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IDENTIFICACIÓN DE FUENTES DE ALIMENTACION E INFECCIÓN POR

TRYPANOSOMA CRUZI EN PANSTRONGYLUS HERRERI EN

UTCUBAMBA , AMAZONAS - PERÚ

MINISTERIO DE SALUDINSTITUTO NACIONAL DE SALUDCENTRO DE INFORMACIÓN Y DOCUMENTACIÓN CIENTÍFICA

2006

ABRAHAM G. CÁCERESSILVIA VEGA CHIRINOS

JESÚS ANTONIO PINTO CABALLEROANTERO GONZÁLES PÉREZCESAR NÁQUIRA VELARDE

SERIE INFORMES TÉCNICOS Nº41

IDENTIFICACIÓN DE FUENTES DE ALIMENTACION E INFECCIÓN POR TRYPANOSOMA CRUZI EN PANSTRONGYLUS HERRERI EN UTCUBAMBA , AMAZONAS - PERÚ

CODIGO OGITT: 2-01-05-03-056

IDENTIFICACIÓN DE FUENTES DE ALIMENTACION E INFECCIÓN POR

TRYPANOSOMA CRUZI EN PANSTRONGYLUS HERRERI EN

UTCUBAMBA , AMAZONAS - PERÚ

Abraham G. Cáceres, *Silvia Vega Chirinos, *Jesús Antonio Pinto Caballero,

Antero Gonzáles Pérez**, +Cesar Náquira Velarde

Laboratorio de Entomología, Instituto Nacional de Salud e Instituto de Medicina

Tropical “Daniel A. Carrión, UNMSM, *Laboratorio de Parasitología, INS, ** Instituto

Nacional de Salud.

Correspondencia:

Abraham G. Cáceres. División de Entomología, Centro Nacional de Salud

Pública, INS.

Teléfono: 4719920 - 458

E-mail: [email protected]


RESUMEN

Objetivos: a) estandarizar la prueba de precipitina, b) conocer la fuente

alimentaria de los triatominos capturados, c) captura de triatominos en

ambientes intradomiciliarios, d) búsqueda de la infección por T. cruzi en

triatominos colectados y e) adaptar colonias de triatominos al laboratorio.

Material y Métodos: Localidades del distrito de Cajaruro, Utcubamba –

Amazonas, fueron seleccionados para las capturas de los triatominos

realizadas en el interior de viviendas (08:00 - 19:00 Horas), con linterna de

mano y vasos colectores. La estandarización de la prueba de precipitina, se

realizó en dos etapas: a) estandarización en la preparación de los antígenos y

antisueros precipitantes y b) evaluación de la sensibilidad y especificidad de la

prueba utilizando ninfas de Triatoma infestans de IV y V estadio, criadas en

laboratorio y alimentadas con sangre de perro, cobayo y el hombre. Los

ejemplares de P. herreri silvestres capturados en el distrito de Cajaruro,

departamento de Amazonas, fueron evaluados utilizando la prueba de

precipitina, para determinar sus fuentes de alimentación. El contenido intestinal

de cada triatomino se impregno en papel filtro y se guardó a -20º C. Los

antisueros utilizados fueron contra humano, perro, gato, cobayo y pollo, las

cuales se enfrentaron con el contenido intestinal del triatomino. En los

triatominos estudiados, se correlacionó, la fuente hemática con su infección

intestinal por Trypanosoma. Los triatominos se adaptaron al laboratorio en

cajas de tecnópor de 78 cm de largo X 59 cm de ancho X 25 cm de alto.

