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Tesis Doctoral

Deshidratación osmótica de tejido deDeshidratación osmótica de tejido demanzana: influencia de la naturaleza delmanzana: influencia de la naturaleza del

agente osmótico y de la actividad de agua enagente osmótico y de la actividad de agua enla estructura, las propiedades reológicas y lala estructura, las propiedades reológicas y la

movilidad molecular del aguamovilidad molecular del agua

Vicente, Sebastián

2016-03-03

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Vicente, Sebastián. (2016-03-03). Deshidratación osmótica de tejido de manzana: influencia dela naturaleza del agente osmótico y de la actividad de agua en la estructura, las propiedadesreológicas y la movilidad molecular del agua. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales.Universidad de Buenos Aires.Cita tipo Chicago:

Vicente, Sebastián. "Deshidratación osmótica de tejido de manzana: influencia de la naturalezadel agente osmótico y de la actividad de agua en la estructura, las propiedades reológicas y lamovilidad molecular del agua". Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad deBuenos Aires. 2016-03-03.

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UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES

Facultad de Ciencias Exactas y Naturales

Departamento de Industrias

Deshidratación osmótica de tejido de manzana: Influencia de la naturaleza del

agente osmótico y de la actividad de agua en la estructura, las propiedades

reológicas y la movilidad molecular del agua.

Tesis presentada para optar al título de Doctor de la Universidad de Buenos Aires

en el área Química Industrial

Sebastián Vicente

Directora de tesis: Dra. Andrea Bibiana Nieto

Consejera de estudios: Dra. Stella Maris Alzamora

Buenos Aires, 2015

Deshidratación osmótica de tejido de manzana: Influencia de la naturaleza del

agente osmótico y la actividad de agua en la estructura, las propiedades reológicas

y la movilidad molecular del agua.

Se evaluaron los efectos causados por el proceso de deshidratación osmótica con

soluciones de glucosa, trehalosa, jarabe de maíz de alta maltosa y maltosa, para alcanzar

actividades de agua (aw) en equilibrio de 0,97 y/o 0,94 en el tejido parenquimático de manzana.

La estructura (estudiada mediante microscopía óptica y electrónica de transmisión),

las propiedades reológicas (estudiadas a altas y bajas deformaciones) y la movilidad molecular

del agua (estudiada mediante espectros de 1H–RMN) de la manzana fueron significativamente

afectadas por los tratamientos.

Los tejidos deshidratados presentaron una textura más blanda y deformable que los

frescos y perdieron dureza y su estado crujiente. Las propiedades de compresión cambiaron

abruptamente luego del tratamiento de deshidratación a aw 0,97, mientras que la reducción de

la aw hasta 0,94 produjo una respuesta más similar a la de las muestras frescas.

Luego de la ósmosis, los módulos G’ y G’’ indicaron una estructura que conservaba su

comportamiento de gel débil.

La deshidratación provocó un aumento de las capacitancias nombradas J0, J1 y J2 y de

la fluidez 1/N de las matrices.

Fue posible determinar una fuerte disminución en la movilidad del agua debido al

descenso de humedad en el tejido. La relajación de los protones del agua exhibió un

comportamiento bi y triexponencial, que indicó la presencia de poblaciones de agua de

diferente movilidad.

La naturaleza del agente osmótico empleado y el nivel de aw alcanzado influyeron en el

comportamiento frente a la compresión, en la movilidad molecular del agua y en la estructura

de la muestra, mientras que no se distinguieron diferencias físicas en los ensayos a bajas

deformaciones.

Palabras claves: Manzana, ósmosis, azúcares, movilidad molecular del agua, reología, estructura.

Osmotic dehydration in apple tissue: Influence of the nature of the osmotic agent

and the water activity in the structure, the rheological properties and the

molecular mobility of the water.

The effects caused by the osmotic dehydration process with different impregnation

glucose, trehalose, corn syrup high maltose and maltose solutions, reaching equilibrium water

activities (aw) of 0.97 and / or 0.94 in apple parenchyma tissue were evaluated.

The structure (studied by light and transmission electron microscopy), rheological

properties (studied by high and low deformations) and molecular water mobility (studied by 1H

NMR spectra) of apple were significantly affected by treatments.

Dehydrated tissues showed softer and more deformable texture than fresh apples and

lost crispness and hardness. The compression properties of tissue abruptly change after

osmotic dehydration treatment at aw 0.97, while reducing aw to 0.94 resulted in a compression

response similar to the fresh samples.

The behavior of G’ and G’’ modules indicate a weaker gel behavior after osmosis.

Dehydration caused an increase in the J0, J1 and J2 capacitances and the fluidity 1/N

in the matrices.

It was possible to determine a sharp decrease in water mobility due to lower humidity

in the tissue. Water protons relaxation exhibited a bi and triexponential behavior which

indicate the presence of different water mobility populations.

The osmotic agent nature and the aw level reached influenced the performance of

compression, water mobility and structure of the sample, whereas physical differences in low

deformations tests could not be distinguished.

Keywords: Apple, osmosis, sugars, water molecular mobility, rheology, structure.

Agradecimientos

A mi directora, la Dra. Andrea Bibiana Nieto, excelente maestra, agradezco su

inmensa ayuda, guía y dedicación en todo el trabajo de investigación, y sobre todo, por

demostrarme su confianza a lo largo de este tiempo.

A la Dra. Stella Maris Alzamora por brindarme atención, dedicación y apoyo

profesional. Por preocuparse constantemente por el bienestar y crecimiento de la gente de

su grupo, por su confianza, apoyo científico y soportar mis equivocaciones con paciencia.

A mis compañeras y compañeros del laboratorio: Paula, Silvina, Analía, Marcela,

Joaquín Gabriela y Mariana por su amistad y ayuda.

A la Dra María Agueda Castro por su colaboración en los temas relacionados con la

morfología vegetal.

A la Agencia Nacional de Promoción Científica y Tecnológica por el aporte

financiero brindando para la realización de esta tesis.

A la Dra Silvia Resnik, alma máter de mi carrera profesional, por brindarme su

amistad.

A la Universidad de Buenos Aires por permitirme trabajar en sus instalaciones.

A la Dra Ana Pacin por su apoyo y cariño.

A mis compañeras del laboratorio de la Fundación Teresa Benedicta de la Cruz:

Vanesa, Emilia, Gabriela, Daniela y Bernarda.

A Gisela, Airita y Luis.

A mi papá Aquiles y mi mamá Norma.

A Andrea. Gracias por tu amor, tu apoyo y no dejarme renunciar.

A mis hijos Joaquín e Ignacio porque nada tiene sentido si no es con ustedes. Los

quiero.

A Norma y Aquiles A Andrea, Joaquín e Ignacio

ÍÍnnddiiccee

1. OBJETIVOS…………………………………………………………………………….1

1.1. Objetivos generales…………………………………………………………………..3

1.2. Objetivos específicos…………………………………………………………………4

2. INTRODUCCIÓN……………………………………………………………………....5

2.1 Tecnologías de conservación de alimentos…………………………………………...6

2.1.1 Deshidratación osmótica………………………………………………………….7

2.2 Organización interna del cuerpo de las plantas: células, tejidos y órganos………….15

2.2.1 La estructura celular……………………………………………………………..15

2.2.2 La manzana……………………………………………………………………....22

2.3 Examen micro y ultraestructural de los alimentos…………………………………..26

2.4 Propiedades mecánicas de los alimentos…………………………………………….27

2.4.1 Comportamiento reológico de los materiales alimenticios……………………...28

2.4.2 Evaluación instrumental de las propiedades reológicas…………………………30

ensayos reológicos a altas deformaciones……………………………………..31

ensayos reológicos a bajas deformaciones……………………………………33

ensayos oscilatorios dinámicos (Espectros Dinámicos)………………………34

ensayos rotatorios (Fluencia – Recuperación)………………………………...37

2.5 Movilidad molecular del agua……………………………………………………….45

2.5.1 Principios básicos de la Resonancia Magnética Nuclear (RMN)………………..45

2.5.2 Movilidad molecular del agua en los sistemas alimenticios…………………….53

2.6 Relación entre los cambios en la estructura, las características reológicas y la

movilidad molecular del agua de los tejidos vegetales producidos por los tratamientos

osmóticos…………………………………………………………………………….53

3. MATERIALES Y MÉTODOS………………………………………………………..60

3.1. Materia prima……………………………………………………………………….61

3.2. Preparación del material…………………………………………………………….61

3.3. Tratamientos de deshidratación e impregnación con agentes osmóticos……….......63

3.4. Determinación de la actividad de agua……………………………………...............66

3.5. Determinación del contenido de humedad……………………………….................66

3.6. Determinación del contenido de sólidos solubles……………………......................67

3.7. Determinación del pH……………………………………………………….............67

ÍÍnnddiiccee

3.8. Determinación instrumental de las propiedades mecánicas a altas deformaciones:

ensayos de compresión……………………………………………………………...67

3.9. Determinación instrumental de las propiedades mecánicas a bajas deformaciones:

ensayos oscilatorios dinámicos y rotatorios………………………………………...70

3.9.1. Ensayos oscilatorios dinámicos (Espectros Dinámicos)…………..……............71

3.9.2. Ensayos rotatorios (Fluencia – Recuperación)……………………………….....72

3.10. Determinación de la movilidad del agua……………….......................................74

3.11. Características micro y ultraestructurales………………………………………..76

3.12. Análisis estadístico de los datos…………………………..……………………..78

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN………………………………………………………80

4.1. Tratamientos osmóticos…………………………………………………………….81

4.2. Propiedades reológicas del tejido de manzana a altas deformaciones……………...84

4.2.1. Curvas experimentales fuerza vs distancia de compresión y parámetros

mecánicos……………………………………………………………………….84

Tejidos de manzana fresca……………………………………………………...84

Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97……90

Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94........94

4.2.2. Comparación del comportamiento mecánico a altas deformaciones de los tejidos

frescos y los osmotizados a aw 0,97y aw 0,94…………………………………..98

4.3. Propiedades reológicas del tejido de manzana a bajas deformaciones.……………105

4.3.1. Ensayos oscilatorios…………………………………………………………...105

4.3.1.1. Espectros dinámicos: curvas experimentales y parámetros viscoelásticos….105

Tejidos de manzana frescos………………………………………………...…105

Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97…..111


4.3.1.2. Estimación de las diferencias en los parámetros viscoelásticos obtenidos a

bajas deformaciones entre los tejidos frescos y los osmotizados a aw 0,97 y aw

0,94………………………………………………………………………….119

4.3.2. Ensayos rotatorios……………………………………………………………..127

4.3.2.1. Curvas de fluencia - recuperación y parámetros viscoelásticos…………..…127

Tejidos de manzana frescos…………………………………………………...127

ÍÍnnddiiccee

Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97..…134


4.3.2.2. Comparación del comportamiento de fluencia entre los tejidos frescos y los

osmotizados a aw 0,97 y aw 0,94…………………………………………..143

4.4. Movilidad molecular del agua en tejidos de manzana……………………………..155

4.4.1. Ensayos de 1H-RMN: Curvas de relajación obtenidas mediante la secuencia

de pulsos CPMG……………………………………………......................155

Tejidos de manzana frescos……………………………..…………………….155


Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94......166

4.4.2. Análisis comparativo de los parámetros de las curvas de relajación

transversal del protón para los distintos tratamientos osmóticos en soluciones

acuosas de aw 0,97 y aw 0,94………………………………………………170

4.5. Caracterización micro y ultra estructural de los tejidos de manzana frescos y tratados

en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97 y aw 0,94…………………………...177

4.5.1. Observaciones microscópicas………………………………………………….177

Tejidos de manzana frescos…………………………………………………...177



4.5.2 Relación entre la estructura, el comportamiento reológico de los tejidos y la

movilidad del agua…………………………………………………………………..192

5. CONCLUSIONES……………………………………………………………………197

6. BIBLIOGRAFÍA…………………………………………………………………….. 201

7. ANEXO…………………………………………………………………...ver cd adjunto

1. OBJETIVOS

OObbjjeettiivvooss

2

Las frutas constituyen una categoría importante de alimentos en términos de

consumo, contribución nutricional (especialmente por su aporte de fibra, vitaminas,

minerales y sustancias de acción antioxidante) y atributos sensoriales.

El carácter perecedero de las frutas ocasiona inconvenientes en su comercialización

y consumo en fresco. Es importante resaltar el interés social y económico en desarrollar

tecnologías de conservación que permitan a los sectores agrícolas e industriales mejorar las

condiciones de almacenamiento, distribución y conservación de estos productos,

minimizando los cambios que disminuyen sus características de frescura y manteniendo

sus atributos de calidad nutricional, organoléptica y microbiológica.

La deshidratación osmótica es una operación que se aplica en la industria

alimenticia y forma parte de las tecnologías de procesamiento de frutas y vegetales. Dicha

operación puede utilizarse como paso previo al secado por métodos convencionales, tales

como el secado por convección forzada y la liofilización, o bien antes de la congelación,

con el objetivo de mejorar la calidad del producto final. Los pretratamientos osmóticos

resultan en una deshidratación baja o media, previenen el encogimiento excesivo durante el

secado y mejoran la rehidratación de los tejidos. El tratamiento osmótico también puede

emplearse en una única etapa de un proceso industrial para la obtención de productos de

alta humedad, con aw reducida hasta aproximadamente 0,93-0,97 y con una vida útil

comercialmente aceptable, o bien para conservar las frutas previo a la elaboración de

mermeladas y pulpas.

En la deshidratación osmótica se producen procesos de transferencia de masa donde

la efectividad de la remoción de humedad y la incorporación de sólidos dependen de la

resistencia al transporte y a los factores que afecten a las fuerzas impulsoras. El peso

molecular y/o la carga iónica de los agentes de impregnación utilizados son algunos de los

factores a tener en cuenta, ya que afectan la cinética de remoción de agua, la ganancia de

sólidos, el contenido de agua en el estado de equilibrio y el tiempo requerido de

tratamiento para llegar a este estado. Los niveles de remoción de agua e incorporación de

sólidos en un alimento pueden ser controlados mediante la selección del tipo de soluto y su

concentración y por la regulación de los parámetros del proceso de ósmosis. Los agentes de

impregnación más comúnmente utilizados en frutas son los jarabes de almidón hidrolizado,

las maltodextrinas, el sorbitol, el glicerol y el disacárido sacarosa. Según un trabajo

publicado por Ferrando y Spiess (2001), los disacáridos cumplen un rol importante en la

preservación de la funcionalidad de las membranas celulares. Entre ellos se encuentran la

OObbjjeettiivvooss

3

trehalosa y la maltosa, que han presentado mayor eficiencia que la sacarosa en mantener la

integridad de membranas.

En frutas la textura es uno de los atributos de calidad más importantes. Según la

definición del estándar internacional ISO 5492 del año 1992: “La textura está dada por

todos los atributos mecánicos, geométricos y de superficie de un producto que se perciben

por medio de receptores mecánicos, táctiles, y cuando corresponde, auditivos y visuales”.

La estructura de los materiales se manifiesta a través de sus propiedades reológicas, las que

dependen del ordenamiento que adquieren los distintos elementos estructurales en el

espacio y sus interacciones.

La aplicación de tratamientos de ósmosis provoca cambios en la textura del tejido,

asociados con modificaciones en sus tres niveles crecientes de organización: molecular

(que abarca los constituyentes químicos y las interacciones entre los polímeros), celular

(que incluye la arquitectura celular y sus interacciones) y órgano (que se refiere a los

arreglos de las células en los tejidos, y puede analizarse mediante ensayos reológicos y

sensoriales). Por ejemplo, algunas modificaciones estructurales que pueden generar

cambios en la textura son: pérdidas de la presión de turgor debido a la ruptura de la

membrana plasmática y del tonoplasto; ruptura y degradación de la laminilla media y

separación de las paredes celulares; ruptura de la pared celular por la solubilización de

polímeros; hinchamiento de las paredes primarias y encogimiento del tejido, entre otros

(Alzamora y col. 2000).

Las frutas están compuestas básicamente por macromoléculas y agua. Por este

motivo es interesante estudiar la movilidad molecular del agua y sus interacciones con las

macromoléculas y los solutos del sistema. Teniendo en cuenta que los protones

provenientes del agua son los constituyentes principales en las determinaciones de los

tiempos de relajación de los protones totales del producto, es posible plantear técnicas de

Resonancia Magnética Nuclear (RMN) para estudiar la movilidad.

1.1 Objetivos generales

El objetivo general de esta tesis fue investigar el comportamiento material de tejido

de manzana (var. Granny Smith) sometido a procesos de deshidratación osmótica

utilizando distintos solutos, mediante el análisis de los cambios micro y ultra -estructurales,

las propiedades reológicas y la distribución del agua, y analizar cómo las diferencias

OObbjjeettiivvooss

4

estructurales provocadas en los tejidos se expresaron en los parámetros viscoelásticos, de

compresión y de movilidad molecular del agua.

1.2. Objetivos específicos

Los objetivos específicos de esta tesis fueron:

Estudiar las propiedades reológicas a altas y bajas deformaciones y la movilidad

del agua de muestras de manzana sometidas al proceso de deshidratación

osmótica hasta alcanzar niveles de aw de 0,97 o 0,94, utilizando glucosa,

trehalosa, jarabe de maltosa y/o maltosa como agentes de ósmosis.

Describir matemáticamente cuando fuera posible las distintas curvas

instrumentales (curvas de esfuerzo-deformación, curvas de fuerza-tiempo,

curvas de fluencia, espectros de frecuencia y curvas de los tiempos de relajación

de los protones del agua de las muestras) para obtener una descripción completa

de la conducta mecánica y de la movilidad molecular del agua generada por los

procesos osmóticos.

Observar los cambios en las características estructurales de los tejidos

sometidos a los tratamientos de deshidratación osmótica mediante microscopía

óptica y microscopía electrónica de transmisión.

Integrar los resultados obtenidos en los ítems anteriores con el objetivo de

adquirir un mejor conocimiento de las relaciones estructura – textura –

distribución del agua de las frutas y aportar a la optimización de la tecnología

de procesamiento osmótico.

2. INTRODUCCIÓN

IInnttrroodduucccciióónn

6

2.1 Tecnologías de conservación de alimentos

Desde el punto de vista microbiológico, la conservación de alimentos implica

básicamente interferir con la homeostasis activa de las células vegetativas y la homeostasis

pasiva de las esporas de microorganismos que intervienen en la deterioración, para inhibir

su crecimiento, acortar su sobrevivencia y/o causar su muerte. Las tecnologías más

corrientes de preservación de alimentos pueden clasificarse según su modo de acción sobre

los microorganismos (López-Malo y col., 2000):

disminución o inhibición del crecimiento microbiano utilizando factores

tradicionales tales como baja temperatura (refrigeración y congelación), reducción

de la actividad de agua (aw), acidificación, fermentación, empaquetamiento en

atmósferas controladas o modificadas, adición de conservadores antimicrobianos o

compartimentalización de emulsiones de agua en aceite.

inactivación de microorganismos por aplicación de calor (esterilización o

pasteurización), radiaciones ionizantes, altas presiones hidrostáticas, pulsos

eléctricos, pulsos luminosos, campos magnéticos, ultrasonido o adición de enzimas

(lisozima).

prevención de la entrada de microorganismos al alimento utilizando envasado o

manejo aséptico del alimento, empaquetamiento, centrifugación o filtración.

La aplicación de estas tecnologías puede dañar y/o alterar y disminuir la calidad

sensorial los alimentos. Además en el mercado actual es cada vez mayor la tendencia de

los consumidores a aumentar sus exigencias en los requerimientos en el desarrollo de

tecnologías de conservación, deseando productos nutricionalmente saludables, frescos, de

alta calidad (mejor sabor, olor, textura y apariencia), más naturales (con características

sensoriales que reflejen una mínima intervención de los procesos industriales), con

inocuidad química y microbiológica y que a su vez tengan una larga vida útil y sean fáciles

de almacenar. Se suma a ello una mayor inclinación a comer fuera de los hogares y en

locales de comidas rápidas. Para responder a estas exigencias se deben emplear

procesamientos leves, disminuir el uso de aditivos artificiales, disminuir los contenidos de

sal, grasa y azúcar y eliminar los microorganismos contaminantes de los alimentos

(Barbosa-Cánovas y col., 2000). Por este motivo, y en lugar de los métodos tradicionales

de preservación, se están utilizando procesos combinados de procesamiento mínimo, o

también llamados tecnología de obstáculos. Los procesos se basan en la se aplicación de

diferentes factores de estrés sobre los microorganismos por la combinación de distintos


7

tratamientos de conservación (Mastrángelo y col., 2000), a diferencia de las tecnologías

convencionales, en las cuales la conservación de alimentos se basa generalmente en una

sola técnica aplicada drásticamente. Algunos de los factores utilizados para el diseño de los

procesos combinados de preservación de fruta cortada son: lavado, tratamiento térmico

suave (escaldado o llenado en caliente), leve reducción de la actividad de agua (aw 0,93-

0,98) mediante la adición de solutos, control del pH (pH 3,0-4,1), adición de iones Ca2+ y

agregado de conservadores (por ejemplo, sorbato de potasio, dióxido de azufre, etc.).

Ninguno de estos factores usados individualmente a igual nivel sería letal para los

microorganismos. Al aplicarse una combinación de factores en forma leve se evita el

desarrollo de microorganismos y alteraciones fisicoquímicas y se obtiene un producto final

de mayor calidad (Alzamora y col., 1995; 2000).

Las frutas y vegetales que luego de ser sometidos a algún proceso mantienen sus

atributos de calidad similares a la de los productos frescos se denominan mínimamente

procesados. Estos productos deben mantener las características de frescura y a su vez

deben poseer una vida útil conveniente, asegurando un nivel apropiado de inocuidad y de

valor nutricional. Por lo tanto las operaciones de manipulación, de procesamiento y

almacenamiento deben ser seleccionadas cuidadosamente (Palou y col., 2000).

2.1.1 Deshidratación osmótica

El proceso de deshidratación osmótica (DO) se basa en un fenómeno natural, no

térmico ni destructivo de difusión a través de las membranas celulares (Torreggiani, 1995).

Es un método que se emplea desde hace mucho tiempo que se lo sigue mejorando y

adecuando a las necesidades actuales y a las de cada matriz alimentaria.

La deshidratación osmótica consiste básicamente en la remoción del contenido de

agua del producto con un aumento simultáneo de sólidos por efecto de la presión osmótica.

Esta técnica se realiza por inmersión de un alimento sólido (entero o en trozos) en una

solución hipertónica de uno o más solutos (agente deshidratante) por un cierto tiempo y

temperatura específicos (Bianchi y col., 2009). Por lo tanto, se reduce el contenido de

humedad hasta un 50-60 % en base húmeda e incrementar el contenido de sólidos solubles

en trozos de frutas. La DO no se ha considerado tradicionalmente por sí misma como un

proceso de conservación, sino una etapa de pretratamiento a otros procesos como secado

exhaustivos en corrientes de aire caliente (Alvarez y col., 1995; Atarés y col., 2009; Nieto

y col., 1998; Gobbi y col., 2012), congelado (Barat y col., 2001; Dermesonlouoglou y col.,


8

2007), liofilizado (Garcia-Noguera y col., 2012; Hawkes y col., 1978) y liofilizado asistido

por microondas (Wang y col., 2010).

Si bien las frutas osmotizadas no son estables para su conservación, sus

composiciones químicas permiten obtener, luego de los tratamientos tradicionales,

productos finales de buena calidad organoléptica, con mínimos daños por calor y menor

decoloración, incrementos en la retención de volátiles y pigmentos, mejoras en la calidad

textural de los productos rehidratados y reducciones en la carga de agua en los procesos

subsiguientes (Le Maguer y Yao, 1995).

Como se ha mencionado, uno de los factores de conservación que emplean los

procesos combinados es la reducción leve de la actividad de agua (aw) mediante la cual se

obtiene un producto final de humedad alta o intermedia y de buena calidad organoléptica

(Tapia de Daza y col., 1996; Barat y col., 2001). El objetivo principal de la deshidratación

de alimentos es alargar su vida útil mediante la disminución de su contenido en humedad,

reduciendo así la actividad del agua (aw) del producto. Con esta reducción de la aw se

consigue inhibir el crecimiento microbiano y la actividad enzimática, factores responsables

del deterioro de los alimentos.

La eliminación de agua de materiales biológicos sólidos con alto contenido de agua

puede ser obtenida mediante el contacto entre el alimento y una solución concentrada de

solutos solubles. Las diferencias entre los potenciales químicos de la fruta y la solución

establecen una doble transferencia de materia: un flujo de agua desde el producto hacia la

solución junto con sustancias naturales como azúcares, vitaminas y pigmentos (Panarese,

2012), y en sentido opuesto, un flujo de solutos de la solución hacia la fruta (Figura 2.1).

Debido a la selectividad de las membranas biológicas, el agua puede pasar

libremente a través de ellas, mientras que los solutos tienen el paso limitado.

El flujo que genera la pérdida de sólidos nativos por lo general es mucho menos

intenso que el de ganancia de sólidos de la solución, y no se tiene en cuenta en el estudio

de esta operación por ser cuantitativamente despreciable, aunque resulta de interés en lo

que a calidad organoléptica y nutricional se refiere.

Como consecuencia del tratamiento osmótico el producto pierde agua, gana sólidos

solubles y reduce usualmente su volumen.

El transporte de materia no se debe únicamente al mecanismo osmótico sino que

también pueden intervenir de forma acoplada otros mecanismos de transporte, tales como

los mecanismos pseudodifusionales y los mecanismos hidrodinámicos (Chiralt y Fito,

2003).


9

Figura 2.1: Esquema de los procesos de transferencia de masa durante la deshidratación – impregnación con solutos (Adaptado de Bonazzi y col., 1996).

Estos últimos están asociados a los gradientes de presión y a los efectos de la

compresión - relajación del tejido y por lo tanto estarían descriptos por la complejidad y

funcionalidad de la estructura del alimento.

Como la deshidratación – impregnación con solutos es un proceso de transferencia

de masa, la efectividad de la remoción de humedad y la incorporación de sólidos depende

de aquellos factores que afecten la fuerza impulsora y la(s) resistencia(s) al transporte. Por

ejemplo:

la naturaleza del material vegetal. estructura (porosidad), geometría (tamaño,

forma y área superficial).

el tipo agente de impregnación: sales, moléculas de bajo o alto peso

molecular (P.M.).

la concentración de la solución de impregnación.

las condiciones de operación: temperatura, relación másica solución-producto,

agitación, tiempo de inmersión, presión de trabajo.

El factor principal es la naturaleza del material vegetal que puede ser modificada

por la aplicación de otros pretratamientos. Nieto y col. (2004) han observado una gran

variabilidad en la cantidad de azúcares y de agua intercambiadas en frutas de distintas

Pérdida de agua

Ganancia de sólidos

Pérdida de sólidos nativos

Alimentos

Solución acuosa concentrada


10

especies. La estructura y porosidad del tejido (compactabilidad, espacios intercelulares,

composición química a nivel molecular y de macromoléculas, estadio de madurez, etc.)

producen la variabilidad observada en el estado final de los productos a los que se les

aplicaron las mismas condiciones de ósmosis. En los tejidos celulares existen tres caminos

para la transferencia de masa en los tejidos celulares: el transporte apoplástico

(movimiento del material dentro del volumen extracelular, incluidas las paredes celulares);

el transporte simplástico (transporte de material entre células vecinas a través de los

plasmodesmos) y el transporte a través de la membrana plasmática o plasmalema (Le

Maguer y Yao, 1995).

Los flujos de materia que se producen a través de tejidos tienen una alta

complejidad y heterogeneidad. La estructura del tejido tiene un gran protagonismo en los

fenómenos de transporte, ya que con una estructura compartimentada y con espacios

intercelulares que aportan una fase gas provocan el acoplamiento de los distintos

mecanismos de transporte comentados anteriormente (Aguilera y col., 2003).

La pérdida de agua y la ganancia de sólidos de la muestra también dependen del

tamaño (Lerici y col., 1985) y de la geometría (Monsalve – González y col., 1993) de la

muestra de tejido vegetal. Los sólidos de mayor tamaño se deshidratan más lentamente

debido a la relación entre la longitud y la difusión del agua. La forma del material también

es importante, a mayor proporción de la relación área superficial – longitud mayor

ganancia de sólidos y pérdida de peso.

El tipo de agente de impregnación utilizado, su peso molecular y/o carga iónica

afectan fuertemente la cinética de remoción de agua, la ganancia de sólidos, el contenido

de agua en el equilibrio y el tiempo necesario para llegar a este valor.

Los solutos más comúnmente utilizados son sacarosa, glucosa y cloruro de sodio.

También se han utilizado otros solutos como glicerol, fructosa, jarabe de maíz, sorbitol,

dextrosa y lactosa. La elección de los solutos de ósmosis se orienta de manera tal que

permitan una remoción máxima de agua, óptimas propiedades sensoriales, adecuada

impregnación del alimento y mínimo costo del soluto.

Si se emplean solutos de alta masa molecular se favorece el proceso de

deshidratación y la pérdida de peso. Los azúcares de bajo PM como por ejemplo: glucosa,

fructosa, sorbitol, etc., favorecen la toma de azúcar por la alta velocidad de penetración de

las moléculas en las muestras (Torreggiani, 1995).

Saurel y col. (1994) estudiaron los fenómenos de transferencia de masa durante la

deshidratación osmótica de tejidos de manzana Granny Smith frescas en distintas


11

condiciones de: temperatura, tiempo de proceso, peso molecular y concentración de los

solutos de impregnación. Utilizaron etilenglicol y polietilenglicol como agentes de

ósmosis. De todas las variables estudiadas, el factor dominante que influyó en la

transferencia de solutos fue el peso molecular del agente de ósmosis. Los solutos de alto

peso molecular favorecieron la deshidratación debido a las diferencias marcadas de

concentración de solutos entre la superficie y el interior del producto.

Bolin y col. (1983) y Lewicki y col. (2000) realizaron deshidrataciones osmóticas

en muestras de manzanas empleando soluciones de sacarosa y jarabe de fructosa de maíz y

sacarosa respectivamente. Estos autores sostienen que la penetración de las sustancias

osmo-activas como los azúcares es un proceso superficial. El azúcar penetra a una

profundidad de entre 2-3 mm mientras los cambios en el contenido de agua son observados

a profundidades de 5 mm. La toma de la sustancia osmo-activa da como resultado una

concentración de sólidos en las capas superficiales la cual provoca una resistencia

adicional a la transferencia de masa.

La trehalosa presenta muchas propiedades interesantes y un alto potencial para ser

aplicado en la industria alimenticia, particularmente en los alimentos secos o congelados.

(Patist y Zoerb, 2005).

La trehalosa es un disacárido no reductor ( -D-glucopiranosil-(1 1)- -D-

glucopiranósido, C12H22O11; PM = 342,3). Es un isómero químico de otros agentes como la

maltosa y sacarosa pero presenta un enlace glucósido , -(1 1) que hace que sea una

molécula mucho más flexible que la de otros disacáridos para formar uniones de hidrógeno

con otras biomoléculas (figura 2.2).

Figura 2.2: Estructura molecular de la trehalosa

La trehalosa se encuentra en altas concentraciones en organismos adaptados a

condiciones de sequía extrema (Müller y col., 1995; Iordachescu y Imai, 2008).

Recientemente una compañía japonesa ha desarrollado un método enzimático de

producción de trehalosa con grado alimenticio a partir de almidón, siendo lo


12

suficientemente barato como para ser incorporada en la industria. En enero de 2013, los

Ministerios de Salud y Agricultura de la Nación Argentina, a través de la Administración

Nacional de Medicamentos, Alimentos y Tecnología Médica incluyeron a la trehalosa en el

Código Alimentario Argentino (CAA)

(www.infoleg.gov.ar/infolegInternet/anexos/205000-209999/208278/norma.htm).

Asimismo la Administración de Drogas y Alimentos de Estados Unidos (FDA) ha

clasificado a la trehalosa con el estatus de “Generalmente Reconocida como Segura”

(GRAS). Por lo tanto es pertinente el desarrollo de aplicaciones que incluyan a la trehalosa

como ingrediente en la producción de alimentos.

Se han propuesto varios mecanismos por los cuales la trehalosa produce un efecto

protector sobre algunas estructuras biológicas (Buera y col., 2005). Una de las hipótesis

propone que la trehalosa se estructura de tal manera que se asemeja a varias moléculas de

agua superpuestas. Se supone que gracias a esto cumpliría una función de barrera que

protegería la estructura de la célula de la deformación. Colla y col. (2010) han sugerido que

las uniones de hidrógeno entre la trehalosa y los grupos polares de los fosfolípidos

contribuyen a preservar la integridad de las membranas. A medida que los tejidos se

deshidratan estas interacciones reemplazan a aquellas en las que participaba el agua en la

interface membrana – líquido, manteniendo los grupos polares hidratados y previniendo a

las biomembranas de una transición de fase lamelar a una fase gel (Patist y Zoerb, 2005).

Una segunda hipótesis se refiere a la habilidad de la trehalosa de formar una

estructura vítrea durante un proceso de remoción de agua. Los sólidos amorfos vítreos son

materiales meta – estables que se encuentran en un estado de no equilibrio. En este estado

los cambios estructurales ocurren muy lentamente debido a la restricción de los

movimientos moleculares. La trehalosa estaría interviniendo y estabilizando en forma

específica las membranas biológicas frente a un proceso de deshidratación. Sin embargo,

Crowe y col. (1998) reportaron que la vitrificación de la estructura es necesaria para

mejorar la estabilidad de enzimas y liposomas, pero también es necesaria la formación de

uniones de hidrógeno entre los disacáridos y los biomateriales.

Dermesonlouoglou y col. (2007) analizaron los efectos producidos por los agentes

de ósmosis: glucosa, oligofructosa y oligofructosa/trehalosa, sobre la calidad de tomates

inmediatamente después de ser tratados y durante el almacenamiento en congelación. Los

autores observaron que con glucosa los tratamientos mostraron valores bajos de pérdida de

agua y con la mezcla de oligofructosa/trehalosa mostraron los valores menores de ganancia

de sólidos.


13

Atarés y col. (2009) estudiaron los efectos de distintos agentes de impregnación en

el desarrollo del perfil composicional de manzanas osmóticamente deshidratadas. Se

reportó un aumento en la resistencia a la transferencia de masa en los tejidos deshidratados

con soluciones de trehalosa, tanto en las muestras recién tratadas como en las almacenadas

en bajas temperaturas por 7 días. Los autores atribuyeron estos efectos a los cambios

inducidos por la trehalosa en la permeabilidad de las membranas celulares a través de la

interacción de sus componentes.

La maltosa (4 O -D-glucopiranosil-(1 4)-D-glucopiranósido, C12H22O11;

PM = 342,3) es un disacárido no reductor por lo que tampoco toma parte en las reacciones

de Maillard (Figura 2.3)

Figura 2.3: Estructura molecular de la maltosa

Forni y col. (1997) y Torregiani (1995) aplicaron tratamientos de deshidratación

osmótica combinados con secado y congelado en kiwis y damascos. Las frutas

almacenadas e impregnadas con maltosa como agente de ósmosis presentaron los efectos

de mayores protecciones en la retención del ácido ascórbico y en la estabilidad del color

comparadas con las frutas tratadas con otros agentes como la sacarosa. Los autores

propusieron que los dos fenómenos son causados por la reducción de la actividad de una

enzima fenolasa que estaría relacionada con el bajo nivel de daño estructural del tejido

provocado durante el secado.

Pani y col. (2010) estudiaron los mecanismos complejos de la pérdida de agua en

pulpa de manzana expuesta a deshidrataciones osmóticas con diferentes soluciones de

azúcares. La comparación entre los jarabes, de la misma aw, mostró que la maltosa es más

efectiva que la sacarosa y que una solución de sacarosa, glucosa y fructosa en reducir la

humedad relativa de la muestra. Los autores consideraron que la maltosa cuenta con una

mayor actividad termodinámica que el resto de los azúcares analizados.

Ferrando y Spiess (2001) estudiaron la influencia de los azúcares en los cambios

estructurales del tejido de frutilla y cebolla producidos por la deshidratación osmótica.

Como agentes osmóticos utilizaron sacarosa, maltosa y trehalosa que son disacáridos de

igual peso molecular. La maltosa y la trehalosa mostraron efectos de protección sobre las


14

membranas plasmáticas de las células del tejido epidérmico de cebolla, manteniendo sus

propiedades de barrera indicado por la baja difusibidad del agua. Durante el proceso de

rehidratación la trehalosa jugó un papel fundamental en el tejido de cebolla. Por el

contrario las células parenquimáticas de frutilla no resultaron susceptibles a ningún efecto

protector sobre sus membranas.

Una alta concentración de la solución de impregnación favorece la

deshidratación antes que la ganancia de sólidos (Sereno y col., 2001). Cuanto mayor sea la

diferencia de concentraciones entre la fruta y la solución, mayor será la diferencia de

presión osmótica y se favorece un flujo rápido de agua a través de las membranas celulares

hasta alcanzar un punto de equilibrio

Con el aumento de la temperatura del sistema de ósmosis las paredes celulares de

los tejidos aumentan su permeabilidad, disminuye la selectividad de las membranas y la

solución osmótica aumenta su fluidez y la velocidad de transferencia de masa se

incrementa. Los datos reportados por Pointing y col. (1966), Torreggiani y col. (1995) y

por Salvatori y Alzamora (2000) demuestran que por encima de 45 °C en las frutas

comienzan a tener lugar reacciones de deterioro del “flavor” y de pardeamiento enzimático.

Según el trabajo publicado por los autores Lenart y Flink (1984) la relación

muestra – jarabe afecta la pérdida de agua y ganancia de sólidos. En el proceso se utiliza

una alta relación muestra – jarabe para minimizar el efecto de la dilución de la solución de

inmersión por el agua proveniente de la deshidratación de la fruta.

En un proceso de ósmosis que se desarrolla en un sistema de agitación continuo se

favorece la velocidad de deshidratación. Un nivel de agitación adecuado asegura la

minimización de la resistencia a la transferencia de masa en la soluciones y es uno de los

factores claves de la efectividad del proceso.

El tiempo que toma una determinada muestra para llegar a un estado de equilibrio

en el sistema depende del tipo de soluto empleado en la solución o de las condiciones de

presión del sistema.

La razón de la aplicación del proceso de DO como pretratamiento está relacionado

no solo con la modificación de la composición química de las frutas y vegetales a través de

la pérdida simultánea de agua y la incorporación de sólidos, sino que esta transformación

resulta interesante desde el punto de vista del mejoramiento de la calidad (Nieto, 2004).

permite el agregado de solutos de interés nutricional o sensorial e incorporar

ingredientes y aditivos.

estabiliza pigmentos y al producto en el período de almacenamiento.


15

limita la introducción de SO2 para disminuir reacciones de pardeamiento y

oxidación.

mejora la rehidratación del alimento y tiene un efecto protector sobre la

estructura del tejido durante el secado en convección forzada, congelación o

liofilización posteriores, limitando el colapso y la disrupción celular.

permite el uso de temperaturas de operación moderadas y la remoción de agua

del alimento sin cambio de fase.

se obtiene un producto más blando y dulce que la fruta secada

convencionalmente sin ningún tratamiento previo.

Todos estos resultados demuestran la importancia en la elección de los agentes de

ósmosis y que los efectos específicos de la solución deben ser tenidos en cuenta en los

procesos de deshidratación osmótica de las frutas.

Por otra parte, la deshidratación osmótica presenta una serie de ventajas frente a

otras técnicas de secado convencionales, como son el bajo consumo de energía, la mayor

conservación del contenido en nutrientes y la prevención de la alteración del sabor y el

color asociada al pardeamiento enzimático.

A pesar de sus ventajas la DO todavía cuenta con restricciones para ser

implementada a nivel industrial, tanto en el diseño de los equipos como en el de los

procesos.

2.2 Organización interna del cuerpo de las plantas: células, tejidos y órganos

2.2.1 La estructura celular

La célula es una unidad dinámica que se encuentra en intercambio permanente con el

medio circundante, es un sistema abierto, que si bien sufre modificaciones, esencialmente

posee una organización común.

Las células vegetales cuentan con una envoltura rígida llamada pared celular que

rodea un citoplasma delimitado por una membrana (plasmalema), un núcleo y una gran

vacuola central, rodeada de otra membrana (tonoplasto) que la separa del citoplasma

(figura 2.4).


16

Figura 2.4: Diagrama de una célula parenquimática vegetal. Las flechas indican las vías de transporte del agua.

El citoplasma es complejo en su organización estructural y se separa en dos fases,

una contenida dentro del sistema de membranas que da origen a las organelas y la otra

situada por fuera, que contituye la matriz citoplasmática o citosol. Los órganos

citoplasmáticos son: plástidos, mitocondrias, ribosomas, aparato de Golgi, retículo

endoplasmático y vacuola. El citosol consiste en una emulsión coloidal muy fina de

moléculas orgánicas y otras sustancias solubles en agua, iones y agua que es el componente

mayoritario (85 – 90 %). Se encuentra en estado de sol o de gel, de aspecto granuloso y

permite proveer un medio para el desarrollo de los procesos citoplasmáticos.

El núcleo contiene la mayor cantidad de ADN. El carioplasma es la matriz nuclear,

es el medio semilíquido del núcleo en el que se encuentran sumergida la cromatina

(proteínas y ARN) y los nucléolos (proteínas y ADNr). La carioteca es la envoltura nuclear

que rodea al carioplasma, es compuesta por dos membranas que en determinados puntos se

fusionan y forman poros nucleares que permiten la comunicación con el citoplasma celular.

Pared celular

Retículo endoplasmático

Núcleo

Mitocondria

Cloroplasto

Campo 1° de puntuación

Plasmodesmos

Aparato de Golgi

Vacuola central

Laminilla media

Membrana plasmática

Ribosomas

Microtúbulos

50 - 500 m

Transporte simplástico

Transporte apoplástico

Transporte transmembrana


17

La vacuola es un componente importante del protoplasto. Ocupa más del 90 % del

volumen de casi todas las células vegetales adultas. Contiene agua y una variedad de

sustancias orgánicas e inorgánicas (iones, azúcares, proteínas, ácidos orgánicos, taninos,

flavonoides y otras sustancias), muchas de las cuales están presentes en estado disuelto, y

que la célula utiliza como sustancias de reserva o digestión, entre otras. La vacuola se

encuentra rodeada por una membrana denominada tonoplasto que tiene permeabilidad

diferencial y controla el transporte de solutos hacia fuera y dentro de la vacuola, lo que

permite regular le potencial hídrico a través de los fenómenos osmóticos y especialmente el

mantenimiento de la turgencia de la célula. El proceso de crecimiento de la célula da lugar

a que las vacuolas aumenten de tamaño, se llenen de líquido y se fusionen formando una

única gran vacuola central. Como resultado el citoplasma queda reducido a una capa fina

comprimido contra la pared celular.

La membrana plasmática o plasmalema está constituida por una bicapa

fosfolipídica fluida, con los grupos hidrófobos orientados hacia el centro y los grupos

hidrofílicos hacia las partes externas de la bicapa (modelo de mosaico fluido propuesto por

Singer y Nicolson, 1972) (figura 2.5). Según las condiciones de temperatura la bicapa

puede pasar de estados sólidos gel a estados líquido mediante transiciones de fase. El

empaquetamiento de los lípidos dentro de la bicapa también afecta a sus propiedades

mecánicas, como su resistencia al estiramiento y flexión. En las membranas existen dos

tipos de proteínas: las proteínas integrales (intrínsecas) que penetran por cada lado de la

membrana y las proteínas periféricas (extrínsecas) flotando en la bicapa lipídica. Las

membranas tienen permeabilidad selectiva, son muy permeables al agua y ciertos gases,

mientras que las moléculas polares tienden a moverse por intermedio de las proteínas de

membrana.

Finalmente, la pared celular se encuentra rodeando externamente al plasmalema.

Permite brindar soporte mecánico a los tejidos vegetales, restringe la distensión del

protoplasto por la vacuola osmóticamente activa y estabiliza el tamaño y la forma de la

célula en la madurez. Participa en los fenómenos de absorción, transpiración, traslado y

secreción (Esau, 1982). La presencia de la pared celular es la característica fundamental

que la diferencia de la célula animal.


18

Figura 2.5: Esquema del modelo de mosaico fluido propuesto por Singer y Nicolson. Fuente: Adaptación de Madigan y col. (1997).

La pared celular de una célula parenquimática es delgada, en promedio (0,1 – 10

m) pero fuerte. Es una estructura altamente organizada y compleja que contiene

aproximadamente 65 % de agua y 35 % de diversos polisacáridos, proteínas y sustancias

aromáticas (tabla 2.1). La composición y el arreglo molecular de los polímeros presentes

en la pared difiere entre especies, entre tejidos de una misma especie, entre células

individuales y también entre regiones de la pared que rodea a un solo protoplasto (Carpita y

Mc Cann, 2000). Los distintos tipos de arreglos de polisacáridos de las de paredes celulares

determinan la textura de un tejido.

El compuesto principal de las paredes de las células vegetales es la celulosa que es

un polímero lineal de unidades de 1,4- -D-glucosa que es insoluble en agua y puede

alcanzar hasta cuatro micras de largo. El marco celulósico es un sistema de fibrillas de

diferente magnitud, las de mayor tamaño pueden observarse mediante microscopía óptica y

se las denomina macrofibrillas. Mediante microscopía electrónica de transmisión pueden

resolverse microfibrillas de aproximadamente 100 Å que son ensamblajes de varias

docenas de las cadenas de glucosa unidas una a otra por enlaces hidrógeno a lo largo de su

longitud. Dentro de las microfibrillas existen secciones conocidas como micelas donde la

celulosa se dispone en un ordenamiento tal que adquiere propiedades cristalinas y por lo

tanto hace que la pared de la célula sea anisótropa. En la figura 2.6 se representa un

esquema de la estructura de la celulosa.

Los glicanos son polisacáridos que, a través de uniones de puente hidrogeno con las

microfibrillas de la celulosa, las pectinas y las ligninas; forman la estructura final de la


19

Tabla 2.1: composición química de la pared celular

Polímero Solubilidad

en aguaa Composición centesimalb

Polisacáridos Celulosa Insoluble 30 Hemicelulosas Xiloglucano Soluble 25 Xilano Soluble 5 Mezcla de glucanos Soluble - Pectinas Homogalacturonano Soluble 15 Rhamnogalacturonano I Soluble 15 Rhamnogalacturonano II Soluble 5 Glicoproteínas Arabinogalactanos proteínas Soluble Variable Extensina Soluble 5

a solubilidad después de la extracción del polímero de la pared. b expresada como porcentaje en base seca. La pared primaria tiene ~ 65 %p/p de agua. Fuente: Jackman y Stanley, 1995.

pared celular. El componente principal de los glicanos es la hemicelulosa, que es un

polímero rígido altamente ramificado con forma de varillas de azúcares neutros como el

xilano, xiloglucano y mezclas de glucanos 1,3 o 1,4 (Carpita y McCann, 2000).

Las glicoproteínas se encuentran presentes en un 5-10 % de la masa seca en las

paredes celulares. A este grupo pertenece la extensina. Las extensinas están uniformemente

distribuidas a través de la pared celular. Se entrecruzan con otros polímeros de la pared

celular y con algunas pectinas y por lo tanto, contribuyen a la integridad de las propiedades

mecánicas de la pared.

La lignina se encuentra en mayor concentración en la pared secundaria, donde la

polimerización y la formación del material que la compone ocurren a expensas del

contenido de agua (Jackman y Stanley, 1995 b).

