informe final de diseños

“Año de las Cumbres Mundiales en el Perú”

UNIVERSIDAD NACIONAL DEL CENTRO DEL PERU

FACULTAD DE CIENCIAS FORESTALES Y DEL AMBIENTE

Departamento de Ingeniería Forestal y Ambiental

DISEÑOS EXPERIMENTALES

INFORME FINAL

CATEDRATICO: Ing. Msc. Edith Orellana Mendoza

ALUMNOS : Jhonathan Aponte Saravia

Pavel Jesús Feril Mendoza

Rosario Montano Villavicencio

Manuel Jesús Pereyra Espinoza

Roberto Román Flores Vega

SEMESTRE : IX

HUANCAYO, DICIEMBRE DEL 2008

TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS DE

Spartium junceum - VALLE DEL MANTARO

Tratamientos Pre germinativos de Spartium junceum – Valle del Mantaro

I. TITULO

TRATAMIENTOS PREGERMINATIVOS DE Spartium junceum - VALLE DEL

MANTARO

UNCP - FCFA Diseños Experimentales Página 2


I. INTRODUCCION

Las semillas por constituir un órgano de reproducción en las plantas superiores,

requieren de condiciones favorables para germinar; pudiendo ser la madurez

fisiológica, sanidad y suficientes sustancias de reserva. Como factores externos:

agua, temperatura y oxigeno. Pero existen semillas de muchas especies,

generalmente en leguminosas, aun de encontrar condiciones favorables en el

terreno no siempre inician su actividad de inmediato por resultar de germinación

retardada como consecuencia de poseer envolturas impermeables al agua y

probablemente al oxigeno caso que ocurre con la semillas de la Spartium

junceum, debido al tegumento impermeable su germinación es muy lenta con

bajo poder germinativo

Por lo tanto se tiene como objetivo general: Evaluar y determinar el poder

germinativo de semillas de Spartium junceum aplicando los tratamientos pre-

germinativos (inmersión en agua fría, hipoclorito de sodio y acido sulfúrico), así

mismo como objetivos específicos se planteo:

Evaluar la efectividad del tratamiento pre germinativo, inmersión en agua

fría, con respecto a su poder germinativo de semillas de Spartium junceum.

Evaluar la efectividad del tratamiento pre germinativo, inmersión en

hipoclorito de sodio, con respecto a su poder germinativo de semillas de

Spartium junceum.

Evaluar la efectividad del tratamiento pre germinativo, inmersión en acido

sulfúrico, con respecto a su poder germinativo de semillas de Spartium

junceum.



II. MARCO TEORICO

II.1. El proceso de la germinación de la semilla

Según Hartan y Kester (1988), una semilla está formada por un embrión

y su provisión almacenada de alimento, rodeados por cubiertas

protectoras. Durante la germinación de la semilla, el metabolismo celular se

incrementa, el embrión reanuda su crecimiento activo, las cubiertas de la

semilla se rompen y emerge la plántula.

El primer estadío de la germinación, activación o despertar, puede

completarse en un periodo de minutos o de horas. La semilla seca absorbe

agua, el contenido de humedad aumenta con rapidez y luego se estabiliza.

La absorción inicial de agua significa la inhibición de la misma por los coloides

de la semilla seca, lo cual ablanda las cubiertas de las semillas y ocasiona

hidratación del protoplasma. Como resultado de ello, la semilla se hincha y sus

cubiertas pueden romperse. Dado que la absorción de agua es en gran parte

un proceso físico, puede efectuarse aún en semillas no viables. Los

componentes del sistema de sintetización de proteínas de las células

(diversas moléculas de DNA y RNA) se activan. Después de la absorción de

agua, este sistema es reactivado para permitir la continuación de la síntesis de

proteínas.

Las enzimas producidas por la síntesis de proteínas controlan.las actividades

metabólicas de la célula. Algunas de ellas fueron producidas durante el

desarrollo de la semilla y deben volverse a activar. Otras se sintetizan después

del comienzo de la germinación.



De las ligaduras de gran energía del trifosfato de adenosina (ATP) que

se encuentran en los mitocondrios se vuelve disponible la energía

requerida para la síntesis de proteínas. Algunos de esos sistemas se formaron

durante el desarrollo de la semilla, se conservaron en la semilla latente y se

reactivaron con la hidratación de las células.

El segundo estadío de la germinación significa digestión y translocación.

La absorción de agua y la respiración ahora continúan en un ritmo

constante. Los sistemas celulares se han activado y los sistemas de síntesis

de proteínas están funcionando para producir diversas nuevas enzimas,

materiales estructurales, compuestos reguladores, ácidos nucleicos, etc.,

para efectuar las funciones celulares y sintetizar nuevos materiales.

Aparecen enzimas y empiezan a digerir materias de reserva (grasas,

proteínas, carbohidratos) contenidos en los tejidos de almacenamiento

(cotiledones, endospermo, perispermo o megagametófito) a compuestos

químicos más sencillos: estos compuestos luego son translocados a los

puntos de crecimiento del eje embrionario para usarse en el crecimiento y la

formación de nuevas partes de la planta. En diferentes especies de

plantas, los patrones metabólicos dependen en gran parte de los tipos de

reservas químicas de la semilla. Las grasas y los aceites se convierten

enzimáticamente a ácidos grasos y finalmente azucares. as proteínas de

almacenamiento, presentes en la mayor parte de las semillas, constituyen

una fuente de nitrógeno fundamental para la plántula en crecimiento.

El almidón, presente en muchas semillas como una fuente de energía, se

convierte en azúcar. La secuencia de los patrones metabólicos que ocurren

durante la germinación significa la activación de enzimas específicas en el

momento adecuado y la regulación de su actividad. El control puede

efectuarse dentro de las células pro diversos procesos bioquímicos y

pueden depender de la presencia de sustancias químicas específicas.

El tercer estadio de la germinación de semillas consiste en la división celular en

los puntos de crecimiento separado del eje embrionario seguida de la expansión

de las estructuras plántula. Una vez que principia el crecimiento en el eje

embrionario aumenta el peso fresco y el peso seco de la plántula pero



disminuye el peso de los tejidos de almacenamiento. La respiración,

medida por la absorción de oxigeno aumenta en forma constante con el

avance de crecimiento. Finalmente, cesa la actividad metabólica en los

tejidos de almacenamiento, excepto en las plantas en que los cotiledones se

vuelven activos en la fotosíntesis.

A medida que avanza la germinación, pronto se pone de manifiesto la

estructura de la plántula. El embrión está formado por un eje con una o

más hojas seminales o cotiledones.

El punto de crecimiento de la raíz, la radícula emerge de la base del eje

embrionario. El punto de crecimiento del brote, la plántula, se

encuentra en el extremo superior del eje embrionario, de los cotiledones.