Resultados. Se obtuvo títulos apropiados de antisueros para ejecutar la

prueba, la cual resultó tener una mayor especificidad que sensibilidad. Se

capturaron 102 ejemplares de P. herreri siendo todos de intradomiciliarios, de


ellos 93 triatominos fueron examinados por la prueba de precipitina. La

principal fuente de alimentación de P. herreri fue la sangre de cobayo, seguido

de humano y de pollo. No se logró identificar la fuente de alimentación en 17

ejemplares de P. herreri. El índice trypano - triatomínico fue de 62,4%, estando

asociado como principal fuente alimentaria al cobayo, seguido de pollo y de

humano. Respecto a la adaptación de colonias al laboratorio, de los 79

ejemplares adultos de P. herreri se obtuvo 123 huevos de los cuales

eclosionaron 70 y que a su vez dieron origen a 122 P. herreri de segunda

generación. Discusión. La prueba de precipitina en tubos capilares, mostró

mejor especificidad que sensibilidad debido a la absorción de los antisueros,

con los sueros no correspondientes. El alto índice de infección a T. cruzi

estuvo relacionado a la fuente de alimentación por cobayo, quien estaría

contribuyendo a la presencia del vector en estas viviendas y como posible

reservorio del parásito. Asimismo, el alto índice de infección relacionado a la

fuente de identificación humana, indica que P. herreri tienen una alta

antropofilia y una gran capacidad vectorial de la especie existiendo el peligro

latente de transmisión de la Enfermedad de Chagas para esta zona.


INTRODUCCIÓN

En el oriente del Perú existen áreas que presentan condiciones óptimas que

favorecen para la presencia y proliferación de las diversas especies de

triatominos, de las cuales, algunas especies están consideradas como vectores

de la Enfermedad de Chagas; las condiciones óptimas son: clima, viviendas

precarias, hacinamiento y escasa educación sanitaria de sus habitantes (9). Se

conoce de la presencia de varias especies de vectores de la subfamilia

Triatominae que tienen comportamiento domiciliario, destacando entre ellos el

género Panstrongylus. En muchos casos las personas de estas áreas cohabitan

con animales domésticos como: perros, gatos, aves de corral, cobayos, etc., que

sirven de fuente de alimento de los triatominos y como reservorios del agente

etiológico, favoreciendo así la presencia y colonización del vector; por lo tanto la

aparición de la Enfermedad de Chagas en las personas; constituyendo un serio

problema de salud pública.

El desconocimiento de los diversos animales silvestres y domésticos de los

cuales se alimentan los diversos triatominos y otros factores vinculados al

hospedero, no permite llevar a cabo un efectivo control del vector, debido a que

en la actualidad las medidas de control empleadas están dadas por el uso de

insecticidas y van dirigidas únicamente a eliminar el vector.

En el Perú, solo se conoce un trabajo de investigación acerca de fuentes de

alimentación en triatominos (Triatoma infestans) y que se realizo en la zona sur

del Perú (16), resaltando la importancia de llevar a cabo mas estudios de este

tipo, para lo cuál es necesario la estandarización de una técnica que pueda ser

aplicada en forma rutinaria en la búsqueda del tipo de sangre ingerida por el


vector. Para tal propósito, existe una prueba de precipitación en tubo capilar,

conocida también como prueba de precipitina, que es sencilla, altamente

específica y de bajo costo en comparación con otras, y que puede brindar

datos de especial valor epidemiológico; como son el conocimiento de selección

de hospederos, antropofilia por parte del vector, afinidad por los mamíferos,

correlación entre infección trypanosómica y la fuente hemática, asimismo, esta

información ayudará a diseñar y definir las estrategias de control del vector. Por

otro lado, también cabe resaltar la importancia que tienen los triatominos de la

zona, de estar infectado con T. cruzi, pues serian los responsables de la

transmisión a las personas de la localidad.

En el presente trabajo se da a conocer: a) la estandarización de la prueba de

precipitina con la finalidad de detectar cual o cuales son la (s) fuente (s)

(animales) de alimentación (es) de P. herreri, b) el índice de infección Trypano -

triatomino (IITT) de los mismo triatominos utilizados en la prueba de precipitina,

y c) el numero de generaciones de triatominos adaptados al laboratorio.

Objetivo General:

Determinar las fuentes de alimentación e infección por T. cruzi de los triatominos

intradomiciliarios del distrito de Cajaruro, Utcubamba, Amazonas - Perú.

Objetivos Específicos:

Estandarizar la prueba de precipitina.