El término pectinas incluye a las cadenas poligalacturónicas metiladas al 100 % y a

los ácidos poligalacturónicos sin grupos metilo. Están constituidas por unidades de ácidos

-D-galacturónico unidos por enlaces 1,4.

La cadena principal posee segmentos que contienen abundantes restos de L-ramnosa

y, en pequeñas cantidades, se encuentran D-galactanos, L-arabinanos y arabinogalactanos.

Los grupos carboxilo de los restos galacturónicos están esterificados en diferentes

proporciones con metanol y los grupos -OH de las posiciones 2 y 3 pueden estar acetilados

en pequeñas cantidades.


20

Figura 2.6: Estructura de la celulosa. Modificado de Esau (1982).

La presencia de estas sustancias (ramnosa, arabinosa y galactosa) en la cadena

principal tiene como consecuencia una desviación de la cadena produciendo una especie de

zig-zag. Por otro lado, parte de las pectinas está ligada a la celulosa, especialmente en las

paredes celulares, bajo la forma de un complejo insoluble en agua llamado protopectina.

Según los autores Carpita y McCann (2000) la estructura de las pectinas permiten

cumplir varias funciones, como por ejemplo, controlar el tamaño del poro de la pared

celular y proveer carga superficial, la cual regula el pH de la pared y el balance iónico;

contribuir a la adhesión entre paredes celulares de dos células adyacentes, otorgar fuerza

mecánica a la pared celular y ayudar a moléculas de reconocimiento que alertan a las

células de la planta de la presencia de organismos simbióticos, patógenos e insectos.

micelas

laminilla mediapared primaria

pared secundaria con tres capas

macrofibrilla

microfibrilla

molécula de celulosa


21

Son sustancias lábiles al calor y en su ausencia las células de las plantas se separan

fácilmente.

Los autores Carpita y Gibeau (1993) propusieron un modelo de pared celular

dinámica, donde establecieron la existencia de tres dominios independientes que

interactúan entre sí para formar su estructura final (figura 2.7). En este modelo, las

hemicelulosas son el componente principal de unión y se unen fuertemente en una

conformación lineal con las microfibrillas de celulosa.

Figura 2.7: Representación de la pared celular primaria. Fuente: Carpita y Gilbeaut, 1983.

Esto resulta en un dominio de hemicelulosa – celulosa, que representa el 50 – 60 %

del peso seco de la pared. Un segundo dominio está constituido por las sustancias pécticas,

que constituyen el 30 % adicional de la masa de la pared. Frecuentemente el

entrecruzamiento de las cadenas helicoidales de homogalacturonanos de las pectinas de-

esterificadas puede ocurrir por unión por puentes de Ca2+. Las macromoléculas de

rhamnogalacturonano I (RG I) representan la porción de polímeros de pectinas ricas en

cadenas de arabinogalactano, las cuales interrumpen la unión con el Ca2+. Por lo tanto la

matriz péctica controla el tamaño de los poros de la pared. El tamaño y la frecuencia de las

zonas de unión y el tamaño y conformación de las cadenas laterales de RG pueden influir

en la porosidad del gel de pectina. El tercer dominio estructural contiene unidades

Microfibrilla de celulosa

Xiloglucano

Matriz péctica


22

covalentemente entrecruzadas de proteínas estructurales como la extensina, orientadas

radialmente dentro de la matriz de la pared (Jackman y Stanley, 1995 b). Los dominios

estructurales se orientan sobre tres planos distintos. El arreglo de microfibrillas se extiende

sobre el eje transversal, los xiloglucanos y pectinas en el eje longitudinal y la extensina en

el eje radial.

Los plasmodesmos son conexiones citoplasmáticas que se extienden a través de las

paredes celulares de células vecinas. Es un conducto intercelular por el cual se comunican

los plasmalemas de dos células colindantes y que puede influir en la regulación del

transporte de agua, iones y moléculas pequeñas entre células que constituyen la vía de

comunicación simplástica. Además existen otras dos vías para la entrada y salida de agua,

mediante el transporte apoplástico, a través de las paredes celulares y espacios

intercelulares, y mediante el transporte transmembrana en el que intervienen las

acuaporinas (Agre y col., 1998) (figura 2.4).

Los espacios intercelulares se forman entre células adyacentes y crean un sistema

de canales que pueden contener aire.

Por lo tanto la organización ultraestructural de los compuestos polisacáridos de la

pared celular le confiere propiedades que le permiten soportar las tensiones de estrés y el

crecimiento simultáneamente.

Según Bourne (1980) la rigidez y la turgencia percibida de las frutas frescas pueden

ser atribuidas a la presión de turgor de la célula, la cual distiende la vacuola contra la pared

celular elástica. La turgencia de la célula es el resultado de la habilidad de la membrana

celular para controlar la permeabilidad relativa a sales y agua (transporte transmembrana) y

como se mencionó anteriormente a través de los plasmodesmos de las paredes.

2.2.2 La manzana

Los manzanos poseen una alta facilidad de adaptación a diferentes tipos de clima y

suelos, altos rendimientos y valor alimenticio e industrialmente permiten obtener una gran

diversidad de productos como jugos, bebidas fermentadas, vinagres, jaleas, mermeladas,

purés, conservas, deshidratados, etc. Debido a esto son los árboles frutales cultivados de

mayor abundancia en las regiones templadas del planeta.

Existen numerosas variedades cultivadas de esta especie, las cuales se clasifican de

acuerdo con el color de su epidermis, y dentro de ella por su precocidad y características de

la coloración (intensidad y tipo de color: liso o estriado) (Agustí, 2004).


23

Este frutal pertenece a la familia Rosaceae, subfamilia Pomoideas, especie Malus

pumila.

La planta es fuerte y de masa foliar abundante, alcanza como máximo 10 m de

altura y tiene una copa globosa, puede alcanzar un tiempo de vida de unos 60-80 años. Las

hojas son ovales, cortamente acuminadas, aserradas, con dientes obtusos, blandas, con un

haz verde claro.

Sus flores son grandes, normalmente presentan cinco pétalos redondeados de color

blanco y rosado en el extremo inferior, un cáliz conformado de cinco sépalos puntiagudos,

y veinte estambres. La floración tiene lugar en primavera.

El fruto es un pomo (fruto complejo que proviene de una sola flor y han entrado

órganos o elementos ajenos al propio ovario en su formación) de estructura globosa, con

pedúnculo corto. Se origina a partir de un pistilo compuesto formado por dos o más

carpelos y de un ovario ínfero. Tanto el cáliz como los estambres persisten, en forma

deshidratada, en el fruto.

En la figura 2.8 puede observarse un esquema de un corte transversal del fruto de

manzana.

La parte central del fruto constituye el pericarpo, que consta de tejido

parenquimático donde se localizan los haces vasculares dorsales y ventrales de los

carpelos, y un tejido cartilaginoso constituido por esclereida, que forman el corazón del

fruto, que recubre interiormente los lóbulos y constituye el endocarpo donde están

contenidas numerosas semillas de color pardo brillante. En cada lóculo se encuentran dos

semillas. La porción comestible del fruto es la masa de tejido extracarpelar que se origina a

partir del hipanto (o tubo floral), también esta constituída por parénquima con notables

espacios intercelulares y por los haces vasculares del tubo floral. Contiguo al tejido

parenquimático, hacia fuera de la manzana, se encuentra el tejido subepidérmico que es

compacto, de pocas capas celulares y cuyas células presentan algún engrosamiento en sus

paredes. La epidemis externa manifiesta una cutícula que incrementa su grosor durante el

crecimiento del fruto y la piel o cáscara que es relativamente resistente con ceras

epicuticulares dispuestas en plaquetas superpuestas.


24

Figura 2.8: Corte transversal de un fruto de manzana maduro

La variedad Granny Smith es la más difundida en el mundo, luego de Red y Golden

Delicious. Nuestro país es uno de los productores más importantes junto con Chile, Brasil,

Sudáfrica, entre otros. La manzana es una fruta de buen tamaño, esférica y simétrica. Tiene

color verde intenso que se vuelve más claro en la madurez, con numerosas lenticelas de

color blanquecino. La pulpa es blanquecina, compacta, muy crujiente y jugosa, de sabor

ligeramente ácido. Es resistente a los daños producidos en el transporte y permite largos

períodos de almacenamiento en cámara frigorífica. Esta variedad es utilizada como matriz

modelo de muchos trabajos científicos publicados.

Desde el punto de vista nutricional la composición de las frutas depende de la variedad

botánica, el clima y las condiciones del suelo donde se cultivó, las prácticas de cultivo, el

grado de madurez durante la cosecha y las condiciones de almacenamiento.

En la tabla 2.2 se listan los principales nutrientes y su cantidad aproximada presentes

en la manzana fresca.

En promedio las frutas están compuestas por un 85 % de agua cuando se cosechan

frescas.

Endocarpo Tubo floral

Exocarpo Mesocarpo Hacecillo del sépalo

Borde externo del carpelo

Piel


25

Su contenido en grasa es casi despreciable (0,1 %p/p) y las proteínas representan,

como en la mayoría de las frutas, menos del 1 % del peso fresco y son de bajo valor

biológico.

Tabla 2.2: Composición nutricional de la manzana Granny Smith. Nutrientes Cantidada Energía (Kcal) 41 Proteína (g) 0,3 Grasa total (g) 0,1 Colesterol (mg) 0 Glúcidos (g) 10,5 Fibra (g) 1,5 Potasio (mg) Calcio (mg)

110 4

Hierro (mg) 0,1 Yodo (μg) Trazas Vitamina A (mg) 1,5 Vitamina C (mg) 4 Vitamina D (μg) 0 Vitamina E (mg) 0,5 Vitam. B12 (μg) 0 Folato (μg) 1 a Por 100 g de sustancia comestible.

Fuente:http://www.composicionnutricional.com/alimentos/manzana-tipo-granny-smith-1

Las calorías de la fruta dependen de su contenido de hidratos de carbono. Las frutas

son una importante fuente de carbohidratos digeribles y no digeribles. Los primeros están

constituidos principalmente por fructosa, glucosa y sacarosa (que le confieren el sabor

dulce a las frutas maduras) y pequeñas cantidades de otros mono y disacáridos como

xilosa, arabinosa, manosa, galactosa y maltosa. Las frutas no maduras poseen entre 0,5 y 2

% de almidón que se va perdiendo a medida que avanza la madurez. Los carbohidratos no

digeribles están integrados por los componentes de las paredes celulares: la celulosa, la

hemicelulosa y las sustancias pécticas. Las frutas son importantes fuentes de minerales,

aunque los contenidos de una especie pueden variar según la zona de cultivo. Las

manzanas Granny Smith no son especialmente ricas en potasio y ofrecen un bajo nivel de

minerales como calcio y hierro y de algunas vitaminas, como vitamina C, E y A (en forma

de carotenos). Por ejemplo, el calcio que se halla en las sustancias pécticas de las paredes

celulares también influye en la textura, la vida útil y por consiguiente en la calidad de las

frutas.


26

2.3 Examen micro y ultraestructural de los alimentos

En los materiales biológicos la estructura cumple un rol importante en los

fenómenos físicos y de transporte (Aguilera y Lillford, 1997). A nivel micro o

ultraestructural los tejidos vegetales son altamente heterogéneos y el estudio de su arreglo

arquitectónico es fundamenteal para entender su comportamiento mecánico o reológico.

Existen varias técnicas que generan datos en forma de imágenes para examinar la

estructura de los alimentos. Estas técnicas son de caracteres auxiliares y complementarios a

las determinaciones instrumentales.

La microscopía óptica (MO) es una técnica ampliamente utilizada para el estudio de

la microestructura y con múltiples aplicaciones en la ingeniería y el procesamiento de

alimentos. El poder de resolución de un microscópio óptico es de aproximadamente 0,2

m.

La microscopía electrónica de transmisión (MET) emplea haces de electrones para

la determinación de la ultraestructura de los materiales. Posee un poder de resolución de

1,4 Å, mucho mayor que el MO. El empleo de la microscopía electrónica de transmisión

permite estudiar con detalle los fenómenos que tienen lugar a nivel ultraestructural en la

pared celular, en la membrana celular (plasmalema) y en el tonoplasto.

En la tabla 2.3 se resumen las diferencias entre estos dos tipos de microscopía.

Cada una de las técnicas microscópicas posee su metodología propia de preparación

de la muestra. En casi todos los casos, a partir de corte de tejido, se realiza la fijación

química seguida por una deshidratación e inclusión en alguna sustancia que actúe como

soporte. Esto resulta en un bloque que contiene al material a partir del cual se pueden

cortar finas secciones que luego son teñidas y montadas para su observación.

Tabla 2.3: Comparación de microscopías óptica y electrónica de transmisión

Criterio MO MET Fuente de energía Lámpara de incandescencia

(fotones) Filamento de tungsteno (electrones)

Imagen generada por Refracción de rayos luminosos

Dispersión de electrones

Lentes Vidrio / cuarzo Electromagnéticas Tubos Aire Vacío Preparación de muestras Sencilla Complicada Resolución (nm) 200 – 500 0,2 – 1 Magnificación (X) 10 – 1500 200 – 300000 Obtención de imagen Ojo, pantalla Pantalla fluorescente


27

Según Lewis (1986), la interpretación de las imágenes que se obtiene por métodos

microscópicos debe estar basada en las siguientes características para evitar conclusiones

erróneas:

- todas las interpretaciones deben tener en cuenta el proceso de preparación de la

muestra.

- la interpretación debe estar basada sobre las diferencias existentes entre una

muestra control y otra procesada.

- se debe emplear un número suficiente de preparaciones obtenidas

aleatoriamente a partir de muestras representativas para cada tratamiento y

control.

- las observaciones fundamentales deben estar corroboradas por más de una

técnica microscópica.

2.4 Propiedades mecánicas de los alimentos

Se define a la textura como todos los atributos mecánicos, geométricos y de

superficie de un producto perceptible mediante receptores mecánicos, táctiles, visuales y

auditivos, y que se manifiesta cuando el alimento sufre una deformación. (Rosenthal,

1999). La percepción de la textura de un alimento constituye uno de los criterios de

aceptación o rechazo por parte del consumidor. Tiene su origen en la estructura misma del

producto y en su comportamiento cuando es manipulado o ingerido.

Su definición no es sencilla porque es el resultado de la acción de estímulos de

distinta naturaleza y su significado puede ser diferente para distintas personas en función

del tipo de material involucrado. Por lo tanto, es poco probable que las características

texturales puedan ser apreciadas mediante un único ensayo instrumental, que considera una

sola propiedad física en forma aislada.

La reología es la ciencia que estudia el flujo y la deformación de la materia cuando

se someten a la acción de una fuerza externa. Estudia la forma en que los materiales

responden a la aplicación de un esfuerzo o de una deformación.

Los alimentos son materiales complejos cuyas características y propiedades

deseadas, especialmente las mecánicas, dependen frecuentemente de su estructura, esto es,

del arreglo espacial de los elementos micro y submicroestructurales, y está determinada por

la composición química y las fuerzas físicas. Existe una relación directa entre la estructura

y la textura (Stanley y Tung, 1975).


28

Entonces, la reología aplicada a los materiales alimenticios permite:

- estimar parámetros de diseño de equipos y procesos ingenieriles

- determinar la funcionalidad de ingredientes para el desarrollo de productos

- caracterizar los materiales e interpretar aspectos estructurales

- controlar la calidad de un producto final o intermedio

- evaluar la textura mediante su correlación con datos sensoriales

El análisis y la cuantificación del comportamiento reológico de las frutas y

vegetales y la investigación de las causas químicas y estructurales que lo determinan es un

aspecto de gran interés en la ciencia de los alimentos. Su importancia radica

fundamentalmente en tres razones: la primera es que existe en la naturaleza un gran

número y variedad de estos productos que son económicamente importantes y que además

son imprescindibles en la dieta humana contemporánea. La segunda razón consiste en que

las propiedades mecánicas del tejido de las frutas y vegetales son dependientes del tiempo,

haciendo esencial cualquier estudio reológico. La tercera razón es que las propiedades

mecánicas son relevantes para muchos aspectos del estudio de estos materiales, incluyendo

las causas y magnitud del daño durante la cosecha, el transporte y el almacenamiento; la

percepción humana sobre la calidad del producto y los cambios fisiológicos que toman

lugar en el producto durante el crecimiento, la maduración y el almacenamiento luego de la

cosecha.

En el caso de los tejidos vegetales, la estructura posee un papel principal en la

percepción de la textura de los mismos y numerosos investigadores han aplicado la

reología a frutas y vegetales de modo de entender la relación existente entre estos aspectos

y los cambios inducidos por diferentes modos de procesamiento.

2.4.1Comportamiento reológico de los materiales alimenticios

El principio básico de la reología de los sólidos elásticos es la ley de Hooke, que

define el sólido ideal como aquél que se deforma instantánea y proporcionalmente a la

magnitud de la fuerza aplicada y se recupera también instantáneamente al retirar la fuerza.

La ecuación 2.1 describe este comportamiento.

= E (ecuación 2.1)

donde: es la fuerza por unidad de superficie, E es el módulo de elasticidad (característico

de la estructura del material) y es la deformación lineal relativa.


29

Los materiales que con una forma determinada alcanzan una nueva forma de

equilibrio debido a la aplicación de fuerzas externas reciben el nombre de sólidos elásticos.

Cuando estas fuerzas externas se remueven, se revierte la forma exactamente al estado

original. A través del trabajo producido por las fuerzas externas durante la deformación el

sólido almacena toda la energía que luego utiliza para restablecer el cuerpo a la forma

original cuando se remueven las fuerzas aplicadas.

El módulo de elasticidad de Young caracteriza la rigidez del material. La rigidez es

una medida de la resistencia del material a deformarse.

Los materiales que no tienen una forma definida (que adoptan la del recipiente que

los contienen) y fluyen irreversiblemente bajo la acción de fuerzas externas se denominan

líquidos viscosos. La ley de viscosidad de Newton (ecuación 2.2) expresa el

comportamiento de todos aquellos líquidos que presentan un flujo laminar. La energía de

deformación de los fluidos se disipa en forma de calor.

(ecuación 2.2)

donde: es el esfuerzo de corte, es la viscosidad y es la velocidad de deformación

Sin embargo ningún alimento se comporta como un sólido elástico o un líquido

viscoso, todos muestran una combinación de ambas conductas en su respuesta mecánica,

definiendo una nueva conducta viscoelástica (figura 2.9) (Ward, 1990).

La teoría de la viscoelasticidad fue desarrollada para materiales a los que se les

aplican pequeños esfuerzos y deformaciones. En la literatura existen diferentes enfoques al

modelado analítico del comportamiento reológico de un sistema viscoelástico lineal, como

por ejemplo modelos mecánicos estándar, modelos derivados fraccionados o “fractional

derivative models” (Pritz, 1996) y modelos de leyes potenciales (Tshoegl, 1989; Park,

2001). El enfoque clásico utiliza modelos mecánicos que comprenden dos (o sus

combinaciones) elementos principales: el elemento elástico (que se refiere como el

elemento de resorte), y el elemento viscoso (referido como el elemento amortiguador)

(Ferry, 1980).

La deformación de un sólido viscoelástico no es instantánea, sino que se produce en

un tiempo finito y medible.


30

Figura 2.9: Espectro del comportamiento mecánico en estructuras alimenticias. Fuente: Aguilera y Stanley (1990).

Para todos los materiales se puede determinar una constante de tiempo

característica (), la cual es infinita para un sólido elástico ideal y es casi cero para

líquidos. Por otra parte, los procesos de deformación están relacionados con valores de

tiempo real (t). Así se define el Número de Deborah (= / t); altos valores del Número de

Deborah definen la conducta de un sólido (materiales elásticos) y bajos valores de éste

detallan el comportamiento de un líquido (materiales viscosos).

Los materiales viscoelásticos se clasifican en: viscoelásticos lineales (las

propiedades solo dependen del tiempo) y viscoelásticos no lineales (las propiedades

dependen del tiempo y de las magnitudes de la fuerza o de la deformación aplicada).

Ante la diversidad de los comportamientos de los materiales sólidos reales, para

caracterizar su respuesta reológica éstos se estudian en condiciones experimentales que

permitan la aplicación del modelo de viscoelasticidad lineal.

2.4.2 Evaluación instrumental de las propiedades reológicas

Los ensayos reológicos fundamentalmente estudian la evolución de tres variables

implicadas: tensión, deformación y tiempo, en condiciones experimentales en las cuales se

cumpla la linealidad de la respuesta viscoelástica (Sherman, 1970; Costell y col., 1997).

Líquido viscoelástico Sólido viscoelástico

Sólido elástico ideal

Material viscoelástico

Líquido Newtoniano ideal

Líquido no Newtoniano


31

Existen distintos tipos de ensayos reológicos en función del tipo y dirección de la

fuerza que se aplica sobre el producto:

ensayos de tensión – deformación

ensayos de tensión – tiempo

ensayos de deformación tiempo

Los conocimientos derivados de las investigaciones realizadas sobre la estructura de

las células de los tejidos vegetales durante los procesos de conservación, y su influencia en

el comportamiento viscoelástico (determinado por los ensayos a bajas deformaciones) y las

propiedades de ruptura (determinado por los ensayos a altas deformaciones) pueden ser

utilizados para la optimización de técnicas existentes para la producción de frutas con

propiedades mecánicas específicas (Kunzek y col., 1999).

Ensayos reológicos a altas deformaciones

Los ensayos que se aplican comúnmente en las frutas son los que estudian la

relación tensión – deformación con fuerzas normales de compresión uniaxial (se aplican de

modo perpendicular a la superficie sobre la que actúan) (figura 2.10).

Figura 2.10: Esquema de un diagrama de fuerzas y deformación de una muestra en un ensayo a altas deformaciones. L es la longitud; L es el cambio en la longitud.

Estos ensayos miden la resistencia de un alimento a la compresión. Se comprimen

muestras de alimento, que generalmente se presentan en forma de cilindro o de placa, hasta

su ruptura o hasta una determinada deformación por la acción de un émbolo que se

desplaza verticalmente a una velocidad prefijada.

L

Fuerza

L


32

Los equipos universales denominados “texturómetros” son los más utilizados para

la realización experimental de los ensayos de compresión. En este tipo de equipo se

comprime el espécimen a una velocidad constante dentro de un intervalo continuo y se

registra la resistencia que el alimento opone a la deformación impuesta (Costell y col.,

1997). Debido a la naturaleza viscoelástica de los alimentos, la magnitud de la tensión

desarrollada no solo es función de la deformación sino también de la velocidad de

compresión. La aplicación de distintas velocidades afecta significativamente la respuesta

mecánica del material. La naturaleza de esta variación con la velocidad de deformación es

característica de cada material (Costell y col., 1997).

Por definición, en un ensayo ideal de deformación uniaxial la tensión –

deformación es independiente de las dimensiones del espécimen, sin embargo en la

práctica esto no sucede así.

Algunos materiales contienen estructuras orientadas (por ejemplo, alimentos

fibrosos) que pueden influir en la respuesta del material. La mayoría de los alimentos

contienen líquidos; por lo tanto parte de la tensión alcanzada puede deberse al desarrollo de

presiones hidrostáticas durante la compresión. La disipación de dichas presiones dependerá

de la naturaleza porosa, la densidad o la microestructura de la matriz del material y la

geometría de la muestra.

El comportamiento de las curvas es la primera información que se obtiene en el

ensayo de compresión. Las curvas que se registran al comprimir alimentos duros o rígidos,

que suelen romperse durante el ensayo, muestran un pico abrupto que marca el momento

de la ruptura o fractura. En algunos casos antes de la ruptura pueden presentar un pequeño

cambio en la pendiente, denominado “bioyield” que está relacionado con la fractura de la

microestructura de la muestra asociada con una disrupción inicial de la estructura (Steffe,

1996). En cambio las curvas originadas a partir de alimentos blandos, que se comprimen

sin ruptura aparente, presentan una forma continua ascendente hasta que finaliza el ensayo

(figura 2.11).


33

Figura 2.11: Curvas típicas obtenidas a partir de la compresión de alimentos duros y blandos.

En la ciencia de los alimentos el término módulo de deformabilidad (Ed) es

empleado en reemplazo de módulo de elasticidad. Este parámetro considera tanto la

deformación recuperable y la no recuperable que tiene lugar cuando el alimento es

sometido a pequeñas deformaciones. Se obtiene a partir de la curva de esfuerzo vs

deformación en un rango de deformación definido donde la deformación se acerca a 0

(Mittal y Mohsenin, 1987) o de la región lineal de la curva si es que existe (Rebouillat y

Peleg, 1988).

Integrando el área bajo la curva encerrada desde el punto inicial hasta el punto de

Fmax se obtiene la resistencia a la ruptura o trabajo de ruptura (W) que equivale a la energía

mecánica absorbida por el material hasta alcanzar el punto de ruptura de la muestra durante

una compresión. Según Mayor y col. (2007), W puede dar una idea de la dureza de la

muestra.

Ensayos reológicos a bajas deformaciones

En este tipo de ensayos se aplican muy pequeñas deformaciones (< 0,1 %) sobre la

superficie del material, lo que permite estudiar a los alimentos sólidos con cambios físicos

mínimos.

Porcentaje de compresión (%)

Fuerza Fuerza de ruptura

Alimento duro

“bioyield” Alimento blando


34

Se utiliza un reómetro dinámico y permite realizar dos tipos distintos de ensayos:

de cizallamiento oscilatorios (frecuencia) y cizallamiento rotatorios (fluencia -

recuperación). Los ensayos oscilatorios otorgan datos de viscosidad y elasticidad

relacionados con el tiempo de respuesta del material y los espectros dinámicos que traza

permiten caracterizar la microestructura estática del elemento sin perturbarla durante el

ensayo (Khan y col., 1997).

Por otra parte, el ensayo rotatorio como el de fluencia – recuperación permite

predecir separadamente las características elásticas, viscoelásticas y de flujo viscoso

(Jackman y Stanley, 1992 a; Sherman, 1970; Ferry, 1980). En este ensayo se aplica un

esfuerzo de cizalla al alimento y se mantiene constante. La deformación y la capacitancia

(proporción entre la deformación y el esfuerzo de cizalla aplicado) se incrementan en

función del tiempo. En el inicio del ensayo el alimento se comporta como un sólido y

posteriormente exhibe un comportamiento fluido.

Los ensayos oscilatorios y los ensayos de fluencia – recuperación son usualmente

utilizados para determinar las propiedades del material en la región viscoelástica lineal. En

materiales frutihortícolas se utiliza la teoría de viscoelasticidad lineal aplicando esfuerzos y

deformaciones pequeñas, con lo cual se obtienen modelos matemáticos simples (por la

combinación de elementos elásticos y viscosos), que son necesarios para estimar un gran

número de parámetros, que podrían ser relacionados con la estructura del material (Ferry,

1980; Jackman y Stanley, 1992a).

Ensayos oscilatorios dinámicos (Espectros dinámicos)

En los ensayos dinámicos oscilatorios las muestras se someten a un esfuerzo de

cizalla ( o a una deformación de cizalla () que varía en forma periódica, generalmente

con una alternancia sinusoidal a una frecuencia angular, (Ferry, 1980) (figura 2.12).

Se define como el deslizamiento producido por el cambio del ángulo de la

tangente entre dos líneas originalmente perpendiculares una a otra a través de un punto en

un cuerpo, debido a una fuerza (cizalla) (Mohsenin, 1978).

Al realizar un ensayo oscilatorio en un reómetro dinámico el rotor del sensor

superior se mueve alternativamente con un pequeño ángulo de deflexión ( ) hacia la

izquierda y hacia la derecha, con una dependencia sinusoidal del tiempo, provocando la

deformación de la muestra.


35

Figura 2.12: Esquema de un diagrama de fuerzas y deformación de una muestra en un ensayo oscilatorio dinámico. L es el cambio en la longitud; h es el espesor del espécimen.

Existen diferentes tipos de materiales (sólido elástico, líquido viscoso ideal y

viscoelástico) y cada uno presenta una respuesta distinta en los ensayos dinámicos.

Un sólido elástico ante un esfuerzo de cizalla responde a la Ley de Hooke y es

representado mecánicamente a través de un modelo de resorte. Para un sólido elástico la

deformación y el esfuerzo están en fase.

Un líquido viscoso ideal ante un esfuerzo de cizalla responde a la Ley de Newton y

es representado mecánicamente a través de un modelo de pistón. En este caso la

deformación y el esfuerzo están desfasados 90º.

Los materiales viscoelásticos poseen propiedades que son intermedias entre un

sólido elástico y un líquido viscoso, por lo que el ángulo de desfasaje toma valores entre 0º

y 90º. Las ecuaciones que describen el comportamiento viscoelástico consideran las

ecuaciones planteadas por los sólidos elásticos y líquidos viscosos.

La respuesta al ensayo oscilatorio puede ser subdividida vectorialmente en dos

componentes. Un componente es el módulo de almacenamiento o elástico (G’), en fase con

el estímulo, que está asociado con el almacenamiento y la liberación de energía durante un

ciclo de deformación y brinda información sobre la naturaleza elástica del material. El

segundo componente es el módulo viscoso o de pérdida (G’’), desfasado con el estímulo,

está asociado a la disipación de energía como calor durante un ciclo de deformación y

caracteriza la naturaleza viscosa del material (Alzamora y col., 2008).

Se define el módulo complejo, G* como la relación entre la amplitud del esfuerzo y

la amplitud de la deformación. G* representa la resistencia total del material a la

deformación aplicada. Tanto el módulo complejo como el ángulo de desfasaje son función

Fuerza de cizalla

L

h


36

de la frecuencia. En la mayoría de los casos, para alimentos sólidos y semisólidos, G’’ es

mucho menor que G’, por consiguiente G* es aproximadamente igual a G’ (Ward, 1990).

La relación entre el módulo viscoso y el módulo elástico del material es el valor de

la tangente del ángulo de desfasaje (G’’/G’ = tan( A mayor valor de tan( el material

es relativamente más viscoso y menos elástico, y por lo tanto la mayor parte de la energía

utilizada para deformar el material se disipa viscosamente, y el resto se almacena. Por el

contrario, a menor valor de tan( el material tiene un comportamiento más parecido a un

sólido, y por lo tanto las deformaciones serían esencialmente elásticas o recuperables (Rao,

1992). Si una sustancia es puramente viscosa el ángulo de desfasaje ( es 90º, G’= 0 y G’’

= G*, en cambio si la sustancia es puramente elástica es 0º, G’= G* y G’’ = 0.

La representación gráfica de ambos módulos (G’ y G’’) en función de la frecuencia

de oscilación (barrido de frecuencia) determina el espectro mecánico dinámico del

material. Este gráfico es muy útil ya que representa el comportamiento de la

microestructura del material “huella digital del material”.

Los ensayos dinámicos pueden ser usados para estudiar las propiedades reológicas

de los materiales a distintas frecuencias, brindando más información para la discriminación

entre muestras (Bu-Contreras y Rao, 2002).

Los autores Rao (1992) y Schramm (1994) mencionan varias ventajas en el empleo

de los ensayos dinámicos en la caracterización reológica de distintos alimentos. Son

ensayos muy rápidos, con mínimos cambios químicos y físicos. Brindan información a

bajas deformaciones (sensibilidad a transiciones vítreas, “cross-linking”, separación de

fases, etc.), lo cual asegura una conducta lineal entre la fuerza y la deformación (teorías

viscoelásticas lineales). Las propiedades mecánicas pueden determinarse a varias

frecuencias y temperaturas en un tiempo corto. Algunos estudios muestran correlación

significativa entre los ensayos sensoriales y los dinámicos que permiten realizar

suposiciones estructurales para determinados alimentos (García Loredo y Guerrero, 2011).

En 1992, Ramana y Taylor establecieron la viabilidad de la aplicación de los ensayos

oscilatorios para monitorear los cambios estructurales en pequeños discos de tejido vegetal.

Los ensayos dinámicos, dentro del rango viscoelástico lineal no son destructivos del

material y sus resultados pueden compararse a valores teóricos.

Si el ensayo oscilatorio se llevara a cabo fuera del RVL la resolución sería

compleja ya que no sería posible aplicar ecuaciones diferenciales lineales. Por otro lado, la

muestra se deformaría de tal forma que las uniones moleculares temporarias o los


37

agregados se destruirían, y la mayor parte de la energía adquirida se perdería

irreversiblemente como calor. El límite entre el rango lineal y el no lineal se obtiene

barriendo al módulo complejo o el módulo elástico (en alimentos sólidos o semisólidos) en

función de la amplitud de deformación ó de esfuerzo; cuando el valor de G* o G’ deja de

ser constante, significa que se está en la zona no lineal (figura 2.13).

Figura 2.13: Ensayo dinámico: barrido de amplitud de la deformación. Fuente: Schramm, 1994.

Ensayos rotatorios (Fluencia – Recuperación)

El ensayo de fluencia permite predecir separadamente las características elásticas,

viscosas y viscoelásticas de un alimento (Sherman, 1970; Ferry, 1980).

Para ello, el ensayo de fluencia – recuperación se divide en dos etapas. En la

primera etapa del ensayo se aplica un esfuerzo de cizalla (figura 2.12) constante hasta un

tiempo t1, luego del cual se remueve el esfuerzo.

Durante el ensayo se registra la deformación que sufre la muestra en función del

tiempo (figura 2.14).

1

1 10

Rango Viscoelástico Lineal

Rango Viscoelástico No Lineal

log G*

0,01

0,1

log 0,10,01


38

Figura 2.14: Respuesta del esfuerzo y la deformación de distintas muestras típicas. ( ) respuesta viscoelástica; ( ) esfuerzo aplicado; ( ) respuesta sólido ideal; ( ) respuesta

líquido Newtoniano.

La deformación total de un material viscoelástico es la suma de tres términos 0,

R y N. Los parámetros 0 y R corresponden a la deformación elástica instantánea y a la

deformación elástica de retardo, respectivamente; mientras que N es la deformación del

flujo Newtoniano. Debido a que el material muestra una conducta lineal, la magnitud de las

deformaciones 0, R y N son exactamente proporcionales a la magnitud del esfuerzo

aplicado.

Cuando un material exhibe una conducta viscoelástica lineal en el ensayo de

fluencia, se puede representar su conducta mediante un modelo mecánico (Sherman, 1970).

Generalmente los materiales biológicos no responden totalmente a los principios

teóricos de la viscoelasticidad lineal; en general son no uniformes (las propiedades

mecánicas son diferentes según la dirección en que se aplica la fuerza del ensayo) y en

muchos casos químicamente activos y físicamente inestables, lo que equivale a

propiedades fuertemente dependientes del tiempo y de las condiciones de aplicación de la

fuerza (Costell y col., 1997).

0

0,0005

0,001

0,0015

0,002

0,0025

0 50 100 150 200 250 300

(%)

Fase de recuperación Fase de fluencia

35 Pa

t (s)


39

Como se mencionó anteriormente, un sólido elástico ante un esfuerzo de cizalla

responde a la Ley de Hooke que puede ser representado físicamente por un resorte y un

fluido ideal tiene un comportamiento Newtoniano que puede ser representado por un pistón

(Flügge, 1967). Pero los alimentos muestran un comportamiento viscoelástico que incluye

a los dos modelos. Estos elementos pueden combinarse en una amplia variedad de modelos

mecánicos para representar la conducta reológica de sustancias complejas. Los dos

modelos viscoelásticos básicos son los modelos de Maxwell y de Kelvin – Voigt (De Man,

1976).

El modelo de Maxwell se compone de un resorte y un pistón dispuestos en serie

(figura 2.15).

Figura 2.15. Representación del Modelo de Maxwell.

La deformación total () del sistema, para un tiempo t, está compuesta por una parte

puramente viscosa, y la otra puramente elástica (ecuación 2.4):

Ent )( (ecuación 2.4)

donde es la deformación viscosa y E es la deformación elástica.

La tensión () que ambas partes soportan es de igual magnitud = tensión de la

componente viscosa (= tensión de la componente elásticaE). En este modelo frente a

un estímulo primero reacciona el sólido elástico representado por el resorte (Costell y col.,

1997).

El modelo de Kelvin - Voigt se compone de un resorte y un pistón dispuestos en

paralelo (figura 2.16).

E0


40

En este modelo es la suma de un componente proporcional a la velocidad de

deformación y de otro proporcional a la deformación (ecuación 2.5):

En (ecuación 2.5)

donde es la tensión viscosa y E es la tensión elástica.

Figura 2.16. Representación del Modelo de Kelvin - Voigt.

La deformación () que soporta es de igual magnitud = = E. Como los elementos

están dispuestos en paralelo, éstos se desplazan juntos al mismo tiempo (Costell y col.,

1997).

Los alimentos son materiales reales que son muy complejos y necesitan una mayor

combinación de resortes y pistones que las dadas por los modelos simplificados de

Maxwell y de Kelvin para describir el comportamiento viscoelástico en los ensayos de

fluencia y recuperación. El modelo más utilizado para representar los materiales

viscoelásticos en los ensayos de fluencia es el modelo de Kelvin – Voigt generalizado

(Schramm, 1994).

El modelo de Kelvin – Voigt generalizado consiste en n elementos de Kelvin en serie

con un resorte inicial y un elemento viscoso al final (figura 2.17).

La expresión matemática del modelo mecánico es la siguiente:

(t) = 0 (1/E0+1/E1 (1-e-t/1) + 1/E2 (1-e-t/2) +..+ 1/En (1-e-t/n) + t/N) (ecuación 2.6)

donde:0 es el esfuerzo aplicado, E0 …y En son los módulos de elasticidad, 1,2 …y n

son los tiempos de retardo y N es el coeficiente de viscosidad asociado con el flujo

Newtoniano.

1 E1


41

Figura 2.17: Representación del Modelo de Kelvin – Voigt Generalizado.

La complejidad de los modelos mecánicos describen el comportamiento de las

curvas de los ensayos de fluencia – recuperación.

Para detallar el comportamiento de un determinado material durante un ensayo, se

puede plantear el ajuste a un modelo de Burguer de 4 elementos, que es una particularidad

del modelo de Kelvin – Voigt generalizado, con el objetivo de simplificar la descripción.

El modelo de Burger es la combinación de un modelo de Maxwell y uno de Kelvin

en serie (figura 2.18) (De Man, 1976) y se ha utilizado para predecir con exactitud el

comportamiento de fluencia en muchos materiales.

En el modelo de los cuatro elementos las deformaciones son aditivas mientras que

el esfuerzo es el mismo para las tres unidades A, B y C.

Las ecuaciones que describen este modelo pueden combinarse en una ecuación

diferencial que es lo suficientemente general como para caracterizar el comportamiento

ante un esfuerzo constante (en la etapa de fluencia) y ante una deformación constante

(relajación del esfuerzo). Sin embargo, resulta mucho más sencillo utilizar el modelo de

Maxwell generalizado para la relajación del esfuerzo.

E1

E0

E2

n En

1 = 1 / E1

2 = 2 / E2

n = n / En


42

Figura 2.18: Representación del Modelo de Burger. P: pistón; R: resorte; E0 módulo de elasticidad; : coeficiente de viscosidad.

Por lo tanto, si se aplica instantáneamente un esfuerzo constante, = 0, se obtiene

la siguiente ecuación (Mohsenin, 1978).

(t) = (0 / E) + (0 / E1 (–e –t/ t ) /N) (ecuación 2.7)

Si se define a la función capacitancia J(t) como la inversa del módulo E(t), o como

la relación entre la deformación y el esfuerzo, la ecuación 2.7 se expresa como:

J(t) = J0 + J1 (–e –t/ t /N) (ecuación 2.8)

donde: J0 = 1 / E0 es la capacitancia inicial y J1 = 1 / E1 es la capacitancia de retardo.

De acuerdo con Ward (1990) la capacitancia se define matemáticamente como la

suma de la capacitancia elástica instantánea, elástica de retardo y viscosa. Es una medida,

dependiente del tiempo, de la flexibilidad de un material. Cuanto más grande es la

capacitancia más se puede deformar un material en respuesta a un esfuerzo de cizalla.

Una curva típica de fluencia (capacitancia vs. tiempo), como ya se ha mencionado,

puede dividirse en tres regiones principales (Schramm, 1994) (figura 2.19):

1) La muestra reacciona ante el esfuerzo aplicado con una deformación espontánea

0, representada por el resorte R1. En esta región, las uniones entre la estructura primaria

son extendidas elásticamente.

2) Todos los elementos trabajan para la respuesta de la curva: el resorte R2 y el

pistón P2. La constante de tiempo de este movimiento se llama tiempo medio de retardo.

Esta región es elástica de retardo dependiente del tiempo con una capacitancia (JR). Acá las

A

B

C

1 E1

E0

N

R1

P1

P2R2


43

Figura 2.19: Curva de capacitancia – tiempo para una muestra viscoelástica.

uniones se rompen y reforman. Todas las uniones no se rompen y reforman a la misma

velocidad. Las uniones más débiles se rompen a menores valores de tiempo que las uniones

más fuertes. Esta región está representado por la expresión:

)/exp(1 iiR tJJ (ecuación 2.9)

3) Ambos resortes están completamente extendidos; el constante incremento en la

deformación es causado por el pistón P1. Esta es la región lineal de la capacitancia

Newtoniana (JN). Se prosigue con la ruptura de algunas de las uniones (Sherman, 1970).

Esta región está representado por:

JN = t / N (ecuación 2.10)

Cuando se remueve el esfuerzo aplicado, el comportamiento de la etapa de

recuperación es similar al de la etapa de fluencia si se desprecia la parte del fluido

Newtoniano (N). La recuperación instantánea elástica es seguida por la recuperación

elástica de retardo. Esto es consecuencia de la conducta viscoelástica lineal (Ward, 1990).

0

0,0002

0,0004

0,0006

0,0008

0,001

0,0012

0,0014

0,0016

0,0018

0,002

0 50 100 150 200 250 300

JN .

remanente

Fase de fluencia Fase de recuperación

JR .

J0 .

J0 .

JR .

t (s)


44

La etapa de recuperación del ensayo también puede dividirse en 3 regiones:

1) La muestra reacciona con una espontánea re-formación 0, causada por el resorte

R1.

2) El resorte, que aún se encuentra activado, comienza a recuperar su forma; el

pistón P2 vuelve a su estado original.

3) Todos los procesos de re-formación finalizan y la deformación remanente es

debida al pistón P1.

Alzamora y col. (2008) estudiaron la correlación entre la estructura y las

propiedades viscoelásticas lineales, mediante ensayos rotatorios y oscilatorios dinámicos,

de matrices de manzana Granny Smith expuestas a procesos de deshidratación osmótica en

soluciones de glucosa. Durante el tiempo en el que transcurrió el ensayo algunas muestras

exhibieron una capacitancia en estado de equilibrio (donde persistió una deformación

residual al final de la etapa de recuperación) y se llegó a una situación de flujo estacionario

debido a la viscosidad Newtoniana. Por otro lado, algunas muestras de manzanas frescas

durante la fase de recuperación recobraron completamente su estado inicial. Por este

motivo los autores analizaron las curvas de fluencia utilizando el modelo mecánico que se

describió anteriormente, donde el pistón P1 representado en la figura 2.18 contribuye al

comportamiento viscoso.

Según lo propuesto por Sherman (1970) y por lo expuesto anteriormente se utiliza

el modelo de Kelvin - Voigt generalizado para modelar la curva de J(t) (que se utiliza en

reemplazo de la función de distribución por una cuestión de simplicidad en los cálculos).

El modelo permite que las funciones planteadas para el material viscoelástico sean

fácilmente determinadas a partir de los datos experimentales. J0 estaría relacionado con

aquellas uniones de unidades estructurales que se estiran elásticamente cuando se aplica un

esfuerzo y muestran una recuperación completa e instantánea cuando se quita el esfuerzo.

Los parámetros Ji estarían relacionados con las proporciones de ruptura y reformación de

las uniones. Las uniones más débiles se rompen en períodos más cortos de tiempo que las

uniones más fuertes y muestran una recuperación elástica retardada. Parte de la estructura

no se recupera y las uniones que pueden reformarse necesitan períodos de tiempo mayores

que la etapa de fluencia del ensayo. La capacitancia viscosa estaría relacionada con estas

últimas uniones.

El tejido de manzana durante los ensayos usualmente se encuentra realizando

procesos metabólicos, respirando y perdiendo agua, lo que produce cambios rápidos en sus

propiedades fisicoquímicas. Este fenómeno genera uno de los mayores problemas en la


45

determinación del comportamiento de fluencia en frutas frescas y mínimamente procesadas

ya que la extensión del tejido para la medición de sus propiedades mecánicas debe

realizarse en períodos cortos de tiempo para trabajar dentro del RVL y poder aplicar el

modelado matemático (Alzamora y col., 2008). Además se debe tener en cuenta que el

tiempo debe ser suficientemente largo para alcanzar el estado estacionario del material.

2.5 Movilidad molecular del agua

2.5.1 Principios básicos de la Resonancia Magnética Nuclear (RMN)

Como se mencionó anteriormente las frutas contienen básicamente agua y

macromoléculas. Puede estudiarse la movilidad molecular del agua y de las

macromoléculas en base a la movilidad de los protones presentes en ellos. La movilidad a

su vez es afectada por las características químicas y físicas de los compuestos y de las

interacciones entre ellos.

Debido a que los protones del agua son los principales contribuyentes a la

relajación del total de los protones en la fruta, la interacción ente el agua y las

macromoléculas y los solutos es el factor que más afecta a la movilidad del sistema y por

lo tanto al fenómeno de relajación (Fullerton y Cameron, 1988).

La espectroscopía de resonancia magnética nuclear (RMN) se basa en el registro de

la radiofrecuencia de resonancia de los núcleos atómicos colocados bajo la influencia de un

campo magnético externo (B0), al exponerse a un segundo campo magnético oscilante (B1).

Si se aplica energía (E) que obligue a los núcleos atómicos a invertir el sentido de su

orientación con respecto a B0 se dice que el sistema está en resonancia. Este fenómeno de

excitación de los espines nucleares se lo conoce como RMN y la E corresponde a la

radiación electromagnética de la región de las radiofrecuencias.

La aplicación de un pulso de radiofrecuencia (absorción resonante) genera energía

que es absorbida por la distribución de la población de los núcleos, que inmediatamente

después tiende a retornar a un estado de equilibro perdiendo dicha energía en forma de una

onda de radiofrecuencia, o por procesos de transiciones no radiantes, llamados en conjunto

procesos de relajación.

La movilidad molecular puede estimarse mediante los tiempos de relajación

transversal (T2) de la magnetización nuclear.


46

El número cuántico de espín indica el sentido de giro del campo magnético que

produce el electrón al girar sobre su eje. Sus valores permitidos son: I = ½ y - ½

Todo núcleo cuyo número cuántico de espín es distinto de cero (I 0, por ejemplo 13C, 17O, 1H o 19F), cuando se somete a un campo magnético puede absorber o emitir

energía como radiación electromagnética, la cual puede ser detectada por espectroscopia de

RMN. El átomo de 1H, cuyo núcleo tiene un solo protón y con un I = ± ½, es el que más

comúnmente se ha investigado por esta técnica debido a su facilidad de observación, su

alta abundancia y por encontrarse presente en la mayoría de las sustancias naturales.

Los núcleos rotan alrededor de un eje generando un pequeño campo magnético

cuya fuerza dirección y sentido está representado por un vector denominado momento

magnético (). El posee dos polos por los cuales se lo denomina momento dipolar

magnético; es intrínseco de cada núcleo y surge como resultado de la carga eléctrica y el

espín.