El tallo de la plántula se divide en la sección situada debajo de los cotiledones,

hipocótilo y la sección que se encuentra arriba, el epicotiló.

El crecimiento inicial de la plántula sigue dos patrones. En un tipo de

germinación epigea, el hipocótilo se alarga y eleva los cotiledones sobre el

terreno. En el otro tipo germinación hipogea, el alargamiento del hipocótilo no

eleva los cotiledones arriba del nivel del suelo y solo emerge el epicotiló.

Alejandro V. (2005).

II.2. Tipos de Latencia en las Semillas

a) Latencia por la Cubierta de las Semillas o Exógena

Latencia Física.- Característica de un gran número de especies de

plantas, en las cuales la testa o secciones endurecidas de otras

cubiertas de la semilla son impermeables. El embrión está

quiescente, pero se encuentra encerrado dentro de una cubierta

impermeable que puede preservar las semillas con bajo contenido

de humedad durante varios años, aún con temperaturas elevadas.

(Willan, R.L. 1991)

Latencia Mecánica.- En ésta categoría las cubiertas de las

semillas son demasiados duras para permitir que el embrión se



expanda durante la germinación. Probablemente éste factor no es

la única causa de la latencia, ya en la mayoría de los casos se

combina con otros tipos para retardar la germinación. (Willan, R.L.

1991).

Latencia Química.- Corresponde a la producción y acumulación de

sustancias químicas que inhiben la germinación, ya sea en el fruto

o en las cubiertas de las semillas. (Willan, R.L. 1991).

b) Latencia Morfológica o Endógena

Se presenta en aquellas familias de plantas, cuyas semillas, de

manera característica en el embrión, no se han desarrollado por

completo en la época de maduración. Como regla general, el

crecimiento del embrión es favorecido por temperaturas cálidas, pero

la respuesta puede ser complicada por la presencia de otros

mecanismos de letargo. Dentro de ésta categoría hay dos grupos:

Embriones Rudimentarios.- Se presenta en semillas cuyo embrión

es apenas algo más que un proembrión embebido en un

endosperma, al momento de la maduración del fruto. También en el

endosperma existen inhibidores químicos de la germinación, que

se vuelven en particular activos con altas temperaturas. (Hartmann

H. et al 1988).

Embriones no Desarrollados.- Algunas semillas, en la madurez del

fruto tienen embriones poco desarrollados, con forma de torpedos,

que pueden alcanzar un tamaño de hasta la mitad de la cavidad de

la semilla. El crecimiento posterior del embrión se efectúa antes de

la germinación. (Hartmann H. et al 1988).

c) Latencia Interna

En muchas especies la latencia es controlada internamente en el

interior de los tejidos. En el control interno de la germinación están

implicados dos fenómenos separados. El primero es el control



ejercido por la semipermeabilidad de las cubiertas de las semillas, y el

segundo es un letargo presente en el embrión que se supera con

exposición a enfriamiento en húmedo. (Hartmann H. et al 1988).

Fisiológica.- Corresponde a aquella en que la germinación es

impedida por un mecanismo fisiológico inhibidor.

Interno intermedio.- Esta latencia es inducida principalmente por

las cubiertas de las semillas y los tejidos de almacenamiento

circundante. Este es característico de las coníferas.

Del embrión.- Se caracteriza principalmente porque para llegar a

la germinación se requiere un período de enfriamiento en húmedo y

por la incapacidad del embrión separado de germinar con

normalidad.

d) Latencia Combinada Morfofisiológica

Consiste en la combinación de subdesarrollo del embrión con

mecanismos fisiológicos inhibidores fuerte. (Hartmann H. et al 1988).

e) Latencia Combinada Exógena - Endógena

Se denomina así a las diversas combinaciones de latencia de la

cubierta o el pericarpio con latencia fisiológica endógena.

El Centro de Semillas en su etiqueta de venta detalla información

acerca del lote, como procedencia, fecha de colecta, número de

semillas por kilógramo, pureza (%), contenido de humedad (%),

capacidad germinativa (%), y tratamiento. Es éste último el que indica

que forma terminar con la latencia de la semilla si es que existe.

(Hartmann H. et al 1988).

II.3. Factores que Afectan la Germinación.



II.3.1. Factores Internos

Entre los factores internos que afectan a la germinación estudiaremos la

madurez que presentan las semillas y la viabilidad de las mismas.

a) Madurez de las semillas.- Decimos que una semilla es madura cuando ha

alcanzado su completo desarrollo tanto desde el punto de vista morfológico

como fisiológico.

La madurez morfológica se consigue cuando las distintas estructuras de la

semilla han completado su desarrollo, dándose por finalizada cuando el

embrión ha alcanzado su máximo desarrollo. También, se la relaciona con la

deshidratación de los diferentes tejidos que forman la semilla. La madurez se

suele alcanzar sobre la misma planta, sin embargo, Aunque la semilla sea

morfológicamente madura, muchas de ellas pueden seguir siendo incapaces

de germinar porque necesitan experimentar aún una serie de

transformaciones fisiológicas. Lo normal es que requieran la pérdida de

sustancias inhibidoras de la germinación o la acumulación de sustancias

promotoras. En general, necesitan reajustes en el equilibrio hormonal de la

semilla y/o en la sensibilidad de sus tejidos para las distintas sustancias

activas. (Pérez García et al 1994).

La madurez fisiológica se alcanza al mismo tiempo que la morfológica, como

en la mayoría de las especies cultivadas; o bien puede haber una diferencia

de semanas, meses y hasta años entre ambas.

b) Viabilidad de las semillas.- La viabilidad de las semillas es el período de

tiempo durante el cual las semillas conservan su capacidad para germinar.

Es un período variable y depende del tipo de semilla y de las condiciones de

almacenamiento.

Atendiendo a la longevidad de las semillas, es decir, el tiempo que las

semillas permanecen viables, pueden haber semillas que germinan, todavía,

después de decenas o centenas de años; se da en semillas con una cubierta

seminal dura como las leguminosas.



Las semillas pierden su viabilidad por causas muy diversas. Podríamos

pensar que mueren porque agotan sus reservas nutritivas, pero no es así,

sino que conservan la mayor parte de las mismas cuando ya han perdido su

capacidad germinativa.

Una semilla será más longeva cuanto menos activo sea su metabolismo.

