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Estudio de microorganismos fotosintéticos como indicadores de cambios ambientales en las Islas Greenwich, Dee y Barrientos, Shetland del Sur, Antártida

Por

Nory Paola González Romero

Trabajo de Grado presentado como requisito parcial para optar al título de Magister Scientiarum, mención Microbiología

INSTITUTO VENEZOLANO DE INVESTIGACIONES CIENTÍFICAS

I.V.I.C

CENTRO DE ESTUDIOS AVANZADOS

ALTOS DE PIPE

Diciembre, 2013.

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El trabajo de Grado de Nory Paola González Romero, titulado “Estudio de microorganismos fotosintéticos como indicadores de cambios ambientales en las Islas Greenwich, Dee y Barrientos, Shetland del Sur, Antártida” ha sido aprobado por el jurado, quien no se hace responsable de su contenido, pero la ha encontrado correcta en su calidad y en su forma de presentación en fe de lo cual firman,

Dra. Edgloris Marys.

IVIC

M. Sc. Beltrán Briceño.

Universidad del Zulia

Dra. Soraya Silva.

Tutor del trabajo de Grado

IVIC

Centro de Estudios Avanzados, IVIC.

Altos de Pipe, Diciembre 2013.

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Resumen del Trabajo de Grado presentado como requisito parcial para optar al título de Magister Scientiarum, mención Microbiología.

“Estudio de microorganismos fotosintéticos como indicadores de cambios ambientales en las Islas Greenwich, Dee y Barrientos, Shetland del Sur, Antártida”

Por

Nory Paola González Romero

CENTRO DE ESTUDIOS AVANZADOS

INSTITUTO VENEZOLANO DE INVESTIGACIONES CIENTÍFICAS

I.V.I.C

ALTOS DE PIPE, Octubre 2013.

Soraya Silva

Tutor del Trabajo de Grado

El continente Antártico a pesar de ser uno de los ambientes más extremos en la Tierra posee arroyos, pequeños estanques y lagos alimentados del agua del deshielo de glaciares o de la nieve durante el verano austral. Estos reservorios al ser los principales depósitos de solutos y materiales particulados, y hábitat de especies únicas de microorganismos se han convertido en indicadores de alerta de cambios climáticos y ambientales. Los microorganismos fotosintéticos, a través de sus pigmentos marcadores, proveen un registro indirecto de cambios ambientales, porque estos almacenan cambios en las comunidades autótrofas que responden a condiciones físicas y químicas de ambientes acuáticos y sedimentarios. A través de este estudio se identificaron y cuantificaron por medio de cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) los pigmentos marcadores de los principales taxas de microorganismos fotosintéticos de diferentes ambientes, ampliando el conocimiento de las comunidades autótrofas de los ecosistemas acuáticos de la Antártida. El análisis se realizó en muestras de agua, sedimento superficial y tapetes microbianos de cuerpos de

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agua libres de hielo de las islas Greenwich, Dee y Barrientos, Antártida. Se analizaron las características químicas, físicas y biológicas de los estanques para identificar los factores ambientales que contribuyen a la distribución y composición de las comunidades de microorganismos autótrofos de las áreas de estudio. Se encontró un total de 14 pigmentos en el agua, 45 pigmentos sedimentarios y 35 en los tapetes microbianos, correspondiendo a bacilariofitas, cianobacterias, clorofitas, criptofitas, crisofitas, prasinofitas y bacterias fotosintéticas anaeróbicas. De estos, los tapetes microbianos aportaron la mayor cantidad de biomasa algal (122,29 µg g-1 de clorofila a) y estuvieron constituidos por cianobacterias filamentosas de los géneros Oscillatoria, Phormidium y Leptolyngbya, y varias especies de diatomeas. Entre los pigmentos fotosintéticos de los tapetes microbianos se identificó al pigmento fotoprotector scytonemina producido por las cianobacterias para protegerse de los rayos UV. El Análisis de Correspondencia Canónica mostró que las características químicas del agua y tamaño de la partícula del sedimento afectaron la distribución de los microorganismos fotosintéticos. Las Bacilariofitas fueron los microorganismos que tuvieron una distribución más amplia, ya que además de estar presentes en las islas Greenwich y Barrientos, con aguas enriquecidas naturalmente, estuvieron presentes en los cuerpos de agua de isla Dee y Ambato con características ultraoligotróficas. Los cuerpos de agua de la zona A y zona B de isla Greenwich, así como los de Barrientos fueron los reservorios sin cobertura de hielo y cercanos a la costa, teniendo la mayor concentración y diversidad de pigmentos fotosintéticos a diferencia de la baja concentración de pigmentos de Punta Ambato e isla Dee. Estos resultados permitieron generar la línea base sobre la composición y distribución de los microorganismos fotosintéticos y parámetros físico-químicos. Además, se demostró que la técnica de HPLC es una herramienta valiosa para el estudio de la composición de la comunidad autótrofa de agua dulce en la Antártida y proporciona una referencia útil para evaluar los posibles cambios futuros en estos ecosistemas acuáticos.

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DEDICATORIA

Este trabajo está dedicado a Mary, Arturo, Pame, Vale, Alejandro y Vane por enseñarme que el amor de la familia es puro y sincero, y la sonrisa es el mejor remedio para el alma.

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AGRADECIMIENTOS

A Dios, por mostrarme día a día que con humildad, paciencia y sabiduría todo es posible.

Al Instituto Venezolano de Investigaciones Científicas por la ayuda económica. Al Centro de Estudios Avanzados y a su personal administrativo por todo el apoyo brindado durante los años de estudio.

Al Instituto Antártico Ecuatoriano y la Secretaría de Educación Superior, Ciencia, Tecnología e Innovación de Ecuador por el financiamiento prestado durante el postgrado.

Al centro de Microbiología y Biología Celular y a su personal Docente e Investigativo por la formación académica impartida. A la Dra. Edgloris Marys y al M. Sc. Beltrán Briceño por dedicarle su tiempo a la lectura de este trabajo y por sus comentarios.

Al personal del Laboratorio de Productos Naturales del centro de Química, Laboratorio de Virus de plantas del Centro de Microbiología, Laboratorio de Suelos del centro de Ecología y al Laboratorio de Fisiología Gastrointestinal del centro de Bioquímica y Biofísica por permitirme hacer uso de sus instalaciones para el análisis de las muestras.

A mi tutora, Dra. Soraya Silva por la guía brindada durante el desarrollo y culminación del presente trabajo, por compartir sus valiosos conocimientos y comentarios durante la revisión del mismo. Gracias por su amistad y apoyo desde el inicio de mis estudios.

A mis amigos y compañeros del Centro de Oceanología y Estudios Antárticos, Dr. Juan Alfonso, Helga, Leinny, Juan Manuel, Yaneth, Abraham, Jackson, Carlos B., Carlos V., José, Marie Rose, Evencia y Ruber por su amistad y colaboración durante la realización de este trabajo.

Al personal logístico y científico de la XVII Expedición Ecuatoriana a la Antártida.

Al Lic. Carlos Ibarra por sus acertadas sugerencias e incondicional ayuda durante el desarrollo de la investigación.

A mis amigos, Ana, Ricardo, Diana, Alfonso, Karina, Galo, Kelly, Yolimar, Antonio, Diego, Gaby, Eduardo, Milagros y Heicher por todo su cariño y amistad durante mi estadía en Venezuela. Así como a mis amigos de Ecuador, Cristina, Gaby, Juan Pablo, Lucy y Yamileth por su apoyo incondicional.

A mi maravillosa familia por ser el motor de arranque da cada día, por acompañarme a través de este trayecto y apoyarme en los momentos más difíciles, gracias por todo su amor.

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ÍNDICE GENERAL

Resumen…………………………………………………………………………... iii Agradecimientos…………………………………………………………………... vi Lista de Tablas…………………………………………………………………….. ix Lista de Figuras…………………………………………………………………… xi 1. Introducción…………………………………………………………………… 1 1.1. Microorganismos fotosintéticos……………………………………………… 2 1.1.1. Fitoplancton………………………………………………………………… 3 1.1.2. Microfitobentos…………………………………………………………….. 3 1.2. Tapetes Microbianos…………………………………………………………. 4 1.2.1. Cianobacterias……………………………………………………………… 5 1.3. Pigmentos Fotosintéticos…………………………………………………….. 6 1.3.1. Pigmentos Sedimentarios…………………………………………………... 7 1.4. Identificación de los microorganismos fotosintéticos………………………... 9 2. Objetivos……………………………………………………………………….. 12 2.1. Objetivo General……………………………………………………………... 12 2.2. Objetivos Específicos………………………………………………………… 12 3. Metodología……………………………………………………………………. 13 3.1. Área de estudio………………………………………………………………. 13 3.2. Medición de Parámetros Fisicoquímicos…………………………………….. 16 3.3. Procesamientos de muestras de agua………………………………………… 16 3.4. Procesamiento de muestras de sedimento y de los tapetes microbianos……... 17 3.5. Análisis de Pigmentos por Cromatografía Líquida de Alta Resolución……... 17 3.6. Identificación de los pigmentos……………………………………………… 18 3.7. Análisis Microscópicos………………………………………………………. 18 3.8. Ensayos de Crecimiento……………………………………………………… 18 3.9. Análisis químicos de las muestras de agua…………………………………... 19 3.9.1. Medición de Carbono Orgánico Total……………………………………… 19 3.9.2. Análisis de iones mayoritarios……………………………………………... 19 3.10. Análisis químicos de las muestras de sedimento…………………………… 19 3.10.1. Tamaño de las partículas del sedimento………………………………….. 19 3.10.2. Determinación de materia orgánica………………………………………. 19 3.10.3. Análisis elemental………………………………………………………… 20 3.11. Análisis Estadísticos………………………………………………………… 20 3.12. Incorporación a base de datos………………………………………………. 20 4. Resultados……………………………………………………………………... 21 4.1. Área de estudio……………………………………………………………….. 21 4.2. Parámetros fisicoquímicos in situ y análisis químicos del agua y sedimento... 22 4.2.1. Parámetros fisicoquímicos in situ en el verano austral 2012………………. 22

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4.2.2. Parámetros fisicoquímicos in situ en el verano austral 2013………………. 23 4.2.3. Iones mayoritarios presentes en las muestras de agua del 2012……………. 23 4.2.4. Iones mayoritarios y carbono orgánico total (COT) presente en las muestras de agua del 2013…………………………………………………………

25

4.2.5. Granulometría, análisis elemental y materia orgánica presente en el sedimento colectado en el verano austral del 2013……………………………….

26

4.3. Identificación de pigmentos mediante Cromatografía Líquida de Alta Resolución…………………………………………………………………………

28

4.3.1. Proporción de concentración de los pigmentos en relación con la clorofila a…………………………………………………………………………………....

29

4.3.2. Pigmentos presentes en el agua…………………………………………….. 31 4.3.3. Pigmentos sedimentarios…………………………………………………… 35 4.3.4. Pigmentos de tapetes microbianos…………………………………………. 40 4.4. Correlación de los pigmentos fotosintéticos con los parámetros fisicoquímicos, iones mayoritarios, tamaño de la partícula y principales elementos químicos………………………………………………………………..

43 4.4.1. Correlación de los pigmentos presentes en las muestras de agua………….. 43 4.4.2. Correlación de los pigmentos sedimentarios………………………………. 45 4.5. Análisis de Correspondencia Canónica de los pigmentos fotosintéticos……. 47 4.6. Análisis Microscópico………………………………………………………... 49 4.7. Ensayos de crecimiento de tapetes microbianos……………………………... 51 5. Discusión……………………………………………………………………….. 55 5.1 Área de estudio………………………………………………………………... 55 5.2. Parámetros fisicoquímicos de las muestras de agua………………………….. 55 5.3. Análisis químicos de las muestras de agua…………………………………... 57 5.4. Análisis químicos de las muestras de sedimento…………………………….. 59 5.5. Pigmentos fotosintéticos presentes en las muestras de agua, sedimento y tapetes microbianos………………………………………………………………..

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5.6. Distribución de los pigmentos fotosintéticos de acuerdo a las variables ambientales………………………………………………………………………...

65

5.7. Análisis microscópico………………………………………………………... 66 5.8. Ensayos de crecimiento de tapetes microbianos……………………………... 67 6. Conclusiones…………………………………………………………………… 69 7. Recomendaciones……………………………………………………………… 71 8. Bibliografía…………………………………………………………………….. 72 Hoja Curricular………………………………………………………………….. 85

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LISTA DE TABLAS

Tabla Página I Pigmentos que identifican a cada grupo de microorganismos

fotosintéticos…………………………………………………………..

8 II Coordenadas geográficas de los sitios de estudio y tipo de muestra

colectadas durante el verano austral 2012 en la isla Greenwich………

14 III Coordenadas geográficas de los sitios de estudio y tipo de muestra

colectadas durante el verano austral 2013……………………………..

16 IV Condiciones del gradiente de las fases móviles utilizado para el

análisis de pigmentos fotosintéticos, modificado de VanHeukelem y Thomas (2001)………………………………………………………...

18 V Características físicas de los tapetes microbianos colectados en la

Zona A de la Isla Greenwich…………………………………………..

21 VI Valores promedios de los parámetros fisicoquímicos in situ tomados

de en las muestras de agua de los sitios de estudio durante el verano austral 2012……………………………………………………………

23 VII Valores promedios de los parámetros fisicoquímicos in situ tomados

de en las muestras de agua de los sitios de estudio durante el verano austral 2013……………………………………………………………

24 VIII Iones mayoritarios (mg l-1) de las aguas colectadas en el 2012………. 25 IX Concentración de Iones mayoritarios y carbono orgánico total (mg l-1)

presentes en el agua colectada durante el verano austral del 2013…….

26 X Porcentajes promedios de la granulometría del sedimento colectado

en el verano austral 2013………………………………………………

27 XI Porcentajes promedios de Nitrógeno, Carbono, Hidrógeno, Azufre y

materia orgánica de las muestras de sedimento del 2013……………...

28 XII Proporciones de la concentración de los pigmentos en relación a

clorofila a……………………………………………………...............

30 XIII Características de los pigmentos detectados por HPLC en muestras de

agua…………………………………………………………………….

31 XIV Concentraciones promedios (µg l-1) de pigmentos presentes en las

muestras de agua colectadas en el verano austral 2012 y 2013………..

34 XV Características de los pigmentos detectados por Cromatografía líquida

de alta resolución (HPLC) en sedimento………………………………

36 XVI Concentraciones promedios (µg g-1) de pigmentos sedimentarios

colectados durante el verano austral 2012 y 2013…………………….. 39

VII Características de los pigmentos detectados por HPLC en muestras de 40

x

tapetes microbianos…………………………………………………… XVIII Concentraciones promedios (µg g-1) de pigmentos presentes en

tapetes microbianos colectados durante el verano austral 2013……….

42 XIX Distribución espacial y temporal de los microorganismos

fotosintéticos de las muestras de agua, sedimento y tapetes microbianos…………………………………………………………….

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xi

LISTA DE FIGURAS

Figura Página 1 Área de estudio y tipos de muestras colectadas durante el verano austral

2012…………………………………………………………….

13 2 Área de estudio y tipos de muestras colectadas durante el verano austral

2013…………………………………………………………….

15 3 Tapetes microbianos presentes en la zona A de isla Greenwich………. 22 4 Concentración de Clorofila a de las muestras de agua, tapetes microbianos

y sedimentos del verano austral 2013…………………….

29 5 Concentraciones de los pigmentos encontrados en el agua, tapetes

microbianos y sedimentos colectados en el verano austral 2013………. 29

6 Concentraciones y distribución de los pigmentos fotosintéticos de las zonas A, B, Punta Ambato, Dee y Barrientos…………………………..

30

7 Cromatograma obtenido de la muestra de agua de Barrientos 2………. 32 8 Concentración y distribución de los pigmentos fotosintéticos presentes en

las muestras de agua del verano austral 2013……………………….

33 9 Concentración y distribución de los pigmentos sedimentarios del verano

austral 2013……………………………………………………..

35 10 Cromatograma obtenido de la muestra de sedimento del sitio B1…….. 37 11 Concentraciones de los pigmentos fotosintéticos encontrados en el veranos

austral 2012 y 2013……………………………………………

38 12 Cromatograma obtenido de la muestra de tapetes microbianos del sitio

A9………………………………………………………………………

41 13 Biplot pigmentos + variables ambientales de las muestras de agua del

2013……………………………………………………………………..

48 14 Biplot pigmentos + variables ambientales de las muestras de sedimento del

2013……………………………………………………..

49 15 Microorganismos fotosintéticos presentes en el agua de la isla

Barrientos…………………………………………………………….....

50 16 Microorganismos fotosintéticos presentes en el sedimento de la zona A de

isla Greenwich……………………………………………………….

50 17 Microorganismos fotosintéticos presentes en el sedimento de la isla

Barrientos…………………………………………………………….....

51 18 Cianobacterias presentes en los tapetes microbianos colectados en la zona

A de isla Greenwich………………………………………………

52 19 Crecimiento de filamentos de los tapetes microbianos en el medio de

cultivo BG-11…………………………………………………………...

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20 Microorganismos fotosintéticos cultivados en medio BG-11………….. 54

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1. INTRODUCCIÓN

El continente Antártico posee uno de los ambientes más extremos en la Tierra debido a sus bajas temperaturas, baja disponibilidad de agua líquida y de nutrientes. La Antártida, la plataforma continental y las islas cubren un área de aproximadamente 14 x 106 Km2 correspondiente a cerca del 10% de la superficie del planeta (Convey et al., 2009; Malandrino, et al., 2009). Debido a estas condiciones extremas, el estudio de los ecosistemas antárticos provee información de procesos evolutivos y de respuestas biológicas al cambio climático debido a las estrategias que tienen los organismos para combatir las condiciones extremas. Demostrando así también la alteración del clima y las modificaciones de la Tierra, ya que existen evidencias que estos cambios ocurren en las regiones polares de manera más acelerada, siendo la parte norte y oeste de la Península Antártica la que ha sufrido un mayor cambio de temperatura en relación al resto del continente (Borghini y Bargagli, 2004; Clarke et al., 2007; Convey et al., 2009).

Las temperaturas de la superficie del océano en el margen continental de la península, al oeste de la península antártica, han sufrido un pronunciado calentamiento (3 - 4 ºC) en relación al siglo pasado (Mendes et al., 2012). Los efectos de estos cambios son evidentes en sistemas acuáticos, pequeños arroyos y lagos alimentados por agua del deshielo de glaciares o de la nieve durante el verano austral, debido a que son ecosistemas delicados que responden rápidamente a las perturbaciones climáticas locales (Laybourn-Parry y Pearce, 2007; Howard-Williams y Hawes, 2007; Quesada et al., 2008).

El agua de los lagos y sedimentos son los principales depósitos para solutos y materiales particulados de los alrededores, convirtiéndose como integradores a corto y largo período de los productos de procesos biogeoquímicos que ocurren en el lago y sus alrededores (Vincent y Laybourn-Parry, 2008; Lyons, et al., 1997; Bargagli, 2005; Hawes et al., 2011) y además, son refugio de especies únicas e indicadores de cambios climáticos y ambientales.

Los cuerpos de agua dulce de la Antártida son considerados los ecosistemas más productivos en este continente debido a que estas áreas libres de hielo proveen el ambiente adecuado para el crecimiento de microorganismos bénticos formados por tapetes microbianos que consisten principalmente de cianobacterias, clorofitas y fitoflagelados (Laybourn-Parry y Marchant, 1992; Sabbe et al., 2004; Tanabe et al., 2010). Estos fotótrofos son considerados alimento para los niveles tróficos altos incluyendo un amplio rango de bacterias heterótrofas, hongos, protozoos ciliados y flagelados, y algunas especies de rotíferos, nematodos y tardígrados (Borghini et al., 2010).

El crecimiento y desarrollo de los microorganismos fotosintéticos depende de la energía de la luz mediante la fotosíntesis; proceso que lo realizan gracias a la presencia de clorofilas,

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carotenoides y otros pigmentos que funcionan principalmente como agentes captadores de luz y para la fotoprotección (Jeffrey et al., 1997; Leavitt y Hodgson 2001). Los pigmentos son un recurso importante de información en los sistemas acuáticos, ya que con la clorofila a se estima la biomasa total de productores primarios (Leavitt y Hodgson, 2001), la clorofila b está presente en las algas verdes y plantas superiores, la clorofila c está en las diatomeas y dinoflagelados y los carotenoides son biomarcadores de diferentes taxas (Hodgson et al., 2004; Kowalewska, 2001). Además, estos pigmentos marcadores proveen un registro indirecto de cambios ambientales debido a que almacenan modificaciones en las comunidades autótrofas que responden a condiciones físicas y químicas de ambientes acuáticos y sedimentarios (Jeffrey et al., 1997; Borghini et al., 2007).