Si los núcleos se colocan en un campo magnético estático (B0) interaccionan con

éste a través de su dipolo y se produce un segundo fenómeno de rotación angular alrededor

del eje de B0, debido a la atracción del campo magnético externo (figura 2.20).

La frecuencia de la rotación angular es proporcional a la fuerza de B0 y se la

denomina frecuencia de Larmor, que es definida como:

= B0 (ecuación 2.11)

donde: es la frecuencia angular de la rotación angular, B0 es la fuerza del campo

magnético estático y es la constante giromagnética característica de cada tipo de núcleo.

Los niveles de energía de los espines son determinados por su orientación y sentido

a lo largo del eje de B0. Un núcleo cuyo espín se alinea en la misma dirección y sentido

que el campo magnético presenta un estado de menor energía (más estable) que un espín

que se alinea en dirección opuesta, o antiparalela, de mayor energía (menos estable). Por lo

tanto, existe mayor cantidad de espines alineados en el estado más estable que en los

menos estable.

Debido a este ligero exceso de espines en la dirección paralela a B0 el equilibrio

neto de magnetización también es paralelo a B0

La diferencia de energía ( E) es proporcional a la fuerza del campo y a la

diferencia de la población de los espines y aumenta a medida que la fuerza del campo

magnético aumenta.


47

Figura 2.20. Rotación angular alrededor del campo magnético B0, formando un ángulo

E = h B0 (ecuación 2.12)

donde E es la diferencia de energía, es la constante giromagnética característica de cada

tipo de núcleo, B0 es la fuerza del campo magnético y h es la constante de Plank / 2 A pesar de que la diferencia de población de núcleos entre ambos niveles de

energía es muy pequeña, la espectroscopía de RMN puede utilizar esas diferencias.

La técnica de RMN se basa en aplicar un nuevo campo magnético oscilante (B1) o

pulso de radiofrecuencia (RF), que varía en el tiempo perpendicular a B0, que perturba la

población de los espines en los estados de alta o baja energía y genera una coherencia de

fase de los espines (figura 2.21).

La frecuencia de B1 coincide con la frecuencia Larmor y cuya energía equivale al

E que causa la absorción ó emisión de energía por parte del núcleo. A esta frecuencia se

la denomina frecuencia de resonancia y está gobernada por la condición de Bohr

(Abrabam, 1960).

E = h (ecuación 2.13)

Como se observa en la figura 2.21, el momento de espín nuclear de todos los

protones de la muestra se representa por un único vector de magnetización (M), que se

puede descomponer en un componente paralelo al eje Z (Mz) y otro en el plano xy (Mxy).

Si el sistema permanece en B0 por el tiempo suficiente, el número de espines orientados

con el campo alcanzará el equilibrio cuyo valor M0 es la máxima magnetización posible.

En este estado los espines entran en un fenómeno de rotación angular alrededor del eje, en

B0


48

Figura 2.21: Modelo del vector de magnetización de protones en presencia de un campo magnético externo permanente B0.

forma libre y al azar debido a la falta de coherencia de fase, no existe una magnetización en

el plano transversal Mxy = 0 y Mz = M0.

En un ensayo de RMN, se coloca la muestra en un campo magnético B0 y se aplica

un pulso de radiofrecuencia, mediante un campo magnético oscilante B1, de una energía tal

que modifica el vector magnetización y provoca la rotación del vector desde el eje z al

plano xy. El ángulo de rotación depende del tiempo y de la fuerza con que se aplica el

pulso. Si se aplica un pulso de 90º Mxy tiene un valor máximo = M0 y luego con el tiempo

decae a cero. Durante la relajación se produce un incremento de la magnetización sobre el

eje z, Mz, lo que indica una recomposición, ya que el vector fue primero orientado hacia la

dirección del eje y con Mz = 0 por el pulso de 90º. Dicha recomposición tiene una forma

exponencial y eventualmente se equilibrará siendo Mz = M0. Por otro lado un pulso de 180°

invierte la magnetización en el sentido – z donde – Mz es máximo y Mxy = 0.

Como se mencionó anteriormente, inmediatamente después de la aplicación de un

pulso de 90°, la magnetización neta retornará a su estado de equilibrio liberando la energía

absorbida en forma de una onda de RF, este proceso se denomina relajación y es detectado

por el equipo de RMN.

En la figura 2.22 se muestra la magnitud de los vectores en función el tiempo

durante la relajación luego de la aplicación de un pulso de 90º.

espines nucleares paralelos al campo magnético

espines nucleares antiparalelos al campo magnético


49

Figura 2.22: Señales de los tiempos de relajación T1 y T2 luego de un pulso RF de 90º.

La magnetización a través del eje Z, Mz, indica una recuperación ó crecimiento de

la señal que fue previamente orientada en la dirección del eje y con Mz =0 debido al pulso

de 90° aplicado. La recuperación de Mz es exponencial y se equilibra generalmente a M0.

La magnetización en el plano xy (Mxy), se encuentra en su máximo valor (M0),

inmediatamente en el instante posterior a la aplicación del pulso de 90° y luego decae a 0.

Se puede decir entonces que existen dos tipos de relajación: longitudinal, o espín-red (T1),

y transversal, o espín-espín (T2) (Ruan y Chen, 1998).

Estos tiempos son una propiedad característica y fundamental de la muestra, por lo

tanto, el análisis de T1 y/o T2 de una muestra permite estudiar las propiedades físico-

químicas de la misma. Constantes de tiempo T1 o T2 grandes indican relajaciones lentas, y

constantes de tiempo pequeños indican relajaciones rápidas.

El tiempo de relajación T2 describe el decaimiento en el plano xy (Mxy) y es

fácilmente detectable. Un pulso de frecuencia a 90º impulsa la magnetización sobre el eje y

con una magnitud de Mxy = M0. Mxy comienza a decaer en forma exponencial luego de la

aplicación del pulso. La curva de decaimiento es normalmente llamada decaimiento de

inducción libre o FID y puede ser descripta por la siguiente ecuación:

M0

Mz

1T1 1T2

2T1 2T2

3T1 3T2

4T1 4T2

Magnetización Mz

(T1)

Magnetización Mxy

(T2)

Mxy


50

)/(0

2Ttxy eMM (ecuación 2.14)

donde: M0 es la magnetización transversal inmediatamente posterior al pulso de excitación,

el parámetro 1/T2 es la constante de decaimiento de una magnetización causada por un

pulso RF de 90º.

Si el campo magnético en el que se encuentra la muestra se logra conservar en un

estado homogéneo, la magnetización neta de los espines es igual a cualquier espín del

sistema, los espines están en fase, y el valor de T2 corresponde con el real. Pero si el campo

magnético no es perfectamente homogéneo los espines se desfasan y el vector de

magnetización es menor al obtenido en un sistema homogéneo. En este caso la relajación

obtenida será T2*, que incluye la contribución natural de las interacciones moleculares, T2,

y la proveniente de las inhomogeneidades de campo, T2m, y es definida por la

ecuación 2.15

mTTT 22*2 /1/1/1 (ecuación 2.15)

De esta manera el tiempo T2* medido en un experimento de decaimiento libre de la

inducción es levemente diferente del T2. Solamente los tiempos de relajación de los

protones con decaimiento muy rápido (en el orden de los microsegundos) pueden medirse

sin corregir el efecto de las inhomogeneidades de campo (Colquhoun y Goodfellow, 1994).

Es imposible determinar el valor de T2m con la aplicación de un simple pulso de

90°, por lo cual se han desarrollado diferentes métodos para la determinación de T2 que

involucran la administración de pulsos adicionales.

Hahn (1950) desarrolló un método denominado secuencia de ecos de espín (EE)

para evitar el efecto de la inhomogeneidades del campo. El método consiste en la

aplicación de dos pulsos, uno de 90º seguido por otro de 180º, que se aplica luego de un

tiempo determinado ( ) en la secuencia 90º- -180º (figura 2.23).

Esto reenfoca la dispersión de la magnetización que se produce sobre el plano xy debida a

los defectos del campo generando pico en la señal, o eco, a tiempo 2 . Si el pulso de 180º

se aplica a tiempos cada vez mayores se observará una disminución en la amplitud del

eco que estará caracterizada en función del tiempo por la constante de decaimiento T2. Esto

permite medir correctamente tiempos de relajación más largos, correspondientes a protones

más móviles, que la técnica de FID.


51

Figura 2.23: Secuencia eco de espín de Hahn (90º- -180º) que induce un pico en la amplitud de la señal o eco a tiempo 2 .

En 1954, Carr y Purcell propusieron una variación del método de ecos de espín de

Hahn, que luego fue modificada por Meiboon y Gill (1958). La secuencia de pulsos

llamada Car-Purcell-Meiboom-Gill (CPMG) es de utilidad en la determinación de tiempos

de relajación del orden de los milisegundos. Este método involucra un pulso de 90º seguido

por una serie de pulsos a 180º a tiempos: , 3 , 5 , etc., los cuales reenfocan los espines

individuales para formar ecos a tiempos 2 , 4 , 6 etc. (figura 2.24).

La secuencia de CPMG es el método más común para la determinación de los

tiempos T2, minimiza la pérdida de coherencia de fase producida por las heterogeneidades

en el campo magnético La desventaja de este método radica en la demora en las

mediciones y no es adecuado para detectar los espines que relajan tan rápido que su señal

desaparece antes de que comience la adquisición de datos, pues esta secuencia comienza a

tomar datos una vez que la señal del sólido ha decaído. Por lo tanto, el método de un solo

pulso de 90° es útil para obtener la información del componente más veloz del sólido en

decaer. Fullerton y Cameron (1988) determinaron que para muestras sólidas, T2 es tan

corto que la relajación aparente debido a heterogeneidades de campo, T2m, no es importante

y T2 es aproximadamente igual a T2*.

Si luego de la aplicación del pulso inicial de 90°, existen varios tipos de protones

decayendo a diferentes tiempos, cada uno de ellos estará caracterizado por su propio T2, y

cada uno contribuye a la suma total de las características del decaimiento.

0

Pulso RF Pulso RF

FI

tiemp


52

Figura 2.24: Secuencia de pulsos CPMG (90º- -180º-3 -180º-5 -180º) produce un tren de ecos a tiempos 2 , 4 , 6 ... Se mide la relajación transversal T2 a partir de las amplitudes de los ecos múltiples (Ruan y Chen, 1998).

La curva del FID puede ser expresada como la sumatoria de un componente sólido

y un componente líquido de la muestra. La componente sólida se caracteriza por una

función Gaussiana mientras que la líquida por una función exponencial (Le Botlan y

Ouguerram, 1997; Ruan y Chen, 1998).

La secuencia de pulsos CPMG representa básicamente al componente líquido de la

muestra, ya que la adquisición de datos comienza luego de que la señal del sólido ha

decaído. Por lo tanto, el comportamiento de la señal puede expresarse mediante una

ecuación netamente exponencial. La señal también puede estar conformada por uno o

varios tipos de protones decayendo a distintos tiempos, entonces la curva puede seguir un

comportamiento mono o multiexponencial (ecuación 2.16).

iTtieAI 2/

(ecuación 2.16)

donde I es la intensidad de la señal del protón al tiempo t, T2l es el tiempo de relajación de

los protones del componente líquido (agua ligada a la matriz), Al es el número relativo de

protones que contribuyen a la señal de T2l e i es el número de componentes del sistema.

0

Pulso RF 90°

tiempo

Pulso RF

Pulso RF

Pulso RF


53

2.5.2 Movilidad molecular del agua en los sistemas alimenticios

En una matriz alimentaria la relajación de los protones es influenciada

principalmente por tres factores (Ruan y Chen, 1998): 1) El intercambio físico-químico

entre los protones del agua (mayores contribuyentes en el tejido vegetal) y los protones de

los grupos hidroxilos, aminos y carboxilos de las macromoléculas. 2) La difusión de las

moléculas de agua desde zonas de libre movimiento a zonas con movimiento más

restringido y 3) la relajación cruzada, que solo se observa en T1, entre núcleos de un

biopolímero y los núcleos que se encuentran cerca de su superficie.

El contenido de humedad es una de las principales fuentes de variación en los

tiempos de relajación al igual que las diferentes habilidades de las macromoléculas en ligar

el agua y la variación aportada por la temperatura.

La relajación de los protones puede ser caracterizada a través de T1 y T2 en el rango

de varios microsegundos a unos pocos segundos, dependiendo del ambiente en el que se

encuentran. Tiempos largos indican alta movilidad de las moléculas de agua, pues tardan

más en alcanzar el estado de equilibrio que las moléculas de agua menos móviles, las

cuales poseen tiempos más cortos. El agua de monocapa experimenta un tiempo T2

solamente de unas decenas de microsegundos, similares a los protones del agua en el hielo

y muchas macromoléculas, mientras que el agua libre en el sistema experimenta T2 largos,

en el rango de los milisegundos. El tejido vegetal es un sistema muy heterogéneo y el agua

puede encontrarse en un sinfín de estados, asociada a un sinfín de componentes diferentes

que le proveen ambientes de diversa movilidad, aunque solamente unos pocos son los

dominantes y, por ende, gobiernan el sistema.

El tiempo de relajación transversal T2 se relaciona con el estado del agua en los

compartimentos celulares, el contenido y movilidad del agua y las interacciones entre el

agua y las macromoléculas (Van As y col., 2009).

2.6 Relación entre los cambios en la estructura, las características reológicas y la movilidad molecular del agua de los tejidos vegetales producidos por los tratamientos osmóticos

El proceso osmótico produce modificaciones en la estructura de los tejidos vegetales.

Estas modificaciones, las cuales influyen sobre la conducta mecánica, están relacionadas


54

con la velocidad de cambios bioquímicos y fisicoquímicos, así como con los fenómenos de

transporte que están presentes durante el proceso (Alzamora, 2000).

Los cambios estructurales que se producen durante la deshidratación osmótica en las

frutas son principalmente: plasmólisis, alteración de las paredes celulares, degradación de

la laminilla media, lisis de las membranas (plasmalema y tonoplasto), encogimiento del

tejido, alteración de la compartamentalización celular, cambios en la permeabilidad de la

pared y de la membrana entre otros.

Cuando la célula vegetal se sumerge en una solución hipertónica pierde su turgor

rápidamente, la vacuola se encoge, el protoplasma se separa de la pared, y el espacio entre

el protoplasma y la pared se llena con la solución de ósmosis. El grado de plasmólisis

dependerá de la concentración de la solución osmótica (Le Maguer y Yao, 1995). En este

punto los agentes de ósmosis interaccionan con las membranas celulares afectando sus

propiedades, por lo menos en las zonas más externas de la muestra (Atares y col., 2009).

Esta información microestructural puede ser utilizada para realizar una

interpretación comprensiva y modelar la respuesta de la transferencia de masa acoplada al

fenómeno de relajación - deformación durante la deshidratación osmótica en células

aisladas de manzana.

Como reportó Alzamora y col. (2000) se produce un encogimiento del producto

como consecuencia de la pérdida de agua del protoplasto. La membrana plasmática se

separa de la pared celular, favoreciendo la plasmólisis de las células de las plantas. Durante

la plasmólisis se observa una modificación en las propiedades de permeabilidad de las

membranas plasmáticas. Las células de la superficie de la muestra sometida a DO son

totalmente plasmolizadas en un período relativamente corto, mientras que las del interior

pueden encontrarse en un estado de máxima turgencia. Por lo tanto durante la DO se

desarrolla un gradiente de presión de turgor que puede deformar la estructura celular.

El comportamiento reológico y las características microscópicas de los tejidos

vegetales se encuentran relacionadas. A nivel celular y tisular existen tres factores

estructurales principales que contribuyen al comportamiento mecánico de los alimentos de

origen vegetal: 1) turgor (es decir, la fuerza ejercida sobre la membrana celular por el

fluído intracelular); 2) la rigidez de la pared celular; y 3) la adhesión entre las células,

determinada por la integridad de la laminilla media y los plasmodesmos (Jackman y

Stanley, 1995a; Waldron y col., 1997; Alzamora y col., 2000, 2008).

A nivel macroscópico, las frutas se comportan como un sistema viscoelástico

cuando se someten a una carga mecánica, lo que significa que fuerza, distancia, y tiempo


55

(en términos de velocidad, extensión y duración de la carga), determinan el valor de las

mediciones (Pitt, 1992).

Las pruebas dinámicas ofrecen datos sobre la viscosidad y elasticidad relacionada

con su tiempo de respuesta y el espectro mecánico dinámico que representa la

microestructura del material (Khan y col., 1997).

Los parámetros del modelo de fluencia y los valores de G’ están asociados con

algunos componentes estructurales del tejido de las frutas y reflejan cambios que ocurren a

nivel celular (Jackman y Stanley, 1995b; Martínez y col., 2005; 2007; Alzamora y col.

2008). Además se ha observado una relación lineal entre el turgor de las células y el

módulo de almacenamiento (G´) de tomates, kiwis, papas y manzanas (Lin y Pitt, 1986;

Jackman y col., 1992a; Rojas y col., 2001).

En los procesos de conservación ocurren diversas modificaciones estructurales que

contribuyen al desmontaje de las paredes celulares primarias y a la pérdida de turgencia

celular de los frutos. Algunas de estas modificaciones son: el nivel de turgor del tejido, el

deslizamiento de las microfibrillas de celulosa a través de la matriz amorfa de la pared

celular, el flujo de la matriz, el reagrupamiento molecular de los componentes

(especialmente la celulosa), o una combinación de todos éstos cambios (Alzamora y col.,

2008). Todas estas modificaciones afectan la respuesta de de los ensayos de fluencia y de

los valores de G’.

Los conocimientos derivados de las investigaciones sobre la estructura de las

células de la planta durante el procesamiento y su influencia en el comportamiento

viscoelástico (determinado por los ensayos a bajas deformaciones) y las propiedades de

fractura (determinado por grandes los ensayos a altas deformaciones) pueden ser utilizados

para la optimización de técnicas existentes para la producción de frutas con propiedades

mecánicas específicas (Kunzek y col., 1999).

A través de los ensayos dinámicos se obtienen medidas viscoelásticas diferentes en

comparación con las derivadas del ensayo de fluencia – recuperación. Por tal motivo,

ambos ensayos se complementan para describir de manera más amplia los aspectos

viscoelásticos de los materiales (Schramm, 1994).

La transferencia de masa durante el proceso de deshidratación osmótica en las

frutas ocurre simultáneamente con modificaciones físicas, micro y macroestructurales y

con cambios en la movilidad molecular del agua, debido a la deformación y ruptura de las

elementos celulares asociados a la deshidratación e intercambio gas – líquido (Torregiani y


56

Bertolo, 2001a, 2001b; Chiralt y col., 2001; Talens y col., 2002). Estas modificaciones

afectan fuertemente la textura de los tejidos.

Tregunno y Goff (1996) usaron este tipo de ensayo para estudiar el efecto de

deshidratación osmótica y congelado en manzanas. Gerschenson y col. (2001) aplicaron

ensayos oscilatorios en muestras de kiwi para estudiar los cambios producidos por

tratamientos de escaldado y deshidratación osmótica. En 2005, Martínez empleó estos

ensayos en muestras de melón deshidratado osmóticamente. Varela y col. (2007) utilizaron

los ensayos oscilatorios para estudiar los cambios reológicos de manzanas en función del

tiempo.

García Loredo y col. (2013) aplicaron tratamientos de DO en muestras de manzana

Granny Smith con soluciones de glucosa para llegar a una aw de equilibrio de 0,97. Los

autores evaluaron las propiedades reológicas a altas deformaciones (ensayos de

compresión), a bajas deformaciones (ensayos oscilatorios dinámicos y de fluencia –

recuperación), la estructura y la textura (análisis sensorial mediante un panel entrenado).

Las propiedades reológicas pudieron predecir la textura de las muestras y evidenciar las

diferencias en las estructuras provocadas por los tratamientos.

Oliver y col. (2012) propusieron un modelo físico para explicar las propiedades

viscoelásticas en función del tiempo de células de manzana Granny Smith sometidas a un

proceso osmótico en vacio con soluciones de sacarosa y trehalosa (figura 2.25).

En el equilibrio con las soluciones hipertónicas se distinguieron dos períodos a lo

largo del proceso de ósmosis, con diferencias en el transporte transmembrana y el

fenómeno de relajación. En el primer período el volumen disminuye debido a que la

pérdida de agua por el transporte transmembrana es mayor que la ganancia de agua debida

a la relajación estructural de la pared celular. Mientras que en el segundo período ocurre el

proceso inverso. A partir de los datos obtenidos se pudieron desarrollar modelos

matemáticos para simular el comportamiento mecánico observado.

En relación a la movilidad molecular del agua, Snaar y Van As (1992) estudiaron

los tiempos de relajación T2 de los protones del agua en parénquima de manzana inmerso

en soluciones acuosas isotónicas que contenían iones Mn+2. Estos iones paramagnéticos a

medida que penetraban en la célula disminuían los tiempos de relajación de los protones

hasta hacer desaparecer los términos exponenciales del modelo matemático que habían

planteado. De esta manera identificaron tres poblaciones de agua con diferentes tiempos de

relajación característicos en tejido parenquimático de manzana, los cuales fueron atribuidos

al agua en diferentes compartimentos de la célula: los T2 más altos al agua contenida en las


57

Figura 2.25: (a – e) representación esquemática de la evolución de una célula durante un proceso de DO; (f) modelo de resorte – pistón que describe el comportamiento viscoelástico de la célula. x es la fracción de soluto dentro del protoplasto, x0 es la fracción de soluto de la solución; Jw es el flujo de agua hacia el exterior de la célula, Jos es el flujo de solución hacia el interior celular; Vc es el volumen de la célula; Vp es el volumen del protoplasto y Vi es el volumen entre la pared celular y el protoplasto. (Adaptado de Oliver y col., 2012).

vacuolas, los T2 más cortos corresponderían al agua asociada a la pared celular y espacio

extracelular, y los T2 medios a los citoplasmas.

Cho y col. (1993) correlacionaron empíricamente a T1 y/ó T2 con la concentración

de azúcares en distintas frutas.

Hills y Remigereau (1997) identificaron tres poblaciones de agua a nivel subcelular

en manzana durante el secado y el congelamiento del tejido.

En el año 2000, Cornillon utilizó la técnica de 1H-RMN para caracterizar al tejido

de manzana deshidratado osmóticamente. Luego de tres horas de impregnación con

sacarosa T2 se redujo drásticamente y se analizó el cambio en la movilidad del agua de

acuerdo a la población que presentó cada distribución exponencial.

Van der Weerd y col. (2002) estudiaron el intercambio de agua a través de una

membrana permeable entre los compartimentos celulares del maíz.

Raffo y col. (2004) monitorearon el tejido de banana a través de la medición de los

tiempos de relajación T2 y los coeficientes de difusión del agua, en diferentes estadios de


58

maduración del fruto. Identificaron tres poblaciones de agua, que fueron atribuidas a

diferentes compartimentos celulares. El primer compartimento fue asignado a la pared

celular caracterizada por los T2 más bajos debido al intercambio rápido de protones entre el

agua y los los grupos hidróxilos de los polisacáridos. Asignaron el segundo compartimento

al citoplasma, caracterizado por T2 intermedios debido a que el citoesqueleto constituye

una red tridimensional de estructuras proteicas que generan un estado de gel, junto con el

intercambio químico de protones con otras proteínas unidas a las membranas de las

organelas. El tercer compartimento se atribuyó a las vacuolas y se caracterizó por mostrar

los T2 más altos, la savia presente en este compartimento es esencialmente una solución

diluída de varios metabolitos con los que se produce el intercambio químico con los

protones del agua. Sin embargo los autores sostienen que no necesariamente existiría una

simple correlación entre los componentes y el agua presente en los compartimentos

subcelulares debido a que las señales de las contribuciones de los distintos compartimentos

podrían superponerse y el intercambio difusivo podría ser un promedio de la

magnetización.

Según Musse y col. (2010) aunque se ha probado claramente que el estudio de

RMN puede proveer información útil acerca de las células de las plantas, la interpretación

de los resultados no es siempre sencilla. El número de componentes de las señales de RMN

indudablemente dependen del tejido de la muestra, pero pareciera que también están

relacionados con el protocolo de medición y el método de ajuste, incluso cuando se utiliza

la secuencia clásica de CPMG. Por ejemplo Tu y col. (2007) reportaron solo un

componente para el decaimiento exponencial del tiempo de relajación T2 en tomates

frescos, mientras que Duval y col. (2005) y Marigheto y col. (2009) determinaron cuatro

componentes también en el pericarpio de tomate.

Hills y Duce (1990) propusieron un modelo de relajación simple basado en el

intercambio químico y difusivo de los protones del agua en tejidos parenquimáticos de

manzana. La tasa de los tiempos de relajación transversal del agua en un compartimento

celular particular (vacuola, citoplasma, espacio extra celular o pared celular) es controlada

por el intercambio químico entre el agua y los biopolímeros o metabolítos dentro de cada

compartimento. Los T2 de los protones del agua localizada en los subespacios celulares son

el resultado de un promedio entre el T2 del agua pura (alrededor de 2000 ms) y el T2 de los

biopolímeros con los cuales se produce el intercambio químico.

Recientemente Marigheto y col (2008) y Adriensen y col. (2013) utilizaron la

secuencia de pulsos CPMG en matrices de manzana (var. Red Delicious y Reine des


59

Reinettes respectivamente) para medir los tiempos T2 y obtuvieron una respuesta que se

ajustó a una función de decaimiento tetraexponencial. Cada uno de los componentes fue

asignado a vacuola, citoplasma, espacio extracelular y pared celular. Sin embargo esta

distribución no se mantiene para todos los tipos de tejidos de plantas.

3. MATERIALES Y MÉTODOS

MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss

61

3.1 Materia prima

Se utilizaron manzanas frescas (Malus pumila, variedad Granny Smith) adquiridas

en un comercio local.

Para cada ensayo en particular se seleccionaron frutas al azar provenientes de un

mismo lote que presentaran propiedades físico-químicas similares (etapa de maduración,

tamaño, forma y contenido de sólidos solubles) con el objetivo de trabajar con un lote

homogéneo de frutas y minimizar la variabilidad en cada ensayo. Debido al número y al

extenso tiempo que requirieron los tratamientos realizados en consideración con los

procesos fisiológicos de los materiales, se decidió trabajar con tres lotes distintos de

manzanas. En todos los casos las muestras de manzanas frescas sin tratar fueron usadas

como controles del ensayo.

Los ensayos se realizaron en distintas épocas del año y teniendo en cuenta la

estacionalidad de la fruta se registraron los respectivos controles como: Control I, Control

II y Control III.

Las manzanas se almacenaron en refrigeración ( 5 °C) durante un día. El

contenido de humedad de las manzanas de todos los lotes utilizados fue de 86,3 – 88,0 %

p/p, actividad de agua (aw) = 0,98 ± 0,01 y contenido de sólidos solubles (ss) = 12 ± 1

°Brix.

Una hora antes de su procesamiento las frutas fueron retiradas del frío para

equilibrar su temperatura con la temperatura ambiente.

3.2 Preparación del material

Se trabajó con el tejido parenquimático de las manzanas, descartando las zonas más

externas cercanas a la piel y hacia el centro las cercanas al corazón de la fruta.

El proceso de deshidratación osmótica genera contracciones en el volumen del

tejido debido a la pérdida de agua. Por este motivo, las muestras destinadas a los

tratamientos de conservación se cortaban con una altura inicial mayor a la buscada, de tal

forma que después de la contracción se alcanzara la altura final deseada.

Para los análisis de compresión se obtuvieron cilindros del tejido de 15 mm de

diámetro y 15 mm de altura realizando cortes longitudinales con un sacabocados y una

guillotina.


62

La figura 3.1 muestra un esquema del procedimiento de corte.

Figura 3.1: Metodología de corte para obtener tejidos de manzana con geometría cilíndrica para ser utilizados en los ensayos de compresión.

Para los análisis de propiedades mecánicas a bajas deformaciones y de movilidad

molecular del agua se ensayaron discos de tejido de 30 mm de diámetro y 6 mm de altura

de tejido. Para ello, se cortaron rodajas de un espesor 6 mm con una cortadora manual y

se empleó un sacabocados para obtener placas de 40 mm de lado, que luego serían

sometidas a los distintos tratamientos de ósmosis que se detallan más adelante. Luego de

cada tratamiento osmótico, las placas de 6 mm de espesor final se cortaron con un

sacabocados cilíndrico de 30 mm de diámetro. En la figura 3.2 se representa la

metodología de corte. Se seleccionó un espesor de compromiso de la muestra de 6 mm, ya

que en resultados previos obtenidos en nuestro grupo de trabajo (Martínez, 2005) las

muestras de espesores menores obtenían mayores desviaciones en las mediciones de las

Sacabocados

15 mm

Tratamiento osmótico

15 mm

15 mm

15 mm

Muestras


63

propiedades viscoelásticas y con muestras de mayores espesores se incluía tejido no

parenquimático que podría presentar propiedades físicas diferentes.

Figura 3.2. Metodología de corte para obtener tejidos de manzana con geometría de discos para ser utilizados en los ensayos de bajas deformaciones.

Para las mediciones del espesor se utilizó un micrómetro marca Teclock (modelo:

SM-124; Teclock Corporation, Japón; sensibilidad = ± 0,01 cm). Solo se utilizaron las

piezas que presentaron un desvío estándar menor a 0,05 cm del espesor requerido.

3.3 Tratamientos de deshidratación e impregnación con agentes osmóticos

La deshidratación osmótica (DO) con soluciones de azúcares se realizó en un

sistema de trabajo con agitación forzada a presión atmosférica y temperatura ambiente.

Muestras

30 mm

6 mm


Cortadora manual

6 mm

30 mm


64

Se ajustó la intensidad de agitación del sistema para asegurar el control interno a la

transferencia de masa.

Se utilizó una gran relación jarabe:fruta (aproximadamente de 20:1) para minimizar

el efecto de la dilución de la solución de inmersión por el agua proveniente de la

deshidratación de la fruta.

En el proceso de deshidratación osmótica se utilizaron los siguientes compuestos:

Cerelose® (glucosa monohidrato, grado alimenticio, Productos de Maíz S.A., Argentina),

Mor-Sweet (jarabe de maíz de alta maltosa, grado alimenticio, Productos de Maíz S.A.,

Argentina), maltosa (maltosa monohidrato, grado analítico, Anedra S.A., Argentina),

trehalose ® (trehalosa dihidrato, grado alimenticio, Cargill Inc. y Hayashibara Co, Estados

Unidos y Japón), sorbato de potasio (grado alimenticio, Saporiti S.A., Argentina), ácido

ascórbico (grado alimenticio, Química Oeste S.A., Argentina) y ácido cítrico (grado

alimenticio, Química Oeste S.A., Argentina).

Las muestras de manzana se sumergieron en las soluciones acuosas con los agentes

osmóticos hasta alcanzar una actividad de agua en equilibrio de 0,97 o 0,94 y valores de

contenidos de sólidos solubles constantes en el tiempo para las dos geometrías de las

matrices ensayadas.

Se prepararon soluciones de glucosa 22,0 %p/p o 38,7 %p/p, trehalosa 34,4 %p/p o

48,0 %p/p, maltosa 37,3 %p/p o 51,0 %p/p y de diluciones de 42,0 %p/p o 56,0 %p/p de

jarabe de maíz de alta maltosa (JMAM) para alcanzar una aw de equilibrio de 0,97 y 0,94

respectivamente.

Las concentraciones de los agentes de impregnación glucosa, trehalosa y maltosa se

calcularon mediante la ecuación de Norrish (1966) para obtener soluciones binarias de aw

0,97 y aw 0,94 a temperatura ambiente (20 2 ºC).

22

1w

K.x.exa (ecuación 3.1)

donde: aw es la actividad de agua; x1 y x2 son las fracciones molares de agua y soluto

respectivamente y K es la constante de Norrish para cada soluto.

El valor de la constante de Norrish (K) de cada soluto se obtuvo de bibliografía:

K glucosa = 2,25 (Chirife y col, 1980), K trehalosa = 6,47 (Galmarini y col, 2008),

K maltosa = 4,54 (Chirife y col., 1980).

El cálculo de la concentración necesaria de jarabe de maltosa en el medio de

ósmosis se obtuvo mediante interpolación de la curva experimental de aw vs concentración


65

de sólidos solubles reportada por Ceroli (2009), construida a partir de soluciones de jarabe

de maltosa de concentración conocida.

Figura 3.3: Variación de la aw con la concentración de jarabe de maltosa (Ceroli, 2009).

Según las especificaciones aportadas por el fabricante del JMAM

(www.glucovil.com.ar/esp/j_de_alta_maltosa.html), la distribución típica de azúcares del

jarabe determinada mediante HPLC fue: < 5 % glucosa, > 42 % maltosa, entre 18 % y 28

% maltotriosa y entre 20 % y 30 % de maltotetrosa más azúcares superiores.

A las soluciones se les agregó sorbato de potasio (1500 ppm), ácido ascórbico (1

%p/p) y se ajustó el pH a 3,5 (pH natural de la fruta) con ácido cítrico (0,5 %p/p) con el

propósito de inhibir y/o retardar el desarrollo microbiano y frenar las reacciones de

pardeamiento enzimático inhibiendo la actividad de la enzima polifenoloxidasa (PPO)

(Torreggiani, 1995; Pizzocaro y col., 1993).

Se realizaron experiencias preliminares donde se determinaron los tiempos del

proceso de ósmosis con las soluciones de los cuatro agentes osmóticos a las dos aw. Para

ello se dispusieron 20 muestras en cada condición, las cuales se retiraron en intervalos de

media hora durante las primeras 8 horas de ensayo y luego cada hora hasta verificar la

0,70

0,75

0,80

0,85

0,90

0,95

1,00

20 30 40 50 60 70 80 90

aw

Concentración de sólidos (% p/p)


66

condición de equilibrio. En cada muestra se evaluó la aw alcanzada y el contenido de

sólidos solubles.

3.4 Determinación de la actividad de agua

Se utilizó un equipo marca Aqua Lab (modelo CX-2; Decagon Devices Inc.;

Estados Unidos; sensibilidad = 0,01), basado en la detección del punto de rocío para las

mediciones de la aw de las manzanas que recibieron tratamientos, las manzanas frescas y

las soluciones de ósmosis empleadas.

Para la medición, las muestras de manzana se trituraron y colocaron en las cubetas

del equipo.

El equipo fue calibrado con soluciones salinas saturadas de aw conocida en el rango

de medición, de acuerdo al procedimiento seguido por Roa y Tapia de Daza (1991). Para la

preparación de las soluciones se utilizaron reactivos de calidad analítica: sulfato de potasio,

cloruro de potasio, nitrato de potasio (Merck Química Argentina S.A.I.C., Argentina) y

cloruro de bario (Mallinckrodt Chemical Works, Estados Unidos).

En la tabla 3.1 se indican los valores de aw tomados como referencia (Resnik y col.,

1984).

Tabla 3.1: Valores de aw de distintas soluciones salinas saturadas.

Soluciones salinas saturadas de:

aw (25 ºC)

KCl 0,843 BaCl2 0,902 KNO3 0,926 K2SO4 0,974

Las determinaciones se realizaron por triplicado y se informan los valores

promedio.

3.5 Determinación del contenido de humedad

El contenido de humedad (M) de las muestras frescas y tratadas se determinó

gravimétricamente en estufa de vacío marca Gallenkamp (modelo OVL; Sanyo


67

Gallenkamp PLC; Reino Unido) a 60 1 ºC. Se utilizó cloruro de calcio (grado analítico,

Química Oeste S.A., Argentina) como desecante.

Los tejidos de manzana se cortaron en pequeñas secciones, se colocaron en

pesafiltros y se los pesó cada 3 días, en una balanza marca Precisa (modelo 180 A, Suiza,

sensibilidad ± 0,0001 g) hasta alcanzar un peso constante en el tiempo.

Los valores obtenidos se expresaron como contenido de agua en gramos por cada

100 gramos de muestra (g/100 g). Las determinaciones se realizaron por triplicado y se

informan los valores medios y el coeficiente de variación.

3.6 Determinación del contenido de sólidos solubles

Las muestras se trituraron y se midió el contenido de sólidos solubles (ss) en un

refractómetro marca Atago (modelo PR 101, Atago CO., Japón). La concentración de

sólidos solubles se expresó como °Brix (± 0,1). Las determinaciones se realizaron por

triplicado y se informan los valores promedio y el coeficiente de variación.

3.7 Determinación del pH

Para la determinación del pH de las soluciones de ósmosis se utilizó un

potenciómetro marca Orion (modelo PerpHecT Meter 310, Reino Unido; sensibilidad =

0,1) calibrado con buffers de pH 4,0 y 7,0.

3.8 Determinación instrumental de las propiedades mecánicas a altas deformaciones: ensayos de compresión.

El comportamiento mecánico a altas deformaciones de las muestras frescas y

tratadas fue determinado por ensayos de compresión uniaxial con un texturómetro

universal marca Instron (modelo 1101, Instron Corporation, Estados Unidos), provisto de

una plaqueta de adquisición de datos.

Las determinaciones experimentales fueron llevadas a cabo con una velocidad

constante del cabezal de compresión (10 mm/min) y rango de carga de 500 N a

temperatura ambiente. El diámetro de cabezal de compresión utilizado fue de 35 mm. Las

mediciones se realizaron hasta comprimir el 80 % de la altura inicial del espécimen.


68

Las muestras fueron colocadas siempre en forma vertical y centradas con respecto

al sensor del equipo.

Se realizaron 30 repeticiones para cada ensayo de compresión.

Figura 3.4: Texturómetro Universal Instron 1101.

El texturómetro empleado en los ensayos registró la fuerza (F) aplicada a una

muestra en función del tiempo (t) que requirió la compresión de los cilindros de tejido de

manzana. El equipo permitió preestablecer la velocidad constante del cabezal de trabajo.

Teniendo en cuenta el tiempo y la velocidad del cabezal utilizada se empleó la ecuación

3.2 con el fin de transformar los datos obtenidos en curvas de fuerza vs distancia recorrida.

60

t(s).min

mmv

d(mm) (ecuación 3.2)

donde: d es la distancia recorrida por el cabezal; v es la velocidad del cabezal y t es el

tiempo que toma el recorrido del cabezal del texturómetro.


69

Los datos obtenidos en el ensayo de compresión fueron transformados en esfuerzo

real (R) y en deformación real o de Henky (R). Se asumió que el volumen del espécimen

permanece constante durante la compresión (Dobraszczyk y Vincent, 2001; Peleg, 1984):

00

0R

.HA

H(t))F(t).(H (ecuación 3.3)

H(t)H

Hln

0

0R (ecuación 3.4)

donde: R es el esfuerzo real (N/m2); R es la deformación real definida por Hencky; F(t)

(N) es la fuerza al tiempo t, H0 (m) es la altura inicial de la muestra, H (m) es la

disminución absoluta de la altura inicial en la dirección de la fuerza aplicada, A0 (m2) es el

área inicial de la muestra.

A partir de las curvas de R vs R se obtuvo el esfuerzo real de ruptura (RR)

definido como el valor de R en el primer máximo de la curva y la deformación real en ese

punto (RR), utilizando el software Microcal Origin 6.0 (Microcal Software Inc., Estados

Unidos).

Para calcular el módulo de deformabilidad (Ed) se realizó una regresión en la

porción lineal inicial de la curva de los datos R vs R, utilizando el software Microsoft

Office Excel 2003 (Microsoft Corp., Estados Unidos), y se calculó la pendiente de la curva

R vs R entre cierto rango de deformación en particular para cada caso (ecuación 3.5).

Para las muestras frescas (control) el Ed se calculó como la pendiente en la porción lineal

inicial de la curva R vs R hasta el 50 % de la deformación del espécimen; para las

muestras tratadas con soluciones acuosas de aw 0,97 hasta el 10 % de la deformación del

espécimen y para las muestras tratadas con soluciones acuosas de aw 0,94 hasta el 20 % de

la deformación del espécimen.

R

RdE (ecuación 3.5)

donde: R es el esfuerzo real y R es la deformación real definida por Hencky.

Se determinó además el trabajo (W) o energía mecánica absorbida necesaria para

alcanzar el punto de ruptura del material por unidad de volumen del cilindro de manzana.


70

El W se evaluó mediante el cálculo del área bajo la curva de R vs R desde el origen hasta

el punto máximo de esfuerzo donde se produjo la ruptura de la muestra comprimida

(ecuación 3.6). Las unidades se expresaron en megajoules por unidad de volumen

(MJ/mm3) y se utilizó el software Microcal Origin 6.0 (OriginLab Corp., Estados Unidos)

para los cálculos (Calzada y Peleg, 1978).

R

0

.W (ecuación

3.6)

donde: W es el trabajo; el esfuerzo; el diferencial de deformabilidad entre 0 y R.

3.9 Determinación instrumental de las propiedades mecánicas a bajas deformaciones: ensayos oscilatorios dinámicos y rotatorios

Se realizaron ensayos oscilatorios (espectros dinámicos) y ensayos rotatorios

(fluencia – recuperación).

La medición de las propiedades viscoelásticas se realizó en un reómetro dinámico

marca Paar Physica (modelo MCR 300, Anton Paar GMBH, Alemania). El control del

equipo se realizó mediante el software ReoPlus/32 V3. 10 (Antón Paar GMBH, Alemania).

Para la medición se usó la geometría de platos paralelos de 30 mm de diámetro

(sensor PP30 de superficie rugosa).

Durante las mediciones la temperatura de las muestras se reguló a 20 ºC mediante

un controlador de temperatura con sistema Peltier conectado a un baño termoestático

externo marca Paar Physica (modelo Viscotherm VT2, Paar Physica, Alemania).

Antes de iniciar cada ensayo se aplicó una fuerza inicial de compresión normal

(FN) a la muestra por 150 s. Dicha fuerza se mantuvo constante durante el transcurso de

los ensayos oscilatorios y rotatorios con el fin de generar la mayor área de contacto entre la

muestra y el sensor para evitar el deslizamiento y remover cualquier irregularidad que

pudiera encontrarse presente en los discos de tejido y que afectara sus propiedades

viscoelásticas.

El valor de la fuerza normal fue de 1N durante 150 s; en estas circunstancias no se

superó el rango viscoelástico lineal (RVL) del tejido, no se afectaron sus propiedades


71

viscoelásticas y la muestra pudo ser sujetada durante el transcurso del ensayo (Mittal y

Mohsenin, 1987; Jackman y Stanley, 1995b).

Figura 3.5: Reómetro Dinámico Paar Physica MCR 300

3.9.1 Ensayos oscilatorios dinámicos (Espectros dinámicos)

A partir de los ensayos oscilatorios se obtuvieron los valores experimentales del

módulo de almacenamiento (G’) y el módulo de pérdida (G’’).

Anteriormente a la caracterización dinámica del material se realizó un barrido de

amplitud (BA), con control de la deformación de cizalla (CDC), para determinar los límites

del rango viscoelástico lineal (RVL). Las mediciones tomadas dentro de este rango

permitieron el ensayo no destructivo del tejido y se ajustaron a un modelo de ecuaciones

diferenciales lineales. Se realizó un barrido de amplitud con deformación entre 0,001 % y

10 % y se fijó la frecuencia angular a un valor constante de 10 s-1.

En el BA con CDC el G’ permaneció constante a lo largo de un rango de

deformación (). El punto de inflexión donde comienza a modificarse la pendiente de G’ vs

determina el valor límite de la amplitud de deformación (% que establece el RVL. Se

calculó dicho punto mediante el software RheoPlus (Paar Physica US 200, Austria)

incluido en el equipo. Se tomó un valor inferior, también recomendado por el mismo

software, para ser utilizado luego en el ensayo de barrido de frecuencias.


72

Para determinar el RVL de cada lote de manzanas frescas y de cada muestra que

recibió tratamiento osmótico las mediciones del BA con CDC se realizaron por triplicado.

Se determinaron los valores experimentales de los módulos de almacenamiento o

elástico (G’) y de pérdida o viscoso (G’’), para caracterizar el espectro mecánico de la

manzana, mediante el barrido de frecuencias (BF).

En los ensayos de barrido de frecuencia (BF), los módulos G’ y G’’ se

determinaron en un rango de frecuencia angular () de 0,1 a 100 s-1. Se utilizó un valor

constante de amplitud de deformación ( %dentro del RVL calculado en los ensayos de

BA para que todas las muestras se encontraran dentro de los límites de linealidad.

Para evitar que la muestra se deshidratara durante el ensayo debido al contacto con

el aire exterior, se colocó una campana de acrílico sobre el sistema platina – muestra -

sensor y dentro de la misma un algodón humedecido.

Para los ensayos oscilatorios se realizaron entre 6 a 12 repeticiones de cada

condición.

Los valores del espectro de G’ del barrido de frecuencia fueron modelados, en

todos los casos, a través de una regresión logarítmica.

log(G’) = m.log() + k (ecuación 3.7)

donde: m es la pendiente de la regresión y k es el valor del log (G’) cuandotoma el valor

de 1 s-1.

3.9.2 Ensayos rotatorios (Fluencia – Recuperación)

En este ensayo se registró la deformación () en función del tiempo (t) que sufría la

muestra de manzana durante la aplicación de un esfuerzo de cizalla constante (y durante

la recuperación de la deformación una vez removido dicho esfuerzo, calculándose además

la capacitancia según la siguiente expresión:

J(t) =t (ecuación 3.8)

Las curvas de capacitancia-tiempo deben ser independientes del esfuerzo de cizalla

() aplicado para que el ensayo se desarrolle dentro del RVL. Para determinar el valor de se realizó un ensayo oscilatorio previo de barrido de amplitud (BA) con control del

esfuerzo de cizalla (CEC) del tejido de manzana. Para determinar el RVL de cada lote de


73

manzanas frescas y de cada muestra que recibió el tratamiento osmótico las mediciones del

BA con CEC se realizaron por triplicado.

Durante este ensayo el valor de G’ se mantiene constante a lo largo de un rango de

aplicados. El software incluido en el equipo Rheoplus (Paar Physica US 200, Austria)

calcula el punto de inflexión donde comienza a modificarse la pendiente de G’ vs que

determina el mayor valor de esfuerzo permitido para trabajar dentro del RVL.

En el ensayo de fluencia – recuperación, al igual que en los ensayos oscilatorios,

fue necesario aplicar una fuerza normal FN = 1,0 N durante 150 s previos al ensayo para

sujetar la muestra y que la misma no resbalara durante las mediciones.

Para cada uno de los discos ensayados se realizaron tres ciclos repetidos de fluencia

– recuperación. En los dos primeros ciclos se mantuvo el esfuerzo de cizalla durante 60 s,

se removió el esfuerzo y se registraron los datos de recuperación por 120 s más. En el

tercer ciclo se ajustó el tiempo de aplicación del esfuerzo en 100 s y para la recuperación

200 s.

Las repeticiones del ciclo de esfuerzo y relajación se efectuaron con el fin de

remover irregularidades del material y aumentar la reproducibilidad de los resultados

(Mittal y col., 1987; Martínez, 2005).

Se determinaron los tiempos de ensayo teniendo en cuenta que, por un lado, deben

ser lo más cortos posibles para minimizar los cambios producidos en los tejidos de

manzana, principalmente en los frescos, en los que se desarrollan procesos metabólicos y

que además pueden deshidratarse durante el ensayo, y por otro lado ser lo suficientemente

largos para alcanzar el estado estacionario del material (Alzamora y col., 2008).

Se utilizó el software del equipo para generar regresiones no lineales de la fase de

fluencia (entre 0 y 100 s) y determinar si se alcanzó el estado estacionario del material.

