DOCTOR EN CIENCIAS EN ACUACULTURA

Km. 12 Carr. Veracruz-Córdoba, Boca del Río, Ver. C.P. 94290 Tel. y Fax, (01 229) 9860189, 9862818, 9861894 e-mail: [email protected]

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REQUERIMIENTOS DE PROTEÍNA, LÍPIDOS Y CAROTENOIDES

PARA CRECIMIENTO Y REPRODUCCIÓN DEL PEZ PAYASO

Amphiprion ocellaris Y DEL CAMARÓN PIMIENTA Lysmata

wurdemanni.

TESIS

QUE COMO REQUISITO PARA OBTENER EL GRADO DE:

DOCTOR EN CIENCIAS EN ACUACULTURA

PRESENTA

M.C. LORENZO DÍAZ JIMÉNEZ

DIRECTOR DE TESIS

DRA. MARTHA PATRICIA HERNÁNDEZ VERGARA

BOCA DEL RÍO, VER., SEPTIEMBRE DE 2018

SECRETARÍA DE EDUCACIÓN PÚBLICA

TECNOLÓGICO NACIONAL DE MEXICO

INSTITUTO TECNOLÓGICO DE BOCA DEL RÍO

DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN

Instituto Tecnológico de Boca del Rio

I

RESUMEN

Se realizó una serie de experimentos para determinar el requerimiento de proteína, lípidos y

carotenoides necesarios para el crecimiento y reproducción del pez payaso Amphiprion ocellaris

y del camaron pimienta Lysmata wurdemanni. Además de lo anterior, se evaluaron condiciones

ambientales para el cultivo, como: iluminación y color del fondo de peceras, para determinar su

efecto sobre el creciminiento y pigmentación corporal de ambas especies. Durante la evaluacion

de requerimientos nutrimentales en los peces, se usaron 11 dietas con contenidos de proteína de

370 a 430 g kg–1 y lípidos de 80 a 120 g kg–1, mientras que para los camarones se utilizaron nueve

dietas con proteína de 330 a 390 g kg–1 y lípidos de 70 a 90 g kg–1. Como fuentes de carotenoides

en las dietas de los peces, se utilizó astaxantina y luteina, mientras que en las dietas de los

camarones se uso astaxantina y β-caroteno. Los pigmentos se usaron en concentraciones de 0.5,

1 y 1.5 %. En la evaluacion de color de fondo e iluminación se utilizaron peceras negras y blancas,

y espectros de luz rojo y blanco, además de un grupo control (peceras sin iluminaciónn y color de

fondo negro). Los resultados demostraron que el requerimiento de proteína/lípidos (P/L)

adecuado para juveniles de pez payaso es de 430/100 g kg–1 de P/L, con lo que se tienen alta

supervivencia y ganancias en peso similares a las dietas comerciales, además, se recomienda

incluir un alto porcentaje de proteína vegetal (≥ 18 %) en la dieta. En los camarones se determinó

que una relación 340/70 g kg–1 de P/L, es suficiente para promover un crecimiento eficiente, sin

embargo durante la fase reproductiva es necesario incrementar el contenido nutrimental en la dieta

(410/90 g kg–1) para mejorar la calidad y viabilidad de los huevos. Los peces alimentados con las

dietas con 0.5 y 1 % de astaxantina tuvieron una pigmentación rojiza y contenido de carotenoides

totales en piel y músculo significativamente superior (P<0.05) en comparación a los peces de los

demás tratamientos. En los camarones, ambas fuentes de carotenoides promovieron su

crecimiento, reproducción y pigmentación, sin embargo, la variación de los niveles de inclusión

en la dieta afectaron su aprovechamiento. En ambas especies, el color de fondo negro de las

peceras mejoró su pigmentación corporal, mientras que el espectro de luz no tuvo un efecto

significativo. Lo anterior, es necesario que se considere durante la producción en cautiverio con

la finalidad de mejorar la calidad de los peces y camarones.

Palabras clave: Especies marinas ornamentales, requerimientos nutrimentales, crecimiento,

reproducción y pigmentación corporal.

II

ABSTRACT

A series of experiments was carried out to determine the protein, lipids and carotenoids

required for the growth and reproduction of the clownfish Amphiprion ocellaris and the

peppermint shrimp Lysmata wurdemanni. In addition to the above, environmental

conditions were evaluated for the culture, such as: illumination and background color of

fish tanks, to determine its effect on the growth and corporal pigmentation of both species.

During the evaluation of nutritional requirements in the fish, 11 diets with protein

contents of 370 to 430 g kg-1 and lipids of 80 to 120 g kg-1 were used, while for shrimp,

nine diets with protein of 330 to 390 g kg-1 and lipids of 70 to 90 g kg-1 were used. As

sources of carotenoids in fish diets, astaxanthin and lutein were used, while astaxanthin

and β-carotene were used in the diets for shrimp. The pigments were used in

concentrations of 0.5, 1 and 1.5 %. In the evaluation of background color and lighting,

black and white fish tanks and red and white light spectra were used. In addition a control

group of fish tanks without illumination and black background color. The results showed

that the protein/lipids (P/L) requirement for juvenile clownfish is 430/100 g kg-1 of P/L,

which has high survival and weight gains, similar to those of commercial diets. In

addition, it is recommended to include a high percentage of vegetable protein (≥ 18%) in

the diet. In the shrimp, it was determined that a ratio of 340/70 g kg-1 of P/L is sufficient

to promote efficient growth, however during the reproductive phase it is necessary to

increase the nutritional content in the diet (410/90 g kg-1) to improve the quality and

viability of the eggs. Fish fed diets with 0.5 and 1% astaxanthin had a reddish

pigmentation and total carotenoid content in skin and muscle significantly higher (P

<0.05) compared to the fish of the other treatments. In the shrimp, both sources of

carotenoids promoted their growth, reproduction and pigmentation, however, the

variation of the levels of inclusion in the diet affected their assimilation. In both species,

the black background color of the fish tanks improved their body pigmentation, while the

light spectrum did not have a significant effect. The previous, it is necessary to be

considered during the production in captivity with the purpose of improving the quality

of the fish and shrimp.

Keywords: Marine ornamental species, nutritional requirement, grown, reproduction and

corporal pigmentation.

III

DEDICATORIA

A mis padres, por el amor y fuerza que transmiten a la familia.

A mis hermanas, por su tenacidad y perseverancia.

A mi familia, por su apoyo incondicional.

A las personas que se dedican a la actividad acuícola y a aquellas que procuran que

México sea un mejor país.

IV

AGRADECIMIENTOS

Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) por la beca núm. 387491.

A la Dra. Martha Patricia Hernández Vergara y al Dr. Carlos Ivan Perez Rostro por su

confianza y apoyo.

A la Dra. Maria Isabel Jimenez Gracia, al Dr. Alejandro Pérez Legaspi y al Dr. Miguel

Angel Olvera Novoa por sus recomendaciones y sugerencias para la mejora de este

documento.

Al Dr. Luis Alfredo Ortega Clemente y a la IQ. Erendira Rocha Miler por sus sugerencias

y espacio otorgado durante los análisis químicos y proximales.

A mis compañeros y amigos: Magdiel, Alfredo, Andres, Veronica, Carlos, Daniel, Yadira

y Julieta por su apoyo durante la construcción de los sistemas de cultivo y mantenimiento

de animales.

IV

ÍNDICE

RESUMEN ....................................................................................................................... I

ABSTRACT .................................................................................................................... II

DEDICATORIA ........................................................................................................... III

AGRADECIMIENTOS ................................................................................................ IV

INDICE DE TABLAS ................................................................................................ VII

INDICE DE FIGURAS ............................................................................................. VIII

INTRODUCCIÓN .......................................................................................................... 1

2. ANTECEDENTES .................................................................................................... 10

2.1 Generalidades de Amphiprion ocellaris ................................................................ 10

2.1.1 Distribución .................................................................................................... 12

2.1.2 Grupos sociales y reproducción del genero Amphiprion ................................ 12

2.1.3 Crianza en cautiverio ...................................................................................... 13

2.1.4 Estudios nutricionales ..................................................................................... 14

2.2 Generalidades de los camarones Lysmata ............................................................. 15

2.2.1 Distribución de Lysmata wurdemanni ............................................................ 17

2.2.2 Sistema de reproducción ................................................................................. 17

2.2.3 Avances en protocolos de producción de camarones carídeos ornamentales 20

2.2.4 Estudios nutricionales de Lysmata spp. .......................................................... 21

2.3 Los carotenoides y su aplicación en la acuacultura. ............................................. 22

3. JUSTIFICACIÓN ..................................................................................................... 25

4. HIPÓTESIS ............................................................................................................... 26

5. OBJETIVOS .............................................................................................................. 27

5.1 Objetivo general .................................................................................................... 27

5. 2 Objetivos particulares ........................................................................................... 27

6. ÁREA DE ESTUDIO ................................................................................................ 28

7. MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................ 29

7.1 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento de juveniles de pez

payaso Amphiprion ocellaris....................................................................................... 29

7.1.1 Primer experimento ........................................................................................ 29

7.1.2 Segundo experimento ..................................................................................... 32

7.1.3 Análisis químico y proximal de las dietas experimentales de E1 y E2 .......... 35

7.1.5 Análisis de resultados ..................................................................................... 35

V

7.2 Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento y reproducción del

camaron pimienta Lysmata wurdemanni .................................................................... 36

7.2.1 Producción de postlarvas ................................................................................ 36

7.2.2 Diseño y dietas experimentales ...................................................................... 37

7.2.3 Sistema experimental ...................................................................................... 39

7.2.4 Manejo y mantenimiento ................................................................................ 40

7.2.5 Variables de respuesta .................................................................................... 40

7.2.6 Análisis estadístico ......................................................................................... 42

7.3 Efecto del color de fondo, espectro de luz y carotenoides en la dieta sobre el

crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso Amphiprion ocellaris .............. 43

7.3.1 Experimento 1 ................................................................................................ 43

7.3.2 Experimento 2 ................................................................................................ 46



7.4 Efecto de la astaxantina y β-caroteno en el crecimiento, reproducción y

pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni ........................................ 49

7.4.1 Postlarvas de camarón pimienta ..................................................................... 49

7.4.2 Diseño y dietas experimentales ...................................................................... 49





7.5 Efecto del color del fondo del acuario y luz, sobre la pigmentación corporal del

camarón pimienta Lysmata wurdemanni .................................................................... 54

7.5.1 Obtención de Postlarvas ................................................................................. 54

7.5.2 Diseño experimental ....................................................................................... 55





8. RESULTADOS ......................................................................................................... 60



8.1.1 Primera experimento (E1) .............................................................................. 60

8.1.2 Segundo experimento (E2) ............................................................................. 63

VI




crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso Amphiprion ocellaris .............. 71


pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni ....................................... 79


camarón pimienta Lysmata wurdemanni .................................................................... 84

9. DISCUSIÓN .............................................................................................................. 89





9.3 Efecto del color de fondo del sistema de cultivo, espectro de luz y carotenoides en

la dieta, sobre el crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso Amphiprion

ocellaris ....................................................................................................................... 98


pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni ..................................... 104


camarón pimienta Lysmata wurdemanni .................................................................. 109

10. CONCLUSIONES ................................................................................................ 114


payaso Amphiprion ocellaris..................................................................................... 114




crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso Amphiprion ocellaris ............ 114


pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni. .................................... 115



11. LITERATURA CITADA ..................................................................................... 116

12. ANEXOS ................................................................................................................ 141

VII

INDICE DE TABLAS

Tabla 1. Requerimiento de proteína en peces juveniles…………………………….…….. 4

Tabla 2. Requerimiento de proteína en crustáceos juveniles……………………………... 5

Tabla 3. Posición taxonómica de Amphiprion ocellaris……………………………….….. 11

Tabla 4. Posición taxonómica del camarón pimienta Lysmata wurdemanni……………... 16

Tabla 5. Lista de especies estudiadas del genero Lysmata que presentan HPS…………... 19

Tabla 6. Formulación y contenido proximal de las dietas evaluadas en E1………….…… 30

Tabla 7. Formulación y composición proximal de las dietas evaluadas en E2………….... 33

Tabla 8. Formulación y contenido proximal de las dietas experimentales………………... 38

Tabla 9. Ingredientes y composición proximal de las dietas experimentales…………….. 44

Tabla 10. Formulación y contenido proximal (promedio ± DS) de la dieta base………… 50

Tabla 11. Resultado de las variables de respuesta evaluadas en E1………………………. 62

Tabla 12. Resultado de las variables de respuesta evaluadas en E2……………………… 65

Tabla 13. Variables de respuesta evaluadas durante el cultivo del camarón pimienta L.

wurdemanni.......................................................................................................................... 68

Tabla 14. Promedio ± desviación estándar variables asociadas al efecto de la dieta en el

crecimiento y reproducción del camarón pimienta L. wurdemanni………………………. 69

Tabla 15. Valores promedio ±D.E. de las variables evaluadas en E1……………….……. 71

Tabla 16. Valores promedio ±D.E. de la composición de color RGB, L*a*b* y su

representación en la escala Pantone® en el E1……………………………………………. 73

Tabla 17. Resultados de supervivencia y crecimiento (promedio ±D.E.) de los peces del

E2………………………………………………………………………………………….. 76


representación en la escala Pantone® de los tratamientos de E2……………………….…. 77

Tabla 19. Presencia y ausencia de bandas negras en los peces de todos los tratamientos.... 78

Tabla 20. Promedio (± desviación estándar) de las variables de respuesta evaluadas….… 80

Tabla 21. Promedio (± desviación estándar) de las variables reproductivas evaluadas…... 81

Tabla 22. Resultados de las variables de crecimiento evaluadas en los camarones durante

el estudio……………………………………………………………………………….…. 84

Tabla 23. Variación de pigmentación del camarón pimienta sometidos a los diferentes

tratamientos………………………………………………………………………………. 86

VIII

INDICE DE FIGURAS

Figura 1. Composición por familia de los peces marinos de ornato importados en

Estados Unidos..…………………………………………………………………….…….. 1

Figura 2. Estructura química de algunos carotenoides: A) β-caroteno, B) astaxantina, C)

4-hidroxizeaxantina, D) luteína 5,6 epóxido y E) rentin A…………………………….…. 7

Figura 3. Pez payaso Amphiprion ocellaris (a) y su distribución (b)….………………….. 12

Figura 4. Camarón pimienta Lysmata wurdemanni (a) y su distribución (b)…………….. 17

Figura 5. Gónada hermafrodita de L. seticaudata………………………………………… 19

Figura 6. Papel de la astaxantina en el mejoramiento de la calidad de huevo……………. 23

Figura 7. Posible vía metabólica oxidativa de la luteína en peces dorados………………. 24

Figura 8. Localización del área estudio………………………………………………….... 28

Figura 9. Sistema experimental para el mantenimiento de peces payaso A. ocellaris……. 31

Figura 10. Sistema experimental para el mantenimiento del camarón pimienta L.

wurdemanni…………………………………………………………………..…………… 40

Figura 11. Sistema experimental utilizado durante el E2……………………………….... 46

Figura 12. Área seleccionada para la evaluación de la pigmentación de los peces por

medio de imágenes digitales…………………………………………………………….... 48


wurdemanni……………………………………………………………………………….. 51

Figura 14. Sistema experimental utilizado para el desarrollo del estudio………….……... 56

Figura 15. Área seleccionada para la evaluación de la pigmentación de los camarones

mediante imágenes digitales…………………………………………………………….... 57

Figura 16. Incremento en peso (g) del pez payaso A. ocellaris durante 105 días de

cultivo……………………………………………………………………………………... 61

Figura 17. Incremento en peso (g) del pez payaso A. ocellaris durante 100 días de

cultivo………………………………………………………………………….………….. 64

Figura 18. Incremento en peso (g) del camarón pimienta L. wurdemanni durante 90 días

de cultivo………………………………………………………………………………….. 66

Figura 19. Variacion en la pigmentación de la gonada (a y c) y el huevo (b y d) entre

camarones de los diferentes tratamientos…………………………………………………. 70

Figura 20. Contenido promedio de carotenoides totales en la piel de los peces por

tratamiento………………….……………………………………………………………... 74

Figura 21. Contenido de carotenoides totales en el músculo de los peces sometidos a los

diferentes tratamientos.…………………………………………………………………… 75

IX

Figura 22. Variación del contenido de astaxantina en abdomen y cefalotorax del

camarón pimienta L. wurdemanni………………………………………………………… 83

Figura 23. Promedios y desviación estándar de los valores de RGB obtenidos en los

camarones sometidos a los tratamientos y su comparación con postlarvas (PL) y

parentales (fenotipo silvestres) utilizados en el estudio…………………………………... 85

Figura 24. Contenido de carotenoides totales en el abdomen y cefalotórax de los

camarones………………………………………………………………….……………… 87

Figura 25. Valores promedios de RGB y desviación estándar observados en los

camarones después de ser cambiados de tratamiento…………………………………….. 88

INTRODUCCIÓN

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

1

INTRODUCCIÓN

En el ámbito mundial, los organismos marinos tropicales se encuentran entre los recursos

acuáticos más cotizados en el comercio de animales de ornato. De acuerdo con la FAO

(2006), el comercio internacional de peces cultivados generó en el año 2000 cerca de

nueve billones de dólares, de los cuales el 10 % derivó de ventas de peces marinos, donde

Asia fue el continente que produjo más del 50 % del volumen total, seguido por algunos

países africanos. En Estados Unidos, el cultivo de peces ornamentales se han convertido

en una industria muy importante, principalmente en el estado de la Florida, donde se

tienen registrados aproximadamente 178 productores, los que durante el año 2003

obtuvieron alrededor de 47 millones de dólares por la venta de sus productos. A diferencia

de lo anterior, únicamente el 50 % de los países de Latinoamérica y del Caribe cultivan

organismos marinos de ornato, con lo que contribuyen únicamente con 4 millones de

dólares en exportaciones (Santos Acevedo et al., 2011).

En el mercado de la acuariofilia marina se distribuyen de entre 20 a 24 millones de

individuos alrededor del mundo anualmente, de los cuales, los peces de la familia

Pomacentridae contribuyen con valores próximos al 50 % del total que se comercializa,

debido a que los peces payaso Amphiprion ocellaris y damiselas Chromis viridis son dos

de las especies con mayor demanda (Wabnitz et al., 2003) (Figura 1).

Figura. 1. Composición por familia de los peces marinos de ornato importados en

Estados Unidos (Rhyne et al., 2012).

INTRODUCCIÓN

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

2

Con respecto a la comercialización de invertebrados marinos (moluscos, camarones y

anémonas), se estima que anualmente se ditribuyen de entre 9 y 10 millones de

organismos, donde los camarones limpiadores Lysmata spp., Stenopus spp. y las

anémonas del genero Heteractis spp. representan aproximadamente el 15 % del volumen

total de las ventas (Wabnitz et al., 2003; Bruckner, 2005; Rajasekar et al., 2009).

A pesar de la demanda e incremento actual (14 % anual) del comercio de especies

ornamentales de arrecife (Wabnitz, 2003; Lango et al., 2012), a la fecha, existe poca

información referente al cultivo comercial de peces e invertebrados que permita cubrir el

mercado. Al respecto, se reporta que únicamente una quinta parte de los bivalvos gigantes

Tridacnia spp. son cultivados en condiciones controladas, entre el 1 y 10 % de los peces

marinos ornamentales y menos del 1 % de las especies de corales se mantienen en ciclo

completo en cautiverio (Wabnitz et al., 2003). Lo anterior hace suponer que la demanda

de especies ornamentales de arrecife es cubierta por organismos silvestres, lo que genera

problemas en al medio natural, derivado de la extracción indiscriminada y de las técnicas

de captura (uso de explosivos, cianuro y anestésicos en altas concentraciones) que son

utilizadas para cubrir las necesidades de esta actividad comercial (Santos-Acevedo et al.,

2011). La falta de investigaciones relacionadas con conocimientos básicos de la biología,

nutrición y requerimientos ambientales de especies arrecifales de ornato limita el

desarrollo de protocolos de producción sustentable en condiciones controladas.

Una de las principales restricciones durante el desarrollo de protocolos de cultivo para

especies acuícolas es la alimentación exógena en cada fase de crecimiento. Por ello es

importante conocer el requerimiento de proteínas y lípidos (principalmente) para el

desarrollo de especímenes en cautiverio. Otros ingredientes como los carbohidratos y

aditivos como los carotenoides, también deben ser de interés para los investigadores que

desean mejorar la producción de peces y crustáceos de ornato, debido a la importancia

metabólica y funcional de estos durante el desarrollo del ciclo de vida de las especies

(Calado, 2009; Amar et al., 2012; Hekimoğlu et al., 2017).

Las proteínas son las sustancias más abundantes en un organismo, por lo que durante un

cultivo acuícola se consideran como uno de los nutrientes más importantes para el

crecimiento eficiente, pero además es el macro componente más costoso en la dieta (Abdo

de la Parra et al., 2010). La proteína se digiere o hidroliza y libera aminoácidos libres,

INTRODUCCIÓN

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

3

que se absorben en el tracto intestinal y se distribuyen por medio de la sangre a los órganos

y tejidos. Estos aminoácidos son utilizados por los diversos tejidos para sintetizar nuevas

proteínas que contribuyen al mantenimiento y crecimiento de la especie (Wilson, 2002).

Existen diferentes tipos de proteínas (compuestas por 20 aminoácidos) y cada una cubre

una función específica (Nelson y Cox, 2009). Las enzimas por ejemplo, son proteínas

especializadas responsables de la actividad catalítica; mientras que la hemoglobina es

unas de las proteínas que transporta el oxígeno a los tejidos en un organismo (Webster y

Thompson, 2015). Sin embargo, es necesario considerar que factores como: la edad,

calidad de la proteína, tasa de alimentación, presencia de alimento vivo, calidad del agua

y energía dietética afectan el requerimiento de proteína en los peces y crustáceos

(Izquierdo et al., 2001; Johnston et al., 2003), por lo que mantener condiciones

controladas o estándares con base a requerimientos propios de las especies, aseguran un

uso eficiente de la proteína ingerida.

En general, el requerimiento de nutrientes en los organismos cambia en el tiempo, por lo

que el mayor aporte de proteína debe suministrarse durante las primeras fases de

desarrollo, debido al crecimiento exponencial; mientras que durante la fase juvenil o

adulta el requerimiento nutrimental suele disminuir. Así mismo, el requerimiento puede

variar con relación a las condiciones del hábitat, por lo que se reporta que los peces

marinos requieren de 40 a 50 % de proteína durante la fase juvenil, mientras que las

especies dulce acuícolas requieren (regularmente) de 30 a 35 % de proteína para su

óptimo crecimiento durante la fase juvenil (Tabla 1).

INTRODUCCIÓN

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

4

Tabla 1. Requerimiento de proteína en diferentes especies de peces juveniles (Wilson,

2002).

Especie Fuente de proteína Requerimiento

estimado (%) Referencia

Anguila europea

Anguilla anguilla

Harina de pescado 40 De la Higuera et al.

(1989)

Halibut del Atlántico

Hippoglossus

hippoglossus

Harina de pescado 51 Helland and

Grisdale-Helland

(1998)

Lubina de Asia Lates

calcarifer

Caseina, gelatina 45 Boonyaratpalin (1991)

Lubina europea

Dicentrarchus labrax

Harina de pescado 50 Hidalgo and Alliot

(1988)

Pargo japones Pagrus

Major

Caseina 55 Yone (1976)

Salmon del Atlántico

Salmo salar

Harina de pescado 55 Grisdale-Helland

and Helland (1997)

Bagre de canal Ictalurus

punctatus

Proteína de huevo

entero

32-36 Garling and Wilson

(1976)

Carpa común Cyprinus

carpio

Caseina 31-38 Ogino and Saito

(1970)

Takeuchi et al. (1979)

Carpa dorada Carassius

auratus

Harina de

pescado, caseina

29 Lochmann and

Phillips (1994)

Tilapia del Nilo

Oreochromis niloticus

Caseina 30 Wang et al. (1985)

Tilapia azul Oreochromis

aureus

Caseina, albumina

de huevo

34 Winfree and Stickney

(1981)

Al igual que los peces, los crustáceos también requieren de un alto aporte de proteína (30-

55 %) en su dieta, el cual varía entre especies, edad, hábitos alimenticios y otros procesos

biológicos como la reproducción (Rainuzoo et al., 1997; Wouters et al., 2001) (Tabla 2).

INTRODUCCIÓN

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

5

Tabla 2. Requerimiento de proteína en diferentes crustáceos juveniles.

Nombre común Nombre científico Requerimiento

estimado (%) Referencia

Camarón blanco Litopenaeus vannamei 32-36 Kureshy y Davis

(2002)

Camarón kuruma o tigre Marsupenaeus

japonicus

50-55 Guillaume (1997)

Camarón tigre Penaeus monodon 40 Alava y Lim (1983)

Langostino malayo Macrobrachium

rosenbergii

30 y 35 Goda (2008)

Langostino Macrobrachium

americanum

37 Mendez-Martínz et

al. (2017)

Langosta autraliana Cherax

quadricarinatus

31-34 Thompson et al.

(2005)

Los lípidos, por otra parte, son los compuestos más estudiados en la nutrición de peces y

crustáceos debido a sus funciones metabólicas (almacenamiento y distribución de

energía) y su participación en estructuras celulares (Sargent et al., 2002). Los lípidos se

pueden dividir en dos grupos según la polaridad: lípidos polares, como los fosfolípidos,

que desempeñan papeles predominantemente estructurales; y lípidos neutros, que son los

principales responsables del almacenamiento de energía en forma de triacilgliceroles

(TAG) y otros componentes de almacenamiento como los esteroles. Los TAG representan

la forma más densa de suministro de energía (38.5 kJ g-1), proporcionando

aproximadamente el doble en comparación del aporte de las proteínas (23.6 kJ g-1) o

carbohidratos (17,3 kJ g-1); por lo tanto, los lípidos son los nutrientes más eficiente para

maximizar tanto la ingesta de energía como su almacenamiento (Tocher, 2003).

En las dietas de peces marinos, los lípidos se utilizan en concentraciones de 9 a 18 %,

dependiendo del estadio de vida, donde los niveles más bajos se requieren durante el

crecimiento de juveniles y mantenimiento de adultos, y el mayor contenido lípidos en la

dieta se usa durante la fase larvaria y reproductiva de algunas especies (Cahu y

Zambonino, 2001; Izquierdo et al., 2001; Abdo de la Parra et al., 2010; Henry y

Fountoulaki, 2014). Por otra parte, se reporta que el requerimiento de lípidos en

INTRODUCCIÓN

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6

crustáceos está entre 6.5 y 15 %, los cuales deben incluir preferentemente ácidos grasos

altamente insaturados (Bray et al., 1990; García-Galano, 2000; Wouters et al., 2001).

