LIMNOLOGIA 2005D E P A R T A M E N T O D E E C O L O G I A , G E N E T I C A Y E V O L U C I O N

F A C U L T A D D E C I E N C I A S E X A C T A S Y N A T U R A L E SU N I V E R S I D A D D E B U E N O S A I R E S

Limnología 1

LIMNOLOGIA

Guía de Trabajos Prácticos 2005

Cátedra de Limnología

Departamento de Ecología, Genética y Evolución Facultad de Ciencias Exactas y Naturales

Universidad de Buenos Aires

http://biolo.bg.fcen.uba.ar/limn.htm

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Contenido Programa........................................................................................................................ 3 Reglamento interno del curso......................................................................................... 6 De los seminarios ........................................................................................................... 7 De los informes............................................................................................................... 7 Bibliografía general del curso ....................................................................................... 14 Trabajos prácticos ........................................................................................................ 16

Trabajos más usuales para la tipificación general de un cuerpo léntico.................. 17 Morfometría.............................................................................................................. 19 Determinación de pigmentos fotosintéticos ............................................................. 34 Producción primaria fitoplanctónica en un estanque eutrófico urbano .................... 38 Limnología regional.................................................................................................. 41 Calor y temperatura en cuerpos lénticos ................................................................ 50 Efecto de la contaminación sobre la comunidad bacteriana de un

cuerpo de agua lótico bonaerense ...................................................................... 57 Determinación y mapeo de la calidad del agua en cursos lóticos ........................... 63 Determinación de la edad y el crecimiento en peces .............................................. 71 Tasas de filtración en organismos bentónicos......................................................... 75 Equilibrios alternativos en lagunas vegetadas......................................................... 83

Métodos........................................................................................................................ 90 Comunidades dulceacuícolas .................................................................................. 91 Plancton ................................................................................................................... 92 Peces ..................................................................................................................... 113 Neuston.................................................................................................................. 127 Pleuston, bafon, plocon, etc................................................................................... 128 Perifiton.................................................................................................................. 129 Bentos.................................................................................................................... 130 Granulometría de sedimentos................................................................................ 135 Algunas determinaciones químicas en limnología................................................. 140

Oxígeno disuelto ............................................................................................... 141 Producción primaria, método del oxígeno disuelto. .......................................... 146 Carbono inorgánico .......................................................................................... 149 Alcalinidad ......................................................................................................... 151 Demanda química de oxígeno (DQO) ............................................................... 153 Fosfatos............................................................................................................. 154 Determinación de la concentración de sólidos disueltos y en suspensión........ 156 Compuestos de nitrógeno ................................................................................. 157 Valoración cualitativa de la materia orgánica.................................................... 158

Algunas reglas básicas de higiene y seguridad en laboratorios................................. 160

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Programa IMPORTANTE. El temario del examen final de la materia incluye TODOS los tópicos listados en este programa. Algunos de ellos están adecuadamente desarrollados en la guía de TP, motivo por el cual no se exponen detalladamente en las clases teóricas. Los temas que no se traten en teóricas ni en la guía de TP deben ser preparados para el final sobre la base de los textos generales de limnología que se listan en la página 12 de la guía. Introducción a la limnología. La limnología en las ciencias ecológicas. Concepto de estructura (ejemplos: poblaciones, comunidades). Relaciones con otras ciencias y ramas de la limnología. El agua como hábitat. Propiedades físicas de la molécula de agua. Compuestos disueltos: gases, elementos mayores y menores, materia orgánica. Bacterias: importancia, distribución, abundancia. Métodos de determinación de su numerosidad (cultivos en medio sólido y en medio líquido, cálculo del NMP - método de Wilson). Vegetales dulceacuícolas. Diversidad biológica. Forma y función, adaptaciones al medio acuático, hábitat, relaciones tróficas, importancia ecológica, distribución espacial y temporal. Grandes grupos taxonómicos. Animales dulceacuícolas. Comparación con la fauna marina, factores ambientales, adaptaciones, anabiosis, caracteres generales. Orígenes de la fauna dulceacuícola, abolengos, vías de colonización, faunas relictuales. Revisión general de los taxones dulceacuícolas: clasificación, diversidad, importancia, ecología, cosmopolitismo. Las comunidades de vida en los ambientes acuáticos continentales: definiciones, caracterización y estructura. Plancton, perifiton, bentos, pleuston, neuston. Otras clasificaciones. La zona litoral. Las macrófitas, adaptaciones morfológicas, estratificación. Fitoplancton: componentes esenciales, adaptaciones. Estructura y dinámica. Métodos de estudio. Fluctuaciones estacionales: factores determinantes. Bioensayos para la evaluación de los nutrientes limitantes. El cloroplasto: estructura y función. Tipos de plástidos y adaptaciones al medio. Pigmentos: clorofilas, carotenos, xantofilas. El espectro de absorción. Relación entre pigmentos: importancia ecológica. Metabolismo de las poblaciones fitoplanctónicas. Métodos de determinación, correcciones. Cálculo de la producción primaria por el método de las botellas clara y oscura, correcciones, errores. Otros métodos para estimar la producción primaria. Distribución vertical del zooplancton. Migraciones diarias, ontogenéticas y estacionales. Ventajas adaptativas de las migraciones verticales. Distribución vertical de la biomasa. Adaptaciones a la profundidad. Aspectos metodológicos. Diseño de muestreos: generalidades, propósitos. Relaciones entre el diseño y las finalidades del estudio, el análisis de las muestras, el tratamiento de los datos. Precisión y confiabilidad. Tipos de diseño: regulares, al azar, estratificados. Muestreos regresivos. La relación entre la equitabilidad y el tamaño muestral. Variabilidad real y aleatoria. Gradientes. Métodos de estudio del zooplancton: aparatos de muestreo. Redes: esquema, componentes, modelos, redes especiales. Eficiencia de filtración, tipos de malla, evasión,

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estimación de la cantidad de agua filtrada, profundidad de muestreo. Bombas de succión: tipos, operación, ventajas y desventajas. Botellas: tipos, operación, ventajas y desventajas. Métodos misceláneos. Análisis comparativo de los diferentes muestreadores de plancton. Submuestreo. Aparatos, operación, recomendaciones. Fraccionamiento selectivo. Trampas de sedimento. Diseño, modelos, aplicaciones. Ventajas y limitaciones. Métodos de estudio del bentos: recolección (dragas, extractores de testigos), tratamiento ulterior del material. Granulometría: importancia, métodos de determinación. Métodos especiales para otros hábitats (litoral, pleuston, neuston, aguas corrientes, etc.). Peces. Artes y maniobras de pesca, artes pasivas y activas, otros métodos. Dinámica poblacional: determinación de la edad, crecimineto, cohortes, fecundidad, mortalidad. Recuentos de organismos: procedimientos, aparatos. Recuentos automáticos. Cálculo del error de recuento. Tratamiento de los datos. Estimaciones y transformaciones. Clases de abundancia. Biomasa. Expresiones, determinación - métodos. Biovolúmenes. Biomasa de la vegetación palustre. Tablas de equivalencias. Análisis de los datos en estudios ecológicos de ambientes acuáticos. Métodos univariados y multivariados. Ordenamiento multivariado: índices, tratamientos. Análisis de cluster, PCA, funciones discriminantes. Ejemplos en distribución, taxonomía numérica. Recomendaciones generales para el armado de manuscritos. División y ordenamiento del material, estilo, bibliografía, tablas y figuras, tipografías. Evaluación de manuscritos. Factores ambientales: balance hídrico, luz, calor, movimientos del agua, hielos. Método de determinación del oxígeno disuelto, del carbono inorgánico, alcalinidad, DQO, fosfatos, sólidos disueltos y en suspensión, compuestos del nitrógeno. Cálculo de la cantidad de calor de un cuerpo léntico, balance térmico. Morfometría de cuerpos lénticos (longitud y ancho máximo total y máximo efectiva, perímetro, área, desarrollo de línea de costa, profundidad): métodos de medición y relevancia para el metabolismo general de los cuerpos de agua. Caracterización y clasificación de cuerpos lóticos (ríos, manantiales, arroyos). Factores ecológicos, sucesión espacial. Teoría del contínuo, del espiralado de nutrientes y de los pulsos de inundación. Número de orden de un río. Cuerpos de agua lénticos: generalidades, distribución y dimensiones. Génesis: tectónicos, volcánicos, deslizamientos, glaciales, de disolución, por acción de ríos, por erosión eólica, por procesos costeros, por procesos orgánicos, meteoríticos. Embalses y represas: comparación con cuerpos lagos, distribución, longevidad, impactos negativos y posotovos. Caracterización y clasificación de cuerpos lénticos. Lagos y lagunas. Las lagunas pampásicas. Pantanos, esteros, bañados, aguas epifíticas, embalses, estanques. Ambientes mixohalinos: albuferas, estuarios, manglares. Aguas subterráneas, aguas termales, ambientes contaminados. Producción animal. Generalidades, definiciones. Alimentación y eficiencias de conversión. Métodos de estimación de la producción animal, cohortes.

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Ontogenia de los sistemas acuáticos. Oligotrofia y eutrofia. Eutroficación. Características, mecanismos, diagnóstico. Sistemas distróficos. Saprobiosis. Algunas aplicaciones de la limnología biológica. Problemas en el manejo de las aguas. Lagos artificiales y represas. Las especies introducidas e invasoras en sistemas de agua dulce. Vías del introducción, mecanismos, causas, evolución histórica. El problema a nivel mundial y en la Argentina. Ejemplos y casos emblemáticos. Aspectos negativos y positivos. Limnología regional: clasificación de ambientes acuáticos. Métodos de clasificación. Factores climáticos, geológicos y morfométricos. Aplicaciones. Contaminación del agua: carácter de los contaminantes, impurezas. DBO y DQO. Microorganismos. Desechos industriales, detergentes. Método de estudio de un gradiente de contaminación en cuerpos lóticos. Purificación del agua. Organización y utilidad de las bases de datos bibliográficos (catalogación, palabras/códigos clave, búsquedas). Proveedores de abstracts. Internet.

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Reglamento interno del curso • Los trabajos prácticos se llevarán a cabo dos veces por semana, siendo cada uno de 4

hs. Se concederá una tolerancia de 10 minutos para la iniciación de los mismos, pasados los cuales el alumno será considerado ausente.

• Para la realización de los trabajos prácticos los alumnos formarán grupos de 2 a 4

personas. Estos grupos deberán formarse el primer día de clase y mantenerse hasta el final del curso.

• Un trabajo práctico podrá durar una o varias clases. Para algunos de estos TP se

deberán elaborar informes completos (ver "De los informes"), mientras que otros deberán ser sumariamente reseñados en la carpeta de TP individual del alumno. Las fechas límite los informes detallados se indican en el calendario de actividades correspondiente. Los informes deberán ser aprobados en su totalidad, de manera tal que un informe rechazado deberá rehacerse. Cada grupo tendrá hasta tres oportunidades para rehacer sus informes (ver detalles acerca de estos informes más adelante).

• En cualquier clase práctica los alumnos podrán ser interrogados en forma verbal y/o

escrita sobre el tema que se está desarrollando. En caso de no conocerlo, el alumno será considerado ausente, quedando a criterio del docente la permanencia en clase del mismo.

• Se tomarán dos exámenes parciales escritos. Para estar en condición de alumno regular

será necesario haber aprobado los dos. Podrá volver a rendirse, por una única vez, sólo uno de los exámenes reprobados.

• Los viajes de campaña, a determinar al comienzo del curso, serán obligatorios y la

inasistencia a los mismos podrá condicionar la pérdida de la condición de alumno regular.

• Para estar en condiciones de aprobar los trabajos prácticos, los alumnos deberán reunir

los siguientes requisitos: a) Haber asistido al 80 % de las clases prácticas. b) Haber aprobado todos los informes (trabajos prácticos y seminario). c) Haber obtenido como mínimo 60 puntos en ambos parciales. d) Realizar los trabajos de campaña programados.

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De los seminarios Durante el curso de desarrollarán varios seminarios sobre temas de interés general en limnología. Estos seminarios consistirán en el análisis y discusión de los tópicos seleccionados, preparados por ls alumnos organizados en grupos de 2-4 personas. Los detalles del funcionamiento de estas clases, así como los temas y bibliografía correspondiente, serán distribuídos al comienzo del curso.

De los informes Así como los trabajos prácticos de las diferentes materias tienen por finalidad entrenar al estudiante en las tareas a las que se dedicará una vez recibido, los informes de limnología son ensayos de los manuscritos que los alumnos presentarán en revistas científicas en el futuro próximo. Contener buena información es el requisito más importante de un trabajo de investigación que se pretende publicar, pero de ninguna manera es el único. El lenguaje, la hilvanación de los razonamientos expuestos, la claridad, la presentación, la calidad de las ilustraciones, etc., etc., son aspectos de gran importancia que decidirán si el trabajo es aceptado o no. Estas facetas no son banales ni secundarias. No solamente determinan el potencial de publicación, sino también condicionan la accesibilidad de la información expuesta a los futuros lectores. Un trabajo tedioso, reiterativo, mal compuesto y mal escrito, con figuras confusas y de mala calidad, aún cuando se publique puede no ser leído y/o comprendido jamás más que por su propio autor. Los norteamericanos, expertos en publicar o perecer, han acuñado la expresión reader friendly, es decir "amistoso con el lector". Los editores de las revistas exigen que, además de contener información suficiente en calidad y cantidad, el manuscrito sea reader friendly. Esto significa que el lector, aún aquél que no está estrechamente familiarizado con el tema, pueda comprender rápidamente de qué habla el trabajo, qué material estudió y cómo, y qué pretende demostrar. Para ello, entre otras cosas, no tendrá que haber repetición de la misma información en diferentes lugares del texto ni de las ilustraciones o tablas. Los razonamientos expuestos deberán estar fluidamente encadenados entre sí. Las figuras serán ilustrativas, claras y suficientemente sencillas como para ser interpretadas de un vistazo. Las conclusiones estarán efectivamente basadas sobre las evidencias presentadas. La bibliografía no tendrá omisiones, inconsistencias ni errores. En fin, todos los aspectos estéticos, lingüísticos y demás no directamente vinculados con lo científico en sentido estricto estarán cuidadosamente pulidos. Esto que podría parecer una serie de requisitos superfluos y banales, es suficientemente importante como para que la mayoría de las revistas científicas del mundo rechacen sin siquiera leer aquéllos manuscritos que no se adecúan en forma a las normas establecidas por el editor. La habilidad para armar un buen informe (y más adelante un buen trabajo científico) es menos común de lo que muchos creen. En realidad, cualquiera aprende rápidamente cómo se utiliza un espectrofotómetro, la clasificación de un grupo de animales o plantas, el método

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de Winkler, o los algoritmos del análisis de componentes principales. Todo eso es sencillo y, en rigor, son tareas técnicas que una vez aprendidas no exceden en complejidad a una receta de cocina. Pero el paso que separa una planilla de datos de un trabajo listo para presentar es un escollo fundamental para la mayoría de los investigadores bisoños, y frecuentemente también para los no tan bisoños. Esto se ve reflejado en el mal que aqueja a una gran parte de los investigadores de nuestro medio: la profusión en sus curricula de informes internos y de trabajillos en revistas de cuarta categoría. Esto es especialmente penoso cuando la información sobre la que están basados esos informes y trabajillos es buena, y adecuadamente armada podría merecer una buena publicación con difusión internacional. Esto no es lo más común, pero sucede con cierta frecuencia. No en vano hace unos años atrás, con apoyo del CONICET, se organizó un curso especial para, precisamente, enseñar a los investigadores jóvenes a armar manuscritos científicos. Para el investigador principiante existen varios manuales con consejos útiles de cómo se debe encarar el armado de un trabajo científico (e.g., M. O'Connor y F.P. Woodford, 1975, Writing scientific papers in English. An Else-Ciba guide for authors. Pitman, London; W. Cochran, P. Fenner y M. Hill, 1974, Geowriting. A guide to writing, editing and printing in earth science. Amer. Geol. Inst., Falls Church). Sin embargo, uno de los caminos más seguros y efectivos es leyendo las publicaciones de otros autores (claro, tratando de elegir las buenas...). Deténgase a estudiar no solamente el contenido y los datos, sino la manera de presentar la información, la hilación entre argumentos, el tipo de datos incluidos en las diferentes secciones (introducción, resultados, discusión), la puntuación, las figuras. Cuantos más trabajos buenos lea - más se irá acostumbrando a hilvanar sus propios resultados de manera lógica y fácil de comprender para el lector. A continuación se detallan algunos consejos, tanto referentes a aspectos estilísticos y gramaticales, como a los estrictamente formales. Léalos con atención antes de armar su primer informe. Una vez que lo haya completado, léalo nuevamente con ojos críticos y vea si puede mejorarlo en función de estas recomendaciones. Tenga en cuenta que detrás de un buen manuscrito enviado a una revista, y detrás de un buen informe, hay al menos 5 o 10 borradores que se fueron depurando y corrigiendo hasta llegar a la versión definitiva. No espere a que los errores los encuentre el docente o el árbitro; seguramente muchos de los que quedan después del primer par de intentos son suficientemente gruesos como para que usted mismo los detecte antes de presentar el trabajo. Este tipo de normas se pueden consultar en las "Instrucciones para los autores" de cualquier publicación científica periódica; consiga algunas y revíselas. Al final se da un ejemplo de cuestionario que recibe el árbitro del manuscrito para evaluarlo; analice su propio informe con este cuestionario en mano.

GENERALIDADES Se acostumbra dividir los trabajos de investigación en las siguientes secciones: Resumen. El resumen debe reflejar el contenido del trabajo de una manera intelegible para

el lector que no ha leído el texto del artículo. Especifique concisamente qué se realizó, qué se encontró y qué se concluyó. Evite expresiones vagas del tipo "Se discuten las relaciones entre la temperatura y la abundancia...", pero mencione qué tipo de relación se encontró. Debe ser breve, sin referencias bibliográficas ni referencias al cuerpo principal del trabajo mismo.

Introducción: Generalmente cubre antecedentes sobre el tema del estudio, información pertinente previa. Ubica al lector en el objeto del trabajo.

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Materiales y métodos. Es una descripción detallada del área y las fechas del muestreo, las herramientas empleadas, las metodologías de campo y de laboratorio seguidas, etc. Estos datos deberían ser suficientes como para que cualquier interesado pueda repetir las experiencias descriptas (si es que son repetibles, obviamente). También debería permitir al lector evaluar el nivel de precisión y confiabilidad de los resultados presentados. Por ejemplo, si se trata de un trabajo con recuentos de fitopláncteres, indicar las cantidades de individuos contados por muestra, los tamaños de las submuestras, etc. No debe omitir nada importante, pero tampoco detenerse en irrelevancias como, por ejemplo, el modelo y la marca del microscopio utilizado, o la marca del motor fuera de borda con que estaba equipada la embarcación.

Resultados. Se restringe a los resultados del trabajo realizado estrictamente. Si éstos están presentados en tablas y/o figuras, no repita la misma información en el texto; solamente destaque los aspectos que considera salientes y dignos de especial atención. No incluya discusiones ni comparaciones con resultados ajenos bajo este acápite.

Discusión (o Discusión y Conclusiones). Es el análisis pormenorizado del significado de los resultados. Incluye las implicancias de los datos obtenidos para el proceso estudiado y otros relacionados con él, comparaciones con otras experiencia propias o ajenas, etc. A veces es conveniente que las secciones de resultados y discusiones sean tratadas conjuntamente, aunque esta modalidad suele conllevar más problemas de interpretación por parte del lector.

Agradecimientos. Omita a la madre que cebó mate mientras preparaba el informe (no solamente porque no corresponde, sino también porque es la misma gracia que vienen haciendo los alumnos del curso desde hace 10 años: muy poco original).

Bibliografía. Por regla general, en los trabajos de investigación la sección bibliográfica solamente incluye las referencias citadas en el texto, y toda cita en el texto debe estar detallada en la lista bibliográfica. (Vea más abajo indicaciones acerca de este punto).

Epígrafes de las tablas y figuras. Todas las revistas exigen que estas referencias se agreguen al trabajo en hojas separadas e independientes del texto.

Tablas y figuras. Agréguelas al final del trabajo, una por página, con indicación del título del trabajo y número de tabla o figura.

Todo el texto debe ser dactilografiado a doble espacio, en una sola cara del papel, y todas las páginas deben estar correlativamente numeradas.

EL TEXTO Trate de escribir con idioma claro, sencillo y preciso. Sobre todo sencillo. Las frases floridas no agregan valor al contenido, pero dificultan la lectura. Por ejemplo, "A nivel de la estructura poblacional de los artrópodos acuáticos analizados se observó una clara tendencia a la dominancia de los estadios avanzados de desarrollo ontogenético" es lo mismo que "La mayoría de los copépodos eran adultos". En la medida de lo posible, en todas las secciones se debe seguir algún tipo de secuencia lógica: de lo más general a lo más particular, o en orden de complejidad creciente. Por ejemplo, en la introducción del trabajo sobre la laguna El Burro, primero defina brevemente las características de las lagunas pampásicas en general, y luego hable de las de El Burro en particular. Cuidado: aquí todavía no irán los resultados de su propio trabajo, sino aquéllo de la bibliografía que se considere de relevancia (por ejemplo, sus rasgos morfométricos, su conexión con lagunas vecinas, etc.). Cuando describa los análisis realizados, agrupe los abióticos por un lado y los biológicos por otro, Dentro de los primeros comience por los más sencillos (temperatura, transparencia), y siga con los más complejos (nutrientes, sedimentos). En los resultados biológicos es razonable describir primero lo referente a las

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plantas (producción primaria), y luego los animales. Para los listados de organismos observados, identificados o cuantificados adopte un ordenamiento natural y respételo en todos aquéllos lugares (texto, tablas, figuras) donde se refiera al tema. A veces es conveniente dividir el tratamiento de un tópico en subtítulos breves. Por ejemplo, en la descripción de las mediciones realizadas en El Burro:

Temperatura: con termómetro de mercurio; Transparencia: con disco de Secchi...

Pero cuando trate los antecedentes del estudio de lagunas pampásicas el mismo estilo es totalmente inadecuado. En vez de:

Dangaus (1976): morfometría; Tell (1973): perifiton; Ringuelet et al. (1967): zooplancton...

deberá armar la sección de manera más coloquial: Desde los años '60 se realizaron numerosos estudios en las lagunas pampásicas, incluyendo aspectos de su morfología (Dangaus, 1976), química (Ringuelet et al., 1967)...

Trate de que las frases sean breves, pero sin caer en un estilo telegráfico. Existen reglas para el uso de los signos de puntuación: apréndalas y respételas. No abuse de los puntos y aparte. Los espacios tienen tanta importancia como los signos y letras; por regla general, los signos de puntuación deben ir seguidos de un espacio (coma, punto, punto y coma). Hay algunas excepciones, como por ejemplo en las listas bibliográficas (ver más abajo). No va espacio entre los paréntesis y su contenido.

BIBLIOGRAFIA No existen normas generales, aceptadas por todas las revistas, de cómo armar las listas bibliográficas. Hay, sin embargo, una serie de coincidencias y pautas generales que siguen la mayoría de las publicaciones periódicas científicas. En el texto Las citas son por autor-año, por ejemplo, "Martínez (1974)" (el año entre paréntesis); o "En 1974, Martínez...". No se incluyen iniciales de los nombres, a menos que haya dos o más Martínez diferentes citados en el trabajo, en cuyo caso será "A. Martínez (1974)" o "B. Martínez (1978)". Dos autores van in extenso: "Martínez y Valle (1974)", pero para más de dos se cita al primero seguido de "et al." ("al." significa aliae en latín; es una abreviatura, y por ende seguida de punto): "Martínez et al. (1974)". Si hubiera varias citas sucesivas en el texto estas se ordenan cronológicamente, y alfabéticamente dentro del mismo año. Trabajos del mismo autor, mismo año se identifican con letras ("Martínez, 1974a"). En el capítulo "Bibliografía" El orden es alfabético por apellidos del primer autor, por apellido del segundo autor en caso de igual primer autor, etc.; y cronológico para apellidos y nombres idénticos. La forma de citar los trabajos y la utilización de bastardillas, negritas, VERSALITAS, etc. varía mucho de una revista a otra. Sin embargo, prácticamente siempre se incluye la siguiente información: _ Autor(es),

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_ Iniciales, _ Año de publicación, _ Título del trabajo, _ Lugar donde se publicó (nombre de la revista, o nombre del libro -si es un capítulo en una

obra colegiada- con su editor y ciudad de la editorial), _ Volumen o tomo (para revistas periódicas; el número suele omitirse porque la paginación

es correlativa desde el primero al último números del mismo año), _ Páginas inicial y final, o número de páginas totales para los libros. Algunos ejemplos. Un trabajo en una revista periódica: Haury, L.R., Kenyon, D.E. y Brooks, J.R. 1980. Experimental evaluation of the avoidance

reaction in Calanus finmarchcus. J. Plankton Res., 2:187-202. Nótese que no se han dejado espacios entre las iniciales de los autores, ni entre el volumen de la revista y las páginas. El título del trabajo jamás se abrevia, y debe transcribirse exactamente como fue publicado. El nombre de la revista se suele abreviar cuando consta de varias palabras ("J. Plankton Res." es "Journal of Plankton Research"), y existen normas más o menos generales para estas abreviaturas (ver "World List of Scientific Periodicals", "ISO4 International Code for Abbreviation of Titles of Periodicals", "ISO833 International List of Periodical Title Word Abbreviations"). No se abrevian los nombres de las revistas cuando constan de una sola palabra (e.g., Physis, Micropaleontology, Sarsia, Hydrobiologia). Un capítulo de un libro: Steedman, H.F. 1976. General and applied data on formaldehyde fixation and preservation

of marine zooplankton. En: Zooplankton fixation and preservation (H.F. Steedamn, ed.), UNESCO Press, Paris, pp. 103-154.

Un libro: Lewis, W.M., Jr. 1979. Zooplankton community analysis. Springer, New York, 163 pp. Nuevamente, no hay normas universales para la presentación de listas bibliográficas. Es importante, sin embargo, que las citas sean consistentes a lo largo de toda la lista. TABLAS Y FIGURAS Un manuscrito está integrado por el cuerpo principal de texto, las tablas y las figuras. Nada más. No existen los "cuadros", "láminas", "diagramas", etc. Las tablas son listados de valores numéricos o alfanuméricos, y las figuras son ilustraciones lineales y/o fotografías. Ambos se numeran correlativamente de acuerdo a su orden de aparición en el texto, con numeraciones independientes. Prácticamente ninguna revista del mundo acepta un manuscrito, ni siquiera para una evaluación preliminar, si no va acompañado de figuras preparadas profesionalmente, correctamente rotuladas y entintadas. Mire sus gráficos: están los ejes debidamente rotulados? Están las unidades indicadas? Normalmente, la figura y su epígrafe deben ser suficientes para entender lo que se ilustra, sin necesidad de recurrir al texto. Tiene epígrafe su figura? Es conciso, claro e informativo el epígrafe?

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Las figuras deben ser sencillas, claras e informativas. No agregue adornos, etiquetas superfluas, datos innecesarios; todo eso distrae la atención y no contribuye a que el lector entienda lo que se pretende mostrar. Por ejemplo, la tridimensionalidad en los diagramas corrientes de barras no agrega nada a la información, más aún - la enmascara; evítelos. En los valores numéricos en el texto, las tablas y las figuras limite la cantidad de decimales a lo significativo (y no a lo que da la computadora). En los índices de correlación, por ejemplo, no especifique más de 3 decimales. VARIOS Bastardillas o itálicas Todos los nombres latinos desde género hasta subespecie van en este tipo de letra o subrayados con línea simple (que, para la imprenta, significa bastardillas). Las palabras en idiomas diferentes al del texto, inclusive el latín, también suelen ir en bastardillas. Las abreviaturas de las locuciones latinas más comúnmente utilizadas en trabajos científicos, sin embargo, frecuentemente no se escriben en bastardillas sino en letra común (redonda), por ejemplo "etc." (por et cetera); "et al." (por et aliae); "in litt." (por in litteris). Signos especiales Los caracteres especiales (µ, ð, _, y otros) se agregarán a mano si la impresora o máquina de escribir no los poseyera. No los reemplace por la palabra correspondiente ("microm", "suma", "delta"). Unidades Existe una convención internacional para las abreviaturas de las unidades de medida (distancia, peso, volumen): ninguna de estas abreviaturas va seguida de punto (por ejemplo, "m", pero no "m." ni "M"; "µm", y no "um" o "uM."). Kilómetros es "km" (no "Km"). Consulte en caso de duda.

MODELO DE PLANILLA QUE ENVIAN LOS EDITORES A LOS ARBITROS PARA LA EVALUACION DE LOS MANUSCRITOS RECIBIDOS

Con algunas variantes, este es el modelo básico de formulario que utilizan la mayoría de las revistas científicas al solicitar evaluación de los manuscritos que reciben. Sin bien los ítems referentes a la originalidad y cantidad de información no son relevantes en el caso de los informes del curso, la mayoría de los otros puntos sí lo son. Critique su propio informe sobre la base de estas preguntas y trate de mejorarlo. Constituye el trabajo un aporte serio y original al conocimiento del tema? Demuestran los autores buen conocimiento del tema y de la bibliografía pertinente? La calidad y cantidad de información presentada justifica su publicación? Existe repetición superflua de información (en el texto, tablas y figuras)? Es adecuada la organización general del trabajo? Puede ser mejorada? Es el título breve y conciso? Refleja adecuadamente el contenido del trabajo? Es el resumen conciso e informativo? Son todas las ilustraciones adecuadas y necesarias? Y las tablas?

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Puede ser mejorado el manuscrito? Cómo? En su opinión, este trabajo: Puede ser publicado sin modificaciones; Puede ser publicado con pequeños cambios; Requiere cambios sustanciales y una nueva evaluación; Debe ser rechazado.

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Bibliografía general del curso El curso de Limnología no sigue un libro de texto determinado. La lista bibliográfica que se reproduce a continuación constituye un listado no exhaustivo de libros que tocan algunos de los tópicos que se tratan en las clases teóricas y/o prácticas de la materia. ABEL, P.D., 1996. Water pollution Biology. Taylor & Francis, London, 286 pp. ALLAN, J.D., 1995. Strean ecology. Structure and function of running waters. Chapman &

Hall, London, 388 pp. BOLTOVSKOY, D. (ed.), 1981. Atlas del zooplancton del Atlántico Sudoccidental y métodos

de trabajo con el zooplancton marino. Publ. especial INIDEP, Mar del Plata, 936 pp. BRANCO, S.M, 1984. Limnología Sanitaria, estudio de la polución de aguas continentales.

Monografía Científica, 28. Organización de los Estados Americanos, Washington, 120 pp. BROOKES, A., y F. D. SHIELDS, Jr (Eds.)., 1996. River channel restoration. Guiding

principles for sustainable projects. John Wiley & Sons, 433 pp. CALOW, P. y G.E. PETERS (eds.), 1992. The rivers handbook. Vol. 1. Blackwell, Oxford,

526 pp. CALOW, P. y G.E. PETERS (eds.), 1994. The rivers handbook. Vol. 2. Blackwell, Oxford,

523 pp. CANEVARI, P, D.E. BLANCO, E. BUCHER, G. CASTRO y I. DAVIDSON (Eds.), 1998. Los

humedales de la Argentina. Wetlands International. Secretaria de Recursos Naturales y Desarrollo Sustentable. 208 pp.

COLE, G.A., 1975. Textbook of Limnology. Mosby, St. Louis, 283 pp. EDMONDSON, W. T. (ed.), 1959. Freshwater Biology. Wiley, New york. EDMONDSON, W. T. y G. G. WINBERG (eds.), 1971. A manual on methods on the

assessment of secondary productivity in freshwaters. Blackwell, Oxford, 358 pp. FINLAYSON, M., y M. MOSER (Eds.), 1991. Wetlands. IWRB. Facts on File, Oxford, 224 pp. GASTON, K. J. y J. I. SPICER, 1998. Biodiversity. An introduction. Blackwell Science, 113

pp. GOLTERMAN, H.L., 1975. Physiological Limnology. Elsevier, Amsterdam-Oxford-N. york,

489 pp. GOPAL, B., y R. WETZEL (Eds.), 1995. Limnology in Developing Countries, Vol. 1. Int.

Assoc. for Limnology, New Delhi, 230 pp. HASLAM, S. M., 1990. River Pollution: An Ecological Perspective. Belhaven Press, London,

253 pp. HUTCHINSON, G. E., 1957- 1967. A treatise on Limnology. (Vol 1, 2). Wiley, New york. HYNES, H. B. N. , 1970. The ecology of Running Waters. Univ. Toronto Press, Canadá, 555

pp. KESKITALO, J. y P. ELORANTA, 1999. Limnology of Humic Waters. Backhuys Publishers,

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TRABAJOS PRÁCTICOS

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Trabajos mas usuales para la tipificación general de un cuerpo

léntico INTRODUCCION Prácticamente cualquier trabajo limnológico integrativo debe comenzar por la descripción del ambiente a estudiar, incluyendo la mayor cantidad de parámetros (tanto biológicos como no biológicos) representativos posible. En este sentido, existe una serie de "comunidades" y biotopos que deben ser muestreados y/o descriptos de diferentes maneras, y un conjunto de valores físicos y químicos que deben ser estimados y medidos. A continuación se detallan algunos de estos trabajos en ambientes lénticos (lagos, lagunas, embalses, etc.), así como los métodos más usuales para su realización. TRABAJO DE CAMPO Dado que, normalmente, en los cuerpos de agua lénticos existen condiciones de vida y, consecuentemente, asociaciones de organismos diferentes en las zonas litoral y pelagial, es conveniente establecer dos estaciones de muestreo como mínimo: una en la orilla (o varias, si el tipo de costa varía de un lugar a otro), y otra en aguas abiertas. En ambos casos, dependiendo de las finalidades del estudio, las mediciones y muestreos relacionados con el seno del agua, podrán restringirse a un solo nivel (generalmente el superficial), o repetirse a varias profundidades (en este último caso conviene considerar el nivel superficial, la vecindad del fondo, y el nivel equivalente a la profundidad máxima de visibilidad del disco de Secchi multiplicada por 3, que corresponde aproximadamente al límite inferior de la zona eufótica). Los demás muestreos se distribuirán de modo tal que las distancias entre ellos disminuyan hacia la superficie. Estos muestreos y determinaciones a realizar son:

1. Profundidad (con sonda) 2. Turbidez (con disco de Secchi) 3. Temperatura 4. pH 5. Alcalinidad debida a carbonatos y bicarbonatos 6. Fosfatos 7. Silicatos 8. Material oxidable por permanganato 9. Producción primaria 10. Obtención de muestras de plancton para análisis cuali y cuantitativos. 11. Obtención de muestras de sedimentos para:

a) Estudios granulométricos b) Análisis del contenido de materia orgánica c) Análisis de los organismos presentes

12. Herborización de por lo menos uno o dos ejemplares completos de cada especie vegetal presente, anotándose en la etiqueta correspondiente a cuál de las categorías (sumergida, flotante o palustre) pertenece, y aproximadamente a qué distancia de la costa fueron encontrados.

13. Obtención de peces 14. Esquematización general del ambiente, señalando lugares de muestreo, accidentes,

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vegetación (ubicación y tipo), etc. (sólo para zona litoral). 15. Obtención de muestras de perifiton (sobre sustrato vivo o muerto e inanimado) 16. Lavado de la vegetación sumergida para la obtención de los organismos asociados a

ella. También puede utilizarse embudos de Berlese, los que poseen unos 30 cm de altura y un enrejado de malla abierta cerca del extremo menor para impedir el descenso de la vegetación; se llenan con el material de donde se desea aislar la fauna y se dispone una fuente luminosa por encima creando así un gradiente de luz y de humedad que obliga a los organismos móviles a descender, cayendo finalmente en un frasco ubicado debajo del embudo, donde son recogidos para su estudio.

17. Obtención de muestras para trabajos bacteriológicos. 18. Estudio del gradiente y biomasa de la vegetación litoral palustre a lo largo de una

transecta ubicada entre la orilla y el espejo de agua.

TRABAJO DE LABORATORIO I) Procesamiento y determinación de parámetros generales sobre las muestras tomadas

para las determinaciones 5), 6), 8), 9) 11a), 11b) y 17). II) Identificación de taxones en las muestras tomadas para 10), 11c), 12, 13), 15) y 16). III) Recuentos de las muestras tomadas para 10), 11c), 15) y 16). IV) Cálculo de la biomasa de la vegetación palustre (ítem 18).

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Morfometría

Gran parte de esta sección fue reproducida de: DANGAUS, N.V., 1976. Descripción sistemática de los parámetros morfométricos considerados en las lagunas pampásicas. Limnobios, 1(2):35-49. INTRODUCCION En limnología, es el estudio y descripción de los rasgos morfológicos de los ambientes acuáticos, tanto leníticos como lóticos (lagos, lagunas, ríos). Para el estudio de un cuerpo de agua son importantes sus medidas, y para compararlo con otros cuerpos las dimensiones deben ser expresadas en forma cuantitativa mediante el uso de parámetros morfométricos. Estos se obtienen a partir de material cartográfico o de levantamientos topográficos, planialtimétricos y batimétricos especiales. La información se complementa con fotografías aéreas. Para calcular los parámetros morfométricos se consideran las características más notorias: longitud y ancho máximos, ancho medio, perímetro o longitud de línea de costa, volumen retenido y la profundidad máxima y media. La relación de magnitudes de estos parámetros determina muchas características de los cuerpos de agua. Por ejemplo, cuanto mayor es la profundidad media de una laguna, menor será la proporción de su volumen que puede albergar poblaciones fitoplanctónicas fotosintéticamente activas (volumen productivo), y menor su extensión colonizable por hidrófitas. Por otro lado, una baja profundidad media condiciona la cercanía de las zonas productiva (eufótica) y desintegradora (fondo), facilitando el acceso de nutrientes a las capas donde son asimilados. El intercambio gaseoso y la circulación general del agua son más activos en lagunas con escasa profundidad media. Los lagos proporcionalmente más profundos son menos influenciados por los fenómenos de evaporación, de tal manera que, en líneas generales, sus condiciones de vida son más estables. De esta manera, muchas de los condicionantes de la bioproductividad están directamente relacionados con la estructura de los cuerpos de agua interiores. LONGITUD MÁXIMA TOTAL Es la longitud de la línea que conecta los dos puntos más extremos de un cuerpo de agua. Debe representar lo más fielmente la longitud de las aguas abiertas y no deberá cruzar ninguna porción de terreno, a menos que ésta sea una isla. Esta línea es recta en la mayoría de los casos, debido a la forma regular, más o menos ovoide de la mayoría de las lagunas. A veces es curva, tal como en las lagunas en forma de S ó U. Algunos cuerpos tienen forma tal que es difícil seleccionar una posición para determinar la longitud máxima, por ejemplo, en laguna El Potrerillo y de Las Chilcas de Gral. Conesa. En otros casos, tales como en los de lagunas en forma de estrella o dendrítica, no es posible determinar un solo eje de longitud máxima, p.e. en el Complejo lagunar El Rosario de Gral. Madariaga. En todos los casos se deberá indicar la dirección del eje de medición y expresarlo según la Rosa de los Vientos. En el caso de cursos de agua, se mide la longitud directamente en el terreno o sobre planos de escala adecuada. Si el trabajo se realiza sobre un mapa, lo más conveniente es aplicar alguno de los métodos de medición de la longitud de las líneas de costa.

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LONGITUD MÁXIMA EFECTIVA Es la longitud de la línea recta que conecta los puntos más remotos de un cuerpo de agua, a lo largo de la cual la acción del viento y de las olas se produce sin interferencias de ningún tipo. Los parámetros, longitud máxima total (LMT) y máxima efectiva (LME) coinciden en el caso de cuerpos limnéticos de forma regular, con la salvedad de que no tengan islas situadas de tal modo que efectivamente interrumpan la acción del oleaje; si esto sucede, la cubeta queda virtualmente dividida en dos o más partes. En cuerpos de agua de contorno muy irregular, se dan las máximas diferencias entre ambos términos, sobre todo si éstos tienen islas. Por ejemplo, la laguna de Gómez de Junín se caracteriza por su forma irregular, semejando una horqueta invertida y, tiene una LMT de 22000 m, en el sentido SO-NE-SE, mientras que su LME es de solo 11870 m, en dirección NO-SE. Otros ejemplos: Laguna La Tablilla (Chascomús): LMT: 15000 m, LME: 7.230 m; Laguna Alsina (Guaminí): LMT=22100 m, LME=10250 m. ANCHO MÁXIMO (AM) Es la longitud de la línea transversal que conecta los puntos más extremos del cuerpo de agua y que no cruza otros terrenos además de islas. Se puede decir que es la medida de la línea recta tomada aproximadamente perpendicular al eje de longitud máxima. ANCHO MÁXIMO EFECTIVO (AME) Es la longitud de la línea transversal a la LME que conecta los puntos más extremos del cuerpo de agua, a lo largo de la cual la acción del viento y el oleaje se realiza sin ninguna clase de impedimentos de terrenos. ANCHO MEDIO (AMD) Es la medida que se obtiene al dividir la superficie del cuerpo de agua por la longitud máxima total. Se puede establecer también en base al promedio de las medidas del ancho de los diferentes sectores, tomados en forma equidistante y perpendicularmente a la línea de máxima longitud. PERÍMETRO O LONGITUD DE LÍNEA DE COSTA (P) A veces este parámetro morfométrico se puede determinar directamente por las mediciones de campo; sin embargo, la mayoría de las veces se mide sobre un mapa de escala adecuada, según los siguientes métodos: el del curvímetro, el del hilo y el del compás. MÉTODO DEL CURVÍMETRO Cuando se trabaja sobre mapas, la forma más directa de medición es mediante el curvímetro o cartómetro. Este instrumento está construído de tal manera que permite medir la longitud de líneas irregulares (distancias) por medio de una rueda trazadora cuyas revoluciones son transmitidas a una manecilla que porta sobre una escala graduada, semejante a la esfera de un reloj. Las graduaciones de la esfera representan unidades de longitud recorridas por la rueda trazadora Procedimiento: 1) Se sitúa la aguja índice en cero y se marca con un lápiz un origen para las mediciones. 2) Se coloca cuidadosamente el eje de la rueda trazadora sobre el origen elegido y se

desplaza a lo largo de la línea de costa en forma tal que la aguja se mueva contínuamente en sentido directo, manteniendo el aparato verticalmente en toda la operación.