1.1. Microorganismos fotosintéticos.

Los microorganismos fotosintéticos son un grupo de protistas fotosintéticos y procariotas acuáticos que contienen clorofila a como su principal pigmento fotosintético y con estructuras reproductivas simples (Pienitz et al., 2004). Este grupo de microorganismos presentan una amplia diversidad en la forma de vida, características morfológicas, así como estrategias reproductivas y fisiológicas.

Dentro de los ecosistemas de agua dulce, los microorganismos fotosintéticos están presenten como organismos de vida libre (planctónicos) o asociados al sustrato (bénticos). Las planctónicas se desplazan libremente dentro del cuerpo de agua, mientras que los organismos asociados al sustrato están fijos en una posición o tienen un movimiento limitado en relación al sustrato (Bellinger y Sigee, 2010).

Las microalgas planctónicas son los principales organismos de los cuerpos de aguas permanentes con grandes florecimientos de diatomeas y dinoflagelados en lagos eutróficos (Bellinger y Sigee, 2010), aunque también se encuentran bacterias fototróficas (marrones no sulfurosas, púrpuras sulfurosas y verdes sulfurosas) especialmente en las regiones anóxicas, participando en la producción primaria, ciclo de elementos e interacciones tróficas (Pfennig, 1967; Hurley y Watras, 1991).

Las microalgas y cianobacterias bénticas se encuentran en el fondo de la columna de agua de lagos y ríos, y están asociados directamente con los sedimentos, incluyendo rocas, lodo y detritos orgánicos, convirtiéndose en los organismos con mejor crecimiento sobre superficies inorgánicas o detritos formando tapetes mixtos con bacterias, hongos y con los invertebrados presentes (Bellinger y Sigee, 2010).

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1.1.1. Fitoplancton.

El término fitoplancton se refiere a un grupo diverso de algas que habitan en cuerpos de agua como lagos, lagunas y arroyos. Y se clasifican en 4 grupos dependiendo del tamaño: picoplancton (0,2 - 2 µm), nanoplancton (2 - 20 µm), microplancton (20 - 200 µm) y macroplanton (> 200 µm) (Bellinger y Sigee, 2010). Los organismos fitoplanctónicos tienen poco control sobre su posición en la columna de agua debido a que depende de la corriente. Sin embargo, algunos taxones como Criptofitas y Crisofitas son flagelados y durante períodos de baja penetración de luz (debajo de la capa de hielo) estas algas se mueven a la superficie de la columna de agua y absorben la luz que penetra la nieve y el hielo realizando la fotosíntesis (Pienitz et al., 2004).

En la Antártida, los sistemas acuáticos son oligotróficos debido a la limitación especialmente de micronutrientes como el hierro; sin embargo, en ciertas regiones se ha observado una alta biomasa de fitoplancton (Mendes et al., 2012). Estas zonas con alta cantidad de biomasa son de gran importancia como sitios de alimentación y juegan un rol crucial en el ciclo biogeoquímico de los nutrientes; por lo que el estudio del fitoplanton y las características medioambientales son vitales para conocer la composición de grupos o especies y así evaluar cambios en el ecosistema a corto y largo plazo.

1.1.2. Microfitobentos.

El microfitobentos está constituido por organismos unicelulares microscópicos autótrofos, principalmente diatomeas y cianobacterias que viven en la interfase sedimento/agua en los primeros milímetros del sedimento (MacIntyre et al., 1996; Cahoon, 1999) y contribuyen significativamente a la productividad primaria de los lagos y suministro de energía para la cadena alimenticia cuando el microfitobentos está resuspendido en la columna de agua (MacIntyre et al., 1996; Skowronski et al., 2009), por lo que también es importante conocer acerca de la comunidad microfitobéntica para entender los ecosistemas acuáticos.

El microfitobentos es activo en los primeros milímetros superficiales del sedimento, la cual es una región con fuertes gradientes en propiedades físicas, químicas y biológicas (Whalen et al., 2013). Pueden bioestabilizar el sedimento por medio de la formación de tapetes microbianos (Dodds, 2003) o liberar polímeros extracelulares, modular el flujo de nutrientes en la interfase sedimento-agua por medio de la asimilación y mineralización. Además, la producción de oxígeno fotosintético de la microflora béntica impacta indirectamente en la movilidad de los nutrientes alterando la distribución espacial de las actividades microbianas.

Las comunidades de microorganismos fotosintéticos están representadas por Cianobacterias, Criptofitas, Crisofitas, Clorofitas y Bacilariofitas, siendo los géneros más abundante en la

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Antártida, las cianobacterias Oscillatoria, Nostoc, Leptolyngbya, Chroococcus, Phormidium,

Calothrix, Schizothrix, las Bacilariofitas Navicula, Luticola, Hantzschia, Diadesmis, Pinnularia y las Clorofitas Kentrosphaera, Pleurococcus, Binuclearia (Borghini et al., 2011).

Dentro de este grupo de microalgas, las Bacilariofitas son las más representativas ya que habitan en ambientes marinos y ecosistemas de agua dulce y son un componente importante en las comunidades microbianas de la Antártida. Las diatomeas se encuentran en gran cantidad en los tapetes microbianos bénticos y planctónicos que crecen cerca de la costa y en el fondo de los lagos y lagunas en la zona costera (Cavacini et al., 2006). Muchas especies de diatomeas son capaces de producir sustancias poliméricas extracelulares y, en particular, las diatomeas bénticas pueden contribuir a la estabilización del sedimento (Franks et al., 2010). Las diatomeas están presentes en zonas húmedas, semi-secas, y algunos hábitats congelados de las islas de la Península Antártica y del continente. Al igual que en muchas otras regiones del mundo, las diatomeas son a menudo uno de los pocos organismos que están bien conservados como subfósiles siendo de gran utilidad como indicadores de cambios ambientales (Spaulding et al., 2010).

1.2. Tapetes Microbianos.

Los tapetes microbianos funcionan como un consorcio cooperativo de manera coordinada que forman arreglos complejos bióticos y abióticos (Davey y O'toole, 2000), y producen sustancias poliméricas extracelulares (SPE) las cuales se extienden desde la célula para formar una matriz compleja de fibras. Las características de organización de un tapete, permiten que sus microorganismos puedan mantener condiciones en la interfase de la superficie del mismo totalmente diferentes de aquellas del medio ambiente externo (de los Ríos et al., 2003).

Los tapetes microbianos se definen como estructuras laminadas verticales que se desarrollan en las capas del sedimento superficial y en la superficie del suelo (van Gemerden, 1993). Estos ecosistemas consisten de una matriz de mucílago en la cual están embebidos fotótrofos oxigénicos (microalgas y cianobacterias), bacterias heterótrofas aeróbicas, bacterias quimiotróficas sulfurosas, bacterias fotótrofas sulforosas y bacterias sulforeductoras (de los Ríos et al., 2004). Debido a su estructura y organización, los tapetes microbianos son un modelo ideal para estudiar la conversión bioquímica de la materia orgánica en los sedimentos (Canfield y Des Marais, 1993).

La morfología, estructura y color de los tapetes microbianos están determinado por las especies dominantes, características del sedimento y otros factores ambientales (de los Ríos, 2004; Komárek y Komárek, 2010). Estos tapetes se encuentran en un amplio rango de ambientes,

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algunos de los cuales son considerados extremos, tales como lagos y estanques hipersalinos, aguas termales, desiertos secos y calientes y en ambientes fríos de las zonas polares (Vincent, 2002) debido a su tolerancia a la desecación, ciclos de congelamiento-descongelamiento, radiación solar continua y defensa contra el daño causado por los rayos UV (Sabbe et al., 2004).

La biomasa y morfología de los tapetes microbianos en la Antártida son afectadas por la duración, espesor y transparencia de la cubierta de hielo, características del sedimento, profundidad y química del agua (Hodgson et al., 2004; Sabbe et al., 2004); así como por la intensidad de la radiación solar de los veranos antárticos. Siendo la luz y la temperatura los principales factores que intervienen en el proceso metabólico y por lo tanto en la producción primaria y respiración de las comunidades fotótrofas.

Se ha reportado un incremento en la temperatura en la Antártida en los últimos años, así como el flujo de rayos ultravioleta B a través del agujero en la capa de ozono (Wynn-Williams, 1996) por lo que varios estudios se han enfocado en analizar los efectos de la radiación UV en la estructura y la productividad de las comunidades en ambientes acuáticos (Vincent et al., 1993, Quesada et al., 1995; Wynn-Williams 1996, Nadeau et al., 2001), así como las estrategias de adaptación que tienen las cianobacterias frente a la radiación UV, debido a que estos microorganismos pueden ajustar el contenido de su pigmento y su capacidad fotosintética para optimizar su crecimiento en un amplio rango de temperaturas (Buffan-Dubau et al., 2001; Gao et

al., 2007; Zakhia et al., 2008; Chacón, 2010).

Las presencia ubicua de los tapetes de cianobacterias así como su composición taxonómica y las actividades fisiológicas en riachuelos, charcas, lagos y agua de deshielo de distintos lugares en la Antártica continental ha sido bien documentada (Howard-Williams y Vincent, 1989; Broady y Kibblewhite, 1991; Vincent et al., 1993; Ellis-Evans, 1996; Fernández-Valiente et al., 2001; de los Ríos et al., 2004; Sabbe et al., 2004). Sin embargo en el área de la Antártida peninsular, solo en la isla Rey Jorge y Livingston se han estudiado tapetes microbianos, mientras que en el resto de las islas se tienen pocos o ningún reporte de estos microecosistemas (Fernández-Valiente et

al., 2007; Laybourn-Parry y Pearce, 2007; Komárek y Komárek, 2010).

1.2.1. Cianobacterias.

Las cianobacterias son bacterias oxigénicas fotosintéticas que de acuerdo al record fósil, la mayoría de la diversidad morfológica actual data de hace 2,3 billones de años (Vyverman et al., 2010). Estos microorganismos fotosintéticos se encuentran en la mayoría de ambientes de agua dulce y marinos de regiones tropicales y temperadas. Las cianobacterias se pueden presentar de manera filamentosa, cocoides unicelulares o colonias. Las formas picoplanctónicas miden de 1-2

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µm de diámetro y las filamentosas forman colonias con un tamaño que está sobre los 2 mm (Jeffrey et al., 2011). Las cianobacterias poseen los fotosistemas I y II, los cuales están localizados en las membranas de los tilacoides (excepto en el género Gloeobacter). Las células usualmente tienen una coloración azul-verdosa debido a los pigmentos ficocianina y aloficocianina (azul) sumado a la clorofila a, aunque algunas otras especies pueden tener adicionalmente ficoeritrina que confiere color rojo. En pocos taxas, se puede observar clorofila b y d y algunas cianobacterias son capaces de fijar nitrógeno atmosférico (Zakhia et al., 2008). La estratificación de estas comunidades puede ser reconocida a menudo por el grado de coloración vertical debido a la diferente pigmentación de los microorganismos fotosintéticos (Fernández-Valiente et al., 2007).

La mayoría de cianobacterias de los tapetes microbianos que se desarrollan en la Antártida pertenecen al Orden Oscillatoriales, las cuales comprenden filamentos cianobacterianos, poca o no formación de vainas, pérdida de ramificación verdadera, sin heterocistos y acinetos (Broady, 1991; Comte et al., 2007; Vincent, 2007). Este grupo tradicionalmente incluye los géneros Oscillatoria, Phormidium y Lyngbya, pertenecientes a la familia Oscillatoriaceae (Rippka et al., 1979).

En estudios realizados en áreas libre de hielo en Victoria Land, Mc Murdo e Isla Rey Jorge se demostró el desarrollo de floraciones de cianobacterias de los géneros Oscillatoria, Phormidium, Leptolyngbya y microalgas, especialmente en suelos que tienen nutrientes derivados de aves marinas, donde las algas cocoides y filamentosas como Chlorella spp., Chorococcum spp. y Stichoccus spp. son los grupos dominantes (Colacevich et al., 2009; Callejas et al., 2011).

Estudios recientes apoyan la hipótesis que para el crecimiento de los tapetes microbianos, no solo la temperatura óptima es importante para el crecimiento y metabolismo óptimo de la comunidad, sino que también es determinada por las interacciones complejas dentro de los tapetes microbianos (Pringault et al., 2001). Broady et al. (1984) realizaron un estudio en condiciones de cultivo sobre la morfología de aislados de esta familia de cianobacterias que habitan en la Antártida, a partir del cual se logró aislar algunas cepas tomando en cuenta características microscópicas morfológicas relacionadas a la forma del tricoma, la naturaleza de la vaina mucilaginosa y detalles de la morfología de las células.

1.3. Pigmentos Fotosintéticos.

Los pigmentos fotosintéticos son usados como indicadores de la composición algal y bacteriana de una comunidad (Tabla I), interacciones en la cadena trófica, acidificaciones de cuerpos de agua, cambios en la estructura física de los lagos y sus variaciones (Lyons, et al., 1997; Borghini y Bargagli, 2004; Hodgson et al., 2004; Bargagli, 2005; Vincent y Laybourn-Parry, 2008). Así

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también, los pigmentos han sido utilizados como indicadores de una gran variedad de impactos antropogénicos en los ambientes acuáticos, incluyendo eutroficación, prácticas de uso del suelo y cambio climático (Leavitt et al., 1993; Hall et al., 1999).

1.3.1. Pigmentos Sedimentarios.

Los sedimentos de los lagos a menudo preservan un amplio rango de carotenoides, clorofilas y compuestos fotoprotectores y otros pigmentos lípido-solubles de organismos fotótrofos que están en el lago o sus alrededores. Los pigmentos están presentes en todos los organismos fotosintéticos y funcionan principalmente como agentes captadores de luz para la fotosíntesis y para foto-protección (Moratta y Renaud, 2008).

La preservación de los pigmentos en el sedimento está favorecida por la alta producción del plancton, altas tasas de sedimentación y anoxia, por lo que los pigmentos sedimentarios son usados en estudios a corto y largo plazo de cambios en los ecosistemas acuáticos así como en la producción de materia orgánica, eutrofización y florecimiento de cianobacterias (Hodgson et al., 1998; Moratta y Renaud, 2008).

La clorofila a es común para todas las especies algales, mientras que otros pigmentos accesorios están presentes en distintos organismos y a menudo tienen una distribución taxonómica restringida (Morata y Renaud, 2008) y debido a que algunos grupos de fotoautótrofos habitan nichos ecológicos específicos, su presencia también permite reconocer características del paleoambiente (Squier et al., 2002).

La clorofila a y feofitina son pigmentos ampliamente distribuidos y son indicadores de la abundancia algal total, mientras que los carotenoides aloxantina, luteína, equinenona, fucoxantina y peridinina son más usados para cambios históricos en las clases algales (divisiones) o grupos funcionales (Jeffrey et al., 1997). Así mismo, los derivados de clorofilas y carotenoides son indicadores importantes de las características de la columna de agua y del sedimento que regulan las transformaciones de los pigmentos tales como pastoreo, anoxia, estratificación y luz, siendo indicadores claves de cambios del ambiente biótico y físico de los lagos (Hodgson et al., 1998; Leavitt y Hodgson. 2001).

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Tabla I. Pigmentos que identifican a cada grupo de microorganismos fotosintéticos.

Pigmento Microorganismo Clorofila a Todas las clorofitas y cianobacterias Feofitina a Todas las clorofitas y cianobacterias Feoforbide a Todas las clorofitas y cianobacterias Clorofilida a Todas las clorofitas y cianobacterias Derivados de clorofila a Todas las clorofitas y cianobacterias Clorofila b Clorofita, Euglenfita, plantas superiores Clorofilida b Clorofita, Euglenfita, plantas superiores Derivados de clorofila b Clorofita, Euglenfita, plantas superiores Clorofila c1 Algas cromofitas Clorofila c2 Algas cromofitas Bacterioclorofilas Bacterias aeróbicas, incluyendo facultativas Scytoneminas Cianobacterias Carotenoides Cianobacterias Fucoxantina Bacilariofita, Crisofita Diadinoxantina Bacilariofita, Crisofita Mixoxantófila Cianobacterias Diatoxantina Bacilariofita, Dinofita, Crisofita Anteraxantina Clorofita Luteína Clorofita Zeaxantina Cianofita, Clorofita Nostoxantina Cianobacterias Equinenona Cianobacterias Cantaxantina Cianobacterias α caroteno Clorofita β caroteno Clorofita, Cromofita, algunas bacterias fototróficas,

Cianobacterias. Modificada de Hodgson et al., 2004.

Los sedimentos también contienen derivados de la mayoría de los pigmentos más comunes, incluyendo alómeros, epímeros, productos de pirólisis y varias modificaciones estructurales asociadas al oxígeno, metil y glicosídicas que son específicas de cada pigmento (Leavitt y Hodgson, 2001; Reuss et al., 2005).

Los microorganismos fotosintéticos, a través de sus pigmentos marcadores, proveen un registro indirecto de cambios ambientales, porque estos almacenan cambios en las comunidades autótrofas que responden a condiciones físicas y químicas de ambientes acuáticos y sedimentarios (Borghini et

al., 2007). En estos ecosistemas se desarrollan comunidades planctónicas y bentónicas cuya característica común es la de estar formadas principalmente por microorganismos, ya sean bacterias, pequeños animales, que suponen la diversidad de la vida en estos ambientes, mientras que entre las comunidades bénticas cabe resaltar los tapetes microbianos, formados

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principalmente por cianobacterias, cuyo pigmento marcador es la zeaxantina y constituyen los principales productores primarios bénticos en la Antártida (Vincent et al., 1989; Wynn-Williams, 1990, Bonilla et al., 2009).

Las clorofilas, carotenoides y otros pigmentos de algas y de bacterias fototróficas son los compuestos orgánicos naturales en aguas y sedimentos, siendo biomarcadores de distintos taxas y la transformación de sus productos son indicadores de las interacciones tróficas (Leavitt y Hodgson 2001; Borghini et al., 2007). Así, estos biomarcadores representan datos valiosos de los organismos y procesos biológicos, y permite la evaluación de condiciones cambiantes en el tiempo (Squier et al., 2004).

Algunos grupos de fotoautótrofos habitan nichos ecológicos específicos, su presencia también permite reconocer las características de ese ambiente actual y del pasado. Por ejemplo bacterioclorofilas c, d y e ocurren en Clorobiaceae, anaerobios obligados y por lo tanto son biomarcadores ideales para zonas fóticas anóxicas. Además, diferencias estructurales en estas bacterioclorofilas reflejan diferencias en condiciones de crecimiento (Squier et al., 2005; Borghini et al., 2010).

Pigmentos de diatomeas y crisofitas (fucoxantina y c-forbinas) son más lábiles que aquellos originarios de algas verdes como luteína y b-forbinas, cianobacterias (zeaxantina, a-forbinas) o criptofitas (aloxantina) (Leavitt, 1993).

1.4. Identificación de los microorganismos fotosintéticos.

La composición de los pigmentos es dependiente del tipo de organismo fotótrofo presente y es una información importante cuando se trata de caracterizar la distribución microbial en ambientes naturales. El valor informacional del espectro de absorción determina el tipo y concentración de las especies de microorganismos presentes. El análisis completo de la mezcla requiere una técnica de separación, usualmente con el uso de cromatografía líquida de alta resolución (HPLC, por sus siglas en inglés) para investigar el tipo de pigmento presente e identificación de los taxones dominantes en los ecosistemas de agua dulce de la Antártida, ya que HPLC es un método muy sensible y selectivo para la caracterización de pigmentos fotosintéticos. El HPLC es una técnica que representa la mejor vía para estudiar pigmentos sedimentarios, porque ésta permite la separación y cuantificación de varias clorofilas, carotenoides y sus productos de degradación, para lo cual existe una metodología ya establecida que se ha aplicado en diferentes ambientes tanto en la Antártida como en otros continentes (Frigaard et al., 1996; Brotas y Plante-Cuny, 2003; Borghini et al., 2007).

Esta técnica cromatográfica ha sido aplicada para estudios de fitoplancton a principios de 1980 (Rowan, 1989) y consiste en utilizar columnas de diámetro pequeño, tamaño de las partículas

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delgadas y con una rápida velocidad de flujo (Brotas y Plante-Cuny 2003). El método quimiotaxonómico basado en los pigmentos permite el análisis de picoplacton y nanoplancton que a menudo no se observan en el microscopio, incluso con un microscopio electrónico, especialmente en ambientes oligotróficos donde el 80% de las especies de microorganismos fotosintéticos son de < 3 µm (Higgins et al., 2011).

A diferencia del HPLC, la espectrofotometría sobreestima las concentraciones de clorofila a por la sobreposición de las bandas de absorción y fluorescencia de las clorofilas b y c, productos de degradación de las clorofilas y pigmentos accesorios (Bidigare et al., 2005). Mientras que la observación al microscopio óptico tiene la desventaja de que es una técnica que necesita más tiempo y experticia al momento de identificar los microorganismos que estén presentes en las muestras y los biovolúmenes se calculan utilizando fórmulas geométricas relacionadas con la forma de la célula y convertidas a carbono celular usando la proporción carbono: volumen. La microscopía puede producir identificación confiable de células grandes, pero a menudo células de pico y nanoplancton no se pueden identificar o incluso se los ignoran (Montagnes et al., 1994; Mender-Deur y Lessard, 2000).