Se fijó además el tiempo de la etapa de recuperación como el doble del tiempo de

fluencia con el fin de verificar que las curvas llegaran asintóticamente a un valor

determinado en el estado estacionario (Martínez, 2005).

Para el modelado matemático y análisis estadístico solo se tomaron en cuenta los

datos provenientes del tercer ciclo de fluencia-recuperación.

Los valores de capacitancia determinados en la etapa de fluencia se ajustaron a un

modelo mecánico constituido por un resorte en serie con dos elementos de Kelvin-Voigt

(cada uno de los elementos de Kelvin-Voigt tiene un resorte y un pistón conectados en

paralelo) y con un pistón (Sherman, 1970). En la figura 3.6 se muestra el esquema del

modelo físico utilizado.


74

Figura 3.6: Esquema del modelo de Kelvin Voigt generalizado constituido por 6 elementos.

La ecuación que describe el modelo físico es:

N/t

2

1ii0 n/te1.JJ,tJ i

(ecuación 3.9)

donde: J(t, ) es la capacitancia (= (t)/ ); (t) la deformación al tiempo t y el esfuerzo

constante aplicado; Jo es la capacitancia instantánea o elástica a t=0; Ji son las capacitancias

viscoelásticas; i (= i x Ji ) son los tiempos de retardo; i son los coeficientes de

viscosidad asociados con los elementos de Kelvin-Voigt; y N es el coeficiente de

viscosidad asociado con el flujo Newtoniano inversamente proporcional a la fluidez del

material en estado estacionario.

Se definió al módulo elástico (Ei = 1/Ji) como una medida de la elasticidad asociada

a los elementos del modelo físico.

Las curvas de capacitancia de la fase de fluencia se ajustaron mediante la ecuación

3.8 (Jackman y Stanley, 1995a; Martínez, 2005). El ajuste del modelo se realizó aplicando

el procedimiento de regresión no lineal con el software Statgraphics Plus para Windows

5.1 (Statpoint Technologies Inc., Estados Unidos).

En los ensayos de fluencia – recuperación se realizaron entre 12 y 18 repeticiones

de cada condición.

3.10 Determinación de la movilidad molecular del agua

J1

J2

J0


75

Se analizaron los cambios en la movilidad molecular del agua mediante la técnica

de resonancia magnética nuclear de protón resuelta en el tiempo (1H-RMN). Se midieron

los valores de los tiempos de relajación espín-espín T2 de las diferentes fracciones de agua

en las frutas utilizando un espectrómetro de resonancia magnética nuclear de campo

pulsado de baja resolución, marca Bruker Minispec (modelo mq 20, Bruker Biospin

GmbH, Alemania), con un campo magnético de 0,47 T y pulsos de radiofrecuencia de 20

MHz.

Figura 3.7: Espectrómetro de resonancia magnética nuclear (RMN) Bruker Minispec 20

Para el análisis las muestras de los tejidos frescos y deshidratados osmóticamente

se cortaron cuidadosamente con hojas de afeitar marca Gillette (Procter & Gamble Corp.,

Brasil) en pequeñas secciones y se colocaron en tubos herméticos de vidrio de 10 mm de

diámetro hasta completar una altura de 60 mm. Los tubos herméticos fueron introducidos

en un baño marca Haake (modelo Phoenix II C35P, Thermo Electron Corp., Alemania)

regulado a 22,00 ± 0,01 °C con el fin de equilibrar térmicamente las muestras.

En las muestras de altas humedades en el rango de aw=0,97 a aw=0,94, los T2

asociados a los protones presentan tiempos de relajación medios y altos, relacionados a

moléculas de agua con interacción baja o media con los sólidos y al agua libre

respectivamente. Por lo tanto, los valores de T2 fueron determinados por medio de la

secuencia de pulsos Carr-Purcell-Meiboom-Gill (CPMG) (90° - - 180°). Se ajustó el

tiempo entre los pulsos de 90° y 180° a 2 ms. Se registraron 200 puntos a lo largo del

tiempo establecido. Los datos fueron adquiridos luego de 8 repeticiones del escaneo en

cada medición con una demora de reciclo de 4 ms entre cada escaneo.

Las señales recibidas se ajustaron matemáticamente como una sumatoria de

decaimientos exponenciales de acuerdo a la siguiente expresión:


76

i2T/tn

1ii0 e.AyY (ecuación 3.10)

donde: Y representa la intensidad de la señal al tiempo t; y0 es el valor residual de ajuste de

la intensidad cuando t tiende a infinito; n es el número de exponenciales; T2i es la constante

de tiempo que corresponde al tiempo de relajación de los protones en cada fracción de agua

i y Ai es proporcional al número de protones en el estado T2i y representa el contenido

aparente de agua con T2 = T2i.

Los valores de Ai fueron normalizados de acuerdo a la siguiente ecuación:

100.A

AC

i

ii (ecuación 3.11)

donde: Ci es la proporción relativa de la población de protones.

Se utilizó el software Origin v6 (Microcal Software Inc., Estados Unidos.) con el

método de iteración de Levenberg-Marquardt para ajustar las regresiones no lineales.

Para validar el modelo estimado y determinar el mejor ajuste en el número de

términos exponenciales planteados se observó que los residuos del modelo ajustado

siguieran una distribución normal y no presentaran ningún tipo de autocorrelación.

Para detectar la presencia de autocorrelación se utilizaron métodos gráficos y de

contraste de hipótesis.

A través de los contrastes gráficos de los residuos estudentizados vs los valores

predichos por el modelo se intuyó la existencia de autocorrelación cuando se evidenciaron

comportamientos sistemáticos de los residuos.

Como criterio adicional y complementario se calculó el estadístico de Durbin-

Watson (DW), que examina los residuos del modelado, para determinar si existió alguna

correlación significativa basada en el orden en que aparecieron los datos. El software

Statgraphics Plus (Statpoint Technologies Inc., Estados Unidos) empleado para el cálculo

define que para valores mayores a 1,4 del estadístico DW es altamente probable que no

exista autocorrelación en los residuos y por lo tanto es más fiable el número de

decaimientos exponenciales que se plantean.

Se evaluaron 22 repeticiones para cada tratamiento.


77

3.11 Características micro y ultraestructurales

Se evaluaron los cambios en la microestructura y en la ultraestructura de los tejidos

de manzana frescos y osmóticamente deshidratados mediante microscopía óptica (MO) y

microscopía electrónica de transmisión (MET)

Las células del tejido parenquimático del fruto de manzana presentan una forma

alargada con crecimiento en sentido paralelo al eje axial de la fruta. Se cortaron secciones

cúbicas de la zona central de la muestra de aproximadamente 3 mm3, como se muestra en

el esquema de la metodología de corte de la figura 3.8.

Figura 3.8. Metodología de corte de tejidos de manzana para ser utilizados en las observaciones microscópicas.

Las muestras se fijaron en solución 3 %v/v de glutaraldehído en buffer 0,1 M de

fosfato de potasio (pH 7,4) durante toda la noche a temperatura ambiente. A continuación,

se lavaron con la solución buffer y se postfijaron en una solución de OsO4 en buffer 1,5

%p/v durante dos horas a temperatura ambiente. Luego se deshidrataron en una serie de

soluciones sucesivas de concentración ascendente de acetona y se embebieron en resina

Spurr de baja viscosidad (Sorrivas y Morales, 1983). Posteriormente se cortaron secciones

ultrafinas de 1 m de espesor con una cuchilla de vidrio utilizando un micrótomo rotatorio

marca Sorvall (modelo MT2B Ultracut, Sorvall Products, Estados Unidos). Las secciones

se colorearon con una solución acuosa de permanganato de potasio y/o azul de toluidina y

se examinaron mediante MO en un microscopio marca Carl Zeiss (modelo Axioskope 2

plus, Carl Zeiss Inc., Alemania).

30 mm


Eje axial

Eje axial

Dirección y sentido de corte paralelo al eje axial

Dirección y sentido de corte paralelo al eje axial


78

Para las observaciones mediante MET las secciones ultrafinas se colocaron en

pequeñas grillas de cobre teñidas con acetato de uranilo y citrato de plomo (Reynolds,

1963) y se examinaron en un microscopio de transmisión marca JEOL (modelo JEM 1200

EX II, JEOL Ltd., Japón) con una aceleración de voltaje de 80 kV.

3.12 Análisis estadístico de los datos

Según el diseño experimental definido, solo se tomó una muestra de cada fruto de

un mismo lote para cada tratamiento de deshidratación desarrollado. Se asumió que las

diferencias en las propiedades físico-químicas dentro de una misma manzana son

despreciables frente a las variaciones presentadas por otra manzana distinta (Hamann y

Diehl, 1978).

Tal como se mencionó en el ítem 3.1, a lo largo del trabajo experimental fue

necesario emplear tres lotes distintos de manzana debido al número y extenso tiempo que

requirió cada uno de los tratamientos estudiados y ensayos realizados. Se midieron y

analizaron las características mecánicas a altas deformaciones, las propiedades

viscoelásticas a bajas deformaciones, la movilidad del agua y las características

estructurales de las manzanas frescas, clasificadas como controles, para determinar si

existieron diferencias significativas inter-lote.

Se aplicaron los análisis estadísticos considerando los tres controles provenientes

de los distintos lotes. En cada cambio del lote de frutas se registró el control de manzanas

frescas respectivo:

Control I: correspondió al lote de manzanas empleado en los tratamientos de

deshidratación con soluciones de ósmosis de glucosa y trehalosa de aw 0,97.

Control II: correspondió al lote de manzanas empleado en los tratamientos de

deshidratación con soluciones de ósmosis de glucosa y trehalosa de aw 0,94.

Control III: correspondió al lote de manzanas empleado en los tratamientos de

deshidratación con soluciones de ósmosis de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

Control IV: correspondió al lote de manzanas empleado para la determinación de

humedad, sólidos solubles y actividad de agua.

Los resultados fueron expresados como la media y su coeficiente de variación CV.

Los valores atípicos obtenidos de todos los ensayos fueron detectados por medio de

la distancia Mahalanobis D2 (p 0,001) utilizando el software SPSS versión 13.0 (SPSS

Inc., Estados Unidos) y retirados del conjunto de datos destinados al análisis. Mahalanobis


79

D2 mide la distancia relativa desde un punto en particular al centroide de un grupo (media

multidimensional) teniendo en cuenta la covarianza de la muestra (varianza

multidimensional).

Los datos de las pruebas de compresión, espectro mecánico, capacitancia y 1H-

NMR fueron caracterizados estadísticamente mediante un análisis de varianza multivariado

(MANOVA) (Quinn y Keough, 2002). Se realizaron a posteriori comparaciones múltiples

entre las medias multivariadas de los tratamientos mediante la pruebas de Hotelling

basadas en correcciones de Bonferroni con un nivel de confianza de 95 %.

Como extensión del análisis de la varianza multivariado se aplicó un análisis de

función discriminante (AFD) (McGarigal y col., 2000), a partir del cual se obtuvieron un

cierto número de funciones como resultado de combinaciones lineales de las variables

originales involucradas.

Antes de desarrollar los análisis se comprobó la presunción de la homogeneidad de

las matrices de varianza – covarianza (Prueba de Homocedasticidad) y la distribución

normal (Prueba Shapiro-Wilks modificada) de los residuos.

En algunos casos se realizó una transformación logarítmica de las variables; de esta

manera los datos cumplían los supuestos de normalidad y homocedasticidad del

MANOVA.

La multicolinealidad entre las variables de respuesta fue ensayada por la matriz de

correlación de Pearson (análisis paramétrico), que brinda una medida de la magnitud de la

asociación lineal entre dos variables y que no depende de las unidades de medida de las

variables originales, y mediante el análisis de Spearman (análisis no paramétrico) de

correlación basada en rangos. Debajo de la diagonal principal de las matrices generadas

por ambos análisis se encuentran los coeficientes de correlación entre pares de variables y

por encima de la misma los respectivos valores – p, o la probabilidad asociada a la prueba

de hipótesis de correlación nula entre las variables de la lista.

Solo aquellas variables que no correlacionaron se ingresaron a la tabla de datos para

ser analizadas por MANOVA y AFD.

Para todos los análisis los valores de p < 0,05 fueron considerados como

significantes.

Los análisis se llevaron a cabo empleando el software InfoStat Versión 2009

(InfoStat Group, Argentina).

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.

RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn

81

4.1. Tratamientos osmóticos

Para alcanzar los valores de aw 0,97 y 0,94 con las distintas soluciones acuosas de

ósmosis se sumergieron las muestras, como se describe en el ítem 3.3, durante los

siguientes tiempos (tabla 4.1):

Tabla 4.1: Tiempos de tratamiento según la geometría del tejido de manzana para los

distintos tratamientos.

Tejidos con geometría

de discos inmersos en

solución osmótica de:

Tiempo (h)

Tejidos con geometría

de cilindros inmersos en

solución osmótica de:

Tiempo (h)

aw 0,97 aw 0,97

Glucosa (22,0 %p/p) 5,5 Glucosa (22,0 %p/p) 18,0

Trehalosa (34,4 %p/p) 6,0 Trehalosa (34,4 %p/p) 20,0

JMAM (42,0 %p/p) 10,0 JMAM (42,0 %p/p) 24,0

Maltosa (37,3 %p/p) 12,0 Maltosa (37,3 %p/p) 20,0

aw 0,94 aw 0,94

Glucosa (38,7 %p/p) 5,0 Glucosa (38,7 %p/p) 18,0

Trehalosa (48,0 %p/p) 6,0 Trehalosa (48,0 %p/p) 20,0

JMAM (56,0 %p/p) 10,0 JMAM (56,0 %p/p) 19,0

Maltosa (51,0 %p/p) 12,0 Maltosa (51,0 %p/p) 22,0

En el proceso de deshidratación-impregnación con solutos se produce la remoción

de una parte del contenido de agua de los tejidos de manzana y la absorción del soluto de

impregnación cuando se sumergen las muestras en la solución acuosa concentrada del

agente osmótico. El resultado neto es la transferencia selectiva de agua hacia el medio de

ósmosis, ya que el tejido pierde mayor cantidad de agua que la cantidad de azúcares que

incorpora.

Nieto y col. (1998) y Nieto y col. (2004) realizaron experiencias de deshidratación

osmótica en placas de manzana Granny Smith utilizando geometrías de 4 x 4 x 0,4 cm en

soluciones de glucosa 25,0 %p/p, en condiciones de proceso similares a las de nuestra

experiencia. Se requirió un tiempo aproximado de 6 h para alcanzar actividad de agua y

contenido de sólidos solubles constantes.

En el trabajo de Atares y col. (2009) se realizaron tratamientos de deshidratación

osmótica en muestras de manzana de la variedad Granny Smith cortadas en rodajas de 30


82

mm de espesor con soluciones acuosas de glucosa, sacarosa y trehalosa de aw 0,96 a 30 °C

por un período de 9 h. Se estudiaron los perfiles de composición en función de los tiempos

de impregnación. La transferencia de masa del agua y de los solutos resultó ser más rápida

cuando se utilizó glucosa o sacarosa con respecto a las soluciones con trehalosa, que

incrementaron la resistencia a la transferencia de masa de los tejidos. Si bien la sacarosa y

la trehalosa pertenecen a la familia de los disacáridos, los autores atribuyeron las

diferencias observadas principalmente a los cambios generados en la permeabilidad de las

membranas celulares por las interacciones de la trehalosa con algunos de sus componentes.

En el trabajo publicado por Barat y col. (2007) se realizaron deshidrataciones

osmóticas de cilindros de 2 cm ×2 cm de manzana Granny Smith en soluciones de sacarosa

de 35 y 55 °Brix, mantenidas a tres temperaturas distintas (30, 40 y 50 °C) y tiempos de

hasta 2000 h. Los autores observaron que para alcanzar el estado de equilibrio, donde la

concentración del soluto en la fase líquida de las muestras deshidratadas y la

correspondiente a la de la solución osmótica del sistema deben ser las mismas, se

requirieron tiempos muy largos de proceso. En tiempos relativamente cortos de ósmosis (a

partir de 24 h) se alcanzó un estadio de pseudoequilibrio donde la concentración de la fase

líquida de la manzana y la de la solución de ósmosis fueron muy cercanas. En este periodo

se produjo una relajación estructural de las células del tejido y un mayor ingreso de la

solución de ósmosis hacia el interior de las células.

Por otra parte, Panagiotou y col. (1999) estudiaron los fenómenos de transferencia

de masa durante la deshidratación osmótica de distintas frutas (manzana, kiwi y banana) en

soluciones de glucosa y sacarosa. Los autores realizaron un conjunto de experimentos

donde incluyeron como variables la temperatura, el tamaño de la muestra, el tiempo de

inmersión, la velocidad de agitación del sistema y el tipo y concentración de agente

osmótico. La concentración del agente osmótico tuvo un efecto positivo en la pérdida de

agua y en la ganancia de sólidos de la fruta osmotizada. Los procesos de ósmosis con

soluciones de glucosa de 40,0 %p/p provocaron mayores pérdidas de agua y ganancia de

sólidos en las muestras que con soluciones de sacarosa de 50,0 %p/p. El peso molecular del

soluto mostró un efecto negativo en la pérdida de agua y un efecto positivo en la ganancia

de sólidos en el equilibrio en las deshidrataciones con soluciones de glucosa y sacarosa en

igual concentración (p/p) y duración del tratamiento osmótico. Las muestras tratadas con

glucosa mostraron valores de pérdida de agua superiores a las osmotizadas en sacarosa.

Los autores suponen que este efecto osmótico superior probablemente se deba a que la


83

sacarosa tiene el doble de peso molecular de la glucosa, lo que produce soluciones de la

mitad de la concentración molecular y por lo tanto una presión osmótica significativamente

menor.

En la tabla 4.2 se muestran los valores medios de humedad en base húmeda,

contenido de sólidos solubles y actividad de agua determinados experimentalmente sobre

un mismo lote de manzanas sometido a todos los tratamientos de deshidratación osmótica.

Tabla 4.2: Contenido de humedad (M), concentración de sólidos

solubles (ss) y actividad de agua (aw) de muestras de manzana fresca y

sometidas a los distintos tratamientos de ósmosis.

Muestra M (g/100g) (C.V.) ss (Brix) (C.V.) aw (C.V.)

Control IV 86,52 (1 %) 10,3 (5 %) 0,98 (1 %)

Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,97

Glucosa (22,0 %p/p) 73,36 (1 %) 21,9 (1 %) 0,97 (1 %)

Trehalosa (34,4 %p/p) 64,17 (1 %) 33,4 (2 %) 0,97 (6 %)

JMAM (42,0 %p/p) 62,07 (1 %) 33,7 (3 %) 0,97 (1 %)

Maltosa (37,3 %p/p) 61,98 (1 %) 34,6 (2%) 0,97 (1 %)


Glucosa (38,7 %p/p) 59,96 (1 %) 34,4 (3 %) 0,94 (1 %)

Trehalosa (48,0 %p/p) 48,68 (6 %) 44,6 (0 %) 0,94 (1 %)

JMAM (56,0 %p/p) 46,97 (4 %) 48,7 (4 %) 0,94 (1 %)

Maltosa (51,0 %p/p) 44,68 (3 %) 50,5 (2 %) 0,94 (1 %) C.V.: Coeficiente de variación.

Control IV: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones

de glucosa, trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

El tratamiento osmótico generó una disminución del contenido de agua y un

incremento en el contenido de sólidos solubles en los tejidos vegetales en función del

aumento de las concentraciones de los agentes de impregnación en las soluciones de

ósmosis.

En las muestras inmersas en soluciones de aw 0,94 se produjo la mayor pérdida de

agua y la mayor ganancia de soluto debido a la mayor diferencia en el potencial químico

del agua y del soluto entre las soluciones de ósmosis y la fruta.

Es de destacar que existió una menor pérdida de humedad y una menor ganancia de

sólidos solubles necesarios para alcanzar la aw deseada cuando se utilizó el monosacárido

glucosa.


84

Karathanos y col. (1995) aplicaron procesos de deshidratación osmótica como

pretratamiento de secados posteriores en cilindros (50 mm de alto x 10 mm de diámetro) de

manzana de la variedad Golden Delicious. Emplearon soluciones de glucosa 15, 30 y 45

%p/p para la deshidratación en medios estancos. En los tratamientos con las

concentraciones más altas de glucosa (45,0 %p/p) luego de 18 h de proceso, el contenido

de humedad en base seca (g de agua / g de materia seca) fue de 3,2. En el presente trabajo

se alcanzó un contenido de humedad en base seca (g de agua / g de materia seca) de 3,2

pero en las muestras impregnadas en soluciones de glucosa al 22,0 %p/p con convección

forzada. Si bien se están comparando tratamientos sobre variedades de manzana distintas,

la geometría de las muestras y las condiciones de agitación también son fundamentales en

la cinética del proceso de ósmosis.

4.2 Propiedades reológicas del tejido de manzana a altas deformaciones

4.2.1 Curvas experimentales fuerza vs distancia de compresión y

parámetros mecánicos

Tejidos de manzana fresca

En la figura 4.1 se observa el comportamiento que presenta el tejido de manzana

fresco durante un ensayo de compresión. Se informa una curva típica de fuerza (F) en

función de la distancia de compresión (d) recorrida por el cilindro, representativa de las 90

muestras analizadas. Cada curva se registró desde el instante en que el sensor del equipo

tocó la cara superior del cilindro de la muestra de manzana hasta el 80 % de compresión

del espécimen.


85

Figura 4.1: Curva típica de F vs d de cilindros de manzana fresca.

Se observa que existió un incremento lineal de la F aplicada en el rango inicial de

bajas deformaciones hasta que se alcanzó un valor máximo de fuerza de ruptura (FR) del

tejido. Inmediatamente posterior a este punto, se muestra una caída abrupta seguida de

múltiples eventos sucesivos de fractura. Este comportamiento es característico del tejido

crujiente de muchas frutas frescas y es típico de materiales rígidos con baja resistencia a la

deformación. También se corresponde con el descripto en matrices de manzanas frescas de

acuerdo a los trabajos de Rebouillat y Peleg (1988); Anino y col. (2001) y Varela y col.

(2007), en tejidos de kiwi y frutillas (Chiralt y col., 2001), en tejidos de papa (Luscher y

col., 2005), en calabazas (Mayor y col., 2007) y en muestras de pera (Bolin y Huxsoll,

1993).

Los datos obtenidos en el ensayo de compresión fueron transformados a esfuerzo

real (R) y deformación real o de Henky (R) aplicando las ecuaciones 3.2 y 3.3. La

ventaja de trabajar con esfuerzo, en vez de fuerza, es que el esfuerzo caracteriza la

0

2

4

6

8

10

0 2 4 6 8 10

F (Kgf)

d (mm)


86

habilidad que tiene la superficie del material para responder a fuerzas externas,

independientemente de la forma y tamaño de la muestra (Varela y col., 2007; Bu-Contreras

y Rao, 2002; Ramana y Taylor, 1992).

En la figura 4.2 se muestra el perfil de la curva de R vs R de la misma muestra de

tejido fresco representada en la figura 4.1.

La transformación de los datos de F vs d en R vs R conservó el perfil de las

curvas. No existieron modificaciones en el patrón de conducta frente a la compresión de

los tejidos analizados con respecto a los patrones de F vs d. A bajas deformaciones reales

se mantuvo una relación lineal directa con R de pendiente positiva. Cuando el ensayo

generó altas deformaciones en el material el esfuerzo aumentó hasta alcanzar su valor

máximo en el punto crítico de fractura (RR), a partir del cual luego presentó una caída

abrupta. Rebouillat y Peleg (1988), Monsalve–González y col. (1993), y Anino y col.

(2006) describieron el mismo comportamiento en matrices de manzana, el cual fue

asociado a la salida de fluidos de las células de naturaleza incomprensible en respuesta a

una fuerza aplicada.

En la figura 4.3 se muestran perfiles representativos del comportamiento de R vs

R de las muestras de tejido fresco provenientes de todos los lotes empleados en este

trabajo (ítem 3.1).

Se observa que las muestras frescas de todos los lotes presentaron perfiles similares

y no mostraron variaciones considerables en su comportamiento mecánico.

En la tabla 4.3 se informan los valores medios de RR, εR

R, Ed y W obtenidos a

partir de los ensayos de compresión de cilindros de manzana fresca.


87

Figura 4.2: Curva típica de R vs R de cilindros de manzana fresca.

Tabla 4.3: Valores medios de RR, εR

R, Ed y W para las muestras de manzana fresca

provenientes de los tres lotes empleados en este trabajo.

Muestra σRR (MPa) (C.V.) εR

R(C.V.) Ed (MPa) (C.V.) W (MJ/m

3) (C.V.)

Control I 0,33 (12 %) 0,26 (8 %) 1,7 (12 %) 43 (19 %)

Control II 0,34 (9 %) 0,19 (10 %) 2,1 (14 %) 37 (19 %)

Control III 0,35 (11 %) 0,19 (10 %) 2,2 (13 %) 35 (14 %) C.V.: Coeficiente de variación.

Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y

trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con

soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de

deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4

R (MPa)

R

Figura 4.3: Curvas típicas de R vs R de cilindros de manzana fresca provenientes de todos los lotes utilizados. (▬)

Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III. Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de

manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas

empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4

R (MPa)

R


89

Las manzanas frescas presentaron un valor promedio de RR de 0,34 MPa (tabla

4.3), siendo estos valores muy cercanos a los reportados por Rebouillat y Peleg (1988)

quienes informaron un rango entre 0,16 y 0,28 MPa para 12 variedades de manzanas

estudiadas y en particular un valor de 0,28 MPa para la variedad Granny Smith. Varela y

col. (2007) reportaron valores de 0,49 MPa en cubos de 1,5 cm de tejido de la variedad

Granny Smith y de 0,29 MPa para la variedad Golden Delicius. Anino y col. (2006)

reportaron valores de 0,42 MPa en cilindros de 2 cm de diámetro por 2 cm de largo de la

variedad Granny Smith. Ceroli (2009) y Casañas (2011) realizaron ensayos de compresión a

altas deformaciones en cilindros de 1,5 cm de altura por 1,5 cm de diámetro de tejido

parenquimático fresco de manzana Granny Smith y obtuvieron valores de RR = 0,32 MPa y

0,35 MPa respectivamente.

Rebouillat y Peleg (1988)) determinaron valores de εRR

de 0,2 en cilindros de 7,1

cm y Anino y col. (2006) valores entre 0,13 y 0,14 en cilíndros de 2 cm de diámetro en

tejidos parenquimáticos de manzana Granny Smith. En los ensayos realizados por Ceroli

(2009) se obtuvieron valores de εRR = 0,16. Casañas (2011) reportó valores de εR

R = 0,24

para manzanas frescas.

En este trabajo se calculó el Ed de las muestras frescas a partir de la regresión lineal

de R vs R (ecuación 3.5) desde el inicio del ensayo hasta el 50% de la deformación de la

muestra cilíndrica de manzana. En este rango de deformación se obtuvo un buen

coeficiente de determinación (R2= 0,999).

El valor de Ed para la manzana control estuvo comprendido en el rango de valores

reportados en la literatura. Por ejemplo, en manzanas Granny Smith, Anino y col. (2006)

encontraron valores de Ed igual a 1,8 MPa obtenidos al comprimir cilindros de 1,5 cm de

diámetro y 2 cm de alto. Rebouillat y Peleg (1988) informaron valores de Ed de 1,7 MPa y

Varela y col. (2007) un valor promedio de módulo de 4,0 MPa, calculado a partir de las

regiones iniciales entre 2,5% y 5,0% de la deformación de las muestras frescas. Ceroli

(2009) registró un valor de Ed = 2,5 MPa y Casañas (2011) un valor de Ed = 2,00 MPa en la

variedad Granny Smith.

Masoudi y col. (2007) tomaron cilindros de 0,10 cm de diámetro por 0,15 cm de

alto del tejido de tres cultivares distintos de manzana para estudiar los efectos del

almacenamiento en las propiedades mecánicas. Realizaron ensayos de compresión uniaxial

en la variedad de manzana Granny Smith, donde determinaron un valor del trabajo de


90

ruptura de 16 MJ/m3. Los valores de W fueron aproximados a los obtenidos en este trabajo

(tabla 4.3).

Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97

En las muestras que fueron deshidratadas a niveles de aw 0,97 se convirtieron los

datos de F vs d en R vs R. En la figura 4.4 se representa la respuesta frente a la

compresión de las muestras inmersas en soluciones de azúcares luego de la transformación

de los datos según las ecuaciones 3.2 y 3.3. Al igual que lo observado en las muestras

frescas, el patrón fue similar al perfil de F vs d (los datos no se muestran).

Se observaron notables diferencias en las curves típicas de R vs R entre cilindros

de tejido fresco y los que recibieron un tratamiento osmótico a aw = 0,97.

Las manzanas deshidratadas osmóticamente presentaron curvas de R vs R

correspondientes a materiales más débiles y blandos que los controles, con un aumento

gradual de la fuerza hasta alcanzar su máximo en el punto de fractura donde el perfil se

suaviza y redondea.

En la tabla 4.4 se representan los valores medios de RR, εR

R, Ed y W obtenidos a

partir del ensayo de compresión de tejidos de manzana deshidratados hasta aw 0,97.

Se observa que se produjo una disminución de RR en las muestras tratadas en

soluciones de glucosa (67 %) y trehalosa (64 %) comparados con el presentado por el

control correspondiente a ese lote. También se produjo una disminución de RR en los

tratamientos con JMAM (70 %) y maltosa (48 %) con respecto al presentado por la

muestra fresca correspondiente.

Ceroli (2009) realizó ensayos de compresión en cilindros de manzana Granny

Smith deshidratados osmóticamente en soluciones de glucosa (20,1 °Brix), sacarosa (36,9

°Brix), JMAM (35,4 °Brix) y trehalosa (34,7 °Brix) de aw 0,97. Los valores de RR fueron

de 0,22, 0,23 y 0,19 (MPa) para glucosa, sacarosa y trehalosa respectivamente y 0,14

(MPa) para JMAM. Coincidentemente con los resultados de esta tesis las muestras tratadas

Figura 4.4: Curvas típicas de esfuerzo real vs deformación real del tejido de manzana fresca y tratado en soluciones

osmóticas de aw 0,97. (▬) Control I; (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p);

(▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97. Control III: lote de

manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

.

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

0,40

0 0,5 1 1,5

R(MPa)

R


R, Ed y W para la muestra control y las deshidratadas

osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,97.

Muestra σRR

(MPa) (C.V.) εRR

(C.V.) Ed (MPa) (C.V.) W (MJ/m3) (C.V.)

Control I 0,34 (12 %) 0,26 (8 %) 1,7 (12 %) 43 (19 %)

Control III 0,35 (11 %) 0,19 (10 %) 2,2 (13 %) 35 (14 %)


Glucosa (22,0 %p/p) 0,11 (18 %) 0,79 (8 %) 0,04 (25 %) 37 (16 %)

Trehalosa (34,4 %p/p) 0,12 (15 %) 1,02 (7 %) 0,02 (50 %) 37 (14 %)

JMAM (42,0 %p/p) 0,10 (30 %) 0,75 (9 %) 0,04 (25 %) 26 (23 %)

Maltosa (37,3 %p/p) 0,17 (23 %) 0,61 (10 %) 0,06 (33 %) 30 (27 %) C.V.: Coeficiente de variación.

Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de ósmosis de glucosa

y trehalosa de aw 0,97; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con

soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.


93

en solución de JMAM presentaron los menores RR.

Los tejidos que recibieron un proceso osmótico permitieron una mayor

deformabilidad hasta el punto de ruptura que los tejidos frescos. El valor de RR aumentó

en las muestras inmersas en glucosa (204 %) o trehalosa (292 %) comparado con el

presentado por la muestra fresca (control I) y también se incrementó RR en las manzanas

inmersas en soluciones de JMAM (188 %) y maltosa (135 %) comparadas con la

presentada por la respectiva muestra fresca (control III). Las muestras tratadas en

soluciones de trehalosa mostraron la menor resistencia a la deformación.

Se calculó el Ed de las muestras impregnadas con azúcares aplicando la ecuación

3.4 desde el inicio del ensayo hasta el 10 % de la deformación de las muestras cilíndricas

de manzana (R2 = 0,9). Las pendientes iniciales de las curvas de esfuerzo real –

deformabilidad real mostraron una fuerte disminución comparadas con la de las manzanas

frescas, significando una notable pérdida de rigidez del tejido. Las diferencias en los

porcentajes de compresión que se tomaron para cada tratamiento para el cálculo del Ed se

debieron a que las muestras de manzana fresca presentaron una textura mucho más frágil,

con fracturas en la estructura del tejido provocadas a menores esfuerzos de compresión que

las muestras que recibieron procesos de deshidratación, que resultaron ser mucho más

deformables. El Ed mostró el mayor rango de C.V. (25 % a 50 %) entre los cuatro

tratamientos de ósmosis realizados cuando se lo comparó con las otras variables en estudio

y además presentó una disminución de 97,3 a 98,8 % según los tratamientos comparadas

con sus respectivos controles.

En el trabajo reportado por Ceroli (2009) las muestras de manzana tratadas en

soluciones de azúcares de aw 0,97 exhibieron valores de Ed significativamente menores que

los de las muestras frescas pero no se encontraron diferencias significativas entre las

mismas.

El proceso osmótico provocó la disminución de los valores de W. El W disminuyó

14 % en los cilindros de manzana tratados en soluciones de glucosa y trehalosa con

respecto al lote de manzanas Control I. En los cilindros de manzana tratados en soluciones

de maltosa el W también disminuyó 14 % con respecto al lote de manzanas Control III, en

tanto que en las muestras tratadas en soluciones de JMAM disminuyó 25 % respecto al lote

de manzanas Control III.


94

La maltosa fue el agente osmótico que proporcionó la menor pérdida en el valor de

σRR, el mayor aumento en la resistencia a la deformación del tejido en respuesta al esfuerzo

aplicado y el mayor módulo de deformabilidad, con una disminución del 96,5 % respecto

de las muestras frescas, lo que denota una mayor rigidez en los tejidos osmotizados con

este soluto.

Por el contrario, los tejidos deshidratados con soluciones de trehalosa presentaron

la mayor deformabilidad, el menor valor del módulo de deformabilidad y, junto con los

tejidos impregnados con glucosa y maltosa, el mayor trabajo de compresión (con una

disminución del 14 % respecto de las muestras frescas).


En la figura 4.5 se representa la respuesta frente a la compresión de las muestras

inmersas en soluciones de azúcares de aw 0,94.

Cuando las muestras fueron tratadas con las soluciones de ósmosis de aw 0,94

exhibieron comportamientos mecánicos diferentes a las muestras frescas. En la figura 4.5

se puede observar que los tejidos con aw 0,94 mostraron ser más deformables y blandos que

los tejidos frescos. Las curvas de todos los tratamientos con soluciones de aw 0,94

presentaron perfiles similares. Teniendo en cuanta el eje sobre el que se representa la

deformabilidad, podrían definirse dos grupos de tratamientos, el primero integrado por los

tejidos impregnados en soluciones de glucosa y JMAM y el segundo por los impregnados

en soluciones de maltosa y trehalosa.

En la tabla 4.5 se representan los valores medios de RR, εR

R, Ed y W determinados

en el ensayo de compresión de tejidos de manzana deshidratados hasta aw 0,94.

Se produjo una disminución del 32 % y 35 % en los valores deRR en las muestras

inmersas en glucosa y trehalosa respectivamente comparados con los valores de las

muestras frescas (control II). En las muestras impregnadas con JMAM y maltosa los

valores de RR

disminuyeron un 50 % y 26,5 % respectivamente comparado con los

presentados por las muestras frescas (control III).

Figura 4.5: Curvas típicas de esfuerzo real vs deformación real del tejido de manzana fresco y tratado en soluciones

osmóticas de aw 0,94. (▬ ▬) Control II; (▬ ▬) Control III; (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬)

JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de


0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

0,40

0 0,5 1 1,5

R (MPa)

R


R, Ed y W de la muestra control y las deshidratadas

osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,94.

Muestra σRR

(MPa) (C.V.) εRR

(C.V.) Ed (MPa) (C.V.) W (MJ/m3) (C.V.)

Control II 0,34 (9 %) 0,19 (10 %) 2,1 (14 %) 37 (19 %)

Control III 0,35 (11 %) 0,19 (10 %) 2,2 (13 %) 35 (14 %)


Glucosa (38,7 %p/p) 0,23 (17 %) 0,64 (12 %) 0,05 (40 %) 40 (18 %)

Trehalosa (48,0 %p/p) 0,22 (32 %) 0,81 (9 %) 0,03 (33 %) 42 (14 %)

JMAM (56,0 %p/p) 0,17 (18 %) 0,69 (13 %) 0,04 (25 %) 28 (14 %)

Maltosa (51,0 %p/p) 0,25 (20 %) 0,82 (11 %) 0,02 (50 %) 37 (11 %) C.V.: Coeficiente de variación.

Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa

de aw 0,94 y Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM

y maltosa de aw 0,97 y 0,94.


97

En el trabajo de Ceroli (2009), los tejidos de manzana tratados en soluciones de aw

0,94 mostraron diferencias significativas entre sí. Las muestras impregnadas en solución de

sacarosa de 50,2 °Brix expusieron el mayor valor de RR

(0,34 MPa), continuando en orden

descendente las impregnadas en glucosa de 38,7 °Brix (0,29 MPa) y finalmente las tratadas

en soluciones de JMAM de 53,0 °Brix (0,21 MPa.) y trehalosa de 43,5 °Brix (0,23 MPa.).

Aumentó considerablemente la RR de los especímenes impregnados en glucosa

(237 %), trehalosa (326 %), JMAM (263 %) y maltosa (332 %) cuando se contrastaron los

valores con los de los tejidos frescos. Con el aumento en el grado de deshidratación de las

muestras, la impregnación con los disacáridos trehalosa y maltosa continuó siendo la que

proporcionó una menor resistencia a la deformación frente a la tensión aplicada.

Se calculó el valor de Ed aplicando la ecuación 3.5 a la regresión lineal de R vs R

desde el inicio del ensayo hasta el 20 % de la deformación de las muestras cilíndricas de

manzana. Se obtuvieron marcadas diferencias en las medias de Ed con respecto a las

muestras frescas pero se mantuvieron en el mismo rango de valores que las muestras

deshidratadas de aw 0,97. El Ed mostró el mayor rango de C.V. (40 % a 50 %) entre los

cuatro tratamientos de ósmosis realizados cuando se lo comparó con las otras variables en

estudio y además presentó una disminución entre 98 y 99 % según los tratamientos con sus

respectivos controles.

Ceroli (2009) también reportó valores de Ed similares al presente trabajo en

muestras tratadas en soluciones de aw 0,94. La autora no encontró diferencias significativas

entre los Ed de las manzanas tratadas en las distintas soluciones de azúcares. Los valores

comunicados fueron: para soluciones de glucosa de 38,7 °Brix el Ed fue de 0,09 (MPa);

para soluciones de JMAM de 53,0 °Brix y trehalosa de 43,5 °Brix el Ed fue de 0,07 (MPa)

y para soluciones de sacarosa de 50,2 °Brix el Ed fue de 0,06 (MPa).

Se advirtieron leves variaciones en el parámetro W de las manzanas sometidas a ósmosis

con respecto a las muestras que no recibieron tratamientos de deshidratación. El valor del

trabajo necesario para la ruptura de las muestras con niveles de aw de 0,97 se redujo

ligeramente, mientras que con niveles de aw de 0,94 el valor del trabajo aumentó

escasamente, a excepción de las muestras que fueron inmersas en soluciones de JMAM

(56,0 %) donde el W mostró una leve disminución.


98

4.2.2 Comparación del comportamiento reológico a altas deformaciones

de los tejidos frescos y los osmotizados a aw 0,97 y aw 0,94

La figura 4.6 muestra las curvas típicas de esfuerzo real en función de la

deformación real, en un ensayo de compresión, de todas las muestras frescas (controles) y

las que recibieron tratamientos en soluciones acuosas de azúcares de aw 0,97 y 0,94.

Se observó que las muestras impregnadas en agentes osmóticos con un nivel de

deshidratación de aw 0,97 resistieron mayores deformaciones hasta alcanzar el punto de

ruptura del material que aquellas impregnadas y deshidratadas a aw 0,94, a excepción de las

muestras impregnadas con el disacárido maltosa. Las muestras tratadas con soluciones

acuosas de azúcares de aw 0,94 requirieron en general mayores esfuerzos para fracturar el

tejido que las muestras tratadas de aw 0,97, y si bien los picos de los perfiles de textura

resultaron ser más redondeados que los de las manzanas frescas, fueron más agudos que los

presentados por los de las manzanas deshidratadas a aw 0,97. Las pendientes iniciales de

los perfiles de R vs R en las regiones entre 10 y 20 % de deformabilidad mostraron un

incremento progresivo similar para las muestras con los dos niveles de deshidratación. Este

comportamiento denotó una gran pérdida de rigidez de todas las muestras tratadas.

Con el fin de establecer la existencia o no de diferencias significativas ente las

medias multivariadas (centroides) de las muestras que fueron sometidas a los distintos

procesos osmóticos se empleó como herramienta estadística el análisis de varianza

multivariado (MANOVA).

Para cumplir con los supuestos del MANOVA (normalidad de los residuos y

homogeneidad de varianzas y covarianzas entre tratamientos) se transformó la variable εRR

en log10 (εRR).

Figura 4.6: Curvas típicas de esfuerzo real vs deformación real del tejido de manzana fresco y tratado en soluciones

osmóticas. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa

(34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p); (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa

(48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de

manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado

en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

0,40

0 0,5 1 1,5

R(MPa)

R


100

Previamente se evaluó el grado de asociación entre las variables estudiadas a partir

de los análisis de correlación de Spearman y de Pearson (tabla 4.6).

Tabla 4.6: Coeficientes de correlación no paramétricos de Spearman y de

asociación lineal de Pearson de las variables RR, εR

R, Ed y W de todas las

muestras: frescas y deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de

glucosa, trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,97 o aw 0,94.

Debido a que la variable Ed presentó correlación significativa con el log10(εRR), fue

excluida del análisis multivariado.

Los tratamientos osmóticos modificaron significativamente las propiedades

mecánicas del tejido de manzana (MANOVA, F(Pillai) 30, 924 tratamiento = 59,25;

p<0,0001).

Se realizaron comparaciones múltiples a posteriori del MANOVA donde se

detectaron diferencias significativas entre los valores medios multivariados (centroides) de

los grupos control y los tratados en las ocho diferentes soluciones osmóticas. Los

centroides de todos los tratamientos difirieron significativamente entre sí (pruebas de

comparaciones múltiples (Hotelling); p < 0,05).

En la tabla 4.7 se exhiben los estimadores de los parámetros mecánicos obtenidos

en los ensayos de compresión de las muestras frescas (control) y deshidratadas en los

diferentes procesos de impregnación en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, JMAM y

maltosa de de aw 0,97 o 0,94, conjuntamente con los resultados del análisis estadístico.

Correlación

de Spearman σR

R Ed W log10(εR

R)

σRR 1,00 0,00 0,00 0,00

Ed 0,56 1,00 0,39 0,00

W 0,42 0,05 1,00 0,19

log10(εRR) -0,66 -0,91 0,07 1,00

Correlación

de Pearson σR

R Ed W log10(εR

R)

σRR 1,00 0,00 0,00 0,00

Ed 0,80 1,00 0,00 0,00

W 0,43 0,19 1,00 0,14

log10(εRR) -0,79 -0,96 -0,08 1,00


101

Tabla 4.7: Valores medios de los estimadores de los parámetros de compresión de

las muestras control y de las deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de

glucosa, trehalosa, maltosa y de JMAM de aw 0,97 o 0,94.

Muestra σRR (MPa) (C.V.) εR

R (C.V.) W (MJ/m

3) (C.V.)

Control I 0,34 (12 %) 0,26 (8 %) 43 (19 %) A

Control II 0,34 (9 %) 0,19 (10 %) 37 (19 %) B

Control III 0,35 (11 %) 0,19 (10 %) 35 (14 %) B


Glucosa (22,0 %p/p) 0,11 (18 %) 0,79 (8 %) 37 (16 %) C

Trehalosa (34,4% p/p) 0,12 (15 %) 1,02 (7 %) 37 (14 %) D

JMAM (42,0% p/p) 0,10 (30 %) 0,75 (9 %) 26 (23 %) E

Maltosa (37,3% p/p) 0,17 (23 %) 0,61 (10 %) 30 (27 %) F


Glucosa (38,7% p/p) 0,23 (17 %) 0,64 (12 %) 40 (18 %) G

Trehalosa (48,0% p/p) 0,22 (32 %) 0,81 (9 %) 42 (14 %) H

JMAM (56,0 % p/p) 0,17 (18 %) 0,69 (13 %) 28 (14 %) I

Maltosa (51,0 % p/p) 0,25 (20 %) 0,82 (11 %) 37 (11 %) J Comparaciones múltiples Post-hoc utilizando la prueba Hotelling basada en la corrección de

Bonferroni con α=0,05.

Letras distintas indican diferencias significativas con p 0,05.

C.V: Coeficiente de variación.

Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa

y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación

con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94 y Control III: lote de manzanas empleado en los

tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

Existieron diferencias significativas en los valores medios de las propiedades

mecánicas del grupo de manzanas frescas. En los ensayos a altas deformaciones, las

muestras frescas del lote Control I difirieron significativamente de los otros dos lotes de

manzanas utilizados. Como se mencionó anteriormente, los promedios de las variables

estudiadas para los tres lotes de manzanas frescas fueron coincidentes con los reportados

en la literatura. Las diferencias en las propiedades mecánicas entre lotes podrían ser

causadas por variaciones asociadas a la producción primaria, el manejo postcosecha, el

tiempo de almacenamiento y las condiciones de conservación, entre otras causas.

No solo la aw de la solución de ósmosis produjo cambios significativos en

comportamiento del tejido frente a la compresión, sino también cada agente osmótico

provocó diferencias significativas dentro de cada nivel de aw estudiado.


102

Se observaron diferencias significativas en las propiedades mecánicas de los tejidos

tratados osmóticamente con respecto a los provenientes de manzanas frescas utilizadas

como controles.

Se distinguió claramente una mayor disminución en el esfuerzo aplicado necesario

para generar la ruptura del material en tejidos con menores niveles de deshidratación.

Concordantemente con lo mostrado en la figura 4.6, los valores medios de εRR

mostraron tejidos deshidratados a aw 0,97 con mayor resistencia a la deformabilidad que

los deshidratados a aw 0,94, a excepción de los impregnados con maltosa. Puede observarse

que los tratamientos con los disacáridos trehalosa a aw 0,97 y trehalosa y maltosa a aw 0,94

permitieron las mayores deformabilidades de los tejidos, con valores promedio de εRR =

1,02, 0,81 y 0,82 respectivamente (tabla 4.7).

En cuanto al trabajo generado en la compresión, los tratamientos de impregnación

con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97 y aw 0,94 mostraron los valores medios

más altos (tabla 4.7).

Con el objetivo de clasificar correctamente las observaciones provenientes de los

tratamientos predeterminados, se realizó un análisis de la función discriminante (AFD), a

partir del cual se obtuvieron 3 funciones discriminantes (o ejes canónicos).

En las tablas 4.8 y 4.9 se reportan los valores de los autovalores de la matriz de

grupos y las funciones discriminantes estandarizadas por la matriz de covarianza residual

común.