Los ácidos grasos, son la fuente preferida de energía metabólica en peces y crustáceos,

especialmente en especies marinas, como lo demuestran los altos niveles de aceite (más

del 20 % del peso húmedo) que pueden contener algunas especies como el pez capelán y

arenque (Sargent et al., 2002). Sin embargo, los ácidos grasos son moléculas altamente

susceptibles a la oxidación, degradándose por peroxidación lipídica. La peroxidación

conlleva la formación de radicales libre altamente tóxicos para la célula que pueden ser

responsables de alteraciones en el patrón normal de desarrollo y crecimiento del

organismo (Gisbert y Estévez, 2008). Afortunadamente, la formación de radicales libres

puede disminuir mediante la inclusión de otras biomoleculas como los carotenoides

debido a su efecto antioxidante y provitamina A (Chien et al., 2003; Wade et al., 2015b).

Los carotenoides, que destacan por su actividad antioxidante, son pigmentos naturales de

color rojo, naranja y amarillo, que son sintetizados por plantas y algunos microorganimos

(Alcaino et al., 2016). Estos compuestos no pueden ser sintetizados de novo por animales,

por lo que tienen que ser incorporados en las dietas en las formas más afines a los procesos

metabólicos de cada especie (Tanaka et al., 1992). Los carotenoides están representados

por más de 750 estructuras químicas, las cuales se componen por una cadena

hidrocarbonada de 40 átomos de carbono que consiste de ocho unidades de isopreno

(tetraterpenos) (Rodríguez-Amaya, 1999). La gran diversidad de estos pigmentos,

generalmente deriva de una estructura aciclica C40H56 que absorbe luz en longitudes de

onda de 400 a 500 nm (Alcaino et al., 2016) (Figura 2).

INTRODUCCIÓN

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

7

Figura 2. Estructura química de algunos carotenoides: A) β-caroteno, B) astaxantina, C)

4-hidroxizeaxantina, D) luteína 5,6 epóxido y E) rentin A (Ho et al., 2013).

En peces y camarones se ha evaluado el efecto que tiene la incorporación de carotenoides

en las dietas con la finalidad de mejorar su crecimiento, supervivencia y pigmentación

corporal (Diler et al., 2005; Göcer et al., 2006: Seyedi et al., 2013). Con base a dichos

estudios, se considera que la astaxantina es el pigmento de mayor importancia en la dieta

de especies acuícolas, debido a que su asimilación es hasta 10 veces mayor en

comparación con el β-caroteno y otros compuestos (Meyers y Latscha, 1997). Sin

embargo la astaxantina es un pigmentos muy caro y puede representar hasta el 20 % del

valor de la dieta (Pham et al., 2014), por lo que es necesario evaluar otras fuentes de

pigmentos como el β-caroteno o Luteína como alternativa. La importancia principal del

β-caroteno radica en su función como provitamia A, además de que algunos organismos

como los camarones, pueden metabolizarlo para producir esteres de astaxantina (Meyers

y Latscha, 1997). La luteína, por otra parte, es responsable del color amarillo de la piel y

tejidos grasos, además de que se le atribuyen beneficios a la salud, como la supresión del

crecimiento de tumores y la potenciación de la proliferación de linfocitos (Amar et al.,

2012).

Además de los carotenoides, la pigmentación de los camarones y peces de ornato puede

mejorar mediante la adaptación del entorno donde se desarrollan. Lo anterior se debe

principalmente a la necesidad de disminuir la fotorecepción mediante el camuflaje, lo

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cual surge como estrategia de protección contra depredadores (Moyle y Cech, 2004). Un

cambio en la intensidad, espectro de luz o color de fondo pude provocar un gradual y

reversible cambio de color en los peces y crustáceos (Yasir y Quin, 2009b). Al respecto,

autores como Shin et al. (2012) y Song et al. (2016) han evaluado el efecto del espectro

de luz sobre el crecimiento y estrés en peces. Con lo que se determinó que la luz verde y

azul promueve un mayor crecimiento, además reducen el estrés y los daños en la retina

de los peces, mientras que el fondo oscuro (negro y/o azul) de la unidad de cultivo mejora

la acumulación de astaxantina en la piel del pargo Pagrus auratus (Doolan et al., 2008)

y reduce el estrés en el pez jundiá Rhamdia quelen. Para el caso de los crustáceos, se ha

demostrado que los colores de fondo oscuros promueven una mayor pigmentación, en

comparación con los contenedores claros o blancos (You et al., 2006; Tume et al., 2009;

Parisenti et al., 2011). Además, los crustáceos pueden modificar su color corporal, debido

a la presencia y concentración de proteínas como la crustacianina, que al tener afinidad

con la astaxantina, provoca un desplazamiento batocrómico (de 470 a 632 nm), y con ello

un cambio de color, de rojo a café, azul o verde (Weesie et al., 1995; Parisenti et al.,

2011; Wade et al., 2012).

Debido a las variaciones en la expresión de color, la pigmentación en el cuerpo también

se mide mediante la composición de color RGB (Red, Green y Blue, por sus siglas en

ingles) o L*a*b*, con valores definidos por la CIE (Comission Internationale de

I´Éclairage) (Ahmad y Reid, 1996; Tlusty, 2005; Calvo et al., 2016). En la composición

de color RGB, cada color primario puede tener valores de 0 a 255 y los niveles mínimos

producen colores oscuros o negro, mientras que los niveles máximos producen colores

claros o blanco (Nishad y Chezian 2013). Sin embargo, los valores de RGB por si solos

no describen el brillo o luminosidad de un color, por lo que en ocasiones es necesario usar

otras herramientas como la escala colorimétrica Pantone® para facilitar la interpretación

de resultados (Gregati et al., 2010).

A pesar de la importancia que tiene la proteína, lípidos, carotenoides y condiciones para

el cultivo de especies ornamentales de arrecife, a la fecha no se cuenta con información

suficiente que permita la producción controlada de especies con interés comercial, por lo

que la presente investigación tiene como finalidad aportar conocimientos relacionados a

los requerimientos de nutrimentales (proteína, lípidos y carotenoides) y condiciones de

mantenimiento en cautiverio, con los que se puedan generar protocolos para el

INTRODUCCIÓN

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crecimiento y reproducción controlada del pez payaso Amphiprion ocellaris y el camarón

pimienta Lysmata wurdemanni. Lo anterior con la finalidad de disminuir el esfuerzo

pesquero sobre las especies, y con ello lograr su aprovechamiento sustentable.

ANTEDECENTES

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2. ANTECEDENTES

2.1 Generalidades de Amphiprion ocellaris

El pez payaso A. ocellaris, es un pez de arrecife de coral tropical que pertenece a la familia

Pomacentridae, esta especie es una de las más llamativas en el mercado de los peces

ornamentales marinos debido a su coloración, forma y comportamiento (Dhaneesh et al.,

2009). Es el pez marino ornamental que más se comercializó de 1997 a 2002, lo anterior

de acuerdo con las estadísticas de venta que indican que contribuyeron con un 15.6 % del

total de especies exportadas en el mundo y más del 25 % en los países europeos (Wabnitz

et al., 2003).

De acuerdo con diversos reportes se sabe que existen 28 especies de pez payaso

(anemonefish o clownfish), distribuidos en dos géneros: Amphiprion y Premma

(Dhaneesh et al., 2009). La clasificación de esta especie se basa principalmente en

características morfológicas como: tamaño de dientes, forma, proporciones del cuerpo,

patrones de coloración, entre otros. Sin embargo, actualmente la identificación de larvas

de peces payaso se realiza por medio de métodos moleculares (PCR), lo que permite

identificar a un pez a nivel de especie, y con esto realizar una clasificación taxonómica

de los peces sin que estos lleguen a la edad adulta donde se presentan diferencias

morfológicas visibles (Boonphakdee y Sawangwong, 2008) (Tabla 3).

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Tabla 3. Posición taxonómica de Amphiprion ocellaris (EOL, 2014).

Reyno Animalia

Phylum Chordata

Subphylum Gnathostomata

Clase Actinopterygii

Subclase Teleostei

Superorden Acanthopterygii

Orden Perciformes

suborden Labroidei

Familia Pomacentridae

Genero Amphiprion Bloch and Schneider, 1801

Especie Amphiprion ocellaris Cuvier, 1830

Los peces adultos del genero Amphiprion tienen una longitud máxima de entre 8 y 12 cm,

y viven en profundidades de 12 a 20 metros en arrecifes de coral, asociados con anemonas

(Kholer et al., 1994), lo anterior debido a que las anemonas proporcionan a los peces

protección ante depredadores. En general, el porcentaje de mortalidad de los peces payaso

es baja en comparación con otros peces de arrecife de coral (Buston, 2003), debido a la

protección que le ofrecen las anemonas, por esta razón autores como Buston y García

(2007) han definido, por medio de modelos matemático, que la longevidad de los peces

payasos puede ser hasta de 30 años, lo cual representa una edad seis veces mayor a lo

esperado para peces de ese tamaño.

Por lo general, el pez payaso A. ocellaris tiene una coloración anaranjada o rojo-marrón,

con tres bandas blancas, distribuidas de la siguiente manera: una en la cabeza, la segunda

en el cuerpo y la tercera en el pedúnculo caudal. Las bandas blancas terminan con una

banda delgada de color negro (Muthuramalinga et al., 2014). La pigmentación de A.

ocellaris puede variar durante la fase de crecimiento, pero es estable a partir de los 40

mm de longitud total; a diferencia de especies como Amphiprion clarkii, que modifican

su pigmentación por efecto del cambio de sexo y comportamientos sociales (Nelson et

al., 1994) (Figura 3a).

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2.1.1 Distribución

El pez payaso A. ocellaris se distribuye en la región tropical Indo-Pacífico. Se reporta

además en el mar Indo-Malaysia en las islas de Ryukyu, y entre el sureste de Asia y

noroeste de Australia (Nelson et al., 2000). (Fig. 3b).

Figura 3. Pez payaso Amphiprion ocellaris (a) y su distribución geográfica (b) (OBIS,

2018a).

2.1.2 Grupos sociales y reproducción del genero Amphiprion

A diferencia de los peces damisela (también miembros de la familia Pomacentridae), los

peces payaso tienen una conducta particular, que se caracteriza por su asociación

simbiótica con anemonas y la formación de grupos (grupos sociales tipo “filas o colas”),

los cuales están constituidos por parejas monógamas y algunos sub-adultos o juveniles

(Mitchell, 2005; Dhaneesh et al., 2009). Dentro de cada “fila”, la reproducción se limita

a la pareja dominante. El vínculo entre el macho y la hembra (pareja dominante) solo se

rompe cuando uno de los miembros de la pareja se pierde (Buston, 2003). En la mayoría

de los casos, la hembra es más grande, por lo que es más vulnerable a la depredación. En

una población de pez payaso, la conversión de un macho funcional a una hembra, o de un

a)

b)

ANTEDECENTES

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macho inmaduro en un macho adulto suele tardar desde varios meses a un año (Yasir y

Qin, 2007).

Después de que se establece una pareja reproductora de peces payaso A. ocellaris estos

se reproducen todo el año, con mayor incidencia en los meses más cálidos de verano

(Kohler et al., 1994), y con intervalos entre desoves de 14 a 21 días (Dhaneesh et al.,

2009). La hembra desova huevos con forma de cápsula (elíptica) sobre una superficie

limpia, y posteriormente el macho los fertiliza. El desove tiene una duración de entre una

hora y una hora con 45 minutos. El color de los huevos recién puestos puede variar de

entre una coloración anaranjada brillante a un tono amarillento (Yasir y Qin, 2007) y

miden de entre 2 a 2.3 mm de longitud y de 1 a 1.2 mm de ancho. Una vez fertilizados,

los huevos del pez payaso son adhesivos, por lo que permanecen pegados a una superficie

hasta el momento de su eclosión. El número de huevos por desove puede variar de 400 a

700, dependiendo del tamaño de la hembra (Dhaneesh et al., 2009).

El proceso de desarrollo embrionario de los peces payaso se divide en 26 etapas, con base

en las características morfológicas de los embriones en desarrollo. La eclosión de los

huevos ocurre entre 151 y 152 horas después de la fecundación, a una temperatura

promedio de 28 °C, salinidad de entre 25 y 26 ‰, pH de 7.5 a 8.1, oxígeno disuelto de 4

a 6 gm/L e intensidad lumínica de 600 a 900 lux (Dhaneesh et al., 2009).

2.1.3 Crianza en cautiverio

A pesar de que el pez payaso tiene la capacidad de reproducirse todo el año, la

reproducción en cautiverio en ocasiones no se presenta o es mínima, esto puede deberse

principalmente a la baja calidad del agua y las condiciones ambientales en las que se

mantienen (Fernando et al., 2006). Por lo anterior, se considera que para tener éxito

durante la cría de peces payaso en cautiverio, es necesario el control de la temperatura y

fotoperiodo para promover la actividad reproductiva y producción de crías (Kohler et al.,

1994). Además de lo anterior, se considera que la cría de larvas de peces ornamentales

marinos es una actividad relativamente complicada, debido a su tamaño inicial, a las

condiciones del sistema de cultivo y a los requerimiento nutricionales, principalmente

durante la primera alimentación (Dhaneesh et al., 2012).

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Durante el cultivo y crecimiento de las larvas de peces marinos, la primera alimentación

exógena es un punto que se considera crítico, y de la cual puede depender la

supervivencia, lo anterior debido al bajo desarrollo gastro-intestinal y a los altos

requerimientos nutrimentales de las especies durante la fase larvaria (Kanzawa, 2000).

Por lo anterior, recientemente la desnutrición se incluye en la lista de los factores que

generan estrés en peces, en particular, en lo que se refiere a deficiencias de ácidos grasos

esenciales y micronutrientes, los cuales son necesarios para el desarrollo larvario óptimo

(Cahu et al., 2003; Olivotto et al., 2009). Al respecto, Dhaneesh et al. (2012)

determinaron que es necesario alimentar a las crías de Amphiprion percula 12 horas

después de su eclosión para obtener supervivencias superiores al 40 %, de lo contrario, la

supervivencia se reduce a 0 % después de ocho días de cultivo, sobre todo si las crías de

esta especie son alimentadas después de 24 horas post-eclosión. En contraste, Putra et al.

(2012) mencionan que el tracto digestivo (estomago e intestino) de las larvas de

Amphiprion frenatus, se desarrolla dos días después de su eclosión y a partir de ese tiempo

es que inician sus necesidades de alimentación exógena, las cuales se pueden cubrir

mediante la incorporación de rotíferos como alimento inicial, con lo que se logra una

metamorfosis completa a los 14 días de edad. Por su parte, Olivotto et al. (2009)

definieron que una dieta con base en copépodos Centropages typicus, mejora de manera

significativa la supervivencia (80 %) de larvas (11 días post-eclosión) de Amphiprion

clarkii a diferencia de aquellas alimentadas con una combinación de artemia y rotíferos

(41 %).

Por otra parte, se ha definido que para reducir el tiempo y el costo de la crianza de pez

payaso es necesario ajustar el fotoperiodo de las unidades de cultivo, ya que se considera

que un fotoperiodo de 16 horas de luz/8 horas de oscuridad acelera de manera

significativa la velocidad de crecimiento de los peces payaso A. ocellaris, a diferencia de

fotoperiodos con 12 horas de luz/12 horas de oscuridad y 24 horas de luz/0 horas oscuras

(Arvedlund et al., 2000).

2.1.4 Estudios nutricionales

A la fecha, son mínimos los estudios relacionados a los requerimientos alimenticios de

peces payaso, sin embargo se sabe que algunas especies como Amphiprion akindynos,

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Stegastes nigricans y Stegastes rocasensis son omnívoras, y que se alimentan

principalmente de algas (Rhodophyta, Phaeophyta y Chlorophyta), además de rotíferos,

isópodos, larvas de crustáceos y peces (Galetto y Bellwood, 1994: Souza et al,. 2011).

Por otra parte, se tiene conocimiento de que A. percula acepta dietas formuladas secas,

con las que se pueden tener un crecimiento similar al de los peces alimentados con

camarón, calamar, mejillón, alimento vivo (Artemia) o sus combinación con dietas

formuladas (Gordon et al., 2000).

Las especies de sistemas arrecifales con tendencias herbívoras, se caracterizan por tener

un intestino largo y un estomago elástico, en el que se mantiene un pH ácido de hasta 1.4

(en peces que consumen fitoplancton) y de 2.4 a 2.7 en peces omnívoros con preferencias

herbívoras como los peces damisela (miembros de la familia Pomacentridae) (Gerking,

1994; Elliott y Bellwood, 2003). El intestino largo, permite que los peces pequeños (20

mm) puedan retener el alimento hasta por 4.5 h, mientras que los peces de 80 mm, retienen

el alimento por 10 h, lo que permite aumentar la eficiencia de la asimilación de nutrientes

(Cleveland y Montgomery, 2003). A pesar de lo anterior, aun se desconocen los

requerimientos óptimos de proteína y lípidos para el desarrollo del pez payaso. De manera

general, el requerimiento de proteína en los peces marinos se estima de entre 50 y 70 %

en juveniles y larvas (Cahu y Zambonino, 2001), mientras que en la fase adulta puede

disminuir de entre 35 y 45 % (Coutinho et al., 2012). Por otra parte, los lípidos pueden

variar de 9 a 18 % (Cahu y Zambonino, 2001; Izquierdo et al., 2001; Henry y Fountoulaki,

2014). En algunas investigaciones realizadas en peces de ornato dulceacuicolas se ha

podido definir que especies omnivoras como los peces dorados del género Carassius

requieren alrededor de 30 % de proteína, mientras peces carnívoros como los del genero

Symphysodon requieren hasta 50 % de proteína (Sales, 2003). Aunque puede haber

similitud entre los requerimiento nutrimentales en los peces de agua dulce o salada, la

composición de ácidos grasos y aminoácidos suele ser diferente.

2.2 Generalidades de los camarones Lysmata

Los camarones del género Lysmata se encuentran dentro de la familia Hippolytidae en la

que se conocen actualmente 36 especies (Anker et al., 2009) (Tabla 4).

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Tabla 4. Posición taxonómica del camarón pimienta Lysmata wurdemanni (ITIS, 2018).

Reyno Animalia

Phylum Arthropoda

Subphylum Crustacea (Brünnich, 1772)

Clase Malacostraca (Latreille, 1802)

Subclase Eumalacostraca (Grobben, 1892)

Superorden Eucarida (Calman, 1904)

Orden Decapoda (Latreille, 1802)

suborden Pleocyemata (Burkenroad, 1963)

Infraorden Caridea (Dana, 1852)

Superfamilia Alpheoidea (Rafinesque, 1815)

Familia Hippolytidae (Dana, 1852)

Genero Lysmata (Risso, 1816)

Especie Lysmata wurdemanni (Gibbes, 1850)

Los miembros del género Lysmata habitan en los mares tropicales, templados y frio-

templados de todo el mundo, en laderas rocosas y arrecifes coralinos. Estos organismos

son omnívoros y se alimentan de detritus orgánico, aceptando cualquier alimento muerto,

aunque prefieren restos animales que vegetales (Calado, 2009). Los camarones Lysmata

son conocidos como limpiadores de ectoparásitos de la boca y branquias de peces de

arrecife, y de manera particular, el camarón pimienta Lysmata wurdemanni se reconoce

por la capacidad que tienen para eliminar anémonas (Aipstacia) que se convierten en

plaga en los acuarios marinos (Rhyne y Lin, 2004). En general, los camarones del género

Lysmata son utilizados en el campo de la acuariofilia conjuntamente con Stenopus

hispidus y Stenopus scutellantus debido a su colorido y gran actividad en comparación

con otros camarones (Lavens y Sorgeloos, 1996).

El camarón pimienta se caracteriza por tener un cuerpo semi-translucido con bandas rojas

longitudinales, transversales y oblicuas. El caparazón está cubierto por bandas

transversales y oblicuas en forma de V, mientras que las pleuras abdominales tiene bandas

longitudinales cortas y estrechas, además, la tercera pleura cuenta con una banda

transversal ancha (que aparece con una pigmentación más intensa que las demás).

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Algunos individuos pueden tener pigmentación azul mezclada con el color rojo

dependiendo de las variaciones del ecosistema (Rhyne y Lin, 2006) (Figura 4a).

2.2.1 Distribución de Lysmata wurdemanni

El camaron pimienta L. wurdemanni se distribuye en las costas del atlántico, del norte al

sur de America, de New Jersey a Brazil (Lin y Zhang, 2001) (Figura 4b). Habitan

comúnmente sobre fondos rocosos de los arrecifes de coral, además de escolleras, boyas

y muelles a profundidades de 1 a 25 m (Rhyne y Lin, 2006).

Figura 4. Camarón pimienta Lysmata wurdemanni (a) y su distribución geográfica

natural (b) (OBIS, 2018b).

2.2.2 Sistema de reproducción

Como un rasgo ancestral de los decápodos, la mayoría de carídeos tienen fertilización

externa y su comportamiento de apareamiento es muy variable (Correa y Thiel, 2003),

estos crustáceos, a diferencia de los peneideos, realizan una incubación de sus huevos en

la región abdominal. Sin embargo, los miembros de la familia Penaeidae, se caracterizan

por su rápido crecimiento y grandes poblaciones. Por lo anterior, el 70% de la producción

a)

b)

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de camarón en el mundo de pesca y acuacultura está representada principalmente por el

género Penaeus (Bauer, 2004).

La mayoría de los carídeos tiene sexos separados (gonocórica), aunque aproximadamente

del 10 al 15 % de las 2,500 especies conocidas son hermafroditas protándricos (Bauer,

2001). La familia Hippolytidae tiene varias especies que muestran protandria en al menos

dos géneros: Thor y Lysmata. En el hermafroditismo protándrico, cada individuo maduro

comienza como macho y luego de llegar a un determinado tamaño o edad, éste se

desarrolla como hembra. Sin embargo, se ha observado que algunas especies de Lysmata

mantienen la función masculina (FM) durante la "fase femenina (FF)" (Curt, 1998).

Durante muchos años, se pensaba que el hermafroditismo protándrico (HP) era la única

forma de hermafroditismo en los crustáceos decápodos, sin embargo esta percepción

cambió en la última década con el descubrimiento de dos especies de Lysmata que

presentaban otra forma de hermafroditismo (hermafroditismo protándrico simultáneo

“HPS”) (Curt et al., 2010), lo que permite aseverar que todas las especies de Lysmata

estudiadas hasta la fecha son hermafroditas protándricos simultáneos (HPS). Este sistema

sexual inusual parece ser un rasgo compartido por todas las especies estudiadas del género

(Baeza et al., 2009) (Tabla 5).

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Tabla 5. Lista de especies estudiadas del genero Lysmata que presentan HPS (Baeza et

al., 2009).

Especies (HPS) Referencia

L. grabhami Wirtz, 1997.

L. amboinensis Fiedler, 1998.

Lysmata wurdemanni Bauer y Holt, 1998.

Lysmata seticaudata Risso, 1816.

Lysmata Nilita D'Udekem y D'Acoz, 2003.

Lysmata californica Bauer y Newman, 2004.

Lysmata Hochi Baeza y Anker, 2008.

Lysmata Bahía Rhyne y Lin, 2006.

Lysmata intermedia Baeza, 2008.

Lysmata nayaritensis Baeza, Reitz y Collin, 2008.

Lysmata boggessi Rhyne y Lin, 2006.

Lysmata galapagensis Wicksten, 2000

En los crustáceos con HPS, los jóvenes “FM” presentan ovotestis, con los testículos bien

desarrollados y ovarios sin desarrollo, posteriormente, durante la fase femenina (FF), los

organismos son capaces de reproducirse como machos y hembras. En el cambio de FM a

FF, los individuos pierden los apéndices masculinos, y presentan características

femeninas asociadas con la crianza de embriones, pero retienen los ductos masculinos y

la habilidad de producir esperma (Bauer, 2001; Baeza et al., 2009) (Figura 5).

Figura 5. Gónada hermafrodita de L. seticaudata (Bauer, 2001).

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Durante la reproducción de crustáceos carídeos así como de otras especies marinas, la

disposición de alimento y las variaciones de temperatura (principalmente), juegan un rol

significativo en los patrones de reproducción (Bauer, 1992; Cahu, 2000; Arcos, 2004),

derivado de lo cual, la fecundidad es uno de los rasgos más estudiados de una población.

En este sentido, al igual que en otras especies, en los crustáceos, el tamaño del huevo ha

sido utilizado tradicionalmente como un indicador del índice de fecundidad, el cual está

directamente relacionado con el contenido de energía del mismo, y de lo cual depende

además el número de huevos que produzca una hembra y del tipo de desarrollo

embrionario de una especie. En el caso de los crustáceos carídeos se ha observado que a

menor latitud, existe una mayor fecundidad, relacionada directamente con la disminución

del tamaño del huevo; por otro lado, el desarrollo de los embriones durante la incubación

es afectada tanto por factores alométricos como ecológicos (Oyarzún et al., 2010).

2.2.3 Avances en protocolos de producción de camarones carídeos ornamentales

En la última década, el interés por producir crustáceos marinos ornamentales ha crecido

considerablemente, debido a la demanda y precio individual que alcanzan estos

organismos en el mercado (Wabnitz et al., 2003; Calado et al., 2005; Calado et al., 2007).

Desafortunadamente, algunas especies del género Lysmata, retrasan su desarrollo larvario

y metamorfosis por razones aun desconocidas, debido a lo cual pueden presentar mudas

durante los estadios larvarios sin que haya metamorfosis, manteniéndose en un estado

latente (como larvas) durante largos periodos de tiempo (de 45 a 150 días, dependiendo

de la especie) (Fletcher et al., 1995; Rhyne y Lin, 2004; Cunha et al., 2008). Este tipo de

desarrollo complica la producción de estos organismos, además de incrementar los costos

por el tiempo en que se mantienen dentro de los sistemas de cultivo larvario. Al respecto

Calado et al. (2008) han desarrollado sistemas de crianza (estructuras cilíndricas con

fundo esférico) para la larvicultura de crustáceos ornamentales, con la finalidad de

obtener una producción a escala comercial a partir de mantener un sistema acorde con las

características ambientales necesarias para cada especie.

Por otro lado, las investigaciones relacionadas con la búsqueda de nuevas fuentes de

alimentos para los estadios larvarios de organismos acuáticos, se dirigen hacia el

incremento de la supervivencia de larvas, además de reducir los costos de producción de

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especies de importancia comercial. Para lo anterior, se han evaluado suplementos

alimenticios (Selco®, Algamac® y Microfeast®) para el enriquecimiento del alimento

vivo, con lo que se ha mejorado significativamente la supervivencia de larvas en

comparación a cuando se usan dietas sin enriquecer (González et al., 2003).