Esto, a su vez, origina una serie de productos tóxicos que al acumularse en

las semillas produce largos efectos letales para el embrión. Para evitar la

acumulación de esas sustancias bastará disminuir aún más su metabolismo,

con lo cual habremos incrementado la longevidad de la semilla. Ralentizar el

metabolismo puede conseguirse bajando la temperatura y/o deshidratando la

semilla. Las bajas temperaturas dan lugar a un metabolismo mucho más

lento, por lo que las semillas conservadas en esas condiciones viven más

tiempo que las conservadas a temperatura ambiente. La deshidratación,

también alarga la vida de las semillas, más que si se conservan con su

humedad normal. Pero la desecación tiene unos límites; por debajo del 2%-

5% en humedad se ve afectada el agua de constitución de la semilla, siendo

perjudicial para la misma. (Pérez García et al 1994).

En resumen podemos decir que, para alargar más tiempo la vida de una

semilla, ésta debe conservarse en las siguientes condiciones: mantenerla

seca, dentro de unos límites; temperaturas bajas y, reducir al mínimo la

presencia de oxígeno en el medio de conservación. (Pérez García et al

1994).

c) Energía de Germinación.- La semilla debe germinar en el menor tiempo

posible.

El vigor es una propiedad fisiológica determinada por el genotipo y

modificada por el ambiente, que gobierna la habilidad de una semilla de

producir rápidamente una plántula en el campo, y el límite hasta el que la

semilla tolera una serie de factores ambientales.



d) Poder germinativa.- Llámese así la cantidad de semillas capaces de

germinar. Para determinar el poder germinativo se toma un lote de semillas

de la población por estudiar.

La temperatura ideal es la de 25 grados. Con la humedad y el calor las

semillas comienzan a germinar al cabo de un tiempo que varía según la

especie de que se trate.

Si suponemos que de las 100 semillas germinaron 85, se dirá que dichas

semillas tienen un poder germinativa de 85%. Una semilla cuya poder

germinativa sea menar de 70% no. es aconsejable para sembrarla. Carlos

Rodríguez (1940).

II.3.2. Factores Externos

Entre los factores ambientales más importantes que inciden en el proceso de

germinación destacamos: humedad, temperatura y gases.

a) Humedad.- La absorción de agua es el primer paso, y el más importante,

que tiene lugar durante la germinación; porque para que la semilla recupere

su metabolismo es necesaria la rehidratación de sus tejidos.

La entrada de agua en el interior de la semilla se debe exclusivamente a una

diferencia de potencial hídrico entre la semilla y el medio que le rodea. En

condiciones normales, este potencial hídrico es menor en las semillas secas

que en el medio exterior. Por ello, hasta que emerge la radícula, el agua

llega al embrión a través de las paredes celulares de la cubierta seminal;

siempre a favor de un gradiente de potencial hídrico.

Aunque es necesaria el agua para la rehidratación de las semillas, un

exceso de la misma actuaría desfavorablemente para la germinación, pues

dificultaría la llegada de oxígeno al embrión.

b) Temperatura.- La temperatura es un factor decisivo en el proceso de la

germinación, ya que influye sobre las enzimas que regulan la velocidad de

las reacciones bioquímicas que ocurren en la semilla después de la



rehidratación. La actividad de cada enzima tiene lugar entre un máximo y un

mínimo de temperatura, existiendo un óptimo intermedio. Del mismo modo,

en el proceso de germinación pueden establecerse unos límites similares.

Por ello, las semillas sólo germinan dentro de un cierto margen de

temperatura. Si la temperatura es muy alta o muy baja, la geminación no

tiene lugar aunque las demás condiciones sean favorables.

La temperatura mínima sería aquella por debajo de la cual la germinación no

se produce, y la máxima aquella por encima de la cual se anula igualmente

el proceso. La temperatura óptima, intermedia entre ambas, puede definirse

como la más adecuada para conseguir el mayor porcentaje de germinación

en el menor tiempo posible.

Las temperaturas compatibles con la germinación varían mucho de unas

especies a otras. Sus límites suelen ser muy estrechos en semillas de

especies adaptadas a hábitats muy concretos, y más amplios en semillas de

especies de amplia distribución.

Por otra parte, se sabe que la alternancia de las temperaturas entre el día-

noche actúan positivamente sobre las etapas de la germinación. Por lo que

el óptimo térmico de la fase de germinación y el de la fase de crecimiento no

tienen por qué coincidir. Así, unas temperaturas estimularían la fase de

germinación y otras la fase de crecimiento (Pérez García et al.1994).

c) Gases.- La mayor parte de las semillas requieren para su germinación un

medio suficientemente aireado que permita una adecuada disponibilidad de

O2 y CO2. De esta forma el embrión obtiene la energía imprescindible para

mantener sus actividades metabólicas.

La mayoría de las semillas germinan bien en atmósfera normal con 21% de

O2 y un 0.03% de CO2. Sin embargo, existen algunas semillas que

aumentan su porcentaje de germinación al disminuir el contenido de O2 por

debajo del 20%.

Para que la germinación tenga éxito, el O2 disuelto en el agua de imbibición

debe poder llegar hasta el embrión. A veces, algunos elementos presentes



en la cubierta seminal como compuestos fenólicos, capaz de mucílago,

macroesclereidas, etc. pueden obstaculizar la germinación de la semilla por

que reducen la difusión del O2 desde el exterior hacia el embrión.

Además, hay que tener en cuenta que, la cantidad de O2 que llega al

embrión disminuye a medida que aumenta disponibilidad de agua en la

semilla.

A todo lo anterior hay que añadir que la temperatura modifica la solubilidad

del O2 en el agua que absorbe la semilla, siendo menor la solubilidad a

medida que aumenta la temperatura. (Pérez García et al.1994).

II.4. Efectos de los tratamientos pre germinativos

Los tratamientos tienen por finalidad de adelantar la maduración del embrión,

quebrar su dormancia o simplemente acelerar su germinación. Existen otras

barreras de la germinación que pueden tener su origen en inhibidores de la

concha o en la permeabilidad de la cascara. De igual forma para facilitar estos

trabajos en viveros, se podrían encontrar al sumergir las semillas en agua, a

temperaturas variables de 80ºC a 100ºC, durante varios periodos de tiempo

que pueden variar de 1 minuto a 10 minutos o más, dependiendo de las

características de las semillas. Melchior G.H. (1982), citado por Jesús Amaya

(1685).

La dormición producida por endocarpos impermeables se elimina en la

naturaleza, mediante la ingesta de los frutos por parte de animales, en cuyo

tracto digestivo se desgasta la pared del endocarpo, lo que favorece la

germinación de las semillas (Halevy, 1974; Winer, 1983). Ésto hace suponer

que en mistol probablemente ocurra lo mismo, ya que sus frutos tienen

dispersión zoocora (Abraham de Noir et al., 2002), citado por S. D. Araoz, et al.

(2006).