Además, se han desarrollado nuevas técnicas para monitorear las comunidades de microorganismos incluyendo el FlowCAM, un citómetro de flujo de imágenes continua, adecuada para células de gran tamaño y la sonda fluorométrica la cual mide la fluorescencia y distribución del fitoplancton de los mayores grupos algales. Estos métodos al igual que la microscopía son incapaces de distinguir algunas clases algales y el método quimiotaxonómico muestra superioridad en identificar al nanoplancton y haptofitas (Higgins et al., 2011).

La mayoría de los estudios relacionados a microorganismos fotosintéticos a través de sus pigmentos específicos en la Antártida como marcadores de cambios ambientales se han limitado a ciertas regiones como Victoria Land, Larsemann Hills y valles de Mc Murdo (Hodgson et al., 2001, 2006; Squier et al., 2002) y algunas islas del archipiélago Shetland del Sur como Rey Jorge y Livingston. Mientras que en las islas Greenwich, Dee y Barrientos que pertenecen a este conjunto de islas, se han realizado muy pocos estudios para obtener información acerca de los microorganismos fotosintéticos en el agua de deshielo, sedimento y tapetes microbianos.

Debido a su ubicación y geomorfología, las islas Shetland del Sur han sufrido cambios en sus sedimentos en respuesta a cambios tectonoclimáticos y del nivel del mar. Así también, debido a que la cubierta del glaciar ha cambiado progresivamente en los últimos 20 años (Azhar y Santana, 2007) por lo que estudios de los microorganismos que habitan en los diferentes ambientes pueden proveer información sobre los cambios que están ocurriendo. A través del desarrollo de este estudio se generará información valiosa sobre línea base ambiental acerca de la diversidad y distribución de microorganismos fotosintéticos en las Islas Greenwich, Dee y Barrientos, lo que será de gran utilidad para futuras evaluaciones de impacto ambiental en la

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Antártida y podrá estar disponible para otros investigadores en la base de datos de biodiversidad del Comité Científico para la Investigación en la Antártida (SCAR, por sus siglas en inglés).

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2. OBJETIVOS

2.1. Objetivo General.

Estudiar los microorganismos fotosintéticos en aguas, sedimentos y tapetes microbianos de las islas Greenwich, Dee y Barrientos, Antártida, como indicadores de cambios ambientales.

2.2. Objetivos Específicos:

• Estudiar la comunidad de microorganismos fotosintéticos a través de pigmentos fotosintéticos en cuerpos de agua de deshielo, sedimentos y tapetes microbianos de las islas Greenwich, Dee y Barrientos.

• Determinar la variación espacial de los microorganismos fotosintéticos en Isla Greenwich.

• Examinar las relaciones entre la composición de pigmentos y parámetros físico-químicos ambientales.

• Evaluar el crecimiento de algunos microorganismos fotosintéticos bajo condiciones experimentales.

• Crear una base de datos sobre composición y distribución de microorganismos fotosintéticos y parámetros fisicoquímicos que sirvan de línea base para futuras evaluaciones ambientales en la isla Greenwich.

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3. METODOLOGÍA

3.1. Área de estudio.

Muestras de agua y sedimento superficial fueron colectadas durante el desarrollo de la XVI Expedición Ecuatoriana y V Expedición Científica de Venezuela al Continente Antártico en el verano austral 2012. El muestreo se realizó en la Isla Greenwich, en las adyacencias de la Estación Científica “Pedro Vicente Maldonado” de Ecuador. Estas muestras se recolectaron en un total de 9 sitios (Figura 1). En la Tabla II se describen los lugares de muestreo, indicando el tipo de muestra y las coordenadas UTM, las cuales fueron registradas con un GPS modelo 76CSX (Garmin).

Figura 1. Área de estudio y tipos de muestras colectadas durante el verano austral 2012.

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Tabla II. Coordenadas geográficas de los sitios de estudio y tipo de muestra colectadas durante el verano austral 2012 en la isla Greenwich.

Zona Código Tipo de muestra

Coordenadas (UTM)

A

A1 Agua y sedimento 21E 358054 3072882

A2 Agua 21E 358269 3072922

A3 Agua 21E 358374 3072793

A4 Sedimento 21E 358372 3072839

B

B1 Sedimento 21E 358927 3072654

B2 Sedimento 21E 358939 3072642

B3 Agua y sedimento 21E 358963 3072631

B4 Agua y sedimento 21E 359026 3072570

B5 Agua 21E 359166 3072594

Durante el desarrollo de la XVII Expedición Ecuatoriana y VI Expedición Científica de Venezuela al Continente Antártico durante el verano austral 2013 se colectaron muestras de agua, sedimento y tapetes microbianos. El muestreo se realizó en la Isla Greenwich, en las adyacencias de la Estación Científica “Pedro Vicente Maldonado” de Ecuador, y en las islas Dee y Barrientos (Figura 2).

Estas 3 islas se encuentran en la parte central del archipiélago Shetland del Sur, separadas de isla Robert por el Norte y de isla Livingston por el Sur por estrechos canales. Las islas Shetland del Sur están localizadas a 120 Km al norte de la península Antártica separadas por el Estrecho Bransfield y del continente Americano por el Paso Drake

Se muestrearon un total de 27 sitios, en 22 de los cuales se colectó agua, en 19 se colectó sedimento y los tapetes microbianos en 7 sitios. En la Tabla III se describen los lugares de muestreo indicando el tipo de muestra y las coordenadas UTM, las cuales fueron registradas con un GPS modelo 76CSX (Garmin).

En la isla Greenwich (21E 358256 3071559) los sitios de muestreo se localizaron en Punta Fort Williams, en 2 regiones previamente establecidas, denominadas como Zona A y B y al oeste en Punta Ambato. Los lugares muestreados fueron pequeños reservorios de aguas temporales que se forman del deshielo del Glaciar Quito ya que esta isla en su mayor parte está cubierta de hielo.

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Figura 2. Área de estudio y tipos de muestras colectadas durante el verano austral 2013.

La isla Dee (21E 356244 3076306) está localizada a 850 m al norte de la Isla Greenwich. Los sitios de muestreo fueron en la zona baja de la isla, en pequeños charcas y arroyos producto de deshielo.

La isla Barrientos (21E 356163 3078161) ubicada a aproximadamente 7 Km de isla Greenwich, localizada entre las islas Robert y Greenwich. Los lugares de recolección de las muestras se ubicaron en una pequeña laguna localizada al oeste de la isla.

Las muestras de aguas, sedimentos superficiales y tapetes microbianos se colectaron por triplicado, manualmente en arroyos y lagunas formadas por agua de deshielo

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Tabla III. Coordenadas geográficas de los sitios de estudio y tipo de muestra colectadas durante el verano austral 2013.

Isla Zona Código Tipo de muestra Coordenadas (UTM)

Greenwich

A

A1 Agua, sedimento y tapetes microbianos

21E 358398 3072837

A2 Agua y sedimento 21E 358393 3072851 A3 Agua, sedimento y

tapetes microbianos 21E 358405 3072850

A4 Agua 21E 358622 3072819 A5 Agua y tapetes microbianos 21E 358513 3072786 A6 Agua y tapetes microbianos 21E 358508 3072787 A7 Agua y tapetes microbianos 21E 358494 3072795 A8 Tapetes microbianos 21E 357949 3072551 A9 Tapetes microbianos 21E 357952 3072553

B

B1 Agua y sedimento 21E 359308 3072879 B2 Agua y sedimento 21E 359342 3072693 B3 Agua y sedimento 21E 359369 3072713 B4 Agua y sedimento 21E 359303 3072859 B5 Sedimento 21E 359319 3072804 B6 Sedimento 21E 359371 3072706

B R/C Agua 21E 359415 3072698

Punta Ambato

Amb1 Agua y sedimento 21E 355953 3073410 Amb2 Agua y sedimento 21E 355910 3073382 Amb3 Agua y sedimento 21E 355848 3073346

Dee

Laguna Dee

Dee1 Agua y sedimento 21E 355430 3074957 Dee2 Agua y sedimento 21E 355685 3074821 Dee3 Agua y sedimento 21E 355704 3074702

Barrientos

Laguna Barrientos

Barr1 Agua y sedimento 21E 357305 3077374 Barr2 Agua y sedimento 21E 357340 3077347 Barr3 Agua y sedimento 21E 357365 307732 Barr4 Sedimento 21E 357520 3077174 Barr5 Agua 21E 357454 3077228

3.2. Medición de Parámetros Fisicoquímicos.

En cada uno de los sitios donde se colectó agua, se midieron in situ los parámetros fisicoquímicos tales como temperatura, pH, oxígeno disuelto (OD), sólidos totales disueltos (TDS), potencial reducción oxígeno (ORP), salinidad y conductividad del agua utilizando una sonda multiparamétrica HORIBA, Modelo UX22.

3.3. Procesamientos de muestras de agua.

Se colectaron 3 litros de agua por sitio de muestreo en envases plásticos estériles y se filtraron en porciones de 1 litro usando filtros de fibra de vidrio GF/F con un poro de 0,47µm y 47 mm de diámetro, a través del sistema de filtración Millipore. Los filtros con el filtrado se almacenaron a -20 °C en el Laboratorio de la Estación Pedro Vicente Maldonado (Antártida), para su posterior

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procesamiento en el laboratorio del Centro de Oceanología y Estudios Antárticos, IVIC. Los filtros se cortaron en pedazos de 2 mm aproximadamente, se le añadió 10 ml de 100% acetona grado HPLC. Luego se sonicaron por 30 segundos y se almacenaron a 4 °C para que se diera el proceso de extracción. Después de 24 horas, se centrifugaron a 3000 rpm por 10 minutos, el sobrenadante se pasó por un filtro de nylon de 0,2 micras y se colocaron en viales ámbar a los que se les añadió una atmósfera de nitrógeno para evitar la oxidación de los pigmentos (Borghini et al., 2007). Los viales fueron almacenados a -80 °C para su posterior análisis mediante HPLC.

3.4. Procesamiento de muestras de sedimento y de los tapetes microbianos.

Mediante un tubo de PVC de 3 cm de diámetro x 15 cm de largo se tomó un núcleo de sedimento por cada sitio de muestreo y con la ayuda de un émbolo se obtuvo aproximadamente 1 cm de sedimento superficial. Este material se lo colocó en tubos Falcon estériles de 15 ml.

La recolección de los tapetes microbianos se realizó utilizando una espátula de plástico. Estos fueron colocados en tubos Falcon estériles de 50 ml. Los tubos con el sedimento y tapetes microbianos fueron congelados a -20 °C en el laboratorio de la Estación en la Antártida hasta ser transportados al IVIC.

En el laboratorio del Centro de Oceanología y Estudios Antárticos (COEA) se liofilizó aproximadamente 2 g de sedimento superficial y tapetes microbianos por 24 horas. Transcurrido ese tiempo se realizó la extracción con 6 ml de 100% acetona grado HPLC siguiendo el mismo procedimiento aplicado a los filtros con las muestras de agua.

3.5. Análisis de Pigmentos por Cromatografía Líquida de Alta Resolución.

Para el análisis de los pigmentos fotosintéticos se utilizó el equipo HPLC Waters 1525 con Bomba Binaria, detector UV-VIS de arreglo de diodo 2998, desgasificador en línea, horno para columna e inyector manual (loop de 50 µl) controlado por el Software Enpower 3.0 en el Laboratorio de Productos Naturales del Centro de Química del IVIC con asesoría del Lic. Carlos Ibarra. Se aplicó el método de VanHeukelem y Thomas (2001) con algunas modificaciones (Tabla IV). Se usó una columna fase reversa ZORBAX Eclipse XDB-C18, 3 x 150 mm, (3,5 µm). La fase móvil consistió de un gradiente binario, solvente A: 70/30 Metanol/10mM tetrabutil acetato de amonio (TBA) y 50 mM de acetato de amonio con un pH de 6,5, y el solvente B: 100% metanol. Se utilizó un flujo de 0,4 ml/min y un volumen de inyección de 50 µl (40 µl de muestra y 10 µl de fase móvil). Los pigmentos fueron detectados entre los 250 a 800 nm. Todas las muestras fueron analizadas a 60 °C.

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Tabla IV. Condiciones del gradiente de las fases móviles utilizado para el análisis de pigmentos fotosintéticos, modificado de VanHeukelem y Thomas (2001).

Tiempo (min)

Fase móvil A (%) Fase móvil B (%)

0 95 5 25 5 95 45 5 95 50 95 5 60 95 5

3.6. Identificación de los pigmentos.

La identificación y cuantificación de los pigmentos se realizó mediante la comparación de picos obtenidos mediante HPLC con los estándares: clorofila a, clorofila b, clorofila c2 feofitina a, aloxantina, fucoxantina, diadinoxantina, equinenona, peridinina, luteína, prasinoxantina, violaxantina y zeaxantina los cuales se obtuvieron de DHI Lab Products en Dinamarca. El estándar de la bacterioclorofila a se obtuvo de Sigma, Aldrich.

3.7. Análisis Microscópicos.

Para complementar la información que se generó con el análisis de HPLC, en el Laboratorio del COEA, se realizaron análisis microscópicos de las muestras de agua, sedimento y tapetes microbianos que fueron preservadas con formaldehído. De estas muestras fijadas se colocaron aproximadamente 2 gotas en las placas portaobjetos, con 5 repeticiones, para su posterior observación a través del Microscopio óptico Leica 2500. Para la identificación de los microorganismos fotosintéticos presentes se utilizó el sistema de clasificación de Anagnostidis y Komarek (1988) y Komarek y Anagnostidis (1989).

3.8. Ensayos de Crecimiento.

De los tapetes microbianos de la zona A de isla Greenwich que estuvieron congelados a -80 °C, se sembró aproximadamente 7mm2 en placas y tubos de ensayo con el medio de BG-11, específico para cianobacterias (Rippka et al., 1979). Además, en algunos de los ensayos que se realizaron en las placas, se mezcló el medio BG-11 con sedimento estéril. El crecimiento de los tapetes microbianos bajo condiciones de laboratorio se realizó a 20 °C, iluminados con luz blanca e intensidad luminosa

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de 1149,08 lx, también se realizó el crecimiento a 15 °C con una intensidad lumínica de 1634,04 lx. Los fotoperiodos de luz fueron de 10 horas.

3.9. Análisis químicos de las muestras de agua.

3.9.1. Medición de Carbono Orgánico Total.

Se filtraron 50 ml de las muestras de agua con un filtro de teflón de 0,45 µm Thomas Scientific y se almacenaron a 4 °C en el laboratorio de la Estación Pedro Vicente Maldonado hasta ser transportados al IVIC. Posteriormente en el Laboratorio de Ecología de Suelos del Centro de Ecología se analizó el carbono orgánico total (COT) de las muestras de agua utilizando un analizador de COT Teledyne Tekmar, modelo Apollo 9000.

3.9.2. Análisis de iones mayoritarios.

Se filtraron 60 ml de las muestras de agua con un filtro de teflón de 0,45 µm Thomas Scientific y se almacenaron a 4 °C en el laboratorio de la Estación Pedro Vicente Maldonado hasta ser transportados al IVIC y posteriormente se determinaron los niveles de los cationes mayoritarios Ca+2, Mg+2, Na+1, K+1 utilizando un espectrómetro de absorción atómica Perkin Elmer AAnalyst 200 y los aniones Cl-1, NO3

-1 y SO4-2 usando un cromatógrafo iónico Dionex ICS-2100 en el Instituto de

Ciencias de la Tierra de la Universidad Central de Venezuela.

3.10. Análisis químicos de las muestras de sedimento.

3.10.1. Tamaño de las partículas del sedimento.

Muestras secas de sedimento fueron pasadas a través de un tamiz de 2,0 mm para analizar el tamaño de las partículas mediante el analizador granulométrico Malvern Mastersizer 2000 con la unidad de dispersión Hydro 2000G.

3.10.2. Determinación de materia orgánica.

Para calcular la materia orgánica presente en el sedimento se utilizó la técnica de pérdida por ignición, usando una combinación de ecuaciones (Dean, 1974; Heiri et al., 2001; Santisteban et al., 2004). Se colocó aproximadamente 5 g de sedimento húmedo en crisoles secos y se secaron a 110

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°C por toda la noche. Luego se pesaron los crisoles con la muestra seca para obtener la diferencia de la muestra húmeda menos la muestra seca. A continuación se secaron los crisoles a 550 °C por 4 horas para calcular el porcentaje de materia orgánica presente en las muestras.

3.10.3. Análisis elemental.

Para determinar el porcentaje de Carbono, Hidrógeno, Nitrógeno y Azufre en los sedimentos, muestras secas de este sustrato fueron molidas para ser analizadas mediante el Analizador Eager 200 Stripchart en el Laboratorio de Análisis Elemental del Centro de Química.

3.11. Análisis Estadísticos.

Se aplicó un Análisis canónico de correspondencia (CCA) a través del programa estadístico PAST versión 2.17c para determinar las diferencias en la distribución espacial de la composición de microorganismos fotosintéticos. Con el programa SPSS versión 19.0 se aplicó la prueba de Kruskall – Wallis para comprobar las diferencias significativas y la Correlación de Spearman con un grado de significancia de 0,05 y 0,01 para determinar la correlación de los diversos taxa con los parámetros fisicoquímicos de los ambientes muestreados.

3.12. Incorporación a base de datos.

La información obtenida sobre la composición y distribución espacial de los microorganismos fotosintéticos se los está ingresando en la Red de Información de Biodiversidad Marina de SCAR (SCAR-MarBIN, por sus siglas en inglés).

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4. RESULTADOS

4.1. Área de estudio.

En el verano austral del 2012 se registró una temperatura mínima de 0,72 °C y máxima de 2,88 °C (las otras variables ambientales medidas en el 2013 no fueron tomadas en el 2012 debido a la falta de equipos). Durante los días de muestreo del verano austral 2013 en la Isla Greenwich se registró una temperatura promedio de 1,21 °C, humedad relativa de 88,1%, presión atmosférica de 988,2 hPa, radiación solar de 157,83 w/m2 y radiación UV de 12,66 µm m-2S-1.

La zona A en la isla Greenwich, estuvo descubierta de nieve, con presencia de musgos y pequeños riachuelos alimentados del agua de deshielo del glaciar Quito. Esta zona fue el único sitio donde se observaron los tapetes microbianos (Figura 3), cerca de la Estación “Pedro Vicente Maldonado”. Las características de los tapetes de cada sitio se presentan en la Tabla V.

Tabla V. Características físicas de los tapetes microbianos colectados en la Zona A de la Isla Greenwich.

Sitio Coloración Características A1 marrón - verdosa Tapete con espesor de 3mm. A3 verde Tapete con espesor de 3mm. A5 marrón Tapete en formación, con presencia de burbujas con un

espesor aproximado de 2mm. A6 Marrón Tapete en formación, con presencia de burbujas con un

espesor aproximado de 2mm. A7 marrón Tapete en formación, con presencia de burbujas con un

espesor aproximado de 1mm. A8 Marrón - anaranjado Tapete con espesor de 5 mm A9 Marrón - anaranjado Tapete con espesor de 5 mm

Durante el primer muestreo en la zona B (14/01/2013) casi toda la extensión de la zona estaba congelada o iniciando apenas el proceso de descongelación. En el siguiente muestreo (21/01/13) estuvo descubierta de hielo en su mayor parte con formación de pequeñas lagunas y riachuelos proveniente del río Culebra. La zona B se caracteriza por ser un terreno rocoso o pedregoso.

22

Figura 3. Tapetes microbianos presentes en la zona A de isla Greenwich. A, tapete microbiano colectado en el sitio A1. B, tapete microbiano colectado en el sitio A9.

La zona de Punta Ambato correspondió a una laguna somera formada por el agua de deshielo de la parte norte del glaciar Quito. Esta laguna estaba localizada a 10 metros, aproximadamente, de la playa.

Isla Dee

El lugar de muestreo de la isla Dee estuvo descubierto de nieve en su mayor parte con la formación de lagunas someras de aguas de deshielo.

Isla Barrientos

En isla Barrientos, se muestreó en la parte oeste, zona que se caracterizó por estar cubierta de musgos y presencia de una laguna somera a 2 metros de la playa, en la cual se colectó agua y sedimentos.

