por la CAL-B o la PSL y el acetato

de vinilo como dador de acilo (Esquema 4-5).136

O( )nN

HN( )n

+

OH

N

N

rac-trans-Alcohol

( )n

OH

N

N

rac-trans-Alcohol

AcOVin ( )n

OAc

N

N

(1R,2R)-trans-Acetato

( )n

OH

N

N

(1S,2S)-trans-Alcohol

+

n= 1, 2

n= 1: CAL-B, THF, 30 ºC

n= 2: PSL-C, TBME, 45 ºC

Dioxano

100 ºC

LipasaDisolventeT, 250 rpm

Esquema 4-5. Síntesis quimioenzimática de trans-2-imidazoil-cicloalcanoles ópticamente

activos.

Para la preparación de los derivados cis enantiopuros se observó que

el ciclo de 5 eslabones presentaba buenas selectividades, necesitando de

tiempos mayores de reacción y condiciones más drásticas, como el uso de

acetato de vinilo como agente acilante y disolvente o una temperatura de 60

ºC. Sin embargo, el correspondiente ciclo de 6 miembros mostró ser un

sustrato muy pobre para las distintas enzimas estudiadas. Dados los

resultados obtenidos, se recurrió a una estrategia quimioenzimática

alternativa para la preparación de este tipo de compuestos en forma

enantiopura.136b

Así, los alcoholes de configuración trans en forma

136 (a) Busto, E.; Gotor-Fernández, V.; Ríos-Lombardía, N.; García-Verdugo, E.; Alfonso, I.; García-

Granda, S.; Menéndez-Velázquez, A.; Burguete, M. I.; Luis, S. V.; Gotor, V. Tetrahedron Lett.

2007, 48, 5251-5254. (b) Ríos-Lombardía, N.; Busto, E.; Gotor-Fernández, V.; Gotor, V.; Porcar,

R.; García-Verdugo, E.; Luis, S. V.; Alfonso, I.; García-Granda, S.; Menéndez-Velázquez, A.

Chem. Eur. J. 2010, 16, 838-847.

Antecedentes

236

ópticamente activa previamente obtenidos mediante métodos enzimáticos,

fueron sometidos a una reacción de inversión de Mitsunobu empleando

ácido acético o ácido 4-nitrobenzoíco, obteniendo los correspondientes

ésteres que fueron posteriormente desprotegidos químicamente por un

tratamiento alcalino. De esta manera los (1S,2R)-alcoholes fueron obtenidos

con buenos rendimientos y sin pérdida alguna de su pureza óptica.

( )n

OCOR

N

N

(1R,2S)-cis-Ester

n= 1, R= Me

n= 2, R= p-NO2-Ph

( )n

OH

N

N

(1R,2S)-cis-Alcohol

( )n

OH

N

N

(1S,2S)-trans-Alcohol

K2CO3

MeOHH2O

RCOOH

DEADPPh3THF

Esquema 4-6. Preparación quimioenzimática de cis-2-imidazoil-cicloalcanoles.

Posteriormente uno de los nitrógenos del imidazol ha sido

selectivamente cuaternizado empleando halogenuros de alquilo,136

lo que ha

permitido la preparación de distintas sales de imidazolio con los

sustituyentes tanto en configuración trans como cis, y además cuyas

propiedades fisicoquímicas pueden ser eficazmente moduladas a través de

una reacción de intercambio aniónico del correspondiente halogenuro por

aniones como el tetrafluoroborato o la bistrifluorosulfonamida (Esquema 4-

7). De esta manera se ha obtenido una familia de líquidos iónicos quirales

con potenciales aplicaciones como disolventes o catalizadores en procesos

de síntesis orgánica.

( )n

OH

N

N

(1S,2S)-trans-Alcohol(1R,2S)-cis-Alcohol

*

*

( )n

OH

N

N

( )n

OH

N

N

MYRX* *

* *

R+ X- + Y-R

RX: BuCl, BnBr... MY: NaBF4, LiNTf2

Esquema 4-7. Síntesis química de líquidos iónicos quirales derivados de imidazol.

Capítulo 4

237

4.1.2. SÍNTESIS QUIMIOENZIMÁTICA DE CIS- Y TRANS-2-

CICLOPENTAN-1,2-DIAMINAS

Las 1,2-diaminas cíclicas ópticamente activas, análogas a los

aminoalcoholes descritos con anterioridad, son compuestos muy interesantes

desde un punto de vista biológico, por ejemplo, como precursores de

fármacos,130b,137

no obstante también son conocidas sus aplicaciones en

organocatálisis, habiendo sido frecuentemente empleados como ligandos de

complejos metálicos en procesos de catálisis asimétrica.130b,138

La primera resolución enzimática de 1,2-diaminas cíclicas fue

llevada a cabo en nuestro grupo de investigación a través de un proceso de

aminólisis enzimática catalizado por la CAL-B, utilizando malonato de

dietilo como agente acilante y 1,4-dioxano como disolvente, obteniéndose

tanto sustrato como producto con excelentes rendimientos y excesos

enantioméricos (Esquema 4-8).139

NH2

NH2OMeO

OMe

O

+

NH

NH

O

OMe

O

O O

OMe

NH2.HCl

NH2.HCl

+

1) CAL-B

2) HCl

rac-trans-Diaminan= 1,2

(1R,2R)-Diéster

(1S,2S)-Diamina

( )n

( )n

( )n

Esquema 4-8. Resolución cinética de trans-cicloalcano-1,2-diaminas.

137 Michalson, E. T.; Szmuszkovicz, J. Prog. Drug Res. 1989, 33, 135-149. 138 (a) Fache, F.; Schulz, E.; Tommasino, M. L.; Lemaire, M. Chem. Rev. 2000, 100, 2159-2231. (b)

McGarridge, E. M.; Murphy, D. M.; Gilheany, D. G. Tetrahedron: Asymmetry 2004, 15, 1343-

1354. (c) Gonzalez-Sabín, J.; Rebolledo, F.; Gotor, V. Chem. Soc. Rev. 2009, 38, 1916-1925. 139 (a) Alfonso, I.; Astorga, C.; Rebolledo, F.; Gotor, V. J. Chem. Soc., Chem. Commun. 1996, 2471-

2472. (b) Luna, A., Alfonso, I.; Gotor, V. Org. Lett. 2002, 4, 3627-3629.

Antecedentes

238

Posteriormente se ha descrito la preparación quimioenzimática de

distintos derivados de trans-N,N-ciclohexano-1,2-diaminas, en la que uno de

los grupos amino se encuentra libre mientras que el otro se encuentra

protegido presentando una disustitución (Esquema 4-9).140

Los mejores

resultados fueron conseguidos empleando la CAL-B como biocatalizador y

acetato de etilo como agente acilante y disolvente al mismo tiempo,

alcanzándose conversiones próximas al 50% con altos excesos

enantioméricos y buenos rendimientos, tanto cuando se trabaja con aminas

terciarias cíclicas como acíclicas.

NH2

NR1R2

+ +CAL-B

rac-trans-Amina

OEt

O NH2

NR1R2

NH

NR1R2

O

(1R,2R)-trans-Amida (1S,2S)-cis-Amina

NR1R2 = , , , , , ,N N

CO2Me

N

N

CHO

N

N PhN N

O

Disolvente28 ºC, 200 rpm

AcOEt

Esquema 4-9. Resolución cinética enzimática de diferentes trans-ciclohexano-1,2-

diaminas.

Como en el caso de los aminoalcoholes, también se ha descrito la

preparación de los dos enantiómeros trans de la 1,2-ciclopentanodiamina

mediante una síntesis quimioenzimática en la cual el paso clave se halla en

la resolución cinética de la trans-N,N-dialquilciclopentano-1,2-diamina.

Para ello se empleó CAL-B como biocatalizador y acetato de etilo como

disolvente y dador de acilo. El aislamiento de los productos finales fue

posible tras hacer reaccionar el crudo de la reacción enzimática con

dicarbonato de di-terc-butilo (Boc2O) con el fin de proteger la amina del

enantiómero remanente y así poder separar tanto amida como carbamato que

después de varios pasos de desprotección fueron aislados como los

correspondientes clorhidratos (Esquema 4-10).141

140 González-Sabín, J.; Gotor, V.; Rebolledo, F. Chem. Eur. J. 2004, 10, 5788-5794. 141 (a) J. González-Sabín, F. Rebolledo, V. Gotor, J. Org. Chem. 2007, 72, 1309-1314. (b) C. Peña, J.