En condiciones de laboratorio, la dormición física puede eliminarse o reducirse

mediante la escarificación, cuya finalidad es ablandar, perforar, rasgar o abrir la

cubierta responsable de dicha dormición (Bonner, 1984). Estos tratamientos



pregerminativos se clasifican, de acuerdo al medio o instrumento utilizado, en

escarificación física, ácida y húmeda (Bonner et al., 1974), citado por S. D.

Araoz, et al. (2006).

La remoción completa del endocarpo leñoso, favorece la germinación tanto en

Ziziphus lotus Lam. (Casini y Salvadori, 1980), Ziziphus jujuba Mill. (Kim y Kim,

1983) como en Ziziphus mauritiana Lam., donde tal tratamiento incrementa

significativamente la velocidad (Bajwa et al., 1972) y el porcentaje de

germinación (Grice, 1996; Mankar et al., 1997; Gueye et al., 1998), citado por S.

D. Araoz, et al. (2006).

II.4.1. Acido Sulfúrico Concentrado (H2SO4)

Es el método químico más utilizado en semillas de especies forrajeras

tropicales, porque disuelve, agrieta y debilita las cubiertas del exocarpo, lo cual

permite la entrada de agua e intercambio de gases, facilita la expansión del

embrión y la salida de la radicula. Zulay Flores V. (2002).

II.4.2. Tratamiento con agua fría

Tratamiento con agua fría, consiste en humedecer las semillas y facilitar su

posterior germinación. Este proceso se realiza colocando las semillas dentro de

un recipiente con agua durante 24 a 48hs.

Las semillas en un primer lugar se mantendrán a flote y luego, pasadas unas

horas, comenzaran a depositarse en el fondo. Al terminar este proceso se podrá

ver a simple vista el aumento de volumen. Muchas veces se observará como en

la parte exterior que recubre la semilla se empezaron a generar fisuras.

De esta manera se despierta las enzimas internas de la semilla y se la prepara

para su posterior germinación inmediata. Bonsái Bunjin (2007).

El remojo en agua fría a temperatura del ambiente a veces incrementa la

velocidad de germinación en simillas sin latencia y ligeramente latentes el cual

permite una imbibicion más rápida de la queda del agua, que lo rodea a la



semilla de lo que se puede lograr con mayor rapidez la ruptura de la latencia

física de la testa. (R.LWillan.2000)

II.4.3. Propiedades del Hipoclorito de Sodio en Germinación de Semillas

El uso de hipoclorito de sodio, es muy común ya que tiene una función

importante en el uso industrial Ya que son agentes oxidantes fuertes que

disuelve la materia orgánica dejando al descubierto estas estructuras y, por

tanto, no se disuelven, con mayor fuerza que el peróxido de Hidrógeno o el

Dióxido de Cloro. Su carácter de oxidante fuerte le permite actuar como agente

de blanqueo y desinfección; estas propiedades se aprovechan para el

tratamiento de fibras y a una concentración mayor se utiliza en los tratamientos

pre germinativos es decir ablandamiento de semillas forestales para la

obtención de una mejor capacidad de germinación (H.T Hartmann et al, 1997).

Hipoclorito de sodio (NaOCl) es un compuesto oxidante de rápida acción

utilizado a gran escala para la desinfección de superficies y desinfección del

agua principalmente.

Como agente blanqueante de uso domestico normalmente contiene 5% de

hipoclorito de sodio (con un pH de alrededor de 11, es irritante y corrosivo a los

metales). Pero cuando se ha utilizado para preparar soluciones. Entre sus

muchas propiedades incluyen su amplia y rápida actividad antimicrobiana,

relativa estabilidad, fácil uso y bajo costo.

El hipoclorito es letal para varios microorganismos, virus y bacterias vegetativas,

pero es menos efectivo contra esporas bacterianas, hongos y protozoarios. La

actividad del hipoclorito se ve reducida en presencia de iones metálicos,

biocapas, materiales orgánicos, bajo pH o luz UV. Las soluciones de trabajo

deben ser preparadas diariamente. El cloro comercial que contiene 5%, que

será utilizado para la desinfección de superficies, debe ser diluído 1:10 para

obtener una concentración final de 0.5% de hipoclorito. Cuando se quiere

desinfectar líquidos que pueden contener material orgánico, debe tenerse una

concentración final de 1% de hipoclorito. (F. Dolberg, 2006)



II.5. Generalidades de la Especie Spartium junceum

II.5.1. Origen de la Especie

El nombre científico deriva del griego spartion, voz para designar a distintas

plantas productoras de fibras textiles y empleadas para hacer ataduras. Del

griego Soarton liga. Spartium junceum, llamada retama es una planta perenne,

leguminosa, arbusto nativo del Mediterráneo en el sur de Europa, sudoeste de

Asia, noroeste de África, ubicado en sitios soleados, usualmente suelos áridos y

arenosos. Es una especie del género Spartium, muy relacionado con otros

arbustos de los géneros Chamaecytisus, Cytisus, Genista.

Arbusto traído al Perú en 1580 por Melchor de Avalos, oriundo de Arequipa y

que se adaptó perfectamente, siendo común su presencia en la costa y sierra

peruanas hasta los 3000 metros sobre el nivel del mar.

En Perú, se la conoce como retama, y se ha vuelto muy invasora en algunas

áreas. Es muy usada como planta ornamental. La retama se ha hecho un

camino en la botánica de las etnias aymara y quechua, entre las que se piensa

que protege contra el mal, probablemente bajo la influencia de similares

tradiciones de origen español. Espigas florales de retama se guardan en la casa,

y los vendedores callejeros dejan sus ramos en sus barracas cuando cierran al

anochecer.,Pedro.Tenorio.(2008).

II.5.2. Descripción Taxonómica de la Especie

Reino : Plantae

Subreino : Traqueobionta (plantas vasculares)

Superdivisión : Spermatophyta (plantas con semillas)

División : Magnoliophyta (plantas con flor)

Subclase : Rosidae

Orden : Fabales.

Familia : Fabaceae

Subfamilia : Faboideae



Tribu : Genisteae

Género : Spartium

Especie : S. junceum

II.5.3. Descripción Dendrológica y Morfológica de la Especie

Tamaño: Típicamente crece de 2 a 4 m de altura, raramente 5 m.

Tallo: Muy ramificado, con las ramas cilíndricas, verdes, estriadas,

prácticamente desprovistas de hojas (las hojas en las ramas más

jóvenes).

Hojas: Alternas, caedizas, muy angostas, a veces más anchas hacia

el ápice, de hasta 3.5 cm de largo y hasta 5 mm de ancho, a veces

puntiagudas, márgenes enteros, angostadas hacia la base, de color

verde-azuloso, con pelillos recostados sobre la superficie.