Captura de triatominos en ambientes domiciliarios.

Conocer la fuente alimentaria de los triatominos capturados.

Búsqueda de la infección por T. cruzi en los triatominos colectados.

Adaptar colonias de triatominos al laboratorio.


MATERIAL Y METODOS

Estandarización de la Prueba de Precipitina. Para la estandarización de esta

prueba se utilizó la metodología de Siqueira, (1960)

Preparación del Antígeno y Antisueros precipitante. Se utilizó suero de pollo

como antígeno, con la finalidad de comprobar la reacción (control positivo A):

a) Antígenos. Se diluyo 5 mL de suero de pollo con 16 mL de agua destilada en

un balón, adicionándole 18 mL de una solución al 10% de AlK(SO4).12H2O en

agua destilada; ajustándose el pH a 6.5 con solución NaOH 5N. Se centrifugó la

mezcla y se lavó el precipitado dos veces con solución fisiológica mertiolatada

(1:10 000). El precipitado final se resuspendió en 20 mL de solución

mertiolatada.

b) Método de Inmunización. El antisuero anti-pollo fue preparado en conejos

(New Zelanda) con más de 2kg de peso y de aproximadamente dos meses de

edad. Se inmunizó con 3 inoculaciones espaciadas en una semana y tres

semana, siendo cada dosis de 1 mL de antígeno más 1 mL de adyuvante

completo de freund colocando un volumen final de 3 en mL de antígeno La

colecta del antisuero se realizó después de 10 días de la última dosis.

c) Titulación del Antisuero Precipitante. La titulación del antisuero anti-

pollo, se realizó con la prueba de precipitina. Se hicieron diluciones del suero

de pollo y se enfrento con el antisuero anti-pollo. El título fue definido por la


mayor dilución del suero que provocó una formación de precipitado posterior

a una hora de incubación con el respectivo antisuero.

Prueba de Precipitación. Para la prueba de precipitación se utilizaron tubos de

2,1 mm de diámetro x 40 mm de alto. El antisuero precipitante se tomó por

capilaridad, hasta alcanzar una altura de 6 mm de alto; luego fueron colocados

sobre un soporte de madera, el que se fijó con plastilina en el extremo basal

adicionándole un volumen de suero similar al volumen de antisuero. Los tubos

fueron incubados a temperatura ambiente por diferentes tiempos 1, 2 y 3 horas,

así como a 37ºC por 1, 2 y 3 horas, siendo positiva la prueba cuando se

observó la formación de un anillo blanco en el medio del tubo.

Prueba de Precipitación empleando Triatominos alimentados y

conservados en Laboratorio (control positivo B).

Para esta prueba, también se ha utilizado la metodología de Siqueira (1960).

Se utilizaron ejemplares de Triatoma infestans, (F1) criados en el laboratorio.

1. Preparación de antisueros precipitantes.

a) Antígenos. Se utilizó suero de: humanos, perros, cobayos. Se obtuvo el

suero de estos animales el cual se proceso siguiendo el método ya descrito,

para la estandarización de la técnica.

b) Método de Inmunización. Las inmunizaciones se realizaron de la misma

manera que se realizó para la estandarización de la técnica, utilizando dos

conejos por cada suero.

c) Titulación de Anticuerpos Precipitantes. Las titulaciones de los

antisueros se realizaron siguiendo el método ya descrito para estandarizar la

técnica. Se hicieron diluciones de cada uno de los sueros correspondientes a


cada antisuero. El título fue definido por la mayor dilución del suero que

provocó una formación de precipitado posterior a una hora de incubación con

el respectivo antisuero.

d) Determinación de la Especificidad. La especificidad del antisuero para

cada suero, se determinó cuando el antisuero no reaccionó con los sueros no

correspondientes, en las diluciones 1:10 y 1:100

e) Absorción de Anticuerpos no Específicos. Se obtuvo una mezcla de

todos los sueros no correspondientes a cada antisuero, luego se adicionó una

parte de la mezcla a 100 partes del antisuero a ser absorbido. Seguidamente,

se incubo por dos horas a 37° C y luego se dejó 12 horas a 4° C, luego se

procedió a centrifugar y el sobrenadante se enfrento con cada suero no

correspondiente usado para la absorción.

f) Conservación del Suero Específico, con anticuerpos precipitantes. El

antisuero se conservó en congelamiento a –20° C hasta el momento de su uso.