Gonzalez-Sabín, F. Rebolledo, V. Gotor, Tetrahedron: Asymmetry 2008, 19, 751-755.

Capítulo 4

239

NR1R2

NH2

NR1R2

NHAc

NR1R2

NHBoc

+2) Boc2O

(1R,2R)-Amida

(1S,2S)-Amida

1) AcOEt CAL-B

NH3Cl

NH3Cl

NH3Cl

NH3Cl

(1R,2R)-Amina

(1S,2S)-Amina

rac-trans-Amina

R1=R2= Alil

R1=Bn; R2= Alil

Esquema 4-10. Preparación de los dos enantiómeros de la trans-ciclopentano-1,2-diamina.

OBJETIVOS

Capítulo 4

243

En los antecedentes de este capítulo se han mostrado la

versatilidad de las lipasas como catalizadores para la preparación de

cicloalcanoles y cicloalcanaminas en forma ópticamente activa. Debido a

que los 2-(1H-imidazol-1-il)cicloalcanaminas son sustratos muy

interesantes por sus posibles aplicaciones como ligandos en reacciones de

catálisis asimétrica o precursores de líquidos iónicos quirales, nos hemos

planteado como objetivos principales de este capítulo:

1) La preparación en forma racémica tanto de de cis- y trans-2-

(1H-imidazol-1-il)ciclopentanaminas como de cis y trans-2-

(1H-imidazol-1-il)ciclohexanaminas empleando métodos

químicos convencionales.

NH2

N

N

NH2

N

N

NH2

N

N

NH2

N

N

2) Con el fin de obtener los derivados en forma enantiopura, se

llevará a cabo un estudio detallado de los procesos de

resolución cinética enzimática de este tipo de compuestos

catalizados por lipasas.

3) Finalmente hemos planeado la utilización de este tipo de

derivados de imidazol en forma ópticamente activa para la

preparación de compuestos de alto valor añadido.

Capítulo 4

247


Como se ha comentado en los antecedentes de este capítulo, las lipasas han

demostrado ser biocatalizadores eficientes para la preparación

estereoselectiva de cicloalcanoles y cicloalcanaminas con un amplio número

de sustituyentes en una de las posiciones del correspondiente ciclo. Así,

aprovechando el poder de enantiodiscriminación mostrado por este tipo de

enzimas, nos hemos planteado en este capítulo la síntesis asimétrica de las

cis- y trans-2-(1H-imidazol-2-il)cicloalcanaminas 51a,b con anillos

carbonados de 5 y 6 eslabones (Figura 4-1).

NH2

N

N

rac-trans-51a

NH2

N

N

rac-cis-51a

NH2

N

N

rac-trans-51b

NH2

N

N

rac-cis-51b

Figura 4-1. Estructuras de cis- y trans-2-(1H-imidazol-2-il)cicloalcanaminas 51a-b en

forma racémica.


248

4.3.1. SÍNTESIS QUÍMICA Y RESOLUCIÓN ENZIMÁTICA DE

TRANS-2-(1H-IMIDAZOL-2-IL)CICLOALCANAMINAS

La primera estrategia planteada fue la preparación química de las

cicloalcanaminas racémicas 51a,b para su posterior resolución enzimática

empleando lipasas como biocatalizadores.

4.3.1.1. Preparación química de trans-2-(1H-imidazol-2-

il)cicloalcanaminas 51a,b en forma racémica

Para la síntesis de los derivados rac-trans-51a,b se partió de los

correspondientes óxidos de ciclopenteno (52a) o ciclohexeno (52b),

siguiendo una metodología propuesta por Mordini y colaboradores

(Esquema 4-11).142

Así, la reacción de los óxidos 52a,b con azida de sodio

(NaN3) a reflujo de acetona permitió la apertura de los correspondientes

oxirenos y la formación de las azidas correspondientes rac-trans-53a,b,

compuestos nitrogenados que evolucionaron hacia las correspondientes

aziridinas 54a,b mediante reacción con la trifenilfosfina (PPh3) a reflujo de

THF. Sin llegar a aislar estos compuestos intermedios, se llevó a cabo su

apertura obteniendo las trans-2-(1H-imidazol-2-il)cicloalcanaminas

racémicas 51a,b empleando imidazol (55) y ácido trifluoroacético (TFA) a

reflujo de THF. Estas aminas racémicas fueron obtenidas tras purificación

mediante columna cromatográfica con rendimientos globales moderados

(47-56%).

142 Mordini, A.; Russo, F.; Valacchi, M.; Zani, L.; Degl’Innocenti, A.; Reginato, G. Tetrahedron

2002, 58, 7153-7163.

Capítulo 4

249

ONaN3

H2O: acetona57 ºC, 14 h

OH

PPh3

THF 66 ºC, 16 h

NHN

HN

TFATHF66 ºC16 h

N N

( )n ( )n

( )n

( )n

52a, n= 152b, n= 2

rac-trans-53a,b

54a,brac-trans-51a (47%)rac-trans-51b (56%)

55

N3

NH2

Esquema 4-11. Síntesis química de la trans-ciclopentanamina 51a y ciclohexanamina 51b

racémicas derivadas de imidazol.

Si bien esta ruta sintética inicialmente se planteó con el fin de poder

aislar los productos de las reacciones intermedias en cada paso, esto no fue

posible debido a distintos inconvenientes que se señalan a continuación. En

el primer paso de reacción la inestabilidad de las correspondientes azidas

formadas rac-trans-53a,b impidió su correcta purificación, por lo que estos

productos se aislaron mediante un proceso de extracción sin ningún tipo de

purificación adicional. Posteriormente en la formación de los intermedios

aziridinio 54a,b se observó que el anillo de 5 eslabones 54a era muy volátil

por lo que se decidió llevar a cabo la apertura con imidazol de este tipo de

compuestos en un proceso in situ.

4.3.1.2. Síntesis química de las correspondientes acetamidas 57a,b,

metoxiacetamidas 58a,b y carbamatos 60a,b en forma racémica

Para llevar a cabo las reacciones de resolución enzimática de las aminas

racémicas trans-51a,b se consideró el estudio de la reacción de acilación

catalizada por lipasas, empleando para ello ésteres no activados ya utilizados

a lo largo de esta memoria de investigación, como el acetato de etilo

(AcOEt) o el metoxiacetato de etilo (MeOCH2CO2Et). Por tanto, antes de

analizar con detalle este tipo de procesos biocatalizados fue necesario llevar

a cabo la preparación de los posibles productos finales de las reacciones de

acilación, con el fin de desarrollar métodos analíticos adecuados que nos


250

permitieran poder determinar los excesos enantiómericos de las

correspondentes acetamidas 57a,b y metoxiacetamidas 58a,b ópticamente

activas que se obtendrían en los procesos enzimáticos (Esquema 4-12).

N N

( )n

rac-trans-51a,bPiridina

CH2Cl2t.a., 6 h

+

R Cl

O

56a: AcCl (R=CH3)

56b: MeOAcCl (R=CH3OCH2)

NH

N N

( )n

R=CH3: rac-trans-57a (89%), 57b (95%)

R=CH3OCH2: rac-trans-58a-(55%), 58b (83%)

O R

NH2

Esquema 4-12. Síntesis química las acetamidas 57a,b y metoxiacetamidas 58a,b racémicas.

Así, las aminas racémicas trans-51a,b se hicieron reaccionar con el

cloruro de acetilo (AcCl, 56a) o el cloruro de metoxiacetilo

(MeOCH2CO2Cl, 56b) en presencia de piridina, obteniendo las acetamidas

racémicas trans-57a,b o las metoxiacetamidas trans-58a,b con rendimientos

entre moderados y excelentes. Cabe destacar que las cuatro amidas

obtenidas 57a,b y 58a,b mostraron ser bastante inestables, descomponiendo

con facilidad después de varios días de almacenaje bajo atmósfera de

nitrógeno en el congelador. Métodos analíticos empleando la técnica de

HPLC con columnas de relleno quiral fueron desarrollados adecuadamente

con el fin de llevar a cabo la medida de los excesos enantioméricos de las

amidas formadas en los procesos enzimáticos (ver Parte Experimental,

páginas 279-281).