3) Si la distancia a recorrer en el plano es grande, es importante anotar las veces que la

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aguja pasa por el cero, o sea las vueltas completas que se realizan. 4) Para obtener la longitud buscada, se lee directamente en la escala o múltiplo de escala

correspondiente. Si la escala o sus números no están marcados en la escala del curvímetro, tal como en el caso de las escalas exóticas, que frecuentemente se producen en los planos realizados en base a fotografías aéreas (por ejemplo, escala 1:36800, 1:21400, etc.), entonces se lee directamente la escala de 1:100 000, que es la equivalente a la escala natural, es decir, cada unidad de ella equivale a 1 cm y se resuelve por regla de tres simple; i.e., escala de plano: 1:21400, lectura en la escala de 1:100.000 del curvímetro: 97; longitud hallada: 20758 m.

Si la escala exótica fuera numérica, se deberá medir con el curvímetro una unidad dada del mapa y obtendremos el número de divisiones correspondientes para esa unidad en escala de 1:100 000, y luego dividir la longitud de la línea de costa hallada leyendo la escala de 1:100 000 por el número de divisiones de la unidad a escala, siendo el cociente la longitud de esa línea, expresada en km. Ejemplo: 1 km en el mapa=6,5 divisiones del curvímetro; lectura del curvímetro para la línea de costa: 147 div.; perímetro hallado: 147/6.5=22.615 Km. Los resultados de las operaciones dependerán principalmente del cuidado puesto en la manipulación del instrumento, por ello es recomendable la ejercitación previa con él. Asimismo, para tener resultados comparables entre sí es necesario recorrer al menor tres veces el perímetro de la figura a medir. MÉTODO DEL HILO Si no se dispone de un curvímetro y si el mapa usado no es demasiado pequeño, se pueden obtener bastante buenos resultados mediante el uso de un hilo, que se sitúa sobre el contorno de la figura a medir. Posteriormente, la longitud del hilo es convertida en unidades de longitud de costa, pasando a la escala del mapa. Procedimiento: Se requiere un mapa de tamaño conveniente, alfileres largos, un hilo no deformable y una tabla de madera blanda o similar. 1) Se sitúan los alfileres sobre el contorno, e forma de empalizada. El número de alfileres

dependerá de lo irregular de la línea de la costa. A lo largo de las porciones convexas de la línea de la costa, se sitúan los alfileres en el borde externo; a lo largo de las cóncavas, se sitúan en el interno de la línea. Se ponen suficientes alfileres como para que el dibujo del hilo represente fielmente el contorno de la figura.

2) Se marca a lápiz un punto de origen. Se le hace un nudo al hilo y se lo pasa por un alfiler, que se clava en el origen. Se va colocando el hilo externamente a las hileras de alfileres situados en forma cóncava y por adentro en las hileras convexas, siguiendo así hasta llegar al origen, donde se marcará sobre el hilo una señal.

3) Se retira el hilo y se mide su longitud entre ambas marcas. Se mide la longitud de una unidad de escala del mapa y de divide la longitud del hilo por la unidad de escala, siendo el cociente el dato buscado, expresado en la unidad elegida.

Se realizan tres intentos para comparar los resultados. MÉTODO DEL COMPÁS Bajo ciertas condiciones, tales como la regularidad de la costa, la longitud de la línea de costa puede ser medida mediante pequeños intervalos iguales, obtenidos con un compás de puntas secas. El número total de dichos intervalos a escala nos dará directamente la longitud deseada. CÁLCULO DE ÁREAS Solamente en ocasiones especiales se puede medir la superficie de los cuerpos de agua en

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forma directa en el campo o mediante el cálculo directo con fórmulas. Se debe a que éstos no presentan, por lo general, formas geométricas regulares, motivo por el cual se utilizan distintos métodos de cálculo sobre planos exactamente dibujados, y en lo posible de escala grande. En este trabajo se describirán seis métodos distintos para calcular áreas sobre planos, a saber: gráfico, del planímetro, de la ordenada promedio, de las ordenadas, según la regla de Simpson, del pesaje y del papel cuadriculado. De todos estos métodos, el del planímetro y el de Simpson son los que dan mejores resultados. Con el planímetro se obtienen soluciones casi instantáneas, y si el mismo es manejado por una mano experta, se logra gran precisión en las medidas. Con las ordenadas de Simpson se logran muy buenos resultados cuando se utiliza un gran número de divisiones para el intervalo a medir MÉTODO GRÁFICO Se trata de determinar la superficie de una figura tal como un lago, laguna, etc., a partir de una hoja de plancheta u otro plano cualquiera dibujado a escala. Para ello se toman la medidas necesarias gráficamente y se descompone la superficie a medir en diversas figuras geométricas regulares, tales como triángulos, rectángulos, trapecios, círculos, etc., obteniéndose las medidas correspondientes a las diagonales y alturas, con ayuda de escuadras, escalas y compás. Procedimiento: 1) Dentro del perímetro del plano, se dibuja la máxima figura geométrica que puede

contener y se calcula su área. 2) Se dividen las porciones restantes no incluidas en triángulos y pequeños rectángulos y se

computan estas áreas. Se continúa así hasta cubrir todo el mapa. 3) Se suman las áreas de todas las figuras. Si el cálculo no se realizó a escala, hay que

transformar las unidades del plano en unidades del campo. Se divide el área total por el área unidad, donde el cociente será el área buscada, expresada en términos de la unidad de escala.

Ejemplo: La suma de las áreas parciales del mapa es 1000 cm2; si el plano esta realizado en escala 1:5000, tenemos: 1 cm2 = 5000 cm x 5000 cm = 25 000 000 cm2 = 2500 m2 1000 cm2 = 25 000 000.000 cm2 = 2 500 000 m2 = 2.5 km2 = 250 Ha Es importante destacar que el método es solamente aplicable en cuerpos de agua de contorno muy regular o en planos de escalas muy grandes, que contengan figuras de superficies muy amplias. Las fórmulas a aplicar en función de los elementos conocidos en cada caso, son las siguientes:

Area cuadrado = lado x lado Area rectángulo = base x altura

Area triángulo = base x altura / 2 A = [p(p-a)(p-b)(p-c)]½

donde p es la mitad del perímetro del triángulo (fórmula de Herón)

p = ½ (a+b+c) Area trapecio de lados paralelos = ½ (a+b) · h MÉTODO DEL PLANÍMETRO El planímetro es un instrumento basado en un método de integración gráfica, que permite determinar la superficie de una figura dibujada a escala con el solo recurso de recorrer su contorno con un índice unido al aparato. El uso de este instrumento es el medio más rápido

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para la obtención de áreas. Además, si es cuidadosamente operado por una mano experta, es el método más exacto para la determinación de superficies, no solo en los estudios limnológicos, sino también en otros campos de la técnica. Existen diversos tipos de planímetros, tales como el polar, el radial y el lineal. De ellos el más usado, debido a fácil manejo y a su bajo costo es el planímetro polar, de ahí que nos ocuparemos de describir exclusivamente ese modelo. Entre los planímetros polares, uno de los más cómodos es el de compensación o planímetro polar de Amsler, dado que permite recorrer la figura con polo a la izquierda y con polo a la derecha, con lo que se eliminan los errores experimentales. El planímetro polar de Amsler esta compuesto por las siguientes partes (ver figura): un polo (P), que se fija en algún punto del plano, alrededor del cual puede girar un brazo o palanca, llamado brazo polar (a); por medio de una articulación (A) el brazo se une a otro llamado brazo trazador (b), que consiste en una varilla que lleva la punta o punzón índice (I), con la que se puede recorrer el perímetro de la superficie a medir. El brazo trazador traspone la articulación, prolongándose en su extremo (c), donde se sitúa una roldana (R) que rueda sobre el papel y que gira alrededor de un eje paralelo a dicho brazo.

Para contar el número de vueltas de la roldana, lleva ésta un limbo contador con engranaje a tornillo sin fin, que indica las vueltas en la relación de 10:1 y un tambor dividido en 100 partes iguales, provisto de un nonius, que permite apreciar las milésimas partes de vuelta. Si la figura a medir es de poca extensión, se sitúa el polo fuera de la figura. Si la superficie a medir es de mucha extensión y no puede ser recorrida de una vez con el polo afuera, es conveniente dividirla en otras más pequeñas. Pero si se trata de medir superficies aún más grandes, o no se desea realizar subdivisiones en el plano, se gana tiempo colocando en polo dentro de la figura. MEDICIÓN DE ÁREAS CON POLO EXTERIOR El área A de la figura a medir es directamente proporcional al número de vueltas de la roldana, o sea que: A = C.n; donde C es la constante del planímetro y es igual al área correspondiente a una vuelta de la roldana. También se puede expresar como el producto de la longitud del brazo trazador por la circunferencia del limbo contador. La forma práctica de hallar la constante instrumental es la siguiente: se recorre el perímetro de una figura de área concida. Conviene hacer varias pruebas y tomar la media. Si el brazo trazador es regulable, se ajusta de modo que se tenga una relación conveniente entre superficie y vueltas del tambor. Ejemplo: se ajusta la longitud del brazo trazador de un planímetro polar de Amsler, tipo 612, de modo tal que la roldana da 0,1 vuelta al recorrer el perímetro de un rectángulo de 2 x 5 cm (la especificación del ajuste del brazo, suele venir en la caja del planímetro).

A = C · n 10 cm2 = C · 0,1

luego C = A / n = 100 cm2

Muchos planímetros disponen de un accesorio que permite comprobarlo con gran rapidez. Consiste en una lámina metálica que lleva en su extremo una aguja y en el otro un

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alojamiento cónico para el punzón. Se clava la aguja sobre el papel y con el punzón inserto en el alojamiento cónico, se recorre la circunferencia cuyo centro es la aguja y cuyo radio es la distancia entre ésta y el punzón. El área de la circunferencia que se describe con este accesorio está grabada en él. MEDICIÓN DE ÁREAS CON POLO INTERIOR Cuando el brazo trazador esta en tal posición respecto al brazo polar que el plano del borde circular de la roldana pasa por el polo, se puede recorrer con el punzón índice una circunferencia completa, sin que la roldana gire. A este círculo se le llama "círculo fundamental". Es sencillo demostrar que cuando se recorre el perímetro de la figura con el polo dentro de la misma, el área dada por el planímetro A = C.n' es igual a la diferencia entre el área A de la figura y el área Z del círculo fundamental. El planímetro esta construido de tal modo que, recorriendo el perímetro de la figura en el sentido de las agujas del reloj, con polo interno, la rotación de la roldana será siempre hacia adelante si el área de la figura es mayor que la del círculo fundamental; luego la lectura final será mayor que la inicial y n' será positivo. Si el área de la figura es menor que la del círculo fundamental, la rotación de la roldana será hacia atrás y por lo tanto la lectura final será menor que la inicial y el número n' será negativo. De aquí se deduce que el área de la figura será:

A = C · n' + Z teniendo en cuenta el signo de n'. Ejemplo: Con el polo interior se recorre el perímetro de una figura en sentido directo y con una longitud tal del brazo trazador que la constante instrumental es 100, y el área del círculo fundamental es 1673,8 cm¨ (especificado en la caja). La lectura inicial es 1.2 y la final 7.455, girando siempre la rueda hacia adelante. Luego n' = 7.455 - 1.200 = +6.255 y según la fórmula será:

A = (100 · 6.255) + 1673.8 = 2299.3 cm2. Ejemplo: Supongamos el planímetro en las mismas condiciones que el anterior y con iguales lecturas, pero el limbo contador ha girado hacia atrás y el cero ha pasado dos veces por el índice:

n' = 7.455 - (20 + 1.2) = -13.745 y según la fórmula es:

A = (100 · -13.745) + 1673.8 = 299.3 cm2

El área del círculo fundamental se puede determinar aproximadamente tomando medidas en el instrumento y calculando según la siguiente fórmula:

Z = (a2 + b2 + 2ac) siendo los términos a, b, c los correspondientes a la figura. La forma más precisa de operar es recorriendo el perímetro de la figura una vez con el polo afuera y otra con él adentro. La primera operación nos da el área de la figura (A=C.n), y la segunda un área (C.n') que representa la diferencia entre el área de la figura y la del círculo fundamental:

A = C · n y A = C · n' + Z luego

C · n = C · n' + Z

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Z = C · n - C · n'; o Z = C (n - n')

donde n' será positivo si el área de la figura es mayor que la del círculo fundamental y según sea el sentido en que gire el tambor, n' será negativo si el área de la figura es menor que la del círculo fundamental. Procedimiento: 1) Para medir el área de una figura, se extiende el plano sobre un tablero horizontal y se lo

mantiene inmóvil. 2) Se fija el polo de tal manera que el punzón índice pueda recorrer todo el perímetro de la

figura. Además, es conveniente realizar un recorrido previo a las lecturas, para cerciorarse que la roldana en su desplazamiento no se saldrá del panel o que presente cualquier otro impedimento para desplazarse libremente; si ello sucediese, lo más conveniente es cambiar la posición del polo.

3) Se sitúa el punzón en un origen arbitrario, previamente marcado sobre el perímetro de la figura y se toma una lectura inicial (Li).

4) Luego se recorre todo el perímetro hasta volver al punto de partida y se toma la lectura final (Lf). La diferencia entre ambas lecturas nos da el número de vueltas (n) dadas por la roldana, o sea: n = Lf - Li; n será positivo si la rueda gira en sentido de agujas de reloj, y negativo si gira al revés. Se anota el número de veces que el cero pasa por el índice del limbo contador. Si el perímetro se recorre en sentido opuesto, también la roldana girará en sentido contrario al anterior. El recorrido de la figura conviene realizarlo siempre en la misma dirección, es decir en sentido directo.

5) Se halla la constante instrumental C y el área del círculo fundamental Z, según los métodos descriptos.

6) Se aplica la fórmula requerida para cada caso. Con polo externo A = C.n. Con polo interno A = C·n' + Z.

7) Se repiten tres veces las operaciones, para tener resultados comparables entre sí. Es preferible realizar los tres recorridos continuos sobre el perímetro de la figura y dividir la lectura total del instrumento por el número de circunvalaciones.

8) Si el tamaño del plano lo requiere, este puede ser medido en partes de división arbitraria. Se repiten sobre cada trozo las operaciones ya descriptas y luego se suman.

9) Para pasar la escala del mapa, hay que convertir la constante instrumental C. Para ello se toma una unidad a escala, e.g.: 2 x 5 cm¨ (en escala de 1:5000 sería 100 m x 250 m = 25 000 m2 y C sería igual a 250 000).

Se determina cuidadosamente este rectángulo y se comprueba el número de unidades del planímetro que representa una unidad del área del cuerpo de agua medido. Más sencillo aún es la conversión por regla de tres simple. Para el ejemplo anterior:

1 cm2 del plano = 5000 cm · 5000 cm = = 25 000 000 cm2 en el terreno o 1 cm2 = 50 m · 50 m = 2500 m2

X cm2 = ? MÉTODO DE LA ORDENADA PROMEDIO Este método es sólo una aproximación basada en el criterio de que independientemente de la forma del cuerpo de agua, puede ser asimilada una figura geométrica que responda a la sencilla fórmula de base por altura. Es decir, consideramos un eje longitudinal (si lo posee, sería el de máxima longitud), y tal como en la medición del ancho medio, el promedio de las medidas tomadas en forma equidistante y perpendicularmente al eje longitudinal. Procedimiento: 1) Por debajo o sobre la figura cuya superficie se quiere medir, se traza una línea que

corresponde al eje longitudinal y a medir en sentido horizontal. Luego se traza la vertical perpendicular al eje longitudinal, tangente al extremo izquierdo de la figura; en el otro

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extremo se traza otra tangente paralela a la anterior y se divide el eje longitudinal en un número cualquiera de partes iguales.

2) Las divisiones del eje longitudinal a su vez se bisectan y en cada bisección se levanta una ordenada.

3) Se mide la longitud de cada ordenada dentro del perímetro de la figura y luego se suman; se divide por el número de ordenadas, excluyendo los extremos, y se determina la longitud promedio de las mismas; se multiplica por la longitud del eje horizontal, siendo el resultado el área aproximada de la figura.

4) Se transforma el área de la figura, expresada en la unidad adoptada en el cálculo, a la escala del mapa.

MÉTODO DE LAS ORDENADAS, SEGUN LA REGLA DE SIMPSON Este método puede ser empleado cualquiera sea la superficie de la figura. Sobre áreas mayores se logran mejores resultados; si la superficie a medir es muy extensa, se divide el plano en varias parcelas, lo cual allana las dificultades de la tarea. La regla de Simpson consiste en el cálculo bastante aproximado de una integral definida a partir de la ecuación de una parábola de eje vertical (y = ax¨ + bx + c), que se integra entre x=0 y x=2h y resulta:

Para aplicar la regla de Simpson se necesita expresar el área en función de las ordenadas extremas y0 e y1 , y la ordenada media ym, tal que x = h, luego es: para y0, h = 0, por tanto y0 = c para ym, h = x, por tanto y = ah2 + bh + c para y1, h = 2h, por tanto y1 = 4ah2 + 2bh + c en consecuencia:

y0 + 4ym + y1 = 8ah2 + 6bh + 6c, y reemplazando en la fórmula anterior:

A = h/3 · (y0 + 4Ym + Y1)

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Se divide ahora el intervalo de integración en un número par de partes iguales de longitud h, que intersectan la curva en los puntos P0, P1, P2....Pn. El arco P0P1P2 es un arco de parábola de eje vertical y el área bajo ella vale h/3·(y + 4y1 + y2). Igualmente se aproximan los otros arcos a los demás pares de intervalos, quedando:

A = h/3·(y0+4y1+2y2+4y3+2y4+ ... +4yn-1+yn) Si llamamos E a la sumatoria de los extremos y0 e yn, entonces:

E = y0 + yn

y a los términos pares:

P = y2 + y4 + ....... + yn-2y a los impares:

I = y1 + y3 + ....... + yn-1entonces:

La fórmula de Simpson es tanto más exacta cuanto mayor es el número de partes en que se divide el intervalo x0-xn, siendo siempre n un número par. Procedimiento: 1) Se traza un eje o abscisa (x0-x10) y se hace coincidir con el eje mayor del cuerpo de agua

o sector a calcular. No es necesario que se sitúe por debajo de la figura. En el origen de las coordenadas se levanta la ordenada tangente a la figura (y0). En el otro extremo de la misma se levanta otra ordenada tangente y paralela a la anterior (yn=y10).

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2) Se divide el eje horizontal en un número par de intervalos de longitud (h) y a partir de los

puntos de las divisiones se levantan ordenadas que cubren toda el área del plano. El eje vertical tangente al extremo izquierdo se denomina y0, los siguientes y1, y2, ... yn, siendo yn en el caso de la figura igual a y10.

3) Luego se mide la longitud de todas las ordenadas dentro de la periferia de la figura, tales como AB, CD, etc., y se sustituyen en la fórmula, o sea:

A = h/3 · (E + 4I + 2P)

Si la cantidad de medidas tomadas en el plano es grande, es conveniente tabular los resultados.

4) Se convierten las unidades usadas en la medición del plano (por ejemplo, cm¨) a la escala del mapa, sin olvidar que la relación que guardan ambas es cuadrática (o sea que 1 cm2 del plano a escala 1:2000 representaría 2000 cm x 2000 cm2 = 4 000 000 cm2 o 400 m2 en el terreno).

MÉTODO DEL PESAJE: Se basa el siguiente método en el hecho de que si recortamos el modelo en papel de un plano y lo pesamos en una balanza analítica, obtendremos el área de la figura dividiendo por el peso de una unidad dada. Procedimiento: 1) Se obtiene una copia del plano en papel transparente, acetato u otro material de espesor

y peso uniformes. 2) Se recorta el modelo cuidando de limpiar y recortar todas las irregularidades dejadas por

el corte. Luego se lo pesa. 3) En forma similar se corta un pedazo de papel equivalente a una unidad areal a escala

(por ejemplo, 1 km¨ o 1 ha) y se lo pesa. 4) Se divide el peso del modelo por el peso de la unidad, siendo el cociente la superficie,

expresada en las unidades del área unidad. MÉTODO DE PAPEL CUADRICULADO Cuando se superpone el contorno de un cuerpo de agua sobre papel cuadriculado, su superficie puede ser determinada dividiendo el número total de cuadrículas incluidas por el

Limnología 29

número de cuadrículas semejantes contenidas en un área unidad tomada a escala del mapa. Procedimiento: 1) Se transfiere (con pantógrafo, papel carbónico, etc.) el contorno de la figura al papel

cuadriculado. 2) Se cuentan todas las cuadrículas que se encuentran completamente dentro del perímetro

de la figura. Luego se cuentan como enteras aquellas cuadrículas alrededor de la periferia de la figura cuyas áreas están mitad o más dentro del perímetro, pero se omiten aquéllas que no alcanzan a tener la mitad dentro del contorno; luego se juntan ambos resultados.

3) Se dibuja sobre la cuadrícula una figura geométrica que represente una unidad del área a escala, expresada en la forma más conveniente. Si la figura dada es un círculo, se cuentan los cuadros que caen dentro de él, tal como se indicó en el párrafo anterior, expresando el total en función del área del círculo. Si la figura es un cuadrado, se cuentan los cuadrados enteros y se estiman todos los cuadros incompletos.

4) Se divide el total de las cuadrículas del mapa por el total de las cuadrículas de la figura, expresadas en la unidad a escala, donde el cociente representa el área buscada por la unidad dada.

CALCULO DE VOLUMEN El volumen que ocupa una masa de agua puede ser determinado computando el volumen de cada estrato horizontal de agua tal como aparece limitado por las diversas curvas de nivel sumergidas (isobatas), obtenidas sobre el mapa batimétrico y haciendo la suma de todos los volúmenes de dichos estratos. Se pueden utilizar diversas fórmulas para calcular el volumen de dichos estratos, sin embargo la experiencia señala que se llega esencialmente con la mayoría de ellas a los mismos resultados. En este trabajo se recomienda el uso de la fórmula de Penck, es decir la fórmula del cono truncado aplicada a la limnología: V = h/3 · [S1 + S2 + (S1·S2)½] donde V es el volumen y h representa el espesor vertical de cada estrato de agua, dado por la diferencia entre dos isobatas contiguas; S1 es el área de la cara superior del estrato y S2 el área de la cara inferior del estrato de agua. Procedimiento:

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1) Se determina el área total que ocupa la masa de agua (S1). 2) Se calculan por el método más conveniente (planímetro, Simpson, etc.) las áreas

circunscriptas por cada una de las curvas de nivel sumergidas (isobatas). A continuación se determina S2, restando de S1 la superficie del anillo delimitado entre la isobata 0 y la contigua. Otra forma de determinar S2 es calculando directamente el área total que delimita la isobata considerada.

3) Se calcula el volumen del primer estrato de agua, limitado por el plano de la superficie = espejo de agua = isobata 0 = S1 y el plano determinado por la segunda isobata (S2); se aplica la fórmula de Penck.

4) Se computan de igual manera los volúmenes de los demás estratos de agua, teniendo en cuenta que la superficie de la cara inferior del primer estrato (S2) pasa a ser la superficie de la cara superior del segundo estrato (S1 del segundo estrato) y así sucesivamente hasta llegar a la última isobata. Como esta última siempre queda impar, no se le puede aplicar la fórmula, por tanto su volumen deberá calcularse como promedio entre la profundidad dada por la última curva y el punto de máxima profundidad contenido en la isobata. Por ejemplo, tomemos la isobata de -2.20 m de una laguna cualquiera. El punto de máxima profundidad es - 2.26 m y el promedio de -2.23 m. El volumen será 0.03 m x superficie contenida en la isobata - 2.20 m. Luego se suman los volúmenes parciales, obteniéndose al volumen total del cuerpo de agua.

NOTA: Es importante que la isobata 0 del levantamiento batimétrico quede referida a algún punto fijo, tal como una escala hidrométrica y/o un punto trigonométrico, con lo cual rápidamente se logrará conocer el cambio de altura y volumen experimentado en el seno de esa masa de agua. CALCULO DEL VOLUMEN MEDIANTE EL USO DEL PROGRAMA “SURFER” Algunos programas de computadora permiten calcular las áreas y volúmenes de cuerpos digitalizados. Uno de éstos es el llamado “Surfer”, principalmente utilizado para el trazado de isolíneas y diagramas de superficie. En este trabajo práctico se utilizará el módulo de este programa orientado al cálculo de superficies y volúmenes. Para esto se procederá de la siguiente manera: Se obtiene una imagen digital del mapa batimétrico de la laguna cuyo volumen se debe calcular scaneando la imagen con las isobatas. Una vez scaneada, la imagen se recorta digitalmente de manera que sus cuatro lados coincidan exactamente con el contorno más saliente correspondiente. Supongamos que la imagen obtenida es BURRO.JPG. En el programa activar FILE / NEW / PLOT DOCUMENT - aceptar

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Luego MAP / BASE MAP / definir BURRO.JPG – aceptar. Sobre el mapa de El Burro accionar el botón derecho del mouse: PROPERTIES Definir los límites máximo y mínimo de las coordenadas a usar. En este ejemplo el ancho de la laguna es de 2120 metros, y su altura es 1545 metros.

Manipular la imagen hasta aumentarla lo más que sea posible sin que deje de entrar íntegramente en la pantalla (seleccionando VIEW / ZOOM / SELECTED) Con la imagen seleccionada, accionar MAP / DIGITIZE Con la cruz del cursor ir marcando el contorno de la isobata 0; cada accionar del mouse (botón izq.) agrega un par de datos (x, y) en la ventana que se abre y registra los puntos marcados. Una vez que se completó la isobata 0 entrar en la ventana de la planilla y agregar un renglón vacío luego del último par de coordenadas. Continuar con la siguiente isobata (por ejemplo, la de –1.5 m), y así sucesivamente hasta completar todas las isobatas disponibles.

Activar la ventana con los datos registrados (cliqueando dentro de ella). En el menú de esta ventana activar FILE / SAVE AS / Data Files (*.dat) / BURRO.DAT En el menú principal del programa abrir la planilla con los datos generados:

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FILE / OPEN / BURRO.DAT En la tercera columna (columna C) a cada grupo de datos agregarle la profundidad correspondiente (por ejemplo, 0 al primer grupo, -1.5 al segundo, -2 al tercero, etc.) Volver a grabar los datos en el mismo archivo: FILE / SAVE En el menú principal activar GRID / DATA / open BURRO.DAT En la solapa GENERAL definir el GRIDDING METHOD como KRIGING, en la solapa SEARCH marcar la opción NO SEARCH (USE ALL OF THE DATA) Aceptar (OK) El programa genera una gilla de datos cuyo nombre por defecto será BURRO.GRD La ventana del DATA FILTER REPORT que aparece al terminar los cómputos se cierra sin grabar Para calcular el volumen y el área se activa la opción GRID / VOLUME / BURRO.GRD En las opciones UPPER SURFACE seleccionar Constant Z = 0, y en LOWER SURFACE la opción GRID FILE El resultado es una pantalla de datos donde se define el volumen estimado CUT & FILL VOLUMES Positive Volume [Cut]: y el área AREAS Positive Planar Area (Upper above Lower): Este archivo puede ser almacenado en formato TXT o RTF. Para generar mediante el programa una nueva imagen batimétrica de la laguna con elección de la cantidad y espaciamiento entre isobatas, códigos de colores para profundidades, etc. en el menú principal activar MAP / CONTOUR MAP / NEW CONTOUR MAP / BURRO.GRD – aceptar Elegir colores y demás opciones en las dos solapas que aparecen OPTIONS y LEVELS PROFUNDIDAD MAXIMA Es la máxima profundidad conocida y referida a un punto fijo patrón, tal como la cota del espejo de agua, o la altura del agua sobre una escala hidrométrica dada. PROFUNDIDAD MEDIA (PM) Expresada como el volumen de la masa de agua, dividido por la superficie total de la misma. RELACION PROFUNDIDAD MAXIMA-PROFUNDIDAD MEDIA Se expresa dividiendo la profundidad media por la profundidad máxima; este valor indica groseramente la aproximación de la cubeta a la forma cónica. DESARROLLO DE LINEA DE COSTA Es una medida de la regularidad del contorno de la laguna, es decir, su mayor o menor semejanza al círculo. En líneas generales, a igualdad de las demás condiciones, a mayor desarrollo de línea de costa, mayor productividad biológica manifiestan los cuerpos de agua.

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Este parámetro define: 1. El grado de contacto con tierra firme (importante desde el punto de vista de la

diversificación habitacional). 2. La magnitud del terreno colonizable con hidrófitas arraigadas, sumergidas o no. 3. La diversificación de los ambientes bénticos. 4. La existencia de áreas con estrecho contacto entre las capas productora y

desintegradora. Por otro lado, las costas altamente irregulares favorecen el intercambio térmico agua-tierra, incrementan las posibilidades de aporte de material exógeno a la laguna y brindan mayores posibilidades de existencia de ambientes protegidos del viento y oleaje.

Desarrollo de línea de costa: I = Valor alto; II = Valor mediano; III = Valor muy bajo. La fórmula que se utiliza para calcular este parámetro es:

DLC = P / [2·(¶·S)½] donde P es el perímetro o longitud de la línea de costa y S el área del cuerpo de agua. SONDAJE DE PROFUNDIDADES Normalmente se efectúa con sondas manuales (un cabo graduado con un peso o sondaleza en el extremo), o ecoicas (ver sección "Peces" en el capítulo "Comunidades dulceacuícolas"). En lagunas de escasa profundidad también puede utilizarse una vara graduada en cm, método que se utilizará en los trabajos de campaña programados. La operación se repetirá en unos 20 a 30 lugares; tanto en el centro como costeros. Los datos correspondientes se utilizarán para calcular la profundidad media de la laguna y su volumen total de agua. CÁLCULO DEL ERROR El error en las estimaciones realizadas puede ser calculado de acuerdo a la siguiente fórmula:

Error (%) = [(valor observado – valor esperado) / valor esperado] * 100 BIBLIOGRAFIA DAVIS, R. y F. FOOTE. 1967. Tratado de topografía. Aguilar, Madrid. JORDAN, W. 1961. Tratado general de topografía. Gustavo Gili, Barcelona.

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Determinación de pigmentos fotosintéticos

La evaluación de la concentración de clorofila en un volumen determinado de agua puede utilizarse como indicador de la biomasa algal en el mismo. La clorofila es soluble en solventes orgánicos tales como éter, acetona, metanol, cloroformo y piridina. Suelen utilizarse acetona o metanol para su extracción, ya que rompen los puentes entre el pigmento y las proteínas y solubilizan las clorofilas. La determinación puede hacerse por colorimetría, espectrofotometría, fluorimetría, estimación de magnesio, etc. Se realizará la determinación espectrofotométrica de las clorofilas a, b y total. Esta determinación depende de la ley de Lambert-Beer. Se miden las absorbancias (o densidades ópticas) a diferentes longitudes de onda. Deben conocerse los coeficientes de absorción específica de los pigmentos puros a cada longitud de onda. Coeficiente de absorción específica = D / (d · C) siendo: D = densidad óptica; d = longitud en cm del recorrido de la luz en la celda; C = concentración de pigmentos (g/l). MARCHA DE EXTRACCION La extracción de la clorofila debe realizarse en oscuridad y a baja temperatura para reducir al mínimo la fotooxidación. Se procede de la siguiente manera: 1. Se filtra un volumen conocido de muestra a través de un filtro de fibra de vidrio

(Whatman GF/C o similar). 2. Se colocan los filtros en sobrecitos de papel de aluminio y se conservan en freezer a

-20°C para facilitar la ruptura de las paredes celulares y la liberación del pigmento (en el TP se dejarán en el freezer hasta la próxima clase).

3. Se colocan los filtros cortados en pedazos en pequeños frascos forrados con papel de aluminio y se agregan 8 ml del solvente de extracción. Se recomienda el uso de metanol o etanol para fitoplancton de agua dulce; en el TP se utilizará etanol caliente (60-70°C).

4. Se deja en reposo en oscuridad durante 2 horas como mínimo para favorecer la extracción de pigmentos.

5. Se procede a leer en el espectrofotómetro la absorbancia a 750 y 665 nm. 6. En la misma cubeta se agrega 1 gota de HCl 1N y luego de 1 minuto se vuelve a leer la

absorbancia a ambas longitudes de onda.

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COMPROBACION DE LA EFECTIVIDAD DE LA EXTRACCION Puede verificarse la eficacia de la marcha de extracción observando al microscopio una submuestra del precipitado descartado en el punto 8 y contando la proporción de células que permanecen intactas luego del tratamiento. CALCULO DE LA CONCENTRACION DE CLOROFILA En realidad, cuando se obtiene un registro de absorbancias a diferentes longitudes de onda se está determinando una sumatoria de todos los pigmentos que absorben a esas longitudes de onda. Para la separación física de los distintos tipos de pigmentos sería necesario recurrir a una cromatografía. De los distintos tipos de clorofila, la clorofila a se encuentra en todas las algas, ya que es esencial para la fotosíntesis; la b está presente en Chlorophyta y Euglenophyta; la c se encuentra en Bacillariophyta, Cryptophyta, Dinoflagellata y Phaeophyta; la d solamente está presente en las Rhodophyta. Por ello, para la determinación de la concentración de clorofila a por el método dicromático se usan las siguientes fórmulas específicas para cada solvente (Marker et al., 1980) [Clorofila a sin feopigmentos] = F . [(Absa

665 - Absa 750) - (Absb 665 - Absb 750)] . k . v donde: Clorofila a sin feopigmentos se expresa en µg por litro; Absa = Absorbancia antes de acifificar; Absb = Absorbancia después de acifificar; F = 2.43 para el etanol y 2.72 para el metanol; k = coeficiente de absorción específica , que es de 11.2 para el etanol y 11.62 para el

metanol; V = volumen del extracto en ml/ litros de agua filtrada. Existen otros coeficientes también usados comúnmente, siendo uno de los más conocidos el de SCOR-UNESCO (1966) (Cabrera Silva, 1984). [Clorofila a] = (16.5 Abs665 - 8.3 Abs750) . Vol. extr./ Vol. muestra CORRECCIONES En las ecuaciones propuestas por Marker et al. (1980) se contempla la corrección de las lecturas por turbidez. Cuando la absorbancia a 750 nm es superior a 0.002, es importante realizar la siguiente corrección:

C = F (A750 - 0.002) siendo C: corrección a restarse de las lecturas de absorbancia; F: factor que depende de las distintas longitudes de onda, de acuerdo con el siguiente cuadro:

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Longitud de onda (nm) F 430 3 480 2 570 1.5 630, 645, 665 1

Puede sobreestimarse la cantidad de clorofila a presente en la muestra debido a que los productos de degradación de la misma absorben la luz en el mismo sector espectral que ella. La descomposición de los pigmentos libera sustancias amarillas de fuerte absorción en las longitudes de onda parecidas a las de la clorofila a. Por ejemplo, la clorofilida a tiene el mismo espectro de absorción que la clorofila a. ESTIMACION DE LA PRODUCCION PRIMARIA A PARTIR DE LA CONCENTRACION DE CLOROFILA Se filtran X ml de agua madre y se recogen en un recipiente Y ml. Del filtrado se toma una alícuota de A ml y se la procesa de acuerdo con los pasos ya mencionados, obteniéndose un volumen final de B ml del solvente de extracción con clorofila. Se determina la concentración de clorofila en mg/l por medio de las fórmulas correspondientes. Así, puede conocerse la cantidad de clorofila a presente en el volumen B, y mediante cálculos de proporcionalidad puede calcularse la concentración en mg/l en el volumen X original. Generalmente suele expresarse ese valor en mg/m3. Los valores normales de clorofila a para distintos ambientes se indican en la tabla siguiente:

AMBIENTE Clorof. a, en mg/m3

lagos oligotróficos: 0.01 - 3 lagos mesotróficos 2-25 lagos eutróficos 10-500 hielos polares 10-150 océano abierto 1-15

Para transformar la cantidad de clorofila por m3 en cantidad de biomasa (mg C / m3) se usa la siguiente expresión: mg C = F . mg clorofila a donde F es un factor de conversión hallado empíricamente y cuyo valor oscila entre 10 y 100. En poblaciones jóvenes, que se hallan en crecimiento activo, normalmente se encuentra entre 30 y 50. Para transformar los valores de clorofila a en valores de producción, expresados en mg C / h para condiciones de luminosidad óptima, se usa el coeficiente QMAX : Producción (mg C / h) = QMAX . mg clorofila a QMAX varía de 1 a 10, tomándose generalmente valores de 3 a 4. Cultivos puros en condiciones óptimas pueden dar hasta 10; en cambio, poblaciones marinas mixtas en incubadora dan valores de 1 ó 2, mientras que en algunos lagos oligotróficos es 2 ó 3. Es alto en aguas tropicales y bajo en aguas polares.

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A veces suele usarse la siguiente ecuación: N° de asimilación=(mg C/h) / mg clorofila a Si la luminosidad no es la óptima para la fotosíntesis, el QMAX deberá corregirse mediante un factor que introduzca la relación existente entre la intensidad real de luz en el punto considerado (I) y la intensidad de saturación (Is), ambas en cal./cm3·minuto: Producción = (I/Is) · QMAX · mg clorofila a Esta corrección se efectúa para determinaciones a profundidad. Se calcula sobre la base del valor de irradiación en superficie y del índice de extinción (transparencia) del agua. DESARROLLO DEL TRABAJO PRACTICO En un cuerpo de agua conocido, se tomarán muestras de agua de distintas profundidades utilizando una bomba de succión. En cada nivel se extraerá 1 litro de agua. Las muestras se rotularán y transportarán al laboratorio en frío y en oscuridad para su análisis. Allí se determinará la concentración de Clorofila a para las distintas profundidades de acuerdo a la marcha de extracción indicada más arriba. El fitoplancton puede clasificarse de acuerdo a su tamaño en las distintas fracciones: microplancton o plancton de red: > 20 µm nanoplancton: 2 - 20 µm picoplancton: < 2 µm A fin de analizar la contribución de la fracción nanoplanctónica a la concentración de Clorofila a del fitoplancton (Rai, 1982), se realizará además un filtrado de un volumen de 15 a 30 l por barrido superficial con red de 15 µm de poro. La muestra obtenida se procesará de la misma forma que las anteriores. BIBLIOGRAFIA CABRERA SILVA, S. 1984. Estimación de la concentración de clorofila a y feopigmentos. Una revisión

metodológica. En: Bahamonde, N.y S. Cabrera, eds. Embalses, fotosíntesis y productividad primaria. Programa sobre el hombre y la biósfera, UNESCO. Universidad de Chile, 236 pp.

GOLTERMAN, H.L., 1975. Physiological limnology. Elsevier, Amsterdam- Oxford-New York. GOODWIN, T.W., 1965. Chemistry and biochemistry of plant pigments. Acad. Press, London-New York. LORENZEN, C.J., 1967. Determination of chlorophyll and pheopigments by spectrophotometric equations. Limnol.

Oceanog., 12:343-346. RAI, H., 1982. Primary production of various size fractions of natural phytoplankton communities in a North

German lake. Arch. Hydrobiol. 95: 395-412. REPORT OF SCOR-UNESCO WORKING GROUP 17, 1966. Determination of photosynthetic pigments in

seawater. Monographs on Oceanographic Methodology, 1. UNESCO, Paris. STRICKLAND, J.D.H. y T.R. PARSONS, 1968. A practical handbook of seawater analysis. Bull. Fish. Res. Bd.

Canada 167. VERNON, L. y G. SEELY, 1966. The chlorophylls. Ac. Press, New York- London.