Tablas 4.8 y 4.9: Autovalores y funciones discriminantes estandarizadas por la matriz de

covarianza residual común correspondientes al análisis AFD de los estimadores de los

parámetros obtenidos de la curvas de compresión para los tejidos de manzanas frescas y

osmotizadas a aw 0,97 y 0,94.

Tabla 4.8 Tabla 4.9

Autovalores

Funciones discriminantes

estandarizadas por la matriz de

covarianza residual común

Función

discriminante Valor Porcentaje

Porcentaje

acumulado

1 2 3

1 37,59 94,55 94,55 σRR -0,13 1,13 0,37

2 1,50 3,78 98,33 W -0,31 -0,39 -1,17

3 0,67 1,67 100,00 log10(εRR) 1,02 0,42 0,10


103

La primera función discriminante resultante del AFD explicó el 94,55 % de la

variabilidad de los datos, mientras que la segunda función discriminante solo explicó el

3,78 % de la variabilidad. Ambas funciones explicaron el 98,33 % acumulado de la

variabilidad total entre todos los tratamientos (tabla 4.8).

En la tabla 4.9 puede observarse que la variable εRR en la primera función

discriminante presentó el mayor valor absoluto y por lo tanto fue la variable con mayor

poder de discriminación entre los tratamientos y controles. En cambio, σRR fue la variable

que mayor aporte tuvo en la combinación lineal de variables de la segunda función

discriminante.

En la figura 4.7 se representa la clasificación de los tratamientos entre la primera y

la segunda función discriminante.

Se destaca la importancia de la variable εRR en la discriminación de los tratamientos

y muestras frescas sobre el eje canónico 1, que absorbió el mayor porcentaje de la

variación total. Todas las muestras provenientes de los grupos control se ubicaron hacia

valores negativos de la función discriminante 1, diferenciándose claramente del resto de los

grupos de muestras tratadas con los agentes de ósmosis, que se situaron en los valores

positivos del mismo eje. Los tratamientos mostraron valores de εRR mayores y se ubicaron

entre los de soluciones de glucosa de aw 0,94 y maltosa de aw 0,97 con valores sobre el eje

canónico 1 de 1,6 y 1,7 más cercanos al cero y con los tratamientos de trehalosa de aw 0,97

con valores de 6,3 más alejados al cero y en la misma dirección que la variable εRR. La

variable σRR permitió diferenciar sobre la segunda función discriminante el grupo de

muestras tratadas con solución de glucosa y JMAM de aw 0,97 con centroides de valores

menores (1,77 y 1,79 respectivamente) y las tratadas en solución de maltosa de aw 0,94

(centroide = 2,65) con el mayor valor.

El AFD permitió clasificar correctamente los tratamientos en un 70,5 % del total de

las muestras de manzana ensayadas (n = 319). Los tratamientos mejor clasificados fueron

los de trehalosa de aw 0,97 (87,1 %), maltosa de aw 0,94 (85,7 %), glucosa de aw 0,97 (83,9

%), JMAM de aw 0,97 (81,5 %), glucosa de aw 0,94 (66,7 %), maltosa de aw 0,97 (65,6 %)

y JMAM de aw 0,94 (62,9 %). Solo el tratamiento con trehalosa de aw 0,94 (40,7 %) no

obtuvo una buena clasificación. En el trabajo desarrollado por Camps y col. (2005), en el


104

que se realizaron ensayos de punción en distintas variedades de manzana, se estableció

como criterio de la eficiencia del AFD a la proporción de observaciones correctamente

identificadas por el análisis. Claramente el AFD planteado en nuestro trabajo permitió una

buena distinción de los tratamientos osmóticos.

Figura 4.7: Análisis discriminante correspondiente a los estimadores de los parámetros

mecánicos obtenidos a partir de los ensayos de compresión de manzanas frescas y

deshidratadas osmóticamente en las diferentes soluciones de azúcares. () Control I; ()

Control II; () Control III; () glucosa (22,0 %p/p); () trehalosa (34,4 %p/p); () JMAM

(42,0 %p/p); () maltosa (37,3 %p/p); (■) glucosa (38,7 %p/p); (■) trehalosa (48,0 %p/p);

(■) JMAM (56,0 %p/p); (■) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de ósmosis de

glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación

-13,07 -6,21 0,65 7,51

Eje Canónico 1

-6,21

-0,64

4,92

10,48

16,05

W

logR

14,4

RR

7,50,6-6,2-13,1

-6,2

-0,6

4,9

10,5

16,1

Eje

Can

ónic

o 2

Eje Canónico 1


105

con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos

de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

Existieron diferencias significativas en la respuesta a la compresión entre las

distintas muestras, siendo la deformación en el punto de ruptura RR la variable

discriminante más importante y en menor grado, el trabajo de ruptura W, seguidas por el

esfuerzo real de ruptura RR. En general, para un dado soluto, el R

Rse incrementó y la

RR

disminuyó cuando la aw se redujo de 0,97 a 0,94. A aw 0,94, después de una pequeña

porción lineal en la curva esfuerzo-deformación, el esfuerzo aumentó más rápido que la

deformación, mostrando “endurecimiento por deformación”.

El parámetro Ed correlacionó con los parámetros RR

y RR

y presentó los

coeficientes de variación más elevados en los tratamientos osmóticos en comparación con

las otras variables. Los valores promedio de Ed en los tejidos tratados para ambos niveles

de aw presentaron un rango de disminución entre 97,3 a 99,1 % comparados con los

valores de los respectivos controles, indicando una dramática pérdida en la rigidez del

tejido inducida por el proceso de ósmosis.

4.3. Propiedades reológicas del tejido de manzana a bajas deformaciones

4.3.1. Ensayos oscilatorios

4.3.1.1. Espectros dinámicos: curvas experimentales y parámetros

viscoelásticos

Tejidos de manzana frescos

Para la realización de los ensayos dinámicos se trabajó dentro del rango

viscoelástico lineal (RVL) de las muestras. Por tal motivo se efectuaron barridos de

amplitud con control de la deformación de cizalla (BA CDC). Para determinar el RVL

(según el ítem 3.9.2) se tomaron las mediciones de G’ entre deformaciones de 0,001 % y

10 % con una fuerza normal al disco de tejido de la fruta de 1 N. Si las amplitudes de


106

deformación superaban el 10 %, en algunos casos se producían pequeños deslizamientos de

la muestra sobre la platina del equipo de medición y en amplitudes cercanas al 0,001 % se

observaron algunos ruidos en la medición, probablemente debidos a la falta de sensibilidad

del equipo a tan bajas deformaciones. Se utilizó una frecuencia angular (ω) constante de 10

s-1

(0,1 Hz) seleccionada a partir de estudios previos realizados por Martínez y col. (2007)

y Gómez y col. (2012) en muestras de manzana Granny Smith. Los autores informaron que

en estudios realizados en discos de tejido a frecuencias menores de 10 s-1

existieron

oscilaciones en las mediciones, dispersión en los datos medidos y una ligera dependencia

de G’ y G’’ en función de la frecuencia.

En la figura 4.8 se representan los barridos de G’ vs (%) típicos de discos de

tejido parenquimático de manzana fresca de los tres lotes utilizados en el trabajo.

Figura 4.8: Curva típica de barrido de amplitud con control del esfuerzo de cizalla de los

tejidos de manzana fresca proveniente de todos los lotes utilizados. (▬) Control I; (▬ ▬)

Control II y (▬ ▬) Control III. (■) Valor límite de RVL. (▲)Valor sugerido de RVL. Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y




1,00E+03

1,00E+04

1,00E+05

1,00E+06

0,001 0,01 0,1 1 10

G’ (Pa)

(%)


107

El valor del límite del RVL calculado por el software del equipo varió entre 0,03

y 0,05 % para las mediciones realizadas en los tres lotes. En todos los casos el valor

sugerido por el software que luego se empleó en los barridos de frecuencia fue de 0,01 %

de la deformación de la muestra.

Gómez y col. (2012) evaluaron los efectos en las propiedades reológicas de

muestras de manzana Granny Smith producidos por luz pulsada, soluciones

antipardeamiento y el almacenamiento. Utilizaron tejido parenquimático con geometría de

discos de 30 mm de diámetro por 6 mm de altura. En todos los casos fijaron el valor de la

amplitud de la deformación en 0,01 % para trabajar dentro de los límites de la linealidad.

Martínez y col. (2007) publicaron que en un ensayo realizado para definir el RVL

de manzanas Granny Smith frescas, en muestras con geometría de discos de 30 mm de

diámetro por 6 mm de altura, se alcanzó un valor límite de 0,06 %. Las autoras

emplearon un valor sugerido de trabajo de 0,05 %.

Rojas y col. (2001) estudiaron el comportamiento reológico de muestras de kiwi

fresco maduro e inmaduro y tratado en soluciones de polietilenglicol. Se evaluaron cortes

de tejido parenquimático con geometría de discos de 20 mm de diámetro por 3 mm de alto.

La determinación del RVL indicó que todas las muestras fueran evaluadas con una

deformación constante de 0,01 %.

Luego de determinar el RVL se obtuvieron los espectros mecánicos de las muestras

mediante barridos de frecuencia con control de la deformación de cizalla (BF CDC). Para

cada una de las muestras el tiempo de ensayo fue de 50 minutos aproximadamente. La gran

amplitud de tiempo se debió a que se trabajó con valores de frecuencias muy bajos.

Un espectro mecánico representativo obtenido en las muestras frescas se observa

en la figura 4.9, en la que se representan los valores de G’, G’’ en función de Para todas las muestras, los módulos de almacenamiento (G’) excedieron a los

valores de los módulos de pérdida (G’’) a lo largo de todo el rango de frecuencia,

indicando un comportamiento sólido predominante en la respuesta viscoelástica. Los

módulos de almacenamiento (G’) y de pérdida (G”) presentaron una ligera dependencia

con la frecuencia angular. La dependencia del logaritmo del módulo de almacenamiento

fue directamente proporcional al logaritmo de la frecuencia angular, es decir, un leve

incremento en el módulo se correspondió con un aumento de la frecuencia (figura 4.9 A).

En la figura figura 4.9 B se observó que los valores de G” de las muestras Control

II y Control III, en las regiones de baja frecuencia angular (ω) (de 0,1 a 1 s-1) exhibieron


108

Figura 4.9: Curva típica de G’ y G’’ en función de la frecuencia angular a γ = 0,01 % de

los tejidos de manzana fresca proveniente de todos los lotes utilizados. (▬) Control I;

(▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III.

A) módulo de almacenamiento (G’), B) módulo de pérdida (G’’). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y




1,E+04

1,E+05

1,E+06

0,1 1 10 100

G’ (Pa)

(1/s)

A)

1,E+03

1,E+04

1,E+05

1,E+06

0,1 1 10 100

G’’ (Pa)

(1/s)

B)


109

una pendiente levemente negativa, cercana al “plateau”, en contraposición con los valores

de las muestras Control I. Todos los lotes de manzana fresca presentaron valores con

pendientes positivas en las frecuencias angulares en el rango de 10 a 100 s-1

.

A pesar de ligeras variaciones sobre todo en las regiones de baja ω, los tres lotes de

manzana fresca presentaron espectros de G’ y G” similares entre sí.

La figura 4.10 muestra un comportamiento típico del factor de pérdida (tg ( ) =

G”/G’) vs obtenido a partir de los ensayos oscilatorios aplicados sobre los tres lotes de

muestras frescas.

Figura 4.10: Curva típica de tg vs de los tejidos de manzana fresca. (▬) Control I;

(▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III. Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y




El factor de pérdida mostró una abrupta disminución entre las frecuencias de 0,1 s

-

1 y 1 s

-1 y un ligero aumento progresivo entre 1

s

-1 y 100 s

-1.

Los patrones hallados de los espectros dinámicos presentaron concordancia con los

reportados en bibliografía por Martínez y col. (2007) en manzanas frescas, Alvarez y col.

(1998) en matrices de papa fresca, Martínez y col. (2005) en melón fresco y Wu y Guo

(2010) en peras frescas.

0,E+00

1,E-01

2,E-01

3,E-01

0,1 1 10 100

tg ()

(1/s)


110

En la tabla 4.10 se representan los valores medios de los parámetros m y k derivados a

partir de las regresiones lineales de de log(G’) vs log(para los tres lotes de manzana

fresca empleados en las experiencias (ecuación 3.7). Los coeficientes de determinación de

las regresiones lineales calculadas a partir de los tres lotes de manzana fueron: R2 Control I =

0,97; R2 Control II = 0,96 y R

2 Control III = 0,95.

Tabla 4.10: Valores medios de los parámetros de la regresión log(G’) vs

log(para los distintos lotes de manzanas frescas utilizados en los ensayos.

Muestra m (C.V) k (C.V)

Control I 0,061 (10 %) 5,36 (1 %)

Control II 0,062 (10 %) 5,37 (1 %)

Control III 0,053 (6 %) 5,46 (1 %)


Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa

y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación

con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94 y Control III: lote de manzanas empleado en los


Varela y col. (2007) estudiaron las propiedades viscoelásticas de discos de tejido

de manzana fresca de la variedad Granny Smith de 10 mm de espesor. Los barridos de

frecuencia mostraron espectros similares a los de nuestro trabajo, con valores de G’ mucho

mayores que G’’ entre 0,01 y 10 s-1

. Se evidenció un claro dominio de las características

sólidas del material por sobre las viscosas. Las muestras presentaron una conducta lineal

del log(G’) con un ligero aumento de la pendiente en función del incremento del logaritmo

de la frecuencia. Según la regresión lineal de los datos, la pendiente (m) fue igual a 0,0803

y k igual a 5,44. Estos valores son muy similares a los obtenidos en nuestro trabajo (tabla

4.10).

Vetter y Kunzek (2003) realizaron barridos de frecuencia en suspensiones de

células parenquimáticas de manzana Granny Smith y Agoda-Tandjawa (2012) aplicó

ensayos oscilatorios en suspensiones de celulosa/pectinas de manzana. En ambos trabajos

el objetivo fue estudiar el comportamiento reológico de las paredes celulares

independientemente de la estructura del tejido. El comportamiento en los patrones de G’ y

G’’ resultó similar al del presente trabajo, pero con valores mucho menores, de entre 103 y

104 Pa para G’ y entre 10

2 y 10

3 Pa para G’’ en el trabajo de Vetter y Kunzek (2003) y

entre 101 y 10

2 Pa para G’ y entre 0 y 10

1 Pa para G’’ según las condiciones de Agoda-

Tandjawa (2012). Sobre todo el rango de frecuencias (0,01 a 100 Hz), el módulo de G’ se

mantuvo por encima del módulo G’’, demostrando el predominio de las propiedades


111

elásticas. Los valores también pudieron ajustarse mediante una regresión lineal log G’–log

ω con pendiente positiva.


Se realizaron barridos de amplitud con control de la deformación de cizalla (BA

CDC) para determinar el RVL (según ítem 3.9.2). En la figura 4.11 se representan los

barridos de G’ vs (%) típicos de las muestras deshidratadas osmóticamente en soluciones

acuosas de azúcares de aw 0,97. Se utilizó una frecuencia angular (ω) constante de 10 s-1

(0,1 Hz).


tejidos de manzana deshidratados a aw 0,97. (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬)

trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p). (■)

Valor límite de RVL. (▲) Valor sugerido de RVL.

1,E+03

1,E+04

1,E+05

1,E+06

0,001 0,01 0,1 1 10

G’ (Pa)

(%)


112

El valor del RVL límite determinado fue de 0,1 % del valor de y el valor

sugerido de trabajo de 0,01 %. El tratamiento osmótico incrementó el RVL de las muestras

y disminuyó los valores de G’ respecto a los controles.

Estos resultados se corroboran con los obtenidos por Martínez y col. (2005) en

muestras de melón fresco y deshidratado osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa

(16,0 %p/p). Dichos autores reportaron que los tejidos de frutas que recibieron tratamientos

osmóticos presentaron el valor límite del RVL en 0,17 % del valor de mientras que los

tejidos frescos mostraron el valor límite en 0,07 % de . Finalmente, los autores

seleccionaron un valor de 0,05 % de amplitud de para asegurar la linealidad de las

muestras en los ensayos de barridos de frecuencia.

Asimismo Martínez y col. (2007) determinaron el RVL de muestras de manzana

Granny Smith deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa 25,0 %p/p.

El valor límite del RVL para los tejidos tratados fue de 0,16 % y utilizaron un valor de

trabajo de 0,05 % de amplitud de que fue sugerido por el software del equipo.

En esta Debido a que el valor del RVL de las muestras frescas fue menor al de las

tratadas, se seleccionó un valor de trabajo de 0,01 % de en los barridos de frecuencia de

todas las muestras ensayadas con el objetivo de asegurar la linealidad de la respuesta

viscoelástica durante los ensayos.

La figura 4.12 muestra espectros mecánicos representativos de los tejidos de

manzana sometidos a tratamientos de deshidratación osmótica a aw 0,97, comparados con

los de los respectivos controles.

Los tejidos impregnados en soluciones de aw 0,97 mostraron patrones similares a

los de los espectros mecánicos de los controles frescos, pero con un marcado descenso en

los valores de los módulos. Esto indica que los tejidos que recibieron tratamientos

osmóticos a aw de 0,97 perdieron viscosidad y elasticidad, con una tendencia mayor en

manzanas impregnadas con JMAM y maltosa. Se observó un leve incremento de la

variación de los valores del módulo elástico (G’) con la frecuencia angular en todas las

muestras tratadas en comparación con los tejidos frescos. Las impregnaciones con el

agente osmótico trehalosa generaron el incremento más marcado.

También se observó una dependencia del módulo G’’ con la frecuencia angular,

mostrando valores menores a frecuencias angulares entre 1 s-1

y 10 s-1

, y pendientes

diferentes tanto en valor como en signo a lo largo de toda la curva de G’’.


113

Figura 4.12: Curva típica de G’ y G’’ en función de la frecuencia angular a γ = 0,01 %

para tejidos de manzana deshidratada a aw 0,97. (▬) Control I y (▬ ▬) Control III;

(▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p);

(▬○▬) maltosa (37,3 %p/p). A) módulo de almacenamiento (G’), B) módulo de pérdida

(G’’). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y

trehalosa de aw 0,97. Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con


1,E+04

1,E+05

1,E+06

0,1 1 10 100

G’ (Pa)

(1/s)

A)

1,E+03

1,E+04

1,E+05

1,E+06

0,1 1 10 100

G’ ’(Pa)

(1/s)

B)


114

Un patrón representativo del comportamiento del factor de pérdida vs se

representa en la figura 4.13. Entre las frecuencias de 1 s-1

y 100 s-1

, se produjo un

aumento de tg(en todas las muestras tratadas en soluciones de ósmosis de aw 0,97 con

respecto a las muestras frescas, siendo el aumento más evidente en aquellas impregnadas

con trehalosa.. Ello indica un incremento de la componente viscosa sobre la componente

elástica en las muestras tratadas en dicho rango de frecuencias.

Figura 4.13: Curva típica de tg vs de los tejidos de manzana deshidratada a aw 0,97. (▬)

Control I y (▬ ▬) Control III.; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4

%p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p) Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y



En la tabla 4.11 se muestran los valores m y k obtenidos a partir de las regresiones

lineales ajustadas al espectro de G’ (coeficiente de correlación de las regresiones lineales ≥

0,99), (ecuación 3.7). Las muestras tratadas mostraron mayor pendiente que las muestras

frescas, manifestando el mayor aumento las osmotizadas en la solución del disacárido

trehalosa. El valor de k, que representa el valor del log10 (G’) cuando es 1, disminuyó

debido a los tratamientos osmóticos con respecto al de las muestras frescas.

0,E+00

1,E-01

2,E-01

3,E-01

0,1 1 10 100

tg()

(1/s)


115

Tabla 4.11: Valores medios de los parámetros de la

regresión log(G’) vs log( de manzanas deshidratadas

osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa,

JMAM o maltosa a aw=0,97.

Muestra m (C.V). k (C.V.)

Control I 0,061 (10 %) 5,36 (1 %)

Control III 0,053 (6 %) 5,46 (1 %)


Glucosa (22,0 %p/p) 0,069 (7 %) 4,63 (2 %)

Trehalosa (34,4 %p/p) 0,081 (7 %) 4,53 (1 %)

JMAM (42,0 %p/p) 0,070 (4 %) 4,45 (1 %)

Maltosa (37,3 %p/p) 0,067 (3 %) 4,45 (1 %)


Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de

deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97;

Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de

deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94


Se realizaron barridos de amplitud con control de la deformación de cizalla (BA

CDC) para determinar el RVL de las muestras que fueron sometidas a los tratamientos de

deshidratación más severos con soluciones de aw 0,94 (figura 4.14).

El valor del límite del RVL calculado por el software del reómetro dinámico fue

de 0,1 % de la deformación de la muestra. Si bien se esperaba determinar un valor de

porcentaje de deformación superior en tratamientos más agresivos, éste fue el mismo que el

calculado para los tratamientos osmóticos de aw 0,97.

Para asegurar que todas las muestras evaluadas estuvieran dentro de los límites del

RVL, los ensayos de barrido de frecuencia con control de la deformación de cizalla (BF

CDC; para valores de frecuencia entre 100 s-1

hasta 0,1 s-1

) se realizaron a una deformación

de 0,01 %, que fue la sugerida para las muestras de tejido fresco.

En la figura 4.15 se graficaron espectros mecánicos (G’ y G’’ en función de la

frecuencia angular) representativos de las muestras que recibieron tratamientos de ósmosis

con los distintos agentes de impregnación.

Se observó una clara disminución en los valores de los módulo G’ y G’’, inducida

por los tratamientos de deshidratación a aw 0,94, en todo el rango de frecuencia con

respecto a los controles frescos. Los valores de G’ fueron superiores a G’’, lo que indicó un

comportamiento predominantemente sólido.


116


tejidos de manzana deshidratada a aw 0,94. (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0

%p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). (■) Valor límite de RVL.

(▲)Valor de RLV sugerido.

Los módulos de almacenamiento (G’) y de perdida (G”) variaron con la frecuencia

angular. La dependencia del modulo de almacenamiento fue directamente proporcional a la

frecuencia angular.

Se distinguieron las muestras impregnadas con JMAM 56,0 %p/p por exhibir la

menor variación en G’ y G’’.

La tg () manifestó un incremento marcado a partir de la frecuencia 1 s-1

, el cual

diferenció las muestras tratadas de los controles frescos (figura 4.16).

En la tabla 4.12 se informan los valores medios de m y k de las regresiones

lineales de log (G’) vs log ( para los distintos tratamientos (coeficiente de determinación

de las regresiones lineales ≥ 0,99).

1,E+03

1,E+04

1,E+05

1,E+06

0,001 0,01 0,1 1 10

G’ (Pa)

(%)


117

Tabla 4.12: Valores medios de los parámetros de la regresión

log(G’) vs log( de manzanas deshidratadas osmóticamente en

soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, JMAM o maltosa a aw

0,94.

Muestra m (C.V.) k (C.V.)

Control II 0,062 (10 %) 5,37 (1 %)

Control III 0,053 (6 %) 5,46 (1 %)


Glucosa (38,7 %p/p) 0,070 (7 %) 4,52 (2 %)

Trehalosa (48,0 %p/p) 0,078 (9 %) 4,42 (2 %)

JMAM (56,0 %p/p) 0,082 (4 %) 4,64 (1 %)

Maltosa (51,0 %p/p) 0,071 (6 %) 4,43 (2 %)

C.V.: Coeficiente de variación.

Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con

soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94 y Control III: lote de manzanas

empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa

de aw 0,97 y 0,94.

Los valores de las pendientes calculadas a partir de las regresiones de los

tratamientos osmóticos a aw 0,94 fueron mayores que los de las muestras frescas. Este

pequeño incremento evidenció un debilitamiento de la estructura de red de las muestras.

Las pendientes de los tratamientos oscilaron entre 0,07 y 0,08 correspondientes a los

tratamientos en soluciones de glucosa y JMAM respectivamente. Además las muestras

deshidratadas en soluciones de JMAM mostraron el mayor valor del log10 (G’) para la =

1 s-1

.


118

Figura 4.15: Curva típica de G’ y G’’ en función de la frecuencia angular a γ = 0,01 %

para tejidos de manzana deshidratada a aw 0,94. (▬ ▬) Control II; (▬ ▬) Control III; (▬)

glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa

(51,0 %p/p). A) módulo de almacenamiento (G’), B) módulo de pérdida (G’’). Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y

trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con


1,E+04

1,E+05

1,E+06

0,1 1 10 100

G’ (Pa)

(1/s)

A)

1,E+03

1,E+04

1,E+05

1,E+06

0,1 1 10 100

G’ ’ (Pa)

(1/s)

B)


119

Figura 4.16: Curva típica de tg ( ) vs de los tejidos de manzana deshidratada a aw 0,94.

(▬ ▬) Control II; (▬ ▬) Control III; (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p);

(▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y



4.3.1.2. Estimación de las diferencias en los parámetros viscoelásticos

obtenidos a bajas deformaciones entre los tejidos frescos y los

osmotizados a aw 0,97 y aw 0,94

La figura 4.17 muestra los espectros mecánicos representativos de las muestras

frescas e impregnadas en las distintas soluciones osmóticas de aw 0,97 y 0,94.

Se produjo una clara pérdida del carácter elástico y viscoso de las muestras

tratadas evidenciado por la disminución en los valores de G’ y G”.

0,E+00

1,E-01

2,E-01

3,E-01

0,1 1 10 100

tg ()

(1/s)


120

Figura 4.17: Curvas típicas de G’ y G’’ en función de la frecuencia angular a γ = 0,01 %

para tejidos de manzana fresca y deshidratada a aw 0,97 y 0,94. (▬) Control I; (▬ ▬)

Control II y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4

%p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p); (▬) glucosa (38,7

%p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p).

A) módulo de almacenamiento (G’), B) módulo de pérdida (G’’). Control I, Control II y Control III: lotes de manzanas empleados en los tratamientos de deshidratación

osmótica con las distintas soluciones de glucosa, trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

1,E+04

1,E+05

1,E+06

0,1 1 10 100

G’ (Pa)

(1/s)

A)

1,E+03

1,E+04

1,E+05

1,E+06

0,1 1 10 100

G’ ’ (Pa)

(1/s)

B)


121

Las muestras impregnadas con los agentes glucosa y trehalosa deshidratadas a

niveles de aw 0,97 presentaron valores de G’ y G” superiores a las impregnadas con los

mismos agentes a niveles de aw 0,94. Las muestras que recibieron un tratamiento de

ósmosis con el soluto maltosa no mostraron diferencias con el nivel de deshidratación.

Contrariamente, el JMAM manifestó una mayor pérdida de elasticidad y viscosidad a

niveles más bajos de deshidratación.

En general la tg ( ) permitió distinguir, en el rango de frecuencias de 1 a 100 s-1

,

un incremento relativo de la componente viscosa en las muestras tratadas, con respecto de

las manzanas control (figura 4.18).

Se aplicó el análisis estadístico de varianza multivariado (MANOVA) sobre los

valores de m y k de la regresión lineal log (G’) vs log ( con el fin de establecer la

existencia o no de diferencias significativas entre las muestras que fueron sometidas a los

distintos procesos osmóticos.

Con el objetivo de cumplir con los supuestos del MANOVA de distribución

normal de los residuos y homogeneidad de varianzas y covarianzas, se transformó la

variable (k) en su forma log10.

Previamente se realizó una prueba de correlación de Spearman y de Pearson para

determinar el grado de asociación entre las dos variables de respuesta involucradas (tabla

4.13). Los resultados mostraron que entre las variables m y k propuestas para el modelo no

existió correlación y por lo tanto se aplicó un análisis multivariado incluyendo los dos

parámetros.

Los resultados del MANOVA establecieron diferencias significativas entre los

controles y los tratamientos y entre determinados tipos y concentraciones de agentes

osmóticos (MANOVA, F(Pillai) 20,184 tratamiento = 23,80; p<0,0001).


122

Figura 4.18: Curva típica de tg ( ) vs de los tejidos de manzana fresca y deshidratada a

aw 0,97 y 0,94. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa

(22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬)

maltosa (37,3 %p/p); (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬) JMAM

(56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y




Tabla 4.13: Coeficientes de correlación no paramétricos de Spearman y

de asociación lineal de Pearson de las variables m y k de todas las

muestras: frescas y deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de

glucosa, trehalosa, maltosa y JMAM de aw 0,97 y 0,94.

A posteriori del MANOVA se realizaron comparaciones múltiples que

descubrieron diferencias significativas entre los valores de los centroides de los tres grupos

control con el resto de los tratamientos (pruebas de comparaciones múltiples (Hotelling por

0,E+00

1,E-01

2,E-01

3,E-01

0,1 1 10 100

tg ()

(1/s)

Correlación de

Spearman m log10 (k)

m 1,00 6,4E-08

log10 (k)) -0,54 1,00

Correlación de

Pearson m log10 (k)

m 1,00 0,00

log10 (k) -0,66 1,00


123

Bonferroni); p < 0,05). No existieron diferencias significativas entre los tres lotes de

manzanas frescas utilizadas como controles.

Los resultados de los valores medios multivariados (centroides) de los parámetros

m y k obtenidos de los ensayos oscilatorios de las muestras frescas e impregnadas en las

distintas soluciones de ósmosis se presentan en la tabla 4.14.

Tabla 4.14: Valores medios de los parámetros de la regresión log (G’) vs

log (de manzanas deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas

de glucosa, trehalosa, JMAM o maltosa a aw = 0,97 y aw = 0,94.

Muestra m (C.V.) k (Pa) (C.V.)

Control I 0,061 (10 %) 5,36 (1 %) A

Control II 0,062 (10 %) 5,37 (1 %) A

Control III 0,053 (6 %) 5,46 (1 %) A


Glucosa (22,0 %p/p) 0,069 (7 %) 4,63 (2 %) B

Trehalosa (34,4 %p/p) 0,081 (7 %) 4,53 (1 %) C

JMAM (42,0 %p/p) 0,070 (4 %) 4,45 (1 %) D - E

Maltosa (37,3 %p/p) 0,067 (3%) 4,45 (1 %) E


Glucosa (38,7 %p/p) 0,070 (7 %) 4,52 (2 %) B - E

Trehalosa (48,0 %p/p) 0,078 (9 %) 4,42 (2 %) D

JMAM (56,0 %p/p) 0,082 (4 %) 4,64 (1 %) C

Maltosa (51,0 %p/p) 0,071 (6 %) 4,43 (2 %) D - E

Comparaciones múltiples a posteriori utilizando la prueba Hotelling

basada en la corrección de Bonferroni con α=0,05.

Letras distintas indican diferencias significativas con p 0,05.


Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con

soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en

los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94 y

Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con

soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94

Todas las impregnaciones realizadas en los tejidos de manzana causaron un leve

incremento en los valores de las pendientes y una ligera disminución de los valores del

log10 (G’) a frecuencias = 1 s-1

en comparación con los controles correspondientes.

Cuando se produjo un aumento en el grado de deshidratación de las muestras, los

tratamientos con los agentes trehalosa y JMAM generaron diferencias significativas en las

propiedades viscoelásticas de los tejidos de manzana. En particular las soluciones de


124

trehalosa (34,4 %p/p) y JMAM (56,0 %p/p) presentaron los valores de pendientes más

elevados (0,081 y 0,082 respectivamente).

Se realizó un análisis de la función discriminante (AFD) con el objetivo de

clasificar los grupos de tratamientos osmóticos. Las combinaciones lineales generadas por

el AFD, a partir de los valores de las variables del ensayo, permitieron obtener 2 funciones

(o ejes canónicos) que representaron el total de la variabilidad entre todos los tratamientos.



común.

Tablas 4.15 y 4.16: Autovalores y funciones discriminantes estandarizadas por la matriz

de covarianza residual común correspondientes al análisis AFD de los parámetros

obtenidos de los ensayos oscilatorios para los tejidos de manzanas frescas y osmotizadas a

aw de 0,97 y 0,94.

Tabla 4.15 Tabla 4.16

Autovalores

Funciones discriminantes

estandarizadas por la matriz de


Función

discriminante Valor Porcentaje

Porcentaje

acumulado

1 2

1 31,33 97,21 97,21 m -0,26 0,97

2 0,90 2,79 100,00 log10 (k) 0,97 0,24

La primera función discriminante explicó el 97,21 % de la variabilidad de los

datos, mientras que la segunda función discriminante solo explicó el 2,79 % de la

variabilidad (tabla 4.15).

En la tabla 4.16 puede observarse que la variable log10 (k) en la primera función

discriminante presentó el mayor valor absoluto y por lo tanto resultó la variable con el

mayor poder de discriminación entre los tratamientos y controles. En la segunda función

discriminante la variable más significativa en la variación fue la pendiente (m) pero no

resultó representativa frente a la mayor proporción de variabilidad presentada por la

primera función.

La clasificación de los tratamientos entre la primera y la segunda función

discriminante se representa en el gráfico de la figura 4.19.


125


mecánicos obtenidos a partir de los ensayos de compresión de manzanas frescas y

deshidratadas osmóticamente en las diferentes soluciones de azúcares. () Control I; ()

Control II; () Control III; () glucosa (22,0 %p/p); () trehalosa (34,4 %p/p); () JMAM

(42,0 %p/p); () maltosa (37,3 %p/p); (■) glucosa (38,7 %p/p); (■) trehalosa (48,0 %p/p);

(■) JMAM (56,0 %p/p); (■) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y




Se observó la importancia de la variable log10 (k) en la discriminación de los

tratamientos y controles sobre el eje canónico 1, que absorbe el mayor porcentaje de la

variación total. La clasificación de los tejidos frescos ubicó a los grupos de los controles

Eje Canónico 1

m

Log10(k)

12,4 7,7 2,9 -1,8 -6,6

-2,4

1,2

4,8 4,8

8,4

12,1 E

je C

anón

ico

2


126

hacia los valores más positivos del eje de la función discriminante 1, diferenciándose

claramente del resto de los grupos de muestras impregnadas con agentes de ósmosis que se

situaron hacia los valores más negativos sobre el mismo eje. Los valores extremos de los

tratamientos se ubicaron entre los de las soluciones de trehalosa de aw 0,94 con valores

sobre el eje canónico 1 de -4,9 y entre los tratamientos con glucosa de aw 0,97 con valores

de -1,8 más cercanos al cero y sobre la misma dirección que la variable log10 (k). La

variable m presentó un gran peso sobre la diferenciación en la segunda función

discriminante que tuvo valores extremos con los tratamientos con soluciones de JMAM de

aw 0,94 junto con los de trehalosa de aw 0,97 hacia los valores positivos y con los

tratamientos con soluciones de maltosa de aw 0,97 hacia los valores negativos del eje.

Para el total de las muestras de manzana ensayadas (n = 103) el AFD permitió

clasificar correctamente solo el 54,4 % de los tratamientos. En este caso no se consiguió

minimizar la probabilidad de clasificación errónea de los datos observados en sus

respectivos grupos.

Los grupos de tratamientos mejor clasificados fueron: control III con el 100 %,

glucosa (22,0 %p/p) y JMAM (56,0 %p/p) con el 83%, trehalosa (34,4 %p/p) con 64 %,

trehalosa (48,0 %p/p) con el 58 % y el resto de los tratamientos recibió una clasificación

positiva por debajo del 50 %.

Finalmente, el análisis discriminante planteado no resultó lo suficientemente

sensible como para distinguir diferencias físicas entre los tratamientos osmóticos

ensayados, ya sea entre niveles de deshidratación o tipo de agente osmótico empleado, pero

fue lo suficientemente sensible para discriminar entre las muestras frescas y las tratadas.

Todos los tratamientos de ósmosis aplicados a las muestras de manzana

produjeron la merma del carácter elástico y viscoso del material manifestado por la

disminución de G’ y G”. Sin embargo, en todos los tejidos, G’ exhibió valores superiores a

G’’ durante todo el espectro, indicando que el material tuvo un comportamiento donde

primó la componente sólida, es decir, que las deformaciones producidas serían

principalmente elásticas o recuperables.

El factor de pérdida (tg ( ) = G’’/G’) tomó valores entre 0,08 y 0,21, y en el rango

de frecuencias de 1 s-1

a 100 s-1

fue superior en las muestras tratadas respecto de las

muestras frescas.


127

La muy débil dependencia lineal de G’ con la frecuencia correspondería a una

microestructura de tipo de red de alta concentración y con fuerzas muy atractivas entre

partículas (Khan y col. 1997) para todas las muestras.

El análisis del espectro mecánico mostró diferencias entre las muestras frescas y

las manzanas osmotizadas, pero en general no resultó lo suficientemente sensitivo para

encontrar diferencias ni entre los agentes osmóticos ni entre los dos niveles de aw

estudiados.

4.3.2 Ensayos rotatorios

4.3.2.1 Curvas de fluencia/recuperación y parámetros viscoelásticos


Se realizó un barrido de amplitud con control del esfuerzo de cizalla (BA CEC)

para determinar el rango viscoelástico lineal y en consecuencia el esfuerzo a aplicar. Se

barrieron esfuerzos de 1 a 1000 Pa. El software del equipo determinó un valor límite de 50

Pa para que las mediciones se realizaran dentro del RVL. En la figura 4.20 se representa el

módulo elástico en función del esfuerzo de cizalla para muestras de tejido fresco. Teniendo

en cuenta estos resultados se trabajó con un esfuerzo de trabajo de 35 Pa, durante la etapa

de fluencia, valor recomendado por el mismo software, en el cual todas las muestras

ensayadas se encontraron dentro de la linealidad. Este valor es coincidente con el valor

propuesto en el trabajo de Martínez y col. (2007) para muestras frescas de manzana

Granny Smith con la misma geometría que en nuestro trabajo.

En la figura 4.21 se representan las curvas típicas experimentales de deformación

obtenidas en el ensayo de fluencia – recuperación para las muestras frescas control de los

distintos lotes empleados en el estudio.


128

Figura 4.20: Curvas típicas de barrido de amplitud con control del esfuerzo de cizalla para

tejido de manzana fresca proveniente de todos los lotes utilizados. (▬) Control I; (▬ ▬)

Control II y (▬ ▬) Control III. (■) Valor límite de RVL. (▲)Valor sugerido de RVL. Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de ósmosis de

glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación

con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos

de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

Como se observa en el gráfico el comportamiento de las muestras de los tres lotes

fue similar durante el ensayo, teniendo en cuenta la variabilidad biológica de los tejidos de

distintas manzanas y lotes.

Los datos de obtenidos en la etapa de fluencia fueron transformados a valores de

capacitancia (J) aplicando la ecuación 3.8. En la figura 4.22 se observan las

correspondientes curvas de capacitancia en función del tiempo en la etapa de fluencia, para

las muestras control, representadas en la figura 4.21, de los tres lotes empleados en la

experiencia.

Se caracterizaron los datos mediante un modelo mecánico generalizado constituido

por un resorte en serie con dos elementos de Kelvin-Voigt y un pistón final (ítem 3.9.2).

1,E+04

1,E+05

1,E+06

1 10 100 1000

G’ (Pa)

(Pa)


129

Figura 4.21: Curvas típicas de fluencia – recuperación de discos de tejido de manzana

fresca de todos los lotes utilizados. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III. Control I: lote de manzanas empleados en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y




El comportamiento reológico del tejido de manzana fue definido en términos de

cuatro capacitancias distintas: J0, J1, J2 y t/ηN.

La ecuación 3.8 describió correctamente la respuesta que presentaron los tejidos

frescos durante el ensayo de fluencia con un coeficiente de determinación > 0,999.

En la tabla 4.17 se muestran los valores medios de los parámetros ajustados al

modelo con dos unidades de Kelvin - Voigt.

0,0E+00

5,0E-05

1,0E-04

1,5E-04

2,0E-04

2,5E-04

3,0E-04

0 50 100 150 200 250 300

t (s)


130

Figura 4.22: Curvas características de capacitancias de tejido de manzana fresca

proveniente de todos los lotes utilizados. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬)

Control III. Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y




Se observó que el módulo elástico E2 (=1/J2) fue superior al módulo elástico E1

(=1/J1), reflejando una mayor elasticidad asociada al segundo elemento viscoelástico del

modelo planteado. El tiempo de retardo λ2, que resultó menor en un orden de magnitud que

el tiempo λ1, reflejó la existencia del comportamiento viscoelástico en periodos muy cortos

de tiempo e indicó que los componentes estructurales asociados a la segunda unidad de

Kelvin-Voigt alcanzaron un estado de equilibrio más rápidamente que los asociados a la

primer unidad.

Jackman y Stanley (1995a) fueron los primeros en proponer analizar los múltiples

mecanismos que producen el ablandamiento del pericarpio del tomate durante la

maduración, mediante un modelo mecánico de seis elementos. Esta misma interpretación

.

0,E+00

1,E-05

2,E-05

0 20 40 60 80 100

J (1/Pa)

t (s)

Tabla 4.17: Valores medios de los parámetros viscoelásticos de las curvas de fluencia de tejido de manzana fresca.

Muestra J0 (1/Pa) x106

(C.V) J1 (1/Pa) x106

(C.V) J2 (1/Pa) x106

(C.V) λ1 (s) (C.V) λ2 (s) (C.V) ηN (Pa.s) x10

-7 (CV)

Control I 4 (25 %) 2,3 (13 %) 0,9 (33 %) 32 (37 %) 3 (33 %) 6 (33 %)

Control II 3 (33 %) 2 (50 %) 0,9 (33 %) 28 (64 %) 3 (33 %) 7 (57 %)

Control III 3,2 (12 %) 1,1 (18 %) 0,7 (14 %) 25 (36 %) 2 (50 %) 11 (27 %)


Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado

en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación

con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.


132

ha sido también exitosamente utilizada para explicar el comportamiento de fluencia en

otras matrices vegetales.

Wu y Guo (2010) aplicaron el mismo modelo físico y expresión matemática para

describir el comportamiento del tejido parenquimático de pera (Pyrus bretschneideri rehd)

en ensayos de fluencia – recuperación. Emplearon muestras cilíndricas de 15 mm de

diámetro por 4 mm de alto. Mediante ensayos previos determinaron la aplicación de un

valor de esfuerzo de cizalla de trabajo () igual a 5000 Pa para que el ensayo se

desarrollara dentro del RVL, que es un valor bastante más elevado al calculado en el

presente trabajo. El ensayo se realizó en ciclos de 180 s – 360 s para fluencia -

recuperación respectivamente. A continuación se muestran los valores de los parámetros

ajustados al modelo de productos frescos sumergidos en solución isotónica de sacarosa

durante 9 h: J0 (1/Pa) x10-5

= 1,47 ± 0,07; J1 (1/Pa) x10-5

= 1,7 ± 0,24; J2 (1/Pa) x10-5

=

2,78 ± 0,05; 1 (s) = 26,23 ± 0,67; 2 (s) = 1,59 ± 0,10; ηN (Pa.s) x107 = 1,67 ± 0,02. Los

tiempos de retardo, 1 y 2, de las dos unidades de Kelvin – Voigt mostraron valores

similares a los de nuestra experiencia. Contrariamente a nuestros resultados, las

capacitancias difirieron considerablemente y J1 fue menor que J2.

Gorji Chakespari y col. (2010) realizaron ensayos de fluencia – recuperación sobre

muestras frescas de dos variedades distintas de manzanas. En este trabajo las muestras se

sometieron a altas deformaciones y se aplicaron esfuerzos iniciales constantes de 65000 Pa,

muy superiores a los de nuestro trabajo. El ensayo se ajustó a un modelo de Burger de

solamente 4 elementos y los resultados fueron: J0 (1/Pa) x106 = 0,0014 y 0,0025; J1 (1/Pa)

x106 = 0,1299 y 0,1428; 1 (s) = 12 y 15; ηN (Pa.s) x10

7 = 92,4 y 126 para las variedades

frescas Golab Kohanz y Shafi Abadi respectivamente.

En el trabajo publicado por Alvarez y col. (1998) sobre tejidos de papa fresca se

realizaron ensayos de fluencia – recuperación con esfuerzos de cizalla de 516 Pa. Los

resultados fueron: J0 (1/Pa) x10-7

= 1,98; J1 (1/Pa) x10-7

= 1,94; J2 (1/Pa) x10-7

= 0,22; 1

(s) = 136,59; 2 (s) = 25,73; ηN (Pa.s) x108 = 3,89. Teniendo en cuenta que se trata de

tejidos de diferentes especies vegetales y que si bien los valores reportados difirieron de los

obtenidos en esta tesis, las proporciones de las variables guardaron similitudes con las de

nuestros datos. J0 y J1 resultaron mayores que J2, y 1 fue aproximadamente un orden

mayor que 2.

Martínez y col. (2007) y Garcia Loredo y col (2013) realizaron ensayos de fluencia

– recuperación en matrices de manzana Granny Smith frescas, con geometrías y


133

condiciones de ensayo similares a las de nuestro trabajo. Martínez y col. (2007) reportaron

los siguientes resultados experimentales: J0 (1/Pa) x106 = 1,7 ± 0,4, J1 (1/Pa) x10

6 = 0,6 ±

0,1, J2 (1/Pa) x106 = 0,6 ± 0,2, 1 = 13 ± 2,9, 2 = 1,2 ± 0,2 y ηN (Pa.s) x10

-7 = 11 ± 4. Los

valores reportados por Garcia Loredo y col (2013) fueron: J0 (1/Pa) x106 = 3,4 ± 1,4, J1

(1/Pa) x106 = 0,1 ± 0,5, J2 (1/Pa) x10

6 = 0,6 ± 0,3, 1 = 26,8 ± 7,5; 2 = 2,29 ± 0,76; ηN

(Pa.s) x10-7

= 9,4 ± 3,9. Todos los valores son similares y se encuentran dentro del rango

de datos de nuestro trabajo. En el reporte de Martínez y col. (2007) no se detectaron

diferencias entre los valores de J1 y J2, en discrepancia con los reportados por García-

Loredo y col. (2013) y con los obtenidos en el presente trabajo.

Los valores de los coeficientes de variación demostraron una alta variabilidad

asociada a los datos de fluencia y principalmente en los referentes a los tejidos frescos

(controles). Esta característica es frecuente en las propiedades viscoelásticas de la mayoría

de los tejidos vegetales, que no son homogéneos, y puede ser atribuida a diferentes

factores.

Los tejidos de las frutas no son homogéneos, sino anisotrópicos; incluso dentro de

una misma muestra de un tejido las células pueden exhibir diferentes presiones osmóticas y

turgor o composición, morfología y tamaño, diferencias en la interconectividad de los

espacios intercelulares, estructura y elasticidad de las paredes celulares. Las diferencias

físicas y químicas también dependen del cultivar, las prácticas agronómicas y el estadío

fisiológico en que fueron cosechados los productos agrícolas (Mittal y Mohsenin, 1987;

Pitt, 1992).

Según Pitt (1992) se puede atribuir gran parte de esta variabilidad a los factores

fisiológicos del tejido de manzana. La forma de la célula se altera por la deformación

producida en la dirección de la carga aplicada. La deformación produce un aumento en la

relación superficie – volumen que incrementa el esfuerzo de tracción en las paredes

celulares. La resistencia a este esfuerzo causa un aumento de la presión hidrostática

interna. Entonces la aplicación de la carga produce presión de turgencia en el tejido cuyos

componentes celulares aumentan de tamaño y se producen cambios en las magnitudes de la

respuesta esfuerzo- deformación (Mittal y Mohsenin, 1987). Las deformaciones inducidas

por las variaciones en la aplicada contribuyen a la variabilidad de la respuesta elástica

instantánea y consecuentemente a la variabilidad del comportamiento viscoelástico.