2.2.4 Estudios nutricionales de Lysmata spp.

Los estudios de nutrición de larvas de crustáceos que se tienen registrados a la fecha, han

tenido como propósito principal el aumento de la supervivencia, mejorar la calidad del

huevo y la fecundidad, además de la disminución de costos de producción (Wouters,

2008). Autores como Brito (2001), Rhyne y Lin (2004) mencionan que durante el

desarrollo larvario de Litopenaeus vannamei puede sustituirse hasta el 50 % de nauplio

de Artemia por dietas formuladas, sin embargo se recomienda la adición de microalgas

para un óptimo desarrollo. De modo distinto, se ha reportado que los camarones del

género Lysmata son estrictamente carnívoros y carecen de enzimas digestivas para la

asimilación de fitoplancton (Rhyne y Lin, 2004) por lo que su alimentación es más

especializada; sin embargo, las observaciones de Simoes et al. (2003), contradicen lo

anterior debido a que durante una evaluación del tracto digestivo de larvas de Lysmata

debelius registraron la presencia de microalgas en el tracto digestivo horas después de su

eclosión, lo que sugiere que es necesario realizar más investigación en aspectos

fisiológicos de crustáceos carídeos, puesto que aunque los crustáceos Lysmata no tengan

las enzimas digestivas necesarias para la digestión de microalgas, estos crustáceos tal vez

puedan usar las enzimas presentes en el zooplancton para aprovechar diferentes nutrientes

como ocurre en peces marinos (Civera-Cerededo et al., 2004).

Además de la proteína, otros elementos importantes para la nutrición de larvas de

crustáceos son los ácidos grasos polinsaturados (HUFAS), que son elementos limitantes

para los crustáceos, por lo que requieren obtenerlos a partir de fuentes externas, debido a

la imposibilidad de convertir los ácidos grasos 18C a 20C y 22C (Calado et al., 2005). En

este sentido se creé que la inclusión de los fosfolípidos (PL), esteroles (ST) y

fosfatidilcolina (PC) en la dieta, mejoran la supervivencia, crecimiento y resistencia al

estrés en crustáceos (Gong et al., 2000; Calado et al., 2005).

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Los avances en la nutrición y alimentación larvaria de algunos crustáceos ornamentales

del genero Lysmata, se han logrado a partir de la evaluación de diferentes ingredientes

frescos como mejillones, calamar y dorada (pez marino). Al respecto, Calado et al. (2005)

reportan que obtuvieron una mayor supervivencia en juveniles de Lysmata seticaudata

alimentados con dorada en comparación con los alimentados con calamar y mejillón,

además de un cambio más rápido de machos (FM) a hermafrodita protándrico simultaneo

(HPS) en comparación con los resultados de las otras dietas; lo anterior posiblemente

relacionado con los altos niveles de lípidos presentes en el pescado en comparación con

los moluscos.

Una estrategia muy eficiente durante la alimentación de estadios larvarios de crustáceos

es el enriquecimiento de los nauplios de Artemia, debido a que es una presa con el tamaño

idóneo para estas etapas, sin embargo no cuenta con un perfil de aminoácidos adecuado

para algunas especies. Al respeto Gonzales et al. (2003), evaluó la eficiencia nutrimental

de la Artemia enriquecida con sustitutos de leche materna como dieta para larvas de L.

wurdemanni, donde mencionan que la leche materna “NAN®” mejora la supervivencia

(62 ± 2.26 %) en comparación a los resultados con “Advance®” (29.33 ± 5.57 %) o

Microfeast® (8.67 ± 2.32 %). Lo anterior indica que la adición de este tipo de compuestos

mejora la supervivencia de L. wurdemanni durante los primeros días de vida. Rhyne y

Lin (2004) por su parte, indican que la combinación de nauplios de Artemia con dietas

comerciales como ArteMac® aumenta la supervivencia (29 %) de larvas de Lysmata sp.,

en comparación a los resultados con unicamente Artemia.

2.3 Los carotenoides y su aplicación en la acuacultura.

Los carotenoides son responsables de la pigmentación corporal de peces y crustáceos, y

de ello dependen numerosos procesos conductuales y fisiológicos relacionados con la

propia supervivencia de los organismos, de modo que un aporte adecuado de pigmentos

en la dieta se relaciona con funciones tan importantes como la comunicación, el camuflaje

o la fotoprotección (Tejera, 2006).

A pesar de su distribución universal y su extensa abundancia en una variedad de

organismos acuáticos, los carotenoides son sintetizados de novo solamente por plantas y

algunos microorganismos. Debido a lo anterior, los animales dependen del suplemento

ANTEDECENTES

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23

de carotenoides en la dieta para abastecer sus requerimientos específicos. Es decir la

distribución cuantitativa y cualitativa de carotenoides en animales acuáticos, es el

resultado de sus hábitos dietéticos específicos, de las características de absorción, y de las

actividades metabólicas de transformación (Meyers, 2000). En la actualidad, se conocen

de manera clara las ventajas que tiene la inclusión de carotenoides a dietas para

organismos acuático, de donde se ha demostrado que tienen un efecto positivo en la

eliminación de radicales libres en las células y en la mejora de pigmentación de moluscos

(Canales-Gómez et al., 2010), peces (Whyte et al., 1998; Barbosa et al., 1999; Ponce et

al., 2004) y camarones (Meyers, 2000) (Figura 6).

Figura 6. Papel de la astaxantina en el mejoramiento de la calidad de huevo (Meyers,

2000).

Se ha demostrado que los carotenoides promueven una mayor supervivencia de

camarones en cultivo gracias a su efecto antioxidante, como es el caso del camarón

Marsupeneus japonicus en el que se logró incrementar su supervivencia al 91.3 % cuando

se alimentaron con dietas ricas en carotenoides (Yamada et al., 1990).

Las concentraciónes de carotenoides totales presentes en carideos y penaeideos están

dentro del rango de 60 y 499 mg kg-1, siendo los miembros de la familia Penaeidae los

que alcanzan los valores más altos, aunque las diferencias interespecificas pueden ser tan

grandes como de un 300 % (Meyers, 2000). La vasta mayoría de los crustáceos decápodos

ANTEDECENTES

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24

se caracterizan por una predominante acumulación de astaxantina en sus tejidos, lo que

representa del 65 al 98 % del contenido total de carotenoides. Dicho pigmento presenta

varias ventajas con respecto a otros carotenoides, por ejemplo, mayor estabilidad y alto

poder antioxidante (10 veces mayor que B-caroteno y 500 veces más que alfa-tocoferol)

(Meyers, 2000; Hernandez et al., 2015).

Al igual que en los crustáceos, en los peces de ornato, y en particular los peces payaso,

su demanda en el mercado de la acuariofilia marina se debe a la pigmentación rojiza de

su cuerpo, por lo que autores como Yasir y Quin (2010) han incluido astaxantina, β-

caroteno y cantaxantina (20, 50 y 100 ppm) a dietas para el pez payaso A. ocellaris con

la finalidad de mejorar su pigmetación corporal, sin embargo, determinaron que solo la

astaxantina mejora el tono rojo de la piel. De manera similar Tanaka et al. (1992)

observaron que la pigmentación del pez payaso A. ocellaris mejoró significativamente al

agregar astaxantina en las dietas en comparación de cuando se utiliza zeaxantina.

Los pigmentos que pueden aprovechar los peces para cubrir sus requerimientos

metábólicos están relacionados con sus habitos alimenticios y las fuentes dsponibles en

su hábitat. En ciprinidos, como la carpa dorada C. auratus, se demostró que tienen la

capacidad de metabolizar luteína vía alfa doradexantina (4-ketoluteina) y Beta-

doradexantina (4-ketozeaxantina) a partir de una la oxidación e isomerización (anillo de

alfa-ionona → anillo de Beta-ionona) (Figura 7) (Ohkubo et al., 1999) (Figura 7).

Figura 7. Vía metabólica oxidativa de la luteína en carpa dorada (Ohkubo et al., 1999).

ANTEDECENTES

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La luteína y la tunaxantina son los responsables del color amarillo en el cuerpo de algunos

peces (Tanaka et al., 1992), por lo que se cree que las lipoproteínas de los ciprinidos

tienen una mayor afinidad por pigmentos como la luteína, que da como resultado un

transporte de sangre más rápido y, por lo tanto, una deposición más eficiente (Yuangsoi

et al., 2011). Autores, como Yonekura y Nagao (2007) han demostrado que los

carotenoides polares como la luteína (y la zeaxantina) tienen características de

biodisponibilidad más altas en compración con los carotenos, por lo que se obtiene una

mayor transferencia a través del intestino. Esto está relacionado con las cadenas laterales

de OH-OH que poseen y que están ausentes en los carotenos, como el β-caroteno.

JUSTIFICACIÓN

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3. JUSTIFICACIÓN

En la actualidad, el mantenimiento de acuarios marinos es uno de los pasatiempos más

populares en el mundo, ya que cada año, 46 millones de organismos son extraidos de los

arrecifes de coral para cubrir la demanda del mercado. Estados Unidos es el país que

realiza la mayor cantidad de importaciones de organismos marinos de ornato, seguido de

Europa y Japón, lo que genera un comercio de aproximadamente 300 millones de dólares

al año. A pesar de lo anterior, el desarrollo de biotecnología para el cultivo de vertebrados

e invertebrados marinos aun es mínima. Por lo que a la fecha solo se producen en

condiciones controladas entre el 1 y 10 % de los peces marinos y menos del 1 % de los

crustáceos que se comercializan con fines ornamentales. Debido a la necesidad de generar

protocolos de cultivo para especies marinas de ornato, el presente estudio tiene la

finalidad de contribuir al conocimiento de los requerimientos de proteína, lípidos y

carotenoides para el crecimiento y reproducción del pez payaso Amphiprion ocellaris y

el camarón pimienta Lysmata wurdemanni, que son dos de las especies con mayor

demanda en el mercado. Además de proponer condiciones de cultivo que mejoren la

supervivencia y pigmentación corporal de los peces y camarones con la finalidad

aumentar su competitividad en el merdado y con ellos lograr su aprovechamiento

sustentable.

HIPÓTESIS

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4. HIPÓTESIS

HO: La variación del contenido de proteína, lípidos y carotenoides en la dieta del camarón

pimienta L. wurdemanni, y el pez payaso A. ocellaris no afecta su supervivencia,

crecimiento y reproducción.

H1: La variación del contenido de proteína, lípidos y carotenoides en la dieta del camarón

pimienta L. wurdemanni, y el pez payaso A. ocellaris afecta su supervivencia, crecimiento

y reproducción.

OBJETIVOS

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5. OBJETIVOS

5.1 Objetivo general

Evaluar el requerimiento de proteína, lípidos y carotenoides para crecimiento y

reproducción del camarón pimienta Lysmata wurdemanni y del pez payaso Amphiprion

ocellaris.

5. 2 Objetivos particulares

a. Determinar la relación proteína/lípidos más eficiente para el crecimiento y

reproducción del camarón pimienta L. wurdemanni y del pez payaso A. ocellaris.

b. Evaluar el efecto de la inclusión de carotenoides en dietas para juveniles del

camarón pimienta L. wurdemanni y del pez payaso A. ocellaris, con base a su peso

ganado y pigmentación corporal.

c. Determinar el efecto de la iluminación y color de fondo en la pigmentación y

crecimiento de juveniles del camarón pimienta L. wurdemanni y del pez payaso

A. ocellaris.

ÁREA DE ESTUDIO

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6. ÁREA DE ESTUDIO

El presente estudio se realizó en el “Laboratorio de cultivo de crustáceos nativos” del

Instituto Tecnológico de Boca del Rio (ITBoca), ubicado entre los 19º 05´ 50” latitud

norte y 96º 06´ 32” longitud oeste, en el municipio de Boca del Río, Veracruz, México

(Figura 8).

Figura 8. Localización del área estudio.

MATERIALES Y MÉTODOS

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7. MATERIALES Y MÉTODOS


payaso Amphiprion ocellaris

Se realizaron dos experimentos con juveniles del pez payaso A. ocellaris en condiciones

de laboratorio. En el primero (E1) se evaluó el requerimiento de proteína (g kg–1) y en el

segundo (E2) el requerimiento de lípidos (g kg–1). En ambos estudios se utilizaron peces

payaso de una edad similar, procedentes de la unidad de producción Ornamental Life S.A.

de C.V., ubicada en Ensenada, Baja California, México. El número de peces usado en

cada experimento derivó de la disponibilidad de especímenes.

7.1.1 Primer experimento

El E1 tuvo una duración de 105 días. Se utilizaron 90 peces payaso con un peso promedio

de 0.54 ± 0.14 g y longitud de 3.02 ± 0.25 cm, con la finalidad de determinar el efecto de

la variación del contenido de proteína en las dietas, sobre su supervivencia y crecimiento.

7.1.1.1 Diseño y dietas experimentales

Se utilizó un diseño experimental de ocho tratamientos con 10 réplicas (considerando

cada individuo como réplica) y una distribución completamente al azar. Se evaluaron 4

concentraciones de proteína: 370, 410, 440 y 460 g kg–1 y 2 de lípidos: 80 y 100 g kg–1.

Como tratamiento control (C) se usó una dieta comercial para peces marinos de ornato

(SPECTRUM®, New Life International Inc.) (Tabla 6).


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Tabla 6. Formulación y contenido proximal de las dietas evaluadas en E1.

* Harina de pescado: 65 % de proteína, 1 % de lípidos, 7 % de carbohidratos. Harina de camarón: 46.5 % de proteína, 9.8 % de lípidos, 4.4 % de

carbohidratos. Spirulina platensis (SPIRULINA SPRING®, Naturales Roel, Edo Méx., Mx): 65 % de proteína, 6 % de lípidos, 16 % de carbohidratos.

Harina de trigo: 11.7 % de proteína, 1.3 % de lípidos y 73 % de carbohidratos. Aceite de cártamo (Oléico®, Coral Internacional, Mexico). Premezcla de

vitaminas y minerales: KIRKLAND, Vitae laboratorios, Jalisco, Mx. Pigmento: Pigmento de origen vegetal (HI RED, Indutrial Orgánica, NL, Méx.

**Ingredientes de la dieta control (SPECTRUM®, New Life International Inc.): Harina de krill ártico, harina de pescado, harina de trigo, alga Ulva, alga

Chlorella, Spirulina, Betacaroteno, alga Kelp, ajo, alfalfa, almeja, aceite de pescado, alga wakame, algas espinosas, vitaminas y minerales.

Tratamiento 370/80 410/80 440/80 460/80 370/100 410/100 440/100 460/100 Control

Harina de pescado 291 359 241 138 235 252 367 460

Harina de camarón 249 262 316 356 314 360 361 356

Spirulina 68 76 182 315 47 76 58 57

Harina de trigo 174 97 190 118 291 211 108 39

Aceite de cártamo 8 0 0 0 28 21 11 2

Almidón 140 136 1 3 15 11 26 16

Premezcla mineral 15 15 15 15 15 15 15 15

Premezcla vitaminas 15 15 15 15 15 15 15 15

Carboximetil C 20 20 20 20 20 20 20 20

Extracto de ajo 5 5 5 5 5 5 5 5

Lecitina de soya 5 5 5 5 5 5 5 5

DHA (Krill) 5 5 5 5 5 5 5 5

Pigmento 5 5 5 5 5 5 5 5

Composición química y proximal

Proteína (g kg-1) 373 418 445 467 356 406 449 467 337

Lípidos (g kg-1) 87 87 88 79 102 96 98 113 150

Cenizas (g kg-1) 228 239 121 253 235 259 273 303 83

Energía (Kcal 100g-1) 491.3 512.1 507.4 509.6 501.7 497.2 498.2 502.6 587.2


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Las dietas se formularon mediante ecuaciones simultaneas en una hoja de cálculo Excel

Microsof® con base en los requerimientos de proteína y lípidos recomendados para

algunas especies de peces marinos (Abdo-de la Parra et al., 2010; Bowyer et al., 2013).

Para la elaboración de los pellets de cada dieta, se empleó la metodología descrita por

Hernández-Vergara et al. (2003) y Cervantes-Santiago et al. (2010) y se obtuvieron

partículas acorde al tamaño de la boca de los peces (≤ 800 µm) (Tabla 6) (Anexo 1).

7.1.1.2 Sistema experimental

Los peces se mantuvieron en un sistema de encierros individuales elaborados con PVC y

acrílico (15 cm de largo, 15 cm de ancho y 20 cm de profundidad), que se instalaron

dentro de dos tinas rectangulares de fibra de vidrio con área de 2 m2 y 0.30 m de

profundidad (45 encierros por tina). Cada unidad de cultivo tuvo suministro de agua

independiente de acuerdo a lo recomendado por Harrison (1990), con un flujo de 1 L seg-

1, conectados a un sistema de recirculación con filtración mecánica y biológica (roca

volcánica y fibras sintéticas), además de un filtro rápido de arena (CRISTAL-FLO™,

Starite Industries Inc. USA de 100 lbs), un filtro UV de 30 watts (UVC-30, Boyu Group,

China) y un intercambiador de calor (DS-7, Delta Star, USA), para mantener constante la

temperatura del agua (Figura 9).

Figura 9. Sistema experimental para el mantenimiento de peces payaso A. ocellaris. a)

Desproteinizador, b) reservorio de agua marina, c) reservorio de agua dulce, d) filtro

biológico, e) filtro rápido de arena, f) intercambiador de calor y g) unidades

experminentales.


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7.1.1.3 Manejo y mantenimiento

Los peces payaso se alimentaron dos veces al día en intervalos de 5 horas (11:00 y 16:00

h) con una ración equivalente al 4 % de su biomasa individual (Johnston et al., 2003).

Cada 15 días se registró el peso (g) y longitud total (cm) de cada pez, y posteriormente se

ajustó la cantidad de alimento en base al incremento de biomasa. Previo a la biometría,

los peces se anestesiaron con una solución de aceite de clavo de 150 mg L-1 (con base a

pruebas en el laboratorio) en agua marina proveniente del mismo sistema de cultivo.

Todos los días se registró la temperatura (°C), oxígeno disuelto (mg L–1), salinidad (g L–

1) y pH, por medio de una sonda multiparamétrica (YSI 556-MPS-Mulri-Prove, YSI,

Yellow sprinsg, OH), y cada 15 días la concentración de amonio (NH3), nitrito (NO2) y

nitrato (NO3), fosfato (PO4) y dureza (KH) por medio de pruebas colorimétricas (Hagen,

NUTRAFI N®, Canadá).

7.1.2 Segundo experimento

Durante 100 días se cultivaron 80 peces payaso A. ocellaris con peso y longitud promedio

de 1.5 ± 0.2 g y 4.3 ± 0.2 cm, respectivamente, con la finalidad de determinar el efecto

de la variación del contenido de lípidos en la dietas, sobre su supervivencia y crecimiento.

Durante el estudio los peces permanecieron en pares, para observar su comportamiento

y posible formación de parejas.


Para el estudio, se utilizó un diseño experimental de un factor con 10 réplicas y una pareja

de peces por réplica. Se formularon cuatro dietas isoproteicas con 430 g kg-1 de proteína

y 100, 110 y 120 g kg-1 de lípidos. El alimento comercial SPECTRUM® (New Life

International Inc.) se usó como control (C). Para la formulación y elaboración de las

dietas, se utilizó la misma metodología descrita para el E1, por lo que los ingredientes

utilizados durante las formulaciones fueron similares (Tabla 7).


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Tabla 7. Formulación y composición proximal de las dietas evaluadas en E2.

Ingredientes (g kg-1)/Tratamiento 430/100 430/110 430/120 Control

Harina de pescado 199 286 269

Harina de camarón 204 262 376

Espirulina 181 58 3

Harina de trigo 325 292 244

Aceite de cártamo 3 25 37

Almidón 18 7 2

Premezcla mineral 15 15 15

Premezcla vitaminas 15 15 15

Carboximetil celulosa 20 20 20

Extracto de ajo 5 5 5

Lecitina de soya 5 5 5

DHA (Krill) 5 5 5

Pigmento 5 5 5

Composición química y proximal

Proteína (g kg-1) 429 434 443 337

Lípidos (g kg-1) 102 113 120 150

Cenizas (g kg-1) 121 161 175 83

Energía (Kcal/100 g) 515.2 496.7 503.4 587.2

* Harina de pescado: 65 % de proteína, 1 % de lípidos, 7 % de carbohidratos. Harina de camarón:

46.5 % de proteína, 9.8 % de lípidos, 4.4 % de carbohidratos. Spirulina platensis (SPIRULINA

SPRING®, Naurales Roel, Edo Méx., Mx): 65 % de proteína, 6 % de lípidos, 16 % de

carbohidratos. Harina de trigo: 11.7 % de proteína, 1.3 % de lípidos y 73 % de carbohidratos.

Aceite de cártamo (Oléico®, Coral Internacional, Mexico). Premezcla de vitaminas y minerales:

KIRKLAND, Vitae laboratorios, Jalisco, Mx. Pigmento: Pigmento de origen vegetal (HI RED,

Indutrial Orgánica, NL, Méx.

**Ingredientes de la dieta control (SPECTRUM®, New Life International Inc.): Harina de krill

ártico, harina de pescado, harina de trigo, alga Ulva, alga Chlorella, Spirulina, Betacaroteno, alga

Kelp, ajo, alfalfa, almeja, aceite de pescado, alga wakame, algas espinosas, vitaminas y minerales.


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Previo a la formulación y elaboración de las dietas, se eliminó una parte de la fracción

lipídica en la harina de pescado, mediante su remojo en hexano (Hernández-Vergara,

2001). Lo anterior debido al alto contenido de lípidos en la harina que impedía obtener

los niveles de lípidos propuestos para la investigación. Previo al uso de la harina se

verificó que no se tuvieran restos del solvente, mediante el olor de la misma.

7.1.2.2 Sistema experimental

Para el estudio se utilizó el mismo sistema de recirculación que se usó durante el E1,

únicamente se incrementaron las dimensiones de los encierros para colocar dos peces en

una sección de 30 × 15 × 20 cm (largo, ancho y profundidad, respectivamente).

En cada encierro se colocaron dos secciones de tubo de PCV de 2ʺ de diámetro y 10 cm

de longitud como sustrato de protección para los peces.


Los peces payaso se alimentaron dos veces al día en intervalos de cinco horas (11:00 y

16:00 h) con una ración equivalente al 4 % de su biomasa individual (Johnston et al.,

2003). El registro de los datos morfométricos se realizó cada 20 días. Durante la biometría

se registró el peso (g) y longitud total (cm) de cada pez y posteriormente se ajustó la

cantidad de alimento en base al incremento de la biomasa. Previo a la biometría, los peces

de cada pareja fueron anestesiados con una solución de aceite de clavo y agua marina

(150 mg L–1) proveniente del sistema de cultivo. Para la recuperación de la anestesia, los

peces se colocaron en un contenedor con agua marina y aireación constante hasta que

comenzaban a nadar nuevamente.

Diariamente se registró la temperatura (°C), oxígeno disuelto (mg L–1), salinidad (g L–1)

y pH con una sonda multiparamétrica, y cada 15 días se determinó la concentración de

amonio (NH3), nitrito (NO2) y nitrato (NO3), fosfatos (PO4) y dureza (KH) mediante

pruebas colorimétricas (Hagen, NUTRAFIN®, Canadá).


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7.1.3 Análisis químico y proximal de las dietas experimentales de E1 y E2

El contenido de proteína, energía (Kcal 100g-1), en las dietas se determinó con un

analizador elemental Flash 2000 (THERMO SCIENTIFIC®, USA), a una temperatura de

combustión de 950 ºC, y se usó metionina como estándar. Para determinar el contenido

de proteína se utilizó un factor de conversión de 5.8, de acuerdo con Gnaiger y Bitterlich

(1984) para muestras de origen marino. El contenido de lípidos se determinó por

triplicado mediante el método Soxhlet y cenizas mediante calcinación a 650 °C por 5

horas en una mufla (ARSA, AR-340, México), ambos en base a las técnicas de la A.O.A.C

(2000).

7.1.4 Variables de respuesta

El efecto de las dietas experimentales sobre los juveniles de pez payaso se determinó en

relación a la supervivencia, peso ganado (PG= (Pf-Pi/Pi) × (100)), peso ganado individual

(PGI= (∑PGI/T) ×(1000)), tasa de crecimiento específico (TCE= (InPf-InPi/T) × (100)),

alimento consumido individual (ACI= (ΣAI/días de cultivo)×(1000)), tasa de conversión

alimenticia (TCA= (Ac)/(Bf-Bi)) y la razón de eficiencia proteica (REP= ΔP/(∑AI×F)).

Donde Pi= Peso inicial (g), Pf= Peso final (g), ΣPGI= Peso ganado total (g), T= Tiempo

en días, In= Logaritmo natural, Ac= Alimento consumido, Bf= Biomasa final, Bi=

Biomasa inicial, ΔP = Incremento de peso (g), ΣAI = Alimento ingerido total (g) y F = %

de proteína en la dieta.

7.1.5 Análisis de resultados

Previo al análisis de datos, se realizaron pruebas de normalidad y homogeneidad de

varianzas por medio de las pruebas Saphiro-Wilk y Levens, respectivamente (Sokal y

Rholf, 1995; Zar, 2010). Posteriormente, los datos se evaluaron mediante un análisis de

varianza (ANOVA) bifactorial con un nivel de significancia del 95 %, y una prueba de

medias de Tukey. Todos los análisis se realizaron en el programa Statistica V. 10.0 (Dell,

Round Rock, TX).


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camaron pimienta Lysmata wurdemanni

7.2.1 Producción de postlarvas

Las postlarvas para el estudio se obtuvieron mediante la reproducción controlada de un

lote de 10 parejas de camarones pimienta L. wurdemanni, mantenidas en el laboratorio

de cultivo de crustáceos nativos del ITBoca. Las parejas se colocaron en 10 tanques

cuadrados de 8 L de capacidad, instalados dentro de una tina rectangular de 2 m2 y 20 cm

de columna de agua. La tina se conectó a un sistema de recirculación de agua marina

(salinidad = 34 ± 1.0 g L-1 y temperatura = 28 ± 1.8 °C) que contó con filtración mecánica

y biológica por medio de bioesferas, fibras sintéticas y roca volcánica. Un mes previo a

la reproducción, las parejas se alimentaron con una dieta fresca (calamar y mejillón) a

sasiedad aparente con el propósito de promover la maduración gonádica. Durante la

reproducción se mantuvo un registro diario del avance del desarrollo gonádico (Gregati

et al., 2010) y/o de la masas ovígera. Las hembras que tenían masa ovígera con el

desarrollo embrionario similar fueron seleccionadas para obtener el mayor número de

larvas de una misma edad para el estudio.

Se colectaron 650 larvas provenientes de tres hembras en la que la eclosión del huevo

ocurrió en un mismo día, las cuales se distribuyeron en cinco incubadoras con un diseño

similar al descrito por Calado et al. (2008). Las incubadoras se conectaron a un sistema

de recirculación que mantuvo las mismas condiciones de calidad del agua del sistema de

reproducción, donde permanecieron hasta la obtención de postlarvas (Díaz et al., 2017).

Después de 45 días de cultivo se obtuvieron 150 postlarvas con un peso inicial de 0.09 ±

0.03 g y longitud total de 1.68 ± 0.2 cm, las cuales se utilizaron para el estudio

nutrimental. El limitado número de PLs fue debido al número de larvas que completaron

su metamorfosis en un tiempo similar (< 48 h de diferencia), debido a que la especie

presenta un desarrollo larval asincrónico, en el que la metamorfosis puede tardar de 38 a

67 días (Zhang et al. 1998).