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Producción primaria fitoplanctónica en un estanque eutrófico urbano

Para evaluar la producción primaria de la comunidad fitoplanctónica se puede recurrir a la medición del oxígeno liberado o del CO2 consumido en el proceso de fotosíntesis. En el segundo caso se utiliza el radioisótopo 14C , midiéndose la cantidad incorporada mediante técnicas de centelleo líquido. Para evaluar la cantidad de O2 liberada por en la fotosíntesis por el fitoplancton se puede recurrir al método de las “botellas claras y oscuras” que se describe en la sección de determinaciones químicas de esta guía de trabajos prácticos.

Perfil típico de producción primaria y respiración en un cuerpo de agua Objetivos del trabajo práctico 1. Familiarización con el manejo de la técnica de medición de la producción primaria

fitoplanctónica por medio del método de las botellas claras y oscuras. 2. Estimación de la producción primaria fitoplanctónica de un cuerpo de agua eutrófico

urbano. 3. Estudio de la variación de la producción primaria en el perfil de la columna de agua y

análisis de los factores que intervienen en esta distribución vertical. 4. Análisis de la relación entre la concentración de clorofila a y la producción primaria a

distintos niveles de profundidad. 5. Estudio de la variación en la intensidad de luz con la profundidad. Desarrollo de trabajo El trabajo práctico se llevará a cabo en un estanque eutrófico de la ciudad de Buenos Aires (lagos de Palermo). Se establecerá una estación de muestreo en la zona más profunda del

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lago (aprox. 2 m). En este punto se fijarán cuatro niveles de profundidad desde la superficie hasta el fondo, estableciéndose una de ellas en la profundidad de compensación (aproximadamente Secchi x 2.6), que es la profundidad en la cual la fotosíntesis y la respiración se igualan (Producción neta = 0). Cabe aclarar que la fotosíntesis se circumscribe a la zona denominada eufótica, que es la zona hasta donde llega el 1% de la luz incidente en superficie y este punto coincide aproximadamente con el punto de compensación. Con una bomba de succión se recolectarán muestras de agua de cada una de las profundidades para efectuar determinaciones de clorofila a (ver trabajo práctico “Determinación de pigmentos fotosintéticos”). Estas muestras se conservarán en frío y en oscuridad para su inmediata filtración en el laboratorio, y se continuará con la marcha de extracción de pigmentos tal como se detalla en el capítulo ad hoc. Paralelamente se dispondrán dos juegos (réplicas) de botellas claras y oscuras a cada una de las profundidades para evaluar la producción primaria del fitoplancton en cada uno de estos niveles. La concentración de oxígeno disuelto inicial de cada profundidad se determinará con una tercera botella testigo, fijándose el oxígeno por el método de Winkler. Los detalles del método de producción primaria se encuentran descriptos en la sección de determinaciones químicas de esta guía. Se incubarán las botellas durante 5 horas. Al cabo de este tiempo se fijará inmediatamente el oxígeno de cada botella de acuerdo al método del Winkler. La concentración de oxígeno de todas las botellas (testigos, claras y oscuras) se determinará en el laboratorio por medio de la titulación con tiosulfato de sodio. Además, se medirá la intensidad de luz incidente a intervalos de tiempo regulares (cada media hora) durante el período de incubación con un fotómetro. La interpretación de los resultados debe tomar en cuenta lo siguiente: Botella testigo: oxígeno inicial; Botella clara: oxígeno inicial + oxígeno liberado por los productores primarios en la fotosíntesis - oxígeno respirado por toda la comunidad (productores, consumidores y bacterias); Botella oscura: oxígeno inicial - oxígeno respirado por la toda la comunidad. Teniendo en cuenta que la producción bruta es la cantidad de hidratos de carbono que sintetizan los productores primarios en el proceso de fotosíntesis a través de la asimilación del CO2, y asumiendo que las pérdidas son sólo debidas al proceso de respiración: Producción Bruta (PB): Botella clara - Botella oscura = (O2i + O2f - O2r - [O2i - O2r]) Producción Neta (PN): Botella clara - Botella testigo = (O2i + O2f -O2r - [O2i]) Respiración (R): Botella testigo - Botella oscura = (O2i - [ O2i - O2r]) Conociendo el tiempo de incubación (5 horas), se expresan las unidades de PB, PN y R en mg O2 m-3 h-1 . Por otro lado, teniendo la concentración de clorofila a para cada nivel de profundidad se pueden calcular las tasas de fotosíntesis bruta y neta de la siguiente manera: tasa fotosíntesis bruta: PB (clorofila a)-1 h-1

tasa fotosíntesis neta: PN (clorofila a)-1 h-1

Nota: A fin de que las unidades sean comparables, la PB y PN se expresan en µg O2/l, y la concentración de clorofila en µg/l.

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Variación de la intensidad de luz en la columna de agua A partir de las mediciones de luz incidente en superficie cada media hora, se calculará la intensidad de luz promedio para el período de la incubación. Una de las unidades de intensidad de luz más usada es el µE (=micro Einstein) m-2 seg-1. Se calcularán las intensidades de luz para cada una de las profundidades. Para ello se recurrirá a la ecuación de atenuación exponencial de la luz con la profundidad (ver figura con valores típicos de referencia):

Iz = Io e -EZ

donde: Iz: Intensidad de luz a una determinada profundidad Io: Intensidad de luz incidente Z: profundidad E: coeficiente de extinción Asumiendo que a la profundidad a la que deja de verse el disco de Secchi llega aproximadamente el 20 % de la luz incidente en superficie (Golterman, 1975), se calculará el coeficiente de extinción:

E = 1/z (ln Io - lnIz) A partir de este cálculo y asumiendo un coeficiente de extinción constante, se calculará la intensidad de luz para cada profundidad. Se confeccionará el gráfico correspondiente. Bibliografía Dokulil, M. , 1984. Metodología de medición de fotosíntesis en fitoplancton. En: Embalses, Fotosíntesis y

Productividad Primaria. Programa sobre el hombre y la biósfera, UNESCO, Universidad de Chile:73-84. Dokulil, M. , 1984. La influencia de la luz en la fotosíntesis. En: Embalses, Fotosíntesis y Productividad Primaria.

Programa sobre el hombre y la biósfera, UNESCO, Universidad de Chile: 111-121. Golterman, H.L., 1975. Physiological Limnology. An approach to physiology of lake ecosystems. Developments in

Water Science, Elsevier, Sci. Publ. Co.,489 pp. Lopretto, E. y G. Tell (Eds.), 1995. Ecosistemas de aguas continentales. Metodologías para su estudio. Ediciones

Sur, La Plata, Tomo I , 377 pp. Strickland, J. D.H. y T.R. Parsons, 1960. A manual of sea water analysis. Bull. Fish. Res. Board Canada, 125,

185 pp.

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Limnología regional Clasificación de ambientes lénticos mediante la utilización de la

técnica de análisis de cluster Los objetivos de este trabajo práctico son: • Introducir a los alumnos en el manejo de las técnicas de agrupamiento, en particular el análisis de cluster, y una de sus aplicaciones en ecología: la clasificación de ambientes sobre la base de sus semejanzas. • Inferir la influencia de factores ambientales (climáticos, geológicos y morfométricos) sobre las propiedades físico-químicas de los ecosistermas acuáticos y sobre la estructura de sus comunidades. • Analizar cómo influye el índice aplicado como medida de similitud sobre el agrupamiento obtenido. Introducción Cuando se estudian ambientes naturales a escala regional a menudo pueden distinguirse diferencias entre zonas o regiones. Una región es cualquier unidad espacial determinada en base a la existencia de características o patrones comunes entre los puntos que se encuentran en el interior de los límites establecidos para identificarla. Generalmente no existe una sola regionalización única y objetiva, sino que pueden proponerse regionalizaciones diferentes dependiendo de las características que se utilicen para clasificar a los ambientes, del peso relativo que se otorgue a las variables utilizadas, así como de las técnicas de agrupamiento aplicadas. De esta manera, regionalizar es análogo a “clasificar” ambientes. Esta clasificación tiene utilidad en el manejo de ecosistemas dado que la subdivisión de un área mayor en unidades más pequeñas con atributos más o menos uniformes contribuye a la implementación de programas adecuados de evaluación de recursos y planificación de uso. En el caso de los ambientes acuáticos, las características o atributos a considerar pueden ser las propiedades físico-químicas y la estructura de las comunidades que viven en ellos. Muchos de éstos dependen, a su vez, de factores ambientales como clima, suelo circundante, sedimentos de la cubeta y morfometría, además de los efectos antrópicos, cuando los hubiera. La clasificación de un conjunto de elementos sobre la base de un único atributo no presenta mayores problemas; en realidad, lo único que se requiere es ordenar esos elementos de mayor a menor (o viceversa). Por ejemplo, si se quisiera clasificar una serie de lagos de acuerdo a su tamaño exclusivamente, simplemente se los ordenaría en función de área (o volumen) creciente en una serie lineal.

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Representación gráfica del ordenamiento de 15 lagos en función de su superficie.

Representación gráfica del ordenamiento de 15 lagos en función de su superficie y su temperatura anual media.

Si además del volumen se necesitara incorporar algún otro atributo, como por ejemplo la temperatura anual media de las aguas superficiales, el problema ya se vuelve algo más complejo porque es muy probable que el orden de una serie de valores (por ejemplo, el área) no coincida con el orden de la otra serie (en este caso, la temperatura). Sin embargo, utilizando dos ejes, en vez de uno solo, las semejanzas entre los objetos comparados aún pueden ponerse en evidencia y ser interpretadas con cierta facilidad. Si además del área y la temperatura pretendieran usarse otros atributos de los lagos en cuestión para evaluar cuan similares o distintos son (e.g., la producción primaria media, la profundidad máxima, la cantidad de períodos de mezcla en el año, etc.), el problema se complica mucho más porque el sistema se vuelve irrepresentable gráficamente. En estos casos debe recurrirse a alguna técnica especial de ordenamiento que aplica manipulaciones numéricas especiales cuya finalidad es sintetizar las relaciones de similitud entre esos lagos contemplando todos los atributos utilizados. Estas técnicas se denominan multivariadas, en referencia a la multiplicidad de factores que se contemplan para producir la clasificación. Existe una gran variedad de análisis multivariados que permiten abordar el problema de la clasificación de una serie de elementos sobre la base de varios atributos o características. El propósito último de todos ellos es sintetizar las relaciones de similitud entre esos elementos de manera tal que el operador pueda definir grupos o conjuntos de elementos que se

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parecen más entre sí que a los otros grupos. En realidad, el problema de la similitud entre elementos caracterizados por varios atributos puede verse como un conjunto de puntos en el espacio, siendo las distancias entre esos puntos (en este caso cada punto representaría un lago) proporcionales a las diferencias entre los atributos considerados. Por ejemplo, considerando el atributo área solamente, se vió que los puntos (i.e., lagos) pueden disponerse a lo largo de un único eje de variación de manera tal que los más pequeños estén sobre el extremo izquierdo, los más grandes sobre el derecho, y las distancias entre los puntos son proporcionales a las diferencias de tamaño entre los lagos considerados (sistema univariado). Si además del área se incorpora en el análisis la temperatura, debe recurrirse a un segundo eje (por ejemplo, un eje vertical), de manera tal que la posición de cada punto en este sistema de coordenadas es definida por dos valores: área y temperatura (sistema bivariado). Con cierto esfuerzo podría llegar a representarse un tercer eje, pero aquí se agota la posibilidad se lograr una representación gráfica inteligible, y también la posibilidad de intepretar las relaciones de similitud sin recurrir a manipulaciones especiales. De aquí surge que cada nuevo atributo agrega un nuevo eje de variación al sistema de puntos en el espacio, de manera tal que la representación gráfica de una serie de lagos caracterizados cada uno de ellos por 10 atributos es un sistema de puntos en un espacio de 10 dimensiones, donde cada dimensión corresponde a un atributo (=una fuente de variación). Es claro que semejante sistema no es representable de manera sencilla, y aunque lo fuera la representación no ofrece una interpretación fácil de cuáles lagos son más semejantes entre sí. Los análisis multivariados, por lo tanto, permiten reducir la cantidad de fuentes de variación, y en algunos casos las relaciones de semejanza entre cada par de lagos posible, que en la realidad son tantas como variables se consideren, se reducen a un solo valor que sintetiza las similitudes sobre la base de todos los parámetros utilizados. Entre los métodos de análisis y agrupamiento multivariados más usuales están el Análisis de Componentes Principales (Principal Component Analysis o PCA), el Análisis Factorial (Factor Analysis), el Análisis de Cluster, y algunos otros. El PCA (o análisis factorial, muy semejante al primero) es un método poderoso y, con respecto al análisis de cluster, cuenta con dos importantes ventajas. En primer lugar, para los ordenamientos obtenidos se puede estimar la significancia estadística; en otras palabras, permite evaluar cuan significativa es la similitud o disimilitud entre los objetos que se comparan. En segundo lugar, una vez obtenido el agrupamiento, ofrece la posibilidad de evaluar en qué medida influenció cada uno de los atributos utilizados la clasificación resultante. Esto puede verse claramente con un ejemplo hipotético. Si los 10 lagos bajo análisis tuvieran idéntica área pero diferentes temperaturas, el atributo área tendría un peso nulo sobre el agrupamiento, mientras que la temperatura pesaría en un 100%. En líneas generales, pesan más los atributos que más varían entre la serie de objetos comparados, y viceversa. El PCA, sin embargo, es un método algo más trabajoso que el análisis de cluster, y sus resultados suelen ser más difíciles de interpretar sin un conocimiento adecuado de la metodología involucrada. El análisis de cluster, en cambio, es de cálculo relativamente más sencillo, y sobre todo su interpretación es mucho más simple y obvia, aún para el principiante. Se sacrifica, sin embargo, la información acerca de qué factores pesan sobre el agrupamiento obtenido, así como la posibilidad de evaluar la significancia estadística de los grupos generados. En rigor de verdad, ambos aspectos pueden ser evaluados a posteriori, mediante varias técnicas diferentes, incluyendo el análisis nodal y tests de aleatoriedad diversos (Boesch, 1977; Strauss, 1982). Trabajo Práctico Para este trabajo se utilizará la técnica del análisis de cluster. Mediante este método se pueden observar las relaciones de similitud entre un conjunto dado de elementos (unidades

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operacionales) cuya clasificación se requiere. El método incluye dos etapas principales: (1) cálculo de la similitud (o disimilitud) entre cada par posible de unidades operacionales, que se realiza mediante alguno de los innumerables índices propuestos (ver Lombardo, 1995). (2) Agrupamiento de las unidaes operacionales mediante alguna de las varias técnicas descriptas (ver Romesburg, 1984). En este trabajo práctico se utilizará una técnica de tipo exclusivo, jerárquico, aglomerativo y secuencial. Metodología La cátedra suministrará un listado de 15 lagos incógnita con sus principales características físicas, químicas y biológicas. Estos datos fueron seleccionados de la bibliografía disponible. Los ambientes se ubican en distintas regiones de la República Argentina.

Variable Lago A B C D E F G H Clorofila (mg/m3) 0.41 0.23 0.5 0.23 4.95 4.62 1.76 20.2 Fósforo total (mg/m3) 3.8 2.5 1.0 2.5 34.5 68.0 15.3 774.0 Mixis Mono Mon

o Mon

o Mon

o Poli Poli Mon

o Poli

Prof. media (m) 157.0 104.0

101.1

111.4

20.0 2.1 24.9 2.0

Temp. media amb. (°C) 5.0 5.0 5.0 5.0 10.9 8.0 8.0 10.9 Prof. Secchi (m) 12.5 11.5 14.0 7.0 1.2 2.8 5.0 0.8 pH 6.5 6.5 6.5 6.5 8.5 8.7 7.8 8.9 Alcalinidad (µm) 0.22 0.35 0.38 0.30 3.57 1.79 1.11 9.42 Salmónidos Si Si Si Si Si Si Si No Aterínidos Si No No Si Si No Si Si Siluriformes No No No No No No No No Abund. fitopl. (miles de ind./l) 182 39 27 1 99.2

2 5.05 6.52 30

Macrofitas No No No No No Si No No Floraciones algales No No No No Si No No Soi Origen Glaci

al Glaci

al Glaci

al Glaci

al Tectónico

Eólico

Tectónico

Eólico

Variable Lago I J K L M N O Clorofila (mg/m3) 40.6 66.2 57.3 2.03 10 0.4 15 Fósforo total (mg/m3) 245 285 230 23 360 270 70 Mixis Poli Poli Poli Poli Poli Poli Poli Prof. media (m) 1.4 1.2 1.5 1.1 1.0 9.0 1.1 Temp. media amb. (°C) 16 16 16.5 16 21 21 21 Prof. Secchi (m) 0.3 0.25 0.15 2.1 0.35 0.5 1.0 pH 8.3 8.9 8.7 9.5 6.8 6.7 8.3 Alcalinidad (µm) 5.25 7.21 5.05 6.07 9.39 9.0 8.0 Salmónidos No No No No No No No Aterínidos Si Si Si Si No No No Siluriformes Si Si Si Si Si Si Si Abund. fitopl. (miles de ind./l) 30 000 30 000 20 000 1000 9235 1500 2000 Macrofitas Si Si Si Si Si Si Si Floraciones algales Si Si Si No Si No No Origen Eólico-

fluvial Eólico-fluvial

Eólico-fluvial

Eólico-fluvial

Fluvial Disolución

Fluvial

Análisis de cluster El análisis de cluster se realizará siguiendo dos procedimientos distintos: a) Con los datos cuantitativos originales y codificando aquellas variables categóricas o binarias (como el origen de los lagos, la presencia o no de floraciones algales, etc.). En este caso se empleará el coeficiente de correlación como medida de similitud entre lagos y se trabajará con la matriz estandarizada. b) Transformando los valores contínuos de la matriz básica de datos originales en valores binarios (presencia = 1, ausencia = 0), para lo cual se deberán definir los rangos correspondientes.

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A fin de familiarizarse con la técnica de análisis de cluster, a continuación se detalla un ejemplo simple en el que se trabaja con variables de doble estado usando el índice de Jaccard como coeficiente de asociación. PASO 1: Confección de la matriz básica de datos PASO 2: Confección de la matriz de semejanza PASO 3: Ejecución del método de agrupamiento PASO 1: La técnica comienza con la confección de la Matriz Básica de Datos (M.B.D.)

A B C D E 1 2 3

Las columnas corresponden a los objetos cuyas similitudes entre sí vamos a determinar (lagos, lagunas), mientras que las filas son los atributos, características o propiedades de los objetos (pH, temperatura media, etc.). PASO 2: Se utilizará un coeficiente de semejanza que medirá el parecido total (grado de similitud) entre cada par posible de objetos. Los coeficientes pueden ser de distancia, correlación o asociación. Por las características de los atributos a considerar y de la forma en que fueron codificados, se utilizará el índice de asociación de Jaccard que mide las coincidencias y diferencias en los estados de cada carácter entre cada par de objetos a agrupar. J = a / a + b + c Donde J es el índice de Jaccard, a es la cantidad de veces que un atributo dado es positivo en ambas unidades operacionales u objetos (por ejemplo, ambos lagos SI poseen salmónidos), b es la cantidad de veces que un atributo es positivo en el segundo objeto comparado y negativo en el primero, y c la cantidad de veces que es negativo en el segundo y positivo en el primero.

lago A + - lago B + a b - c

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Esquema de los pasos a seguir para calcular un dendrograma mediante el método del ligamiento promedio no ponderado.

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PASO 3: A partir de la matriz de similitud entre todos los pares de objetos, se producirá un dendrograma o “árbol” (resultado final de la técnica), que representa en un gráfico de dos dimensiones (en realidad, una sola de éstas identifica la semejanza entre los objetos) la ubicación relativa de los objetos utilizados. El método de agrupamiento involucra técnicas que, siguiendo diferentes reglas, forman grupos de elementos que se asocian por su grado de similitud. En nuestro estudio se utilizará la llamada “par de grupos”, que es una combinación de las siguientes: exclusivas: originan grupos donde los elementos o unidades operativas son exclusivos del grupo del cual forman parte y no pueden pertenecer a otro grupo que se halle en un mismo rango o nivel. jerárquicas: originan conjuntos que presentan rangos, en los cuales los elementos o grupos subsidiarios forman parte de un grupo mayor o inclusivo. aglomerativas: son las que partiendo de n elementos separados, los agrupan en sucesivos conjuntos (siempre en número menor que n) para llegar finalmente a un sólo conjunto que contiene a las n unidades. secuenciales: cada grupo es formado uno por vez hasta que se agota el conjunto total de elementos a clasificar. Ejemplo: 1. Se examina la M.B.D. y se busca el máximo valor de similitud existente en ella,

(obviamente descartando la diagonal principal). Si existen varios máximos valores de similitud, se construyen varios núcleos.

2. Se busca el próximo valor. En este paso puede ocurrir lo siguiente: a) formación de nuevos núcleos b) incorporación de un elemento a un núcleo ya existente para formar un grupo c) fusión de núcleos existentes. 3. Se repite el paso 2 hasta que se hayan incorporado todos los objetos. El paso 1 es común a todos, el 2 se lo puede realizar de varias maneras, con distintos tipos de ligamiento. Utilizaremos el llamado ligamiento promedio ponderado: la similitud entre el elemento (o grupo) a incorporarse y la del grupo o elemento al que se incorpora es el promedio resultante de sus respectivos índices de similitud. Luego de un primer ejercicio breve que se completará manualmente con el fin de familiarizrse con los procedimientos explicados, se utilizará la matriz de datos incluída en este capítulo para efectuar los agrupamientos mediante el uso del programa de computación NTSYS. Interpretación de los resultados A partir de los agrupamientos obtenidos, se efectuarán consideraciones acerca de porqué se agruparon los lagos de tal o cual manera, así como análisis del significado limnológico de los grupos generados. Estas discusiones permitirán ensayar hipótesis acerca de qué zonas del país son las que albergan cada uno de los lagos utilizados. Se tratarán de explicar las relaciones entre los factores físico-químicos y biológicos de los cuerpos de agua y las variables climáticas, geográficas y morfométricas involucradas. En la discusión se tendrá en cuenta también la influencia de ambos métodos empleados en el resultado final del trabajo. Bibliografia ARVOLA, L., 1986. Spring phytoplankton of 54 small lakes in southern Finland. Hydrobiología, 137:125-134. BOESCH, D.F., 1977. Application of numerical classifications in ecological investigations of water pollution.

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Virginia Inst. of Marine Science, Special Scientific Report 77, 114 pp. CRISCI, J.V. y M.F. LOPEZ ARMENGOL, 1983. Introducción a la teoría y práctica de la taxonomía numérica.

Secret. Gral. Org. Est. Amer. (OEA), Progr. Reg. Des. Científ. Tecnol., Monogr. 26, 132 pp. EARLE, J.C., H.C. DUTHIE y D.A. SCRUTON, 1987.Factors influencing the distribution of phytoplankton in 97

headwater lakes in insular Newfoundland. Can. J. Fish. Aquat. Sci., 44 (3): 639-649. ELORANTA, P., 1986. Phytoplankton structure in different lake types in central Finland. Holartic ecology, 9:214-

224. LOMBARDO, R., 1995. Indices de asociación y similitud. En: Ecosistemas de aguas continentales, metodologías

para su estudio, I, Ediciones Sur, La Plata, pp. 365-376. MARGALEF, R. y M. MIR, 1979. Phytoplankton of Spanish reservoirs as dependent from environmental factors

and potential indicator of water properties. Collana del programma finalizzato “Promozione della qualitá dell' ambiente”, Pallanza, 1979, 191-205.

ROMESBURG, H., 1984. Cluster analysis for researchers. Lifetime Pub., London, Singapore, Sydney, Tokyo, Toronto, México City, 334 pp.

STRAUSS, R.E., 1982. Statistical significance of species clusters in association analysis. Ecology, 6:634-639.

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Calor y temperatura en cuerpos lénticos

OBJETO DE LA PRACTICA Reproducir en el laboratorio la estratificación térmica estival (directa) e invernal (inversa) de un lago dimíctico. En lo posible, se analizarán los diferentes factores, tales como irradiación solar, vientos, fugas de calor, etc., que pueden contribuir en el establecimiento de dicha estratificación. Además, se calcularán las cantidades de calor en cada caso, para estimar cuánto calor puede ceder o captar un cuerpo de agua.

MATERIALES NECESARIOS 1) Recipientes o peceras de vidrio que estén aislados térmicamente por una cubierta de

telgopor. Para la estratificación inversa basta con uno de 20 x 15 x 35 cm; para la estratificación directa debe usarse uno más profundo, aproximadamente de 30 x 30 x 50 cm. La cubierta externa de material aislante puede ser de 1-2 cm de espesor.

2) Una lámpara de rayos infrarrojos de 150 ó 250 W, o, en su defecto, varias lámparas incandescentes. Cuanto mayor sea el aporte de calor, más rápidamente se obtendrán los resultados.

3) Un termómetro 0-50°C. 4) Una fuente de viento. Lo más adecuado es un tubo de goma unido a una cañería por la

que circule aire a presión, ya que permite regular la intensidad y la dirección del chorro de aire.

5) Hielo molido. INSTRUCCIONES PARA EL ARMADO DE LOS MODELOS Y PROCEDIMIENTO A SEGUIR

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Los recipientes a utilizar se llenan con agua limpia hasta aproximadamente 5 cm del borde superior. Para la estratificación inversa, se agrega hielo en la superficie hasta formar una capa continua de unos 7 cm de espesor. Se toman los valores de temperatura cada hora,

preferentemente a intervalos de 1 cm de profundidad.

Distribución de la temperatura en función del tiempo, en un acuario con viento moderado, constante, y una fuente de calor (lámparas infrarrojas) sobre la superficie. Las líneas contínuas corresponden a las fases iniciales de calentamiento, y las cortadas al período posterior, 40 min luego de apagar las lámparas (Según Vallentyne, 1967).

Para la estratificación directa, se enfría el agua hasta obtener una temperatura homogénea inferior a los 4°C en todo el recipiente. Se coloca la lámpara de rayos infrarrojos a 10 cm de la superficie del agua, y se dirige el chorro de aire hacia el centro geométrico del recipiente. Resulta conveniente acoplar un tubo corto (10 cm) de vidrio al extremo libre del tubo de goma conectado a la salida de aire, de modo de poder controlar más eficazmente la dirección del mismo. Se orienta el chorro de aire en un ángulo de 45° con respecto a la horizontal. La intensidad puede variarse; es conveniente comenzar con una intensidad baja, que será suficiente para producir la homogeneización de la capa superficial. Se efectúan mediciones a intervalos de 1 cm de profundidad a cada hora, pudiendo observarse al cabo de un tiempo el establecimiento de la termoclina y la formación del epilimnion por acción combinada de la irradiación calórica y del viento. Posteriormente, y conforme el agua vaya alcanzando mayores temperaturas en virtud del constante aporte de calor, puede observarse el desplazamiento hacia la derecha del epilimnion en el gráfico de temperatura versus profundidad, así como una disminución de la pendiente de la termoclina. Una vez que se ha establecido la termoclina, agregando un colorante como la tinta china puede visualizarse directamente la estratificación debida a las diferencias de densidad del agua a diferentes temperaturas. El colorante se ubicará preferentemente dentro de la capa de salto térmico, donde desciende muy lentamente hasta un nivel determinado, que coincide bastante bien con aquel en el cual empieza el hipolimnion. Por ello, este último se presenta libre de colorante. Agregando el colorante desde arriba, la mezcla activa del agua en el epilimnion gracias a la acción del viento hace que éste quede tenue y uniformemente coloreado. En la termoclina, donde el colorante no se mezcla completamente con el agua, se observan "hilos" del mismo fácilmente visibles.

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La acción del viento en el proceso de mezcla de las aguas superficiales puede evidenciarse instalando, además del anterior, otro similar a éste pero sin una fuente de aire a presión. En ese caso se observa que el gradiente térmico (por lo menos en un cierto rango de temperaturas) comienza ya desde la superficie, sin que se encuentre una capa superior de profundidad apreciable que sea uniforme térmicamente. El agregado de colorante resulta en este caso en el descenso de éste de una manera irregular hasta el nivel en el que se

interrumpe el decremento térmico, sin presentar una capa superior homogénea.

Distribución de la temperatura en un modelo de lago holomíctico, luego de enfriar el agua a 4° C, y calentarla posteriormente. a) Sin viento; b) Luego de una oscilación forzada por un seiche interno; c) Luego de una mezcla completa con viento fuerte. Las barras representan la profundidad de penetración del colorante. El gráfico inferior representa las fluctuaciones temporales de la temperatura al nivel de la termoclina durante las oscilaciones de un seiche interno (medidas con un termistor). (Según Vallentyne, 1967).

La acción del viento puede estudiarse más fácilmente en el modelo que en la realidad, ya que éste permita analizar por separado cuál es el papel de la intensidad y del ángulo de incidencia (con respecto a la horizontal) del viento sobre el mezclado de las aguas. Por ejemplo, un aumento del ángulo de incidencia puede hacer que las corrientes y turbulencias que se producen alcancen mayor profundidad, aumentando el espesor del epilimnion y, en ocasiones, destruyendo la estratificación térmica. Cuando se usan colorantes, puede observarse cómo las ondas y circunvoluciones producidas por el viento se amplían, tornándose más profundas. MODELO DE LAGO MEROMÍCTICO Los lagos, independientemente del número de mezclas que experimenten a lo largo del año, y de la época en que esto suceda, pueden clasificarse en dos grandes categorías básicas (Lewis Jr., 1983): holomícticos y meromícticos.

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Los lagos holomícticos son aquellos en los que la columna de agua alcanza a mezclarse completamente durante el período de circulación. Por el contrario, en los meromícticos la mezcla sólo involucra a una parte del volumen total del lago, (la parte superior o mixolimnion), quedando una parte del mismo sin mezclarse (parte inferior o monimolimnion). Las causas de la meromixis pueden deberse a varios factores. Una de las más comunes es la existencia de una mayor concentración de sales en las capas de agua más profundas. Debido a su mayor densidad estas capas no alcanzan a homogenizarse con el resto de la columna durante el período de mezcla. Esta situación puede darse, por ejemplo, por el ingreso de algún afluente subterráneo con mayor salinidad. Otra causa de la meromixis puede ser de índole puramente morfométrica, ya que algunos lagos sumamente profundos suelen experimentar mezclas incompletas. En el caso que la meromixis sea debida a una mayor concentración de sales en las capas profundas del lago, existe una zona de gradiente químico entre el mixolimnion y el monimolimnion que se denomina quimioclima. En el trabajo práctico se simulará un lago meromíctico y se comprobará su funcionamiento comparándolo con un control holomíctico. Para ello se llenarán dos peceras iguales con agua a una temperatura uniforme cercana a los 4 °C. Se considerará que experimento se inicia al final de un período de mezcla u homogenización, en el que toda la columna se halla a igual temperatura. A una de las peceras se les incorporará cuidadosamente sal gruesa con una manguera directamente en el fondo (esta servirá como modelo de lago meromíctico), mientras que la otra se dejará como control. En ambas peceras se simulará una estratificación térmica directa mediante la colocación de sendas lámparas, del mismo modo que el descrito para los modelos de verano anteriores. Se verificará la formación de la estratificación térmica, midiendo la temperatura en el perfil cada un centímetro de profundidad. Luego se someterá a ambos recipientes a una fuente de viento con el objeto de forzar una mezcla, y se agregará colorante al agua para visualizar el alcance de la misma. CALCULO DE LA CANTIDAD DE CALOR DE UN CUERPO LENTICO Para calcular la cantidad de calor de una sustancia cualquiera, se utiliza la siguiente fórmula:

Q = Cp · m · δt donde, Q: cantidad de calor intercambiada, Cp: constante llamada capacidad calorífica; depende de la sustancia y del rango de

temperatura considerado, m: masa de sustancia, δ t: temperatura final menos temperatura inicial de la sustancia. Como el Cp del agua entre 0 y 100° C es aproximadamente 1 cal/g°C, y considerando que la densidad del agua es 1 g/ml (o sea, 1 g de agua ocupa 1 ml), tenemos:

Q = 1 cal/g°C · V · δt siendo V: volumen de agua.

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Generalmente las temperaturas consideradas no suelen ser superiores a los 80°C (aguas termales), ni menores a 0°C. Además, en la práctica se suele usar una temperatura final de 0°C, de modo que, para estimar la cantidad de calor de un cuerpo de agua, la fórmula queda reducida a:

Q = V · t donde t: temperatura media del cuerpo de agua. De este modo, basta calcular el volumen de un cuerpo de agua y multiplicar dicho valor por la temperatura media del mismo para obtener una estimación aproximada de la cantidad de calor que posee. Sin embargo, como en la práctica se suele determinar la temperatura media como el promedio de todas las temperaturas tomadas a distintas profundidades, dicha determinación sobrestima la influencia de los estratos más profundos, los cuales poseen menor volumen debido a la forma de las cuencas. Puede efectuarse una corrección adecuada a partir de la siguiente fórmula:

t°C corregida por volumen = cant. total de calor / vol. total Esto podrá apreciarse con claridad en el siguiente ejemplo:

En este caso, la temperatura media obtenida por promedio directo de todas las mediciones efectuadas a diferentes profundidades resulta ser 20,76 C. Si efectuamos la corrección por volumen, obtendremos:

t°C corregida por volumen = 1501150 m3 · °C / 62000 m3 = 24,21°C Si expresamos el volumen en cm3, la cantidad de calor resultante estará expresada en calorías: 1 m3 = 106 cm3. Así, en el ejemplo anterior se obtendrían 1501150 · 106 cal. Por medio de la expresión siguiente:

Q=cal/cm2=cant. de calor/superficie del lago (en cm) Puede expresarse como cal/cm2, considerando la cantidad de calor de una columna de 1 cm2 de superficie y de altura igual a la profundidad media del limnótopo.

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La estimación más sencilla de la cantidad de calor de un lago, aún cuando sea solamente aproximada, es la siguiente:

Q = D · t°C Donde Q es la profundidad media multiplicada por la temperatura media, quedando expresado el resultado para una columna de 1 cm2 de base y de altura igual a la profundidad media. En algunos casos puede interesar calcular la cantidad total de calor que puede ceder o captar un cuerpo de agua. En la naturaleza, las temperaturas extremas entre las que puede oscilar el aire atmosférico son -80°C y 40°C, aproximadamente. Si consideramos que un cuerpo de agua se congela completamente llegando a una temperatura de -50°C, la cantidad de calor que ha cedido dependerá de la temperatura inicial de la que se parta. Para efectuar el cálculo correspondiente, ya no son válidas algunas de las suposiciones que hemos hecho anteriormente, donde nos manteníamos en el rango 0-100°C de temperatura. Si aplicáramos la fórmula:

Q = V · t°C para una capa de hielo superficial a 0°C, el contenido calórico calculado de ese modo sería igual a cero. Sin embargo, ese hielo puede disminuir aún más su temperatura, lo que significa que es capaz de ceder más calor aún, y, por ende, posee un contenido calórico diferente de cero. Además, la constante C para el agua en estado sólido es diferente de la del agua líquida. Dicha constante varía según la expresión:

Cp = a + b·t + c·t2 + ......

donde t es la temperatura y a, b, c, etc. son constantes que se encuentran tabuladas. Según el grado de precisión que se desee, pueden considerarse solamente los primeros términos de esta sucesión. La tabla siguiente muestra algunos valores de la constante Cp.

t°C Cp del hielo 0 1.00738 -2.2 0.5018 -100 0.329 -260 0.1

Reemplazando en la fórmula correspondiente:

dQ = m · Cp · dt dQ = m · (a + b·t + c·t2 + ....) · dt

dQ = m · (a·dt + b·t·dt + c·t2 ·dt + ...)

∫dQ = m · (a·∫dt + b·∫t·dt + c·∫t2 ·dt + ...) En nuestro caso, usaremos solamente una aproximación, considerando el C como si fuera constante dentro del rango 0 a -50°C, y tomándolo aproximadamente igual a 0,4 cal/g°C. Además, debe considerarse el calor latente de fusión del agua, que es aproximadamente 80 cal/g. Se suma entonces el calor latente de toda la masa de agua que no está en estado sólido, el cual se calcula como:

Q = C1 · V

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Aunque se introduce un error al considerar que la densidad del hielo es igual a la densidad del agua en estado líquido, podemos despreciarlo. Si se requiere mayor exactitud, puede utilizarse la densidad del hielo y efectuarse la corrección adecuada. Para estos cálculos utilizaremos siempre la convención según la cual las pérdidas de energía del sistema se consideran con signo negativo, y las ganancias con signo positivo. BALANCE TERMICO Se define balance térmico anual como la cantidad de calor necesaria para elevar la temperatura de un cuerpo de agua desde la media invernal hasta la media estival, o bien, desde la mínima invernal hasta la máxima estival. También suele expresárselo como la cantidad de calor necesaria para elevar la temperatura media de invierno hasta la media de verano de una columna de agua de 1 cm de superficie, y de profundidad igual a la profundidad media del cuerpo de agua. Para su cálculo, se utiliza la siguiente expresión:

B = D ( Tv - Ti) siendo: B = balance térmico anual D = profundidad media Tv = temperatura media (o máxima) estival Ti = temperatura media (o mínima) invernal BIBLIOGRAFIA LEWIS, JR., 1983. A revised classification of lakes based on mixing. Can. J. Fish. Aquat. Sci., 40:1779-1787. VALLENTYNE, J.R., 1967. A simplified model of a lake for instructional use. J. Fish. Res. Bd. Canada,

24(11):2473-2479. VALLENTYNE, J.R., 1978. Introducción a la limnología. Omega, Barcelona.

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Efecto de la contaminación sobre la comunidad bacteriana en un cuerpo

de agua lótico bonaerense

Introducción Para caracterizar un ambiente de agua dulce en cuanto a su funcionamiento, es indispensable considerar a los organismos degradadores. Entre éstos, las bacterias son los más abundantes y también los más activos. En efecto, su biomasa suele ser mayor que la biomasa de consumidores, variando entre 0.2 y 15 g C. m-3 (Margalef, 1983). Asimismo, el pequeño tamaño de las bacterias implica una alta relación superficie/volumen, que les permite tener una alta tasa metabólica: 1g de bacterias tiene una capacidad metabólica 100 veces mayor que 1 g de tejido de mamífero. Desde el punto de vista fisiológico, las bacterias pueden clasificarse en: Autótrofas: Son aquellas que sintetizan compuestos orgánicos fijando la energía solar (fotoautótrofas), o bien obtienen energía a través de la oxidación de compuestos reducidos (quimioautótrofas). Ambos grupos requieren de condiciones ambientales muy especiales, y no son, por lo tanto, numéricamente importantes en un cuerpo de agua. Heterótrofas: Este grupo, que incluye a la gran mayoría de las bacterias, comprende a las que obtienen energía a través de la respiración de compuestos orgánicos. Entre éstas, las aerobias utilizan al oxígeno como último aceptor de electrones produciendo CO2 y H2O. Las anaerobias, en cambio, utilizan para esto compuestos oxidados, (NO3

-, SO42-, CO2),

produciendo gases como N2, SH2 y CH4. Esto se logra a partir de una larga serie de reacciones de óxido-reducción. Distintas especies de bacterias se especializan en realizar cada una de estas reacciones, dando origen a una alta diversidad dentro de esta comunidad. Debido a su hábito mayormente heterotrófico, el número de bacterias presentes en un cuerpo de agua depende de la cantidad de materia orgánica disponible para consumo, y se relaciona por lo tanto con el estado trófico de ese cuerpo de agua. Según Margalef (1983), éstos serían los rangos típicos de densidad de bacterias heterotróficas en diversos ambientes lénticos: lagos oligotróficos: 100 - 10 x 103

lagos mesotróficos: 10 x103 - 100 x 103

lagos eutróficos: 500 x103 - 1000 x103

lagos hipereutróficos: 1000 x 103 - 10000 x 103

En Alemania se ha establecido la siguiente tabla de valores para recuentos de bacterias heterotróficas viables, en relación al grado de contaminación de un ambiente acuático de acuerdo al sistema de saprobios (Mariñelarena y Mariazzi, 1995a).

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Categoría UFC (unidades formadoras de colonias) por ml

I oligosapróbico, muy poco contaminado < 500 II α-mesosapróbico, moderadamente contaminado 1-10 x 103

III β-mesosapróbico, fuertemente contaminado 50-100 x 103

IV olisapróbico, excesivamente contaminado 750 - 500.000 x 103

La capacidad de autodepuración de un río permite que, ante una descarga puntual de materia orgánica, ésta sea degradada y finalmente reciclada, aguas abajo, en forma de nutrientes para los productores (Branco, 1984). Así, pueden identificarse distintas zonas: Zona de degradación: Inmediatamente después del punto de vertido. Aquí comienzan a

proliferar las bacterias heterotróficas aerobias, cuyo activo metabolismo provoca la disminución del nivel de oxígeno, y a veces condiciones de anoxia.

Zona de descomposición activa: Se produce entonces un marcado aumento de las bacterias anaerobias, primero las facultativas y luego las obligatorias. Hay depósito de lodos blandos, que producen burbujeo y malos olores, debido a la actividad anaeróbica béntica.