2. Prueba de Precipitación para la identificación del contenido intestinal

en Triatoma infestans alimentadas en laboratorio.

a) Triatoma infestans. Se utilizaron ninfas de III, IV y V estadio de T. infestans,

criadas en laboratorio. Los antecesores de estos triatominos procedieron de la

ciudad de Arequipa.

b) Alimentación. Los triatominos fueron divididos en tres grupos de prueba

(n=40) siendo en total 120 triatominos. Cada grupo de prueba fue alimentado

durante 30 minutos con la sangre de perro, cobayo y humano.

c) Preparación de los especimenes. Los triatominos fueron sacrificados en

grupos a los 7, 14, 21 y 28 días después de su alimentación. Posteriormente se

decapitaron obteniendo el contenido intestinal, el cual se trituró sobre papel


filtro conservando en recipientes herméticos a –20° C (Gomes et al. 2001). Las

manchas en papel filtro fueron recortadas un día anterior a la ejecución de la

prueba y puestas al fondo de los tubos con 1,5mL de solución salina al 0,85%.

Estos tubos fueron centrifugados por 5 minutos a 2000rpm. El sobrenadante se

retiro y fue vertido sobre el antisuero precipitante en el interior de los tubos

para llevar a cabo la prueba (Siqueira, 1960).

Aplicación de la Prueba de Precipitina en Panstrongylus herreri

procedentes de la localidad de Cajaruro.

Captura de los triatominos en ambientes domiciliarios. Los ejemplares de

P. herreri se obtuvo de las localidades del distrito de Cajaruro, provincia de

Utcubamba (Amazonas). La búsqueda de los triatominos se realizó durante el

día en el intradomicilio: a) dormitorios (sobre la cama, debajo de los colchones,

grietas de las paredes, entre la ropa de cama, debajo de las mesas y detrás de

los muebles); b) cocina-cuyero (donde permanecen cuyes, depositan los

alimentos, hendiduras, grietas de las paredes), en la parte baja de la cocina; c)

sala (debajo de las mesas, bancas, detrás de los afiches, almanaques o

plásticos y grietas de las paredes. Para la captura de los triatominos se utilizó

linterna de mano, pinzas y alambres removedores; estos fueron colocados en

vasos de plástico con tapa cubierta con horganza. En el interior de los vasos se

colocó papel bulki doblado en forma de pliegues para protegerlos de la luz.

Todos los ejemplares capturados fueron trasladados al Laboratorio de

Entomología del Instituto Nacional de Salud, donde fueron identificados de

acuerdo al trabajo de Elliot et al. 1989. Para la identificación de estadios

evolutivos se consideró el trabajo de Guillen et al., 1991.


Preparación de los triatominos ya alimentados. Los ejemplares se

sacrificaron para obtener su contenido intestinal, el cuál se impregno en papel

filtro y guardados a -20º C hasta la ejecución de la prueba. El reconocimiento

de la infección natural por Trypanosoma se realizó mediante la observación

microscópica de las heces, y hemolinfa de los insectos.

Aplicación de la Prueba de Precipitina. Los antisueros que se usaron para

la identificación de la fuente alimenticia, fueron antisueros contra sangre de

humano, perro, gato, cobayo y pollo, los que a su vez fueron enfrentados con

el contenido intestinal del triatomino en la búsqueda del antígeno

correspondiente.


RESULTADOS

A continuación se mencionan los resultados obtenidos de la estandarización de

la prueba de precipitación:

El tiempo de incubación seleccionado fue de una hora a 37º C obteniéndose

un precipitado en forma de anillo blanquecino en la interfase de ambos

reactantes, lo que indicó la formación de los complejos antígeno-anticuerpo.