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7.2.2 Diseño y dietas experimentales

Durante el estudio se utilizó un diseño experimental con nueve tratamientos que

consistieron de tres concentraciones de proteína (340, 370 y 400 g kg–1) y tres de lípido

(70, 80 y 90 g kg–1), además, se utilizó una dieta comercial para camarón (35/7-Silver

Cup, Grupo El Pedregal, Toluca, México) como control. Cada tratamiento tuvo tres

replicas y en cada replica se colocaron cinco postlarvas.

Las dietas se formularon mediante una hoja de cálculo en Excel, variando el contenido

de proteína y lípidos (Tabla 8).


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Tabla 8. Formulación y contenido proximal de las dietas experimentales.

Dieta

Ingredientes (g Kg-1) 340/70 340/80 340/90 370/70 370/80 370/90 400/70 400/80 400/90 Control (C)

Harina de pescado 95 134 103 167 207 148 216 166 172

Harina de camarón 151 241 331 172 241 344 271 194 379

Spirulina 142 52 26 148 59 39 94 194 61

Harina de trigo 479 407 359 301 301 328 277 308 277

Aceite de pescado 4 5 7 1 4 5 1 0 1

Aceite de canola 9 27 41 8 27 38 22 4 34

Almidón 54 70 70 133 96 32 50 65 7

Premezcla mineral 15 15 15 15 15 15 15 15 15

Premezcla vitaminas 15 15 15 15 15 15 15 15 15

Carboximetil celulosa 20 20 20 20 20 20 20 20 20

Extracto de ajo 5 5 5 5 5 5 5 5 5

Lecitina de soya 5 5 5 5 5 5 5 5 5

DHA (Krill) 5 5 5 5 5 5 5 5 5

Pigmento 5 5 5 5 5 5 5 5 5

Composición química y

proximal

Proteína (g kg–1) 341 345 347 371 374 376 407 408 408 383

Lípidos (g kg–1) 68 81 94 68 85 92 71 87 96 171

Cenizas (g kg–1) 95 121 122 123 127 130 149 129 150 127

Energía (Kcal 100 g–1) 577.1 576.2 572.2 565.8 576.6 582.5 564.8 573.7 569.9 595.6

* Harina de pescado: 65 % de proteína, 1 % de lípidos, 7 % de carbohidratos. Harina de camarón: Niveles usados en la formulación: 73 % de proteína,

9.8 % de lípidos, 4.4 % de carbohidratos. Nivel real: 70 % de proteína y 9 % de lípidos. Spirulina platensis (Spirulina Spring®, Naurales Roel, Edo Méx.,

Mx): 65 % de proteína, 6 % de lípidos, 16 % de carbohidratos. Harina de trigo: 11.7 % de proteína, 1.3 % de lípidos y 73 % de carbohidratos. Premezcla

de vitaminas y minerales: Kirkland, Vitae laboratorios, Jalisco, Mx.


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39

Previo a la preparación de las dietas, los ingredientes se secaron, molieron y tamizaron a

300 µm. Los ingredientes secos se mezclaron por 15 min en una batidora KitchenAid®

Pro 600 (E.U.A) y posteriormente se agregaron las vitaminas, minerales, aditivos y

líquidos. Una vez que se obtuvo una mezcla homogénea, se elaboraron los pellets con un

molino para carne. Los pellets se secaron en un horno con circulación de aire forzado a

60 °C por 24 h, posteriormente se molieron para obtener un tamaño de partícula de 2 a 3

mm, y finalmente se empacaron y mantuvieron en refrigeración (-18 °C) durante su uso.

El contenido de proteína y energía en las dietas se determinó con un analizador elemental

Flash 2000 (Thermo Scientific®, USA) a una temperatura de combustión de 950 ºC,

usando metionina como estándar y un factor de conversión de 6.25 para proteína. Previo

al análisis químico, las muestras se mantuvieron a peso constante por 24 h a 60 ºC, y

posteriormente, se pesaron entre 3 y 6 mg en una microbalanza (Mettler Toledo, XP6)

con una precisión de 0.01 mg. El contenido de lípidos se determinó mediante el método

Soxhlet, por triplicado, en base a las técnicas de la A.O.A.C (2000). El contenido de

cenizas se determinó mediante calcinación de 1 g de muestra a 650 °C por 5 horas en una

mufla (Arsa, AR-340, México).

7.2.3 Sistema experimental

Para el estudio se utilizaron 21 unidades experimentales de PVC (20×20×15 cm de largo,

ancho y alto, respectivamente) en las que se colocaron las postlarvas de cada réplica. Las

unidades experimentales se colocaron dentro de una tina de fibra de vidrio rectangular (1

× 2 m) con una columna de agua de 15 cm y un suministro de agua (1 L min-1)

independiente mediante manguera para acuario. El sistema se mantuvo con agua marina

en recirculación continua, y filtración mecánica-biológica mediante fibras sintéticas,

arena silica y bioesfera; además de un desproteinizador tipo skimmer (Figura 10).


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40


wurdemanni. a) unidades experimentales, b) filtro mecanico y c) filtro biológico.

7.2.4 Manejo y mantenimiento

El estudio tuvo una duración de 90 días. Durante ese tiempo, los camarones fueron

alimentados dos veces al día (9:00 y 18:00 h) con el equivalente al 5 % de su biomasa

total. La ración alimenticia se ajustó cada 15 días, después de las biometrías. Durante las

biometrías se determinó el peso individual con una balanza digital (OHAUS Scout Pro,

China) y la longitud total (desde el telson a la punta del rostrum) con una regla graduada

(mm).

Todos los días se registró la temperatura (°C) y oxígeno disuelto (mg L-1) con un oximetro

(DO210, Extech Instruments, FLIR©, Wilsonville, OR. USA). El amonio, nitrito, nitrato,

fosfato, dureza, pH y calcio se monitorearon cada dos semanas mediante pruebas

colorimétricas (API, Mars Fishcare North America, Inc. y Hagen, Nutrafin®, Canadá).


Al final del estudio, se evaluó el efecto de las dietas en los camarones con base a la

supervivencia (%), peso ganado (PG), peso ganado individual (PGI), alimento consumido

individual (ACI), tasa de crecimiento específico (TCE), tasa de conversión alimenticia

(TCA) y la razón de eficiencia proteica (REP) de acuerdo a los siguientes modelos

matemáticos:


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PG (%)= (Pf-Pi/Pi)×(100)

PGI (g día-1)= (∑PGI /(T)

ACI (mg día-1)= ΣAI/días de cultivo

TEC (% día-1)= (InPf-InPi/T)×(100)

TCA= (Ac)/(Bf-Bi)

REP= ΔP/(∑AI×F)

Donde, Pi= Peso inicial (g), Pf= Peso final (g), ΣPGI= Peso ganado total (g), T= Tiempo en días,

In= Logaritmo natural, Ac= Alimento consumidos, Bf= Biomasa final, Bi= Biomasa inicial, ΔP =

Incremento de peso (g), ΣAI = Alimento ingerido total (g) y F = % de proteína en la dieta/ 100.

Diariamente se registró el número de mudas y hembras ovadas por tratamiento con la

finalidad de identificar el efecto de las dietas sobre estas variables. Para su análisis, los

datos del número de mudas se agruparon por periodos de 15 días, mientras que los datos

del número de hembras ovadas se agruparon en periodos de 10 días.

Al final del estudio se colectó la masa ovígera de tres hembras (por tratamiento) para

analizar y registrar el color, el contenido de proteína y carbono; además de determinar la

viabilidad de los huevos entre tratamientos. Para lo anterior, las hembras fueron

anestesiadas con una solución de aceite de clavo (180 mg L‒1) diluido en 1 L de agua

proveniente del sistema de cultivo. Previo a la colecta de los huevos, se fotografió

individualmente la región abdominal de las hembras (Cámara D3100, Nikon, Imaging

Japan Inc, Tokyo. Lente 18-55 mm, f/5.6, 1/200 s, ISO-400) para registrar el color de la

masa ovígera con base en la escala de color Pantone®.

La masa ovígera que se usó para el análisis proximal se colecto entre 8 y 12 h después del

desove. Previo a su análisis, se eliminó el exceso de agua con papel absorbente y

posteriormente se pesaron entre 3 y 6 mg de muestra (microbalanza (Mettler Toledo, XP6

con precisión de 0.001 mg) para su evaluación en un analizador elemental Flash2000

(Thermo Scientific®, USA). Además de lo anterior, se dio seguimiento al desarrollo de la

masa ovígera de otras tres hembras por tratamiento, mediante observaciones in situ con

la finalidad de determinar la viabilidad de acuerdo al porcentaje de desoves que

eclosionaron.


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42

7.2.6 Análisis estadístico


varianzas mediante pruebas de Saphiro-Wilk y Levens (Zar, 2010; Sokal y Rholf, 1995).

Posteriormente los datos se sometieron a un análisis de varianza (ANOVA) con un nivel

de significancia del 95 %, y se realizó una prueba a posteriori (Medias de Tukey) para

identificar las diferencias. Los análisis se realizaron con el software Statistica V-10.0

(Dell, Round Rock, TX).


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43


crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso Amphiprion ocellaris

Se realizaron dos experimentos simultáneos con la finalidad de evaluar variables que

puedan afectar la pigmentación corporal del pez payaso A. ocellaris. En el experimento 1

(E1) se evaluó el efecto del tipo de pigmento y su nivel de inclusión en la dieta, y en el

segundo (E2) la respuesta a una variación en el color de luz y del fondo en los tanques de

cultivo. En ambos experimentos se utilizaron juveniles de peces payaso (de un mismo

lote y edad) con peso y longitud de 0.26±0.07 g y 2.4±0.2 cm, respectivamente;

provenientes del Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, ubicado en

Mazatlán, Sinaloa, México. El limitado número de peces usado para ambos experimentos

fue debido a que se estableció que se requería de peces de una misma edad para disminuir

variables de error, sin embargo no existen muchas empresas que puedan proveer de un

número signicativo de organismos de una misma edad y que asegure sean de procedencia

acuícola

7.3.1 Experimento 1


Se usó un diseño experimental de seis tratamientos, con tres réplicas y cinco peces por

réplica (15/tratamiento). Los tratamientos se diferenciaron por la inclusión de astaxantina

(A) o luteína (L) en la dieta, en concentraciones de 0.5, 1.0 o 1.5 %; por lo que se

denominaron como: A(0.5), A(1.0), A(1.5), L(0.5), L(1.0), L(1.5), además se agregó un

grupo control (sin adición de pigmentos) al que se le denominó “C”.

Como base para la inclusión de los carotenoides, se usaron dietas isoprotéicas (41 %) e

isolipídicas (10 %) (Tabla 9).


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44

Tabla 9. Ingredientes y composición proximal de las dietas experimentales.

Tratamientos

Ingredientes (g kg1) A(0.5) A(1.0) A(1.5) L(0.5) L(1.0) L(1.5) TC

Harina de pescado 293 293 293 293 293 293 293

Harina de camarón 117 117 117 117 117 117 117

Espirulina 192 192 192 192 192 192 192

Harina de trigo 205 205 205 205 205 205 205

Aceite de pescado 10 10 10 10 10 10 10

Aceite de cártamo 36 36 36 36 36 36 36

Almidón 57 52 47 57 52 47 62

Premezcla mineral 15 15 15 15 15 15 15

Premezcla vitaminas 15 15 15 15 15 15 15

Carboximetil celulosa 40 40 40 40 40 40 40

Extracto de ajo 5 5 5 5 5 5 5

Lecitina de soya 5 5 5 5 5 5 5

DHA (Krill) 5 5 5 5 5 5 5

Pigmento 5 10 15 5 10 15 0

Composición química y

proximal (%)

Proteína 41.2 41 40.9 41 41.2 40.9 41

Lípidos 9.9 9.9 10 9.9 10.1 10 9.9

Cenizas 12.2 12 12 12.1 11.9 12 12.1

Humedad 3.9 4 4.5 4.4 3.8 4.4 3.9

Energía (kcal 100g1) 533 534 526 536 532 531 537


70 % de proteína, 9 % de lípidos, 4.4 % de carbohidratos. Espirulina: Spirulina platensis

(SPIRULINA SPRING®, Naturales Roel, Edo Méx., Mx), 65 % de proteína, 6 % de lípidos, 16

% de carbohidratos. Harina de trigo: 11.7 % de proteína, 1.3 % de lípidos y 73 % de carbohidratos.

Aceite de cártamo (Oléico®, Coral Internacional, México). Premezcla de vitaminas y minerales:

Kirkland, Vitae laboratorios, Jalisco, Mx. Pigmentos: Luteína (Luteina-Zanahoria, Anahuac,

Ciudad de México, México) o Astaxantina (Natural, Genchem biotechnology Co., LTD. Taiwan.

China), según el tratamiento.


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45

Los ingredientes de la dieta se molieron y tamizaron a 200 micras, posteriormente se

mezclaron por 20 min hasta obtener una mezcla homogénea, que se pasó por un molino

de carne para obtener pellets de aproximadamente 5 mm. Después se procedió al secado

en un horno de circulación forzada a 60 °C por 24 h. Previo a su uso, las dietas fueron

molidas y tamizadas para obtener particulas de entre 400 y 800 micras, que se embolsaron

y mantuvieron en refrigeración (-4°C) durante su uso. Previo al inicio del estudio, se

determinó el contenido de proteína y energía (kcal kg-1) de las dietas experimentales con

un analizador elemental FLASH 2000 (Thermo Scientific®, USA). Para determinar el

contenido de proteína se utilizó un factor de conversión de 6.25. El contenido de lípidos,

se determinó mediante el método Soxhlet, por triplicado, en base a las técnicas de la

A.O.A.C (2000) (Tabla 9).

7.3.1.2 Sistema experimental y calidad del agua

Se utilizaron 21 unidades experimentales cuadradas de PCV (30 × 20 × 25 cm de largo,

ancho y alto, respectivamente) con suministro de agua individual. Las unidades se

colocaron dentro de una tina de fibra de vidrio de 1 × 2 m y una columna de agua de 20

cm, conenctada a un sistema de recirculación con filtración mecánicabiológica (fibras

sintéticas, arena silica y bioesferas) y un desproteinizador tipo skimmer. El sistema de

recirculación permitió mantener la calidad del agua constante y dentro de los rangos

óptimos para la especie (Yasir y Qin 2010; Seyedi et al. 2013). La temperatura se mantuvo

en 26±1.5°C, el oxígeno disuelto en 5±0.3 mg/L y la salinidad en 35±1.5. El amonio en

0.02±0.01, nitrito= 0.08±0.05, nitrato= 7±3, fosfatos= 5±2, calcio, dureza= 220±15 y pH

= 8±0.4.

7.3.1.3 Manejo experimental

El experimento tuvo una duración de 80 días, periodo en que los peces fueron alimentados

dos veces al día (10:00 y 17:00 h) con raciones equivalentes al 5 % de su biomasa total.

Las raciones de alimento se ajustaron cada 20 días de acuerdo al incremento de biomasa

registrada durante las biometrías, en las que se determinó individualmente el peso y


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46

longitud total de los peces con una balanza digital (OHAUS Scout Pro, China) y una regla

graduada en milímetros.

7.3.2 Experimento 2

7.3.2.1 Diseño y sistema experimental

Se utilizó un diseño experimental de cuatro tratamientos, en el que se evaluaron dos

colores de fondo en las peceras: negro (N) y blanco (B), y dos espectros de luz: rojo (R)

y blanco (Bl), además de un tratamiento control: fondo negro y con luz natural (SL). Cada

tratamiento (NR, NBl, BR, BBl y SL) tuvo tres réplicas y cinco peces/réplica.

Para el estudio se usaron 15 peceras de 36 L de capacidad (40 × 30 × 30 cm de largo,

ancho y alto, respectivamente). Las paredes y el fondo de seis peceras se pintaron de

negro, otras seis se pintaron de blanco y en tres únicamente el fondo y la pared posterior

se pintaron de negro (SL). A 30 cm de distancia de la parte superior de tres de las peceras

negras y blancas se colocaron focos fluorescentes (uno por pecera) de luz blanca neutra

(13 W, 330 lux), y sobre las otras tres peceras de cada color, se colocó un foco rojo (13

W, 33 lux). Las peceras del grupo control no tuvieron iluminación extra, únicamente la

iluminación natural del laboratorio (15 lux). Las peceras se distribuyeron al azar en un

estante de madera de dos niveles y se mantuvieron conectadas a un sistema con

recirculación y filtración mecánica-biológica por medio de fibras sintéticas, roca

volcánica y bioesferas (Figura 11).

Figura 11. Sistema experimental usado durante el E2. Peceras del tratamiento con fondo

negro (a), blanco (b) y control (c). Focos blancos (d) y rojos (e). Posición del filtro (f).


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El experimento tuvo una duración de 90 días. Durante el estudio, los peces fueron

alimentados dos veces al día (10:00 y 17:00 h) a saciedad aparente con la dieta A(1) del

experimento 1. Antes de la primera alimentación se retiró el alimento no consumido del

día anterior y las heces mediante sifoneo. La calidad del agua se mantuvo constante

durante todo el experimento: El amonio se mantuvo en 0.04±0.02 mg L–1, nitrito=

0.13±0.3 mg L–1, nitrato= 11±7 mg L–1, fosfatos= 4±1.9 mg L–1, dureza= 200±38 mg L–

1, calcio= >400 mg L–1, pH= 8±0.2, salinidad= 33±2 mg L–1, temperatura= 28±0.6 °C y

oxígeno= 5±0.2 mg L–1.

Al inicio y final del estudio, se determinó el peso y longitud total individual de los peces

con una balanza digital (OHAUS Scout Pro, China) y una regla graduada en milímetros.


Al finalizar el E1, se determinó la supervivencia, peso ganado (PG= (Pf-Pi/Pi)×100), peso

ganado individual (PGI= (∑PGI semanal)/T), tasa de crecimiento específico (TCE=

((InPf-InPi)/T)×100), tasa de conversión alimenticia (TCA= Ac/(Bf-Bi)) y la razón de

eficiencia proteica (REP= ΔP/(∑AI×F)). Donde Pf= Peso final (g), Pi= Peso inicial (g),

ΣPGI= Peso ganado total (g), T= Tiempo en días, In= Logaritmo natural, Ac= Alimento

consumidos, Bf= Biomasa final, Bi= Biomasa inicial, ΔP = Incremento de peso (g), ΣAI

= Alimento ingerido total (g) y F = % de proteína en la dieta/100.

Además de lo anterior, se determinó el contenido de carotenoides totales en la piel y

músculo de los peces mediante espectrofotometría, siguiendo la metodología propuesta

por Yanar et al. (2012). Para lo cual, se disectaron tres peces por tratamiento para obtener

por separado el músculo (en forma de filete) y la piel. Posteriormente, cada tejido se

colocó en tubos de vidrio de 12 ml de capacidad, en donde se agregaron 10 ml de acetona

anhidra. Los tubos se cubrieron con papel aluminio y se llevaron a refrigeración (4 °C)

por 72 h, previos a su análisis. Después del periodo de refrigeración, las muestras se

centrifugaron (Hettich, Zentrifugen Universal 32R) a 4000 rpm por 7 min a 4 °C. El

sobrenadante se colocó en viales de 10 ml para su posterior lectura en un

espectrofotómetro UV visible (Genesys 10S, Thermo Scientific) a una absorbancia de

450 nm.


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48

En el E2 se determinó la supervivencia y PG después del periodo de cultivo. Los peces

de ambos experimentos se fotografiaron con una cámara D3100 (Nikon, Imaging Japan

Inc, Tokyo) y un lente 18-55 mm, bajo las mismas condiciones (f/5.6, 1/200 s, ISO-400)

en modo manual. Posteriormente, se analizó la composición de colores RGB (Red, Green

y Blue, por sus siglas en inglés) y el espacio de color L*a*b* de las imágenes digitales

con el software ImageJ (National Institute of Health, Bethesda, MD, USA) y Adobe

Photoshop CS6 (Adobe Systems Incorporated, San Jose, CA, USA) (Tlusty, 2005; Calvo

et al., 2016). Para la comparación de la composición de color se utilizó la aleta caudal

como referencia, debido a que en esa zona de observo una pigmentación más homogénea

y uniforme entre los peces de cada tratamiento. Con lo anterior, se obtuvieron los

promedio de RGB y L*a*b* de cada pez por tratamiento, los cuales, a su vez, se utilizaron

para realizar una comparación con la escala colorimétrica Pantone® (Figura 12).

Figura 12. Área seleccionada para la evaluación de la pigmentación de los peces por

medio de imágenes digitales. “a” representa el área que se utilizó para el análisis de la

composición de color RGB y L*a*b*.


A los datos obtenidos de supervivencia, crecimiento, contenido de carotenoides totales,

valores de RGB y L*a*b* se les realizaron pruebas de normalidad y homogeneidad de

varianzas por medio de las pruebas Saphiro-Wilk y Levens (Zar, 2010 y Sokal y Rholf,

1995), respectivamente. Los datos se sometieron a un análisis de varianza (ANOVA) con

un nivel de significancia del 95 %, para determinar si existían diferencias entre

tratamientos. A los datos de las variables que tuvieron diferencias significativas se les

aplicó una prueba a posteriori de Medias de Tukey. Todos los análisis se realizaron a un

nivel de significancia de 95 % con el software STATISTICA V. 10.0 (Dell, Round Rock,

TX).


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pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni

7.4.1 Postlarvas de camarón pimienta

Para el estudio se usaron 105 postlarvas (PL) de camarón pimienta L. wurdemanni de una

misma edad (metamorfosis completa de entre 45 y 47 días), provenientes de los desoves

de tres hembras (3 a 4 cm de longitud total) del lote de reproductores mantenido en las

unidades de producción del Itboca. El cultivo larvario se realizó en incubadoras con fondo

esférico (Calado et al., 2008) instaladas en un sistemas de recirculación con agua marina

a una salinidad de 34 ± 2 g L-1 y temperatura de 27±1.5 °C, de acuerdo al protocolo

establecido por Díaz et al. (2017).

7.4.2 Diseño y dietas experimentales

Se usó un diseño experimental de seis tratamientos con tres réplicas y cinco postlarvas

(peso promedio inicial de 0.03±0.007 g y longitud de 1.15 ± 0.12 cm) por réplica. El

número de PLs por réplica se estableció debido al reducido número de postlarvas que se

obtuvieron en un periodo de dos días (edad similar).

Se evaluaron seis dietas isoprotéicas (34 %) e isolipídicas (8 %), en las que se

incorporaron tres niveles de astaxantina (A) o β-caroteno (B) en proporciones de 0.5, 1.0

o 1.5 %. Los tratamientos fueron: A(0.5), A(1.0), A(1.5), B(0.5), B(1.0), B(1.5) y un

tratamiento control sin pigmentos (TC) (Tabla 10).


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Tabla 10. Formulación y contenido proximal (promedio ± DS) de la dieta base.

Ingredientes g kg-1

Harina de pescado 244

Harina de camarón 93

Spirulina 105

Harina de trigo 407

Aceite de pescado 2

Aceite de cártamo 23

Almidón 35

Premezcla de mineral 15

Premezcla de vitaminas 15

Carboximetil C 40

Extracto de ajo 5

Lecitina de soya 5

DHA (Krill) 5

**Pigmento 0, 5, 10 y 15

Composición química y proximal de dieta base (%)

Proteína 33.6±0.3

Lípido 8.4±0.2

Ceniza 9.5±0.4


73 % de proteína, 9 % de lípidos, 4.4 % de carbohidratos. Spirulina: Spirulina platensis (Spirulina

Spring®, Naurales Roel, Edo Méx., Mx): 65 % de proteína, 6 % de lípidos, 16 % de carbohidratos.

Harina de trigo: 11.7 % de proteína, 1.3 % de lípidos y 73 % de carbohidratos. Aceite de cártamo

(Oléico®, Coral Internacional, México). Premezcla de vitaminas y minerales: Vitaminas,

minerales y luteína, Kirkland, Vitae laboratorios, Jalisco, Mx.

**Pigmento: 0, 5, 10 y 15 g kg-1 de la fuente de astaxantina (A) o β‒caroteno (B). A = Astaxanthin

(Natural), Genchem biotechnology CO., LTD. Taiwan. China. B = Beta-carotene (15 MG).

General nutrition center. Pittsburgh, Pensilvania, EUA

La dieta base que se usó durante el estudio, fue resultado de la evaluacion previa del

requerimiento de proteína y lípidos para crecimiento y reproducción del camarón

pimienta L. wurdemanni.


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Las dietas se elaboraron de acuerdo a la metodología descrita por Hernández-Vergara et

al. (2003) y Cervantes-Santiago et al. (2010). Previo a su uso, las dietas fueron molidas

y tamizadas para obtener un tamaño de particular de entre 500 y 1000 micras. Se

determinó su contenido de proteína y energía (kcal kg-1) con un analizador elemental

FLASH 2000 (Thermo Scientific®, USA). Para determinar el contenido de proteína se

utilizó un factor de conversión de 5.8, en base a la recomendación de Gnaiger y Bitterlich

(1984) para muestras de origen marino. El contenido de lípidos, se determinó mediante

el método Soxhlet, por triplicado, en base a las técnicas de la A.O.A.C (2000) (Tabla 1).


El estudio se realizó en un sistema de recirculación con 21 unidades experimentales

cuadradas de PCV (20 × 20 × 15 cm de largo, ancho y alto, respectivamente) con

suministro de agua individual. Las unidades se colocaron dentro de una tina de fibra de

vidrio de 1 × 2 m y una columna de agua de 15 cm. El sistema contó con filtración

mecánicabiológica (fibras sintéticas, arena silica y bioesferas) y un desproteinizador tipo

skimmer (Figura 13).


wurdemanni. a) unidades experimentales, b) filtro mecanico y c) filtro biológico.


Durante los 105 días que duró el estudio, las PLs fueron alimentadas dos veces al día

(9:00 y 18:00 h) con raciones equivalentes al 5 % de su biomasa total. Antes de la primera


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52

alimentación, se sifoneó el fondo de las unidades experimentales para eliminar el

alimento no consumido y heces. La ración alimenticia se ajustó cada 15 días de acuerdo

al incremento de biomasa registrada durante las biometrías, en las que se determinó

individualmente el peso y longitud total (desde el telson a la punta del rostrum) de los

camarones con una balanza digital (OHAUS Scout Pro, China) y una regla graduada en

milímetros.

Diariamente se registró la temperatura (°C) y oxígeno disuelto (mg/L) con una sonda para

laboratorio (DO210, Extech Instruments, FLIR©, Wilsonville, OR. USA). El amonio,

nitrito, nitrato, fosfato, calcio, dureza y pH se monitoreo cada dos semanas mediante

pruebas colorimétricas (API, Mars Fishcare North America, Inc. y HAGEN

NUTRAFIN®, Canadá).