4.2. Parámetros fisicoquímicos in situ y análisis químicos del agua y sedimento.

4.2.1. Parámetros fisicoquímicos in situ en el verano austral 2012.

Los valores medios de las variables fisicoquímicas in situ registradas en el 2012 se muestran en la Tabla VI. El pH de los cuerpos de agua varió entre 5,01 en B5 y 6,5 en B2. La conductividad y temperatura más alta se registró en el sitio B5 (152 µS cm-1 y 12,2 °C, respectivamente) y las más bajas en B4 (48 µS cm-1 y 1,75 °C, respectivamente). Y el oxígeno disuelto (OD) estuvo en mayor concentración en A2 (13,2 mg l-1) y la más baja en B5 (10,1 mg l-

1).

A B

23

Tabla VI. Valores promedios de los parámetros fisicoquímicos in situ tomados en las muestras de agua de los sitios de estudio durante el verano austral 2012.

Sitio pH Conductividad (µS cm-1)

Temperatura (°C)

OD (mg l-1)

A1 5,34 57 7,96 12,1

A2 6,01 94 3,89 13,2

A3 5,57 72 9,6 11,9

A4 5,57 72 9,6 11,9

B1 5,85 55 10,27 11,2

B2 6,5 75 8,9 10,8

B3 6,3 104 9,3 10,6

B4 5,2 48 1,75 13,1

B5 5,01 152 12,2 10,1

4.2.2. Parámetros fisicoquímicos in situ en el verano austral 2013.

Los valores medios de las variables fisicoquímicas in situ registradas en el verano austral 2013 se muestran en la Tabla VII. El pH de los cuerpos de agua varió entre 3,45 en Dee1 y 7,22 en Barr2 y la conductividad estuvo entre 47 µS cm-1 en la Zona A a 754,66 µS cm-1 en Barr2. El oxígeno disuelto (OD) registró valores entre 5,07 mg l-1 en B2 y 9,87 mg l-1 en B R/C. La temperatura varió entre 2,68 °C en Dee 1 y 7,76 °C en B R/C. La concentración de los sólidos totales disueltos (TDS) estuvo entre 0,003 en A1 y 0,49 g l-1 en Barr2 y el Potencial de óxido-reducción (ORP) entre 157mV en B1 y 334 mV en Dee1.

Las concentraciones de pH, conductividad, temperatura, TDS y ORP presentaron diferencias altamente significativas (P < 0,01) entre los 5 sitos y el OD mostró diferencias significativas (P < 0,05).

4.2.3. Iones mayoritarios presentes en las muestras de agua del 2012.

Los cationes mayoritarios Na+1, K+1 y Ca+2 tuvieron diferencias altamente significativas entre los dos sitios muestreados (P < 0,01) y el Mg+2 (P < 0,05), así también los aniones SO4

-2 y NO3

-1 (P < 0,01). Las concentraciones de los iones se muestran en la Tabla VIII. El catión con mayor concentración fue el Na+1 en los sitios A2.

24

Tabla VII. Valores promedios de los parámetros fisicoquímicos in situ tomados de en las muestras de agua de los sitios de estudio durante el verano austral 2013.

Sitio pH Conductividad (µS cm-1)

OD (mg l-1)

Temperatura (°C) TDS (g l-1)

ORP (mV)

A1 5,19 ± 0,02 47 7,97 ± 0,25 7,59±0,07 0,003 308 ± 1

A2 5,19 ± 0,02 47 7,97 ± 0,25 7,59±0,07 0,003 308 ± 1

A3 5,19 ± 0,02 47 7,97 ± 0,25 7,59±0,07 0,003 308 ± 1

A4 4,35 ± 0,06 176 ± 3,4 7,57 ± 0,2 3,34 ± 0,43 0,11 284 ± 5,56

A5 5,73 ± 0,11 294,66 ± 3,51 7,73 ± 0,28 6,57 ± 0,17 0,21± 0,04 202 ± 1,73

A6 5,73 ± 0,11 294,66 ± 3,51 7,73 ± 0,28 6,57 ± 0,17 0,21± 0,04 202 ± 1,73

A7 5,73 ± 0,11 294,66 ± 3,51 7,73 ± 0,28 6,57 ± 0,17 0,21± 0,04 202 ± 1,73

B1 6,2 ± 0,18 185,3 ± 6,35 5,5 ± 0,32 4,57 ± 0,66 0,12 157 ± 3

B2 4,78 ± 0,04 166,7 ± 3 5,07 ± 0,21 6,08 ± 0,66 0,11 239,67 ± 2,52

B3 4,94 ± 0,04 168,7 ± 1,15 5,4 ± 0,1 5,46 ± 0,16 0,11 231,33 ± 2,52

B4 5,25 ± 0,01 54 9,17 ± 0,15 6,85 ± 0,03 0,04 ± 0,005 306 ± 1

B R/C 5,3 ± 0,12 74 ± 0,608 9,87 ± 0,305 7,76 ± 0,21 0,005 300 ± 1

Amb1 5,48 ± 0,01 212,3 ± 3,05 8 5,33 ± 0,02 0,14 ± 0,005 242

Amb2 5,52 ± 0,1 128 7,93 ± 0,11 5,09 ± 0,3 0,08 247,67 ± 1,52

Amb3 5,71 ± 0,18 139 ± 2 8,17 ± 0,05 3,31 ± 0,11 0,09 238 ± 1

Dee1 3,45 ± 0,02 223,7 ± 0,57 7,93 ± 0,05 2,68 ± 0,07 0,15 ± 0,005 334 ± 4

Dee2 3,71 ± 0,02 173 ± 0,57 7,97 ± 0,05 3,92 ± 0,02 0,11 320,33 ± 1,52

Dee3 4,5 ± 0,04 193,7 ± 0,57 7,27 ± 0,057 6,75 ± 0,01 0,13 278 ± 1

Barr1 6,1 ± 0,06 677,33 ± 6,8 8 ± 0,1 6,39 ± 0,03 0,44 ± 0,02 230 ± 1

Barr2 7,22 ± 0,16 754,6 ± 19,7 7,8 ± 0,17 6,08 ± 0,1 0,49 ± 0,09 170,66 ± 4,04

Barr3 6,52 ± 0,01 301,3 ± 5,13 8,07 ± 0,05 6,54 ± 0,07 0,2 ± 0,005 202 ± 1

Barr5 6,22 ± 0,005 267,3 ± 2,30 7,97 ± 0,05 5,94 ± 0,02 0,17 220,33 ± 0,57

25

y B3 (15,7 mg l-1) y el anión mayoritario fue el Cl -1 en el sitio B3 (19,45 mg l-1). El resto de iones estuvieron por debajo de 3 mg l-1.

Tabla VIIII. Iones mayoritarios (mg l-1) de las aguas colectadas en el 2012.

Sitio Ca+2 Mg+2 Na+1 K+1 Cl-1 NO3-1 SO4

-2

A1 0,268 0,551 9,043 0,389 10,276 0 1,307

A 2 0,199 0,311 15,704 0,662 9,309 0,016 2,087

A 3 1,027 0,787 9,571 0,361 10,037 0,016 1,441

B 1 0,492 0,561 6,448 0,232 6,978 0,038 0,959

B 2 0,86 1,175 9,368 0,329 10,858 0,125 1,357

B 3 0,85 1,632 15,768 0,77 19,459 0,039 2,993

B 4 1,062 0,511 4,54 0,144 6,762 0,018 0,589

B 5 1,062 0,511 4,54 0,144 6,762 0,018 0,589

4.2.4. Iones mayoritarios y carbono orgánico total (COT) presentes en las muestras de agua del 2013.

Los iones mayoritarios y el carbono orgánico total presentaron diferencias altamente significativas (P < 0,01) entre los sitios muestreados. Las concentraciones de cada uno de ellos se presentan en la Tabla IX. En todos los cuerpos de agua, el Cl-1 fue el anión más abundante, siendo los sitios A1, A2 y A3 con menor cantidad (9,63 mg l-1) y B1 con la mayor concentración (102,2 mg l-1). Así también el Na+1 fue otro de los cationes que estuvo presente en una cantidad considerable, Dee2 obtuvo la menor concentración (7,8 mg l-1) y Barr2 la más alta (48,4 mg l-1). Las muestras de aguas de isla Barrientos fueron las muestras más ricas en SO4

-2 (9,25 – 13,5 mg l-

1) en relación al resto cuerpos de agua que tuvieron valores entre 1,26 a 7,4 mg l-1. Lo mismo sucedió para la concentración de NO3

-1, en Barrientos, la cantidad de NO3-1 estuvo entre 2,23 a 5,1

mg l-1, aunque en Dee1 este ion tuvo una concentración de 3,87 mg l-1. En el resto de cuerpos de agua la cantidad de NO3

-1 fue menor de 1 mg l-1.

La concentración de los cationes Ca+2, Mg+2 y K+1 fue relativamente baja, Ca+2 (0,11 – 1,93 mg l-1), Mg+2 (4,28 – 0,09 mg l-1) y K+1 (4,05 – 0,36 mg l-1) en las aguas de isla Greenwich, Dee y Barrientos. Mientras que las concentraciones del COT varió entre 0,1 a 6,71 mg l-1, teniendo el valor más alto en las aguas de Barrientos.

26

Tabla IX. Concentración de Iones mayoritarios y carbono orgánico total (mg l-1) presentes en el agua colectada durante el verano austral del 2013.

Sitio Ca+2 Mg+2 Na+1 K+1 Cl-1 NO3

-1 SO4-2 COT

A1 0,11 0,29 8,55 0,66 9,63 < 1 1,26 1,1

A2 0,11 0,29 8,55 0,66 9,63 < 1 1,26 1,1

A3 0,11 0,29 8,55 0,66 9,63 < 1 1,26 1,1

B1 1,43 3,01 26,25 1,16 10,2 < 1 5,85 0,48

B2 0,52 3,01 9 0,39 14,8 < 1 2 0,15

B3 0,6 3,1 9,8 0,47 15,2 <1 2,3 0,27

B R/C 0,32 0,09 8,05 0,36 13,1 < 1 1,89 0,47

Amb1 1,07 1,05 17,4 0,84 26,27 < 1 4,35 0,84

Amb2 0,94 0,85 15,5 0,72 21,87 < 1 3,69 0,27

Amb3 1,1 0,86 17,1 0,69 23,48 < 1 4,17 0,1

Dee1 0,67 1,48 26,2 1,18 41,07 3,87 7,4 0,4

Dee2 0,3 0,26 7,8 0,42 14,3 < 1 2,12 0,62

Dee3 0,3 0,46 18 1,16 48 < 1 4,54 1,38

Barr1 1,64 3,27 41,1 3,79 70,7 5,07 13,5 6,71

Barr2 1,82 4,28 48,4 4,05 86 5,1 16,1 3,44

Barr3 1,63 3,08 37,6 3,66 60,6 4,5 13 1,68

Barr4 1,93 3,24 35,3 1,72 62 2,23 9,25 1,68

4.2.5. Granulometría, análisis elemental y materia orgánica presente en el sedimento colectado en el verano austral del 2013.

Las arcillas (< 2µ), limos (2µ-20µ), arenas finas (21µ-200µ) y arenas gruesas (201µ - 2000µ) presentaron diferencias altamente significativas (P < 0,01) entre los sitios. Las arenas gruesas fueron las partículas que se encontraron en mayor porcentaje en todos los sitios, siendo B3 con el mayor porcentaje (99%) y A1 con el menor (49%). Además, A1 fue el sitio con mayor cantidad de arenas finas (37%) y B3 con el porcentaje más bajo (0,82%). El limo estuvo ausente en todas las zonas de Punta Ambato y presente en la Zona A1 en mayor proporción (11%) y las arcillas fueron las partículas que tuvieron menor presencia, encontrándose sólo en A1 y A3 (1%) (Tabla X).

27

Tabla X. Porcentajes promedios de la granulometría del sedimento colectado en el verano austral 2013.

Sitio Arcillas (< 2µ)

Limos (2µ-20µ)

Arenas finas (21µ-200µ)

Arenas gruesas (201µ-2000µ)

A1 1,24 ± 0,3 11,7 ± 1,9 37,69 ± 5,3 49,34 ± 7,5

A2 1,26 ± 0,05 10,3 ±0,1 32,71 ± 0,1 55,71 ± 1

A3 0,288 ± 0,1 5,34 ± 0,6 22,07 ± 0,4 72,3 ± 1,3

B1 0,784 ± 0,1 9,11 ± 1 22,57± 2,18 67,5 ± 3,27

B2 0 0 1,32 ± 0,4 98,68 ± 0,4

B3 0 0 0,82 ± 0,09 99,2 ± 0,09

B4 0 0,410 ± 0,2 2,04 ± 1,3 97,55 ± 0,3

Amb1 0 0 11,21 ± 2 88,79 ± 2

Amb2 0 0 12,99 ± 1,6 87,01 ± 1,6

Amb3 0 0 16,6 ± 0,5 83,4 ± 0,5

Amb4 0 0 30,91 ± 0,9 69,09 ± 0,9

Dee1 0 1,9 ± 0,5 2,75 ± 0,1 95,3 ± 0,07 Dee2 0,05 ± 0,005 3,77 ± 0,1 5,82 ± 0,05 90,3 ± 0,07

Dee3 0,13 ± 0,006 4,6 ± 0,16 7,42 ± 0,93 87,9 ± 0,71

Barr1 0 1,89 ± 0,4 7,97 ± 2,3 90,13 ± 2,7

Barr2 0,042 ± 0,4 3,12 ± 0,9 14,67 ± 0,9 82,16 ± 1,2

Barr3 0 1,29 ± 0,4 10,07 ± 1,7 88,64 ± 1,3

Con el análisis elemental se determinó la cantidad de carbono, hidrógeno, nitrógeno y azufre en las muestras de sedimento (Tabla XI). Este último elemento estuvo ausente en todas las zonas de muestreo, mientras que los porcentajes más altos de los otros 3 elementos se detectaron en el sitio A1. Los 4 elementos tuvieron diferencias altamente significativas (P < 0,01) entre sitios.

La materia orgánica tuvo diferencias altamente significativas (P < 0,01), el porcentaje calculado de cada uno de los sitios se detalla en la Tabla XI. El sedimento de los 3 sitios de Isla Dee fueron los que tuvieron mayor porcentaje de materia orgánica (11,72 – 12,63%), mientras que en Punta Ambato el porcentaje fue el más bajo (2,79 – 4,03%).

28

Tabla XI. Porcentajes promedios de Nitrógeno, Carbono, Hidrógeno, Azufre y materia orgánica de las muestras de sedimento del 2013.

Sitio N C H S Materia orgánica

A1 0,686 ± 0,09 1,599 ± 0,169 1,384 ± 0,113 ND 14,53 ± 0,7

A2 0,121 ± 0,002 0,485 ± 0,011 0,565 ± 0,024 ND 11,23 ± 0,9

A3 0,112 ± 0,0006 0,509 ± 0,043 0,845 ± 0,034 ND 17,68 ± 11

B1 0,205 ± 0,001 1,109 ± 0,006 0,596 ± 0,072 ND 8,63 ± 1,4

B2 0,061 ± 0,0006 0,257 ± 0,011 0,719 ± 0,021 ND 14,35± 0,5

B3 0,058 ± 0,001 0,093 ± 0,007 0,359 ± 0,049 ND 11,33 ± 0,9

B4 0,048 ± 0,009 0,161 ± 0,012 0,657 ± 0,087 ND 12,56 ± 0,3

Amb1 0,064 ± 0,005 0,098 ± 0,005 0,539 ± 0,004 ND 7,05 ± 0,3

Amb2 0,059 ± 0,009 0,016 ± 0,004 ND ND 5,43 ± 0,05

Amb3 0,094 ± 0,0006 0,107 ± 0,016 0,439 ± 0,001 ND 5,56 ± 0,09

Dee1 0,050 ± 0,002 0,145 ± 0,016 0,751 ± 0,029 ND 20,1 ± 1,4

Dee2 0,083 ± 0,006 0,287 ± 0,019 0,466 ± 0,023 ND 19,96 ± 0,3

Dee3 0,081 ± 0,005 0,263 ± 0,002 0,530 ± 0,032 ND 21,31 ± 0,8

Barr1 0,183 ± 0,006 1,090 ± 0,083 0,867 ± 0,064 ND 12,52 ±0,6

Barr2 0,152 ± 0,002 0,606 ± 0,024 0,340 ± 0,017 ND 10,52± 0,7

Barr3 0,111 ± 0,002 0,420 ± 0,002 0,309 ± 0,025 ND 8,49 ± 0,4

Barr4 0,152 ± 0,002 0,606 ± 0,024 0,340 ± 0,017 ND 9,58 ± 0,4

ND: No detectado

4.3. Identificación de pigmentos mediante Cromatografía Líquida de Alta Resolución.

La clorofila a estuvo presente en mayor cantidad en los tapetes microbianos (media de 122 µg g-1) de la zona A de isla Greenwich. El agua fue el segundo sustrato con mayor cantidad de clorofila a, debido que altas concentraciones (83 µg l-1 en isla Barrientos), aunque en el resto de sitios, las concentraciones de este pigmento fueron muy bajas (< 1 µg l-1) obteniendo una media de 10,92 µg l-1. Y los sedimentos tuvieron una media de 4,12 µg g-1 de clorofila a (Figura 4).

29

Figura 4. Concentración de Clorofila a de las muestras de agua, tapetes microbianos y sedimentos del verano austral 2013.

4.3.1. Proporción de concentración de los pigmentos en relación con la clorofila a.

Las concentraciones de clorofila a fueron siempre las más altas, sin importar el sustrato (Figura 5).

Figura 5. Concentraciones de los pigmentos encontrados en el agua, tapetes microbianos y sedimentos colectados en el verano austral 2013.

Agua Tapetes microbianos

Sedimento

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Las proporciones totales de los carotenoides fucoxantina, zeaxantina, luteína y equinenona y de los pigmentos clorofila b y feofitina a en relación a clorofila a fueron altos (Figura 6 y Tabla XII). Siendo la fucoxantina el pigmento que tuvo una mayor proporción (0,28 – 5,38), aportando con la mayor cantidad de la biomasa presente.

Figura 6. Concentraciones y distribución de los pigmentos fotosintéticos de las zonas A, B, Punta Ambato, Dee y Barrientos.

Tabla XII. Proporciones de la concentración de los pigmentos en relación a clorofila a.

Año Sitio Fuco Viola Diadi Alo Zea Lut Bchl a Chl b Equi Feo a

2012 A 0,28 ND 0,013 0,006 0,11 0,017 0,004 0,099 0,03 0,38

B 1,38 ND 0,034 0,01 0,09 0,012 0,005 1,093 0,02 22,76

2013

A 4,28 0,003 0,28 0,018 0,09 0,16 0,0007 1,8 0,02 0,12

B 3,21 0,016 0,271 0,009 0,01 0,33 ND 2,26 0,001 1,83

Amb 0,68 ND 0,005 ND ND 0,39 ND 0,96 ND 0,08

Dee 5,38 0,4 ND ND ND 0,28 ND 54,53 ND 1,43

Barr 1,49 0,083 0,606 0,001 1,39 1,57 ND 12 ND 0,13

ND: No detectado

31

4.3.2. Pigmentos presentes en el agua.

Se encontraron un total de 14 pigmentos en las muestras de agua (Tabla XIII). La presencia de estos pigmentos tuvo diferencias altamente significativas (P < 0,01) entre sitios. La clorofila a, clorofila b y fucoxantina estuvieron presentes en las 5 zonas de estudio, mientras que diadinoxantina estuvo solo en el sitio A5 (2013) con una concentración de 0,116 µg l-1 y Barrientos (0,04 – 6,005 µg l-1). La luteína estuvo la zona A, B (2012), Amb1 y Barrientos. Se detectó la presencia de zeaxantina en la zona A, Dee3 y Barrientos y violaxantina solo en Dee1 y Barrientos. La feofitina a se encontró en bajas cantidades (0,862 µg l-1) en el sitio B3 (2012).

Tabla XIII. Características de los pigmentos detectados por HPLC en muestras de agua.

Compuesto Abreviación Absorción máxima (nm)

Número de pico

Fucoxantina Fuco 450 1 Violaxantina Viola 416,441,467 2 Diadinoxantina Diadi 446 3 Carotenoide 1 Car 1 274 4 Zeaxantina Zea 450 5 Luteína Lut 445 6 Carotenoide 2 Car 2 453 7 Clorofila b Chl b 469, 651 8 Epímero Hidroxiclorofila a Epi Hidroxichl a 430,664 9 Carotenoide 3 Car 3 275 10 Clorofila a Chl a 430,664 11 Carotenoide 4 Car 4 316 12 Epímero de clorofila a Epi Chl a 430,667 13 Feofitina a Feo a 409, 665 14

Los pigmentos fueron identificados por su espectro utilizando detección de arreglo de diodos. Como un ejemplo, la figura 7 muestra el cromatograma obtenido de una muestra de agua del sitio Barr2.