El esquema utilizado para obtener los antisueros precipitantes fue el apropiado,

ya que se obtuvo títulos de hasta 1:30 000, que luego fueron absorbidos para

evitar las reacciones cruzadas.

Los Antisueros precipitantes estándar obtenidos de los conejos a ser utilizados

en la investigación, luego de su tratamiento para mejorar la especificidad,

tuvieron los siguientes títulos: Anti-humano: 25,000; Anti-canino: 1:15,000; Anti-

gato: 1:10,000; Anti-cobayo: 1:10,000; Anti-pollo: 1:15,000 (Se muestran en la

Tabla 1.

La sensibilidad y la especificidad, fue determinada en ejemplares de Triatoma

infestans criados y alimentados en laboratorio del INS con sangre de humano,

canino y cobayo, cuyos resultado se muestra en la Tabla 2 y 3.

Para determinar las fuentes de alimentación se utilizó 93 ejemplares de P.

herreri, capturados de las localidades de El Hebron y El Ron. De ellos en 16


ejemplares no se identifico la fuente de alimentación y en 77 ejemplares si se

identificaron las fuentes.

De los 77 ejemplares en 60 de identificó una sola fuente de alimentación,

mientras que en 17 se identificaron mas de dos fuentes. Ver Tabla 4.

De los 60 ejemplares de P. herreri que se identificó una sola fuente de

alimentación un 46.7% corresponde a cobayo y un 23.3% a humano (Tabla 5).

De los 17 ejemplares de P. herreri en que se identifico dos fuentes de

alimentación, estas correspondieron a un 6.5% de preferencia por sangre de

cobayo/pollo, un 5.2% por sangre de humano/cobayo. Ver Tabla 6.

En dos ejemplares de P. herreri de los 17 con alimentación múltiple, se

identifico hasta tres fuentes de alimentación que correspondieron a sangre de

humano/cobayo/pollo y humano/canino/cobayo.

Respecto a la infección a Trypanosoma cruzi en los ejemplares de P. herreri

silvestres se observaron Trypanosomatideos compatibles a T. cruzi en 58

ejemplares de los 93 trabajados. Ver Tabla 7.

Respecto a la adaptación de Panstrongylus herreri al laboratorio. En

Octubre del 2004, se realizo capturas de Triatominos en viviendas del El

Hebrón, distrito de Cajaruro, provincia de Utcubamba, departamento de

Amazonas, capturando 79 ejemplares adultos de P. herreri y después de 15

días de permanecer en cautiverio a 23º C de temperatura y 70% de humedad,


se obtuvo 123 huevos de los cuales eclosionaron 70 (F1). De ellos en la

actualidad (Agosto, 2006) solo quedan 5 Adultos y 1 Ninfa V (F1). También se

cuenta con 122 P. herreri (Ninfa II y III) de segunda generación (F2) que

provienen de la eclosión de 150 huevos.

En agosto de 2005 se visito la localidad de El Hebrón, capturando 82

ejemplares de P. herreri que posteriormente se obtuvo 125 huevos y que hasta

la actualidad (Febrero, 2006) se tienen adaptados al laboratorio 105 ejemplares

correspondientes a Ninfa IV y Ninfa V.

En enero de 2006, en la misma localidad de de El Hebrón, se capturaron 109

ejemplares de P. herreri (45 Adultos y 64 Ninfas) y 69 ejemplares de la misma

especie (31 Adultos y 38 Ninfas) en Jaén, Cajamarca y que hasta la actualidad

se tiene 300 huevos en el laboratorio.


DISCUSION

Estandarización de la prueba de Precipitina. Los tubos de vidrio de 2.1 mm

de diámetro por 40 mm de alto, fueron apropiados para la prueba. El

antisuero (anti-pollo) se hizo ingresar a los tubos por capilaridad hasta una

altura de 6 mm, (40 uL volumen de antisuero), para la cuál se utilizó los

pozos de placas de ELISA, a los cuales se les agregó 300 uL del antisuero

y se colocaban en los tubos, y por capilaridad, el antisuero ascendió hasta

la altura óptima.