Al finalizar el experimento, el efecto de las dietas se evaluó en función a la supervivencia,

peso ganado (PG= (Pf-Pi/Pi)×100), peso ganado individual (PGI= (∑PGI semanal)/T),

tasa de crecimiento específico (TCE= ((InPf-InPi)/T)×100), alimento consumido

individual (ACI= (ΣAI/días de cultivo)), tasa de conversión alimenticia (TCA= Ac/(Bf-

Bi)) y la razón de eficiencia proteica (REP= ΔP/(∑AI×F)). Donde Pf= Peso final (g), Pi=

Peso inicial (g), ΣPGI= Peso ganado total (g), T= Tiempo en días, In= Logaritmo natural,

Ac= Alimento consumidos, Bf= Biomasa final, Bi= Biomasa inicial, ΔP = Incremento de

peso (g), ΣAI = Alimento ingerido total (g) y F = % de proteína en la dieta/100.

Todos los días se registró el número de mudas y hembras ovígeras por tratamiento

mediante revisión visual directa. Se sumaron las mudas registradas en periodos de 12 días

para su análisis estadístico, mientras que el número de mudas y hembras ovígeras se

agruparon en periodos de 7 días.

El efecto de las dietas sobre la calidad del huevo del camarón pimienta, se evaluó

mediante un análisis químico proximal, donde se consideró como parámetros de calidad

el contenido de proteína y energía almacenada en huevos fértiles con 12 h de vida en

promedio. Para lo anterior, durante la última semana de cultivo se extrajeron tres hembras

ovadas de cada tratamiento, y previo a la extracción de la masa ovígera, se anestesiaron

con una solución de aceite de clavo (180 mg L‒1) diluido en 1 L de agua proveniente del


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53

sistema de cultivo. La masa ovígera se separó de los pleópodos con pinzas para disección,

y se colocó en una placa plástica con 30 pocillos de 2 ml de capacidad. La muestra fresca

se trasportó al Laboratorio de Investigación en Biotecnología Acuícola del ITBoca,

posteriormente se eliminó el exceso de agua con papel absorbente, y se pesó una muestra

de entre 2 y 6 mg con una microbalanza (Mettler Toledo, XP6) con precisión de 0.001

mg. El contenido de proteína, C, N, H y energía (kcal 100g‒1) se determinó en un

analizador elemental FLASH 2000 (Thermo Scientific®, USA).

El contenido de carotenoides totales en el abdomen y cefalotorax de los camarones se

determinó mediante espectrofotometría de acuerdo a lo descrito por Yanar et al. (2012).

Para lo cual, al final del estudio, se disectaron tres camarones de cada tratamiento, para

obtener por separado el cefalotórax y el abdomen. Cada parte del cuerpo se colocó

individualmente en tubos de vidrio de 12 ml de capacidad, en los que se agregaron 10 ml

de acetona anhidra. Posteriormente la muestra se trituró con una varilla de vidrio hasta

obtener una muestra homogénea. Los tubos se cubrieron con papel aluminio y se llevaron

a refrigeración (4 °C) por 72 h previas a su análisis. Después del periodo de refrigeración,

las muestras se colocaron en una centrifuga (Hettich, Zentrifugen Universal 32R) a 4000

rpm por 7 min a 4 °C. El sobrenadante se colocó en viales de 10 ml para posteriormente

determinar el contenido de carotenoides totales en un espectrofotómetro UV visible

(GENESYS 10S, Thermo Scientific) a una absorbancia de 450 nm (Anexo 2).



varianzas por medio de las pruebas Saphiro-Wilk y Levens, respectivamente (Sokal y

Rholf, 1995). Posteriormente, los datos se sometieron a un análisis de varianza (ANOVA)

de una via, seguido de una prueba a posteriori de Medias de Tukey. Se utilizó un análisis

de regresión lineal para definir la relación entre la concentración total de astaxantina en

el cuerpo del camarón pimienta y el contenido de carotenoides en las dietas evaluadas.

Todos los análisis se realizaron a un nivel de significancia de 95% con el software

STATISTICA V. 10.0 (Dell, Round Rock, TX).


Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

54


camarón pimienta Lysmata wurdemanni

7.5.1 Obtención de Postlarvas

Las postlarvas usadas en el estudio se obtuvieron a partir de la reproducción de 10 parejas

de camarones pimienta L. wurdemanni, mantenidas en el laboratorio de cultivo de

crustáceos nativos del ITBoca, en Boca del Río, Veracruz, México.

Cada pareja se mantuvo en un contenedor cuadrado de 8 L de capacidad, con agua marina

a 34 ± 1.0 ‰ y temperatura de 28 ± 1.8 °C. Los contenedores se colocaron dentro de una

tina rectangular de 2 m2 y 20 cm de profundidad, conectada a un sistema de recirculación

con filtración mecánica y biológica por medio de bioesferas, fibras sintéticas y roca

volcánica. Un mes previo a la reproducción y durante su permanencia en el sistema, las

parejas se alimentarona saciedad aparente, con una dieta fresca (calamar y mejillón).

Durante la reproducción se mantuvo un registro visual diario del desarrollo de las gónadas

(Gregati et al., 2010) y/o de la masas ovígera para identificar y seleccionar hembras con

desarrollos embrionario similar, con la finalidad de obtener el mayor número posible de

postlarvas de una misma edad para el estudio.

Al final del proceso de reproducción se obtuvieron 750 larvas provenientes de cuatro

desoves ocurridos el mismo día. Las larvas se distribuyeron en cinco incubadoras con un

diseño similar al descrito por Calado et al., (2008), donde permanecieron durante su

desarrollo. Las incubadoras se conectaron a un sistema de recirculación con filtración

mecánica y biológica para mantener las mismas condiciones de calidad del agua del

sistema de reproducción.

Durante el cultivo, las larvas fueron alimentadas tres veces al día con nauplios de Artemia

y flan de calamar (Díaz et al., 2017). A pesar de mantener larvas de una misma fecha de

eclosión, entre el día 45 y 46 se obtuvieron únicamente 105 postlarvas (con peso promedio

de 0.08±0.03 g y longitud total de 1.81 ± 0.2 cm), que fueron usadas durante el estudio.


Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

55

7.5.2 Diseño experimental

Se utilizó un diseño experimental completamente al azar de un factor, con cuatro

tratamientos/tres réplicas y siete postlarvas de camarón por réplica (21 camarones por

tratamiento). Los tratamientos se formaron a partir de dos colores de fondo de las

unidades experimentales: blanco (B) y negro (N), y dos espectros de luz (mantenido sobre

las unidades experimentales): blanco (Bl) y rojo (R). Los tratamientos se definieron

como: BBl, BR, NBl, NR, además se agregó un grupo control (SL), con fondo negro y

luz natural.


Para el estudio se utilizaron como unidades experimentales 15 peceras de 36 L de

capacidad (40 × 30 × 30 cm de largo, ancho y alto, respectivamente) distribuidas al azar

en un estante con dos niveles, conectados a un sistema con recirculación y filtración

mecánica-biológica.

Los lados y fondo externo de seis peceras se pintaron de blanco, otras seis se pintaron de

negro, en tres únicamente el fondo y la pared posterior se pintaron de negros (SL). A 30

cm de la parte superior de las peceras se colocó la iluminación (1 foco/pecera): en tres

peceras de cada grupo se colocaron focos fluorescentes (13 W) de luz blanca neutra (330

lux) y en otras tres peceras, se colocaron focos de color rojo (13 W, 33 lux). Las peceras

del grupo control se mantuvieron con la iluminación natural del laboratorio (15 lux)

(Figura 14).


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56

Figura 14. Sistema experimental utilizado para el desarrollo del estudio. Peceras del

tratamiento con fondo negro (a), blanco (b) y control (c). Focos blancos (d) y rojos (e).

Posición del filtro (f).


Las postlarvas de camarón pimienta se mantuvieron durante 100 días en el sistema

experimental, tiempo en el que se alimentaron a saciedad aparente dos veces al día (9:00

y 18:00 h), con una dieta experimental (37 % de proteína y 8 % de lípidos). Previo a la

alimentación, los restos de alimento no consumido y heces se retiraron de las peceras

mediante sifoneo. Al inicio y final del estudio, se determinó individualmente el peso y

longitud total de los camarones (desde el telson a la punta del rostrum) por medio de una

balanza digital (OHAUS Scout Pro, China) y una regla graduada en milímetros.

La calidad de agua se determinó mediante pruebas colorimétricas (Hagen, Nutrafin®,

Canadá) y una sonda para laboratorio DO210, Extech Instruments, Flir©, Wilsonville,

OR. USA). Durante el estudio se tuvo una temperatura promedio de 28±0.8 °C y una

concentración de oxígeno disuelto de 5±0.2 mg L–1. La concentración promedio de

amonio fue de 0.04±0.02 mg L–1, nitrito de 0.13±0.3 mg L–1, nitrato de 11±7 mg L–1,

fosfatos de 4±1.9 mg L–1, dureza de 200±38 mg L–1, calcio de >400 mg L–1, pH de 8±0.2

y salinidad de 33±2 mg L–1.


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57


El efecto de los tratamientos se determinó en función de la supervivencia (S= (número

final de camarones/número inicial de camarones) × 100) y peso ganado (PG= (peso

finalpeso inicial/peso inicial) × 100) (Méndez-Martínez et al. 2016). Así mismo para

tener el registro de la variación del color corporal, durante la biometría final, se tomaron

fotografías digitales individuales con una cámara D3100 (Nikon, Imaging Japan Inc,

Tokyo) y un lente 18-55 mm, bajo las mismas condiciones de iluminación (f/5.6, 1/200

s, ISO-400). La composición de color RGB (Red, Green y Blue, por sus siglas en ingles)

de las imágenes digitales se analizó con el software ImageJ (National Institute of Health,

Bethesda, MD, USA) y Adobe Photoshop CS6 (Adobe Systems Incorporated, San Jose,

CA, USA). Para lo anterior, se tomó como área de comparación la parte central del

abdomen (entre el segundo y tercer somito abdominal), debido a que en esa región se

observó una pigmentación constante en todos los camarones. Los datos permitieron

obtener un valor promedio de RGB de cada camarón por tratamiento (Figura 15).

Figura 15. Área seleccionada para la evaluación de la pigmentación de los camarones

pimienta mediante imágenes digitales.

La composición de color RGB de todos los tratamientos se comparó con el color inicial

de las postlarvas y el color de los reproductores, los cuales mantuvieron una pigmentación

similar a la de camarones silvestres. Los valores promedio de RGB de los camarones

experimentales se usaron para realizar comparaciones con la escala colorimétrica


Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

58

Pantone® mediante un convertidor web (https://codebeautify.org/rgb-to-pantone-

converter).

Además de lo anterior, con los datos obtenidos de la composición de color RGB (escala

de 0 a 255) (Ahmad y Reid, 1996; Nishad y Chezian 2013), se propuso la siguiente

ecuación para obtener un índice de color (IC) e interpretar cuantitativamente la intensidad

o brillo del color en el cuerpo del camarón pimienta y poder realizar una comparación

objetiva.

𝐼𝐶 = 𝑅 + 𝐺 + 𝐵

765

Donde, a los valores de R, G, B se les asignaron valores con límites de 0 a 255, los cuales

se obtuvieron con el software Adob Photoshop CS6 (Adobe Systems Incorporated,

California, EUA), y 765 es una constante que resulta de la suma del máximo valor de

RGB.

El contenido de carotenoides totales se determinó mediante espectrofotometría de UV

visible a partir de muestras de tejido proveniente del cefalotórax y el abdomen de seis

camarones por tratamiento, por lo que previo al análisis los camarones se sacrificaron

mediante un shock térmico (frío). Posteriormente se disectaron para separar el abdomen

del cefalotórax; cada sección se colocó en un tubo de cristal de 12 ml con 10 ml de acetona

anhidra, y con una varilla de vidrio se trituró la muestra para homogenizarla. Los tubos

de cubrieron con papel aluminio y se refrigeraron a 4 °C por 72 h. Después del periodo

de refrigeración, las muestras se centrifugaron (Hettich, Zentrifugen Universal 32R) a

4000 rpm por 7 min a 4 °C. Las muestras se analizaron en un espectrofotómetro de UV

visible (Genesys 10S, Thermo Scientific) a 450 nm (Yanar et al., 2012).

Al finalizar el periodo de evaluación, nueve camarones de cada tratamiento se cambiaron

de tratamiento con la finalidad de determinar si el efecto del color del fondo e iluminación

de las unidades experimentales era reversible o permanente. Los cambios se hicieron de

la siguiente manera:

Camarones de BBl a NBl.

Camarones de BR a NR.


Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

59

Camarones de NBl a BBl.

Camarones de NR a BR.

Después de 72 h del cambio de tratamiento, se tomaron fotografías a cada individuo (bajo

las mismas condiciones que las primeras fotografías) y se compararon con las imágenes

digitales iniciales.


A los datos obtenidos de supervivencia, crecimiento, valores de RGB y contenido de

carotenoides totales en el cuerpo de los camarones, se les realizaron pruebas de

normalidad y homogeneidad de varianzas por medio de las pruebas Saphiro-Wilk y

Levens (Zar, 2010 y Sokal y Rholf, 1995), respectivamente. Posteriormente, se realizó un

análisis de varianza (ANOVA) de una vía, seguido de una prueba a Medias de Tukey.

Todos los análisis se llevaron acabo con un nivel de significancia del 95 %. Se utilizó el

software Statistica V. 10.0 (Dell, Round Rock, TX).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

60

8. RESULTADOS



8.1.1 Primera experimento (E1)

Los parámetros de calidad del agua se mantuvieron constantes durante todo el estudio:

temperatura promedio = 28 ± 0.9 °C, salinidad = 32 ± 0.5 g L–1, oxígeno disuelto = 4.9 ±

0.57 mg L–1, pH = 8.2 ± 0.17. La concentración de amonio, nitrito y nitrato en 0.1 ± 0.2

mg L–1, 1.07 ± 1.35 y 5 ± 3.8 mg L–1, respectivamente.

Durante el análisis proximal de las dietas experimentales y control, se observó que el

contenido de lípidos (150 g kg-1) en la dieta control fue superior al señalado en la etiqueta

(60 g kg-1), y por tanto el contenido de carbono (47.2) y energía (587 kcal 100g-1), era

significativamente superior (P > 0.01) al contenido promedio de las dietas experimentales

(Tabla 1).

Después de 105 días de cultivo, se registró una supervivencia del 100 % en todos los

tratamientos. Los peces mantuvieron un crecimiento constante, donde la dieta C

promovió la mayor TCE y el tratamiento 370/100 dio el menor resultado a partir del día

45 de cultivo, en contraste con los demás tratamientos, mientras que los peces del

tratamiento control incrementaron su tasa de crecimiento a partir del día 75 de cultivo,

seguidos por los peces del tratamiento 460/100 (Figura 16).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

61

Figura 16. Peso promedio (g) de los peces payaso A. ocellaris durante 105 días de

cultivo.

La ganancia en peso (PG) de los peces alimentados con la dieta control fue similar a la

que se obtuvo con las dietas 440/80, 460/80, 410/100, 440/100 y 460/100 y

significativamente superior a los resultados con los tratamientos 370/80, 410/80 y

370/100. (Tabla 11).

Pes

o p

rom

edio

(g)

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L.______________________________________________________________________________________________________________

62

Tabla 11. Resultado de las variables de respuesta evaluadas en E1.

Dieta PF (g) PG (%) PGI (mg día-1) TCE (% día-1) ACI (mg día-1) TCA REP

370/80 0.90±0.16 50.34±21.63b 2.81±1.18 ab 0.16±0.06ab 60.00±9.08 25.14±12.34ab 0.13±0.05b

410/80 0.80±0.19 45.27±20.44b 2.37±1.10 ab 0.15±0.06b 54.12±11.56 26.72±10.07ab 0.10±0.04b

440/80 0.80±0.19 63.24±34.63ab 2.73±0.83 ab 0.20±0.08ab 51.92±14.13 20.60±7.27ab 0.12±0.05b

460/80 0.79±0.16 69.40±26.33ab 3.00±1.09 ab 0.21±0.06ab 51.92±8.69 18.68±5.62ab 0.13±0.03b

370/100 0.84±0.18 38.05±26.92b 2.13±1.36 b 0.13±0.07b 58.75±12.33 35.61±17.13b 0.11±0.06b

410/100 0.89±0.18 62.50±25.58ab 3.13±1.12 ab 0.20±0.07ab 59.02±12.33 20.92±8.72ab 0.14±0.04ab

440/100 0.84±0.26 64.55±33.26ab 2.99±1.61 ab 0.20±0.09ab 54.16±15.70 25.65±21.15ab 0.13±0.06b

460/100 0.84±0.15 53.47±25.88ab 2.66±1.09 ab 0.17±0.07ab 55.33±9.94 25.04±14.56ab 0.11±0.04b

Control 0.92±0.23 94.12±45.43a 4.06±1.62 a 0.26±0.1a 54.03±12.52 15.84±8.77a 0.20±0.07a

*Valores con superíndice diferente denotan diferencia significativa entre tratamientos.

** PF= Peso final, PG= Peso ganado, PGI= Peso ganado individual, TCE= Tasa de crecimiento específico, ACI= Alimento consumido individual, TCA=

Tasa de conversión alimenticia y REP= Razón de eficiencia proteica.

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

63

La TCA de los peces alimentados con la dieta control fue similar a los valores de

optenidos en los peces de los demás dietas, con excepción del resultado en el tratamiento

370/100 que produjo el valor más alto. Por otra parte, las REP del grupo control y del

tratamiento 410/100 fueron significativamente superiores a la mayoría de los tratamientos

(Tabla 11).

8.1.2 Segundo experimento (E2)

Durante el segundo experimento la temperatura se mantuvo a 27 ± 0.5 °C, salinidad en

36 ± 1.3 g L–1, oxígeno disuelto en 5 ± 0.2 mg L–1 y pH en 8 ± 0.07. Los compuestos

nitrogenados como: amonio, nitrito y nitrato se mantuvieron en 0.03 ± 0.02, 0.01 ± 0.02

y 9 ± 7 mg L–1, respectivamente. Los fosfatos tuvieron un promedio de 4 ± 1 mg L–1,

dureza de 177 ± 17 mg L–1 y el calcio > 400 mg L–1.

Debido a los resultados del E1, donde parece existir un efecto en el desempeño de los

peces por el alto contenido de energía (587 Kcal 100g-1) y lípidos (150 g kg-1) en la dieta

control, más que por el contenido de proteína, durante el E2 se consideró mantener un

valor promedio de proteína de 430 g kg-1 e incrementar el contenido de lípidos en las

dietas. Además el contenido de carbono en las dietas experimentales se incrementó (42 y

44 %) a valores similares a los presentes en la dieta control (47 %) (Tabla 2).

La supervivencia de los peces del E2 fue del 100 %, a excepción de los peces del

tratamiento 430/110 (94 %), sin embargo esta mortalidad no se considera efecto de las

dietas, sino de una conducta agresiva entre las parejas.

Por otro lado, durante los primeros 60 días de cultivo, el incremento en peso fue constante

en todos peces sometidos a los diferentes tratamientos, después de ese periodo,

únicamente los peces del tratamiento control mantuvieron la misma tendencia y los demás

disminuyeron su velocidad de crecimiento (Figura 17).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

64

Figura 17. Peso promedio (g) de los peces payaso A. ocellaris durante 100 días de

cultivo. El valor en el día “0” corresponde a una muestra de 20 peces de la población

utilizada para el experimento.

Los peces del tratamiento control y del 430/100 tuvieron el mayor PG y TCE, en

comparación con los tratamientos 430/110 y 430/120, que mantuvieron valores similares.

La mejor TCA se observó con la dieta control y la 430/100, mientras que los peces

alimentados con la dieta control generaron la mejor REP con valores significativamente

superiores al resto de los tratamientos, los cuales mantuvieron valores similares (Tabla

12).

Pes

o p

rom

edio

(g)

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L.______________________________________________________________________________________________________________

65

Tabla 12. Resultado de las variables de respuesta evaluadas en E2.

Dieta S (%) PF (g) PG (%) PGI (mg día-1) TCE (% día-1) ACI (g día-1) TCA REP

430/100 100 1.90±0.37 30.59±10.61 ab 5.64±2.61 ab 0.14±0.04 ab 0.13±0.01 25.9±8.01 ab 0.09±0.03 b

430/110 94 1.84±0.26 21.77±9.13 b 4.11±1.74 b 0.11±0.04 b 0.13±0.02 37.56±17.48 a 0.07±0.03 b

430/120 100 1.90±0.22 25.49±14.36b 4.68±2.11 b 0.12±0.06 b 0.14±0.02 34.45±16.10 a 0.08±0.08 b

Control 100 2.28±0.42 43.59±12.50 a 7.90±1.65 a 0.19±0.05 a 0.15±0.02 18.64±5.09 b 0.18±0.04 a

*Valores con superíndice diferente denotan diferencia significativa entre tratamientos.

** S= Supervivencia, PF= Peso final, PG= Peso ganado, PGI= Peso ganado individual, TEC= Tasa de crecimiento específico, ACI= Alimento

consumido individual, TCA= Tasa de conversión alimenticia y REP= Razón de eficiencia proteica.

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

66



Los parámetros de calidad del agua se mantuvieron constantes y dentro del rango

reportado para el mantenimiento y reproducción de la especie (Zhang et al., 2007; Calado

et al., 2009 Jhonson y Rhyne, 2015). La temperatura se mantuvo en 26 ± 0.8 °C, la

salinidad en 34 ± 0.5 g L–1, oxígeno disuelto en 5 ± 0.12 mg L–1 y pH en 7.9 ± 0.2. El

amonio se mantuvo en valores promedio de 0.04 ± 0.03 mg L–1, el nitrito en 0.09 ± 0.04

mg L–1, el nitrato en 14 ± 8 mg L–1, el fosfato en 3.5 ± 1.2 mg L–1, el calcio >400 mg L–1

y la dureza en 224 ± 18 mg L–1.

La mayor supervivencia se registró en los tratamientos 370/70 y 400/90, pero sin que se

presentaran diferencias significativas entre tratamientos. El crecimiento de los camarones

pimienta alimentados con las dietas experimentales fue similar y constante, además de

superior a los camarones del grupo control (Figura 18).

0 15 30 45 60 75 90

Días de cultivo

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

Incr

emen

to e

n p

eso (

g)

340/70

340/80

340/90

370/70

370/80

370/90

400/70

400/80

400/90

C

Figura 18. Peso promedio (g) de los camarones pimienta L. wurdemanni durante 90 días

de cultivo.

Pes

o p

rom

edio

(g)

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

67

El PG y TCA de los camarones alimentados con las dietas 370/90 y 400/80 fue

significativamente superior al observado en los camarones de la dieta control, aunque

similar al de los otros tratamientos. La mayoría de tratamientos, excepto 370/70, 400/70

y 400/90 tuvieron una REP estadísticamente superior al resultado del grupo control (Tabla

13).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L.______________________________________________________________________________________________________________

68

Tabla 13. Variables de respuesta evaluadas durante el cultivo del camarón pimienta L. wurdemanni.

T S

(%)

LF

(cm)

PF

(g)

PG

(%)

PGI

(mg día-1)

TCE

(% día-1)

ACI

(g día-1) TCA REP

340/70 87 2.9±0.1 a 0.39±0.05 a 149±25ab 3±0.5 a 0.53±0.06 a 0.13 a 44±8 b 0.07±0.02 a

340/80 93 2.8±0.1 a 0.37±0.02 a 141±17ab 3±0.3 a 0.51±0.04 a 0.13 a 46±7 b 0.06±0.01 a

340/90 80 2.6±0.3 ab 0.31±0.08 ab 156±43ab 3±0.9 a 0.54±0.10 a 0.11 ab 45±7 b 0.06±0.01 a

370/70 100 2.7±0.2 ab 0.31±0.04 ab 115±8ab 2±0.3 ab 0.44±0.02 ab 0.11 ab 50±6 ab 0.06±0.01 ab

370/80 87 2.7±0.1 ab 0.33±0.01 ab 146±42ab 3±0.3 a 0.51±0.10 a 0.11 ab 43±10 b 0.06±0.01 a

370/90 87 2.7±0.2 ab 0.33±0.07 ab 159±19a 3±0.5 a 0.55±0.04 a 0.11 ab 40±6 b 0.06±0.01 a

400/70 73 2.8±0.2 ab 0.34±0.04 a 139±22ab 3±0.2 a 0.50±0.05 a 0.11 ab 44±4 b 0.05±0.00 ab

400/80 93 2.9±0.1 a 0.37±0.04 a 173±35a 3±0.3 a 0.58±0.07 a 0.12 ab 38±4 b 0.06±0.01 a

400/90 100 2.6±0.2 ab 0.29±0.05 ab 153±54ab 2±0.6 ab 0.53±0.13 a 0.11 ab 54±26 ab 0.05±0.02 ab

C 93 2.2±0.04 b 0.19±0.02 b 65±9b 1±0.1 b 0.29±0.03 b 0.07 b 77±11 a 0.03±0.00 b

*Valores con superíndice diferente denotan diferencia significativa entre dietas.

** T= Tratamiento, S= Supervivencia, LF= Longitud final, PF= Peso final, PG= Peso ganado, PGI= Peso ganado individual, TCE= Tasa de crecimiento

específico, ACI= Alimento consumido individual, TCA= Tasa de conversión alimenticia y REP= Razón de eficiencia proteica.

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

69

Las primeras hembras ovadas (camarones en fase femenina, FF) se registraron a los 75

días de edad promedio (un mes después de completar la metamorfosis) en los tratamientos

340/70, 370/80 y 400/70. El mayor número de mudas y hembras ovadas se registró en los

tratamientos 340/70 y 370/90, los cuales fueron significativamente superiores a los

obtenidos con la dieta control (Tabla 14).

Tabla 14. Promedio ± desviación estándar variables asociadas al efecto de la dieta en el

crecimiento y reproducción del camarón pimienta L. wurdemanni.

Tratamiento

% de mudas % de hembras

ovígeras

% de

desoves

viables

Proteína (%) C (%)

340/70 73±47 b 33±27b 30b 45.5 b 33.11

340/80 60±20ab 33±13b 0c 38.7 bc 22.69

340/90 40±53 ab 20±13ab 0c 29.3 c 20.91

370/70 40±33ab 27±7ab 0c 30.3 c 21.23

370/80 27±20ab 20±13ab 0c 30.7 c 23.45

370/90 73±40 b 33±13b 0c 31.4 c 22.22

400/70 47±27ab 33±13b 0c 30.2 c 20.38

400/80 60±20ab 27±7b 100a 57.7 a 45.48

400/90 53±20 ab 20±13ab 0c 38.0 bc 27.50

C 7±0 a 7±7a * * *

*Tratamiento (C) sin desove para su análisis. El 7 % corresponde solo a una hembra ovada

registrada durante todo el periodo de cultivo.

**Proteina (%) = Contenido de proteína en la masa ovígera de cada tratamiento. C % =Porcentaje

de carbono registrado en la masa ovígera en cada tratamiento.

***El % de mudas registrado expresa el porcentaje promedio de mudas observadas (en periodos

de 15 días) en relación al total de camarones por tratamiento. El % de hembras ovígeras representa

el porcentaje promedio de hebras ovígeras registradas (en periodos de 10 días) con respecto al

total de camarones por tratamiento.