Adicionalmente se comprobó que las aminas rac-trans-51a,b son

sustratos muy polares que no permitieron el desarrollo de métodos analíticos

como el empleo de la técnica de HPLC con columnas de fase normal y

relleno quiral. Por ello se decidió llevar a cabo la protección del grupo

amino libre de estos compuestos por reacción con el dicarbonato de di-terc-

butilo (Boc2O, 59), obteniendo los correspondientes carbamatos rac-trans-

60a,b con rendimientos entre moderados y excelentes (Esquema 4-13).

Estos compuestos fueron convenientemente separados empleando el HPLC

Capítulo 4

251

en fase normal con una columna de relleno quiral (ver Parte Experimental,

páginas 279-281).

N N

( )n

NH2

rac-trans-51a,b

NN

( )n

MeOHt.a., 4 h

NHBoc

Boc2O (59)

rac-trans-60a (95%)rac-trans-60b (65%)

Esquema 4-13. Síntesis química de los carbamatos racémicos rac-trans-60a,b por

protección del grupo amino libre de las aminas rac-trans-51a,b.

4.3.1.3. Resolución cinética enzimática de las trans-2-(1H-imidazol-2-

il)cicloalcanaminas 51a,b

El estudio de las reacciones de resolución enzimática de las aminas rac-

trans-51a,b, a través de procesos de acilación catalizados por lipasas, se

probaron inicialmente tanto con el AcOEt como con el MeOCH2CO2Et

como agentes de resolución, ésteres no activados adecuados para la

resolución de aminas primarias como se ha visto en el capítulo 3 de esta

memoria (Esquema 4-14). Esta decisión fue motivada por los buenos

resultados obtenidos con estas enzimas en la exitosa resolución de

compuestos estructuralmente similares como se ha mostrado en los

antecedentes de este capítulo.140,141

rac-trans-51a,b

Lipasa

DisolventeT, t

250 rpm

+

R OEt

O

AcOEt (R=CH3)

MeOAcOEt (R=CH3OCH2)

NH

N N

( )n

(1R,2R)-trans-57a,b (R=CH3)

(1R,2R)-trans-58a,b (R=CH3OCH2)

O R

+

NH2

N N

( )n

(1S,2S)-trans-51a,b

Boc2OMeOHt.a.

NHBoc

N N

( )n

(1S,2S)-trans-60a,b Esquema 4-14. Resolución enzimática de rac-trans-51a,b catalizada por lipasas.


252

Empleando como dador de acilo el AcOEt, los procesos se

desarrollaron durante 24 h, y si bien la PSL-C no mostró ningún tipo de

reactividad, la CAL-B permitió obtener las correspondientes acetamidas

trans-(1R,2R)-57a,b con una elevada inducción asimétrica (Tabla 4-1,

entradas 1 y 2). Desafortunadamente las conversiones rondaron el 25%,

conduciendo a una pérdida de la selectividad a tiempos más largos de

reacción (datos no mostrados), posiblemente debido a una inactivación

parcial de la enzima con el tiempo. El uso de un dador de acilo como el

metoxiacetato de etilo permitió aumentar las conversiones aunque

observándose un descenso de la selectividad del proceso (entrada 3). Sin

embargo un aumento de la temperatura empleando el AcOEt permitió

disminuir el tiempo de reacción en el caso de la amina trans-51b,

obteniéndose sustrato y producto con excesos enantioméricos entre muy

altos y excelentes (entrada 4).

Tabla 4-1. Acilación enzimática de rac-trans-51a,b empleando ésteres no activados como

disolventes a 30 ºC y 250 rpm tras 24 h. Disoluciones 0.15 M con una relación 1:1 de CAL-

B vs. amina.

Entrada trans-

51a,b Dador

T

(ºC)

eeS

(%)a

eeP

(%)a

c

(%)b

Ec

1 51a AcOEt 30 36 >99 26 >200

2 51b AcOEt 30 31 >99 24 >200

3 51b MeOAcOEt 30 82 94 47 80

4 51b AcOEt 45 92 >99 48 >200 a Determinado por HPLC.

b c = eeS/(eeS+eep).

c E = ln[(1-c) (1-eeP)]/ln[(1-c) (1+eeP)].

A pesar de que los resultados obtenidos presentan a la CAL-B como

un biocatalizador eficaz para la resolución de este tipo de cicloalcanaminas,

nos encontramos una serie de problemas asociados a la estabilidad,

aislamiento y polaridad de estos compuestos. Así, su baja solubilidad en

acetato de etilo hizo que tanto el seguimiento de los procesos enzimáticos

por HPLC y como la reproducibilidad de los resultados en sucesivos

experimentos resultaran complicados. Por ello decidimos abordar estrategias

alternativas para la preparación de estos compuestos en forma ópticamente

activa.

Capítulo 4

253

4.3.2. PREPARACIÓN DE LAS CICLOALCANAMINAS 51a,b

ÓPTICAMENTE ACTIVAS A PARTIR DE LOS ALCOHOLES

ANÁLOGOS 61a,b

En este punto decidimos optar por emplear una ruta sintética alternativa que

nos permitiera alcanzar el objetivo de la preparación de las trans-2-(1H-

imidazol-2-il)cicloalcanaminas 51a,b en forma enantiopura. Para ello

decidimos emplear como precursores los alcoholes 61a,b que previamente

se habían obtenido en nuestro laboratorio tanto en forma racémica como en

forma enantiopura.136

4.3.2.1. Síntesis de cis-2-(1H-imidazol-2-il)cicloalcanaminas 51a,b en

forma enantiopura

En este punto decidimos tomar ventaja de las excelentes valores de

estereopreferencia mostrados por las lipasas en la resolución del trans-2-

(1H-imidazol-2-il)ciclopentanol 61a136b

y del trans-2-(1H-imidazol-2-

il)ciclohexanol 61b,136a

para posteriormente llevar a cabo una reacción de

inversión en condiciones de Mitsunobu sobres los alcoholes trans-(1S,2S)-

61a,b . Así, empleando ftalimida se podrían obtener las correspondientes

aminas protegidas y de configuración opuesta, precursores adecuados de las

aminas enantiopuras cis-(1R,2S)-51a,b (Esquema 4-15).

( )n

OH

N

N

rac-trans-61a,b

PSL-C I ( )n

OAc

N

N

(1R,2R)-trans-62a,b

( )n

OH

N

N

(1S,2S)-trans-61a,b

++ 38THF

30 ºC, 72 h250 rpm

N

N

( )n

THFt.a., 5h

N

N

( )n

N

O

ON

N

NH2

( )n

(1R,2S)-cis-51a (34%)(1R,2S)-cis-51b (63%)

(1S,2S)-trans-61a,b

FtalimidaPPh3

DEAD

(1R,2S)-cis-63a,b

N2H4

THF-EtOH 70 ºC, 12 h

OH

Esquema 4-15. Síntesis de (1R,2S)-cis-2-(1H-imidazol-2-il)cicloalcanaminas 51a,b.


254

De esta forma, tras llevar a cabo la resolución de los cicloalcanoles

racémicos trans-61a,b empleando AcOVin (38) y la PSL-C I,136

se

obtuvieron los enantiómeros enantiopuros tras 72 h de reacción. Los

alcoholes (1S,2S)-trans-61a,b fueron empleados en la reacción de inversión

de Mitsunobu utilizando como nucleófilo la ftalimida en presencia de

trifenilfosfina (PPh3) y azodicarboxilato de dietilo (DEAD) en THF como

disolvente, obteniéndose un intermedio (1R,2S)-trans-63a,b que sin

purificación adicional fue desprotegido empleando hidracina monohidratada

(N2H4·H2O) en una mezcla de THF/EtOH, a 70 ºC, después de lo cual se

aíslan por cromatografía de columna las (1R,2S)-cis-2-(1H-imidazol-2-

il)cicloalcanaminas 51a,b con rendimientos moderados (34-63%).

4.3.2.2. Síntesis de trans-2-(1H-imidazol-2-il)cicloalcanaminas 51a,b en

forma enantiopura

Siguiendo una estrategia similar a la que se aplicó en la sección anterior para

la síntesis de las cicloalcanaminas cis-51a,b, se ha efectuado la preparación

de las aminas enantiopuras de configuración trans.

N

N

N

N

N

N

( )n

( )n

( )n

N

N

( )n

N

N

( )nRCOOH

PPh3

DEAD THF, t.a.