Se calcularon las concentraciones de 8 pigmentos (fucoxantina, violaxantina, diadinoxantina, zeaxantina, luteína, clorofila b, clorofila a y feofitina a) de los cuales se contó con los estándares para la cuantificación (Tabla XIV). Las mayores concentraciones de los pigmentos, a excepción de fucoxantina, estuvieron en Barrientos (Figura 8A). La fucoxantina se concentró en mayor cantidad en la zona A de isla Greenwich (0,125 – 2,185 µg l-1) (Figura 8B).

32

Figura 7. Cromatograma obtenido de la muestra de agua de Barrientos 2. Pico 2. Viola, 3. Diadi, 4. Carot 1, 5. Zea, 6. Lut, 7. Carot 2, 8. Chl b, 9. Epim Hidroxichl a, 10. Carot 3, 11. Chl a, 12. Carot 4, 13. Epi Chl a.

33

Figura 8. Concentración y distribución de los pigmentos fotosintéticos presentes en las muestras de agua del verano austral 2013. A, pigmentos fotosintéticos de la Isla Barrientos. B, pigmentos fotosintéticos de la zona A, B, isla Dee y Punta Ambato.

A

B

34

Tabla XIV. Concentraciones promedios (µg l-1) de pigmentos presentes en las muestras de agua colectadas en el verano austral 2012 y 2013.

Año

Zona

Sitio

Fuco

Viola

Diadi

Zea

Lut

Chl b

Chl a

Feo

2012

A A1 ND ND ND ND 0,018 0,042 0,234 ND

A2 ND ND ND ND ND ND 0,011 ND

B

A3 0,077 ND ND ND ND 0,027 0,316 ND

B3 0,055 ND ND ND ND 0,134 0,01 0,862

B4 0,125 ND ND ND ND 0,03 0,014 ND

B5 ND ND ND ND 0,041 0,034 0,558 ND

2013

A

A1 0,485 ND ND 0,032 0,07 0,672 0,084 ND

A2 0,665 ND ND 0,027 0,102 0,734 0,132 ND

A3 0,761 ND ND 0,032 0,115 0,774 2,199 ND

A4 0,32 ND ND ND ND 0,099 0,007 ND

A5 2,185 ND 0,116 ND 0,051 0,481 0,155 ND

A6 0,29 ND ND ND 0,013 0,226 0,419 ND

A7 0,125 ND ND ND ND 0,054 0,142 ND

B

B1 0,196 ND ND ND ND 0,099 0,011 ND

B2 ND ND ND ND ND ND ND ND

B3 0,089 ND ND 0,029 ND 0,062 0,006 ND

B4 0,06 ND ND ND ND 0,059 0,083 ND

B R/C 0,035 ND ND ND ND 0,045 0,063 ND

Punta Ambato

Amb1 0,246 ND ND ND 0,041 0,095 0,072 ND

Amb2 ND ND ND ND ND ND 0,02 ND

Amb3 ND ND ND ND ND 0,011 0,011 ND

Dee Dee1 0,134 0,079 ND ND ND 0,041 0,097 ND

Dee2 0,028 ND ND ND ND 0,061 0,006 ND

Dee3 ND ND ND 0,177 ND 0,06 ND

Barrientos

Barr1 ND 2,804 3,269 47,479 23,698 43,475 70,882 ND

Barr2 ND 0,941 3,256 33,579 17,576 43,419 83,297 ND

Barr3 ND 1,674 6,005 59,109 28,494 49,294 82,619 ND

Barr4 0,079 0,013 0,04 0,044 0,074 0,903 0,018 ND

ND: No detectado

35

4.3.3. Pigmentos sedimentarios.

Se encontraron un total de 45 pigmentos sedimentarios en las 5 zonas (Tabla XV). Hubieron diferencias altamente significativas en la concentración para diadinoxantina, fucoxantina, luteína, clorofila a, clorofila b, violaxantina y zeaxantina (P < 0,01) para los diferentes sitios muestreo.

La clorofila a, clorofila b, feofitina a, fucoxantina y luteína los pigmentos comunes para las 5 zonas. Aloxantina y violaxantina estuvieron presentes en la zona A y B de isla Greenwich y en Barrientos. La bacterioclorofila a estuvo presente en un sitio de la zona B, prasinoxantina y equinenona en la zona A y B, zeaxantina en A, B, Dee y Barrientos y diadinoxantina estuvo ausente solo en Dee (Figura 9).

De los pigmentos sedimentarios identificados en el año 2012, la fucoxantina, diadinoxantina, aloxantina y feofitina fueron los pigmentos que mostraron diferencias significativas (P < 0,01) en las 2 zonas de estudio.

Los pigmentos sedimentarios fueron identificados por su espectro por medio de la detección de arreglo de diodos. Como un ejemplo, la figura 10 muestra el cromatograma obtenido de una muestra de agua del sitio B1.

Figura 9. Concentración y distribución de los pigmentos sedimentarios del verano austral 2013.

36

Tabla XV. Características de los pigmentos detectados por Cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) en sedimento.

Compuesto Abreviación Absorción máxima (nm)

Número de pico

Scytonemina Scyto 388 1 Clorofila c2 Chl c2 444, 629 2 Carotenoide 1 Car 1 450 3 Carotenoide 2 Car 2 304 4 Clorofilide a Chlide a 432, 666 5 Carotenoide 3 Car 3 271 6 Feoforbide a Feofbd a 409, 607 7 Fucoxantina Fuco 450 8 Prasinoxantina Prasi 448 9 Carotenoide 4 Car 4 480 10 Violaxantina Viola 416,441,467 11 Carotenoide 5 Car 5 262 12 Carotenoide 6 Car 6 262 13 Diadinoxantina Diadi 446 14 Carotenoide 7 Car 7 452 15 Carotenoide 8 Car 8 443,475 16 Carotenoide 9 Car 9 442 17 Aloxantina Alo 453 18 Carotenoide 10 Car 10 450 19 Zeaxantina Zea 450 20 Luteína Lut 445 21 Carotenoide 11 Car 11 470 22 Carotenoide 12 Car 12 461 23 Cantaxantina Canta 475 24 Carotenoide 13 Car 13 447 25 Carotenoide 14 Car 14 469 26 Carotenoide 15 Car 15 480 27 Bacterioclorofila a Bchl a 366,606,770 28 Clorofila b Chl b 469,651 29 Carotenoide 16 Car 16 448 30 Carotenoide 17 Car 17 471 31 Clorina Chlrin 420,654 32 Carotenoide 18 Car 18 447 33 Epímero hidroxiclorofila a

Epi Hidroxchl a 430,664 34

Carotenoide 19 Car 19 443 y 667 35 Clorofila a Chl a 430,664 36 Equinenona Equi 466 37 Isómero equinenona Iso Equi 452 38 Epímero clorofila a Epi Chla 430, 667 39 Piroclorofila Pirochla 410, 664 40 Feofitina b Feo d 438,655 41 Bacteriofeofitina d Bfeo d 406, 662 42 Bacteriofeofitina d Bfeo d 406, 662 43 Feofitina a Feo a 409, 665 44 β,β- caroteno β,β-Car 450,476 45

37

Figura 10. Cromatograma obtenido de la muestra de sedimento del sitio B1. Pico 3. Car 1, 8. Fuco, 14. Diadi, 16. Car 8, 17. Car 9, 19. Car 10, 20. Zea, 21. Lut, 22. Car 11, 24. Canta, 25. Car 13, 29. Chlb, 32. Chlrina, 34. Epi Hidroxichl a, 35. Car 19, 36. Chl a, 40. Pirochl a, 41. Feo b, 42. Bfeo d, 44. Feo a, 45. β,β- Car.

38

Se calcularon las concentraciones de 12 pigmentos (fucoxantina, violaxantina, prasinoxantina, diadinoxantina, aloxantina, zeaxantina, luteína, bacterioclorofila a, clorofila b, clorofila a, equinenona y feofitina a) de los cuales se contó con los estándares para la cuantificación (Tabla XVI). Las mayores concentraciones de los pigmentos, a excepción de fucoxantina, estuvieron en Barrientos. Fucoxantina se concentró en mayor cantidad en la zona A (2,895 – 13,751 µg g-1) y B (0 – 16,789 µg g-1) de isla Greenwich en el 2013 y en la zona B en el 2012 (4,5 – 27,484 µg g-1).

Se observó diferencia significativa (P < 0,05) en la distribución de los pigmentos presentes en los sedimentos de la zona A y B entre el verano austral 2012 y 2013 (Figura 11). En el 2012, los pigmentos fucoxantina, diadinoxantina, aloxantina, zeaxantina, bacterioclorofila a, clorofila a, equinenona y feofitina a tuvieron mayor concentración que en el 2013.

Figura 11. Concentraciones de los pigmentos fotosintéticos encontrados en el veranos austral 2012 y 2013.

39

Tabla IX. Concentraciones promedios (µg g-1) de pigmentos sedimentarios colectados durante el verano austral 2012 y 2013.

Año Zona Sitio Chl c2

Fuco Viola Prasi Diadi Alo Zea Lut Bchl a Chl b Chl a Equi Feo

2012

A A1 0,007 1,299 ND ND 0,047 0,035 0,624 0,035 ND 0,191 4,397 0,07 1,167

A1 ND 1,627 ND ND 0,156 0,045 0,197 0,024 0,136 0,95 12,304 0,473 2,021

B B1 0,31 27,484 ND 0,165 1,986 1,176 3,377 0,116 0,444 0,711 48,493 0,745 9,478

B2 ND 5,007 ND 0,038 0,636 0,1 3,827 0,026 0,157 0,677 26,764 0,781 3,26

B3 ND 4,5 ND ND 0,202 0,125 0,105 0,054 ND 0,357 6,425 0,059 2,905

B4 ND 4,5 ND ND 0,202 0,125 0,105 0,054 ND 0,357 6,425 0,059 2,905

2013

A A1 ND 13,751 0,094 0,025 0,76 0,517 2,841 0,608 ND 1,297 27,5 0,08 6,763 A2 ND 4,462 0,014 ND 0,415 ND 0,006 0,017 ND 0,212 1,677 ND 0,429 A3 ND 2,895 0,045 ND 0,178 ND 0,073 0,037 ND 0,087 2,118 0,008 0,532

B B1 ND 16,798 0,14 0,022 0,114 1,123 0,882 0,587 ND 2,298 25,293 0,198 10,724 B2 ND 0,026 ND ND 0,005 ND ND 0,014 ND 0,076 0,148 ND 0,025 B3 ND ND ND ND ND ND ND 0 ND 0,14 0,026 ND 0,211 B4 ND 1,529 ND ND 0,108 ND ND 0,03 ND 0,122 0,531 ND 0,024 B5 ND 5,703 0,012 ND 1,241 0,046 0,345 0,199 0,073 0,507 3,194 ND 0,685 B6 ND 0,408 0,004 ND 0,029 ND ND 0,156 ND 0,589 0,857 ND 0,025

Punta Ambato

Amb1 ND 0,041 ND ND 0,014 ND ND 0,015 ND 0,021 0,369 ND 0,045 Amb2 ND ND ND ND ND ND ND 0,002 ND 0,032 0,013 ND 0 Amb3 ND ND ND ND ND ND ND 0,027 ND 0,018 0,117 ND 0,035

Dee Dee1 ND 0,007 ND ND ND ND 0,088 0,092 ND 21,56 0,288 ND 0,223 Dee2 ND 0,164 ND ND ND ND ND 0,004 ND 0,034 0,01 ND 0,022 Dee3 ND 0,055 ND ND ND ND ND 0,017 ND 0,099 0,244 ND 0,104

Barrientos Barr1 ND 0,214 0,215 ND 0,268 0,043 2,498 4,523 ND 3,465 9,324 ND 2,787 Barr2 ND 0,027 0,049 ND 0,049 ND 1,596 1,927 ND 1,623 4,405 ND 0,056 Barr3 ND 0,032 0,026 ND ND ND 0,337 1,065 ND 0,628 1,649 ND 0,364 Barr4 ND 0,363 0,025 ND 0,015 ND 0 0,065 ND 0,258 0,683 ND 0,088

ND: No detectado

40

4.3.4. Pigmentos de tapetes microbianos.

En los tapetes microbianos colectados en la zona A de isla Greenwich se encontró un total de 35 pigmentos (Tabla XVII) de los cuales, solo bacterioclorofila a y prasinoxantina fueron encontrados en los tapetes A8 y A9, en este último tapete se encontró scytonemina, un pigmento protector de radiación UV. Los pigmentos presentes en los tapetes microbianos fueron identificados por su espectro por medio de la detección de arreglo de diodos. Como un ejemplo, la figura 12 muestra el cromatograma obtenido de una muestra de agua del sitio A9.

Tabla XVII. Características de los pigmentos detectados por HPLC en muestras de tapetes microbianos.

Compuesto Abreviación Absorción máxima

(nm) Número de

pico Scytonemina Scyto 388 1 Clorofila c2 Chl c2 448, 584, 634 2 Carotenoide 1 Car 1 450 3 Feoforbide a Feofbd a 412,609,665 4 Fucoxantina Fuco 450 5 Carotenoide 2 Car 2 480 6 Violaxantina Viola 416,441,467 7 Diadinoxantina Diadi 446 8 Mixoxantofila Mixo 446,475,505 9 Carotenoide 3 Car 3 475 10 Carotenoide 4 Car 4 429 11 Aloxantina Alo 453 12 Zeaxantina Zea 450 13 Luteína Lut 445 14 Carotenoide 5 Car 5 460 15 Cantaxantina Canta 470 16 Carotenoide 6 Car 6 447 17 Carotenoide 7 Car 7 469 18 Carotenoide 8 Car 8 480 19 Bacterioclorofila a Bchl a 366, 606, 770 20 Clorofila b Chl b 469, 651 21 Carotenoide 9 Car 9 448 22 Carotenoide 10 Car 10 471 23 Clorina Chlrin 421,649 24 Epímero hidroxiclorofila a Epi Hidroxchl a 430,664 25 Clorofila a Chl a 430,664 26 Equinenona Equi 466 27 Isómero de equinenona Iso Equi 452 28 Epímero Clorofila a Epi Chl a 430, 667 29 Piroclorofila Pirochl a 410, 665 30 Carotenoide 11 Car 11 338 31 Feofitina b Feo b 438, 654 32 Bacteriofeofitina d Bfeo d 407, 665 33 Feofitina a Feo a 409, 665 34 β,β- caroteno β,β-Car 450, 476 35

41

Figura 12. Cromatograma obtenido de la muestra de tapetes microbianos del sitio A9. Pico 1. Scyto, 3. Car 1, 4.Feofbd, 5. Fuco, 6. Car 2, 8. Diadi, 10. Car 3, 11. Car 4, 12. Alo, 13. Zea, 14. Lut, 15. Car 5, 16. Canta, 18. Car 7, 20. Bchl a, 21. Chl b, 22. Car 9, 23. Car 10, 24. Chlrin, 25. Epi Hidroxichl a, 26. Chl a, 27. Equi, 28.Iso Equi 29. Epi Chl a, 34. Feo a, 35. β,β-Car.

42

Tabla X. Concentraciones promedios (µg g-1) de pigmentos presentes en tapetes microbianos colectados durante el verano austral 2013.

Sitio Chl c2 Fuco Viola Prasi Diadi Alo Zea Lut BChl a Chl b Chl a Equi Feo

A1 1,65 154,6 0,1 ND 4,9 4,97 34,74 0,97 ND 7,21 316,1 5,95 21,04

A3 0,16 42,90 ND ND 6,35 2,68 5,61 1,1 ND 2,36 48,6 0,57 12,17

A5 ND 11,41 0,82 ND 1,92 0,68 10,39 ND ND 0,44 39,9 0,6 1,23

A6 ND 32,01 ND ND 8,65 0,71 2,93 ND ND 0,51 42,08 0,16 1,14

A7 ND 36,96 0,27 ND 10,18 0,91 1,86 0,4 ND 0,88 43,86 1,7 1,93

A8 1,15 128,05 0,1 0,28 14,81 1,83 22,64 0,08 0,28 1,46 270,1 12,57 13,91

A9 0,03 26,07 0,03 ND 2,2 0,52 5,66 0,57 0,28 2,32 95,36 9,21 5,92

ND: No detectado

43

Se calcularon las concentraciones de 13 pigmentos (clorofila c2, fucoxantina, violaxantina, prasinoxantina, diadinoxantina, aloxantina, zeaxantina, luteína, bacterioclorofila a, clorofila b, clorofila a, equinenona y feofitina a) de los cuales se contó con los estándares para la cuantificación (Tabla XVIII). La mayor concentración de pigmentos marcadores de cianobacterias: equinenona (5,95 µg g-1) y zeaxantina (34,74 µg g-1) se encontró en los tapetes de A1, así como también la fucoxantina, marcador de diatomeas (154,6 µg g-1).

De acuerdo a los resultados obtenidos de presencia y cuantificación de pigmentos fotosintéticos en las muestras de agua, sedimento y tapetes microbianos, se pudo determinar que los grupos de microorganismos fotosintéticos presentes fueron Bacilariofitas, Clorofitas, Crisofitas, Criptofitas, Cianobacterias, Bacterias Fotosintéticas aneróbicas (Tabla XIX) variando de acuerdo al sitio y al sustrato. Las diatomeas y cianobacterias filamentosas se encontraron en mayor cantidad por sitio de estudio.

4.4. Correlación de los pigmentos fotosintéticos con los parámetros fisicoquímicos, iones mayoritarios, tamaño de la partícula y principales elementos químicos.

4.4.1. Correlación de los pigmentos presentes en las muestras de agua.

Muestras de agua del verano austral 2012.

En las muestras de agua colectadas en el 2012 se midió pH, conductividad, temperatura y oxígeno disuelto. En la zona A, los únicos pigmentos que presentaron correlación con los parámetros fisicoquímicos fueron la clorofila a y clorofila b. La clorofila a presentó una correlación significativamente directa con la temperatura (r = 1, P < 0,01) e indirecta con el oxígeno (r = -1, P < 0,01) y la clorofila b presentó una correlación indirecta con el pH y conductividad (r = -1, P < 0,01).

En la zona B, fucoxantina presentó una correlación directa con la conductividad (r = 1, P < 0,01), la clorofila b mostró una correlación directa con la temperatura e indirecta con el pH (r = 1 y r = -1, P < 0,01) y se observó una relación inversa entre la clorofila a y el oxígeno disuelto (r = -1, P < 0,01).

En la zona A, la clorofila a presentó una correlación positiva y altamente significativa con el Mg+2 y el Ca+2 y negativa con el K+1. Mientras que la clorofila b presentó una relación positiva con el Cl-1 y negativa con el Na+1 y SO4

-2 (P < 0,01). Así también en la zona B, sólo la clorofila a y b mostraron

una relación con los iones, siendo así que la Chl a mostró una correlación positiva altamente significativa con el Na+1, K+1, Mg+2, Cl-1 y SO4

-2, mientras que la clorofila b mostró una correlación negativa con el Ca+2 y NO3

-1 (P < 0,01).

44

Tabla XIX. Distribución espacial y temporal de los microorganismos fotosintéticos de las muestras de agua, sedimento y tapetes microbianos.

Año

Sitio

Sustrato

Agua

Sedimento Tapetes

microbianos

2012

A Bacilariofita y

Clorofita

Bacilariofita, Crisofitas, Criptofitas,

Cianobacterias, Clorofitas y bacterias

fotosintéticas anaerobias

Bacilariofita, Crisofitas, Criptofitas,

Cianobacterias, Clorofitas,

prasinofitas y bacterias

fotosintéticas anaerobias

B **

2013

A Bacilariofita y

Clorofita

Bacilariofita, Crisofitas, Criptofitas,

Cianobacterias, Clorofitas y Prasinofitas

**

B

Bacilariofita

Bacilariofita, Crisofitas, Criptofitas,

Cianobacterias, Clorofitas y

Prasinofitas y bacterias fotosintéticas

anaerobias

**

Punta Ambato Bacilariofita y Clorofita Bacilariofita y

Clorofita

**

Dee Bacilariofita **

Barrientos Crisofitas y Clorofitas

Bacilariofita, Crisofitas, Criptofitas,

Cianobacterias y Clorofitas.

**

**No hubo crecimiento de tapetes microbianos en la zona.

Muestras de agua del verano austral 2013.

En el verano austral 2013, en la zona A de Greenwich, la diadinoxantina presentó una relación con la conductividad (r = 0,435, P < 0,05), la zeaxantina mostró relación con el OD, temperatura y ORP (r = 0,544, P < 0,01; r = 0,548, P < 0,05, r = 0,553, P < 0,01 respectivamente). La luteína mostró relación con la temperatura y ORP (r = 0,499 y r = 0,589, P < 0,01), mientras que la clorofila b mostró relación con el OD y temperatura (r = 0,51 y r = 0,434 P < 0,05).