Zona de recuperación: Una vez agotada la mayor demanda de oxígeno, éste reaparece, aumentando progresivamente su concentración aguas abajo. El número de bacterias se reduce, y la mayor transparencia del agua y la abundancia de nutrientes degradados en las etapas anteriores, permiten el crecimiento del fitoplancton.

Area del Estudio Este trabajo práctico se realizará en el río Luján, Provincia de Buenos Aires, junto con el Trabajo Práctico de evaluación de la calidad ambiental. Se establecerán 5 estaciones de muestreo a lo largo del curso, que resulten representativas de diferentes condiciones de sanidad del río. Ellas son: a) Cabecera del río (estación 1 del TP) b) Ruta 9 (estación 6 del TP) c) Aguas abajo del Canal Gdor. Arias (estación 10 del TP) d) Canal aliviador del R. Reconquista (estación 13 del TP) e) Aguas abajo de la desembocadura del Canal Aliviador (estación 14 del TP) Hipótesis de Trabajo La capacidad de autodepuración del río Luján ante la contaminación por materia orgánica se manifestará a través del aumento de bacterias heterotróficas y la disminución de la concentración de oxígeno, los que, en ausencia de disturbios posteriores, tenderán a volver a sus valores normales aguas abajo. La influencia de los afluentes sobre el río Luján se manifestará, entre otros parámetros, en cambios en la concentración de bacterias heterotróficas, la que tenderá a disminuir aguas abajo de un afluente limpio (Canal Gdor. Arias), y a aumentar aguas abajo de un afluente contaminado (Aliviador del Reconquista). Tareas de Campo En cada estación de muestreo se tomará una muestra de agua para su análisis

Limnología 59

bacteriológico, de la siguiente manera: 1. Se usa un frasco estéril, el que se abre una vez bajo el agua para evitar la

contaminación con bacterias del aire. 2. La boca del frasco se coloca apuntando aguas abajo de la corriente, para evitar

turbulencias por el llenado brusco. 3. Se cierra el frasco también bajo el agua. Se coloca inmediatamente en una

conservadora con hielo para su traslado al laboratorio, para disminuir la actividad metabólica de la muestra.

RECUERDE QUE ESTÁ TRABAJANDO EN UN AMBIENTE CONTAMINADO, Y QUE ALGUNAS DE ESTAS BACTERIAS PUEDEN SER PATÓGENAS. ES IMPRESCINDIBLE USAR GUANTES Y LAVARSE LAS MANOS DESPUÉS DE QUITÁRSELOS. El método del Número Más Probable (NMP) Existen diversos métodos para calcular la densidad de bacterias en un cuerpo de agua. Entre éstos, los métodos de recuento directo al microscopio son mucho más exactos, pero requieren de una tecnología muy cara y un observador entrenado. El otro grupo de métodos se basa en el recuento o estimación del número de bacterias viables, por lo que las muestras deben ser cultivadas. Dado que no existe un medio de cultivo universal que permita el crecimiento de todas las bacterias heterotróficas, estos métodos suelen subestimar sistemáticamente los valores reales. Sin embargo, esta subestimación es notablemente menor cuando realizan recuentos de grupos específicos mediante el uso de medios de cultivos selectivos, y estos métodos tienen la gran ventaja de ser sencillos y de bajo costo, por lo que son los más frecuentemente utilizados en el análisis de calidad de aguas (Mariñelarena & Mariazzi, 1995b). Entre ellos, el más popular es el método del Número Más Probable (NMP). Este método se basa en la consideración de que una o más bacterias, inoculadas en un medio de cultivo adecuado, producirán un crecimiento que se evidenciará dando un resultado positivo (turbidez) (Mariñelarena & Mariazzi, 1995c). Así, en muestras con una gran concentración de bacterias, una serie de cinco réplicas dará resultados positivos en los cinco tubos. Si la concentración es muy baja, se obtendrán resultados negativos (transparencia) en los cinco tubos. Existe, sin embargo, una dilución crítica, para la cual agunos resultados son positivos y otros negativos, y que determina el valor numérico de la estimación de la densidad bacteriana, en base a una serie de fórmulas de probabilidades (APHA-AWWA-WPCF, 1975). En el método del NMP se siembran, entonces, series de cinco tubos de sucesivas diluciones decimales de la muestra. Para la lectura de los resultados se eligen tres diluciones consecutivas tales que en la muestra más concentrada, todos los tubos den positivo, y las dos diluciones subsiguientes. Cuando haya un resultado positivo a la dilución siguiente a las tres elegidas, éste se incorporará a los resultados de la dilución anterior, como en el ejemplo "c" de la tabla, cuya lectura se transforma en "d". Ejemplo:

Limnología 60

Diluciones

1 (muestra)

10-1 10-2 10-3 Combinación de positivos

a 5/5 5/5 2/5 0/5 5-2-0 b 5/5 4/5 2/5 0/5 5-4-2

c 5/5 3/5 1/5 1/5 5-3-2

d 5/5 3/5 2/5 0/5 5-3-2

En cada una de las fracciones, el numerador representa el número de positivos, y el denominador el número de tubos sembrados. Con la combinación de tubos positivos para las tres diluciones se entra en la Tabla 1, obteniéndose el NPM de bacterias en 100 mL de muestra, junto con los límites de confianza al 95%. Según la Tabla 1, el índice de NMP correspondiente al ejemplo a es 49 (17- 130) bacterias. Este número debe multiplicarse por la inversa de la dilución intermedia (en este caso, 102) para obtener el NMP por 100 mL. Para este ejemplo, el resultado es 4.900 (1.700 - 13.000) bacterias por 100 mL, o, lo que es más cómodo, 4.9 (1.7-130) bacterias viables por mL.

Limnología 61

Tabla 1

Combinación Indice NMP Límites de confianza de positivos (en 100 mL) inferior superior

4-0-0 13 3 31 4-0-1 17 5 46 4-1-0 17 5 46 4-1-1 21 7 63 4-1-2 26 9 78 4-2-0 22 7 67 4-2-1 26 9 78 4-3-0 27 9 80 4-3-1 33 11 93 4-4-0 34 12 93 5-0-0 23 7 70 5-0-1 31 11 89 5-0-2 43 15 110 5-1-0 33 11 93 5-1-1 46 16 120 5-1-2 63 21 150 5-2-0 49 17 130 5-2-1 70 23 170 5-2-2 94 28 220 5-3-0 79 25 190 5-3-1 110 31 250 5-3-2 140 37 340 5-3-3 180 44 500 5-4-0 130 35 300 5-4-1 170 43 490 5-4-2 220 57 700 5-4-3 280 90 850 5-4-4 350 120 1.000 5-5-0 240 68 750 5-5-1 350 120 1.000 5-5-2 540 180 1.400 5-5-3 920 300 3.200 5-5-4 1.600 640 5.800 5-5-5 >2.400

Trabajo de Laboratorio Materiales necesarios mechero Bunsen gradilla tubos de ensayo con 9 mL de solución fisiológica estéril tubos de ensayo con 5 mL de medio de cultivo peptona pipetas automáticas con tips de 1 mL estériles desinfectante y algodón

Limnología 62

Diluciones Dado que se desconoce a priori la densidad bacteriana, se necesita trabajar con una serie de diluciones sucesivas de las muestra. Estas se obtienen de la siguiente forma: - Se traslada 1 mL de la muestra original a un tubo de ensayo con 9 mL de solución fisiológica, obteniéndose 10 mL de concentración 10-1. Se homogeniza y extrae con un nuevo tip 1 mL, que se colocará en otro tubo similar, obteniéndose la concentración 10-2, y así sucesivamente, hasta la concentración 10-7 Siembra Cada una de las concentraciones entre 10-3 y 10-7 se usará para sembrar un juego de cinco réplicas, cada una de ellas agregando 1 mL de la dilución correspondiente a un tubo con medio nutritivo peptona. PRECAUCIONES La exactitud de los resultados de todo experimento bacteriológico depende del trabajo en condiciones de máxima esterilidad. Despeje y limpie con desinfectante las mesadas en las que va a trabajar. La llama del mechero crea un área estéril alrededor. Procure trabajar siempre dentro de ésta. Evite los movimientos bruscos e innecesarios: pueden ocasionar contaminaciones por bacterias aerófilas. Recuerde que, aún en el laboratorio, SIGUE trabajando con bacterias potencialmente patógenas. Utilice guantes y conserve la higiene. Análisis de los resultados Luego de 5-7 días de incubación en lugar oscuro y cerrado, con una temperatura estable de alrededor de 20 °C, se procederá a calcular las densidades de bacterias en las tres muestras por el método del NMP. Los resultados se expresarán en forma gráfica, y se discutirán en clase en relación a la calidad del agua en las distintas estaciones de muestreo y en función de las hipótesis de trabajo. Bibliografía APHA-AWWA-WPCF, 1975: Standard Methods for the examination of water and wastewater. American Public

Health Association, Washington D.C. 1993 pp. Branco, S.M., 1984: Limnología Sanitaria, Estudio de la polución de aguas continentales. Monografiá No. 28.

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& G. Tell, eds: Ecosistemas de aguas continentales. Metodologías para su estudio. Ed. Sur. pp 85-92. Mariñelarena, A.J. & A.A. Mariazzi, 1995 b: Bacteriología acuática. En: Lopretto, E. C. & G. Tell, eds:

Ecosistemas de aguas continentales. Metodologías para su estudio. Ed. Sur. pp 79-84. Mariñelarena, A.J. & A.A. Mariazzi, 1995 c: Cuantificación de bacterias indicadoras de contaminación fecal. En:

Lopretto, E. C. & G. Tell, eds: Ecosistemas de aguas continentales. Metodologías para su estudio. Ed. Sur. pp 95-104.

Limnología 63

Determinación y mapeo de la calidad del agua en cursos lóticos

Introducción Si bien existen innumerables definiciones de “contaminación” (e.g., Holdgate, 1971; Collocott y Dobson, 1974; Hellawell, 1986), prácticamente todas involucran la noción de un cambio o desviación en los parámetros físicos, químicos o biológicos con respecto a un estado supuestamente prístino y original. Esta generalización es útil desde el punto de vista práctico ya que generalmente apunta a identificar los procesos que alteran el ambiente acuático haciéndolo más desfavorable para muchos procesos biológicos y, sobre todo, dificultando su aprovechamiento por parte del hombre en un sinnúmero de actividades tanto recreativas como productivas. Sin embargo, no debe olvidarse que en los ambientes de agua dulce ese “estado original” no siempre es el más “puro” o “prístino”. Las lagunas contaminadas naturalmente con afloramientos de hidrocarburos, las aguas termales, las hipersalinas, etc. son solamente algunos ejemplos donde el estado original no es el más favorable para la mayoría de los procesos biológicos y para el aprovechamiento por parte del hombre. Además de estos cuerpos contaminados naturalmente o con propiedades extraordinarias de manera permanente, existen también eventos de contaminación natural transitorios. Por ejemplo, las floraciones de algas, pricipalmente de cianofíceas, y su ulterior muerte masiva por un cambio brusco en las condiciones climáticas suelen generar eventos reversibles de contaminación por sustancias orgánicas y metabolitos. Sin embargo, mucho más importante que esta contaminación “natural” es la provocada por el hombre, a veces denominada “artificial”. Los efectos de la contaminación debida a la actividad humana pueden generar cambios profundos tanto en las propiedades físico-químicas del agua, como en las comunidades vegetales y animales. El impacto suele ser más importante en los cuerpos lénticos que en los lóticos; los ríos automáticamente exportan al menos parte de las sustancias contaminadas recibidas. Esta capacidad de autodepuración, sin embargo, es muy limitada. Los tipos de contamnación y sustancias contaminantes se ilustran en el listado que se incluye a continuación: Contaminación física

Contaminación térmica Contaminación química (incluyendo la orgánica) Sólidos suspendidos y disueltos Materia orgánica Nutrientes (Fosfatos, Nitratos) Sulfatos Cloruros Metales (Hierro, Manganeso) Metales pesados (Mercurio, Cadmio, Plomo, Cobre) Radionucleidos Compuestos orgánicos tóxicos

Solventes Pesticidas Alometanos Bifenilos policlorados (PCB) Hidrocarburos poliaromáticos Hidrocarburos clorinados Fluoruros

Limnología 64

Sales Contaminación biológica Coliformes fecales Otros organismos patógenos La materia orgánica deriva principalmente de los efluentes domiciliarios. Los compuestos químicos, incluyendo fenoles, sales metálicas, sulfatos, ácidos, hidróxidos, etc. provienen de las actividades industriales. El aporte de hidrocarburos es debido a la navegación y a los desechos. Los metales pesados (Cu, Pb, Zn, Cd y otros) son derivados de la industria. Los biocidas, organoclorados, fosforados y otros, derivan de las actividades agrícolas y ganaderas. Los programas de monitoreo de la calidad del agua involucran el seguimiento de las características limnológicas del sistema, incluyendo las variables físico-químicas y/o biológicas, a fin de identificar propiedades anormales en algunos parámetros en relación a los valores característicos de sistemas que conservan su pureza original. Los métodos biológicos más difundidos para detectar la contaminación acuática son: Demanda biológica (o bioquímica) de oxígeno (DBO). Es el oxígeno que se consumiría si

toda la materia orgánica en un litro de agua fuera oxidada por bacterias y protozoos. La magnitud del valor de la DBO es proporcional a la cantidad de material orgánico en el agua, y por ende se suele utilizar para evaluar la contaminación por efluentes domiciliarios y de algunas industrias alimenticias.

Bacterias (ver TP “Efecto de la contaminación sobre la comunidad bacteriana de un cuerpo de agua lótico bonaerense”).

Bioensayos. Exposición de organismos de baja o mediana tolerancia a la contaminación a las aguas investigadas en diferentes diluciones; los porcentajes de mortalidad al cabo de un tiempo determinado dan una medida del grado de contaminación del líquido ensayado. Altenativamente, pueden utilizarse algas y medir su crecimiento (mediante recuentos celulares o medición de pigmentos).

Organismos indicadores. Interpretando la presencia/ausencia o la abundancia de especies cuya tolerancia o intolerancia a la contaminación es conocida; los organismos más útiles para este fin son los invertebrados y las diatomeas bentónicos o del perifiton.

Ambos principios de evaluación de la contaminación, i.e., mediante la medición de los parámetros físicos y químicos modificados por efectos de la contaminación (por ejemplo, el oxígeno disuelto, la conductividad, el pH), así como de las sustancias contaminantes mismas (hidrocarburos, metales, fenoles, biocidas, etc.), por un lado, y mediante alguna de las técnicas que utilizan a los organismos, por el otro, tienen sus ventajas y desventajas. Los primeros permiten identificar la o las sustancias contaminantes involucradas y sus niveles de concentración, información de gran utilidad sobre todo cuando se trata de fuentes de contaminación puntuales. Sin embargo, estos análisis no siempre logran definir cual es el efecto real de los contaminantes medidos sobre la biota, y generalmente tampoco contemplan la importancia de los efectos sinérgicos o antagónicos de los cotaminantes, que es en definitiva el aspecto de mayor interés. Los resultados de la detección biológica de la contaminación, por otro lado, incorporan una medida de los efectos sinérgicos y antagónicos entre contaminantes, la historia de la contaminación en el lugar, la toxicidad variable de los contaminantes en función de las características del sitio (temperatura, tipo de sedimentos, etc.), pero, por sí solos, raramente permiten identificar cual es el contaminante que está afectando a los organismos.

Limnología 65

Utilización de índices para evaluar la calidad del agua Tanto los datos biológicos, como los físico-químicos pueden utilizarse de manera independiente, o pueden ser combinados mediante alguno de los numerosos índices propuestos para medir la contaminación (e.g., Pesson, 1979; Haslan, 1990; Calow y Petts, 1996). El uso de los índices para expresar la calidad del agua se generalizó hace ya más de 20 años atrás, y se han desarrollado una gran variedad de ellos. Algunos de éstos solo toman en cuenta los parámetros físico-químicos. Entre ellos se pueden mencionar los índices de Carlson (1977), que permiten valorar el nivel de eutrofización de un cuerpo de agua a través de mediciones de la concentración de fósforo total o la lectura del disco de Secchi; el índice de calidad del agua propuesto por la EPA (Environmental Protection Agency, de los EEUU) (Lambou et al., 1983), que utiliza numerosas variables, tales como fósforo total, nitrógeno inorgánico, concentración de cloruros, oxígeno disuelto y lectura del disco de Secchi; y el índice propuesto por Berón (1984), para cuerpos de agua de Argentina, que se utilizará en este trabajo práctico, y que también combina una serie de parámetros físicos y químicos (ver más abajo). En algunos índices los valores individuales de los parámetros asociados a la contaminación son ponderados de acuerdo a su importancia en el sistema bajo estudio. Por ejemplo, la temperatura es importante en los casos de contaminación térmica (vertido en el medio de aguas calentadas debido a su utilización en plantas industriales o de generación de energía), pero difícilmente podría asociarse a impurezas en otras situaciones. Otros índices se basan en la composición de las comunidades acuáticas, y se denominan índices biológicos. La utilización de estos índices tiene ventajas y desventajas. Una de las principales desventajas es que requieren de especialistas en los grupos taxonómicos que se utilizarán como guías. Sin embargo, el uso de los índices bióticos a menudo permite una caracterización más integradora y fiel de las condiciones ambientales imperantes en el cuerpo de agua a lo largo del tiempo. Los organismos bentónicos suelen ser los más adecuados para la elaboración de índices bióticos debido a su permanencia en el lugar, y entre ellos, los más utilizados son las comunidades de invertebrados y de diatomeas. Asimismo, la combinación de diferentes índices bióticos resulta recomendable, ya que suministra información complementaria (Licursi y Gómez, 2003). Existe un enorme número de índices bióticos que se basan en la mayor o menor tolerancia de los organismos a la contaminación. A modo de ejemplo pueden mencionarse el índice de especies de Kothé (Schwoerbel, 1975), en el cual el grado de cotaminación es inversamente proporcional a la cantidad total de especies presentes; el “índice de diatomeas pampeano” (Gómez y Licursi, 2001), que toma en cuenta la tolerancia de las distintas especies de diatomeas a la contaminación; los índices de diatomeas desarrollados por Descy & Coste (1990), que se basan en el mismo principio que el anterior; el de Wilson y Mc Gill (1977), que utiliza las exuvias pupales de los quironómidos; el de macroinvertebrados para ríos pampeanos, desarrollado por Gómez & Rodríguez Capítulo (2001); etc. La diferencia entre utilizar un índice único y referir los valores individuales de los parámetros evaluados es que el índice simplifica la expresión permitiendo sintetizar la información con el fin de facilitar su representación gráfica y la transmisión de los resultados, sobre todo en auditorios no especializados. También puede ser útil para la comparación global de resultados con estudios anteriores y para la elaboración de una escala común única como medida de intercalibración. Sin embargo, dada la profusión de índices propuestos y la relativa flexibilidad de uso de muchos de ellos, en este sentido su utilidad es más restringida. De todas maneras, obviamente ningún índice aumenta la precisión ni la calidad de la evaluación realizada, y a la hora de hilar fino e interpretar los detalles las mediciones

Limnología 66

originales resultan de mucha más utilidad que el índice derivado de ellas. Trabajo Práctico En este trabajo práctico se evaluarán los parámetros (físicos y químicos) medidos en el campo (río Luján), y se ensayará el uso de algunos de de los índices propuestos para la interpretación de los patrones de contaminación. Por otro lado, a fin de resumir la información sobre los parámetros analizados, y para contar con una representación gráfica de fácil utilización, se confeccionarán mapas ad hoc donde se ilustrará la calidad del agua en diferentes puntos de la cuenca hidrográfica. Resumiendo, los objetivos del trabajo práctico son: 1. Analizar la calidad del agua en distintos puntos de la cuenca del río Luján a través del

estudio de los principales factores físicos y químicos. 2. Realizar un mapeo de los distintos puntos de muestreo en relación al grado de

contaminación de las aguas mediante distintas metodologías de uso internacional. 3. Calcular algunos índices de contaminación para cada punto de muestreo a fin de

obtener una valoración de la calidad del agua a través de un conjunto de propiedades físico-químicas.

Metodología Trabajo de campo Se realizará una salida de un día a la cuenca del río Luján, fijándose distintas estaciones de muestreo a lo largo del mismo. Para la selección de los sitios se tendrán en cuenta lugares que presenten distinto grado de perturbación antrópica. En cada punto de muestreo se medirán in situ los siguientes parámetros físico-químicos: pH, conductividad y temperatura (con sensores de campo); transparencia (con disco de Secchi); oxígeno disuelto (método de Winkler). Además, se colectarán muestras de agua para realizar los análisis químicos que se detallan más abajo. Estas muestras se preservarán en frío y en oscuridad hasta su procesamiento en el laboratorio. Trabajo de laboratorio Se realizarán los siguientes análisis químicos siguiéndose las técnicas usuales que figuran en esta Guía de Trabajos Prácticos: Oxígeno disuelto (método de Winkler); Alcalinidad (mediante titulación con HCl 0.1 N); P-PO4 (fosfato reactivo soluble) (por el método del cloruro stagnoso y molibdato de amonio

midiendo la absorbancia por espectrofotometría); Fósforo total (por el mismo método pero digiriendo previamente la muestra en autoclave en

medio ácido); N-NO3 (nitratos) (por colorimetría con reactivos Hach); N-NH4 (amonio) (por espectrofotometría, utilizando reactivos Wiener); Materia orgánica (cualitativamente con permanganato de potasio); Sólidos en suspensión (gravimétricamente mediante pesado del material retenido en filtros

Whatman GF/F secados en estufa hasta peso constante); Concentración de cloruros (por colorimetría con reactivos Hach). Es muy importante destacar que esta lista de parámetros químicos de ninguna manera agota el espectro de características que debería evaluarse en un ambiente del tipo del río Luján, fuertemete contaminado por múltiples fuentes domiciliarias, industriales y

Limnología 67

agropecuarias (ver, por ejemplo, Boltovskoy et al., 1993, 1997; Cataldo et al., 2001a, b; Colombo et al., 1995; Comité Regional de Cuenca, Ms; De Cabo et al., 2000; De Tezanos Pinto, 2000; Del Giorgio et al., 1991; Ferrari et al. 1998; Guerriero, 2000; Loez y Salibian, 1990; Maccor, 1997; O'Farrell et al., 2002; Olguín et al., 2004; Topalian et al., 1990). Con el fin de uniformar los criterios de trabajo, se tomarán en cuenta los rangos de calidad de agua propuestos por la Swedish Environmental Protection Agency (1991) que se detallan más abajo. Debe tenerse en cuenta, sin embargo, que algunos de estos parámetros no implican automáticamente la presencia de contaminación, sino que deben ser evaluados en el contexto del ambiente que se estudia. Por ejemplo, la transparencia normal de las aguas totalmente limpias del río Paraná raramente excede de unos 10-20 cm (profundidad de disco de Secchi), pero el mismo valor sería totalmente anormal para un lago andino oligotrófico como el Nahuel Huapi, donde la visibilidad puede llegar a más de 20 m. P total (µg/l) clase Descripción código de

color 7.5 1 muy pobre en nutrientes azul oscuro 7.5 - 15 2 pobre en nutrientes azul claro 15 - 25 3 moderadamente rico en

nutrientes amarillo

25 - 50 4 rico en nutrientes naranja > 50 5 muy rico en nutrientes rojo N total (mg/l) clase Descripción código de

color 0.30 1 muy bajas concentraciones de

nitrógeno azul oscuro

0.30 - 0.45 2 bajas concentraciones de nitrógeno azul claro 0.45 - 0.75 3 moderadamente altas conc. de

nitrógeno amarillo

0.75 - 1.50 4 altas concentraciones de nitrógeno naranja > 1.50 5 muy altas concentraciones de

nitrógeno rojo

Oxígeno disuelto (mg/l)

clase Descripción código de color

> 7 1 rico en oxígeno azul oscuro 5 - 7 2 moderadamente rico en

oxígeno azul claro

3 - 5 3 débil estado de oxígeno amarillo 1 - 3 4 pobre en oxígeno naranja <1 5 anóxico o casi anóxico rojo

Limnología 68

Prof. Secchi (m) clase Descripción código de color

> 8 1 muy alta prof. del Secchi azul oscuro 5 - 8 2 alta prof. de Secchi azul claro 2.5 - 5 3 moderadamente alta prof. del

Secchi amarillo

1 - 2.5 4 baja prof. de Secchi naranja < 1 5 muy baja prof. de Secchi rojo sólidos suspendidos (mg/l)

clase Descripción código de color

= 1.5 1 muy baja concentración de sólidos

azul oscuro

1.5 - 3 2 baja concentración de sólidos azul claro 3 - 6 3 moderadamente alta conc.

sólidos amarillo

6 - 12 4 alta concentración de sólidos naranja > 12 5 muy alta concentración de

sólidos rojo

Alcalinidad (meq/l)

pH clase Descripción código de color

> 0.5 > 7.1 1 muy buena capacidad buffer azul oscuro 0.1 - 0.5 6.8 -7.1 2 buena capacidad buffer azul claro 0.05 - 0.1 6.3 -

6.8 3 débil capacidad buffer amarillo

0.01 - 0.05 5.7 - 6.3

4 muy débil capacidad buffer naranja

= 0.01 = 5.7 5 nula o insignificante capac. buffer

rojo

Confección del mapa de calidad del agua 1. Se confeccionará en papel de calco un mapa por cada parámetro analizado 2. Se marcarán todas las estaciones de muestreo sobre los mapas con un círculo de 5 mm 3. Los círculos se colorearán de acuerdo a la clasificación obtenida para cada uno de los

parámetros analizados. 4. Se realizará también una presentación gráfica conjunta de los parámetros, indicando con

un diagrama sectorial para cada estación, los colores correspondientes a las categorías obtenidas.

Valoración de la calidad de agua en cada punto de muestreo a través del índice ICA Para cada punto de muestreo se calculará el índice ICA propuesto por Berón (1984) y de acuerdo al valor obtenido en cada caso, se confeccionará otro mapa que resumirá la información de un conjunto de parámetros físico-químicos diferentes. Cálculo del índice De la siguiente tabla se obtendrán los valores qi de clasificación para cada variable:

Limnología 69

Cl- (mg/l) qi N amoniacal

N-NH4 (mg/l) qi O2

disuelto (mg/l)

qi DQO mg/l

qi

0 - 50 10 0 - 0.2 30 > 9 10 <5 10 50 -150 8 0.2 - 0.5 24 8 - 9 8 5-10 9

150 - 300 5 0.5 -1.0 18 6 - 8 6 10-15 7 300 - 620 3 1.0 - 2.0 12 4 - 6 4 15-20 3

> 620 0 2.0 - 5.0 6 1 - 4 2 20-30 1 5.0 - 10.0 3 0 - 1 0 >30 > 10.0 0

Wi (peso relativo): N- NH4 = 3 O2 disuelto = 1 Cl- = 1

ICA = Σ qi / Σ Wi Interpretación de los valores 10: pureza original 8: polución leve 6: polución intermedia 3: polución elevada 0: polución muy elevada con calidad equivalente a un cloacal crudo y séptico Bibliografía Berón, L., 1984. Evaluación de la calidad de las aguas de los ríos de La Plata y Matanza-Riachuelo mediante la

utilización de índices de calidad de agua. Secretaría de Vivienda y Ordenamiento Ambiental. Ministerio de Salud y Acción Social, Argentina, 51 pp.

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Determinación de la edad y el crecimiento en peces

Nota: la bibliografía correspondiente a este trabajo está detallada en el capítulo "Comunidades dulceacuícolas", de la sección metodológica. TRABAJO DE CAMPO El muestreo de los peces se realizará con una red de arrastre de playa, que consiste en un copo central y dos alas laterales que orientan a los peces hacia el copo donde quedan retenidos; el tipo de red y la técnica de muestreo se describen en le capítulo metodológico correspondientes de esta guía ("Comunidades dulceacuícolas"). Se realizarán dos lances en diferentes zonas de la laguna. A cada individuo pescado se le tomará la longitud total y longitud standard mediante la utilización de un ictiómetro, volcando luego estos datos a una planilla. También se procederá a la extracción de escamas que serán guardadas en seco en un sobre rotulado con el número de individuo y el número de lance. TRABAJO DE LABORATORIO Para la determinación de la edad de los peces se utilizará el método de Petersen, que se basa en el análisis de datos de frecuencia por clases de longitud, y asume que los sucesivos valores modales de la distribución representan distintos grupos de edades (Fig. 3). A partir de los datos de las longitudes totales se calculará una distribución de frecuencias de las tallas, utilizando un tamaño de intervalo de 10 mm. A continuación se detalla un ejemplo para facilitar la comprensión de los métodos a utilizar. Supóngase que los datos obtenidos en el campo son los reproducidos en la Fig. 1. Con el fin de separar las distintas componentes modales se utilizará el método de Cassie, modificado para ser utilizado en computadoras personales, que consiste en la representación de las frecuencias acumuladas en escala probabilística. Una vez ingresados los datos de número de intervalos, longitud del intervalo, límite inferior del primer intervalo, y frecuencia de cada intervalo, se crea un gráfico donde las ordenadas corresponden a los intervalos de clase y las abscisas a las frecuencias acumuladas relativas en escala probabilística. En este gráfico cada curva modal que compone la distribución polimodal es representada por una recta (Fig. 2). Para establecer la moda se debe determinar sobre dicho gráfico el número de puntos (intervalos de clase), que se alinean en una recta; a partir de éstos el programa calcula para cada moda la media, el desvio standard, el número de individuos y el coeficiente de correlación para ponderar el ajuste de los puntos considerados a uns recta. Este procedimiento se debe repetir para determinar cada una de las modas. De esta manera se obtiene la descomposición en componentes unimodales de la distribución de frecuenciag (Fig. 3), y los valores de la media, desvio standard y el número de individuos de cada moda.

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Fig. 1 Distribución de frecuencias absolutas de tallas utilizadas para este ejemplo.

Fig. 2. Representación gráfica de los valores de las frecuencias relativas acumuladas en escala probabilística (eje y), respecto de los intervalos de clase (eje x)

DETERMINACIÓN DEL CRECIMIENTO Se utiliza la ecuación de crecimiento de von Bertalanffy, la cual define que el tamaño de un pez (Lt) para cada edad (t) esta dado por:

Lt = L∝ • (1-e-K(t-t0))

Donde L∝ es el largo asintótico o el tamaño máximo de un pez a la edad infinita, K es la constante de crecimiento, y t es la edad (hipotética) a la cual comienza el crecimiento si el ejemplar creciera durante toda su vida según esta ecuación. Para estimar el valor de los parámetros de crecimiento a partir de los los datos largo edad se utilizará el "Ploteo de Ford-Walford" (ver "Comunidades dulceacuícolas"), que fue adaptado para ser utilizado en computadoras. Este método requiere como datos de entrada los valores de la longitud del pez en cada edad. El programa calcula el valor de los parámetros y representa gráficamente la curva de crecimiento de von Bertalanffy (Fig. 4).

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Fig. 3. Descomposición de la distribución de frecuencias polimodales utilizando el método de Cassie.

Fig. 4. Curva de vcrecimiento de von Bertalanffy, a partir de los valores de los parámetros calculados por el ploteo de Ford-Walford.

ANÁLILIS LEPIDOLÓGICO Con el fin de verificar la coincidencia entre la edad de cada pez determinada por el método de Petersen y el número de marcas de crecimiento, se procederá limpiar cada escama con una solución de hidróxido de potasio al 2%; posteriormente bajo lupa se seleccionarán de 4 a 5 escamas de mayor tamaño y forma típica que no presenten signos de regeneración. Las escamas se montarán en seco entre dos portaobjetos y, bajo lupa, se determinará el número de marcas; se seguirá el criterio de considerar la marca como una banda de circuli apretados en el campo anterior de la escama, mientras que en el campo lateral la dirección de uno o dos circuli parecen cortar la trayectoria de muchos otros (Fig. 5).

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Fig. 5. Escama de Tilapia galilaea.

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Tasas de filtración en organismos bentónicos

INTRODUCCIÓN Uno de los mecanismos de alimentación más difundidos entre los animales acuáticos es la filtración del agua circundante y retención-ingestión de las partículas suspendidas en ella. Este tipo de alimentación es común en la mayoría de los organismos zooplanctónicos, como los copépodos, cladóceros y rotíferos, así como en muchos bentónicos. Los mecanismos de filtración pueden estar representados por las setas densamente entrelazadas de algunos apéndices especializados, formando peines o redes que retienen el material particulado (por ejemplo, en los crustáceos), o por estructuras ciliadas y mucosas que aglutinan a las partículas. En este caso, el mucus es ingerido conjuntamente con el material retenido. La estimación de la cantidad de material en suspensión que ingiere una especie dada por unidad de tiempo es una variable de gran interés ecológico. Este dato, conjuntamente con el de la densidad de los organismos filtradores, brinda una buena aproximaxión al conocimiento del impacto de estas especies sobre los recursos alimentarios del lugar. Además, ofrece evidencias acerca de la intensidad de los procesos de reciclado y mineralización del material orgánico, capacidad de “clarificación” o “limpieza” del agua, requerimientos energéticos de las especies filtradoras, disponibilidad, palatabilidad y digestibilidad de los diferentes tipos de material orgánico particulado, etc. Algunos de los conceptos básicos que deben ser considerados en los estudios de filtración son: Tasa de filtración (fitration rate): es el volumen de líquido filtrado por el animal por unidad

de tiempo. En aquéllos casos cuando los animales experimentales varían sustancialmente en tamaño a lo largo de su desarrollo ontogenético, frecuentemente esta medición toma en cuenta también la talla del filtrador, usualmente expresada en unidades de tamaño o de peso seco. Es importante destacar que la tasa de filtración así definida no implica que todas las partículas contenidas en el volumen filtrado efectivamente son retenidas. Cada filtrador tiene un rango de tamaños de partículas que puede retener y digerir eficientemente; los materiales más grandes son rechazados, mientras que los más pequeños pasan a través de sus filtros. Un concepto íntimamente ligado al de la tasa de filtración es el de la tasa de eliminación (clearance rate). En términos estrictos, la tasa de eliminación es la cantidad de agua (por unidad de tiempo) de la cual por filtración se eliminan todas las partículas presentes. En consecuencia, esta tasa coincide con la de filtración sólo cuando se retiene el 100% del material suspendido. Sin embargo, en la práctica ambos conceptos se suelen utilizar de manera indiferente.

Tasa de pastoreo (grazing rate): generalmente se utiliza para designar a la cantidad de partículas (por ejemplo, células algales) consumidas por animal por unidad de tiempo. A veces se habla también de la tasa de predación (predation rate), aunque este término es preferible reservarlo para animales carnívoros.

Tasa de ingestión (ingestion rate): Generalmente utilizado para designar la biomasa total (en peso, o contenido calórico, o carbono) del material ingerido por unidad de tiempo. Suele homologarse al consumo efectivo del animal, aunque, en rigor de verdad, no todas las partículas retenidas e ingeridas son efectivamente digeridas por los filtradores.

Existen tres métodos principales para medir las tasas de filtración de organismos acuáticos. Uno de los más comunes (que se utilizará en el presente trabajo práctico) es el del balance

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entre el alimento ofrecido al principio de un período de incubación y el alimento remanente en la cámara experimental al final del mismo (ver más abajo). El método de los marcadores implica la utilización de partículas no naturales de tamaño adecuado; su ventaja sobre el anterior consiste en que evita las complicaciones derivadas de la reproducción de las partículas vivas (generalmente algas unicelulares) durante la experiencia, y suele facilitar la cuantificación exacta de partículas en el medio experimental. Obviamente, sólo es aplicable en aquéllos casos en que el filtrador no selecciona ni discrimina el alimento natural de las partículas artificiales alternativas. Finalmente, el tercer método de uso corriente consiste en el uso de partículas marcadas con isótopos radioactivos (e.g., 14C o 32P). La marcación se obtiene incubando a las partículas (algas) con el isótopo y ofreciéndolas luego como alimento a los animales experimentales. Las tasas de filtración se estiman midiendo la radioactividad de los filtradores al final de la experiencia. La Tabla 1 ilustra algunos valores de tasas de filtración calculados para varios animales planctónicos y bentónicos de agua dulce.

Organismo Tasa de filtración (ml • animal-1 • día-1)

Brachionus sp. (Rotifera) 0.02-2.3 Daphnia sp. (Cladocera) 5-80 Limnocalanus sp. (Copepoda) 1-3 Corbicula fluminea (Bivalvia) 700-20000

Tabla 1. Algunas estimaciones de las tasas de filtración de organismos de agua dulce.

Las tasas de filtración de una especie dada no son constantes, sino que dependen de numerosos factores. Como se mencionara más arriba, la talla del animal es un factor determinante. Obviamente, en términos absolutos los ejemplares más grandes filtran más agua por unidad de tiempo que los más chicos, pero si la filtración se calcula en función de la talla, los valores para los juveniles suelen ser más altos que los de los adultos. En términos muy generales, la relación ml de agua filtrada por hora vs. mg de peso seco de filtrador oscila entre 0.1 y 2, aunque también se han registrado valores mucho más altos. Otros factores de importancia incluyen la temperatura del medio (dentro de ciertos límites, a temperaturas más altas los organismos suelen ser más activos), el estado fisiológico de los animales, el sexo, la edad, el tipo de medio y de alimento ofrecido, etc. La concentración de partículas alimenticias también desempeña un rol fundamental. Generalmente, las tasas de filtración aumentan a medida que aumenta la oferta de alimento hasta llegar a un umbral de saturación a partir del cual la actividad de filtración se mantiene constante o decrece marcadamente (Fig. 1B). Debe destacarse que, en condiciones de densidad de alimento variable, la tasa de filtración no es un indicador adecuado de la tasa de ingestión. En muchos casos, aún cuando el ritmo de filtración disminuye a medida que aumenta la oferta, el ritmo de ingestión puede seguir aumentando (Fig. 1B, D) o mantenerse constante (Fig. 1C).

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Fig. 1. Diferentes tipos de respuesta en las tasas de filtración y de ingestión ante densidades crecientes de alimento en el medio.

TRABAJO PRÁCTICO Organismos experimentales Para este trabajo práctico se trabajará con una o dos especies de moluscos bivalvos muy comunes en el delta del Paraná y en las costas de Río de La Plata: Corbicula fluminea y/o Limnoperna fortunei. Ambos organismos son originarios del sudeste de Asia y,

presumiblemente, fueron traídos a la Argentina de manera involuntaria, con el agua de lastre de los barcos transoceánicos. C. fluminea invadió la Cuenca del Plata a principios de los ‘70, y actualmente se encuentra en todo el sistema, desde Paraguay y Brasil hasta más al sur de Magdalena (Prov. Buenos Aires). Es un organismo típicamente lótico que requiere aguas bien oxigenadas; vive enterrado en los fondos arenosos y fangosos con los sifones (por donde inhala y exhala el agua para la respiración y alimentación) expuestos y distendidos. Sus densidades el el delta inferior del Río Paraná pueden ser muy altas, hasta más de 5000 animales por m2, y también es común relativamente cerca de la costa frente a la Ciudad Universitaria. Las valvas adultas miden hasta 30-35 mm (Fig. 2).

Fig. 2. limnoperna fortunei

Limnoperna fortunei llegó a nuestras aguas a principios de los ‘90. Actualmente habita ambas márgenes del Río de La Plata y el Delta del Paraná, en densidades que pueden exceder las decenas de miles de ejemplares por m2. A diferencia del anterior, Limnoperna posee un biso con el cual se adhiere a prácticamente cualquier superficie dura, incluyendo troncos, cascos de barcos, muelles, tablestacados, rocas, etc. Sus efectos sobre las plantas energéticas e industriales que utilizan agua de río (para refrigeración) en el curso inferior del Río Paraná y ribera del Río de La Plata son ya muy sensibles, ya que tapona las cañerías y filtros colonizando masivamente las paredes de los conductos. Este animal llega a unos 2-3

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cm de largo, y es muy común a lo largo de las costas del Río de La Plata, incluyendo las rocas y escombros semisumergidos frente a la Ciudad Universitaria.