Esta enorme variabilidad dentro y entre frutas es un problema singular en los

ensayos de fluencia – recuperación. Por lo tanto, para obtener un nivel de confidencia


134

aceptable en los parámetros determinados por los ensayos instrumentales es necesario

medir un número suficiente de replicados de una muestra (Alzamora y col., 2005). Además

un producto no solo se caracteriza por la media de sus propiedades mecánicas, sino

también por las variaciones que presenta entre las muestras (van Vliet, 2002).


Se calculó el valor límite del esfuerzo de cizalla que se aplicó en los ensayos de

fluencia para que el trabajo se desarrollara dentro del RVL del material. La figura 4.23

muestra curvas típicas de un ensayo de barrido de amplitud con control del esfuerzo de

cizalla (BA CEC) y el valor límite del RVL calculado por el software del equipo.

Figura 4.23: Curvas típicas de barrido de amplitud con control del esfuerzo de cizalla de

los tejidos de manzana deshidratada a aw 0,97. (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬)

trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p). (■)

Valor límite de RVL. (▲) Valor sugerido de RVL.

1,E+04

1,E+05

1,E+06

1 10 100 1000

G´ (Pa)

(Pa)


135

El valor de calculado por el software del equipo fue de 50 Pa. Se decidió trabajar

con un esfuerzo de 35 Pa, valor recomendado por el mismo software, en el cual todas las

muestras se encontraban dentro del RVL.

En la figura 4.24 se representan curvas experimentales de deformación típicas

obtenidas en el ensayo de fluencia - recuperación para las muestras frescas y las

impregnadas en los distintos agentes de ósmosis que alcanzaron una aw de equilibrio de

0,97.

Los datos de obtenidos en la etapa de fluencia fueron transformados a valores de

capacitancia (J) aplicando la ecuación 3.8.

En la figura 4.25 se observan las curvas típicas de capacitancia en función del

tiempo en la etapa de fluencia, para las matrices de manzana fresca y deshidratadas a aw

0,97 representadas en la figura 4.24.

Como se observa en las figuras 4.24 y 4.25, es evidente la mayor deformación que

producen los tratamientos osmóticos en los tejidos en las etapas de fluencia y de

recuperación con respecto a los controles. Se observaron diferencias en la deformación que

presentaron los tejidos impregnados con glucosa con respecto al resto de los agentes de

ósmosis. Los tejidos tratados con soluciones de glucosa mostraron la mayor resistencia a la

deformación y los menores valores de capacitancia frente al esfuerzo aplicado que el resto

de los tejidos tratados en las soluciones de los otros azúcares.

El comportamiento de fluencia del tejido de manzana fue bien caracterizado por el

modelo mecánico representado por la ecuación 3.8 (coeficiente de determinación ≥ 0,999).

Los parámetros del modelo utilizado se presentan en la tabla 4.18.

Figura 4.24: Curvas representativas de fluencia-recuperación de tejido de manzana fresca y tratada en soluciones

osmóticas de aw 0,97. (▬) Control I y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p);

(▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97. Control III: lote de


0,0E+00

5,0E-04

1,0E-03

1,5E-03

2,0E-03

2,5E-03

3,0E-03

0 50 100 150 200 250 300

t (s)


137

Figura 4.25: Curvas representativas de las capacitancias obtenidas mediante la aplicación

de los ensayos de fluencia en tejido de manzana fresca y tratada en soluciones osmóticas

de aw 0,97. (▬) Control I y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬)

trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y



Se evidenció una clara distinción en todos los parámetros de los tejidos frescos con

respecto a aquellos que recibieron tratamiento osmótico, y dentro del grupo de tejidos

impregnados aquellos en los que se utilizó glucosa como agente de ósmosis. La

capacitancia instantánea (J0), las capacitancias de retardo (J1 y J2) y la capacitancia viscosa

en el estado estacionario (1/N) mostraron un incremento en las muestras tratadas con

respecto a las frescas. Por otro lado, los tiempos de retardo (1, 2) no fueron afectados por

los tratamientos aplicados; ellos difirieron entre sí en un orden de magnitud para todas las

muestras.

Garcia Loredo y col (2013) y Martínez (2005) efectuaron tratamientos de

deshidratación osmótica de manzanas de la variedad Granny Smith en soluciones de

0,E+00

2,E-05

4,E-05

6,E-05

8,E-05

1,E-04

0 20 40 60 80 100

J (1/Pa)

t (s)


138

glucosa (22,0 %p/p) hasta alcanzar una aw de equilibrio igual a 0,97. Realizaron ensayos de

fluencia en las mismas condiciones experimentales y aplicando el mismo modelo mecánico

que en este trabajo. Los valores de las variables obtenidos fueron: J0 (1/Pa) x106 = 14 ± 2;

J1 (1/Pa) x106 = 3,5 ± 1,3; J2 (1/Pa) x10

6 = 2,4 ± 0,5; 1 = 22,5 ± 2,5; 2 = 2,39 ± 0,24 y ηN

(Pa.s) x10-7

= 2,7 ± 0,5 (Garcia Loredo y col 2013) y : J0 (1/Pa) x106 = 13 2,5; J1 (1/Pa)

x106 = 3,6 0,6; J2 (1/Pa) x10

6 = 4,3 0,8; 1 = 14 1,7; 2 = 1,26 0,08 y ηN (Pa.s) x10

-

7 = 2,0 0,5 (Martínez, 2005). Los valores de J0, J1, J2, 1 y 2 presentados por García

Loredo y col (2013) y Martínez (2005) fueron levemente inferiores a los presentados en la

tabla 4.18, mientras que el valor de ηN reportado por los autores fue levemente superior al

obtenido en el presente trabajo. Los trabajos citados anteriormente fueron desarrollados en

el mismo grupo de investigación que el presente trabajo de tesis y modelados también

según el modelo mecánico representado por un resorte en serie con dos elementos de

Kelvin-Voigt y un pistón. A pesar de que las manzanas se analizaron en épocas distintas

del año, lo que podría traer diferencias en su estado fisiológico, los parámetros

viscoelásticos no presentaron diferencias importantes entre sí.


Se calculó el valor límite del RVL mediante ensayos de BA CEC de las muestras

tratadas. La figura 4.26 muestra las curvas típicas de un ensayo, el valor límite del RVL

y el valor sugerido por el software del equipo.

El valor de calculado por el software del equipo fue de 50 Pa para todos los

tratamientos Se decidió trabajar con un esfuerzo de 35 Pa, valor recomendado por el

mismo software, en el cual todas las muestras se encontraban dentro del RVL

La figura 4.27 muestra el comportamiento característico de las muestras frescas y

tratadas en soluciones de ósmosis de aw de 0,94 durante el ensayo de fluencia –

recuperación.

Los datos de obtenidos en la etapa de fluencia se transformaron a valores de

capacitancia (J) aplicando la ecuación 3.8.


139

Figura 4.26: Curvas típicas de barrido de amplitud con control del esfuerzo de cizalla de

los tejidos de manzana deshidratada a aw 0,94. (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa

(48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). (■) Valor límite de RVL.

(▲) Valor sugerido de RVL.

1,E+04

1,E+05

1,E+06

1 10 100 1000

G´ (Pa)

(Pa)

Tabla 4.18: Valores medios de los parámetros viscoelásticos de manzanas frescas y deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de

glucosa, trehalosa, maltosa y jarabe de alta maltosa (JMAM) de aw 0,97.

Muestra J0 (1/Pa)x106

(C.V.) J1 (1/Pa)x106

(C.V.) J2 (1/Pa)x106

(C.V.) λ1 (s) (C.V.) λ2 (s) (C.V.) ηN (Pa.s)x10-7

(C.V.)

Control I 4 (25 %) 2,3 (13 %) 0,9 (33 %) 32 (37 %) 3 (33 %) 6 (33 %)

Control III 3,2 (12 %) 1,1 (18 %) 0,7 (14 %) 25 (36 %) 2 (50 %) 11 (27 %)


Glucosa (22,0 %p/p) 21 (19 %) 10 (30 %) 5 (20 %) 28 (21 %) 2,9 (13 %) 1,6 (12 %)

Trehalosa (34,4 %p/p) 28 (21 %) 15 (20 %) 8 (12 %) 26 (15 %) 2,5 (16 %) 0,7 (14 %)

JMAM (42,0 %p/p) 32 (15 %) 13 (23 %) 8 (25 %) 23 (17 %) 2,5 (12 %) 0,9 (22 %)

Maltosa (37,3 %p/p) 35 (11 %) 15 (20 %) 9 (22 %) 22 (9 %) 2,5 (4 %) 0,8 (12 %) C.V.: Coeficiente de variación.

Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los

tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones

de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.


141

En la figura 4.28 se observan las curvas representativas de capacitancia en función

del tiempo obtenidas en la etapa de fluencia, para las matrices de manzana fresca y

deshidratada a aw 0,94 representadas en la figura 4.27.

En las figuras 4.27 y 4.28 se observa que en todas las muestras tratadas se produjo

una clara pérdida de resistencia a la deformación cuando se comparan sus perfiles con sus

correspondientes controles. Las matrices de manzana impregnadas en soluciones de

glucosa (38,7 %p/p) y JMAM (56,0 %p/p) mantuvieron patrones de deformación y

capacitancias similares en función del tiempo de ensayo y de menor valor que las

impregnadas en maltosa (51,0 %p/p) y trehalosa (48,0 %p/p).

El modelo mecánico propuesto representado por la ecuación 3.8 ajustó los datos de

capacitancia con un buen coeficiente de determinación (≥ 0,999).

En la tabla 4.19 se presentan los valores medios de los parámetros viscoelásticos a

partir de los cuales se ajustó el modelo.

Los tratamientos osmóticos más severos también impactaron en el comportamiento

de la deformación causada en los ensayos de fluencia – recuperación (tabla 4.19). Se

observaron diferencias evidentes en la deformación de las manzanas tratadas en soluciones

de aw 0,94 con respecto a los controles frescos. Se observó un considerable aumento de las

capacitancias J0, J1, J2 y 1/N y no se produjeron variaciones en 1 ni 2. Se destacaron las

manzanas impregnadas en glucosa (38,7 %p/p) por mostrar valores de capacitancias

levemente menores que las del resto de las muestras tratadas en soluciones conteniendo

otros agentes de ósmosis.

Figura 4.27: Curvas típicas de fluencia-recuperación de tejido de manzana fresco y tratado en soluciones osmóticas de aw

0,94. (▬ ▬) Control II; (▬ ▬) Control III; (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p)

y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de


0,0E+00

5,0E-04

1,0E-03

1,5E-03

2,0E-03

2,5E-03

3,0E-03

0 50 100 150 200 250 300

t (s)


143

Figura 4.28: Curvas características de las capacitancias de tejido de manzana fresca y

tratada en soluciones osmóticas de aw 0,94. (▬ ▬) Control II; (▬ ▬) Control III; (▬)

glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa

(51,0 %p/p). Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y



4.3.2.2 Comparación del comportamiento de fluencia entre los tejidos

frescos y los osmotizados a aw 0,97 y aw 0,94

En la figura 4.29 se presentan las curvas características de fluencia – recuperación

en función del tiempo de discos de tejido parenquimático de manzana fresca y manzanas

inmersas en soluciones de glucosa, trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

0,E+00

2,E-05

4,E-05

6,E-05

8,E-05

1,E-04

0 20 40 60 80 100

J (1/Pa)

t (s)


144

En la figura 4.30 se representa la capacitancia (J) en función del tiempo en la etapa

de fluencia del ensayo rotatorio de todos los tejidos de manzana fresca y tratada en niveles

de aw 0,97 y 0,94.

Los ensayos a bajas deformaciones permitieron determinar que todos los

tratamientos osmóticos afectaron notablemente el comportamiento de los tejidos. Se

observó una clara resistencia a la deformación provocada por el esfuerzo aplicado de los

tejidos tratados en soluciones de glucosa (22,0 %p/p), que se manifestó en menores

capacitancias a lo largo del tiempo de fluencia, y que los diferenció del resto de los

tratamientos (figuras 4.29 y 4.30).

Se empleó como herramienta estadística el análisis de la varianza multivariado

(MANOVA) con el fin de establecer la existencia o no de diferencias significativas ente las

medias multivariadas (centroides) de las muestras que fueron sometidas a los distintos

procesos osmóticos.

Tabla 4.19: Valores medios de los parámetros viscoelásticos de las muestras frescas y las deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas

de glucosa, trehalosa, maltosa y jarabe de alta maltosa (JMAM) de aw 0,94.


(C.V.) J1 (1/Pa)x106

(C.V.) J2 (1/Pa)x106

(C.V.) λ1 (s) (C.V.) λ2 (s) (C.V.) ηN (Pa.s)x10-7

(C.V.)

Control II 3 (33 %) 2 (50 %) 0,9 (33 %) 28 (64 %) 3 (33 %) 7 (57 %)

Control III 3,2 (12 %) 1,1 (18 %) 0,7 (14 %) 25 (36 %) 2 (50 %) 11 (27 %)


Glucosa (38,7 %p/p) 26 (15 %) 12 (25 %) 7 (28 %) 23 (17 %) 2,4 (16 %) 0,9 (33 %)

Trehalosa (48,0 %p/p) 31 (16 %) 15 (20 %) 9 (22 %) 23 (17 %) 2,4 (16 %) 0,8 (25 %)

JMAM (56,0 %p/p) 36 (16 %) 15 (20 %) 10 (20 %) 22 (14 %) 2,4 (16 %) 0,9 (33 %)

Maltosa (51,0 %p/p) 36 (16 %) 15 (20 %) 10 (20 %) 22 (14 %) 2,4 (16 %) 0,9 (33 %) C.V.: Coeficiente de variación.

Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94 y Control III: lote de manzanas empleado en

los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

Figura 4.29: Curvas típicas de fluencia-recuperación del tejido de manzana fresco y tratado en soluciones osmóticas de aw

0,97 y 0,94. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa

(34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p); (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa

(48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control I, Control II y Control III: lotes de manzanas empleados en los tratamientos de deshidratación con las distintas soluciones de glucosa,

trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

0,0E+00

5,0E-04

1,0E-03

1,5E-03

2,0E-03

2,5E-03

3,0E-03

0 50 100 150 200 250 300

t (s)


147

Figura 4.30: Curvas características de capacitancia del tejido de manzana fresca y de

manzanas tratada en las soluciones osmóticas. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬)

Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM

(42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p); (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa

(48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y




Previamente al análisis estadístico de los datos se transformaron todas las variables

de respuesta involucradas en el modelo utilizado en log10. De esta manera se cumplieron

los supuestos del MANOVA de normalidad de los residuos y de homogeneidad de

varianzas y covarianzas entre las muestras.

Se realizaron los análisis de correlación de Spearman y de Pearson para determinar

el grado de asociación entre las variables de respuesta involucradas (tabla 4.20).

0,E+00

2,E-05

4,E-05

6,E-05

8,E-05

1,E-04

0 20 40 60 80 100

J (1/Pa)

t (s)


148

Tabla 4.20: Coeficientes de correlación no paramétricos de Spearman y de asociación

lineal de Pearson de las variables J0, J1, J2, λ1, λ2 y ηN de todas las muestras: frescas y

deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, maltosa y

JMAM de aw 0,97 y aw 0,94.

Correlación

de Spearman log10(Jo) log10(J1) log10(J2) log10(λ1) log10(λ2) log10(ηN)

log10(Jo) 1 0 0 0,01 0,09 0

log10 (J1) 0,88 1 0 0,38 0,46 0

log10 (J2) 0,95 0,93 1 0,04 0,14 0

log10(λ1) -0,20 -0,07 -0,16 1 0 0,01

log10 (λ2) -0,13 -0,06 -0,12 0,78 1 0,02

log10 (ηN) -0,84 -0,84 -0,82 0,20 0,19 1

Correlación

de Pearson log10(Jo) log10 (J1) log10 (J2) log10(λ1) log10 (λ2) log10 (ηN)

log10(Jo) 1 0 0 0,17 0,89 0

log10 (J1) 0,96 1 0 0,93 0,30 0

log10 (J2) 0,98 0,97 1 0,88 0,95 0

log10(λ1) -0,11 0,01 -0,01 1 0 0,01

log10 (λ2) -0,01 0,08 0,01 0,69 1 0,08

log10 (ηN) -0,87 -0,83 -0,84 0,22 0,14 1

Los resultados mostraron que las variables J1 y J2 del modelo están fuertemente

correlacionadas entre ellas, con J0 y en menor grado con ηN y por lo tanto se excluyeron del

análisis multivariado.

Los tratamientos osmóticos difirieron significativamente en relación a los

estimadores de los parámetros referentes a la viscoelasticidad de las muestras tratadas y no

tratadas con las soluciones osmóticas (MANOVA, F(Pillai) 40, 564 tratamiento = 7,16;

p<0,0001).

Las comparaciones múltiples realizadas a posteriori del MANOVA permitieron

detectar diferencias estadísticamente significativas y una clara separación entre los valores

medios multivariados (centroides) de los grupos control y los tratados en las 8 soluciones

osmóticas distintas (pruebas de comparaciones múltiples (Hotelling); p < 0,05).

Los resultados de los estimadores de los parámetros viscoelásticos obtenidos en los

ensayos de fluencia – recuperación de las muestras control e impregnadas en los distintos

procesos osmóticos de aw 0,97 y aw 0,94 se muestran en la tabla 4.21. Se informaron los

valores medios de J0, λ1, λ2 y ηN.

Tabla 4.21: Valores medios de los parámetros viscoelásticos de las muestras control y las deshidratadas

osmóticamente en soluciones acuosas de, glucosa, trehalosa, maltosa y jarabe de alta maltosa (JMAM)

de aw 0,97 y 0,94


(C.V) λ1 (s) (C.V) λ2 (s) (C.V) ηN (Pa.s)x10-7

(C.V)

Control I 4 (25 %) 32 (37 %) 3 (33 %) 6 (33 %) A

Control II 3 (33 %) 28 (64 %) 3 (33 %) 7 (57 %) B

Control III 3,2 (12 %) 25 (36 %) 2 (50 %) 11 (27 %) B


Glucosa (22,0 %p/p) 21 (19 %) 28 (21 %) 2,9 (13 %) 1,6 (12 %) C

Trehalosa (34,4 %p/p) 28 (21 %) 26 (15 %) 2,5 (16 %) 0,7 (14 %) D

JMAM (42,0 %p/p) 32 (1 %) 23 (17 %) 2,5 (12 %) 0,9 (22 %) D

Maltosa (37,3 %p/p) 35 (11 %) 22 (9 %) 2,5 (4 %) 0,8 (12 %) D


Glucosa (38,7 %p/p) 26 (15 %) 23 (17 %) 2,4 (16 %) 0,9 (33 %) CD

Trehalosa (48,0 %p/p) 31 (16 %) 23 (17 %) 2,4 (16 %) 0,8 (25 %) D

JMAM (56,0 %p/p) 36 (16 %) 22 (14 %) 2,4 (16 %) 0,9 (33 %) D

Maltosa (51,0 %p/p) 36 (16 %) 22 (14 %) 2,4 (16 %) 0,9 (33 %) D

Comparaciones múltiples Post-hoc utilizando la prueba Hotelling basada en la corrección de Bonferroni

con α=0.05.

Letras distintas indican diferencias significativas con P 0.05. C.V.: Coeficiente de variación.

Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97;

Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw

0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw

0,97 y 0,94.


150

Los tejidos de manzana deshidratados mostraron valores promedio de capacitancia

J0 y de fluidez (1/ηN) mayores que los tejidos frescos. Solo las muestras que recibieron

tratamientos de impregnación en soluciones de glucosa al 22,0 %p/p se diferenciaron

significativamente con el resto de los tratamientos presentando los valores más bajos de J0

y 1/ηN. El resto de los tratamientos no difirió estadísticamente entre sí.

La plasticidad se define como la proporción de la deformación permanente o

irrecuperable (t/ηN) respecto de la deformación total J(t, ). El porcentaje de plasticidad (%

P) a los 100 s de todas las muestras analizadas se muestra en la tabla 4.22.

Tabla 4.22: Plasticidad de las muestras frescas y

deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de

glucosa, trehalosa, maltosa y JMAM de aw 0,97y aw

0,94.

Muestra Plasticidad (%)

Control I 21

Control II 18

Control III 17


Glucosa (22,0 %p/p) 20

Trehalosa (34,4 %p/p) 24

JMAM (42,0 %p/p) 17

Maltosa (37,3 %p/p) 17


Glucosa (38,7 %p/p) 20

Trehalosa (48,0 %p/p) 19

JMAM (56,0 %p/p) 16

Maltosa (51,0 %p/p) 17

Todas las muestras exhibieron una deformación plástica que no pudo recuperarse

una vez removido el esfuerzo en la prueba de fluencia. Esta característica también se puede

observar en las curvas de recuperación del ensayo de fluencia de la figura 4.29. Los

valores de plasticidad de las muestras que recibieron tratamientos de deshidratación (entre

16 y 24 %) fueron muy similares a la de los controles frescos (entre 17 y 21 %) y no se

observó una clara tendencia del grado de plasticidad con respecto al tratamiento aplicado.

Martínez y col. (2007) reportaron valores de plasticidad de tejido parenquimático

de manzana Granny Smith fresca (16 %) y de muestras con geometría de discos de 60 mm


151

× 60 mm × ≥ 6 mm osmotizadas en soluciones acuosas de glucosa 25 %p/p durante 6 h

(15,5 %). La deformación plástica de las muestras frescas y tratadas fue similar.

Con el objetivo de clasificar correctamente las observaciones provenientes de los

tratamientos predeterminados, se realizó un AFD, a partir del cual se obtuvieron 4

funciones discriminantes, o ejes canónicos, que permitieron explicar el total de la variación

de las muestras.



común.

La primer función discriminante proveniente del AFD logró explicar el 98,34 % de

la variabilidad de los datos observada, la segunda función discriminante explicó el 1,29 %.

de la variabilidad y entre la tercera y cuarta función solo se explicó el 0,37 % de la

variabilidad. La primera y la segunda función en conjunto explicaron el 99,63 %

acumulado de la variabilidad total entre todos los tratamientos (tabla 4.23).

En la tabla 4.24 puede observarse que la variable J0 sobre el eje canónico 1

claramente presenta el mayor valor absoluto y es la variable con mayor poder de

discriminación entre los tratamientos y controles. La variable ηN representó el mayor valor

absoluto en la combinación lineal de variables sobre la segunda función discriminante pero

solo logró explicar un porcentaje muy bajo de la variación total observada.


152

Tablas 4.23 y 4.24: Autovalores y funciones discriminantes estandarizadas por la

matriz de covarianza residual común correspondientes al análisis AFD de los

estimadores de los parámetros obtenidos de la curvas de fluencia para los tejidos de

manzana fresca y osmotizada a aw de 0,97 y 0,94.

Tabla 4.23 Autovalores

Función

Discriminante Valor Proporción

Proporción

acumulada.

1 29,50 98,34 98,34

2 0,39 1,29 99,63

3 0,10 0,33 99,96

4 0,01 0,04 100,00

Tabla 4.24 Funciones discriminantes estandarizadas por la

matriz de covarianza residual común

1 2 3 4

log10 (J0) 0,98 -0,30 0,11 0,19

log10(λ1) 0,03 0,45 -0,91 0,93

log10 (λ2) 0,04 0,59 1,18 -0,38

log10 (ηN) -0,06 -0,94 0,39 0,53

La clasificación de los grupos de tratamientos y controles entre la primera y la

segunda función discriminante se representó en la figura 4.31.

Sobre el eje canónico 1 de la figura 4.31 se observa el poder de discriminación de

la variable J0 entre tratamientos y controles. Todos los controles se ubican hacia los valores

negativos de la función discriminante 1 diferenciándose claramente del resto de los grupos

de tratamientos que se sitúan hacia los valores positivos de la función y en la misma

dirección que la variable J0. Se observó que el grupo de muestras tratadas en soluciones de

glucosa aw 0,97 presentó una ligera tendencia a separarse del grupo del resto de los

tratamientos que no pudieron ser discriminados entre sí. El valor de los centroides de las

muestras tratadas en solución de glucosa de 22,0 %p/p fue 1 a diferencia de los valores de

las muestras impregnadas en el resto de las soluciones que mostraron valores entre 2 y 4

aproximadamente.

El AFD permitió clasificar correctamente los tratamientos con el 51,3 % (n = 152)

del total de las muestras de tejido de manzana analizadas. Este porcentaje tan pobre podría

deberse al alto error que arrojan las mediciones en los ensayos de fluencia – recuperación

(Alzamora y col., 2008). Los tejidos frescos mostraron variabilidad en la clasificación


153


viscoelásticos obtenidos a partir de los ensayos de fluencia-recuperación de manzanas

frescas y deshidratadas osmóticamente en las diferentes soluciones de azúcares. ()

Control I; () Control II; () Control III; () glucosa (22,0 %p/p); () trehalosa (34,4

%p/p); () JMAM (42,0 %p/p); () maltosa (37,3 %p/p); (■) glucosa (38,7 %p/p); (■)

trehalosa (48,0 %p/p); (■) JMAM (56,0 %p/p); (■) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y




Log ( )

log10(J0)

log10(2)

12,0 6,3 -5,2 0,5 -10,9

-11,8

-6,9

-2,1

2,8

7,7

log10(2)

log10(N)

Eje

Can

ónic

o 2

Eje Canónico 1


154

correcta de los grupos: control I (91,7 %), control II (33,3 %) y control III (62,5 %). Se

logró una buena clasificación de los tratamientos de impregnación en glucosa de aw 0,97

(75 %) y trehalosa de aw 0,97 (62,5 %) seguidos por las impregnaciones con JMAM aw

0,94 (58,8 %), maltosa de aw 0,97 (55,6 %) y maltosa de aw 0,94 (52,9 %), por último con

una pobre clasificación a las muestras tratadas JMAM aw 0,97 (27,8 %), trehalosa aw 0,94

(25 %) y glucosa aw 0,94 (23,1 %).

El modelo matemático presentado en la ecuación 3.8 describió correctamente la

respuesta de los tejidos frescos y tratados dentro del intervalo de tiempo y de las

condiciones en las que se realizó el ensayo.

EL proceso de deshidratación osmótica en las muestras causó un aumento de las

capacitancias J0, J1, J2 y de la fluidez (1/ηN), una disminución muy leve de 1 y no produjo

cambios en 2.

El análisis de MANOVA, la clasificación aportada por el AFD y la representación

gráfica de vs. t de las curvas de fluencia claramente diferenciaron las manzanas frescas

del resto de las muestras que recibieron tratamientos.

Existió una alta variabilidad asociada al ensayo de fluencia principalmente en las

muestras de tejido de manzana fresca.

Se diferenciaron estadísticamente las muestras impregnadas en soluciones de

glucosa 22,0 %p/p del resto de los tratamientos. Dichos tejidos se caracterizaron por

mostrar los valores de J0 y de fluidez (1/ηN) más bajos.

Los tratamientos de ósmosis provocaron cambios muy leves en la contribución de

cada tipo de capacitancia a la capacitancia total y mostraron un aumento en J0 de 5 a 11

veces con respecto a sus controles, evidenciando una disminución en el módulo elástico

instantáneo (E0 = 1/J0). Las capacitancias viscoelásticas J1 y J2, y la capacitancia en el

estado estacionario (1/ηN) de las muestras que recibieron tratamiento aumentaron en un

rango de 6 a 13 veces, 10 a 14 veces y 3 a 12 veces respectivamente comparadas con los

controles correspondientes. Sin embargo, los valores de plasticidad de las muestras

osmotizadas fueron similares a los de la manzana fresca.


155

4.4 Movilidad molecular del agua en tejidos de manzana

4.4.1 Ensayos de 1H-RMN: Curvas de relajación obtenidas mediante la

secuencia de pulsos CPMG


Se analizó el tiempo de relajación transversal del protón del agua (T2) mediante la

aplicación de la secuencia de pulsos CPMG según las condiciones descriptas en el ítem

3.10 en muestras de tejidos de manzana frescos.

La figura 4.32 muestra el comportamiento que presentaron las curvas típicas de

relajación de la intensidad de la señal Y (%) vs el tiempo t del ensayo correspondientes a

,los protones del agua presente en la muestra. Se representa un perfil característico de

tejido de manzana fresca de cada lote empleado a lo largo del trabajo.

No se encontraron diferencias importantes entre los perfiles de los distintos lotes.

Las señales de respuesta se ajustaron matemáticamente como una sumatoria de

decaimientos exponenciales según la ecuación 3.10 y se obtuvieron las amplitudes y

tiempos de relajación de los diferentes componentes. Se buscó maximizar el ajuste

exponencial de las regresiones no lineales y minimizar el número de variables dependientes

del ensayo.

La movilidad del agua del tejido fresco pudo caracterizarse mediante un

comportamiento triexponencial con un coeficiente de determinación ≥ 0,9999.

El análisis del modelado de las regresiones no lineales de las curvas de relajación

transversal obtenidas mediante la secuencia de pulsos CPMG permitió determinar que los

tejidos vegetales presentaron diversas poblaciones de agua, caracterizadas por sus

diferentes distribuciones y movilidad. Probablemente los T23 más largos se encuentren

relacionados con los protones del agua presente en las vacuolas, los T21 más cortos con los

protones del agua asociada a las paredes celulares y los tiempos medios T22 con el agua

presente en los citoplasmas celulares del tejido de manzana.


156

Figura 4.32: Curvas típicas de relajación transversal del protón de tejido de manzana

fresca correspondiente a todos los lotes utilizados, obtenidas mediante la secuencia de

pulsos CPMG: (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III. Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y




La tabla 4.24 muestra los valores promedios de los tiempos de relajación y las

amplitudes relativas derivados del modelo triexponencial para las muestras de manzana

fresca. Como puede apreciarse en los datos de la tabla 4.24, se encontraron diferencias en

los parámetros de relajación entre los distintos lotes de muestras frescas, que llegaron a ser

del 40 % para T21 entre los controles I y III, del 43 % para T22 entre los controles I y III y

del 22 % para T23 entre los controles I y II. Estas discrepancias probablemente se deban a

pequeñas diferencias en el contenido de agua y en el estado de madurez de las frutas.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 1000 2000 3000 4000

Y (%)

t (ms)

Tabla 4.24: Valores promedio de T2i y amplitud (Ci) de las señales de las poblaciones de protones de tejidos de manzana frescos.

Muestra ss (Brix)(C.V.) C1 (%) (C.V.) C2 (%) (C.V.) C3 (%) (C.V.) T21 (ms) (C.V.) T22 (ms) (C.V.) T23 (ms) (C.V.)

Control I 12,4 (4 %) 15,2 (20 %) 17,3 (17 %) 67,5 (3 %) 47,9 (27 %) 199,9 (24 %) 942,3 (7 %)

Control II 12,1 (7 %) 6,7 (15 %) 21,4 (9 %) 71,9 (4 %) 57,4 (14%) 325,3 (6 %) 1207,9 (8 %)

Control III 10,7 (9 %) 4,5 (22 %) 19,2 (10 %) 76,3 (4 %) 81,3 (17 %) 357,1 (9 %) 1186,5 (5 %)


Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los

tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con



158

Cornillon (2000) realizó estudios de los tiempos de relajación T2 en manzanas

frescas de la variedad “Golden Delicius” aplicando el método CPMG (15 MHz; de 500

s, demora de reciclo de 8 s). El autor estudió el decaimiento exponencial de T2 basado en

el análisis de las señales de tiempo mediante la transformada inversa de Laplace generando

una distribución de exponenciales que describieron en modo continuo el fenómeno de

relajación. La distribución mostró dos picos. Los valores de T2 más altos fueron atribuidos

al agua ubicada en los espacios extracelulares y el tiempo de relajación más corto se asignó

a las vacuolas y citoplasma.

Snaar y Van As (1992) realizaron ensayos de 1H-RMN (20 MHz) en variedades de

manzana Cox. Utilizaron la secuencia de pulsos CPMG y ajustaron los datos con un

modelo de regresión triexponencial. Se informaron los siguientes resultados: C1 (%) = 8; C2

(%) = 16; C3 (%) = 75; T21 (ms) = 30; T22 (ms) = 190; T23 (ms) = 1020. En el mismo

trabajo, además, se estudió la relajación de los protones del agua en parénquima de

manzana inmerso en soluciones acuosas isotónicas que contenían iones paramagnéticos

Mn2+

. Los iones penetraron desde los espacios extracelulares del tejido hacia los

citoplasmas y vacuolas y disminuyeron los tiempos de relajación de los protones de cada

compartimento celular hasta hacer desaparecer los términos exponenciales del modelo

matemático. Este experimento permitió asignar cada componente de la relajación de los

protones a una población de agua en un compartimento celular en particular. De esta forma

los autores propusieron que los T2 más cortos corresponderían al agua asociada a la pared

celular y espacio extracelular, los T2 medios al citoplasma y los T2 más altos al agua

contenida en las vacuolas. Los valores presentados en el artículo son coincidentes con los

hallados en el presente trabajo, teniendo en cuenta que las pequeñas diferencias existentes

podrían haber sido generadas por la utilización de variedades de manzana distintas a las

Granny Smith, a la variabilidad biológica intrínseca de la fruta (estadio fisiológico) y a las

distintas condiciones en las que se realizó el ensayo.

Panarese y col. (2012) publicaron los resultados de un ensayo de 1H-RMN de

tejido parenquimático de kiwi fresco. En el trabajo los autores analizaron las señales de

CPMG (20 MHz, de 80 s y una demora de reciclo de 3,5 s) para medir los T2 y

utilizaron un ajuste a una sumatoria creciente del número de exponenciales. Con el objeto

de atribuir esas señales a distintos compartimentos celulares llevaron a cabo un ensayo de

inmersión de las muestras en soluciones acuosas con Mn2+

, como se describió en el artículo

de Snaar y Van As (1992). Durante la penetración del ion Mn2+

en la célula los T2 de 900


159

ms descendieron a velocidades menores que los T2 de 300 ms, lo que les permitió atribuir a

los autores que los T2 más altos corresponden a las vacuolas y los más bajos a citoplasmas

y espacios extracelulares. Esta distribución se correspondió con las observaciones

estructurales y ultraestructurales de las células de kiwi. Las células se mostraron bien

unidas a lo largo del área de contacto, paredes celulares bien definidas y una gran vacuola

central. Las señales de CPMG de kiwi fresco ajustaron a un modelo triexponencial con los

siguientes valores: T2 (ms) en vacuolas = 1091 ± 92, C3 (%) = 71 ± 4; T2 (ms) en

citoplasma / espacio extracelular = 296 ± 18, C2 (%) = 20 ± 5; T2 (ms) en pared celular =

33 ± 4, C1 (%) = 6 ± 1. Los valores publicados son similares a los obtenidos en nuestro

trabajo.

Nowacka y col. (2013) midieron los T2 mediante la secuencia CPMG (20 MHz, de 80 s y una demora de reciclo de 3,5 s) en kiwi fresco. Los autores analizaron las

señales de 1H-RMN utilizando una distribución continua de curvas exponenciales y una

distribución discreta por medio de un ajuste a la sumatoria de términos exponenciales. Se

siguieron los mismos protocolos que en el trabajo de Panarese y col. (2012) y los

resultados publicados fueron: T2 (ms) en vacuolas = 1205 ± 78, C3 (%) = 63 ± 6; T2 (ms)

en citoplasma / espacio extracelular = 258 ± 22, C2 (%) = 27 ± 1; T2 (ms) en pared celular

= 45 ± 7, C1 (%) = 10 ± 2. Estos resultados guardan cierta similitud con los publicados en

la tabla 4.24. Los autores encontraron pequeñas diferencias con los datos de Panarese y

col. (2012) en kiwis frescos y las atribuyeron a que los ensayos se realizaron en épocas

distintas del año, a pesar de que las frutas analizadas provenían de la misma región.

Marigheto y col. (2008) estudiaron los tiempos de relajación en la variedad de

manzanas “Red Delicius” en muestras frescas y en muestras en estadios de maduración

más avanzados denominados “harinosos”, que presentan una tendencia a contener menor

cantidad de sólidos solubles y una mayor proporción de espacios intercelulares. Los

valores de T2 fueron medidos utilizando la secuencia CPMG (23,4 MHz, τ entre 200 s y

10 ms; demora de reciclo de 20 s). Las señales fueron analizadas como una distribución

continua de exponenciales de T2 y mostraron 4 picos de relajación para las dos fases de

maduración. El primer pico de T2 observado lo asociaron a las paredes celulares: 11 ms y

11 ms y área relativa de 2 % y 2 % para las muestras frescas y harinosas respectivamente.

Los picos de T2 de tiempos más largos lo asociaron al agua presente en vacuolas: 1184 ms

y 1258 ms y área relativa de 80 % y 78 % para las muestras frescas y harinosas

respectivamente. Los otros dos picos de T2 restantes fueron asociados a una misma


160

población de protones del agua presentes en los citoplasmas y en los compartimentos

extracelulares: 319 ms y 351 ms y área relativa de 6 % y 12 % para las muestras frescas y

harinosas respectivamente para el pico 2 y de 70 ms y 83 ms y área relativa de 3 % y 4 %

para las muestras frescas y harinosas respectivamente para el pico 3. Si bien el modelado

matemático de los datos determinó una distribución de 4 picos, los autores asignaron el

comportamiento de los protones del agua a un modelo de tres componentes. En relación a

este punto, los autores sostienen que la asignación precisa del número de términos de una

distribución a la población de protones del agua presente en los compartimentos

subcelulares depende del tamaño y forma de las células y de la difusión del agua a través

de esos compartimentos, la que también se encuentra relacionada con la geometría y la

permeabilidad de las membranas celulares. Como se observa existieron diferencias en las

señales entre muestras frescas y las de estadio harinoso: 6 % para el T2 de vacuolas y entre

10 % y 16 % para los T2 de citoplasmas y compartimentos extracelulares. Estas diferencias

fueron atribuidas principalmente a las distintas distribuciones en los espacios

extracelulares.

Santagapita y col. (2013) estudiaron la modificación de los T2 de la población de

protones del agua presente en tejido de kiwi fresco en dos estadíos de madurez evaluada

según su contenido de sólidos solubles. Clasificaron las muestras frescas dentro de los dos

siguientes grupos: LB = 9,5 °Brix y HB = 14,1 °Brix. Utilizaron la secuencia de pulsos

CPMG (20 MHz, de 80 s y una demora de reciclo de 3,5 s). Los datos obtenidos

ajustaron a un modelo de curvas de cuatro términos exponenciales, pero como los dos

picos centrales de la distribución describían el comportamiento de una misma población de

agua fueron sumados y finalmente se trabajó con un modelo triexponencial. Los autores

encontraron diferencias significativas en los T2 e intensidades relacionados con la

población de protones de las vacuolas entre los dos lotes control (T2LB = 1.321 ± 64 ms,

T2HB = 1.227 ± 79 ms). Por otro lado no encontraron diferencias significativas entre los T2

e intensidades de las poblaciones de protones del citoplasma y espacio extra celular ni en la

de la correspondiente a pared celular.

Raffo y col. (2004) realizaron mediciones de T2 con secuencias de pulsos CPMG

(1 ms, tiempo de demora de recuperación de 10 s) en muestras de bananas frescas con

distintos estadios de maduración. Realizaron el ajuste de las señales a una distribución

discreta mediante la sumatoria de términos exponenciales. En muestras a tiempo 0 de

maduración obtuvieron los siguientes resultados: en pared celular T2 (ms) = 14, C1 (%) =


161

17; en citoplasma T2 (ms) = 90, C2 (%) = 27; en vacuola T2 (ms) = 320, C3 (%) = 56. En

muestras de 7 días de maduración obtuvieron: en pared celular T2 (ms) = 27, C1 (%) = 13;

en citoplasma T2 (ms) = 190, C2 (%) = 25; en vacuola T2 (ms) = 610, C3 (%) = 62. Según

los autores este marcado incremento de los valores durante la maduración se debió

principalmente a la desaparición de almidón y no a la acumulación de azúcares.

Musse y col (2009) estudiaron el comportamiento de las señales de T2 en distintos

tejidos de tomate en función de la maduración. Utilizaron la secuencia de pulsos CPMG

(20 MHz, de 1 ms). Las señales de relajación se ajustaron a una distribución continua de

componentes de T2 y también a una distribución discreta con un modelo de ajuste

multiexponencial. Con los dos modelos de ajuste para todos los tejidos y niveles de

madurez obtuvieron 4 picos de distribución de protones. Asumieron que uno de los picos

de señal podría corresponder a los protones no intercambiables del soluto y los

componentes 2, 3 y 4 a los protones del agua de las paredes celulares, citoplasmas y

vacuolas respectivamente. Durante la maduración del fruto existió una redistribución del

agua entre los compartimentos celulares que afectó, en algunos tejidos, principalmente a

los valores de T2 correspondientes a vacuolas y citoplasmas.

Musse y col (2010) estudiaron el comportamiento de las señales de T2 en tejidos de

tomate fresco con el objetivo de investigar la correlación entre la distribución

multiexponencial de los tiempos de relajación de la 1H-RMN y los compartimentos

subcelulares. Utilizaron la secuencia de pulsos CPMG (20 MHz, de 0,1 ms). Las señales

de relajación se ajustaron a una distribución continua de componentes de T2 y también a

una distribución discreta con un modelo de ajuste multiexponencial. Como resultado

obtuvieron cuatro componentes distintos de los cuales el componente 4 fue asignado al

agua en vacuolas, T2 = 1528 ms y C4 = 68 % (por su tiempo de relajación prolongado y su

alta intensidad); el componente 3 a los citoplasmas, T2 = 551 ms y C3 = 20 %, y el

componente 2, T2 = 134 ms y C2 = 9 %, a las paredes celulares. Como mencionan los

autores del trabajo, la correcta interpretación de los componentes 2 y 3 no es sencilla ya

que en algunos tejidos vegetales puede existir una mayor fracción de agua en las paredes

celulares que en el citoplasma. Mientras que el componente 1, valores fueron T2 = 18 ms y

C2 = 4 %, no pudo ser atribuido a ningún compartimento celular específico. Los datos

reportados de T21, T22 y T23 por estos autores son muy similares a los obtenidos en nuestro

trabajo experimental.

En estudios realizados por Hills y Le Floc´h (1994) en tejidos de papa se postuló el

modelo triexponencial y se presentaron los siguientes valores: T21 (ms) = 10; T22 (ms) =


162

100; T23 (ms) = 300 – 500. Sin embargo, debido al alto contenido de almidón del tejido de

papa se asoció al T21 con el agua contenida en la pared celular y además con la presente

dentro de los gránulos de almidón.

Pese a que la determinación matemática del número de componentes y su relación

con los compartimentos celulares es compleja, nuestros resultados y la información

bibliográfica comentada indicarían que los tiempos de relajación T21 podrían atribuirse a la

población de protones del agua ligada a las paredes celulares, los tiempos T22 a la

población de protones del agua en el citoplasma y los tiempos más altos T23 a los protones

del agua asociada a las vacuolas.


Se realizaron los tratamientos de deshidratación con los distintos agentes de

ósmosis con el objetivo de alcanzar niveles de deshidratación de aw de 0,97.

La figura 4.33 muestra una curva típica de los tiempos de relajación del tejido

fresco y de cada uno de los tratamientos.

Se evidenció una clara diferencia en la concavidad de los perfiles de las muestras

deshidratadas osmóticamente y las muestras de manzana fresca, lo cual demostró que la

movilidad del agua fue afectada por el proceso de deshidratación e incorporación de

azúcares en las manzanas.

El análisis de regresión determinó que para los tratamientos con glucosa 22,0 %p/p

y trehalosa 34,4 %p/p, la movilidad molecular del agua pudo caracterizarse mediante un

comportamiento biexponencial (coeficiente de determinación ≥ 0,999), mientras que para

los tratamientos realizados con los agentes maltosa 37,3 %p/p y JMAM 42 %p/p pudo

caracterizarse con un modelo triexponencial (coeficiente de determinación ≥ 0,999).

Los valores promedios de los parámetros de las regresiones no lineales planteado

para las muestras frescas y tratadas en soluciones acuosas de aw 0,97 pueden observarse en

la tabla 4.25.

No se registraron valores de T23 altos como los que presentaban los tejidos frescos

(entre 942 ms y 1186 ms), que corresponderían a los protones del agua presente en


163

vacuolas. En las muestras deshidratadas con soluciones de JMAM (42,0 %p/p) y maltosa

(37,3 %p/p) disminuyeron drásticamente los valores de T21, T22 y T23 con respecto a las

muestras frescas del correspondiente lote de manzanas (control III). La proporción del

Figura 4.33: Curvas típicas de relajación transversal del protón de tejidos de manzana

tratados en soluciones de aw 0,97. (▬) Control I y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa

(22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬)

maltosa (37,3 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y



número de protones del agua en la población 3 (C3) disminuyó pero se incrementaron las

poblaciones 1 (C1) y 2 (C2). Esto indicaría que en las células de las muestras tratadas

algunas moléculas de agua migraron desde el interior celular, donde existía una movilidad

intermedia – alta, hacia las paredes celulares, y/o que se removió agua principalmente de

vacuolas.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 1000 2000 3000 4000

Y (%)

t (ms)

Tabla 4.25: Valores promedios de T2 y amplitud (Ci) de las señales de las poblaciones de protones de tejidos de manzana deshidratados a aw 0,97.


Control I 12,4 (4 %) 15,2 (20 %) 17,3 (17 %) 67,5 (3 %) 47,9 (27 %) 199,9 (24 %) 942,3 (7 %)

Control III 10,7 (9 %) 4,5 (22 %) 19,2 (10 %) 76,3 (4 %) 81,3 (17 %) 357,1 (9 %) 1186,5 (5 %)


Glucosa (22,0%) 21,8 (1 %) 27,0 (15 %) 73,0 (5 %) - 85,4 (12 %) 296,9 (7 %) -

Trehalosa (34,4%) 32,2 (1 %) 40,0 (15 %) 60,0 (10 %) - 63,9 (14 %) 201,2 (9 %) -

JMAM (42,0%) 36,6 (11 %) 18,5 (11 %) 42,8 (7 %) 38,7 (13 %) 44,4 (9 %) 134,8 (11 %) 359,6 (12 %)

Maltosa (37,3%) 32,6 (4 %) 12,8 (16 %) 40,4 (2 %) 46,8 (4 %) 39,2 (7 %) 113,6 (6 %) 284,7 (5 %) C.V.: Coeficiente de variación.

Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control III: lote de manzanas empleado en los



165

Cuando las muestras alcanzaron una actividad de agua de aw 0,97, se produjo una

disminución en los valores de los tiempos de relajación de los protones en los tejidos,

probablemente producida por el intercambio químico con los azúcares solubles presentes

en las paredes celulares, los citoplasmas plasmolizados y los sólidos acumulados por la

pérdida de agua de las vacuolas (si las membranas se encontraban íntegras) o dentro de las

célulasenteras (si las membranas se encontraban discontínuas). Además el proceso

osmótico alteró las membranas celulares y redujo las dimensiones de las vacuolas y

citoplasmas (tal como se observará en el ítem 4.5), lo que incrementaría la difusión del

agua a través de los compartimentos y promediaría los valores de T2.