45

En la zona B, la fucoxantina presentó correlación con la mayoría de los parámetros, mostrando una relación directamente proporcional con pH, conductividad y TDS (r = 0,672, P < 0,01; r = 0,572, P < 0,05 y r = 0,564 P < 0,05), mientras que con la temperatura y ORP existió una relación inversa (r = -0,55 y r = -0,618, P < 0,05). La clorofila b sólo mostró correlación directa con el pH (r = 0,601 P < 0,05) y la clorofila a mostró correlación directa con oxígeno y temperatura (r = 0,65 P < 0,01 y r = 0,557, P < 0,05), mientras con la conductividad y TDS presentaron una correlación inversamente proporcional (r = -0,57 y r = 0,555, P < 0,05).

En las aguas de isla Barrientos, la diadinoxantina fue el único pigmento que presentó correlación con la conductividad (r = 0,581, P < 0,05), la fucoxantina mostró una correlación inversa con el TDS (r = -0,587, P < 0,01). Se encontró correlación de la temperatura con la violaxantina, zeaxantina, luteína y clorofila b (r = 0,725, r = 0,713, r = 0,79 y r = 0,72, P < 0,01), y la clorofila a sólo mostró correlación con los TDS (r = 0,682 P < 0,05).

En isla Dee, la fucoxantina mostró correlación directamente proporcional con la conductividad, TDS y ORP (r = 0,749; r = 0,683, P <0,01y r = 0,895, P <0,01), y una relación indirecta con el pH y la temperatura (r = -0,858; r = -0,752, P <0,05). Una correlación similar se evidenció para la violaxantina y la clorofila a. La zeaxantina mostró una relación directa con el pH (r = 0,707, P

<0,05) e indirecta con el OD y ORP (r = -0,676; r = -0,707, P <0,05). En Punta Ambato, la fucoxantina y la clorofila b fueron los pigmentos que presentaron una correlación significativa con la conductividad y el TDS (r = 0,796, P <0,05 y r = 0,803, P <0,01 para fucoxantina) y (r = 0,873 y r = 0,826, P <0,01) para clorofila b.

Los pigmentos también presentaron correlaciones con los iones, a excepción del agua colectada en la zona A. En la zona B, la fucoxantina y clorofila b fueron los únicos pigmentos que mostraron una correlación significativa (P < 0,05) con el Ca+2, Na+2, Cl-1, K+1 y SO4

-2. En Barrientos, la clorofila a mostró una correlación significativa con los iones Na+2, K+1, NO3

-1 y SO4-2 y

la mostró una correlación negativa con estos 2 últimos iones y positiva con el Ca+2 y Na+2 (P< 0,05). La violaxantina, diadinoxantina, zeaxantina, luteína y clorofila b mostraron una correlación negativa con el Ca+2.

En isla Dee, la fucoxantina, violaxantina y la clorofila a mostraron correlación con los iones Ca+2, Mg+2, Na+1, K+1, NO3

-1 y SO4-2. En Punta Ambato, los únicos pigmentos que presentaron relación con

los iones (excepto NO3-1) fueron fucoxantina y la clorofila a.

4.4.2. Correlación de los pigmentos sedimentarios.

Pigmentos sedimentarios del verano austral 2012.

En la zona A, el pH, la conductividad y la temperatura mostraron una correlación significativa y directa con la bacterioclorofila a, clorofila a y equinenona (r = 0,933, P < 0,01; r = 0,878 y r =

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0,878 P < 0,05). Así también la conductividad y la temperatura presentaron correlaciones idénticas con estos tres pigmentos; sin embargo se encontró una relación indirecta con el oxígeno disuelto.

En la zona B, la correlación existente entre el pH y la zeaxantina y equinenona fueron inversamente proporcionales (r = -0,82 y r = -0,771, P < 0,01), correlaciones similares se encontraron entre la conductividad con la aloxantina y la temperatura con la fucoxantina (r = -0,669; r = -0,626, P < 0,05). El oxígeno disuelto fue el único parámetro fisicoquímico que mostró una correlación significativa directa con la aloxantina (r = 0,669, P < 0,05).

La correlación de los iones mayoritarios Na+1 y K+1, NO3-1 y SO4

-2 en la zona A fue significativa y directamente proporcional con la concentración de bacterioclorofila a, clorofila a y equinenona (r = 0,933, P < 0,01; r = 0,878, P < 0,05 y r = 0,878, P < 0,05 respectivamente). Mientras que el Ca+2, Mg+2 y Cl-1 mostraron una correlación inversa con estos mismos pigmentos.

En la zona B, el Mg+2, Na+1, K+1 y los aniones Cl-1, NO3-1 y SO4

-2 presentaron una correlación significativamente inversa con los pigmentos zeaxantina, bacterioclorofila a, clorofila a, equinenona y feofitina (P < 0,05), y tan solo el Ca+2 mostró una correlación directa con la diadinoxantina, zeaxantina, bacterioclorofila a, clorofila a y equinenona (P < 0,05).

Pigmentos sedimentarios del verano austral 2013.

La presencia de los pigmentos sedimentarios también parece estar relacionada con el tamaño de la partícula del sedimento, por lo que se analizó la presencia de arcilla, limo, arenas finas y arenas gruesas. Las arcillas y las arenas gruesas fueron las que presentaron diferencias significativas entre zonas (P < 0,01 y P < 0,05, respectivamente). La zona B presentó diferencias significativas con respecto a la presencia de arcillas, limos, arenas finas y gruesas (P < 0,01 y P < 0,05).

El sedimento de la zona B fue la zona con las mayores correlaciones entre el tamaño del grano y la presencia de sedimento. La arcilla tuvo una relación altamente significativa con 10 de los 12 pigmentos presentes: fucoxantina, violaxantina, prasinoxantina, aloxantina, zeaxantina, luteína, clorofila b, clorofila a, equinenona y feofitina (P < 0,01). A diferencia de las arcillas, el limo y la arena fina mostró correlación significativa con la diadinoxantina (r = 0,519, P < 0,05). A diferencia de estas correlaciones directas, las arenas gruesas tuvieron relaciones inversas con los 11 de los 12 pigmentos presentes.

En la zona A, sólo la clorofila b presentó correlación significativa con las arcillas (r = 0,667, P < 0,01). Así también la clorofila b y la fucoxantina mostraron relación con el limo y las arenas finas (P <0,05). Mientras que, estos dos pigmentos mostraron una correlación inversa con las arenas gruesas (P < 0,05). En el sedimento de Punta Ambato e isla Dee, no se encontró correlación entre ningún pigmento con el tamaño de grano del sedimento y en Barrientos, tan solo la arena fina mostró correlación inversa con la feofitina (r = -0,713, P < 0,01).

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Con el análisis elemental se determinó la cantidad de carbono, hidrógeno, nitrógeno y azufre. En la zona A, el nitrógeno, carbono e hidrógeno mostraron correlaciones significativas con los pigmentos. La fucoxantina y diadinoxantina tuvieron correlación sólo con el nitrógeno (r = 0,962, P < 0,01 y r = 0,785, P < 0,05). La violaxantina con el carbono (r = 0,732, P < 0,05) y la equinenona mostró correlación con el hidrógeno (r = 0,737, P < 0,05). La zeaxantina mostró una correlación altamente significativa con el carbono e hidrógeno (P < 0,01).

En la zona B, el nitrógeno presentó una correlación significativa con la violaxantina, aloxantina, zeaxantina y equinenona (P < 0,05), y el carbono además de tener correlación con los pigmentos antes mencionados también estuvo relacionado con la fucoxantina, luteína y clorofila b. El hidrógeno no presentó correlación con ninguno de los pigmentos presentes.

En Punta Ambato, el carbono presentó correlación significativa con la clorofila a (r = 0,675, P < 0,05) y el hidrógeno mostró una relación directamente proporcional con la presencia de fucoxantina y feofitina (P < 0,05).

En isla Dee, la fucoxantina mostró una relación directa altamente significativa con el nitrógeno y el carbono (P < 0,01) e inversa con el hidrógeno (r = -0,817, P < 0,01). Mientras que la luteína y la clorofila b presentaron correlación directa con el hidrógeno (P < 0,05) e inversamente proporcional con el carbono (P < 0,01).

En isla Barrientos, la diadinoxantina fue el único pigmento que mostró una correlación significativa con el carbono, nitrógeno e hidrógeno (P < 0,05), y la fucoxantina se correlacionó sólo con el carbono (r = 0,645 P < 0,05).

4.5. Análisis de Correspondencia Canónica de los pigmentos fotosintéticos.

El análisis de correspondencia canónico fue usado para estudiar la distribución de los pigmentos como una función de las características ambientales y fisicoquímicas del agua (pH, conductividad, temperatura, oxígeno disuelto, sólidos totales disueltos, potencial óxido reducción, Ca+2, Mg+2, Na+1, K+1, Cl-1, NO3

-1 y SO4-2 y COT) y del sedimento (tamaño de la partícula, materia

orgánica, N, C, H y S).

En las muestras de agua, el análisis efectuado utilizando las variables fisicoquímicas (pH, OD, temperatura, TDS, ORP), iones mayoritarios (Mg+2, Ca+2, Cl-1, NO3

-1 y SO4-2) no fue

estadísticamente significativo. El test de permutación de Monte Carlo realizado en todos los valores propios indicó que las variables explicatorias no fueron representativas para las variaciones de la distribución de los pigmentos (1000 permutaciones, P > 0,05).

En total, el primer y el segundo eje del CCA explicaron el 84,03 y 13,21 % de la variancia explicada respectivamente (Figura 13), en particular pH, TDS, COT, Ca+2, Cl-1, NO3

-1 y SO4-2 (a lo

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largo del primer eje) y el ORP y el Cl-1 (en el segundo eje) fueron las variables más importantes que influyeron en la distribución de los pigmento.

Figura 13. Biplot pigmentos + variables ambientales de las muestras de agua del 2013. Las flechas indican el peso y dirección de las variables ambientales.

En las muestras de sedimento, el análisis realizado usando las variables fisicoquímicas, iones mayoritarios (Mg+2, Ca+2, Cl-1, NO3

-1 y SO4-2) tamaño de la partícula, materia orgánica, COT, N,

C, H fue estadísticamente significativo. El test de permutación de Monte Carlo demostró que las variables explicatorias contribuyeron significativamente a los ejes del CCA (1000 permutaciones, P < 0,05) y por lo tanto a la distribución de los pigmentos.

En total, el primer y el segundo eje del CCA explicaron el 66,79 y 25,96 % de la variancia, respectivamente. La figura 14 muestra que las arenas gruesas, materia orgánica y Mg+2 (a lo largo del primer eje) y las arcillas, limo, N, C e H (en el segundo eje) fueron las variables más importantes que influyeron en la distribución de los pigmentos.

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Figura 14. Biplot pigmentos + variables ambientales de las muestras de sedimento del 2013. Las flechas indican los diferentes pesos y direcciones de las variables ambientales. 4.6. Análisis Microscópico.

Las observaciones a través de microscopía óptica complementaron el análisis de los microorganismos fotosintéticos presentes en los diferentes sustratos estudiados. Las cianobacterias filamentosas fueron los organismos más abundantes, seguidos de diatomeas y clorofitas. En las muestras de agua, la única zona en la que se observaron microorganismos fue en la isla Barrientos, en la cual se observó la presencia de Clorofitas como Chlamydomonas sp. y

Chloromonas sp. (Figura 15).

50

Figura 15. Microorganismos fotosintéticos presentes en el agua de la isla Barrientos. A, Chlamydomonas sp. B, Chloromonas sp 1. C, Chloromonas sp 2.

Los microorganismos del sedimento del sitio A1 de Isla Greenwich estuvieron conformados por una gran cantidad de géneros de diatomeas y cianobacterias (Figura 16) de los géneros Oscillatoria y Leptolyngya. Mientras que en A2, se observaron muy pocas diatomeas y cianobacterias del género Leptolyngbya y en A3, se observaron adicionalmente cianobacterias del género Phormidium.

Los microorganismos presentes en el sedimento de Barrientos se encontraron en las 3 zonas (Figura 17). En Barr1 se identificó a cianobacterias de los géneros Oscillatoria y Leptolyngbia, clorofitas como Chlamydomonas y Chloromonas, y diatomeas. En Barr2, adicionalmente, se encontró Phormidium. En Barr3 predominaron las clorofitas como Actinastrum y las cianobacterias Phormidium y Leptolyngbia.

Figura 16. Microorganismos fotosintéticos presentes en el sedimento de la zona A de isla Greenwich. A, Oscillatoria sp. B, Diatomeas de los géneros Hantzchia sp. y Navicula sp. C, Leptolyngbya frigida. sp. D, Leptolyngbya antarctica.

A B C

A B C

D

51

Figura 17. Microorganismos fotosintéticos presentes en el sedimento de la isla Barrientos. A, Clorofita desconocida. B, Chlamydomonas sp. C, Chloromonas sp1. D, Luticola sp. E, Chloromonas sp2. F, Leptolyngbya

antarctica.

Los tapetes microbianos estuvieron dominados por cianobacterias filamentosas y diatomeas (Figura 18). En el sitio A1 las cianobacterias predominantes fueron Leptolyngbia, Phormidium y Oscillatoria. En A8 y A9 estuvo presente Oscillatoria y Leptolyngbia. Dentro del grupo de las diatomeas predominaron los géneros Pinnularia y Navicula.

4.7. Ensayos de crecimiento de tapetes microbianos.

El crecimiento de los tapetes microbianos a 20 °C en el medio de cultivo BG-11 sólido, se observó a los 3 días con el desarrollo de filamentos verdes de las muestras de la zona A1 y A8. En los tapetes de A9 el crecimiento empezó a los 8 días, mientras que en los tapetes microbianos de A3 se observó crecimiento de filamentos a los 26 días (Figura 19).

C

D F

A B

E

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A B

C D

F E

Figura 18. Cianobacterias presentes en los tapetes microbianos colectados en la zona A de isla Greenwich. A, Oscillatoria sp1. B, Phormidium sp 1. C, Phormidium sp2. D, Oscillatoria sp2. E, Phormidium sp. F, Leptolyngbya sp. G. Pinnularia sp. H. Navicula sp.

En el medio de cultivo líquido, el crecimiento de filamentos de cianobacterias y microalgas verdes (Chlorella sp.) se observó a los 44 días en las muestras de A1, A3, A8 A9, Barr4. Los tapetes presentaron una coloración verdosa-azulada y estuvieron adheridos al fondo de los tubos. Durante todo este largo período de tiempo no se realizó recambio del medio de cultivo y los microorganismos siguieron creciendo por un par de meses más sin suplementar más nutrientes al medio.

G H

53

Figura 19. Crecimiento de filamentos de los tapetes microbianos en el medio de cultivo BG-11. A, detalle del crecimiento de los filamentos en placas Petri. B, tricomas de Leptolyngbya sp. enrrollados. C, crecimiento de tapetes en medio líquido. D, crecimiento de clorofitas.

El crecimiento a 15 °C se observó a partir de los 4 días en los tapetes de A1 y A8 en las placas con el medio BG-11 con y sin sedimento. Muestras de A9 crecieron durante este tiempo sólo en el medio sin sedimento, mientras que en el medio con sedimento creció a partir de los 7 días.

Los géneros predominantes de cianobacterias que crecieron de los tapetes de A1 fueron: Leptolyngbya, Phormidium y Oscillatoria, así como también algunas diatomeas (Figura 20). En A3 no creció ninguna cianobacteria, sólo se observó crecimiento de diatomeas y clorofitas. Mientras que en A8 y A9 sólo creció Oscillatoria y algunas clorofitas como Chlorella sp. (Figura 20).

A B

C D

54

Figura 20. Microorganismos fotosintéticos cultivados en medio BG-11. A, agregación de tricomas de Oscillatoria sp. B, Phormidium sp. C, Oscillatoria sp. D. Leptolyngbya sp. E. Chorella sp. F. Pinnularia sp.

A B

C D

E F

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5. DISCUSIÓN

5.1 Área de estudio.

Las islas Greenwich, Dee y Barrientos debido a su ubicación en la Antártica marítima, poseen temperaturas medias relativamente altas durante los meses del verano austral. En los períodos de muestreo de este estudio, en enero 2012 la temperatura promedio del aire fue 1,8 °C y en enero 2013 fue de 1,21 °C. Valores similares a los registrados en otras estaciones meteorológicas ubicadas en las Islas Shethland del Sur (de Skowronski et al., 2009; Toro et al., 2007). Estas temperaturas relativamente altas permiten la formación de una gran cantidad de cuerpos de agua dulce que reciben agua de deshielo cambiando sus características físicas, químicas y biológicas durante el verano austral (Hawes, 1990; Izaguirre et al., 1998; Tanabe et al., 2010).

5.2. Parámetros fisicoquímicos de las muestras de agua.

Los parámetros fisicoquímicos medidos durante el 2012 (Tabla VI), pH (ácido) y conductividad (48 – 152 µS cm-1) fueron relativamente similares a los del verano austral 2013, no así la temperatura y el oxígeno disuelto. Las concentraciones de oxígeno disuelto en el 2012 (10,1 – 13,2 mg l-1) fueron más altas que en el 2013 (5,07 – 9,87 mg l-1), lo cual indica que el oxígeno estuvo cercano al punto de saturación, valor reportado para la mayoría de los lagos antárticos, 12 mg l-1 indica saturación (Toro et al., 2007). Estos valores se los puede atribuir a los días soleados que hubo en el verano austral 2012, con una temperatura máxima de 10,27 °C, las altas dosis de radiación solar o la mayor concentración de microalgas causaron un incremento en la concentración del oxígeno disuelto.

Las muestras de agua colectadas en el verano austral 2013 en las islas Greenwich, Dee y tres sitios de la isla Barrientos fueron ácidas (Tabla VII) variando entre 3,45 y 6,5; valores similares a otras zonas del continente antártico en Victoria Land y Mc Murdo Ice Shelf (Borghini y Bargagli, 2004; Colacevich et al., 2009; Sutherland, 2009). Este pH ácido se debe a que el agua proveniente del deshielo de la nieve, contiene altas concentraciones de sulfato que proviene de la oxidación del dimetil sulfato y también por la desintegración del CO2 atmosférico formando ácido carbónico. Aunque en algunos casos, las aguas son ácidas por la ausencia de minerales neutralizadores (Ali et al., 2010; Bellingham, 2009).

Sin embargo, en Barr2 el pH fue neutro (7,2) por el gran crecimiento algal que se observó, por lo tanto la utilización del CO2 por parte de las microalgas hace que se aumente el pH. Además, esto pudiese estar relacionado con la desintegración de los minerales que ingresan a través de la corriente de agua o de los aerosoles marinos (Hawes et al., 2011). La alcalinidad también es indicador de cantidades de carbonatos y bicarbonatos que cambian el equilibrio produciendo OH-,

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así como también la presencia de fósforo y compuestos con nitrógeno y potasio (Bellingham, 2009) convirtiéndolos a estos cuerpos de agua en productivos, tal cual se ha reportado en la península Byers en la isla Livingston y en la península Potter en la isla Rey Jorge (Vinocur y Pizarro, 2000; Villaescusa et al., 2010).

Así también, en Barr2 se registró una alta conductividad y sólidos totales disueltos, lo cual puede deberse a la abundancia de sales disueltas como cloruro de sodio y cloruro de potasio, a la pobre irrigación y minerales del agua provenientes de otras descargas (Bellingham, 2009). Estas altas concentraciones de pH, conductividad y TDS pudiesen estar relacionadas por un lado con la cercanía de la laguna a la costa (aproximadamente 2 m) pudiendo existir infiltraciones de agua de mar y al metabolismo bacteriano. Las bacterias presentes degradan la gran cantidad de detrito, proveniente especialmente de algas presentes en la laguna donde los metabolitos oxidados se disuelven rápidamente en el agua para formar iones bicarbonato (HCO3

-) y iones carbonato (CO3-)

incrementando el TDS y por lo tanto la conductividad (Hayashi, 2004; Toro et al., 2007). Los valores más bajos de conductividad y TDS se encontraron en la zona A, debido a que el agua provenía directamente del agua del glaciar Quito. Valores bajos de conductividad están relacionados a agua de deshielo (4 µS cm-1) (Quesada et al., 2006). Sin embargo, en este estudio no se registraron valores tan bajos, debido a que la zona A se encuentra a unos 10 m de la costa, recibiendo aerosoles marinos, aumentando ligeramente la conductividad.

Con respecto al potencial de óxido-reducción, el valor más alto se registró en Dee1 (334 mV), estrechamente relacionado con el pH ácido que se encontró en este sitio. Esto se debe a que mientras más ácido hipocloroso (HOCl) se hace disponible se eleva el ORP (Suslow, 2004) favoreciendo que los microorganismos presentes realicen reacciones de oxidación con pérdida del oxígeno presente en el agua (Horne y Goldman, 1994). Así también este alto potencial redox estuvo acompañado con alta disponibilidad de oxígeno disuelto en el agua (7,93 mg l-1) lo que permitió a los microorganismos aerobios presentes en este reservorio de agua oxidar los detritos de algas que estaban presentes.