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

70

Las hembras que fueron alimentadas con las dietas 340/70 y 400/80 tuvieron huevos

viables, los cuales además tuvieron el mayor contenido de proteína y carbono en

comparación con la composición de los huevos de los demás tratamientos (Tabla 14).

Además, los huevos viables presentaron una pigmentación verde-oscuro (Pantone® 340

C) a diferencia de aquellos que no lograron el desarrollo embrionario (verde-claro,

Pantone® 3242 C) (Figura 19).

Figura 19. Variacion en la pigmentación de la gonada (a y c) y el huevo (b y d) entre

camarones de los diferentes tratamientos.

Tratamientos 340/70 y 400/80

Tratamientos sin desoves viables

a)

d)

b)

c)

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

71



En el E1 la supervivencia de los peces fue similar entre tratamientos, sin embargo, se

considera que la mortandad registrada no se debió a los tratamientos sino a agresiones

entre los peces de una misma unidad experimental. Los peces muertos presentaron

lesiones en aletas y piel, además de abdomen hundido (indicador de inanición).

El mejor crecimiento se obtuvo con los tratamientos A(0.5), L(0.5) y L(1) aunque no fue

significativamente diferentes en comparación con el crecimiento en los otros

tratamientos. De igual modo, el PG, TCA, TCE y REP fue similar en los peces sometidos

a los diferentes tratamientos (Tabla 15).

Tabla 15. Valores promedio ±D.E. de las variables evaluadas en E1.

T S (%) LF (cm) PF (g) PG (%) TCA TCE REP

A(0.5) 73±12 3±0.05 0.5±0.03 90±12 31±7 0.3±0.03 0.1±0.02

A(1) 93±12 2.8±0.03 0.4±0.02 66±9 37±7 0.2±0.02 0.08±0.01

A(1.5) 80±20 2.7±0.08 0.4±0.04 62±17 33±9 0.2±0.05 0.1±0.02

L(0.5) 87±12 3±0.1 0.5±0.04 107±16 22±3 0.4±0.03 0.1±0.02

L(1) 87±12 2.9±0.3 0.5±0.2 93±80 38±25 0.3±0.2 0.1±0.06

L(1.5) 80±0 2.6±0.1 0.4±0.07 38±26 61±31 0.2±0.08 0.06±0.04

TC 73±31 2.9±0.2 0.5±0.04 88±44 23±13 0.29±0.1 0.1±0.07

*T =Tratamiento, S= Supervivencia, LF=Longitud final, PF= Peso final, PG= Peso ganado,

TCA= Tasa de conversión alimenticia, TEC= Tasas especifica de crecimiento y REP= Razón de

eficiencia proteica. A= astaxantina, L= luteína. 0.5, 1 y 1.5= Porcentajes de inclusión de

cada pigmento.

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

72

Los peces alimentados con las dietas suplementadas con astaxantina tuvieron una

pigmentación más oscura, con valores de “G” (composición de color RGB) menores

significativamente en comparación a los valores observados en los peces de los

tratamientos con luteína (pigmentación más clara). Lo anterior fue similar a los resultados

del espacio de color L*a*b*, donde los valores de L* (luminosidad del color) de los peces

alimentados con luteína fueron estadísticamente superiores en comparación a los

tratamientos con astaxantina. Los valores de +a* (que representa el rojo) en los peces de

los tratamientos A(0.5) y A(1) fueron estadísticamente superiores en comparación a lo

observado en los peces de los tres tratamientos con luteína (Tabla 16).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

73


representación en la escala Pantone® en el E1.

T R G B L* a* b* Color

(R,G,B) Pantone®

A(0.5) 222±12 107±8a 10±6 58±2ab 41±6a 64±2ab

237,104,8

1505 C

A(1) 209±25 108±13a 17±6 56±5ab 35±9a 61±4ab

250,107,17

Bright

Orange C

A(1.5) 192±18 96±12a 21±12 51±5a 34±5ab 54±6a

207,93,12

717 C

L(0.5) 214±14 139±19b 35±12 64±6b 21±5c 61±2ab

228,165,52

130 C

L(1) 216±15 138±13b 21±10 64±5b 22±3c 65±6b

233,149,14

144 C

L(1.5) 210±24 136±13b 35±29 63±5b 21±6c 58±11ab

251,146,6

1495 C

TC 188±24 114±21ab 21±10 55±8ab 23±6bc 58±5ab

219,122,11

138 C

* T= Tratamiento. R, G y B= Promedio ±D.E. de los valores de RGB. L*, a*, b*= Promedio

±D.E. de los valores de L*a*b*. Color (R, G, B,)= Valores de RGB usados para la representación

gráfica del color. Pantone®= Código del color que se muestra en cada tratamiento. A=

astaxantina, L= luteína. 0.5, 1 y 1.5= Porcentajes de inclusión de cada pigmento.

El contenido de carotenoides totales en la piel en los peces de A(0.5) y A(1) fue

estadísticamente superior en comparación con los demás tratamientos, mientras que la

menor acumulación de pigmentos la tuvieron los peces de L(0.5), L(1) y TC. (Figura 20).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

74

A(0.5) A(1) A(1.5) L(0.5) L(1) L(1.5) CT

Tratamiento

2

4

6

8

10

12

14

16

18

Co

nte

nid

o d

e ca

rote

nid

es t

ota

les

(g k

g-1

)

Figura 20. Contenido promedio de carotenoides totales en la piel de los peces por

tratamiento. Letra diferente en barras, denotan diferencia estadística significativa entre

tratamientos. A= astaxantina, L= luteína. 0.5, 1 y 1.5= Porcentajes de inclusión de cada

pigmento.

En el músculo de los peces sometidos a los tratamientos A(0.5) y A(1) se tuvieron las

concentraciones de carotenoides totales significativamente más altas en comparación a

los demás tratamientos, los cuales mantuvieron valores similares, a excepción de los

peces del grupo control que tuvieron la menor concentración (Figura 21).

a

a

b

c c

b

c

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

75

Figura 21. Contenido de carotenoides totales en el músculo de los peces sometidos a los

diferentes tratamientos. Letra diferente en barras, denotan diferencia estadística

significativa entre tratamientos. A= astaxantina, L= luteína. 0.5, 1 y 1.5= Porcentajes de

inclusión de cada pigmento.

En E2 la supervivencia de los peces en los tratamientos con fondo negro (independiente

del tipo, presencia o ausencia de iluminación) fue del 100 % a diferencia de los

mantenidos en los tratamientos con fondo blanco (80 y 87 %), aunque no diferente

significativamente. El crecimiento de los peces de todos los tratamientos fue similar

(Tabla 17).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

76

Tabla 17. Resultados de supervivencia y crecimiento (promedio ±D.E.) de los peces del

E2.

T S (%) LF (cm) PF (g) PG (%)

BBl 80±20 3.2±0.4 0.76±0.2 190±46

BR 87±12 3.3±0.4 0.74±0.3 186±18

NBl 100 3.2±0.3 0.72±0.2 177±48

NR 100 3.2±0.4 0.67±0.2 158±57

SL 100 3.2±0.4 0.72±0.3 177±65

*BBl= Fondo blanco/luz blanca, BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo negro/luz blanca, NR=

Fondo negro/luz roja y SL= Fondo negro/sin luz. S= Supervivencia, LF= Longitud final, PF=

Peso final y PG= Peso ganado.

La luminosidad del color (L*) en el cuerpo de los peces fue similar para todos los

tratamientos, al igual que el valor de b*, sin embargo, los valores de +a* (pigmentación

rojiza) de los peces en los tratamientos NB1 y SL fueron estadísticamente superiores en

comparación con los peces del tratamiento BR. Los valores de R y G (de la composición

de color RGB), para todos los peces, fueron similares sin importar el tratamiento, mientras

que en los peces de BR, los resultados de B fueron estadísticamente superiores en

comparación a los valores de los demás peces (Tabla 18).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

77


representación en la escala Pantone® de los tratamientos de E2.

T R G B L* a* b* Color

(R,G,B) Pantone®

BBl 205±23 115±13 6±9ª 57±6 29±7ªb 64±5

244,120,0

716 C

BR 183±14 121±26 36±27b 56±8 17±8ª 53±6

193,134,25

131 C

NBl 195±39 100±20 5±8ª 53±10 33±10b 60±8

248,106,11

1585 C

NR 200±29 112±24 8±9ª 56±9 29±8ªb 62±8

237,131,0

144 C

SL 208±26 98±14 6±4ª 55±6 39±10b 62±5

236,100,12

1505 C

T= Tratamiento, BBl= Fondo blanco/luz blanca, BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo

negro/luz blanca, NR= Fondo negro/luz roja y SL= Fondo negro/sin luz. R, G y B= Promedio ±D.

E. de los valores de RGB. L*, a*, b*= Promedio ±D.E. de los valores de L*a*b*. Color (R, G,

B,)= Valores de RGB usados para la representación gráfica del color. Pantone®= Código del color

que se muestra en cada tratamiento.

La presencia e intensidad de la banda negra, característica del cuerpo de los peces payaso,

varió en relación con el color de fondo de las peceras. El 60 % de los peces mantenidos

en las peceras con fondo blanco no presentaron (o era poco visible) la banda negra en el

cuerpo, mientras que el 100 % de los peces de las peceras con fondo negro presentaron

bandas negras bien definidas (Tabla 19)

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

78

Tabla 19. Presencia y ausencia de bandas negras en los peces de todos los tratamientos.

T

BBl

BR

NBl

NR

SL

*BBl= Fondo blanco/luz blanca, BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo negro/luz blanca,

NR= Fondo negro/luz roja y SL= Fondo negro/sin luz.

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

79



Durante el estudio, los parámetros de calidad de agua se mantuvieron constantes y dentro

de los rangos reportados para desarrollo del género Lysmata (Zhang et al., 2007; Calado

et al., 2009 Johnson y Rhyne, 2015) por lo que se considera no tuvieron efecto sobre los

resultados. Los valores promedio de los parámetros fueron: amonio= 0.04±0.02 mg L–1,

nitrito= 0.13±0.3 mg L–1, nitrato= 11±7 mg L–1, fosfatos= 4±1.9 mg L–1, dureza= 200±38

mg L–1, calcio= >400 mg L–1, pH= 8±0.2, salinidad= 33±2 mg L–1, temperatura= 28±0.8

°C y oxígeno= 5±0.2 mg L–1.

La supervivencia de los camarones de todos los tratamientos fue del 100 % durante los

primeros 90 días de cultivo, pero en las últimas dos semanas del estudio se registró

mortalidad en los tratamientos con β-caroteno y control, en rangos del 2 al 9% (Tabla 20).

El PG, TEC, TCA y REP fue similar entre los camarones pimienta L. wurdemanni

sometidos a los diferentes tratamientos (Tabla 20).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L.______________________________________________________________________________________________________________

80

Tabla 20. Promedio (± desviación estándar) de las variables de respuesta evaluadas.

*Datos con diferente subíndice denotan diferencia significativa (P< 0.05).

**Supervivencia (S), peso inicial (PI), peso final (PF), peso ganado (PG), peso ganado individual (PGI), alimento consumido individual (ACI), tasa de

conversión alimenticia (TCA), tasa especifica de crecimiento (TEC) y razón de eficiencia proteica (REP). Astaxantina (A) y β-caroteno (B). Porcentaje

de inclusión del pigmento (0.5, 1 y 1.5).

El número de mudas registrado durante el estudio fue similar entre tratamientos, mientras que el porcentaje de hembras ovígeras del

tratamiento A(1.0) fue significativamente superior al obtenido con los tratamientos A(0.5), B(0.5), B(1.0), B(1.5) y TC (Tabla 21).

Tratamiento S (%) PI (g) PF (g) PG (%) PGI (mg día-1) TEC (% día-1) ACI (g) TCA REP

A(0.5) 100a 0.04±0.01 0.28±0.01 717±287 2.7±0.05 1±0.16 0.07±0.01 25±4 0.12±0.02

A(1.0) 100a 0.05±0.01 0.27±0.03 461±169 2.4±0.41 0.82±0.14 0.07±0.01 31±6 0.10±0.02

A(1.5) 100a 0.04±0.01 0.28±0.06 554±155 2.7±0.65 0.90±0.12 0.08±0.02 29±2 0.10±0.01

B(0.5) 98±4ab 0.04±0.01 0.28±0.03 660±140 2.7±0.35 0.97±0.09 0.07±0 25±4 0.12±0.02

B(1.0) 98±4ab 0.01±0.01 0.25±0.02 575±288 2.4±0.36 0.89±0.2 0.06±0.01 26±8 0.12±0.04

B(1.5) 96±4ab 0.04±0.01 0.27±0.04 610±88 2.6±0.41 0.94±0.06 0.06±0.01 23±1 0.13±0.01

TC 91±4b 0.03±0.01 0.29±0.03 834±433 2.8±0.42 1.05±0.21 0.05±0.01 19±4 0.16±0.03

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L.______________________________________________________________________________________________________________

81

Tabla 21. Promedio (± desviación estándar) de las variables reproductivas evaluadas.

* El “Porcentaje de mudas” expresa el porcentaje promedio de mudas registradas en periodos de 12 días en relación al total de camarones por tratamiento.

** El “Porcentaje de hembras ovígeras” representa el porcentaje promedio de hebras ovígeras registradas (durante cada semana de cultivo) con respecto

al total de camarones por tratamiento.

*** T = tratamiento, N = nitrógeno, C = carbono e H = hidrógeno. A = astaxantina y B = β-caroteno. 0.5, 1 y 1.5 = Porcentaje de inclusión del

pigmento.

Contenido químico y energético de la masa ovígera

T Porcentaje de

mudas

Porcentaje de

hembras ovígeras N (%) C (%) H (%) Proteína (%)

Energía

(kcal 100g-1)

A(0.5) 38±20 13±0cb 7.3±0.3ab 29.9±1.4ab 7.5±0.7ab 42.3±1.7ab 342±16ab

A(1.0) 41±15 33±0a 8.4±1.4ª 35.1±5.4ª 8.2±1.1ª 48.9±8ª 397±51ª

A(1.5) 41±11 24±4ba 7.6±1ab 30.6±4.2ab 6.2±1.1ab 44.0±6ab 320±51ab

B(0.5) 31±16 13±11cb 7.9±0.6ab 32.5±2.1ª 6.5±2.2ab 46.3±3.4ab 337±82ab

B(1.0) 31±8 18±4cb 6.5±0.4b 25.5±0.7b 5.7±1.4ab 37.7±2.3b 285±49ab

B(1.5) 43±4 4±4c 7.9±0.2ab 32.1±0.2ª 6.7±1.3ab 45.7±1.4ab 342±45ab

TC 29±8 20±7cb 7.9±0.4ab 33.2±1.1ª 4.8±0.7b 46±2.6ab 276±13b

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

82

Los resultados indican que tanto la fuente de carotenoides como el porcentaje de inclusión

en la dieta afecta la composición química y proximal de los huevos. El contenido de

proteína en los huevos de las hembras alimentadas con la dieta A(1.0) fue

significativamente superior (P<0.05) al que se obtuvo con la dieta B(1.0). Similar a lo

anterior, el mayor contenido de energía se presentó en los huevos provenientes de las

hembras alimentadas con el tratamiento A(1.0), el cual fue estadísticamente superior

(P<0.05) en comparación con el contenido de energía de los huevos producidos por las

hembras del tratamiento control. Por otra parte, el contenido de carbono en los huevos de

los tratamientos A(1.0), B(0.5), B(1.5) y TC fue de entre 7 y 10 % superior al registrado

en los del tratamiento B(1.0) (Tabla 3).

Respecto a la acumulación de carotenoides en los camarones, se registró una correlación

altamente significativa (P < 0.01) entre el aumento del nivel de inclusión de carotenoides

en la dieta y su acumulación en el cuerpo. Los camarones alimentados con la dieta

suplementada con la mayor cantidad de astaxantina, acumularon una menor cantidad del

pigmento en el abdomen (r = -0.93) y el cefalotórax (r = -0.91) en contraste con los

camarones alimentados con la mayor concentración de β-caroteno, quienes acumularon

la mayor concentración de carotenoides totales en el abdomen (r = 0.80). Sin embargo el

contenido de carotenoides en abdomen y cefalotórax de los camarones del tratamiento

A(0.5) (≈215 mg kg-1) fue similar al contenido pigmentos en el abdomen de los camarones

de B(1.5) (≈231 mg kg-1) y ambos valores significativamente superiores a los registrados

en los tratamientos A(1.0), A(1.5), B(0.5) y TC (Figura 22).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

83

Figura 22. Variación del contenido de astaxantina en abdomen y cefalotorax del

camarón pimienta L. wurdemanni, con respeto a la fuente de pigmento (A = astaxantina

y B = β-caroteno) y nivel de inclusión en la dieta (porcentaje de inclusión = 0.5, 1 y

1.5).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

84



Después de 100 días de cultivo, la supervivencia de los camarones sometidos a los

diferentes tratamientos fue similar (Tabla 22).

Tabla 22. Resultados de las variables de crecimiento evaluadas en los camarones

durante el estudio.

Tratamiento Supervivencia (%) LF (cm) PF (g) PG (%)

BBl 86 2.5±0.4b 0.26±0.1 148±119

BR 90 2.5±0.4b 0.29±0.1 182±115

NBl 90 2.7±0.3a 0.31±0.1 196±120

NR 86 2.8±0.4a 0.34±0.1 242±107

SL 90 2.7±0.3a 0.33±0.1 211±101

*BBl= Fondo blanco/luz blanca, BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo negro/luz blanca,

NR= Fondo negro/luz roja y SL= Fondo negro/luz natural.

La mayor ganancia en peso (%) se obtuvo en los camarones de los tratamientos NR y SL,

sin que fueran estadísticamente superiores a los valores promedio de los demás

camarones. A diferencia de lo anterior, la longitud final de los camarones de los

tratamientos NBl, NR y SL fue significativamente superior (P<0.05) en comparación con

los de los tratamientos BBl y BR.

Los valores de RGB de los camarones que se mantuvieron en los tratamientos BBl y BR

fueron similares a los observados en las postlarvas al inicio del estudio (color blanquecino

o baja pigmentación), a diferencia de los camarones de los tratamientos NBl, NR y SL

que fueron significativamente inferiores (mayor pigmentación). Por otra parte, se observó

que la composición de color RGB que mantuvieron los camarones de los tratamientos

NBl, NR y SL fue similar a los valores de los reproductores (Figura 23).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

85

PL BBl BR NBl NR SL Reproductores

Tratamiento

40

60

80

100

120

140

160

180

200

220

Valo

r d

e R

GB

R

G

B

Figura 23. Promedios y desviación estándar de los valores de RGB obtenidos en los

camarones sometidos a los tratamientos y su comparación con postlarvas (PL) y

parentales (fenotipo silvestres) utilizados en el estudio. BBl= Fondo blanco/luz blanca,

BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo negro/luz blanca, NR= Fondo negro/luz roja y

SL= Fondo negro/sin luz

En general se observó que el fondo de las peceras tiene mayor efecto sobre la expresión

del color corporal, en comparación con la iluminación. Además, se observó que el índice

de color con valores ≤ 5 representan la mayor pigmentación en los camarones (Tabla 23).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

86

Tabla 23. Variación de pigmentación del camarón pimienta sometidos a los diferentes

tratamientos.

Pigmentación después de 90 días de

cultivo.

Pigmentación después de cambiar a los

camarones de tratamiento (del día 91 al

93).

Tratamiento Max. Min. Tratamiento Max. Min.

BBl

De BBl a NBl

IC:

P:

0.6

4735 C

0.6

401 C

0.4

7525 C

0.5

7522 C

BR

De BR a NR

IC:

P:

0.7

7528 C

0.6

WGray5C

0.5

7614 C

0.6

479 C

NBl

De NBl a BBl

IC:

P:

0.3

449 C

0.5

7614 C

0.5

4715 C

0.7

407 C

NR

De NR a BR

IC:

P:

0.3

450 C

0.5

479 C

0.5

7522 C

0.6

4725 C

Control

IC:

P:

0.3

7763 C

0.4

7585 C

Postlarva

Reproductor

IC:

P:

0.7

407 C

0.5

7614 C

Escala del índice de color:

*Los valores del índice de color (IC) y código Pantone® (P), corresponden al promedio de la

composición de color RBG obtenida en el total de la imagen mostrada.

**BBl= Fondo blanco/luz blanca, BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo negro/luz blanca,

NR= Fondo negro/luz roja y SL= Fondo negro/sin luz.

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

87

La concentración de carotenoides totales presentes en el tejido abdominal de los

camarones fue similar entre tratamientos; mientras que el contenido del pigmento en el

cefalotórax de los camarones de los tratamientos NR y SL fue significativamente

superiores en comparación con los del tratamiento BBl, y similares al resto de los otros

tratamientos (Figura 24).

Figura 24. Contenido de carotenoides totales en el abdomen y cefalotórax de los

camarones. BBl= Fondo blanco/luz blanca, BR= Fondo blanco/luz roja, NBl= Fondo

negro/luz blanca, NR= Fondo negro/luz roja y SL= Fondo negro/sin luz.

Después del periodo en que los camarones se cambiaron de tratamiento, se observó que

aquellos provenientes de los tratamientos BBl y BR (menor coloración) aumentaron su

expresión de pigmentos, incluso a valores similares a los que presentaron los camarones

de los tratamientos NBl, NR y SL. Mientras que los camarones que se cambiaron del

color de fondo negro a blanco disminuyeron su pigmentación (Tabla 2). Al igual que el

índice de color, el valor de RGB incrementó en los camarones, que por el tratamiento de

origen, tenían mayor pigmentación (Figura 25).

RESULTADOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

88

Figura 25. Valores promedios de RGB (composición de color R=Red, G=Green y

B=Blue) y desviaciones estándar observadas en los camarones después de que se

cambiaron de tratamiento.

DISCUSIÓN

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89

9. DISCUSIÓN



La producción controlada de peces del género Amphiprion se realiza desde hace algunos

años, gracias a los resultados de investigaciones previas de su biología reproductiva,

desarrollo embrionario y larvario (Dhaneesh et al., 2009; Olivotto et al., 2011; Putra et

al., 2012). Sin embargo, el efecto que tiene la variación del contenido de proteína y lípidos

en la dieta sobre el crecimiento de juveniles y adultos, así como en la calidad de la

progenie, no se había evaluado. Por lo que se considera importante la presente

investigación debido a que este es uno de los primeros estudios para determinar los

requerimientos de proteína y lípidos del pez payaso, el cual de acuerdo a nuestros

resultados, tiene una preferencia particular por proteína vegetal y un alto requerimiento

específico de energía.

En principio se estableció que durante los estudios, se deberían mantener los parámetros

de calidad del agua dentro de los límites recomendados para el óptimo crecimiento de la

especie (Watson y Hill, 2006; Dhaneesh et al., 2012). Lo anterior debido a que una buena

calidad del agua promueve el bienestar animal y la ingesta de alimento (Ye et al., 2011).

Durante el experimento E1 se estableció que los peces deberían estar en contenedores

individualmente, ya que los peces payaso desarrollan rangos sociales que pueden

interferir en el crecimiento de algunos miembros de la población (Buston, 2003). Así

mismo, D´Abramo y Castell (1994) recomiendan mantener a peces o crustáceos en

contenedores individuales durante las evaluaciones nutrimentales para reducir el número

de variables que pudieran afectar el crecimiento de la especie en estudio. A diferencia de

lo anterior durante el experimento E2, los peces se mantuvieron en pares con la finalidad

de estimular la formación de parejas reproductoras, sin embargo, se observaron algunas

peleas y mortalidad, posiblemente, debido a la dominancia social que conlleva el cambio

de sexo (Iwata et al., 2008).

DISCUSIÓN

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90

Los resultados obtenidos durante el E1 demuestran que tanto el contendido de proteínas

como el de lípidos afectan el crecimiento de los peces payaso, ya que las dietas

experimentales que contenían más de 400 g kg-1 de proteína generaron una mayor

ganancia en peso (63-69 %) en comparación con la observada con las dietas que contenían

menos de 380 g kg-1 de proteína (≤ 50 % de PG), independientemente del contenido de

lípidos. Sin embargo, la dieta control que contenía una menor cantidad de proteína,

promovió valores superiores en las variables de respuesta evaluadas, lo que pudo estar

relacionado con su alto contenido de energía, proveniente de los lípidos, el cual fue

superior al de las dietas experimentales. Estas obervaciones concuerdan con los resultados

de investigaciones en las que se indica que el requerimiento proteínico (en general) de los

peces marinos es superior a 400 g kg-1. Al respecto Deng et al. (2011) y Coutinho et al.

(2012) indican que el incremento de los niveles de proteína en la dieta promueve un mayor

crecimiento en peces marinos.

Al igual que en los peces payaso, estudios previos indican que la ganancia en peso del

sargo picudo Diplodus puntazo aumenta conforme se incrementa el contenido de proteína

en la dieta de 150 a 450 g kg-1, además que un aporte de 429 g kg-1 es suficiente para su

crecimiento óptimo, independientemente del contenido de lípidos (120 y 180 g kg-1)

(Coutinho et al., 2012). Por su parte, Abdo-de la Parra et al. (2010) reportan que el pargo

lunarejo Lutjanus guttatus tiene mayor crecimiento y supervivencia (97 %) cuando se

alimenta con dietas que contienen entre 450 y 500 g kg-1 de proteína, a diferencia de

cuando son alimentados con dietas que contienen ≤ 400 g kg-1 de proteína, lo anterior, sin

importar el contenido de lípidos que varió de 90 a 150 g kg-1. Sin embargo, es necesario

considerar que tanto el pargo como el sargo son peces con pesos significativamente

superiores en comparación con los peces payaso, por lo que pueden requerir un mayor

contenido de proteína en la dieta debido a que la velocidad de crecimiento y longitud final

en la fase adulta es superior.

A diferencia de los peces de consumo, los peces marinos de ornato suelen ser especies

pequeñas (< de 20 cm de longitud en la fase adulta), y son pocos los estudios dirigidos a

determinar sus tasas de crecimiento en función de los requerimientos nutrimentales, lo

que dificulta una comparación objetiva. Al respecto Gordon et al. (2000) indican que

después de probar dietas secas (440/80 g kg-1 P/L), una combinación de dieta seca con

Artemia (470/110 g kg-1 P/L), y dieta seca con músculo de camarón (480/80 g kg-1 P/L),

DISCUSIÓN

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91

en peces payaso Amphiprion percula (de 32 días de edad), estos tuvieron una ganancia

en peso promedio de 0.25 g, una TCA de ≈10.3 y REP de ≈0.22, lo que indica que las

tasas de crecimiento en estos peces son inferiores a otros grupos de peces, aunque se les

proporcionen dietas con alto contenido de proteína. De manera similar, durante el primer

mes de cultivo en el E1 se registró una ganancia en peso promedio de 0.11 g por mes, una

TCA de entre 15 a 20 y una REP de 0.11 a 0.20. Al respecto, se considera que la baja

velocidad de crecimiento y mínimo aprovechamiento de la proteína, puede ser una

característica general de los peces de la familia Pomacentridae, que se relaciona con un

alto requerimiento energético asociado a su gran actividad y constante movimiento, lo

que ocasiona que gran parte de la proteína se use como fuente de energía (Tocher y

Glencross, 2015), debido a lo ausencia de otras fuentes como los lípidos o carbohidratos.