Como parte de la estandarización de la prueba de precipitina se incubó a

temperatura ambiente por 1, 2, 3 horas así como a 37º C por 1, 2, y 3 horas se

seleccionó la incubación a 37º por una hora, ya que se observo un buen anillo

blanquecino en el centro de los tubos controles positivos.

Es importante tener en cuenta el título adecuado del antisuero precipitante para

la realización de la prueba, y que en este trabajo hemos elegido 1:10 000 o

más (14). Un alto título del antisuero nos asegura una alta sensibilidad de la

prueba, sin embargo es importante también la especificidad para no tener

reacciones cruzadas (falsos positivos). La especificidad estuvo dada cuando

los antisueros no reaccionaron con los sueros no correspondientes en la

dilución 1:10 y 1:100 (Casanova, comunicación personal). Una vez realizada la

absorción de los antisueros estos se titularon nuevamente obteniendo títulos

óptimos para realizar la prueba de precipitina (Tabla 3).


Es importante tener en cuenta para la realización de esta prueba, la cantidad

de muestra impregnada, ya que de esto también dependerá la sensibilidad de

la prueba. En aquellos triatominos sometidos a ayunos prolongados, las

manchas impregndas eran escasa y por tanto incoloras, de tal manera queno

se pudo identificar la fuente de alimentación.

La sensibilidad y especificidad de la prueba fue evaluada en triatominos

alimentados con sangre de humano, canino y cobayo a los 7, 14, 21 y 28 días

obteniendo una especificidad del 100% en todos los intervalos de tiempo

evaluados, mientras que la sensibilidad no es constante en los intervalos de

tiempo evaluados, lo cual concuerda con otros trabajos reportados (11) que

señalan la variación de la sensibilidad según el tiempo en que se realiza la

prueba.

Aplicación de la Prueba de Precipitina en Panstrongylus herreri

procedentes de la localidad de Cajaruro, provincia de Utcubamba. Entre

los insectos reactivos (93 individuos), resultaron mas frecuentes las

identificaciones sobre una fuente de alimentación (77 insectos) predominando

la alimentación sobre cobayo (46,7%), seguida de humano (23,3%). Este

resultado era de esperarse ya que en casi todas las viviendas escogidas para

la captura de triatominos, hubo presencia de cobayos tanto en la cocina como

en el dormitorio.

El hecho de obtener 17 triatominos con alimentación múltiple nos estaría

indicando la movilidad que tienen estos insectos y al aprovechamiento de


varias fuentes de alimentación disponibles en las viviendas, ya que muchas de

estas tienes mas de 4 tipos de animales domésticos diferentes.

Las aves que resultaron terceras en frecuencia de identificación (18,3%) fueron

los pollos muy abundantes en estas viviendas y relacionadas con los

triatominos quienes se encuentran ubicados principalmente en las grietas de

las paredes de adobe.

Se detecto en las ninfas de cuarto y quinto estadios y en los adultos la

presencia de hemoproteínas humanas, no así en los estadios evolutivos más

tempranos. Esto podría relacionarse a la mayor movilidad de los adultos y a

una mayor agresividad alimentaria en las ninfas grandes, que colonizan la

cocina, el dormitorio, los corrales (17).

El hecho de que 17% de los insectos examinados dieran resultados negativos

por esta prueba de precipitina, ilustras las probables condiciones de ayuno en

que pudieron estar sometidos estos triatominos y que fue avalado por la

observación del abdomen comprimido y contenidos intestinal escaso e incoloro.

El alto índice de infección a T. cruzi por parte de P. herreri, estuvo relacionado

a la fuente de alimentación por cobayo, quien estaría contribuyendo a la

presencia del vector en estas viviendas y además estaría comportándose

como un posible reservorio del parásito en el interior de las viviendas de la

localidad de Cajaruro.


El alto índice de infección relacionado a la fuente de identificación humana

encontrada, nos estaría indicando una alta antropofilia y gran capacidad

vectorial de P. herreri, existiendo como un peligro latente en la transmisión del

Trypanosoma cruzi, agente etiológico de la Enfermedad de Chagas.