Todo lo contrario ocurrió en el sitio B1, en el cual el potencial de óxido reducción (157 mV) estuvo acompañado de un pH no tan ácido (6,2) y una menor concentración de OD en el agua (5,5 mg l-1), disminuyendo el ORP. Hecho que se debe a la presencia de bacterias descomponedoras del tejido muerto presente en la zona y que usan la mayoría del oxígeno disponible, disminuyendo el oxígeno (Myers et al., 2006; Stumm y Morgan, 2012). Sin embargo, no siempre el ORP es sensible a las concentraciones de oxígeno ya que se ha observado que se mantiene constante bajo valores de saturación de 0,1% de oxígeno (Graetz et al., 1973). Además, el sitio B1 está localizado en una zona denominada “cementerio de ballenas”, en la cual existe abundante descomposición de materia orgánica proveniente de animales marinos muertos. Las diferencias en el balance entre la producción y respiración de las comunidades bacterianas podría ser la causa para las diferencias en la disminución de oxígeno (Toro et al., 2007), así como también la continua entrada de agua proveniente del descongelamiento del río Culebra que

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desemboca en esta zona. En general, la concentración de OD es el resultado de la actividad biológica donde el material orgánico natural es consumido por los microorganismos y la actividad microbiana aumenta, por lo que el oxígeno es consumido por los organismos para facilitar su proceso de digestión y el oxígeno del agua que está cerca del sedimento se agota (Bellingham, 2009).

5.3. Análisis químicos de las muestras de agua.

Las concentraciones promedio de los iones del verano 2012 (Tabla VIII) y 2013 (Tabla IX) de las aguas de las islas Greenwich, Dee y Barrientos están dentro el rango o incluso más bajo de lo reportado para lagos o fuentes de agua de Victoria Land y Mc Murdo Ice Shelf (Borghini y Bargagli, 2004; Borghini et al., 2007; Sutherland, 2009) o de lagos oligotróficos en otros continentes (Descy et al., 2000; Karlsson et al., 2005). El Ca2+, Na+1, Cl-1, K+1 y NO3

-1 se mantuvieron en proporciones similares en los 2 años. Sin embargo el Mg+2 y SO4

-2 en la zona B en el 2013 aumentó debido a que estos cationes y aniones se deriva del derretimiento de la nieve y del desgaste de la corteza y las altas concentraciones ocurren a una mayor distancia río abajo (Bargagli, 2005; Caulkett y Ellis-Evans, 1997).

En el 2013, las concentraciones más altas de los iones Na+1, K+1, Ca+2, Mg+2, Cl-1, SO4-2 y NO3

-

1 se registraron en las aguas de Barrientos probablemente porque la laguna no tenía una entrada de agua y las concentraciones aumentan debido a la evaporación del agua. Las principales fuentes para la liberación de iones, especialmente NO3

–1, Ca2+, SO4

–2 y K+1 provienen del suelo (Bellingham, 2009) por lo que los efectos de congelación-derretimiento de los musgos y algas incrementaron las concentraciones de estos nutrientes. Posiblemente también los aerosoles provenientes de los nidos de los pingüinos que anidan en la isla tengan una contribución (Pygoscelis papua y Pygoscelis antarctica), ya que existe evidencia que las pingüineras tienen un alto impacto en la composición de la nieve de los alrededores (Rankin y Wolff 2000; Bargagli, 2005), aerosoles (Legrand et al., 1998), suelo y sedimento de los lagos (Sun et al., 2002), así como también de escúas (Catharacta maccormicki) y elefantes marinos (Mirounga leonina) que habitan en la zona. Mientras que el Na+1 y el Cl-1 son sales de los aerosoles del mar (Welch et al., 1996) debido a que la laguna de Barrientos no estuvo cubierta por hielo y adicionalmente por su cercanía a la costa.

En la zona A y B, Punta Ambato e isla Dee se registraron valores bajos de estos iones, composición típica de aguas ultraoligotróficas al inicio del verano austral (Borghini y Bargagli, 2004), cuando la mayoría de los cuerpos de agua están parcialmente cubiertos de hielo y alimentados por agua de deshielo. Tal como fue el caso de las bajas concentraciones de NO3

-1 (< 1 mg l-1) de la zona A, B, Punta Ambato, Dee2 y Dee3. El nitrato es muy soluble y se esperaría que se descargue de la nieve al mismo tiempo que los iones de cloruro. Sin embargo, Tranter et al. (1986 y 1987) reportaron la elución preferencial del nitrato con respecto al cloruro en un período

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de tiempo. Por lo tanto, es posible que la descarga inicial de los iones de nitrato del derretimiento de la nieve se haya perdido al momento del muestreo. Mientras que las concentraciones de cloruro en estas mismos sitios fue mucho más alta (9 – 48 mg l-1). En Dee1, la concentración de nitrato aumentó (3,87 mg l-1), relacionado a la tendencia que existe entre el incremento de las concentraciones de nitrato y la distancia de la fuente (Caulkett y Ellis-Evans, 1997) ya que Dee1 fue una zona que estaba cubierta parcialmente de hielo y los iones de nitrato fueron suministrados del derretimiento permanente del hielo.

Así también, las bajas concentraciones de Ca2+, SO42– y K+1 podrían deberse a la acumulación

de los iones que se liberan del derretimiento de la nieve y el hielo, de la lixiviación de rocas, suelos y de sales incrustadas (Bargagli, 2005); y las de Cl-1 y Na+1 por aerosoles marinos (Caulkett y Ellis-Evans, 1997). Además, el guano de las aves y factores como la evaporación del agua, aerosoles marinos, filtración de los sedimentos del cauce del río, rocas y biota contribuyen al incremento de la concentración de iones (Bargagli, 2005).

La presencia de los iones mayoritarios es importante en los ecosistemas acuáticos porque estabilizan o activan los compuestos biológicos como enzimas, ribosomas y membranas de los microorganismos que habitan en ellos. Así también, la concentración de sólidos totales disueltos causa cambios en la composición iónica del agua y toxicidad lo cual puede ocasionar cambios en las comunidades bióticas, limitando la biodiversidad, excluyendo a las especies menos tolerantes o provocar efectos agudos o crónicos en algún estadio de la vida (Borghini y Bargagli, 2004).

Las concentraciones de COT (1,1 a 6,71 mg l-1) estuvieron dentro del rango o un poco mayores de las registradas en lagos de Larsemann Hills, islas Bølingen y Rauer (Hodgson et al., 2004). La mayor concentración de COT (Tabla IX) se encontró en las aguas de la laguna de isla Barrientos debido a la gran cantidad de compuestos orgánicos presentes en el fondo de la laguna: musgos, algas, excreciones y plumas de escúas detectando de esta manera las moléculas que están aportando con el carbono. En la zona A de isla Greenwich la concentración de COT también fue significativa, lo cual se le atribuye a los tapetes microbianos que se formaron en esta zona y por las cenizas provenientes de la combustión de los desechos orgánicos generados en la estación científica.

En estos ambientes antárticos es importante conocer si existen cambios en las concentraciones del COT, ya que cambios en sus concentraciones pueden afectar el pH, coloración del agua, la penetración de la luz y de la radiación UV, así como también se puede alterar la composición y productividad de las comunidades biológicas. Además, un incremento en las concentraciones de COT puede aumentar las emisiones de CO2 a la atmósfera alterando el balance de carbono (Cunningham et al., 2011; Matsumoto et al., 1979; Sobek et al., 2003).

En general, la composición química de las muestras de agua de todos los sitios fue similar. Los valores bajos de pH y el bajo contenido químico en las muestras de agua de Dee y Punta Ambato se puede deber ser a que la colección de estas muestras proveían del deshielo y por estar separadas

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de la costa, comparadas con la laguna de Barrientos que mostró altos valores de pH, contenido químico y que estaban cercanas a la costa, recibiendo sus aerosoles (Váczi y Barták, 2011).

5.4. Análisis químicos de las muestras de sedimento.

Con el análisis del tamaño de las partículas del sedimento (Tabla X) se evidenció que los suelos de las islas Greenwich, Dee y Barrientos están formados en su mayor parte por arenas gruesas (49,34 al 99,25%) y en menor porcentaje por arenas finas (0,82 al 37,60%), limos (0,410 al 11,7%) y de manera muy dispersa las arcillas (0,04 al 1,26%). La zona A presentó los valores más altos para estos dos últimos tamaños de grano. Esta diversidad de tamaño de grano se debe a que las rocas de los suelos de la Antártida sufren constantes rupturas por las heladas, y aportan al suelo con piedras y rocas grandes; así como partículas finas, que proveen al suelo el sustrato adecuado para tener una colonización primaria de bacterias, cianobacterias y microalgas. Las microalgas y cianobacterias son de particular importancia ya que pueden actuar para unir las partículas del suelo, estabilizándolo y promoviendo una colonización secundaria de otros microorganismos (Wynn-Williams, 1990).

Es así que la morfología de la superficie del grano del sedimento podría estar afectando a la biomasa total y a la estructura de la comunidad de la microbiota ya que en las zonas A y B, donde se detectó la mayor cantidad de pigmentos sedimentarios, presentaron correlación con las arcillas, limos y arenas finas. Demostrando así que existe una relación positiva entre la distribución del tamaño del grano del sedimento y la biomasa béntica, tal cual como lo reporta MacIntyre et al. (1996), los cuales señalaron que altas concentraciones de clorofila a y los productos degradados están asociados con sedimentos finos.

Sin embargo, otros estudios han encontrado relaciones negativas entre el tamaño del grano y la presencias de microorganismos fotosintéticos (Cahoon et al., 1999; DeFlaun y Mayer, 1983), que demostraron que la biomasa total fue mayor en los granos con más irregularidades en la superficie y que granos suaves del mismo tamaño tienen una baja población de procariotas y microalgas con un incremento de herbívoros microeucariotas; atribuyéndole a los sedimentos finos y muy finos como un factor que ayuda al control de la distribución de las microalgas bénticas. Mientras que otros estudios no han encontrado una clara relación entre el tamaño de la partícula y la biomasa (de Skowronski et al., 2009).

En el análisis químico de compuestos elementales del sedimento, los mayores porcentajes de nitrógeno, carbono e hidrógeno se midieron en la zona A de isla Greenwich, siendo el carbono e hidrógeno los más abundantes (1,6 y 1,4 % respectivamente), mientras que el nitrógeno resultó estar en 0,7%.

Las altas concentraciones de carbono y nitrógeno dentro de los sedimentos se deben a la producción primaria de los tapetes microbianos y los musgos que se desarrollaban en esta zona y

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por los procesos de descomposición de la materia orgánica que aportan los tapetes microbianos a la superficie del suelo. Así como por la efímera corriente de agua del deshielo del Glaciar Quito. El contenido de hidrógeno, puede estar relacionado con la gran cantidad de bacterias que habitan en los sedimentos acuáticos que median las reacciones redox que descomponen la materia orgánica, ya que en el centro de la química bacteriana está el hidrógeno molecular que sirve como un agente importante de transferencia de electrones y como control termodinámico principal en la mayoría de las reacciones redox (Hoehler et al., 1998). En teoría, las concentraciones de hidrógeno presentes en el sedimento demuestra que es una zona rica en microorganismos que catalizan las reacciones redox que se están llevando a cabo en estos ambientes sedimentarios (Lovley, 1988).

Con respecto a la materia orgánica (Tabla XI), el mayor porcentaje (21,3%) se encontró en isla Dee, debido a que en el cuerpo de agua de esta isla había gran cantidad de macroalgas y plumas de aves marinas en proceso de descomposición, así como también, la presencia de pingüinos barbijos dentro de la laguna, y a sus alrededores lobos marinos de 2 pelos, elefantes marinos y focas de Weddel, contribuyendo a este porcentaje de materia orgánica. En la zona A, la presencia de plumas de aves marinas, alfombras de musgos y de tapetes microbianos aportaron para que la materia orgánica fuera alta (15%). Por lo tanto, la variabilidad en el contenido de materia orgánica de la superficie de los suelos puede ser en parte a las diferencias en la producción de material orgánico fácilmente transportado y a los procesos que permiten su transporte (Fritsen et al., 2000).

Este alto contenido de material orgánico presente puede ser también un indicador de posibles fuentes de materia orgánica, y por lo tanto de un ambiente propicio para el crecimiento de la microbiota del suelo tal como sucedió en la zona A con el desarrollo de tapetes microbianos. Mientras que el bajo contenido de materia orgánica de Punta Ambato, hacen de este terreno entre los menos diversos en términos biológicos.

El tamaño del grano puede ser considerado solo como un set de factores importantes limitantes que afectan la composición taxonómica, ya que el contenido orgánico, disponibilidad de nutrientes, gradiente redox, profundidad a la cual penetra la luz en el sedimento y otras variables son propensas a interactuar con el tamaño del grano del sedimento influenciando en la biomasa de microalgas bénticas (Cahoon et al., 1999; MacIntyre et al., 1996). Por lo que la relación entre la biomasa de los microorganismos fotosintéticos presentes en el sedimento y el tamaño del grano no es tan simple y es probable que esté fuertemente influenciada por los factores antes mencionados. Tal cual se observó en la zona A y B, donde el contenido de N y C fueron las más altos y el tamaño de la partícula del sedimento más fino, y las concentraciones de estos elementos varía de acuerdo a la clase de tamaño del sedimento, así como mayores proporciones de arena de grano fino se tenga (Fritsen et al., 2000).

Adicionalmente, la distancia del mar podría influir en la composición y estructura de la comunidad estratificada de los tapetes microbianos debido a que lagos localizados más cercanos

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al mar tiene períodos de cobertura de hielo menores que los que están más retirados, ya que ellos reciben la mayoría de los nutrientes del mar (Borghini et al., 2011; Howard-Williams et al., 2006), tal cual como ocurrió en los cuerpos de agua de la zona A y Barrientos.

5.5. Pigmentos fotosintéticos presentes en las muestras de agua, sedimento y tapetes microbianos.

De acuerdo a Jeffrey y Vesk (1997) la clorofila a utilizada como un indicador de la biomasa total fotoautotrófica y en este estudio se demostró que los tapetes microbianos son los principales ecosistemas de agua dulce que aportan con la biomasa fotosintética (Figuras 4, 5 y 6), ya que en los tapetes colectados en isla Greenwich se encontró la mayor cantidad de clorofila a (122,29 µg g-1) en relación a la del agua (10, 92 µg l-1) o al sedimento (4,13 µg g-1). Ya que en la mayoría de los ecosistemas polares de agua dulce, el crecimiento rápido del fitoplancton se produce en concentraciones dispersas en la columna de agua, contrastando con las comunidades bentónicas, que a menudo forman tapetes perennes bien desarrollados. Las comunidades bentónicas pueden desarrollarse hasta varios milímetros de espesor y a menudo son dominadas por cianobacterias (Hodgson et al., 2001; Sabbe et al., 2004; Vincent, 2000).

Estas altas concentraciones de clorofila a estuvieron relacionadas con las concentraciones de los otros pigmentos presentes, las proporciones de los pigmentos con clorofila a (Tabla XII) demuestran que fucoxantina, violaxantina, diadinoxantina, aloxantina, zeaxantina, luteína, clorofila b y equinenona contribuyeron en gran proporción para la biomasa total, por lo tanto los grupos algales que aportaron fueron Bacilariofitas, Crisofitas, Clorofitas, Criptofitas y Cianobacterias. De estos pigmentos, el único carotenoide fotosintético presente fue fucoxantina, mientras que de los carotenoides fotoprotectores (PPC, por sus siglas en inglés) se encontró a diadinoxantina, aloxantina, zeaxantina, luteína, violaxantina y β,β-caroteno.

El carotenoide fotosintético (PSC, por sus siglas en inglés) presente en las aguas y sedimentos en los 2 años fue fucoxantina, un marcador de diatomeas; mientras que la zeaxantina fue el carotenoide fotoprotector prevalente.

En el 2013, las concentraciones totales del único PSC (fucoxantina) estuvieron en un rango de 61,71 µg g-1 en los tapetes microbianos a 0,259 µg l-1 en el agua y los de PPC desde 26,1 µg g-1 en los tapetes microbianos a 2,347 µg g-1 en el sedimento. Además, estos pigmentos mostraron diferencias en las concentraciones del 2012, fucoxantina estuvo en un rango de 7,63 µg g-1 en el sedimento a 0,042 µg l-1 en el agua y de los PPC entre 2,661 µg g-1 en el sedimento a 0,009 µg l-1 en el agua (luteína). En los 2 años, las concentraciones totales de PSC (fucoxantina) excedieron a la concentración total de PPC (zeaxantina). Estas altas concentraciones de PSC pueden ser el resultado de la adaptación cromática y la intensidad de luz de las células del fitoplancton a las condiciones específicas de luz. Las altas concentraciones de los PPC se debe a la intensidad de luz

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y la larga exposición de las células a la luz durante los meses del verano austral en la Antártida, contribuyendo a la producción de pigmentos que tienen la habilidad de proteger el centro de reacción contra la fotooxidación (Brotas y Plante-Cuny, 2003).

Schlüter y colaboradores (2000) reportaron que las proporciones de diadinoxantina y β-caroteno hacia clorofila a fueron influenciadas por la intensidad de la luz, incrementándose; mientras que la proporción de pigmentos como fucoxantina y clorofila b mostraron menos variación. En este estudio ocurrió totalmente lo contrario, ya que la proporción de fucoxantina y clorofila b fueron mayores que la de diadinoxantina, pudiéndose atribuir al hecho de que en el verano austral 2013 la intensidad de luz fue escaza, durante el tiempo de muestreo. Y las correlaciones de clorofila a con clorofila b, luteína, equinenona y fucoxantina indican que la producción primaria se debe especialmente a clorofitas, cianobacterias y diatomeas.

En los cuerpos de agua de isla Greenwich en el 2012 se encontró a los pigmentos marcadores fucoxantina y luteína. Fucoxantina estuvo presente en A3, B3 y B4 y luteína en A1 y B5, diatomeas y clorofitas, respectivamente (Tabla XIV).

Al igual que en el verano austral 2012, en las muestras de agua del 2013 se encontró una baja concentración y diversidad de pigmentos, siendo fucoxantina el único pigmento marcador que estuvo presente en todos los cuerpos de agua, así como clorofila a y b. La zona A estuvo compuesta por los pigmentos marcadores fucoxantina, zeaxantina y luteína, indicando presencia de diatomeas y clorofitas. En la zona B y Dee, solo se detectó la presencia de fucoxantina, por lo tanto de diatomeas. Punta Ambato también fue un lugar bajo en diversidad y concentración de pigmentos, solo Amb1 se encontró fucoxantina y luteína, marcadores de diatomeas y clorofitas. Sin embargo en Barrientos, se detectó la presencia de violaxantina, diadinoxantina, zeaxantina y luteína, marcadores de crisofitas y clorofitas.

En general, la columna de agua estuvo formada solo diatomeas, crisofitas y clorofitas, tal cual se lo corroboró con el análisis microscópico y por las altas proporciones de fucoxantina, violaxantina y luteína a clorofila a.

A diferencia de la baja diversidad de pigmentos que se encontró en el agua, los pigmentos sedimentarios estuvieron presentes en mayor cantidad y diversidad. En el sedimento colectado en el verano austral 2012 (Tabla XIV) se encontró a los pigmentos marcadores clorofila c2 y bacteriocorofila a (A1, B1, B2 y B4), fucoxantina, diadinoxantina, aloxantina, zeaxantina, luteína y equinenona, indicadores de Bacilariofitas, crisofitas, criptofitas, cianobacterias, clorofitas. Bacterioclorofila a es un marcador de proteobacterias fotosintéticas, se podría asumir que las bacterias fotoautótrofas anaeróbicas de la familia Chlorobiaceae o Chloroflexaceae (Madigan, 2003, 2005) están presentes en estos ecosistemas. Además, en el sedimento de A1 se encontró al pigmento protector a rayos UV, scytonemina, lo cual indica que en este sustrato hubo presencia de cianobacterias, ya que este pigmento está presente en este tipo de microorganismos (Proteau et al., 1993).

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En el 2013, al igual que en el 2012, las concentraciones de los pigmentos sedimentarios tuvieron valores similares (Tabla XVI) a los reportados en lagos de Victoria Land o en Larsemann Hills (Hodgson et al., 2001, 2004). En la zona A se encontró a los pigmentos fucoxantina, violaxantina, diadinoxantina, zeaxantina, luteína, equinenona, marcadores de diatomeas, crisofitas, clorofitas y cianobacterias; en A1 se encontró a los pigmentos prasinoxantina y aloxantina, marcadores de prasinofitas y criptofitas. En la zona B, se encontró una distribución igual, y adicionalmente bacterioclorofila a en B5, marcador de bacterias fotoautótrofas anaeróbicas. Los pigmentos sedimentarios de isla Dee y Punta Ambato fueron fucoxantina y luteína, mostrando así la presencia de diatomeas y clorofitas. Mientras que en Barrientos se detectó la presencia de fucoxantina, violaxantina, diadinoxantina, zeaxantina y luteína, marcadores de diatomeas, crisofitas y clorofitas. El sedimento también contenía cierta cantidad de cianobacterias, por la proporción de zeaxantina y equinenona a clorofila a, así como también de diatomeas y crisofitas por su proporción de fucoxantina y luteína a clorofila a.