Inflorescencia: Las flores dispuestas en racimos laxos, ubicados en

las puntas de las ramas. Las brácteas y bractéolas diminutas y

caedizas.

Flores: Grandes y vistosas, de 2 cm o más de largo, amarillas; el cáliz

es un tubo corto con el ápice asimétrico y con dientes diminutos; la

corola de 5 pétalos desiguales, el más externo es el más ancho y

vistoso, casi circular, llamado estandarte, en seguida se ubica un par

de pétalos laterales (más largos que los demás) similares entre sí

llamados alas y por último los dos más internos, también similares

entre sí y generalmente fusionados forman la quilla que envuelve a los

estambres y al ovario; estambres 10, los filamentos unidos formando

un tubo; ovario sésil, angosto, con un estilo delgado y curvado, sin

pelillos.

Frutos y semillas: Los frutos son legumbres lineares, aplanadas, de

hasta 7 cm de largo, y hasta 8 mm de ancho, que al madurar se abren.



Semillas casi circulares, de hasta 5 mm de diámetro, de color café-

rojizo y con la superficie porosa.

II.5.4. Características Ecológicas de la Especie

Biología y ecología: Propagación, dispersión y germinación, Se

propaga por semillas.

Ciclo de vida: Planta perenne.

Fenología: Florece y fructifica durante todo el año, pero

principalmente en abril y mayo.

Forma de polinización: Es polinizada por abejas.

Clima: Tropical, con alta precipitación pluvial y elevada humedad

relativa.

Suelo: Es una especie rústica poco exigente en condiciones de suelo.

Biotopo de poblacionales naturales: Habita en terrenos inundables

y no inundables, chacras nuevas y pastizales, en campo abierto y

sombreado. Es resistente a la inundación.

Cultivo

Época de siembra: En cualquier época del año.

Espaciamiento: Distanciamiento de 3m x 3m o 7mx7m.

Labores de cultivo: No requiere de mayores cuidados.

Enemigos naturales: No se tiene información.

Propagación: Mediante semilla sexual, que germina

aproximadamente después de 5 días de la siembra.

II.5.5. Distribución Ecológica en el Perú

Geográficamente se distribuye desde México hasta Bolivia. En el Perú se

encuentra en los departamentos de Loreto, Amazonas y Junín.

Ecológicamente, lo encontramos en las siguientes zonas de vida: Bosque seco

– Montano bajo Tropical (bs - MBT) y Bosque seco – Montano bajo

subtropical (bs - MBS)



Esta zona de vida totaliza un área que comprende el 1.55% de la extensión

territorial del país. Ocupa los valles meso andinos entre los 2500 y 3200

m.s.n.m. las ciudades más importantes que se ubican dentro de estas zonas de

vida son: Urcos, Huancayo, Chiquian, Huaraz y Cajamarca.

El clima varía de 16.5 máx. y una min. de 10.9, en promedio el máximo de

precipitación es de 449 mm.

La vegetación primaria ha sido fuertemente deteriorada y sustituida en gran

parte por los cultivos que se llevan a cabo mediante el riego o con la lluvia. Un

indicador vegetal muy significativo en esta zona de vida es la retama (Spartium

junseum), de flores amarillas que tipifican el valle del Mantaro. Principalmente en

las localidades de San Jerónimo y Orcotuna, el maguey (agave americano), el

eucalipto (Eucalyptus globulus), guinda (Prunus capullin) y la chamana

(Dodonaea viscosa). ONERN (1976).



III. MATERIALES Y METODOS

III.1. Lugar de Ejecución

El lugar de ejecución del proyecto experimental se realizara en el laboratorio

tecnológico de la Facultad de Ciencias Forestales y del Ambiente de la

Universidad Nacional del Centro del Perú – Huancayo.

III.2. Semilla

Se utilizo 600 semillas cuyo equivalente en peso fue de 12gr peso que se

determino en una balanza de precisión de la facultad de ciencias forestales de

la UNCP la metodología para la recolección de semillas se procedió conforme

alas técnicas silviculturales, que consiste en ubicar especies homogéneos e

individuos mejor conformados.

En el caso de la especie en estudio no se ha podido localizar conforme a

dichas técnicas, rodales homogéneos en la zona de recolección la mayoría de

los individuos se encuentran asociados con especies de otras familias, la

misma que dificulto una mejor selección y por consiguiente un mejor resultado

en esta actividad.

Por otro lado por tratarse de una especie arbustiva sin ningún control

silvicultural en cuanto ala edad y formación del fuste y otros parámetros que

se toman en cuenta para esta actividad; por lo que se procedió ala recolección

siguiendo la etapa de madurez del fruto se manifiesta con la caída natural al

suelo. Las vainas de la retama son dehiscentes es decir deja liberada alas

semillas de la vaina en un corto tiempo, factor positivo para su regeneración

natural. La extracción de las semillas se procedió vaina por vaina.



Con el fin de llevar un control mas coherente de las semillas buenas y vanas

por vaina lo que se determinó los promedios que se indican a continuación.

Total de semillas por vaina 20

Semillas buenas por vaina 17

Semillas malas por vaina 3

Peso de semillas buenas 0.42gr

Peso de una buena semilla 0.021gr

III.3. Análisis de Calidad de Semilla

Para este fin se procedió en base promedio de 1000 semillas, cuyo peso se

determino por el método de repetición de pesadas poniéndose los siguientes

resultados.

Aplicando la formula se tiene:

∑ De pesadas

X = ---------------------

Nº de pesadas

217.28 gr

X = -------------

10

X = 21.72 gr/1000 semillas

Por consiguiente el peso de mil semillas es 21.72grs.



Cuadro Nº 01: Calidad de Semilla

Descripción generalEspecie forestal

Nombre científico Spartium junceum

Nombre vulgar retama

Lugar de origen San Jerónimo

Fecha de siembra 24/11/08

Finalización del ensayo 24/12/08

Resultado de ensayo moderadamente bueno

Grado de pureza 76%

Peso de mil semillas 21.72gr

Poder germinativo (H4S2O) 30,50 %

III.4. Equipos e Instrumental

Camas de almacigo

Se utilizo 12 Tapers almacigueros cuyas dimensiones son de 10 cm de

diámetro y 7 cm de altura, cada Tapers constituyo una unidad experimental.

Materiales

a) De gabinete

Internet

Tesis

Computadora

USB

Manuales de Producción de Plantas Forestales

Materiales de escritorio

b) De laboratorio

Agua de caño

Semillas

Frascos ½ Kilo de plástico

Cocina eléctrica



Lejía domestica

Acido sulfúrico

Tapers de plástico

Varilla de vidrio

Matraz

Probeta

Balanza electrónica

Guantes

Libreta de apuntes

Guardapolvo

Mascarilla

Cámara digital

Termómetro

Bolsas de papel

Recipientes de plásticos

Reloj.