En el trabajo publicado por Santagapita y col. (2013) se midieron los T2 mediante la

secuencia CPMG (20 MHz, de 80 s y una demora de reciclo de 3,5 s) en matrices de

kiwi sometidas a deshidratación osmótica en soluciones de 61,5 %p/v de sacarosa por 300

min, las muestras alcanzaron un contenido de sólidos solubles de 22 °Brix,

aproximadamente. Los autores analizaron las señales de CPMG utilizando una distribución

continua de exponenciales y una distribución discreta por medio de un ajuste a la sumatoria

de términos exponenciales. El tratamiento matemático de los datos determinó un ajuste a

cuatro términos exponenciales, pero como las amplitudes y los valores de T2 de dos de los

términos describían en realidad una sola población, se sumaron los datos y se definió un

comportamiento triexponencial de las curvas de relajación con tres poblaciones de protones

diferentes. Los resultados publicados para las muestras frescas fueron: T2 de vacuolas =

1227 ms e intensidad absoluta = 60, T2 de citoplasma y espacio extracelular = 303 ms e

intensidad absoluta = 33 y T2 de paredes celulares = 21 ms e intensidad absoluta = 7. Los

resultados de las muestras que fueron sometidas al proceso de ósmosis fueron: T2 de

vacuolas = 991 ms y amplitud = 31; T2 citoplasma y espacio extracecular = 259 ms y

amplitud = 37 y T2 de paredes celulares = 26 ms y amplitud = 4 %. El análisis estadístico

indicó que existieron reducciones significativas en los T2 de vacuolas y sus amplitudes

provocadas por el tratamiento osmótico. No existieron diferencias significativas entre los

T2 correspondientes al citoplasma y espacio extracelular de tejidos osmotizados y frescos

pero si existió un aumento significativo de la intensidad absoluta en los tejidos

osmotizados

Panarese y col. (2012) realizaron estudios de RMN y estructurales en tejidos de

kiwi expuestos a tratamientos de deshidratación osmótica en soluciones de sacarosa (61,5

%p/v) a distintos tiempos y temperaturas. La pérdida de agua causó el encogimiento de las


166

células, la concentración de los solutos de ósmosis y la reducción de las vacuolas. Se

utilizó la secuencia CPMG (20 MHz, de 80 s y una demora de reciclo de 3,5 s) para

medir los T2. . Las señales de las muestras tratadas por 300 min a 25 °C ajustaron a un

modelo triexponencial con los siguientes valores: T2 (ms) en vacuolas = 675, intensidad C3

(%) = 50; T2 (ms) en citoplasma / espacio extracelular = 169, intensidad C2 (%) = 37; T2

(ms) en pared celular = 30, intensidad C3 (%) = 12. Disminuyeron los T2 correspondientes

a vacuolas y citoplasma / espacio extracelular probablemente por la contribución de los

solutos de la solución de ósmosis. Aumentó la población de protones del citoplasma /

espacio extracelular y disminuyó la de las vacuolas. El tratamiento aumentó la población

de protones de las paredes celulares sin producir cambios en los T2. Como en el presente

trabajo se observó una clara redistribución del agua. Las observaciones microscópicas

corroboraron los resultados de RMN. La DO provocó el encogimiento de las vacuolas, que

mantuvieron su integridad, y la formación de espacios intracelulares. Las paredes celulares

se hincharon y probablemente sufrieron cambios en su estructura y composición.

Xin y col. (2013) realizaron tratamientos de deshidratación osmótica en brócolis

con soluciones de trehalosa 40,0 %p/p. Luego de dos horas de ósmosis lograron un

producto final con 78,26 % de contenido de agua. En el trabajo estudiaron el

comportamiento de T2 mediante 1H-NMR con la aplicación de la secuencia CPMG (22,6

MHz, de 4 s, demora de reciclo de 4000 ms); los datos se ajustaron a una distribución

continua de exponenciales. La distribución en los datos de relajación de T2 definió tres

poblaciones para las muestras de brócoli frescas: T2b entre 2 y 10 ms, T21 entre 20 y 150 ms

y T22 entre 150 y 600ms. Como los términos T21 y T22 representaron el 99 % de la

población total de agua el término T2b fue excluido del análisis y se definió un

comportamiento biexponencial. En las muestras tratadas se definieron dos grupos de

poblaciones de protones: T21 = 50 ms con un área de 7 % y T22 = 305 ms con un área de 91

%. En general observaron una disminución de T21 y T22 causada por el proceso de ósmosis.


Cuando las muestras fueron tratadas con las soluciones de ósmosis más

concentradas para lograr una aw de equilibrio de 0,94 se pudieron observar distintos

comportamientos en los patrones de las curvas de relajación generados por la secuencia de


167

pulsos CPMG. En la figura 4.34 se representó una curva típica de relajación para cada uno

de los tratamientos realizados.

En este caso se observó que aumentó notablemente la concavidad de los perfiles de

relajación de las muestras tratadas en comparación con los de las muestras frescas. Los

tratamientos osmóticos con soluciones de JMAM 56,0 %p/p y maltosa 51,0 %p/p

mostraron la mayor caída de intensidad, un comportamiento similar de las curvas y se

diferenciaron de los tratamientos con glucosa 38,7 %p/p y trehalosa 48,0 %p/p.

El comportamiento de la movilidad molecular del agua de todos los tejidos tratados

a aw 0,94 se caracterizó mediante el ajuste de los datos con un modelo de regresión

biexponencial con un coeficiente de determinación ≥ 0,9999.

Figura 4.34: Curvas típicas de relajación transversal del protón de tejidos de manzana

tratados en soluciones de aw 0,94: (▬ ▬) Control II; (▬ ▬) Control III; (▬) glucosa

(38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa

(51,0 %p/p). Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y



0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 1000 2000 3000 4000

Y (%)

t (ms)


168

En la tabla 4.26 se muestran los valores promedio de los parámetros de la regresión

no lineal para los distintos tratamientos.

Como se observa en la tabla fue necesario ajustar un modelo matemático distinto

para los tejidos tratados en soluciones de aw 0,94 (biexponencial) con respecto a sus

respectivos controles (triexponencial). En el modelado de los T2 en los tejidos sometidos al

proceso de ósmosis a aw 0,94, independientemente del azúcar empleado en la solución, se

perdió el tercer término exponencial que estaba asociado al agua presente en las vacuolas

de las células de manzana. Paralelamente se observó un aumento notable en la población

C1. Este comportamiento indicaría la no diferenciación de las poblaciones de agua en el

lumen celular.

La solución de JMAM y los disacáridos trehalosa y maltosa, que presentaron un

mayor contenido de sólidos solubles, mostraron una población mayor de protones del agua

asociada a las paredes celulares (C1) que los del agua asociada al interior de la célula (C2),

y menores valores de T2. Los azúcares de alto peso molecular podrían mantener una alta

interacción con los componentes de las paredes celulares y por el efecto de adsorción

intervenir en la movilidad molecular de agua y modificar la amplitud de la población. Las

muestras tratadas en solución de glucosa con menor contenido de sólidos solubles, a

diferencia de las tratadas en soluciones de alto peso molecular, presentaron una población

de protones de agua más importante en el interior celular.

Tabla 4.26 Valores promedios de T2 y amplitud (Ci) de las señales de las poblaciones de protones de tejidos de manzana deshidratados a aw 0,94.


Control II 12,1 (7%) 6,7 (15%) 21,4 (9%) 71,9 (4%) 57,4 (14%) 325,3 (6%) 1207,9 (8%)

Control III 10,7 (9%) 4,5 (22%) 19,2 (10%) 76,3 (4%) 81,3 (17%) 357,1 (9%) 1186,5 (5%)


Glucosa (38,7 %p/p) 37,9 (1 %) 37,2 (3%) 62,8 (2%) - 91,0 (3%) 336,7 (4%) -

Trehalosa (48,0 %p/p) 44,9 (8 %) 54,4 (5%) 45,6 (7%) - 58,6 (8%) 215,3 (9%) -

JMAM (56,0 %p/p) 40,6 (13 %) 54,2 (5%) 45,8 (7%) - 39,5 (7%) 141,8 (9%) -

Maltosa (51,0 %p/p) 46,4 (1 %) 52,8 (2%) 47,2 (2%) - 37,9 (10%) 132,1 (3%) - C.V.: Coeficiente de variación.

Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los



170

4.4.2 Análisis comparativo de los parámetros de las curvas de relajación

transversal del protón para los distintos tratamientos osmóticos en

soluciones acuosas de aw 0,97 y aw 0,94

La figura 4.35 muestra las curvas típicas de relajación resultantes de los ensayos de

1H-RMN de las muestras frescas y de las que recibieron tratamientos osmóticos a los dos

niveles de deshidratación.

Las señales de CPMG adquiridas en manzanas osmotizadas decayeron a ritmos

mayores que las provenientes de manzanas frescas. En general se observó que, a mayor

pérdida de agua en los tejidos, se originaron curvas de relajación de mayor concavidad.

Este efecto fue mucho más marcado en las muestras tratadas con JMAM 56,0 %p/p y

maltosa 51,0 %p/p, que mostraron un comportamiento similar entre ellas pero diferente del

resto de las muestras tratadas.

La existencia de diferencias significativas entre las medias multivariadas de las

muestras que fueron sometidas a los distintos procesos osmóticos fue evaluada mediante la

implementación de un análisis de la varianza multivariado (MANOVA).

En este caso no fue necesario transformar los datos de las variables, tiempos de

relajación (T2i) y proporciones relativas de las intensidades (Ci %), para cumplir con los

supuestos del modelo (normalidad de los residuos y homogeneidad de varianzas y

covarianzas entre tratamientos).

Previamente, y a partir de los análisis de correlación no paramétricos de Spearman

y Pearson, se evaluó el grado de asociación entre variables de respuesta (tabla 4.27).

El mismo determinó que la variable intensidad C3 correlacionaba

significativamente con C1, C2 y T23 y por lo tanto fue excluida del análisis multivariado.

Fueron detectadas diferencias significativas en la movilidad del agua según las

condiciones de los tratamientos osmóticos en las matrices de manzana (MANOVA,

F(Pillai) 50, 820 tratamiento = 50,83; p<0,0001).

Figura 4.35: Curvas típicas de relajación transversal de los tejidos de manzana fresca y tratadas en soluciones de aw 0,97 y

0,94. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p);

(▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p); (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬)

JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de

manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado

en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500 4000

Y (%)

t (ms)


172

Tabla 4.27: Coeficientes de correlación no paramétricos de

Spearman y de asociación lineal de Pearson de las variables C1, C2,

C3 T21, T22 y T23 de todas las muestras: frescas y deshidratadas

osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, maltosa

y JMAM de aw 0,97y aw 0,94.

Las comparaciones múltiples a posteriori del MANOVA detectaron la existencia

de diferencias significativas entre las medias multivariadas de todos los tratamientos entre

sí, a excepción de las muestras deshidratadas osmóticamente con JMAM y maltosa hasta

aw 0,94 que no mostraron diferencias entre ellas (pruebas de comparaciones múltiples

(Hotelling) p < 0,05).

La tabla 4.28 muestra los resultados del MANOVA de los estimadores de los

parámetros relativos a los tiempos de relajación (T2i) y las proporciones relativas de las

intensidades (Ci%) de los controles y de las muestras deshidratadas osmóticamente.

Los resultados muestran que el mayor cambio pudo observarse en los tiempos de

relajación altos, que estarían relacionados con el agua ubicada dentro de la célula, mientras

que los tiempos cortos estarían relacionados con el agua asociada a las paredes celulares.

Correlación de

Spearman

C1 C2 C3 T21 T22 T23

C1 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

C2 0,65 1,00 0,00 0,80 0,37 0,00

C3 -0,91 -0,89 1,00 0,01 0,00 0,00

T21 -0,30 0,02 0,19 1,00 0,00 0,00

T22 -0,26 -0,07 0,23 0,88 1,00 0,00

T23 -0,86 -0,85 0,96 0,23 0,28 1,00

Correlación de

Pearson

C1 C2 C3 T21 T22 T23

C1 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00

C2 0,54 1,00 0,00 0,57 0,00 0,00

C3 -0,89 -0,86 1,00 0,10 0,00 0,00

T21 0,25 0,04 0,13 1,00 0,00 0,00

T22 -0,38 -0,23 0,35 0,89 1,00 0,00

T23 -0,79 -0,86 0,94 0,27 0,55 1,00

Tabla 4.28: Valores promedios de T2 y amplitud (Ci) de las señales de las poblaciones de protones para manzanas

frescas y deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, JMAM o maltosa a aw 0,97 o aw

0,94.

Muestra C1 (%) (C.V) C2 (%) (C.V) T21 (ms) (C.V) T22 (ms) (C.V) T23 (ms) (C.V)

Control I 15,2 (20 %) 17,3 (17 %) 47,9 (27 %) 199,9 (24 %) 942,3 (7 %) A

Control II 6,7 (15 %) 21,4 (9 %) 57,4 (14 %) 325,3 (6 %) 1207,9 (8 %) B

Control III 4,5 (22 %) 19,2 (10 %) 81,3 (17 %) 357,1 (9 %) 1186,5 (5 %) C


Glucosa (22,0 %p/p) 27,0 (15 %) 73,0 (5 %) 85,4 (12 %) 296,9 (7 %) - D

Trehalosa (34,4 %p/p) 40,0 (15 %) 60,0 (10 %) 63,9 (14 %) 201,2 (9 %) - E

JMAM (42,0 %p/p) 18,5 (11 %) 42,8 (7 %) 44,4 (9 %) 134,8 (11 %) 359,6 (12 %) F

Maltosa (37,3 %p/p) 12,8 (16 %) 40,4 (2 %) 39,2 (8 %) 113,6 (6 %) 284,7 (6 %) G


Glucosa (38,7 %p/p) 37,2 (3 %) 62,8 (2 %) 91,0 (3 %) 336,7 (4 %) - H

Trehalosa (48,0 %p/p) 54,4 (5 %) 45,6 (7 %) 58,6 (8 %) 215,3 (9 %) - I

JMAM (56,0 %p/p) 54,2 (5 %) 45,8 (7 %) 39,5 (7 %) 141,8 (9 %) - J

Maltosa (51,0 %p/p) 52,8 (2 %) 47,2 (2 %) 37,9 (10 %) 132,1 (3 %) - J

Comparaciones múltiples Post-hoc utilizando la prueba Hotelling basada en la corrección de Bonferroni con α=0,05.

Letras distintas indican diferencias significativas con p 0,05. C.V: Coeficiente de variación.

Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas

empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94 y Control III: lote de manzanas empleado en los


.


174

Con excepción de los tratamientos de ósmosis realizados con soluciones de JMAM

56,0 %p/p y maltosa 51,0 %p/p, existieron diferencias significativas entre el resto de los

tratamientos aplicados.

.

A partir del AFD realizado con el objetivo de clasificar correctamente las

observaciones provenientes de los tratamientos predeterminados, se obtuvieron 5 funciones

discriminantes o ejes canónicos.



común.

Tablas 4.29 y 4.30: Autovalores y funciones discriminantes

estandarizadas por la matriz de covarianza residual común

correspondientes al análisis AFD de los parámetros obtenidos de los

ensayos rotatorios para los tejidos de manzanas frescas y osmotizadas a aw

de 0,97 y 0,94.

Tabla 4.29 Autovalores

Función

Discriminante Valor Proporción (%)

Proporción

aacumulada.

1 444,92 93,43 93,43

2 16,70 3,51 96,94

3 13,36 2,81 99,75

4 0,94 0,20 99,94

5 0,27 0,06 100,00

Tabla 4.30 Funciones discriminantes estandarizadas por la matriz de


1 2 3 4 5

C1 1,55 0,95 0,52 0,47 0,10

C2 1,24 -0,11 0,50 1,01 -0,24

T21 -0,69 -0,90 -0,69 0,93 1,23

T22 0,48 -0,04 1,22 -1,19 -0,65

T23 -0,76 0,41 0,25 0,67 0,01

El AFD generó una primera función discriminante que explicó el 93,43% de la

variabilidad de los datos, el 3,51% restante se consiguió explicar con la segunda función


175

discriminante y a partir de la tercera función en conjunto se consiguió explicar

aproximadamente el 99,75% de la variabilidad total acumulada entre los tratamientos

(tabla 4.29).

Las variables que presentaron el mayor peso en la selección discriminatoria del

primer eje canónico y que permitió explicar la variabilidad entre los tratamientos fueron las

intensidades C1 y C2. Los tiempos de relajación T21 y T22 mostraron mayor importancia

sobre las funciones 2 y 3 respectivamente pero con una proporción relativa de 6,32 %

sobre el poder de discriminación de los tratamientos (tabla 4.30).

En el gráfico de la figura 4.36 se representa la clasificación de los grupos entre la

primera y la segunda función discriminante.

Hacia los valores negativos más extremos sobre el eje discriminante 1 se ubicaron

las muestras frescas. Hacia los valores positivos más extremos se ubicaron todas las

muestras que recibieron tratamientos de deshidratación a aw 0,94 generando una clara

discriminación por grupos de tratamientos.

Sobre el eje discriminante 1 se observó la importancia principalmente de la variable

C1, y en menor medida C2, en la discriminación entre el grupo de muestras tratadas con

soluciones de aw 0,94 y con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97 (que se ubicaron

hacia los valores positivos del espacio) y el grupo de muestras frescas y osmotizadas con

soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 (ubicado hacia los valores negativos más

extremos del espacio discriminante). La variable T23, y en menor medida T22, mostraron el

mayor peso estadístico para discriminar entre el grupo de muestras frescas y las tratadas

con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97. Sobre el eje canónico 2 (que representa una

proporción del 3,5 % de la variabilidad total) las variables C1 y T21 mostraron la mayor

importancia en la discriminación de los grupos lo que permitió aumentar la diferenciación

estadística entre los tratamientos, a excepción de las muestras tratadas con JMAM y

maltosa de aw 0,94 que ocuparon prácticamente el mismo espacio discriminante.


176

Figura 4.36: Análisis discriminante correspondiente a los tiempos de relajación e

intensidades obtenidos a partir de los ensayos de 1H-RMN de manzanas frescas e

impregnadas con diferentes agentes. () Control I; () Control II; () Control III; ()

glucosa (22,0 %p/p); () trehalosa (34,4 %p/p); () JMAM (42,0 %p/p); () maltosa

(37,3 %p/p); (■) glucosa (38,7 %p/p); (■) trehalosa (48,0 %p/p); (■) JMAM (56,0 %p/p);

(■) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y




El AFD permitió clasificar correctamente los tratamientos en un 91,2% del total de

las muestras de manzana ensayadas (n = 170). Todos los tratamientos recibieron una muy

buena clasificación por parte del análisis discriminante, en todos los casos superior al

71,4%, correspondiente a la clasificación del tratamiento de ósmosis con JMAM 56 % p/p.

En cuanto al orden creciente en el porcentaje de clasificaciones correctas siguieron las

impregnaciones con: JMAM 42 %p/p (81,8%), maltosa 51 %p/p (85,7%), trehalosa 34,4

Eje Canónico 1

C1

21

C2

T22

T23

T21

75,846,8 17,9-10,9-30,8

-45,5

-22,2

0,9

24,2

47,45

Eje

Can

ónic

o 2


177

%p/p (94,1%), control III (95,2%) y los controles I y II, glucosa 22 %p/p, maltosa 37,3 %

p/p, glucosa 38,7 %p/p y trehalosa 48 %p/p con el 100%. El AFD desarrollado resultó

altamente eficiente para el tipo de datos obtenidos con los ensayos de RMN de nuestro

trabajo.

Las muestras tratadas mostraron velocidades de relajación más rápidas que la de

los tejidos frescos y se observó la existencia de una dependencia con el tipo de agente

osmótico y el nivel de aw alcanzado en la deshidratación osmótica.

Los procesos osmóticos produjeron distintas poblaciones de agua con diferentes

distribuciones y movilidades. En las manzanas frescas y en las osmotizadas a aw 0,97 con

maltosa y jarabe de maltosa, fueron detectadas tres poblaciones de agua, mientras que en

todas las manzanas de aw 0,94 y en las manzanas tratadas con glucosa y trehalosa a aw

0,97, sólo se evidenciaron dos poblaciones diferentes.

El contenido de sólidos solubles de los tejidos de manzana impregnados con los

distintos solutos podría explicar parcialmente el comportamiento de las poblaciones de

agua, pero influyó además el tipo de agente osmótico utilizado.

4.5 Caracterización micro y ultra estructural de los tejidos de manzana frescos y

de manzana impregnados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97 y aw

0,94


Se evaluaron los cambios en la microestructura y la ultraestructura de tejidos

parenquimáticos de manzana fresca y de manzanas deshidratadas osmóticamente mediante

microscopía óptica (MO) y microscopía electrónica de transmisión (MET).

Las microfotografías obtenidas por medio de MO del tejido de manzana fresca

proveniente de todos los lotes empleados en el trabajo se muestran en la figura 4.37.

Las imágenes de los tres lotes empleados a lo largo del trabajo mostraron tejidos

anisotrópicos con células y espacios intercelulares distribuidos en forma heterogénea y

dispuestos en un patrón de arreglo en forma de red. Se observaron espacios intercelulares


178

Figura 4.37: Caracteres microestructurales de tejido proveniente de los tres lotes distintos

de manzana fresca empleados en el trabajo de tesis. A) Control I; B) Control II; C) Control

III.


soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los

tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control

III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de

JMAM y maltosa de aw 0,97y 0,94.

*: espacio intercelular.

*

*

*

* A B

C

*


179

con formas y tamaños irregulares, algunos de ellos alargados y equivalentes en tamaño a

tres ó hasta cuatro células. También se observaron pequeños espacios en las zonas de

contacto entre tres células vecinas. Sin embargo, se observaron grandes áreas de contacto

celular. Las células presentaron formas irregulares, redondeadas y en algunos casos

alargadas, con una estructura celular bien definida, de apariencia turgente y paredes

celulares teñidas. Las dimensiones de las células variaron desde 100 m aproximadamente

hasta más de 200 m.

Las paredes celulares se observaron íntegras y con una buena tinción. La alta

presión de turgor obligó al citoplasma a estrecharse firmemente contra las paredes celulares

formando una delgada capa de alta densidad óptica que revistió la superficie celular. El

plasmalema y tonoplasto se exhibieron íntegros, sin interrupciones e íntimamente

asociados con las paredes celulares y el citoplasma parietal. El volumen celular se mostró

dominado por una gran vacuola central que ocupó casi la totalidad del mismo. Esta

descripción del tejido fresco de manzana se corresponde con las reportadas por Reeve

(1953), Khan y Vincent (1990), Martínez y col. (2007), Ceroli (2009) y Nieto y col.

(2013).

No se observaron diferencias microestructurales marcadas entre las muestras de los

diferentes lotes destinados a los distintos tratamientos.

Las observaciones con MET de los tres lotes de manzana fresca pueden visualizarse

en la figura 4.38.

Se logró diferenciar claramente las paredes celulares, constituidas por material

fibrilar densamente empaquetado y con una buena densidad electrónica. El patrón fibrilar

adoptó una trayectoria longitudinal con una disposición paralela a la superficie en algunas

zonas (las micrografias no se muestran) y claramente reticulado en otras. Se observó una

conspicua laminilla media ocupando una banda central y cementando las paredes celulares

de dos células vecinas. El citoplasma se presentó en posición parietal, adyacente a la pared

celular, rodeado por el plasmalema y el tonoplasto, que se mostraron intactos. El espesor

de las paredes en general fue mayor a 500 nm (figuras 4.38 A y B).

En algunos casos en la pared se pudieron distinguir campos de puntuaciones

primarias atravesados por plasmodesmos que ocurrían en forma sucesiva a lo largo de la

pared de contacto entre células adyacentes. Se observaron canales de comunicación

completos entre las células y una tinción densa de la región (figura 4.38 C).


180

En la figura 4.38 C no se distinguió el citoplasma adyacente a la pared celular

probablemente porque la técnica de inclusión de los preparados para MET puede generar

una pequeña deshidratación que se manifiesta como una incipiente plasmólisis.

Estas características ultraestructurales de las células de manzanas frescas son similares

a las reportadas por Alzamora y col. (2008), Anino y col. (2006) y Nieto y col. (1998).

Rodriguez y col. (1990) también reportaron imágenes de MET de tejidos de manzana

fresca de la variedad Granny Smith. En el estado de madurez de las muestras utilizadas el

contenido

de sólidos solubles varió entre 12,5 y 14,0 °Brix. En general, las células mostraron una

gran vacuola central rodeada por un citoplasma fino y con el plasmalema y el tonoplasto

muy cercanos. Las paredes celulares presentaron una red de microfibrillas de celulosa bien

definida e inmersa en la matriz péctica. La laminilla media se distinguió claramente. Pero

en algunas células del tejido ya se evidenciaban signos de pérdida de compactación de las

microfibrillas de la pared y degradación de la laminilla media.

Tejidos de manzana inmersos en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97

En la figura 4.39 (fotomicrografías con MO) se observa la estructura de las células

parenquimáticas de manzana sometida a tratamientos leves de deshidratación osmótica

hasta aw 0,97 con distintos agentes de ósmosis.

Las imágenes obtenidas muestran que el proceso de remoción de agua e incorporación

de azúcares producido por los tratamientos osmóticos afectó la estructura celular de la

manzana.

Se detectó una pequeña contracción del tejido que trajo aparejado una disminución de

los espacios intercelulares y un plegamiento leve de las paredes.

En los tratamientos con soluciones acuosas de glucosa 22,0 %p/p (figura 4.39 A) las

paredes celulares no mostraron cambios significativos aunque se mostraron suavemente

onduladas. Las células se presentaron de formas regulares con arreglos similares a los de la

fruta fresca.

La estructura celular fue afectada por plasmólisis, con el citoplasma retrotraído hacia el

interior de la célula y separado de la pared; en muchas células las membranas colapsaron

pero permanecieron íntegras y en algunos casos se observó la presencia de vesículas. En

algunas células también se observaron discontinuidades en las membranas


181

Figura 4.38: Caracteres ultraestructurales de tejido proveniente de tres lotes distintos de

manzana fresca empleados en la tesis. A) Control I; B) Control II; C) Control III.


soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los

tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehal osa de aw 0,94; Control

III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de

JMAM y maltosa de aw 0,97y 0,94.

c: citoplasma; lm: laminilla media; p: plasmalema; pc: pared cellular; pl: plasmodesmo; t:

tonoplasto; v: vacuola.

C

BA

v pl

1 m

lm

lm 500nm

v

pl

v pc pc

lm

c

200 nm

t

p


182

Figura 4.39: Caracteres microestructurales correspondientes a los tejidos de manzana

tratados en soluciones de ósmosis de aw de 0,97. A) glucosa (22,0 %p/p); B) trehalosa

(34,4 %p/p); C) JMAM (42,0 %p/p); D) maltosa (37,3 %p/p); *: espacio intercelular;

flecha blanca: plasmólisis; flecha negra: membranas discontinuas.

*

*

*

*

A B

*

C D


183

Alzamora y col. (1997) experimentaron con matrices de frutilla y kiwi en condiciones

similares de ósmosis. Los tejidos de frutilla impregnados con glucosa sufrieron lisis del

plasmalema y del tonoplasto y la consecuente desorganización del citoplasma. No

observaron ruptura de las paredes celulares. En tejidos de kiwi se produjo una plasmólisis

intensiva con distorsión del plasmalema y observaron ruptura de paredes celulares.

Las células impregnadas en la solución de trehalosa 34,4 %p/p (figura 4.39 B) no

parecieron haber sido afectadas drásticamente durante el tiempo de tratamiento. Se

observaron con forma bastante redondeada, aunque se notó un pequeño encogimiento.

Aumentó el contacto entre células y por ende se redujeron los espacios intercelulares.

La plasmólisis separó la membrana plasmática de la pared celular pero no ocurrió ruptura

de membranas ni de paredes celulares y hacia el centro de la célula se ubicó el citoplasma

con una forma inusualmente redondeada.

Ceroli (2009) realizó deshidrataciones osmóticas con trehalosa en manzanas Granny

Smith. En la experiencia el tejido de la fruta no fue afectado por el tratamiento, mostrando

células de forma redondeada, paredes celulares bien densas y definidas, membranas

intactas y aumento del contacto intercelular y disminución de los espacios intercelulares, a

diferencia de los tejidos impregnados con otro tipo de agentes, como sacarosa y glucosa,

donde se observaron daños más importantes.

En el caso de los tejidos tratados con el agente JMAM 42,0 %p/p (figura 4.39 C) se

produjo una mayor pérdida de la integridad de las membranas, mayor plegamiento de las

paredes celulares y una gran reducción de los espacios intercelulares.

En el proceso de impregnación con el agente osmótico maltosa 37,3 %p/p (figura 4.39

D) muchas células del tejido mantuvieron su integridad pero con una estructura más

colapsada, y en algunos casos, se observó la formación de vesículas en las membranas

plasmáticas, que se exhibieron sin interrupciones y con un grado importante de plasmólisis.

En general, en todos los tratamientos de ósmosis a aw 0,97 el tejido presentó un arreglo

similar al del control pero con células de apariencia más deformadas y un poco encogidas.

Las paredes celulares se observaron continuas, sin mostrar grandes variaciones respecto de

las células de tejidos frescos, pero menos suavizadas. En la mayoría de las células se

produjo plasmólisis, con contracción de las membranas plasmáticas que se separan de las

paredes celulares y se disponen hacia el centro de la célula, lo que demuestra la pérdida de

presión de turgor de las células.

Los tejidos tratados en soluciones de trehalosa 34,4 %p/p, JMAM 42,0 %p/p y maltosa

37,3 %p/p mostraron pequeñas contracciones, lo que reflejaría el menor contenido de


184

humedad de equilibrio comparado con el correspondiente a los tratamientos con soluciones

de glucosa 22,0 %p/p. Además los agentes trehalosa y maltosa mostraron efectos de mayor

protección sobre las membranas que la glucosa. Se observaron zonas con puntuaciones más

oscuras sobre las paredes celulares de las frutas tratadas con glucosa, trehalosa y maltosa

correspondientes a las estructuras de plasmodesmos (como se corroborará en MET).

Estas observaciones se encuentran de acuerdo con los resultados de un estudio anterior

(Nieto y col., 2004) donde se demostró que al inicio de un proceso osmótico en una

solución de glucosa con una concentración similar a la utilizada en este trabajo, el tejido de

la manzana colapsó y las paredes celulares se plegaron y deformaron. Pero, al final del

proceso, las células recuperaron su forma original, probablemente debido al proceso de

difusión multicomponente que ocurre durante la ósmosis y por la relajación de las

tensiones estructurales de las paredes celulares de carácter viscoelástico que se encontraban

comprimidas.

Las microfotografías obtenidas con TEM para el tejido impregnado en soluciones de aw

de 0,97 se muestran en la figura 4.40.

En general, las paredes celulares aparecieron teñidas con una buena densidad

electrónica y una notoria laminilla media adhiriendo paredes celulares vecinas.

El examen de los tejidos deshidratados en solución acuosa de glucosa 22,0 %p/p

(figura 40 A) expuso paredes celulares con una buena tinción electrónica, presencia de

laminilla media y una red de microfibrillas y matriz de peptinas muy similar a las

presentadas por las células frescas que no recibieron tratamiento. No se observaron

membranas celulares cercanas a las paredes. Estos resultados son coincidentes con los

reportados por Alzamora y col. (2003), quienes realizaron tratamientos de inmersión de

matrices de manzana Granny Smith en soluciones de glucosa de aw 0,97. Los autores

observaron paredes celulares con cierto grado de desorganización de la red miofibrilar pero

que conservaron una densidad electrónica moderada similar a la de los tejidos frescos.

Las paredes celulares presentaron una alta densidad electrónica, se conservó la

laminilla media, adhiriendo paredes vecinas, y la estructura de los plasmodesmos en las

paredes celulares mostró un aspecto similar a las de las matriz fresca.

Las muestras tratadas con solución de trehalosa (figura 4.40 B y C) presentaron

paredes celulares con una alta densidad electrónica, se conservó la laminilla media, que

adhiere las paredes de las células vecinas, y la estructura de los plasmodesmos mostró un

aspecto similar a las de las matrices frescas.


185

Figura 4.40: Caracteres ultraestructurales correspondientes a los tejidos de manzana

tratados en soluciones de ósmosis de aw 0,97. A) glucosa (22,0 %p/p); B -C) trehalosa

(34,4 %p/p); D) JMAM (42,0 %p/p); E) maltosa (37,3 %p/p); flecha blanca: plasmólisis;

lm: laminilla media; pl; plasmodesmo; v: vacuola.


186

En las microfotografías realizadas sobre los tejidos tratados con JMAM 42,0 %p/p

(figura 4.40 D) fue evidente el plegamiento de las paredes celulares que mostraron en

muchas áreas estrías con zonas de alta y baja densidad óptica. En algunas zonas del tejido

no se observó la presencia de la laminilla media. Los plasmodesmos presentes en el tejido

conservaron su estructura característica.

El tratamiento realizado con solución de maltosa 37,3 %p/p (figura 4.40 E) mostró una

densidad electrónica uniforme en la pared celular de los tejidos y presentó una laminilla

media más ancha que los tejidos frescos.

Tejidos de manzana inmersos en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94

En la figura 4.41 (fotomicrografías con MO) se observa la estructura de las células

parenquimáticas de manzana sometidas a tratamientos de deshidratación osmótica hasta aw

0,94 con distintos agentes de ósmosis.

La reducción desde 0,97 hasta 0,94 en la aw de las soluciones de ósmosis causó efectos

dramáticos en la estructura de las células de manzana. Como resultado del aumento en la

deshidratación, las células no se recuperaron del estrés provocado por la pérdida de agua y

finalmente se redujeron en volumen. Se desarrolló una plasmólisis con contracciones y

ruptura del citoplasma mucho más severa que en tratamientos de deshidratación hasta aw de

0,97.

El tejido de manzana sometido a deshidratación osmótica en solución de glucosa 38,7

%p/p (figura 4.41 A) evidenció cambios importantes en la microestructura en comparación

con el tejido fresco. Las células mostraron formas muy irregulares y de menor tamaño. La

pérdida de agua produjo encogimiento y disminución del volumen celular y por

consiguiente una deformación de las paredes celulares. Se observó una disrupción

generalizada de las membranas.

La microestructura de las manzanas impregnadas con trehalosa 48,0 %p/p (figura 4.41

B) presentó mayores daños que en los tejidos tratados con el mismo agente a menores

niveles de deshidratación, y aunque el citoplasma se mostró plasmolizado y colapsado, las

membranas celulares permanecieron íntegras. Algunas células conservaron su forma

redondead y expusieron grandes áreas de contacto adheridas por las sustancias pécticas. Se


187

Figura 4.41: Caracteres microestructurales correspondientes a los tejidos de manzana

tratados en soluciones de ósmosis de aw 0,94. A) glucosa (38,7 %p/p); B) trehalosa (48,0

%p/p); C) JMAM (56,0 %p/p); D) maltosa (51,0 %p/p); *: espacio intercelular; flecha

blanca: plasmólisis; flecha negra: membranas discontinuas.

*

*

A

*

B

**

C D*

*


188

observó una disminución en el tamaño de los espacios intercelulares con respecto a los

tejidos frescos.

El tratamiento de deshidratación llevado a cabo en solución de JMAM 56,0 %p/p

(figura 4.41 C) produjo cambios marcados en el tejido de las manzanas. Comparadas con

el tejido fresco y el deshidratado a aw de 0,97, las células se mostraron menos turgentes, de

menor volumen. Los espacios intercelulares se observaron irregulares, de tamaño más

pequeño y con grandes áreas de contacto ente células. Las paredes celulares se presentaron

aparentemente intactas; sin embargo las membranas celulares aparecieron rotas y con una

marcada plasmólisis generalizada.

En las microfotografías del tejido impregnado en soluciones de maltosa 51,0 %p/p

(figura 4.41 D), las células mostraron forma un poco más redondeada que en los otros

tratamientos. Las paredes celulares mantuvieron una buena densidad óptica. El citoplasma

se mostró separado de la pared celular, retraído, con plasmólisis moderada – alta. Se

observaron membranas celulares con ruptura generalizada.

Las figuras 4.42 y 4.43.muestran las microfotografías obtenidas mediante TEM del

tejido de manzana impregnado en soluciones de aw 0,94.

Como puede observarse en las paredes celulares de los tejidos impregnados en

soluciones de glucosa 38,7 %p/p (figura 4.42 A-B), se alteró la organización fibrilar sin

evidenciarse un patrón claramente definido, si bien las mismas mostraron una buena

densidad electrónica. El contorno de las paredes se manifestó sinuoso en algunos casos. Se

observó restos de membranas y citoplasma hacia el interior de las células.

En las células impregnadas en soluciones osmóticas de trehalosa 48,0 %p/p (figura

4.42 C – D) las fibrillas de celulosa aparecieron densamente empaquetadas mostrando una

densidad electrónica alta con patrones entremezclados. La laminilla media mostró un

aumento en su espesor, claramente reforzada con un patrón de densidad electrónica

longitudinal. Estas características distinguieron específicamente los efectos producidos por

este disacárido en las moléculas de pectina de las paredes celulares de la manzana de las

del resto de los agentes de ósmosis.


189


tratados en soluciones de ósmosis de aw

0,94. A -B) glucosa (38,7 %p/p); C - D) trehalosa

(48,0 %p/p).

500 nm A B

1 m

ml

500 nm C

200 nm D


190


tratados en soluciones de ósmosis de aw

0,94: A -B) JMAM (56,0 %p/p); C - D) maltosa

(51,0 %p/p); flecha negra: membranas discontinuas.

500 nm A1 m B

C500 nm

D1 m


191

En las muestras deshidratadas en soluciones de JMAM 56 %p/p (figura 4.43 A –B) las

paredes celulares se presentaron con una organización ultraestructural electrónicamente

densa pero de menor intensidad que la de los tejidos impregnados con el resto de los

agentes de ósmosis a aw 0,94. Las paredes exhibieron algunas áreas de distribución

estriadas de las fibrillas de alta y baja densidad electrónica y con bordes ondulados. No se

observó en general la existencia de laminilla media.

Cuando las impregnaciones se realizaron en soluciones de maltosa 51 %p/p (figura

4.43 C –D), se evidenciaron características estructurales similares a las de las muestras

impregnadas en soluciones de maltosa 37,3 %p/p (figura 4.40 E). En las paredes celulares

se observaron microfibrillas densamente empaquetadas y electrónicamente teñidas con

patrones entremezclados. Los tratamientos preservaron la laminilla media, con un patrón

de densidad electrónica principalmente transversal. Los contornos de las paredes también

resultaron más ondulados.

Las muestras deshidratadas hasta alcanzar una aw de 0,97 en el equilibrio exhibieron

pérdida de la presión de turgor en las células con plasmólisis del citoplasma e incluso

ruptura de algunas membranas, y en consecuencia colapso y deformación de las paredes

celulares y en general ligera contracción del tejido. Los tratamientos con soluciones de

trehalosa y maltosa provocaron los efectos de mayor protección sobre la integridad de las

membranas.

En general, en las muestras de aw de equilibrio 0,94 se observó un efecto generalizado

de ruptura de membranas en tejidos tratados con glucosa, JMAM y maltosa, mientras que

en tejidos impregnados con trehalosa se notó colapso de protoplastos y membranas,

aunque muchas de ellas sin rupturas. Las paredes celulares aparecieron teñidas pero

mucho más deformadas y plegadas, con contornos muy sinuosos. Estos efectos resultaron

mucho más pronunciados en los tratamientos de impregnación con trehalosa.

Los disacáridos trehalosa y maltosa presentaron efectos protectores sobre la

integridad de las estructuras biológicas. Las imágenes generadas mediante MO y MET

permitieron evidenciar la posible participación de la trehalosa y la maltosa en la red de

las sustancias pécticas, denotando efectos específicos en las moléculas de pectinas de las

paredes celulares.


192

En las manzanas frescas y en todos los tratamientos realizados con los dos niveles de

aw, 0,97 y 0,94, los tejidos mostraron adherencia entre las células vecinas y conservaron

al menos parcialmente las estructuras de los plasmodesmos.

4.5.2 Relación entre la estructura, el comportamiento reológico de los

tejidos y la movilidad del agua.

Ensayos reológicos a altas deformaciones

Los tejidos tratados mediante deshidratación osmótica se volvieron más blandos y

menos rígidos, disminuyendo el esfuerzo de ruptura y aumentando la resistencia a la

deformación. Estos cambios dependieron del tipo de soluto utilizado en la ósmosis y el

nivel de aw alcanzado. En general, para un dado soluto, el esfuerzo real aumentó y la

deformabilidad hasta el punto de ruptura disminuyó cuando la aw varió de 0,97 a 0,94. En

el nivel de aw 0,94, luego de una pequeña primera parte lineal de la curva de esfuerzo vs.

deformabilidad, los tejidos deshidratados adquirieron un comportamiento no lineal y el

esfuerzo aumentó más rápidamente con la deformación aplicada al tejido.

Los numerosos cambios estructurales detectados explicarían el impacto

significativo en el comportamiento de compresión. La mecánica de los tejidos

deshidratados osmóticamente puede ser explicada, en parte, por la pérdida de turgor. De

hecho, los tejidos frescos que contienen células turgentes son crujientes y se caracterizan

por una mayor rigidez (>Ed) y menor resistencia a la deformación (<εRR) que los tejidos

formados por células con baja presión de turgor. Se ha reportado además que los tejidos

turgentes exhiben valores de trabajos de fractura menores que los tejidos no turgentes

(Waldron et al., 2003). En este estudio, sin embargo, los valores de W no mostraron

ninguna tendencia definida, probablemente debido a la complejidad del fenómeno

involucrado en la respuesta mecánica.

Además de la pérdida de turgor, en los tejidos tratados se produce un

ablandamiento (<σRR) como resultado del debilitamiento de la adhesión intracelular, la

reorientación de las fibrillas de celulosa y el plegado de las paredes celulares como así

también por la potencial degradación y/o solubilización de biopolímeros que componen la

pared celular. Cabría esperar que el refuerzo de la laminilla media pudiera ser la causa del


193

aumento de los valores de σRR y Ed en los tejidos impregnados con maltosa; sin embargo,

en los tejidos impregnados con trehalosa, se observó la laminilla media con una densidad

electrónica alta pero no aumentó la firmeza de los mismos. La concentración de sólidos

más alta y el mayor colapso de los tejidos que presentaron las muestras tratadas a aw 0,94

en comparación con las tratadas a aw 0,97 podría explicar el aumento de los valores de σRR

y la disminución de los valores de εRR.

La fractura en el tejido de la manzana involucra la separación de las células que lo

componen o la ruptura de las mismas (o la combinación de ambos fenómenos),

dependiendo si las paredes celulares son más fuertes que las fuerzas que mantienen a las

células unidas o si las fuerzas de unión entre células vecinas son más fuertes que la de las

paredes celulares respectivamente (Waldron et al., 2003; Lillford, 2001). En la fruta

osmotizada, la adhesión intercelular, aunque más reducida, se mantendría debido a la

integridad de los plasmodesmos, y también a la presencia de la laminilla media en algunos

casos (por ej. los tejidos impregnados con trehalosa). Por lo tanto la fractura en el tejido de

las manzanas tratadas involucraría la ruptura de las paredes celulares o al menos

mecanismos combinados, de ruptura de paredes y separación célula-célula.

Ensayos oscilatorios dinámicos (Espectros dinámicos)

Los valores mayores de la pendiente, m, de log G´ versus log ω de los tejidos

tratados comparados con los valores de los tejidos frescos evidenciaron un debilitamiento

de la red estructural provocada por la ósmosis. Sin embargo, los valores de G’ no

permitieron distinguir diferencias significativas entre los distintos tratamientos, ni en el

tipo de soluto ni en su concentración.

El comportamiento elástico (G’) de los tejidos de la fruta se ha atribuido a la

celulosa de las paredes celulares (que proporciona rigidez y resistencia a la ruptura), al aire

ocluido en la matriz de la fruta y a la presión de turgor (que junto con la pared celular

genera la rigidez de los tejidos y el soporte para el mantenimiento celular y la forma de

tejido) (Pitt, 1992; Alzamora et al., 2008; Carpita and Gibaud, 1993). El principal factor

responsable de la disminución del valor de G’ sería la pérdida de turgor, la reducción de los

espacios intercelulares y el intercambio aire – líquido durante el proceso de ósmosis.

Ensayos rotatorios (Fluencia – Recuperación)

Los tratamientos osmóticos originaron cambios menores en la contribución de cada

tipo de capacitancia a la capacitancia total. Todas las muestras exhibieron una deformación


194

plástica que permaneció irrecuperable luego de aplicar el ensayo de fluencia/recuperación.

Los valores de plasticidad (definida como la relación entre la deformación permanente t/η0

a la deformación total alcanzada a los 100 s) de las manzanas tratadas fueron similares a

los de las muestras sin tratar.

De acuerdo a Jackman y Stanley (1995b), la capacitancia elástica instantánea J0

estaría relacionada con la combinación de presión de turgor y la fuerza de la pared celular

primaria, gobernada por la celulosa; las capacitancias J1 y J2 serían atribuibles a los

cambios dependientes del tiempo de las pectinas y las hemicelulosas respectivamente, y la

viscosidad en el estado estacionario estaría relacionada a la fluidez de la pared celular

derivada de la exósmosis y/o la solubilización y degradación de los polímeros y /o la

menor capacidad de sorción del agua debida a los tratamientos. Los valores de J0

(influenciados por los mismos componentes estructurales que G’) disminuyeron debido a la

pérdida de turgor y también probablemente a la reorientación de las microfibrillas; las

capacitancias J1 yJ2 aumentaron debido al plegamiento y colapso de las paredes celulares.

La fluidez de las paredes celulares aumentó producto de la exósmosis (como también lo

indican los estudios de movilidad molecular) y/o la solubilización y degradación de las

macromoléculas de las paredes.

La mayor degradación de las paredes celulares de los tejidos de aw 0,94

impregnados con glucosa explicaría el incremento de las capacitancias y la fluidez cuando

la aw se redujo de 0,97 a 0,94. En el caso de los tejidos impregnados con trehalosa, la

reducción de aw resultó en menor J1, mayor Jo y 1/ η0 y similar J2; estas diferencias en la

respuesta, aunque no significativas, se deberían a la pared celular, notoria y anormalmente

teñida, de dichas muestras.

Movilidad molecular del agua

La relajación transversal de los protones del agua en los tejidos de manzana fresca

se ajustó a un comportamiento triexponencial.

Los tonoplastos y las membranas del plasmalema en estado íntegro constituyeron

importantes barreras para el transporte del agua y los tres componentes del ajuste

exponencial caracterizarían al agua localizada en diferentes compartimentos subcelulares

(Raffo et al., 2005; Snaar and Van As, 1992; Hills and Remigereau, 1997; Vicente et al.,

2012). Los tiempos de relajación más cortos T21 podrían distinguir el agua asociada a las

paredes celulares, que podría resultar del efecto del intercambio químico rápido de los

protones del agua y de los protones de los oxidrilos de los polisacáridos que forman parte


195

de las paredes celulares (pectinas, celulosas y hemicelulosas). Los tiempos de relajación

intermedios T22 serían atribuidos al agua que se encuentra en el citoplasma de las células y

estarían gobernados por el intercambio químico entre los protones del agua y los de las

proteínas del citoesqueleto y las enzimas y la alta viscosidad del citosol. Los tiempos de

relajación más altos T23 estarían asignados al agua localizada dentro de la vacuola,

derivada del intercambio químico con los azúcares y otros componentes de bajo peso

molecular.

Se encontraron diferencias significativas en los parámetros de relajación entre las

muestras frescas, en algunos casos llegaron a ser superiores al 30 %, probablemente debido

a las pequeñas diferencias en el contenido de agua y madurez de las frutas.