Obtención y acondicionamiento preliminar Los animales que se utilizarán en el TP fueron obtenidos en el campo transportados al laboratorio inmediatamente disponiéndose en peceras con el fondo limpio (sin sedimento), con agua corriente previamente declorada por oxigenación durante 24 horas. Los ejemplares de Corbicula simplemente se depositarán en el fondo de la pecera (unos 2-3 animales por litro de agua). Los de Limnoperna vienen en manojos aglutinados de muchas conchas; estos manojos son separados cuidadosamente aislando a los organismos experimentales y depositándolos en recipientes cuyo fondo fue previamente cubierto con palillos de material plástico a los cuales muchos de los bivalvos terminarán adhiriéndose con sus bisos al cabo de algunas horas. En lo sucesivo sólo se utilizarán estos organismos, descartándose a los que no se hubieran adherido. Todos los moluscos son mantenidos en las peceras con buena aireación y alimento, cambiando el agua cada 2 ó 3 días antes de las experiencias de filtración. Preparación de las experiencias Las experiencias de alimentación se llevarán a cabo en vasos de precipitado o recipientes similares. Con el fin de evitar la sedimentación de las algas manteniéndolas en suspensión, en los recipientes se dispondrá un “buzo” activado por medio de un agitador magnético. Como medio se utilizará agua corriente previamente declorada y bien oxigenada. Como fuente de alimento se utilizará un cultivo monoalgal (por ejemplo, de Chlorella sp. o Scenedesmus sp.), cuya concentración en el mismo se ajustará a aproximadamente 10 000 células por ml de líquido. Para lograr esta dilución en las cámaras se procede de la siguiente manera: Se estima de manera aproximada, mediante un recuento en cámara de Neubauer, la concentración de algas en el cultivo madre. A continuación, se agrega de este cultivo a una botella de 2 litros una cantidad de cultivo (bien homogeneizado!) tal que la concentración definitiva en la botella llena de líquido (agua declorada y oxigenada) sea la deseada (en este caso, unas 10 000 células por ml). Se homogeneiza el contenido de la botella muy exhaustivamente y se toman de ella 3 muestras de 11 ml (fijadas con soluciónd e lugol o con formaldehído) para proceder al recuento de algas y estimación de la densidad obtenida (dato de densidad del tiempo cero). A continuación, los recipientes experimentales (vasos de precipitado) se llenan con la solución algal bien homogeneizada de la botella y se diponen sobre los agitadores magnéticos. Finalmente, se ubican los animales experimentales en los vasos. En el caso de Limnoperna, los palillos plásticos a los cuales están fijados los moluscos se suspenden en el seno del vaso sin tocar el fondo. Se procurará disponer individuos de tamaño homogéneo en cada una de las cámaras. Para cada experiencia se dispondrá de una cámara adicional en condiciones idénticas pero sin organismos (control). Desde este momento y hasta el final de la experiencia debe verificarse de manera visual CONTINUAMENTE la actividad de los animales. Si cualquiera de ellos se cerrara o retrajera los sifones debe anotarse el tiempo que duró este estado ya que el período de inactividad filtrante debe ser descontado del tiempo total para el cálculo de los resultados. Se permitirá a los animales que se alimenten durante un tiempo predefinido (por ejemplo, 30 minutos).

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Fig. 3. Diseño general de las experiencias de filtración. Al cabo de este tiempo se extraerán los moluscos y se volverán a muestrear inmediatamente todas las cámaras estimándose nuevamente las densidades algales finales en cada una de ellas por medio de recuentos. Los animales experimentales extraídos de las cámaras serán medidos (desde el umbo hasta el borde opuesto de la concha). Posteriormente se calculará el peso seco de los tejidos blandos, estimando la diferencia entre el peso seco total y el peso seco de las valvas solamente. Para ello el material será secado a aproximadamente 60°C hasta peso constante (en trozos de papel de aluminio previamente tarados), y pesado. Una vez calculado el peso seco total se eliminarán los tejidos blandos disolviéndolos con una solución de Na(OH) al 0.7 % y se volverá a secar para calcular el peso seco de las valvas. Por otro lado, se medirán unas 30-50 células algales (seleccionadas al azar) de las utilizadas con el fin de estimar su biovolumen. Introducción de variables experimentales Dependiendo de la cantidad de experiencias a realizar, se ensayarán varias otras fuentes de variabilidad para comparar los resultados obtenidos y analizar la alimentación de estos moluscos en condiciones ambientales diversas. Por ejemplo, pueden ensayarse 2 o más temperaturas diferentes, una de verano (alrededor de 27-28°C), y otra de invierno (10-12°C), con el fin de estimar la actividad alimentaria en dos épocas del año diferentes; o tallas

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disímiles de filtradores. Por otro lado, también es de interés comparar los resultados con concentraciones algales diferentes, con el fin de verificar qué tipo de respuesta presentan los animales frente a concentraciones de saturación. Cálculo de los resultados Las tasas de filtración se calculan sobre la base de dos estimaciones de las densidades algales, asumiendo que las tasas de alimentación son proporcionales a las concentraciones de alimento y, en consecuencia, que las concentraciones de células decrecen exponencialemnte con el tiempo. Sobre la base de estas premisas, la tasa de filtración (F) puede ser calculada de acuerdo a la siguiente expresión:

F = v/N • [(log Cie - log Cfe)/0.434 • t] donde: Cie = concentración inicial de algas en la cámara experimental (cél. • ml-1); Cic = concentración inicial de algas en el control (cél. • ml-1); Cfe =Concentración final de algas en la cámara experimental (cél. • ml-1); Cfc = concentración final de algas en el control (cél. • ml-1); v = volumen de medio utilizado (ml); N = Cantidad de animales experimentales utilizados; t = tiempo total de incubación (horas). Si la concentración de algas en el control también se hubiese modificado al cabo del tiempo t, y asumiendo que esta concentración aumentó o disminuyó exponencialmente, F se calcula reemplazando en la fórmula anterior Cie por Cfc:

F = v/N • [(log Cfc - log Cfe)/0.434 • t] La concentración media de algas en el recipiente experimental durante la incubación se calcula como:

(Cfe - Cie) / (ln Cfe - ln Cie) Cuando los valores de células inicial y final en el control son diferentes, la tasa de pastoreo de los animales (G), en células por individuo por hora, es:

G = (v • f / N) • {(Cfe-Cie)/[(k-f)•t]} Donde k, la tasa de crecimiento de las algas, se estima como:

k = [ln (Cfc/Cic)] / t y f, el coeficiente de alimentación:

f = (F • N)/v Si Cic=Cfc, entonces G se mide como:

G = [v • (Cie - Cfe)] / N • t Todos los cálculos anteriores están basados sobre la presunción de que las concentraciones iniciales de algas en el experimento y en el control fueron idénticas. Sin embargo, si los recuentos iniciales arrojaran valores diferentes para ambos, en aquéllos

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casos en que se verifica crecimiento algal en el control, el valor inicial experimental (Cie) debe ser corregido utilizando el dato del control. Por ejemplo, suponendo que: Cie = 10 000; Cic = 13 000; Cfc = 18 000. Ello significa que en el control hubo un crecimiento algal del 38% (de 13 000 a 18 000 algas por ml). En consecuencia, el valor de Cie debe ser incrementado en este porcentaje (i.e., Cie = 13 800) antes de proceder a efectuar los cálculos, ya que presumiblemente también aquí hubo crecimiento (no detectado debido al consumo por parte de los animales). Tanto las tasas de filtración (F), como las de pastoreo (G) serán expresadas por animal experimental, indicando las tallas utilizadas. Además, con los datos de peso seco de los moluscos obtenidos, se calcularán los mismos valores por mg de peso seco. Las mediciones de las algas serán usadas para estimar el biovolumen promedio de las células y, mediante los factores de conversión necesarios, su contenido en carbono orgánico. Esta información se utilizará para estimar el consumo de los animales en volumen celular y en carbono orgánico por animal (o por mg de peso seco del mismo) por unidad de tiempo. Ejemplo. Suponiendo que: Cie = 10 000 cél. ml-1; Cic = 10 000 cél. ml-1; Cfe = 1 000 cél. ml-1; Cfc = 10 000 cél. ml-1; v = 3 000 ml; N = 2; t = 1 hora.

F = v/N • [(log Cfc - log Cfe)/0.434 • t] F = 3000/2 • [(log 10 000 - log 1 000)/0.434 • 1] = 3456 ml por animal por hora.

k = [ln (Cfc/Cic)] / t

k = [ln (10 000/10 000)] / 1 = 0

f = (F • N)/v f = (3456 • 2)/3000 = 2.304

G = [v • (Cie - Cfe)] / N • t

G = [3 000 • (10 000 - 1 000)] / 2 • 1 = 13 500 000 células por animal por hora. Ventajas y desventajas del método Este método es relativamente sencillo, no requiere de equipos sofisticados especiales, y es fácilmente implementable. Además, permite experiencias de varias horas de duración, frecuentemente necesarias en los casos de animales que tienen ritmos periódicos de actividad, fluctuaciones diarias, etc. Por otro lado, una de sus desventajas más importantes es que los cálculos utilizados sólo son válidos si las tasas de filtración son independientes de la concentración de alimento, situación que raramente se da en la naturaleza (ver Fig. 1). El error en realidad no es muy importante, pero aumenta a medida que crece la diferencia entre Cie y Cfe. Otro problema lo presentan las células algales ingeridas pero no digeridas y vueltas a egestar en el intervalo de la incubación, en cuyo caso vuelven a aparecer en los valores de Cfe, aún cuando

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hubieran sido filtradas. Finalmente, la premisa de que el control es un buen indicador del crecimiento algal en las cámaras experimentales suponiendo alimentación nula, no siempre es correcta. Por ejemplo, las excretas de los animales pueden enriquecer el medio experimental activando de esta manera la reproducción de las algas. Bibliografía Boltovskoy D., Izaguirre I., Correa N. 1995. Feeding selectivity of Corbicula fluminea (Bivalvia) on natural

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pest bivalve Limnoperna fortunei as a function of size and temperature. Hydrobiologia.

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Equilibrios alternativos en lagunas vegetadas

INTRODUCCION Estudios realizados en la ultima década en cuerpos de agua someros vegetados, evidenciaron que estos ecosistemas pueden presentar dos estados de equilibrio, uno de aguas claras y otro de aguas turbias (Scheffer et al., 1993). Existirían varios mecanismos ecológicos involucrados, y los mismos parecen girar en torno a la interacción entre la vegetación arraigada y la turbidez (Fig.1). La vegetación tiende a incrementar la transparencia del agua, mientras que una alta turbidez inhibe el crecimiento de macrófitas sumergidas.

Fig. 1. Mecanismos de retroalimentación que pueden causar un estado dominado por la vegetación y un estado de turbidez como equilibrios alternativos. El efecto cualitativo de cada una de las vías en el diagrama puede ser

calculado considerando los signos a lo largo del recorrido. Esto indica que tanto el estado vegetado como el turbio se refuerzan a sí mismos.

Efectos de la vegetación La presencia de la vegetación acuática altera el funcionamiento de los lagos someros. Las plantas acuáticas, o macrófitas, pueden diferir mucho en sus formas, y estas diferencias son importantes con respecto al rol que ocupan en los ecosistemas lacustres. Entre todos efectos, el de disminuir la resuspensión de los sedimentos ha sido ampliamente estudiado, y hay muchas evidencias de la tendencia del agua a ser menos turbia en presencia de vegetación acuática (Scheffer, 1998). En lo que respecta a los nutrientes en sí, el rol de las macrófitas actúa en forma compleja en distintos sentidos. Por un lado, producen detritos que son mineralizados provocando la liberación de fósforo, además de generar condiciones de anoxia que inducen la liberación de fósforo que se encontraba ligado al hierro, incrementando la concentración de las formas biodisponibles. Pero por otra parte, las macrófitas reducen la turbulencia, lo que previene la

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resuspensión y limita la difusíón de este nutriente fuera de los sedimentos; además las macrófitas pueden obtener gran parte de sus nutrientes de los sedimentos y no de la columna de agua. De tal manera, en el balance final, las macrófitas actuarían como trampa de fósforo, disminuyendo la concentración del mismo en la columna de agua. En lo que respecta a su influencia sobre otras comunidades, las plantas acuáticas pueden influir negativamente sobre la abundancia de fitoplancton, ya sea por competencia por luz o nutrientes, o por la liberación de sustancias alelopáticas que inhiben el crecimiento algal (Izaguirre y Vinocur, 1994). También sirven de sustrato natural para el establecimiento de abundantes algas perifíticas, las que también compiten con el fitoplancton por los nutrientes (Hansson, 1988). Por otro lado, aquellos lagos vegetados poseen comunidades animales más ricas que los lagos no vegetados. Varios estudios indican que la densidad de zooplancton que se alberga en las zonas vegetadas, sería capaz de controlar las poblaciones de fitoplancton presentes.

Fig. 2. Representación equemática del porcentaje del área del lago cubierta por vegetación acuática en función de cambios en la profundidad del disco de Secchi (transparencia del agua) o turbidez en lagos hipotéticos de fondo chato vs. lagos con fondo en V (esquemas a la izquierda), tal como se predice sobre la base de efectos

empíricos derivados de la transparencia y la turbidez sobre la profundidad máxima habitada por plantas (Zmax, representada en los dos diagramas superiores).

TRABAJO PRÁCTICO En este trabajo práctico se tendrá en cuenta el efecto global de la vegetación sobre la turbidez, sin tener en cuenta cada factor individualmente. Por un lado se analizará el modelo gráfico propuesto por Scheffer et al. (1993), y por otro lado se aplicará un modelo de simulación matemático para analizar las interacciones entre vegetación y turbidez. Para ello hay que tener en cuenta que la turbidez ejerce un efecto negativo sobre la

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vegetación acuática sumergida. Varios estudios confirman que la máxima profundidad habitada por las macrófitas (Zmáx) se encuentra positivamente relacionada con la transparencia del agua. En la práctica, el efecto de la turbidez sobre la abundancia de la vegetación depende de la forma del lago. Este concepto puede entenderse fácilmente si se tiene en cuenta que la máxima profundidad habitada aumenta linealmente con la transparencia y es inversamente proporcional a la turbidez (Fig. 2). De este modo, se tendrá en cuenta que todas partes del lago con profundidades mayores a (Zmáx) no se encontrarán vegetadas, mientras que las áreas del lago con profundidades menores se encontrarán completamente cubiertas por macrófitas. En la Fig. 2 se puede ver el efecto de la turbidez particularmente para un lago somero. Por otro lado, hay que tener en cuenta que en las regiones templadas hay variaciones importantes de la vegetación acuática a lo largo del año. Varios estudios muestran una correlación inversa entre el ciclo de la vegetación y la dinámica estacional del fitoplancton (Engel, 1988), mostrando que en los lagos someros pueden alternarse períodos de aguas claras y de aguas turbias con altas densidades de fitoplancton. Este comportamiento podría explicarse por el hecho de que ambas situaciones representarían estados estables alternativos entre los cuales oscilaría el sistema. Cabe señalar que en los lagos someros la existencia de estados estables alternativos se ve limitada a un rango de nutrientes intermedio, ya que los lagos oligotróficos son raramente turbios y una carga elevada de nutrientes excluye casi siempre la dominancia de la vegetación. El modelo gráfico Un modelo gráfico alcanza para explicar someramente cómo la concentración de nutrientes y el nivel de agua de un lago pueden afectar las propiedades de estabilidad del ecosistema. El modelo se basa en tres supuestos: 1. la turbidez aumenta con el nivel de nutrientes 2. la vegetación reduce la turbidez por los mecanismos ya señalados 3. la vegetación desaparece completamente cuando se supera un valor crítico de turbidez. Teniendo en cuenta los dos primeros supuestos, los estados de turbidez pueden obtenerse en función de la concentración de nutrientes (Fig. 3). Aquí se observa claramente que un estado se corresponde con la situación de dominancia de macrófitas y otro con la condición no vegetada. Por encima de un valor crítico de turbidez, las macrófitas estarían ausentes y la línea de equilibrio relevante sería la superior. Por debajo de esta turbidez, la curva que valdría es la inferior. En el rango de valores de nutrientes intermedios existen dos estados estables alternativos, uno con macrófitas y otro más turbio no vegetado. A bajos valores de nutrientes sólo existe el estado dominado por macrófitas, mientras que en la situación inversa sólo existe un estado carente de vegetación.

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Fig. 3. Equilibrios de turbidez alternativos causados por la desaparición de la vegetación acuática sumergida cuando un valor crítico de turbidez es excedido. Las flecha indican la dirección del cambio cuando el sistema no

se encuentra en uno de los dos estados alternativos estables El modelo matemático de simulación Este modelo tiene en cuenta únicamente cuatro parámetros: E0: turbidez del lago en ausencia de la vegetación. Depende de la biomasa fitoplanctónica y de la concentración de sólidos suspendidos. Al depender de la biomasa algal depende indirectamente del nivel de nutrientes. Hv: abundancia de vegetación necesaria para reducir en un 50% la turbidez del lago. Un valor pequeño de este parámetro indica un alto impacto de la vegetación sobre la turbidez. p: intensidad de respuesta de la abundancia de vegetación a la turbidez. Debería ser mayor si el perfil de profundidad del lago es playo. He: turbidez a la cual la mitad del área del lago se encuentra vegetada. El valor de este parámetro debería decrecer con la profundidad media del lago. La disminución de la vegetación con la turbidez sigue una curva sigmoidea que presenta la siguiente forma:

V = He p/ Ep + He p Tanto p como He afectan la isoclina de vegetación. Por otro lado, una función inversa de Monod puede ser usada para describir el efecto de la vegetación sobre la turbidez (E)

E = E0 Hv/ Hv +V Siendo V la fracción del lago cubierta por vegetación. En este caso puede observarse que tanto E0 como Hv afectan la isoclina de turbidez.

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INTERPRETACIÓN DE LAS ISOCLINAS EN EL MODELO Isoclinas de vegetación (dV/dt = 0) En el siguiente gráfico vemos como a medida que se incrementa la turbidez, la vegetación decrece en forma sigmoidea con el aumento de la turbidez. Para los valores mínimos de turbidez la mayor parte del lago está cubierto por macrófitas. Por el contrario, a valores máximos de turbidez el lago no se halla vegetado. Se puede apreciar en la figura que la forma de la curva depende del valor de la turbidez a la cual la mitad del lago está vegetado (He). Este parámetro aumenta a medida que disminuye la profundidad del lago. De tal manera, de esto se desprende que cuanto más somero es el cuerpo de agua se incrementa el rango de valores de turbidez para el cual el lago está totalmente vegetado y disminuye la intensidad de la respuesta de la vegetación frente a cambios en la transparencia.

Fig. 4. Isoclinas de vegetación (dV/dt=0) resultantes de cambios en el valor del parámetro He en el modelo matemático de interacción vegetación-turbidez, asumiendo E0=6.

Isoclinas de turbidez (dE/dt = 0) En el gráfico se aprecia una curva cóncava decreciente, cuyo valor máximo representa la turbidez correspondiente a la ausencia total de macrófitas. La forma de esta curva depende por un lado de la abundancia de vegetación necesaria para reducir la turbidez al 50 % (Hv). Este parámetro depende de la profundidad del lago y del tipo de vegetación. Bajos valores Hv implican un alto impacto de la vegetación sobre la turbidez. En cuerpos de agua más someros el impacto de la vegetación en la transparencia es mayor. Además, la forma de la curva depende de la turbidez del lago en ausencia de vegetación (E0) y la misma depende básicamente de la concentración de nutrientes. En la figura se puede apreciar que a elevadas concentraciones de nutrientes la turbidez es mayor a igual cobertura vegetal.

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Fig. 5. Izquierda: Isoclinas de turbidez (dV/dt=0) resultantes de cambios en el valor del parámetro E0 en el modelo matemático de interacción vegetación-turbidez, asumiendo Hv=0.2. Derecha: Isoclinas de turbidez

(dV/dt=0) resultantes de cambios en el valor del parámetro Hv en el modelo matemático de interacción vegetación-turbidez, asumiendo E0=0.

Isoclinas de vegetación y turbidez combinadas Los puntos de intersección entre ambas isoclinas representan estados de equilibrio estacionario, es decir de cambio cero para ambas variables en cuestión (cobertura vegetal y turbidez). Estos estados pueden ser estables (EEE) o inestables (EEI). Son estables cuando funcionan como centro atractor del sistema, de modo tal que ante pequeñas perturbaciones que alejan al sistema de este punto, el sistema tiende a volver a la situación original. Por el contrario, son inestables cuando funcionan como repulsor del sistema, es decir que pequeñas perturbaciones son suficientes para llevar al sistema a un estado diferente al inicial.

Fig. 6. Isoclinas de turbidez (dE/dt=0) y de vegetación (dV/dt=0) combinadas asumiendo E0=6, Hv=0.2, He=2, V=1 y E=5. Los puntos de intersección representan estados de equilibrio..

Practicando con el modelo En el TP se analizarán las respuestas del sistema antes distintas condiciones iniciales. Se plantearán como condiciones iniciales una cobertura vegetal del 10 % y otra del 100 %, y en cada caso se analizarán situaciones de turbidez creciente. Ejercicios: 1) Se identificarán los puntos de equilibrio estables e inestables. 2) Qué pasa con estos estados de equilibrio si la isoclina de turbidez se desplaza hacia la

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derecha (gran aumento de la carga de nutrientes en el lago)? Y si la isoclina de turbidez se desplaza hacia la izquierda (concentraciones muy bajas de nutrientes)? 3) De acuerdo a lo observado, en que situaciones es posible identificar estados de equilibrio alternativos? Evidencia con datos obtenidos en el campo El siguiente gráfico evidencia la variación de la transparencia medida por medio del disco de Secchi en función de la biomasa de Scirpus sp. en la laguna El Burro (Pcia. de Buenos Aires). Se graficaron los datos obtenidos a lo largo de varios años durante el curso de Limnología desde 1984. Discutir las posibles causas de los cambios observados. Por otro lado, a partir de datos obtenidos de la bibliografía (Izaguirre y Vinocur, 1994) se graficó la relación entre la transparencia (medida por el disco de Secchi) y la concentración de fosfatos. Se observa una relación inversa entre ambos parámetros. Bibliografía Engel, S., 1988. The role and interactions of submersed macrophytes in a shallow Wisconsin Lake. Journal of

Freshwater Ecology, 4(3): 329-341 Hansson, L-A., 1988. Effects of competitive interactions on the biomass development of planktonic and periphytic

algae in lakes. Limnol. Oceanogr., 33(1): 121-128. Izaguirre, I., y A. Vinocur, 1994. Typology of shallow lakes of the Salado River Basin (Argentina) based on

phytoplankton communities. Hydrobiologia, 277: 49-62. Scheffer, M., 1998. Ecology of shallow lakes. Chapman & Hall, London, 357 pp. Scheffer, M., S.H. Hosper, M-L. Meijer, B. Moss y E. Jeppesen, 1993. Alternative equilibria in shallow lakes. Tree,

8(8): 275-279. Elaborado por Luz Allende, Armando Renella e Irina Izaguirre

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Comunidades dulceacuícolas Indicaciones y comentarios generales acerca de su muestreo y ulterior procesamiento del material. En el desarrollo del curso de limnología se estudiarán varios ambientes lénticos y lóticos; cada una de las "comunidades" o fracciones de las biocenosis de estos ambientes se obtiene y procesa por medio de métodos particulares, especializados y adaptados a los requerimientos y características de la "comunidad" dada. En las páginas que siguen se exponen lineamientos generales de utilidad para estos trabajos.

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Plancton Es el conjunto de organismos que se hallan en suspensión en el seno del agua a cualquier profundidad. Clásicamente este término reúne a aquellos animales y plantas cuyos movimientos son nulos o muy débiles como para contrarrestar el efecto de las corrientes. De acuerdo al tamaño puede clasificarse como sigue: Picoplancton: menos de 2 µm Nanoplancton: 2 a 20 µm Microplancton: 20 a 200 µm Mesoplancton: 200 µm a 2 mm Macroplancton: más de 2 mm

COLECCION DE PLANCTON

INTRODUCCION La gran mayoría de los estudios biológicos se basa sobre muestras. En el caso del plancton, se trabaja sobre muestras del ambiente correspondiente - es decir el agua -, que a su vez contiene a los organismos objeto del análisis. Para que estas muestras sean un reflejo adecuado del ambiente que se estudia y, en consecuencia, para que permitan inferir conclusiones razonablemente correctas, deben satisfacer una serie de condiciones. Algunas de las más importantes son que la densidad de organismos en la muestra sea representativa de la densidad original in situ (o que permita estimarla correctamente), que las proporciones entre los diferentes pláncteres en la muestra coincidan con aquéllas en el ambiente, y que los organismos recogidos se encuentren en un estado razonable de preservación. El que estos requisitos sean satisfechos depende, en primer lugar, de los aparatos de muestreo que se utilicen y de su operación. Gran parte de los problemas relacionados con la colección de muestras de plancton están relacionados con la obtención de adecuadas cantidades de organismos de un medio en el cual muchos de éstos no están suficientemente concentrados. Para algunos de los pláncteres de menor tamaño, en especial los fitopláncteres, la densidad en el medio natural es usualmente alta de manera que no es necesario recurrir a su extracción selectiva (es decir, extraer proporcionalmente más partículas que agua), o concentración. Sin embargo, la densidad natural de muchos otros es baja, y frecuentemente no es suficiente con simplemente tomar una porción de agua + organismos, sino que hay que concentrar a estos últimos antes, durante o después de su obtención. Estos organismos menos abundantes son frecuentemente los de mayor tamaño, de sentidos más desarrollados y más móviles, lo que a su vez genera el problema de que reaccionan activamente frente a los aparatos muestreadores huyendo de ellos. Los micropláncteres poco frecuentes, a su vez, presentan otro problema diferente: las cantidades que se obtienen sin concentrarlos previamente son insuficientes para el estudio, mientras que la concentración durante el muestreo requiere redes o tamices de poro tan chico que se colmatan inmediatamente. La importancia de las técnicas de muestreo del plancton es tal que el tema ha sido objeto de varios cientos de publicaciones desde fines del siglo pasado hasta la actualidad. Las revisiones de UNESCO (1968), Kiselov (1969), Jossi (1970); Schwoerbel (1970), Lamotte y Bourliere (eds., 1971), Edmondson y Winberg (eds., 1971), Mordukhai-Boltovskoy (ed., 1975), Bottrell et al. (1976), Sournia (ed., 1976), Edler (ed., 1979); Boltovskoy (ed., 1981),

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Vinogradov (ed., 1983); Omori e Ikeda (1984), dan una buena idea de la complejidad de este asunto. Empero, los cientos de sistemas de muestreo de plancton propuestos pueden ser sintetizados en tres variantes básicas: colección por medio de redes, por medio de bombas de succión, y por medio de botellas. Existen también aparatos que combinan características de más de uno de los nombrados, así como otros que detectan y cuentan partículas in situ, sin extraerlas del medio (ver San Feliu y Margalef, 1968; Denman y Mackas, 1977; Herman y Dauphinee, 1980; Boltovskoy, ed., 1981; Herman y Mitchell, 1981; Vanderploeg, 1981; Hopkins et al., 1982). Sin embargo, con la excepción de las técnicas acústicas que han tenido cierto desarrollo para la evaluación de existencias de peces (adultos y larvales), y de algunos sistemas automatizados para el recuento de partículas sestónicas, estos métodos especiales tienen escasa difusión en las aguas interiores. La breve reseña que sigue solamente tiene por objeto introducir al lector a los aspectos más generales acerca de este tema; para un tratamiento más detallado deben consultarse las publicaciones mencionadas a lo largo del texto. En las referencias bibliográficas anteriores a 1980 se ha dado preferencia a los manuales y trabajos recopilativos de índole general, mientras que para citas más modernas se han incluido trabajos más puntuales. REDES

Se trata de conos de tela de nylon (también suelen utilizarse otros materiales como el perlon, seda, polipropileno, poliéster, pero son menos recomendables que el nylon), de porosidad uniforme y estable que, al ser pasados por el seno del agua retienen las partículas y escurren el líquido. La figura 1 ilustra los componentes principales de una red de plancton con cono reductor.

Fig. 1. Esquema generalizado de los componentes de una red de plancton con cono reductor. 1) Cable de

remolque; 2) Grillete giratorio; 3) Bridas; 4) Aro de metal (boca de la red); 5) Cuerpo de la red (área filtrante); 6) Recipiente colector o copo; 7) Cono reductor (tela no filtrante); 8) Cable de seguridad

(une el cable de remolque con el colector). Las redes suelen utilizarse con la finalidad de llevar a cabo estudios cualitativos exclusivamente, en cuyo caso no es de fundamental importancia conocer el volumen de agua que se ha filtrado para obtener la muestra en cuestión. Para este tipo de estudios las redes normalmente son de tamaño reducido - para facilitar su manipulación -, y pueden construirse de acuerdo al esquema y relaciones morfométricas indicados en la figura 2. El aro metálico que define la boca puede llevar un asa o manija lateral, o tres bridas y un cabo de arrastre. El copo o recipiente colector puede ser ciego (sin ventanas para el drenaje del agua; Fig. 3A, B), y fácilmente desmontable para su vaciado. Alternativamente, en calidad de copo pueden utilizarse los frascos de almacenamiento de las muestras directamente, fijados al extremo de la red por medio de una abrazadera que ajusta sobre una tapa (roscada) desfondada (Fig. 3A); en este caso no es necesario trasvasar las muestras para

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su almacenamiento y se utiliza un nuevo frasco con cada lance.

Fig. 2. Esquema del molde para la confección de redes planctónicas para colectas no cuantitativas. r1: radio de la boca; r2: radio del extremo posterior; h2: largo del lado del cono (costura); h3: largo del extremo que se elimina para acoplar el copo; z: ángulo apical del cono desarrollado. (De Boltovskoy, ed., 1981).

Tanto para estas redes, como para aquéllas que permiten estimar la cantidad de agua filtrada durante el lance (ver más adelante), el tamaño de los poros de la malla debe ser alrededor de un 25% menor que la dimensión mínima (largo, ancho o espesor) de los organismos más pequeños que se pretende colectar para asegurar una retención cercana al 100%. De todas formas, las redes no sirven para el trabajo con los organismos pequeños y muy lábiles, como por ejemplo los ciliados, ya que estas células se deforman y pasan a través de poros mucho más chicos que el organismo, o son totalmente destruidas por la presión del agua sobre la tela. En estudios limnológicos suelen utilizarse mallas de 20-25 µm para fitoplancton (obviamente, estas redes no capturan las fracciones nano y picoplanctónica, normalmente de gran importancia energética en los ecosistemas dulceacuícolas), y de alrededor de 40 a 65 µm para zooplancton. El tipo de tejido más conveniente es el simple (sin hilos dobles ni retorcidos), monofilamento (cada hilo formado por una única hebra, y no por varias hebras paralelas). Para estudios que requieran la cuantificación del material planctónico (cálculo de la cantidad de individuos por unidad de volumen de agua filtrada) deben tenerse en cuenta una serie de precauciones adicionales: El volumen del agua que pasó a través de una red planctónica al cabo de un lance depende de varios factores: distancia recorrida, velocidad del remolque, tamaño (longitud y boca) y forma de la red y tamaño de sus poros, porosidad de la malla utilizada, densidad y tamaño de las partículas en suspensión en el medio, etc. Estimar el volumen filtrado sobre la base del volumen del cilindro que define la boca de la red en su pasaje por el agua es totalmente incorrecto, ya que usualmente entra en la misma solamente una fracción (a veces menos del 50%) del líquido ubicado frente al muestreador (ver más adelante). Las redes que serán utilizadas en arrastres para muestreos cuantitativos deben ser especialmente diseñadas y construídas teniendo en cuenta una serie de consideraciones, para cuyo análisis es conveniente definir una serie de conceptos y variables:

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Fig. 3. Diferentes tipos de recipientes colectores (copos) para redes de plancton. 1) Extremo de la red; 2) Abrazadera; 3) Collar de lona inferior; 4) Tapa rígida de frasco a rosca, desfondada; 5) Frasco de plástico; 6)

Piolín o elástico; 7) Embudo de vidrio; 8) Tubo de goma; 9) Pinza de Mohr; 10) Recipiente de metal o plástico; 11) Fondo de malla de plancton; 12) Ojales para el cable de seguridad; 13) Recipiente de PVC; 14) Ventana

de drenaje lateral fija; 15) Ventana de drenaje lateral con malla intercambiable; 16) Acanaladura para alojar la abrazadera; 17) Grifo; 18) Cilindro de material rígido; 19) Copo blando (bolsa de malla de plancton); 20) Anillo de metal o plástico; 21) Cilindro de metal o plástico; 22) Agarraderas para destornillar el fondo del recipiente

colector; 23) Fondo desmontable. (De Boltovskoy, ed., 1981). A: área de la boca (normalmente circular) de la red; a: superficie total de tela en la red; a1: superficie de tela en la sección cilíndrica anterior de las redes cilindro-cónicas; a2: superficie de tela en la sección cónica posterior de las redes cilindro-cónicas; F: eficiencia de filtración de una red, que equivale al cociente entre el volumen del cilindro que define la boca circular de la red en su paso por el agua, y el volumen de agua que fue efectivamente filtrado por la red (es decir que entró por la boca y salió por los poros); h1: altura de la sección cilíndrica anterior de las redes cilindro-cónicas; h2: altura de la sección cónica posterior de las redes cilindro-cónicas; He: volumen de agua que entra en la red en el transcurso de un lance y es filtrado; Ho: volumen del cilindro que define la boca circular de la red en su paso por el agua; M: área filtrante total de la red; n: cantidad total de poros en la tela de una red; R: relación de superficie filtrante; r1: radio de la boca de la red; r2: radio del extremo posterior de la red, equivalente al radio del recipiente colector o copo; ß: porosidad de la tela de la red; w: longitud del lado (cuadrado) del poro de la tela de la red. La porosidad de la tela (ß) se deduce:

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ß = w2 n / a,

donde w=longitud del lado del poro (cuadrado); n=cantidad total de poros en la red; y a=superficie total de tela en la red. En consecuencia, el área filtrante total (M) estará definida por:

M = ß a La relación de superficie filtrante (R) es:

R = M / A = ß a / A, donde A = superficie de la boca de la red. La eficiencia de filtración (F) es:

F = He / Ho, donde He=volumen de agua que entra en la red y es filtrado, y Ho=volumen de agua que es ofrecido a la boca de la red (equivalente al cilindro que define el aro de la boca en su recorrido por el seno del líquido).

Fig. 4. Representación esquemática del flujo de agua frente a redes de diferente diseño. A) Red cónica corta, la desviación angular del agua frente a la boca es considerable, F<<1; B) Red cónica larga, desviación angular

de la corriente menor, F<1; C) Red cilindro-cónica, no hay desviación angular de la corriente, F=1; D) Red con cono reductor (cónico-cónica), se produce desviación angular de la corriente hacia el interior de la boca, F>1.

(Modificado de Tranter y Smith, 1968). Uno de los problemas más comunes en los muestreos es la colmatación de la malla (oclusión de los poros con partículas) antes de finalizar el lance. Obviamente, cuanto mayor sea A y menores ß, a, M y R, mayor será el efecto de la colmatación. El inconveniente también es lógicamente más pronunciado con redes de malla más cerrada que con mallas abiertas. La colmatación no solamente reduce sensiblemente el volumen muestral: pasado cierto límite torna inestables y erráticas las respuestas de los flujómetros (ver más adelante) por la reducción del caudal.

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Las características hidrodinámicas de las redes de diferente diseño varían con la forma general del aparato. En las cónicas simples la eficiencia inicial es menor que 1, ya que parte del agua es rechazada (Fig. 4A, B); en las cónicas con cono reductor anterior la eficiencia es mayor que 1 (Fig. 4D); y en las cilindro-cónicas es aproximadamente igual a 1 (Fig. 4C). Estas últimas son las más recomendables ya que, teóricamente, al comenzar el lance aceptan toda el agua ofrecida frente a la boca (F=1). Además, sus características hidrodinámicas contribuyen al autolimpiado de la tela (sobre todo en la parte cilíndrica anterior) de tal manera que las partículas retenidas tienden a concentrarse en el copo, y no sobre las paredes de la red. Al diseñar una red el valor R tratará de mantenerse lo más alto posible (el límite está dado por la longitud prácticamente aceptable del muestreador ya que, a demás valores constantes, la longitud total aumenta proporcionalmente con el aumento de R), y la relación de superficies entre la parte cilíndrica y la cónica debe oscilar en alrededor de 1 a 2½ ó 1 a 3, respectivamente. Los cálculos requeridos para confeccionar una red con las características mencionadas serán ilustradas con un ejemplo: Supónganse las siguientes parámetros: ß (porosidad) = 0,30; r1 (radio de la boca) = 0,15 m; r2 (radio del copo) = 0,03 m; R = 6; a1 (superficie de tela en el cono anterior) = 1/3 de a (superficie filtrante total); a2 (superficie de tela en el cilindro) = 2/3 de a. Dado que:

R = ß a / A, entonces a = R A / ß, donde:

A = π r12 Y reemplazando por los valores propuestos:

a = (6 3,1416 0,0225) / 0,3 = 1,4 m2 que es la superficie de tela que deberá tener la red. Un tercio de este valor corresponde al cilindro anterior (a1):

a1 = 0,333 1,4 = 0,46 m2 y su altura (h1) se deduce:

a1 = 2 π r1 h1;

h1 = a1 / (2 π r1) =

0,46 / (2 3,1416 0,15) = 0,49 m La superficie del cono posterior (a2) es 2/3 de a:

a2 = 0,666 1,4 = 0,93 m²

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y su altura (h2) se deduce mediante la fórmula del área lateral del cono truncado:

a2 = π (r1 + r2) [h2² + (r1-r2)²]½ entonces:

h2 = {[a2² / (π² (r1 + r2))] - [r1 - r2]²}½ y reemplazando por los valores elegidos:

h2 = {[0,93²/(3,1416² (0,15+0,03))]-[0,15-0,03]²}½ = 1,23 m En conclusión, la red cilindro-cónica con R=6, boca de 30 cm de diámetro, copo de 6 cm de diámetro y malla de porosidad de 0,30 debe tener una longitud total de alrededor de 170 cm, 50 cm para el cilindro anterior y 120 cm para el cono posterior. Si las aguas a muestrear tuvieran una gran cantidad de seston, R debe ser aumentado (alargando la red y/o disminuyendo el diámetro de su boca).

Fig. 5. Flujómetro digital para redes de plancton. Estas redes cuantitativas deben estar provistas de copo con ventanas de drenaje del agua cubiertas con tela (preferiblemente metálica) de igual tamaño de poro que la red misma (Fig. 3D, E, F, H). La estimación del volumen de agua que filtra la red en cada lance debe efectuarse por medio de flujómetros - aparatos munidos de álabes que giran impulsados por el agua. Esta rotación es cuantificada digitalmente o por otros medios (Fig. 5). Antes de ser utilizados, así como entre campañas, los flujómetros deben ser calibrados. Esto se hace fijando el aparato a algún objeto flotante y remolcándolo en aguas totalmente quietas a diferentes velocidades. Se confecciona una tabla con los datos obtenidos (Tabla 1). Con estos datos se construye la curva de calibración correspondiente.

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Tabla 1. Datos correspondientes a la calibración de un flujómetro. (De Boltovskoy, ed., 1981).

Fig. 6. Curva de calibración de un flujómetro, basada sobre los datos de la Tabla 1.

Cuando se requieren muestras de estratos de agua profundos pueden utilizarse redes con mecanismos de cierre o de apertura y cierre. Una de las que más difusión ha tenido en estudios hidrobiológicos es la red de Clarke-Bumpus (Fig. 7), que sirve para arrastres horizontales, oblicuos o verticales, y está provista con una tapa que permite ser abierta y cerrada a las profundidades deseadas por medio de mensajeros (pesos de metal que se envían desde la superficie deslizándolos sobre el cable o cabo de remolque). Las redes de tipo Nansen y similares con su mecanismo correspondiente (Fig. 8) permiten arriar el muestreador verticalmente (con el copo lastrado, dirigido hacia abajo) hasta la base del nivel a barrer, izarla hasta el techo del mismo (abierta, filtrando agua), cerrarla por estrangulamiento de la parte anterior por medio de un mensajero y continuar izando hasta la superficie sin contaminar el material obtenido en profundidad con organismos más superficiales. Existen también varios otros dispositivos que permiten abrir y cerrar las redes en profundidad (ver Boltovskoy, ed., 1981; Weikert y John, 1981; Heron, 1982; Tuel y Knauer, 1982; etc.). Al realizar un lance de red deben registrarse las lecturas inicial y final del flujómetro, y el tiempo total que duró el arrastre. Suponiendo que la red fuera la del ejemplo anterior (30 cm de diámetro de boca), que el arrastre hubiera durado 120 segundos, y que el total de vueltas del flujómetro ascendiera a 480, se calcula el valor de revoluciones por segundo (en este caso, 480/120=4), y con este dato se obtiene, en la curva, la medida metros por revolución

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correspondiente (aproximadamente 0,1175, ver Fig. 6). Ello significa que, a la velocidad utilizada, por cada revolución del flujómetro "se recorrieron" 0,1175 m; entonces, multiplicando las revoluciones totales acumuladas por 0,1175 se obtiene la "distancia recorrida" en función del agua que efectivamente ha entrado en la red durante el lance (56,4 m; la distancia real recorrida por la red será mayor que ésta). Este dato de distancia es la altura del cilindro de 0,3 m de diámetro que definió la boca de la red en su recorrido por el agua:

Vol. cilindro = π r² h

que para los valores dados es:

3,1416 0,15² 56,4 = 3,99 m3 que es la cantidad de agua que filtró la red. Dado que entre las velocidades que normalmente se utilizan para el arrastre la curva de calibración generalmente se aproxima a una recta paralela al eje de las abcisas, en la práctica suele prescindirse de su uso, en cuyo caso tampoco es necesario tomar el tiempo de duración de cada arrastre. Los flujómetros se montan en la boca de la red por medio de tres cabos tensos fijos al aro metálico, excéntricamente, a mitad de distancia entre el centro y el borde (ya que allí el flujo del agua es más representativo del flujo promedio total que en el centro).