Cajas de madera

Olla.

Otros.

c) De campo

Arena de rio

Lampa

Pico

Bolsas de plástico

Cernidor de tierra

III.5. Tratamientos

III.5.1. Acido sulfúrico

Se utilizo este reactivo al 98% comercial reducido al 5% de concentración

requerida para la concentración para reducir el acido del porcentaje comercial en

la concentración requerida se procedió aplicando la formula de reducción cuya

representación matemática es conocida.



V1 * C1 = V2 * C2

De donde:

V1 = Volumen de solución requerida

V2 = Volumen requerida en acido sulfúrico

C1 = Concentración requerida

C2 = Concentración Comercial

Para el caso del ensayo experimental se tiene

V1 = 30 cc

V2 =?

C1 = 5%

C2 = 98%

V2 = 0.9183cc

Se ha requerido 0.9183cc de acido sulfúrico para preparar una solución de 30 cc

para lo que se ha requerido 29.08cc de agua destilada.

En dicha solución se sometió 150 semillas en remojo 15minutos pasando este

tiempo se procedió al lavado de las semillas lavadas en agua fría con el

propósito de neutralizar el acido de las semillas de esta manera evitar cualquier

factor inhibidor de la germinación, luego se realizo estas labores, se realizo la

siembra respectiva.

III.5.2. Hipoclorito de sodio

Se utilizo este reactivo al 5.25% comercial reducido al 5% de concentración

requerida para la concentración para reducir el acido del porcentaje comercial en

la concentración requerida se procedió aplicando la formula de reducción cuya

representación matemática es conocida.

V1 * C1 = V2 * C2

De donde:

V1 = Volumen de solución requerida

V2 = Volumen requerida en acido sulfúrico

C1 = Concentración requerida



C2 = Concentración Comercial

Para el caso del ensayo experimental se tiene

V1 = 30 cc

V2 = ?

C1 = 5%

C2 = 5.25%

V2 = 28.57cc

Se ha requerido 28.57cc de hipoclorito de sodio para preparar una solución de

30 cc para lo que se ha requerido 1.4285 cc de agua destilada.

En dicha solución se sometió 150 semillas en remojo 30 minutos pasando este

tiempo se procedió al lavado de las semillas lavadas en agua fría con el

propósito de neutralizar el hipoclorito de sodio de las semillas de esta manera

evitar cualquier factor inhibidor de la germinación, luego se realizo estas labores,

se realizo la siembra respectiva.

III.5.3. Remojo en agua fría

Se utilizo agua fría de caño (potable) a temperatura de ambiente, en 1 Tapers o

recipientes de plástico, previamente etiquetados, el agua utilizada deberá ser lo

suficientemente para cubrir las semillas. Agregar las semillas en un número de

150 unidades en un periodo de tiempo que permaneció las semillas en remojo

de: 24 horas.

Después de haber el periodo respectivo de tiempo, se seco las semillas por 6

horas, bajo sombra y a temperatura de ambiente, para luego almacigar.

III.6. Marcha Sistemática de la Investigación

III.6.1. Diseño experimental:

Para este fin se utilizo el diseño experimental completamente al azar constituido

de la siguiente forma:

Factor en estudio: germinación.

Número de repeticiones: 04



Numero de tratamientos: 03

Numero de semillas por repetición: 150 semillas.

Numero de semillas por unidad experimental: 50

III.6.2. Croquis del experimento

Se utilizo a los Tapers almacigueras como camas almacigo

CLAVE:

A: Agua fría

B: Hipoclorito de sodio

C: Acido sulfúrico

D: Testigo

Este tratamiento es útil cuando las unidades experimentales son homogéneas es

decir cuando la variación entre ellas es pequeña, se aplican en experimentos de

laboratorio, invernadero y los tratamiento se asignan en forma aleatoria.

Ventajas:

Es flexible debido al número de tratamientos y repeticiones solo esta

limitado por el número de unidades experimentales disponibles.

El número de repeticiones puede variar de un tratamiento a otro

Análisis estadístico simple aun cuando el número de repeticiones difiere

III.7. Determinación del Porcentaje de Germinación

Para este caso se ha determinado mediante la relación siguiente donde:

X=2a

Donde:

X = porcentaje

a = promedio de semillas germinadas

Lo que resulta una relación porcentual, lo que se aplicara esta relación el

promedio de semillas germinadas por tratamiento.


D C A B

A B C D

B A D C

C D B A


Para el caso de ensayo se tiene 50 semillas por unidad experimental es al

100%.

a, promedio de semillas germinadas es a x %. de lo que resulta la relación

indicada.

III.8. Estadísticos Evaluados

Para los fines de evaluación se ha tomado en cuenta el numero de semillas

tratadas, sembradas en cada repetición y tratamiento, el numero de semillas

germinadas por repetición y tratamiento a través de contadas.

El promedio de germinación por tratamiento para determinar el porcentaje de

germinación

Las características de calidad de semilla en sus unidades de repetición.

El peso de 1000 en gramos

III.9. Análisis completamente al azar o aleatorio.

Para este fin se ha conducido en el diseño completamente ala azar con tres

tratamientos y tres repeticiones conducidos mediante el modelo aditivo lineal

cuya representación matemática es la siguiente.

X i j = µ + α i +ε i j

Donde:

X i j = cualquier valor del rendimiento

µ = promedio de la población

α i = efecto del i-esimo tratamiento

ε i j = error aleatorio

Cuadro Nº 02: Análisis de Varianza

FUENTE DE VIABILIDAD S.C. G.L. C.M. F.C.

TRATAMIENTOS Σx²i./n–Fc t-1 SCT/GLT CMT/CME

ERROR EXPERIMENTAL [Σx²ĳ./n–Fc]-[Σx²i./n–Fc] t(n-1) SCE/GLE

TOTAL Σx²ĳ./n–Fc n*t-1

Donde:



n = Numero de repeticiones

t = Numero de tratamientos

III.10. Prueba de Tukey

Este método se aplica para realizar todas las comparaciones múltiples que son

posibles con t; tratamientos el procedimiento consiste en calcular con valor

teórico común o diferencias mínima significativa mediante la siguiente formula.

ω ó A.L.S. (T) = q α (P1 ; n2) * Sx

Donde:

ω ó A.L.S. (T) = Amplitud de de limite de significancia de tukey.

q α (P1; n2) = Valor tabulado o valor critico.