5 h(1S,2S)-trans-61a,b (1R,2S)-cis-62a, R= Ac(1R,S2)-cis-64, R= p-NO2-Ph

K2CO3

MeOH, t.a. 12 h

(1R,2S)-cis-61a (68%)(1R,2S)-cis-61b (79%)

FtalimidaPPh3

DEADTHFt.a., 5 h

N

O

O

(1S,2S)-trans-51a (41%)(1S,2S)-trans-51b (12%)

N2H4


(1S,2S)-trans-63a(1S,2S)-trans-63b

OH OR OH

NH2

Esquema 4-16. Ruta sintética para la obtención de (1S,2S)-trans-2-(1H-imidazol-2-

il)cicloalcanaminas 51a,b.

Capítulo 4

255

Esto se ha conseguido siguiendo la ruta mostrada en el Esquema 4-

16, donde a partir de los alcoholes trans-(1S,2S)-61a,b obtenidos por

métodos enzimáticos se ha llevado a cabo un proceso de doble inversión de

Mitsunobu, cada una de las cuales es acompañada del correspondiente

proceso de desprotección. Estos procesos se basan en:

a) Tras la obtención de los alcoholes trans-(1S,2S)-61a,b se lleva a

cabo la primera inversión de configuración empleando el ácido acético en el

caso de 61a o el ácido p-nitrobenzoíco para 61b, lo que permite obtener

respectivamente los ésteres cis-(1S,2R)-62a (ciclo de 5) y cis-(1S,2R)-64

(ciclo de 6). Estos derivados de ácido fueron desprotegidos por tratamiento

en medio básico con carbonato sódico a temperatura ambiente, aislando tras

cromatografía de columna los alcoholes cis-(1S,2R)-61a,b con rendimientos

globales del 68 y 79% respectivamente.

b) Una nueva inversión de configuración sobre los alcoholes de

configuración cis-61a,b, empleando en este caso como nucleófilo la

ftalimida, permite introducir el átomo de nitrógeno necesario que tras la

desprotección con hidracina, permite aislar las aminas trans-(1S,2S)-51a,b.

Cabe destacar que para la amina con el fragmento de ciclopentano trans-

(1S,2S)-51a se obtuvo un rendimiento moderado del 41% [25% global desde

trans-(1S,2S)-61a], mientras que para la amina derivada de ciclohexano

trans-(1S,2S)-51b se alcanzó un rendimiento bajo [9% global desde trans-

(1R,2R)-61b].

4.3.2.3. Síntesis de trans-2-(1H-imidazol-2-il)ciclohexanamina 51b en

forma enantiopura a través de la formación de la trans-(1S,2S)-azida 66

Los bajos rendimientos obtenidos para la preparación de la amina trans-51b

en forma ópticamente activa nos condujo a explorar rutas alternativas para la

preparación de este compuesto. Así, una metodología que ha sido empleada

con éxito en nuestro grupo de investigación para la obtención de 1,2-

diaminas cíclicas, consiste en la reacción de un 2-aminociclohexanol con

cloruro de mesilo (MsCl) para formar un intermedio mesilado, grupo que es

desplazado por el par de electrones libre del átomo de nitrógeno en la

posición 2, de manera que se forma un intermedio aziridinio, el cual es

abierto por reacción con amoniaco acuoso, obteniendo así la

correspondiente 1,2-diamina.140

Toda vez que esta metodología se aplica

para preparar sustratos racémicos, decidimos intentarla empleando como


256

material de partida el trans-alcohol 61b racémico (Esquema 4-17). Al final

de la reacción no se obtuvo la sustitución del grupo hidroxilo por el resto

amino, únicamente se observó la formación del producto mesilado trans-65,

lo que podría explicarse por el carácter aromático del nitrógeno del imidazol

ya que tiene comprometido su par electrónico libre dentro del anillo y eso

impide que desplace el grupo mesilo situado en la posición adyacente.

N

N

1) MsCl, Et3N, 0 ºC, 2 h

2) NH3 ac., t.a., 12 h

rac-trans-61b

N

N

rac-trans-65

OH OMs

Esquema 4-17. Intento de preparación de la amina 51b por mesilación de rac-trans-61b y

posterior reacción de aminación.

Sin embargo este tipo de compuestos mesilados pueden ser sustratos

versátiles para promover la sustitución de este grupo por la funcionalidad

azida, la cuál podría ser sencillamente transformada en la correspondiente

amina de configuración opuesta, como ya lo habíamos presentado en el

Capítulo 3 de esta Memoria. Por este motivo, aprovechando la previa

preparación del alcohol (1R,2S)-cis-61b (Esquema 4-16), decidimos intentar

llevar a cabo la aproximación que se refleja en el Esquema 4-18.

Capítulo 4

257

N

N

(1R,2S)-cis-61b

N

N

(1R,2S)-cis-65

MsCl

Py, CH2Cl2t.a. a 30 ºC

48h(12%)

NaN3

DMF120 ºC, 24h

N

N

N

N

(1S,2S)-trans-51b(34%)

H2Pd/CEtOHt.a.12 h

(1S,2S)-cis-66

OMs N3

NH2

OH

Esquema 4-18. Via sintética alternativa para preparar la amina (1S,2S)-trans-51b.

A pesar de que se logró obtener la amina (1S,2S)-trans-51b, esta se

aisló con un rendimiento global del 4%. Desde el primer paso de reacción se

detectaron problemas de reactividad, ya que un proceso aparentemente

sencillo como es la mesilación del grupo hidroxilo necesitó de la adición de

hasta 6 eq. del MsCl y un leve calentamiento (30 ºC), tras lo cual se obtuvo

el compuesto mesilado (1R,2S)-cis-65 con un modesto 12% de rendimiento.

Posteriormente se encontró otro inconveniente en el paso que implica la

inversión de la configuración de uno de los centros esterogénicos. Cuando

se realizó la adición de la azida de sodio, se necesitó subir la temperatura

desde 55 ºC hasta 120 ºC para que se llevara a cabo. Esta azida intermedia

se hidrogenó sin purificación previa, alcanzando la amina (1S,2S)-trans-51b

con un rendimiento del 34% compuesto mesilado 65.

Con el fin de intentar explicar si los bajos rendimientos obtenidos en

estos procesos eran debidos a una limitación estructural de los compuestos

de estereoquímica cis, decidimos comparar la reactividad de los isómeros

cis- y trans- del alcohol 61 en esta aproximación sintética. Así, los

rendimientos aislados de todos los procesos empleando los alcoholes


258

(1S,2S)-trans-61b y (1R,2S)-cis-61b como materiales de partida se

comparan en la Tabla 4-2.

Tabla 4-2. Comparativo de la reactividad de los derivados cis- y trans-61b mediante los

rendimientos en la ruta alternativa para preparar las aminas 51b.

Alcohol Mesilación

(%)

Azida

(%)

Reducción

(%)

Rend. Global

(%)

(1S,2S)-trans-61b 58 70 >97% 40

(1R,2S)-cis-61b 12 n.d. 34a

4 a Rendimiento global de los pasos de formación de azida y reducción, pues la azida cis-66

no se purificó. n.d.: no determinado

En el primer paso de la ruta, la mesilación, se puede observar una

clara diferencia en las reactividades de los ciclohexanoles cis-61b y trans-

61b, donde para tiempos de reacción de 48 h los productos se aíslan con un

12 y un 58% de rendimiento, respectivamente. En el caso del derivado trans

los siguientes pasos de reacción alcanzan rendimientos acordes con lo

esperado, aunque es de destacar que la reacción de la formación de la azida

necesita de un calentamiento a 120 ºC. Así, el derivado de conformación cis

se aísla con un rendimiento 10 veces menor que el trans, siendo el primer

paso de la reacción clave en esta diferencia tan marcada, lo que nos indica

que este derivado cis presenta una menor reactividad.

Hasta el momento es desconocida la causa por la cual el derivado

ciclohexanólico en conformación cis ha presentado peores rendimientos en

este tipo de reacciones, tanto con respecto a aquellos que están en

conformación trans como para los derivados de 5 átomos de carbono. Una

alternativa para poder explicar estos resultados requeriría el estudio de las

conformaciones estructurales de los isómeros en el transcurso de las

reacciones.