Lo anterior, puede ser precisamente la razón por la cual la dieta control promovió los

mejores resultados de crecimiento durante ambas etapas experimentales, ya que si bien

tenía menor contenido de proteína, tuvo un mayor contenido de lípidos y de energía en

comparación con las dietas experimentales.

Por otro lado, durante la formulación de las dietas experimentales, se propuso agregar

harina de Spirulina como fuente de proteína vegetal, debido a que tanto Galetto y

Bellwood (1994) como Letourneur et al. (1997) indican que los peces de la familia

Pomacentridae como el payaso Amphiprion akindynos y el pez damicela Stegastes

nigricans ingieren hasta un 63 % de algas con respecto volumen del alimento consumido.

Lo anterior permitió demostrar que el origen de la proteína también tiene influencia sobre

el crecimiento de los peces, debido a que se observó que al incrementar el contenido de

Spirulina, se obtuvo un mayor PG. Estos resultados pueden deberse a que el tracto

digestivo de los peces de la familia Pomacentridae es largo y pueden retener el alimento

de 4.5 a 10 horas (dependiendo de la edad del pez), lo que permite una mayor digestión y

absorción, debido al periodo de tránsito en el intestino (Cleveland y Montgomery, 2003;

Elliott y Bellwood, 2003). Aunque los hábitos alimenticios de los miembros de la familia

Pomacentridae pueden cambia con la edad (Souza et al. 2011), el consumo de algas como

materia de difícil digestión, promueve un pH acido en el estomago de hasta 2.7, el cual

permite romper las paredes celulares de alimentos vegetales para su digestión y

asimilación (Galetto y Bellwood, 1994).

DISCUSIÓN

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92

Los resultados de la presente investigación, que se relacionan con la baja tasa de

crecimiento observada en los peces y a su gran actividad, sugieren realizar nuevas

investigaciones que permitan determinar el gasto energético de la especie, y posibles rutas

metabólicas de los nutrientes. Debido a que durante el estudio, se observó que los peces

alimentados con la dieta control (340/150 g kg-1, P/L, 587.2 Kcal 100g–1) tuvieron un

crecimiento significativamente superior a las dietas experimentales con contenidos de

proteína superiores, pero de menor contenido energético.

Al incrementarse el contenido energético mediante un mayor contenido lipídico en las

dietas durante el E2, se observó una mayor tasa de crecimiento en los peces, aunque

similar entre aquellos alimentados con la dieta 430/100 y la dieta control. El porcentaje

de lípidos propuestos para las dietas estuvo dentro de los rangos que se reportan para para

otras especies de peces marinos de interés comercial, los cuales requieren en promedio

100 g kg-1 con lo que se considera cumple sus requerimentos de energía y ácidos grasos.

Al respecto se reporta que el pargo lunarejo Lutjanus guttatus tiene una mejor tasa de

crecimiento y conversión alimenticia cuando se alimenta con dietas que contienen 90 g

kg-1 de lípidos y entre 450 o 500 g kg-1 de proteína (Abdo de la Parra et al., 2010) en

comparación con dietas con menor contenido. Ghanawi et al. (2011) observaron que el

pez sigano jaspeado Siganus rivulatus requiere 98 g kg-1 de lípidos en la dieta cuando el

contenido de proteína es de 301 g kg-1, y niveles superiores a 125 g kg-1 de lípidos hacen

que disminuya el consumo de alimento y la velocidad de crecimiento. Esto se atrobuye a

que S. rivulatus es una especie herbívora y por ello más eficiente para transformar la

energía de las dietas en comparación con los peces carnívoros. Además, se considera que

los peces herbívoros tienen un metabolismo más acorde para el aprovechamiento de

carbohidratos en comparación con las especies omnívoras (Hidalgo et al. 1999). Con base

a lo anterior es posible establecer que algunos peces pueden satisfacer parte de su

requerimiento energético a partir de carbohidratos, y con ello disminuir el requerimiento

de lípidos en la dieta.

Durante el E2 se observó una mejora significativa de crecimiento de los peces en

comparación del primer experimento, particualrmente con la dieta 430/100, la cual

contenía una mayor proporción de ingredientes (Spirulina y harina de trigo) que aportaron

además de proteína, carbohidratos y energía, lo que permitió que los peces tuvieran una

tasa de crecimiento similar a la de los peces del tratamiento control. Lo resultados

DISCUSIÓN

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93

anteriores sugieren que al igual que especies como el pez conejo Siganus canaliculatus,

el pez payaso puede tener la capacidad enzimática para metabolizan carbohidratos, con

lo que se facilita la hidrolisis de almidón y la obtención de energía (Sabapathy y Teo,

1993). Al respecto Shiau y Lin (2001) demostraron que se puede reducir el nivel proteína

de 460 a 420 g kg-1 en dietas para el mero Epinephelus malabaricus, cuando se aumenta

el contenido de almidón de 195 a 246 g kg-1, lo anterior sin que se reduzca la ganancia en

peso y eficiencia del alimento, por lo que consideran que los carbohidratos son una fuente

alterna de energía en las dietas para algunos peces marinos.

Es importante considerar que los peces, más que un requerimiento específico de

proteína/lípidos, tienen una necesidad de cubrir sus necesidades energéticas y que

dependiendo del buen balance de los nutrientes energéticos es como se pueden cubrir los

requerimientos nutrimentales. Por lo que los resultados de nuestra investigación refuerzan

esta hipótesis, y por tanto se considera que los peces payaso requieren de una relación

C:N en la dieta de 6-8:1, para asegurar su crecimiento óptimo. Lo anterior debe

considerarse durante el balanceo proteico y energético de las dietas, de manera que se

incremente el contenido de carbohidratos para optimizar el aprovechamiento de la

proteína y lípidos. La ventaja de que los peces payaso puedan aprovechar proteína vegetal,

permite considerar la pertinencia de evaluar la incorporación de ingredientes no

tradicionales a su alimentación como puede ser la harina de biofloc, que puede aportar

ácidos grasos y aminoácidos necesarios para el desarrollo de especies marinas omnívoras

(Valle et al., 2014).

DISCUSIÓN

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94



Los resultados de la presente investigación representan un avance importante en la

implementación de los protocolos de cultivo de camarones pimienta en cautiverio, debido

a que se pudo cambiar la dieta fresca tradicional por un alimento pelletizado, sin que este

cambio afectara su supervivencia o crecimiento, lo cual se considera como el primer paso

en la domesticación de la especie. Al respecto Calado et al. (2005) indican que durante el

mantenimiento de juveniles de Lysmata seticaudata fue posible sustituir el alimento

fresco (mejillón Mytilus galloprovincialis, almeja Cerastoderma edule o Calamar Loligo

vulgaris) por una dieta formulada para dorada Sparus aurata, lo que mejoro

significativamente la supervivencia de los camarones en comparación a otras dietas.

En este estudio, las dietas experimentales cubrieron los requermientos nutrimentales del

camarón pimienta, a pesar de las diferencias en contenido de proteína y lípidos, debido a

que los camarones sometidos a los diferentes tratamientos tuvieron un peso ganado

similar y significativamente superior al de los camarones de la dieta control. Estos

resultados pueden deberse a la capacidad que tienen los crustáceos para regular su

metabolismo en función de la cantidad y calidad del alimento que consumen, con lo que

pueden asegurar sus requerimientos basales de energía (Vinagre y Chung, 2016). Dicha

adaptación se debe en gran parte a que los crustáceos cuentan con enzimas digestivas de

bajo peso molecular (proteasas de 11000 Daltons) en el hepatopáncreas; las cuales tienen

una gran actividad metabólica, y con lo que pueden digieren de manera más eficiente a

las proteínas en comparacion con otros organismos, ya que se cree que son exclusivas de

este grupo de invertebrados (Zwilling et al., 1981). En este contexto, se observó que a

pesar de la variación del número de mudas entre tratamientos, el crecimiento fue similar,

por lo que se considera que gran parte de la proteína consumida se utilizó como fuente de

energía para su mantenimiento. Al respecto, durante un estudio para identificar las rutas

metabólicas del langostino malayo Macrobrachium rosenbergii, Teshima et al. (2006)

indican que al suministrarles una dieta con 350 g kg–1 de proteína, el 68 % del total se

utilizó para crecimiento, mientras que si se proporcionaban dietas con 400 y 450 g kg–1,

únicamente el 47 y 39 % (respectivamente) se disponía para crecimiento, debido a que un

exceso de proteína solo se utiliza como fuente de energía.

DISCUSIÓN

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95

Con base a los resultados del presente estudio, se puede considerar que el requerimiento

mínimo de proteína para el crecimiento del camarón pimienta es similar al reportado para

camarones peneidos, donde especies omnívoras como el camarón Litopenaeus setiferus

y Litopenaeus vannamei requieren de entre 300 y 350 g kg–1 para su óptimo crecimiento

durante la fase juvenil y adulta, mientras que especies con hábitos carnívoros como el

camarón Kuruma Marsupenaeus japonicus requiere entre 400 a 570 g kg–1 proteína

(Kureshy y Davis, 2002; Takeuchi y Murakami, 2007). Es importante no olvidar, que el

requerimiento de energía de los camarones esta directamente relacionado con el

contenido en la dieta, por lo que dependiendo su valor calórico, el volumen de ingesta

puede variar. Al respecto, se reporta que el camarón blanco L. vannamei aumenta su

ingesta de alimento en respuesta a una reducción del nivel de proteína en la dieta, como

una adaptación para compensar la deficiencia de nutrientes, además se demostró que la

especie tiene la capacidad de sintetizar carbohidratos a través de la ruta gluconeogenica

(Rosas et al., 2002; Pascual et al., 2004), y con ello una amplia capacidad de adaptación

metabólica.

Con base en lo anterior, es posible considerar que el camarón pimienta L. wurdemanni

tiene la capacidad de regular su metabolismo y con ello utilizar a los lípidos y

carbohidratos como principales fuentes de energía para aprovechar la proteína disponible

para el crecimiento, y ser más eficiente en su asimilación cuando los niveles de inclusión

son menores al 350 g kg–1. Este supuesto se refleja precisamente en los resultados del

REP de este estudio, donde el tratamiento 340/70 tuvo un REP de 0.07, mientras que en

los tratamientos 400/70 y 400/90 fue de 0.05.

Similar a los resultados obtenidos con la variación de proteína, los niveles de lípidos

evaluados no afectaron el crecimiento y supervivencia de los camarones, lo que refuerza

la hipótesis de la eficiencia metabólica de la especie, y permite suponer que el

requerimiento de lípidos es similar al de otros crustáceos omnívoros (7 y 10 %) (Cahu,

2000; García-Galano, 2000). Por otra parte, es importante señalar que la dieta control

generó la menor ganancia en peso, lo cual puede deberse al alto contenido de lípidos (170

g kg–1), ya que se ha reportado que el altos niveles de lípidos en la dieta satisfacen

rápidamente el requerimiento de energía; lo que genera una sensación de saciedad, pero

sin cubrir el requerimiento nutrimental para el óptimo crecimiento de los camarones

(Wouters, 2001).

DISCUSIÓN

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96

El requerimiento de lípidos en los crustáceos, al igual que el de proteína, varía de acuerdo

al estadio de vida, ya que algunas especies como Litopenaeus stylirostris requieren

niveles inferiores a 90 g kg–1 de lípidos para crecimiento, pero durante la maduración y

reproducción se incrementa el contenido de lípidos en la dieta (110 g kg–1) para asegurar

la calidad y viabilidad de los gametos (Bray et al., 1990; Wouters et al., 2001). Con base

en lo anterior, y debido a que el camarón limpiador L. wurdemanni es una especie

hermafrodita protandica simultanea (Bauer y Baeza, 2004), se puede suponer que el

requerimiento de lípidos es menor durante la fase masculina (FM), en comparación a la

fase femenina (FF), donde requiere una mayor cantidad de lípidos debido a la generación

de gónadas.A respecto Hernández-Vergara et al. (2003) observaron que las hembras de

la langosta australiana Cherax quadricarinatus (especie gonocórica) acumulan de manera

más eficiente los lípidos hepatopancreáticos en comparación a los machos, debido al

desarrollo de la gónada. Lo que pudo ocurrir durante la presente investigación, ya que se

observó que los camarones en FF alimentados con la dieta que contenía 410 g kg–1 de

proteína y 90 g kg–1 de lípidos, fueron los que tuvieron una masa ovígera con mayor

pigmentación en comparación a los otros tratamientos, además de una mayor

acumulación de proteína (58 %) y carbono (45 %) en el huevo.

Una herramienta muy importante para determinar la calidad de huevos fértiles de especies

acuáticas, es la evaluación de su contenido de proteína y energía. Por lo que después de

analizar la masa ovigera de las hembras sometidas a los diferentes tratamientos, se

encontró que los huevos del camarón pimienta, tienen un contenido proteíco similar al

reportado para otros crustáceos omnívoros como el langostino Macrobrachium

americanum (55 % de proteína en huevos con un día post desove) o la langosta de agua

dulce Cherax quadricarinatus (58 % de proteína en huevos con un día post desove)

(García-Guerrero et al., 2003; García- Guerrero, 2009). De modo distinto, en algunas

otras especies de crustáceos, el contenido de proteína que se reporta es menor a 50 %, sin

embargo se observá una mayor reserva de lípidos, lo cual es necesario, debido a que

algunos desarrollos embrionarios que requieren una mayor cantidad de energía, como es

el caso del langostino Macrobrachium borelli (Heras et al., 2000). Es importante

considerar que el contenido de lípidos en el huevo disminuye conforme avanza el

desarrollo embrionario, debido al desgaste de energía que conlleva el desarrollo de

órganos y apéndices de la larva, por lo que durante la fase final se puede registrar un

DISCUSIÓN

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97

mayor contenido de proteína, que finalmente es la responsable del crecimiento muscular

y formación de organos (Guerrero y Sandoval, 2012).

Si bien el contenido de proteína o de lípidos de manera individual parece no afectar el

crecimiento de los camarones pimienta L. wurdemanni, los resultados indican que durante

la fase de reproducción se requiere de un mayor contenido de ambos nutrientes en la dieta.

Esto debido a que los camarones alimentados con la dieta 410/90 tuvieron un 100 % de

desoves viables. En contraste con lo anterior, con la dieta control que tuvo un alto

porcentaje de lípidos pero menor de proteína, el crecimiento fue bajo y durante la

reproducción solo se logró un desove, que no fue viable. Similar a nuestros resultados,

Tziouveli et al. (2012) reportaron una baja fecundidad (de 49 a 529 larvas) en el camaron

limpiador L. amboinensis despues de que fueron alimentados con dietas con alto

contenido de lipidos (200 y 220 g kg–1 de lípidos.

Es importante destacar que durante la fase reproductiva de camarones peneidos se

recomienda complementar su dieta con ingredientes frescos de origen marino, debido a

su aporte de acidos grados altamente insaturados (Kanazawa, 1985; Kanazawa, 2001;

Wouters et al., 2001). Mientras que nuestros resultados indican que el camaron pimienta

L. wurdemanni acepta dietas artificiales, tanto para la fase de crecimiento como para la

fase reproductiva, donde unicamente se debe ajustar el contenido de proteína y lípidos en

relación con la fase de vida, lo que para fines acuícolas representa una gran ventaja

operativa.

DISCUSIÓN

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98

9.3 Efecto del color de fondo del sistema de cultivo, espectro de luz y carotenoides

en la dieta, sobre el crecimiento y pigmentación corporal del pez payaso

Amphiprion ocellaris

Este es uno de los primeros estudios en el que se evalúa el efecto tanto de los pigmentos

en las dietas como algunos factores asociados al mantenimiento de los peces payaso en

cautiverio, sobre el color de su cuerpo y la concentración de pigmentos en el músculo y

piel, lo que se considera un avance importante para futuras producciones sustentables de

la especie.

Durante el primer experimento, la supervivencia de los peces fue similar entre

tratamientos, por lo que se considera que tanto la calidad del agua como las dietas

experimentales, particularmente las fuentes de pigmentos probados fueron eficientes. De

igual manera, Seyedi et al. (2013) reporta supervivencias similares entre grupos de peces

payaso A. ocellaris que fueron alimentados con dietas suplementadas con 90, 180 y 270

mg kg de astaxantina. Sin embargo, en este estudio se observaron encuentros antagónicos

entre los peces, que ocasionaron mortandad en algunos de los tratamientos, lo cual no se

considera efecto de las dietas experimentales sino de la conducta agresiva de algunos de

los peces, asociada posiblemente al cambio de sexo en los peces dominantes del grupo

(Iwata et al., 2008). Este comportamiento se debe a que en las poblaciones de peces

payaso del genero Amphiprion se forman jerarquías sociales, donde el cambio sexual de

macho a hembra ocurre en el pez dominante, el cual presenta una mayor longitud y

conducta agresiva hacia los demás miembros de la población (Buston 2003; Iwata et al.

2008).

Con la suplementación de carotenoides en la dieta de peces se espera que tanto la

supervivencia como el crecimiento mejoren, debido a sus propiedades antioxidantes, de

bloqueo de oxígeno “singlet” y actividad de provitamina A, lo que además ayuda a reducir

los efectos del estrés (Torrissen y Christiansen 1995; Wade et al., 2015b). Al respecto,

Amar et al. (2012) observaron que la inclusión de astaxantina sintética a la dieta de la

trucha arco iris aumentó la supervivencia (78 %) en comparación a las dietas

suplementadas con carotenoides de origen natural (50 a 67 % de supervivencia). Esto

después de que los peces fueron expuestos al virus IHNV. En contraste, durante la

presente investigación, la presencia de carotenoides en la dieta no incrementó la

DISCUSIÓN

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supervivencia o crecimiento de los peces, sin embargo si mejoró el color de la piel, sobre

todo en aquellos a los que se les incluyó astaxantina en las dietas. Similar a los resutltados

de este estudio, Seyedi et al. (2013) observaron que los peces payaso A. ocellaris

alimentados con calamar suplementado con astaxantina en concentraciones de 90 a 270

mg kg1, tuvieron un crecimiento similar entre tratamientos. A diferencia de lo anterior,

se ha reportado que el pez payaso Amphiprion frenatus tiene un mayor crecimiento

cuando se alimenta con dietas suplementadas con alga Porphyridium cruentum, a

diferencia de cuando se le suminstran dietas con Nannochloropsis oculata o sin

suplemento de pigmentos (Hekimoğlu et al., 2017). Estos resultados demuestran la

capacidad que tienen los peces payaso para aprovechar diferentes fuentes de pigmentos.

De igual manera, se ha demostrado que la trucha arco iris Oncorhynchus mykiss, es capaz

de metabolizar diferentes fuentes de pigmentos como: la astaxantina, pimiento rojo o

harina de camarón, con lo que mejora su tasa de crecimiento a diferencia de aquellos

peces alimentados con dietas sin pigmentos lo que se atribuye al fortalecimiento del

sistema inmune (Diler et al., 2005). No obstante, existen algunos estudios (Wang et al.,

2006; Pamh et al., 2014) en especies marinas y dulce acuícolas, en donde se tienen tasas

de crecimiento similar al usar dietas con astaxantina, β-caroteno o extractos de fuentes

naturales (pimentón o Hematococcus pluvialis) en comparación con dietas sin

suplementar.

En esta investigación, se observó que la fuente de carotenoides usada afecta la expresión

del color en la piel de los peces, ya que la luteína promovió una pigmentación amarilla y

valores de L* más altos, debido al color natural del pigmento (Amar et al., 2012); en

contraste con los peces alimentados con astaxantina, en los que se observó un color de

piel más rojizos (valores más altos en a*), particularmente con la dieta A(0.5) y A(1.0).

Estos resultados pueden indicar que los peces payaso A. ocellaris tienen una limitada

capacidad para metabolizar y transformar la luteína en astaxantina, a diferencia de peces

como la carpa dorada C. auratus, que es capaz de metabolizar y transformar luteína a

astaxantina vía α doradexantina (4-ketoluteina) y Beta-doradexantina (4-ketozeaxantina)

por oxidación e isomerización (anillo de alfa-ionona → anillo de Beta-ionona) (Teruhisa

et al., 1970; Ohkubo et al., 1999). La eficiencia de la luteína para mejorar la pigmentación

de la piel de peces ciprínidos puede deberse a la presencia de lipoproteínas que tienen una

gran afinidad por la luteína a diferencia de otros carotenoides, lo que genera un rápido

DISCUSIÓN

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100

transporte por la sangre, y por lo tanto una acumulación más eficiente, de tal manera que

se pueden obtener resultados similares a cuando se suministra astaxantina directamente

en la dieta (Yuangsoi et al., 2011). De modo distinto, se reporta que el salmón del

atlántico solo aprovecha pequeñas concentraciones de luteína en comparación a la

astaxantina, lo cual está relacionado con la interacción de los lípidos y su particular

composición de ácidos grasos (Amar et al., 2012).

Los resultados demuestran que los peces payaso tienen mayor afinidad por la astaxantina

en comparación con la luteína, lo cual, es similar a lo reportado en la Carpa Koi Cyprinus

carpio, que acumula una mayor cantidad de pigmentos en la piel cuando son alimentados

con dietas suplementadas con astaxantina o fuentes de astaxantina como la microalga H.

pluvialis en comparación con dietas sin pigmentos (Gouveia et al., 2003). Además de lo

anterior, los tratamientos con astaxantina promovieron una mayor acumulación de

carotenoides totales en el músculo de los peces en comparación a las dietas con luteína o

la dieta control. Al respecto Wang et al. (2006) observaron que la incorporación de

astaxantina o β-caroteno en la dieta del pez Tetra Hyphessobrycon callistus promovió una

mayor acumulación de pigmentos en el músculo (400% más) en comparación con los

peces alimentados con una dieta sin pigmentos.

A pesar del avance en el conocimiento del papel metabólico de los pingentos en especies

acuáticas y de la necesidad de incorporarlo en la alimentación de peces y crustáceos,

existe poca información relacionada a la acumulación de pigmentos en la piel y músculo

de peces de ornato. Por lo que los resultados de la presente investigación se consideran

un aporte importante al conocimiento ya que indican que el contenido de carotenoides

totales en el músculo de los peces payaso del tratamiento control fue similar a lo reportado

para la trucha arcoíris (6.42 mg kg1) alimentada con dietas que contenían 100 mg de

astaxantina (Büyükçapar et al., 2007).

Por otra parte, se observó que la inclusión de astaxantina en concentraciones de entre 0.5

a 1% en la dieta mejora significativamente la pigmentación rojiza de los peces, lo cual se

debe a su almacenamiento en la piel. La ventaja que presenta la astaxantina sobre los otros

pigmentos es que su transporte y almacenamiento es más eficiente, pero además tiene

funciones como provitamina A (Al-Kalifa y Simpson, 1988; Lovell, 1998; Bjerkeng,

2008), lo que mejora el estado de salud de los peces. Los resultados de esta investigación

DISCUSIÓN

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101

coinciden con los de Yasir y Quin (2010) quienes observaron que al agregar astaxantina

(independientemente del nivel de inclusión: 20, 50 o 100 ppm) en las dietas para peces

payaso, estos presentaron una coloración roja más intensa en comparación a los peces

alimentados con dietas suplementadas con β-caroteno. Por su parte, Tanaka et al. (1992)

observaron que los peces payaso A. ocellaris alimentados con dietas que contienen 160

mg kg1 astaxantina mejoraron su pigmentación (coloración naranja-rosado) en

comparación a los peces alimentados con dietas suplementadas con < 80 mg kg1 de

astaxantina o zeaxantina, con la que desarrollan una coloración naranja-claro.

En el presente estudio se observó un menor contenido de carotenoides totales en el tejido

de los peces alimentados con la dieta que contenía el nivel más alto de astaxantina, lo cual

pudo deberse a que el nivel de inclusión de 1.5 % del pigmento a la dieta fue excesivo y

generó un estrés metabólico que desencadenó un proceso de eliminación y por

consiguiente un desgaste energético innecesario. Al respecto, Teimouri et al. (2013)

observaron que la concentración más eficiente de Spirulina platensis que se debe incluir

en dietas para trucha arco iris Oncorhynchus mykiss es de 2.5 %, debido que el aumento

en el nivel de inclusion (10 %) no mejora la acumulación de carotenoides en el tejido del

pez.

Los resultados del segundo experimento indican que el color de fondo de las unidades

experimentales tambien puede afectar la expresión del color de los peces, ademas de la

supervivencia, ya que en las unidades experimentales con fondo negro, la supervivencia

de los peces payaso fue del 100 %, en comparación a los mantenidos en unidades con

color de fondo blanco (80 a 87 %). Esto pudo deberse a una condición de estrés por la

presencia de una mayor iluminación, ya que los peces muertos tenían en común pérdida

de peso, daños en aletas y piel, debido a agresiones de los peces dominantes hacia los

peces más pequeños (Iwata et al., 2008). Además de signos físicos, el estrés que

ocasionan los sistemas de cultivo en los peces puede promeover signos subclínicos como

incremento del nivel de cortisol en la sangre. Lo anterior lo observaron Rotllant et al.

(2003), quienes reportan un incremento en los niveles de cortisol del pargo Pagrus pagrus

mantenido en contenedores con fondo blanco a diferencia de cuando se mantienen en

contendores oscuros. Los caballitos de mar Hippocampus abdominalis, por su parte,

pueden desarrollarse en contenedores con diferentes colores de fondo, sin que afecte su

supervivencia y crecimiento (Martinez-Cardenas y Purser, 2007). Es importante

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102

considerar, con base a los resultados de la presente investigación que los peces payaso

tanto en estadios larvarios como en juveniles, pueden presentar un mayor bienestar aimal

cuando se mantienen en contenedores con fondo oscuros (Arvedlund et al., 2000; Olivotto

et al., 2008). Ademas de que los contenedores oscuros contribuyen a una mayor eficiencia

alimenticia debido principalmente al contraste de la presa con el entorno (Jentoft et al.,

2006; Barcellos, 2009; Cobcroft y Battaglene, 2009).

Durante el E2 se observó que el crecimiento de los peces payaso fue similar entre

tratamientos, sin importar el color de fondo o la luminosidad probada, por lo menos en su

fase juvenil. En contraste, Shin et al. (2012) determinaron que el pez payaso de cola

amarilla Amphiprion clarkii puede mejorar su crecimiento (mayor expresión de ARNm

de la hormona de crecimiento) cuando se mantiene un espectro de luz verde y azul en las

unidades de cultivo, a diferencia de los peces cultivados bajo el espectro de color rojo.

Asimismo, se ha determinado que el espectro de luz rojo incrementa el nivel de estrés del

pez dorado Carrassius auratus, a tal magnitud que incluso puede generar daños en la

retina; de modo distinto de cuando se mantienen bajo un espectro de luz verde o azul

(Song et al., 2016).