P1 = Numero de tratamientos

n2 = Numero de grados de libertad

Sx = Error estándar de medias



IV. RESULTADOS

Cuadro Nº 01: Control de Germinación

º DE DIASNº DE SEMILLAS GERMINADAS POR TRATAMIENTOS

Agua fría Hipoclorito de sodio Acido sulfúrico Testigo

DIAS FECHAS I II III IV I II III IV I II III IV I II III IV

Viernes 19/12/2008 1 1 1 2 2 1 2 1 1 1

Sábado 20/12/2008 2 2 2 1 1 3 2 2 2 3 1 2 1

Domingo 21/12/2008 1 1 2 1 2 2 2 2 4 2 2

Lunes 22/12/2008 1 2 1 2 1 2 5 3 5 2 3 3 2

Martes 23/12/2008 2 2 2 1 2 2 4 2 2 2 3 5 1 2 1 3

Miércoles 24/12/2008 3 3 1 1 3 3 4 4 4 4 4 5 3 3 2 2

SUMATOTAL 5 9 7 5 8 10 11 12 14 15 15 17 12 13 11 11

PROMEDIO 2.50 1.80 1.40 1.25 2.00 2.00 2.20 2.40 2.33 3.00 2.50 4.25 2.00 2.60 1.83 1.83



IV.1. Determinación del Porcentaje de Germinación

Cuadro Nº 02: Porcentaje de Germinación

Tratamientos Nº de semillas germinadas

Porcentaje

A 26 13%B 41 20.50%C 61 30.50%D 47 23.50%

A B C D0%

5%

10%

15%

20%

25%

30%

35%

13.00%

20.50%

30.50%

23.50%

Grafico

Porcentaje

tratamientos

porc

enta

je d

e se

mill

as g

erm

inad

as

IV.2. Análisis Estadístico

Yij ó Xij = u + αi + εj

Cuadro Nº 03: Análisis de Varianza

Cuadro Nº 04: Coeficiente de Variación


Factor de Varianza S.C g.l C.M Fc F 0,005

Tratamientos 157.69 3 52.56 23.15* 3,49Error 27.25 12 2.27Total 184.94 15


IV.3. Prueba de Tukey.

w= 2.84

C D B A15.3 11.75 10.3 6.50

C-D 3.5 **C-B 5 **C-A 8.75 **D-B 1.5 N.S.D-A 5.25 **B-A 3.75 **

Cuadro Nº 05: Interpretación Según Tukey

ORDEN DE MERITO

PRUEBAS GERMINACION SIGNIFICANCIA

1 C 15.25 a2 D 11.75

b3 B 10.254 A 6.50 c

IV.4. Cuadro de Análisis de Pureza de la Semilla

% Pureza= (45.16/59.55)*100

% Pureza= 76%


CV% 13.7745


V. DISCUSION

Según estudios realizados por Damelys Sanabria et al, 2004 en la especie

Casia muchata (leguminosa) con tratamiento pre germinativo en acido

sulfúrico a 6.7% en un periodo de 24 minutos alcanzo un 74% de poder

germinativo mientras que en el experimento realizado para la especie

Spartium junceum obteniendo un poder germinativo 30.5% a un tiempo de

inmersión de 30 minutos y a una concentración de 5% de acido sulfúrico.

Según Sánchez Y. et al 2006en la especie Leucaena Leucocephala

(leguminosa) con inmersión en agua fría por un periodo de 20 horas,

obteniendo un 80% de poder germinativo; mientras que en el experimento

realizado para la especie Spartium junceum obteniendo un poder germinativo

13% a un tiempo de inmersión de 24 horas en agua fría.

En el año de 1981, Sánchez J. et al desarrollo estudios de tratamientos pre

germinativos, usando hipoclorito de sodio a una concentración de 2%en un

tiempo de inmersión de horas, con las semillas de la especie Parthenium

argentatum, obteniendo resultados de (70 a 85)% de poder germinativos. así

mismo, en el diseño experimental desarrollado en el presente año, se obtuvo

un poder germinativo de 20.50%. a una concentración de 3% por un intervalo

de tiempo de 30 minutos.

Debido al reacción química y a la concentración del acido sulfúrico, a

permitido acelerar la latencia (embrión) y como consecuencia se obtuvo

mayor porcentaje del poder germinativo.



VI. CONCLUCIONES

En el tratamiento pre germinativo, inmersión en acido sulfúrico, a una

concentración del 5% y un tiempo 30 minutos de inmersión, resulto tener

mayor efectividad en poder germinativo (30.5%), respecto al testigo y a los

otros tratamientos. A su ves el testigo tiene un porcentaje de (23.50%) de

poder germinativo, siendo a su ves mayor al tratamiento pre germinativo,

inmersión en hipoclorito de sodio, teniendo poder germinativo de (20.5%),y el

de agua fría con un poder germinativo de 13%.

Habiendo obtenido un valor de Fc = 23.15 y F0.05 = 3.49; se afirma por lo tanto

que existe diferencia estadística significativa, entre los tratamientos; es decir

que estos tratamientos son aditivos.

Según la prueba de comparación de medias para los tratamientos pre

germinativos según tukey se ha afirma que, el tratamiento pre germinativos

con hipoclorito de sodio y el testigo estadísticamente no existe diferencia

estadística significativa. Debido a que la diferencia de las medias de estos

tratamientos es menor a la amplitud de límite de significancia; a su ves es

inferior al tratamiento pre germinativo en acido sulfúrico y mayor que el

tratamiento con agua fría



VII. RECOMENDACIÓN

Para las condiciones en que se efectuó el presente ensayo experimentales de

acuerdo a los resultados en los análisis estadísticos, recomienda realizar el

tratamiento pre germinativo en inmersión con acido sulfúrico a una

concentración del 5% a un tiempo de 30 minutos, para propagar la especie de

Spartium junceum, por medio de semillas.

Realizar estudios de propagación de Spartium junceum, por medio de

semillas aplicando otros tratamientos pre germinativos tales como la

escarificación y analizar estudios de viabilidad.

VIII. ANEXOS



VIII.1. Cuadro de control de riego

TIEMPO Nº DE VECES POR SEMANASEMANAS FECHAS Lunes Martes Miércoles Jueves Viernes Sábado Domingo

Primera 24/11/08 X X X X X X XSegunda 01/12/08 X X X X X X XTercera 08/12/08 X X X X X X XCuarta 15/12/08 X X X X X X XQuinta 22/12/08 X X X X X X XSexta 29/12/08 X X X X X X X

6 semanas 42 días

VIII.2. Fotografías durante todo el proceso del Experimento

FOTO Nº 01: Selección de Semillas de retama (Spartium junseum)



FOTO Nº 02: Peso de las semillas

FOTO Nº 03: Hallando las diferentes concentraciones



FOTO Nº 05: Germinación de semillas en sustrato



FOTO Nº 06: Grupo de trabajo en el laboratorio



IX. REVISION BIBLIOGRAFICA

1. Amaya Cubas Jesús Alcides “Tratamientos Pre-germinativos de Juglans netropica Diels y Podocarpùs rospigliosii Pilger, en Inmersiones de Agua y Acido Giberelico”, (Tesis). Huancayo – Peru. Facultad de Ciencias Forestales y del Ambiente – UNCP; 1985.