Adaptación de colonias al laboratorio. La frecuencia alimentaria fue una vez

por mes lo cual influyo en el desarrollo del ciclo biológico, ya que

aproximadamente tardaron 1 año en llegar a adultos.

La eclosión de la F1 fue cerca del 60% (70/123), mientras que de la F2 fue del

81% (122/150), esto debido a que la frecuencia alimentaria de los adultos F1

fue de dos veces al mes.


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Tabla 1. Título de los anti-sueros precipitantes

ANTISUEROS TITULO

Anti- humano 1: 25 000

Anti- canino 1: 15 000

Anti- gato 1:10 000

Anti- cobayo 1:10 000

Anti- pollo 1: 15 000

Tabla 2. Sensibilidad de la prueba de precipitina, en ninfas III, IV y V de T.

infestans alimentadas en el laboratorio con sangre: humano, canino y cobayo

SENSIBILIDAD DE LA PRUEBA DE PRECIPITINA (%)

Tiempo después de la alimentación (días)

Antisuero 7 d 14 d 21 d 28 d

Humano 100% 100% 80% 90%

Canino 100% 100% 100% 90%

Cobayo 100% 90% 100% 70%


Tabla 3. Especificidad de la prueba de precipitina, en ninfas III, IV y V de

T. infestans alimentadas en el laboratorio con sangre humano, canino y cobayo

ESPECIFICIDAD DE LA PRUEBA DE PRECIPITINA (%)

Tiempo después de la alimentación (días)

Antisuero 7 d 14 d 21 d 28 d

Humano 100% 100% 100% 100%

Canino 100% 100% 100% 100%

Cobayo 100% 100% 100% 100%

Tabla 4. Número de Ejemplares de P. herreri, por estadio evolutivo, examinados

por la prueba de precipitina, según el número de fuentes alimentarias, 2004

N1 N2 N3 N4 N5 M H TOTAL

Ejemplares examinados - 4 11 10 2 35 31 93

Ejemplares con fuente identificada - 4 9 10 2 30 22 77

Ejemplares con una sola fuente

identificada- 4 7 6 - 25 18 60

Ejemplares con varias fuentes

identificadas- - 2 4 2 5 4 17

N1: Ninfa 1; N2: Ninfa 2; N3: Ninfa 3; N4: Ninfa 4; N5: Ninfa 5; M: Macho; H:

Hembra


Tabla 5. Ejemplares de P. herreri con alimentación única. 2004

Fuente Alimentaria Nº de especimenes (%)

Humano 14 23,3

Canino 6 10

Gato 1 1,7

Cobayo 28 46,7

Pollo 11 18,3

TOTAL 60 100

Tabla 6. Índice de fuentes alimentarias de P. herreri, capturados en

intradomicilios (Cajaruro, Utcubamba, Amazonas, 2004)

Fuentes alimentarias Nº de especimenes (%)

Humano 14 18,2

Canino 6 7,8

Gato 1 1,3

Cobayo 28 36,3

Ave 11 14,3

Humano/Cobayo 4 5,2

Humano/Pollo 1 1,3

Canino/Cobayo 2 2,6

Gato/Cobayo 3 3,9

Cobayo/Pollo 5 6,5

Humano/Cobayo/Pollo 1 1,3

Humano/Canino/Cobayo 1 1,3

TOTAL 77 100


Tabla 7. Índice de infestación de P. herreri, según fuente alimentaria.

(Cajaruro, Utcubamba, Amazonas, 2004)

Fuentes alimentarias Nº de ejemplaresPositivo para

T. cruzi %

Humano 4 4,3

Canino 3 3,2

Gato 1 1,1

Cobayo 22 23,6

Ave 6 6,4

Humano/Cobayo 2 2,2

Canino/Cobayo 2 2,2

Cobayo/Pollo 5 5,4

Gato/Cobayo 3 3,2

Humano/Canino/Cobayo 1 1,1

Otros 9 9,7

TOTAL 58/93 62,4

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