Los tapetes microbianos de la zona A de isla Greenwich mostraron una alta concentración de pigmentos fotosintéticos (Tabla XVIII), cuyas concentraciones están en el rango de los tapetes reportados en Mc Murdo (Buffan-Dubau et al., 2001), siendo los tapetes A1, A3, A8 y A9 los que mostraron mayor diversidad de pigmentos. En estos tapetes se identificó y cuantificó a clorofila c2, fucoxantina, violaxantina, diadinoxantina, aloxantina, zeaxantina, luteína, equinenona, prasinoxantina (A8) y bacterioclorifila a (A8 y A9), indicando la presencia de diatomeas, crisofitas, clorofitas, criptofitas, cianobacterias, prasinofitas y bacterias fotoautótrofas anaeróbicas. Esta gran diversidad de pigmentos presentes en los tapetes se debe a que este ecosistema está formado por varias capas, donde cada una de ellas está habitada por diferentes grupos de microorganismos (Roeselers et al., 2007). La capa más externa estuvo poblada en su mayor parte por cianobacterias y diatomeas, y por debajo de esta capa, están zonas anoxigénicas que permitieron el crecimiento de las bacterias anaeróbicas, aportando en la productividad primaria de los ecosistemas acuáticos (Karr et al., 2003).

Entre los grupos planctónicos, el pigmento marcador de criptofitas, aloxantina es bastante estable en los sedimentos y tapetes microbianos, así como el marcador de diatomeas, fucoxantina, presente en los tres sustratos estudiados. Mientras que el marcador de crisofitas, violaxantina, fue muy lábil, perdiéndose desde la columna de agua al sedimento, descrito también por Buchaca y Catalan (2008), Leavitt (1993) y Ston (2002). Esto también ocurrió para zeaxantina y luteína en Barrientos, donde se encontró mayor concentración de estos pigmentos en el agua y mucho menos en el sedimento. Las concentraciones de zeaxantina y luteína en el resto de sitios fueron similares, aunque en el sedimento y tapetes microbianos se incrementó considerablemente.

En contraste, la señal de fucoxantina y diadinoxantina fue en muchos de los casos similares en la columna de agua y en el sedimento, incluso aumentando en los tapetes microbianos lo que indicó que las diatomeas se desarrollaron en los tres tipos de sustratos.

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Por otro lado se identificó, más no se cuantificó, algunos productos de degradación de clorofila a presentes en las muestras de agua: epímero de hidroxiclorofila a y epímero de clorofila a y 4 carotenoides no identificados (Tabla XIII y Figura 7). En los pigmentos sedimentarios se encontró una mayor cantidad de productos de degradación: clorofilide a, feoforbide a, clorina, epímero de hidroxiclorofila a, isómero de equinenona, epímero de clorofila a, piroclorofila, feofitina b, bacteriofeofitina d y carotenoides como β,β- caroteno, cantaxantina, scytonemina y 19 carotenoides que no se lograron identificar (Tabla XV y Figura 8).

En los tapetes microbianos se encontró una mayor diversidad de pigmentos debido a que estos ecosistemas consisten de una gran cantidad de microorganismos, tales como microalgas, cianobacterias, bacterias heterótrofas aeróbicas, bacterias quimiotróficas sulfurosas, bacterias fotótrofas sulforosas, bacterias sulforeductoras y herbívoros como nematodos y tardígrados (de los Ríos et al., 2004). Los pigmentos identificados, no cuantificados, fueron principalmente productos de degradación: feoforbide a, clorina, epímero de hidroxiclorofila a, epímero de equinenona, epímero de clorofila a y feofitina b y los carotenoides β,β-caroteno, scytonemina, mixoxantófila, cantaxantina y 11 carotenoides sin identificar (Tabla XVII y Figura 9).

La gran cantidad de carotenoides, son probablemente, carotenoides protectores que se encuentran principalmente en las cianobacterias, componente principal de los tapetes microbianos de muchos lagos, estanques y riachuelos en la Antártida (Colacevich et al., 2009; Howard-Williams et al., 1989; Sutherland, 2009) y es el resultado de su gran tolerancia a condiciones extremas que existen en los ambientes polares (Vincent, 2000; Tanabe et al., 2010). Carotenoides como β-caroteno es conocido por su rol foto-protector incluyendo el silenciamiento rápido de oxígeno en estado singlete, la protección directa de los centros de reacción PSII contra la fotooxidación y como captura de radicales antioxidantes (Vincent, 2007).

El compuesto scytonemina estuvo presente en el tapete microbiano de la zona A9, colectado a mayor altitud en el cerro Puyango, teniendo mayor exposición a los rayos UV. Al parecer este pigmento protector es sintetizado bajo condiciones de exposición a UV y de metabolismos restringido (Proteau et al., 1993; Quesada et al., 1999). Además los carotenoides mixoxantófila y cantaxantina son característicos de cianobacterias filamentosas (Bonilla et al., 2005) producidos como vainas extracelulares (Vincent et al., 2007) con rol fotosintético y protector porque reducen sustancialmente la penetración de la radiación de alta energía de corta longitud de onda (Roy et

al., 2011; Vincent et al., 1993). Adicionalmente, se ha demostrado que las bajas temperaturas pueden incrementar las concentraciones de los carotenoides en las cianobacterias, en especial de mixoxantófila (Roos y Vincent, 1998).

Los siete productos de degradación de clorofila a son indicadores de las interacciones o respuestas de la comunidad fitoplanctónica a los distintos factores ambientales. La feofitina a fue el principal producto de degradación (valor máximo de 21,04 µg g-1 en los tapetes microbianos) el cual muestra que en estos ambientes existen procesos tales como la senescencia,

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fotodegradación, degradación bacteriana y pastoreo de herbívoros (Jeffrey et al., 1997; Mendes et

al., 2012). Estos marcadores específicos pueden ser usados para inferir un cambio marcado en la composición de la comunidad durante el último periodo interglacial cuando la presión de pastoreo tenga un impacto significante en la comunidad fitoplanctónica (Borghini et al., 2011).

Las relaciones de las proporciones entre los pigmentos accesorios revelaron que las diatomeas y las cianobacterias contribuyeron a la comunidad fitoplanctónica en la zona A y B de isla Greenwich en los 2 años, mientras que las clorofitas fueron las que contribuyeron en isla Barrientos.

Considerando que la clorofila a es un indicador de la biomasa total de organismos fotoautótrofos; chl b, violaxantina y luteína como indicadores de Clorofita; equinenona, mixoxántofila, zeaxantina y cantaxantina de cianobacterias y fucoxantina como indicador de Bacilariofita y Crisofita, los resultados indican que las cianobacterias y diatomeas son los grupos de microorganismos fotosintéticos más importantes de la isla Greenwich y las clorofitas en isla Barrientos.

5.6. Distribución de los pigmentos fotosintéticos de acuerdo a las variables ambientales.

De acuerdo al Análisis Canónico de Correspondencia realizado en este estudio para los pigmentos presentes en el agua (Figura 13), se identificó que la química del agua y la concentración de los nutrientes fueron los principales factores que afectaron el ensamblaje de los pigmentos. En general, el pH, TDS, ORP, COT, Ca+2, Cl-1, NO3

-1, Cl-1 y SO4-2 fueron las variables

más importantes que influyeron en la composición de los pigmentos en los cuerpos de agua de la zona A, B, Punta Ambato, isla Dee y Barrientos. Esto concuerda con otros estudios (Borghini et

al., 2007; Hodgdson et al., 2001, 2004) donde la ubicación geográfica, conductividad del agua, penetración de la luz, oxígeno disuelto y concentraciones de nutrientes son considerados los principales factores que afectan la composición de los pigmentos en los lagos de la Antártica Este.

El CCA y la correlación de Spearman demostraron una clara influencia de los nutrientes y características químicas del agua con la presencia de los pigmentos fotosintéticos. En especial en isla Barrientos, donde las concentraciones de los nutrientes fue relativamente alta. Por lo que la luteína está relacionada con el oxígeno disuelto; diadinoxantina con COT, TDS y conductividad. Violaxantina fue sensible a las concentraciones de Cl-1; zeaxantina a NO3

-1, SO4-2 y Mg+2.

Mientras que fucoxantina, clorofila a y clorofila b dependerían más de la temperatura, oxígeno disuelto y potencial óxido reducción.

El CCA aplicado a los pigmentos sedimentarios (Figura 14) demostró que el tamaño de la partícula del sedimento, materia orgánica, Mg+2, N, C e H fueron las variables más importantes que influyeron en la distribución de los pigmentos. La zeaxantina estuvo relacionada con las arenas finas, diadinoxantina con los limos, violaxantina con las arcillas, aloxantina con el

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nitrógeno. Mientras que luteína, feofitina, clorofila a, clorofila b y fucoxantina dependen en menor grado del Ca+2 y SO4

-2, Mg+2, Cl-1 y materia orgánica. Y prasinoxantina y equinenona estarían relacionados levemente con la materia orgánica presente en el sedimento.

Con estos análisis, se constató que la diversidad y densidad de las comunidades autótrofas incrementó en cuerpos de agua sin cobertura de hielo localizada en áreas cercanas a la costa y de colonias de aves marinas que aumentan la disponibilidad de luz y nutrientes, así como por tamaño de la partícula (Quayle et al., 2002). Tal fue el caso de la zona A de isla Greenwich e isla Barrientos que cumplen con estos requisitos y fueron los sitios donde se encontró la mayor cantidad de microorganismos. Así también, estos cambios de la composición de fitoplancton están posiblemente relacionados con la competencia por los recursos de nutrientes, y diferentes capacidades de absorción de nutrientes de los diferentes grupos de fitoplancton (Villeneuve et al., 2001).

Además, la biomasa microfitobéntica más baja (indicada por clorofila a) fue medida en la zona B, Punta Ambato e isla Dee. Estos sitios fueron los que tuvieron el mayor porcentaje de arenas gruesas y finas y la zona A y Barrientos con la mayor biomasa tuvo contenido de limo en los sedimentos. Normalmente sedimentos arcillosos y más finos son más ricos en microfitobentos que los de sedimentos arenosos (Barranguet et al., 1997).

La gran cantidad de biomasa béntica de microorganismos fotosintéticos en los cuerpos de agua de la isla Greenwich y la poca presencia de fitoplancton en la columna de agua implica que hay una gran disponibilidad de nutrientes para el crecimiento en el bentos en relación al del plancton, ya que análisis previos reportan que las concentraciones de los nutrientes de las aguas intersticiales de los tapetes son mucho mayores que el agua del lago (Villeneuve et al., 2001). Estas respuestas de la biota al incremento en los niveles de nutrientes parece estar relacionada con la desglaciación y la reducción de la cubierta de hielo y nieve en los lagos (Quayle et al., 2002). Así, la producción primaria neta puede ser observada solo donde la suficiente cantidad de luz alcanza la superficie del sedimento por lo que se espera la producción primaria incremente cuando aumente la irradiación.

5.7. Análisis microscópico.

Los microrganismos presentes en la columna de agua fueron Clorofitas, tales como Chlamydomonas sp. y Chloromonas sp. (Figura 15) presentes en laguna Barrientos, debido a que en las muestras de agua de los otros sitios no se observó nada por la baja densidad de estos microorganismos, según lo registrado con el análisis de HPLC.

Corroborando el análisis de los pigmentos, en el sedimento se observó una mayor densidad y diversidad de microorganismos, representados principalmente por diatomeas y cianobacterias (Figura 16) de los géneros Oscillatoria, Leptolyngbya y Phormidium, presentes en la zona A y

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Barrientos. Adicionalmente en este último sitio se identificaron clorofitas como Chlamydomonas, Chloromonas y Actinastrum (Figura 17). El crecimiento de cianobacterias filamentosas se ve favorecido por la disponibilidad de agua líquida proveniente del derretimiento de la nieve durante el verano, así como de los nutrientes excretados por aves marinas, donde las microalgas cocoides como Chlorella se convierten en dominantes (Donald et al., 2013), tal como fue observado en la laguna de isla Barrientos.

Los tapetes microbianos de la Isla Greenwich estuvieron predominados por colonias de cianobacterias filamentosas del orden Oscillatoriales, especies pertenecientes a este grupo de cianobaterias se encuentran ampliamente distribuidos en la Antártida (Borghini et al., 2010; Nadeau et al., 2001; Quesada et al., 2009; Taton et al., 2003; Sabbe et al., 2004). Leptolyngbya, Phormidium y Oscillatoria formaron parte de los tapetes de los tres sitios donde se colectaron, los cuales físicamente mostraron claras diferencias. En especial el tapete A9 que tenía una coloración más anaranjada y con cierto grado de endurecimiento en relación al resto de tapetes que fueron de coloración marrón con mayor plasticidad.

Probablemente el tapete A9 presentó estas características por las condiciones ambientales locales, tales como las cubierta de hielo alrededor, falta de agua líquida y mayor recepción de radiación UV por encontrarse a mayor altura (Cerro Puyango a 30 m.s.n.m) afectando la estructura y la composición del tapete directamente por alteración física e indirectamente influyendo en la disponibilidad de luz (Sabbe et al., 2004). La coloración se debe a la presencia del pigmento scytonemina que da esta coloración anaranjada a los tapetes microbianos, y que es producido por las cianobacterias que están a mayor latitud, donde existen niveles más altos de UV (Karlsson et al., 2009) y sintetizan este pigmento para protegerse de los rayos UV.

5.8. Ensayos de crecimiento de tapetes microbianos.

En este estudio se obtuvieron tapetes microbianos con un espesor de 0,5 mm, rango de incremento de 2 mm por año, previamente determinado para tapetes que crecen entre 17 y 25 °C (Fenchel, 1998; Fenchel y Kühl 2000) teniendo éxito con el cultivo de los tapetes microbianos artificiales.

Como se esperaba, las comunidades cianobacterianas cultivadas en el laboratorio, al igual como se observó en las colectadas en el campo, están formadas por las principales especies de formación de tapetes de la Antártida tales como Phormidium, Leptolyngbya y Oscillatoria (Buffan-Dubau et al., 2001; Vincent y Quesada 1994).

En el medio líquido, la clorofita Chlorella sp. mostró un crecimiento muy lento (45 días) a pesar de que éstas tienen capacidades para tomar altas concentraciones de nutrientes; sin embargo, el medio de cultivo BG-11 es selectivo para las cianobacterias y no poseía los nutrientes adecuados, ni la cantidad suficiente de los mismos (Bischoff y Bold, 1963) para poder crecer

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rápidamente como cuando está en los nutrientes adecuados. Además, las microalgas verdes son relativamente menos abundantes en los tapetes (Donald et al., 2013; Hawes y Schwarz, 1999)

A pesar que el análisis morfológico estuvo limitado por la dificultad de la taxonomía y la morfología de las cianobacterias, este estudio reveló que las comunidades cianobacterianas son relativamente constantes en su diversidad morfológica durante largos períodos de tiempo (Howard-Williams et al., 1989; Jungblut, 2007; Sabbe et al., 2004) y aportan en gran parte a la biomasa de los ecosistemas acuáticos de la Antártida (Vincent et al., 1993). Esta poca diversidad se debe a que las bajas temperaturas registradas durante el verano austral 2013 incrementaron el estrés en las cianobacterias bajo condiciones subóptimas, y sólo unas cuantas especies fueron capaces de adaptarse y crecer bajo estas condiciones extremas, así como la poca disponibilidad de nutrientes, resultando en bajos niveles de diversidad y especiación.

Con este estudio se aporta a la identificación y cuantificación de microorganismos fotosintéticos, ya que existen muy pocos datos cuantitativos, a pesar de que estos datos son esenciales para los estudios del funcionamiento de los ecosistemas terrestres (Colacevich et al., 2009). Así se tiene conocimiento de la productividad primaria de los distintos grupos algales, la proporción relativa en los principales grupos algales y los factores bióticos y abióticos que afectan la distribución y composición de la comunidad.

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6. CONCLUSIONES

• Mediante el análisis de los pigmentos encontrados en el agua, sedimento y tapetes microbianos se evidenció que las clorofitas, diatomeas, criptofitas, crisofitas, prasinofitas, cianobacterias y bacterias fotosintéticas anaeróbicas fueron los microorganismos dominantes en isla Greenwich, Dee y Barrientos.

• Las Bacilariofitas fueron los microorganismos que mostraron una distribución más amplia, ya que además de estar presentes en Greenwich y Barrientos, estaban presentes en los cuerpos de agua de isla Dee y Ambato con características ultraoligotróficas.

• Los tapetes microbianos estaban formados por cianobacterias filamentosas de los géneros Oscillatoria, Phormidium y Leptolyngbya, y varias especies de diatomeas aportando con la mayor cantidad de biomasa para la zona de estudio.

• Se detectó variación espacial significativa de los microorganismos fotosintéticos, en Punta Ambato e isla Dee sólo se observaron Bacilariofitas y Clorofitas. En la zona A y B de isla Greenwich e isla Barrientos estuvieron presentes Bacilariofitas, cianobacterias, Clorofitas, Crisofitas, Criptofitas, Prasinofitas y bacterias fotosintéticas anaeróbicas.

• Los cuerpos de agua de la zona A y Barrientos poseen aguas enriquecidas naturalmente localizadas en áreas libre de hielo y cercanas a la costa, aumentando la densidad y la biodiversidad de las comunidades autótrofas.

• Las variables ambientales, particularmente las características químicas del agua, conductividad o sólidos totales disueltos, tamaño de la partícula del sedimento son los principales factores que afectan la distribución de los microorganismos fotosintéticos, en especial a las Clorofitas y Cianobacterias.

• Las islas Greenwich, Dee y Barrientos poseen una baja diversidad en relación a otras islas del archipiélago Shetland del Sur y a ecosistemas del continente Antártico, debido a que los sitios de estudio de esta investigación son considerados prístinos.

• Se logró el crecimiento de las cianobacterias de los tapetes microbianos de isla Greenwich en condiciones de laboratorio, demostrando que estos microorganismos fotosintéticos son cianobacterias psicrotrofas.

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• Los resultados permitieron generar la línea base sobre la composición y distribución de los microorganismos fotosintéticos y parámetros físico-químicos que está siendo ingresada en la base de datos de Biodiversidad del Comité Científico para la Investigación en la Antártida (SCAR, por sus siglas en inglés).

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7. RECOMENDACIONES

a. Identificar las especies de cianobacterias presentes en los tapetes microbianos mediante técnicas moleculares.

b. Estudiar la variación temporal de los microorganismos fotosintéticos y el análisis químico del agua y sedimento durante todo el verano austral (diciembre a marzo), incluyendo análisis de las concentraciones de nutrientes como fosfato (PO4

-3), fósforo total disuelto, amonio (NH4) y silicato (SiO2

-2).

c. Continuar con el estudio de la variación temporal y espacial de los microorganismos fotosintéticos en las muestras de agua, sedimento y tapetes microbianos en análisis anuales.

d. Analizar el crecimiento de las cianobacterias de los tapetes microbianos bajo diferentes condiciones de radiación para la producción del carotenoide scytonemina para aplicaciones en Biotecnología.

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8. BIBLIOGRAFÍA

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Curriculum Vitae Nombre: Nory Paola González Romero Lugar y fecha de nacimiento: Zaruma, Ecuador, 24 de agosto de 1984. Nacionalidad: ecuatoriana. Estudios Realizados: Licenciado en Biología (2002-2010): Pontificia Universidad Católica del Ecuador, Quito, Ecuador. Cargos desempeñados: Estudiante Graduado, Maestría en Microbiología (Septiembre 2011- Diciembre 2013), Centro de

Microbiología y Biología Celular, Instituto Venezolano de Investigaciones Científicas (IVIC). Tutora: Dra. Soraya Silva.

Docente (Septiembre, 2010 - Julio, 2011), Universidad de las Américas (UDLA). Quito, Ecuador.

Cátedra de Ecología y Botánica Ecológica. Asistente de Investigación (Enero, 2007- Diciembre, 2008), Laboratorio de Citogenética.

Pontificia Universidad Católica del Ecuador (PUCE), Ecuador. Supervisor: Mtr. Miryan Rivera.

Campo en que ha trabajado y/o publicado: Investigación herpetológica y microorganismos fotosintéticos. Honores y Distinciones Beca Internacional (2011-2013). Instituto Venezolano de Investigaciones Científicas, Altos de

Pipe, Estado Mirando, Venezuela. Beca SENESCYT (2011-2013). Secretaría Nacional de Educación Superior, Ciencia, Tecnología

e Innovación e Instituto Antártico Ecuatoriano. Quito, Ecuador.