2. Carlos Romeo Pérez Funes Ministerio de Agricultura y Ganadería Dirección General de Recursos Naturales Renovables Servicio Forestal y de Fauna. Guía Dendroenergetica SOYAPANGO, diciembre de 2000 7Pg. http://www.utm.mx/~temas/temas-docs/n0855.pdf

3. Contreras García J. D. “Ensayos de Tratamientos Pre-germinativos en Semillas de Podocarpus rospigliosii Pilger (Ulcumano) y Podocarpus montanus (Diablo fuerte)”, (Tesis). Huancayo – Peru. Facultad de Ciencias Forestales y del Ambiente – UNCP; 1985.

4. Damelys Sanabria, Ramón Silva Acuña, BIOAGRO. Germinación de Semillas de las Leguminosas Arbustivas y Forrajeras, 2004 http://pegasus.ucla.edu.ve/bioagro/Rev16(3)/10.%20Germinaci%C3%B3n%20de%20semillas.pdf

5. Guillermo Arancibia B. Centro Tecnológico de la Planta Forestal, Evaluación de los Diversos Tratamientos Pregerminativos en Toromiro, 6 de marzo del 2008. Pg.12 http://fcf.unse.edu.ar/pdf/Quebracho/Q13-08-araoz.pdf

6. Hartmann t., Hudson; dale e. Kester y Fred t. Davies, JR.1990 Plant Propagation: Principles and Practices. Fifth edition. Regents/Prentice Hall. Englewood Cliffs, New Jersey. USA. 647 p.



7. Pérez García F. Y Martínez Laborde, introducción a la fisiología vegetal, 1994 http://www.etsmre.upv.es/varios/biologia/Temas/tema_17.htm#Factores%20internos.

8. Saúl Martínez Ramírez, Juan Manuel García Blanco, Efecto de Cuatro Tratamientos Pre germinativos de Acacia Bilimekii http://www.utm.mx/~temas/temas-docs/n0855.pdf

9. S. Rossini Campon & M. Bueno germinación de las semillas en algunas especies americanas de fabaceae, 2006. http://www.institucional.us.es/revistas/revistas/lagascalia/pdf/numeros/26/art8.pdf.

10. Tenorio Lezama Pedro, Comisión Nacional para el Conocimiento y uso de la Biodiversidad [en línea]. 2006 [Consulta: 21 de octubre de 2008]. Disponible en World wide.web:<http://www.conabio.gob.mx/malezasdemexico/fabaceae/spartium-junceum/fichas/pagina1.htm - 4k> .

11. Instituto nacional de innovación agraria, [en línea]. 2004 [Consulta: 21 de octubre de 2008].Disponible en World Wide Web: <http://www.inia.gob.pe/documentos/PSP%20CUYES%20Tomo%202.pdf >.

12.Ministerio de agricultura, [en línea]. [Consulta: 23 de octubre de 2008]. Disponible en World Wide Web: <http:// www.minag.gob.pe/download/pdf/sectoragrario/agricola/lineasdecultivosemergentes/RETAMA.pdf ->

13. [en línea]: de la biblioteca. <http:// www.botanical-online.com/fotosspartiumjunceum.htm > [Consulta: 21 de abril de 1999].

14.Mapa ecológico del Perú. Oficina nacional de evaluación de recursos naturales (ONERN).1976.

15.Y. Sánchez Paz, M. Ramírez Villalobos, 2006, tratamientos Pre germinativos en semillas de leucaena leucosephala (Lam). Venezuela [revista virtual]:Universidad de Zulia Facultad de Agronomía,

www.revfacagronluz.org.ve/PDF/julio_septiembre2006/ysanchezpaz.pdf

16.Sánchez J. L. , Campos López y Gonzáles Serna R , 1981, Parthenium argentatum [revista virtual]: www.conabio.gob.mx/conocimiento/info_especies/arboles/doctos/8-aster2m.pdf

17.Carlos romero Pérez funes, 2000, Diphysa robinioides Benth, Republica el Salvador, [revista virtual]:www.mag.gob.sv/administrador/archivos/0/file_223.pdf.



18.HARTMANN, H. y KESTER, D. 1988. Propagación de Plantas. México D.F. Compañía Editorial Continental, S.A. de C.V. 760 p. [Consulta: 21 de octubre de 2008].wide.web:< http://www.cesaf.uchile.cl/cesaf/n14/4.html > .

19. WILLAN, R.L. 1991. Guía para la manipulación de semillas forestales, estudio con especial

referencia a los trópicos. FAO Montes 20/2. 502 p. [Consulta: 21 de octubre de 2008].wide.web:< http://www.cesaf.uchile.cl/cesaf/n14/4.html > .

20.Zulay Flores V. La Tecnología de semillas forrajeras en Venezuela - Selección de especies y latencia [en línea]. 2005 [Consulta: 30 de diciembre de 2008]. Disponible en PDF. www.ceniap.gov.ve/publica/divulga/fd58/lainve.html - 21k -

21.S. D. ARAOZ y O. T. DEL LONGO. Tratamientos pregerminativos para romper la dormición física impuesta por el endocarpo en Ziziphus mistol Grisebach. [en línea]. 2006 [Consulta: 30 de diciembre de 2008]. Disponible en PDF. www.rlc.fao.org/es/agricultura/aup/pdf/mexico.pdf -

22.R. LWillan .Pre tatamientos de semillas, [en línea]. 2000 [Consulta: 30 de diciembre de 2008]. Disponible en PDF. http://orton.catie.ac.cr/repdoc/A0025S/A0025S04.pdf.

23.Fernando Dolberg, uso industrial de hipoclorito de sodio, [en línea]. 2006 [Consulta: 30 de diciembre de 2008]. Disponible en PDF. www.proquimsaec.com/PDF/HojaSeguridad/HS_Hipoclorito_de_Sodio.pdf

24.H.T Hartmann, D.E Kester.F.T. davies. Principales practicas de propagacion de semillas forestales - 6ta Edición 1997., [en línea]. [Consulta: 30 de diciembre de 2008]. Disponible en URL. http://www.cesaf.uchile.cl/cesaf/n14/4.html.


http://www.proquimsaec.com/PDF/HojaSeguridad/HS_Hipoclorito_de_Sodio.pdf

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