A diferencia del crecimiento, los resultados demuestran que el color de fondo de las

unidades de cultivo influye sobre la expresión de color en la piel de los peces, donde los

mejores resultados se obtuvieron con el color de fondo negro. En este sentido, Yasir y

Qin (2009a) determinaron que los peces payaso A. ocellaris mejoran el color naranja-

rojizo en la piel cuando son mantenidos en unidades de cultivo con colores de fondo azul

o verde, mientras que la intensidad disminuye cuando se mantienen en contenedores con

color fondo rojo o blanco; además señalan que la intensidad de luz baja (20-50 lx)

promueve un mayor brillo en la piel del pez payaso.

Los cambios de color de la piel de algunos organismos acuáticos se presentan

principalmente por una adaptación al medio ambiente, como estrategia de protección

contra depredadores (camuflaje) (Oshima, 2001). Estos cambios son resultado de la

absorción, reflexión, y dispersión de la luz por los pigmentos y microestructuras dentro

del integumento de los peces (Moyle y Cech, 2004). En nuestro estudio los peces

sometidos a los tratamientos con fondo blanco, tuvieron una pigmentación más clara, e

incluso las franjas negras del cuerpo estaban poco definidas, lo que se considera fue una

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103

estrategia del mecanismo de camuflaje, ya que los peces trataban de mantener colores

similares a los del entorno. Lo anterior se ha observado en otras especies como el pargo

Pagrus auratus, el cual tiene una pigmentación más clara cuando los mantienen en

tanques blancos en comparación a al color que expresaen tanques negros (Doolan et al.,

2008).

Los resultados del estudio demuestran que la fuente y nivel de inclusión de carotenoides

a la dieta del pez payaso A. ocellaris afecta su pigmentación; de igual manera, el color de

fondo del tanque de cultivo tiene un efecto sobre la expresión del color en la piel. Por lo

que se recomienda mantener a los peces payaso en tanques con fondo negro (con o sin

iluminación extra) e incluir en la dieta 0.5 % de astaxantina para mejorar su pigmentación

corporal, con lo cual pueden competir en el mercado con peces silvestres.

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El presente estudio es el primero en el que se evalúa el efecto de dos fuentes de

carotenoides en el crecimiento, composición proximal y contenido energético del huevo

de L. wurdemanni, por lo que se considera que los resultados son importantes para el

conocimiento de la especie.

Los resultados demuestran que independientemente de la fuente de carotenoides y el nivel

de inclusión en la dieta, su presencia promovió una mayor supervivencia en comparación

con el tratamiento control. Lo anterior puede ser debido a la propiedad antioxidante de

los carotenoides, que eliminan radicales libres derivados de una condición de estrés y

previenen la peroxidación de PUFAs en las dietas y tejido animal, lo que repercute

positivamente en su estado de salud y supervivencia (Chien et al., 2003; Wade et al.,

2015b). Al respecto Göcer et al. (2006), señalan que la adición de astaxantina (100 mg

kg-1) en dietas para camarón Penaeus semisulcatus promueve una mayor supervivencia

(92 %) en comparación con dietas con otras fuentes de carotenoides de origen vegetal

(75- 82 % de supervivencia). Niu et al. (2009) reportan resultados similares, debido a que

observaron que la inclusión de entre 100 y 400 mg kg-1 de astaxantina a la dieta de

postlarvas de Litopenaeus vannamei, permitió obtener una mayor supervivencia (70 a 78

%) a diferencia de aquellas dietas sin pigmentos (49 % de supervivencia). Por lo que se

recomienda incorporar a la dieta carotenoides como antioxidantes, particularmente

astaxantina que es 10 veces más eficiente que el β-caroteno (Meyers y Latscha, 1997), el

cual es metabolizado por los crustáceos para formar esteres de astaxantina, lo que

ocasiona un gasto energético superior al que se genera por el uso directo de astaxantina

(Meyers y Latscha, 1997; Hernández et al., 2015). Estas diferencias metabólicas son las

que pudieron dar como resultado que las dietas con astaxantina promovieran una mayor

supervivencia, calidad del huevo y pigmentación en comparación con el β-caroteno.

Además de la supervivencia, autores como Calado (2009), Flores et al. (2007) y Wade et

al. (2015b), mencionan que la presencia de carotenoides en la dieta de camarones

incrementan su velocidad de crecimiento. Sin embargo, en este estudio se observó un

crecimiento similar entre tratamientos, independientemente del nivel de inclusión,

ausencia/presencia o fuente de pigmentos. Este resultado se puede atribuir a que la dieta

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base cubrió los requerimientos nutrimentales mínimos para el crecimiento de la especie,

ya que durante su formulación se usaron ingredientes como harina de camarón y Spirulina

sp., que además de proteína, pudieron aportar pigmentos en proporciones suficientes para

cubrir requerimientos mínimos para el desarrollo de la especie.

Similar a los resultados de esta investigación, Göcer et al. (2006) determinaron que la

inclusión de pimiento rojo, flor de cempasúchil o astaxantina sintética a dietas para el

camarón P. semisulcatus, no afectaron su crecimiento, ya que registraron una ganancia

en peso similar entre tratamientos, lo que pudo deberse al alto nivel de nutrientes en la

dieta base (450 g kg-1 de proteína y 100 g kg-1 de lípidos). Por su parte Ju et al. (2011)

reportaron que el camarón blanco L. vannamei mantuvo tasas de crecimiento similares

cuando se les proporcionan dietas con astaxantina extraída de la microalga Haematococus

pluvialis o astaxantina sintética, lo que sugiere su capacidad de aprovechar ambas fuentes,

que es precisamente lo que ocurrió durante el presente estudio con las dos fuentes de

carotenoides evaluadas. En contraste, Wade et al. (2015a) indican que el crecimiento de

juveniles de Penaeus monodon fue significativamente superior al proporcionarles en las

dietas astaxantina, en comparación con aquellos en los que no se les proporcionó, lo que

indica que es un elemento fundamental en la nutrición eficiente de la especie.

El aprovechamiento del tipo y cantidad de carotenoides entre especies de crustáceos

puede ser diferente debido a sus habitos alimenticios, requerimientos metabólicos, e

incluso estadios de vida. En este contexto, especies carnívoras como Penaeus notialis y

P. monodon (Guillaume, 1997; Galindo et al., 2001) tienen requerimientos nutrimentales

superiores en comparación con especies omnívoras como L. vanammei, Macrobrachium

rosembergii o L. wurdemanni (Pascual et al., 2004; Rhyne y Lin, 2004; Teshima et al.,

2006). En este sentido se ha reportado que los crustáceos (principalmente las especies

omnívoras) tienen la habilidad de modificar su actividad metabólica de acuerdo a la

disponibilidad o calidad del alimento, con lo cual pueden aprovechar más eficientemente

los nutrientes de la dieta, como es el caso de los carotenoides (Pan et al., 2001; Calvo et

al., 2016).

Por otro lado, al igual que los lípidos, los carotenoides juegan un rol importante en la

reproducción de crustáceos, principalmente en la formación de gametos, en el número de

huevos y la tasa de eclosión o el total de larvas producido (Wade et al., 2015b). En este

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estudio se observó que la inclusión de 1 % de astaxantina en la dieta del camarón

pimienta, promovió que un mayor número de hembras maduraran sexualmente y tuvieran

desoves (33 % de la población) a diferencia de las dietas suplementadas con β-caroteno

(del 4 a 18 % del total de camarones) o la control (20 %). Lo anterior se debe a que los

crustáceos metabolizan mejor la astaxantina que el β-caroteno, y con ello, se facilita la

acumulación de pigmentos en el hepatopáncreas. Después su almacenamiento, los

carotenoides son utilizados para la maduración gonádica, ya que durante la vitelogénesis

secundaria son transportados por la hemolinfa a los ovarios (Wouters et al., 2001; Wade

et al., 2015b), lo que también propicia una mayor pigmentación de la gónada (Kalinina

et al., 2009).

Durante el mantenimiento de reproductores en cautiverio, se ha reportado una

dimisnución en la pigmentación de la gónada de los camarones. Por ello, Regunathan y

Wesley (2006) evaluaron el efecto de la incorporación de Spirulina (30 g kg-1) en trozos

de calamar como alimento para el camarón Fenneropenaeus indicus, con lo que mejoró

la calidad de los desoves, además de que aumentó el número y viabilidad de los nauplios.

Durante el presente estudio se tuvo un resultado similar, ya que al incorporar 1 % de

astaxantina en la dieta se registró un mayor contenido de proteína y energía en el huevo,

a diferencia de lo registrado en TC. Estos resultados indican que si bien los camarones

requieren ≤ 0.5 % de carotenoides en la dieta para su crecimiento, durante la fase

reproductiva es necesaria incrementar su nivel de inclusión para mejorar la calidad y

viabilidad de los desoves, debido a que los ovocitos dependen directamente de los

nutrientes trasferidos por la madre para desarrollarse (Racotta et al., 2003).

Los resultados de este estudio indican una clara interacción entre los carotenoides y la

composición de proteína y energía de los huevos en desarrollo, lo que se relaciona con la

función que tienen los pigmentos como moléculas bioactivas y su conversión en

retinoides, los cuales están implicados en el desarrollo celular (Liñán-Cabello et al.,

2002). Sin embargo es importante considerar que conforme se lleva a cabo el desarrollo

embrionario, la composición proximal de los huevos puede variar debido al uso de energía

para el desarrollo del embrión hasta su eclosión (García-Guerrero et al., 2003).

Por otra parte, se observó que las dos fuentes de carotenoides, promovieron la

acumulación de pigmentos en L. wurdemanni, sin embargo, el aumento en los niveles de

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astaxantina generó una disminución en la concentración de carotenoides totales en el

tejido de los camarones, posiblemente relacionado con un exceso que tuvo que ser

eliminado por excreción, que a su vez pudo ocasionar un mayor gasto metabólico para su

liberación. Lo anterior es importante de considerar, sobre todo porque la astaxantina

puede depositarse de forma libre, esterificada y en complejos de proteína

(carotenoproteínas) (Matsuno, 2001), sin embargo posiblemente el organismo tiene un

límite de almacenamiento, y el resto debe eliminarse junto con las heces sin que se

metabolice. En contraste, al aumentar el nivel de inclusión de β-caroteno en la dieta, la

acumulación de carotenoides totales también incremento en el tejido, debido a la

capacidad que tienen los crustáceos para oxidar las posiciones 3, 3´,4, 4´ de los anillos β-

ionona del β-caroteno y transformarlo en esteres de astaxantina durante el metabolismo

lo que permitió el incremento paulatino en relación con la concentración en la dieta

(Meyers y Latscha, 1997; Tapia-Salazar et al., 2008), a diferencia de las dietas con

astaxantina, la cual se integró directamente a los procesos metabólicos de los camarones

(Chien y Jeng, 1992). Al respecto Yamada et al. (1990) reportan que en el camarón

Penaeus japonicus, se puede incrementar el contenido de carotenoides en el músculo de

14 a 40 mg kg-1 al aumentar de 0 a 200 mg kg-1 la astaxanina en la dieta, sin embargo esa

correlación se pierde al agregar 400 mg kg-1 de astaxantina, lo que demuestra un límite

máximo de almacenamiento, similar al observado en los camarones pimienta de la

presente investigación.

Los resultados de este estudio indican además que el camarón pimienta L. wurdemanni

tiene la capacidad de almacenar una conentración de pigmentos superior al reportado para

otros crustáceos comerciales (Boonyaratpalin et al., 2001; Supamattaya et al., 2005;

Göcer et al., 2006; Yanar et al., 2012), lo cual se debe posiblemente a las coloraciones

intensas que son características de los crustáceos carideos de arrecife, de ahí su interés en

acuarofilia. Sin embargo, es importante considerar que la coloración corporal puede

variar entre individuos de una misma especie (hasta del 300 %) debido al sexo, edad,

madures sexual o tipo de alimento consumido (Meyers, 2000). Al respecto Négre-

Sadargues et al., 2000 observaron que los juveniles del camarón de mar profundo

Rimicaris exoculata acumulan una mayor cantidad de carotenoides en el músculo (325

µg g-1) en comparación a los adultos (79 µg g-1). En este estudio, la mayor concentración

de carotenoides totales en el cefalotórax de los camarones del tratamiento B(0.5) a

DISCUSIÓN

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diferencia del contenido en el abdomen, pudo ser resultado del proceso de ovogénesis

observado en la mayoría de las hembras de este grupo en comparación con los camarones

de los demás tratamientos, a pesar de que se inició con postlarvas de una edad similar.

Otras variables como: las condiciones de iluminación, color del fondo, época del año y

estado fisiológico de los animales, son responsables de la variación del contenido de

pigmentos en los crustáceos, por lo que deben ser considerados durante su cultivo (Yanar

et al., 2004; Parisenti et al., 2011; Calvo et al., 2016).

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La característica más importante de las especies de ornato es la intensidad y variación de

sus colores, lo que en muchas ocasiones puede definir el precio en el mercado. Sin

embargo factores como la alimentación, edad, sexo y condiciones ambientales pueden

afectar el color de los organismos (Pan et al., 2001; Yasir y Qin, 2009; Wade et al., 2015).

Por lo que es importante establecer las condiciones de mantenimiento y cultivo en

cautiverio que permitan preservar y mejorar la coloración de peces y camarones (Calvo

et al., 2016). En este contexto, el presente estudio es el primero en demostrar que el color

de fondo de las unidades experimentales tienen efecto sobre la acumulación y expresión

de carotenoides en el cuerpo del camarón pimienta Lysmata wurdemanni.

Por otro lado, los resultados indican que tanto la supervivencia como el peso ganado (%)

de los camarones pimienta sometidos a los diferentes tratamientos fueron similares, lo

que indica que la variación del color de fondo, espectro de luz y luminosidad (15 a 300

lx) no influyó en estas variables. Al respecto You et al., (2006) observaron que el

crecimiento del camarón blanco Litopenaeus vannamei fue similar a una luminosidad de

18 a 210 lx, aunque al aumentarla de 450 a 2500 lx si se presentó un incremento

significativo del crecimiento. Lo anterior pudo deberse a que en condiciones de alta

luminosidad, algunos crustáceos disminuyen su actividad, sin embargo, siguen

consumiendo alimento, lo que permite que se almacene una mayor cantidad de energía

que se destina para el crecimiento (Xiaowu et al., 2011). No obstante, el efecto de la

luminosidad en los crustáceos puede variar entre especies, ya que de manera natural

habitan en una gran variedad de ecosistemas. En el caso del camarón pimienta, su

tolerancia a la alta luminosidad puede ser limitada debido a que en el medio natural,

durante el día se mantienen en cuevas de los sistemas arrecifales y en la noche tienen una

mayor actividad, lo que en general es una característica de los crustáceos (Aréchiga et al.,

1993; Calado, 2009).

Por otra parte se observó que los camarones de los tratamientos con fondo negro

(ambiente más oscuro) tuvieron una mayor longitud final (cm) y un mayor peso ganado

(%), lo que pudo deberse a que los camarones tuvieron mayor actividad y menor estrés

en comparación con los tratamientos de fondo blanco, lo cual pudo propiciar una mejor

DISCUSIÓN

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eficiencia digestiva (El-Sayed y El-Ghobashy, 2011). El estrés en los organismos

acuáticos puede tener repercusiones negativas en su estado de salud y por tanto en el

crecimiento, por lo que el color de fondo del sistema de cultivo es de gran relevancia,

principalmente en las fases larvarias de peces y crustáceos (Rabbani y Zeng, 2005;

Cobcroft y Battaglene, 2009; El-Sayed y El-Ghobashy, 2011). Al respecto Rabbani y

Zeng (2005) demostraron que las larvas del cangrejo Scylla serrata, tuvieron una mayor

supervivencia en contenedores de fondo oscuro (negro, verde oscuro y marrón) en

comparación con los observados en colores claros. Además, los fondos obscuros

promovieron una mayor velocidad de crecimiento, lo que se atribuyó a una alimentación

más eficiente por el contraste del color de fondo con la presa y a la disminución del estrés

en las larvas.

El resultado más relevante de este experimento fue el conocer el efecto que genera el

color de fondo de la unidad experimental y el espectro de luz sobre la acumulación de

carotenoides totales en el cefalotórax de los camarones. Lo cual se debe a que los

camarones de los tratamientos NR y SL tuvieron un mayor contenido carotenoides totales

en el cefalotórax en comparación con los tratamientos BBl, BR e incluso NBl, lo que

marca una tendencia a que el ambiente más oscuro promueve una mayor almacenamiento

de pigmentos. Esto puede deberse a que los camarones mantenidos en el color de fondo

negro incrementaron el contenido de caroteproteinas (crustacianina) (Weesie et al., 1995;

Velu et al., 2003) en el hepatopáncreas para mejorar el camuflaje. La crustacianina, es

una proteína única en los crustáceos y tiene una alta afinidad con la astaxantina, con lo

que promueve su acumulación y cambios en la expresión de color de los tejidos (Wade et

al., 2012). Esto puede ocasionar que de manera natural los camarones presenten

variaciones en la coloración corporal, a pesar de mantenerse en condiciones similares,

como ocurrió durante la presente investigación, en la que se observaron variaciones tanto

en el color corporal como en la intensidad de su expresión. Los camarones mantenidos

en las peceras con fondo negro presentaron, en algunos casos, una pigmentación marrón

e incluso tonos de color azul a diferencia de los que estaban en el fondo blanco, donde

los camarones tenían una mínima expresión de color rojo. Esta variación en la

pigmentación se debe precisamente a la intervención de la crustacianina, que provoca un

desplazamiento batocrómico en los cromatóforos de los crustáceos (Parisenti et al., 2011).

Esta modificación ocasiona que la longitud de onda que absorbe la astaxantina cambie de

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475 a 632 nm, con lo que es capaz de absorber los colores verde, azul o morado del

espectro de luz (Bauer, 2004).

Lo anterior se observa precisamente en los resultados de la escala de valores de RGB,

donde los camarones que se mantuvieron en los tratamientos con fondo negro tuvieron

los valores más bajos de verde (G) y azul (B), lo que representa una mayor intervención

de esos colores en la expresión de color. Al respecto, se reporta que camarones L.

vannamei cultivados en sistemas con fondo negro presentaron una pigmentación más

oscura en comparación con aquellos cultivados en un sistema con fondo blanco. Además,

los camarones que permanecieron en fondo obscuro presentaron una coloración naranja

más intensa después de su cocción, lo que indica una mayor acumulación de pigmentos

en el cuerpo (Parisenti et al., 2011). Por su parte Tume et al. (2009) reportan que el

camarón tigre Penaeus monodon mantiene la misma concentración de astaxantina en el

cuerpo (29-33 µg g-1), independientemente de que se cultive en tanques negros o blancos

aunque, sin embargo, la pigmentación naranja y roja después de la cocción, es superior

en los camarones cultivados en sistemas con fondo negro.

Por otro lado, durante el estudio se comprobó que el contenido de carotenoides totales en

el abdomen de los camarones sometidos a los diferentes tratamientos era similar, a pesar

de las variaciones en la expresión de color. Debido a ese resultado, es que se decidió

cambiar a los camarones de tratamientos durante 72 h, y con lo que se corroboró la

presencia de los pigmentos, debido al cambio en la expresión de color en el cuerpo. Los

resultados sugieren que el cambio de fondo blanco al negro promovió la expansión de los

cromatóforos; mientras que el cambio de fondo al negro, promovió su contracción como

estrategia de camuflaje (Tume et al., 2009).

La adaptación al color de fondo (camuflaje) en los crustáceos, surge principalmente como

una medida para disminuir la fotorrecepción, y con ello evitar ataques por depredadores

(Stevens y Merilaita, 2009; Shiraki et al., 2010). Es importante considerar que el

camuflaje solo se da por la percepción de luz mediante los ojos, ya que se ha demostrado

que los cromatóforos de crustáceos Paleomonidos no cambian cuando uno de los ojos es

removido, sin embargo, si ambos ojos son removidos, los cromatóforos se expanden,

independientemente de la intensidad de luz y del color de fondo (Perkins, 1928). Por otra

parte, se ha demostrado que el langostino Macrobrachium tenellun expande sus

DISCUSIÓN

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cromatóforos como respuesta a la exposición a altas intensidades de luz (3500 lux). Sin

embargo, independiente del camuflaje, esta adaptación surge como una respuesta

fisiológica contra posibles daños tisulares, que en el entorno natural se asocian a la

exposición del espectro infrarojo y ultravioleta de la luz (Vega-Villasante et al., 2015).

Otros factores como la alimentación, calidad del agua, fase de desarrollo, rango social,

dimorfismo sexual y contaminación por metales pesados como el cobre, pueden afectar

la acumulación y expresión de pigmentos en los camarones (Pan et al., 2001; Todd et al.,

2011; Martínez et al., 2014).

Se considera que usar los valores de la composición de color RGB por tratamiento, fue

una herramienta eficiente debido a que describieron objetivamente la variación de color

que se observó visualmente. Por otra parte, los valores de RGB, que comprenden de una

escala de 0 a 225 (Ahmad y Reid, 1996; Tlusty, 2005), permiten establecer límites con

los que se pueden desarrollar ecuaciones que describan un proceso físico como es la

pigmentación de los camarones. Al respecto, Wade et al. (2014) mencionan que la

evaluación del color en los camarones mediante imágenes digitales puede tener limitantes

o errores durante la interpretación o conversión de los datos, por lo que se deben buscar

alternativas más confiables. La evaluación del color sobre un área específica del cuerpo

de los camarones puede disminuir el error inherente a la técnica. Por lo anterior, en este

estudio se usó la región correspondiente al segundo y tercer somito abdominal, debido a

que todos los camarones mantuvieron una expresión de color constante en esta sección.

A diferencia de lo anterior, Calvo et al. (2016) seleccionaron la región del pedúnculo

ocular y el segundo segmento abdominal para la evaluación del color del camarón

pimienta L. boggessi. Estas regiones puedes establecerse previamente, y de acuerdo a las

variaciones fenotípicas que presenta cada especie de crustáceo.

Una ventaja de utilizar los valores para el color en RBG, es que estos pueden ser aplicados

en diferentes software para el procesamiento o edición de imágenes digitales, y obtener

un color promedio, que pueda compararse posteriormente con escalas colorimétricas

como la Pantone®. Tanto la escala Pantone® como el “índice de color” propuesto para el

presente estudio, pueden ser un complemento a la observación in situ, como lo sugiere

Gregati et al. (2010), para evaluar la pigmentación y desarrollo de la gónada del camarón

bandeado Stenopus hispidus.

DISCUSIÓN

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Con los resultados del IC, se determinó que los valores de 0 a 0.5 representaban las

coloraciones más intensas (menor luminosidad), similar al de los camarones silvestres,

mientras que los valores de 0.6 a 1 correspondieron a las coloraciones de baja intensidad

(mayor luminosidad) que pudiera no expresar la pigmentación necesaria para la

comercialización de los camarones. El estudio demostró que es conveniente utilizar color

de fondo oscuro para mejorar el crecimiento y pigmentación corporal del camarón

pimienta L. wurdemanni, además que la luminosidad baja (15-33 lx) en combinación con

el color de fondo oscuro mejora la acumulación de carotenoides en la región del

cefalotórax, lo que podría mejorar la calidad de los gametos.

CONCLUSIONES

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10. CONCLUSIONES



El pez payaso A. ocellaris requiere para su crecimiento eficiente una dieta con 41

% de proteína y 10 % de lípidos.

EL crecimiento de los peces payaso mejora al incorporar en las dietas proteína de

origen vegetal en las formulaciones, con lo que incluso se podría disminuir en

nivel de la proteína en la dieta (< 40 %) al utilizar contenidos de lípidos ≥ 10 %.



Una relación de 330/70 g kg-1 de proteína/lípidos, es suficiente para el crecimiento

óptimo de la especie, sin embargo, es necesario incrementar su contenido en la

dieta (410/90 g kg-1) para una maduración gonádica eficiente.



La incorporación de astaxantina o luteína, y la variación de color de fondo o

iluminación no afecta la supervivencia y crecimiento de juveniles de peces

payaso.

La adición de 0.5 % de astaxantina a la dieta de los peces es suficiente para

mejorar la pigmentación roja, mientras que la luteína promueve una pigmentación

amarillenta, independientemente del nivel de inclusión a la dieta.

La inclusión de 0.5 y 1.0 % de astaxantina en las dietas promueve una mayor

acumulación de pigmentos en el tejido del pez, la cual es estadísticamente superior

a lo que se acumula cuando se usa luteína.

El fondo de color negro mejora la pigmentación roja y la presencia de las bandas

negras en el cuerpo del pez payaso, mientras que en fondo con color blanco,

disminuye la expresión de pigmentos.

CONCLUSIONES

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115


pigmentación del camarón pimienta Lysmata wurdemanni.

La variación en el tipo y cantidad de carotenoides evaluado no afecto el

crecimiento del camarón pimienta Lysmata wurdemanni.

La suplementación de dietas con carotenoides promueve el aumento de la reservas

energéticas en embriones del camarón pimienta L. wurdemanni.

El camarón pimienta L. wurdemanni puede metabolizar β-caroteno para

almacenar esteres de astaxantina.

Tanto la astaxantina como el β-caroteno promueven la pigmentación del camarón

L. wurdemanni.



El color de fondo del sistema de cultivo o tipo de iluminación, no tiene efecto

sobre la supervivencia, crecimiento y contenido de astaxantina en el abdomen del

camarón pimienta.

El fondo negro y luminosidad ≤ 30 lux mejoran la acumulación de pigmentos en

el cefalotórax de los camarones.

El color del fondo del sistema de cultivo afecta la expresión de pigmentos en el

camarón, a diferencia del tipo de iluminación que parece no tener efecto.

Los valores de RGB y el índice de color propuesto describen de manera efectiva

la variación en la pigmentación de los camarones, por lo que ambas variables

pueden ser utilizadas para el análisis cuantitativo del color en los camarones de

ornato u otras especies.

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ANEXOS

Díaz-Jiménez L._________________________________________________________________

141

12. ANEXOS

Molienda de harinas. Preparación y pesado

de aceites, vitaminas, minerales y aditivos.

Tamizar ingredientes solidos

de 300 a 400 micras.

Mezclar de 15 a 20 min hasta

obtener una masa homogénea y con

textura pastosa

Agregar el resto de

ingredientes solidos

(previamente molidos).

Agregar agua a 60 °C (El

equivalente al 35 % del peso

total del alimento

Mezclar harinas por 15 min.

Anexo 1. Elaboración de dietas

Mezclar por 10 min.

Agregar aceites (Los pigmentos

pueden ser diluidos previamente

en uno de los aceites)

Mezclar por 15 min.

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Pelletizar y deshidratar por 24 h a

60 °C.

ANEXOS

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142

Anexo 2. Contenido de carotenoides totales

Piel o musculo de los peces o

camarones

≈ 1 g de muestra

Lectura en espectrofotómetro de

UV visible a 750 nm

Almacenamiento a 4

°C por 48 h

Centrifugar a 4000 rmp por

7 min

10 ml de acetona

anhidra

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