CONCLUSIONES

Capítulo 4

261

Se ha llevado a cabo la preparación en forma racémica de trans-2-

(1H-imidazol-2-il)cicloalcanaminas, las cuales han sido eficazmente

resueltas por vía enzimática empleando la lipasa de Candida antarctica

tipo B como biocatalizador y el acetato de etilo como disolvente y agente

acilante.

AcOEt

CAL-B30, 45 ºC

24 h

+N

N

( )n

NH2

NN

( )n

NH2

NN

( )n

NHAc

n= 1, 2

Después de comprobar la dificultad de aislar sustrato y producto

en los procesos de biotransformación, se decidió emplear una metodología

quimioenzimática basada en las resoluciones enzimáticas de trans-2-(1H-

imidazol-1-il)cicloalcanoles, los cuales condujeron a los correspondientes -

(1S,2S)-trans-alcoholes que:

- para obtener las cis-(1R,2S)-2-(1H-imidazol-2-il)cicloalcanaminas, fueron

sometidos a un proceso de inversión de Mitsunobu y posterior

desprotección

OH

N

N

( )nFtalimida

PPh3

DEADTHF

t.a., 5h

N

N

( )n

N

O

O

N2H4


N

N

NH2

( )n

- mientras que para obtener las trans-(1S,2S)-2-(1H-imidazol-2-

il)cicloalcanaminas, los mencionados alcoholes fueron sometidos a un

proceso de inversión de Mitsunobu y posterior desprotección, obteniendo

los correspondientes alcoholes de estereoquímica cis, que fueron finalmente

objeto de una nueva reacción de inversión de Mitsunobu y desprotección

para obtener las deseadas aminas en forma enantiopura

Conclusiones

262

OH

N

N

N

N

N

N

NH2

( )n

( )n

( )n

N

N

OR

( )n

N

N

OH

( )nRCOOH

PPh3

DEAD THF, t.a.

5h

K2CO3

MeOH, t.a. 12 h

FtalimidaPPh3

DEADTHFt.a., 5h

N

O

O

N2H4


Por tanto, a través de una metodología enzimática se ha llevado a

cabo la preparación en forma enantiopura de:

- trans-(1S,2S)-2-(1H-imidazol-2-il)ciclopentanamina

- cis-(1R,2S)-2-(1H-imidazol-2-il)ciclopentanamina

- trans-(1S,2S)-2-(1H-imidazol-2-il)ciclohexanamina

- y cis-(1R,2S)-2-(1H-imidazol-2-il)ciclohexanamina

N N

NH2

N N

NH2

N N

NH2

N N

NH2

interesantes precursores de compuestos de alto valor añadido como

ligandos asimétricos o líquidos iónicos quirales.

PARTE EXPERIMENTAL

Capítulo 4

265

PARTE EXPERIMENTAL

4.5.1. GENERAL



capítulo 1.


El seguimiento de las reacciones enzimáticas así como la determinación de

los excesos enantioméricos se llevó a cabo empleando la técnica de


Packard 1100, y con columnas de relleno quiral Chiralcel OD y OD-H, y

Chiralpak AS (25 × 0.46 cm D. I.) La detección empleada fue VIS-UV a 210

y 215 nm. Como fase móvil se emplearon distintas mezclas de hexano/2-

propanol y hexano/etanol.


y carbono (13



AC-300 (1H, 300.13 MHz y

13C, 75.5 MHz) y DPX-300 (

1H, 300.13 MHz y



Parte Experimental

266







4.5.3.1. Síntesis de la rac-trans-ciclopentanamina 51a y rac-trans-

ciclohexanamina 51b, a través de un intermedio aziridinio 54a,b

A una disolución formada por el respectivo óxido de cicloalqueno

51a,b (11.9 mmol) en acetona (6.5 mL) y agua (6.5 mL), se adiciona azida

de sodio (1.9 g, 29.8 mmol) y la mezcla se calienta a reflujo (57 ºC) durante

14 h. El transcurso de la reacción se sigue por TLC (10% MeOH/CH2Cl2)

hasta que no se detecta más producto de partida, entonces se evapora la

acetona bajo presión reducida y la fracción acuosa se extrae primero con

Et2O (3 x 5 mL) y posteriormente con CH2Cl2 (3 x 5 mL). Las fracciones

orgánicas se juntan, se lavan con una disolución saturada de NaCl (2 x 5

mL) y se evapora el disolvente bajo presión reducida. El crudo resultante se

emplea sin purificación posterior en el siguiente paso de reacción. Así, se

disuelve en THF (6.1 mL) y a continuación se añade PPh3 (3.15 g, 11.9

mmol) calentando la disolución a reflujo durante 16 h. Pasado este tiempo la

mezcla de reacción se deja enfriar a temperatura ambiente, añadiendo

cuidadosamente y en este orden ácido trifluoroacético (44.2 mL, 0.6 mmol)

y luego imidazol (1.6 g, 23.8 mmol). La nueva mezcla de reacción se coloca

nuevamente a reflujo durante 16 h adicionales. Pasado este tiempo, la

reacción se deja enfriar, se evapora el disolvente bajo presión reducida y el

correspondiente crudo de reacción se purifica mediante columna

cromatográfica en gel de sílice (40-80% MeOH/AcOEt), aislándose los

compuestos rac-trans-51a (47%) y rac-trans-51b (56%), como aceites

amarillentos.

Capítulo 4

267

4.5.3.2. Preparación química de la acetamidas rac-trans-57a,b y las

metoxiacetamidas rac-trans-58a,b

A una disolución de la amina correspondiente rac-trans-51a,b (0.19

mmol) en CH2Cl2 (280 L) se le añade piridina (38 L, 0.48 mmol) bajo

atmósfera de nitrógeno y se enfría la mezcla a 0 ºC. A continuación se añade

cuidadosamente:

- el cloruro de acetilo (AcCl, 56 L, 0.79 mmol)

- o el cloruro de metoxiacetilo (MeOCH2CO2Cl, 52 L, 0.73 mmol)

y la disolución se agita a temperatura ambiente durante 6 h hasta que no se

observa la presencia de producto de partida por TLC (60% MeOH/AcOEt).

Tras este tiempo se evapora el disolvente bajo presión reducida, se

resuspende en agua (2 mL), se alcaliniza ligeramente (pH= 8) con una

disolución de NaOH 1 M y se extrae con CH2Cl2 (3 x 3 mL). Las fracciones

orgánicas se concentran, se secan sobre Na2SO4 y se elimina el disolvente

bajo presión reducida. El crudo de reacción obtenido se purifica por

cromatografía de columna en gel de sílice (20-40% MeOH/AcOEt),

aislándose los productos rac-trans-57a (89%), rac-trans-57b (95%), rac-

trans-58a (55%) y rac-trans-58b (83%), como sólidos blancos.

4.5.3.3. Preparación química de los carbamatos rac-trans-60a,b

A una disolución con la amina correspondiente rac-trans-51a,b

(0.19 mmol) en metanol (1.9 ml) se le añade Boc2O (59, 50 mg, 0.22 mmol)

y se agita a temperatura ambiente durante 4 h, hasta que no se detecta

producto de partida por TLC (60% MeOH/AcOEt). Posteriormente se

evapora el disolvente bajo presión reducida y el crudo de reacción se

purifica por columna cromatográfica en gel de sílice (20% MeOH/AcOEt),

aislándose los productos rac-trans-60a (95%) como un aceite incoloro y

rac-trans-60b (65%) como un sólido blanco.

Parte Experimental

268


las aminas rac-trans-51a y rac-trans-51b por procesos de acilación

A una suspensión de la correspondiente amina racémica trans-51a,b

(0.18 mmol) y la enzima correspondiente (CAL-B o PSL-C I, en una

proporción de 1:1 en peso enzima:sustrato), se le añade el correspondiente

agente acilante AcOEt o MeOCH2CO2Et (1.2 mL) bajo atmósfera inerte. La

suspensión se coloca en un agitador orbital (250 rpm) durante 24 h a 30 o 45

°C. Pasado este tiempo la enzima se filtra, lavando con THF (3 x 5 mL), el

disolvente se evapora bajo presión reducida y el crudo de reacción resultante

se purifica por cromatografía de columna en gel de sílice (40-80%

MeOH/AcOEt). Una muestra de la amida aislada 57a,b o 58a se inyecta en

HPLC mientras que la amina se transforma en el correspondiente carbamato

60a,b (ver 4.5.3.3.) para poder determinar su exceso enantiomérico (Tabla

4.1).