Fig. 7. Red de Clarke-Bumpus con las modificaciones introducidas por Paquette y Frolander. 1) Cable de remolque; 2) Contador del flujómetro; 3) Barra de soporte del recipiente colector; 4) Recipiente colector; 5)

Alerones de estabilización del recorrido en el agua; 6) Tapa giratoria para la apertura y el cierre de la boca de la red; 7) Retén giratorio para la apertura y cierre de la tapa; 8) Mecanismo de liberación de los mensajeros

secundarios; 9 y 11) Cables de suspensión de los mensajeros secundarios; 10 y 12) Mensajeros secundarios; 13) Mordaza de retención de la red sobre el cable; 14) Disparador que, al ser golpeado por el mensajero,

acciona el mecanismo pivotante de la tapa de la red. (De Paquette y Frolander, 1957). Antes de comenzar un programa de muestreos en un lugar y momento dados, es conveniente verificar la distancia máxima que puede recorrer la red utilizada sin colmatarse. Para ello se realizan varios lances de extensión creciente hasta que las revoluciones del flujómetro comiencen a indicar valores desproporcionales con respecto a la distancia

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recorrida. Se elige entonces una extensión menor a aquélla en la cual comenzó a haber evidencias de colmatación. Obviamente, este ensayo debe ser repetido cuando cambian las condiciones del medio y/o la red utilizada.

Fig. 8. Red para barridos verticales munida de un sistema de cierre a profundidad de tipo Nansen. A) Cable de remolque; B) Mensajero; C) Mecanismo de cierre de la red; D) Bridas; E) Cabo de cierre por

estrangulamiento; F) Aro metálico de la boca de la red; G) Cable de seguridad; H) Copo. (De catálogo de instrumental oceanográfico de Hydro-Bios).

La velocidad de remolque no debe exceder de, aproximadamente, unos 30 a 50 cm por segundo. El exceso de velocidad aumenta la presión de filtración deteriorando el material, macerándolo, y extruyendo parte del mismo a través de las mallas. Velocidades muy altas terminan por rasgar la red. Las velocidades demasiado bajas, por otro lado, facilitan la evasión activa de los organismos (ver más adelante), y además inciden desfavorablemente sobre el trabajo de los flujómetros. Para lances verticales someros la estimación de la profundidad a que está ubicado el muestreador se deduce simplemente de la longitud del cable o cabo de remolque filado. A profundidades mayores, y sobre todo cuando el cable forma un ángulo pronunciado con respecto a la vertical (por deriva de la embarcación, corrientes, etc.), esta profundidad equivale al coseno del ángulo que forma el cable con la vertical multiplicado por la longitud de cable en el agua. Los muestreadores de plancton continuos y/o automáticos (ver Sameoto et al., 1980;

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Boltovskoy, ed., 1981) permiten obtener series de muestras a lo largo de la derrota de la embarcación sin atención de operadores, o con atención mínima. Estas muestras, sin embargo, son generalment de volumen reducido y los aparatos en cuestión tienen escasa aplicación en trabajos limnológicos. Para biotopos especiales se utilizan redes con modificaciones particulares. Los organismos neustónicos, por ejemplo, se colectan con redes cuya boca está montada sobre flotadores de manera que parte de la misma se mantiene fuera del agua (Fig. 9; ver John, 1976; Brown y Cheng, 1981; Schram et al., 1981). La interfase agua-fondo, o capa hiperbéntica, se muestrea mediante redes montadas sobre trineos, esquíes u otro tipo de deslizadores que se apoyan sobre el fondo (ver Boltovskoy, ed., 1981). En ríos y arroyos suelen emplearse redes fijas, con la boca abierta hacia la corriente.

Fig. 9. Red neustónica de boca rectangular, con flotadores.

Las redes deben ser cuidadosamente enjuagadas entre lances, restregando vigorosamente la tela con las manos (para eliminar o destruir restos de material adherido a las mallas). Luego de cada campaña es conveniente lavarlas con agua tibia y detergente neutro para limpiar los poros. Las roturas en la tela deben ser remendadas mediante parches (Webb y Potthoff, 1979), o taponando los agujeros con algún adhesivo sintético ("Fastix" o similares). BOMBAS DE SUCCION Estos muestreadores tienen varias ventajas, pero también desventajas, sobre las redes, a saber: 1. Colectan muestras más discretas, especialmente adecuadas para estudios de la distribución del plancton a pequeña escala (microdistribución o patchiness); 2. Permiten obtener, simultáneamente con el plancton, muestras de agua para análisis físicos y químicos; 3. La estimación de la cantidad de agua filtrada es más sencilla y precisa que con las redes; 4. Permiten controlar y evitar la colmatación; 5. Permiten la colección de plancton en lugares inaccesibles para las redes. Pero, por otro lado: 1. Deterioran a los organismos, sobre todo a los de mayor tamaño, mucho más que las redes;

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Fig. 10. Obtención de muestras de plancton mediante una bomba centrífuga sumergible. A) Esquema del muestreo; B) Vista externa del aparato. 1) Red de plancton; 2) Recipiente para medir el caudal; 3) Manguera;

4) Batería eléctrica (12 V); 5) Cables; 6) Motor de la bomba; 7) Entrada de agua.

2. El tamaño muestral es normalmente mucho más bajo que con redes de plancton, por lo cual suelen ser inadecuadas en ambientes oligotróficos y/o para colectar organismos que se encuentran en bajas concentraciones; 3. Los problemas de evasión son mucho más pronunciados que con las redes (ver más abajo); 4. La colección de material a profundidades mayores a unos 50 metros requiere equipos especiales de alta potencia.

Fig. 11. Sifón de baja velocidad para obtener muestras de plancton hasta profundidades moderadas. (Modificado

de Harvey, 1966).

Los tres tipos más comunes de bombas de succión son la alternativa, rotatoria y centrífuga (ver Beers, 1981). Las alternativas generalmente deterioran menos el material colectado, pero son más voluminosas y pesadas que las centrífugas de capacidad equivalente. Un sistema compuesto por una pequeña bomba centrífuga sumergible accionada por una batería de 12 V puede proveer un flujo de más de 50 litros por minuto y permite la obtención de material microplanctónico (especialmente de fitoplancton) hasta profundidades de unos 40-50 m (desarrollado por A. Boltovskoy y colaboradores, ver figura 10; Boltovskoy y Mazzoni, 1988). El líquido succionado hasta la superficie se filtra a través de mallas de plancton del poro adecuado (Fig. 10), o se recoge íntegramente para ser procesado en el laboratorio.

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La obtención de agua desde profundidades moderadas puede llevarse a cabo con una manguera utilizada a modo de sifón (Fig. 11). Además de los tratados generales listados más arriba que incluyen descripciones de sistemas de bombeo para plancton, información más reciente acerca del uso de las bombas de succión puede ser consultada en Coughlan y Fleming, 1978; Miller y Judkins, 1981; Mackas y Owen, 1982; Berman y Kimor, 1983; etc. BOTELLAS Se trata de recipientes de volumen variable (usualmente no más de 5-10 l) que se arrían abiertos por ambos extremos a la profundidad deseada, se cierran allí por medio de un mensajero, y vuelven a izarse a la superficie. Existen varios modelos de fabricación comercial, pero también pueden ser confeccionados por el usuario (Figs. 12, 13; Cassie y Freeman, 1980; Boltovskoy, ed., 1981; Fletcher y Polson, 1982).

Fig. 12. Dispositivo sencillo para la colección de muestras de pequeño volumen a profundidades moderadas. La

botella se arría cerrada y un vigoroso tirón del cabo la abre a la profundidad deseada.

Para muestreos de una columna de agua integrada de baja profundidad suele utilizarse un tubo elástico tal como se ilustra en la figura 15 (ver también George, 1976; George y Owen, 1978; A. Boltovskoy, 1990). La simplicidad de operación, bajo costo, precisión volumétrica y posibilidad de colección de seston y agua de prácticamente cualquier profundidad hacen de las botellas el muestreador ideal para organismos pequeños, numerosos y sin motilidad propia, como la mayoría de los fitopláncteres. El zooplancton, sin embargo, generalmente no está lo suficientemente concentrado como para dar capturas adecuadas en muestras de 5 ó 10 litros. Además, los crustáceos tienen reacciones de evasión que hacen que las botellas puedan subestimar sus cantidades considerablemente (ver más abajo). El líquido obtenido mediante botellas puede ser filtrado a través de tamices o mallas para concentrar a los pláncteres objeto del estudio. Alternativamente y cuando la fracción a investigar es demasiado pequeña, se recurre a la sedimentación del material en cilindros ad hoc, o al centrifugado para concentrar las partículas y eliminar el exceso de agua (Sournia, ed., 1976; Boltovskoy, ed., 1981).

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Fig. 13. Conjunto de botellas para la obtención de muestras de agua a profundidades moderadas, operado

manualmente. A) Botella; B) Vista general de la ubicación de las botellas sobre el cabo; C) Nudo deslizante ("falso nudo") utilizado para mantener las botellas abiertas durante el arriado; al llegar a la profundidad

deseada se jala del extremo de la línea que va a la superficie (9), los nudos se abren y liberan las argollas (3), cerrando las botellas; esta línea es continua desde la superficie hasta la última botella. 1) Tubo de material

plástico de unos 25 cm de largo por 5 cm de diámetro interno; 2) Tubo de goma o elástico; este tubo atraviesa la botella por dentro, pasa por el centro de las esferas de goma (5) y, en estado distendido, se ata a las

argollas de bronce (3); 3) Argollas de bronce, las ubicadas en los extremos de la botella, al lado de las esferas de goma (5), se atan de a pares tal como se ilustra en C para mantener el aparato abierto durante el arriado; 4) Cabo de nylon; 5) Esferas de goma de diámetro levemente superior al del tubo (1); 6) Driza de nylon sobre

la cual se fijan las botellas; 7) Lastre de unos 20 kg; 8) Extremo del cabo de cierre que va hacia la botella siguiente; 9) Extremo hacia la superficie. (De Boltovskoy, ed., 1981; modificado de Goodwin y Goddard,

1974).

Fig. 14. Botella para muestreos de plancton del tipo Van Dorn.

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Fig. 15. Obtención de una muestra integrada de una columna de agua superficial. a) El tubo se sumerge con el

extremo libre hacia abajo reteniendo el cabo en superficie; b) El extremo libre se extrae del agua mientras el cerrado queda fijo; c) El extremo cerrado se deja caer libremente; d) El tubo se recupera hasta la superficie. Una vez izado, se desprende la malla del extremo y se lavan los organismos retenidos en ella en un frasco con líquido. 1) Cabo de izado; 2) Unión del cabo al extremo del tubo; 3) Tubo de material no colapsable; 4) Filtro de tela de red de plancton ocluyendo el extremo del tubo. (De Boltovskoy, ed., 1981, modificado de

Pennak, 1962).

PROBLEMAS VINCULADOS CON LA EVASION DEL ZOOPLANCTON Probablemente sea el origen etimológico del término "plancton", asociado al reducido tamaño de sus integrantes, lo que ha generado una impresión errónea acerca de la sensibilidad y capacidad de reacción de los pláncteres. Es cada vez más obvio que pretender una captura cuantitativa y cualitativamente representativa simplemente pasando una red por el agua, sin mayores recaudos, es tan absurdo como pretender cazar ariposas corriendo con la red entomológica en alto con los ojos vendados. Los zoopláncteres ven y/o sienten los aparatos de muestreo y los evaden eficientemente; los crustáceos, especialmente los copépodos, tienen excelente coordinación neuromuscular y velocidades de natación que pueden exceder los 100 cm por segundo (UNESCO, 1968). En consecuencia, en muchos lances sólo se obtiene una fracción de los individuos pequeños, débiles y enfermos, mientras que la mayor parte de la población no es capturada en absoluto (Isaacs, 1965).

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Fig. 16. Efectos de la perturbación superficial del agua sobre lances de red consecutivos a lo largo de la misma transecta de 100 m de largo, en un cuerpo lenítico (embalse Cassafouths, provincia de Córdoba). En todos los casos se grafican datos comparativos sobre la base del resultado del primero (100%) de tres barridos

sucesivos (ida-vuelta-ida). El tiempo transcurrido entre cada par de barridos fue de alrededor de 5-10 min. Los números identifican cada uno de los grupos de zoopláncteres contados: 1) Nauplii de copépodos (talla promedio: 0,19 mm); 2) Acanthocyclops robustus, copepoditos pequeños (0,40 mm); 3) A. robustus, copepoditos grandes (0,67 mm); 4) A. robustus, adultos (1,02 mm); 5) Notodiaptomus incompositus,

copepoditos (0,68 mm); 6) N. incompositus, adultos (1,2 mm); 7) Diaphanosoma brachyurum, individuos pequeños (0,42 mm); 8) D. brachyurum, grandes (0,94 mm); 9) Daphnia spinulata, pequeños (0,81 mm); 10) D. spinulata, grandes (1,42 mm); 11) Bosmina huaronensis y Bosmina longirostris, pequeños (0,32 mm); 12)

B. huaronensis y B. longirostris, grandes (0,45 mm); 13) Ceriodaphnia dubia, pequeños (0,38 mm); 14) C. dubia, grandes (0,62 mm); 15) Keratella cochlearis (0,18 mm). Cada uno de los datos representa el promedio de varios tríos de lances. Nótese que durante el día se observa una clara disminución desde el primer barrido (en aguas no perturbadas), hasta el tercero (en aguas perturbadas por los dos pasajes anteriores), mientras que durante la noche las oscilaciones alrededor del 100% (primer barrido) son azarosas. (De Boltovskoy y

Mazzoni, 1988). Varios investigadores realizaron análisis detallados acerca de la eficiencia comparativa de los tres sistemas de muestreo descriptos, así como estudios del comportamiento del zooplancton y de sus efectos sobre las capturas (Barkley, 1964, 1972; Fleminger y Clutter, 1965; Smyly, 1968; UNESCO, 1968; Wiebe y Holland, 1968; Herke, 1969; Langeland y Rognerud, 1974; Singarajah, 1975; Strickler, 1975; Hodgkiss, 1977; Ruttner Kolisko, 1977; Gale y Mohr, 1978; Leithiser et al., 1979; Haury et al., 1980; Kriete y Loesch, 1980; Beers, 1981; Orr, 1981; Cada y Loar, 1982; Kovalev y Egorov, 1982; Omori y Hamner, 1982; Wiebe et al., 1982; Gallagher y Conner, 1983; Taggart y Leggett, 1984; Boltovskoy et al., 1984, 1985; Hillmann-Kitalong y Birkeland, 1987; Boltovskoy y Alder, 1988; Boltovskoy y Mazzoni, 1988; etc.). Los resultados correspondientes no son coincidentes, pero la mayoría apuntan a la existencia de errores muy significativos en las estimaciones de abundancia con diferentes artes de muestreo y en diferentes condiciones. Boltovskoy et al. (1985) y Boltovskoy y Mazzoni (1988) presentaron los resultados de un detallado estudio de la eficiencia comparativa de redes de plancton empujadas delante de la embarcación (es decir, muestreando aguas no perturbadas por el paso del bote) y remolcadas detrás de ella, una bomba de succión centrífuga, y una botella. Los grupos analizados fueron dos copépodos, tres cladóceros (todos divididos en clases de tamaño) y un rotífero, en un total de alrededor de 100 muestras. Los resultados más importantes de este estudio fueron:

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Fig. 17. Representación diagramática de la interpretación de las diferencias entre las capturas de una red empujada frente a la embarcación y una red remolcada detrás de ella, en diferentes condiciones ambientales.

Los sombreados representan concentraciones de plancton diferentes; las flechas indican reacciones de evasión a la perturbación superficial; las colectas comparativamente más ricas están representadas con redes

más llenas. Ver el texto para la explicación detallada. (De Boltovskoy y Mazzoni, 1988).

1. El tamaño de la boca de las redes utilizadas (20 y 50 cm de diámetro), y la presencia/ausencia de bridas delante de las redes no inciden sobre las capturas; 2. Durante el día, y especialmente con cielo despejado, las capturas con red son significativamente menores en aguas recientemente perturbadas (Fig. 16); 3. Todos los zoopláncteres analizados tienden a nadar activamente en contra de las corrientes evitando, en consecuencia, ser aspirados por la bomba de succión; 4. La evasión de áreas perturbadas y las reacciones reotácticas son responsables de que la botella y la bomba subestimen muy significativamente (en hasta decenas de veces) las densidades in situ; estas subestimaciones son más pronunciadas para las especies y estadios con mejor locomoción. El producto de las colectas está influenciado por una combinación de tipo de colector, técnica de muestreo, condiciones ambientales, hora del día, etc. El ejemplo ilustrado en la figura 17 da una idea de la complejidad del tema y de las variables involucradas. En este caso, durante días despejados el zooplancton tendía a mantenerse a cierta distancia de la superficie; la red empujada delante de la embarcación barría un estrato relativamente despoblado, mientras que la red posterior colectaba material del mismo estrato mezclado (por efecto de la acción del motor fuera de borda) con aguas subsuperficiales más ricas en plancton; a pesar de las reacciones evasivas del plancton (flechas), la mezcla vertical hacía que las aguas detrás del bote fueran momentáneamente más ricas en plancton que las aguas delante del mismo. Por otro lado, en días nublados la distribución de los pláncteres en la capa superficial no era estratificada; la red de atrás barría el mismo estrato que la de adelante, aunque empobrecido por la evasión que provocaba el pasaje del bote. Es de destacar que estas diferencias en la cantidad de material colectado por las dos redes fueron muy consistentes entre grupos y alcanzaron valores de hasta más de diez veces. No se conoce hasta el momento un remedio infalible y general para este tipo de problemas. Sus efectos pueden ser disminuídos minimizando la perturbación del ambiente a investigar inmediatamente antes y durante el muestreo, haciendo los barridos a velocidad constante y evitando la colmatación con lances excesivamente largos.

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ALMACENAMIENTO, ROTULACION, RECUENTOS, BIOMASA, ETC.

En todos los casos conviene tomar dos muestras idénticas del mismo lugar, fijando una de ellas (para análisis cuantitativos, principalmente), y llevando la otra al laboratorio sin fijarla (para análisis cualitativos). Para fijar las muestras se le agrega una cantidad tal de formaldehído (concentrado, al 40%) como para que su proporción constituya del 3 al 5% del volumen total del líquido en el frasco. Todos los frascos con las muestras deben etiquetarse, escribiendo con lápiz de grafito duro en un trozo de papel vegetal, que se coloca DENTRO del frasco. Además, para los fines prácticos, conviene también agregar una identificación externa abreviada. En la etiqueta deberá figurar el nombre del cuerpo de agua, fecha, hora, estación, tipo de muestra, forma de muestreo, cantidad de agua filtrada (estimativo o exacto), fijación, nombre del operador, tipo de red (abertura de los poros en µm, boca, etc.). A éstos se agregará cualquier otro dato que se considere de interés o importancia. Entre un muestreo y el siguiente la red y el recipiente colector deben ser cuidadosamente lavados con agua limpia o filtrada. Los análisis del material biológico obtenido abarcarán inventarios de la flora y fauna de las muestras, así como estimaciones cuantitativas, principalmente de las formas dominantes. RECUENTOS Para los fines cualitativos debe utilizarse material fijado, así como muestras sin fijar, vivas, ya que muchos organismos delicados (euglenas, ciliados, etc.) prácticamente desaparecen en las muestras fijadas o, en el mejor de los casos, se conservan en estado tan deficiente que no permiten identificación alguna. Los recuentos se realizan con el material fijado, en cápsulas de Petri con fondo cuadriculado (para los organismos de mayor tamaño, tales como copépodos), o entre porta y cubreobjetos, para el microplancton, utilizando alícuotas de volumen conocido (por ejemplo, 0,1 ml). Para el micro y el nanoplancton se utilizan cámaras de sedimentación y el microscopio invertido o de Utermöhl. En todos los casos la concentración de material en la fracción que se utiliza para el recuento debe ser tal que permita una cómoda observación de los individuos. Frecuentemente la concentración original, en la muestra traída del campo, es demasiado densa; en estos casos debe procederse a su dilución tomando nota del volumen original y del líquido agregado para poder después estimar las abundancias absolutas in situ. En las tablas de resumen de los resultados deben figurar: el taxón correspondiente, el volumen sobre el cual se ha basado la estimación cuantitativa (volumen contado), y la densidad por unidad de volumen en la naturaleza (individuos por litro o por ml de agua). Ejemplo: Volumen total filtrado a través de la red = 12 baldes de 10 l c/u = 120 l; Volumen de la muestra en el vaso colector = 0,075 l (75 ml); Volumen de las alícuotas contadas y cantidad de ejemplares en cada una de ellas:

1a...... 0,15 ml ......14 2a...... 0,20 ml ......28 3a...... 0,10 ml ......27 4a...... 0,09 ml ...... 8

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5a...... 0,10 ml ......16 Cantidad de ejemplares en 1 ml:

(14 + 28 + 27 + 8 + 16) / (0,15 + 0,2 + 0,1 + 0,09 + 0,1)=

93 ejs. / 0,64 ml = 145,3 ejs./ml Consecuentemente, en el recipiente colector hay:

145,3 x 75 = 10897,5 ejemplares, que es la cantidad recogida de 120 litros de agua in situ; luego, en 1 litro hay 91 ejemplares (90,8125). Estos cálculos son algo más complicados cuando el material debe ser diluido antes de proceder a su recuento; por ejemplo, si a la muestra del ejemplo anterior se agregaron 75 ml de agua para diluirla, el resultado final será la mitad del calculado. En el caso de los análisis CUALITATIVOS suele tomarse la alícuota a observar de la zona de mayor concentración de material (generalmente, el fondo del frasco); pero para las estimaciones CUANTITATIVAS es sumamente importante que el material en suspensión esté bien homogeneizado antes de extraer la alícuota; de lo contrario los resultados pueden ser seriamente sub o sobrestimativos. Estos sistemas de recuento son variantes simplificadas de métodos de estimación cuantitativa más precisos, que utilizan cámaras de sedimentación, cámaras de recuento, tratamientos estadísticos de los resultados, estimaciones del error, etc., los que se verán con mayor detalle en el curso de las clases teóricas. Biomasa La estimación de la biomasa del plancton es un proceso más complicado que en el caso del bentos; aquí usualmente no se puede calcinar el material (ver más abajo), porque las concentraciones de plancton en el agua son moderadas y están por debajo del umbral de detección por medio del peso seco y peso calcinado. Además, en el peso seco o peso calcinado se incluirían todos los componentes sestónicos de origen biológico, tales como restos de vegetación fanerogámica superior de origen alóctono, que pueden ser muy abundantes en el caso de las lagunas chicas y someras. Para el fitoplancton suele utilizarse la clorofila como indicador de la biomasa general de este componente. Los procedimientos en cuestión están detallados en la sección correspondiente de esta guía; la técnica es sencilla y rápida, y tiene un alto grado de precisión. Para el zooplancton, sin embargo, no existe un método químico fácil, y debe recurrirse al recuento y estimación del volumen de los organismos, para luego transformar estos datos en gramos de carbono orgánico, o gramos de peso seco de sustancia orgánica, por unidad de volumen o de superficie. El mismo método se utiliza cuando se quiere estimar la biomasa de fracciones restringidas del fitoplancton (por ejemplo, solamente las diatomeas, o solamente una especie determinada). El volumen del o los organismos se estima adaptando la forma de aquéllos a figuras geométricas regulares. Un dinoflagelado tecado como Peridinium o una célula de Trachelomonas, por ejemplo, serían el caso más sencillo ya que responden adecuadamente a una esfera [cuyo volumen es (зdiám.3)/6]. Para organismos de formas más complejas se utilizan otros cuerpos geométricos (cilindros, conos, elipsoides, paralelepípedos, etc.), o

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combinaciones de aquéllos. Por ejemplo, para un Ceratium puede ser necesario sumar los volúmenes de dos conos, un paralelepípedo, un trapezoide y un cilindro; cada una de estas figuras representa una parte de la célula. Para un copépodo adulto el cálculo puede ser aún más complejo (cf. Hernroth, 1985):

V=π[(Lc·B·H)/6+(Lab·Dab2)/4+(Lan·Dan2)/6+(Lp·Dp2·N/12] Donde: B=ancho del prosoma Dab=diámetro del abdomen Dan=diámetro de la antena Dp=diámetro medio de las patas H=altura del prosoma Lab=longitud del abdomen Lan=longitud de la antena Lc=longitud del prosoma Lp=longitud media de las patas N=número de patas V=volumen Los volúmenes así calculados se suelen denominar biovolúmenes. Conociendo el peso específico de los organismos medidos (que generalmente oscila muy cerca de 1) puede expresarse directamente el biovolumen estimado en gramos de peso húmedo de sustancia orgánica. Esta medida, sin embargo, es menos útil que el peso seco o, mejor aún, el peso del carbono orgánico, ya que el peso húmedo varía con la proporción de agua en las células y con el porcentaje de constituyentes no orgánicos (frústulos de sílice en las diatomeas, depósitos calcáreos en los caparazones de crustáceos). Para estimar el peso seco o la biomasa en términos de carbono orgánico debe conocerse la relación entre el volumen del organismo y el peso seco o el contenido de carbono. Dado que la estimación del volumen de acuerdo a mediciones y fórmulas como la indicada más arriba para el copépodo es tan trabajosa que en sí misma constituye un extenso proyecto de investigación, en la práctica, para estudios de corte ecológico, se suelen utilizar las relaciones, regresiones o tablas de conversión propuestas por otros investigadores en estudios ad hoc (e.g., Heusden, 1972; Dumont, 1975; Edler, 1979; Bird, 1985; Hernroth, 1985; etc.). Para ello se busca una medida sencilla de tomar que esté altamente correlacionada con el volumen, y éste a su vez con el peso, como por ejemplo el largo total. Por ejemplo, Dumont (1975) estimó la siguiente regresión para el cladócero Moina micrura:

W = 6.61 · L2.57 Donde W es el peso (en µg) y L es el largo total (en µm). Para dinoflagelados tecados, por ejemplo, se propone una relación de 0.13 picogramos de carbono orgánico por cada µm3 de volumen celular, mientras que para otros fitopláncteres es de 0.11 (Edler, 1979). Características estructurales particulares pueden requerir la introducción de correcciones y modificaciones en las relaciones. Las diatomeas poseen una gran vacuola con alto contenido en agua; por este motivo se aconseja sustraer el 90% del volumen de esta vacuola del biovolumen total calculado antes de convertir los valores en carbono orgánico (Edler, 1979). En resumen, para calcular, por ejemplo, la biomasa de los crustáceos planctónicos de una laguna deberán contarse sus copépodos y cladóceros divididos en clases de tamaño. Para

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cada clase se medirán una cantidad determinada (300, 500 o más, dependiendo de la variabilidad de tallas dentro de cada grupo) de organismos y se buscará la expresión más adecuada que relacione talla con peso seco. Con esos datos se estima el peso seco promedio de cada clase de tamaño, que multiplicado por la cantidad de organismos por litro para esa clase dará la biomasa de la clase. La sumatoria de todas las clases para todas las especies será el valor de biomasa de crustáceos buscado.

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Peces Sección preparada por O.H. Padín y N. R. Iriart. El necton es la "comunidad" errante formada por organismos que se desplazan activamente en el agua por sus propios medios. Sus principales componentes son los peces.

ARTES Y MANIOBRAS DE PESCA Se define como arte de pesca a todo equipo y elementos accesorios utilizados en la captura de peces. Según sus características operativas las artes de pesca pueden ser agrupadas en pasivas y activas. El material más antiguo utilizado por el hombre para la confección de artes de pesca es probablemente el lino, de excelentes características para prestaciones marineras. También se han utilizado el cáñamo y el algodón, pero en la actualidad los materiales más difundidos son las fibras sintéticas, especialmente poliamida y nylon en piolín de mono y polifilamento. ARTES PASIVAS Son aquéllas que se calan en un punto determinado y es el pez con su actividad y desplazamientos el que determina la captura. Espinel De uso común en el río Paraná y el estuario del Río de la Plata, principalmente para peces de fondo. Suele utilizarse en lagunas para la pesca de bagres. Consiste en un cabo principal (madre), de longitud considerable. A intervalos regulares se desprenden brazoladas, en cuyos extremos van anudados los anzuelos. Puede llevar 100 o más y ser calado a distintas profundidades (Fig. 1a, b). Para su operación la madre es adujada en un canasto desde donde salen las brazoladas cuyos anzuelos quedan asegurados a un rodete de corcho, para ser encarnados a medida que se va filando el espinel (Fig. 1c), Este queda fondeado por medio de muertos de cemento o de hierro de 2 a 10 kg en sus extremos. La presencia del espinel queda señalada mediante una o más boyas con banderines.

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Fig.1. Espinel. a: calado a fondo; b: calado en superficie; c: maniobra de calado.

Red de enmalle o agallera Consiste en un paño de red sostenido por una relinga superior donde se fijan los flotadores de plástico o corcho y una relinga inferior con pequeños lastres de plomo. Queda suspendida como una barrera que intercepta el desplazamiento de los peces, que son atrapados principalmente por detrás de los opérculos (Fig. 2a). Este arte puede utilizarse individualmente o formando trenes de redes de distinta medida de malla para cubrir todo el espectro de tallas de peces presentes. Generalmente se calan en superficie mediante un muerto o ancla y una boya grande en cada extremo (Fig. 2b), o a fondo. Los cabos que unen la relinga inferior con los muertos terminales deben tener una longitud dos o tres veces mayor que la profundidad del lugar. Se utilizan, variando los tamaños de malla, en todos los ambientes bonaerenses para la pesca de bagres, tarariras, lisas y, muy especialmente, para la captura del pejerrey. Para operar este arte debe procederse como sigue: sobre la cubierta de popa de una embarcación libre de herrajes que puedan enganchar las mallas se extiende un lienzo sobre el que se carga la red. Se comienza con la boya, muerto y cabos de uno de los extremos, sobre ellos se pliega el paño en zig-zag, y sobre todo el conjunto se colocan la boya, muerto y cabos del extremo opuesto, que serán arrojados al agua al comenzar la maniobra de calado (Fig. 2c). La posición de la red dependerá de la actividad de las especies presentes y de las características del ambiente. En general, las redes de enmalle se calan paralelas a la línea de costa, con la relinga inferior casi sobre el fondo en costas de pendiente suave de lagunas y embalses, y perpendiculares a la línea de costa cuando se trata de lagos profundos.

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Fig. 2. Red de enmalle. a: paño calado y formas frecuentes de enmalle; b: red calada en superficie; c: red

cargada en la embarcación. Una variante de este arte llamada mallón es utilizada para la pesca de grandes peces de río. Se opera desde una canoa, a la que permanece sujeta por un extremo. Se cala perpendicular a la línea del cauce dejándola derivar con la corriente, de manera que se desliza sobre el fondo en sectores de poca profundidad, llamados canchas de pesca. En el extremo libre próximo a la costa lleva un fondeo y una boya. El pescador rema lentamente para mantener la red extendida. Es el arte por excelencia para la captura de grandes peces de aguas abiertas en el río Paraná. Trasmallo o tres telas Consiste en tres paños superpuestos; dos exteriores (espejos) de malla muy grande, y uno central de malla más fina, más flojo. Se opera de manera similar a la red de enmalle calada o a la deriva, como el mallón. Trampas Son dispositivos que atrapan a los peces por medio de un encierro que permite la entrada pero impide o dificulta el escape. Dentro de esta categoría se reconocen: Nasas: cilindros de mimbre o malla de red con dos bocas de forma cónica en sus extremos (Fig. 3a). Suelen calarse cebadas. Corrales o pantallas: se utilizan en cursos de agua estrechos y consisten en una empalizada que se erige atravesando el cauce (Fig. 3b), con gran variedad de diseños. En nuestro país se utilizan para la captura de reproductores de salmónidos. Almadrabas: comunes en Japón, España e Italia, en bahías de aguas poco profundas. Consisten en un paño o red guía de longitud variable, dispuesto en forma perpendicular a la costa, cuya función es orientar a los peces hacia una bolsa donde quedan atrapados (Fig. 3c). Este arte permanece calado cierto tiempo, y la bolsa es vaciada periódicamente. Existen diseños sencillos, sin trampa, pero también son utilizadas otras más complejas. Ideal para la captura de peces vivos.

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Fig. 3. Diferentes tipos de trampas para peces. a: nasa; b: corral; c: almadraba.

ARTES ACTIVAS Son aquéllas que al ser desplazadas filtran un volumen de agua que varía en función de la distancia recorrida. Capturan los peces presentes en el área barrida, independientemente de su nivel de actividad.

Copo de mano Aro metálico con un mango de longitud variable donde va cosida una bolsa cónica de malla fina (Fig. 4a). Ideal para operar en áreas muy vegetadas; generalmente se utiliza para la captura de peces pequeños. Esparavel o atarraya Red circular con pequeños lastres de plomo en sus bordes. Interiormente tiene varios cabos finos unidos a un cabo más grueso de varios metros de longitud que pasa por un anillo central. El pescador retiene este cabo en su mano, carga la red sobre el hombro y la arroja desplegada sobre la superficie del agua. Al cobrar el cabo central la red se cierra hacia adentro por debajo, atrapando a los peces (Fig. 4b). Requiere gran pericia para su operación y es muy útil para ambientes reducidos o de poca profundidad. Red de arrastre de playa Consiste en un copo central y dos alas laterales que orientan a los peces hacia la bolsa, donde quedan retenidos. Hay una relinga superior, que lleva los flotadores, y una inferior lastrada con plomos. En el extremo de cada ala se coloca una vara rígida (calón) que mantiene separadas las relingas. Una boya mayor (maesa) o varias menores marcan, en la relinga superior, el centro de la bolsa y sirven de guía durante el arrastre (Fig. 4c). Esta red, cuando es pequeña, puede ser operada por dos personas a pie desde los calones, o desde

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la costa, por medio de cabos, una vez que ha sido calada con ayuda de una embarcación. Una vez cargada la red en un bote de remos con un procedimiento similar al de la red de enmalle, se deja el extremo de uno de los cabos fijo en la costa, y se procede a calar la red, describiendo con la embarcación una trayectoria en U cuyas ramas quedan determinadas por la longitud de los cabos. Para extraer la red del agua se procede a cobrar los cabos en forma lenta y sostenida, sin perder de vista la maesa para que la bolsa de la red se mantenga armada. Unos metros antes de llegar los calones a la costa los operadores deben desplazarse hacia el centro, juntándose. Al llegar la red a la costa es conveniente que uno o dos operadores, rodilla en tierra, tomen las dos relingas inferiores juntas, bien pegadas al piso mientras las cobran. Simultáneamente, los otros dos operadores cobran la relinga superior por ambos lados (Fig. 5). Existen modelos de hasta cerca de 1 km de longitud, que deben ser arrastradas por caballos o tractores (sabaleras).

Fig: 4. Artes activas. a: copo de mano; b: atarraya; c: red de arrastre de playa.

Chuza o fija Consiste en una especie de arpón operado manualmente que se utiliza en aguas someras. Robador Anzuelo múltiple que se arroja mediante una línea sobre el cardumen, recogiéndose rápidamente. Generalmente para peces migradores en los ríos Paraná y Salado. Red de arrastre de media agua Es similar a la red de costa, pero con las alas muy reducidas, o sin ellas. Se opera desde una embarcación con la ayuda de tangones laterales (Fig. 6a), o con dos botes (Fig. 6b). Una variedad de este arte, con su relinga inferior y copo reforzados, puede utilizarse para arrastres de fondo con portones.

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Fig. 5. Maniobras con la red de arrastre de playa.

Fig. 6. Redes de arrastre de media agua. a: operada con tangones; b: arrastrada con dos embarcaciones.

Red de vara o ranio Consiste en un copo o bolsa profunda, con o sin nasa, cuyo paño superior (cielo) está sujeto a un travesaño (vara) de madera o metal, en cuyos extremos se fijan dos patines de madera de forma subtriangular. La relinga inferior es más larga y lleva por delante una cadena como protección para los objetos sumergidos que podrían dañarla (Fig. 7a). Los

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patines llevan, en la parte que se desliza sobre el fondo, una planchuela de hierro y herrajes donde se sujetan la red y los cabos de arrastre. Para la operación con este arte es necesario contar con un motor de potencia no menor a 80 HP, preferiblemente interno, para mantener la cubierta de popa libre. Es recomendable, además, una pequeña pluma para el izado del aparejo. Tiene un excelente rendimiento para peces de hábitos bentónicos.

Fig. 7. a: ranio; b: monitoreo con ecosonda. OTROS METODOS Ictiotóxicos Son sustancias químicas que disueltas en el agua envenenan a los peces. La más conocida es "polvo de chimbó" (leguminosa del género Lonchocarpus), utilizada por los aborígenes de Brasil y Paraguay. Este compuesto fue ensayado en el litoral de Corrientes para el control de la piraña. La droga activa es la rotenona, que en la actualidad se sintetiza en laboratorio y se expende con diversos nombres comerciales. Actúa sobre la superficie branquial impidiendo el intercambio gaseoso, debido a lo cual los peces suelen ascender a la superficie facilitando su captura con un copo de mano. El alto costo y baja selectividad de esta droga (mata también a los insectos acuáticos) la hacen poco recomendable para uso masivo, sin embargo es muy útil en ambientes reducidos, vegetados o con corrientes débiles, para fines de relevamiento ictiológico. Pesca eléctrica Es un sistema que utiliza campos eléctricos sumergidos, auxiliado por algún arte de pesca convencional. El pez es inducido a nadar hacia el ánodo (galvanotaxia) en cuya proximidad sufre una inmovilización (electronarcosis) que permite su captura con un copo de mano. Resulta muy útil por la gran diversidad de ambientes en que puede aplicarse. Técnicas acústicas En su versión más sencilla, el equipo consiste en una ecosonda pequeña, del tipo de las usadas en embarcaciones deportivas, formada por un transmisor que, a través de un transductor emite un pulso ultrasónico. Este rebota en el fondo y vuelve a ser recibido por el transductor, que lo envía al mecanismo registrador, previa amplificación. Los peces que se

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encuentran en la zona insonificada son registrados en el papel como pequeñas trazas individuales, que pueden ser contadas y relacionadas con el volumen barrido por el haz de ultrasonido (Fig. 7b). Los factores a considerar son: la velocidad del movimiento del papel del registrador, escalas de profundidad, frecuencias utilizadas, longitud del pulso y ángulo del haz de ultrasonido. La identificación de las especies registradas y la estimación del número y biomasa relativos deben hacerse mediante pesca de control con una red de media agua o una red de arrastre de playa. Esta técnica es útil para evaluar rápidamente la abundancia de peces. GLOSARIO Adujar: acomodar un cabo con el fin de alistarlo para la maniobra. Armadura: Está constituída por un hilo delgado que une las relingas al paño, la separación de las ligaduras determina la abertura de las mallas, que normalmente es del 50% del paño estirado. Azocar: ajustar, apretar bien un cabo o un nudo. Babor: borda o costado izquierdo de la embarcación, mirando desde popa hacia proa. Barlovento: la parte de donde viene el viento, con respecto a un lugar determinado. Bichero: asta larga con punta y gancho metálico en uno de sus extremos que sirve para tomar cabos, boyas, peces, etc. Bita: pieza metálica simple o doble sólidamente afirmada al muelle, para amarrar embarcaciones. Brazolada: En un piolín de longitud variable al extremo del cual va atado en anzuelo en los espineles. Cabo: Cualquiera de las cuerdas utilizadas en las maniobras. Calabrote: cabo muy grueso. Calar: echar la red al agua para pescar. Se usa indistintamente para todo tipo de redes, pero es más generalizado para redes fijas; para las móviles suele utilizarse el término "lance". Calón: Es la varilla de unos 60-80 cm que llevan las redes de arrastre en los extremos de las alas. Cáncamo: pieza metálica que por un extremo tiene un ojo, gancho o argolla, y por el otro rosca con la que se asegura a cubierta, costado o cualquier otro sitio de la embarcación. Sirve para afirmar motones, cabos o aparejos. Cancha: lugar donde se pesca, especialmente con referencia a las redes de arrastre y otras redes de fondo. Debe ser pareja y limpia para evitar enganches de la red; este factor es especialmente importante en represas y embalses, muchos de los cuales inundan terrenos boscosos imposibilitando, de esta manera, una explotación efectiva de sus recursos pesqueros. Cargar: Aumentar la cantidad de pesos de plomo en la relinga inferior de la red. Cazar: atraer hacia sí un cabo, cobrar, halar. Chicote: extremo de un cabo o cable. Cobrar: recoger un cabo, halar. Compás: instrumento que indica el norte magnético. Cornamusa: pieza de madera o metal afirmada en cubierta para amarrar los cabos. Empabilar: Protección que se hace a la brazolada un vez anudado el anzuelo. Se usa especialmente con peces de dentadura filosa que cortan la brazolada. Alternativamente, se utilizan brazoladas de alambre. Empatillar: Anudar el anzuelo al piolín para hacer la brazolada. Enmallarse: cuando un pez queda sujeto por la malla de la red, normalmente luego de entrar en ella hasta la cabeza o hasta la zona abdominal. Escandallo: peso que lleva la sondaleza para que vaya al fondo.