Cuando el proceso osmótico redujo la aw a 0,97, los valores de los tiempos de

relajación intrínsecos de los protones dentro de las células se reducirían por el aumento en

el intercambio químico debido a la acumulación de azúcares solubles entre las paredes

celulares y el citoplasma plasmolizado y las vacuolas y la pérdida de agua de las vacuolas

(en los casos en que las membranas celulares no se encontraban rotas) o dentro de las

células enteras (en los casos en que las membranas celulares se encontraban rotas).

Además, estos valores de tiempos de relajación intrínsecos podrían promediarse debido a la

difusión molecular a través de los gradientes de campo que estaría facilitada por el

aumento en la permeabilidad de las membranas y por la reducción de las dimensiones del

citoplasma y las vacuolas. En las muestras de manzana tratadas con niveles de aw de 0,97

se observó una relajación bi – exponencial (en los sistemas de glucosa y trehalosa) o una

relajación tri – exponencial (en los sistemas con JMAM y maltosa) que dependería de las

interacciones del coeficiente de difusión, la morfología del tejido y la tasa de relajación.

Los valores de los tiempos T23 y T22 estarían asociados con el agua intracelular mientras

que los de T21 (similares a los del tejido fresco) estarían asociados al agua extracelular de la

pared de la célula.

Inesperadamente, cuando el tratamiento redujo el nivel de aw de 0,97 a 0,94, los

valores de T22 mostraron un pequeño aumento, cualesquiera fuera el soluto utilizado en la

ósmosis. La liberación del agua retenida en las capas de hidratación de las membranas, que

sufrieron un colapso o rotura importante y con una consecuente reducción en la superficie

disponible para el hinchamiento luego del tratamiento osmótico, contrarrestaría la gran

cantidad de azúcares, la disminución en el contenido de humedad y la difusión del agua por

el encogimiento en los volúmenes de los tejidos colapsados en niveles de aw 0,94.


196

Las medias de los valores de T21 y T22 fueron significativamente afectadas por la

naturaleza del soluto utilizado en la ósmosis: para cualquier aw los valores de T2i se

ubicaron en el orden glucosa >trehalosa>JMAM > maltosa.

El contenido de sólidos solubles de los tejidos de manzana impregnados con los

diferentes solutos podría explicar parcialmente este comportamiento, pero también se

debería considerar el tipo de azúcar y su interacción con el agua. Por ejemplo, las muestras

de manzana tratadas con soluciones de JMAM (56,0 %p/p) tienen un menor contenido de

sólidos pero también una menor interacción con el agua que las muestras tratadas en

soluciones de maltosa (51,0 %p/p). Las moléculas de agua de menor movilidad que se

encontraban en las paredes celulares exhibieron tiempos de relajación muy similares a los

de las muestras de manzanas frescas. Es importante remarcar que los valores bajos de T21

obtenidos de los tratamientos con soluciones de trehalosa (48,0 %p/p) y maltosa (37,3

%p/p y 51,0 %p/p) están de acuerdo con la notoria interacción que existe entre los azúcares

y las sustancias pécticas de las paredes celulares.

Al comparar los valores de amplitud relativa C1, C2 y C3 de las muestras

osmotizadas con los de las muestras frescas se estimaría que algunas moléculas de agua se

“movieron” desde una población con movilidad alta e intermedia del interior de la célula

hacia una población de menor movilidad localizada en las paredes celulares, y que el agua

removida procedería principalmente de las vacuolas y citoplasmas. La primera posibilidad

se justificaría por la alta fluidez (1/η0) que mostraron los ensayos de fluencia-recuperación

de las manzanas tratadas (principalmente con JMAM y maltosa), mientras que la segunda

posibilidad estaría avalada por las contracciones de los citoplasmas, principalmente en

procesos de aw0,94.

5. CONCLUSIONES

CCoonncclluussiioonneess

198

Las muestras impregnadas en soluciones azucaradas de mayor concentración

presentaron mayor remoción de agua y ganancia de sólidos que las impregnadas en

soluciones de menor concentración.

El contenido de agua, presente tanto en cantidades altas o intermedias, y las

interacciones con la estructura de la matriz, influencian fuertemente a la mayoría de las

propiedades del tejido.

Los tejidos de manzana sometidos a los procesos de deshidratación osmótica

sufrieron cambios estructurales que afectaron sus propiedades reológicas.

Las muestras de manzana deshidratadas osmóticamente se mostraron más blandas y

deformables que las manzanas frescas y perdieron dureza y su estado crujiente.

La deshidratación osmótica en las muestras de manzana inmersas en soluciones de

azúcares de aw de 0,97 provocó cambios abruptos en las propiedades de compresión,

mientras que los tratamientos de reducción de la aw, hasta 0,94, más drásticos, indujeron

cambios menores que mantuvieron las propiedades mecánicas más similares a las del tejido

fresco. Este comportamiento podría ser explicado por la compactación del tejido debido a

la pérdida de agua y ganancia de sólidos resultantes de la deshidratación osmótica.

La disminución del esfuerzo en el punto de ruptura RR resultó considerablemente

menor en las muestras deshidratadas a aw 0,94. También resultó menor la deformabilidad

en el punto de ruptura RR

(excepto por los tejidos impregnados con la solución de maltosa).

La naturaleza del azúcar empleado afectó el comportamiento de compresión de las

muestras.

En las muestras deshidratadas hasta niveles de aw 0,97 en soluciones de trehalosa se

observó una mayor deformabilidad que aquellas impregnadas con otros agentes.

Todas las muestras exhibieron un comportamiento de sólido elástico, ya que G’

resultó ser mayor que G’’ para todo el rango de frecuencia.

Los módulos G’ y G’’ mostraron una ligera dependencia con la frecuencia angular.

Para las muestras tratadas se observó un aumento en la pendiente (m) de la regresión lineal

del log G’ vs log ( con respecto a los controles frescos. La dependencia de G’’ con la

frecuencia resultó ser más compleja. Las curvas de G’’ vs mostraron una pendiente


199

ligeramente negativa (cercana a un plateau) hasta frecuencias de 1 s-1

y una pendiente

positiva a frecuencias más altas.

Los espectros de los módulos de G’ y G’’ generados en los ensayos oscilatorios

indicaron un comportamiento de gel más débil en todas las manzanas que recibieron

tratamientos de ósmosis, lo que indica una pérdida de la elasticidad del tejido. La

disminución en los valores de G’ podría estar relacionada con la disminución de la presión

de turgor y de los espacios intercelulares, provocada por los tratamientos.

Los tratamientos de impregnación causaron cambios significativos en la curva de

fluencia y en la curva de recuperación.

El modelo mecánico planteado predijo correctamente la respuesta del ensayo de

fluencia.

El valor de la capacitancia instantánea, J0, resulto ser aproximadamente entre tres a

cuatro veces mayor que los valores de J1 y J2, por lo tanto las capacitancias viscoelásticas

de retardo tuvieron una mayor elasticidad que el elemento instantáneo

La deshidratación provocó un aumento de las capacitancias J0, J1 y J2 y por lo tanto

una disminución en los respectivos módulos elásticos Ei (= 1/Ji).

La capacitancia viscosa del estado estacionario (1/N) reveló un significativo

aumento para las muestras tratadas, aproximadamente 4 – 14 veces del valor del tejido

fresco.

No se evidenciaron cambios significativos en los tiempos de retardo 1 ni 2 por la

aplicación de los tratamientos. En todos los casos la magnitud del valor de 1 mantuvo un

orden de diferencia mayor que el valor de 2.

El análisis de fluencia no resultó lo suficientemente sensitivo para discriminar

diferencias físicas entre los distintos tratamientos osmóticos aplicados.

A causa del proceso de ósmosis se vio afectada la presión de turgor y la fuerza de la

pared celular de las muestras tratadas. Estos cambios se reflejaron en las propiedades

elásticas instantáneas, las viscoelásticas y las de flujo viscoso en estado estacionario que se

determinaron a partir del modelo matemático empleado.


200

La relajación de los protones del agua en un sistema heterogéneo complejo, como

es el caso de tejidos vegetales, exhibió un comportamiento bi y triexponencial, en el cual

cada componente pudo interpretarse como representante de poblaciones de agua de

diferente movilidad.

Fue posible distinguir una fuerte disminución en la movilidad del agua debido al

descenso de humedad en el tejido y a algunas alteraciones celulares derivadas del proceso

de deshidratación osmótica.

Mediante los ensayos de 1H-RMN se logró determinar que los distintos niveles de

aw alcanzados, por la pérdida de agua, y la naturaleza de los azúcares empleados durante el

tratamiento de ósmosis, afectaron significativamente el estado y la distribución del agua en

los tejidos de manzana.

Las impregnaciones realizadas con el agente trehalosa mostraron efectos de

protección sobre la integridad de las membranas plasmáticas y de asociación del azúcar

con las paredes celulares de las muestras de manzana.

El presente trabajo de tesis pretende contribuir a la elección de las mejores

condiciones en el desarrollo del proceso de deshidratación osmótica, como tratamiento de

conservación o pretratamiento, para ser aplicado en matrices de origen vegetal.

BBiibblliiooggrraaffííaa

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7. ANEXO

____________________________________ AAnneexxoo

1

Propiedades reológicas del tejido de manzana a altas deformaciones

Muestra σRR (MPa) εR

R Ed (MPa) W (MJ/m

3)

Control I 1 0,34 0,26 2,2 46

2 0,34 0,22 2,7 41

3 0,27 0,25 1,7 54

4 0,27 0,23 1,6 40

5 0,29 0,25 1,9 35

6 0,34 0,24 2,1 40

7 0,32 0,24 2,0 49

8 0,35 0,27 1,4 44

9 0,33 0,27 1,3 41

10 0,28 0,24 1,8 41

11 0,34 0,22 1,8 37

12 0,39 0,30 1,4 36

13 0,35 0,27 1,3 55

14 0,34 0,29 1,3 48

15 0,37 0,25 1,7 51

16 0,32 0,23 1,7 45

17 0,33 0,25 1,7 37

18 0,37 0,24 1,8 41

19 0,33 0,35 0,8 44

20 0,36 0,28 1,3 57

21 0,28 0,27 1,1 46

22 0,39 0,29 1,1 34

23 0,44 0,28 1,7 56

24 0,32 0,25 1,6 61

25 0,33 0,31 1,1 40

26 0,28 0,22 1,4 53

27 0,38 0,27 1,8 31

28 0,29 0,25 2,0 51

29 0,38 0,27 2,0 33

30 0,35 0,21 2,4 55

____________________________________ AAnneexxoo

2


R Ed (MPa) W (MJ/m

3)

Control II 1 0,33 0,18 2,6 32

2 0,39 0,22 2,2 31

3 0,36 0,22 2,0 40

4 0,33 0,19 2,4 34

5 0,39 0,20 2,2 40

6 0,28 0,17 1,9 36

7 0,37 0,21 2,3 41

8 0,37 0,24 1,7 47

9 0,34 0,22 2,5 50

10 0,34 0,18 2,2 56

11 0,33 0,19 2,1 49

12 0,31 0,22 1,7 44

13 0,32 0,17 1,9 29

14 0,32 0,18 2,3 33

15 0,32 0,17 2,0 29

16 0,34 0,19 2,3 46

17 0,32 0,20 1,7 31

18 0,35 0,19 2,3 33

19 0,30 0,24 2,5 29

20 0,31 0,22 1,5 33

21 0,28 0,20 1,5 33

22 0,36 0,20 2,2 36

23 0,37 0,20 2,1 39

24 0,35 0,20 1,9 36

25 0,34 0,21 1,7 37

26 0,30 0,21 1,8 35

27 0,40 0,20 2,4 45

28 0,31 0,21 1,8 36

29 0,37 0,20 2,4 37

30 0,37 0,20 2,2 38

31 0,40 0,21 2,5 44

____________________________________ AAnneexxoo

3


R Ed (MPa) W (MJ/m

3)

Control III 1 0,37 0,22 2,0 43

2 0,37 0,20 2,2 38

3 0,32 0,19 2,0 34

4 0,35 0,16 2,5 28

5 0,32 0,21 2,2 32

6 0,40 0,20 2,4 39

7 0,35 0,21 2,0 37

8 0,30 0,18 2,0 28

9 0,32 0,20 1,9 35

10 0,36 0,17 2,6 31

11 0,41 0,19 2,7 40

12 0,41 0,20 2,4 42

13 0,39 0,20 2,4 41

14 0,36 0,20 2,1 38

15 0,39 0,18 2,6 37

16 0,39 0,20 2,2 39

17 0,33 0,19 2,3 36

18 0,38 0,19 2,3 38

19 0,35 0,17 2,5 31

20 0,35 0,19 2,0 33

21 0,34 0,22 1,8 39

22 0,36 0,20 2,4 42

23 0,33 0,15 2,1 30

24 0,37 0,17 2,8 32

25 0,29 0,18 1,9 27

26 0,47 0,20 2,9 51

27 0,41 0,22 2,4 46

28 0,34 0,17 2,2 26

29 0,28 0,21 2,0 37

30 0,34 0,20 1,9 34

31 0,31 0,17 1,9 32

____________________________________ AAnneexxoo

4


R Ed (MPa) W (MJ/m

3)

Glucosa (22,0 %p/p) 1 0,12 0,71 0,06 37

2 0,14 0,71 0,07 42

3 0,09 0,88 0,04 36

4 0,14 0,83 0,05 47

5 0,10 0,81 0,04 38

6 0,09 0,77 0,04 31

7 0,08 0,73 0,05 30

8 0,12 0,90 0,04 43

9 0,09 0,76 0,04 31

10 0,09 0,80 0,03 29

11 0,09 0,77 0,04 32

12 0,12 0,74 0,07 39

13 0,14 0,80 0,05 45

14 0,12 0,68 0,06 35

15 0,13 0,86 0,04 47

16 0,12 0,83 0,04 41

17 0,11 0,74 0,04 34

18 0,10 0,76 0,04 30

19 0,10 0,82 0,04 35

20 0,13 0,90 0,04 48

21 0,11 0,89 0,04 41

22 0,11 0,80 0,05 38

23 0,13 0,85 0,04 42

24 0,15 0,78 0,05 47

25 0,14 0,80 0,04 42

26 0,10 0,76 0,05 33

27 0,12 0,68 0,07 36

28 0,08 0,90 0,03 28

29 0,14 0,85 0,04 49

30 0,11 0,65 0,08 35

31 0,08 0,80 0,04 34

____________________________________ AAnneexxoo

5


R Ed (MPa) W (MJ/m

3)

Trehalosa (34,4 %p/p) 1 0,10 1,06 0,02 35

2 0,13 0,94 0,02 45

3 0,13 1,06 0,02 42

4 0,13 0,95 0,03 43

5 0,10 0,98 0,02 33

6 0,10 1,05 0,02 33

7 0,14 1,10 0,02 42

8 0,10 0,95 0,01 30

9 0,12 1,13 0,01 41

10 0,12 0,95 0,01 29

11 0,21 0,94 0,02 49

12 0,14 0,90 0,01 33

13 0,09 1,00 0,01 31

14 0,11 1,12 0,02 39

15 0,11 1,10 0,01 36

16 0,17 0,78 0,02 38

17 0,11 1,16 0,02 40

18 0,14 1,06 0,01 38

19 0,11 1,00 0,01 31

20 0,11 0,94 0,01 32

21 0,13 1,06 0,01 40

22 0,14 0,93 0,02 40

23 0,23 0,73 0,02 42

24 0,11 0,98 0,01 30

25 0,11 1,00 0,01 31

26 0,13 1,07 0,01 45

27 0,13 1,05 0,02 34

28 0,12 0,98 0,02 44

29 0,11 1,02 0,02 36

30 0,16 0,99 0,01 35

31 0,15 1,00 0,01 33

32 0,13 0,91 0,02 38

____________________________________ AAnneexxoo

6


R Ed (MPa) W (MJ/m

3)

JMAM (42,0 %p/p) 1 0,10 0,69 0,05 25

2 0,07 0,65 0,06 20

3 0,12 0,67 0,04 26

4 0,08 0,66 0,05 22

5 0,08 0,71 0,04 22

6 0,06 0,65 0,04 16

7 0,08 1,00 0,03 16

8 0,14 0,72 0,05 35

9 0,09 0,66 0,05 23

10 0,08 0,73 0,04 23

11 0,09 0,76 0,04 26

12 0,08 0,76 0,04 27

13 0,07 0,81 0,03 22

14 0,13 0,80 0,04 38

15 0,12 0,70 0,05 29

16 0,13 0,84 0,03 34

17 0,07 0,66 0,05 19

18 0,12 0,77 0,03 23

19 0,09 0,79 0,02 25

20 0,10 0,72 0,04 26

21 0,10 0,78 0,03 25

22 0,13 0,84 0,03 33

23 0,14 0,90 0,03 41

24 0,12 0,84 0,03 35

25 0,12 0,80 0,03 25

26 0,07 0,72 0,03 14

27 0,03 0,79 0,04 26

28 0,07 0,70 0,04 20

____________________________________ AAnneexxoo

7


R Ed (MPa) W (MJ/m

3)

Maltosa (37,3 %p/p) 1 0,17 0,55 0,09 30

2 0,16 0,55 0,05 21

3 0,13 0,64 0,06 24

4 0,08 0,59 0,06 30

5 0,22 0,63 0,07 36

6 0,16 0,55 0,05 21

7 0,11 0,65 0,03 21

8 0,13 0,74 0,04 31

9 0,14 0,64 0,04 25

10 0,14 0,52 0,07 22

11 0,23 0,60 0,06 34

12 0,18 0,54 0,06 24

13 0,13 0,54 0,08 23

14 0,21 0,63 0,05 36

15 0,14 0,47 0,15 27

16 0,20 0,66 0,05 35

17 0,16 0,66 0,04 29

18 0,16 0,64 0,05 28

19 0,22 0,70 0,05 41

20 0,16 0,61 0,05 26

21 0,19 0,72 0,03 37

22 0,15 0,60 0,05 25

23 0,13 0,60 0,05 24

24 0,16 0,57 0,07 26

25 0,20 0,57 0,09 31

26 0,19 0,57 0,07 29

27 0,19 0,60 0,07 31

28 0,16 0,63 0,08 35

29 0,29 0,72 0,06 55

30 0,14 0,52 0,09 24

31 0,27 0,62 0,07 43

32 0,15 0,66 0,04 31

____________________________________ AAnneexxoo

8


R Ed (MPa) W (MJ/m

3)

Glucosa (38,7 %p/p) 1 0,21 0,69 0,02 50

2 0,20 0,66 0,04 42

3 0,17 0,74 0,04 38

4 0,20 0,75 0,05 37

5 0,23 0,84 0,06 34

6 0,24 0,63 0,03 42

7 0,19 0,69 0,03 50

8 0,23 0,81 0,04 35

9 0,25 0,57 0,03 45

10 0,14 0,71 0,03 30

11 0,31 0,57 0,06 40

12 0,21 0,58 0,06 29

13 0,21 0,59 0,03 40

14 0,20 0,60 0,11 41

15 0,16 0,61 0,07 29

16 0,26 0,64 0,07 45

17 0,23 0,63 0,07 47

18 0,20 0,66 0,06 31

19 0,24 0,72 0,04 50

20 0,26 0,74 0,07 39

21 0,28 0,54 0,05 46

22 0,21 0,57 0,09 42

23 0,25 0,58 0,04 35

24 0,31 0,59 0,04 51

25 0,24 0,59 0,08 54

26 0,24 0,60 0,05 49

27 0,23 0,61 0,06 34

28 0,25 0,63 0,08 43

29 0,32 0,68 0,06 36

30 0,22 0,70 0,04 41

____________________________________ AAnneexxoo

9


R Ed (MPa) W (MJ/m

3)

Trehalosa (48,0 %p/p) 1 0,18 0,92 0,02 38

2 0,13 0,82 0,03 49

3 0,18 0,79 0,03 42

4 0,08 0,84 0,03 60

5 0,24 0,86 0,02 56

6 0,18 0,83 0,02 60

7 0,07 0,64 0,02 59

8 0,30 0,63 0,06 32

9 0,23 0,63 0,08 16

10 0,37 0,47 0,14 41

11 0,20 0,81 0,04 42

12 0,23 0,79 0,03 40

13 0,24 0,71 0,04 40

14 0,20 0,86 0,02 36

15 0,16 0,99 0,02 45

16 0,22 0,79 0,03 30

17 0,20 0,84 0,03 45

18 0,39 0,79 0,02 52

19 0,18 0,87 0,03 48

20 0,23 0,93 0,03 57

21 0,27 0,72 0,03 46

22 0,24 0,83 0,02 44

23 0,20 0,89 0,02 39

24 0,17 0,69 0,05 39

25 0,18 0,84 0,03 22

26 0,33 0,91 0,02 14

27 0,27 0,79 0,03 25

28 0,40 0,72 0,03 36

29 0,37 0,63 0,07 71

30 0,45 0,75 0,03 38

31 0,28 0,84 0,02 18

32 0,14 0,88 0,03 15

33 0,29 0,81 0,02 15

34 0,13 0,92 0,06 13

____________________________________ AAnneexxoo

10


R Ed (MPa) W (MJ/m

3)

JMAM (56,0 %p/p) 1 0,18 0,75 0,03 30

2 0,16 0,72 0,02 25

3 0,16 0,70 0,03 26

4 0,14 0,83 0,02 26

5 0,17 0,75 0,03 30

6 0,17 0,95 0,02 37

7 0,17 0,85 0,02 31

8 0,20 0,70 0,03 29

9 0,17 0,79 0,02 30

10 0,18 0,75 0,02 29

11 0,11 0,74 0,03 22

12 0,21 0,65 0,05 31

13 0,16 0,70 0,04 31

14 0,14 0,57 0,05 20

15 0,18 0,63 0,06 29

16 0,14 0,59 0,06 24

17 0,21 0,64 0,06 32

18 0,24 0,61 0,06 30

19 0,14 0,57 0,06 23

20 0,15 0,63 0,05 21

21 0,18 0,63 0,06 29

22 0,16 0,61 0,05 24

23 0,22 0,72 0,04 36

24 0,18 0,71 0,04 32

25 0,20 0,75 0,03 32

26 0,21 0,62 0,03 29

27 0,20 0,61 0,05 24

____________________________________ AAnneexxoo

11


R Ed (MPa) W (MJ/m

3)

Maltosa (51,0 %p/p) 1 0,34 0,64 0,03 36

2 0,28 0,75 0,02 37

3 0,22 0,89 0,01 16

4 0,25 0,80 0,01 22

5 0,26 0,80 0,02 26

6 0,22 0,89 0,01 13

7 0,22 0,93 0,01 13

8 0,24 0,77 0,03 35

9 0,25 0,76 0,02 29

10 0,22 0,75 0,01 26

11 0,24 0,83 0,02 22

12 0,37 0,60 0,04 37

13 0,24 0,75 0,02 29

14 0,27 0,99 0,03 10

15 0,34 0,66 0,01 37

16 0,25 0,84 0,01 20

17 0,29 0,77 0,02 33

18 0,22 0,88 0,02 15

19 0,25 0,78 0,01 32

20 0,23 0,75 0,02 32

21 0,26 0,83 0,02 18

22 0,22 0,89 0,01 15

23 0,23 0,81 0,01 20

24 0,29 0,90 0,01 15

25 0,30 0,72 0,01 33

26 0,26 0,85 0,01 17

27 0,17 0,98 0,01 10

28 0,35 0,81 0,01 26

29 0,16 1,07 0,01 8

30 0,23 0,92 0,01 14

____________________________________ AAnneexxoo

12

Propiedades viscoelásticas del tejido de manzana a bajas deformaciones

Ensayos oscilatorios

Muestra m k

Control I 1 0,055 5,40

2 0,061 5,41

3 0,065 5,23

4 0,068 5,33

5 0,068 5,19

6 0,063 5,34

7 0,068 5,39

8 0,077 5,45

9 0,070 5,42

10 0,072 5,39

11 0,074 5,46

12 0,076 5,41

13 0,065 5,17

14 0,067 5,39

Muestra m k

Control II 1 0,076 5,34

2 0,063 5,56

3 0,083 5,44

4 0,062 5,29

5 0,042 5,52

6 0,068 5,24

7 0,080 5,54

8 0,065 5,19

9 0,074 5,41

10 0,059 5,25

11 0,064 5,25

12 0,073 5,35

____________________________________ AAnneexxoo

13

Muestra m k

Control III 1 0,058 5,54

2 0,069 5,45

3 0,067 5,44

4 0,056 5,45

5 0,063 5,49

6 0,059 5,35

Muestra m k

Glucosa (22,0 %p/p) 1 0,068 4,70

2 0,071 4,65

3 0,080 4,49

4 0,075 4,63

5 0,072 4,58

6 0,073 4,59

7 0,075 4,65

8 0,071 4,67

9 0,069 4,67

10 0,077 4,53

11 0,072 4,77

12 0,067 4,58

Muestra m k

Trehalosa (34,4 %p/p) 1 0,079 4,48

2 0,086 4,49

3 0,073 4,57

4 0,078 4,49

5 0,087 4,52

6 0,085 4,57

7 0,083 4,54

8 0,086 4,50

9 0,080 4,59

10 0,084 4,56

11 0,090 4,57

____________________________________ AAnneexxoo

14

Muestra m k

JMAM (42,0 %p/p) 1 0,071 4,51

2 0,075 4,43

3 0,076 4,45

4 0,065 4,40

5 0,065 4,44

6 0,071 4,47

Muestra m k

Maltosa (37,3 %p/p) 1 0,070 4,47

2 0,065 4,44

3 0,066 4,50

4 0,069 4,47

5 0,068 4,38

6 0,072 4,43

Muestra m k

Glucosa (38,7 %p/p) 1 0,069 4,45

2 0,065 4,51

3 0,074 4,65

4 0,069 4,50

5 0,072 4,44

6 0,064 4,51

7 0,064 4,52

8 0,071 4,65

9 0,066 4,52

10 0,077 4,50

11 0,071 4,52

12 0,065 4,47

____________________________________ AAnneexxoo

15

Muestra m k

Trehalosa (48,0 %p/p) 1 0,080 4,57

2 0,079 4,38

3 0,081 4,45

4 0,075 4,36

5 0,066 4,41

6 0,094 4,45

7 0,084 4,33

8 0,082 4,37

9 0,081 4,56

10 0,092 4,43

11 0,086 4,38

12 0,079 4,34

Muestra m k

JMAM (56,0 %p/p) 1 0,085 4,61

2 0,084 4,72

3 0,078 4,66

4 0,088 4,67

5 0,079 4,58

6 0,086 4,66

Muestra m k

Maltosa (51,0 %p/p) 1 0,068 4,35

2 0,075 4,48

3 0,070 4,29

4 0,069 4,44

5 0,070 4,46

6 0,077 4,55

____________________________________ AAnneexxoo

16

Ensayos rotatorios

Muestra

J0 (1/Pa)

x106

J1 (1/Pa)

x106

J2 (1/Pa)

x106 λ1 (s) λ2 (s)

ηN (Pa.s)

x10-7

Control I 1 2 5 2,4 31 3 4

2 2 4 2,1 33 4 10

3 2 5 2,8 40 4 5

4 2 3 2,4 48 4 7

5 2 3 2,2 47 5 7

6 2 3 2,0 32 3 8

7 2 3 2,5 45 4 5

8 2 3 1,7 23 2 5

9 2 6 2,3 13 2 3

10 2 4 2,8 26 3 4

11 2 3 1,7 12 1 4

12 2 5 2,4 38 3 6

Muestra

J0 (1/Pa)

x106

J1 (1/Pa)

x106

J2 (1/Pa)

x106 λ1 (s) λ2 (s)

ηN (Pa.s)

x10-7

Control II 1 4 2 1,2 19 3 2

2 3 2 0,6 29 3 6

3 3 1 0,6 12 1 5

4 3 3 1,3 47 4 9 x109

5 4 2 1,0 74 6 12

6 5 2 1,0 54 4 8,9 x1018

7 3 2 0,8 33 3 41

8 4 5 1,2 75 3 3

9 2 3 0,8 60 4 7

10 2 1 0,6 9 1 8,2 x103

11 3 1 0,6 14 1 5

12 2 3 0,7 41 2 5

____________________________________ AAnneexxoo

17

Muestra

J0 (1/Pa)

x106

J1 (1/Pa)

x106

J2 (1/Pa)

x106 λ1 (s) λ2 (s)

ηN (Pa.s)

x10-7

Control III 1 3,2 1,1 0,7 25 2 8,2

2 3,3 0,9 0,6 22 3 13,0

3 3,4 0,8 0,5 23 3 8,5

4 2,8 1,0 0,6 18 2 13,1

5 4,1 1,5 0,7 25 2 9,6

6 2,5 1,0 0,6 22 2 7,2

7 2,6 1,3 0,6 41 3 12,1

8 3,1 1,5 0,9 66 5 17,8

9 3,7 1,4 0,8 21 2 8,2

10 2,8 1,3 0,7 25 2 16,5

11 3,1 0,9 0,7 22 2 11,6

12 3,1 1,1 0,9 10 1 7,3

13 3,4 0,2 1,2 1 16 13,0

14 3,3 1,3 0,8 40 4 12,1

15 3,2 1,1 0,9 46 5 14,1

16 3,8 1,2 0,7 14 1 5,5

17 3,2 1,0 0,6 24 2 12,1

18 3,6 1,1 0,7 17 2 10,3

Muestra

J0 (1/Pa)

x106

J1 (1/Pa)

x106

J2 (1/Pa)

x106 λ1 (s) λ2 (s)

ηN (Pa.s)

x10-7

Glucosa (22,0 %p/p) 1 23 8 5 21 2,1 1,0

2 23 11 6 29 3,0 1,0

3 15 6 3 29 3,5 1,7

4 23 12 6 30 3,0 1,0

5 21 13 5 45 3,2 1,1

6 28 16 8 34 3,1 7,2

7 20 8 4 23 2,7 1,0

8 19 9 5 26 2,9 1,1

9 19 8 5 32 3,4 1,1

10 20 10 5 24 2,8 1,0

11 18 8 4 25 2,6 1,1

12 25 11 5 21 2,4 1,1

____________________________________ AAnneexxoo

18

Muestra

J0 (1/Pa)

x106

J1 (1/Pa)

x106

J2 (1/Pa)

x106 λ1 (s) λ2 (s)

ηN (Pa.s)

x10-7

Trehalosa (34,4 %p/p) 1 30 15 1 23 2,5 0,6

2 29 18 8 30 2,7 0,6

3 26 11 7 23 2,1 1,0

4 32 24 10 39 3,3 0,8

5 28 19 9 32 2,8 0,9

6 28 22 10 41 3,1 0,5

7 27 12 8 19 1,9 0,6

8 25 20 8 27 2,6 0,4

9 25 15 7 26 2,8 0,7

10 26 18 8 31 3,0 0,5

11 24 15 7 24 2,2 0,6

12 43 15 10 22 2,6 0,6

Muestra

J0 (1/Pa)

x106

J1 (1/Pa)

x106

J2 (1/Pa)

x106 λ1 (s) λ2 (s)

ηN (Pa.s)

x10-7

JMAM (42,0 %p/p) 1 31 14 8 19 2 0,8

2 36 16 10 23 3 0,7

3 34 16 9 23 3 0,6

4 40 18 11 22 3 0,6

5 35 13 8 22 2 0,9

6 32 13 8 21 2 0,9

7 37 14 9 22 2 0,7

8 39 19 12 38 4 1,1

9 41 13 10 21 2 0,8

10 28 14 8 24 3 1,0

11 28 10 7 23 3 1,1

12 28 11 7 21 2 1,0

13 25 10 6 21 3 1,3

14 28 12 7 20 2 0,8

15 27 12 8 23 3 1,0

16 26 9 6 20 2 1,2

17 22 8 5 24 2 1,4

18 30 12 8 27 3 1,4

____________________________________ AAnneexxoo

19

Muestra

J0 (1/Pa)

x106

J1 (1/Pa)

x106

J2 (1/Pa)

x106 λ1 (s) λ2 (s)

ηN (Pa.s)

x10-7

Maltosa (37,3 %p/p) 1 33 13 10 21 2,3 1,0

2 37 16 10 23 2,5 0,8

3 32 15 9 23 2,7 1,0

4 34 14 9 22 2,5 1,0

5 42 20 11 22 2,2 0,8

6 35 16 9 21 2,3 1,0

7 34 11 8 21 2,4 0,9

8 36 11 8 22 2,6 0,8

9 42 22 12 25 2,6 0,6

10 29 12 7 21 2,2 0,8

11 34 17 9 23 2,6 0,8

12 33 13 8 26 2,7 0,9

13 46 22 13 23 2,5 0,6

14 30 16 9 22 2,6 1,0

15 30 11 8 21 2,4 1,0

16 33 15 8 20 2,3 0,9

17 37 15 11 20 2,6 0,7

18 35 15 9 24 2,6 0,6

Muestra

J0 (1/Pa)

x106

J1 (1/Pa)

x106

J2 (1/Pa)

x106 λ1 (s) λ2 (s)

ηN (Pa.s)

x10-7

Glucosa (38,7 %p/p) 1 31 15 9 22 2,5 0,7

2 27 11 7 21 2,0 0,7

3 19 8 5 22 2,3 1,3

4 26 10 6 21 2,3 1,3

5 33 20 10 25 2,5 0,7

6 29 14 8 21 2,2 0,8

7 26 13 7 27 2,5 0,7

8 26 10 7 19 2,4 1,1

9 27 13 7 19 1,9 0,8

10 26 12 7 21 2,2 0,8

11 28 11 7 24 2,3 0,9

12 30 11 8 22 2,4 0,8

____________________________________ AAnneexxoo

20

Muestra

J0 (1/Pa)

x106

J1 (1/Pa)

x106

J2 (1/Pa)

x106 λ1 (s) λ2 (s)

ηN (Pa.s)

x10-7

Trehalosa (48,0 %p/p) 1 25 13 8 35 3,4 1,3

2 33 15 10 18 1,9 0,8

3 30 13 9 22 2,4 0,8

4 38 18 11 22 2,5 0,5

5 37 17 10 25 2,9 0,7

6 23 9 7 24 2,5 1,0

7 29 15 9 23 2,1 0,9

8 39 19 13 22 2,5 0,5

9 36 19 12 24 2,4 0,8

10 25 13 8 21 2,2 1,1

11 30 16 10 17 1,7 0,8

12 32 15 10 19 2,3 0,7

Muestra

J0 (1/Pa)

x106

J1 (1/Pa)

x106

J2 (1/Pa)

x106 λ1 (s) λ2 (s)

ηN (Pa.s)

x10-7

JMAM (56,0 %p/p) 1 39 22 12 24 2,5 0,6

2 36 23 11 22 2,3 0,7

3 34 13 10 19 2,2 0,8

4 28 15 8 19 1,9 0,8

5 34 19 11 20 2,2 0,9

6 28 15 8 19 1,9 0,8

7 19 10 6 22 2,1 1,7

8 23 11 8 22 2,3 1,6

9 21 9 6 18 2,1 1,4

10 28 14 8 21 2,5 1,1

11 22 9 6 25 2,6 2,1

12 26 13 7 18 2,1 1,1

13 23 10 8 22 2,6 1,4

14 27 16 8 20 2,2 1,0

15 30 15 9 19 2,1 0,9

16 25 10 7 22 2,3 1,1

17 28 14 8 22 2,5 1,2

18 39 22 12 24 2,5 0,6

____________________________________ AAnneexxoo

21

Muestra

J0 (1/Pa)

x106

J1 (1/Pa)

x106

J2 (1/Pa)

x106 λ1 (s) λ2 (s)

ηN (Pa.s)

x10-7

Maltosa (51,0 %p/p) 1 33 15 10 23 2,5 0,7

2 47 17 12 22 2,5 0,6

3 53 17 12 22 2,1 0,6

4 38 15 11 21 3,0 0,7

5 35 13 8 22 2,2 0,8

6 28 13 8 20 2,1 0,7

7 25 10 7 26 2,7 1,9

8 35 16 11 25 2,4 0,9

9 36 16 11 21 2,2 0,7

10 26 10 8 18 1,9 1,1

11 32 11 10 32 3,7 1,4

12 37 15 11 22 2,2 0,8

13 32 13 10 19 2,1 1,0

14 42 19 13 22 2,4 0,6

15 43 17 13 21 2,3 0,8

16 45 20 13 20 2,4 0,6

17 38 16 11 22 2,2 0,6

18 33 13 10 22 2,2 1,0

____________________________________ AAnneexxoo

22

Movilidad molecular del agua en tejidos de manzana

Muestra A1 A2 A3

T21

(ms)

T22

(ms)

T23

(ms)

Control I 1 9,3 10,7 38,7 44,0 180,5 947,5

2 10,8 11,7 40,3 54,8 201,4 922,8

3 11,5 8,7 37,3 62,3 236,7 930,4

4 5,9 34,5 16,1 127,0 37,3 884,7

5 10,5 12,5 47,9 42,6 153,3 936,6

6 8,9 12,0 39,9 52,6 190,8 982,5

7 7,1 13,9 42,8 38,8 172,1 999,7

8 9,4 12,3 54,5 60,2 226,1 910,2

9 10,6 12,6 54,1 51,6 237,3 958,4

10 10,5 12,4 40,3 55,9 214,6 982,2

11 9,6 10,0 42,7 39,0 165,4 926,4

12 5,8 17,4 45,9 17,5 94,5 789,9

13 10,4 7,1 37,5 52,5 254,2 1078,1

14 7,3 11,9 44,1 18,1 108,4 801,8

15 8,6 11,9 44,9 48,7 196,0 1007,6

16 11,6 11,1 47,9 59,0 255,3 918,7

17 12,6 6,4 43,7 47,0 214,0 970,3

18 10,7 10,8 43,7 62,5 289,0 908,6

19 10,9 10,0 44,1 56,3 209,4 989,6

Muestra

A1 A2 A3

T21

(ms)

T22

(ms)

T23

(ms)

Control II 1 5,1 14,8 51,1 60,9 309,9 1220,6

2 6,0 18,1 53,0 64,8 365,1 1373,1

3 4,6 16,4 58,5 65,8 314,0 1132,2

4 4,1 14,1 54,2 45,7 321,4 1077,1

5 5,7 20,5 55,5 56,1 319,9 1224,6

6 4,9 13,5 52,2 51,1 321,2 1219,8

____________________________________ AAnneexxoo

23

Muestra A1 A2 A3

T21

(ms)

T22

(ms)

T23

(ms)

Control III 1 3,7 16,3 74,4 80,2 331,9 1125,1

2 4,6 15,7 65,7 112,3 411,5 1200,3

3 4,0 12,4 51,4 70,0 300,5 1191,5

4 2,9 14,0 71,5 76,7 382,7 1290,0

5 5,5 16,3 60,1 97,9 384,6 1114,4

6 3,8 15,5 74,1 72,4 339,7 1217,1

7 3,9 17,7 73,8 72,7 344,5 1127,9

8 3,2 14,3 57,6 86,9 369,1 1157,5

9 3,2 15,7 48,1 73,0 332,3 1151,1

10 4,2 15,8 57,6 114,0 423,0 1163,1

11 2,4 14,6 50,6 60,4 331,9 1147,3

12 2,4 10,5 39,3 72,2 287,0 1122,0

13 3,7 16,4 62,2 77,5 343,8 1254,7

14 2,3 10,6 51,4 63,8 333,6 1270,1

15 5,2 21,1 54,1 103,1 409,7 1095,3

16 4,5 17,7 72,7 80,8 341,8 1137,9

17 7,4 14,5 57,4 0,0 226,7 1191,4

18 2,8 15,0 69,8 71,0 356,9 1219,8

19 3,6 16,5 72,0 71,2 358,6 1207,0

20 4,0 19,1 71,2 87,0 390,4 1141,7

21 3,6 14,5 59,6 82,4 370,8 1297,4

22 4,5 17,9 66,9 91,0 368,7 1222,9

23 4,1 18,4 75,5 78,6 377,1 1203,7

____________________________________ AAnneexxoo

24

Muestra A1 A2

T21

(ms)

T22

(ms)

Glucosa (22,0 %p/p) 1 23,9 79,4 74,6 280,2

2 27,1 102,3 58,9 317,4

3 16,1 49,0 89,1 240,8

4 10,3 33,1 82,8 236,9

5 27,0 92,3 62,9 290,2

6 7,9 28,9 91,4 236,9

7 34,5 120,8 47,6 384,1

8 14,6 54,2 73,0 269,2

9 25,1 85,3 71,6 318,7

10 20,4 91,7 61,1 326,2

11 25,7 85,9 68,4 290,9

12 16,9 80,1 54,9 304,8

13 25,4 88,5 62,6 296,6

14 31,7 80,9 79,2 272,7

15 18,5 60,0 80,3 260,9

16 28,8 93,2 58,9 306,9

____________________________________ AAnneexxoo

25

Muestra A1 A2

T21

(ms)

T22

(ms)

Trehalosa (34,4%p/p) 1 25,6 67,7 35,3 220,8

2 32,7 59,5 52,4 178,7

3 16,2 37,2 57,4 162,4

4 12,2 34,1 66,8 163,0

5 34,9 65,2 48,9 218,8

6 33,3 65,0 46,3 201,7

7 37,0 61,5 51,9 188,3

8 33,1 62,3 46,9 188,3

9 32,1 71,1 47,5 210,9

10 46,6 79,2 50,3 232,5

11 34,3 67,5 54,7 205,3

12 24,8 60,4 41,6 190,0

13 30,0 65,1 39,7 196,4

14 32,6 69,0 36,9 223,2

15 44,0 73,2 47,9 206,5

16 37,7 75,6 43,2 217,8

17 34,4 72,2 40,7 215,7

____________________________________ AAnneexxoo

26

Muestra A1 A2 A3

T21

(ms)

T22

(ms)

T23

(ms)

JMAM (42,0%p/p) 1 16,5 50,2 41,7 50,2 169,7 476,3

2 14,6 39,9 32,3 39,9 114,1 335,9

3 14,3 41,7 35,7 41,7 125,4 341,7

4 17,9 44,5 40,6 44,5 128,4 335,6

5 17,4 50,6 34,3 50,6 143,2 365,3

6 16,8 40,3 39,0 40,3 125,6 334,4

7 20,3 46,4 43,4 46,4 128,9 332,6

8 20,0 50,9 40,9 50,9 169,9 466,1

9 18,4 45,2 40,8 45,2 128,5 327,0

10 19,6 43,2 43,1 43,2 139,5 382,5

11 18,5 51,4 42,9 51,4 142,1 351,6

12 16,1 40,1 38,3 40,1 124,6 322,1

13 14,6 40,8 35,6 40,8 121,4 328,4

14 16,0 39,4 40,1 39,4 122,9 326,5

15 13,4 40,7 34,1 40,7 118,1 312,1

16 17,0 42,2 39,2 42,2 121,7 320,1

17 13,8 41,5 32,5 41,5 133,7 358,6

18 16,7 45,9 40,6 45,9 142,3 395,1

19 19,0 50,1 47,1 50,1 152,9 405,1

20 13,5 44,4 30,3 44,4 139,2 362,5

21 13,4 44,3 31,8 44,3 135,5 356,9

22 14,8 42,3 34,7 42,3 138,1 374,8

____________________________________ AAnneexxoo

27

Muestra A1 A2 A3

T21

(ms)

T22

(ms)

T23

(ms)

Maltosa (37,3%) 1 9,4 36,3 37,5 36,3 108,9 284,1

2 12,6 44,0 35,9 44,0 117,1 283,5

3 9,7 35,0 27,7 35,0 101,7 256,5

4 12,5 42,6 34,2 42,6 112,7 268,0

5 10,5 40,7 40,0 40,7 108,3 275,8

6 11,0 41,7 38,7 41,7 119,1 306,7

7 12,7 37,0 42,8 37,0 122,1 303,0

8 14,3 39,0 45,1 39,0 109,4 272,4

9 14,1 40,0 43,8 40,0 110,1 275,3

10 18,1 43,1 46,7 43,1 115,4 270,0

11 11,3 36,4 39,9 36,4 111,5 286,6

12 12,2 37,3 39,3 37,3 102,0 260,0

13 11,3 30,7 45,6 30,7 108,0 277,8

14 15,7 38,7 40,8 38,7 109,6 282,2

15 12,6 36,2 42,5 36,2 114,3 295,5

16 14,5 44,4 40,4 44,4 124,6 307,0

17 12,1 37,1 35,8 37,1 119,8 299,1

18 14,3 41,4 43,8 41,4 127,6 309,2

19 13,4 42,7 38,2 42,7 116,0 284,3

20 8,7 39,1 36,2 39,1 114,6 296,8

21 9,4 36,3 37,5 36,3 108,9 284,1

22 12,6 44,0 35,9 44,0 117,1 283,5

Muestra A1 A2

T21

(ms)

T22

(ms)

Glucosa (38,7 %p/p) 1 35,1 60,9 93,8 356,4

2 29,3 45,5 87,3 332,4

3 34,3 56,4 91,5 331,7

4 31,3 54,9 90,9 334,6

5 33,9 57,8 87,3 320,1

6 34,7 60,4 95,4 344,9

____________________________________ AAnneexxoo

28

Muestra A1 A2

T21

(ms)

T22

(ms)

Trehalosa (48,0 %p/p) 1 31,4 34,3 53,9 199,4

2 39,6 30,8 63,6 226,9

3 35,5 27,4 56,6 213,0

4 44,5 35,5 55,4 198,6

5 34,3 27,9 57,0 204,0

6 41,9 34,3 66,4 256,1

7 32,3 26,8 57,6 209,1

Muestra A1 A2

T21

(ms)

T22

(ms)

JMAM (56,0 %p/p) 1 28,6 25,2 38,8 141,7

2 38,3 32,2 46,4 154,3

3 25,3 20,5 34,1 124,2

4 33,2 28,5 38,4 140,9

5 33,8 26,0 38,5 128,4

6 32,5 30,1 42,2 161,7

7 37,3 30,3 42,5 144,7

8 27,2 27,1 38,7 133,9

9 31,2 27,8 42,4 152,2

10 25,3 24,8 38,7 142,7

11 26,0 22,6 41,0 145,5

12 26,9 22,6 34,5 125,2

13 34,2 31,5 40,8 149,2

14 29,7 25,0 37,5 143,9

15 41,7 28,9 38,4 133,2

16 31,9 30,0 44,3 167,1

17 35,5 24,3 35,3 119,2

18 34,2 29,4 37,8 130,8

19 34,2 26,5 40,1 150,1

20 34,4 31,5 42,6 158,6

21 33,7 25,3 37,1 130,0

____________________________________ AAnneexxoo

29

Muestra A1 A2

T21

(ms)

T22

(ms)

Maltosa (51,0 %p/p) 1 39,0 34,9 36,7 125,3

2 47,6 42,2 41,5 147,0

3 53,7 44,9 39,7 141,6

4 46,0 40,9 41,2 146,0

5 42,6 40,6 42,2 144,8

6 36,3 32,7 27,5 94,6

7 48,4 40,8 37,3 124,4

8 37,1 33,0 38,4 130,9

9 41,4 36,6 40,4 142,1

10 35,4 32,6 33,2 120,6

11 44,3 37,5 36,8 129,8

12 37,9 36,0 40,6 140,3

13 52,2 42,1 36,4 122,9

14 46,1 41,5 41,3 143,6

15 36,8 33,6 33,8 119,3

16 26,9 25,3 33,3 111,4

17 46,8 40,7 39,9 140,4

18 40,2 38,8 40,5 142,2

19 41,7 38,6 38,2 132,5

20 44,6 38,6 38,0 129,3

21 42,5 38,1 40,5 145,7

'Deshidratación osmótica de tejido de manzana:...

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