4.5.3.5. Síntesis del rac-trans-ciclopentanol 61a y del rac-trans-

ciclohexanol 61b

A una disolución del óxido correspondiente (22.0 mmol) en dioxano

(11.9 mL), se añade imidazol (27.5 mmol) y la mezcla se calienta a reflujo

durante 48 h, hasta que no se detecta más producto de partida por TLC (20%

MeOH/CH2Cl2). Posteriormente se evapora el disolvente bajo presión

reducida y los crudos de reacción se purifican por cromatografía de columna

en gel de sílice (5-10% MeOH/CH2Cl2), aislándose los alcoholes rac-trans-

61a (64%) y rac-trans-61b (73%) como sólidos blancos.


los alcoholes rac-trans-61a y rac-trans-61b por procesos de acilación136

Una suspensión del correspondiente alcohol racémico 61a-b (7.6

mmol) y la PSL-C I (relación 1:1 en peso con respecto al sustrato) bajo

atmósfera inerte en THF seco (76 mL) se agita a 250 rpm durante 30 min

para facilitar la disolución del alcohol de partida. Pasado este tiempo se

adiciona el acetato de vinilo (2.1 mL, 22.8 mmol) y la suspensión se coloca

Capítulo 4

269

en un agitador orbital (250 rpm) a 30 °C durante 72 h. Pasado este tiempo la

enzima se filtra, lavándose con THF (5 x 5 mL), y el disolvente se evapora

bajo presión reducida. El crudo de reacción resultante se purifica por

cromatografía en columna en gel de sílice (5-20% MeOH/CH2Cl2),

aislándose los correspondientes alcoholes (S,S)-trans-61a (49%, 99% ee) y

(S,S)-trans-61b (48%, >99% ee) como sólidos blancos, así como los

acetatos (R,R)-trans-63a (48%, 98% ee), (R,R)-trans-63b (42%, 99% ee)

como sólidos blancuzcos.

La síntesis y caracterización de estos compuestos ya han sido

presentada con anterioridad: (61a y 62a)136b

y (61b y 62b)136a

. Condiciones

de HPLC (61a y 62a): Columna Chiralcel OD-H hexano/IPA 93:7, 0.8

mL/min, 30 ºC, tR61a = 33.9 min, 39.1 min; tR62a = 27.3 min, 31.2 min.

Condiciones de HPLC (61b y 62b): Columna Chiralcel OD-H hexano/IPA

90:10, 0.8 mL/min, 30 ºC, tR61b = 20.3 min, 26.7 min; tR62b = 17.4 min, 23.6

min.

4.5.3.7. Procedimiento para la inversión de la configuración de los

(1S,2S)-trans-cicloalcanoles 61a,b con ftalimida (Inversión de

Mitsunobu)

A un disolución del correspondiente alcohol (1S,2S)-trans-61a,b

(500 mg, 3.01 mmol) en THF seco (19.8 mL) y bajo atmósfera inerte, se

añaden sucesivamente PPh3 (0.95 g, 3.61 mmol) y ftalimida (443 mg, 3.01

mmol). La mezcla resultante se enfría a 0 ºC y se adiciona cuidadosamente

DEAD (662 L, 3.61 mmol). La mezcla se deja atemperar hasta temperatura

ambiente y se agita durante 4 h, hasta que no se detecta producto de partida

por TLC (20% MeOH/CH2Cl2 para 61a; 10% MeOH/CH2Cl2 para 61b).

Entonces se evapora el disolvente bajo presión reducida hasta sequedad y el

crudo de reacción se emplea en el proceso de desprotección sin purificación

adicional.

4.5.3.8. Síntesis de las (1R,2S)-cis-cicloalcanaminas 51a,b

A una disolución del crudo de la reacción anterior de inversión de

Mitsunobu en THF (43.1 mL) y EtOH (7.1 mL), se adiciona monohidrato de

Parte Experimental

270

hidracina (703 L, 22.6 mmol) y la mezcla se agita a 70 ºC, hasta que se

forma una suspensión blanca que ya no es posible agitar. Esta suspensión se

filtra y lava con THF (3 x 10 mL), evaporando el disolvente bajo presión

reducida. El crudo de reacción obtenido se purifica por cromatografía de

columna en gel de sílice (10-50% MeOH/CH2Cl2), aislándose los

compuestos (1R,2S)-cis-51a (34%) y (1R,2S)-cis-51b (63%), como aceites

amarillentos ambos.

4.5.3.9. Procedimiento para la preparación del (1R,2S)-2-cis-(1H-

imidazol-1-il)ciclopentanol 61a136b

A una disolución del compuesto (1S,2S)-trans-61a (200 mg, 1.3

mmol) en THF seco (41 mL) y bajo atmósfera inerte, se añaden

sucesivamente ácido acético (141 L, 2.6 mmol) y PPh3 (1.57 g, 6.0 mmol).

La mezcla resultante se enfría a 0 ºC y se adiciona cuidadosamente DEAD

(477 L, 2.6 mmol). Se deja que la disolución alcance temperatura ambiente

y se agita durante 2 h adicionales, hasta que no se detecta producto de

partida por TLC (10% MeOH/CH2Cl2). Entonces se evapora el disolvente

bajo presión reducida y el crudo de reacción se emplea sin purificación

posterior en el proceso de desprotección.

Así, el crudo de la reacción de inversión de Mitsunobu obtenido, se

disuelve en MeOH (2.2 mL) y una vez que está todo disuelto, se adiciona

K2CO3 (359 mg, 2.6 mmol) y H2O (2.2 mL), para favorecer la formación de

una disolución. La mezcla se mantiene en agitación toda la noche y, pasado

este tiempo, se evapora el disolvente bajo presión reducida y la mezcla se

resuspende en H2O (10 mL). Se extrae con AcOEt (4 x 10 mL) y las

fracciones orgánicas se juntan, se secan con Na2SO4 y se evapora el

disolvente bajo presión reducida. El crudo obtenido se purifica por

cromatografía de columna en gel de sílice (2-10% MeOH/CH2Cl2), aislando

el correspondiente ciclohexanol (1R,2S)-cis-61a como un sólido blanco

(68%).

Capítulo 4

271

4.5.3.10. Procedimiento para la inversión de la configuración de 61a.

Preparación química de (1S,2S)-trans-51a

A una disolución del alcohol cis-(1R,2S)-61a (135 mg, 0.9 mmol) en

THF seco (6.0 mL) y bajo atmósfera inerte, se añaden, sucesivamente, PPh3

(279 mg, 1.1 mmol) y ftalimida (132 mg, 0.9 mmol). La mezcla resultante

se enfría a 0 ºC y se adiciona cuidadosamente DEAD (200 L, 1.1 mmol).

Se deja que la disolución alcance temperatura ambiente y se agita durante 5

h, hasta que no se detecta producto de partida por TLC (50%

MeOH/AcOEt). Entonces se evapora el disolvente bajo presión reducida y el

crudo de reacción se emplea sin purificación adicional en el segundo paso

de reacción.

Así, se disuelve el crudo proveniente de la reacción de inversión de

Mitsunobu en una mezcla de THF (13 mL) y EtOH (2 mL). Posteriormente

se le añade monohidrato de hidracina (210 L, 6.8 mmol) y la mezcla

resultante de calienta a 70 ºC durante 12 h. Tras este tiempo en la mezcla se

forma una suspensión blanquecina que ya no es posible agitar, momento en

que se filtra y se lava el sólido con THF (3 x 10 mL). El disolvente se

evapora bajo presión reducida, obteniéndose un crudo de reacción que se

purifica por cromatografía de columna en gel de sílice (10-50%

MeOH/CH2Cl2), aislando la amina (1S,2S)-trans-51a como un aceite

amarillento (41%).

4.5.3.11. Procedimiento para la preparación del (1R,2S)-cis-2-(1H-

imidazol-1-il)ciclohexanol 61b136a

A una disolución del compuesto (1S,2S)-trans-61b (500 mg, 3.0

mmol) en THF seco (41 mL) y bajo atmófera inerte, se añaden,

sucesivamente, PPh3 (1.57 g, 6.0 mmol) y ácido p-nitrobenzoico (1.0 g, 6.0

mmol). La mezcla resultante se enfría a 0 ºC y se adiciona cuidadosamente

DEAD (1.1 mL, 6.0 mmol). A continuación se deja que la disolución

alcance temperatura ambiente y se agita durante 6 h adicionales, hasta que

no se detecta producto de partida por TLC (10% MeOH/CH2Cl2).