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Eslora: longitud de una embarcación. Estribor: borda o costado derecho de la embarcación mirando desde popa hacia proa. Falcacear: fijar el extremo de una cabo para que no se suelten sus hebras. Filar: Soltar cabo, cable o cadena. Fondear: Hundir una red hasta que toque fondo (en el caso de las embarcaciones - anclar). Gaza: Ojo o asa formada en el chicote o seno de un cabo. Grillete: Pieza de metal en forma de U atravesada en sus extremos perforados por un perno. Se utiliza para unir dos gazas u otros elementos. Puede ser giratorio. Herraje: cualquier elemento de metal utilizado en las maniobras. Lance: ver "calar". Madre: es el piolín del espinel al cual van unidas las brazoladas. Maesa: Boya grande que se coloca en medio de la relinga superior en las redes de arrastre. Sirve para localizar la parte central de la boca del copo y así poder guiar la red en el arrastre. Maniobra: evolución y movimiento de una embarcación. Conjunto de aparejos y cabos de labor. Motón: aparejo utilizado para cambiar la dirección de un cabo de maniobra (polea). Muerto: ancla de cemento, hierro o cualquier otro material pesado utilizado para fondear una embarcación, boya o red por medio de un cabo o cadena. Nudo: medida de velocidad que equivale a una milla por hora (1852 m por hora). Paño: trama de la red tejida a mano o a máquina. Pasador: punzón de hierro que sirve para abrir los cordones de los cabos, aflojar nudos, etc. Pasteca: tipo especial de motón. Pínula: compás para tomar marcaciones y tirar rumbos. Pluma: Guinche de diferente diseño para maniobrar cargas. Popa: parte posterior de una embarcación. Proa: parte anterior de una embarcación Relinga: cabo que llevan las redes en su parte superior e inferior; en la primera van los corchos o boyas, y en la segunda los plomos. Ambas se unen al paño por las armaduras. Sonda: instrumento para medir la profundidad, compuesto por el escandallo y la sondaleza. Sondaleza: cordel en cuyo extremo se fija el escandallo. Tangón: percha que se articula en un palo o una banda y sirve para separar cabos durante una maniobra. Virar: cambiar el rumbo de una embarcación. CONSIDERACIONES FINALES Es importante considerar que los rendimientos por unidad de esfuerzo son variables en el tiempo. En el análisis de las capturas diarias de una batería de redes durante un ciclo anual se pueden detectar fluctuaciones que responden, básicamente, a tres patrones de comportamiento. Uno de ellos, de carácter anual, está asociado con la actividad reproductiva. El segundo, bien conocido por los pescadores comerciales, responde al ciclo lunar con las máximas capturas en luna nueva, y ha sido descripto para varias especies. Un tercer ritmo, de carácter diario, está asociado con las migraciones verticales, y es de carácter trófico. De acuerdo con las artes y aparejos elegidos, se necesitará una embarcación adecuada y algunos implementos auxiliares. Un equipo básico de pesca requiere un bote de unos cuatro metros de eslora con cubierta de popa y bancadas libres de elementos que puedan enganchar las redes. Para los arrastres se necesitan un par de cabos de 50 a 100 m y lienzos de 1½ m de lado de algún material similar a la rafia sintética para cargar los paños.

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Para algunos estudios se busca que las artes de pesca permitan un relevamiento integral de la población abarcando todas las tallas y especies presentes. Los equipos deben responder a patrones standard con el fin de hacer comparables las capturas durante el período del muestreo y con respecto a estudios anteriores de otros especialistas.

DINAMICA POBLACIONAL DE PECES Mediciones y registros Con fines taxonómicos se toma una extensa lista de mediciones y observaciones, pero para fines ecológicos las mediciones requeridas son más restringidas (Fig. 8):

Fig. 8. Mediciones más usuales para trabajos de biología pesquera (de Cousseau y Perrotta, 1998).

Longitud standard: desde el extremo del hocico (sínfisis premaxilar o dentaria) hasta el extremo del hueso hipural (urostilo, que en la práctica se hace coincidir con algún carácter externo fácilmente identificable, como el extremo de la estola, la última escama, etc.). Longitud total: Desde el extremo del hocico hasta la proyección perpendicular a la línea sagital que pasa por el extremo de los radios más largos de la aleta caudal. Longitud cabeza: Distancia entre la vertical que pasa por el borde anterior del hocico y la vertical que pasa por el borde de la membrana opercular. Peso total: Es importante indicar si se trata del peso fresco, o del ejemplar previamente fijado en líquido conservador. También son de mucha utilidad las siguientes: Sexo. Peso de la gónada: idem peso total. Estadio de madurez gonadal: se estima sobre la base del tamaño, color y aspecto de la gónada (juvenil, prepuesta, puesta, pospuesta, reposo). Contenido estomacal (grado de repleción y tipo de contenido). Factor de condición, normalmente designado con la letra K, que equivale a K = Peso (en

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gramos) · 100 / Longitud standard3. Este índice da una buena idea de la variación que experimenta el peso a lo largo del año, las diferencias entre sexos, entre estadios de madurez gonadal, en función de la alimentación, etc. Para medir un pez se le cierra la boca y se coloca el ejemplar de plano sobre el ictiómetro; se endereza el cuerpo y la cola a lo largo de la línea media antes de proceder a la lectura en la escala. Dado que los peces se contraen al morir, las mediciones deben tomarse lo más rápido posible luego de la captura (existen factores de conversión para medidas tomadas sobre ejemplares largamente conservados). En el caso de estudios que requieran la liberación del pez luego de su medición (e.g., para estudios de captura y recaptura), puede ser necesario anestesiarlos (la droga de uso más común es la solución Sandoz MS 222). Es conveniente efectuar las medidas en equipos de dos personas: mientras uno mide y dicta los valores el otro efectúa las anotaciones. De la muestra general, en la cual se han identificado y pesado todos los ejemplares y tomado sus longitudes standard, se separan submuestras de hasta 10 individuos por clase de tamaño (las clases se definen sobre la base del rango de tallas total) para medir longitud de cabeza, peso, determinación del sexo, de la edad por otolitos, escamas, espinas, observación del contenido estomacal, etc. El material de estas submuestras se guarda en bolsas o frascos separados, con fijador, cada una detalladamente rotulada con los datos del lance, fecha, tipo de arte, etc. En todos los casos es conveniente realizar una inspección visual de los ejemplares capturados; si se detectan anomalías como deformaciones, llagas, ojos blanquecinos, parasitosis, etc., debe practicarse una incisión lateral en el abdomen (sin llegar al orificio anal) y fijar el ejemplar en formol al 10% para posteriores estudios ictiopatológicos. Determinación de la edad Se trata de un parámetro esencial para los estudios de dinámica poblacional, longevidad, tasa de crecimiento, etc. La determinación de la edad puede realizarse por métodos directos o indirectos. Entre los primeros generalmente se recurre a la interpretación de las capas depositadas en las partes calcáreas del pez, que registran bandas debidas a la disminución de la actividad metabólica durante el invierno (es decir - anuales). Para ello se utilizan principalmente las escamas, y en orden decreciente otolitos, espinas, vértebras, piezas dentarias. La precisión del método depende de muchos factores, incluyendo la habilidad del operador, claridad en los anillos, etc. El método indirecto de uso más corriente es la interpretación de la frecuencia de tallas o método de Petersen (Fig. 9). Esta estimación está basada en que la longitud de los peces de una misma edad tiene a formar una curva normal y el término medio del tamaño de los ejemplares en edades sucesivas se puede determinar identificando los modos de la curva polimodal formada por los registros de toda la muestra. El marcado y recaptura de ejemplares constituye otro método de gran utilidad para estudios del crecimiento.

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Fig. 9. Descomposición de la distribución de las frecuencias de tallas en componentes modales.

Curvas de crecimiento El crecimiento absoluto es la media de incremento del tamaño de los sobrevivientes de la población en cada edad. Comúnmente se establece haciendo la regresión sobre la talla con respecto a la edad, para cada grupo de edad. En general, la curva de crecimiento en talla exhibe un período inicial de crecimiento rápido, seguido de un crecimiento más lento. Hay muchas fórmulas para describir este tipo de crecimiento; la de uso más generalizado es la ecuación de Von Bertalanffy (1938), según la cual el tamaño de un pez Lt para cada edad t está dado por:

Lt = L∝ • (1-e-K(t-t0))

donde L∝ es el tamaño máximo (o más bien asintótico) que el pez alcanzaría si llegase a una edad infinita, K es la constante de crecimiento, y t0 es la edad teórica del pez cuando su tamaño es cero. Se puede ver que la ecuación de crecimiento de Von Bertalanffy contiene tres parámetros llamados L_, K y t0, todos los cuales pueden estimarse con los datos de la edad y la talla empleando la transformación de la ecuación de Von Bertalanffy y Walford (1946):

Lt + 1 = L∝ · (1 - e-K) + e-KLt donde Lt y Lt+1 son las tallas del pez en las edades t y t+1, respectivamente. De esta manera se establece la recta de regresión de Lt+1 en función de Lt. La pendiente de la recta hallada es igual a e-K, y la ordenada al origen es:

L∝_ · (1 - e-K) con la cual L_ puede ser calculada. La longitud asintótica L∝ es también la talla en la cual la recta de regresión corta la línea diagonal de 45° desde el origen. Para estimar t0, la ecuación de Von Bertalanffy se describe así:

log (L∝_- Lt) = (log L + Kt0) - Kt Haciendo la regresión de loge (L∝ + Lt) en función de t se obtiene que el valor de la ordenada al origen es loge(log∝_ + Kt0), de donde t0 puede ser estimado ya que se conocen los otros parámetros.

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Relación Longitud - Peso El crecimiento puede ser medido también en peso. En los peces es usual medir la longitud, porque permite mayor precisión en el campo y luego relacionar esta con los valores de peso correspondientes. La relación se expresa como:

W = a · Lb donde a y b son constantes. Tasa de mortalidad Para la determinación de la mortalidad es necesario estimar el número de peces para cada cohorte de la población en un momento dado. La mortalidad de una cohorte está determinada por la mortalidad por pesca F (que puede ser 0) y la mortalidad natural M (predación, enfermedad, vejez). Fecundidad La fecundidad absoluta o total es el número de ovocitos maduros presentes en el ovario del pez, momentos antes del desove. El cálculo de fecundidad se realiza generalmente en los peces sobre la base del recuento de ovocitos maduros a partir de una alícuota del ovario total. Algunos autores han adoptado técnicas fotográficas de recuento rápido, contadores fotoeléctricos u otras técnicas automáticas. Un método muy utilizado es el recuento en una cuadrícula y análisis computarizado al azar. Una vez cuantificada la alícuota el valor puede referirse al ovario total mediante la expresión:

F = (N · PG)/PS Donde F es la fecundidad, N es el número de huevos contados, PG es el peso de las gónadas y PS es el peso de la submuestra utilizada. La fecundidad total suele ser relacionada con diversos caracteres merísticos como la longitud del pez (o la edad), el peso del pez o el peso de las gónadas, llamándose fecundidad relativa. Un método comúnmente utilizado para interpretar las variaciones del desarrollo gonadal (ciclo sexual) a lo largo del ciclo anual e indicar los cambios, es la relación porcentual entre el peso del pez y el peso de las gónadas, conocido como índice gonado-somático (IGS). Migraciones Son los desplazamientos periódicos realizados por una población de peces o grupos de una población para fines tróficos o reproductivos. En general se deben a estas dos razones asociadas y presentan una marcada correlación con la ciclicidad ambiental, como por ejemplo las variaciones del régimen hidrológico de la cuenca. El estudio de las migraciones y el registro de las distancias recorridas puede realizarse mediante marcas de distinto tipo. Las utilizadas en la cuenca del Paraná-Plata son las del tipo "Lea" de construcción artesanal. Para conocer las rutas de preferencia dentro del cauce y detalles del comportamiento durante períodos cortos de tiempo se pueden utilizar marcas acústicas.

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Bioenergética El ingreso de energía en una población se produce a través de la alimentación. La modalidad adoptada se corresponde con los tipos ecológicos y en cada caso se pueden verificar adaptaciones o especializaciones que tienden a optimizar el costo energético de la captura de alimento. Los procesos fisiológicos de intercambio de energía en un organismo se pueden medir a través de la tasa metabólica, esto es el metabolismo energético por unidad de tiempo. En los peces se pueden medir tres niveles de metabolismo que se corresponden con el grado de actividad y procesos biológicos involucrados: Metabolismo standard. Corresponde a un valor mínimo de consumo de energía, en reposo y sin procesos de digestión o absorción. Metabolismo de rutina. Se mide en actividad normal, con el pez realizando solamente movimientos espontáneos. Es el más utilizado para trabajos de carácter ecológico. Metabolismo activo. Se refiere a la energía requerida durante los desplazamientos de carácter defensivo, reproductivo o trófico. Para medir la tasa metabólica en los organismos acuáticos se utilizan técnicas respirométricas. En la oxidación aeróbica, al degradarse un sustrato alimenticio, la cantidad de calor producido a partir de un volumen dado de oxígeno es constante, no importa el tipo de alimento consumido. Para los cálculos referidos a peces carnívoros se acepta un valor de 4.8 Kcal por litro de oxígeno consumido. En peces con otros regímenes tróficos es importante definir los componentes de la dieta para utilizar índices adecuados.

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Neuston Es la "comunidad" errante constituída por organismos vinculados a la película superficial, en la interfase agua-aire. Los organismos posados sobre ella son semiacuáticos y, con excepciones, microscópicos o diminutos. No hay razón valedera para reunir al neuston sobre la película superficial con el que cuelga de la misma, pues el primero está formado por animales semiacuáticos, sin ninguna vinculación con los animales acuáticos que cuelgan de dicha película. Para la obtención de muestras se utiliza una placa de vidrio de aproximadamente 200 mm¨ y 4 mm de espesor. Esta se sumerge verticalmente sobre la superficie y se retira levemente inclinada y con suavidad. La película superficial de agua adherida a la placa de vidrio se recoge en una botella ad hoc. Las estimaciones de abundancia se llevan a cabo de manera similar a la indicada para el plancton.

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Pleuston, bafon, plocon, etc. Se trata de "comunidades" asociadas a la vegetación macroscópica, sumergida, flotante, arraigada, emergente, etc. El análisis de estos organismos se realiza de diferentes maneras: 1) Extrayendo la vegetación sumergida y lavándola vigorosamente en un balde con agua del mismo lugar; a continuación la vegetación se separa y el agua del balde, con los organismos desprendidos de la primera, se filtra y concentra en una red de plancton; 2) La cuantificación de la vegetación sumergida y organismos asociados a ella puede realizarse encerrando en un tubo metálico de unos 50-60 cm de diámetro, desde la superficie hasta el fondo, una columna de agua y extrayendo de allí todo el material presente; 3) Ubicando la vegetación en embudos de Berlese. El recuento de los organismos se efectúa de manera similar a aquéllos para el plancton.

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Perifiton El perifiton, según Wetzel (1983) es la comunidad compleja de microbiota (algas, bacterias, hongos, animales y detritus orgánico e inorgánico) que está adherida a un sustrato, el que puede ser orgánico o inorgánico, vivo o muerto. Una de las mayores complicaciones en el estudio y comprensión de la composición y relaciones funcionales en el perifiton es la metodología, por lo cual se utilizan distintas técnicas con sustratos naturales y artificiales. Para estudiar perifiton en sustratos naturales, se toman muestras de macrófitas sumergidas, flotantes o palustres. Una parte se fija, para los estudios cuantitativos y otra se la mantiene viva para el posterior análisis cualitativo. Para esto último, en el laboratorio se raspa con un elemento filoso la superficie del sustrato y se coloca lo obtenido entre porta y cubreobjetos. Por otro lado, es muy difícil uniformar la metodología cuantitativa cuando habría que implementar una diferente para cada tipo de sustrato. Por ello, se utilizan frecuentemente escalas de abundancia relativa. Uno de los métodos de estimación de las frecuencias relativas es el que usaremos en los prácticos. Consiste en el análisis secuencial de aparición de taxones en sucesivas alícuotas. Se hace un preparado con raspado o directamente se coloca una parte del sustrato epifitado entre porta y cubreobjetos y se cuenta el número de individuos de cada taxón en una transecta o en varias si no hay abundante material. Luego se monta otro preparado y se cuenta nuevamente el número de organismos de cada taxa, registrándose aquéllas entidades que no aparecieron en el preparado anterior. Se repite el procedimiento hasta que el número de taxones nuevos sea muy bajo (1 ó 2) y más o menos constante. El total de individuos contados en todos los preparados será el 100 % y a partir de él se estimarán los otros porcentajes.

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Bentos Es el conjunto de organismos que habitan sobre y dentro del fondo de los ambientes acuáticos. Su muestreo puede realizarse por métodos diversos, dependiendo de las necesidades y propósitos del estudio, características del área y de los sedimentos, profundidad, etc. (diversos tipos de dragas, extractores etc., ver Holme, 1964; Vegas Vélez, 1971; Boltovskoy y Wright, 1976). Las herramientas que se utilizarán en el curso para la obtención del material bentónico son rastras y tubos de Lankford. Rastra La rastra consiste en un marco metálico triangular con su lado inferior en forma de cuchilla y el ángulo superior fijado a un mango de aproximadamente 2 m de largo. Del marco pende una bolsa de tela que retiene el sedimento levantado pero deja pasar el agua. Al utilizar la rastra es importante recoger solamente la capa superficial de sedimento. Las muestras obtenidas por rastra son utilizadas para análisis cuantitativos y cualitativos relativos de los organismos bentónicos. Debido a que éstos habitan en unos pocos cm superficiales del fondo, la extracción de los sedimentos subyacentes diluye la muestra disminuyendo el grado de probabilidad de hallar a los organismos poco numerosos en submuestras pequeñas. En el laboratorio, submuestras del material obtenido se diluyen en la proporción necesaria con agua corriente y se examinan en una cápsula de Petri bajo lupa, y luego, entre porta y cubre, bajo microscopio. El análisis cuantitativo consiste en la determinación de las frecuencias relativas de las formas más comunes. Lankford El tubo de Lankford es un extractor de sedimentos marinos o dulceacuícolas utilizable hasta profundidades de no más de 6 o 7 m. Consta de un par de tubos metálicos con una válvula en su interior. Al tubo superior se pueden adicionar la cantidad de mangos prolongadores que hiciera falta para llegar a la profundidad deseada; el inferior se enrosca al tubo de acrílico que recoge la muestra. Una vez armado el extractor, se lo introduce en el sedimento, levantándoselo luego con cuidado. Apenas se ha sacado el tubo del agua se obtura la abertura inferior con un tapón de goma, luego se desenrosca el tubo de acrílico y se obtura su extremo superior. EL TUBO SE ROTULA (en caso necesario se fija su contenido con unos ml de formaldehído, en una cantidad aproximadamente igual al 5-10% del contenido del tubo) y se guarda en posición vertical. EN NINGUN MOMENTO EL TUBO DEBE SER INCLINADO NI PUESTO EN POSICION HORIZONTAL. El tubo de Lankford es un extractor de sedimentos estratificados, por ello su inversión o agitación provocará la mezcla de las capas superiores con las subyacentes. Estas muestras pueden ser utilizadas para el cálculo de la biomasa en las capas de sedimentos superiores. Dado que la cantidad de sedimentos extraídos con este aparato es fácilmente cuantificable, su utilización para el estudio cuantitativo de la fauna y flora bentónicas es muy apropiada. Estimación de la biomasa del bentos Las muestras de Lankford fijadas en el campo serán utilizadas para el análisis de la biomasa. Esta se obtiene secando el sedimento obtenido (un volumen conocido proveniente de un estrato determinado), y luego quemándolo en una mufla. El procedimiento a seguir cuando se han traído las muestras al laboratorio es el siguiente: se quita el tapón inferior y se introduce el émbolo en el tubo; luego se quita el tapón superior y, presionando con el émbolo desde abajo hacia arriba, se eleva la columna de barro hasta que la misma sobresalga 1 cm por encima del límite superior del tubo de acrílico, que corresponde a la submuestra superficial (nivel 0-1 cm). Esta porción se corta con un cuchillo al ras de los

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bordes del tubo y se pone a estufa a 60-70°C, en una cápsula de porcelana previamente pesada. A intervalos regulares de tiempo se verifica el peso de la cápsula con su contenido hasta que tres pesadas sucesivas presenten iguales valores. El mismo proceso se repite con las porciones inferiores (niveles 1-2 cm, 2-4 cm, 4-6 cm y 6-10 cm). Una vez que se ha llegado a peso constante, las cápsulas de porcelana se ponen en una mufla a 600-650°C durante aproximadamente 2 horas. Luego las cápsulas se dejan enfriar lentamente y se pesan; la biomasa se calcula de la siguiente manera:

Biomasa = [(pms - pmc) x 100] / pms donde pms: peso de material seco; pmc: peso de material calcinado. El resultado será el porcentaje de material orgánico (quemado) que contiene el sedimento en cuestión. BIBLIOGRAFIA (Además de los trabajos citados a lo largo del texto, se incluyen también referencias de interés general sobre los tópicos tratados en esta sección). BARKLEY, R.A., 1964. The theoretical effectiveness of towed net-samplers as related to sample size and to

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Granulometría de sedimentos INTRODUCCION Uno de los análisis de importancia para el estudio de cuerpos de agua interiores es el relacionado con la granulometría y peso específico de los sedimentos. Estos estudios permiten analizar características que tipifican y diferencian ambientes dulceacuícolas lóticos y lénticos, evaluar modalidades adaptativas de los organismos, influencia de un tributario sobre un lago, laguna, embalse, etc. En aguas corrientes los sedimentos presentes están integrados por aquéllos depositados en el lecho, y los transportados en suspensión. El análisis de los primeros es indispensable ya que de este factor dependen muchas características de la flora y fauna asociadas, incluyendo su composición y abundancia (Cummins y Lauff, 1969). En este sentido, es relevante no solamente la composición química, sino también el contenido de material orgánico en el fondo, y especialmente la granulometría, es decir la proporción de partículas de diferente tamaño. En el caso de sedimentos en suspensión, es importante estimar la capacidad de transporte de las aguas corrientes y su posterior depósito en cuencas de recepción (que puede ser otro curso de agua, un ambiente léntico, un estuario, etc.). La importancia de la deposición de sedimentos en un cuerpo léntico es especialmente relevante cuando éste se utiliza para algún fin específico (e.g., para generar electricidad, riego, turismo, refrigeración, icticultura, etc.), ya que de esta tasa de deposición depende la vida útil de la cuenca. En el Embalse de Río III, por ejemplo, esta acumulación de sedimentos llega, en algunas zonas, a un espesor de 2,2 cm por año, calculándose que la vida útil del embalse será de unos 150 años. En estudios realizados en Estados Unidos se ha demostrado que, de 98 embalses investigados, el 39% prestan menos de 50 años de servicio y solamente un 15% poseen una vida útil superior a los 200 años (López Cadenas y Blanco Criado, 1968). La composición de los sedimentos existentes en un cuerpo de agua léntico depende del origen de la cuenca, del aporte, y de los organismos que lo habitan o circundan. Pueden diferenciarse tres tipos de depósitos, de acuerdo a su génesis: orgánicos, inorgánicos, e inorgánicos pero de origen orgánico (e.g., frústulos de diatomeas). Según su tamaño, las partículas sedimentarias usualmente se clasifican de acuerdo al siguiente cuadro:

bloque > 250 mm guijón 250-64 mm guijarro 64-2 mm arena 2 mm - 0.062 mm limo 0.062-0.004 mm arcilla < 0.004 mm

Esta diferenciación en tamaños permite distinguir sustratos "duros" e "inmóviles" sobre los cuales la fijación de organismos vegetales o animales será mayor cuanto más rugosas sean sus superficies, de sustratos "móviles", en los cuales viven organismos perforantes, cavadores, iliófagos. El tamaño de las partículas también define el volumen de los espacios intersticiales (conjuntamente con el grado de compactación), de manera que ejerce una influencia directa

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sobre la difusión de gases, profundidad de los estratos anóxicos, relación entre la sedimentación orgánica y descomposición, tamaño de los organismos colonizadores, etc. Las fracciones más gruesas, hasta 64 µm (arena), se separan del resto por tamizado, con mallas del poro adecuado. El porcentaje de las fracciones finas (limos y arcillas) se calcula sobre la base de los principios de la Ley de Stokes, según la cual la velocidad de sedimentación de una partícula es directamente proporcional a su radio. La ecuación que describe esta relación es:

V=(2/g) • g • [(d1-d2)/µ] • r2

donde: V: velocidad de sedimentación de una partícula de radio r y de densidad d1. g: aceleración de la gravedad. d2: densidad del medio dispersante. µ: viscosidad dinámica del medio dispersante.

Diferentes tipos de extractores de sedimentos (de Boltovskoy y Wright, 1976, y Edmondson y Winberg, 1971)

PROCEDIMIENTO Obtención de la muestra Las muestras pueden ser obtenidas, según el ambiente de que se trate y las finalidades del trabajo, con rastra, con el tubo de Lankford, o con cualquier otro muestreador de fondo (ver figura). Tratamiento preliminar del material Antes de proceder a las determinaciones de granulometría, los sedimentos deben ser tratados para prepararlos para los análisis. Eliminación de la materia orgánica. Se realiza agregando a la muestra H2O2 y calentando. Si se presume que el sedimento tiene poca materia orgánica, agregar - a la muestra en agua en un recipiente de unos 400 ml - 100 ml de H2O2 al 6% despacio y revolviendo ;, calentar a 40°C durante 1 hora, hervir brevemente al cabo de ese tiempo. Si la cantidad de materia orgánica es grande agregar

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H2O2 al 30% lentamente, sin dejar que la espuma rebalse el vaso de precipitado. Calentar a 40° durante 10 minutos. Evaporar el líquido hasta lograr una consistencia pastosa, agregar 10-30 ml de H2O2 al 30%, digerir a 40-60°C durante 1 a 12 horas. El proceso se finaliza llevando a hervor durante un par de minutos para eliminar el exceso de H2O2. Esta técnica no elimina trozos de materia orgánica tales como ramitas o corteza; si la muestra los contuviera deben eliminarse previamente mediante tamizado a través de malla de 3-4 mm, o calcinando en mufla a unos 600-650°C durante un par de horas. Eliminación de sales y óxidos. Los carbonatos se eliminan agregando a la muestra HCl y calentando a 80-90°C hasta que cese el burbujeo; para verificar si la muestra aún contiene carbonatos puede agregarse algo más de HCl, el burbujeo se reinicia si aún hay carbonatos presentes. Para eliminar los óxidos de hierro la muestra se lleva a unos 300 ml con agua destilada, se deposita en ella un trozo de aluminio (por ejemplo, un cilindro de papel de aluminio), se le agregan 15 g de ácido oxálico (en polvo o en solución concentrada), y se hierve suavemente durante 10-20 minutos. Para sedimentos marinos es necesario eliminar las sales con procesos adicionales (Carver, ed., 1971). El material libre de materia orgánica (y de sales y óxidos, si los hubiera) se seca en estufa (a NO MAS de 40°C) hasta peso constante, y el polvo resultante se desagrega macerándolo entre los dedos o con un mortero con pistilo de goma o madera. Debe tenerse cuidado de desagregar los terrones pero no romper los granos que los componen. Del sedimento así tratado se separan exactamente 50 g, que deben ser dispersados.

Mezclador para sedimentos (de Carver, ed., 1971)

Dispersión 50 g de muestra seca se ponen en un erlenmeyer de 250 ml y se le agregan 100 ml de una solución de Calgón (20 g en 1 litro de agua), nombre comercial del hexametafosfato de sodio (Na6(PO3)6). Este compuesto es un agente dispersante que se emplea para anular la acción de ciertas sustancias (generalmente coloidales) que puedan estar presentes en el medio y que actúen como cementante. La acción del Calgón se da por un intercambio de cationes, sodio por calcio soluble, y una precipitación del ion fosfato con el calcio de intercambio. Para una buena hidratación y destrucción de los agregados es conveniente agitar bien y dejarlo actuar de 12 a 24 horas. Si el sedimento en cuestión es de textura gruesa conviene usar 100 g del mismo. Alternativamente, en vez de hexametafosfato de sodio pueden usarse el tripolifosfato de sodio, fosfato tetrasódico, carbonato de sodio,

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oxalato de sodio, silicato de sodio, o amoníaco, pero todos son menos recomendables que el primero. El dispersante se deja actuar durante 12-24 horas. Para mejorar la dispersión la muestra puede ser hervida durante unos 15 minutos y agitada con un mezclador ad hoc (ver figura) o agitador magnético. Dado que para calcular las proporciones de las fracciones más finas a las estimaciones se les debe restar el peso del dispersante, la cantidad de droga utilizada debe conocerse con precisión. DETERMINACION DE LA GRANULOMETRIA A partir de una suspensión que se considera homogénea y en reposo, a medida que pasa el tiempo se van depositando las partículas suspendidas, con velocidades diferentes según su densidad y tamaño. De ese modo la densidad promedio para cada punto de la suspensión varía con el tiempo. La profundidad efectiva a la cual el hidrómetro mide la densidad de la suspensión es, aproximadamente, 10 cm. Luego de 40 segundos, todas las partículas de arena han decantado por debajo de aquella profundidad, midiéndose entonces el conjunto formado por el limo y la arcilla. Luego de transcurridas seis horas y cincuenta y dos minutos, se encuentra en suspensión solamente la fracción arcilla. 1. Transferir al vaso de dispersión de un mezclador eléctrico la solución preparada

anteriormente y agregar agua destilada sin llenar el vaso, de manera que el nivel de la suspensión quede unos 5 cm debajo del borde.

2. Dispersar durante dos minutos con el mezclador eléctrico. 3. Transferir a una probeta graduada completando hasta un litro con agua destilada. 4. Homogeneizar la suspensión por agitación usando una varilla que posea un aro en su

extremo, perpendicular al eje de la misma. Retirar el agitador y tomar el tiempo de inmediato.

5. Poner el hidrómetro suavemente dentro de la suspensión y hacer una lectura a los cuarenta segundos luego de haber cesado de agitar. Retirar suavemente el hidrómetro.

6. Introducir el hidrómetro treinta segundos antes de la medición siguiente, la que se efectuará a las seis horas cincuenta y dos minutos luego de finalizado el punto 4.

7. Repetir los puntos 4 y 5. Las correcciones que deben contemplarse son: 1. Debe restarse a cada lectura el aumento de densidad debido al desfloculante. Este valor

se obtiene sumergiendo el hidrómetro en una solución testigo de desfloculante, a la misma temperatura que la de la suspensión.

2. Por cada grado de temperatura superior a la de calibración del aparato debe sumársele 0,36 unidades a la lectura correspondiente.

3. La lectura del hidrómetro debe efectuarse en la superficie libre de la suspensión. Como frecuentemente es interferida por la turbidez, se añade una unidad a la lectura correspondiente (corrección por menisco).

Cálculo de los resultados:

%ARENA = 100%-(%LIMO + % ARCILLA) =100%-(lect. 40" correg./peso seco)·100%

%LIMO = (%LIMO + %ARCILLA) - %ARCILLA =(lect. 40" correg./peso seco)·100% - %ARCILLA

%ARCILLA=(lect. 412" correg./peso muest. sec. en estufa)·100% BIBLIOGRAFIA BAVER, L.D., 1966. Soil physics. Wiley, New York, 489 pp. BOLTOVSKOY, E. y R. WRIGHT, 1976. Recent Foraminifera. Junk, The Hague, 515 pp.

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CARVER, R.E. (ed.), 1971. Procedures in sedimentary petrology. Wiley, New York, 653 pp. CUMMINS, K.W., 1962. An evaluation of some techniques for the collection and analysis of benthic samples with

special emphasis on lotic waters. Amer. Midl. Nat., 67 (2):477-504. CUMMINS, K.W. y G.H. LAUFF. 1969. The influence of substrate particle size on the microdistribution of stream

macrobenthos. Hydrobiologia, pp. 145-181. DRAGO, E.C. Y P.J. DEPETRIS, 1974. Erosión en la cuenca imbrífera y sedimentación en el Embalse de Río

Tercero (Córdoba, Argentina). Rev. Asoc. Geol. Arg., 29 (4):470-478. LOPEZ CADENAS, F. y M. BLANCO CRIADO, 1968. Aspectos cualitativos y cuantitativos de la erosión hídrica y

del transporte y depósito de materiales. Inst. Forestal de Invest. y Exper. Madrid, 187 pp. SUBLETTE, J.E., 1957. The ecology of the macroscopic bottom fauna in Lake Texoma (Denison Reservoir),

Oklahoma and Texas. Amer. Midl. Nat., 57:371-402.

Limnología 140

Algunas determinaciones químicas en limnología

Las muestras de agua destinadas a la determinación de sustancias disueltas (a excepción de las usadas para oxígeno) deben ser filtradas inmediatamente después de la recolección, utilizando membranas de tipo Millipore (0.45 µm de poro), o filtros de fibra de vidrio tipo Whatman. De esta forma se eliminan los elementos particulados y los organismos que pueden establecer, durante el almacenamiento de la muestra, condiciones de equilibrio distintas a las que tenían en estado natural, o bien interferir de diferentes maneras en las determinaciones (absorción y/o liberación de iones durante el tratamiento, error por turbidez en métodos espectrofotoméricos, etc.).

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Oxígeno disuelto INTRODUCCION El oxígeno se encuentra en abundancia en la atmósfera (casi el 21% a nivel del mar) y se disuelve fácilmente en el agua. Su solubilidad está relacionada no linealmente con la temperatura y se incrementa considerablemente en aguas frías, como se observa en la tabla que sigue:

t°C O2 mg/l 0 14.63 5 12.77 10 11.28 15 10.07 20 9.08 25 8.26 30 7.57 35 6.98

Solubilidad del oxígeno en agua pura en relación a la temperatura, para aire saturado a 760 mm Hg de presión. La solubilidad del gas es influenciada además por la presión atmosférica, por lo que deben considerarse las condiciones meteorológicas y la altitud del cuerpo de agua. Si el agua está en reposo total, la difusión del oxígeno hacia abajo es muy lenta. En cambio, cuando existe turbulencia el transporte es más rápido, ya que se acelera la difusión en el sentido del gradiente existente. Otro factor que debe considerarse al estudiar el oxígeno disuelto es la actividad biológica: la fotosíntesis aumenta el contenido de O2, mientras que la respiración (incluyendo la bacteriana) lo disminuye. OBTENCION DE LA MUESTRA Para evitar cambios en la cantidad de oxígeno disuelto ocasionados por actividad biológica o por liberación a la atmósfera, es indispensable realizar la fijación del oxígeno tan pronto como la muestra es recolectada. Durante la colección debe evitarse agitar la muestra e incluir burbujas de aire en el recipiente; normalmente se utilizan botellas de 100-200 ml de vidrio con tapa esmerilada llenándolas hasta el tope y eliminando el excedente al cerrar la botella. DETERMINACION El método para calcular el oxígeno disuelto en soluciones acuosas fue introducido por Winkler hace varias décadas y en el transcurso de los años se fue perfeccionando con diversas modificaciones. Dada su sencillez y relativa eficiencia, la determinación del oxígeno es una de las primeras medidas que se realiza al estudiar un cuerpo de agua. Esta determinación se basa en el hecho de que el NaOH ó KOH con el sulfato manganoso (SO4Mn) da hidróxido manganoso (Mn(OH)2), precipitado blanco.

MnSO4 + 2NaOH --------> Mn(OH) 2 + Na2SO4

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El hidróxido manganoso tiene la propiedad de ser fácilmente oxidado, en presencia de O2, a hidróxido mangánico:

2Mn(OH) 2 + O2 + H2O --------> 2Mn(OH) 4 Las sales mangánicas son inestables en soluciones ácidas, y en presencia de una sal de yodo se revierten a sales manganosas y el ioduro (I-) correspondiente, se oxida a yodo (I2), reduciéndose el Mn+4 del hidróxido al correspondiente catión Mn+2:

2Mn(OH) 4 + 4H2SO4 --------> 2 Mn(SO4) 2 + 8H2O

2Mn(SO4) 2 + 4KI(NaI) --------> 2MnSO4 + 2I2 + K+(Na+) La cantidad de yodo libre que se forma es equivalente a la cantidad de oxígeno que se puede determinar titulando el yodo con tiosulfato de sodio (S2O3Na2), hasta que todo el yodo libre se haya transformado en ioduro de sodio:

4Na2S2O3 + 2I2 --------> 2Na2S4O6 + 4INa El yodo libre otorga a la solución un color pardo, cuya intensidad es proporcional a la concentración de oxigeno en la muestra original. La observación del punto final de la titulación (desaparición del color) se realiza con más exactitud mediante el agregado de almidón como indicador, que da color azul en presencia de yodo (I2), y no lo da con ioduro de sodio (NaI). Preparación de los reactivos Sulfato manganoso (MnSO4·4H2O) sólido: 480 g (o 364 g de MnSO4·H2O, o 400 g de MnSO4·2H2O). Llevar a un 1 litro de agua. Ioduro alcalino: hidróxido de sodio (NaOH) sólido: 500 g. Agregar ioduro de potasio (IK) sólido: 150 g. Llevar a 1 litro con agua destilada. Almidón soluble: 2 g en 100 ml de agua. Calentar hasta transparencia. Pueden agregarse 0.5 ml de formol para preservar. Acido sulfúrico (H2SO4) concentrado (36N). Tiosulfato de sodio (Na2S2O3·5H2O) (P.M.= 248.19). Una solución 1 N de tiosulfato contiene el peso molecular de esa sustancia en g/l; una solución 0.025 N: 248.19 · 0.025 = 6.2048 g/l. Llevar 6.2 g de tiosulfato puro a 1 litro con agua destilada. Agregar algunas gotas de cloroformo para preservar. Guardar en oscuridad. Estandarización del tiosulfato de sodio (o de potasio) La solución de tiosulfato debe ser estandarizada cada vez que se vaya a utilizar. Los reactivos necesarios son: Solución standard 0.25 N de dicromato de potasio: 0.6129 g de K2Cr2O7 en 500 ml de agua destilada recientemente hervida y enfriada; Solución de yoduro de potasio al 25%: disolver 25 g de KI en 100 ml de agua destilada recientemente hervida y enfriada; Almidón: 2 g de almidón soluble en 100 ml de agua destilada. Calentar hasta que la solución se vuelva transparente. Agregar 0.5 ml de formaldehido para preservar. Procedimiento: Colocar en un vaso de precipitado 100 ml de agua destilada hervida y enfriada.