Transcurrido este tiempo se evapora el disolvente bajo presión reducida y el


de reacción.

Parte Experimental

272


Mitsunobu en MeOH (5 mL) adicionando K2CO3 (829.3 mg, 6.0 mmol) y

H2O (5 mL), para favorecer la formación de una disolución. La mezcla se

agita durante 12 h y pasado este tiempo se evapora el disolvente bajo

presión reducida. La mezcla resultante se resuspende en H2O (10 mL) y se

extrae con AcOEt (4 x 10 mL), se juntan las fracciones orgánicas, se secan

con Na2SO4 y se evapora el disolvente bajo presión reducida. El crudo de

reacción obtenido se purifica mediante cromatografía de columna en gel de

sílice (2-10% MeOH/CH2Cl2), aislando el correspondiente ciclohexanol

(1R,2S)-cis-61b como un sólido blanco (79%).

4.5.3.12. Procedimiento para la inversión de la configuración de 61b.

Preparación química de (1S,2S)-trans-51b

A una disolución del alcohol (1R,2S)-cis-61b (200 mg, 1.2 mmol) en

THF seco (6 mL) se añaden sucesivamente, PPh3 (378 mg, 1.4 mmol) y

ftalimida (177 mg, 1.2 mmol) bajo atmósfera inerte. La mezcla resultante se

enfría a 0 ºC y se adiciona cuidadosamente DEAD (257 L, 6.0 mmol). Se

deja que la disolución alcance temperatura ambiente y se agita durante 6 h,

hasta que no se detecta producto de partida por TLC (10% MeOH/CH2Cl2).

Transcurrido este tiempo se evapora el disolvente bajo presión reducida y el


de reacción.


Mitsunobu en una mezcla de THF (17 mL) y EtOH (3 mL), adicionando

posteriormente monohidrato de hidracina (280 L, 9.0 mmol) y la mezcla

resultante se calienta a 70 ºC durante 12 h. Tras este tiempo se forma una

suspensión blanquecina que ya no es posible agitar, momento en que se

filtra y se lava el sólido con THF (3 x 10 mL). El disolvente se evapora bajo

presión reducida, obteniéndose un crudo de reacción que se purifica

mediante cromatografía de columna en gel de sílice (10-50%

MeOH/CH2Cl2), aislando la amina (1S,2S)-trans-51b como un aceite

amarillento (12%).

Capítulo 4

273

4.5.3.13. Procedimiento para la mesilación del alcohol (1R,2S)-cis- o

(1S,2S)-trans-61b

A una disolución del alcohol cis- o trans-61b (100 mg, 0.6 mmol) en

CH2Cl2 seco (7.5 mL) se añade piridina (97 μL, 1.2 mmol) bajo atmófera

inerte. La mezcla se enfría a 0 °C y se adiciona cuidadosamente cloruro de

mesilo (87.2 μL, 1.2 mmol). Posteriormente y durante el transcurso de la

reacción se añaden hasta 6 eq. más de cloruro de mesilo (3 x 87.2 μL, 3.6

mmol). La disolución formada se agita a temperatura ambiente durante 48 h,

hasta que no se detecta avance de la formación de producto por TLC (10%

MeOH/CH2Cl2). El disolvente se evapora bajo presión reducida y el crudo

de reacción resultante se purifica mediante cromatografía en columna de gel

de sílice (2-10% MeOH/CH2Cl2), aislando los productos puros (1R,2S)-cis-

65 (12%) y (1S,2S)-cis-65 (58%) como un sólido blanco.

4.5.3.14. Procedimiento para la formación de la amina (1S,2S)-trans- o

(1R,2S)-cis-51b a través de la formación de la correspondiente azida

(1S,2S)-trans- o (1S,2S)-cis-66 y posterior reducción

A una disolución del compuesto mesilado cis- o trans-65 (30 mg,

0.12 mmol) en DMF seca (1.0 mL) se añade azida de sodio (24 mg, 0.37

mmol) bajo atmófera inerte y la mezcla se calienta a 120 °C durante 24 h.

Transcurrido este tiempo no se detecta producto de partida por TLC (10%

MeOH/CH2Cl2) y se evapora el disolvente bajo presión reducida en la

rotatoria. El sólido resultante se lava con Et2O (5 x 3 mL), se combinan las

fases orgánicas, se secan con Na2SO4 y se evapora el disolvente bajo presión

reducida. El crudo de reacción resultante se emplea sin purificación

adicional en el siguiente paso de reacción.

Así, el sólido obtenido se coloca en una matraz esférico al que se

añade Pd/C activado al 10% (15 mg, 0.01 mmol). Se cierra herméticamente

el sistema con un tapón tipo septum y se hace vacío en la rotatoria. A esta

mezcla se le añaden EtOH desoxigenado (1.0 mL) y un globo con H2,

inyectando al mismo tiempo que se pincha. La suspensión formada se agita

vigorosamente durante 12 h, y transcurrido este tiempo se filtra la

suspensión sobre celita y se evapora el disolvente bajo presión reducida. El

crudo de reacción se purifica mediante cromatografía de columna en gel de

Parte Experimental

274

sílice (20% MeOH/CH2Cl2), obteniéndose la correspondiente amina

(1S,2S)-trans-51b (8 mg, 34%) o (1R,2S)-cis-51b (37 mg, 70%) como

aceites amarillos.

Capítulo 4

275


(1S,2S)-trans-2-(1H-Imidazol-2-il)ciclopentanamina 51a

N N

NH21

23

4

5

6

8

7

910

C8H13N3



[α]20

D: +51.8 (c= 1.0, MeOH), 99% ee [enantiómero (1S,2S), por

inversión de configuración]

Rf : 0.07 (20% MeOH/CH2Cl2)

IR (KBr): 3047, 2964, 1995, 1641, 1502, 1414, 1385, 1329, 1291,

1111, 1087, 921 cm-1

1H-RMN (MeOD, 300.13 MHz): 1.50-1.63 (m, 1H, H4), 1.84-2.06

(m, 3H, 2H5+H4), 2.11-2.22 (m, 1H, H3), 2.25-2.36 (m, 1H, H3), 3.38

(c, J= 8.4, 1H, H1), 4.18 (c, J= 8.3, 1H, H2), 7.05 (s, 1H, H9), 7.26 (s,

1H, H10), 7.78 (s, 1H, H7)

13C-RMN (MeOD, 75.5 MHz): 21.9 (C4), 33.0 (C3), 34.0 (C5), 60.7

(C1), 67.9 (C2), 119.1 (C10), 130.0 (C9), 138.2 (C7)

MS (ESI+, m/z): 152 [(M+H)

+, 100], 153 [(M+2H)

2+, 10]

Parte Experimental

276

(1S,2S)-trans-2-(1H-Imidazol-2-il)ciclohexanamina 51b

N N

NH21

23

4

5

6

87

9

1011

C9H15N3



[α]20

D: +16.0 (c= 0.8, MeOH), >99% ee [enantiómero (1S,2S), por


Rf: 0.08 (20% MeOH/CH2Cl2)

IR (NaCl): 3282, 2937, 2861, 2424, 1995, 1660, 1556, 1494,

1450, 1375, 1312, 1236, 1162, 1111, 1085, 1039, 993, 918, 750 cm-1

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.31-1.41 (m, 1H, H4), 1.46-1.54

(m, 2H, H4+H5), 1.82-1.92 (m, 3H, H3+H5+H6), 2.01-2.10 (m, 2H,

H3+H6), 2.92-3.01 (dt, J= 4.0, 1H, H1), 3.73-3.82 (m, 1H, H2), 7.06

(s, 1H, H11), 7.26 (s, 1H, H10), 7.77 (s, 1H, H8)

13C-RMN (CDCl3, 75.5 MHz): 26.7 (C4), 27.4 (C5), 35.2 (C3),

35.9 (C6), 56.8 (C1), 66.4 (C2), 119.5 (C11), 130.4 (C10), 138.8 (C8)

MS (ESI+, m/z): 166 [(M+H)

+, 100], 188 [(M+Na)

+, 40]

Capítulo 4

277

(1R,2S)-cis-2-(1H-Imidazol-2-il)ciclopentanamina 51a

N N

NH21

23

4

5

6

8

7

910

C8H13N3



[α]20

D: -26.1 (c= 1.5, MeOH), 99% ee [enantiómero (1R,2S), por



IR (NaCl): 3362, 3106, 2966, 2350, 2170, 1990, 1644, 1567, 1504,

1236, 1111, 1086, 1018, 913, 823, 746 cm-1

1H-RMN (MeOD, 300.13 MHz): 1.61-1.73 (m, 1H, H4), 1-77-1.88

(m, 1H, H4), 2.01-2.38 (m, 4H, 2H3+2H5), 3.57 (c, J= 6.3, 1H, H1),

4.64 (c, J= 6.6, 1H, H2), 7.08 (s, 1H, H10), 7.26 (s, 1H, H9), 7.78 (s,

1H, H7)

13C-RMN (MeOD, 75.5 MHz): 21.9 (C4), 24.6 (C3), 32.2 (C5),

56.5 (C1), 62.7 (C2), 120.8 (C10), 129.8 (C9), 138.8 (C7)

Parte Experimental

278

(1R,2S)-cis-2-(1H-Imidazol-2-il)ciclohexanamina 51b

NN

NH21

23

4

5

6

87

9

1011

C9H15N3



[α]20

D: -59.9 (c= 1.0, MeOH), >99% ee [enantiómero (1R,2S), por



IR (NaCl): 3374, 2939, 2359, 2166, 1644, 1500, 1452, 1296, 1112,

1086, 1034, 919, 820, 748 cm-1

1H-RMN (MeOD, 300.13 MHz): 1.50-1.68 (m, 3H, 2H4+H5),

1.79-1.97 (m, 4H, H3+H5+2H6), 2.16-2.30 (m, 1H, H3), 3.33 (c, J=

3.5, 1H, H1), 4.32 (c, J= 3.6, 1H, H2), 7.01 (s, 1H, H11), 7.28 (s, 1H,

H10), 7.79 (s, 1H, H8)

13C-RMN (MeOD, 75.5 MHz): 20.8 (C5), 25.5 (C4), 27.1 (C3),

30.1 (C6), 53.5 (C1), 58.5 (C2), 120.3 (C11), 129.7 (C10), 137.9 (C8)

Capítulo 4

279

rac-N-[trans-2-(1H-Imidazol-2-il)ciclopentil]acetamida 57a

N N

NH1

23

4

5

6

8

7

910

O12

11

C10H15N3O

Semisólido blanquecino



1H-RMN (MeOD, 300.13 MHz): 1.62-1.75 (m, 1H, H4), 1.91-2.07

(m, 3H, H3+H4+H5), 1.93 (s, 3H, H12), 2.15-2.26 (m, 1H, H5), 2.29-

2.40 (m, 1H, H3) 4.36 (m, 2H, H1+ H2), 7.01 (s, 1H, H10), 7.27 (s,

1H, H9), 7.79 (s, 1H, H7)

Condiciones de HPLC: Columna Chiralcel OD-H hexano/EtOH

97:3, 1.0 mL/min, 30 ºC, tR = 37.0 min, 42.0 min

Parte Experimental

280

rac-N-[trans-2-(1H-Imidazol-2-il)ciclohexil]acetamida 57b

N N

NH1

23

4

5

6

87

9

1011

O12

13

C11H17N3O




1H-RMN (MeOD, 300.13 MHz): 1.47-1.56 (m, 3H, H4+2H5), 1.78

(s, 3H, H13), 1.86-2.03 (m, 4H, H3+ H4+2H6), 2.12-2.15 (m, 1H, H3),

3.97-4.13 (m, 2H, H1+H2), 6.96 (s, 1H, H11), 7.20 (s, 1H, H10), 7.73

(s, 1H, H8)

Condiciones de HPLC: Columna Chiralcel OD-H hexano/2-

propanol 90:10, 0.8 mL/min, 30 ºC, tR = 16.3 min, 21.7 min

Capítulo 4

281

rac-N-[trans-2-(1H-Imidazol-2-il)ciclohexil]-2-metoxiacetamida 58b

N N

NH1

23

4

5

6

87

9

1011

O12

13

O14

15

C12H19N3O2

Semisólido blanquecino



1H-RMN (MeOD, 300.13 MHz): 1.38-1.52 (m, 3H, 2H4+H5),

1.71-1.91 (m, 3H, H5+2H6), 2.08-2.16 (m, 2H, 2H3), 3.21 (s, 3H,

H15), 3.59 (d, J= 15.4, 1H, H13), 3.76 (d, J= 15.1, 1H, H13), 3.85-3.93

(m, 1H, H1), 4.05-4.17 (m, 1H, H2), 6.49 (d, J= 9.1, 1H, NH), 6.99

(d, J= 10.8, 2H, H10+H11), 7.47 (s, 1H, H8)



Parte Experimental

282

rac-trans-2-(1H-Imidazol-2-il)ciclopentilcarbamato de terc-butilo 60a

N N

NH1

23

4

5

6

8

7

910

OO12

11 13

14

C13H21N3O2

Aceite incoloro translúcido



1H-RMN (MeOD, 300.13 MHz): 1.41 (s, 9H, H14), 1.58-1.70 (m,

1H, H4), 1.85-1.98 (m, 2H, H4+H5), 2.00-2.08 (m, 1H, H5), 2.12-2.20

(m, 1H, H3), 2.23-2.35 (m, 1H, H3), 4.07 (c, J= 6.3, 1H, H1), 4.30-

4.36 (m, 1H, H2), 7.01 (s, 1H, H10), 7.25 (s, 1H, H9), 7.73 (s, 1H, H7)



Capítulo 4

283

rac-trans-2-(1H-Imidazol-2-il)ciclohexilcarbamato de terc-butilo 60b

NN

NH1

23

4

5

6

87

9

1011

OO 1213

14 15

60b

C14H23N3O2

Semisólido blancuzco



1H-RMN (MeOD, 300.13 MHz): 1.33 (s, 9H, H15), 1.41-1.54 (m,

2H, 2H5), 1.89-2.13 (m, 5H, 2H3+H4+2H6), 3.65-3.70 (m, 1H, H1),

3.85-3.93 (m, 1H, H2), 6.95 (s, 1H, H11), 7.17 (s, 1H, H10), 7.65 (s,

1H, H8)

Condiciones de HPLC: Columna Chiralcel AS hexano/2-propanol


Parte Experimental

284

rac-trans-2-(1H-Imidazol-2-il)ciclohexil metasulfonato 65

NN

O1

23

4

5

6

87

9

1011

12

13

S OO

14

C10H16N2O2S

Sólido blanco


Rf: 0.55 (10% MeOH/CH2Cl2)

1H-RMN (MeOD, 300.13 MHz): 1.36-1.51 (m, 2H, H4), 1.60-1.73

(m, 1H, H5), 1.80-1.90 (m, 3H, H5+2H6), 2.33 (s, 3H, H14), 3.95-4.04

(m, 1H, H1), 4.47-4.55 (m, 1H, H2), 7.06 (d, J= 12.5, 2H, H10+H11),

7.63 (s, 1H, H8)

13C-RMN (MeOD, 75.5 MHz): 23.7 (C5), 24.2 (C4), 32.0 (C3),

33.2 (C6), 36.7 (C14), 59.6 (C2), 83.7 (C1), 116.8 (C11), 129.4 (C10),

136.9 (C8)

Capítulo 4

285

rac-trans-1-(2-Azidociclohexil)-1H-imidazol 66

N N

N31

23

4

5

6

87

9

1011

C9H13N5

Aceite translúcido incoloro


Rf: 0.44 (10% MeOH/CH2Cl2)

1H-RMN (CDCl3, 300.13 MHz): 1.52-1.66 (m, 3H, 2H4+H5),

1.80-1.97 (m, 3H, H5+2H6), 2.07-2.25 (m, 2H, H3), 4.10 (d, J= 2.9,

1H, H2), 4.39 (dt, J= 12.5, 1H, H1), 7.02 (s, 1H, H11), 7.27 (s, 1H,

H10), 7.78 (s, 1H, H8)

13C-RMN (MeOD, 75.5 MHz): 21.0 (C5), 26.4 (C4), 28.0 (C6),

30.9 (C3), 60.0 (C1), 65.2 (C2), 120.2 (C10), 129.2 (C11), 137.6 (C8)

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