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Agregar 3 ml de la solución de IK al 25%. Agregar, por medio de una bureta, 50 ml de la solución de dicromato de potasio. Agregar 10 ml de HCl concentrado. Titular el I2 liberado con la solución standard 0.025 N de tiosulfato; cuando el color amarillo desaparece casi por completo agregar 2 ml de la solución de almidón y continuar la titulación hasta la desaparición del color (el color final puede ser levemente verdoso debido a sales de cromo). El factor de corrección para el tiosulfato es:

ml dicromato/ml tiosulfato = 50/x Por ejemplo, si la titulación requirió 48.8 ml de tiosulfato 0.025 N, el factor será:

50/48.8 = 1.024 Procedimiento En el campo se utilizan botellas de 100-300 ml de capacidad y con tapa esmerilada. Luego de llenarlas con el agua a analizar se tapan inmediatamente evitando que queden burbujas de aire. Se anota la temperatura del agua; se abre cuidadosamente la botella, se agregan 1 ml de sulfato manganoso y 1 ml de ioduro alcalino (NaOH + NaI). En ambos casos colocar el extremo de la pipeta en el borde del cuello de la botella, 1 cm debajo de la superficie del líquido y verter la cantidad indicada. Se tapa y se agita vigorosamente. El precipitado pardo que aparece es hidróxido mangánico. Estas etapas deben realizarse en el terreno, y lo antes posible, para evitar el contacto con el aire atmosférico. La mezcla puede entonces guardarse por dos o tres días. En el laboratorio se agrega 1 ml de ácido sulfúrico concentrado. Si el precipitado no se disuelve, agregar algo más. Puede formarse una burbuja gaseosa, pero es de CO2 y no tiene importancia. Se transfieren 100 ml de la muestra a un erlenmeyer de 250 ml. Se titula con tiosulfato de sodio o potasio hasta que el color pardo del I2 desaparezca casi completamente. Entonces se agregan unas gotas de almidón y se continúa titulando hasta desaparición total del color azul. Es posible que ocurra un posterior retorno del color azul, el cual debe ignorarse; esto se debe a la absorción de O2 adicional del aire y a la liberación de I2 del HI presente en la solución ácida:

4HI + O2 -------> 2I2 + 2H2O CALCULO DE RESULTADOS

F = Factor de corrección INTERFERENCIAS

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El indudable valor de este método tan sencillo puede disminuir bajo determinadas condiciones. Si hay mucho plancton, algo de yodo liberado puede ser absorbido por él, principalmente por sus grasas. La presencia de nitritos, sulfuros y materia orgánica reductora es causa de interferencias, las que pueden obviarse modificando ligeramente la técnica de análisis (ver más abajo). Se detallan a continuación los tratamientos de corrección más usuales. Análisis general para determinar la presencia de materiales de interferencia. Reactivos 1. KI al 5%: disuelva 5 g de KI en 100 ml de agua destilada. 2. HCl concentrado. 3. Solución stock de yodo: disuelva 6 g de KI más 4 g de I2 en 100 ml de agua destilada. 4. Solución diluída de yodo: agregue 1 gota de la solución stock de yodo a 100 ml de agua destilada. 5. Tiocianato de potasio: disuelva 5 g en 100 ml de agua destilada. 6. Ferrocianuro de potasio al 5%: solución acuosa, 5 g en 100 ml de agua destilada. 7. Solución de ácido sulfámico: 30 ml de ácido acético glacial en 100 ml de agua destilada. Agregue 0.5 g de alfa-naftilamina. Agite y filtre a través de un algodón. Almacene en botella color caramelo, en la oscuridad. 8. Solución de almidón: 2 g en 100 ml de agua destilada. Procedimiento 1. Colecte 50 ml de muestra en un vaso de precipitado. 2. Filtre, de ser necesario, a través de papel o algodón (si hubiere mucho material particulado). 3. A 10 ml de la muestra agregue 1 ml de KI al 5% y 1 ml de HCl concentrado. Mezcle. Si el color resultante es marrón a amarillo los resultados de Winkler podrán ser sobrestimativos. 4. A 10 ml de la muestra agregue 2 gotas de solución de almidón. A continuación agregue solución diluida de yodo gota a gota mezclando luego de cada una; registre la cantidad de gotas necesaria para llegar a un color azul permanente. En otro recipiente coloque 10 ml de agua destilada y agréguele 2 gotas de solución de almidón. Agregue solución diluida de yodo gota a gota mezclando luego de cada una; registre la cantidad de gotas necesaria para llegar a un color azul permanente. Si las gotas necesarias para la muestra fueran menos que las requeridas para el agua destilada se estaría en presencia de materiales que absorben el I y causan resultados demasiado bajos (e.g., compuestos férricos, sulfitos, materia orgánica). Turbidez Aguas con alto contenido en material en suspensión, sobre todo sedimentos, deben ser tratadas de la siguiente manera: A 1 l de agua de muestra agregar 10 ml de una solución de sulfato de potasio y aluminio [KAl(SO4)2]; y a continuación 1 ml de NaOH al 35% (evite el exceso de hidróxido). Tapar y mezclar invirtiendo el recipiente. Dejar sedimentar el precipitado y decantar el sobrenadante para analizar. Aguas servidas, con alto contenido en materia orgánica Disuelva 16 g de ácido sulfámico en 200 ml de agua destilada. Disuelva 25 g de CuSO4·5H-2O en 250 ml de agua destilada. Mezcle ambas soluciones y agregue 12 ml de ácido acético glacial. Vierta 10 ml de la solución obtenida en una botella de 1 l, agregue la muestra escurriendo por la pared. Mezcle invirtiendo el recipiente y deje sedimentar (aprox. 30").

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Utilice el sobrenadante para determinar oxígeno disuelto.

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Producción primaria Método del oxígeno disuelto

INTRODUCCION Existen varios métodos para evaluar la producción primaria, tanto directos (por ejemplo el del carbono catorce, 14C), como indirectos (por medio de la estimación de la cantidad de oxígeno disuelto generado como resultado de la fotosíntesis, ver más abajo). En los trabajos prácticos se utilizará éste útimo, pero es importante dedicar unas líneas al principio de la metodología del 14C, actualmente más utilizado que el indirecto. El método del 14C utiliza una marca radiactiva para medir la cantidad de carbono inorgánico que es asimilado (fijado) por el fitoplancton. Mediante el uso de una botella que permite el paso de la luz (clara) y de otra opaca (oscura) es posible determinar la cantidad de este carbono que es fijado a través de los procesos fotosintéticos, es decir la fotosíntesis o producción primaria. En este método se agrega el 14C (en forma de H 14CO3

-) a dos muestras de fitoplancton en sendas botellas, una clara y otra oscura, y éstas se incuban (ya sea in situ o en condiciones de laboratorio con iluminación artificial) durante 4-6 h con el fin de permitir la actividad fotosintética (producción primaria) en la botella clara. La botella oscura sirve como control para deducir el carbono fijado mediante procesos no fotosintéticos. La relación entre carbono disponible en el medio y carbono incorporado por los vegetales en el proceso de la fotosíntesis no es igual para el elemento común (14C) y el radiactivo (14C):

05.114

14

12

12

⋅=disponible

asimilado

disponible

asimilado

CC

CC

En consecuencia, la corrección que se aplica es la siguinete:

05.11214

1412 ⋅⋅= disponible

disponible

asimiladoasimilado C

CC

C

Introduciendo la variable tiempo en la ecuación anterior se obtiene la expresión que permite calcular la cantidad de carbono asimilado mediante procesos fotosintéticos:

tC

CCC

C disponibledisponible

bofijadobcfijadoasimilado

105.11214

141412 ⋅⋅⋅

−=

Donde el 12C asimilado y disponible se expresa en mg⋅l-1⋅h-1, el 14C fijado y disponible en centelleos por minuto (cpm), y el tiempo (t) en horas. 14Cfijado bc y 14Cfijado bo son el 14C fijado en la botella clara y en la botella oscura, respectivamente. El 14C fijado en las dos botellas se mide ponderando la actividad radiactiva. Para ello se ponen las muestras en oscuridad inmediatamente luego de finalizada la incubación y se filtran para recolectar la fracción particulada. Los filtros son lavados con agua acidificada (pH ≈ 2) para eliminar el 14C no fijado, y la actividad radiactiva es determinada mediante recuentos en contador de centelleo líquido. El 12C puede medirse como C total disponible

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mediante técnicas estándar como las titulaciones de alcalinidad o la cromatografía de gases. La principal ventaja de este método es que es muy sensible y permite medir valores de fijación de carbono muy bajos, por lo que su uso es recomendable cuando se esperan tasas fotosintéticas inferiores a 15 mg C⋅m-3⋅h-1. Sin embargo presenta algunas limitaciones: la principal es que, a diferencia del método del oxígeno (ver más adelante), la botella oscura no representa respiración, sino fijación de carbono por procesos no fotosintéticos, de manera que este método no permitiría estimar la producción primaria neta. Sin embargo, aún está en debate si el método mide producción primaria bruta o neta; el resultado parece estar ligado al tiempo de incubación aplicado. Aparentemente, usando tiempos de incubación de menos de 4 h se obtienen valores próximos a la producción primaria bruta. De cualquier manera, esta técnica no es recomendable para tiempos largos (> 6 h) de incubación, dado que ello incrementa inaceptablemente las cantidades del 14C asimilado que retorna al medio por procesos de respiración y de difusión. Los tiempos de incubación necesariamente breves pueden, en ocasiones, constituir una limitación. También debe considerarse que el filtrado debe hacerse con sumo cuidado y a presiones menores a los 0.5 kg/cm2, ya que de lo contrario se corre el riesgo de romper las algas y perder carbono orgánico asimilado. Finalmente, también pueden representar una complicación los problemas derivados del manejo de sustancias radiactivas y sus residuos. METODO DEL OXIGENO DISUELTO El método consiste en lo siguiente: con un frasco se obtiene una muestra de agua del lugar y profundidad donde se incubarán las botellas. Una fracción de este volumen se fija inmediatamente con los reactivos de Winkler (este valor, el testigo, corresponde al oxígeno inicial presente en las botellas clara y oscura), y con el resto se llenan las botellas clara y oscura (la botella oscura debe serlo totalmente; la pintura es insuficiente para opacar el vidrio, se aconseja cubrirla con una lámina de aluminio y una o dos capas de tela adhesiva negra) y se ubican para su incubación durante 4 a 6 horas. Una vez transcurrido este lapso, se retiran las botellas, se fijan inmediatamente y, una vez en el laboratorio, se determina el oxígeno disuelto en ambas (y en el testigo). Usualmente las botellas se disponen en baterías de varios pares, un par a cada uno de los niveles elegidos. El conjunto puede ir colgado de un cabo con una boya en un extremo y un fondeo de unos 10 kg en el otro. El implemento ilustrado en la figura se utiliza para armar la batería. En la zona costera las botellas se disponen directamente sobre el fondo, en aguas de 10-20 cm de profundidad. En la botella clara se produce el oxígeno por fotosíntesis, y se consume por respiración vegetal, animal y bacteriana. En la botella oscura solamente hay utilización del oxígeno y el contenido final de éste, restado del inicial, corresponde al consumido por respiración. La diferencia entre las botellas clara y oscura indica la medida del oxígeno producido por fotosíntesis. Teniendo en cuenta que la producción de oxígeno es directamente proporcional a la fijación de la energía luminosa, la diferencia de oxígeno entre las botella clara y la oscura indica también la producción bruta de materia orgánica en un período determinado; mientras que la diferencia entre la botella clara y la testigo indica la producción neta.

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Instalación de una batería de botellas clara y oscura. A) Antes de colocar el cabo y la banda elástica; B) Detalles del nudo (no se indican las botellas y la banda elástica); C) Posición en el agua. 1: placa de acrílico; 2: botellas

clara-oscura; 3: cabo; 4: banda elástica; 5: perforaciones mayores; 6: perforación menor; 8: hacia el próximo par de botellas.

FUENTES DE ERROR Uno de los problemas más graves es la formación de burbujas de aire; por ello debe tenerse especial cuidado durante el llenado, apertura y vaciado de las botellas. También puede colocarse previamente el agua en un recipiente grande y agitar vigorosamente para eliminar la sobresaturación. La temperatura de incubación debe ser igual en ambas botellas, ya que la respiración y fotosíntesis están íntimamente ligadas con aquélla. La respiración de las células algales puede decrecer más en las botellas oscuras que en las claras, sobre todo en períodos de incubación prolongados. La respiración puede ser mayor en la botella clara por efectos de la mayor oxigenación debida a la fotosíntesis. El crecimiento heterotrófico de algunas especies algales en las botellas oscuras puede ser muy significativo. En la botella clara el crecimiento algal puede ser mayor que en el medio, por el efecto estimulante de las paredes del recipiente. Las algas pueden sedimentar en las botellas, disminuyendo de esta manera su actividad metabólica con respecto a las poblaciones en el medio natural. El efecto bacteriostático de las secreciones algales es menor en las botellas oscuras que en las claras (debido al mayor metabolismo en las últimas). Este error es especialmente grave en agua muy oligotróficas, donde el crecimiento bacteriano es especialmente alto en ausencia de actividad algal (en cuerpos eutróficos el agua contiene de por sí concentraciones altas de agentes bacteriostáticos). En la botella oscura el desarrollo bacteriano es estimulado por la presencia de una mayor concentración de sustancia orgánica en descomposición, proveniente de la muerte de las algas. El método de Winkler no da resultados satisfactorios en aguas con alta concentración de materia orgánica disuelta (aporte de aguas servidas, vegetación en descomposición), ni en ambientes excesivamente ricos en fitoplancton; un significativo consumo de yodo puede deberse a la retención de este elemento por parte de los aceites vegetales. La máxima precisión posible con este método es de 0.024 ml O2/l en los casos de determinación simple, y de 0.017 ml O2/l cuando se titula dos veces cada botella.

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Carbono inorgánico INTRODUCCION El carbono de los cuerpos de agua continentales se encuentra principalmente en forma de productos de equilibrio con el ácido carbónico (CO2, HCO3

-, CO3=). El dióxido de carbono

(CO2) es muy soluble en agua (unas 200 veces más que el oxígeno) como puede verse en la tabla adjunta:

t°C mg CO2 /l 0 1.10 10 0.76 20 0.56 30 0.42

Cantidad de dióxido de carbono en agua pura en equilibrio con una atmósfera con 0.033% de CO2 en volúmenes

a 30°C. El dióxido de carbono disuelto en agua se hidrata formando ácido carbónico, el cual se disocia en dos etapas.

CO2 + H2O <===> H2CO3 <===> HCO3- + H+ <===> CO3

= + 2H+

Las proporciones relativas de las distintas especies químicas varían con el grado de acidez de la solución; ello permite estimar la cantidad de carbonato presente por medición de pH.

Los iones bicarbonato en el agua cumplen dos importantes funciones: (1) Proveer un sistema buffer para la regulación de la concentración de iones hidrógeno (H+); (2) Proveer dióxido de carbono para la fotosíntesis. Así, este proceso tiene influencia en el pH del agua, provocando la utilización de dióxido en forma de carbonato en presencia de luz, e interrumpiendo este proceso en la oscuridad. Sistema carbónico - carbonato Este sistema de equilibrio es un rápido regulador del pH, y actúa como el principal buffer en las aguas dulces. La respiración de los organismos produce dióxido de carbono, por lo que

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aumenta la presión parcial de este gas y la cantidad de ácido carbónico; parte del carbonato pasa a bicarbonato, amortiguando la producción de iones hidrógeno.

Por el contrario, si por pérdida de gas a la salida de los manantiales o por la actividad de los vegetales se elimina dióxido de carbono del agua, parte de los iones de bicarbonato pasan a carbonato, precipitándose carbonato cálcico al llegar a cierto punto, con lo que disminuye la reserva alcalina. Esto pasa en los lagos de aguas duras, ocurriendo una pérdida importante de carbono inorgánico, y orgánico, ya que este último sedimenta adsorvido al carbonato cálcico.

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Alcalinidad La alcalinidad de las aguas se refiere a la cantidad y clase de compuestos presentes que, en conjunto, llevan el pH a valores mayores que 7. Los términos alcalinidad, alcalinidad de carbonatos, base de titulación, reserva alcalina, capacidad de combinación con ácidos, capacidad buffer y exceso de base son sinónimos. El término alcalinidad no es el mejor nombre entre los mencionados, aunque sea muy usado, ya que tiene poca relación con la terminología del pH; aguas con bajo pH pueden ser de alta alcalinidad. La alcalinidad se determina titulando con un ácido fuerte la cantidad total de bases, normalmente en equilibrio con el carbonato y bicarbonato. Dentro de la gama de valores bajos de alcalinidad, ésta es atribuíble en su mayor parte al calcio; en los casos de valores muy altos, el sodio forma una parte importante del exceso de cationes. La alcalinidad puede considerarse como un índice de la naturaleza y del grado de lavado de las rocas en un drenaje. Se suele expresar en partes por millón (mg/l) de CaCO3, aunque la expresión más clara es la de miliequivalentes por litro (1 meq = 50 ppm CaCO3). En lagos de cubierta silícea, con aguas muy puras, es de alrededor de 0.3 meq/l; en lagos alcalinos llega a 4.5 meq/l. Las aguas con mayor reserva alcalina son las más tamponadas, mientras que las muy puras, de pequeña alcalinidad, están sometidas a oscilaciones violentas de pH. Sin embargo, en aguas muy alcalinas puede producirse una intensa precipitación de Ca++, que puede llegar a depositarse sobre los mismos organismos. OBTENCION DE LA MUESTRA Aún con una cuidadosa técnica de extracción es de esperar una cierta pérdida de dióxido de carbono libre durante la obtención y almacenamiento de las muestras. Esta situación ocurre más frecuentemente cuando el gas está presente en grandes cantidades. Ocasionalmente, las muestras pueden evidenciar un incremento en el contenido de dióxido de carbono libre durante su almacenamiento, por lo cual es recomendable la determinación en el campo en el momento de extracción de la muestra. En el caso de que una determinación en el campo sea impracticable, las botellas de recolección deben ser llenadas en su totalidad para ser transportadas al laboratorio. Las muestras se deben mantener, hasta el momento de su análisis, a una temperatura por debajo de aquélla a la que se encontraba el agua en el momento del muestreo. Además, la determinación en el laboratorio debe ser realizada lo antes posible para así minimizar los cambios de concentración de dióxido de carbono en la muestra. DETERMINACION El ensayo de alcalinidad es el método común para la determinación del contenido de CO3

= en una muestra de agua, y puede hacerse de varios modos. El método de Wattenberg consiste en titular el agua con un ácido fuerte (suele emplearse ácido clorhídrico) a fin de desplazar los iones carbonato y bicarbonato de sus sales; al bajar drásticamente el pH, estos pasan a dióxido de carbono libre; éste se elimina por calentamiento y se valora el exceso de ácido con una base fuerte de la misma normalidad. Se usa fenolftaleína como indicador del pasaje de carbonato a bicarbonato, y heliantina para la indicación del punto final en valoración de bicarbonatos totales. Para la titulación se emplea ácido sulfúrico 0.02

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N. El método que se describe a continuación es el que se empleará en la práctica; valora la alcalinidad total (atribuíble a HCO3

-, CO3= y OH-).

Se toman 100 ml exactos de muestra y se colocan en un erlenmeyer. Se agregan 2 ó 3 gotas de indicador naranja de metilo y se titula con ácido clorhídrico (ClH) 0.1 N ó 0.01 N. El punto final de la titulación se determina con el viraje del indicador de AMARILLO a NARANJA, que ocurre a pH 4.4. Expresión de los resultados La capacidad de combinación con los ácidos se expresa como la cantidad de ClH 0.1 N utilizado para 100 ml de muestra. El resultado se expresa en mg/l. Si se desea expresar como dureza debida a carbonatos será:

volumen de ClH 0.1 N usado (en ml) · 2.8 = dureza debida a carbonatos. Si se expresa como dióxido de carbono combinado será:

volumen de ClH 0.1 N usado (en ml) · 22 = CO2 combinado. Ejemplo: Si el dato obtenido de la titulación fue 3 ml de ClH 0.01 N, antes de llevar a cabo el cálculo final, es necesario determinar el volumen correspondiente a ClH 0.1 N. Para ello sabiendo que:

V1 · N1 = V2 · N2 siendo: V1= volumen de ClH 0.01 N; N1= 0.01 N; V2= volumen de ClH 0.1 N; N2= 0.1 N resulta:

V2 = V1 · N1 / N2 V2= 3 ml · 0.01 N / 0.1 N

V2= 0.3 ml. Una vez obtenido este valor, se puede calcular la cantidad de carbonatos presentes en base a lo indicado anteriormente.

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Demanda química de oxígeno (DQO) La determinación del oxígeno consumido es una medida del material oxidable y constituye una aproximación a la cantidad de materia orgánica y/o reductora presente. El método más usado es el del dicromato de potasio. Se lleva a cabo realizando una digestión de la muestra en medio ácido mediante el agregado de una solución de ácido sulfúrico y sulfato de plata, y utilizando como agente oxidante dicromato de potasio. La muestra así preparada se hace hervir durante dos horas. Este proceso debe realizarse en un aparato de reflujo, que consiste de un erlenmeyer sobre el cual se adapta un condensador a fin de evitar la pérdida de sustancias volátiles producidas durante la digestión. También puede hacerse en autoclave. Finalmente el dicromato de potasio excedente se titula con sulfato ferroso amoniacal utilizando ferroína como indicador hasta que el color vire de verde azulado a marrón rojizo. Debe realizarse simultáneamente un blanco de agua destilada que se someterá al tratamiento completo. Los resultados se calculan según la siguiente fórmula:

DQO (mg/l) = [(a-b) · N · 8000] / V donde: a= volumen utilizado en la titulación del blanco (ml); b= volumen utilizado para la titulación de la muestra (ml); N= normalidad del sulfato ferroso amoniacal; V= volumen de la muestra (litros). Para evitar la interferencia de los cloruros debe agregarse a la muestra 1 g de sulfato de mercurio por cada 100 mg de cloruros presentes. También los nitritos pueden interferir en las determinaciones; para evitarlo se añaden a la solución de dicromato de potasio 10 mg de ácido sulfámico por cada mg de nitrito presente en la muestra.

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Fosfatos INTRODUCCION El fósforo (P) es un factor limitante principal del que muchas veces dependen los organismos acuáticos. Proviene de la disgregación y lavado de las rocas que lo contienen, degradación de los organismos, aportes de origen antrópico (desechos domésticos, agroquímicos, etc.). El ortofosfato es la única forma mineral significativamente importante. Más del 90% del fósforo del agua continental está como fosfatos orgánicos y como constituyentes celulares de la materia viva particulada del seston, o asociado de diversas formas con partículas orgánicas muertas y materiales inorgánicos. En los organismos el fósforo se encuentra en forma de ésteres fosfóricos, y la liberación del fosfato luego de la muerte es rápida y uniforme ya que el enlace de éste con las moléculas orgánicas es fácilmente hidrolizable. Parte del fósforo que interviene en el ciclo orgánico queda inmovilizado en los sedimentos como fosfato de calcio o fosfato férrico. Las concentraciones totales de fosfato en las aguas naturales no contaminadas varían entre amplios límites, desde menos de 1 mg/l hasta niveles extremos en lagos salinos cerrados (>200 mg/l). Si las muestras recolectadas en el campo no se filtran o se preservan para su posterior filtración, el agua recolectada contendrá el fósforo en todas sus formas. En este caso es conveniente analizar el fósforo total, para lo cual debe realizarse previamente una digestión de la muestra en medio ácido. Con esta digestión todas las formas pasan a fosfato soluble (fósforo total = fósforo disuelto + fósforo particulado). METODO Existen varios métodos para determinar fosfatos pero los más utilizados son el del ácido ascórbico y el del cloruro estañoso. El segundo, que describiremos detalladamente, es más sensible (mínimo detectable: 3 µg/l de PO4-P), y consiste en la reacción del molibdato de amonio con el fósforo de la muestra dando ácido molibdofosfórico, y la reducción de este compuesto por cloruro estañoso. Se origina un compuesto de color azul (azul de molibdeno), y se determina la concentración por espectrofotometría. Preparación de los reactivos Solución de fenolftaleína: 1 g en 100 ml de etanol. Reactivo de molibdato de amonio: disolver 25 g de molibdato de amonio en 175 ml de agua destilada; en otro recipiente agregar cuidadosamente 280 ml de ácido sulfúrico concentrado a 400 ml de agua destilada y dejar enfriar. Agregarle la solución de molibdato de amonio y completar a 1 l con agua destilada. Reactivo reductor: disolver 2.5 g de cloruro estañoso en 100 ml de glicerol y calentar en baño María revolviendo con una varilla de vidrio. Solución patrón de fosfato: disolver 219.5 mg de fosfato de potasio anhidro dihidrogenado en 1 l de agua destilada (1 ml de esta solución = 50 µg de PO4-P). Diluir 10 ml de esta solución en 90 ml de agua destilada. Solución S-N fuerte: agregar 300 ml de ácido sulfúrico concentrado a 600 ml de agua destilada y dejar enfriar. Añadir 4 ml de ácido nítrico concentrado y llevar a 1 l con agua destilada (para controlar pH). Solución de H2SO4 para digestión: agregar cuidadosamente 300 ml de H2SO4 concentrado a

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600 ml de agua destilada y luego llevar a 1 litro con agua destilada. Curva de calibración Se construye una curva de calibración según el siguiente esquema (cantidades en ml): Blanco 1 2 3 4 5 6 Patrón fosfato 0 0.5 1 2 5 10 20 Agua destilada 100 99.5 99 98 95 90 80 Molibdato de amonio 4 4 4 4 4 4 4 Reactivo reductor 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 µg/l de P-PO4 25 50 100 250 500 1000 Se agitan las soluciones y entre los 10 y los 12 minutos se leen en un espectrofotómetro a 690 nm contra el blanco. Debe trabajarse a temperatura constante entre 20 y 30°C, dado que la intensidad del color depende de ella. Procedimiento Se toman 50 ml de muestra y se le agrega 1 gota (0,05 ml) de fenolftaleína. Si toma color rosado agregar una gota de la solución S-N para que desaparezca el color. Si esto no ocurre repetir la operación. Luego se agrega 1 ml de solución ácida para digestión y una punta de espátula de persulfato de amonio (tratamiento para digestión ácida). Se lleva la muestra a autoclave durante 30 minutos. Enfriar y llevar a 100 ml con agua destilada. Controlar el color con fenolftaleína según se explicó más arriba. Luego se procede de igual manera que con los patrones de fosfato (4 ml de molibdato de amonio, 0,5 ml de reactivo reductor). Por interpolación entre los puntos de la curva de calibración se obtiene el contenido de fosfato para cada muestra.

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Determinación de la concentración de sólidos disueltos y en suspensión

Las partículas sólidas en el agua pueden presentarse de dos formas: disueltas o en suspensión. La cantidad de sólidos en el agua afecta la transparencia de la misma, lo que a su vez incide de manera directa sobre la productividad primaria. En general los ríos suelen presentar elevadas concentraciones de sólidos suspendidos (hasta varios gramos por litro). Las partículas más pequeñas (coloidales) son muy importantes para el metabolismo del cuerpo de agua ya que en ellas se adsorben nutrientes. Preparación de los filtros Los discos de papel Whatman GF/C o similar se colocan en un embudo Buchner y se lavan con agua destilada con ayuda de una bomba de vacío. Luego se transfieren a una plancha de papel aluminio y se secan en estufa a 103°C hasta peso constante. Se dejan enfriar en un desecador y se pesan. Tratamiento de las muestras Se filtran 100 ml de muestra a través de los discos ya pesados, obteniéndose dos fracciones: A) Sólidos filtrables o disueltos (quedan en el erlenmeyer) B) Sólidos no filtrables, en suspensión o particulados (quedan retenidos en el filtro). A) Se retira el líquido del erlenmeyer y se coloca en una cápsula de porcelana previamente secada en estufa y pesada. Se lleva la cápsula a baño maría y se deja hasta que se evapore por completo el agua. Luego se lleva a estufa hasta peso constante. La cantidad de sólidos disueltos en la muestra se obtiene por diferencia. B) Se colocan los filtros con la fracción particulada en una plancha de aluminio y se llevan a estufa hasta su total desecación. Luego se pesan indicando la cantidad de sólidos en suspensión por diferencia de pesos.

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Compuestos de nitrógeno El nitrógeno se encuentra en tres formas en el agua: Nitrógeno molecular (N2): gas disuelto, en equilibrio con el atmosférico. Compuestos inorgánicos: amoníaco (NH3) en equilibrio con amonio (NH4

+), e hidróxido de amonio (NH4OH); nitrito (NO2

-) en pequeñas cantidades (excepto en condiciones anaeróbicas) ya que generalmente se oxida a nitrato (NO3

-), la única forma estable y la que es mayormente captada por las algas y bacterias. Compuestos orgánicos, ya sea en forma de materia particulada o disueltos. De los mencionados, es interesante el estudio de los de tipo inorgánico como amonio, nitrito y nitrato; las proporciones relativas entre estas tres distintas formas representan el equilibrio de una multitud de procesos biológicos y expresan la marcha de los mismos. Así, los enlaces del amonio se liberan por la degradación de proteínas, y por una mayor o menor degradación bacteriana pasan a nitrito y luego a nitrato. Por otra parte, las aguas subterráneas y de manantial que no están contaminadas por el hombre contienen, por lo general, nitrato pero no amonio. Si este último aparece en cantidades fácilmente detectables (más de 0.1 mg/l) indica procesos de putrefacción en el agua, ya sea por oxidación incompleta del amonio, o de origen exógeno. DETERMINACION DE AMONIO El método se basa en que el ion amonio da una coloración pardo- amarillenta con el reactivo de Nessler (tetraiodo mercuriato de potasio). esta reacción permite determinar, en forma semicuantitativa en el campo las cantidades de amonio presentes en el agua, acotando las cantidades según la intensidad del color. DETERMINACION DE NITRITO El método consiste en hacer reaccionar el nitrito con sulfanilamida en medio ácido, resultando un diazocompuesto que reacciona con la n-(1-naftil)-etilendiamina, dando un compuesto coloreado cuya extinción se mide a 543 nm. DETERMINACION DE NITRATO su determinación consiste en el pasaje de los nitratos del agua a nitritos, los que luego se determinan por el método anterior. El nitrato pasa a nitrito casi completamente al atravesar una columna con limaduras de cadmio.

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Valoración cualitativa de la materia orgánica

A continuación se describe un método rápido y sencillo que permite estimar en forma cualitativa si el contenido de materia orgánica en una muestra de agua es alto, medio o bajo.

Materiales tubos de ensayo (uno por muestra) gradilla pinzas de madera mechero ácido sulfúrico (H2 SO4 ) diluído (1:3) permanganato de potasio (KMnO4 ) N/100 Método Al agregar ácido sulfúrico el permanganato de K desprende oxígeno, y éste oxida a la materia orgánica:

2 KMnO4 + 3 H2SO4 [violeta]------------> 2 MnSO4 + K2SO4 + 3 H2O + 5 O [incoloro] El permanganato de potasio es reducido y el consumo de permanganato necesario para la oxidación de la materia orgánica se puede estimar por la desaparición del color violeta. Procedimiento Se colocan en un tubo de ensayo 10 ml de muestra, se agregan 5 gotas de H2 SO4 diluído y 3 gotas de solución N/100 de KMnO4. Se agita y se deja reposar. Si no se decolora, se procede a calentar, agitando cuidadosamente para evitar que el líquido hirviendo salte del tubo. Resultados Según el contenido de materia orgánica de la muestra, variará el consumo de KMnO4 y el tipo de reación observada de la siguiente manera: nCantidad de M.O Consumo de KMnO4 Reacción Alto > 30 mg/l decolora sin calentar Medio 20 - 30 mg/l decolora luego de hervir Bajo 12 - 20 mg/l decolora luego de hervir

y reposar No detectable < 12 mg/l no decolora BIBLIOGRAFIA American Public Health Association. 1962. Standard Methods for the examination of water and wastewater. New

York, Am. Public Health Assoc. Boltovskoy, D. y Velez, G. 1983/1984. A simple and inexpensive device for rigging light-and-dark bottle castings.

Acta Hydrobiol. (Krakow), 25/26(1):117-119. Golterman, H.L. R.S. Clymo y M.A.M. Ohnstead. 1978. Methods for physical and chemical analysis of fresh

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Pergamon Press, Oxford, 173 pp. Rainwater, F.H. y L.L. Tatcher. 1960. Methods for collection and analysis of waters samples. Geol. Surv. Water-

Supply Pap. 1454, (U.S. Govt. Print. Off, Washington). Ringuelet, R.A., A. Salibián, E. Clavérie y S. Ilhero, 1976. Limnología química de las lagunas pampásicas

(Provincia de Buenos Aires). PHYSIS (Buenos Aires), 27 (74):201-221. Schwoerbel, J. 1979. Métodos de hidrobiología. Blume, Madrid. Strickland, J.D.H. y T.R. Parsons. 1968. A practical handbook of seawater analysis. Bull. Fish. Res. Bd. Canada

167. Welch, P. 1935. Limnology. McGraw-Hill, New York-London.

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Algunas reglas básicas de higiene y seguridad en laboratorios

Las medidas de Seguridad en Laboratorios son un conjunto de medidas preventivas destinadas a proteger la salud de los que allí se desempeñan frente a los riesgos propios derivados de la actividad, para evitar accidentes y contaminaciones tanto dentro de su ámbito de trabajo, como hacia el exterior. Las reglas básicas aquí indicadas son un conjunto de prácticas de sentido común realizadas en forma rutinaria. El elemento clave es la actitud proactiva hacia la seguridad y la información que permita reconocer y combatir los riesgos presentes en el laboratorio. Será fundamental la realización meticulosa de cada técnica, pues ninguna medida, ni siquiera un equipo excelente puede sustituir el orden y el cuidado con que se trabaja. 1. Se deberá conocer la ubicación de los elementos de seguridad en el lugar de trabajo, tales

como : matafuegos, salidas de emergencia, mantas ignífugas, lavaojos, gabinete para contener derrames, accionamiento de alarmas, etc.

2. No se permitirá comer, beber, fumar o maquillarse. 3. No se deberán guardar alimentos en el laboratorio, ni en las heladeras que contengan drogas. 4. Se deberá utilizar vestimenta apropiada para realizar trabajos de laboratorio y cabello recogido

(guardapolvo preferentemente de algodón y de mangas largas, zapatos cerrados, evitando el uso de accesorios colgantes).

5. Es imprescindible mantener el orden y la limpieza. Cada persona es responsable directa de la zona que le ha sido asignada y de todos los lugares comunes.

6. Las manos deben lavarse cuidadosamente después de cualquier manipulación de laboratorio y antes de retirarse del mismo.

7. Se deberán utilizar guantes apropiados para evitar el contacto con sustancias química o material biológico. Toda persona cuyos guantes se encuentren contaminados no deberá tocar objetos, ni superficies, tales como : teléfono, lapiceras, manijas de cajones o puertas, cuadernos, etc.

8. No se permitirá pipetear con la boca. 9. No se permitirá correr en los laboratorios. 10. Siempre que sea necesario proteger los ojos y la cara de salpicaduras o impactos se utilizarán

anteojos de seguridad, viseras o pantallas faciales u otros dispositivos de protección. Cuando se manipulen productos químicos que emitan vapores o puedan provocar proyecciones, se evitará el uso de lentes de contacto.

11. No se deben bloquear las rutas de escape o pasillos con equipos, máquinas u otros elementos que entorpezcan la correcta circulación.

12. Todo material corrosivo, tóxico, inflamable, oxidante, radiactivo, explosivo o nocivo deberá estar adecuadamente etiquetado.

13. No se permitirán instalaciones eléctricas precarias o provisorias. Se dará aviso inmediato a la Secretaría Técnica en caso de filtraciones o goteras que puedan afectar las instalaciones o equipos y puedan provocar incendios por cortocircuitos (Interno 355).

14. Se requerirá el uso de mascarillas descartables cuando exista riesgo de producción de aerosoles (mezcla de partículas en medio líquido) o polvos, durante operaciones de pesada de sustancias tóxicas o biopatógenas, apertura de recipientes con cultivos después de agitación, etc.

15. Las prácticas que produzcan gases, vapores, humos o partículas, aquellas que pueden ser riesgosas por inhalación deben llevarse a cabo bajo campana.

16. Se deberá verificar la ausencia de vapores inflamables antes de encender una fuente de ignición. No se operará con materiales inflamables o solventes sobre llamas directa o cerca de las mismas. Para calentamiento, sólo se utilizarán resistencias eléctricas o planchas calefactoras blindadas. Se prestará especial atención al punto de inflamación y de autoignición del producto.

17. El material de vidrio roto no se depositará con los residuos comunes. Será conveniente ubicarlo en cajas resistentes, envuelto en papel y dentro de bolsas plásticas. El que sea necesario reparar se entregará limpio al taller.

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18. Será necesario que todo recipiente que hubiera contenido material inflamable, y deba ser descartado sea vaciado totalmente, escurrido, enjuagado con un solvente apropiado y luego con agua varias veces.

19. Está prohibido descartar líquidos inflamables o tóxicos o corrosivos o material biológico por los desagües de las piletas, sanitarios o recientes comunes para residuos. En cada caso se deberán seguir los procedimientos establecidos para la gestión de residuos. Consultar al Servicio de Higiene y Seguridad (Interno 275).

20. Cuando sea necesario manipular grandes cantidades de materiales inflamables (más de 5 litros.) deberá tenerse a mano un extintor apropiado para ese material en cuestión.

21. Cuando se trasvase material combustible o inflamable de un tambor a un recipiente más pequeño, realice una conexión con una cadena del tambor a tierra y con otra entre el tambor y el recipiente de manera de igualar potenciales y eliminar la posible carga estática.

22. Al almacenar sustancias químicas considere que hay cierto número de ellas que son incompatibles pues almacenadas juntas pueden dar lugar a reacciones peligrosas. Ante dudas consultar al Servicio de Higiene y Seguridad (Interno 275).

23. No almacene en estantes sobre mesadas sustancias corrosivas, hágalo en estantes bajo mesadas y en caso de ácidos o álcalis concentrados (mayor de 2N) deben ser mantenidas dentro de lo posible en bandejas de material adecuado.

24. Los cilindros de gases comprimidos y licuados deben asegurarse en posición vertical con pinzas, grampas y correas o cadenas a la pared en sitios de poca circulación, protegidos de la humedad y fuentes de calor, de ser posible en el exterior.

25. Los laboratorios contarán con un botiquín de primeros auxilios con los elementos indispensables para atender casos de emergencia.

26. Se informará al Dpto. de Seguridad y Control cuando se necesiten dejar equipos funcionando en ausencia del personal del laboratorio.

27. Se anotará en un lugar visible desde el exterior los teléfonos de los responsables de cada laboratorio para que puedan ser consultados en caso de alguna anomalía verificada por el personal de Seguridad y Control en su recorrida fuera de los horarios habituales de trabajo.

Procedimientos ante emergencias : • Emergencias médicas Si ocurre una emergencia tal como: cortes o abrasiones, quemaduras o ingestión accidental de algún producto químico, tóxico o peligroso, se deberá proceder : 1. A los accidentados se les proveerán los primeros auxilios. 2. Simultáneamente se tomará contacto con el Servicio Médico (Interno 482), o al Servicio Médico

de Deportes (4784-4351 / 3948) 3. Avise al Jefe de Laboratorio o autoridad del Departamento, quienes solicitarán asistencia de la

Secretaría Técnica (interno 380) para que envíen personal del Dpto.. de Mantenimiento, Seguridad y Control o Servicios Generales según correspondan.

4. El Jefe de Departamento notificará el accidente al Servicio de Higiene y Seguridad para su evaluación e informe, donde se determinarán las causas y se elaborarán las propuestas para modificar dichas causas y evitar futuras repeticiones.

5. Centros para requerir ayuda médica: S.A.M.E. Teléfono 107 Hospital Pirovano, Av. Monroe 3555, Tel. 4542-5552 / 9279 INTOXICACIONES: Hospital de Niños. Dr. R. Gutiérrez Sánchez de Bustamante 1399. Capital Federal. Tel: 4962-6666. Hospital de Niños. Dr. P. de Elizalde, Av. Montes de Oca 40, Tel. 4307-7491, Toxicología 4300-2115 QUEMADURAS : Hospital de Quemados, Goyena 369, Tel. 4923-4082 / 3022 OFTALMOLOGÍA Hospital Santa Lucía , San Juan 2021, Tel. 4941-7077 Hospital Dr. P. Lagleyze, Av. Juan B. Justo 4151, Tel. 4581-0645 / 2792

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• Incendio: 1. Mantenga la calma. Lo mas importante es ponerse a salvo y dar aviso a los demás. 2. Si hay alarma, acciónela. Si no grite para alertar al resto. 3. Se dará aviso inmediatamente al Dpto. de Seguridad y Control (Interno 311) informando el lugar

y las características del siniestro. 4. Si el fuego es pequeño y sabe utilizar un extintor, úselo. Si el fuego es de consideración, no se

arriesgue y manteniendo la calma ponga en marcha el plan de evacuación. 5. Si debe evacuar el sector apague los equipos eléctricos y cierre las llaves de gas y ventanas. 6. Evacúe la zona por la ruta asignada. 7. No corra, camine rápido, cerrando a su paso la mayor cantidad de puertas. No utilice ascensores.

Descienda siempre que sea posible. 8. No lleve consigo objetos, pueden entorpecer su salida. 9. Si pudo salir por ninguna causa vuelva a entrar. Deje que los equipos especializados se

encarguen. • Teléfonos útiles BOMBEROS, Teléfono 100 DIVISIÓN CENTRAL DE ALARMA: 4381-2222 / 4383-2222 / 4304-2222 CUARTEL V DE BELGRANO, Obligado 2254 Capital, Tel. 4783-2222 BOMBEROS DE VICENTE LÓPEZ, Av. Maipú 1669 Vicente López, Tel. 4795-2222 BOMBEROS DE SAN ISIDRO, Santa Fe 650 Martínez, Tel. 4747-2222 • Derrame de productos químicos 1. Atender a cualquier persona que pueda haber sido afectada. 2. Notificar a las personas que se encuentren en las áreas cercanas acerca del derrame. Coloque la

cinta de demarcación para advertir el peligro. 3. Evacuar a toda persona no esencial del área del derrame. 4. Si el derrame es de material inflamable, apagar las fuentes de ignición, y las fuentes de calor. 5. Evite respirar los vapores del material derramado, si es necesario utilizar una máscara

respiratoria con filtros apropiados al tipo de derrame. 6. Ventilar la zona. 7. Utilizar los elementos de protección personal tales como equipo de ropa resistente a ácidos,

bases y solventes orgánicos y guantes. 8. Confinar o contener el derrame, evitando que se extienda. Para ello extender los cordones en el

contorno del derrame. 9. Luego absorber con los paños sobre el derrame. 10. Deje actuar y luego recoger con pala y colocar el residuo en la bolsa roja y ciérrela. 11. Comuníquese con el Servicio de Higiene y Seguridad para disponer la bolsa con los residuos. 12. Si el derrame es de algún elemento muy volátil deje dentro de la campana hasta que lo retire para

su disposición. 13. Lave el área del derrame con agua y jabón. Seque bien. 14. Cuidadosamente retire y limpie todos los elementos que puedan haber sido salpicados por el

derrame. 15. Lave los guantes, la máscara y ropa.